View
4
Download
0
Category
Preview:
Citation preview
I
Universidad Nacional de Buenos Aires
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Departamento de Biología y Biodiversidad
Cancrosis del Álamo en Plantaciones Comerciales de la Región
del Comahue. Estado Actual y Perspectivas.
Tesis presentada para optar por el título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires en el área de Biología
Autor: María Cristina Pozzo Ardizzi
Director: Silvia Lopez
Lugar de Trabajo: Centro Universitario Regional Zona Atlántica Universidad Nacional del Comahue
Viedma – Río Negro
Viedma (2013).
II
Cancrosis del Álamo en Plantaciones Comerciales de la Región
del Comahue. Estado Actual y Perspectivas
Resumen
El agente causal de la Cancrosis del Álamo es Septoria musiva y entre las
especies e híbridos del género Populus hay genotipos que van desde
tolerantes a muy susceptibles. La hipótesis de esta tesis estableció que esos
diferentes comportamientos se debían a diferencias anatómicas y fisiológicas
en los órganos susceptibles que constituían mecanismos de defensa pasiva
que podían regular la intensidad de los síntomas. Utilizando métodos
histológicos se describieron y compararon diversas características foliares y
caulinares en clones susceptibles (´I 214`e ´I 488`) y tolerantes (´Conti 12` y
´Ballestra`). Mediante análisis de Componentes Principales se determinó que
los clones tolerantes poseían hojas más gruesas, con células epidérmicas y
cutículas de mayor espesor generando una superficie foliar lisa, con un
menores densidades estomáticas y tallos con peridermis más gruesas, con una
menor superficie lenticelar, y con cortezas que forman las peridermis
necrofilacticas más próximas a las lesiones, que los clones susceptibles.
Debido a que los clones más difundidos presentaban diferentes niveles de
incidencia en los diferentes valles irrigados de la región del Comahue, se
realizaron muestreos en diferentes localidades y el patógeno sólo fue
encontrado en los valles de Viedma, General Conesa y Río Colorado.
Palabras clave: Septoria musiva - Pxcanadensis - intensidad de la enfermedad
- características de los órganos susceptibles - mecanismos de defensa pasiva.
III
Septoria Leaf Spot and Stem Canker of Poplar in Commercial
Plantations of the Comahue Region. Current State and
Perspectives
Summary
The causal agent of the Septoria Leaf Spot and Stem Canker is Mycosphaerella
populorum and there are genotypes that ranging from tolerant to very
susceptible among Populus species and hybrids. The hypothesis of this thesis
established that those different behaviors were due to anatomical and
physiological differences in the susceptible organs constituting passive defense
mechanisms that could regulate the symptoms intensity. Different
characteristics of the stem and foliage were described and compared in
susceptible (´I 214 'e ´I 488') and tolerant (´Conti 12' and ´Ballestra') clones
using histological methods. Through Principles Components Analysis was
determined that the tolerant clones had thicker leaves, with thicker epidermis
and cuticles, with a lower stomata densities and thicker peridermis stems, with a
lower lenticelar surfaces, and with cortex that form the necrophilactic periderm
closer to injuries, than the susceptible clones. Since the most widespread
clones had different levels of incidence in the different irrigated valleys of the
region of Comahue, samplings were carried out in different locations and the
pathogen was only found in the Viedma, General Conesa and Colorado River
valleys.
Keywords: Septoria musiva - P. xcanadensis - disease intensity - susceptible
organs characteristics - passive defense mechanisms.
IV
Agradecimientos
A mi Directora, la Dra. Silvia Lopez, por su gran dedicación y capacidad
para orientarme en esta etapa de mi formación académica. Gracias por
el esfuerzo realizado durante las largas horas de revisión y corrección.
A mis compañeras y amigas del alma Gaby y Graciela, por compartir
esta etapa de mi vida, por ayudarme y contenerme siempre.
A la institución universitaria que me contuvo durante tantos años, y
donde realicé la mayor parte de esta tesis, el Centro Universitario
Regional Zona Atlántica de la Universidad Nacional del Comahue.
A la Dirección Provincial de Bosques del Ministerio de Agricultura,
Ganadería y Pesca de Río Negro por haberme facilitado sus
instalaciones de donde se extrajo gran parte del material analizado.
A mis hijos que, aunque a veces no comprendían por qué yo seguía, a
mi edad, estudiando y persiguiendo metas, me alentaban porque me
veían feliz.
A Roberto, mi compañero de toda la vida, porque él sí entendió siempre
mi necesidad de seguir para adelante.
A mis nietitos que están en el centro de todo lo que hago.
V
INDICE DE LA TESIS
1 Introducción. Consideraciones generales sobre la Cancrosis del Álamo: antecedentes y consecuencias económicas.....................................................
1
1.1. Características generales del gro. Populus (Hospedante)
1.1.1. Origen y desarrollo del cultivo.................................................. 7 1.1.2. El cultivo de álamos en la Argentina........................................ 8 1.1.3. El género Populus y aspectos relevantes de su ciclo bioló-
gico...........................................................................................
9 1.1.4. Encuadre taxonómico............................................................... 10 1.1.5. Órganos susceptibles a Septoria musiva................................. 12 1.1.5.1. La hoja.............................................................
Diversidad Morfológica....................................... Diversidad anatómica.........................................
12 12 15
1.1.5.2. El tallo.............................................................. 15 Peridermis..................................................... 16 Albura y duramen.......................................... 17 1.2. Características generales del patógeno
1.2.1. Identidad y posición taxonómica.............................................. 18 1.2.2. Descripción de Septoria musiva............................................... 18 1.3. Características generales del patosistema.............................................. 19
1.4. Antecedentes regionales............................................................... 22
1.5. Objetivos....................................................................................... 24
1.6. Hipótesis........................................................................................ 25 1.7. Relevancia..................................................................................... 25 2. Metodología
2.0. Selección de los clones a estudiar.......................................................... 26
2.1. Análisis de la evolución de la enfermedad.............................................. 26
2.1.1. Intensidad de la enfermedad en hojas (Ih)................................ 27 2.1.2. Intensidad de la enfermedad en tallos (It)................................. 29 2.1.2.1. En álamos adultos................................................. 30 2.1.2.2. En estacas inoculadas...........................................
Preparación de las estacas............................... Preparación del inóculo..................................... Inoculación de las estacas.................................
30 30 31 32
VI
Evaluación de la inoculación............................. Reaislamiento del patógeno..............................
33 33
2.1.2.3. Validación de las It en álamos adultos.................... 34 2.1.3. Relación entre la intensidad de la enfermedad en hojas y en
tallos de álamos adultos...........................................................
34
2.2. Descripción de Septoria musiva.............................................................. 34
2.2.1. Ascomas pseudoteciales en la hojarasca................................ 35 2.2.2. Picnidios en hoja...................................................................... 38 2.2.3. Picnidios en medios de cultivo................................................. 38
2.3. Análisis de las características anatómicas de las hojas y de los tallos.
2.3.1. Estructura de la hoja................................................................ 38 2.3.1.1. Aspectos morfológicos............................................
Forma de la lámina............................................ Tamaño de la lámina.........................................
38 39 39
2.3.1.2. Aspectos anatómicos.............................................. Cultivo de estacas para el muestreo de hojas... Espesor de la hoja y de sus tejidos................... Caracterización de los estratos epidérmicos.....
Densidad estomática (DE) y caracterización de los estomas................. Densidad y caracterización de las células epidérmicas indiferenciadas (DCEI).......... Composición y estructura de la cutícula.... Aspectos topográficos de las superficies foliares.......................................................
39 39 40 41
42
43 44
44
2.3.2. Estructura del tallo................................................................... 44 2.3.2.1. Peridermis exofiláctica...........................................
Características del Felema................................ Características de las lenticelas........................ Densidad de lenticelas.................................. Dimensiones de las lenticelas......................
Superficie caulinar ocupada por las lenticelas.......................................................
Anatomía de las lenticelas............................
45 46 46 46 47 47 47
2.3.2.2. Corteza............................................................ 47
2.4. Relación entre las características anatómicas y morfológicas de los órganos susceptibles con la incidencia de la enfermedad en los clones seleccionados..........................................................................................
47
2.5. Prospección de la enfermedad en la región del Comahue..................... 48 3. Resultados y Discusión
3.1. Análisis de la evolución de la enfermedad.............................................. 50
3.1.1. Intensidad de la enfermedad en hojas (Ih)............................... 50 3.1.2. Intensidad de la enfermedad en tallos (It)................................. 58
VII
It en álamos adultos............................................................. It en estacas inoculadas...................................................... Validación de la It en álamos adultos.................................
58 60 60
3.1.3. Relación entre la intensidad de la enfermedad en hojas y en tallos de álamos adultos...........................................................
66
3.2. Desarrollo de Septoria musiva sobre clones susceptibles y tolerantes... 67
3.2.1. Estudio ontogénico de ascomas pseudoteciales según la
escala Szkolnik (1969), modificada..........................................
68 3.2.2. Picnidios en hoja...................................................................... 75 3.2.3. Picnidios en medios de cultivo................................................. 76
3.3. Análisis de las características anatómicas de las hojas y de los tallos... 80
3.3.1. Estructura de la hoja................................................................. 80 3.3.1.1. Aspectos morfológicos
Forma de la lámina........................................... Área foliar..........................................................
80 81
3.3.1.2. Aspectos anatómicos.............................................. Espesor de la hoja y de sus estratos celulares. Caracterización de los estratos epidérmicos..... Densidad (DE) y caracterización los
estomas........................................................ DE en la epidermis abaxial..................... DE en la epidermis adaxial..................... Tamaño y maduración de los estomas... Longitud de los estomas......................... Estomas abaxiales.............................. Estomas adaxiales.............................. Caracterización de las células epidérmicas
indiferenciadas............................................. Densidad de las células epidérmicas
indiferenciadas (DCEI)....................... Composición y estructura de la
cutícula.............................................. Aspectos topográficos de las
superficies foliares..............................
82 82 85
85 88 89 90 91 92 95
96
96
104
106
3.3.2. Estructura de tallo..................................................................... 110 3.3.2.1. Peridermis exofiláctica............................................
Característica del felema.................................. Características de las lenticelas........................ Densidad de lenticelas.................................. Dimensiones de las lenticelas...................... Anatomía de las lenticelas...........................
110 111 113 113 113 116
3.3.2.2. Corteza................................................................... Espesor de la corteza....................................... Características anatómicas de la corteza........
120 120 122
3.4. Relaciones entre las características anatómicas y morfológicas de los
VIII
órganos susceptibles con la intensidad de la enfermedad en los clones seleccionados.........................................................................................
126
3.4.1. Intensidad de la enfermedad en hojas (Ih) vs. las
características foliares.............................................................
126 3.4.2. Intensidad de la enfermedad en tallos (It) vs. las
características del tallo.............................................................
136
3.5. Análisis del impacto que produce la enfermedad en el valle inferior del río Negro y en la región del Comahue.....................................................
140
4. Conclusiones.........................................................................................
149
5. Bibliografía.............................................................................................
152
6. Anexos................................................................................................... 171
IX
ÍNDICE DE FIGURAS
Fig. 1. Mapa de distribución de Septoria musiva (CABI, 2013).................
2
Fig. 2. A. Lesiones foliares con aspecto anguloso, delimitadas por las nervaduras. B. Detalle de una lesión foliar con el centro grisáceo y el margen necrosado. (Fotos del autor)......................
3
Fig. 3. Aspecto de un cancro incipiente en un tallo joven (madera desarrollada en la estación de crecimiento) (Foto del autor).
4
Fig. 4. (A) Detalle de un cancro profundo sobre el tallo principal; (B) fuste quebrado a la altura de un cancro en árboles de doce años de edad, en el VIRN (Fotos del autor).................................
5
Fig. 5. Esquema de la pirámide epidemiológica correspondiente a la Cancrosis del Álamo en el VIRN...................................................
7
Fig. 6. Vista aérea de cortinas de álamos enmarcando cultivos hortícolas en el VIRN....................................................................
9
Fig. 7. Área natural de los álamos de la sección Aigeiros. Fuente: FAO, 1980...........................................................................................................
11
Fig. 8. Distintas formas de la lámina foliar correspondientes a diferentes especies del género Populus (Fotos del autor)...............................
14
Fig. 9. Esquemas de las láminas foliares mostrando la diversidad morfológica que expresan las diferentes especies del género Populus.........................................................................................
14
Fig 10. Corte transversal de una hoja adulta donde se observa la vaina del haz (BS) y las extensiones de la vaina (SE). Fuente: Isebrands y Larson (1973)...........................................................
15
Fig. 11. Aspecto del ritidoma de diferentes ejemplares del género Populus (Fotos del autor)..............................................................
16
Fig. 12. Aspectos de lenticelas en tallos jóvenes de diferentes clones del género Populus (Fotos del autor)............................................
17
Fig. 13. Esquemas descriptivos de las estructuras de S. musiva (M. populorum) según Sievanesan (1990)..........................................
19
Fig. 14. Esquema de un picnidio de S. musiva con conidios ante una inminente liberación. Fuente: Thompson, 1941............................
20
Fig. 15. Ciclo biológico de S. musiva según Sinclair y Lyon (2005).......... 20
X
Fig. 16. Lesión foliar magnificada donde se distinguen los picnidios
(flecha) Fuente: Sincler y Lyon, 2005...........................................
21
Fig. 17. Cortina rompeviento bordeando una parcelas implantada con pasturas en el VIRN (Foto del autor)............................................
23
Fig. 18. Cortina rompeviento del clon ´I 214` con algunos ejemplares quebrados a la altura de los cancros formados luego de varios años de evolución. (Foto del autor)..............................................
24
Fig. 19. Imagen satelital de la colección de álamos que se utilizó como fuente de muestreo para realizar el presente trabajo, ubicada en el campo experimental de la Dirección de Bosques del MAG y P de la Provincia de Río Negro........................................................
27
Fig. 20. Aspecto del desarrollo de S.musiva en placas de Petri en medio de cultivo AEM...................................................................
32
Fig. 21. Estacas inoculadas con S. musiva. (A) cancro desarrollado; (B) testigo...........................................................................................
33
Fig. 22. Reaislamiento de S. musiva en SMM de estacas de álamo inoculadas artificialmente..............................................................
34
Fig. 23. Clasificación de las hojas según el Índice Foliar Plastocrom (LPI) en el clon Conti 12...............................................................
40
Fig. 24. Epidermis adaxial de una hoja de álamo I 214 pintada con laca transparente para uñas.................................................................
42
Fig. 25. Epidermis foliares en P. xcanadensis. Las flechas con líneas completas señalan estomas maduros y con líneas cortadas, estomas inmaduros.......................................................................
43
Fig. 26. Esquema de los tejidos de protección durante la transición del desarrollo primario al secundario, en un tallo joven. Tomado de Rost et al., 1992............................................................................
46
Fig. 27. Mapa de la región de Comahue donde se marcan los itinerarios recorridos y las localidades donde se tomaron las muestras para analizar la dispersión de la enfermedad...............................
49
Fig. 28. Evolución de la intensidad de Cancrosis sobre las hojas de diferentes clones de álamo durante la temporada 2002/2003....
51
Fig. 29. Evolución de la intensidad de Cancrosis sobre las hojas de diferentes clones de álamo durante la temporada 2003/2004....
51
Fig. 30. Representación semilogarítmica de los valores de Intensidad
XI
de Cancrosis sobre hoja (Ih), en las temporadas 2002/2003 y 2003/04. La flecha indica el momento en que ´Ballestra` comenzó a expresar los síntomas de la enfermedad en la temporada 2003/04.....................................................................
52
Fig. 31. Coeficientes de las rectas de regresión “Ln de la intensidad vs tiempo” registradas en las dos temporadas. A. Ih inicial. B. Tasa de incremento de la enfermedad. Las columnas apareadas, encabezadas con * no difieren entre sí, y las encabezadas con ** sí lo hacen según el Test de Student (P < 0,01).......................
55
Fig. 32. Intensidad máxima de la Cancrosis del álamo en hojas. (A) 2002/2003, (B) 2003/04. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).....................
57
Fig. 33. Intensidad de Cancrosis del álamo en tallos adultos en 2003/04. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,01).......................................
58
Fig. 34. Cancrosis del Álamo en el híbrido ¨I 488` en el campo experimental de la Dirección Provincial de Bosques (VIRN)........
59
Fig. 35. Lesiones en estacas de los clones seleccionados 145 días después de la inoculación artificial con S. musiva........................
61
Fig. 36. Tejidos de una estaca del clon ¨Ballestra¨ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos..............................
62
Fig. 37. Modelo anatómico para los mecanismos de defensa inespecíficos: (a) penetración de la corteza, (b) penetración del cambium vascular y (c) penetración de albura. Tomado de Biggs (1992), modificado de Mullick (1977)..................................
63
Fig. 38. Tejidos de una estaca del clon ¨Conti 12¨ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos..............................
64
Fig. 39. Tejidos de una estaca del clon ¨I 214¨ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos..............................
65
Fig. 40. Tejidos de una estaca del clon `I 488´ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos..............................
65
Fig. 41. Relación entre la Ih y la It en los clones estudiados durante la temporada 2003/04.......................................................................
67
Fig. 42. Ontogenia de los ascomas desarrollados en la hojarasca de ´I
XII
214` y ´Conti 12` durante el período otoño-inverno-primaveral del 2003........................................................................................
69
Fig. 43. Ontogenia de los ascomas desarrollados en la hojarasca de ´I 214` y ´Conti 12` durante el período otoño-inverno-primaveral del 2004........................................................................................
69
Fig. 44. Evolución del tamaño de los ascomas en la hojarasca de dos híbridos del gro. Populus durante el período otoño-inverno-primaveral del año 2004...............................................................
71
Fig. 45. Aspecto de los acomas en ´I 214` y ´Conti 12` en el estadío 3 de desarrollo. Las barras representan 10 µm...............................
72
Fig. 46. Aspecto de los ascomas en ´I 214` y ´Conti 12` en el estadío 5 de desarrollo. Las barras representan 10 µm...............................
72
Fig. 47. Aspecto de los ascomas en 214` y ´Conti 12` en los estadío 6 de desarrollo. Las barras representan 10 µm...............................
72
Fig. 48. Aspecto de los ascomas en el estadío 7 de desarrollo en (A) ´Conti 12` y (B) ´I 214`. Las barras representan 10 µm...............
73
Fig. 49. Ascomas de S. musiva provenientes de la hojarasca de (A) ´I 214`, y (B) y (C) de ´Conti 12`. Las barras representan 10 µm....
74
Fig. 50. Aspecto de un picnidio maduro inmerso en el mesófilo de ´I 214`. La barra representa 10 µm......................................................
76
Fig. 51. Aspecto de una colonia desarrollada sobre agar V-8 perteneciente al aislamiento Sm11 luego de 15 días de cultivo. La barra representa 5 mm............................................................
77
Fig. 52. A. Detalle del borde de una colonia en agar V-8 donde se observan los conglomerados de picnidios (La barra representa 5 mm). B. Detalle de un grupo de picnidios desagregados, a 30 días de la siembra (La barra representa 100 µm).........................
78
Fig. 53. Detalle de la masa conídica liberada desde los picnidios formados en medio de cultivo V-8 a 30 días de la siembra (La barra representa 50 µm)...............................................................
78
Fig. 54. Detalle de las picnidiosporas formadas en agar V-8 (La barra representa 10 µm).........................................................................
79
Fig. 55. Aspecto de las láminas foliares de los clones estudiados en el presente trabajo (La barra representa 1 cm)................................
81
Fig. 56. Área foliar promedio de los clones estudiados. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD
XIII
(P < 0,01)......................................................................................
82
Fig. 57. Comparaciones del espesor total de las hojas en los clones estudiados. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,05)......................................
83
Fig. 58. Corte transversal de una hoja adulta (PLI 10.0). (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488` (Las barras representan 25 µm)...........................................................................................
86
Fig. 59. DE en las epidermis adaxial y abaxial durante el desarrollo foliar, LPI 0.0, LPI 1.0, LPI 5.0 y LPI 10.0., en los clones estudiados.....................................................................................
88
Fig. 60. DE en la cara abaxial. (A) en hojas jóvenes (LPI 0.0); (B) en hojas adultas (LPI 10.0). Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01).........
89
Fig. 61. DE de la epidermis adaxial. A en hojas jóvenes (LPI 0.0) y B en hojas adultas (LPI 10.0). Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01).........
90
Fig. 62. Aspecto de un estoma inmaduro desarrollado en la cara abaxial en una hoja de ´Conti 12` en LPI 0.0 (La barra representa 10 µm)................................................................................................
91
Fig. 63. Epidermis abaxiales en hojas LPI 0.0. Círculos blancos: estomas inmaduros. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm)...........................................................
93
Fig. 64. Epidermis abaxiales en hojas LPI 1.0. Círculos blancos: estomas inmaduros. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm)...........................................................
93
Fig. 65. Epidermis abaxiales en hojas LPI 5.0. Círculos blancos: estomas inmaduros. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm)...........................................................
94
Fig. 66. Epidermis abaxiales en hojas LPI 10.0. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm).....................
94
Fig. 67. Variación de la proporción de estomas según el grado de madurez durante el desarrollo foliar en la epidermis abaxial de los cuatro híbridos estudiados....................................................
95
Fig. 68. DCEI por mm2 en las epidermis adaxial y abaxial durante el desarrollo foliar, en los clones estudiados..................................
97
Fig. 69. DCEI por mm2 en las epidermis abaxial (A) y adaxial (B) en el estadío de desarrollo foliar LPI 10.0. Las columnas con letras
XIV
distintas indican diferencias significativas, según el TCMD (P<0,01)......................................................................................
99
Fig. 70. Aspecto de la epidermis en el estadío LPI 0.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm)..............................
100
Fig. 71. Aspecto de la epidermis en el estadío LPI 1.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm)..............................
101
Fig. 72. Aspecto de la epidermis en el estadío LPI 5.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm)................................
102
Fig. 73. Aspecto de la epidermis en el estadío LPI 10.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm)................................
103
Fig. 74. Esquema representativo del complejo cuticular. (www.lipidlibrary.oacs.org.)...........................................................
104
Fig. 75. Espesor del complejo cuticular en las epidermis (A) abaxial y (B) adaxial en el estadío de desarrollo LPI 10.0, en los clones estudiados. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).....................
105
Fig. 76. Microfotografía electrónica (250x) que muestra el aspecto de la epidermis abaxial de hojas LPI 10.0 en (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`...............................................
108
Fig. 77. Microfotografía electrónica (2000x) que muestra el aspecto de la epidermis abaxial de hojas LPI 10.0 en (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`...............................................
109
Fig. 78. Aspecto del felema desarrollado en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 50 µm).......................................................................
112
Fig. 79. Densidad de las lenticelas, en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas, según el TCMD (p < 0,01).......................................................................................
113
Fig. 80. Longitud de las lenticelas, en tallos jóvenes (madera del año). Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas, según el TCMD (p < 0,01)......................................
114
Fig. 81. Ancho de las lenticelas, en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).......................................................................................
115
Fig. 82. Área promedio de las lenticelas en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01)..............................................................
115
XV
Fig. 83. Área total de lenticelas en tallos jóvenes. Las columnas con
letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).......................................................................................
116
Fig. 84. Aspecto de las lenticelas desarrolladas en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 1 mm)..............................................................................
117
Fig. 85. Aspecto de una lenticela de incipiente formación donde se puede observar el estoma en el estrato epidérmico que aún perdura. Corte de un tallo de ´Ballestra` (La barra representa 50 µm)................................................................................................
118
Fig. 86. Lenticela madura en un tallo de ´I 214` donde se observa el tejido de relleno y el desplazamiento interno del felógeno (La barra representa 50 µm)...............................................................
118
Fig. 87. (A) Ancho interno y (B) profundidad de lenticelas, en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,05 y P<0,01 respectivamente)..........................................................................
119
Fig. 88. Aspecto externo de una lenticela donde se puede observar la apertura de la peridermis y el tejido de relleno. La flecha indica una zona algo translúcida que recubre la expansión lateral interna del tejido de relleno. Tallo joven de ´I 214`.......................
120
Fig. 89. Anatomía las lenticelas desarrolladas en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 100 µm)...........................................................................
121
Fig. 90. Espesor de la corteza en los clones estudiados. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,008)........................................................................
122
Fig. 91. Aspecto de las cortezas desarrolladas en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 100 µm).....................................................................
123
Fig. 92. Aspecto de los tejidos subperidérmicos desarrollados en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras presentan 50 µm).............................................
124
Fig. 93. Aspecto de las fibras que protegen al floema primario en (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`.......................
125
Fig. 94. Gráfico Biplot de las características foliares representadas como puntos-variables y los clones representados como puntos-individuos..........................................................................
135
XVI
Figura 95. Gráfico Biplot de las características caulinares representadas
como puntos-variables y los clones representados como puntos-individuos..........................................................................
139
Fig. 96. Vista panorámica de un establecimiento ubicado en el VIRN con parcelas hortícolas rodeadas por doble hilera de álamos enmarcando las acequias.............................................................
141
Fig. 97. Cortina rompeviento con fustes quebrados a la altura de los cancros producidos por S. musiva en el VIRN.............................
142
Fig. 98. Alameda del clon ´Conti 12` dispuesta en macizo implantada en el valle de General Conesa...........................................................
144
Fig. 99. Alameda del clon ´Conti 12` dispuesta en macizo implantada en el VIRN..........................................................................................
145
Fig. 100. Alameda del clon ´I 214` dispuesta en macizo implantada en el VIRN..........................................................................................
146
Fig. 101. Alameda del clon ´I 488` dispuesta en macizo implantada en el valle de General Conesa...........................................................
146
Fig. 101. Mapa de la región del Comahue donde se destacan las localidades en las que se confirmó la presencia de S. musiva en ejemplares del género Populus....................................................
148
XVII
INDICE DE TABLAS
Tabla I. Caracteres botánicos de las especies P. nigra y P. deltoides................
12
Tabla II. Grados de severidad del ataque de S. musiva en hojas.............
28
Tabla III. Grados de severidad del ataque de S. musiva en madera........
31
Tabla IV. Características de los estados ontogénicos utilizados en este estudio para describir la evolución de Septoria musiva.............................
36
Tabla V. Coeficientes de las rectas de regresión “Ln de Ih vs. Tiempo” para cada clon en las temporadas 2002/03 y 2003/04..............................
53
Tabla VI: Intensidad de la enfermedad registrada en estacas inoculadas con Septoria musiva y en tallos adultos ...................................................
60
Tabla VII: Características morfométricas de los ascomas (µm) en los clones estudiados......................................................................................
74
Tabla VIII. Dimensiones de los ascomas de Septoria musiva registrados en este trabajo y los datos aportados por la bibliografía...........................
75
Tabla IX: Características morfométricas de los picnidios (µm) en ´Conti 12` e ´I 214`...............................................................................................
76
Tabla X: Características morfométricas de los picnidios (µm) desarrollados agar V-8 y en los mesófilos.................................................
79
Tabla XI. Espesor de los estratos celulares del mesófilo (µm) en los distintos clones estudiados........................................................................
83
Tabla XII. Relaciones celulares en el parénquima de empalizada de los clones estudiados......................................................................................
84
Tabla XIII. Longitud promedio de los estomas (µm) en ambas epidermis durante el desarrollo foliar, en los clones estudiados................................
91
Tabla XIV. DCEI y área celular promedio en los distintos estadíos de desarrollo foliar en cada uno de los clones estudiados.............................
98
Tabla XV. Contenido de n-alcanos en hojas de álamos (mg/kg MS*)...........................................................................................................
106
Tabla XVI. Características del felema en estacas de los clones estudiados.................................................................................................
111
XVIII
Tabla XVII. Correlaciones entre la Ih y las características foliares.............
127
Tabla XVIII: Correlación de Pearson entre las variables foliares evaluadas en este trabajo..........................................................................
132
Tabla XIX: Autovalores. Proporción de la variabilidad explicada por cada componente principal........................................................................
133
Tabla XX. Contribución relativa de cada variable original en la construcción de cada componente principal (autovectores)......................
133
Tabla XXI. Coeficientes de correlación entre las variables originales y los componentes principales.....................................................................
134
Tabla XXII. Relaciones y correlaciones de la It de los clones con las características anatómicas de los tallos....................................................
136
Tabla XXIII: Correlaciones entre las variables caulinares evaluadas en este trabajo................................................................................................
137
Tabla XXIV. Autovalores. Proporción de la variabilidad explicada por cada componente principal........................................................................
138
Tabla XXV. Coeficientes de correlación entre las variables originales y los componentes principales.....................................................................
138
Introducción
1
Cancrosis del Álamo en Plantaciones Comerciales de la Región del Comahue. Estado Actual y Perspectivas
1. Introducción. Consideraciones generales sobre la Cancrosis del Álamo: antecedentes y consecuencias económicas. Esta enfermedad, denominada “Cancrosis del Álamo” en Argentina y “Septoria
leaf spot” y “Septoria Stem Canker” en los países de habla inglesa, es causada
por Septoria musiva Peck., uno de los problemas más graves que padecen los
distintos híbridos y cultivares del género Populus. Las lesiones que produce,
tanto en las hojas como en los fustes, ocasionan grandes pérdidas económicas
y condicionan el uso de algunos genotipos que, pese a reunir características
óptimas desde el punto de vista productivo, se tornan inadecuados para la
explotación de la madera por la elevada incidencia de este patógeno.
Fue descripta por primera vez en 1884, sobre Populus monilifera en Albany,
Nueva York, por C. H. Peck, quien determinó que el agente causal era Septoria
musiva. Bier, en 1939, atribuyó al mismo patógeno la responsabilidad de la
muerte de extensas plantaciones de diversas especies del género Populus en
Canadá. Thompson en 1941, en una investigación específica sobre esta
enfermedad en Estados Unidos, determinó la forma perfecta del patógeno y lo
denominó Mycosphaerella populorum.
Está presente en Canadá y en USA, principalmente en los estados centrales y
del este. En Sudamérica, fue diagnosticada en Argentina, y recientemente en
Brasil (Figueredo dos Santos et al., 2010) (Fig. 1).
_____________________________________________________________ En este trabajo se sigue el criterio recientemente adoptado en el XVIII Congreso Internacional
de Botánica, Melbourne, Australia, julio 2011, designando al patógeno por su nombre más
antiguo, Septoria musiva (Greuter& Rodríguez 2012).
Introducción
2
= Presente = Dispersado = Localizado
Fig. 1. Mapa de distribución de Septoria musiva (CABI, 2013)
El agente causal fue citado en Crimea y en la región de los Cáucasos asiáticos
(Teterevnikova-Babayan, 1976) pero en Europa no hay registros de esta
enfermedad (Arthaud y Taris, 1979; Castellani y Cellerino, 1980; Cellerino,
1999).
En Argentina, fue diagnosticada en el Delta del Paraná (Sarasola, 1944;
Fernández Valiela, 1951), en Mendoza (Golfari, 1958, Fischetti et al., 1965) y
en el Alto Valle de Río Negro (Sarasola, 1975). Luego de estas investigaciones
se produjo, en el país, un vacío temporal en las publicaciones referidas a la
Cancrosis del Álamo de aproximadamente 20 años. Recién en 1995, Pozzo
Ardizzi et al. describieron por primera vez la enfermedad y a su agente causal
(S. musiva) en Viedma, en el Valle Inferior de Río Negro (VIRN).
Las numerosas investigaciones realizadas sobre esta enfermedad a lo largo del
tiempo, describen los siguientes síntomas (Thompson, 1941; Zalasky, 1978;
Sarasola, 1975; 1978; Spielman et al., 1986; Ostry, 1987; Luley y MaNabb,
1989; Strobl y Fraser, 1989; Sievanesan, 1990; Pozzo Ardizzi et al., 1995;
Stanosz et al., 2002; Ward y Ostry, 2005; Le Boldus et al., 2009a; Le Boldus et
Introducción
3
al., 2009c; Lucero et al., 2011a; Lucero et al., 2011b; Riu et al., 2011a; Riu et
al., 2011b):
Las lesiones en hojas se presentan como manchas necróticas, pardo-rojizas o
negruzcas, angulosas, delimitadas por las nervaduras. A medida que
evolucionan, el centro se vuelve grisáceo, con márgenes oscuros, rodeados por
una zona amarillenta. Al avanzar la temporada, se incrementa el número de
lesiones, coalescen, y forman zonas necróticas expandidas. En plantas que
presentan algún nivel de resistencia, las lesiones son escasas y se mantienen
pequeñas (Fig. 2).
Fig. 2. A. Lesiones foliares con aspecto anguloso, delimitadas por las nervaduras. B. Detalle de una lesión foliar con el centro grisáceo y el margen necrosado. (Fotos del autor).
Introducción
4
Muchas investigaciones se han enfocado en el proceso foliar de la enfermedad
porque tienen una importancia muy relevante desde el punto de vista
epidemiológico y porque, al disminuir la superficie fotosintética efectiva, ya sea
por las manchas foliares o por la abscisión prematura de las hojas (Ostry, 1987;
Liang et al., 2001; Gyenis et al.; 2003; Feau et al., 2010; Lucero et al., 2011a;
Lucero et al., 2011b), afecta la tasa de crecimiento de los árboles (Ostry y
Ward, 2003; Weiland et al., 2003; Ward y Ostry, 2005).
Sin embargo, el mayor daño económico lo ocasionan las lesiones producidas
en los tallos, que son las que deterioran la calidad productiva. Se inician en la
madera del año con el aspecto de manchas oscuras, húmedas y algo
deprimidas, que se van extendiendo en sentido longitudinal. En pocos días, la
peridermis comienza a agrietarse y se inicia la formación del cancro (Fig. 3).
Fig. 3. Aspecto de un cancro incipiente en un tallo joven (madera desarrollada en la estación de crecimiento) (Foto del autor).
La lesión progresa anualmente, generando una profunda hendidura que puede
llegar hasta la médula. En los genotipos que manifiestan algún nivel de
resistencia, la formación del cancro puede detenerse temprano y quedar
delimitada por un tejido superficial de cicatrización. En los susceptibles, la
lesión continúa evolucionando y el tallo reacciona con mayor o menor
Introducción
5
velocidad. Se activan meristemas accidentales que intentan detener el avance
del patógeno formando los cancros característicos (Fig. 4-A). El sector afectado
constituye una zona de debilidad en el fuste que, frente a otras adversidades
como la colonización de otros patógenos oportunistas, o los fuertes vientos
patagónicos, aumenta las probabilidad de quiebre (Fig. 4-B). Los cancros más
importantes se ubican desde la base del fuste hasta los dos o tres metros de
altura reduciendo el largo comercial de las tablas que se puedan extraer. En
plantaciones jóvenes de genotipos susceptibles, los cancros pueden ocasionar
el quiebre de los fustes en uno o dos años (Sinclair y Lyon, 2005).
Fig. 4. (A) Detalle de un cancro profundo sobre el tallo principal; (B) fuste quebrado a la altura de un cancro en árboles de doce años de edad, en el VIRN (Fotos del autor).
La gran mayoría de las especies e híbridos que integran la populicultura
moderna es susceptible en mayor o menor grado a este patógeno. Sin
embargo, las diferencias en la incidencia, no sólo se manifiestan entre los
distintos genotipos, sino que existe una variabilidad interna que hace que un
mismo cultivar o clon se comporte como tolerante en un determinado hábitat y
como susceptible en otro (Riffle y Wysong, 1986; Riu et al., 2011a; Sarasola,
1975). Esto hace suponer que la respuesta a la enfermedad puede estar sujeta
a la variabilidad en la expresión anatómica y/o fisiológica del genotipo,
condicionada por el ambiente (Isembrands y Larson 1973 y 1977; Schumaker et
A B
Introducción
6
al., 1997; Taylor et al., 2003; Wittig et al., 2005). Además de los cambios en el
fenotipo de los hospedantes el ambiente puede producir cambios en el balance
poblacional del patógeno, alterando la relación entre las cepas más y menos
agresivas (Krupinsky, 1989; Ward y Ostry, 1994 y 2005).
Esto conlleva a incluir en el análisis de un patosistema los conceptos de
“susceptibilidad” y “resistencia” que describen el comportamiento del
hospedante frente al patógeno. Según Agrios (2005), cuando un patógeno
logra penetrar y establecerse en una planta, ésta se considera “susceptible”, en
cambio, si el patógeno encuentra dificultades para entrar e incluso para
progresar, se dice que la planta es “resistente” o “tolerante”. Estos conceptos
son relativos y opuestos. Para el autor mencionado existen tres tipos de
resistencia: 1) resistencia a la infección, que consiste en la evasión o escape a
la enfermedad y que resulta en un desfasaje entre la dispersión del inóculo del
patógeno y el desarrollo de los órganos susceptibles del hospedante, 2)
resistencia a la penetración del patógeno, lo que implica mecanismos de
defensa estructurales, y 3) resistencia al desarrollo del patógeno, proceso en el
cual el mismo penetra, pero luego ve dificultado su progreso en el interior de
los tejidos porque el hospedante posee estructuras adversas. También pueden
existir condiciones particulares de algunos tejidos como pH, presión osmótica,
presencia de compuestos como taninos, ácidos, fenoles, entre otros.
Las plantas en general pueden presentar dos mecanismos de defensa frente a
los patógenos denominados defensa activa y defensa pasiva. La primera,
también conocida como “inducida” o “dinámica”, representa a estructuras o
sustancias producidas como respuesta al desarrollo de la enfermedad. La
segunda, hace referencia a propiedades o estructuras preexistentes a la
infección y que cumplen alguna función en el desarrollo adaptativo de la planta.
Debido a que estas características están presentes, independientemente de la
actividad del patógeno, también se las designa como “factores constituyentes”
o “defensa preformada” (Cruz Borruel et al., 2006).
Introducción
7
Para realizar el análisis de estos conceptos en la Cancrosis del Álamo hay que
considerar los componentes de la pirámide epidemiológica para esta
enfermedad (Fig. 5):
Fig. 5. Esquema de la pirámide epidemiológica correspondiente a la Cancrosis del Álamo en el VIRN. 1.1. Características generales del gro. Populus (Hospedante). 1.1.1. Orígenes y desarrollo del cultivo. La madera fue uno de los primeros
materiales que el hombre primitivo utilizó para su sobrevivencia y
gradualmente, con el paso de los siglos y milenios, fue incorporándose a las
necesidades básicas de las comunidades. Si bien en las últimas décadas fue
reemplazada por otros materiales, la mayoría sintéticos (en la construcción, en
el transporte, en las herramientas, etc.) hoy en día, hay un retorno a las
aplicaciones maderables con el fin de constituir objetos y estructuras
biodegradables, no contaminantes.
El género Populus apareció inicialmente en los bosques templados del
hemisferio norte integrado pequeños macizos puros o como árboles
intercalados entre otras especies. Los desmontes masivos producidos debido
al avance de la agricultura, los fueron restringiendo a ciertas zonas ribereñas y
(Populus sp.)
(S. musiva) (VIRN)
(Oportunidad)
Introducción
8
antiguos lechos de ríos. La utilización de estos relictos como fuentes
maderables reveló las virtudes de estas especies tales como la alta tasa de
crecimiento y la fácil reproducción por estacas. Estas características
contribuyeron a la amplia difusión de los diversos genotipos del género.
Los datos históricos de Europa, Asia y África, muestran que antiguamente la
difusión de los álamos se realizaba a partir de los genotipos locales, que en su
mayoría eran P. nigra. Recién en el siglo XVIII se registra la introducción de los
álamos americanos, dando lugar a la hibridación natural de los materiales y la
aparición espontánea de nuevos ejemplares.
A principios del siglo XX, cuando la industria papelera comenzó a utilizar la
madera de álamo como materia prima, surgió la necesidad de seleccionar
genotipos más aptos para esta explotación. Así se iniciaron programas de
mejoramiento, los que también atendieron los problemas sanitarios surgidos
con la expansión del cultivo. Italia fue pionera en su dedicación a la
investigación aplicada referida a este género seguida rápidamente por Francia,
Inglaterra y los Países Bajos, entre otros. En 1942, se creó en Francia la
Comisión Nacional del Álamo con el objeto de organizar y coordinar las
actividades científicas y productivas, y en 1947, en Paris, se conformó la
Comisión Internacional del Álamo que funcionó y funciona en el marco de la
FAO. La República Argentina participa a través de su Comisión Nacional del
Álamo (CNA) desde el año 1952, promoviendo actividades de difusión e
investigación en todo el país.
1.1.2. El cultivo de álamos en la Argentina. Se remonta, como en el resto de
las colonias de España, a la época de la Conquista. Es muy posible que las
primeras introducciones se hayan realizado hacia fines del siglo XVI,
ingresando estacas de Populus nigra cv itálica desde Chile a Mendoza. Sin
embargo, el cultivo comienza a tener relevancia económica cuando se produce
la implantación masiva en la zona del Delta del Paraná, donde llegó a constituir
la principal actividad económica (Borodowski y Suarez, 2004; Cortizo, 2011).
Introducción
9
Otras áreas de relevancia para este cultivo, fueron y son los valles irrigados de
Cuyo y de los ríos Neuquén y Negro en la Norpatagonia. Para la zona del
Comahue se citan 17.500 has forestadas, de las que un 20% son macizos y el
resto, cortinas rompevientos a lo largo de las acequias de riego que enmarcan
los lotes productivos (García, 2002) (Fig. 6).
Fig. 6. Vista aérea de cortinas de álamos enmarcando cultivos hortícolas en el VIRN.
El desarrollo de la fruticultura y la horticultura en esta región, fue acompañado
por el establecimiento de plantaciones forestales para la elaboración de
envases. Además, se promocionaron cultivos a nivel nacional (créditos IFONA)
con destino a la industria celulósico-papelera.
1.1.3. El género Populus y aspectos relevantes de su ciclo biológico. Las
especies del género Populus son árboles de un solo tronco recto y cilíndrico
(fuste), con una fuerte dominancia apical, y una peridermis gruesa de color gris
castaño. Pueden alcanzar hasta 35 o 40 metros de altura y 2 metros de
diámetro. Son deciduos, con hojas simples, alternas y estipuladas. La forma
foliar es básicamente oval a triangular con lóbulos de distinta profundidad y
nerviación retinervada o palmatipinada.
Introducción
10
Muchas especies se reproducen en forma vegetativa espontánea mediante la
emisión de brotes radiculares gemíferos, o artificialmente por el enraizamiento
de tallos aéreos (estacas).
1.1.4. Encuadre taxonómico: Según el sistema de Engler (1964), el género
Populus presenta el siguiente encuadre taxonómico:
Reino: Plantae División: Angiospermae Clase: Dicotyledoneae Subclase: Archichlamydeae Grupo: Amentiflorae Orden: Salicales Familia: Salicaceae
Género: Populus
Las especies del género Populus se ha divido tradicionalmente en cinco
secciones cuyas importancias económicas son dispares. Representan
agrupamientos en función de criterios morfológicos y ecológicos: Turanga,
Leucoides, Aigeiros, Tacamahaca y Leuce. A su vez, existe una hibridación
natural entre estos agrupamientos, y también una manipulación genética
dirigida a la búsqueda mejores aspectos productivos, sanitarios y ecológicos.
El 90 % de los álamos cultivados pertenecen a la sección Aigeiros aunque su
distribución natural no es tan expandida como otros grupos (Fig. 7).
Introducción
11
Fig. 7. Área natural de los álamos de la sección Aigeiros. Fuente: FAO, 1980.
El híbrido P. xcanadensis es el genotipo básico sobre el que se ha desarrollado
la populicultura moderna en Europa y América. Es el resultado de una
hibridación espontánea entre P. deltoides como progenitor femenino y P. nigra
como progenitor masculino. A partir de ésta se han obtenido más de un
centenar de cultivares por hibridación artificial, de fácil propagación vegetativa y
de alta calidad forestal. P. deltoides ha aportado cualidades maderables y P.
nigra su facilidad para la reproducción vegetativa por medio de estacas y su
adaptación a una amplia variación ambiental.
Introducción
12
Tabla I. Caracteres botánicos de las especies P. nigra y P. deltoides.
Especies
Ramas Hojas Inflorescencias Distribución geográfica Masculinas Femeninas
P. nigra Delgadas,
cilíndricas.
Pequeñas, coriá-
ceas, romboidales
sobre ramas cor-
tas; más o menos
deltoides sobre
ramas largas (lon-
gitud del limbo
inferior a 10 cm).
Amentos cor-
tos; 6 a 30 es-
tambres en
cada flor.
Amentos cortos,
8 a 13 cm; cáp-
sulas globosas
y densas con 2
valvas hemies-
féricas.
Europa,
Asia, África
del Norte.
P.
deltoides
Gruesas, más
o menos angu-
losas.
Bastante grandes
y deltoides sobre
ramas cortas;
muy grandes y
cordiformes sobre
ramas largas (lon-
gitud del limbo
hasta 30 cm).
Amentos bas-
tante cortos;
40 a 60 es-
tambres en
cada flor.
Amentos muy
largos, entre 20
y 30 cm; cáp-
sulas ovoides,
alargadas en
racimos sueltos
que se abren en
3-4 valvas.
América
Fuente: Los álamos y los sauces. FAO. 1980.
1.1.5. Órganos susceptibles a Septoria musiva. Las infecciones generadas
por el patógeno afectan a las hojas y a los tallos jóvenes y sus ramificaciones.
1.1.5.1. La hoja. El desarrollo del área foliar está relacionado con la producción
de madera que es el fin económico de este cultivo. Los genotipos con alta tasa
de crecimiento se caracterizan por una rápida tasa de expansión foliar y por
hojas grandes (Gardner et al. 1995).
Diversidad Morfológica. Este órgano presenta una gran diversidad de formas
y tamaños, con un fuerte condicionamiento ambiental en la expresión fenotípica
(Ridge et al., 1986; Bassman y Zwier, 1991; Gardner et al., 1995; Schumaker et
al., 1997; Harrington et al., 1997; Ferris et al., 2001; Gielen et al., 2001; Taylor
et al., 2003; Günthardt-Goerg, 2004; Wittig et al., 2005; Aasamaa et al., 2005).
Probablemente esa variabilidad tenga algún efecto sobre la relación con los
Introducción
13
patógenos. Por ejemplo, la superficie foliar promedio de ´I 214` en árboles
implantados en el VIRN (Argentina, América del Sur, a 2,5 m s.n.m.) fue de 48
cm2, y en el mismo clon, pero en álamos implantados en la ciudad Tuscania
(Italia, Europa, ubicada a 150 s.n.m.) fue de 94 cm2 (Ferris et al., 2001). Por el
contario, Schumaker et al. (1997) y Gielen et al. (2001) registraron valores
semejantes a los presentados en este trabajo (58,6 cm2 y 56,6 cm2) en clones
distantes genéticamente. O sea, la plasticidad fenotípica puede establecer
diferencias entre genotipos semejantes, y mostrar semejanzas entre genotipos
diferentes.
Hay evidencias de que los álamos que crecen bajo condiciones de estrés
nutricional o hídrico (por exceso o por déficit) tienen hojas más pequeñas que
los mismos genotipos cuando crecen bajo condiciones favorables o
equilibradas (Harrington et al., 1997; Kozlowski, 1997; Abbruzzese et al., 2009).
Como la diversidad morfológica tiene su correlato en la organización histológica
(Ferris et al., 2001), es probable que también tenga efecto sobre la
susceptibilidad o tolerancia de los clones.
Las variaciones en la forma de la base de la lámina, del ápice foliar y de los
bordes (Fig. 8 y 9) generan diversas morfologías: lanceoladas, triangulares,
romboidales, deltoides, y todas la transiciones entre estos patrones. La
nerviación es retinervada o palmatipinada según su morfología. La sección
transversal de los pecíolos puede ser circular, elíptica, triangular o aplanada.
Suelen existir glándulas en su inserción con la lámina de alto valor taxonómico.
El color de las hojas que se están expandiendo puede ser verde, verde
amarillento, anaranjado, rojizo, bronceado o violeta dependiendo de la
eficiencia en la síntesis de clorofila. En las hojas adultas la intensidad del verde
está asociada con el espesor de la lámina y con la exposición a la luz.
Las áreas foliares varían desde 30 hasta 400 cm2 y la longitud del pecíolo
oscila entre 4 y 15 cm.
Introducción
14
Fig. 8. Distintas formas de la lámina foliar correspondientes a diferentes especies del género Populus (Fotos del autor).
Fig. 9. Esquemas de las láminas foliares mostrando la diversidad morfológica que expresan las diferentes especies del género Populus.
Populus canescens Populus alba Populus deltoides
Introducción
15
Diversidad anatómica. La estructura de una hoja adulta presenta una
epidermis adaxial, dos capas de parénquima en empalizada, una capa central
de parénquima asociada a la banda del haz y a las expansiones de la vaina,
tres capas de parénquima esponjoso y la epidermis abaxial (Fig. 10).
Fig 10. Corte transversal de una hoja adulta donde se observa la vaina del haz (BS) y las extensiones de la vaina (SE). Fuente: Isebrands y Larson (1973).
Las hojas maduras de los álamos son anfiestomáticas aunque los estomas son
más numerosos en la epidermis abaxial (entre 130 y 350 estomas/mm2) que en
la adaxial (entre 30 y 290 estomas/mm2) (Isebrands y Larson, 1973; Dunlap y
Settler, 2001). El análisis de estas estructuras tiene gran relevancia pues son la
principal puerta de ingreso para que el patógeno colonice el mesófilo. Su
ontogenia está fuertemente condicionada por factores ambientales (Ferris et
al., 2001).
1.1.5.2. El tallo. Como cualquier estructura perenne tiene simultáneamente
madera producida por la actividad de los meristemas apicales (tejidos
primarios) y madera con desarrollo secundario que resulta de la actividad del
cambium vascular y del felógeno. La transición del desarrollo primario al
secundario, en los álamos se produce a la altura del entrenudo asociado con la
primera hoja madura desde el ápice. El cambium aparece antes de finalizar el
Introducción
16
primer año, una vez que los entrenudos han completado su crecimiento (Larson
e Isebrands, 1974; Esau, 1985).
Peridermis. La primera peridermis se forma debajo de la epidermis a partir del
felógeno, y las siguientes, más profundamente en la corteza. También aparece
luego de la abscisión de las hojas y en el entorno de los tejidos lesionados o
muertos (Esau, 1985). El espesor es variable entre los diferente clones de
álamos (Biggs et al., 1983; Weiland y Stanosz, 2007). Con el paso de los años,
se produce una acumulación de tejidos muertos que se resquebraja y queda
adherido a la superficie, el ritidoma (Fig. 11).
El primer felógeno se forma generalmente de modo uniforme en la
circunferencia del eje caulinar pero los siguientes, suelen formarse como
estratos discontinuos, que se solapan en la profundidad del tallo.
Cuando se produce una herida o una lesión generada por un patógeno, los
tejidos del hospedante son inducidos a cambios metabólicos y reacciones
citológicas que tienden a cicatrizar la lesión. Este tejido cicatricial incluye
células muertas en la superficie y células vivas por debajo, que se suberizan y
lignifican formando la “capa de cierre” debajo de la cual se origina el felógeno.
La capacidad para desarrollar la peridermis en torno a las heridas en respuesta
a la colonización de un patógeno puede distinguir las plantas resistentes de las
susceptibles (Biggs et al., 1983 y 1984).
Fig. 11. Aspecto del ritidoma de diferentes ejemplares del género Populus (Fotos del autor).
Introducción
17
Las lenticelas son estructuras frecuentes en las peridermis de los tallos
jóvenes. Externamente tienen el aspecto de una protuberancia labial más o
menos pronunciada, de forma redonda, oval o alargada verticalmente y de
dimensiones variables (Fig. 12).
Fig. 12. Aspectos de lenticelas en tallos jóvenes de diferentes clones del género Populus (Fotos del autor).
El felógeno, a la altura de una lenticela, se invagina y produce hacia afuera un
tejido laxo, con células de paredes delgadas y suberizadas denominado “tejido
de relleno”. Estas estructuras tienen gran relevancia en la Cancrosis del Álamo,
pues constituyen una de las puertas de entrada del patógeno al tallo.
En los tallos jóvenes las lenticelas se forman en correspondencia con la
ubicación de los estomas en la epidermis y en los tallos adultos se forman en
las grietas del ritidoma.
Albura y Duramen. Debido a su hábito de crecimiento rápido la madera es
clara, liviana, con porosidad difusa lo que dificulta individualizar los anillos de
crecimiento. El sector funcional pude alcanzar 30 a 32 mm de espesor (Esau,
1985). La corteza permanece delgada y verde durante el primer año de vida y
puede representar hasta el 42 % del diámetro del tallo, contribuyendo
moderadamente con la fotosíntesis. A medida que pasan los años, ese
I 488 Conti 12 I 214
Introducción
18
porcentaje disminuye hasta 15 o 20 %. La madera recién cortada muestra una
albura de color claro, blanco amarillento y el duramen es poco diferenciable.
Presenta un alto nivel de humedad, entre el 75 y el 300 % del peso seco de la
madera, que se distribuye con mayor concentración en la médula e
inmediatamente debajo de la peridermis (Bjurhager et al., 2010).
1.2. Características generales del patógeno. 1.2.1. Identidad y posición taxonómica (Index Fungorum)
División: Fungi Phylum: Ascomycota Clase: Dothideomycetes Orden: Capnodiales Familia: Mycosphaerellaceae Septoria musiva Peck. (Teleomorfo: Mycosphaerella populorum G. E.
Thompson)
1.2.2. Descripción de Septoria musiva. Los ascomas son globosos,
ostiolados, errumpentes, con desarrollo similar al de otros Dothideomycetes
(Alexopoulus et al., 1996; Crous, 1998; Moore-Landecker, 1992). Pueden estar
aislados o agregados en el tejido del hospedante. Cuando han completado su
desarrollo las dimensiones oscilan entre 60 – 110 µm ancho x 60 – 88 µm de
largo. Sus paredes están formadas externamente por un pseudoparénquima de
células alargadas con paredes gruesas y melanizadas, e internamente, por
células más ovales con escasa o nula melanina en sus paredes. Los ascos
maduros son bitunicados, fasciculados, cilíndrico-clavados, cortamente
pedunculados, de 54 – 70 µm de largo x 13 -16 µm de ancho. Las ascosporas
maduras son hialinas, rectas o algo curvadas, con dos células prácticamente
Introducción
19
iguales, levemente constreñidas a la altura del septum, cuyas dimensiones
oscilan entre 16 - 28 µm de largo x 4 – 6 µm de diámetro (Niyo et al., 1986;
Sievanesan, 1990) (Fig. 13).
Los picnidios que se forman inmersos en los tejidos vivos de la hoja o los tallos
jóvenes, son anfígenos, globosos, deprimidos en sentido vertical, ostiolados, de
130 µm de diámetro, formados por una fina pared de pseudoparénquima. Las
células conidiógenas que revisten internamente al picnidio, suelen ser
subglobosas o ampuliformes, hialinas y holoblásticas. Los conidios son
cilíndricos, rectos o ligeramente curvados, con 1 a 4 septos, con medidas de 28
– 54 µm de largo x 3,5 – 4 µm de diámetro. (Fig. 14). Son exudados a través
del ostíolo en una masa color rosa (Sievanesan, 1990).
1.3. Características generales del patosistema. El ciclo biológico de M.
populorum ha sido esclarecido con el aporte de numerosas investigaciones
(Thompson, 1941; Ostry, 1987; Luley y McNabb, 1989) (Fig. 15).
Fig. 13. Esquemas descriptivos de las estructuras de S. musiva (M. populorum) según Sievanesan (1990).
A. Sección longitudinal de un ascoma; B. Asco; C. Ascospora; D. Conidio
Introducción
20
Fig. 14. Esquema de un picnidio de S. musiva con conidios ante una inminente liberación. Fuente: Thompson, 1941.
Fig. 15. Ciclo biológico de S. musiva según Sinclair y Lyon (2005).
Ascos y ascoporas
Picnidios y conidios
Pseudotecios
Introducción
21
Los ascomas del patógeno se desarrollan a partir del micelio que coloniza el
mesófilo de las hojas caídas, originado en un estroma subcuticular. Este
proceso, que acontece durante el otoño, invierno y principios de primavera,
también ocurre, aunque con menor frecuencia, en la madera afectada.
Las primeras lesiones de la temporada son causadas por las ascosporas que
se liberan a partir de los ascomas pseudoteciales, se diseminan con el viento y
la lluvia y germinan sobre las superficies de las hojas y los tallos. Las
condiciones ambientales que favorecen este proceso resultan de la
combinación del número de horas de hoja mojada (y madera joven) con la
temperatura promedio del aire. Estas, son consideradas las infecciones
primarias pues son las que inician el ciclo anual de la enfermedad. Los puntos
de ingreso son los estomas y las lenticelas y/o las heridas generadas por la
abscisión de las hojas. Entre los siete y catorce días de producida la infección
aparecen las lesiones foliares y los picnidios se forman en tres o cuatro
semanas, inmersos en los tejidos. En algunos cultivares se pueden observar a
ojo desnudo, como estructuras errumpentes sobre una o sobre ambas
epidermis foliares (Fig. 16).
Fig. 16. Lesión foliar magnificada donde se distinguen los picnidios (flecha) Fuente: Sincler y Lyon, 2005.
Picnidioss
Introducción
22
Dentro de los picnidios se desarrollan los conidios que, cuando maduran, son
liberados y germinan sobre las superficies susceptibles. Producen los mismos
síntomas que las ascosporas y originan sucesivos ciclos de repetición en la
misma temporada. Hacia el final de la estación de crecimiento, cuando las
infecciones foliares son muy intensas se produce una defoliación prematura en
los cultivares más susceptibles. Durante el otoño, en la hojarasca constituida
por hojas enfermas, mientras se produce la descomposición foliar, se inicia la
formación de los ascomas.
1.4. Antecedentes regionales. Los primeros álamos introducidos en la región
del Comahue fueron clones de Populus nigra ´Itálica` o ´Criollo` y ´Thayssiana`
o ´Chileno`. Por su porte erecto, su fuerte dominancia apical y su desarrollo
radicular marcadamente pivotante, resultaban ideales para la plantación de
cortinas rompevientos a lo largo de las acequias y canales de riego. Estos
ejemplares reunían el doble propósito de proteger los cultivos y de producir
madera, y resultaron ser robustos frente a problemas de plagas y
enfermedades.
En la década del 60 se introdujeron desde el Delta del Paraná, clones italianos
del híbrido “Populus xcanadensis” tales como el ‘I 154`, ´I 214`, ´I 488`, ´Conti
12`, ´I 262`, entre otros. Sin embargo, al plantarlos a la vera de las acequias,
algunos de ellos resultaron ser muy competitivos por sus rápidas tasas de
crecimiento y sus sistemas radiculares más superficiales, generando una
disminución en el desarrollo y rendimiento de los cultivos próximos. Por ello, en
la actualidad, están dejando de plantarse en cortinas nuevas y su uso quedó
limitado a las plantaciones en macizos. Fue en esa década que se crea la
colonia del IDEVI (Instituto de Desarrollo del Valle Inferior) en el VIRN, y el
asesoramiento técnico recibido desde el INTA (Instituto Nacional de Tecnología
Agropecuaria) condujo a que los productores de esta zona, enmarquen sus
parcelas con los álamos mencionados. Así, los establecimientos hortícolas y
ganaderos del Valle Inferior tienen, en la actualidad, la mayoría de sus
acequias bordeadas por estos híbridos (Fig. 17).
Introducción
23
Fig. 17. Cortina rompeviento bordeando una parcelas implantada con pasturas en el VIRN (Foto del autor).
El efecto de competencia no resultó tan pronunciado en las explotaciones
hortícolas del Valle Medio y del Valle Inferior, donde los perfiles de suelo
explorados por los cultivos son superficiales. Por ello, en estos valles irrigados,
los híbridos euramericanos continúan utilizándose en las explotaciones
forestales, incluidas las cortinas.
Sin embargo, a mediado de los años 80, comenzó a observarse la aparición de
cancros en los fustes de algunos clones que fueron incrementando su tamaño
hasta producir el quiebre de los mismos en las temporadas ventosas (Fig. 18).
Si bien los síntomas correspondían a los descriptos por Sarasola (1975) para la
Cancrosis del Álamo, recién en el año 1995, a pedido de la Dirección Provincial
de Bosques de la Provincia de Río Negro en la Universidad Nacional del
Comahue (UNComa)se confirmó que el agente causal era Mycospaherella
populorum (Pozzo Ardizzi et al., 1995).
En función de estos antecedentes y por requerimiento de diversas instituciones
locales (Dirección de Bosques, Estación Experimental del INTA Valle Inferior y
Introducción
24
sus Agencias de Extensión, el IDEVI, el Ente de Desarrollo de General Conesa,
y la UNComa, se decidió abordar el tema y desarrollar el presente trabajo. Se
trata de aportar elementos que expliquen por qué, clones muy próximos
genéticamente, difieren en su respuesta a la enfermedad.
Fig. 18. Cortina rompeviento del clon ´I 214` con algunos ejemplares quebrados a la altura de los cancros formados luego de varios años de evolución. (Foto del autor).
1.5. Objetivos.
1°) Analizar la evolución de la enfermedad en el VIRN sobre clones de Populus
sp cuyos antecedentes los categoricen como susceptibles y tolerantes.
Introducción
25
2°) Estudiar el desarrollo ontogénico de Septoria musiva sobre clones
susceptibles y tolerantes.
3°) Describir y comparar las características anatómicas de las hojas y de la
madera en los clones seleccionados para el estudio.
4°) Relacionar las diferencias registradas en el objetivo anterior con la
incidencia de la enfermedad.
5°) Analizar el impacto que produce la enfermedad en el VIRN y aportar datos
sobre la distribución de la enfermedad en la región del Comahue.
1.6. Hipótesis. El comportamiento de clones de álamo, susceptibles y tolerantes frente a
Septoria musiva, responde a ciertas diferencias cuantitativas en las
características anatómicas y fisiológicas de la hoja y el tallo. Estas
particularidades constituyen mecanismos de defensa pasiva, que pueden
inhibir o disminuir la colonización.
1.7. Relevancia. El cocimiento de los caracteres fenotípicos que influyen en la incidencia de la
Cancrosis del Álamo puede ser una herramienta en la búsqueda de resistencia.
Metodología
26
2. METODOLOGIA.
2.0. Selección de los clones a estudiar. Dada la gran diversidad de genotipos
del género Populus, muchos de ellos de origen desconocido, se tuvieron en
cuenta ciertos elementos para seleccionar los clones a estudiar en el presente
trabajo. Por un lado los antecedentes bibliográficos referidos a la escala
tolerancia/susceptibilidad (Fernandez Valiela, 1951; Fischetti et al., 1965;
Bakarcic, 1978; Ostry y McNabb, 1986. Cellerino, 1999; Arreghini et al., 2000;
Lucero et al., 2011a; Riu et al., 2011a), por otro lado, el aporte de informantes
locales calificados, inspecciones realizadas a distintos establecimientos de la
zona, y la magnitud de la superficie plantada en VIRN. Así, se seleccionaron
dos clones del híbrido Populus xcanadensis considerados susceptibles, ´I 488`
e ´I 214` y dos considerados tolerantes, ´Ballestra` y ´Conti 12`.
Estos clones forman parte de una colección de álamos implantada en el campo
experimental de la Dirección Provincial de Bosques de la provincia de Río
Negro (Parcela C – 90 de la colonia agrícola del IDEVI), ubicado a 35 km de
Viedma (Fig. 19). En una superficie de aproximadamente 3 ha se hallan
implantados 24 clones de álamos, de 22 años de edad al momento de iniciar
esta tesis. Están distribuidos en unidades experimentales de 60 ejemplares por
clon, en parcelas de 4 hileras con 15 árboles, espaciados 1 m dentro de la
hilera y 3 m entre hilera. Estas unidades están dispuestas en un diseño
experimental de Bloques Completos al Azar con cuatro repeticiones.
2.1. Análisis de la evolución de la enfermedad. S.musiva tiene la capacidad
de atacar a dos órganos histológicamente diferentes, las hojas y los tallos. Por
ello, la evaluación de la enfermedad se realizó en forma independiente en cada
uno de ellos.
Metodología
27
Fig. 19. Imagen satelital de la colección de álamos que se utilizó como fuente de muestreo para realizar el presente trabajo, ubicada en el campo experimental de la Dirección de Bosques del MAG y P de la Provincia de Río Negro.
2.1.1. Intensidad de la enfermedad en hojas (Ih). Desde el 24 de septiembre
del 2002 hasta el 7 de marzo del 2003 y desde el 27 de septiembre en el 2003
hasta el 12 de marzo del 2004, se realizaron 9 muestreos por temporada. Cada
20 días se extrajeron 200 hojas adultas de cada una de las cuatro unidades
experimentales de cada clon. Las muestras se tomaron a partir de
ramificaciones de los fustes, entre 1,30 y 1,80 m del suelo. Las hojas de cada
muestra se categorizaron según la escala de Spielman et al., 1986, modificada
a 7 grados de severidad (Tabla II). Los porcentajes que definieron cada
categoría fueron estimados a ojo desnudo.
Metodología
28
Tabla II. Grados de severidad del ataque de S. musiva en hojas.
Grado de la escala
Rango porcentual de severidad
Imagen representativa de cada grado de severidad (*)
0 Hojas sanas
1 1 a 10 % de la superficie afectada
2 11 a 25 % de la superficie afectada
3
26 a 50 % de la superficie afectada
4 51 a 75 % de la superficie afectada
Metodología
29
5 76 a 90 % de la superficie afectada
6 91 a 100% de la superficie afectada
(*) Fotos del autor.
La Ih se calculó aplicando la siguiente fórmula:
Intensidad en hoja (Ih) = [(N° de hojas/grado) x grado] x 100
N° total de hojas x 7 grados de severidad
Con los valores obtenidos se construyeron las curvas de regresión (Ih vs
Tiempo) para cada cultivar. Para comparar la evolución de la enfermedad entre
clones, los valores de Ih, fueron transformados en logaritmos naturales lo que
permitió linealizar las curvas sigmoideas. Luego se compararon las ordenadas
al origen (estado temprano de la enfermedad) y las pendientes de las rectas
(tasa de incremento de la enfermedad) mediante Análisis de la Varianza
(ANOVA) y Test de Comparaciones Múltiples de Duncan (TCMD). Se
analizaron las (Ih) finales de cada año, mediante ANOVA y TCMD. Las
diferencias entre años, dentro de cada clon se evaluaron mediante el Test de
Student.
2.1.2. Intensidad de la enfermedad en tallos (It). Estudiar la evolución de la
enfermedad en los tallos puede insumir varios años de observación debido al
lento desarrollo de los cancros. Por ello, la It se calculó en el 2004, sobre los
ejemplares adultos, asumiendo que esos valores eran el resultado de la
Metodología
30
evolución de la enfermedad durante los años previos. Sin embargo, existen
otros patógenos que producen cancros en álamos generando infecciones
complejas como Phomopsis, Dothichiza, Hypoxylon, Cytospora chrysosperma,
Entoleuca mammata (Sarasola, 1975; Palmer et al., 1979; Biggs et al., 1983; Ostry
y McNabb, 1985; Riffle y Peterson, 1986; Bucciarelli et al., 1999; Cellerino, 1999).
Si bien en este trabajo se le ha atribuido a S. musiva la responsabilidad de
producir la primera infección, es muy difícil diagnosticar la sucesión de
patógenos en lesiones viejas. Ante la posibilidad de sobreestimar la It, se
planteó corroborar esos datos, calculando dicha It sobre estacas inoculadas
artificialmente con el patógeno (Weiland et al., 2003). Estos autores encontraron
una buena relación entre la incidencia de la Cancrosis del Álamo en plantas adultas
con la incidencia en estacas inoculadas artificialmente.
2.1.2.1. En álamos adultos. Entre el 15 y el 18 de febrero del año 2004, los
fustes de las cuatro unidades experimentales de cada clon, se categorizaron
según la escala de (Strobl y Frasser, 1989) con 4 grados de severidad (Tabla
III).
Para calcular la It, se aplicó la siguiente fórmula:
Intensidad en tallo (It) = [(N° de tallo/grado) x grado] x 100
N° total de fustes x 4 grados de severidad
Estos datos fueron comparados mediante ANOVA y TCMD.
2.1.2.2. En álamos estacas inoculadas.
Preparación de las estacas. En el mes de mayo del año 2008, 20 estacas de
cada clon, en estado de dormición, se trataron con hormonas enraizantes y se
plantaron en recipientes de 5 Kg en una mezcla de suelo y turba comercial 1:1
(V/V). Las estacas permanecieron en el invernáculo de la UNComa, hasta el
mes de septiembre y luego se trasladaron al exterior para su rustificación. En el
mes de octubre, cuando las estacas ya habían brotado y expandido las hojas
Metodología
31
nuevas, se las inoculó con S. musiva siguiendo la metodología de Weiland et
al. (2003).
Tabla III. Grados de severidad del ataque de S. musiva en madera.
Grado de la escala
Grado de desarrollo de los cancros
Imagen representativa de cada grado de
severidad (*) 0 Madera sana.
1 Pequeños cancros menores de 25 cm de largo.
2 Cancro (s) que ocupa (n) menos de la mitad de la circunferencia del árbol.
3 Cancro (s) que ocupa (n) más de la mitad de la circunferencia
del árbol.
(*) Fotos del autor.
Preparación del inóculo. El inóculo fue producido en el Laboratorio de la
UNComa a partir de aislamientos provenientes de lesiones foliares. El
Metodología
32
aislamiento Sm11, seleccionado por su rápido crecimiento en APD, se repicó
en tubos de ensayo con Agar V-8 en pico de flauta, y fue expuesto durante 15
días a 20 °C con luz continua (3.000 Lux) hasta lograr un profuso desarrollo de
micelio y picnidios. Se preparó una suspensión de conidios introduciendo agua
destilada estéril en los tubos y agitando con vortex durante varios minutos. Se
diluyó la suspensión hasta obtener una concentración de 2 x 106 esporas/mL.
Alícuotas de 5 mL de esa suspensión se esparcieron sobre cajas de Petri de 90
mm de diámetro con Agar Extracto de Malta (AEM). Luego de dos semanas de
crecimiento, en las condiciones de cultivo mencionadas, las cajas estuvieron
totalmente colonizadas (Fig. 20).
Fig. 20. Aspecto del desarrollo de S. musiva en placas de Petri en medio de cultivo AEM. (Fotos del autor). Inoculación de las estacas. En el mes de octubre, 15 de las 20 estacas
correspondientes a cada clon, se inocularon con el patógeno y las cinco
restantes se utilizaron como blancos. Se extirpó la cuarta o quinta hoja
expandida para sostener con parafilm sobre la herida ocasionada, un inóculo
de 8 mm de diámetro proveniente del cultivo madre. Los quince ejemplares
inoculados de cada clon se organizaron en grupos de cinco que se
distribuyeron según un Diseño Completamente Aleatorizado. Los blancos
fueron tratados solo con agar. A las dos semanas se retiraron las protecciones
Metodología
33
de parafilm y el punto de inoculación se enmarcó con dos líneas de tinta
indeleble.
Evaluación de la Inoculación. La respuesta de los clones a la inoculación se
evaluó en el mes de marzo del 2009. De cada planta se seccionó un segmento
de 10 cm de longitud en cuyo centro se ubicaba el punto de inoculación. Se
registró la presencia/ausencia de cancros (incidencia) y se descubrió el margen
de la lesión para registrar su longitud y describir su histología (Fig. 21).
Para calcular la incidencia en cada clon, se registró el número de plantas
inoculadas en las que se desarrollaron cancros, menos el número de plantas
testigo en las que se desarrollaron cancros. La incidencia y la severidad se
analizaron estadísticamente realizando los respectivos ANOVA y TCMD.
Fig. 21. Estacas inoculadas con S. musiva. (A) cancro desarrollado; (B) testigo. (Fotos del autor).
Reaislamiento del patógeno. Se realizó a partir de cinco lesiones al azar de
cada clon. Pequeños segmentos de madera extraídos del margen de los
cancros, se desinfectaron superficialmente y se transfirieron a cajas de Petri
con Medio Septoria musiva (SMM) (Stanosz y Stanosz, 2002). Las cajas se
matuvieron a 20 °C bajo luz fluorescente continua durante dos semanas
(Krupinsky, 1989) hasta el desarrollo de micelio (Fig. 22).
A B
Metodología
34
Fig. 22. Reaislamiento de S.musiva en SMM de estacas de álamo inoculadas artificialmente.
Esos aislamientos se repicaron en Medio V-8, se cultivaron en las mismas
condiciones descriptas para la preparación del inóculo y se identificaron
morfológicamente (Sivanesan, 1990).
2.1.2.3. Validación de las It en álamos adultos. Con los valores registrados
en 2.1.2.1 y 2.1.2.2, se construyó una tabla que permitió realizar un análisis
comparativo entre ambos parámetros y se calculó el Coeficiente de Correlación
de Pearson.
2.1.3. Relación entre la intensidad de la enfermedad en hojas y tallos adultos. La relación entre las respectivas intensidades se estableció a través
del análisis de regresión y el Coeficiente de Correlación de Pearson.
2.2. Descripción de Septoria musiva. Para el estudio del patógeno en la
hojarasca se utilizaron dos de los cuatro clones seleccionados: ‘I 214`
(susceptible) y ‘Conti 12` (tolerante).
Metodología
35
2.2.1. Ascomas pseudoteciales en la hojarasca: En los meses de marzo de
los años 2003 y 2004, antes de que se produzca la abscisión natural y masiva
de las hojas, se cosecharon 200 hojas senescentes, a partir de las parcelas
experimentales de cada clon, insertas entre el 1,5 m y 1,8 m del suelo. Se las
ubicó en sendas bolsas de red de 0,5 x 1 m, perfectamente identificadas y se
las acondicionó en el suelo de la alameda, inmersas en la cama natural de
hojarasca, a la intemperie. A partir del 1 de junio, y cada 15 días se
muestrearon al azar 10 hojas de cada bolsa y se las llevó al laboratorio para su
estudio microscópico. Con un sacabocado se extrajeron 5 discos de 1 cm de
diámetro, por lámina y se los fijó en FAA. Luego, se impregnaron en parafina
con la metodología usual (D´Ambrogio de Argüeso, 1986) y se realizaron cortes
de 10 µm de espesor con un micrótomo rotatorio (Senior Rotatory Microtome.
Modelo: RMT-30). Se dispusieron sobre portaobjetos, se desparafinaron y se
montaron en lactofenol y/o azul de lactofenol. El material observado no fue
teñido dado que los ascomas son estructuras melanizadas con buen contraste.
No se encontró en la bibliografía algún estudio que definiera etapas en el
desarrollo de los ascomas en la hojarasca para S. musiva por lo que se adaptó
la escala evolutiva que James y Sutton (1982a) utilizaron para Venturia
inaequalis. Ellos determinaron 14 estadíos de desarrollo desde el estroma
hasta los ascomas pseudoteciales vacíos. Debido a que en S.musiva no se
forman paráfisis ni pseudoparáfisis y que sus ascosporas no cambian de
pigmentación, la escala se redujo a 9 estadíos que se describen en la Tabla IV.
Para calcular los estadíos promedios y los desvíos estándar por clon y por
fecha, se observaron 50 ascomas en su plano medio, los que fueron
adjudicados a los distintos niveles de la escala de desarrollo (Tabla IV). Con
estos datos se construyeron las curvas de regresión “estadío vs tiempo” para
ambos clones.
En cada muestreo, además de las observaciones ontogénicas, se registraron
los diámetros de los ascomas mediante un microscopio óptico con ocular
micrométrico (Zeiss. West Germany. Modelo 4670589903). Con estos datos se
Metodología
36
construyeron las curvas de evolución del tamaño de los ascomas en función del
tiempo para cada clon. En el estadío 7, se registraron el espesor de las
paredes del ascoma y el tamaño de ascos y ascosporas. Las comparaciones
de estos parámetros entre clones y entre años se realizaron mediante el Test
de Student.
Tabla IV. Características de los estados ontogénicos utilizados en este estudio para describir la evolución de S. musiva.
Estadíos Caracterización Imágenes fotográficas de los estadíos (*).
1 Estroma subcuticular.
2 Formación de un estroma
macizo globoso.
3 Aparición del lumen con
contenido indiferenciado.
4 Aparición de un himenio
basal.
Metodología
37
5 Aparición de ascos inma-
duros, de tamaño reducido o
contenido indiferenciado.
6 Ascos con ascosporas.
7 Ascos con esporas septadas
maduras.
8 Ascomas pseudoteciales a-
biertos con los ascos y
ascosporas liberándose.
9 Ascomas vacíos con restos
de ascos desintegrados.
(*) (Fotos del autor) El estadío 8 es muy difícil de registrar fotográficamente pues dura minutos.
Metodología
38
2.2.2. Picnidios en hoja. En el mes de diciembre del 2005, se tomó una
muestra de 20 hojas con síntomas a partir de las cuatro parcelas
experimentales de cada clon (‘I 214` y ‘Conti 12`). Porciones de 1 cm2 con 2 o 3
lesiones foliares se fijaron en FAA, se incluyeron en parafina y se cortaron en
secciones transversales de 8 µm de espesor con micrótomo rotatorio. Se
montaron sobre portaobjetos para la descripción de los picnidios con su
coloración natural, y se registraron el diámetro de 50 picnidios. La comparación
de este parámetro entre clones se realizó mediante el Test de Student.
2.2.3. Picnidios en medios de cultivo. Se realizaron aislamientos del
patógeno a partir de hojas del clon ´I 214` y de ´Conti 12` que presentaban las
lesiones foliares características. Porciones de tejido enfermo de
aproximadamente 5 mm2 fueron desinfectadas superficialmente y ubicadas en
cajas de Petri de 90 mm de diámetro sobre medio APD al 2 %. Fueron
incubadas a 20 °C, bajo luz continua (3.000 Lux), controlando diariamente el
desarrollo de micelio para repicar a partir de las primeras hifas formadas. Los
aislamientos así obtenidos, se transfirieron a cajas de Petri con agar V-8, a 20
°C bajo luz continua (3.000 Lux) para inducir la formación picnidios (Ostry y
Skilling, 1988). Luego de 15 días bajo estas condiciones, se observó el
desarrollo de las primeras estructuras, y 15 días más tarde se registraron sus
dimensiones. Las comparaciones se realizaron mediante el Test de Student.
2.3. Análisis de las características anatómicas de las hojas y de los tallos. Para el desarrollo de este objetivo se utilizaron materiales de los cuatro clones
seleccionados: ‘Conti 12` y ‘Ballestra` (tolerantes) e ‘I 214` e ‘I 488`
(susceptibles).
2.3.1. Estructura de la hoja.
2.3.1.1. Aspectos morfológicos. Se muestrearon 25 hojas adultas de cada
una de las cuatro parcelas experimental de cada clones, ubicadas entre 1,60 m
y 2 m del suelo.
Metodología
39
Forma de la lámina. Los criterios que se consideraron para describir la
morfología foliar fueron: forma de la lámina, aspectos de la base, del ápice y
bordes del limbo, y pecíolos.
Tamaño de la lámina. Cada hoja se pasó en forma individual por un
medidor de área foliar (Licor LI-3100) y con esos valores se calcularon los
promedios, los desvíos estándar para cada clon, que fueron comparados
mediante ANOVA y TCMD.
2.3.1.2. Aspectos anatómicos. Debido al crecimiento indeterminado de los
álamos coexisten hojas de diferentes edades en una misma temporada. En
consecuencia el tamaño no es un buen indicador para seleccionar las hojas de
la misma edad, condición necesaria para realizar los análisis comparativos. Por
lo expuesto se resolvió seleccionar las hojas según el “índice foliar plastocrom”
(LPI) a partir de estacas crecidas bajo condiciones controladas (Larson e
Isebrands, 1971). Este índice permite medir la edad de estos órganos según
una escala morfológica más que temporal, eliminando las variaciones debidas
a factores genéticos y ambientales sobre la tasa de crecimiento. La escala
establece que, entre las últimas hojas emergidas del brote, se designa como
LPI 0.0, a aquella que mide 20 mm de largo. A partir esta se designan como
LPI 1.0, LPI 2.0, etc., a las que se ubican sucesivamente en sentido basípeto.
Cultivo de estacas para el muestreo de hojas. En julio del 2006 se extrajeron
estacas de los clones seleccionados, a partir de la colección de álamos
utilizada para este estudio. Veinte ramas de un año de edad correspondientes
a cada cultivar, fueron cortadas en secciones de 60 cm de largo e implantadas
en macetas de 5 Kg, de 20 cm de diámetro por 30 cm de altura. Se ubicaron en
un túnel de plástico de 4 x 4 m de base y 2 m de altura hasta que concluir el
período de heladas, regándolas con 250 cm3 de agua, dos veces por semana.
En el mes de noviembre, cuando ya contaban con un número considerable de
hojas completamente expandidas, se trasladaron al campo experimental de la
UNComa y se mantuvieron a la intemperie para su rustificación. A las 20
plantas de cada clon se las agrupó en unidades experimentales de cinco
Metodología
40
plantas para armar un diseño de Bloques Totalmente Aleatorizados con cuatro
repeticiones.
En el mes de diciembre se muestrearon 5 hojas de cada unidad experimental
en los estadíos LPI 0.0, LPI 1.0, LPI 5.0 y LPI 10.0 para estudiar las
características anatómicas y epidérmicas de sus láminas (Fig. 23).
Espesor de la hoja y de sus tejidos. A partir de las hojas LPI 10.0 de
cada clon se extrajeron secciones de 1 cm2 de la parte basal-central de un
hemilimbo. Estos segmentos se fijaron en FAA, se incluyeron en parafina
(D´Ambrogio de Argüeso, 1986) para obtener secciones transversales de 10
µm de espesor, y se observaron sin tinción con un microscopio óptico. En 25
cortes por cada unidad experimental (5 de cada hoja), se registraron los
siguientes parámetros: el espesor total de la lámina, del parénquima en
empalizada, del parénquima lagunoso y de las epidermis adaxial y abaxial.
Fig. 23. Clasificación de las hojas según el Índice Foliar Plastocrom (LPI) en el clon Conti 12. (Foto del autor).
LPI 0.0 LPI 1.0 LPI 5.0 LPI 10.0
Metodología
41
Para realizar una cuantificación de los espacios intercelulares en el parénquima
en empalizada, se recurrió a la metodología utilizada por Isebrands y Larson
(1973) modificada. Estos autores crearon un Índice de Separación Celular
(ISC) fundamentado en que, si no existieran espacios intercelulares, una
determinada longitud del estrato celular, dividida por el número de células que
contiene, indicaría el ancho promedio de una célula. También demostraron que
en el parénquima en empalizada la expansión celular se completa cuando las
hojas están en LPI 3.0 y a partir de allí comienzan a formarse los espacios
intercelulares. Por lo tanto, el ISC calculado en LPI 10.0 es el promedio del
ancho célular más el espacio intercelular adyacente. Este índice es válido
cuando se trata de comparar tejidos en un mismo material genético donde,
fijando el ancho de las células, a mayor índice de separación celular, mayor
espacio intercelular. Cuando se comparan diferentes materiales genéticos,
como en este caso, que pueden diferir en el ancho celular, un mismo valor del
índice puede indicar espacios intercelulares diferentes. Para estimar esas
diferencias se definió el Indicador del Espacio Intercelular (IEI).
IEI = ISC – ACP
ACP es el ancho celular promedio de las células. Para calcularlo se alineó la
regla del ocular micrométrico (245 µm), sobre el estrato celular y se registró el
número de células y el ancho de las mismas en 10 preparados por clon,
tomados al azar.
Con los datos registrados para cada uno de estos parámetros se realizaron
ANOVA y TCMD. Se tomaron registros fotográficos de campos representativos
con el objeto de describir en conjunto, las características más conspicuas de
los mesófilos. En estos mismos campos se midió el espesor de las respectivas
cutículas.
Caracterización de los estratos epidérmicos. Entre las variables que
ofrecen las células epidérmicas se pueden mencionar, el número, tamaño,
distribución y ontogenia de los estomas, el número y tamaño de las células
Metodología
42
epidérmicas indiferenciadas y la composición química de sus cutículas. Para
registrar estos parámetros se utilizaron las muestras foliares tomadas en los
estadíos LPI 0.0, LPI 1.0, LPI 5.0 y LPI 10.0. Un sector de aproximadamente 1
cm2 ubicado en la base foliar de la cara adaxial, se pinceló con laca para uñas
transparente. Se dejó secar durante 20 minutos y se cubrió con una cinta de
papel adhesivo transparente. Al retirar la cinta, se desprendió la laca con la
impresión epidérmica (Ferris y Taylor, 1994), la cinta se adhirió a un
portaobjeto y se examinó al microscopio óptico. Esta operación se repitió en la
epidermis abaxial (Fig. 24).
Fig. 24. Epidermis adaxial de una hoja de ´I 214` pintada con laca transparente para uñas. (Foto del autor).
Se observaron un total de 160 preparados seleccionando un campo óptico
representativo por superficie adaxial y abaxial por hoja. Cada uno de esos
campos fue fotografiado con una cámara digital (Canon Shot S5IS), generando
un archivo con extensión GIF. A partir de esas fotografías se evaluaron los
siguientes parámetros:
Densidad estomática (DE) y caracterización de los estomas. La DE es el
número de estomas por unidad de superficie. En los archivos fotográficos de
cada clon se recontó el número de estomas por campo óptico y se convirtió en
número de estomas por mm2. También se midieron las longitudes estomáticas.
Metodología
43
Se calcularon los promedios y los desvíos estándar de ambos parámetros y se
compararon por medio de ANOVA y TCMD.
Se observaron estomas con diferentes grados de desarrollo en una misma
fecha: a) estomas inmaduros, que abarcan desde células oclusivas
recientemente formadas, hasta estomas menores del 50 % del tamaño
promedio y b) estomas maduros, funcionales, cuyas longitudes superan el 50
% del tamaño definitivo promedio (Fig. 25). La proporción de estomas
inmaduros/maduros en los distintos estadíos de desarrollo foliar, permitió
establecer algunas consideraciones sobre la ontogenia de los estomas.
Fig. 25. Epidermis foliares en P. xcanadensis. Las flechas con líneas completas señalan estomas maduros y con líneas cortadas, estomas inmaduros. (Fotos del autor).
Densidad y caracterización de las células epidérmicas indiferenciadas: Esta densidad (DCEI) corresponde al número total de células epidérmicas
indiferenciadas o pavimentosas por unidad de superficie. Para realizar los
recuentos y registrar las dimensiones de estas células, los archivos fotográficos
con extensión GIF, fueron procesados y analizados por el programa “Scion
Image” (Scion Image 4.0.3.2. Scion Corporation, 2008). El software calculó la
DCEI de por mm2 y el área media de estas células seleccionando al azar 10
células por campo. Los datos por cada clon fueron comparados por ANOVA y
TCMD.
Metodología
44
Composición de la cutícula. La cutícula, es una cubierta cerosa que recubre
las células epidérmicas y está compuesta principalmente por n-alcanos de
cadena larga, y en menor proporción, por alcoholes, ésteres y flavonoides,
entre otros. Algunos autores han reportado la influencia de la composición
cuticular sobre el desarrollo de ciertos patógenos foliares (Alcerito et al., 2002;
Conn y Tewari, 1989) por lo que se planteó analizar la composición de los n-
alcanos cuticulares en los clones seleccionados. Para ello, en el mes de
febrero del 2007, se coleccionaron al azar 25 hojas adultas, incluidos los
pecíolos, de cada clon. Se lavaron individualmente con agua corriente fría, se
dejaron secar al aire a temperatura ambiente durante 48 hs y luego se molieron
en molinillo eléctrico. El material así acondicionado se envió al Laboratorio de
Análisis Químicos de la Facultad de Ciencias Veterinarias de la Universidad
Nacional de Centro de la Provincia de Buenos Aires, para su análisis. La cera
cuticular fue extraída y purificada, y el contenido y proporción relativa de los n-
alcanos de número impar de carbonos (C23…..C35), fue cuantificada mediante
cromatografía gas-líquido capilar. La concentración total de los n-alcanos se
expresó en mg/kg de materia seca.
Aspectos topográficos de las epidermis foliares. Se registraron imágenes
con un microscopio de barrido para completar los estudios realizados con el
microscopio óptico, fundamentalmente en los aspectos descriptivos. Se
fotografiaron las epidermis adaxiales y abaxiales de hojas en estado PLI 10.0
de los clones seleccionados. Las fotografías aportaron datos sobre el
microrelieve de las superficies foliares y permitieron corroborar con mayor
precisión el largo de los estomas.
2.3.2. Estructura del tallo. Las observaciones y las mediciones histológicas se
realizaron sobre cortes transversales de tallos jóvenes de los clones
estudiados. En el género Populus el cambium se activa a pocos cm del ápice
caulinar y la transición entre el desarrollo primario y secundario acontece a la
altura del entrenudo asociado a la primera hoja completamente expandida (LPI
10.0) (Larson e Isebrands, 1974; Esau, 1985). Por tal motivo, los estudios
Metodología
45
comparativos de los tejidos del tallo se hicieron en el entrenudo comprendido
entre LPI 10.0 y LPI 11.0 para estandarizar el grado de desarrollo de las
muestras.
En el mes de diciembre del 2008 se podaron 10 ramas jóvenes de cada clon,
tomadas al azar de las parcelas experimentales ubicadas en el predio de la
Dirección de Bosques. En el laboratorio, con la ayuda de un calibre, se
seccionaron segmentos de 10 cm de largo por de 4 mm de diámetro que se
utilizaron sin fijación para los recuentos y mediciones de lenticelas.
De las 10 ramas de cada clon se seccionaron otros segmentos de 3 cm del
mismo calibre que se destinaron a los estudios anatómicos de las peridermis,
las lenticelas y las cortezas. Se fijaron en FAA durante una semana, luego se
los hirvió durante 20 minutos con el fin de ablandar las estructuras y finalmente
se los incluyó en parafina. Se cortaron 5 secciones transversales de 10 µm de
espesor con el micrótomo rotatorio que se montaron sobre portaobjetos, se
desparafinaron y se observaron al microscopio óptico inmersos en lactofenol,
sin tinción. El valor de cada parámetro registrado surgió del promedio de esas
cinco lecturas, con diez repeticiones.
Cada segmento (fijado y sin fijar) fue considerado una unidad experimental por
lo tanto, los datos se organizaron en un diseño de Bloques Completamente
Aleatorizados, con cuatro tratamientos (clones) y 10 repeticiones (segmentos
de tallo).
2.3.2.1. Peridermis exofiláctica. Es el tejido de protección que reemplaza a la
epidermis cuando se desencadena el desarrollo secundario del tallo. Está
constituida por tres estratos de células denominadas “felema”, “felógeno” y
“felodermis” (Fig. 26). En esta capa aparecen las lenticelas que son estructuras
por donde se produce el intercambio gaseoso y suelen constituirse en la puerta
de entrada de algunos patógenos como S. musiva (Sarasola, 1975; Ostry,
1987; Sinclair y Lyon, 2005).
Metodología
46
Fig. 26. Esquema de los tejidos de protección durante la transición del desarrollo primario al secundario, en un tallo joven. Tomado de Rost et al., 1992. De la estructura peridérmica se analizaron sólo el felema y las lenticelas pues
el felógeno tiene una célula de profundidad y la felodermis es un tejido
parenquimático que establece una suerte de continuidad con la corteza.
Características del Felema. Con la ayuda de una lente micrométrica se
registraron 2 espesores del felema (que se promediaron) en cada uno de los 5
preparados por unidad experimental, considerando la distancia entre el
felógeno y la superficie del tallo, o sea, se incluyeron los vestigios de epidermis.
Además, se registró el número de estratos celulares que componen el felema y
se calculó el espesor de esos estratos dividiendo el espesor total del felema por
el número de estratos. Los datos registrados para los distintos clones se
compararon mediante ANOVA y TCMD.
Características de las lenticelas. Para la caracterización de las
lenticelas en los distintos clones se evaluaron los siguientes parámetros:
Densidad de lenticelas (Número de lenticelas por unidad de superficie): El
recuento en cada clon, se realizó sobre los segmentos no fijados del muestreo
de diciembre del 2008, de 10 cm de largo por 4 mm de diámetro, que
Metodología
47
representaba una superficie peridérmica de 12,57 cm2. El procedimiento se
realizó a ojo desnudo.
Dimensiones de las lenticelas. Se midieron el largo y el ancho de las
lenticelas registradas en el ítem anterior, con la ayuda de una lente
micrométrica instalada en un microscopio estereoscópico (Arcano).
Superficie caulinar ocupada por las lenticelas. Se calcularon las superficies
promedio de las lenticelas en cada clon, aplicando la fórmula de una elipse (π x
largo de la lenticela x ancho de la lenticela). Multiplicando este valor por el
número de lenticelas, se estimó el área total de lenticelas por segmento de tallo
analizado (12,57 cm2).
Todos los parámetros medidos en los cuatro clones fueron comparados por
ANOVA y el TCMD.
Anatomía de las lenticelas. Se utilizaron los mismos cortes histológicos
preparados para el análisis de la peridermis. Se describieron las lenticelas de
fines de primavera y se midieron el ancho interno y la profundidad. Los
registros en los distintos clones se compararon mediante ANOVA y TCMD.
2.3.2.2. Corteza. Se utilizaron los mismos cortes anatómicos que en los item
anteriores. Se midieron dos espesores de corteza (desde el felógeno hasta el
cambium) en cada uno de los cinco cortes, se promediaron y se compararon
mediante ANOVA y TCMD. Se analizó la anatomía cortical de cada clon,
resaltando las diferencias.
2.4. Relación entre las características anatómicas y morfológicas de los órganos susceptibles con la incidencia de la enfermedad en los clones seleccionados. En este ítem se realizó una recopilación de los resultados
obtenidos para el análisis de la enfermedad (ítem 2.2) y los datos morfológicos
y anatómicos de hojas y tallos (2.3). Se construyó una tabla de doble entrada,
donde se dejó constancia de la posición relativa de los clones para cada
Metodología
48
parámetro y se calcularon las correlaciones entre cada parámetro foliar y la Ih, y
cada parámetro caulinar y la It. Como indicador de la intensidad o “fuerza” de la
relación lineal entre las dos variables se calculó el “coeficiente de correlación
momento-producto de Pearson” que se simboliza con la letra “r” (Mendenhall et
al., 2008).
Una vez determinadas las variables que correlacionaban fuertemente con Ih y
con It, se investigó si el nivel de incidencia de S. musiva en los clones
estudiados, podía ser una función multivariada. Para ello se utilizó el Análisis
de Componentes Principales (ACP) que permite sintetizar la información,
reduciendo el número de variables con la menor pérdida de información posible
(Mendenhall et al., 2008). Esta metodología se aplicó por separado para las
variables relacionadas con la hoja y con el tallo. Se construyeron las
respectivas matrices de correlación entre las variables anatómicas y
morfológicas y se seleccionaron las que iban a participar del análisis. Para el
análisis se utilizó el paquete estadístico INFOSTAT (Departamento de
Estadística. Universidad Nacional de Córdoba).
2.5. Prospección de la enfermedad en la región del Comahue. Se llevaron a
cabo consultas a informantes calificados y visitas a instituciones oficiales como
Viveros Provinciales, Ente de Desarrollo de General Conesa, Agencias de
Extensión del INTA, Estación Experimental INTA Alto Valle.
Con el objeto de aportar datos que contribuyan al conocimiento del alcance de
la enfermedad se realizaron dos viajes por la región del Comahue. En los
meses de marzo del 2005 y del 2008, previo a la senescencia de las hojas, se
trazaron y recorrieron dos itinerarios (Fig. 27) haciendo evaluaciones visuales
de la enfermedad en hojas y tallos sobre ejemplares del género Populus de
origen conocido (viveros y forestaciones productivas) y desconocido (cortinas
rompeviento, cascos urbanos y asentamientos rurales) distribuidos en
diferentes puntos geográficos.
Metodología
49
En las localidades donde se observaron síntomas semejantes a los producidos
por S. musiva en hojas, se tomaron muestras foliares que fueron conservadas
en bolsas de nylon y almacenadas en un recipiente refrigerado. En el
laboratorio se sometieron a los procedimientos mencionados en el ítem 2.2.3
para intentar aislar el agente causal. La finalidad de estos muestreos fue la de
citar las localidades donde se haya confirmado la presencia de la enfermedad.
Fig. 27. Mapa de la región de Comahue donde se marcan los itinerarios recorridos y las localidades donde se tomaron las muestras para analizar la dispersión de la enfermedad.
Gral. Conesa
El Chocón
Piedra del Águila
El Chañar
2005
2008
Valcheta
Región del
Comahue
Río Colorado
Resultados y Discusión
50
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1. Análisis de la evolución de la enfermedad. Para estudiar la dinámica de
esta enfermedad es necesario conocer cómo varían los indicadores
“incidencia”, “severidad” o una combinación de ambos, la “intensidad de la
enfermedad” (Arneson, 2006; Madden et al., 2007), en función del tiempo.
El impacto de la actividad de los patógenos y las pérdidas que ocasionan, son
funciones del progreso de enfermedad, por ello es tan importante entender los
términos cuantitativos de dicho progreso y los factores que influyen, así como
determinar si es monocíclica o policíclica.
3.1.1. Intensidad de la enfermedad en hojas (Ih). La fase foliar de la
enfermedad se inicia en primavera, cuando comienzan a liberarse las
ascosporas producidas en la hojarasca infectada en la temporada anterior.
Estos propágulos se descargan durante un período de seis a ocho semanas
infectando las hojas nuevas ubicadas en los nudos inferiores de los tallos
(Luley y McNabb, 1989). Después de aproximadamente 10 a 14 días, a partir
de cada lesión ascospórica se produce un segundo tipo de esporas, los
conidios, generan numerosas repeticiones del ciclo (Fig. 15) y son
responsables del incremento exponencial de los síntomas (Sarasola, 1975;
Ostry, 1987).
En las dos temporadas estudiadas, la Ih aumentó con el avance del tiempo
describiendo curvas sigmoides en todos los clones (Fig. 28 y 29). En ambos
casos las primeras lesiones aparecieron en la última semana de septiembre,
iniciándose un período en el que el incremento de la Ih fue lento (fase lag).
Según Luley y McNabb (1989 y 1991) el inóculo presente en esa etapa está
compuesto mayoritariamente por ascosporas. Tanto en la temporada
2002/2003 como en 2003/2004, los clones que primero ingresaron a la fase
lineal de la curva (tasa de incremento constante) fueron ´I 488` e ´I 214`
mientras que los otros dos clones permanecieron en la etapa inicial uno o dos
muestreos más. El caso más notorio fue el de ´Ballestra` en la temporada
Resultados y Discusión
51
2003/2004 porque recién manifestó las primeras lesiones foliares a principios
de noviembre pese a estar sometido a la misma presión de inóculo que el resto
de los clones (Fig. 29).
Fig. 28. Evolución de la intensidad de Cancrosis sobre las hojas de diferentes clones de álamo durante la temporada 2002/2003.
Fig. 29. Evolución de la intensidad de Cancrosis sobre las hojas de diferentes clones de álamo durante la temporada 2003/2004.
Resultados y Discusión
52
El resultado de las transformaciones logarítmicas de los datos de Ih permitió la
comparación entre clones y temporadas (Fig. 30).
Fig. 30. Representación semilogarítmica de los valores de Intensidad de Cancrosis sobre hoja (Ih), en las temporadas 2002/2003 y 2003/04. La flecha indica el momento en que ´Ballestra` comenzó a expresar los síntomas de la enfermedad en la temporada 2003/04.
Resultados y Discusión
53
El coeficiente (a) de las rectas representa la Ih en el momento de iniciar los
muestreos, y (b) las tasas de incremento de la enfermedad. En este trabajo se
observaron diferencias significativas entre los clones, en ambas temporadas
(Fig. 30 y Tabla V).
Tabla V. Coeficientes de las rectas de regresión “Ln de Ih vs. Tiempo” para cada clon en las temporadas 2002/03 y 2003/04.
Temporada 2002/03
Clones Ih inicial (a) Tasa de incremento de la enfermedad (b)
Ln del Ih final calculado
Conti 12 0,208 c 0,0217 b 4,114
Ballestra 0,046 d 0,0232 b 4,222
I 214 0,353 b 0,0242 ab 4,709
I 488 0,716 a 0,0320 a 6,476
Temporada 2003/04
Conti 12 0,367 b 0,0188 b 3,751
Ballestra -0,987 c 0,0279 a 2,991
I 214 0,899 a 0,0221 b 4,877
I 488 0,813 a 0,0223 b 4,827
Dentro de cada columna, en de cada temporada, los tratamientos con letras distintas representan diferencias significativas según el TCMD (P< 0,01).
Todos los factores que afectan la supervivencia y el desarrollo del patógeno
durante la etapa otoño-invernal en la hojarasca, afectan a estos coeficientes
porque pueden estimular o retrasar el momento de liberación de las ascosporas
y regular el caudal de las mismas. Dado que todos los clones estudiados, están
implantados en el mismo lugar y con las mismas pautas de manejo, estuvieron
sometidos a la misma presión y calidad de inóculo. Por lo tanto, las diferencias
registradas fueron atribuidas a variaciones en algunas características foliares
que influyeron en la entrada y colonización del patógeno.
En el ciclo 2002/03 Ih inicial difirió significativamente en todos los clones
resultando ´I 488` mayor que ´I 214`, mayor que ´Conti 12`, mayor que
´Ballestra`. En la temporada 2003/04, la misma comparación detectó tres tipos
de comportamiento. Por un lado, ´I 488` e ´I 214` registraron los mayores
Resultados y Discusión
54
valores, siendo estadísticamente semejantes. Por otro lado, ´Conti 12` tuvo un
valor intermedio, y por último, ´Ballestra` tuvo un valor negativo que representa
la ausencia de síntomas visibles en los primeros muestreos. En la figura 29 se
puede observar que la curva para este clon comenzó a despegarse del eje
horizontal entre el tercer y cuarto muestreo a diferencia de los otros clones que
lo hicieron más tempranamente.
Las tasas de incremento de la enfermedad (b) mostraron diferencias entre los
clones, en ambas temporadas de crecimiento (p<0,01 para ambos ciclos) (Fig.
30 y Tabla V). En procesos biológicos como las enfermedades, la magnitud de
este coeficiente puede depender de un número variable de factores, incluyendo
las condiciones ambientales y las prácticas de manejo (Arneson, 2006; Agrios,
2005). Como se manifestó previamente estos factores fueron iguales para
todos los clones por lo que, las diferencias en el incremento de los síntomas se
atribuyeron a variaciones en las características foliares.
La comparación de las tasas de incremento de la enfermedad (b) arrojó
diferencias no significativas entre los clones con las excepciones de ´I 488` en
el 2002/2003 y de ´Ballestra` en el 2003/2004 (Tabla V) que fueron superiores
al resto. En el caso particular de ´Ballestra`, pese el elevado valor de (b)
mantuvo niveles relativamente bajos de Ih hasta finalizar el ciclo debido a la
tardía aparición de los síntomas en primavera (Fig. 29 y 30). El Coeficiente de
Correlación de Pearson calculado entre la Ih inicial y la Ih final, alcanzó un valor
de 0,59. Si bien no es alto, indicaría una cierta influencia de la Ih inicial sobre la
Ih final. Hay que tener en cuenta, que entre ambos registros transcurrieron seis
meses, y la variabilidad de la Ih final carga con todo el peso del efecto ambiental
sobre la relación hospedante – patógeno.
La figura 31 muestra el análisis comparativo de sendos coeficientes entre
temporadas, en cada clon. En ´Conti 12` los valores (a) y (b) fueron semejantes
en ambos ciclos, lo que indicaría un comportamiento estable. En ´I 214` solo
difirió (a) y en ´I 488` (b). Ambos coeficientes fueron diferentes en ´Ballestra`. Si
Resultados y Discusión
55
bien la diferencia en la intensidad inicial (a) en ambas temporadas fue
significativa, los valores fueron los bajos de todos los clones.
Fig. 31. Coeficientes de las rectas de regresión “Ln de la intensidad vs tiempo” registradas en las dos temporadas. A. Ih inicial. B. Tasa de incremento de la enfermedad. Las columnas apareadas, encabezadas con (*) no difieren entre sí, y las encabezadas con (**) sí lo hacen según el Test de Student (P < 0,01).
Al comparar los coeficientes en ambas temporadas se observó que, con
cuando la Ih inicial era elevada, se registraba un incremento menor de la
enfermedad. Si bien una mayor sintomatología temprana (Ih inicial) resultaría
Resultados y Discusión
56
en mayor producción de inóculo (Luley y McNabb, 1989 y 1991), también se
reduciría la superficie de tejido sano disponible para posteriores infecciones.
Aparentemente disminuiría la eficacia del inóculo secundario generando una
tasa de crecimiento menor. Resalta el caso particular de ´Ballestra` en el que la
ausencia de síntomas tempranos determinaría una mayor cantidad de tejido
disponible para el inóculo secundario generando la mayor tasa de incremento
en la temporada 2003/2004.
Las diferencias en las intensidades registradas en ambas temporadas, son una
pauta del efecto del ambiente sobre el desarrollo de las enfermedades,
afectando a las poblaciones del patógeno (Szkolnik, 1969; Sutton et al., 1976;
Tomerlin y Jones, 1983; O´Leary y Sutton, 1986; Luley y McNabb 1989 y 1991),
del hospedante (Schumaker et al., 1997; Taylor et al., 2003; Wittig et al., 2005)
y al patosistema en su conjunto (Maxwell y Stanosz, 1994 y 1995).
Las Ih registradas en el último muestreo de cada año fueron consideradas la
máxima expresión de los síntomas foliares pues más allá de esas fechas
comienza la defoliación. Por otra parte, hacia el final de la temporada, se
manifiestan intensos ataques de Roya que interfieren en la evaluación. En la
figura 32 se presenta la comparación de las Ih finales entre los clones, en
ambas temporadas estudiadas.
Como se puede observar, en ´I 488` y en ´I 214` se registraron los mayores
valores de Ih al final de ambas temporadas. Estos datos concuerdan con otras
evaluaciones realizadas en Argentina, en décadas pasadas (Fernandez Valiela,
1951; Fischetti et al., 1965; Bakarcic, 1978) y en los últimos años (Anselmi et
al., 2006; Lucero et al., 2011a) donde estos clones siempre han resultado
susceptibles mientras que ´Conti 12` fue identificado como tolerante. ´Ballestra`
fue catalogado dentro del “grupo menos susceptible” e ´I 214` como el “más
susceptible de la colección” en una reciente investigación realizada en
Mendoza (Lucero et al., 2011a y 2011b).
Resultados y Discusión
57
Fig. 32. Intensidad máxima de la Cancrosis del álamo en hojas. (A) 2002/2003, (B) 2003/04. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).
Este análisis confirmó la opinión de los informantes calificados y de las
observaciones preliminares: ´Conti 12` y ´Ballestra` se comportan como
tolerantes mientras que, ´I 214` e ´I 488` como susceptibles.
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
15
30
45
60
Inte
nsi
dad d
e l
a e
nf.
en h
oja
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
15
30
45
60
Inte
nsi
dad d
e la
enf.
en h
oja
a
c
b
c
a a
b b
A
B
Resultados y Discusión
58
3.1.2. Intensidad de la enfermedad en tallos (It).
It en álamos adultos. Se ha reportado una amplia variabilidad entre
híbridos y clones del género Populus en relación con la susceptibilidad al
patógeno en tallo y la consecuente formación de cancros (Fischetti et al., 1965;
Fernandez Valiela, 1978; Cellerino, 1999; Stanosz et al., 2002; Weiland et al,
2003; LeBoldus et al., 2009a; Feau et al., 2010).
Como resultado de este estudio, en la figura 33 se representan las intensidades
de la enfermedad en los fustes de los distintos clones y la comparación entre
ellos.
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
15
30
45
60
75
Inte
nsi
dad d
e l
a e
nf.
en t
allo
Fig. 33. Intensidad de Cancrosis del álamo en tallos adultos en 2003/04. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,01). Tal como se registró en hoja, la evaluación en tallo determinó que ´Conti 12` y
´Ballestra` se comportaron como tolerantes a la enfermedad, mientras que ´I
214` e ´I 488` fueron los más afectados (64 % y 56 % respectivamente). Estos
valores son incompatibles con producciones económicamente rentables, sin
embargo, estos clones están muy difundidos en plantaciones destinadas a la
explotación de madera en el VIRN (Fig. 34).
b
a
a
b
Resultados y Discusión
59
Estos niveles de incidencia condicen con los comunicados por investigaciones
internacionales y nacionales. Tanto en Canadá como en USA, se analizaron los
comportamientos de un gran número de híbridos provenientes de cruzamientos
entre especies del género Populus autóctonas y exóticas, frente a este
patógeno. Dichos estudios reportaron valores de incidencia que oscilaban entre
el 30 % y el 100 % (Ostry y McNabb, 1985; Spielman et al., 1986; Ostry et al.,
1989; Strobl y Fraser, 1989; LeBoldus et al., 2009b; LeBoldus et al., 2010).
En Argentina, tanto las investigaciones más antiguas (Fernández Valiela, 1951;
Fischetti et al., 1965; Bakarcic, 1978) como las más recientes (Pozzo Ardizzi y
López, 2006; Riu et al., 2011a), señalan índices muy elevados de la
enfermedad en diferentes clones (60 % a 90 %). La difusión de genotipos
susceptibles fue el resultado de programas de mejoramiento con objetivos
productivos. En la búsqueda de genotipos con altos niveles de rendimiento,
aptos para rotaciones más cortas, altas densidades de plantación y prácticas
culturales intensivas, se generó frecuentemente susceptibilidad a agentes
patógenos como S. musiva (Ostry y McNabb, 1985; Ostry y Berguson, 1993;
Maxwell y Stanosz 1994 y 1995; Maxwell et al., 1997).
Fig. 34. Cancrosis del Álamo en el híbrido ¨I 488` en el campo experimental de la Dirección Provincial de Bosques (VIRN). (Foto del autor).
Resultados y Discusión
60
It en estacas inoculadas. En la tabla VI se presentan los resultados
obtenidos en la inoculación artificial de estacas con S. musiva. Se detectaron
diferencias significativas entre las It de los clones estudiados. El TCMD ubicó a
los clones en el mismo orden de susceptibilidad que la evaluación hecha en el
campo con ejemplares adultos (Fig. 33 y Tabla VI).
Tabla VI: Intensidad de la enfermedad registrada en estacas inoculadas con S. musiva y en tallos adultos.
Clon It en estacas inoculadas (%)
Longitud del cancro (mm)
It en tallos adultos (%)
´Conti 12` 23 b 12 b 18 b
´Ballestra` 0 c 0 c 9 b
´I 214` 73 a 32 a 64 a
´I 488` 65 a 27 a 56 a
Dentro de cada columna, los tratamientos con letras distintas difieren significativamente según el TCMD (P< 0,01).
En las estacas de ´Ballestra` inoculadas, lo mismo que en los blancos, no se
produjo ninguna lesión, lo que indica que el patógeno no pudo colonizar los
tejidos corticales, al menos en forma perceptible durante el tiempo que duró el
experimento. También se observa que las intensidades de la enfermedad en ´I
214` e ´I 488` fueron marcadamente superiores la registrada en ´Conti 12`.
Estos datos se corresponden con los resultados registrados para tallos adultos.
Validación de la It en álamos adultos. Weiland et al. (2003)
encontraron que la correlación entre estacas inoculadas y ejemplares adultos
fue válida para los genotipos que se hallaban en los extremos de la escala de
susceptibilidad. Es el caso de los materiales estudiados en este trabajo y el
cálculo de la correlación arrojó un valor de r = 0,72 (p < 0,01). De acuerdo a
estas consideraciones se asumió que las It registradas en tallos adultos
guardan correspondencia con el ataque de S. musiva.
Resultados y Discusión
61
Con respecto a la severidad de las lesiones, la longitud de los cancros
formados en ´I 214` y en ´I 488` fue significativamente mayor a la registrada en
´Conti 12` (Tabla VI y Fig. 35).
Fig. 35. Lesiones en estacas de los clones seleccionados 145 días después de la inoculación artificial con S. musiva. (Fotos del autor).
En el trabajo de Weiland et al. (2003), el largo de los cancros fue de 5 a 22 mm,
en los clones tolerantes, de 20 a 24 mm en los intermedios y de 20 a 53 mm en
los muy susceptibles. Según esta escala ´Ballestra` y ´Conti 12` se pueden
considerar tolerantes e ´I 214` e ´I 488` muy susceptibles.
La información sobre la colonización de los tejidos caulinares por S. musiva y
la respuesta histológica de los hospedantes es limitada y contradictoria.
Algunos investigadores han encontrado que la colonización estaba limitada a la
peridermis, la corteza y el floema primario (Zalasky, 1978; Sievanesan, 1990), y
otros han reportado que la misma alcanzaba al xilema (Krupinsky, 1989;
Stanosz et al., 2002; Weiland y Stanosz, 2007).
Si bien en el presente trabajo no se realizaron estudios anatomopatológicos de
las lesiones, se pudieron establecer algunos aspectos comunes con otros
estudios de este carácter, realizados en patosistemas similares (Biggs et al.,
1983 y 1984; Biggs y Alm, 1992; Bucciarelli et al., 1999; Weiland y Stanosz,
2007; LeBoldus et al., 2009a; LeBoldus et al., 2010).
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Resultados y Discusión
62
La figura 36 corresponde a tejidos del clon ´Ballestra`, debajo del punto de
inoculación luego de separada la PN. Se observó una corteza sana conformada
por un parénquima aun clorofílico debajo de una joven peridermis, y por una
zona floemática más clara. El cilindro central mostró un xilema claro y
funcional. Esto indicaría que el patógeno no se pudo instalar o al menos, no
pudo generar algún síntoma visible.
Fig. 36. Tejidos de una estaca del clon ¨Ballestra¨ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos. (Foto del autor). Estos resultados coinciden con los obtenidos por Weiland y Stanosz (2007) al
inocular artificialmente un clon resistente a la Cancrosis del Álamo. Las mismas
respuestas fueron comunicadas en otros patosistemas similares (Bucciarelli et
al., 1999; Biggs y Alm, 1992; Biggs et al., 1983; Bostock y Middleton, 1987;
Robinson y Morrison, 2001). Varios de estos trabajos han postulado que la
restauración del felógeno, o sea, la formación de la PN no es una respuesta
específica (Biggs at al., 1984; Bucciarelli et al., 1999).
En la figura 37 se reproducen las posibles respuestas en lesiones caulinares
(Biggs, 1992). En la más superficial (a), la PN se forma inmediatamente debajo
de la lesión, preservando la integridad de los tejidos más profundos. La
c.c.h.f.
p.c
Resultados y Discusión
63
reacción del clon ´Ballestra` (Fig. 36) podría explicarse por este mismo
esquema, también aplicado por Weiland y Stanosz (2007).
Fig. 37. Modelo anatómico para los mecanismos de defensa inespecíficos: (a) penetración de la corteza, (b) penetración del cambium vascular y (c) penetración de albura. Tomado de Biggs (1992), modificado de Mullick (1977).
La respuesta (b) del esquema anterior corresponde a una reacción del
hospedante más lenta o más alejada del punto de infección de modo que, la
formación de la PN no impide un cierto avance del patógeno sobre los tejidos
funcionales del tallo. En el clon ´Conti 12` (Fig. 38) los tejidos afectados se
extendieron sólo en profundidad en coincidencia con esta parte del modelo. La
corteza en la periferia de la lesión se observó sana, con características
similares a las descriptas en ´Ballestra`.
Capa suberizada impermeable Capa suberizada impermeable Capa suberizada impermeable
PN Peridermis Necrofiláctica
PE Peridermis Exofiláctica
CV (r) Posición del cambium vascular al momento de formarse la PN
CV (i) Posición del cambium vascular al momento de la injuria
Leño formado después de la injuria
Leño existente al momento de la injuria
Zona fenólica: cambium transformado
Zona de CV recientemente restaurado
Zona de xilema no conductiva
Leño no conductivo
PN PN PN
PE
CV (r) CV (i)
C O R T E Z A
L E Ñ O
Resultados y Discusión
64
Fig. 38. Tejidos de una estaca del clon ¨Conti 12¨ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos. (Foto del autor). Un resultado semejante fue encontrado por Bucciarelli et al. (1999) cuando
inocularon dos clones de P. tremuloides (uno resistente y uno susceptible) con
Entoleuca mammata. Este tipo de respuesta permite cierto avance del micelio.
En las lesiones ocasionadas por la inoculación en ´I 214` e ´I 488` (Fig. 39 y 40)
se desarrollaron importantes zonas necrosadas que se expandieron en todas
las direcciones a partir del punto de inoculación indicando la ausencia de
barreras para el patógeno. Se alternaron zonas de tejido necrosado con zonas
de tejido sano. Varios autores (Kaufert, 1937; Biggs et al, 1982; Bucciarelli,
1999; Weiland y Stanosz, 2007) asociaron resultados semejantes con la
presencia de múltiples PN. Cuando la barrera conformada por una PN es
vencida, nuevas PN se van formando en profundidad (Biggs et al., 1983).
Algunos autores consideran que la formación de múltiples PN son evidencias
de sucesivos fracasos del hospedante por detener el avance del patógeno y su
presencia puede ser usada como indicadora de susceptibilidad (Weiland y
Stanosz, 2007).
c.c.h.f.
p.c.
Resultados y Discusión
65
Fig. 39. Tejidos de una estaca del clon ¨I 214¨ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos. (Foto del autor).
Fig. 40. Tejidos de una estaca del clon `I 488´ en el punto de inoculación con S. musiva. (c.c.) cilindro central; (p.c.) parénquima cortical; (h.f.) haces floemáticos. (Foto del autor). Este patrón secuencial de las PN ha sido asociado por otros autores ya citados,
con la degradación celular y la necrosis de los tejidos.
Resumiendo, los genotipos resistentes y susceptibles utilizados en este
estudio, inoculados con S. musiva, se diferenciaron por la localización de la
c.c. h.f. p.c.
c.c.h.f.
p.c.
Resultados y Discusión
66
zona de respuesta en relación al margen de la herida y por la magnitud de las
zonas necrosadas. En ´Ballestra`, la PN se formó inmediatamente debajo de la
herida y en ´Conti 12`, se formó algo más profundamente. En ambos casos no
se percibió el avance del patógeno más allá de las PN. En ´I 214` e ´I 488`, se
formaron al menos dos PN, una debajo de la PE y otra rodeando el xilema.
Siguiendo la interpretación de Weiland y Stanosz (2007) en un patosistema
equivalente, se puede inferir que, en estos clones, el patógeno venció la primer
PN y colonizó centrípetamente el tallo hasta la formación de la segunda PN
logrando expandirse longitudinalmente.
3.1.3. Relación entre la intensidad de la enfermedad en hojas y en tallos de álamos adultos. Bajo condiciones naturales, S. musiva no puede degradar
enzimáticamente o atravesar físicamente los tejidos de protección del género
Populus (Dickman et al., 1989). Tanto en las hojas como en los tallos, el
inóculo ingresa mayoritariamente por aberturas naturales como son los
estomas y las lenticelas o las heridas producidas por la abscisión de las hojas.
Pese a las diferencias morfológicas y funcionales entre ambos órganos, en la
figura 41 se muestra una relación positiva entre la Ih (Tabla V) y la It (Fig. 33).
El coeficiente de Correlación de Pearson obtuvo un valor de r = 0,835, lo que
demuestra la fortaleza de la relación.
Es así como, los clones con menor incidencia en las hojas, también mostraron
menor daño en los tallos. Este valor del r es considerado elevado por provenir
de datos registrados bajo condiciones productivas donde los factores
ambientales generan muchas interferencias en las respuestas. Al respecto, hay
que considerar que las lesiones foliares son el resultado de la interacción
hospedante-patógeno-ambiente de una temporada de crecimiento, mientras
que los cancros acumulan los efectos ambientales de varios años. Sivanesan
(1990) y Sinclair y Lyon (2005) comunicaron que los genotipos que
desarrollaban más cancros eran los que mostraban un alto índice de la
enfermedad en hojas.
Resultados y Discusión
67
20 25 30 35 40 45 50 55
Intensidad de la enf. en hojas (%)
0
11
23
34
45
56
68
79
90
Inte
nsi
dad d
e l
a e
nf.
en t
allo
s (%
)
Fig. 41. Relación entre la Ih y la It en los clones estudiados durante la temporada 2003/04.
Otros autores obtuvieron resultados discrepantes pero no fueron considerados
por tratarse de sistemas in vitro (Ostry et al., 1988; Maxwell et al., 1995;
Maxwell et al, 1997).
3.2. Desarrollo de Septoria musiva sobre clones susceptibles y tolerantes. Muchas investigaciones relacionadas con esta enfermedad, han estado
dirigidas al estudio de los picnidios generados a partir de aislamientos de las
lesiones foliares o caulinares, durante la temporada de crecimiento del
hospedante (Bier, 1939; Fischetti et al., 1965; Ostry, 1987; Spielman et al.,
1986; Gyenis et al., 2003; Feau et al., 2005; Callan et al. 2007; LeBoldus et al.,
2010). Otras investigaciones han aportado conocimientos básicos a cerca de
papel de los ascomas en la epidemiología de la enfermedad (Sarasola, 1975;
Luley y McNabb, 1989 y 1991; Sinclair y Lyon, 2005). En este trabajo se han
abarcado ambas etapas del desarrollo del patógeno considerándolo un proceso
integral en el patosistema.
Resultados y Discusión
68
El ciclo de esta enfermedad es similar al de otras ocasionadas por
ascomicetes, cuya fuente de inóculo primario es la hojarasca que perduran
sobre el suelo en la etapa otoño-invernal, donde se desarrollan los ascomas
pseudoteciales.
3.2.1. Estudio ontogénico de ascomas pseudoteciales según la escala Szkolnik (1969), modificada. Este patógeno forma ascomas constituidos por
un estroma prosenquimático o pseudoparenquimático, dentro del cual se forma
un lóculo y allí originan los ascos (Alexopoulus y Mims, 1996).
Se mantuvo como estroma subcuticular hasta el mes de mayo, en la hojarasca
de ambos clones (´Conti 12` e ´I 214`) y años estudiados.
En el ciclo 2003 (Fig. 42), comenzaron a aparecer los primeros ascomas
(estadío 2) en el mes de junio, desarrollándose muy lentamente hasta alcanzar
el estadío 4 a mediados de agosto. Sin embargo, en la segunda quincena de
ese mes, se observó una pronunciada evolución de los ascomas que se
estaban formando en ´I 214`, alcanzando, en promedio, el estadío 6 a fines de
agosto (ascos con ascosporas inmaduras). En esa fecha se incrementó
considerablemente el desvío estándar porque ese promedio estaba compuesto
por un 40% de ascomas en estadío 7 y 8 y un 60 % de estadíos inmaduros. En
consecuencia, desde de la hojarasca de ´I 214` ya se estaban liberando
ascosporas. La evolución en ´Conti 12` fue más lenta y se mantuvo en estadío
4 hasta principios de septiembre para alcanzar el estadío 6 (promedio) recién
en la segunda quincena. El desvío estándar fue menor que en ´I 214` (24% de
ascomas en estadío 7 y 76 % en estadíos entre el 4 y el 6). En ese muestreo
no se observó ninguno en estadío 8 (liberación de ascosporas) los que
aparecieron a mediados de octubre.
En el ciclo 2004 (Fig. 43) se mantuvo el mismo patrón de desarrollo pero los
primeros ascomas en estadío 8 aparecieron a fines de agosto en ´I 214` (como
en el ciclo 2003) y recién a fines de octubre en ´Conti 12`, un mes más tarde
que en el 2003.
Resultados y Discusión
69
Fig. 42. Ontogenia de los ascomas desarrollados en la hojarasca de ´I 214` y ´Conti 12` durante el período otoño-inverno-primaveral del 2003.
Fig. 43. Ontogenia de los ascomas desarrollados en la hojarasca de ´I 214` y ´Conti 12` durante el período otoño-inverno-primaveral del 2004.
La ontogenia de los ascomas podría describirse en dos etapas como lo hicieron
James y Sutton (1982b) para V. inaequalis. La primera, desde la formación del
Resultados y Discusión
70
estroma, hasta el estadío 4 (diferenciación de los ascos) y la segunda, desde el
estadío 5 al 9 (desarrollo y maduración de los ascos, y dispersión de las
ascosporas). En este estudio, la primera abarcó un amplio período estromático
que fue mayor en ´Conti 12` que ´I 214` generando un retraso en la segunda
etapa (Fig. 42 y 43). La consecuencia epidemiológica de estas diferencias
consiste en una demora en la liberación de las ascosporas desde la hojarasca
de este clon.
Si bien existen factores ambientales que influyen en estos procesos (James y
Sutton, 1982a; Tomerlin y Jones, 1983; O´Leary y Sutton, 1986) las hojarascas
de ´I 214` y de ´Conti 12` estuvieron sometidas a las mismas fluctuaciones
climáticas y ambientales. Diferencias semejantes fueron registradas por Moller
(1980) trabajando con V. inaequalis en 6 diferentes cultivares de manzana.
Los datos indican que ha existido una marcada divergencia en el desarrollo de
los ascomas en un clon susceptible y en uno tolerante. Se puede inferir que en
plantaciones puras, con un solo clon de Populus, la liberación de ascosporas
se adelantaría en los montes susceptibles respecto de los tolerantes.
En la temporada 2004, además de registrar el desarrollo ontogénico del
patógeno, se midieron los diámetros de los ascomas en cada estadío. Estas
dimensiones fueron semejantes en ambos clones, hasta el estadío 3 (aparición
del lumen con contenido indiferenciado). Luego, los desarrollados en la
hojarasca de ´I 214`, incrementaron su tamaño de forma más pronunciada que
los de ´Conti 12` (Fig. 44), hasta la madurez. Las dimensiones registradas en el
estadío 8 (118 µm en ´I 214` y 96 µm en ´Conti 12`) resultaron
estadísticamente diferentes (P< 0,001), con la consecuente diferencia en la
cantidad de ascos/ascosporas producidas. Gadoury y MacHardy (1986) en V.
inaequalis, registraron variaciones en el número de ascos formados dentro de
los ascomas pseudoteciales según su tamaño, oscilando entre 47 ascos en los
más pequeños y 102 en los más grandes.
Resultados y Discusión
71
El tamaño del ascoma no resultó directamente proporcional a la madurez. En
´Conti 12`, los diámetros fueron semejantes entre el estadío 3 y 5, y la
diferencia entre los estadíos 6 y 8 sólo fue de 5 µm. En ´I 214`, el incremento
fue más uniforme (Fig. 44). En ambos clones el diámetro del pseudotecio
aumentó entre los estadíos 2 (formación del estroma macizo) y 3 (aparición del
lumen con contenido indiferenciado) de 53 a 72 µm en ´I 214` y de 53 a 78,5
µm en ´Conti 12` (Fig. 45).
Los ascomas pseudoteciales en ´I 214` continuaron aumentando gradualmente
su volumen. En ´Conti 12`, se mantuvieron sin variantes hasta que se registró
un incremento significativo entre los estadíos 5 (ascos rudimentarios inmersos
en un pseudoparénquima claro y translúcido) y 6 (ascos mayores) alcanzando
los 88 µm (Fig. 46 y 47). El diámetro de los ascomas en ´I 214` alcanzó los 93
µm en el estadío 5, dejando un lumen considerable sobre los ascos incipientes
(Fig. 46) que aumentaron su tamaño en el estadío 6 dentro de un ascoma de
104 µm (Fig. 47). El volumen de los ascomas en ´Conti 12` se mantuvo menor
que en ´I 214` hasta el final del desarrollo.
Fig. 44. Evolución del tamaño de los ascomas en la hojarasca de dos híbridos del gro. Populus durante el período otoño-inverno-primaveral del año 2004.
Resultados y Discusión
72
Fig. 45. Aspecto de los acomas en ´I 214` y ´Conti 12` en el estadío 3 de desarrollo. Las barras representan 10 µm. (Fotos del autor).
Fig. 46. Aspecto de los ascomas en ´I 214` y ´Conti 12` en el estadío 5 de desarrollo. Las barras representan 10 µm en cada caso. (Fotos del autor).
Fig. 47. Aspecto de los ascomas en ´I 214` y ´Conti 12` en los estadío 6 de desarrollo. Las barras representan 10 µm. (Fotos del autor).
Conti 12 I 214
I 214. Conti 12.
´Conti 12` ´I 214`
Resultados y Discusión
73
En el estadío 7 (ascosporas septadas maduras) se realizaron las
comparaciones morfométricas de las estructuras (Fig. 48 A, B).
Fig. 48. Aspecto de los ascomas en el estadío 7 de desarrollo en (A) Conti 12 y (B) I 214. Las barras representan 10 µm. (Fotos del autor).
Los análisis estadísticos determinaron que el diámetro de los ascomas y el
espesor de las paredes en ambos clones difirieron significativamente (P <
0.001) (Tabla VII). Todas las dimensiones fueron mayores en el clon
susceptible.
B
A
Resultados y Discusión
74
Tabla VII: Características morfométricas de los ascomas (µm) en los clones estudiados.
Clon Diámetro del ascoma
Espesor de la pared
Dimensiones de los ascos
Dimensiones de las ascosporas
´Conti 12` 93,75
(6,43)
12,25
(2,07)
60,25 x 10,50
(2,27) (1,08)
16 x 3,50
(1,08) (0,64)
´I 214` 113,12
(10,67)
15,75
(2,32)
63,75 x 12,22
(2,73) (1,23)
17,50 x 3,50
(1,09) (0,34)
Los valores ubicados entre paréntesis corresponden a los desvíos estándar.
En la figura 49 se muestran las coincidencias entre las características
observadas en el material muestreado y la descripción de Sivanesan (1990)
para S.musiva.
Fig. 49. Ascomas de S. musiva provenientes de la hojarasca de (A) ´I 214`, y (B) y (C) de ´Conti 12`. Las barras representan 10 µm. (Fotos del autor).
Ascomas solitarios o agregados, levemente
errumpentes, marrón oscuro, globosos y
ostiolados. Pared compuesta de 3 o 4 capas
de células pseudoparenquimáticas de aspecto
angular. Ascos fasciculados, cilíndrico-
clavados, cortamente pedicelados, bitu-
nicados con 8 ascosporas septadas en el
centro, con una leve constricción, no
pigmentadas, rectas o levemente curvadas
(Sivanesan, 1990).
Ascomas agregados Ascoma solitarioA B
Ascoma maduroC
Resultados y Discusión
75
En la tabla VIII se presentan los valores registrados para las estructuras de S.
musiva en VIRN, los que coinciden con la identificación realizada por otros
autores (Niyo et al., 1986; Luley at al., 1987; Sivanesan (1990).
Tabla VIII. Dimensiones de los ascomas de S. musiva registrados en este trabajo y los datos aportados por la bibliografía. Origen de los datos
Ascoma (µm)
Pared (µm)
Ascos (µm)
Ascosporas (µm)
Datos propios
94 – 113 12 – 16 60 – 64 x 11 – 12 16 -18 x 4
Sivanesan (1990)
>110 3 o 4 capas de pseudoparénquima
54 – 70 x 13 - 16 16 – 28 x 4 - 6
Niyo et al. (1986)
60 - 100 Gruesa 42 – 62 x 10 - 16 13 – 24 x 3 - 6
Luley et al. (1986)
115 - 135 13 - 15 60 12 – 25 x 2 – 6
Los rangos presentados en este trabajo corresponden al promedio en los dos clones analizados.
3.3.2. Picnidios en hoja. En la figura 50 se observa un picnidio desarrollado en
el mesófilo de ´I 214` y en la Tabla IX se muestran los valores promedio de las
estructuras. El Test de Student determinó que el diámetro de los picnidios difirió
estadísticamente en ambos clones, siendo mayores y más expandidos en ´I
214` (P < 0,01). Las paredes fueron muy delgadas en ambos casos, formadas
por pseudoparénquima, de una o dos células de espesor. Los conidios
desarrollados en ´I 214`, fueron más largos (P < 0,01) y con un número mayor
de septos (P = 0,02) que en ´Conti 12`. Sarasola (1975) también encontró
diferencias en las dimensiones de estas estructuras cuando provenían de
distintas especies o híbridos del género Populus en el Delta del Paraná.
Las dimensiones registradas coinciden con las de otros autores (Sivanesan,
1990; Sarasola, 1975; Sinclair y Lyon, 2005).
Resultados y Discusión
76
Fig. 50. Aspecto de un picnidio maduro inmerso en el mesófilo de ´ 214`. La barra representa 10 µm. (Foto del autor). Tabla IX: Características morfométricas de los picnidios (µm) en ´Conti 12` e ´I 214`.
Clon Diámetro del
picnidio Espesor de la
pared Dimensiones de
los conidios N° de tabiques en
los conidios
Conti 12 120,73
(8,41)
2,05
(0,17)
35,25 x 3,50
(5,27) (0,08)
2,72
(0,4)
I 214 145,21
(6,77)
2,25
(0,23)
49,75 x 4,22
(6,63) (0,20)
3,97
(1,01)
Los valores ubicados entre paréntesis corresponden a los desvíos estándar de los promedios.
3.3.3. Picnidios en medios de cultivo. Se obtuvieron 24 aislamientos a partir
de tejidos foliares enfermos, que se denominados Sm1…Sm24. Luego de 15
días, las colonias desarrolladas eran de color gris, con borde blanco y con un
exudado color rosado, de aspecto mucoso en las zonas más viejas de las
colonias (Fig. 51). Este resultado estuvo en concordancia con lo publicado por
varios autores (Sarasola, 1975; Spielman et al., 1986; Sivanesan, 1990).
Resultados y Discusión
77
El crecimiento de las colonias fue lento y sus diámetros oscilaron entre los 14 y
32 mm en 15 días.
Fig. 51. Aspecto de una colonia desarrollada sobre agar V-8 perteneciente al aislamiento Sm11 luego de 15 días de cultivo. La barra representa 5 mm. (Foto del autor). Se dejaron envejecer los cultivos, y al cabo de otros 15 días, se detectó la
formación de estructuras globosas y oscuras, casi negras, inmersas en el agar,
en toda la colonia. Se disponían en forma muy densa y compacta en la parte
central, y en agregados visibles a ojo desnudo en los bordes de la colonia (Fig.
52 A). El material fue disgregado por presión entre porta y cubre objeto para
detectar los picnidios individuales y los conidios (Fig. 52 B y 53).
La observación con mayor aumento mostró las típicas esporas levemente
curvadas y con varios tabiques (Fig. 54).
Resultados y Discusión
78
Fig. 52. A. Detalle del borde de una colonia en agar V-8 donde se observan los conglomerados de picnidios (La barra representa 5 mm). B. Detalle de un grupo de picnidios desagregados, a 30 días de la siembra (La barra representa 100 µm). (Fotos del autor).
Fig. 53. Detalle de la masa conídica liberada desde los picnidios formados en medio de cultivo V-8 a 30 días de la siembra (La barra representa 50 µm). (Foto del autor).
BA
Resultados y Discusión
79
Fig. 54. Detalle de las picnidiosporas formadas en agar V-8 (La barra representa 10 µm). (Foto del autor).
El análisis comparativo entre las estructuras formadas en medio de cultivo y las
formadas en el mesófilo, se arrojaron algunas diferencias (Tabla X).
Tabla X: Características morfométricas de los picnidios (µm) desarrollados agar V-8 y en los mesófilos. Parámetro Picnidios en agar V-8 Picnidios en los mesófilos (*)
Diámetro promedio del picnidios
164 121 – 145
Dimensiones de los conidios
58 x 4
35 – 50 x 4 – 4
N° de tabiques en los conidios
3,28
2,72 – 3,07
(*) Estos valores figuran en la tabla IX.
Los picnidios formados en agar V-8 adoptaron formas esféricas no pudiendo
distinguirse fácilmente el ostiolo y desarrollaron un diámetro significativamente
mayor que los formados en los mesófilos (P < 0,01). Cuando se forman en las
hojas, los picnidios son globosos y deprimidos longitudinalmente, con el ostiolo
Resultados y Discusión
80
errumpente (Fig. 13 y 50). El crecimiento en medios de cultivo, sin la presión de
los tejidos, daría como resultado estructuras globosas, más expandidas.
También se observaron diferencias en el largo de los conidios: los formados en
agar V-8 resultaron significativamente más largos que los formados en las
hojas (P < 0,01) (Tabla X). El número de tabiques no difirió estadísticamente de
los formados en los tejidos (P = 0,443) y se ubica en los rangos provenientes
de experimentos in vitro comunicados por otros autores (Callan et al., 2007)
3.3. Análisis de las características anatómicas de las hojas y de los tallos.
Para asociar las características anatómicas de un genotipo con el
comportamiento “tolerante” o “susceptible” de acuerdo con la hipótesis
planteada en este estudio, es importante conocer la posible existencia de
estructuras histológicas naturales que puedan facilitar u obstaculizar el proceso
de infección.
Por ello se estudiaron con detalle algunos aspectos anatómicos de las hojas y
tallos en clones tolerantes y susceptibles.
3.3.1. Estructura de la hoja. En el género Populus la hoja presenta una amplia
diversidad de aspectos (Fig. 10) aunque los discriptores de los clones
seleccionados, indican que las diferencias son moderadas (FAO, 1980;
Arreghini, 2000).
3.3.1.1. Aspectos morfológicos.
Forma de la lámina. Los materiales seleccionados para este estudio
(diferentes clones del mismo híbrido Populus xcanadensis), poseen formas
similares. Cuando son jóvenes tienen contorno ovado-acorazonado,
escasamente acuminado y cuando llegan a adultas, adoptan una forma
triangular, similar a la letra griega delta (∆). Poseen el ápice en mayor o menor
grado acuminado, con márgenes dentado-aserrados, lámina glabra, de color
Resultados y Discusión
81
verde en ambas caras, aunque tienen el envés algo más pálido. El pecíolo es
generalmente aplanado, levemente triangular, de aproximadamente 10 cm de
longitud (Fig. 55).
Fig. 55. Aspecto de las láminas foliares de los clones estudiados en el presente trabajo (La barra representa 1 cm). (Fotos del autor). .
Área foliar. En la figura 56 se representan las áreas foliares de los
diferentes clones. Las hojas de mayor tamaño correspondieron al clon ´I 488`
pero sólo difirió estadísticamente de ´Conti 12` en el que se registró la menor
área foliar. Las dimensiones en ´Ballestra` e ´I 214` fueron semejantes entre sí
registrando valores intermedios entre los otros dos clones. Estos datos
indicarían que el área foliar no estaría estrechamente relacionada con el
comportamiento de los clones frente a la enfermedad, al menos en los rangos
estudiados.
Ballestra Conti 12
I 214 I 488
Resultados y Discusión
82
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
15
30
45
60
Áre
a fo
liar
Fig. 56. Área foliar promedio de los clones estudiados. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,01).
3.3.1.2. Aspectos anatómicos. Ferris et al. (2001) corroboraron que las
diferencias en las formas y los tamaños de las hojas en P. deltoides y P.
trichocarpa se reflejaban en la anatomía foliar. Por tal motivo, resultó necesario
analizar la histología de estos órganos para relacionarla con el nivel de
susceptibilidad de los clones.
Espesor de la hoja y de sus estratos celulares. En la figura 57 se
representan y comparan los registros del espesor total de hojas adultas (LPI
10.0) en cada uno de los clones estudiados. Los clones tolerantes (´Ballestra` y
´Conti 12`) difirieron entre sí pero ambos fueron estadísticamente mayores que
los susceptibles (´I 214` e ´I 488`).
El espesor foliar en ´Ballestra` y ´Conti 12` estuvo en el rango del registrado por
Schumaker et al. (1997) en otros genotipos como P. trichocarpa y P.
trichocarpa x P. deltoides. Los valores registrados en ´I 214` y en ´I 488` fueron
semejantes a los de Isebrands y Larson (1973) en P. deltoides y a los de Taylor
et al. (2003) en un clon no especificado de P. xcanadensis.
a
b
ab ab
Resultados y Discusión
83
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
40
80
120
160
200
240
280
320
Esp
eso
r d
e la h
oja
(µm
)
Fig. 57. Comparaciones del espesor total de las hojas en los clones estudiados. Las barras con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,05).
En todos los casos las hojas presentaron una epidermis adaxial, dos capas de
parénquima en empalizada, una capa central de células parenquimáticas
asociada con el tejido vascular, tres capas de parénquima esponjoso, y una
epidermis abaxial. Esta estructura básica de las hojas coincide con las
descripciones realizadas por otros autores en estos y en otros genotipos del
género, aun bajo diferentes condiciones ambientales (Isebrands y Larson,
1973; Esau, 1985; Gardner et al., 1995; Aasamaa et al., 2005). En la tabla XI
figuran los espesores de cada estrato celular registrados en este trabajo.
Tabla XI. Espesor de los estratos celulares del mesófilo (µm) en los distintos clones estudiados.
Dentro de cada columna, las filas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01).
Cultivar Estratos celulares de las hojas
Epidermis adaxial
Parénquima empalizada
Parénquima lagunoso
Epidermis abaxial
Conti 12 22,4 b 98 a 104,2 b 16,4 a
Ballestra 29,6 a 100,3 a 134,8 a 19,3 a
I 214 12,8 c 69,6 b 84,2 c 10,1 b
I 488 15,2 c 75,8 b 90,9 c 12,5 b
b
a
cc
Resultados y Discusión
84
Los ANOVA correspondientes señalaron diferencias significativas. Si bien la
epidermis adaxial de ´Ballestra` mostró un mayor espesor que la de ´Conti 12`,
ambas fueron estadísticamente mayores que las de ´I 214` e ´I 488` que no
difirieron entre sí. En los dos primeros clones, las epidermis adaxiales
exhibieron un mayor espesor que las respectivas abaxiales, mientras que en ´I
214` e ´I 488` ambas epidermis presentaron espesores semejantes (P < 0,01).
En todos los clones el parénquima esponjoso presentó mayor espesor que el
parénquima en empalizada, en concordancia con la mayoría de los estudios
referidos a la anatomía foliar de Populus (Esau, 1985; Harrington et al., 1997;
Schumaker et al., 1997; Ferris et al., 2001; Taylor et al., 2003). Ambos tejidos
exhibieron un mayor espesor en ´Conti 12` y ´Ballestra` que en ´I 214` e ´I 488`
(Tabla XI).
También existieron diferencias entre los clones en el índice de separación de
las células (ISC) del parénquima en empalizada, en el ancho celular promedio,
el indicador de espacio intercelular (IEI) y la densidad celular (Tabla XII).
Tabla XII. Relaciones celulares en el parénquima de empalizada de los clones estudiados.
Relaciones celulares en el parén-quima en empalizada
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Índice de separación celular (ISC) 8,64 b 10,21 a 7,21 c 7,90 bc
Ancho celular promedio 7,77 b 9,48 a 7,02 b 8,04 b
Indicador del espacio intercelular 0,87 a 0,73 a 0,19 b - 0,14 c
Densidad celular 29 ab 24 b 34 a 31 ab
Dentro de cada fila las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según
TCMD (P<0,01).
´Ballestra` y ´Conti 12` presentaron los mayores valores de IEI (diferencia entre
el índice de separación celular y el ancho de las células). El valor negativo en el
caso de ´I 488` se podría atribuir a la superposición de células en el plano de
observación.
Resultados y Discusión
85
En la figura 58 se muestran cortes transversales de hojas adultas. En ´Conti
12` y ´Ballestra` se observaron parénquimas en empalizada medianamente
laxo, con espacios intercelulares perceptibles y parénquimas esponjosos con
grandes espacios intercelulares. En ´I 214`, el parénquima en empalizada fue
delgado, compacto, con espacios intercelulares poco perceptibles y un
parénquima esponjoso con espacios intercelulares destacados. En ´I 488` el
parénquima en empalizada delgado, fue muy compacto, con espacios
intercelulares imperceptibles y un parénquima esponjoso, con células de forma
regular y espacios intercelulares poco destacados.
En términos generales, el mesófilo en los clones tolerantes fue más laxo que en
los susceptibles.
Caracterización de los estratos epidérmicos. Tanto las ascosporas
como los conidios de S. musiva germinan sobre la epidermis. Las epidermis
foliares de los clones estudiados, están compuestas por tres tipos de células:
las células oclusivas o guardianas que forman los estomas, las células
subsidiarias que los rodean y las células indiferenciadas o pavimentosas. Por
constituir el escenario inicial de la relación hospedante – patógeno, se las
estudió con mayor detalle.
Densidad estomática (DE) y caracterización de los estomas. Los estomas
se forman por la actividad de células meristemáticas llamadas “meristemoides”,
que están dispersas entre las células epidérmicas indiferenciadas (Esau, 1985;
Geisler et al., 2000). En el género Populus se han observado diferencias en el
proceso de formación de los estomas. En P. trichocarpa todos los estomas se
diferencian en los primeros estadíos del desarrollo foliar, agotándose
tempranamente la actividad meristemática. En otros casos, como en P.
deltoides, los meristemoides se van activando en forma gradual y los estomas
se forman durante toda la expansión foliar (Ridge et al., 1986; Ferris et al,
2002).
Resultados y Discusión
86
Fig. 58. Corte transversal de una hoja adulta (PLI 10.0). (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488` (Las barras representan 25 µm). (Fotos del autor).
A B
C D
Resultados y Discusión
87
Estas características cobran relevancia en aquellas enfermedades foliares,
como en la Cancrosis del Álamo, donde el ostíolo constituye la principal vía
para que el patógeno ingrese a los tejidos del hospedante (Sarasola, 1975,
Fernández Valiela, 1978; Sinclair y Lyon, 2005). Conocer el proceso de
formación de los estomas durante la expansión de la lámina es relevante por su
coincidencia con la dispersión del inóculo, en primavera (Szkolnik, 1969; Luley
y McNabb 1989 y 1991; Sinclair y Lyon, 2005).
La DE varía en el género Populus entre las distintas especies, entre los
cultivares, y dentro de un cultivar, entre hojas ubicadas en distintas posiciones
nodales (Isebrands y Larson, 1973; Reich, 1984; Dunlap y Settler, 2001). Por
eso se estandarizó el estado de desarrollo foliar a través del “Índice
Plastochrom” (Larson e Isebrands, 1971).
En la figura 59 se presenta la variación de la DE durante el desarrollo
ontogénico de las hojas, en los clones estudiados. En todos los casos la DE
fue significativamente mayor en la epidermis abaxial que en la adaxial (P <
0,01). Esto es característico en las dicotiledóneas con hojas planófilas (Esau,
1985; García Breijo, 2001) y se ha confirmado en varias investigaciones
anatómicas en el género Populus (Ferris et al., 2002; Pozzo Ardizzi et al.,
2003). También se observó, en ambas epidermis, un incremento de la DE con
el transcurso del tiempo, para luego disminuir hasta estabilizarse cuando la
hoja alcanzó la expansión definitiva (LPI 10.0). Sin embargo, se registraron
diferencias marcadas entre clones, tanto en la magnitud del incremento, como
en la duración del mismo.
Resultados y Discusión
88
Fig. 59. DE en las epidermis adaxial y abaxial durante el desarrollo foliar, LPI 0.0, LPI 1.0, LPI 5.0 y LPI 10.0., en los clones estudiados. DE en la epidermis abaxial. En la figura 60-A se representaron las DE en
hojas LPI 0.0. Si bien los estomas comienzan a formarse en los rudimentos
foliares, la DE en este estado de desarrollo fue considerada como inicial en
este trabajo. Los mayores valores se registraron en ´I 488` e ´I 214`, luego, en
una posición intermedia, se ubicó ´Conti 12` que no difirió estadísticamente de
los otros clones, y por último, ´Ballestra` que fue significativamente menor que
los dos primeros.
En los estadíos de desarrollo siguientes, la mayor DE se registró en ´I 488`
seguido por ´I 214`, de ´Conti 12` y de ´Ballestra` (Fig. 59). Pero, además de
estas diferencias, en ´I 488` y en ´I 214` el incremento se produjo hasta LPI 1.0,
mientras que en ´Conti 12` y ´Ballestra` la DE continuó aumentando hasta LPI
5.0. Esto significa que en los susceptibles, los meristemoides se activaron en
forma simultánea y temprana en el desarrollo epidérmico, mientras que en los
tolerantes, la aparición de los estomas fue más gradual y extendida en el
I 488 I 214Conti 12 Ballestra
Estadíos del desarrollo foliar
Resultados y Discusión
89
tiempo. La posterior disminución de la DE que se registró en todos los
genotipos se debió a la expansión de las células epidérmicas indiferenciadas
(CEI).
La DE en LPI 10.0 fue considerada la DE definitiva pues las hojas llegaron a su
máxima expansión. Nuevamente los mayores valores se registraron en ´I 488`
e ´I 214` y difirieron estadísticamente de los registrados en ´Conti 12` y
´Ballestra` (Fig. 60-B).
Si bien en ´Conti 12` la DE inicial fue mayor que la de ´Ballestra`, durante el
crecimiento de la hoja esa diferencia se fue diluyendo (Fig. 59) hasta alcanzar
la madurez con un número de estomas/mm2 estadísticamente semejante.
Conti 12 Bellestra I 214 I 488
Clones
0
20
40
60
80
100
120
140
DE
ab
axa
il (L
PI 0
.0)
Conti 12 Bellestra I 214 I 488
Clones
0
30
60
90
120
150
180
210
240
DE
ab
axa
il (L
PI 1
0.0
)
Fig. 60. DE en la cara abaxial. (A) en hojas jóvenes (LPI 0.0); (B) en hojas adultas (LPI 10.0). Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01).
DE en la epidermis adaxial. En la figura 61-A se representaron las DE
adaxiales en hojas LPI 0.0. Como en la epidermis abaxial, la mayor DE se
registró en ´I 488` que se diferenció estadísticamente de la de ´I 214` y ambos,
se diferenciaron de las DE de ´Conti 12` y ´Ballestra`.
a ab
b
a Aa a
b b
B
Resultados y Discusión
90
Con respecto al posterior incremento de la DE observado en todos los clones
(Fig. 59), en ´I 488` se registró un máximo de 306 estomas/mm2,
diferenciándose marcadamente del resto de los clones. En ´Conti 12`,
´Ballestra` e ´I 214` el máximo valor alcanzó los 156, 132 y 134 estomas/mm2
respectivamente. Con respecto al estado ontogénico en el que se registró la
mayor DE, en la epidermis adaxial se repitió el mismo comportamiento que en
la abaxial: en ´I 488` y en ´I 214` el incremento de la DE se produjo hasta LPI
1.0, mientras que en ´Conti 12` y ´Ballestra` continuó aumentando hasta LPI
5.0.
Las DE en LPI 10.0 (Fig. 61 B) fueron estadísticamente semejantes en ´I 488`,
´Ballestra` e ´I 214, mientras que en ´Conti 12` fue significativamente mayor.
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
20
40
60
80
DE
ad
axa
il (L
PI 0
.0)
Conti 12 Bellestra I 214 I 488
Clones
0
34
68
102
136
DE
ad
axa
il (L
PI 1
0.0
)
Fig. 61. DE de la epidermis adaxial. A en hojas jóvenes (LPI 0.0) y B en hojas adultas (LPI 10.0). Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01). Tamaño y maduración de los estomas. El tamaño de los estomas depende
del tamaño de las células oclusivas y del grado de madurez de las mismas.
Estudios específicos dedicados al esclarecimiento de la ontogenia estomática
(Nadeau y Sack, 2002; Geisler et al., 2003) han demostrado que cuando los
estomas son inmaduros, las células oclusivas son pequeñas, tienen forma
lenticular y las paredes ventrales están completamente unidas (Fig. 62). Sobre
a
b
cc
a
b ab
b
A B
Resultados y Discusión
91
este sector de las paredes, se produce un depósito de cutina que, cuando
alcanza un valor crítico, se produce la degradación de la laminilla media dando
lugar al ostíolo (Willmer, 1986; Geisler et al., 2000). Este proceso se inicia
generalmente cuando las células oclusivas han alcanzado el 50 % de su
tamaño definitivo. El ostiolo resulta proporcional a la longitud del estoma
(Willmer, 1986).
Fig. 62. Aspecto de un estoma inmaduro desarrollado en la cara abaxial en una hoja de Conti 12 en LPI 0.0 (La barra representa 10 µm). (Foto del autor).
Longitud de los estomas. En la tabla XIII se presentan las longitudes de los
estomas, que fueron incrementándose con el tiempo, en ambas epidermis, en
todos los clones.
Tabla XIII. Longitud promedio de los estomas (µm) en ambas epidermis durante el desarrollo foliar, en los clones estudiados.
Estadios de LPI
Clones (*)
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Abaxial Adaxial Abaxial Adaxial Abaxial Adaxial Abaxial Adaxial
LPI 0.0
17,10 (4,71)
6,26 (1,85)
18,35 (4,92)
7,42 (2,86)
17,26 (2,64)
10,57 (2,93)
18,42 (2,31)
9,83 (2,07)
LPI 1.0
17,39 (5,42)
15,77 (3,75)
16,97 (4,29)
14,92 (3,84)
19,67 (3,53)
18,14 (3,66)
21,87 (2,36)
18,03 (2,84)
LPI 5.0
17,71 (3,41)
19,06 (3,16)
18,02 (3,07)
20,17 (4,62)
23,36 (3,91)
26,17 (3,33)
22,83 (3,10)
25,35 (3,14)
LPI 10.0
24,89 (3,96)
26,60 (3,70)
25,12 (3,29)
27,08 (4,19)
26,66 (3,32)
32,22 (4,57)
24,71 (3,43)
31,51 (7,31)
(*) Los valores entre paréntesis constituyen los desvíos estándares de los parámetros.
Resultados y Discusión
92
Estomas abaxiales. Las diferencias entre los clones estudiados, en hojas LPI
0.0, no fueron significativas (P = 0,21) (Tabla XIII). En las hojas de ´Conti 12` y
´Ballestra` coexistían pocos estomas grandes, bien desarrollados con un
elevado número de estomas incipientes, apenas diferenciados de las células
pavimentosas, cerrados, y no funcionales. Por el contrario, en ´I 488` e ´I 214`,
se registraron más estomas pero, más parejos, con un desarrollo intermedio y
funcionales (Fig. 63).
En ´Conti 12` y ´Ballestra` los estomas se mantuvieron en los valores iniciales
hasta LPI 5.0 mientras que en ´I 488` e ´I 214` aumentaron gradualmente su
longitud. (Tabla XIII y Fig. 64 y 65).
Cuando las hojas llegaron a su máxima expansión (LPI 10.0), los valores
registrados fueron estadísticamente semejantes en todos los clones, oscilando
entre 24,71 y 26,66 µm (P = 0,35) (Tabla XIII, Fig. 66).
Estos registros indican patrones de desarrollo diferentes. En ´I 488` e ´I 214`
los estomas se forman y maduran en las primeras etapas del desarrollo foliar,
mientras que en ´Conti 12` y ´Ballestra`, lo hacen gradualmente, acompañando
la expansión foliar hasta el final del desarrollo de la hoja. En la figura 67 se
presentan las relaciones porcentuales entre los estomas maduros e inmaduros
en la cara abaxial durante el desarrollo de las hojas. ´I 488` e ´I 214` tuvieron
patrones de maduración semejantes entre sí y diferentes de los observados en
´Conti 12` y ´Ballestra`. Mientras en los dos primeros se registraba un 60 % de
estomas funcionales en LPI 0.0, en ´Conti 12` y ´Ballestra` esos porcentajes
eran marcadamente inferiores (32 % y 18% respectivamente) demostrando una
maduración más lenta. En LPI 5.0 se puede observar que, en los clones
susceptibles, la gran mayoría de los estomas ya estaban maduros (entre 95 y
93 %) mientras que, en los tolerantes, ese porcentaje oscilaba entre 72 y 77 %.
Aunque en LPI 10.0, los porcentajes de maduración se equilibraron, las
diferencias en el “riesgo epidemiológico” persiste entre susceptibles y
tolerantes por la diferencia en la DE entre los clones.
Resultados y Discusión
93
Fig. 63. Epidermis abaxiales en hojas LPI 0.0. Círculos blancos: estomas inmaduros. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm). (Fotos del autor).
Fig. 64. Epidermis abaxiales en hojas LPI 1.0. Círculos blancos: estomas inmaduros. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm). (Fotos del autor).
I 488 I 214
Conti 12 Ballestra
Conti 12 Ballestra
I 488 I 214
Resultados y Discusión
94
Fig. 65. Epidermis abaxiales en hojas LPI 5.0. Círculos blancos: estomas inmaduros. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm). (Fotos del autor).
Fig. 66. Epidermis abaxiales en hojas LPI 10.0. Círculos negros: estomas maduros. (Las barras representan 10 µm). (Fotos del autor).
I 488 I 214
Conti 12 Ballestra
I 488 I 214
Ballestra Conti 12
Resultados y Discusión
95
Fig. 67. Variación de la proporción de estomas según el grado de madurez durante el desarrollo foliar en la epidermis abaxial de los cuatro híbridos estudiados. Estomas adaxiales. Los estomas adaxiales fueron más pequeños que los
abaxiales en LPI 0.0 y LPI 1.0 en todos los clones. A partir de LPI 5.0 la
relación se invirtió originando estomas adaxiales mayores en los clones
susceptibles que en los clones tolerantes (P < 0,01) (Tabla XIII).
Diferencias en las DE y en la ontogenia de los estomas abaxiales y adaxiales
han sido registradas en los estudios básicos sobre Arabidopsis (Croxdale,
2000; Nadeau y Sack, 2002; Geisler et al., 2003), en otras especies vegetales
(Willmer, 1986; Salas et al., 2001; Hernández et al., 2000) y en otros genotipos
del género Populus (Reich, 1984; Dunlap y Stettler, 2001; Ferris et al., 2002;
Aasamaa et al., 2005; Abbruzzese et al., 2009). En este trabajo, se ha
establecido que las variaciones estomáticas registradas en los clones, estaban
relacionadas con su comportamiento frente a la Cancrosis, tal como se ha
comprobado en otros patosistemas (Arthaud y Taris, 1979; Conn y Tewari,
1989; Hernandez et al., 2000; Anselmi et al., 2006; Rodriguez et al., 2009).
Resultados y Discusión
96
Caracterización de las células epidérmicas indiferenciadas (CEI). En el
género Populus, son tabulares y presentan formas irregulares, ondeadas. La
cara interna, que está en contacto con el mesófilo, es plana, y la cara externa
es más o menos convexa.
Al no dejar espacios intercelulares entre sí, la densidad celular es uno de los
factores que regulan la expansión celular (Esau, 1985) y es importante pues el
número y tamaño de estas células determina la separación entre los estomas.
Densidad de las células epidérmicas indiferenciadas (DCEI). En la figura 68
se representa la variación de las DCEI durante el desarrollo de las hojas, en los
clones estudiados.
La DCEI fue mayor en la epidermis abaxial que en la adaxial, en todos los
clones estudiados, siendo más pronunciada en los primeros estadíos. En
consecuencia las células adaxiales fueron siempre de mayor tamaño que las
abaxiales.
En la Tabla XIV se presentan los registros de la DCEI y la superficie promedio
de las células, en todos los clones estudiados.
En el estadío LPI 0.0, las mayores DCEI se observaron en ´Ballestra` y ´Conti
12` seguidos por ´I 488` y por último, ´I 214`, tanto en la epidermis abaxial
como en la adaxial. En el estadío LPI 1.0 se registró una gran expansión celular
en ambas epidermis en todos los clones y en consecuencia, una marcada
disminución de las DCEI. Las DCEI abaxiales en el estadío LPI 10.0, en los
clones susceptibles fueron estadísticamente mayores que las de los clones
tolerantes (P < 0.01) (Fig. 69 A). En cuanto a las DECI adaxiales, el clon
susceptible ´I 214` se comportó igual que los clones tolerantes, todos, menores
que ´I 488` (susceptible) (Fig. 69 B). Sin embargo, el área promedio celular fue
menor en los clones susceptibles que en los tolerantes (Tabla XIV).
Resultados y Discusión
97
Fig. 68. DCEI por mm2 en las epidermis adaxial y abaxial durante el desarrollo foliar, en los clones estudiados.
En las figuras 70, 71, 72 y 73, se pueden observar otros aspectos morfológicos
de las CEI. A partir de LPI 1.0, los bordes de las células epidérmicas abaxiales
se vuelven marcadamente festoneados, con formas irregulares a modo de
“puzzle” en ´I 488` y en ´I 214`, contrastando con las formas más regulares,
poligonales, en ´Ballestra` y ´Conti 12`. Esto puede tener efectos sobre las
actividades de los patógenos foliares, ya que el espesor de la cutícula en las
células irregulares puede ser heterogéneo (Willmer, 1986), y además, hay
mayor proporción de laminilla media que en las isodiamétricas (Weier et al.,
1983; Esau, 1985). En las células adaxiales la morfología se mantiene más
regular durante el desarrollo.
Resultados y Discusión
98
Tabla XIV. DCEI y área celular promedio en los distintos estadíos de desarrollo foliar en cada uno de los clones estudiados.
Parámetros
por estadios
de LPI
Clones
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Abaxial Adaxial Abaxial Adaxial Abaxial Adaxial Abaxial Adaxial
LPI 0.0
DCI (mm2)
Área de
células indi-
ferenciadas
(µm2)
16835
(759)
59,23
(4,12)
14328
(870)
69,57
(6,41)
18599
(937)
53,66
(2.28)
14954
(1109)
66,84
(4,12)
12792
(1630)
77,52
(6,06)
10598
(534)
94,19
(6,89)
15506
(1482)
63,58
(3,67)
11249
(440)
88,83
(7,44)
LPI 1.0
DCI (mm2)
Área de
células indi-
ferenciadas
(µm2)
5604
(195)
178,70
(12,73)
5174
(258)
192,34
(10,59)
4856
(203)
199.02
(14,14)
4087
(177)
236,28
(17,82)
4167
(198)
240,62
(20,21)
3936
(190)
255,62
(18,63)
9437
(563)
105,75
(10,01)
6662
(304)
150,44
(11,47)
LPI 5.0
DCI (mm2)
Área de
células indi-
ferenciadas
(µm2)
3041
(142)
330,14
(24,49)
2697
(132)
372,58
(28,52)
3331
(109)
306,21
(11,09)
2502
(174)
407,22
(26,63)
3898
(325)
257,60
(19,05)
3587
(312)
279,80
(21,61)
3619
(203)
275,33
(25,32)
2312
(197)
434,59
(29,98)
LPI 10.0
DCI (mm2)
Área de
células indi-
ferenciadas
(µm2)
2001
(126)
500
(41,02)
1745
(80)
573,72
(39,67)
2112
(109)
479,04
(40,36)
1728
(107)
584,46
(31,69)
2657
(245)
376,59
(26,51)
1627
(160)
449,44
(37,55)
2556
(311)
390,78
(23,48)
2121
(148)
470,59
(29,57)
Los valores entre paréntesis corresponden a los desvíos estándares.
Resultados y Discusión
99
Fig. 69. DCEI por mm2 en las epidermis abaxial (A) y adaxial (B) en el estadío de desarrollo foliar LPI 10.0. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas, según el TCMD (P<0,01).
Conti 12 Ballestra I 214 I 488Clones
0
700
1400
2100
2800
DC
EI a
ba
xail
(LP
I 10
.0)
Conti 12 Bellestra I 214 I 488
Clones
0
250
500
750
1000
1250
1500
1750
2000
2250
DCEI ada
xail (L
PI 10
.0)
aa
bb
a
bb
b
A
B
Resultados y Discusión
100
Fig. 70. Aspecto de la epidermis en el estadío LPI 0.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm). (Fotos del autor).
Ballestra (abaxial) Ballestra (adaxial)
Conti 12 (abaxial) Conti 12 (adaxial)
I 488 (abaxial) I 488 (adaxial)
I 214 (abaxial) I 214 (adaxial)
Resultados y Discusión
101
Fig. 71. Aspecto de la epidermis en el estadío LPI 1.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm). (Fotos del autor).
Ballestra (abaxial) Ballestra (adaxial)
Conti 12 (abaxial) Conti 12 (adaxial)
I 488 (abaxial) I 488 (adaxial)
I 214 (abaxial) I 214 (adaxial)
Resultados y Discusión
102
Fig. 72. Aspecto de la epidermis en LPI 5.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm). (Fotos del autor).
Ballestra (abaxial) Ballestra (adaxial)
Conti 12 (abaxial)
I 488 (abaxial) I 488 (adaxial)
I 214 (abaxial) I 214 (adaxial)
Conti 12 (adaxial)
Resultados y Discusión
103
Fig. 73. Aspecto de la epidermis en LPI 10.0 en los clones estudiados. (Las barras representan 20 µm). (Fotos del autor).
Ballestra (abaxial) Ballestra (adaxial)
Conti 12 (abaxial) Conti 12 (adaxial)
I 488 (abaxial) I 488 (adaxial)
I 214 (abaxial) I 214 (adaxial)
Resultados y Discusión
104
Composición y estructura de las cutículas. Las paredes de las células
epidérmicas están compuestas por matrices celulósicas impregnadas de cutina
y ceras epicuticlares, formando una capa continua (Fig. 74).
Fig. 74. Esquema representativo del complejo cuticular. (www.lipidlibrary.oacs.org.)
La cutina está compuesta principalmente por monómeros de ácidos grasos de
C16 y C18, y en menor cantidad por compuestos aromáticos.
El espesor cuticular varía entre las especies vegetales, los órganos de un
mismo individuo, la edad o estado de desarrollo de las plantas, y está
fuertemente influenciado por el ambiente. En la figura 75, se representa el
espesor promedio de las cutículas foliares, abaxiales y adaxiales en los clones
estudiados. En todos los casos, las cutículas adaxiales resultaron más gruesas
que las abaxiales (P < 0.01). A su vez, en los tolerantes, el espesor fue
significativamente mayor que en los susceptibles (P < 0.01).
Ceras epicuticulares
Cutícula (cutina + ceras epicuticulares
Capa cuticular (cutina + ceras + carbohidratos) Laminilla media
Pared celulósica
Membrana plasmática
Citoplasma
Vacuola
Resultados y Discusión
105
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0.00
0.79
1.57
2.35
3.14
Esp
eso
r C
utíc
ula
s a
ba
xia
les
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0.00
0.78
1.57
2.35
3.14
Esp
eso
r C
utíc
ula
s a
da
xia
les
Fig. 75. Espesor del complejo cuticular en las epidermis (A) abaxial y (B) adaxial en el estadío de desarrollo LPI 10.0, en los clones estudiados. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01). Los principales componentes de estas ceras son los n-alcanos de cadena larga
y si bien hay pocas referencias del posible efecto de estas moléculas sobre los
patógenos, algunas investigaciones les atribuyen propiedades antifúngicas por
interferencias con la germinación de esporas (Conn y Tewari, 1989; Alcerito et
al., 2002; Wang et al., 2006).
Los n-alcanos presentes en las ceras epicuticulares son del rango C21 a C35
(Kunst y Samuels, 2003).
Bakker y Alvarado (2006) detectaron diferencias muy marcadas en la
concentración total de n-alcanos en diferentes especies de álamos,
fundamentalmente en la proporción relativa de los C27 y C29.
Los resultados de los análisis foliares mostraron diferencias sustanciales en el
contenido total de n-alcanos entre los clones, así como en el contenido parcial
de cada tipo (Tabla XV). Los alcanos C29 fueron los más abundantes aunque
también se destacaron los C28, C30 y C31. Resultados semejantes fueron
obtenidos por otros autores en otras especies del género Populus (Bakker y
Alvarado, 2006; Kunst y Samuels, 2003). En la comparación entre clones, se
b a
c c
a a
b
b
A B
Resultados y Discusión
106
pudo observar que, ´Conti 12` mostró los mayores valores seguido por
´Ballestra`, ambos, bien diferenciados de los clones susceptibles, con menores
proporciones de los n-alcanos señalados.
Tabla XV. Contenido de n-alcanos en hojas de álamos (mg/kg MS*)
Clon C23 C24 C25 C26 C27 C28 C29 C30 C31 C32 C33 C35 Total
Conti 12 7,9 10,9 30,7 16,1 17,19 132,4 1613,7 59,4 118,0 7,7 10,2 4,4 2382,0
Ballestra 7,0 10,9 17,1 13,3 12,13 72,5 1290,1 37,3 117,8 7,8 9,9 3,0 1786,3
I 214 7,7 12,8 19,0 12,6 11,89 64,7 944,7 39,5 103,3 8,5 11,9 3,6 1375,4
I 488 8,1 13,4 19,9 14,5 11,2 60,3 923,7 34,9 86,0 7,8 7,9 3,6 1312,4
*MS: contenido de materia seca determinado en estufa a 100 °C hasta peso constante (~24 horas).
Aspectos topográficos de las epidermis foliares. Además de considerar la
cantidad y calidad de las ceras epicuticulares, también hay que tener en cuenta
los patrones de cristalización de las mismas que contribuyen a generar
diferentes diseños en la topografía epidérmica. En algunos casos, esas
proyecciones cristalinas aumentan la hidrofobicidad de la epidermis y reducen
la adhesión de partículas contaminantes (efecto lotus) (Pérez García y
Sepúlveda Sánchez, 2011). Si la disponibilidad de agua se reduce a períodos
muy cortos la germinación de las esporas no es exitosa (Rashotte et al., 1997).
Si bien no está claro cómo interfieren las ceras epicuticulares en el proceso de
adherencia de las esporas, existen varias hipótesis: modificando la adherencia,
la recepción de estímulos y las trayectorias del tubo germinativo.
Para evaluar esta situación en los diferentes clones se realizó un estudio de las
epidermis en hojas maduras. Utilizando microscopía electrónica de barrido se
obtuvieron imágenes que permitieron detectar diferencias topográficas sólo en
las superficies abaxiales coincidiendo con Cameron et al. (2002) (Fig. 76).
Resultados y Discusión
107
En ´Ballestra` y ´Conti 12` las epidermis abaxiales presentaron relieves
atenuados, donde los límites celulares eran poco definidos y los estomas se
destacaban por la apertura de los ostíolos intercalados en un tapiz celular
pavimentoso (Fig. 76 A y B). En la figura 76 C se puede observar la epidermis
abaxial de ´I 214` donde los contornos celulares son más oscuros indicando
una depresión. Esto se interpretó como una microtopografía con elevaciones y
surcos donde sería posible la acumulación de agua, requerida para el
desarrollo del tubo germinativo. En la figura 76 D, los contornos celulares del
clon ´I 488` aparecen claros, refringentes y elevados sobre el resto de la
superficie celular por el depósito de ceras epicuticulares. Con el mismo
razonamiento anterior, esta topografía también podría retener agua.
En las observaciones realizadas con mayores resoluciones se descartó la
existencia de expansiones cristalinas sobre el ostiolo estomático en todos los
clones como sucede en otras especies (Pallardy y Kozlowski, 1980), sin
embargo, el mayor aumento permitió diferenciar más claramente la topografía
epidérmica. En ´Ballestra` y ´Conti 12` se observó una cutícula continua, sin
surcos pronunciados que limiten las células, incluidos los estomas (Fig. 77 A y
B). En ´I 214` y en ´I 488` (Fig. 77 C y D), el microrelieve epidérmico resultó
más complejo, confirmándose las características descriptas anteriormente. En
´I214` las células oclusivas presentaban el aspecto de labios inflamados
enmarcando los ostíolos y en ´I 488` se observan engrosamientos
sobresalientes en torno al ostíolo.
Debido a la microtopografía descripta, los clones tolerantes tendrían menos
posibilidad de retener agua en superficie que los clones susceptibles.
Resultados y Discusión
108
Fig. 76. Microfotografía electrónica (250x) que muestra el aspecto de la epidermis abaxial de hojas LPI 10.0 en (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`.
A
D C
B
Resultados y Discusión
109
Fig. 77. Microfotografía electrónica (2000x) que muestra el aspecto de la epidermis abaxial de hojas LPI 10.0 en (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`.
A
C D
B
Resultados y Discusión
110
3.3.2. Estructura del tallo. El desarrollo óptimo del tallo, evaluado en cantidad
y calidad de madera, es el principal objetivo productivo siendo la Cancrosis del
Álamo, una enfermedad que afecta ambos aspectos. En el género Populus el
tallo presenta una amplia diversidad anatómica y morfológica (Fig. 11) a la que
podría atribuirse la amplia respuesta frente a la enfermedad (Singh y Singh,
2005; Sinclair y Lyon, 2005). Sin embargo, materiales muy próximos
genéticamente, con tasas de crecimiento, arquitecturas y aspectos
morfológicos semejantes, como es el caso de los clones estudiados (Arreghini
et al., 2000; Borodowski y Suarez, 2004; Cortizo, 2011), muestran niveles de
susceptibilidad marcadamente diferentes. Estas diferencias se manifiestan en
la frecuencia y tamaño de los cancros (Ostry y McNabb, 1985; Ostry y Ward,
2003; Callan et al., 2007; LeBoldus et al,, 2009b), y en la capacidad de
colonización del patógeno que ha sido aislado a partir de tejidos corticales y
peridérmicos, (Zalasky, 1978; Sivanesan, 1990), asi como de xilema
(Krupinsky, 1989; Stanosz et al., 2002; Weiland y Stanosz, 2007).
3.3.2.1. Peridermis exofiláctica (PE). Este complejo tejido, constituye el
ámbito receptor de las esporas y es la primera barrera que debe sortear el
patógeno. Las células suberizadas del felema, se ordenan en hileras radiales y
no dejan espacios intercelulares entre sí y su naturaleza impermeable
constituye una barrera física para los patógenos. Las lenticelas son sectores de
la peridermis en los que el felógeno produce hacia afuera un tejido laxo,
denominado “tejido de relleno”, cuya función primordial es la de habilitar una
zona permeable a los gases. Sin embargo, esa misma laxitud las transforma en
zonas vulnerables, factibles de ser invadidas por algunos patógenos
(Buscciarelli et al., 1999; Singh y Singh, 2005; Cruz Borruel et al., 2006).
En general, la peridermis constituye lo que se denomina una “defensa pasiva” o
un “factor constitutivo” (Ordeñana, 2002; Mysore y Ryu, 2004; Cruz Borruel et
al., 2006; Lendzian, 2006) que puede dificultar el establecimiento del patógeno.
Uno de los objetivos principales de este trabajo fue determinar si los clones
estudiados difieren en las características peridérmicas y si esas diferencias
inciden con la actividad del patógeno.
Resultados y Discusión
111
Características del Felema. Las especies de Populus y sus híbridos
expresan gran variabilidad en este tejido (Larson e Isebrands, 1974; Isebrands
y Larson, 1977; Yucer et al., 2003; Weiland y Stanosz, 2007) por el número de
capas celulares que lo componen o por el espesor individual de cada capa
(Tabla XVI).
Tabla XVI. Características del felema en estacas de los clones estudiados.
Clon Espesor promedio del felema (µm) (a)
N° de estratos celu-lares del felema (b)
Espesor de cada es-trato (a/b)
Conti 12 71,05 b 2,4 b 29,60 a
Ballestra 76, 93 a 3,0 a 25,64 a
I 214 52,68 c 2,0 c 26,34 a
I 488 54,50 c 2,1 c 25,95 a
(*) Dentro de las columna (a) y (b), las filas con letras distintas indican diferencias significativas según el (TCMD, p < 0,01). Existe una marcada diferencia entre los espesores de los felemas. Los clones
tolerantes, si bien difieren entre sí, tienen felemas más gruesos los
susceptibles. Estos datos se corresponden con los obtenidos por Weiland y
Stanosz (2007) quienes, analizando la histopatología de esta enfermedad,
determinaron que el espesor del felema en un clon tolerante fue más del doble
(entre 69 µm y 108 µm) que en uno susceptible (entre 30 µm y 48 µm).
En este estudio, el número de estratos celulares es el parámetro que establece
la diferencia pues los clones no difirieron estadísticamente en el espesor
promedio de los estratos (P = 0,25).
En los cortes histológicos de ´Conti 12` y de ´Ballestra` (Fig. 78 A y B) se puede
observar que, pese a la actividad del felógeno, el estrato epidérmico se
mantuvo prácticamente intacto. En la mayoría de las células del felema se
detectan contenidos protoplasmáticos. En los cortes de ´I 214` y de ´I 488` solo
se observaron resabios de la epidermis y la pérdida de los protoplastos en las
células del felema (Fig. 78 C y D).
Resultados y Discusión
112
Fig. 78. Aspecto del felema desarrollado en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 50 µm). (Fotos del autor).
A
C D
B
Resultados y Discusión
113
Características de las lenticelas. Estas estructuras están fuertemente
influenciadas por el ambiente y por las pautas de manejo del cultivo (Lendzian,
2006; Kalachanis y Psaras, 2007). Ya que en este caso las condiciones
ambientales y las estrategias productivas fueron las mismas para todos los
clones, las diferencias comparativas se pueden atribuir a factores genéticos.
Densidad de lenticelas. En la figura 79 se representan los valores registrados
en los diferentes clones. En ´I 488` la densidad fue estadísticamente mayor que
en el resto de los clones, los que no difirieron entre sí (P< 0,01). En este
aspecto ´I 214`, clon susceptible, se manifestó de forma semejante a los clones
tolerantes.
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
10
20
30
40
50
60
70
N° de lentic
elas
Fig. 79. Densidad de las lenticelas, en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas, según el TCMD (p < 0,01). Dimensiones de las lenticelas. El tamaño y la forma de las lenticelas son un
reflejo de la disposición y la actividad del felógeno que puede originar
estructuras alargadas o ensanchadas.
Para conocer la tendencia morfológica en los clones estudiados, se han
registrado el largo y el ancho “externo” de las mismas.
b b
b
a
Resultados y Discusión
114
Como se observa en la figura 80, la longitud de las lenticelas no es un
parámetro que puede diferenciar a los clones susceptibles de los tolerantes.
Por un lado, ´I 214` presentó las lenticelas más largas, mientras que los demás
clones no difirieron entre sí. Por el otro, ´Ballestra` registró las lenticelas más
angostas e ´I 488` las más anchas con valores intermedios para los otros dos
clones (Fig. 81).
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
Longitu
d d
e la
s le
ntic
ela
s (m
m)
Fig. 80. Longitud de las lenticelas, en tallos jóvenes (madera del año). Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas, según el TCMD (p < 0,01). Con estas dos dimensiones, se calculó la superficie promedio de las lenticelas
(Fig. 82). Si bien las de ´Ballestra` resultaron tener una superficies expuesta
menor que las de ´Conti 12`, ambas fueron estadísticamente menores que las
de ´I 214` y las de ´I 488`, que no difirieron entre sí.
Al relacionar estos valores con la densidad de las lenticelas, se calculó la
potencial superficie de entrada del patógeno por unidad de muestreo (Fig. 83).
b
a
b
b
Resultados y Discusión
115
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
Anch
o d
e las le
ntic
elas (mm)
Fig. 81. Ancho de las lenticelas, en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0.00
0.10
0.20
0.30
0.40
0.50
Áre
a d
e las le
ntic
elas (mm2)
Fig. 82. Área promedio de las lenticelas en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P<0,01).
b
ab
ab
a
c
a a
b
Resultados y Discusión
116
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0.00
2.00
4.00
6.00
8.00
Áre
a total lentic
elar (mm2)
Fig. 83. Área total de lenticelas en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,01).
Pese a la diferencia entre los clones tolerantes, ambos mostraron menores
valores que los susceptibles y por lo tanto, la oportunidad que tiene el patógeno
de acceder a sus tejidos vulnerables, es considerablemente menor. Este podría
ser un parámetro que explique, al menos en parte, las diferencias registradas
en la intensidad de la enfermedad en los tallos (Fig. 34 y Tabla VI).
En la figura 84 se muestran los diferentes aspectos de las lenticelas en cada
uno de los clones estudiados.
Anatomía de las lenticelas. Generalmente el felógeno forma las lenticelas
donde había un estoma en la epidermis (Esau, 1985) tal como se puede ver en
la figura 85.
Durante el desarrollo de una lenticela, la producción de tejido de relleno genera
presión sobre el estrato epidérmico mientras este perdura, porque el felógeno
lenticelar es más activo que en el resto de la peridermis (Esau, 1985;
Kalachanis y Psaras, 2007).
a
b
c
d
Resultados y Discusión
117
Fig. 84. Aspecto de las lenticelas desarrolladas en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 1 mm). (Fotos del autor).
A
D C
B
Resultados y Discusión
118
Fig. 85. Aspecto de una lenticela de incipiente formación donde se puede observar el estoma en el estrato epidérmico que aún perdura. Corte de un tallo de ´Ballestra` (La barra representa 50 µm). (Foto del autor). Debido esta mayor actividad mitótica y a la resistencia de la epidermis, el
felógeno se ve desplazado hacia el interior del tallo, adoptando un aspecto de
herradura más o menos pronunciada (Fig. 86). La magnitud de este
desplazamiento determina el ancho interno y la profundidad de las lenticelas, o
sea, la distancia que debería recorrer el patógeno en el caso de producirse una
infección. Este patrón de disposición histológica se observó en todos los
clones, con la excepción de ´I 488`, en el cual, la expansión se produjo hacia
afuera y el felógeno no se hundió.
Fig. 86. Lenticela madura en un tallo de ´I 214` donde se observa el tejido de relleno y el desplazamiento interno del felógeno (La barra representa 50 µm). (Foto del autor).
Estoma
Felógeno
Tejido de relleno
Resultados y Discusión
119
En la figura 87 se comparan las dimensiones internas (ancho y profundidad) de
las lenticelas, en los clones estudiados.
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
150
300
450
600
An
cho
in
tern
o d
e l
en
tice
las
(µm
)
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
50
100
150
200
250
300
350
Pro
fun
did
ad
de
le
ntic
ela
s (
µm
)
Fig. 87. (A) Ancho interno y (B) profundidad de lenticelas, en tallos jóvenes. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (P < 0,05 y P<0,01 respectivamente).
En ´Ballestra` se registró el menor ancho interno (241 µm), mientras que en los
demás, fue semejante, oscilando entre 445 y 486 µm. En todos los casos el
tejido de relleno se expandió por debajo de la apertura del felema, superando
las dimensiones externas de la lenticela. En la figura 88, se puede observar
una zona translúcida en torno a la lenticela que denota la expansión lateral del
tejido de relleno.
En la figura 87 también se representa la profundidad de lenticelas. Los valores
más bajos se registraron en ´Ballestra`, luego siguieron ´I 488` y ´Conti 12`, con
un espesor intermedio, semejante estadísticamente, y finalmente, ´I 214`, con
los mayores valores. Sin embargo, ninguno de estos parámetros respetó el
agrupamiento de los clones según su comportamiento frente a la enfermedad.
Además de estas diferencias cuantitativas, también se observaron diferencias
en la histología de las lenticelas (Fig. 89).
a a a
b
a
b
bc
c
A B
Resultados y Discusión
120
Fig. 88. Aspecto externo de una lenticela donde se puede observar la apertura de la peridermis y el tejido de relleno. La flecha indica una zona algo translúcida que recubre la expansión lateral interna del tejido de relleno. Tallo joven de ´I 214`. (Foto del autor).
3.3.2.2. Corteza. La caracterización anatómica de este sector del tallo cobra
sentido desde el punto de vista de la patogénesis pues constituye el territorio a
colonizar por el patógeno una vez vencida la barrera de la peridermis y es el
ámbito donde se desarrollan los cancros.
Espesor de la corteza. El espesor del parénquima cortical es un
parámetro que varía considerablemente entre especies, y entre cultivares
dentro de una misma especie.
En la figura 90 se compara este parámetro en los diferentes clones. ´Ballestra`
presentó la corteza más delgada y se diferenció en forma significativa de los
clones susceptibles que no difirieron entre sí. El clon ´Conti 12`, considerado
tolerante, no se diferenció estadísticamente del resto.
Resultados y Discusión
121
Fig. 89. Anatomía las lenticelas desarrolladas en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 100 µm). (Fotos del autor).
A
D C
B
Resultados y Discusión
122
Conti 12 Ballestra I 214 I 488
Clones
0
100
200
300
400
500
600
700
Esp
eso
r de la c
orteza
(µm)
Fig. 90. Espesor de la corteza en los clones estudiados. Las columnas con letras distintas indican diferencias significativas según el TCMD (p < 0,008). En la figura 91 se presentan cortes transversales de tallos de ´´Conti 12``,
´Ballestra` e ´I 214` respectivamente donde se pueden observar leves
variaciones en el espesor de sus cortezas. La imagen que corresponde a un
corte de ´I 488` muestra que este parámetro es fluctuante dando un aspecto
festoneado. Sin embargo, en promedio, sólo se diferenciaba de ´Ballestra`.
Características anatómicas de la corteza. A las diferencias señaladas
se les pueden sumar otras como son las características celulares del
parénquima cortical y del floema.
En términos generales, si bien cada clon tiene sus particularidades histológicas,
se puede resaltar que en los clones tolerantes, la felodermis y el parénquima
cortical se presentan como un conjunto de tejidos más compactos, y que recién
en la corteza profunda se distinguen espacios intercelulares considerables (Fig.
92 A y B). En los susceptibles, la separación celular se hace evidente desde los
estratos subperidérmicos (Fig. 92 C y D).
b
ab a
a
Resultados y Discusión
123
Fig. 91. Aspecto de las cortezas desarrolladas en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras representan 100 µm). (Fotos del autor).
A
D C
B
Resultados y Discusión
124
Fig. 92. Aspecto de los tejidos subperidérmicos desarrollados en tallos jóvenes de (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`. (Las barras presentan 50 µm). (Foto del autor).
C D
B A
Resultados y Discusión
125
Según Esau (1985), en muchas Dicotiledóneas, los elementos del floema
primario que son desplazados en forma centrífuga por la actividad del
cambium, dejan de ser funcionales y se transforman en fibras. Hay algunos
estudios que relacionan la cantidad y distribución de estas fibras con la
susceptibilidad a patógenos que producen cancros porque interrumpen la
continuidad de la peridermis necrofiláctica (PN), lo que le permitiría a los
patógenos acceder a los tejidos sanos (Biggs et al., 1983; Bostock y Middleton,
1987). Weiland y Stanosz (2007) determinaron que la PN que se forma en
torno a los haces de fibras floemáticas era más delgada que la formada en
otros sectores de la corteza, sin embargo, como esto fue similar en el clon
tolerante y en el susceptible, no encontraron evidencias de que esta
característica estuviera asociada con la resistencia o la susceptibilidad. En la
figura 93 se muestra diferencias en la disposición estas fibras, que tampoco
pudieron ser asociadas con la tolerancia/susceptibilidad en los clones
estudiados.
Fig. 93. Aspecto de las fibras que protegen al floema primario en (A) ´Conti 12`, (B) ´Ballestra`, (C) ´I 214` y (D) ´I 488`.
A
fibras fibras
fibrasfibras
floema
floemafloema
floema
C D
B
Resultados y Discusión
126
3.4. Relaciones entre las características anatómicas y morfológicas de los órganos susceptibles con la intensidad de la enfermedad en los clones seleccionados. La hipótesis de este trabajo afirma que algunas
características bioquímicas, anatómicas y morfológicas que presentan los
órganos susceptibles en los diversos genotipos de Populus constituyen
barreras biológicas que dificultan el desarrollo de la enfermedad. Para
demostrarla, se evaluaron y se cuantificaron, por un lado, las intensidades de la
enfermedad en hojas y tallos de clones tolerantes (´Conti 12` y ´Ballestra`) y
susceptibles (´I 214` e ´I 488`) (ítem 3.1 y 3.2), y por otro lado, una serie de
parámetros químicos, morfológicos e histológicos correspondientes a esos
clones (ítem 3.3). En este apartado se calcularon los Coeficientes de
Correlación de Pearson entre cada parámetro foliar y la Ih, y cada parámetro
caulinar y la It.
3.4.1. Intensidad de la enfermedad en hojas (Ih) vs. características foliares. En la tabla XVII se presenta una sinopsis de todos los parámetros registrados
en las hojas y la posición relativa de los clones según los TCMDs.
Al analizar las relaciones entre la morfología foliar y el área foliar con la Ih no se
detectaron diferencias claras entre los clones tolerantes y susceptibles como
para incluir esas variables entre las que influyen en la intensidad de la
enfermedad.
El valor r que cuantificó la correlación entre el espesor de la lámina y la Ih fue
de – 0,84 (p = 0,0092), lo que significa que ambas variables están fuerte e
inversamente asociadas: a mayor espesor foliar, menor susceptibilidad al
patógeno. El TCMD ya había determinado que las hojas de los clones
tolerantes eran significativamente más gruesas que las de los susceptibles (fig.
57). En la Tabla XVII se puede observar que todas las variables que componen
el espesor de la lámina (espesores de las epidermis adaxiales y abaxiales, de
los parénquimas en empalizada y lagunoso) resultaron inversa y fuertemente
correlacionados con las Ih.
Resultados y Discusión
127
Tabla XVII. Correlaciones entre la Ih y las características foliares.
Clones ´Conti 12` Ballestra ´I 214` ´I 488` r p
Nivel de Intensi-dad en hoja
b (Tolerante)
b (Tolerante)
a (Susceptible)
a (Susceptible)
Forma de las hojas Base
Ápice
Deltoides Redondea-da Levemente acuminados
Deltoides Redondea-da Levemente acuminados
Deltoides Levemente cuneadas Definidamente acuminados
Deltoides Levemente cuneadas Definidamente acuminados
Área foliar c b b a
0,66 0,071
Anatomía foliar
Espesor de la hoja
b a d c -0.84 0,0092
Espesor de la epidermis adaxial
b a c c -0.93 0,0008
Parénquima en empalizada
a a b b -0.95 0,0003
Parénquima lagu-noso
b a c c -0.90 0,0021
Espesor de la epidermis aba-xial
a a b b -0,80 0,018
Indicador del es-pacio intercelular
a a b c -0.93 0,0008
DE en PLI 0.0 abaxial
b c a a 0.83 0.0101
DE en PLI 0.0 adaxial
c c b a 0.90 0.0002
DE en PLI 10.0 abaxial
b b a a 0.93 0,008
DE en PLI 10.0 adaxial
a b b b -0.50 0.2111
Long. est. en PLI 10.0 abaxial
a a a a ---- 0,5443
Long. est. en PLI 10.0 adaxial
b b a a 0,95 0,0004
DCEI en PLI 10.0
abaxial
b b a a 0,94 0,0054
DCEI en PLI 10.0
adaxial
b b b a 0,41 0,307
ÁCEI PLI 10.0
abaxial a a b b 0,94 0,004
Resultados y Discusión
128
DE = densidad estomática. DCEI = densidad de células epidérmicas indiferenciadas. ACEI = área de células epidérmicas indiferenciadas. Dentro de cada fila, las celdas con letras distintas indican diferencias significativas. El sombreado de las celdas destaca las variables que correlacionan significativamente con la Ih Otra característica anatómica de las hojas, que también resultó inversa y
fuertemente correlacionada con la Ih fue la magnitud de espacio intercelular en
el parénquima en empalizada (- 0,93, p = 0,0008) indicando una menor
incidencia de la enfermedad ante un mayor espacio intercelular. Los resultados
obtenidos fueron contrarios a los esperados ya que se había supuesto que un
mayor espacio intercelular facilitaría el avance, la colonización y el desarrollo
del patógeno en los tejidos. Por el contrario, los picnidios formados en los
mesófilos de “Conti 12" (clon tolerante y con mayor indicador de espacio
intercelular) fueron de menor diámetro que los formados en ´I 214` (clon
susceptible y con menor indicador de espacio intercelular) (Tabla IX). Lo mismo
sucedió con los ascomas formados en la hojarasca de los mencionados clones
(Tablas VII). Una posible explicación sería que los tejidos más compactos, al
tener un mayor número de células, puedan aportar mayores niveles
nutricionales para el patógeno (como parásito o saprófito), así como lo hacen
para los áfidos (Gould et al., 2007). También podría ser que los espacios
intercelulares mayores sean ocupados por compuestos defensivos.
Como ya se señaló oportunamente, la DE es fundamental, dado que el
patógeno ingresa a la hoja a través de los estomas. Este parámetro resultó
diferente en ambas epidermis de una misma lámina y varió con la edad de las
hojas (Fig. 60 y 61). Cuando la mayoría de las hojas eran jóvenes, con bajas
DE, las Ih fueron bajas. A medida que las hojas iban completando su desarrollo,
alcanzando las DE definitivas, las Ih se incrementaron (Fig. 28, 29 y 30) tal
ÁCEI PLI 10.0
adaxial
a a b b 0,92 0,003
Espesor cutícula abaxial PLI 10.0.
a
a
b
b
-0.91
0,0018
Espesor cutícula adaxial PLI 10.0
a
a
b
b
-0.92
0,0012
Contenido de n-alcanos (C29)
a a b b ‐0,91 0,019
Resultados y Discusión
129
como lo han comunicado otros autores (Maxwell et al., 1996; Sinclair y Lyon,
2005). Por este motivo, se calcularon las correlaciones entre la Ih y las DE
adaxiales y abaxiales, en hojas jóvenes (LPI 0.0) y hojas adultas (LPI 10.0).
Los coeficientes de correlación entre la Ih y las DE abaxiales y adaxiales, en
hojas LPI 0.0, fueron elevados y positivos [r = 0,83 (p = 0,0101) y r = 0,90
(0.0002) respectivamente]. Desde el punto de vista epidemiológico, la DE
abaxial es la más importante cuando en los árboles hay un predominio de hojas
jóvenes (inicio de la temporada de crecimiento) pues, como el inóculo primario
proviene de la hojarasca, el principal plano de impacto de las ascosporas, es la
cara inferior de las hojas (Moller, 1980; Luley y McNabb Jr., 1989 y 1991). Los
valores de la correlación entre la DE abaxial y la Ih determinan que a menor
cantidad de estomas por unidad de superficie, menor nivel de enfermedad.
La correlación Ih – DE abaxial, en PLI 10.0, fue fuerte y directa (r = 0,93, p =
0,008), no sucediendo lo mismo con la DE adaxial (r = - 0,50, p = 0,2111). Esto
se condice con los agrupamientos de clones determinados por los TCMDs
correspondientes. Los clones tolerantes tuvieron menores DE abaxiales que los
clones susceptibles (Fig. 60) mientras que DE adaxiales no separaron a los
clones tolerantes y susceptibles (Fig. 61). El inóculo secundario (conidios) que
se libera desde las hojas inferiores (las más afectadas por el inóculo primario),
tiene dispersión multidireccional pero predominantemente ascendente. A
medida que avanza el ciclo de cultivo, cuando las lesiones aparecen en la parte
superior del canopéo, la dispersión del inoculo se vuelve aleatoria (Sutton et al.,
1981; Ostry, 1987; Aylor y Anagnostakis, 1991; Sinclair y Lyon, 2005; LeBoldus
et al., 2009b; Feau et al., 2010). Relaciones semejantes entre las mediciones
de incidencia y las DE han sido comunicadas en otros patosistemas (Conn y
Tewari, 1989; Hernández et al., 2000; Salas et al., 2001).
En cuanto a las dimensiones estomáticas, el análisis comparativo determinó
que la longitud de los estomas abaxiales en hojas PLI 10.0 fue semejante en
todos los clones (Tabla XIII), lo que se reflejó en un bajo coeficiente de
Resultados y Discusión
130
correlación con Ih (r = 0,36, p = 0,376). La misma correlación, para los estomas
adaxiales, resultó ser fuerte y directa (r = 0,95, p = 0,0004).
Las variables DCEI y ACEI, en general tienen altos coeficientes de correlación
con la Ih (Tabla XVII), sin embargo, el efecto biológico es indirecto. Influyen
sobre otros parámetros como la DE, aumentando o disminuyendo la distancia
entre estomas (Verugo et al., 1999; Ferris et al., 2001), y sobre el espesor de
las cutículas pues las células de mayor tamaño, están potencialmente mejor
capacitadas para generar cutículas más gruesas (Matthew y Athshwoth, 1999;
Cameron et al., 2002; Pérez García y Sepúlveda Sánchez, 2011).
El espesor de las cutículas en ambas epidermis correlacionó fuerte e
inversamente con la Ih (abaxial r = - 0,91, p = 0,0018; adaxial r = - 0,92, p =
0,0012). La cutícula, es considerada como una estructura de defensa pasiva
frente a la actividad de los patógenos (Matthew y Athshwoth, 1999; Ordeñana,
2002; Mysore y Ryu, 2004; Cruz Borruel et al., 2006).
En cuanto a su composición, se sabe que algunas moléculas asociadas a la
cutina como los flavonoides, pueden ejercer actividades antifúngicas (Rashotte
et al., 1997; Silvestri y Yáñez, 1997; Alcerito et al., 2002; Samuels et al., 2008;
Szafranek et al., 2008). En este trabajo, los n-alcanos, tuvieron un coeficiente
de correlación con Ih, elevado y negativo (r = - 0,91, p = 0,019). O sea, a mayor
cantidad de n-alcanos, menor Ih.
Por todo lo expuesto, las diferencias registradas en los niveles de Ih entre los
clones tolerantes y susceptibles, podrían atribuirse a un conjunto de
características foliares asociadas. Para ponderar la contribución de cada
variable en la intensidad de la enfermedad, se utilizó un Análisis de
Componentes Principales (ACP).
En la tabla XVIII se presenta la matriz de correlaciones entre todas las
variables foliares registradas.
Resultados y Discusión
131
Tabla XVIII: Correlación de Pearson entre las variables foliares evaluadas en este trabajo Espesor Hoja Esp.Par.Emp Esp.Epid.ABA DE PLI 0.0 ABA DE PLI 10.0 ABA Long.Est.ABA Área CEI ABA Esp. Cutic. ABA Alcanos Esp.Epid.ADA Esp.Par.Lagun. Esp. Intercel DE PLI 0.0 ABA DE PLI10.0 ADA Long.Est.ADA Área CEI ADA Esp. Cutic. ADA
Esp.hoja 1.00 Esp.Epid.ADA 0.99 1.00 Esp.P.Emp 0.92 0.96 1.00 Esp.P.Lag. 0.98 0.99 0.96 1.00 Esp.Epid.ABA 0.88 0.88 0.89 0.82 1.00 Esp.Inter. 0.78 0.85 0.93 0.89 0.69 1.00 DE PLI 0.0 ADA -0.93 -0.95 -0.91 -0.98 -0.69 -0.90 1.00 DE PLI 0.0 ADA -0.75 -0.82 -0.89 -0.88 -0.59 -0.99 0.91 1.00 DE 10.0 ABA -0.94 -0.97 -0.99 -0.98 -0.84 -0.95 0.96 0.92 1.00 DE 10.0 ADA 0.04 0.16 0.42 0.20 0.25 0.59 -0.18 -0.54 -0.37 1.00 Log. Est. ABA -0.51 -0.47 -0.48 -0.36 -0.82 -0.18 0.17 0.04 0.38 -0.06 1.00 Log. Est. ADA -0.90 -0.94 -1.00 -0.94 -0.91 -0.92 0.87 0.87 0.98 -0.46 0.53 1.00 Área CEI ABA 0.87 0.92 0.99 0.91 0.90 0.93 -0.84 -0.87 -0.96 0.52 -0.53 -1.00 1.00 Área CEI ADA 0.95 0.98 1.00 0.96 0.93 0.90 -0.90 -0.84 -0.98 0.35 -0.54 -0.99 0.98 1.00 Cut. ABA 0.98 1.00 0.98 0.99 0.88 0.88 -0.95 -0.85 -0.98 0.21 -0.47 -0.96 0.94 0.99 1.00 Cut. ADA 0.97 0.99 0.99 0.97 0.92 0.88 -0.91 -0.83 -0.98 0.29 -0.54 -0.98 0.97 0.97 0.99 1.00 Alcanos 0.69 0.77 0.91 0.77 0.78 0.93 -0.72 -0.86 -0.87 0.75 -0.42 -0.93 0.96 0.88 0.80 0.85 1.00 Las variables resaltadas son las seleccionadas para el ACM. Los coeficientes entre paréntesis indican que la variable seleccionada en una entrada ofrece información de la variable correspondiente en la otra entrada.
Resultados y Discusión
132
Como se puede observar, algunos parámetros resultaron estar fuertemente
correlacionados y por lo tanto, aportaron información redundante. Por ejemplo,
se registraron cinco variables referidas al espesor de los estratos celulares pero
sólo se seleccionó el “espesor de la hoja” para el ACP. Del mismo modo no
fueron considerados otros parámetros como las ACEI por su estrecha relación
con la DCEI.
En la Tabla XIX se presentan todos los CP y la variabilidad explicada por cada
uno de ellos. Se seleccionaron los dos primeros componentes porque entre
ambos explican el 91 % de la variabilidad y permiten analizar en un plano las
posibles interacciones existentes entre los puntos-variables y los puntos-
individuos (clones).
Tabla XIX: Autovalores. Proporción de la variabilidad explicada por cada componente principal.
Componente Principal
Valor Proporción Proporción acumulada
1 8.53 0.78 0.78
2 1.43 0.13 0.91
3 1.04 0.09 1.00
4 0.00 0.00 1.00
5 0.00 0.00 1.00
6 0.00 0.00 1.00
7 0.00 0.00 1.00
8 0.00 0.00 1.00
9 0.00 0.00 1.00
10 0.00 0.00 1.00
11 0.00 0.00 1.00
Las celdas sobreadas indican los componentes seleccionados y sus valores.
En la Tabla XX se presentan los autovectores (e1 y e2) y los coeficientes con
que cada variable original fue ponderada para conformar los CP1 y CP2.
Resultados y Discusión
133
Tabla XX. Contribución relativa de cada variable original en la construcción de cada componente principal (autovectores).
Variables e1 e2
Espesor hoja -0.31 -0.33
Esp. Intercel. -0.33 0.22
DE PLI 0.0 ABA 0.32 0.09
DE PLI 0.0 ADA 0.32 - 0.25
DE PLI 10.0 ABA 0.34 0.05
DE PLI 10.0 ADA -0.15 0.67
Long. Est. ABA 0.14 0.44
Long.Est. ADA 0.34 0.03
Espesor Cut.ABA -0.33 -0.19
Espesor Cut.ADA -0.34 -0.16
Contenido de n-alcanos -0.31 0.25
En el CP1 las variables “espesor de la hoja, espacio intercelular, espesor de las
cutículas adaxial y abaxial, y el contenido de n-alcanos” recibieron los pesos
negativos más altos, y las variables DE en PLI 0.0 adaxial y abaxial, DE en PLI
10.0 abaxial y la longitud de los estomas adaxiales recibieron los pesos
positivos más altos. Con un signo o con el otro, resultaron ser las variables más
influyentes. Estas variables, representadas en la figura 94, permiten interpretar
que el CP1 (explica el 77% de la variación) separa estadísticamente a los
clones Conti 12 y ´Ballestra` de ´I 214` e ´I 488` en sectores opuestos del
gráfico. Los vectores que se ubicaron hacia la izquierda del cruce de los
componentes establecieron una correlación negativa o inversa con la Ih, y los
que se proyectaron hacia la derecha, una correlación positiva o directa.
Estos resultados permiten fundamentar la tolerancia de ´Conti 12` y ´Ballestra`,
en un conjunto de características: hojas más anchas, parénquimas en
empalizada más laxos, cutículas más espesas con mayor contenido de n-
alcanos, menores DE y estomas de menor tamaño. Por otro lado, ´I 214` e ´I
488`, que son susceptibles, tienen hojas más delgadas, parénquimas en
empalizada más compactos, cutículas más finas con menor contenido de n-
Resultados y Discusión
134
alcanos, mayores DE iniciales (hojas jóvenes) tanto en las epidermis adaxiales
como abaxiales, altas DE abaxiales en las hojas adultas y estomas adaxiales
de gran tamaño.
En la Tabla XXI se puede observar que todas las variables originales
estuvieron fuertemente relacionadas con el CP1.
Tabla XXI. Coeficientes de correlación entre las variables originales y los componentes principales.
Variables CP1 CP2
Espesor hoja -0.91 -0.39
Esp. Intercel. -0.96 0.27
DE PLI 0.0 ABA 0.93 0.10
DE PLI 0.0 ADA 0.92 - 0.30
DE PLI 10.0 ABA 0.99 0.06
DE PLI 10.0 ADA -0.44 0.80
Long. Est. ABA 0.42 0.53
Long.Est. ADA 0.99 0.03
Espesor Cut.ABA -0.98 -0.19
Espesor Cut.ADA -0.97 -0.22
Contenido de n-alcanos -0.91 0.30
´Conti 12` se diferenció de ´Ballestra` por poseer un mayor indicador de
espacio intercelular, un mayor contenido de n-alcanos y una mayor DE adaxial
en PLI 10.0, ubicándose junto con estas variables en el sector positivo del CP2.
´Ballestra`, con un mayor espesor de sus hojas y de sus cutículas, se agrupa
con estas variables en el sector negativo del CP2. A su vez, ´I 488` se
diferenció de ´I 214` por presentar una mayor DE adaxial en PLI 0.0
ubicándose muy próxima a esta variable en relación al CP2.
Las variables originales que presentaron una baja correlación con este último
componente (Tabla XXI), no tendrían un aporte significativo en la magnitud de
la Ih.
Resultados y Discusión
135
-5.00 -2.50 0.00 2.50 5.00
CP 1 (77.6%)
-5.00
-2.50
0.00
2.50
5.00
CP
2 (
13
.0%
)
Ballestra:27.45
Conti 12:25.15
I 214:47.15
I 488:50.05
Espesor hoja
Esp. Intercel.
DE 0.0 ABA
DE 0.0 ADA
DE PLI 10.0 ABA
DE PLI 10.0 ADA
Long. Est. ABA
Long.Est. ADA
Cut. adaxiales
Cut. abaxiales
Alcanos
Ballestra:27.45
Conti 12:25.15
I 214:47.15
I 488:50.05
Espesor hoja
Esp. Intercel.
DE 0.0 ABA
DE 0.0 ADA
DE PLI 10.0 ABA
DE PLI 10.0 ADA
Long. Est. ABA
Long.Est. ADA
Cut. adaxiales
Cut. abaxiales
Alcanos
Fig. 94. Gráfico Biplot de las características foliares representadas como puntos-variables y los clones representados como puntos-individuos.
Resultados y Discusión
136
3.4.2. Intensidad de la enfermedad en tallos (It) vs. las características del tallo. En la Tabla XXII se presenta una sinopsis de todas las evaluaciones
realizadas en los tallos y sus categorización según TCMD, en los cuatro clones
estudiados.
Tabla XXII. Relaciones y correlaciones de la It de los clones con las características anatómicas de los tallos.
Dentro de cada fila, las celdas con letras distintas, representan diferencias significativas según el TCMD. El sombreado de las celdas destaca las variables que correlacionan significativamente con la It Las variables que se incorporaron al análisis fueron: “espesor del felema”, “área
de las lenticelas”, “área total de lenticelas” y “espesor de la corteza” por
registrar coeficientes de Pearson superiores a |0,80|.
La correlación entre el espesor del felema y la It fue de r = – 0,99 (p = 0,0057),
indicando una fuerte relación inversa entre ambas variables. Esto indica que los
clones tolerante desarrollan felemas más gruesos que los susceptibles, en
coincidencia con los resultados de Weiland y Stanosz (2007).
Clones Conti 12 Ballestra I 214 I 488 r p
Nivel de Inten-sidad en tallo
b c a a
Espesor del fe-lema
b a d c -0,99 0,0057
Densidad de lenticelas
b b b a 0,36 0,6424
Largo de las lenticelas
b b a b 0,76 0,244
Ancho de las lenticelas
b b b a 0,38 0,6199
Área de lenti-celas
b c a a 0,93 0,051
Área total de lenticelas
c d b a 0,87 0,0383
Ancho interno de lenticelas
a b a a 0,76 0,2362
Profundidad de lenticela
b c a ab 0,76 0,2411
Espesor de la corteza
ab b a a 0,84 0,0593
Resultados y Discusión
137
El área promedio de lenticelas mostró una fuerte correlación directa con la It (r
= 0,93, p = 0,051), lo mismo que el área total de lenticelas (r = 0,87, p = 0,038).
O sea, aquellos tallos con mayor superficie lenticelar, en forma individual o en
conjunto, poseen una mayor vulnerabilidad frente a la enfermedad.
Al analizar el espesor de la corteza, se obtuvo un valor alto del coeficiente de
Pearson (0,84, p = 0,059). Es decir, en las cortezas más gruesas, con una
proporción mayor de parénquima, los cancros se forman con mayor facilidad o
rapidez.
Por lo expuesto, las diferencias que se registraron en la It, entre los clones
estudiados, podrían ser atribuidas a variaciones en algunas características
histológicas que, en conjunto, determinan el comportamiento frente al
patógeno. Por ello, se aplicó el ACP, y la selección de las variables que
participaron se realizó en función de los coeficientes de Person que figuran en
la Tabla XXIII.
Tabla XXIII: Correlaciones entre las variables caulinares evaluadas en este trabajo. Esp. Felema Den.Len. Área Len. ÁreaTot.Lent. Esp. Corteza Esp. felema 1.00
Den. Lentic. -0.44 1.00
Área Lentic. -0.95 0.32 1.00
ÁreaTot.Lent. -0.92 0.71 0.90 1.00
Esp. Corteza -0.89 0.57 0.95 0.97 1.00
Aunque algunas variables seleccionadas resultaron correlacionadas, se las
incluyó en el ACP para determinar cuál es su participación en la variabilidad
total.
En la Tabla XXIV se presentan todos los CP calculados para el número de
variables originales seleccionadas y la variabilidad explicada por cada uno de
ellos.
Resultados y Discusión
138
Tabla XXIV. Autovalores. Proporción de la variabilidad explicada por cada componente principal.
Las celdas sombreadas indican los componentes seleccionados y sus valores.
Nuevamente se decidió trabajar con los dos primeros CP pues en conjunto
explican el 98 % de la variabilidad total.
En la Tabla XXV se presentan las correlaciones entre las variables originales y
los CP seleccionados.
Tabla XXV. Coeficientes de correlación entre las variables originales y los componentes principales.
Variables CP 1 CP 2
Espesor felema -0.94 0.22
Densidad de lenticelas 0.63 0.80
Área lenticelar 0.94 -0.35
Área total lenticelar 0.98 0.10
Espesor cortical 0.98 -0.06
Se puede observar que en el CP1 el Espesor del Felema fue la única variable
que recibió un peso negativo elevado. El resto de las variables obtuvieron
pesos similares pero positivos. El aporte de la Densidad de las Lenticelas en
este componente fue positivo pero de menor peso, sin embargo, fue la única
variable con peso significativo en el CP2.
Estas variables están representadas en la figura 95 donde se observa que el
CP1 (explica el 82 % de la variación) separa a ´Conti 12` y ´Ballestra` de ´I 214`
e ´I 488` ubicándolos en sectores opuestos del gráfico biplot.
Componentes Principales
Valor Proporción Proporción Acumulada
1 4.12 0.82 0.82
2 0.78 0.16 0.98
3 0.10 0.02 1.00
4 0.00 0.00 1.00
5 0.00 0.00 1.00
Resultados y Discusión
139
-5.00 -2.50 0.00 2.50 5.00
CP 1 (82.4%)
-5.00
-2.50
0.00
2.50
5.00
CP
2 (
15.6
%)
Ballestra:9.09
Conti 12:17.27
I 214:63.64
I 488:54.55Espesor felema
Den Lentic.
Área Lentic.
Área Tot. Lent.
Espesor Corteza
Ballestra:9.09
Conti 12:17.27
I 214:63.64
I 488:54.55Espesor felema
Den Lentic.
Área Lentic.
Área Tot. Lent.
Espesor Corteza
Figura 95. Gráfico Biplot de las características caulinares representadas como puntos-variables y los clones representados como puntos-individuos.
Resultados y Discusión
140
El espesor del felema fue marcadamente superior en ´Conti 12` y ´Ballestra`,
mientras que ´I 214` e ´I 488` se caracterizaron por tener mayor densidad de
lenticelas, mayor área promedio de lenticelas y una corteza más ancha.
El CP2, que explica el 16 % de la variación, está determinado por variables que
no separan a ´Conti 12` y a ´Ballestra`, pero si diferencian a ´I 214` de ´I 488`.
El primero posee una mayor área promedio de lenticelas y el segundo, una
mayor densidad de lenticelas.
´Conti 12` es el clon menos afectado por las variables consideradas pues está
ubicado muy próximo a la intersección de los CP.
3.5. Análisis del impacto que produce la enfermedad en el valle inferior del río Negro y en la región del Comahue.
Durante el primer recorrido a través de los valles irrigados de los ríos Negro y
Neuquén, realizado en el 2005, se entrevistaron técnicos pertenecientes a las
siguientes instituciones: Ente de Desarrollo de General Conesa, Vivero de
Salicáceas de la Dirección de Bosques de la Pcia. de Río Negro en Gral.
Conesa, la Agencia de Extensión de INTA de Choele Choel y Estación
Experimental INTA Alto Valle. En el segundo viaje realizado en marzo del 2008,
se amplió el recorrido abarcando parte de la zona andina y de la zona este de
la meseta rionegrina (Valcheta). En esta oportunidad se visitaron algunos
establecimientos particulares con álamos implantados en macizos a escala
comercial, y se evaluaron alamedas ubicadas en cascos de estancias y en las
zonas periurbanas de las localidades más importantes. Con la información
recabada, más el aporte de productores del IDEVI (Valle Inferior) y de Colonia
Frías (General Conesa) se elaboró el siguiente informe.
En la región del Comahue se calcula que hay aproximadamente 17.500 has
forestadas con Salicáceas, casi en su totalidad con álamos. El 80 % de estas
Resultados y Discusión
141
plantaciones están dispuestas como cortinas rompeviento y sólo un 20% son
macizos (García, 2002).
Las cortinas rompeviento se forman plantando los álamos a ambos lados de las
acequias y reciben agua cada vez que se riegan los cultivos linderos. O sea, la
frecuencia de riego depende de la orientación productiva de la parcela, si es
hortícola, frutícola o ganadera (Fig. 96). Por lo tanto, en algunos casos el
aporte de agua es adecuado, en otros es escaso o excesivo.
Fig. 96. Vista panorámica de un establecimiento ubicado en el VIRN con parcelas hortícolas rodeadas por doble hilera de álamos enmarcando las acequias.
Si bien las cortinas no son el objetivo productivo de las explotaciones, cuando
estas alcanzan el desarrollo óptimo para el corte, la venta de la madera
representa un ingreso puntual importante para los productores. El principal
destino es el tableado para la industria maderera. Sin embargo, si las lesiones
producidas por S. musiva interrumpen la longitud comercial de los fustes y esos
árboles pierden valor comercial (Fig. 97). Además, como los árboles se
quiebran a la altura de los cancros más desarrollados, se forman aberturas en
la cortina, por lo que esta pierde su eficiencia en morigerar el efecto de los
Resultados y Discusión
142
vientos. Los individuos quebrados generalmente no son reemplazados por
ejemplares nuevos, sino que son cortados por la base y se los deja rebrotar a
partir de las ramificaciones con mayor dominancia apical. Esto significa que si
en el tocón queda inóculo, perduran los materiales enfermos.
Fig. 97. Cortina rompeviento con fustes quebrados a la altura de los cancros producidos por S.musiva en el VIRN.
Resultados y Discusión
143
Se ha observado que por ser un cultivo de apoyo a otras producciones, las
alamedas inspeccionadas no siempre han recibido un manejo sanitario
adecuado por lo que suelen ser atacados por taladrillos, pulgones y fumaginas,
además de ser afectados por la Cancrosis y la Roya.
Las plantaciones en macizo se realizaron a partir de la implementación de
mecanismos promocionales a nivel nacional, como por ejemplo los créditos
IFONA, los que estaban dirigidos a lograr una producción maderera que
abasteciera las industrias celulósico-papelera y de aserrío. Esta última estaba
destinada fundamentalmente a la fabricación de envases para las producciones
frutihortícolas. Sin embargo, los bajos precios que se percibieron por la
madera, los largos turnos de corte (superiores a 13 años), y los problemas
sanitarios que se fueron manifestando, condujeron a que la mayoría de las
explotaciones fueran abandonadas o levantadas, y reemplazadas por otros
cultivos.
Actualmente, con la reconsideración de la madera blanda en las modalidades
de packaging, se han establecido algunas industrias que producen debobinado,
tableros multilaminados, cajones para frutas y hortalizas, bins para jugo, entre
otros destinos. Esto condujo a la reaparición de establecimientos dedicados al
cultivo de álamos.
En el valle inferior del río Negro y en el valle de General Conesa los genotipos
más utilizados, tanto en cortinas como en macizos, son clones P. nigra (cv.
itálica o “criollo” y el cv. thayssiana o “chileno”) e híbridos de P. xcanadensis,
principalmente ´I 154`, ´I 214`, ´Conti 12` e ´I 488`. En estas localidades el
principal problema sanitario es la Cancrosis del Álamo y los informantes
calificados consideran a ´Conti 12` como un híbrido tolerante y, tanto ´I 214`
como ´I 488`, como susceptibles (Fig. 98, 99, 100 y 101).
Resultados y Discusión
144
Fig. 98. Alameda del clon ´Conti 12` dispuesta en macizo implantada en el valle de General Conesa.
Resultados y Discusión
145
Fig. 99. Alameda del clon ´Conti 12` dispuesta en macizo implantada en el VIRN.
Resultados y Discusión
146
Fig. 100. Alameda del clon ´I 214` dispuesta en macizo implantada en el VIRN.
Fig. 101. Alameda del clon ´I 488` dispuesta en macizo implantada en el valle de General Conesa.
Resultados y Discusión
147
En el valle medio del río Negro que abarca desde la localidad de Pomona hasta
Choele Choel, además del fraccionamiento parcelario determinado por las
cortinas, en los últimos años, las industrias madereras han realizado
plantaciones en macizo, generando explotaciones silvopastoriles para
autoabastecer su demanda de materia prima. Los genotipos más difundidos
son ´Conti 12`, ´I 214`, ´I 488`, ´I 262` y ´Guardi` (considerado susceptible a S.
musiva). Si bien los técnicos y productores consultados acordaron que la
Cancrosis del Álamo es una enfermedad endémica que afecta
fundamentalmente al follaje (en esa región), consideran que los principales
problemas sanitarios lo representan la Roya (Melampsora sp.) que se presenta
entre fines de enero y principios de febrero, más tempranamente que en el
Valle Inferior, los pulgones y el Taladrillo (Platypus mutatus). Los ataques
intensos de dicha enfermedad producen una defoliación prematura que reduce
la tasa de crecimiento, y las plagas ocasionan mermas en el crecimiento, el
quiebre de árboles debilitados, disminución de calidad en la madera y el
desarrollo de patógenos secundarios como las fumaginas (Davel et al., 2008).
El alto valle del río Negro y el valle inferior del río Neuquén representan una
economía regional homogénea destinada fundamentalmente a la fruticultura y
viticultura donde los álamos cumplen la función fundamental de proteger el
desarrollo de estos cultivos de los fuertes y frecuentes vientos patagónicos. Los
genotipos más utilizados son P. nigra (´Criollo` o ´Chileno`) aunque en las
últimas décadas se lo ha ido reemplazando por ´I 214` y ´Guardi`. Sin embargo,
pese a que estos clones son considerados susceptibles a la Cancrosis, los
intentos de aislamiento a partir de material foliar, con síntomas semejantes a
los descriptos para esta enfermedad (aunque mucho menos frecuentes),
fracasaron en su totalidad.
En la zona andina, así como en la zona este de la meseta rionegrina, la
frecuencia del cultivo de álamos disminuye considerablemente y, en términos
generales, son de origen y genotipo desconocido. Por la morfología de sus
hojas y el porte de sus tallos, se pudo inferir un predominio de álamo criollo.
Como en el caso anterior, los intentos de aislamiento de S. musiva no fueron
Resultados y Discusión
148
exitosos y la información recogida no consideraba la presencia de Cancrosis en
las plantaciones.
Resumiendo, dado que los genotipos más difundidos en la región del Comahue
son ´Conti 12` (tolerante) e ´I 214` (susceptible), se puede inferir que la
enfermedad se presenta como endémica en el VIRN y en el Valle de General
Conesa. Si bien el Valle del Río Colorado (perteneciente a la Pcia de Río
Negro), no fue incluido en los itinerarios realizados, informantes calificados
(Agencia de Extensión de INTA), confirmaron la presencia de la enfermedad en
la zona, otorgándole una importancia considerable en la producción de madera.
Con los datos registrados se puede informar que la enfermedad está localizada
en el VIRN, en Gral. Conesa y en Río Colorado con algunos focos intermitentes
en las localidades del Valle Medio (Fig. 102). Esta distribución es semejante a
la registrada para Venturia inaequalis (Sarna del Manzano), un patógeno muy
próximo filogenéticamente de S. musiva, con un ciclo de vida y requerimientos
climáticos semejantes.
Fig. 101. Mapa de la región del Comahue donde se destacan las localidades en las que se confirmó la presencia de S. musiva en ejemplares del género Populus.
Gral. Conesa
Río Colorado
Región del
Comahue
Valcheta
149
4- CONCLUSIONES.
En este trabajo se ha demostrado que la hipótesis planteada es verdadera:
“Parte de la variabilidad observada en el comportamiento de los distintos clones
de álamo frente a la incidencia de Septoria musiva se debe a a algunas
propiedades anatómicas y fisiológicas de los órganos susceptibles que
condicionan la interacción hospedante – patógeno. Constituyen mecanismos de
defensa pasiva, pre-existentes a la llegada del patógeno que pueden inhibir o
disminuir la entrada y/o colonización de los órganos susceptibles”.
Primero fue necesario demostrar que los clones considerados susceptibles y
tolerantes en función de la información recabada y las observaciones
preliminares realizadas, realmente presentaban dicho comportamiento, en la
zona estudiada. Hoy se puede aseverar que ´Ballestra` y ´Conti 12` se
comportan como tolerantes al patógeno mientras que ´I 214` e ´I 488` como
susceptibles, en las localidades de la región del Comahue donde está presente
la enfermedad.
Con respecto a la intensidad de los síntomas foliares, las diferencias se
manifiestan desde los estadíos más tempranos de desarrollo foliar y se
acentúan con el avance de la temporada. En el caso de los síntomas en
madera, la comparación se realizó sobre ejemplares adultos y por lo tanto, las
diferencias registradas son producto de la actividad acumulativa del patógeno
sobre los hospedantes.
Se ha determinado que el ciclo del teleomorfo de S. musiva producido en la
hojarasca de los clones susceptibles es potencialmente más abundante
(ascomas de mayor tamaño) y es más breve que el producido en los clones
tolerantes. Las ascosporas formadas en las hojas caídas de ´I 214` están en
condiciones de ser liberadas (maduras) entre 30 a 45 días antes que las
formadas en ´Conti 12`. O sea, existe una marcada diferencia en el ritmo
ontogénico según se desarrolle en un clon susceptible o un clon tolerante.
150
Los contrastes anatómicos entre los clones susceptibles y tolerantes
corresponden a diferencias en las magnitudes de algunas estructuras
somáticas las que facilitan o dificultan la colonización de los tejidos, según el
caso.
Lo clones tolerantes tienen, con respecto a los susceptibles, mayores
espesores de las láminas foliares, mesófilos más laxos (mayores espacios
intercelulares), menores densidades estómaticas abaxiales durante todo el
desarrollo de la lámina, y menores densidades estomáticas adaxiales en las
primeras etapas de la expansión foliar, período de maduración de los estomas
más prolongado, cutículas más gruesas, con mayores cantidades de n-alcanos
en su composición. Además los microrelieve formados por los complejos
cuticulares son más atenuados. Estos factores constitutivos, que se desarrollan
como resultado de un proceso adaptativo ambiental, y que se dan,
independientemente de la presencia del patógeno, constituyen un mecanismo
de defensa “pre-existente”. Las consecuencias de las diferencias mencionadas
consisten en menores posibilidades de producir infecciones foliares exitosas en
los clones tolerantes.
Entre las variaciones registradas en la anatomía caulinar, el felema y las áreas
lenticelares por unidad de superficie son determinantes para que los
propágulos del patógeno ingresen al tallo.
Considerando los tipos de resistencia mencionados en la introducción, se está
en condiciones de comunicar que los clones tolerantes poseen ciertos
mecanismos de resistencia a la infección (evasión) pues cuando se produce la
liberación masiva de las ascosporas en primavera, poseen un alto porcentaje
de estomas inmaduros (puntos de ingreso a los mesófilos) de modo que, al no
estar receptivos, el éxito de las infecciones es menor. También despliegan
resistencia a la penetración por las características estructurales descriptas, y
resistencia al desarrollo por las reacciones que se suscitan en los tejidos,
dificultado el progreso del hongo.
151
La observación y comprensión de los mecanismos naturales con que las
plantas resistentes dan respuesta al ataque de patógenos, permite producir
plantas con mayores niveles de resistencia, sin que sea necesario hacer uso de
genes foráneos y deberían ser tenidos en cuenta en los programas de
mejoramiento genético.
Además, se pueden implementar pautas de manejo del cultivo que contribuyan
a disminuir las probabilidades de las infecciones. En el caso de montes
macizos, donde la hojarasca que se produce es muy abundante y queda
retenida en el lugar, hay que podar los ejemplares desde los primeros años
para intentar alejar precozmente al follaje del año, de la expulsión de las
ascosporas desde el suelo. En el caso de las cortinas rompeviento, los árboles
quebrados deben reemplazar por ejemplares nuevos para evitar que los los
rebrotes de los tocones funcionen como fuente de inóculo de S. musiva.
152
BIBLIOGRAFIA Aasamaa K., Niinemets Ü. and Sober A. 2005. Leaf hydraulic conductance in
relation to anatomical and functional traits during Populus tremula leaf
ontogeny. Tree Physiology 25: 1409 – 1418.
Abbruzzese G., Beritognolo I., Muleo R., Piazzai M., Sabatti M., Scarascia
Mugnozza G. and Kuzminsky E. 2009. Leaf morphological plasticity
and stomatal conductance in three Populus alba L. genotypes
subjected to salt stress. Environmental and Experimental Botany 66:
381 – 388.
Agrios G. 2005. Plant Pathology. Ed. ELSEVIER Academic Press. 5th Edition.
Pp.948.
Alcerito, T., Barbo, F.E., Negri, G., Santos, D.Y.A.C., Meda, C., Young, M.C.,
Chavez, D. and Blatt, C.T.T. 2002. Foliar epicuticular wax of
Arrabidaea brachypoda: flavonoids and antifungal activity. Biochemical
Systematics and Ecology 30:677-683.
Alexopoulus C. J., Mims C. W. and Blakwell M. 1996. Introductory Mycology.
Ed. Wiley India Pvt. Limited. Pp. 880.
Anselmi N., Mazzaglia A. and Giorcelli A. 2006. Enfermedades de Salicáceas.
Disertación en Actas Jornadas de Salicáceas 2006. Buenos Aires.
Argentina.
Arneson P. A. 2006. Epidemiología de las Enfermedades de las Plantas: Los
Aspectos Temporales. Ed. Cornell University. Instructor. DOI:
10.1094/PHI-A-2001-0524-01.
153
Arthaud J. y Taris B. 1979. Las enfermedades de los chopops. Boletín del
Servicio de Plagas 5: 13 – 24.
Arreghini R. I. Riu N. E. y Bustamante J. A. 2000. Clones de Álamos.
Identificación en Vivero. Publicación realizada mediante el apoyo del
Proyecto Forestal de Desarrollo BIRF 3948 A – AR. Pp. 171.
Aylor D. E. and Anagnostakis S. L. 1991. Active Discharge Distance of
Ascospore of Venturia inaequalis. Phytopathology 81: 548 – 551.
Bakarcic M. 1978. Enfermedades de las Salicáceas y otros forestales
cultivados en el Delta del Paraná. Actas del II Congreso Forestal
Argentino: 523 - 527. Posadas. Argentina.
Baker M. L, y Alvarado P. I. 2006. Alcanos lineales de la cera cuticular de hojas
de Populus alba, Populus deltoides (Salicaceae), Robina
pseudoacacia (Fabaceae), Ulumus pumila (Ulmaceae) y Fraxinus
americana (Oleaceae) en Tandil, Buenos Aires, Argentina. Darwiniana
44: 58 – 63.
Bassman J. H. and Zwier J. C. 1991. Gas exchange characteristics of Populus
trichocarpa, Populus deltoides and Populus trichocarpa x P. deltoids
clones. Tree Physiology 8: 145 – 159.
Bier J. E. 1939. Septoria canker on introduced and native hybrid poplars.
Canadian Journal Research 17: 195 – 204.
Biggs A. R. 1992. Anatomical and physiological responses of bark tissues to
mechanical injury. In: Defense Mechanisms of Woody Plants Against
Fungi. Blanchette R. A. and Biggs A. R. Eds. Springer – Verlag
(Berlin): 13 – 40.
154
Biggs A. R. and Alm G. R. 1992. Response of peach bark tissues to inoculation
with epiphytic fungi alone and in combination with Leucostoma cincta.
Canadian Journal of Botany 70: 186 – 191.
Biggs A. R., Davis D. D. and Merril W. 1983. Histopathology of cankers on
Populus caused by Cytospora chrysosperma. Canadian Journal of
Botany 61: 563 – 574. Biggs A. R., Merril W. and Davis D. D. 1984. Discussion: Response of bark
tissues to injury and infection. Canadian Journal Forest Research 14:
351 – 356.
Bjurhager I., Olsson A. M., Zhang B., Gerber L., Kumar M., Berglund L. A.,
Burgert I., Sundberg B. and Salmen L. 2010. Ultrastructure and
Mechanical Properties of Populus Wood with Reduced Lignin Content
Caused by TYransgenic Down-Regulation of Cinnamate 4-
Hydroxylase. Biomacromolecules 11: 2359 – 2365.
Borodowski E. D. y Suárez R. O. 2004. El cultivo de los álamos y sauces: su
historia en el Delta del Paraná. SAGPyA Forestal 32: 5 – 13.
Bostock R. M. and Middleton G. E. 1987. Relationship of wound periderm
formation to resistance to Ceratocystis fimbriata in almod bark.
Phytopathology 77: 1174 – 1180.
Bucciarelli B., Ostry M. E., Fulcher R. G., Anderson N. A. and Vance C. P.
1999. Histochemical and microspectrophotometric analyses of early
wound responses of resistant and susceptible Populus tremuloides
inoculated with Entoleuca mammata (=Hypoxylon mammatum).
Canadian Journal of Botany 77: 548 – 555.
155
Callan B. E., Leal I., Foord B., Dennis J. J. and van Oosten C. 2007. Septoria
musiva isolated from cankered stems in hybrid poplar stool beds,
Fraser Valley, British Colimbia. Pacific Northwest Fungi 2: 1 – 9.
CAB. (2013). Invansive Species Compendium. Distribution Maps of Plant
Diseases No. 540 (edition 1). CAB International, Wallingford, UK.
www.cabi.org/isc/?compid=5&dsid=3531.
Cameron K. D., Teece M. A., Bevilacqua E. and Smart L. B. 2002. Diversity of
cuticular wax among Salix species and Populus species hybrids.
Phytochemestry 60: 715 – 725.
Castellani E. y Cellerino G. P. 1980. Funghi patogeni dei pioppi. Agricoltura e
Ricerca 3: 3 – 4.
Cellerino G. P. 1999. Review of fungal diseases in Poplar.
www.fao.org/docrep/004/ac492e/ac492e00.htm.
Conn, K. L. and Tewari, J.P. 1989. Interactions of Alternaria brassicae conidia
with leaf epicuticular wax of canola. Mycological Research 93: 240 -
242.
Cortizo S. 2011. Mejoramiento genetico del álamo, una ciencia en apoyo a la
producción forestal sostenible. Conferencia brindada en el Tercer
Congreso Internacional de Salicáceas. Corrientes. Argentina.
Crous P. W. 1998. Mycosphaerella spp. and Their Anamorphs associated with
Leaf Spot Diseases of Eucalyptus. Mycologia Memoir N° 21. APS
Press. Pp. 170.
Croxdale J. L. 2000. Stomatal patterning in angiosperms. American Journal of
Botany 87: 1069 – 1080.
156
Cruz Borruel M., Hernández Fundora Y. y Rivas Figueredo E. 2006.
Mecanismo de resistencia de las plantas. Temas de Ciencia y
Tecnología 29: 45 – 54.
D´Ambrogio de Argüeso A. 1986. Manual de Técnicas en Histología Vegetal.
Ed. Hemisferio Sur. Pp. 83.
Davel M. M., Havrylenko S. y Barbé A. 2008. Estudio exploratorio para el
desarrollo de forestaciones de Salicáceas en tres zonas de la
Patagonia. Patagonia Forestal N° 1 y 2. Pp. 14.
Dickman M. B. Podila G. K. and Kolattukudy P. E. 1989. Insertion of cutinase
gene into a wound pathogen enables it to infect intact host. Nature
342: 446 – 448.
Dunlap J. M. and Stettler R. F. 2001. Variation in leaf epidermal and stomatal
traits of Populus trichocarpa from two transects across the Washington
Cascades. Canadian Journal of Botany 79: 528 – 536.
Esau K. 1985. Anatomía de las Plantas con Semilla. Ed. Hemisferio Sur. Pp.
512.
FAO. 1980. Los Álamos y los Sauces. Colecciones FAO: Montes. Roma.
Pp.349.
FAO. 2010. Evaluación de recursos forestales mundiales. Informe de la 45a
Reunión Comisión Internacional del Álamo. Porano. Italia.
www.fao.org/docrep/013/i1757s/ i1757s17.pdf.
Feau N., Mottet M. J., Perinet P. Hamelin R. C. and Bernier L. 2010. Recent
advances related to poplar leaf spot and canker caused by Septoria
musiva. Canadian Journal of Plant Pathology 32: 122 – 134.
157
Feau N., Weiland J. E., Stanosz G. R. and Bernier L. 2005. Specific and
sensitive PCR-based detection of Septoria musiva,S. populicola and
S. populi, the causes of leaf spot and stem canker on poplars.
Mycological Research 109: 1015 – 1028.
Fernandez Valiela M. V. 1951. Resumen de un estudio sobre el estado
sanitario de los álamos del Delta. IDIA N° 42 – 43: 1 – 3.
Fernandez Valiela M. V. 1978. Cancrosis de los Álamos. Introducción a la
Fitopatología. Tomo III: 686 – 689. Ed. Colección Científica del INTA.
Argentina.
Ferris R., Long L., Bunn S. M., Robinson K. M., Bradshaw H. D., Rae A. M. and
Tailor G. 2002. Leaf stomatal and epidermal cell development:
identification of putative quantitative trait loci in relation to elevated
carbon dioxide concentration in poplar. Tree Physiology 22: 633 – 640.
Ferris R., Sabatti M., Miglietta F., Mills R. F. and Tailor G. 2001. Leaf area is
stimulated in Populus by free air CO2 enrichment (POPFACE) through
increased cell expansion and production. Plant, Cell and Environment
24: 305 – 315.
Ferris R. and Taylor G. 1994. Stomatal characteristics of four native herbs
following exposure to elevated CO2. Annals of Botany 73: 447 – 453.
Fischetti D. L., Klinger A. E., Pontis R. E. y Feldman J. M. 1965. La cancrosis
del álamo en la provincial de Mendoza causada por Septoria musiva
Peck. IDIA. Febrero: 1 – 9.
Figueredo dos Santos A., Buturi Machado E., Stanosz G. R., Smith D. R.
2010. Primeiro relato da ocorrência de Septoria musiva em álamo no
Brasil. Tropica. Plant Pathology. 1: 52 – 53.
158
Gadoury D. M. and Mac Hardy W. E. 1986. Forecasting Ascospore Dose of
Venturia inaequalis in Commercial Apple Orchards. Phytopathology
76: 112 – 118.
García J. D. 2002. Forestación con Salicáceas en Áreas Bajo Riego en la
Norpatagónica. Financiado por el Proyecto Forestal de Desarrollo en
el marco del convenio SAGPyA – BIRF. Núcleo de Extensión Forestal
Patagonia.
García Breijo F. J,, Caselles J. R. y Santamaría Siurana M. P. 2002. Iniciación
a la Fisiología de las Plantas. Universidad Politécnica de Valencia.
Servicio de Publicaciones. Pp. 184.
Gardner S. D. L., Taylor G. y Bosac C. 1995. Leaf growth of hybrid poplar
following exposure to elevated CO2. New Phytol. 131: 81 – 90.
Geisler M., Deppong D., Nadeau J. and Sack F. 2003. Stomatal neighbor cell
polarity and division in Arabidopsis. Planta 216: 571 – 579.
Geisler M., Nadeau J. and Sack F. 2000. Oriented asymmetric divisions that
generate the stomatal spacing pattern in Arabidopsis are disrupted by
the too many mouth mutation. The Plant Cell 12: 2075 – 2086.
Gielen B., Calfapietra C., Sabatti M. and Ceulemans R. 2001. Leaf area
dynamics in a closed poplar plantation under free-air carbon dioxide
enrichment. Tree Physiology 21: 1245 – 1255.
Golfari L. 1958. Condiciones ecológicas del cultivo de Salicáceas en la
Argentina. Revista de Investigaciones Agrícolas XII (2): 173 – 224.
Gould G. G., Jones C. G., Rifleman P., Perez A. and Coleman J. S. 2007.
Variation in Eastern Cottonwood (Populus deltoids Bartr.) Phloem Sap
Content Caused by Leaf Development May Affect Feeding Site
159
Selection Behaivor of the Aphid, Chaitophorous populicola Thomas
(Homoptera: Aphididae). Envairon. Entomol. 36: 1212 – 1225.
Greuter, W. and Rodríguez. R. 2012. Código Internacional de Nomenclatura
para Algas, Hongos y plantas. Traducción al español de la versión
oficial en inglés autorizada por la International Association for Plant
Taxonomy (Europe). Consejo Superior de Investigaciones Científicas,
Madrid. 213 pp.
Günthardt-Goerg M. S. 2004. Leaf surface (Populus x euramericana and
Populus tremula) developed under lowered or ambient UV-B radiation.
www.wsl.ch/fe/walddynamik/projekte/uv-b/poster.pdf.
Gyenis L., Anderson N. A., Ostry M. E. 2003. Biological Control of Septoria
Leaf Spot Disease of Hybrid Poplar in Field. Plant Disease 87: 809 –
813.
Harrington C. A., Radwan M. A. and DeBell D. S. 1997. Leaf characteristics
reflect growth rates of 2-year-old Populus trees. Can. J. For. Res. 27:
1321 – 1325.
Hernandez Y., Portillo M., Velasco J. y Portillo F. 2000. Densidad estomática
en materiales de plátanos susceptibles y resistentes a Sigatoka negra
en el estado de Zulia, Venezuela. Botánica Estructural pag. 26.
www.botanica-alba.org/Publicaciones/otros/2BotEstructural.pdf.
Isebrands J. G. and Larson P. R. 1973. Anatomical changes during leaf
ontogeny in Populus deltoids. Amer. J. Bot. 60: 199 – 208.
Isebrands J. G. and Larson P. R. 1977. Vascular anatomy of the nodal region
in Populus deltoids Bartr. Amer. J. Bot. 64: 1066 – 1077.
160
James J. R. and Sutton T. B. 1982a. Environmental Factors Influencing
Pseudothecial Development and Ascospore Maturation of Venturia
inaequalis. Phytopathology 72: 1073 – 1080.
James J. R. and Sutton T. B. 1982b. A Model for Predicting Ascospore
Maturation of Venturia inaequalis. Phytopathology 72: 1081 – 1085.
Kalachanis D. and Psaras G.K. 2007. Structural Changes in Primary Lenticels
of Olea europaea and Cercis siliquastrum During the Year. Iawa
Journal 28: 445–455.
Kaufer F. 1937. Factors influencing the formation of periderm in aspen. Am. J.
of Bot. 24: 24 – 30.
Kozlowski T. T. 1997. Responses of woody plants to flooding and salinity. Tree
Physiology Monograph N° 1.
www.heronpublishing.com/tp/monograph/kozlowski.pdf.
Krupinsky, J. M. 1989. Variability in Septoria musiva in aggressiveness.
Phytopathology 79: 413 – 416.
Kunst L. and Samuels A. L. 2003. Biosynthesis and secretion of plant cuticular
wax. Prog. Lipid Res. 42 (1): 51-80.
Larson P. R. and Isebrands J. G. 1971. The Plastochrom Index as Applied to
Developmental Studies of Cottonwood. Canadian Journal of Forest
Research 1: 1-11.
Larson P. R. and Isebrands J. G. 1974. Anatomy of the Primary-Secondary
Transition Zone in Stems of Populus deltoides. Wood Science and
Technology 8: 11 – 26.
161
LeBoldus J. M., Blenis P. V. and Thomas B. R. 2009. Clones by isolate
interaction in the hybrid poplar – Septoria musiva pathosystem.
Canadian Journal of Forest Research 38: 1888 – 1896.
LeBoldus J. M., Blein P. V. and Thomas B. R. 2010. A method to induce Stem
Cankers by Inoculating Nonwounded Populus Clones with Septoria
musiva Spore Suspensions. Plant Disease 94: 1238 – 1242.
LeBoldus J. M., Blenis P. V., Thomas B. R., Feau N. and Bernier L. 2009.
Susceptibility of Populus balsamifera to Septoria musiva: A Field Study
and Greenhouse Experiment. Plant Disease 93: 1146 – 1150.
Lendzian K. J. 2006. Survival strategies of plants during secondary growth:
barrier properties of phellems and lenticels towards water, oxygen, and
carbon dioxide. Journal of Experimental Botany 57: 2535 – 2546.
Liang H. Maynard C. A., Allen R. D. and Powell W. 2001. Increased Septoria
musiva resistance in transgenic hybrid poplar leaves expressing a
wheat oxalate gene. Plant Molecular Biology 45: 619 – 629.
Lucero G., Riu N. Pizzuolo P. Pérez Hurtado R. y Robledo S. 2011.
Susceptibilidad en follaje de distintos clones de Populus a Septoria
musiva en Mendoza-Argentina. Tercer Congreso Internacional de
Salicáceas en Argentina. Trabajo Técnico.
Lucero G., Riu N., Pizzuolo P., Robledo S. y Hapon W. 2011. Incidencia en
hojas a Septoria musiva de seis clones de álamos en Mendoza –
Argentina. Tercer Congreso Internacional de Salicáceas en Argentina.
Trabajo Técnico.
Luley C. J. and McNabb Jr. H. S. 1989. Ascospore production, release,
germination and infection of Populus by Mycosphaerella populorum.
Phytopathology 79: 1013 – 1018.
162
Luley C. J. and McNabb Jr. H. S. 1991. Estimation of seasonal ascospore
production of Mycosphaerella populorum. Can. J. For. Res. 21: 1349 –
1353.
Luley C. J., Tiffany L. H. and McNabb Jr. H. S. 1987. In vitro production of
Mycosphaerella populorum ascomata. Mycologia 79: 654 – 658.
Madden L. V., Hughes G. and vanden Bosch F. 2007. The Study of Plant
Disease Epidemics. Ed. The American Phytopathological Society. Pp
421.
Matthew A. J. and Athshwoth E. N. 1999. Plant Epicuticular Waxes: Function,
Production and Genetics. Capítulo 1: 1 – 54, en Horticultural Review
23. Ed. John Wiley & Sons. Pp 362.
Maxwell D. L., Boehm E. and Stanosz G. R. 1996. Leaf maturity influences
development of necrosis on excised hybrid poplar leaf disks used in
bioassay for susceptibility to Septoria musiva. Phytopathology 86:
S102.
Maxwell D. L., Kruger E. L. and Stanosz G. R. 1997. Effects of Water Stress on
Colonization of Poplar Stems and Excised Leaf Disks by Septoria
musiva. Phytopathology 87: 381 – 388.
Maxwell D. L., Spear N. R. and Stanosz G. R. 1995. Rapid, accurate,
nondestructive estimation of symptom development in a hybrid poplar
leaf disk assay of susceptibility to Septoria musiva. Phytopathology 85:
198.
Maxwell D. L. and Stanosz G. R. 1994. Water stress and isolate effects on
disease development by Septoria musiva on Populus hybrids.
Phytopathology 84: 1095.
163
Maxwell D. L. and Stanosz G. R. 1995. Drought stress has opposite influences
on symptom development by Populus hybrid stems and excised leaf
disks inoculated with Septoria musiva. Phytopathology 85: 1197.
Mendenhall W., Beaver R. J. and Beaver B. M. 2008. Introducción a la
Probabilidad y Estadística. Ed. CENGAGE Learnig. Pp. 744.
Moller W. J. 1980. Effect of Apple Cultivar on Venturia inaequalis Ascopore
Emission in California. Plant Disease 64: 930 – 931.
Moore-Landecker E. 1992. Physiology and biochemistry of ascocarp induction
and development. Mycol. Res. 96: 705 – 716.
Mullick D. B. 1977. The non-specific nature of defense in bark and wood during
wounding, insect and pathogen attack. Recent Advances in
Phytochemical 11: 395 – 441.
Mysore K. S. and, Ryu C. M. 2004. Nonhost resistance: how much do we
know? Trends Plant Science 9: 97–104.
Nadeau J. A. and Sack D. F. 2002. Control of stomatal distribution on the
Arabidopsis leaf surface. Science 296: 1697 – 1700.
Niyo K. A., McNabb Jr. H. S. and Tiffany L. H. 1986. Ultraestructure of
ascoparps, asci, and ascospores of Mycosphaerella populorum.
Mycologia 78: 202 -212.
O´Leary A. L. and Sutton T. B. 1986. The Influence of Temperature and
Moisture on the Quantitative Production of Pseudothecia of Venturia
inaequalis. Phytopathology 76: 199 – 204.
164
Ordeñana K. M. 2002. Mecanismos de defensa en las interacciones planta –
patógeno. Manejo Integrado de Plagas 63: 22 – 32.
Ostry M. E. 1987. Biology of Septoria musiva and Marssonina brunnea in
hybrid Populus plantations and control of Septoria canker in nurseries.
European Journal of Forest Pathology 17: 158 – 165.
Ostry M. E. and McNabb Jr. H. S. 1985. Susceptibility of Populus species and
hybrids to disease in the north central United States. Plant Disease 69:
755 – 757.
Ostry M. E. and McNabb Jr. H. S. 1986. Populus Species and Hybrid Clones
Resistant to Melampsora, Marsonina and Septoria. Research Paper
NC-272. North Central Forest Experimental Station. USA.
Ostry M. E., McRoberts R. E. Ward K. T. and Resendez R. 1988. Screening
Hybrid Poplars in Vitro for Resistence to Leaf Spot Caused by Septoria
musiva. Plant Disease 72: 497 – 499.
Ostry M. E. and Skilling D. D. 1988. Somatic variation in resistence of Populus
to Septoria musiva. Plant Disease. Vol 72: 724 – 727.
Ostry M. E., and Ward K. T. 2003. Field performance of Populus expressing
somaclonal variation in resistance to Septoria musiva. Plant Science
164: 1 – 8.
Ostry M. E., Wilson L. F. and McNabb Jr. H. S. 1989. Impact and control of
Septoria musiva on hybrid poplars. Genetic Technical Report NC-133.
North Central Forest Experimental Station. USA.
Palmer M. and Schipper Jr. A. L. 1979. Resistence of Poplars to Septoria Leaf
Spot in Relation to Septoria Canker Resistance. Phytopathology 69:
1041.
165
Pallardy S. G. and Kozlowski T. T. 1980. Cuticle development in the stomatal
region of Populus clones. New Phytologist 85: 363 – 368.
Pérez García M. y Sepúlveda Sánchez J. D. 2011. Micromorfología de ceras
epicuticulares en hojas maduras de Sabal yapa Wright ex Becc.
(Arecaceae). Polibotánica 32: 153 – 161.
Pozzo Ardizzi M. C., Roigt M.B., Gil M.I. 1995. Diagnóstico y Desarrollo del
Ciclo Biológico de Mycosphaerella populorum Sobre Dos Clones de
Populus deltoides en el Valle Inferior del Río Negro. VII Congreso y
XVII Jornadas Argentinas de Micología. Rosario. Argentina.
Pozzo Ardizzi M.C., López S., Romero A.. 2003. Relaciones entre la Incidencia
de Mycosphaerella populorum y características foliares de diferentes
clones de álamos en Río Negro. XXIX Jornadas Argentinas de
Botánica. San Luis, Argentina.
Pozzo Ardizzi M. C. y S. E. López. 2006. Incidencia de la Cancrosis del Álamo
(Septoria musiva PK.) sobre diferentes clones de Populus en el Valle
Inferior del Río Negro. Actas de las XII Jornadas Fitosanitarias
Argentinas: 276 - 277. Catamarca. Argentina.
Pozzo Ardizzi M. C. y Lopez S. E. 2008. Ontogenia de Mycosphaerella
populorum en la hojarasca de diferentes clones de Populus sp. en el
valle Inferior del río Negro, Argentina. Actas del VI Congreso
Latinoamericano de Micología. Mar del Plata. Argentina.
Pozzo Ardizzi M. C. y Lopez S. E. 2009. Variabilidad de la micromorfología
epidérmica en hojas de diferentes clones del género Populus en el
Valle Inferior del río Negro, Argentina. Jornadas de Salicáceas.
Mendoza. Argentina.
166
Rashotte, A., Jenks M., Nguyen T. y Feldman K. A. 1997. “Epicuticular wax
variation in ecotypes of Arabidopsis thaliana”. Phytochemistry, 45(2):
251-255.
Reich P. B. 1984. Leaf stomatal density and diffusive conductance in three
amphistomatous hybrid poplar cultivars. New Phytologist 98: 231 – 239.
Ridge C. R., Hinckley T. M., Stettler R. F. and Van Volkenburgh E. 1986. Leaf
growth characteristics of fast-growing poplar hybrid, Populus
trichocarpa x P. deltoides. Tree Physiology 1: 209 – 216.
Riffle J. W. and Peterson G. W. 1986. Diseases of Trees in the Great Plains.
General Technical Report RM – 129. USDA Forest Service.
Riffle J. W. and Wysong D. S. 1986. Septoria Canker of Cottonwood and
Hybrid Poplars. In: Riffle J. R. and Peterson G. W. “Disease of Trees in
the Great Plains. General Technical Report RM-129. Ed. USDA Forest
Service.
Riu N., Lucero G., Pizzuolo P., Pérez Hurtado R. y Robledo S. 2011.
Susceptibilidad en fustes de distintos clones de Populus a Septoria
musiva en Mendoza – Argentina. Tercer Congreso Internacional de
Salicáceas en Argentina. Trabajo Técnico.
Riu N., Lucero G., Pizzuolo P., Robledo S., Pérez Hurtado R. y Zanetti P.
2011. Comportamiento a campo de cuatro clones de Populus spp.,
inoculados artificialmente con Septoria musiva. Tercer Congreso
Internacional de Salicáceas en Argentina. Trabajo Técnico.
Robinson R. M. and Morroinson D. J. 2001. Lesion formation and host
response to infection by Armillaria ostoyae in the roots of western larch
and Douglas-fir. Forest Pathology 31: 371 – 385.
167
Rodriguez G., Negrín M. and García M. 2009. Evalaución de algunas variables
de la epidermis foliar en tres clones de Musa y su relación con la
resistencia a sigatoka (Mycosphaerella sp.). Revista de la Facultad de
Agronomía (UCV) 35: 100 – 105.
Salas J., Sanabria M. E. y Pire R. 2001. Variación en el índice y densidad
estomática en plantas de tomate (Lycopersicon esculentum Mill.)
sometidas a tratamientos salinos. Bioagro 13: 99 – 104.
Samuels L., Kunst and Jetter R. 2008. Sealing plant surfaces: cuticular wax
formation by epidermal cells. Annual Reviews. Plant Biology 59: 683 –
707.
Sarasola A. A. 1944. Enfermedades de las Salicáceas. Revista Argentina de
Agronomía 11: 20 -43.
Sarasola A. A. 1975. Cancrosis de los Álamos. En: Sarasola A. A. y Sarasola
M. A. 1975. Fitopatología. Curso Moderno. Tomo II: 301 – 311. Ed.
Hemisferio Sur. Pp. 374.
Schumaker M. A., Bassman J. H., Robberecht R. and Radamaker G. K. 1997.
Growth, leaf anatomy, and physiology of Populus clones in response to
solar ultraviolet-B radiation. Tree Physiology 17: 617 – 626.
Silvestri V. y Yañez C. 1997. Determinación de clones de álamos (Populus)
mediante flavonoides. Multequina 6: 85 – 89.
Sinclair W. A. and Lyon H. H. 2005. En Diseases of Trees and Shrubs. Cornell
University Press. Pp. 660.
Singh D. P. et Singh A. 2005. Disease and Insect Resistance in Plants. Ed.
Science Publishers. New Hampshire. USA. Pp. 396.
168
Sivanesan, A. 1990. Mycosphaerella populorum. C. M. I. Descriptions of
pathogenic fungi and bacteria. No. 988. Mycopathologia 109: 57 - 58.
Spielman L. J., Hubbes M. and Lin. D. 1986. Septoria musiva on Hybrid Poplar
in Southern Ontario. Plant Disease 70: 968 – 971.
Stanosz, J. C. and Stanosz, G. R. 2002. A medium to enhance identification of
Septoria musiva from poplar cankers. Forest Pathology 32: 145 - 152.
Stanosz, G. R., Stanosz, J. C. and Rousseau R. J. 2002. Hybrid poplar stem
cankers caused by Mycosphaerella populorum in Kentucky, USA. Plant
Pathology 51: 384.
Strobl S. and K. Fraser. 1989. Incidence of Septoria canker of hybrid poplars in
eastern Ontario. Canadian Plant Disease Survey 69: 109 – 112.
Sutton T. B., James J. R. and Nardacci J. F. 1981. Evaluation of a New York
ascospore maturity model for Venturia inaequalis in North Carolina.
Phytopathology 71: 1030 – 1032.
Sutton T. B., Jones A. L. and Nelson L. A. 1976. Factors Affecting Dispersal of
Conidia of Apple Scab Fungus. Phytopathology 66: 1313 – 1317.
Szafranek B., Tomaszewski D., Pokrzywinska K. and Golebiowski M. 2008.
Microstructure and Chemical Composition of Leaf Cuticular Waxes in
Two Salix Species and Their Hybrid. Acta Biologica Cracoviensia. Serie
Botanica 50: 49 – 54.
Szkolnik M. 1969. Maturation and discharge os ascospores of Venturia
inaequalis. Plant Disease Reporter. Vol 53 (7): 534 – 537.
Taylor G., Tricker P. J., Zhang F. Z., Alston V. J., Miglietta F. and Kuzminsky E.
2003. Spatial and Temporal Effects of Free-Air CO2 Enrichment
169
(POPFACE) on Leaf Growth, Cell Expansion, and Cell Production in a
Closed Canopy of Poplar. Plant Physiology 131: 177 – 185.
Teterevnikova-Babayan D.N. 1976. A critical survey of Septoria species
parasitizing Salicaceae II. Septoria species on poplar. (In Russian.)
Biol. Zh. Armenii 29: 53-61.
Thompson G. E. 1941. Leaf –spot disease of poplars caused by Septoria
musiva and S. populicola. Phytopathology 31: 241 – 254.
Tomerlin J. R. and Jones A. L. 1983. Effects of Temperature and Relative
Humidity on the Latent Period of Venturia inaequalis in Apple Leaves.
Phytopathology 73: 51 – 54.
Verugo V. O. Rojas A. D., De León A. R., Zambrano B. C., Barrios S. R., León
E. N., Ríos B. B. y Benavides A. M. 1999. Estimación del índice
estomático y frecuencia estomática en 4 variedades de ajo (Allium
sativum L.). http://www.dradalbertobenavides.com/estomajo.htm.
Wang F., Zhang P., Qiang S. and Lai Xu L. 2006. Interaction of plant
epicuticular waxes and extracellular esterases of Curvularia eragrostidis
during infection of Digitaria sanguinalis and Festuca arundinacea by the
fungus. International Journal of Molecular Science 7: 346-357.
Ward K. T. and Ostry M. E. 1994. Morphological and Molecular Genetic
Variation Among Isolates of Septoria musiva. Phytopathology 84: 1145.
Ward K. T. and Ostry M. E. 2005. Variation in Septoria musiva and Implications
for Disease Resistance Screening of Poplars. Plant Disease 89: 1077 –
1082.
Weier T. E., Stocking G. R. y Barbour M. C. 1983. Botánica. Ed. Limusa S. A.
Pp. 741.
170
Weiland J. E. and Stanosz G. R. 2007. The histology of hybrid poplar clones
inoculated with Septoria musiva. Plant Disease 91: 1524 – 1530.
Weiland J. E., Stanosz J. C. and Stanosz G. R. 2003. Prediction of Long-Term
Canker Disease Damage fron Responses of Juvenile Poplar Clones to
Inoculation with Septoria musiva. Plant Disease 87: 1507 – 1514.
Willmer C. M. 1986. Los Estomas. Ed. Biblioteca Mosaico. Pp. 192.
Wittig V. E., Bernacchi C. J., Zhu X. G., Calfapietra C., Ceulemanss R.,
Deangelis P., Gielens B., Miglietta F., Morgan P. B. and Long S. P.
2005. Gross primary production is stimulated for three Populus species
grown under free-air CO2 enrichment from planting through canopy
clouser. Global Change Biology 11: 1 – 13.
Yucer C., Land S. B., Kubiske M. E. and Harkess R. L. 2003. Shoot
morphogenesis associated with flowering in Populus deltoides
(Salicaceae). American Journal of Botany 90: 196 – 206.
Zalasky, H. 1978. Stem and leaf spot infections caused by Septoria musiva and
S. populicola on poplar seedlings. Phytoprotection 59:43-50.
171
Anexo Estadístico
172
Análisis estadísticos referidos a la Intensidad de la Enfermedad. Intensidad en hoja Variable N R² R² Aj CV
Ordenada al origen de Ih 12 1.00 1.00 4.16
(Ih 2002/2003) Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 0.73 3 0.24 1305.02 <0.0001
Clones 0.73 3 0.24 1305.02 <0.0001
Error 1.5E-03 8 1.9E-04
Total 0.74 11
Test: Duncan Alfa=0.05 Error: 0.0002 gl: 8
Clones Medias n E.E.
Ballestra 0.05 3 0.01 A
Conti 12 0.21 3 0.01 B
I 214 0.35 3 0.01 C
I 488 0.72 3 0.01 D Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.05)
Variable N R² R² Aj CV
Ordenada al origen de Ih 12 1.00 1.00 18.54
(Ih 2003/2004) Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 7.09 3 2.36 981.90 <0.0001
Clones 7.09 3 2.36 981.90 <0.0001
Error 0.02 8 2.4E-03
Total 7.11 11
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0024 gl: 8
Clones Medias E.E.
Ballestra -1.02 3 0.03 A
Conti 12 0.37 3 0.03 B
I 488 0.81 3 0.03 C
I 214 0.90 3 0.03 C
173
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Pendiente de la recta Ih 12 0.97 0.95 3.61
(Ih 2002/2003) Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 1.9E-04 3 6.3E-05 76.24 <0.0001
Clones 1.9E-04 3 6.3E-05 76.24 <0.0001
Error 6.7E-06 8 8.3E-07
Total 2.0E-04 11
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0000 gl: 8
Clones Medias n E.E.
Conti 12 0.02 3 5.3E-04 A
Ballestra 0.02 3 5.3E-04 A
I 214 0.02 3 5.3E-04 A
I 488 0.03 3 5.3E-04 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Pendiente de la recta Ih 12 0.75 0.66 10.06
(Ih 2003/2004) Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 1.3E-04 3 4.3E-05 8.14 0.0082
Clones 1.3E-04 3 4.3E-05 8.14 0.0082
Error 4.2E-05 8 5.3E-06
Total 1.7E-04 11
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0000 gl: 8
Clones Medias n E.E.
Ballestra 0.03 3 1.3E-03 A
I 488 0.02 3 1.3E-03 AB
I 214 0.02 3 1.3E-03 AB
Conti 12 0.02 3 1.3E-03 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
174
Prueba T para las Ih iniciales en 2002/2003 y 2003/2004 Variable: Conti 12 - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.21 0.37
pHomVar 0.6154
T -7.66
p-valor 0.0016
Variable: Ballestra - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.05 -0.99
pHomVar 0.4000
T 80.02
p-valor <0.0001
Variable: I 214 - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.35 0.90
pHomVar 0.8437
T -20.60
p-valor <0.0001
Variable: I 488 - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.72 0.81
pHomVar 0.615
T -4.66
p-valor 0.0096
175
Prueba T para las tasas de incremento de Ih en 2002/2003 y 2003/2004 Variable: Conti 12 - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.02 0.02
pHomVar 0.8389
T 1.91
p-valor 0.1282 Variable: Ballestra - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.02 0.03
pHomVar 0.6154
T -2.26
p-valor 0.0087
Variable: I 214 - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.02 0.02
pHomVar 0.4164
T 1.63
p-valor 0.1777
Variable: I 488 - Clasific:Columna1 - prueba:Bilateral
Grupo 1 Grupo 2
2002/2003 2003/2004
n 4 4
Media 0.03 0.02
pHomVar >0.9999
T 5.94
p-valor 0.0040
176
Correlación de Pearson (Ih inicial vs.Ih final)
Variable(1) Variable(2) n Pearson p-valor
Ih inicial Ih inicial 8 1.00 <0.0001
Ih inicial Ih final 8 0.75 0.0314
Intensidad en Tallo Variable N R² R² Aj CV
Intensidad en Tallos adultos 12 0.96 0.94 16.78
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 6495.07 3 2165.02 58.57 <0.0001
Clones 6495.07 3 2165.02 58.57 <0.0001
Error 295.73 8 36.97
Total 6790.80 11
Test: Duncan Alfa=0.05 Error: 16.9666 gl: 8
Clones Medias n E.E.
I 214 63.64 4 3.51 A
I 488 54.55 4 3.51 A
Conti 12 17.45 4 3.51 B
Ballestra 9.30 4 3.51 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.05)
Variable N R² R² Aj CV
Intensidad en tallos jóvenes 12 0.99 0.98 10.04
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 9.607.34 2 4803.67 294.10 <0.0001
Clones 9.607.34 2 4803.67 294.10 <0.0001
Error 65.32 4 16.33
Total 9.672.66 6
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 16.3333 gl: 4
Clones Medias n E.E.
I 214 73.00 3 2.02 A
I 488 65.00 3 2.02 A
177
Conti 12 23.00 3 2.02 B
Ballestra 0.00 3 2.02 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Largo del cancro 12 0.91 0.89 25.40
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 1698.00 2 849.00 41.75 <0.0001
Clones 1698.00 2 849.00 41.75 <0.0001
Error 81.32 4 20.33
Total 1779.32 6
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 10.3333 gl: 4
Clones Medias n E.E.
I 214 32.00 4 2.25 A
I 488 27.00 4 2.25 A
Conti 12 12.00 4 2.25 B
Ballestra 0.00 4 2.25 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Correlación de Pearson (It adultos vs. It jóvenes)
Variable(1) Variable(2) n Pearson p-valor
It adultos It adultos 3 1.00 <0.0001
It adultos It jóvenes 3 0.99 0.0087
Análisis estadísticos referidos a los aspectos morfológicos y anatómicos de las hojas.
Variable N R² R² Aj CV
Área foliar 16 0.68 0.60 8.04
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 374.90 3 124.97 8.39 0.0028
Clones 374.90 3 124.97 8.39 0.0028
Error 178.75 12 14.90
178
Total 553.65 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 14.8958 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 54.62 4 1.93 A
Ballestra 49.19 4 1.93 A B
I 214 47.21 4 1.93 A B
Conti 12 41.08 4 1.93 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor de la hoja 16 0.80 0.75 10.76
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 29331.08 3 9777.03 16.30 0.0002
Clones 29331.08 3 9777.03 16.30 0.0002
Error 7200.00 12 600.00
Total 36531.08 15
Test: Duncan Alfa=0.05 Error: 6.000 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Bellestra 289.10 4 12.25 A
Conti 12 245.00 4 12.25 B
I 488 198.00 4 12.25 C
I 214 178.90 4 12.25 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.05)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor epid. adaxial 16 0.77 0.71 19.85
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 299.76 3 99.92 13.32 0.0004
Clones 299.76 3 99.92 13.32 0.0004
Error 90.00 12 7.50
Total 389.76 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 7.5000 gl: 12
Clones Medias n E.E.
179
Bellestra 19.60 4 1.37 A
Conti 12 16.30 4 1.37 A
I 488 10.20 4 1.37 B
I 214 9.10 4 1.37 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor paren. empalizada 16 0.94 0.93 7.52
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 6464.91 3 2154.97 62.77 <0.0001
Clones 6464.91 3 2154.97 62.77 <0.0001
Error 412.00 12 34.33
Total 6876.91 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 34.3333 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Conti 12 98.00 4 2.93 A
Bellestra 98.00 4 2.93 A
I 488 59.30 4 2.93 B
I 214 56.40 4 2.93 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor paren. lagunoso 16 0.96 0.95 4.19
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 4264.11 3 1421.37 103.69 <0.0001
Clones 4264.11 3 1421.37 103.69 <0.0001
Error 164.50 12 13.71
Total 4428.61 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 13.7083 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Bellestra 110.30 4 1.85 A
Conti 12 98.00 4 1.85 B
I 214 73.50 4 1.85 C
I 488 71.90 4 1.85 C
180
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor epid. abaxial 16 0.50 0.38 18.40
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 47.52 3 15.84 4.01 0.0343
Clones 47.52 3 15.84 4.01 0.0343
Error 47.38 12 3.95
Total 94.90 15
Test: Duncan Alfa=0.05 Error: 3.9483 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Conti 12 12.30 4 0.99 A
Bellestra 12.30 4 0.99 A
I 488 10.50 4 0.99 A B
I 214 8.10 4 0.99 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.05)
Variable N R² R² Aj CV
Indicador del espac. inter.. 16 0.98 0.98 15.57
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 2.23 3 0.74 212.80 <0.0001
Clones 2.23 3 0.74 212.80 <0.0001
Error 0.04 12 3.5E-03
Total 2.28 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0035 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Conti 12 0.74 4 0.03 A
Bellestra 0.73 4 0.03 A
I 214 0.19 4 0.03 B
I 488 -0.14 4 0.03 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
DE abaxail (PLI 0.0) 16 0.72 0.65 13.08
181
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 4528.00 3 1509.33 10.20 0.0013
Clones 4528.00 3 1509.33 10.20 0.0013
Error 1776.00 12 148.00
Total 6304.00 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 148.0000 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 112.00 4 6.08 A
I 214 104.00 4 6.08 A
Conti 12 88.00 4 6.08 AB
Bellestra 68.00 4 6.08 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
DE abaxail (PLI 10.0) 16 0.76 0.70 10.55
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 13018.75 3 4339.58 12.65 0.0005
Clones 13018.75 3 4339.58 12.65 0.0005
Error 4117.00 12 343.08
Total 17135.75 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 343.0833 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 205.50 4 9.26 A
I 214 202.00 4 9.26 A
Conti 12 154.00 4 9.26 B
Bellestra 141.00 4 9.26 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
DCEI abaxail (PLI 10.0) 16 0.91 0.89 4.30
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
182
Modelo. 1248552.75 3 416184.25 41.45 <0.0001
Clones 1248552.75 3 416184.25 41.45 <0.0001
Error 120499.00 12 10041.58
Total 1369051.75 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 10041.5833 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 214 2654.50 4 50.10 A
I 488 2556.00 4 50.10 A
Bellestra 2112.00 4 50.10 B
Conti 12 2001.00 4 50.10 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
DCEI adaxail (PLI 10.0) 16 0.90 0.87 4.05
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 564275.00 3 188091.67 35.22 <0.0001
Clones 564275.00 3 188091.67 35.22 <0.0001
Error 64082.00 12 5340.17
Total 628357.00 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 5340.1667 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 2121.00 4 36.54 A
Conti 12 1745.00 4 36.54 B
Bellestra 1728.00 4 36.54 B
I 214 1627.00 4 36.54 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor Cutículas abaxiales 16 0.95 0.94 9.17
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 4.01 3 1.34 79.19 <0.0001
Clones 4.01 3 1.34 79.19 <0.0001
Error 0.20 12 0.02
Total 4.22 15
183
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0169 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Bellestra 2.06 4 0.07 A
Conti 12 1.75 4 0.07 B
I 488 0.98 4 0.07 C
I 214 0.88 4 0.07 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor Cutículas adaxiales 16 0.95 0.94 9.12
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 8.99 3 3.00 84.82 <0.0001
Clones 8.99 3 3.00 84.82 <0.0001
Error 0.42 12 0.04
Total 9.41 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0353 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Bellestra 2.92 4 0.09 A
Conti 12 2.68 4 0.09 A
I 488 1.47 4 0.09 B
I 214 1.18 4 0.09 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Análisis estadísticos referidos a los aspectos morfológicos y anatómicos de los tallos.
Variable N R² R² Aj CV
Espesor de Felema 16 1.00 0.99 1.30
Cuadro de Análisis de la Varianza F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 1735.17 3 578.39 839.44 <0.0001
Clones 1735.17 3 578.39 839.44 <0.0001
Error 8.27 12 0.69
184
Total 1743.43 15
Test:Duncan Alfa=0.05 Error: 0.6890 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Ballestra 76.88 4 0.42 A
Conti 12 71.05 4 0.42 B
I 488 54.50 4 0.42 C
I 214 52.68 4 0.42 D Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.05)
Variable N R² R² Aj CV
N° estratos del felema 16 0.94 0.92 4.94
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 2.43 3 0.81 58.91 <0.0001
Clones 2.43 3 0.81 58.91 <0.0001
Error 0.17 12 0.01
Total 2.60 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0138 gl: 12
Clones Medias n E.E.
Ballestra 3.00 4 0.06 A
Conti 12 2.40 4 0.06 B
I 488 2.10 4 0.06 C
I 214 2.00 4 0.06 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Espesor de cada estrato del felema 16 0.53 0.41 6.44
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 40.37 3 13.46 4.49 0.0248
Clones 40.37 3 13.46 4.49 0.0248
Error 36.00 12 3.00
Total 76.37 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 3.0000 gl: 12
185
Clones Medias n E.E.
Conti 12 29.60 4 0.87 A
I 214 26.34 4 0.87 A
I 488 25.95 4 0.87 A
Ballestra 25.64 4 0.87 A Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
N° de lenticelas 16 0.58 0.47 9.98
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 387.00 3 129.00 5.45 0.0134
Clones 387.00 3 129.00 5.45 0.0134
Error 284.00 12 23.67
Total 671.00 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 23.6667 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 57.00 4 2.43 A
Conti 12 48.00 4 2.43 AB
I 214 45.00 4 2.43 B
Ballestra 45.00 4 2.43 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Longitud de las lenticelas.. 16 0.74 0.67 12.98
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 0.26 3 0.09 11.32 0.0008
Clones 0.26 3 0.09 11.32 0.0008
Error 0.09 12 0.01
Total 0.35 15
Test:Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0076 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 214 0.88 4 0.04 A
186
Conti 12 0.66 4 0.04 B
I 488 0.61 4 0.04 B
Ballestra 0.54 4 0.04 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Ancho de las lenticelas 16 0.55 0.44 13.92
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 0.01 3 2.9E-03 4.93 0.0186
Clones 0.01 3 2.9E-03 4.93 0.0186
Error 0.01 12 5.9E-04
Total 0.02 15
Test:Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0006 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 0.21 4 0.01 A
Conti 12 0.18 4 0.01 AB
I 214 0.16 4 0.01 AB
Ballestra 0.15 4 0.01 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Variable N R² R² Aj CV
Area de las lenticelas 16 0.87 0.84 9.02
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 0.09 3 0.03 27.95 <0.0001
Clones 0.09 3 0.03 27.95 <0.0001
Error 0.01 12 1.1E-03
Total 0.10 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.0011 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 214 0.44 4 0.02 A
I 488 0.42 4 0.02 A
Conti 12 0.34 4 0.02 B
Ballestra 0.25 4 0.02 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0,01)
187
Variable N R² R² Aj CV
Área total lenticelar 16 0.95 0.94 6.06
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III) F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 29.23 3 9.74 82.84 <0.0001
Clones 29.23 3 9.74 82.84 <0.0001
Error 1.41 12 0.12
Total 30.64 15
Test: Duncan Alfa=0.01 Error: 0.1176 gl: 12
Clones Medias n E.E.
I 488 7.30 4 0.17 A
I 214 6.34 4 0.17 B
Conti 12 5.33 4 0.17 C
Ballestra 3.65 4 0.17 D Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p<= 0.01)
Correlaciones de la Ih vs. Parámetros anatómicos de las hojas Correlación de Pearson: Coeficientes\probabilidades
Intensidad en hoja Espesor Epid. Abaxial
Intensidad en hoja 1.00 0.02
Espesor Epid. Abaxial -0.80 1.00
Intensidad en hoja DE adaxial (PLI 0.0)
Intensidad en hoja 1.00 2.1E-03
DE adaxial (PLI 0.0) 0.90 1.00
Intensidad en hoja DE abaxial (PLI 0.0)
Intensidad en hoja 1.00 0.01
DE abaxial (PLI 0.0) 0.84 1.00
Intensidad en hoja Long. Estom. Abax. (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 0.38
Long. Estom. Abaxial (PLI 10.0) 0.36 1.00
188
Intensidad en hoja Long. Estom. Adaxial (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 3.7E-04
Long. Est. Adaxial (PLI 10.0) 0.95 1.00
Intensidad en hoja DCEI Abaxiales (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 5.4E-04
DCEI Abaxiales (PLI 10.0) 0.94 1.00
Intensidad en hoja DCEI Adaxiales (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 0.31
DCEI Adaxiales (PLI 10.0) 0.41 1.00
Intensidad en hoja Área CEI Abaxiales (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 3.9E-04
Área CEI Abaxiales (PLI 10.0) -0.95 1.00
Intensidad en hoja Área CEI Adaxiales (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 1.2E-03
Área CEI Adaxiales (PLI 10.0) -0.92 1.00
Intensidad en hoja Cutículas abaxial (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 1.8E-03
Cutículas abaxial -0.91 1.00
Intensidad en hoja Cutículas adaxial (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 1.2E-03
Cutículas adaxial -0.92 1.00
Intensidad en hoja Cont. de n-alcanos (PLI 10.0)
Intensidad en hoja 1.00 1.9E-03
Contenido de n-alcanos -0.91 1.00
Correlaciones de la It vs. Parámetros anatómicos de los tallos. Correlación de Pearson: Coeficientes\probabilidades
189
Intensidad en madera Espesor del Felema (PLI 10.0)
Intensidad en madera 1.00 0.007
Espesor del Felema -0.99 1.00
Intensidad en madera Den. Lenticelar (PLI 10.0)
Intensidad en madera 1.00 0.6424
Espesor del Felema 0.36 1.00
Intensidad en madera Long. de lenticel.(PLI 10.0)
Intensidad en madera 1.00 0.2443
Espesor del Felema 0.76 1.00
Intensidad en madera Ancho ext. lenticel.(PLI 10.0)
Intensidad en madera 1.00 0.6199
Espesor del Felema 0.38 1.00
Intensidad en madera Área lenticelar (PLI 10.0)
Intensidad en madera 1.00 0.0708
Área lenticelar 0.93 1.00
Intensidad en madera Sup. total lent.(PLI 10.0)
Intensidad en madera 1.00 <0.0001
Sup. total lent. 0.87 1.00
Recommended