1. INTRODUCCIÓN1.1 OBTENCIÓN DE LA MUESTRA:

Sitio exacto de la lesión con las máx. asepsia.

No poner en contacto con antisépticos / desinfectantes.

Lo más precoz posible.

Productos frescos líquidos Vs muestras con hisopos.

Recoger antes del tto ATB.

•1.2 RECOGIDA DE LA MUESTRA:

Una muestra un material.

Todas son potencialmente infecciosas.

Usar siempre guantes y lavado de manos.

Tubos que contienen sangre biopeligrosos.

Fluidos voluminosos WC.

1. INTRODUCCIÓN

1.3 TRANSPORTE

Enviar lo más rápido posible (2 primeras horas).

La mayoría de bacterias resisten las Tª bajas.

Exudados, heces y anaerobios no deben refrigerarse .

Evitar la salida y contaminación del contenido.

Si la viabilidad es muy escasa, usar medios de transporte. Pueden ser para aerobios o anaerobios.

Supervivencias de 24 h a Tª ambiente.

El paquete debe cumplir requisitos de etiquetado y señalización.

Transporte por vía terrestre, aplicar los requisitos del acuerdo ADR :El sistema de embalaje será el embalaje triple P650.

Transporte externo : - Contenedor hermético. - Cerrar y sellar, limpiar con desinfectante y secar. - El conductor deberá ser consciente del material que transporta.- Por un vehículo destinado a ello que deberá tener un kit.- Identificar con señal de peligro biológico.

El transporte realizado por terceros está regulado por distintos organismos.

2. UROCULTIVOS2.1. ORINA OBTENIDA POR MICCIÓN MEDIA.

A) MATERIAL NECESARIO:

B) OBTENCION DEL PRODUCTO. La 1ª micción de la mañana. Suspender tto ATB de 3 a 5 días antes de la toma. Técnica para mujeres, hombres y niños.

C) VOLUMEN MINIMO DE LA MUESTRA: 5-10 ml.

D) TRANSPORTE. Debe llegar en 1 h. Cuando no sea posible debe refrigerarse a 4ºC máximo 24 h.

E) OBSERVACIONES. - En pacientes con imposibilidad de recoger la muestra, se realizará SV.- Anaerobios: punción suprapúbica.- Micobacterias: 100-150 ml. - Hongos y virus > 20 ml. y parásitos orina de 24 h.

2.2 RECOGIDA DE ORINA DE PACIENTES CON CATETER PERMANENTE.

A) MATERIAL NECESARIO.

B) OBTENCIÓN DEL PRODUCTO.

- Se limpiará el catéter con una gasa con alcohol o solución yodada. -Pinchar con la aguja el catéter, por la zona desinfectada, aspirando entre 3-5 ml.

C) TRANSPORTE. En la jeringa o en un recipiente estéril. Si no puede llevarse al

laboratorio, se debe refrigerar a 4ºC.

3. TRACTO GENITAL FEMENINO3.1 EXUDADO VAGINAL:

A) MATERIAL NECESARIO.

B) TÉCNICA. En posición ginecológica se introducirá un espéculo sin lubricante. Tomar muestra con una torunda (fondo de saco vaginal posterior). Repetir con la 2ªtorunda.

C) NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 2 torundas

D) TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN Envío inmediato. Si > 15 min: medio de transporte tipo Stuart-Amies, a Tª ambiente o

en estufa 35-37ºC hasta su procesamiento (3-6 h).

E) OBSERVACIONES. No utilizar en los días previos sol. antisépticas vaginales, óvulos ni pomadas.

3.2 EXUDADOS URETRALES.

A) MATERIAL NECESARIO.- Torundas uretrales finas de alginato cálcico o Dracon.

B) TÉCNICA. Limpiar la mucosa circundante con gasas estériles. Introducir con un movimiento de rotación unos 2 cm. Repetir con la 2ª torunda. Cuando no haya suficiente, puede estimularse mediante masaje suave de la uretra.

C) NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 2 torundas.

D) TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. Inmediato. Si más de 15 min, medio de transporte Stuart-Amies.

Se procesarán antes de 3 horas, y como máx. en 6-12 horas.

E) OBSERVACIONES. Antes de la primera micción de la mañana, si no es posible, se deberá esperar al menos

1h tras la última micción.

4.MUESTRAS DE HECES. COPROCULTIVOSA) MATERIAL NECESARIO.

- Recipiente estéril de boca ancha.

B) OBTENCIÓN DE LA MUESTRA- Se seleccionan zonas donde haya sangre, moco o pus.- No son válidas las muestras contaminadas con orina.

C) VOLUMEN MÍNIMO. Muestras del tamaño de una nuez (1 ó 2 g). Heces líquidas: entre 5 y 10 ml.

D) TRANSPORTE.- Estudio bacteriológico: recipiente estéril si se va a procesar en el plazo de 1 ó 2 h. - En refrigeración hasta el procesamiento (Shigella spp) y se enviarán colocados en hielo. - Estudio virológico sin medio de cultivo.

E) OBSERVACIONES.

- Antes de ATB o antidiarréicos. Para parásitos evitar antiácidos, laxantes y contrastes.- Si no se detectan enteropatógenos, enviar 2 tomas más. Estudios parasitológicos: 3 muestras tomadas en diferentes días.

6. TEST DE GRAHAM.OXIUROSEn la parasitación por Enterobius no se buscarán los huevos en las heces sino en los márgenes del ano, que es donde la hembra los deposita.

- El método más útil es la técnica de Graham, que consiste en el empleo de un depresor de lengua, en uno de cuyos extremos se coloca el celo con la cara adhesiva hacia fuera. - Por la mañana, antes de levantarse se separan las nalgas y se hace presión hacia ambos márgenes, para que en la cara engomada queden adheridos los huevos. - La cinta adhesiva se coloca sobre un portaobjetos con la cara engomada hacia el cristal, y se envía en un sobre o envuelto en varias capas de papel.

7. TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR7.1 FARINGO-AMIGDALINO

A) MATERIAL NECESARIO. - Depresor lingual y torunda de algodón SIN medio de transporte.

B) TÉCNICA. - Con ayuda de depresor lingual, tocar con la torunda en las partes con exudado, membranas o inflamación. - Frotar criptas tonsilares y faringe post. No tocar mucosa oral, lengua o úvula.

C) NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Una torunda.

D) TRANSPORTE Y CONSERVACION. No requiere medidas especiales.

E) OBSERVACIONES. Se investiga rutinariamente para Streptococcus beta-hemolítico del grupo A.

8. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR. ESPUTOSA) MATERIAL NECESARIO. - Recipiente estéril de boca ancha.

B) TÉCNICA. - Enjuagar con agua destilada estéril o solución salina.- Obtener el esputo tras expectoración profunda, preferentemente matinal.- Inducir el esputo con nebulizaciones de S.F estéril y drenaje postural o fisioterapia respiratoria.

C) VOLUMEN MÍNIMO: De 2 a 10 ml.

D) TRANSPORTE Y CONSERVACION.Envío inmediato (no > 2 h).Si no es posible, refrigerar a 4ºC.

E) OBSERVACIONES. - Antes de instaurar el tratamiento antibiótico.- No es útil para anaerobios.

9. PIEL Y TEJIDOS BLANDOS9.1 ÚLCERAS Y HERIDAS SUPERFICIALESA) MATERIAL NECESARIO.

- S.F , jeringa y aguja estériles y torundas con medio de transporte tipo Stuart-Amies.

B) TECNICA.Lavar la superficie de la herida. Aspirar de zonas profundas.Si es insuficiente, instilar suero y aspirarlo en la jeringa.Sólo si no es posible efectuar un frotis.

C) NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Muestras líquidas 1-10 cm³. Se enviará la máx. cantidad posible.

D) TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN.Inmediato. Enviar jeringa de la 2 ª extracción, procesar antes de 2 h.

9.2 ABCESOS CERRADOS

A) MATERIAL NECESARIO.- Jeringa estéril ,aguja IM y medio de transporte para anaerobios.

B) TECNICA. - Limpiar con alcohol, abarcar unos 10 cm. Repetir con Povidona. Dejar secar.- Realizar una punción-aspiración del absceso.- Desinfectar el tapón con Povidona e inyectar con la misma jeringa parte de la muestra. No utilizar los medios con coloración azul. - Dejar el resto de la muestra en la jeringa , o en contenedor estéril.

C) NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Entre 1-5 ml.

D) TRANSPORTE Y CONSERVACION. Lo antes posible. Mantener a Tª ambiente.

E) OBSERVACIONES. Especificar localización de la muestra.

9.3 FÍSTULAS Y TRACTOS SINUSALES

A) MATERIAL NECESARIO.

B) TECNICA.Limpiar la superficie cutánea con alcohol y luego con Povidona. Aspirar el exudado de la parte profunda de la fístula con jeringa y aguja.

C) NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 1-5 ml.

D) TRANSPORTE Y CONSERVACION: Antes de 2 h.

E) OBSERVACIONES.Inadecuadas para anaerobios. Son poco eficaces.

10. HEMOCULTIVOSA) MATERIAL NECESARIO:

B) OBTENCION DE LA MUESTRA.- Retirar los tapones y desinfectar la goma con alcohol iodado, dejando secar 1 min.- Debe utilizarse una vena distinta para cada extracción.- Desinfectar con alcohol una zona de 10 cm y repetir con el alcohol iodado.- Introducir en los frascos evitando el aire en anaerobios. Mover los frascos.

C) VOLUMEN DE LA MUESTRA. Entre 15-20 ml por toma en adultos.Proporción 1:10 con el medio de cultivo.En neonatos y niños pequeños es suficiente 1-5 ml, en un solo frasco.

D) NÚMERO DE MUESTRAS. 3 hemocultivos. Intervalo > 1 h, si hay gran urgencia, puede ser 15 min.

E) TRANSPORTE. Mantener a 35-37ºC o a Tª ambiente. NO refrigerar ni congelar.

F) OBSERVACIONES. Puede realizarse extracción arterial. Son inadecuadas las muestras de catéter, salvo sospecha de infección del mismo.

11. CATÉTERES INTRAVASCULARESA) MATERIAL NECESARIO.

- Guantes de goma estériles, gasas estériles.- Pinzas y tijeras estériles.- Recipiente estéril con tapa de rosca.

B) OBTENCIÓN DEL PRODUCTO. - Desinfectar con alcohol una zona de piel de unos 10 cm correspondiente a la zona de entrada del catéter.- Repetir con el alcohol iodado, dejando secar durante 1 min. - Retirar el catéter con la máx. asepsia. - Cortar los 5 cm distales del catéter. Introducir el segmento en el recipiente.

C) TAMAÑO DE LA MUESTRA: 3 cm. de la porción más distal.

D) TRANSPORTE: Menos de 30 min. Si no es posible, conservar en nevera.

12. BIBLIOGRAFÍA• Acuerdo europeo sobre el transporte internacional de mercancías peligrosas por carretera (adr 2011). Gobierno de España. Ministerio de Fomento.

• Manual de obtención y manejo de muestras para el laboratorio clínico. Servicio Andaluz de Salud. Consejería de Sanidad.

• Recomendaciones de la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica.

• Recogida de muestras más habituales en el servicio de urgencias (III) (A.I. Álvaro Varela, R. Muguerza Iraola, I. Dorronsoro Ibero MIR de Microbiología del Hospital de Navarra. FIR de Análisis Clínicos del Hospital de Navarra. Jefa de Servicio de Microbiología del Hospital de Navarra.)

• Guía de prevención de riesgos laborales durante la obtención, manipulación y transporte de muestras biológicas. Prevención de Riesgos Laborales-Departamento de Salud y Consumo. Aragón.

• Laboratorio de Microbiología. Manual de recogida, transporte y conservación de muestras. Complejo Hospitalario de Albacete.

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GRACIAS POR VUESTRA ATENCIÓN