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UNIVERSIDADE
DEPARTAMENTO DE PROGRAMA DE
“PRODUÇÃO E SEPARAÇÃO DE DIACILGLICEROL A DO TRIACILGLICEROL DO ÓLEO DE PALMA”
NIVERSIDADE ESTADUAL DE MARINGÁ CENTRO DE TECNOLOGIA
EPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICAROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA
“PRODUÇÃO E SEPARAÇÃO DE DIACILGLICEROL A DO TRIACILGLICEROL DO ÓLEO DE PALMA”
Fernando Augusto Pedersen Voll Orientador: Prof. Dr. Lúcio Cardozo Filho Co-Orientadores: Prof. Dr. Marcos L. Corazza
Prof. Dra
Tese de doutorado submetida à Universidade Estadual de Maringá, como parte dos requisitos necessários à obtenção do grau de Doutor em Engenharia Química, área de Desenvolvimento de Processos.
Maringá – PR, Brasil Abril, 2011
UÍMICA NGENHARIA QUÍMICA
“PRODUÇÃO E SEPARAÇÃO DE DIACILGLICEROL A PARTIR DO TRIACILGLICEROL DO ÓLEO DE PALMA”
Fernando Augusto Pedersen Voll
Orientador: Prof. Dr. Lúcio Cardozo Filho
: Prof. Dr. Marcos L. Corazza
Fernanda de Castilhos
Tese de doutorado submetida à Universidade Estadual de Maringá, como parte dos requisitos necessários à obtenção do grau de Doutor em Engenharia Química, área de Desenvolvimento
Dados Internacionais de Catalogação-na-Publicação (CIP) (Biblioteca Central - UEM, Maringá – PR., Brasil)
Voll, Fernando Augusto Pedersen V923p Produção e separação de diacilglicerol a partir do
triacilglicerol do óleo de palma / Fernando Augusto Pedersen Voll. -- Maringá, 2011.
xxiv, 117 f. : il., figs., tabs. Orientador: Prof. Dr. Lúcio Cardozo Filho. Co-orientadores: Prof. Dr. Marcos L. Corazza, Prof.ª
Dr.ª Fernanda de Castilhos. Tese (doutorado) - Universidade Estadual de Maringá,
Centro de Tecnologia, Departamento de Engenharia Química, Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química, 2011.
1. Diacilglicerol - Óleo de palma. 2. Triacilglicerol -
Óleo de palma. 3. Enzima lipase. 4. Modelagem cinética. 5. Hidrólise - Óleo de palma. 5. Equilíbrio líquido-líquido. I. Cardozo Filho, Lúcio, orient. II. Corazza, Marcos L., co-orient. III. Castilhos, Fernanda de, co-orient. IV. Universidade Estadual de Maringá. Centro de Tecnologia. Departamento de Engenharia Química. Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química. V. Título.
CDD 22.ed. 665.3
ii
iii
Dedicatória
Dedico esta tese à minha esposa Juliana, pela motivação durante mais esta etapa da minha
vida e pelo amor que me dedica todos os dias.
iv
Agradecimentos
À minha esposa Juliana, pelo seu amor, confiança, compreensão e tempo dedicado a mim.
À minha mãe Maria Helena, por todo tipo de apoio e suporte emocional.
Ao meu irmão Francisco, por seu companheirismo de sempre.
Aos meus sogros Osíris e Dalva, por me receberem em sua casa durante o maior período da
realização deste trabalho.
Ao meu orientador, Lúcio Cardozo Filho, pela confiança depositada em mim para o
desenvolvimento desta tese. Agradeço também pela ajuda e incentivo durante o trabalho.
Ao meu co-orientador, Marcos Lúcio Corazza, pela valiosa ajuda, principalmente em etapas
complicadas do trabalho, permitindo o desenrolar do mesmo.
À minha co-orientadora Fernanda de Castilhos, por toda contribuição dedicada a este
trabalho.
À Química Ivânia T. Albrecht Schuquel, pelas análises de RMN.
Ao Engenheiro Químico Lauro M. Kambara, pelas análises de Karl Fischer.
Ao Professor Marcos Rogério Mafra, pela ótima receptividade e por me ajudar na etapa
experimental de estudo de equilíbrio de fases.
Aos amigos do grupo dos laboratórios de Tecnologia Supercrítica e Equilíbrio de Fases do
DEQ/UEM pelas proveitosas discussões.
Aos colegas do grupo de pesquisa do laboratório 641 do Instituto de Química da UFRJ, pelas
valorosas contribuições a este trabalho.
v
Ao Professor Vladimir F. Cabral, pelas contribuições, em especial nos procedimentos
computacionais deste trabalho.
Ao CNPq, FINEP e FUJB, pelo apoio financeiro.
A todas as pessoas que de alguma forma contribuíram para o desenvolvimento deste trabalho.
Faço um agradecimento especial “in memorian” ao Professor Octavio Antunes, pela grande
oportunidade oferecida a mim para trabalhar na linha de pesquisa deste trabalho.
vi
RESUMO
VOLL, Fernando Augusto Pedersen. Produção e separação de diacilglicerol a partir do
triacilglicerol do óleo de palma; Orientador: Lúcio Cardozo Filho. Co-Orientadores: Marcos
L. Corazza (UFPR) e Fernanda de Castilhos (UFPR). Maringá: UEM/Pós-Graduação em
Engenharia Química, 2011. Tese (Doutorado em Desenvolvimento de Processos)
O óleo de palma ocupa o primeiro lugar na produção mundial de óleos comestíveis.
Sua composição diferenciada de cerca de 50% em ácidos graxos saturados lhe confere boa
consistência a temperatura ambiente, entretanto, por apresentar esta grande quantidade de
ácidos graxos saturados, este óleo tem recebido uma percepção negativa dos consumidores.
Neste contexto, surge o interesse da produção de um óleo de palma rico em moléculas de
diacilglicerol, as quais apresentam características como sabor e aparência próximos aos das
moléculas de triacilglicerol. Estudos indicam que o consumo de diacilglicerol pode evitar
problemas relacionados ao elevado consumo de triacilglicerol, como obesidade e doenças
cardiovasculares. Este trabalho tem como objetivo avaliar a cinética da hidrólise enzimática
do óleo de palma e a termodinâmica de equilíbrio de fases entre os produtos da hidrólise
utilizando-se um meio com água e etanol, o que permite a simulação de processos que têm
como finalidade a obtenção de um óleo de palma rico em diacilglicerol. A hidrólise parcial do
óleo de palma foi realizada em meio livre de solvente, a 55°C, 400 rpm, com a enzima
imobilizada Lipozyme RM IM. As variáveis avaliadas do sistema foram: concentração de
enzima, concentração inicial de água e tempo de reação. Um óleo de palma com 35,91 m%
em DAG (quantificado por RMN de 13C) foi obtido experimentalmente para as melhores
condições preditas pelo modelo cinético: 2,87 m% enzima/substrato, 2,10 m% água/óleo e 72
horas de reação. O estudo de equilíbrio líquido-líquido do óleo de palma (obtido na etapa de
hidrólise) com etanol e água foi utilizado para a estimativa de parâmetros UNIQUAC, os
quais foram usados na simulação de um processo de extração líquido-líquido para purificação
do DAG. A separação de fases em cada estágio da extração foi calculada por meio da
minimização da energia livre de Gibbs do sistema. As simulações de extração líquido-líquido
indicaram a possibilidade de obtenção de um óleo de palma com 87,64 m% em DAG e 0,53
m% de acidez.
vii
Palavras-chave: diacilglicerol, enzima lipase, modelagem, hidrólise, equilíbrio líquido-
líquido.
viii
ABSTRACT
VOLL, Fernando Augusto Pedersen. Production and separation of diacylglcyerol from the
triacylglycerol of the palm oil; Supervisor: Lúcio Cardozo Filho. Co-Supervisors: Marcos L.
Corazza (UFPR) e Fernanda de Castilhos (UFPR). Maringá: UEM/Pós-Graduação em
Engenharia Química, 2011. Tese (Doutorado em Desenvolvimento de Processos)
Palm oil ranks first in world production of edible oils. Its unique composition of about
50 % in saturated fatty acids gives good consistency at room temperature, however, for
presenting this large amount of saturated fatty acids, this oil has received a negative
perception from the consumers. In this context there is interest in the production of a palm oil
rich in diacylglycerol molecules, which exhibit characteristics such as flavor and appearance
similar to those of triacylglycerol. Studies indicate that consumption of diacylglycerol can
avoid problems that are related to the high consumption of triglycerides, such as obesity and
cardiovascular diseases. This study aims to evaluate the kinetics of enzymatic hydrolysis of
palm oil and the thermodynamics of phase equilibrium between the hydrolysis products with
water and ethanol, which enables simulation of processes which aim to achieve a palm oil that
is rich in diacylglycerol. The partial hydrolysis of palm oil was carried out in a solvent-free
medium at 55 °C, 400 rpm, with the immobilized enzyme Lipozyme RM IM. The variables
evaluated in the system were: enzyme concentration, initial water concentration and reaction
time. A palm oil with 35.91 wt% in DAG was obtained for the best conditions predicted by
the kinetic model: 2.87 wt% enzyme/substrate, 2.10 wt% water/oil and 72 hours of reaction.
The study of the liquid-liquid equilibrium of palm oil (obtained in the hydrolysis step) with
ethanol and water was used to estimate UNIQUAC parameters, which were used in the
simulation of a liquid-liquid extraction process for the purification of DAG. The phases split
at each extraction stage were calculated by minimizing the Gibbs free energy of the system.
The simulations of liquid-liquid extraction indicated the possibility of obtaining a palm oil
with 87.64 wt% in DAG and 0.53 wt% of acidity.
Keywords: diacylglycerol, lipase, modeling, hydrolysis, liquid-liquid equilibrium.
ix
LISTA DE SÍMBOLOS
Símbolos Arábicos
�� – Atividade relativa
��� , ��� - Parâmetros UNIQUAC de interação (K)
���� - Área relativa do pico correspondente ao 1-MAG, obtida no espectro de RMN
���� - Área relativa do pico correspondente ao 2-MAG, obtida no espectro de RMN
����� - Área relativa do pico correspondente ao 1,2-DAG, obtida no espectro de RMN
����� - Área relativa do pico correspondente ao 1,3-DAG, obtida no espectro de RMN
�� - Área relativa do pico correspondente ao TAG, obtida no espectro de RMN
��� - Ácido graxo livre
��� - Diacilglicerol
� - Enzima livre
�� – Fator de correção
��� – Fugacidade do componente i na fase f (bar)
����– Fugacidade do componente i na fase líquida f (bar)
���– Fugacidade do componente i no estado de referência (bar)
����– Fugacidade do componente i no estado de referência na fase líquida (bar)
��� – Função objetivo
� – Glicerol
��� – energia livre de Gibbs de excesso na fase f (J/mol)
��� - Energia livre de Gibbs (J/mol)
��� – Água em contato íntimo com a fase oleosa
���� ! – Água não solubilizada na fase oleosa
���" – Água total do sistema
x
#$ – Coeficiente de partição
%& – Constante de limitação de transferência de massa (g-substrato/g-enzima)
%� (r = 1,...,22) - Constantes da taxa
#� (r = 1,...,7) – Constantes aparentes da taxa ( g-substrato2/mmol2)
'�� - Monoacilglicerol
'()*+ - Molaridade da solução de NaOH (mol/L)
,� – Número de grupos k
-�� – Número de moles do componente/pseudo-componente i na fase f
,. – Número de diferentes moléculas que formam o pseudo-componente i
,�/0 – Número de observações
,1 – Número de componentes/pseudo-componentes
,2 – Número de fases
,� – Número de linhas de amarração
-3� – Numero de moles totais na fase f
4� - Peso da amostra de óleo utilizada na determinação de acidez (g)
''� – Massa molar da enzima (g/mol)
''� - Massa molar média do ácido graxo livre do óleo de palma (g/mol)
'' - Massa molar média do diacilglicerol do óleo de palma (g/mol)
''� – Massa molar do componente i (g/mol)
'' - Massa molar do glicerol (g/mol)
''+5* - Massa molar da água (g/mol)
''� - Massa molar média do monoacilglicerol do óleo de palma (g/mol)
''� - Massa molar média do triacilglicerol do óleo de palma (g/mol)
67 - Parâmetro UNIQUAC de área do grupo k
xi
68+5 - Parâmetro UNIQUAC de área do grupo CH2
68**+ - Parâmetro UNIQUAC de área do grupo COOH
68+58** - Parâmetro UNIQUAC de área do grupo CH2COO
6*+ - Parâmetro UNIQUAC de área do grupo OH
6� (r = 1,...,6) Constantes aparentes da taxa (g-substrato2/( mol-enzima.horas.mmol))
9� – Parâmetro UNIQUAC de área do componente/pseudo-componente i
9� – Parâmetro UNIQUAC de área do ácido graxo livre do óleo de palma
9 – Parâmetro UNIQUAC de área do diacilglicerol do óleo de palma
9:�;<�=: – Parâmetro UNIQUAC de área do glicerol
9� – Parâmetro UNIQUAC de área do monoacilglicerol do óleo de palma
9� – Parâmetro UNIQUAC de área do triacilglicerol do óleo de palma
> – Constante universal dos gases (J/mol.K)
>7 - Parâmetro UNIQUAC de volume do grupo k
>', – Ressonância magnética nuclear
>8+5 - Parâmetro UNIQUAC de volume do grupo CH2
>8**+ - Parâmetro UNIQUAC de volume do grupo COOH
>8+58** - Parâmetro UNIQUAC de volume do grupo CH2COO
>*+ - Parâmetro UNIQUAC de volume do grupo OH
?� – Parâmetro UNIQUAC de volume do componente/pseudo-componente i
?� – Parâmetro UNIQUAC de volume do ácido graxo livre do óleo de palma
? – Parâmetro UNIQUAC de volume do diacilglicerol do óleo de palma
?:�;<�=: – Parâmetro UNIQUAC de volume do glicerol
?� – Parâmetro UNIQUAC de volume do monoacilglicerol do óleo de palma
?� – Parâmetro UNIQUAC de volume do triacilglicerol do óleo de palma
xii
@ – Temperatura (K)
@�� – Triacilglicerol
A7�– Número de grupos k no componente i
A7B– Número de grupos k na molécula m
C� (r = 1,...,6) – Constantes aparentes da taxa ( g-substrato2/(g-enzima.horas.mmol))
C�& - Volume (L)
D�� - Fração molar do componente/pseudo-componente i na fase f
DB� E- Fração molar da molécula m no pseudo-componente i
D!F��=:<= - Fração molar de surfactantes no óleo
D� ��;):; - Fração molar calculada do componente/pseudo-componente i na linha de amarração
n e na fase f D� G�;):; - Fração molar calculada do componente/pseudo-componente i na linha de amarração
n e na fase α D� H�;):; - Fração molar calculada do componente/pseudo-componente i na linha de amarração
n e na fase β I�=<JK - Fração mássica experimental do pseudo-componente i na observação o
I�=;):; - Fração mássica calculada do pseudo-componente i nas condições da observação o
I� ��<JK - Fração mássica experimental do componente/pseudo-componente i na linha de
amarração n e na fase f I� ��;):; - Fração mássica calculada do componente/pseudo-componente i na linha de
amarração n e na fase f L MNO - Porcentagem mássica de diacilgliceróis no óleo
L�MNO - Porcentagem mássica de monoacilglicerois no óleo
L�MNO - Porcentagem mássica de triacilglicerois no óleo
P – Equação auxiliar da energia livre de Gibbs (J/mol)
Q��&R - Concentração de ácidos graxos livres (mmol/g-substrato)
xiii
Q���R - Concentração de diacilgliceróis (mmol/g-substrato)
Q��� S � S ���R - Concentração do complexo diacilglicerol×enzima×ácido graxo livre (mmol/g-substrato)
Q��� S � S ���R - Concentração do complexo diacilglicerol×enzima×água (mmol/g-
substrato)
Q�R - Concentração de enzimas livres (mmol/g-substrato)
Q�'6R – Erro médio quadrático
Q��R - Concentração de enzimas totais (mmol/g-substrato)
Q�@R - Concentração de enzimas totais (g-enzima/g-substrato)
Q�@TR - Concentração de enzimas totais disponíveis ao substrato (g-enzima/g-substrato)
Q���R - Concentração de água em contato íntimo com a fase oleosa (mmol/g-substrato)
Q���R� - Concentração inicial de água em contato íntimo com a fase oleosa (mmol/g-
substrato)
Q���� !R - Concentração de água não solubilizada na fase oleosa (mmol/g-substrato)
Q���� !R� - Concentração inicial de água não solubilizada na fase oleosa (mmol/g-substrato)
Q���"R - Concentração de água total no sistema (mmol/g-substrato)
Q���"R� - Concentração inicial de água total no sistema (mmol/g-substrato)
Q�R – Concentração de glicerol (mmol/g-substrato)
Q� S � S ���R - Concentração do complexo glicerol×enzima×ácido graxo livre (mmol/g-substrato)
Q'��R - Concentração de monoacilgliceróis (mmol/g-substrato)
Q'�� S � S ���R - Concentração do complexo monoacilglicerol×enzima×ácido graxo livre (mmol/g-substrato)
Q'�� S � S ���R - Concentração do complexo monoacilglicerol×enzima×água
(mmol/g-substrato) Q@��R - Concentração de triacilgliceróis (mmol/g-substrato)
xiv
Q@�� S � S ���R - Concentração do complexo triacilglicerol×enzima×água (mmol/g-
substrato)
Símbolos gregos
U�� - Potencial químico do componente/pseudo-componente i na fase f (J/mol)
U�� - Potencial químico de referência do componente/pseudo-componente i (J/mol)
U��� - Potencial químico de referência do componente/pseudo-componente i na
fase líquida (J/mol) V�� - Coeficiente de atividade do componente/pseudo-componente i na fase f
Subscritos
� - Fase
� – Componente/pseudo-componente
W – Componente/pseudo-componente
% – Grupo UNIQUAC
- – Linha de amarração
� – observação experimental
? – parâmetro cinético
xv
Superescritos
X - Estado de referência
��&� - calculado
YD4 - experimental
� - Fase
� - Fase líquida
xvi
LISTA DE FIGURAS Figura 2.1 – Exemplo de estruturas e nomenclaturas de ácidos graxos livres .......................... 5 Figura 2.2 – Estrutura geral de um triacilglicerol ..................................................................... 7 Figura 2.3 - Estruturas gerais de um diacilglicerol. (a) 1,2 (2,3)-DAG; (b) 1,3-DAG ............. 9 Figura 2.4 - Estruturas gerais de um monoacilglicerol. (a) 2-MAG; (b) 1 (3)-MAG ............. 11 Figura 2.5 – Cinética da hidrólise do óleo de soja sobre Fe-Zn-DMC. Condições da reação: óleo = 10g, razão molar óleo:água = 1:20, catalisador = 5 m% em relação ao óleo, temperatura = 463 K (adaptado de Satyarthi et al. (2001)) ................................................................... 20 Figura 2.6 – Esquema de reações de hidrólise/esterificação para uma lipase 1,3-específica (o termo HID refere-se à hidrólise enquanto que o termo EST refere-se à esterificação) ......................................... 21 Figura 2.7 – Esquema com as principais etapas envolvidas na reação de esterificação do glicerol com ácidos graxos livres (adaptado de Watanabe et al. (2003)) ................................................................. 24 Figura 2.8 - Diagrama de distribuição de dilaurina-trilaurina-etanol aquoso e monolaurina-dilaurina-etanol aquoso a 60°C. XAB = Fração mássica de A na fase rica em B (livre de C); XAC = Fração mássica de A na fase rica em C (livre de C) (Adaptado de Monick e Treybal (1956)) ............................................................. 34 Figura 3.1 – Esquema para reação de hidrólise. 1 - banho termostático; 2 - agitador magnético; 3 - reator encamisado .................................................... 41 Figura 3.2 – Esquema da filtração do óleo hidrolisado. 1 - funil com papel filtro; 2 - kitassato contendo amostra filtrada; 3 - bomba de vácuo .............................. 42 Figura 3.3 – Esquema do experimento de equilíbrio líquido-líquido. 1 – banho termostático; 2 – agitador magnético; 3 – célula de equilíbrio .......... 43 Figura 4.1 – Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo reacional a 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 5 m% água/óleo. Dados em base livre de água e glicerol ............................................................... 60
xvii
Figura 4.2 – Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo reacional a 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 10 m% água/óleo. Dados em base livre de água e glicerol ............................................................... 61 Figura 4.3 – Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo reacional a 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 15 m% água/óleo. Dados em base livre de água e glicerol ............................................................... 62 Figura 4.4 - Concentração de TAG em função do tempo de reação (obtida pelo modelo cinético). 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 10 m% água/óleo .................................................................................................. 64 Figura 4.5 – Concentração de água em função do tempo de reação (obtida pelo modelo cinético). 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 5 m% água/óleo ................................................................................................... 65 Figura 4.6 - Concentração de AGL em função do tempo de reação para diferentes concentrações de enzima (g-enzima/g-substrato), 55 °C e alimentação de 10 m% água/óleo ........................................................... 66 Figura 4.7 - Concentração de AGL em função do tempo de reação. 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 10 m% água/óleo ......................................... 68
Figura 4.8 – Concentrações experimentais e teóricas (modelo com atividade relativa de 1,73) para uma reação de hidrólise a 55°C, 1,36 m% enzima/substrato e alimentação de 5 m% de água/óleo. Dados em base livre de glicerol e água................................................................ 69 Figura 4.9 - Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo reacional a 55 °C; 2,87 m% enzima/substrato; 2,10 m% água/óleo. Dados em base livre de glicerol e água ............................................................... 71 Figura 4.10 – Equilíbrio líquido-líquido do sistema óleo de palma hidrolisado (1+2+3+4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C. ● Composição global, ---- linha de solubilidade calculada, —□— linhas de amarração experimental, ••∆•• linhas de amarração preditas por minimização da energia livre de Gibbs do sistema utilizando modelo UNIQUAC .............................................................. 74 Figura 4.11 – Estágios de extração LL para separação de MAG e AGL de DAG e TAG. Predições de equilíbrio realizadas por minimização da energia livre de Gibbs do sistema com modelo UNIQUAC a 45°C .......................................................... 81
xviii
Figura 4.12 – Estágios de extração LL para separação do DAG e TAG. Predições de equilíbrio realizadas por minimização da energia livre de Gibbs do sistema com modelo UNIQUAC a 45°C ............................. 82 Espectro A.1 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo de palma refinado utilizado neste trabalho .................................................................... 99 Espectro A.2 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 3 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 100 Espectro A.3 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 6 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 100 Espectro A.4 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 12 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 101 Espectro A.5 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 18 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 101 Espectro A.6 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 24 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água)............................................................. 102 Espectro A.7 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 31,83 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 102 Espectro A.8 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 40 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 103 Espectro A.9 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 48 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ............................................................ 103 Espectro A.10 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 3 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 104 Espectro A.11 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 7,5 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 104 Espectro A.12 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 12 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 105
xix
Espectro A.13 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 16 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 105 Espectro A.14 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 20,5 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) ........................................................... 106 Espectro A.15 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 24 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 106 Espectro A.16 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 32 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 107 Espectro A.17 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 40 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 107 Espectro A.18 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 47,5 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 108 Espectro A.19 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 4 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 108 Espectro A.20 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 8 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 109 Espectro A.21 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 12 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água............................................................ 109 Espectro A.22 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 16 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 110 Espectro A.23 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 20 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 110 Espectro A.24 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 24 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água........................................................... 111
xx
Espectro A.25 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 40 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 111 Espectro A.26 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 48 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água) .......................................................... 112 Espectro A.27 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 32 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima (lote 2) em relação ao substrato (óleo+água) ............................................. 112 Espectro A.28 - RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática nas condições ótimas de reação (2,87 m% enzima/substrato; 2,10 m% água/óleo; 72 horas de reação) .................................................... 113 Espectro A.29 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo de palma hidrolisado utilizado no estudo de equilíbrio líquido-líquido ....................................... 113 Espectro A.30 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase oleosa do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 3 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 114 Espectro A.31 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 3 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 114 Espectro A.32 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase oleosa do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 4 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 115 Espectro A.33 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 4 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 115 Espectro A.34 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase oleosa do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 5 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 116 Espectro A.35 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 5 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 116 Espectro A.36 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 6 g de água e 19,5 g de etanol ................................................ 117
xxi
LISTA DE TABELAS
Tabela 2.1 – Nomenclatura, nome e fórmula de ácidos graxos livres (SCRIMGEOUR, 2005) ...................................................... 6
Tabela 2.2 – Espécies moleculares de triacilglicerol contendo apenas ácido palmítico e ácido oleico (SCRIMGEOUR, 2005) ............................................... 8 Tabela 2.3 – Porcentagem mássica de TAG e DAG em diferentes óleos comestíveis (YANAI et al., 2007) ....................................................................... 9 Tabela 2.4 – Produção mundial de óleos vegetais, em milhões de toneladas por ano (USDA, 2011) ............................................... 13 Tabela 2.5 – Custo de produção de óleos selecionados por País/Região (LAM et al., 2009) ......................................................................... 14 Tabela 2.6 – Óleos vegetais: Concentração de óleo e produção ............................................. 15 Tabela 2.7 – Composição de ácidos graxos presentes no óleo de palma (NOOR et al., 2003) .............................................................. 15 Tabela 2.8 – Composição mássica de triacilgliceróis no óleo de palma (P – ácido palmítico; O – ácido oleico; L – ácido linoleico; S – ácido esteárico) ........................................................... 16 Tabela 3.1 – Fração mássica porcentual do óleo de palma utilizado nos experimentos de hidrólise parcial ................................................. 41 Tabela 4.1 – Parâmetros estimados do modelo cinético (parte 1) ........................................... 58 Tabela 4.2 – Parâmetros estimados do modelo cinético (parte 2) ........................................... 59 Tabela 4.3 – Concentrações experimentais e teóricas (modelo com atividade relativa de 1,73) para uma reação de hidrólise de 32 horas a 55°C, 1,36 m% enzima/substrato e alimentação de 5 m% de água/óleo ................................................................. 68 Tabela 4.4 – Concentrações preditas e experimentais nas condições ótimas de reação (55 °C; 2,87 m% enzima/substrato; 2,10 m% água/óleo; 72 horas de reação) ........................................................... 70 Tabela 4.5 – Composição do óleo de palma hidrolisado utilizado nos estudos de ELL ......... 72 Tabela 4.6 – Parâmetros ?� e 9� para TAG, DAG, MAG, AGL, etanol e água ....................... 72 Tabela 4.7 – Parâmetros ��� e ��� para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) ..................................................... 73
xxii
Tabela 4.8 – Dados experimentais de equilíbrio líquido-líquido para o sistema óleo de palma hidrolisado (1+2+3+4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C .............................................................................. 74 Tabela 4.9 - Composição experimental dos componentes oleosos (livre de água e etanol), em porcentagem mássica, para cada fase de cada linha de amarração ................................................................. 75 Tabela 4.10 - Composição calculada dos componentes oleosos (livre de água e etanol), em porcentagem mássica, para cada fase de cada linha de amarração ....................................................... 76 Tabela 4.11 - Erro entre composição calculada e experimental dos componentes oleosos (livre de água e etanol), em porcentagem mássica, para cada fase de cada linha de amarração ......................................... 76 Tabela 4.12 - Composições globais para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) .................................................... 77 Tabela 4.13 – Dados experimentais de equilíbrio líquido-líquido para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C ............................................................................ 77 Tabela 4.14 – Dados Calculados de equilíbrio líquido-líquido para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C ............................................................................ 78 Tabela 4.15 - Erro entre dados experimentais e calculados do equilíbrio líquido-líquido para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C ..................... 78 Tabela 4.16 – Coeficientes de partição de TAG, DAG, MAG e AGL para uma razão fixa de alimentação de 1,25 óleo/etanol e diferentes concentrações globais de água a 45 °C ........................................... 79 Tabela 4.17 – Valores de massa (em kg) de cada componente referente às Figuras 4.11 e 4.12 ...................................................................... 83
xxiii
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .................................................................................................................... 1
1.1 OBJETIVO .......................................................................................................................... 2
1.2 METAS ............................................................................................................................... 2
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ............................................................................................ 4
2.1 ÓLEOS E GORDURAS ..................................................................................................... 4
2.1.1 Ácidos graxos livres (AGL) ............................................................................... 4
2.1.2 Triacilgliceróis (TAG) ........................................................................................ 6
2.1.3 Diacilgliceróis (DAG) ......................................................................................... 8
2.1.4 Monoacilgliceróis (MAG) ................................................................................ 11
2.2 ÓLEO DE PALMA ........................................................................................................... 12
2.3 PRODUÇÃO DE DAG E MAG ...................................................................................... 17
2.3.1 Catalisadores empregados ............................................................................... 17
2.3.2 Solventes e surfactantes ................................................................................... 19
2.3.3 Reação para produção de DAG....................................................................... 20
2.4 PURIFICAÇÃO DO DAG ................................................................................................ 32
2.4.1 Destilação .......................................................................................................... 32
2.4.2 Extração líquido-líquido .................................................................................. 33
2.5 CONSIDERAÇÕES .......................................................................................................... 36
3. MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................................ 37
3.1 MATERIAIS ..................................................................................................................... 37
3.2 MÉTODOS ANALÍTICOS .............................................................................................. 37
3.2.1 Quantificação de acidez ................................................................................... 37
3.2.2 Quantificação de acilgliceróis por RMN de 13C ............................................ 38
3.2.3 Quantificação de água ..................................................................................... 40
xxiv
3.3 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS ........................................................................ 40
3.3.1 Reações de hidrólise ......................................................................................... 40
3.3.2 Equilíbrio de fases líquido-líquido .................................................................. 42
3.4 MODELAGEM DA CINÉTICA DA HIDRÓLISE DO ÓLEO
DE PALMA E DO EQUILÍBRIO LÍQUIDO-LÍQUIDO
DO SISTEMA AG+DAG+MAG+AGL+ÁGUA+ETANOL ........................................... 44
3.4.1 Modelo cinético da reação de hidrólise do óleo de palma ............................ 44
3.4.2 Modelagem do equilíbrio líquido-líquido do sistema TAG + DAG + MAG + AGL + água + etanol ................................. 53
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ....................................................................................... 58
4.1 HIDRÓLISE DO ÓLEO DE PALMA .............................................................................. 58
4.1.1 Determinação dos parâmetros cinéticos ....................................................... 58
4.1.2 Efeito da concentração de água ...................................................................... 59
4.1.3 Efeito da concentração de enzima .................................................................. 65
4.1.4 Atividade relativa ............................................................................................. 67
4.1.5 Condições ótimas de reação ............................................................................ 69
4.2 EQUILÍBRIO LÍQUIDO-LÍQUIDO ............................................................................... 71
4.2.1 Determinação dos parâmetros UNIQUAC .................................................... 72
4.2.2 Dados experimentais e preditos de ELL ....................................................... 73
4.2.3 Simulação de estágios de separação de DAG por extração líquido-líquido .................................................................. 80
5 CONCLUSÕES .................................................................................................................. 84
5.1 SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ............................................................ 85
6 REFERÊNCIAS ................................................................................................................. 86
7 PRODUÇÃO CIENTÍFICA ............................................................................................. 97
ANEXO .................................................................................................................................. 99
1
1 INTRODUÇÃO
Dietas ricas em óleos e gorduras são fatores de risco para obesidade e doenças do
coração (CHEONG et al., 2007). Por esta razão, profissionais e organizações públicas de
saúde têm recomendado a redução nos hábitos alimentares baseados nestas dietas. Entretanto,
como os óleos e gorduras são também importantes fontes de energia, ácidos graxos essenciais
e vitaminas solúveis em gorduras, a ingestão destes alimentos tem sido sugerida, desde que de
forma balanceada (CHEONG et al., 2007; YANG et al., 2004).
Apesar dos problemas associados às dietas ricas em óleos e gorduras mencionadas
acima, dietas pobres em gordura não são toleradas por períodos longos, uma vez que as
gorduras aumentam a palatabilidade dos alimentos. Neste contexto surge o interesse para uma
alternativa que seria o desenvolvimento de um óleo rico em diacilglicerol (DAG), uma vez
que este composto é bem aceito por consumidores de alimentos gordurosos (KAWASHIMA
et al., 2008), e também pode prevenir problemas comumente relacionados ao consumo
excessivo de gorduras, como por exemplo, a obesidade (TAGUCHI et al., 2000). Vale
ressaltar também que o DAG já vem sendo consumido por humanos há muito tempo, uma vez
que este se encontra presente como componente minoritário em diversos óleos comestíveis
(FLICKINGER e MATSUO, 2003).
Na literatura, verifica-se que o DAG pode ser produzido via catálise enzimática
através de processos de esterificação de glicerol (BERGER et al., 1992; LO et al., 2004;
WATANABE et al., 2003), glicerólise de triacilgliceróis (KRISTENSEN et al., 2005;
YAMANE et al., 1994) e hidrólise parcial de triacilgliceróis (PLOU et al., 1996). No processo
de esterificação, o DAG é sintetizado através da esterificação de ácido graxo e glicerol com
remoção simultânea de água. A glicerólise, por outro lado, envolve a remoção da parte acil da
molécula de TAG e acilação do MAG formado durante a reação (CHEONG et al., 2007). Na
hidrólise parcial, o DAG é obtido como um produto intermediário da hidrólise do TAG em
ácidos graxos livres (AGL) e Glicerol.
A etapa de purificação é também um processo essencial para aumentar o rendimento
de DAG em qualquer processo de produção. Na produção de DAG, é vantajoso ter maiores
quantidades de MAG em relação ao TAG, uma vez que a separação de MAG e DAG é mais
fácil do que a de DAG e TAG, por processos de destilação. Além disso, a quantidade de
MAG formada na reação pode ser separada e vendida como emulsificante alimentício
2
(KRISTENSEN et al. 2005). O DAG pode ser separado do TAG por processos de destilação
molecular (MING et al., 2007), o que exige um alto custo energético devido às altas
temperaturas e vácuo exigidos no processo.
Neste contexto de desenvolvimento de um óleo comestível rico em DAG, surge o óleo
de palma que dentre os diferentes tipos de óleos comestíveis, se destaca por recentemente
ultrapassar o óleo de soja como óleo comestível líder em produção do mundo, alimentando
cerca de 3 bilhões de pessoas em 150 países (LAM et al., 2009). O interesse pelo óleo de
palma se justifica pelas suas características químicas e físicas como a resistência à oxidação e
seu alto ponto de fusão, o que permite seu uso em produtos consumidos em regiões de clima
quente (EDEM, 2002). Outras vantagens do óleo de palma são o seu baixo custo de produção
(LAM et al., 2009) e a sua alta produtividade por área plantada (O’BRIEN, 2003), quando
comparado a outros óleos majoritários como o óleo de soja, colza e girassol.
1.1 OBJETIVO
Este trabalho teve como objetivo avaliar a cinética da hidrólise enzimática parcial do
óleo de palma e o comportamento do equilíbrio de fases dos produtos da hidrólise com etanol
e água, o que permite a simulação de processos de produção e separação para a obtenção de
um óleo de palma rico em diacilglicerol.
1.2 METAS
As metas deste trabalho podem ser assim delineadas:
Ø Modelagem matemática da cinética enzimática da hidrólise parcial do óleo de palma.
Ø Modelagem matemática do equilíbrio líquido-líquido do sistema
TAG+DAG+MAG+AGL+etanol+água.
Ø Reações de hidrólise parcial do óleo de palma na presença de lipase Lipozyme RM
IM.
Ø Obtenção dos parâmetros cinéticos e otimização das condições da hidrólise.
3
Ø Experimentos de equilíbrio líquido-líquido para o sistema TAG + DAG + MAG +
AGL + etanol + água.
Ø Obtenção dos parâmetros binários de interação UNIQUAC para predição do equilíbrio
líquido-líquido do sistema TAG + DAG + MAG + AGL + etanol + água.
Ø Simulações de estágio de equilíbrio líquido-líquido para verificar a possibilidade de
obtenção de um óleo rico em DAG.
4
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 ÓLEOS E GORDURAS
Óleos e gorduras ocorrem naturalmente em diversas fontes, cada qual promovendo um
material distinto. Centenas de sementes e frutos são ricos em óleos, todos os animais
produzem gordura, e óleo também pode ser obtido de fonte marinha. Todos os óleos e
gorduras comestíveis são substâncias insolúveis em água que consistem predominantemente
por ésteres de glicerol com ácidos graxos (triacilgliceróis). Os termos “óleos” e “gorduras”
são usados indistintamente, mas a escolha do termo é geralmente baseada no estado físico do
material à temperatura ambiente. Geralmente, gorduras são sólidas na temperatura ambiente
enquanto óleos se apresentam no estado líquido. A composição química é o que define as
características de uma gordura ou óleo, determinando assim a adequação deste ingrediente
para vários processos e aplicações (O’BRIEN, 2003).
2.1.1 Ácidos Graxos Livres (AGL)
Ácidos graxos são quase que inteiramente ácidos carboxílicos com uma cadeia
alifática linear, sendo os mais comuns os que apresentam entre 4 e 22 carbonos. Os ácidos
graxos normalmente compartilham a mesma biossíntese. A cadeia é formada a partir de duas
unidades de carbono (o que explica por que a maioria dos ácidos graxos tem um número par
de carbonos em sua estrutura) e as ligações duplas cis são inseridas por enzimas dessaturases
em posições específicas em relação ao grupo carboxila. Um grande número de ácidos graxos,
os quais variam em termos do comprimento da cadeia e do número de insaturações, resulta
deste processo (SCRIMGEOUR, 2005).
Os ácidos graxos são normalmente expressos por dois números separados por “dois
pontos”, os quais indicam o comprimento da cadeia e o número de insaturações do ácido
graxo, respectivamente. No caso dos ácidos graxos insaturados, pode-se explicitar o local e
tipo de isomeria (cis-trans) da dupla ligação a partir do grupamento carboxílico
(SCRIMGEOUR, 2005). A Figura 2.1 ilustra como essa nomenclatura pode ser aplicada para
diferentes ácidos graxos livres, lembrando-se que existem ainda outras formas de
5
nomenclatura e que a escolha de utilização das mesmas fica geralmente a critério do autor.
Salienta-se que é muito comum ocultar a localização e tipo de isomeria das duplas ligações
dos ácidos graxos. Isso ocorre por que o mais usual é que a primeira (ou única) dupla ligação
(normalmente cis) se encontre no carbono “9” em relação ao grupo carboxila e que as demais
ligações (quando ocorrem) se encontram com um espaçamento constante de 3 carbonos a
partir da primeira ligação. Desta maneira, o ácido linolênico (18:3 9c12c15c), por exemplo, é
comumente descrito apenas como 18:3. Na Tabela 2.1 estão relacionados diferentes ácidos
graxos encontrados em óleos e gorduras.
O ponto de fusão dos ácidos graxos aumenta com o aumento da cadeia e decresce com
o aumento de insaturações (quando esta tiver isomeria cis). Dentre os ácidos graxos saturados,
cadeias ímpares apresentam menores pontos de fusão comparados às cadeias pares adjacentes.
Ácidos graxos trans possuem pontos de fusão muito próximos aos ácidos graxos saturados
correspondentes (SCRIMGEOUR, 2005).
Figura 2.1 – Exemplo de estruturas e nomenclaturas de ácidos graxos livres
6
Tabela 2.1 – Nomenclatura, nome e fórmula de ácidos graxos livres (SCRIMGEOUR, 2005)
Nomenclatura Nome comum Fórmula
4:0 Butírico CH3(CH2)2COOH
6:0 Capróico CH3(CH2)4COOH
8:0 Caprílico CH3(CH2)6COOH
10:0 Cáprico CH3(CH2)8COOH
12:0 Láurico CH3(CH2)10COOH
14:0 Mirístico CH3(CH2)12COOH
16:0 Palmítico CH3(CH2)14COOH
18:0 Esteárico CH3(CH2)16COOH
18:1 9c Oléico CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH
18:2 9c12c Linoleico CH3(CH2)4(CH=CHCH2)2(CH2)6COOH
18:3 9c12c15c α-Linolênico CH3CH2(CH=CHCH2)3(CH2)6COOH
22:1 13c Erúcico CH3(CH2)7CH=CH(CH2)11COOH
2.1.2 Triacilgliceróis (TAG)
TAGs são ésteres de glicerol, onde as três hidroxilas da molécula de glicerol foram
esterificadas por ácidos graxos. Todos os TAGs têm a mesma unidade de glicerina, logo são
os ácidos graxos que contribuem para as diferentes propriedades da molécula. Os
componentes ácidos graxos são distinguidos de três maneiras: (1) comprimento da cadeia, (2)
número e posição das duplas ligações e (3) posição do ácidos graxos na molécula de glicerol
(O’BRIEN, 2003). A Figura 2.2 mostra a estrutura geral de um TAG.
7
Figura 2.2 – Estrutura geral de um triacilglicerol
Os TAGs podem ser simples (ou monoácidos), quando R1 = R2 = R3, ou mistos,
quando pelo menos um dos ácidos graxos esterificados na molécula de glicerol se difere dos
demais (O’BRIEN, 2003). A maioria dos TAGs não tem uma distribuição aleatória de ácidos
graxos na molécula de glicerol. Nos óleos vegetais os ácidos graxos insaturados são
predominantes na posição sn-2 (centro), com mais ácidos graxos saturados nas posições sn-1
e sn-3 (extremidades da molécula de glicerol). A distribuição de ácidos graxos nas posições
sn-1 e sn-3 são similares, mas não idênticas (SCRIMGEOUR, 2005).
Apenas óleos ricos em um determinado ácido graxo contêm uma quantidade
significativa de triacilgliceróis monoácidos. O óleo de oliva, por exemplo, é rico em ácido
oleico, logo apresenta uma grande quantidade de trioleína (OOO) em sua composição. Com
apenas dois ácidos graxos, são possíveis um total de 8 isômeros (incluindo enantiômeros) de
triacilglicerol (Tabela 2.2). Uma vez que a possibilidade de isômeros é igual ao cubo do
número de ácidos graxos, mesmo óleos com uma composição simples de ácidos graxos
podem apresentar muitas espécies de moléculas de triacilglicerol (SCRIMGEOUR, 2005).
H2C
H2C
HC
O C
O
R1
O C
O
R2
O C
O
R3
8
Tabela 2.2 – Espécies moleculares de triacilglicerol contendo apenas ácido palmítico e ácido
oleico (SCRIMGEOUR, 2005).
PPP POP PPO OPP POO OOP OPO OOO
Enantiômeros * * ** **
Nº de carbonos 48 50 50 50 52 52 52 54
Duplas ligações 0 1 1 1 2 2 2 3
O comportamento dos triacilgliceróis em relação à fusão geralmente reflete o esperado
a partir da composição de ácidos graxos. Ou seja, triacilgliceróis ricos em ácidos graxos de
cadeia longa e saturados têm altos pontos de fusão, enquanto triacilgliceróis ricos em ácidos
graxos poli-insaturados apresentam baixos pontos de fusão. Esta relação, entretanto, não é tão
direta. Óleos com uma similar composição de ácidos graxos podem apresentar diferentes
pontos de fusão como resultado de uma diferente composição de triacilgliceróis, visto que os
ácidos graxos podem estar distribuídos em diferentes espécies moleculares (SCRIMGEOUR,
2005).
2.1.3 Diacilgliceróis (DAG)
DAGs são ésteres do glicerol, no qual dois dos grupos hidroxila foram esterificados
com ácidos graxos. Eles podem apresentar duas formas isoméricas [1,2 (2,3)-DAG e 1,3-
DAG]. A quantidade 1,3-DAG em um produto industrializado é superior devido à migração
acil, a qual ocorre a altas temperaturas no processo de manufaturação (CROSSLEY et al.,
1959) ou ainda durante o armazenamento (TAKASE, 2007). Estudos indicam que, no
equilíbrio, a razão entre 1,3-DAG e 1,2-DAG é de aproximadamente 7:3 (TADA, 2004). A
Figura 2.3 mostra as possíveis estruturas gerais de um DAG.
9
Figura 2.3 - Estruturas gerais de um diacilglicerol. (a) 1,2 (2,3)-DAG; (b) 1,3-DAG
O DAG ocorre como um componente natural em vários óleos e gorduras, em níveis
que podem chegar próximos a 10% (m/m) (CHEONG et al., 2007). As quantidades de DAG
para diferentes óleos vegetais podem ser verificadas na Tabela 2.3. O DAG é comumente
utilizado como emulsificante e estabilizador nas indústrias de alimentos, farmácia e
cosméticos, muitas vezes associados à monoacilgliceróis (KRUGER, 2010).
Tabela 2.3 – Porcentagem mássica de TAG e DAG em diferentes óleos comestíveis
(YANAI et al., 2007)
Óleo TAG DAG
Soja 97,9 1,0
Algodão 87,0 9,5
Palma 93,1 5,8
Milho 95,8 2,8
Açafroa 96,0 2,1
Oliva 93,3 5,5
Colza 96,8 0,8
Banha 97,9 1,3
H2C
H2C
HC
O C
O
R1
O C
O
R2
O H H2C
H2C
HC
O C
O
R1
O
O C
O
R2
H
(a) (b)
10
Recentemente, tem-se comercializado DAG como um óleo de cozinha funcional (óleo
rico em DAG, com no mínimo 80% em massa) no Japão e Estados Unidos (FLICKINGER E
MATSUO, 2003). Este óleo foi introduzido pela Kao Corporation of Japan em 1999, e possui
a mesma aparência e sabor dos óleos comestíveis convencionais (OGAWA et al., 2001;
FLICKINGER e MATSUO, 2003). O óleo rico em DAG foi reconhecido como FOSHU (do
inglês “Food for Special Health Use”, ou seja “Alimento para Uso Especial na Saúde”) no
Japão, em 1999 (TAKASE, 2007). Em seguida, em 2000, o consumo de um óleo rico em
DAG foi aprovado como GRAS (do inglês “Generelly Recognized As Safe”, ou seja,
“Geralmente Reconhecido Como Seguro”) nos Estados Unidos (VOLL e BRITO, 2010).
Estudos realizados em humanos e animais têm mostrado os efeitos benéficos do
consumo de DAG à saúde. Apesar de o DAG ter valor de energia e digestibilidade similares
ao TAG, seu consumo (em detrimento ao consumo de TAG) pode reduzir o nível pós-prandial
de lipídios (TAGUCHI et al., 2000; YAMAMOTO et al., 2001), o peso corporal e o acúmulo
da gordura abdominal visceral (MAKI et al., 2002; NAGAO et al., 2000). Sugere-se que os
efeitos benéficos do DAG à saúde se devam a diferenças na digestão e absorção do TAG e
DAG (KONDO et al., 2003). A diferença entre o metabolismo do TAG e DAG é atribuída às
diferenças estruturais entre essas moléculas (YANAI et al., 2007).
Alguns autores sugerem que, diferentemente do TAG, o 1,3-DAG não produz o
intermediário metabólico 2-MAG após sofrer hidrólise no processo digestivo. A ausência
deste substrato pode inviabilizar umas das rotas de reconstrução do TAG que ocorre nas
células epiteliais intestinais, o que previne o acúmulo de gordura corporal. (YANAI et al.,
2007).
Durante o processo digestivo, TAG é hidrolisado a 1,2-DAG e AGL por lipases 1,3-
específicas (que liberam apenas ácidos graxos externos da molécula de TAG). Uma hidrólise
complementar no 1,2-DAG leva aos produtos finais 2-MAG e AGL (RUDKOWSKA et al.,
2005). Estes produtos finais da digestão são absorvidos pelas células intestinais e
posteriormente são utilizados para a reconstrução do TAG (WATANABE et al., 1997). O
TAG é reconstruído por meio de duas rotas, a rota do 2-MAG (rota rápida) e a rota do
glicerol-3-fosfato (rota lenta). Na rota rápida o TAG é re-sintetizado a partir de 2-MAG e dois
AGLs (YANG et al., 1991) pelas enzimas monoacilglicerol aciltransferase (MGAT) e
diacilglicerol aciltransferase (DGAT) (CAO et al., 2003; CHENG et al., 2003). Já o 1,3-DAG
é hidrolisado inicialmente para 1-MAG e AGL, sendo o produto intermediário 1-MAG
11
hidrolisado então para glicerol e AGL, pela mesma rota enzimática de digestão do TAG, nas
células intestinais (WATANABE et al., 1997). O TAG não pode ser sintetizado a partir de 1-
MAG através da rota do 2-MAG, uma vez que o 1-MAG não pode ser substrato para a enzima
MGAT (CAO et al., 2003; CHENG et al., 2003).
2.1.4 Monoacilgliceróis (MAG)
MAGs são ésteres do glicerol, no qual apenas um grupo hidroxila é esterificado com
ácido graxo. Eles podem apresentar duas formas isoméricas (2-MAG e 1 (3)-MAG). A Figura
2.4 ilustra as duas estruturas que o MAG pode apresentar.
Figura 2.4 - Estruturas gerais de um monoacilglicerol. (a) 2-MAG; (b) 1 (3)-MAG
MAGs são surfactantes não iônicos amplamente utilizados nas indústrias alimentícia e
farmacêutica, com a finalidade de promover a formação e estabilidade de emulsões (TUTER e
AKSOY, 2000). Assim como os DAGs, possuem o status GRAS pela FDA (Food and Drugs
Administration-USA) (DA SILVA et al., 2002) e, ao contrário dos tensoativos (surfactantes)
iônicos, o MAG não apresenta efeitos colaterais e irritações na pele quando ingerido
(MACHADO et al., 2000).
H2C
H2C
HC
O
O C
O
R
O H H2C
H2C
HC
O
C
O
R
O
O
H
(a) (b)
H H
12
2.2 ÓLEO DE PALMA
Diferentes óleos podem ser obtidos através do fruto da palma, são eles: o óleo de
palma (foco deste estudo), o óleo de palmiste, a oleína de palma e a estearina de palma. O
óleo de palma é extraído da polpa do fruto da palma (Elaeis guineensis) por prensagem
mecânica, e o refino físico (remoção de ácidos graxos livres) é realizado por destilação. É um
óleo altamente estável à oxidação devido à presença de antioxidantes naturais e a baixa
composição de ácido linoleico. Em temperatura ambiente se apresenta em estado semi-sólido
devido sua composição de 50 % de ácidos graxos saturados (principalmente o ácido
palmítico), 40 % de ácidos graxos monoinsaturados (ácido oleico) e 10 % de ácidos graxos
poli-insaturados (principalmente ácido linolênico).
O óleo de palmiste é extraído do caroço do fruto da palma também por meio de
prensagem mecânica. Sua composição difere significativamente do óleo de palma, com cerca
de 80 % de ácidos graxos saturados e apresentando principalmente ácidos graxos de cadeia
curta (em especial o ácido láurico). A oleína de palma é obtida pelo fracionamento natural
(resfriamento e filtração) do óleo de palma refinado. Como resultado obtém-se uma
composição maior de ácidos graxos insaturados do que o óleo de palma, e por esta razão a
oleína de palma apresenta-se em estado líquido na temperatura ambiente, podendo apresentar
precipitação de sólidos em temperaturas um pouco mais baixas. A estearina de palma, assim
como a oleína de palma, é obtida pelo fracionamento do óleo de palma e apresenta em sua
composição cerca de 60 % de ácidos graxos saturados. Por obter uma alta concentração de
triacilgliceróis de alto ponto de fusão, este óleo apresenta-se no estado sólido na temperatura
ambiente (AGROPALMA, 2010).
O óleo de palma ocupa o primeiro lugar na produção mundial de óleos comestíveis
(LAM et al., 2009), mas devido seu alto teor de ácidos graxos saturados, o óleo de palma e
suas frações, tais como a estearina de palma, têm recebido uma percepção negativa dos
consumidores (CHEONG et al., 2007). A produção do óleo de palma sempre recebeu críticas
negativas em relação aos seus fatores nutricionais e impactos ambientais (LAM et al., 2009).
Entretanto, com mais de 160 projetos de pesquisas nutricionais e medições sustentáveis
realizadas pela Malaysian Palm Oil Board (MPOB) e Malaysian Palm Oil Industry,
respectivamente, o óleo de palma tem sido considerado uma atividade sustentável e consiste
em um ingrediente aceitável para aplicações em alimentos com amplos benefícios à saúde. A
13
Tabela 2.4 apresenta o comparativo de produção entre os principais óleos/gorduras
produzidos entre as safras de 2005/06 e 2009/10, de acordo com o Departamento de
Agricultura dos Estados Unidos (USDA, 2011).
Tabela 2.4 – Produção mundial de óleos vegetais, em milhões de toneladas por ano
(USDA, 2011).
Óleo\ano 2005/06 2006/07 2007/08 2008/09 2009/10
Coco 3,46 3,22 3,53 3,63 3,67
Algodão 4,90 5,13 5,22 4,84 4,66
Oliva 2,66 2,91 2,84 2,97 2,99
Palma 35,83 37,23 40,94 43,41 45,88
Palmiste 4,40 4,48 4,90 5,20 5,50
Amendoim 4,97 4,52 4,90 4,97 4,56
Canola 17,30 17,01 18,34 20,38 22,12
Soja 34,62 36,36 37,54 35,88 37,88
Girassol 10,60 10,61 9,86 11,71 11,31
Total 118,72 121,46 128,07 132,99 138,57
Os maiores produtores de óleo de palma são a Malásia e a Indonésia, com cerca de
85% da produção global. Produção esta que no ano de 2010 foi de 46 milhões de toneladas,
sendo a participação brasileira de apenas 0,5% deste valor. Em maio de 2010 o governo
brasileiro lançou o Programa de Produção Sustentável de Palma. O plano tem por objetivo o
incentivo do crescimento do mercado de palma no país, levando em consideração os aspectos
ecológicos (o plantio é restrito apenas para áreas já desmatadas), o que está em coerência com
a grande repercussão negativa resultada do desmatamento de florestas para o plantio da palma
em países como a Indonésia. Um zoneamento agroecológico identificou uma área de 31,8
milhões de hectares (o que corresponde quase à área do estado da Amazônia) aptas para o
cultivo da palma no país. Entretanto, apenas 4,3 milhões de hectares foram autorizados para o
plantio, sendo a maior parte no estado do Pará. Salienta-se que o Brasil apresenta um clima
favorável ao plantio da palma oleaginosa, uma vez que esta cultura se desenvolve bem em
climas tropicais (quentes e úmidos) (AGROMUNDO, 2011; BRASIL ECODIESEL, 2010).
14
Em termos de custo de produção, o óleo de palma é destacado como o óleo menos
caro a ser produzido por tonelada quando comparado a outros óleos vegetais majoritários. A
Tabela 2.5 mostra uma comparação entre os custos de produção do óleo de palma, soja e
colza em suas principais regiões de produção (LAM et al., 2009).
Tabela 2.5 – Custo de produção de óleos selecionados por País/Região (LAM et al., 2009)
Óleo Custo (dólares/tonelada) País/Região
Palma 228 Malásia
Soja 400 EUA
Colza 648 Canadá
Colza 900 Europa
A produção de óleo de palma é de 2993 a 4988 quilogramas por hectare, e uma
produção adicional de óleo de palmiste de 299 a 499 quilogramas por hectare pode ser obtida
do mesmo cacho. O óleo de palma tem uma produção sem paralelo, sendo, por exemplo,
quase 10 vezes maior do que a do o óleo de soja por hectare. A maioria das culturas de óleo é
anual, e a colheita é sazonal. Entretanto, o óleo de palma é uma cultura perene (ou seja, não
há necessidade de replantio), com duas safras produzidas por ano. Os principais tipos de óleos
vegetais utilizados com finalidade de alimentação estão apresentados na Tabela 2.6,
juntamente com suas concentrações típicas de óleo e produção de óleo por hectare.
15
Tabela 2.6 – Óleos vegetais: Concentração de óleo e produção (O’BRIEN, 2003)
Óleo Concentração de óleo (%) Produção de óleo (kg/hectare)
Sementes:
Canola 40-45 588-661
Milho 3,1-3,7 241-437
Algodão 18-20 207-235
Amendoim 45-50 1255-1395
Cártamo 30-35 611-712
Soja 18-20 448-504
Girassol 35-45 460-590
Frutos e caroços:
Coco 65-68 729-975
Oliva 15-35 101-291
Palma 45-50 2993-4988
Palmiste 44-53 299-499
Como qualquer óleo alimentício, o óleo de palma é constituído principalmente por
moléculas de triacilgliceróis. O diferencial do óleo de palma em relação a outros óleos
vegetais está na sua composição rica em ácidos graxos saturados, que é de aproximadamente
50% em peso. A composição de ácidos graxos presentes no óleo palma está demonstrada na
Tabela 2.7.
Tabela 2.7 – Composição de ácidos graxos presentes no óleo de palma (NOOR et al., 2003).
Nome do ácido graxo m% Massa molar
Ácido láurico (12:0) 0,2 200,31
Ácido mirístico (14:0) 1,1 228,36
Ácido palmítico (16:0) 44,0 256,42
Ácido esteárico (18:0) 4,5 284,47
Ácido oléico (18:1) 39,2 282,44
Ácido linoleico (18:2) 10,1 280,43
Outros 0,9 -
16
Devido sua composição rica em ácidos graxos saturados, o óleo de palma apresenta
em sua composição triacilgliceróis de alto ponto de fusão como, por exemplo, a tripalmitina
(PPP), que se funde a 65°C. No entanto, muitos triacilgliceróis presentes na composição do
óleo não são simples como a PPP, mas sim mistos (apresentam diferentes tipos de ácidos
graxos esterificados na molécula de glicerol), como por exemplo, o POP (dois ácidos
palmíticos esterificados nas extremidades do glicerol e um ácido oleico esterificado no
centro), PPO e POO, os quais apresentam pontos de fusão intermediários. Em função disso, o
óleo de palma se funde na faixa de 37-42°C com cerca de 3-4% de sólidos (KHEIRI, 1985).
Essas características garantem consistência ao óleo de palma, de maneira que o processo de
hidrogenação não se faz necessário (EDEM, 2002). O baixo teor de ácido linolênico (C18:3),
juntamente com a presença de antioxidantes naturais (tocotrienóis), conferem ao óleo de
palma uma boa estabilidade quanto à oxidação (COSTA, 2009). A composição
triacilglicerídica (baseada nos quatro ácidos graxos majoritários) do óleo de palma se encontra
na Tabela 2.8.
Tabela 2.8 – Composição mássica de triacilgliceróis no óleo de palma
(GRIMALDI et al., 2005)
Triacilglicerol Composição (%)
OLL 0,4
PLL 3,0
OLO 2,6
PLO 11,1
PLP 8,8
OOO 5,6
POO 26,6
POP 27,5
PPP 4,7
SOO 2,8
POS 5,4
PPS 1,5
(P – ácido palmítico; O – ácido oleico; L – ácido linoleico; S – ácido esteárico)
17
2.3 PRODUÇÃO DE DAG E MAG
Os processos de produção de DAG e MAG podem ser classificados de acordo com o
tipo de catalisador, enzimáticos ou químicos (MACHADO et al., 2000; CHEONG et al.,
2007); o tipo de reação, hidrólise de triacilgliceróis, esterificação de glicerol com ácidos
graxos livres (WATANABE et al., 2005; CHEONG et al., 2007) ou glicerólise de
triacilgliceróis (TUTER e AKSOY, 2000) e a adição ou não de solventes (FERREIRA-DIAS
et al., 2001; DAMSTRUP et al., 2006; WEBER e MUKHERJEE, 2004) ou surfactantes
(VALÉRIO et al., 2009) no meio reacional.
2.3.1 Catalisadores empregados
Catalisadores químicos
Os processos atuais para a produção de DAG e MAG consistem na interesterificação
de TAG com glicerol (glicerólise) na presença de catalisadores inorgânicos não seletivos
como Ca(OH)2, NaOH e KOH. Estes catalisadores são utilizados em quantidades entre 0,05-
0,2% da gordura usada, e a reação ocorre a altas temperaturas (170-250°C) (FERREIRA-
DIAS et al., 2001, SONNTAG, 1982, TUTER e AKSOY, 2000). O uso de altas temperaturas
é responsável pela degradação parcial dos produtos em subprodutos escuros e de sabor
indesejado, além de gerar um alto gasto energético. O produto obtido por esta rota constitui
uma mistura de AGL (1-10%), MAG (35-60%), DAG (35-50%) e TAG (1-20%), além do sal
de metal alcalino (terroso ou não) utilizado como catalisador (FREITAS et al., 2008). O uso
de catalisadores químicos homogêneos reflete em alguns problemas operacionais, tais como a
corrosão de equipamentos, perigo de queimadura e a não possibilidade de sua reutilização
(KRÜGER, 2010). Estas limitações, entretanto, podem ser superadas pela utilização de
catalisadores químicos heterogêneos.
18
Catalisadores enzimáticos
Para obter um produto de maior qualidade, maior rendimento e minimizar custos de
energia, vários estudos têm sido realizados para sintetizar DAG e MAG em baixas
temperaturas usando lipases como catalisadores (TUTER e AKSOY, 2000). A FDA e a União
Européia têm incentivado o desenvolvimento de processos menos poluentes para a formação
de DAG e MAG, principalmente quando utilizados para aplicações nas áreas de farmácia e de
alimentos (OTERO et al., 2001). Este fato chama a atenção para os processos enzimáticos,
pois os mesmos são tecnicamente limpos e seguros (ELFMAN-BÖRJESSON e HARROD,
1999).
Na produção enzimática de DAG e MAG são utilizadas lipases, que são enzimas que
atuam sobre as ligações ésteres de lipídeos (sendo os acilgliceróis os melhores substratos).
Estas enzimas são comumente encontradas na natureza, e podem ser obtidas de fontes
vegetais, animais e microbianas (KRÜGER, 2010). As enzimas lipases (EC.3.1.1.3) são
classificadas como carboxilesterases que atuam na catálise da hidrólise de acilgliceróis de
cadeia longa, podendo atuar também em reações de esterificação em ambientes com restrição
de água (COSTA, 2009). Estudos da estrutura tridimensional das lipases indicam que estas
possuem o mesmo dobramento encontrado em esterases e peptidases, denominado αβ-
hidrolase. Estudos revelaram a presença de um sítio catalítico formado por uma tríade serina-
aspartato/glutamato-histina nas lipases. Este sítio, em algumas enzimas, se mostrava coberto
por uma tampa (PAIVA et al., 2000). Nos casos onde o sítio é coberto pela tampa, esta se
move na ocorrência da ligação do substrato na superfície da enzima, o que altera a forma
fechada da enzima para a forma aberta, o que deixa o centro ativo acessível ao substrato. No
momento em que o centro ativo está acessível, uma grande superfície hidrofíbica fica exposta,
o que facilita a ligação da na interface (JAEGER et al, 1999).
As lipases podem ser utilizadas em forma livre, ou seja, em solução, (TUTER e
AKSOY, 2000) ou imobilizadas (CHEIRSILP et al., 2007). A principal vantagem da enzima
imobilizada é que esta pode ser reutilizada, além disso, estas enzimas podem ser utilizadas em
processos contínuos (KAEWTHONG et al., 2005). A atividade e a estabilidade operacional de
uma lipase imobilizada dependem da estrutura molecular da lipase, do tipo de suporte e do
método de imobilização, assim como das condições do meio de reação (FERREIRA-DIAS et
al., 2001). Apesar de todas essas vantagens, as lipases destinadas para processos nas áreas de
19
alimento e farmácia são caras, pois elas devem ser livres de outras enzimas. Dessa maneira, os
processos enzimáticos devem ser estáveis e as enzimas reutilizáveis para que sejam
competitivos com os processos de catálise química.
2.3.2 Solventes e surfactantes
O uso de solventes melhora a solubilidade entre os substratos, resultando em um
sistema mais homogêneo e com maior transferência de massa (PAWONGRAT et al., 2007).
Solventes orgânicos tais como o n-hexano, n-heptano, dioxano, acetonitrila, acetona,
isooctano, 2-metil-2-propanol (tert-propanol), 2-metil-2-butanol (tert-butanol) e ainda
misturas de alguns deles são utilizados em diferentes reações enzimáticas de interesterificação
(BELLOT et al., 2001; KAEWTHONG e KITTIKUN, 2004). Deve-se observar, no entanto,
que solventes orgânicos produzem vários efeitos físico-químicos nas moléculas da enzima e
estes efeitos diferem dependendo dos tipos de solventes orgânicos e das enzimas utilizadas
(KAEWTHONG e KITTIKUN, 2004).
A utilização de surfactantes pode ser uma alternativa para a baixa dissolução usual
entre substratos hidrofílicos e hidrofóbicos, devido à formação de sistemas de microemulsão.
Microemulsões são gotículas de escala nanométrica (micelas reversas), termodinamicamente
estáveis, dispersas na fase orgânica e estabilizadas por moléculas surfactantes. As micelas
reversas promovem uma enorme área interfacial entre as fases do sistema, o que favorece as
reações catalisadas por lipase (FIAMETTI et al., 2008).
Um sistema livre de solvente e surfactante, o qual é uma simples mistura dos
reagentes, pode oferecer maior segurança, aumentar as concentrações dos reagentes, reduzir
os danos ambientais e diminuir o número de etapas de purificação dos produtos (DOSSAT et
al., 2002; CHATTERJEE e BHATTACHARYYA, 1998; GHAMGHI et al., 2004). Um
sistema livre de solvente e surfactante, entretanto, geralmente apresenta um “período de
indução”. Durante o período de indução a velocidade da reação é inicialmente lenta e então
aumenta gradativamente até seu nível normal, o que obscurece a cinética das reações
(MOQUIN e TEMELLI, 2008). Em uma reação de hidrólise de TAG, por exemplo, os
substratos são imiscíveis, uma vez que a água é um solvente hidrofílico e o TAG é uma
molécula hidrofóbica. Desta forma, a reação de hidrólise é normalmente lenta em seu início,
mas a formação das moléculas de AGL, MAG e DAG durante o processo, as quais são menos
20
hidrofóbicas que o TAG inicial, faz com que a fase oleosa se misture melhor com a água,
aumentando então a velocidade de reação. Uma alternativa para o aumento das taxas iniciais
de reação é adição de uma determinada quantidade de produto (obtido em uma reação
preliminar) na etapa de alimentação (SATYARTHI et al., 2001). A Figura 2.5 ilustra um
comportamento típico onde a reação passa por período de indução em uma reação de hidrólise
em um meio livre de solventes.
Figura 2.5 – Cinética da hidrólise do óleo de soja sobre Fe-Zn-DMC. Condições da reação:
óleo = 10g, razão molar óleo:água = 1:20, catalisador = 5 m% em relação ao óleo,
temperatura = 463 K (adaptado de Satyarthi et al. (2001))
2.3.3 Reação para produção de DAG
Hidrólise parcial de triacilgliceróis
A hidrólise de TAG ocorre em três etapas principais. Na primeira, TAG é hidrolisado
para formar DAG e AGL, em seguida, DAG é hidrolisado formando MAG e mais uma
molécula de AGL. A última etapa é a hidrólise do MAG para glicerol e AGL, sendo esta etapa
indesejada tanto na produção de DAG quanto MAG. Um rígido controle é necessário para
evitar a hidrólise completa. Uma das alternativas adotadas na produção de MAG por hidrólise
21
parcial é o uso de lipases 1,3-específicas, o que favorece a formação de 2-MAG e evita que o
mesmo seja convertido em glicerol e AGL (FREITAS et al., 2008). No entanto, para que esta
estratégia funcione, é necessário suprimir a migração do grupo acila que está na posição
interna para um das posições externas (HOLMBERG e ÖSTERBERG, 1988). A Figura 2.6
ilustra o esquema de reações da hidrólise de TAG. É possível observar que a supressão da
migração acil é desejável para se evitar a hidrólise completa e maximizar a produção de 2-
MAG.
Figura 2.6 – Esquema de reações de hidrólise/esterificação para uma lipase 1,3-específica (o
termo HID refere-se à hidrólise enquanto que o termo EST refere-se à esterificação)
Cheong et al. (2007) estudaram o processo de hidrólise enzimática para obtenção de
uma oleína de palma rica em DAG. As reações foram utilizadas em um meio livre de solvente
na presença da lipase Lipozyme RM IM. Os autores verificaram a influência de diferentes
condições experimentais de concentração de água (30 – 70 m% da massa de enzima),
concentração de enzima (5 – 15 m% da massa de óleo), temperatura de reação (45 – 85 °C) e
tempo de reação (6 – 16 h). Uma metodologia de superfície de resposta foi utilizada pra
otimizar as condições de reação. As condições ótimas obtidas pelos autores foram: 50 m% de
concentração de água, 10 m% de concentração de enzima, 65 °C de temperatura de reação e
12 horas de tempo de reação. Nestas condições, uma oleína de palma com concentração de 32
m% de DAG e 23 m% de TAG foi obtida (os valores de MAG e AGL não foram
explicitados).
OCO-R
OCO-R
OCO-R
OCO-R
OH
OCO-R
OH
OH
OCO-R
OCO-R
OCO-R
OH
OCO-R
OH
OH
HID
EST
MIGRAÇÃO ACIL
OH
OH
OH
HID
EST
HID
EST
HID
EST
22
Noor et al. (2003) avaliaram o efeito de diferentes variáveis operacionais na
velocidade inicial da reação de hidrólise do óleo de palma por uma lipase em solução líquida
(lipase-SP398). Os autores estudaram o efeito da velocidade de agitação, que variou entre 250
e 2000 rpm em um agitador com pás de hélice, e observaram que a velocidade inicial de
reação é maior para maiores velocidades de agitação. Esse comportamento foi atribuído ao
aumento da área interfacial entre o óleo e a enzima presente na fase aquosa pela diminuição
do tamanho das gotículas de óleo dispersas. Os autores verificaram também que, para uma
mesma rotação (1000 rpm), o uso de um agitador de dispersão promoveu maiores velocidades
inicias de reação quando comparado ao agitador com pás de hélice. Essa diferença se
mostrava mais significativa quanto maior o valor da razão óleo-água (V/V) no sistema. Um
sistema de agitação para reatores de hidrólise industrial deve ser projetado para uma grande
área entre o óleo e a fase aquosa. Entretanto, o aumento da agitação pode desativar a enzima
por cisalhamento. Esse tipo de desativação não foi levado em consideração visto que apenas
as velocidades iniciais de reação foram medidas. Quando a hidrólise é realizada até próxima à
conversão completa dos substratos, a desativação por cisalhamento pode ser significativa e
deverá ser levada em consideração (NOOR et al., 2003).
Costa (2009) estudou a hidrólise parcial do óleo de palma para produção de DAG em
um meio livre de solvente, utilizando a lipase Lipozyme RM IM como catalisador. As
condições ótimas de reação foram obtidas por uma metodologia de superfície de resposta.
Foram avaliadas neste estudo as seguintes variáveis operacionais: influência da concentração
de enzima no meio (0,5-2 m% em relação à massa de óleo), temperatura de reação (45-60°C),
concentração inicial de água (1-15 m% em relação á massa de óleo) e velocidade de agitação
mecânica (100-900 rpm). O tempo de reação foi fixado em 24 horas para todos os casos. As
condições ótimas de reação obtidas foram: 1,5% de enzima, 8% de água, 45°C e 500 rpm.
Esta configuração resultou em um produto com 39,27 m% em DAG.
Esterificação de glicerol com ácidos graxos
A esterificação de glicerol com AGL ocorre em três etapas principais, sendo essas
reações inversas à hidrólise. Na primeira etapa, glicerol é esterificado com ácido graxo para
formar MAG e água, e em seguida MAG é esterificado com ácido graxo formando DAG e
água. Por fim, DAG é esterificado por mais um ácido graxo para formar TAG e água. Uma
23
vez que a esterificação é uma reação inversa à hidrólise, para que a reação se desloque no
sentido da produção de MAG e DAG, a remoção contínua de água é necessária (FREITAS et
al., 2008). A remoção pode ser feita por meio da redução da pressão do sistema
(WATANABE et al., 2005; MILLER et al., 1988), adição de peneira molecular
(YAMAGUCHI e MASE, 1991) ou uso de agentes dessecantes (FREITAS et al., 2008).
O uso de lipases 1,3-específicas favorece a formação de 1-MAG e 1,3-DAG. TAG
somente é produzido com uma enzima 1,3-específica quando ocorre migração acil do 1,3-
DAG para 1,2 DAG. Figura 2.6 ilustra a sequência de reações de esterificação de glicerol com
AGLs que ocorre quando utilizada uma enzima 1,3 específica. O método de esterificação tem
como vantagem sobre o método de hidrólise a produção de MAG e DAG sem o “desperdício”
de AGL (FREITAS et al., 2008).
Watanabe et al. (2005) produziram 1,3-DAG através da esterificação de ácidos graxos
e glicerol em um biorreator com leito de recheio usando uma enzima imobilizada 1,3-
específica. A esterificação foi realizada pela circulação da mistura reacional entre uma coluna
de leito recheado e um recipiente removedor de água. Cerca de 70% de 1,3-DAG foi obtido
quando utilizada uma condição de vácuo de 0,4 kPA, temperatura de 50°C, e uma razão molar
de ácido graxo livre para glicerol maior do que 2. Os autores observaram que a diminuição do
tempo de residência diminuiu a quantidade de água na saída do reator e levou a um aumento
na taxa de esterificação do 1,3-DAG.
Modelagem da cinética enzimática da esterificação de glicerol com ácidos graxos
O único trabalho encontrado na literatura que aborda a modelagem matemática da
esterificação de glicerol é o trabalho de Watanabe et al. (2003). Estes autores conduziram
experimentos para produção de 1,3-DAG por meio da esterificação de glicerol com uma
mistura de ácidos graxos livres (constituída principalmente pelos ácidos oleico e linoleico),
utilizando a enzima 1,3-regioseletiva Lipozyme RM IM em um meio livre de solventes. Uma
bomba de vácuo com controle de pressão foi utilizada para a remoção de água do meio. A
cinética da produção de 1,3-DAG foi investigada por meio de um modelo que leva em
consideração a reação de migração acil, a remoção de água, e a dissolução do glicerol na fase
oleosa em adição às reações de esterificação. A Figura 2.7 ilustra o esquema utilizado pelos
autores para a descrição das principais etapas envolvidas na reação. Com a finalidade de
24
determinar as constantes de equilíbrio da reação, os autores realizaram um experimento de
esterificação de 7 dias de duração para análise das concentrações dos produtos e substratos no
equilíbrio. As constantes de equilíbrio foram calculadas de acordo com as seguintes equações:
)]][/([])1][([/ 2211 ÓLEOGLIAGLMAGOHkkK −== (2.1)
])1][/([])3,1][([/ 2432 MAGAGLDAGOHkkK −−== (2.2)
]3,1/[]2,1[/ 653 DAGDAGkkK −−== (2.3)
])2,1][/([])][([/ 2874 DAGAGLTAGOHkkK −== (2.4)
]1/[]2[/ 12115 MAGMAGkkK −−== (2.5)
onde, K1-K5 são as constantes de equilíbrio e k1-k12 são as constantes da taxa.
Figura 2.7 – Esquema com as principais etapas envolvidas na reação de esterificação do
glicerol com ácidos graxos livres (adaptado de Watanabe et al. (2003))
Algumas considerações foram realizadas na formulação das equações. Em primeiro
lugar, em virtude da utilização de uma enzima altamente 1,3-regioseletiva, a síntese de 2-
25
MAG a partir de glicerol e ácido graxo livre foi desprezada. A migração acil de 1-MAG para
2-MAG foi desconsiderada uma vez que a constante de equilíbrio K5 mostrou-se desprezível
em relação às outras constantes. Com o progresso da reação, o glicerol gradualmente se
dissolveu na fase oleosa até que a solução se tornasse homogênea. Por esta razão, os autores
consideraram a dissolução de glicerol na fase oleosa (de forma irreversível).
Experimentos prévios, realizados com MAG e AGL dissolvidos em n-hexano,
verificaram que a velocidade inicial de reação é proporcional à concentração de MAG para
uma concentração fixa de AGL e também proporcional à concentração de AGL para uma
concentração fixa de MAG. Os autores verificaram também que a utilização de diferentes
ácidos graxos (ácido oleico puro, ácido linoleico puro, ou uma mistura destes com pequenas
quantidades de TAG, DAG e MAG) não resultou em diferença significativa na velocidade
inicial de reação (< 5%). Com base nesses resultados, os autores assumiram que as taxas de
reação de esterificação em enzima imobilizada deve seguir uma cinética de primeira ordem
em relação a cada substrato envolvido na reação. Além disso, os AGLs podem ser tratados
como um único componente. As taxas da reação foram então descritas de acordo com as
seguintes equações:
]1][[]][[]1[
21
11 MAGOH
Kk
GLIAGLkdtMAGd
ÓLEO −−=−
(2.6)
]3,1][[]1][[]3,1[
22
33 DAGOH
Kk
MAGAGLkdt
DAGd−−−=
− (2.7)
]2,1[]3,1[]3,2[
3
55 DAG
Kk
DAGkdt
DAGd−−−=
− (2.8)
]][[]2,1][[][
24
77 TAGOH
Kk
DAGAGLkdt
TAGd−−= (2.9)
][][
9 GLIkdt
GLId ÓLEO = (2.10)
)][]([][
22102
ÓLEOSATÓLEO OHOHk
dt
OHd−= (2.11)
Os autores obtiveram uma boa correlação entre os dados experimentais e o modelo
cinético proposto, o que indica que as hipóteses levadas em consideração foram válidas. Os
autores verificaram experimentalmente que a taxa de produção de DAG aumenta com a
26
temperatura (30-60°C) e com a concentração de enzima (2,5 – 20% em base mássica seca),
mas a geração de DAG permanece similar. Sob condições de alto vácuo (1 mmHg), a 50°C e
5% de enzima, 1,03 M de 1,3-DAG foram produzidos a partir de 1,29 M de glicerol e 2,59 M
de AGL em 4 horas de reação (solução final com 84% em 1,3-DAG).
Glicerólise de triacilgliceróis
Assim como o método de esterificação de glicerol com AGL, a glicerólise de TAG
não “desperdiça” moléculas de ácidos graxos. Além disso, não há formação de água durante a
reação, logo nenhum procedimento adicional é necessário para remoção de produtos durante a
reação. A reação de glicerólise é realizada com o emprego tanto de enzimas 1,3-específicas
(TUTER e AKSOY, 2000) como não específicas (ESMELINDRO et al., 2008).
Durante a reação de glicerólise entre TAG e glicerol, diferentes tipos de reação podem
ocorrer. Primeira, 1 mol de TAG e 1 mol de glicerol são consumidos para formar 1 mol de
MAG e 1 mol de DAG. Segunda, um mol de TAG pode reagir com 1 mol de MAG para
produzir dois moles de DAG. Terceira, 1 mol de DAG e 1 mol de glicerol podem ser
consumidos para produzir 2 moles de MAG. Todas as etapas de reações são consideradas
reversíveis (VU et al., 2007).
A glicerólise de TAG tem sido realizada com lipases como catalisadores, na presença
de solventes orgânicos (FERREIRA-DIAS et al., 2001; DAMSTRUP et al., 2006), na
ausência de solventes (WEBER e MUKHERJEE, 2004), com enzimas livres (TUTER e
AKSOY, 2000) ou imobilizadas (FERREIRA-DIAS et al., 2001; WEBER e MUKHERJEE,
2004), em líquidos iônicos (GUO e XU, 2006) e utilizando fluídos comprimidos como meio
de reação (MOQUIN et al., 2006; VALÉRIO et al., 2009b).
Tuter e Aksoy (2000) estudaram a glicerólise do óleo de palma e do óleo de palmiste
utilizando uma lipase comercial 1,3-específica a partir de Humicola lanuginosa (500 unidades
de lipase por grama de óleo) a 40°C e glicerol:óleo (2:1 mol/mol) em um sistema livre de
solvente. Depois de 24 horas, os produtos da glicerólise dos óleos de palma consistiram em
23% em TAGs, 38% DAGs, 18% MAGs e 21% AGL. Para o óleo de palmiste, os produtos
consistiram em 18% de TAGs, 42% DAGs, 31% MAGs e 9% AGL. Os autores sugerem que
as diferenças de resultados entre os dois óleos estejam relacionadas com a especificidade de
27
posição e de ácidos graxos da enzima e com a composição de ácidos graxos de cada óleo. A
presença de AGLs na composição final dos óleos foi atribuída ao fato de uma preparação
enzimática aquosa ter sido utilizada, o que fez com que a reação ocorresse também por
hidrólise.
Kaewthong e H-Kittikun (2004) estudaram o efeito de diferentes solventes orgânicos
na produção de MAG a partir de oleína de palma. Os autores observaram que uma mistura de
acetona/isooctano (3:1 v/v) resultou nos melhores resultados. Uma reação de glicerólise
utilizando este solvente, lipase IM-PS como catalisador, a 45°C, e razão molar glicerol:óleo
8:1 produziu uma mistura de 11,75% de TAGs, 17,45% de 1,2-DAGs, 3,72% de 1,3-DAGs,
55,75% de MAGs e 11,55% de AGLs, após 24 horas. O glicerol utilizado na reação continha
10% (m/m) de água, e por isso a reação de hidrólise ocorreu paralelamente.
Valério et al. (2009b) realizaram a produção de DAG e MAG a partir da glicerólise do
óleo de oliva utilizando n-butano pressurizado como solvente. Uma enzima imobilizada
comercial (Novozym 435) e surfactante AOT foram utilizados. A concentração de enzima e a
razão molar inicial glicerol:óleo foram avaliadas. Observou-se que, a partir de um
determinado valor, o aumento na quantidade de enzimas no meio reacional ocasionava um
decréscimo na produção de MAG e DAG. Os autores atribuíram esse comportamento ao fato
de que a mistura da reação fica mais pobre para uma grande quantidade de enzimas presentes,
o que resulta em limitações de transferência de massa. Os autores também observaram que o
aumento na razão molar inicial de glicerol:óleo de 2:1 para 6:1 e então 10:1 levava a
resultados progressivamente piores em termos de produção de MAG e DAG. Este
comportamento foi atribuído ao tempo de reação insuficiente e à visível aderência do glicerol
no suporte da enzima, causando limitações de transferência de massa.
Modelagem de cinética enzimática da glicerólise de triacilgliceróis
Valério et al. (2009) realizaram a glicerólise do óleo de oliva utilizando como
catalisador uma lipase imobilizada comercial (Novozym 435) na presença do surfactante
Triton X-100. Os autores obtiveram altos rendimentos de MAG e DAG (mais de 35% em
massa) em temperaturas brandas, com uma concentração de enzima relativamente baixa (9%
em relação à massa de substrato) e em um curto tempo de reação (240 min). A modelagem
28
cinética levou em consideração as reações de glicerólise (Eqs. (2.12)-(2.14)) e também de
hidrólise/esterificação (Eqs. (2.15)-(2.17)), devido à quantidade de água presente no glicerol.
MAGDAGGTAGk
k+↔+
1
2 (2.12)
MAGMAGGDAGk
k+↔+
3
4 (2.13)
DAGDAGMAGTAGk
k+↔+
5
6 (2.14)
AGLDAGOHTAGk
k+↔+
7
82 (2.15)
AGLMAGOHDAGk
k+↔+
9
102 (2.16)
AGLGOHMAGk
k+↔+
11
122 (2.17)
As reações descritas nas Eqs. (2.12)-(2.17) foram consideradas elementares, e a partir
delas a taxa de reação de cada composto foi obtida. Os parâmetros cinéticos foram
considerados proporcionais à concentração de enzima e o efeito da temperatura foi verificado
com o uso da equação de Arrhenius reparametrizada. Os autores obtiveram uma boa
concordância entre os dados experimentais e os resultados obtidos com a aproximação
cinética proposta.
Cheirsilp et al. (2007) estudaram a cinética da glicerólise da oleína de palma com a
lipase PS imobilizada em Accurel EP-100, em um meio com solventes orgânicos
acetona/isooctano (3:1, v/v). Os efeitos das concentrações de enzima, água, glicerol e oleína
de palma foram verificados. Os autores observaram que a formação de MAG é favorecida
para altas concentrações iniciais de glicerol. A formação de DAG é favorecida em relação à
formação de MAG quando menores razões molares glicerol:óleo são utilizadas. Para o
desenvolvimento do modelo matemático, os autores assumiram que a etapa de hidrólise na
reação de glicerólise é a etapa determinante de taxa, e então a reesterificação dos ácidos
graxos liberados com o glicerol em excesso acontece rapidamente. O esquema de
hidrólise/reesterificação proposto é descrito pelas Eqs. (2.18)-(2.20):
29
AGLEDAGAGLEDAGOHETAGOHETAGk
k
k
k
k
k++××××++
6
5
4
32
2
12 ��� (2.18)
AGLEMAGAGLEMAGOHEDAGOHEDAGk
k
k
k
k
k++××××++
12
11
10
92
8
72 ��� (2.19)
AGLEGAGLEGOHEMAGOHEMAGk
k
k
k
k
k++××××++
18
17
16
152
14
132 ��� (2.20)
A partir desse balanço, equações de taxa de reação foram propostas para os compostos
livres e também para os diferentes complexos enzimáticos formados durante a reação. As Eqs.
(2.21) e (2.22) exemplificam as taxas de reação propostas para o TAG e para o complexo
TAG×E×H2O, respectivamente. As taxas de reação dos complexos enzimáticos foram
descritas de acordo com a hipótese do estado pseudo-estacionário.
][][][][][
2221 OHETAGkOHETAGkdt
TAGd××⋅+⋅⋅⋅−= (2.21)
][][][][0][
4212 AGLEDAGkOHETAGk
dtOHETAGd
××⋅+⋅⋅⋅==××
][][ 2322 OHETAGkOHETAGk ××⋅−××⋅− (2.22)
A concentração total de enzima foi descrita como sendo a soma entre as enzimas livres
e os diferentes complexos formados durante a reação. As equações de taxa foram manipuladas
algebricamente para que fossem expressas apenas em função dos compostos simples,
constantes cinéticas e da concentração total de enzima, que é um valor conhecido. A Eq.
(2.23) exemplifica a expressão obtida para a taxa de reação do TAG.
( )
( ) ][][][][][][][][][][
2
2
AGLGKMAGKDAGKOHEAGLDAGVOHTAGV
dtTAGd
mGmMAGmDAG
TrDAGmDAG
⋅⋅+⋅+⋅+⋅⋅⋅+⋅⋅−
= (2.23)
Os autores obtiveram um bom ajuste entre os dados experimentais e o modelo
proposto. Entretanto, observam-se algumas inconsistências matemáticas nas equações
propostas para descrever as taxas de reação. Primeiro, o modelo não permite a suposição de
uma mistura inicial livre de ácidos graxos, pois esta suposição causaria uma indeterminação
na equação (divisão por zero). E, segundo, não é possível provar matematicamente que as
constantes mDAGV e rDAGV representam as velocidades inicias máximas de reação de hidrólise
do TAG e esterificação do DAG, respectivamente, como são definidas pelos autores.
30
Voll et al. (2010) analisaram a cinética enzimática da reação de glicerólise do óleo de
oliva com uma lipase imobilizada (Novozym 435) na presença do solvente terc-butanol. Os
experimentos foram realizados em batelada, e foram avaliados os efeitos da temperatura (40-
70°C), concentração de enzima (2,5-15 m%) e a razão molar de glicerol para óleo (0,5:1,5-
6:1). Embora a reação possa ser controlada pela transferência de massa interna na enzima
imobilizada, a literatura sugere que a limitação por transferência de massa pode ser
negligenciada para suportes porosos (CHEN e WANG, 1998; CHEIRSILP et al., 2007).
Dessa maneira, as seguintes etapas de hidrólise/esterificação e glicerólise foram propostas:
Glicerólise:
MAGEDAGMAGEDAGGETAGGETAGk
k
k
k
k
k++××××++
6
5
4
3
2
1��� (2.24)
MAGEMAGMAGEMAGGEDAGGEDAGk
k
k
k
k
k++××××++
12
11
10
9
8
7��� (2.25)
DAGEDAGDAGEDAGMAGETAGMAGETAGk
k
k
k
k
k++××××++
18
17
16
15
14
13��� (2.26)
Hidrólise/esterificação:
AGLEDAGAGLEDAGOHETAGOHETAGk
k
k
k
k
k++××××++
24
23
22
212
20
192 ��� (2.27)
AGLEMAGAGLEMAGOHEDAGOHEDAGk
k
k
k
k
k++××××++
30
29
28
272
26
252 ��� (2.28)
AGLEGAGLEGOHEMAGOHEMAGk
k
k
k
k
k++××××++
36
35
34
332
32
312 ��� (2.29)
A partir desse balanço, equações de taxa de reação foram propostas para os compostos
livres e também para os diferentes complexos enzimáticos formados durante a reação. As Eqs.
(2.30) e (2.31) exemplificam as taxas de reação propostas para o TAG e para o complexo
TAG×E×G, respectivamente.
31
][][][][][][][][
1321 MAGETAGkGETAGkGETAGkdt
TAGd⋅⋅⋅−××⋅+⋅⋅⋅−=
][][][][][ 201914 WETAGkWETAGkMAGETAGk ××⋅+⋅⋅⋅−××⋅+ (2.30)
][][][][0][
21 GETAGkGETAGkdt
GETAGd××⋅−⋅⋅⋅==
××
][][ 43 MAGEDAGkGETAGk ××⋅+××⋅− (2.31)
Após manipulações algébricas, as equações da taxa foram descritas como funções das
concentrações de TAG, DAG, MAG, AGL, glicerol e água, da concentração total de enzima
[ET], da atividade relativa da enzima (a), e das constantes cinéticas aparentes (Vi e Ki). A
equação (2.32) exemplifica a taxa de reação obtida para o TAG:
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅+⋅⋅+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−⋅+
⋅⋅−⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅
=
][][][][][][
][][][][][][
][][][][
][][][][][][1][][][][][
][][][][][][][
][
1221110
29827
265
24
321
8272
6
521
FAGKOHMAGKFAMAGK
OHDAGKFADAGKOHTAGK
DAGKMAGTAGKMAGK
GDAGKDAGMAGKGTAGKFADAGVOHTAGVDAGV
MAGTAGVDAGMAGVGTAGVETa
dtTAGd
(2.32)
Os autores observaram que o aumento na concentração de glicerol levou a piores
resultados em termos de produção de MAG. Isso foi atribuído à visível aderência do glicerol
ao suporte da enzima, causando limitações de transferência de massa. Por esta razão, os
autores propuseram uma taxa empírica de desativação enzimática:
qn Gakddtda
][⋅⋅−= =n 1 or 2; q =1 or 2 (2.33)
Onde kd é a constante de desativação e n e q são as ordens de desativação em relação à
atividade e à concentração de glicerol, respectivamente. Os autores avaliaram também a
influência da temperatura na velocidade de reação:
( )expi i iV A Ea T= ⋅ 12,...,1=i (2.34)
Onde Ai é o fator pré-exponencial e Eai é o parâmetro de energia. Os autores
obtiveram um bom ajuste entre os dados experimentais e o modelo proposto, e concluíram
que a razão molar de glicerol para óleo é um fator seletivo, de maneira que altos valores de
32
G:O favorecem a formação de MAG, enquanto baixos valores de G:O favorecem a formação
de DAG.
2.4 PURIFICAÇÃO DO DAG
O DAG pode ser separado de AGL, MAG e TAG por processos de destilação (em
condições de altas temperaturas e baixas pressões) (MING et al., 2007; KRISTENSEN et al.
2005), ou ainda por meio da extração líquido-líquido com etanol e água (este processo pode
ser realizado em pressão ambiente e a baixas temperaturas) (MONICK e TREYBAL, 1956).
2.4.1 Destilação
Os produtos finais de uma reação de hidrólise TAG (assim como de uma reação de
esterificação de glicerol com AGL, ou glicerólise de TAG) geralmente consistem em glicerol,
água, AGL, MAG, DAG e TAG. Então, para aumentar a quantidade de DAG no produto
final, é necessário reduzir a quantidade de AGL, MAG, e TAG na mistura. Embora o AGL e
MAG possam ser facilmente separados do óleo final por destilação, separar o TAG do óleo
final é difícil por causa da pequena diferença de pressão de vapor entre TAG e DAG
(WATANABE et al., 2005). Por essa razão, alguns autores (WATANABE et al., 2005,
CHEONG et al., 2007) usam a Eq. (2.35) para definir a pureza do DAG, a qual considera os
componentes do óleo que restariam após a destilação de AGL e MAG.
(%)(%)(%)
(%)__TAGDAG
DAGDAGdoPureza
+= (2.35)
Cheong et al. (2007) realizaram um processo de hidrólise enzimática para obtenção de
uma oleína de palma rica em DAG. Após a reação de hidrólise (composição do óleo não
demonstrada), os autores separaram os produtos mais voláteis (AGL e MAG) por SPD (short-
path distillation, técnica de destilação onde o destilado percorre uma distância curta, e é
normalmente realizada a baixas pressões). As condições fixas da operação de destilação
foram: vácuo de 0,01 mbar, rotação de 350 rpm e temperatura do condensador de 60°C. As
condições variáveis da destilação foram: temperatura do evaporador a 175°C, taxa de
alimentação a 2,5 l/h e temperatura do trocador de calor a 80°C. Os autores obtiveram como
33
produto final um óleo composto por 60% de DAG e 40% de TAG, o qual é adequado, por
exemplo, para a fabricação de margarinas.
Como é descrito na patente EP20060252452, Ming et al. (2007) realizaram a
purificação do DAG em uma amostra de oleína de palma após a mesma sofrer hidrólise
enzimática. A composição do óleo após a reação de hidrólise consistia em 25,21 % de AGL,
21,98 % de MAG, 41,56 % de DAG e 11,25 % de TAG. O óleo foi submetido à destilação
molecular na temperatura de 160°C e pressão de 0,001 mbar para obtenção de AGL e MAG
como destilados. A mistura de DAG e TAG restantes foi submetida à outra destilação
molecular na temperatura de 210°C e pressão de 0,001 mbar. Após os processos destilação,
uma oleína de palma com 88,7% em DAG foi obtida.
2.4.2 Extração líquido-líquido
A extração líquido-líquido é um processo de separação que tira vantagem das
solubilidades relativas de solutos em solventes imiscíveis entre si. Uma separação parcial
ocorre quando os componentes da mistura original têm solubilidades relativas diferentes na
fase do solvente selecionado.
Monick e Treybal (1956) estudaram a extração líquido-líquido de MAG, DAG e TAG
com etanol aquoso. Os autores estudaram, inicialmente, dois sistemas: o primeiro constituído
por TAG (trilaurina), DAG (dilaurina), etanol e água, e o segundo constituído por DAG
(dilaurina), MAG (monolaurina) etanol e água, ambos a 60°C. No equilíbrio, os sistemas
formavam duas fases, sendo uma delas rica em etanol aquoso e a outra rica em acilgliceróis.
Observou-se que moléculas com maior número de grupos polares, no caso, o grupo hidroxila,
têm maior afinidade com a fase rica em etanol aquoso quando comparadas com moléculas
com um número menor (ou ausência) de grupos polares. A Figura 2.8 ilustra os resultados
obtidos pelos autores.
34
Figura 2.8 - Diagrama de distribuição de dilaurina-trilaurina-etanol aquoso e monolaurina-
dilaurina-etanol aquoso a 60°C. XAB = Fração mássica de A na fase rica em B (livre de C);
XAC = Fração mássica de A na fase rica em C (livre de C)
(Adaptado de Monick e Treybal (1956))
Em adição ao estudo das misturas de TAG, DAG e MAG constituídos por um único
tipo de ácido graxo (chamemos este tipo de sistema, por conveniência, de sistema “puro”), os
autores estudaram o equilíbrio líquido-líquido de sistemas contendo MAG comercial, e
verificaram que os sistemas “puros” e comerciais tiveram tendências de distribuição similares.
Uma vez que os produtos comerciais continham compostos insaturados e o comprimento da
cadeia dos ácidos graxos variava entre 8 a 18 carbonos (lembrando-se que o ácido láurico é
constituído de 10 carbonos e apresenta cadeia saturada), concluiu-se que as diferenças
estruturais entre mono-, di- e triacilgliceróis são os fatores determinantes no equilíbrio
líquido-líquido de acilgliceróis com solventes polares. Esta conclusão é muito importante,
visto que nos permite considerar (para uma eventual mistura de acilgliceróis) um conjunto de
moléculas de MAG como um único pseudo-componente, o mesmo para moléculas de DAG e
TAG. Isto simplifica muito a realização de simulações de extração e reduz significativamente
o número de parâmetros a serem estimados para modelos de cálculo de coeficiente de
atividade (NRTL e UNIQUAC, por exemplo).
A literatura é escassa em estudos sobre o equilíbrio líquido-líquido de sistemas
contendo DAG. Entretanto, alguns trabalhos sugerem que o processo de extração líquido-
35
líquido (com álcoois de cadeia curta e água) pode ser uma alternativa à destilação no refino de
óleos vegetais (GONÇALVES et al., 2002; RODRIGUES et al, 2003). Gonçalves e Meirelles
(2004) estudaram o equilíbrio líquido-líquido de sistemas contendo óleo de palma + ácido
palmítico/oleico + etanol + água a 318.2 K. A concentração de água em relação ao etanol foi
variada entre zero e 12,41 % em massa. No equilíbrio, os sistemas se separavam em duas
fases, sendo uma rica em etanol e a outra rica em óleo. Os autores verificaram que a adição de
água no solvente (na faixa de 0-6 m% de água em etanol) causa um considerável aumento na
seletividade do solvente (calculada pela equação 2.36), e um pequeno decréscimo no
coeficiente de distribuição dos ácidos graxos livres (calculado pela equação 2.37). Apenas
para concentrações de água maiores que 6 m% em etanol o decréscimo no coeficiente de
distribuição se mostrou significativo.
Ii
IIi
i ww
k = (2.36)
j
iji k
kS =/ (2.37)
onde, ik é o coeficiente de distribuição do ácido graxo livre, jk é o coeficiente de
distribuição do óleo, IIiw é a fração mássica de ácidos graxos livres na fase rica em etanol, I
iw
é a fração mássica de ácidos graxos livres na fase rica em óleo, e jiS / é a seletividade do
solvente para o ácidos graxo livre em relação ao óleo. Verifica-se então que a adição de água
no solvente permite que este faça uma melhor distinção entre os ácidos graxos livres e os
triacilgliceróis. Os ácidos graxos livres são então removidos sem extrair uma quantidade
significativa de óleo neutro. Observou-se também que a distribuição dos ácidos palmítico e
oleico foi similar.
Os autores utilizaram os dados experimentais obtidos no ajuste de parâmetros dos
modelos NRTL e UNIQUAC. Embora o óleo de palma seja constituído por diferentes
moléculas de triacilgliceróis, este foi tratado como um único pseudo-componente com a
massa molar calculada por meio de média ponderada em relação à fração molar de
triacilgliceróis presentes no óleo. Verificou-se que o sistema foi bem ajustado para ambos os
modelos NRTL e UNIQUAC, o que permite a modelagem e simulação de extratores líquido-
líquido que utilizam os solventes propostos.
36
2.5 CONSIDERAÇÕES
A revisão da literatura revela o destaque do óleo de palma no cenário mundial devido
sua alta produção anual, baixo custo de produção e alta produtividade por área de plantio. A
produção de um óleo de palma rico em diacilglicerol pode ampliar ainda mais sua aplicação,
por se tratar de um produto que pode evitar os problemas de saúde comumente relacionados
ao consumo de gorduras saturadas. A produção de diacilglicerol por vias enzimáticas tem um
grande potencial, pois, além de não utilizarem catalisadores químicos (evitando-se a
contaminação do produto), as reações enzimáticas não exigem altas temperaturas,
minimizando assim o consumo energético e também a degradação do óleo no processo. O
custo das enzimas ainda é o maior obstáculo para seu uso em escala industrial, por isso a
otimização das condições experimentais para produção enzimática de DAG é necessária. A
obtenção de um produto rico em DAG depende também dos processos de purificação, uma
vez que diferentes compostos são formados nas reações enzimáticas. Observou-se que a
literatura dispõe de muitas informações a respeito das reações para produção de DAG, mas é
escassa em trabalhos sobre a purificação do mesmo.
Dentro deste contexto, este trabalho abordará a modelagem, simulação e otimização da
reação de hidrólise enzimática do óleo de palma, assim como a modelagem e simulação da
extração líquido-líquido do DAG a partir da mistura obtida na etapa de hidrólise adicionada a
uma solução de etanol e água. A hidrólise tem como vantagens sua fácil operação quando
comparada com a reação de esterificação, e também não apresenta os problemas
característicos causados pelo excesso de glicerol no meio, destacando-se a saturação do
suporte enzimático por glicerol. O processo de extração líquido-líquido é atraente por
envolver condições brandas de temperatura e pressão, além disso, os solventes utilizados
(etanol e água) podem ser facilmente separados e reaproveitados.
37
3. MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 MATERIAIS
O substrato da reação de hidrólise utilizado neste trabalho foi o óleo de palma
refinado, cedido gentilmente pela Companhia Refinadora da Amazônia (grupo Agropalma). A
lipase comercial Lipozyme RM IM, utilizada como catalisador, foi em parte cedida
gentilmente pelo Laboratório de Biocatálise do Instituto de Química da Universidade Federal
do Rio de Janeiro e em parte comprada da Sigma-Aldrich®. Solvente n-hexano (Synth®) foi
utilizado na filtração do óleo de palma hidrolisado para remoção da enzima suportada. Uma
solução de fenolftaleína (Synth®) foi utilizada como indicador para medidas de acidez do
óleo. Etanol absoluto (Chemco®) foi utilizado no processo de medição de acidez e também
utilizado como solvente nos experimentos de equilíbrio líquido-líquido do óleo de palma
hidrolisado. NaOH (Synth®) foi utilizado na determinação de acidez do óleo. Clorofórmio
deuterado (CIL®) foi utilizado na preparação de amostras para análise de RMN. Solução de
Karl Fisher (Merck) foi utilizada na determinação de água.
3.2 MÉTODOS ANALÍTICOS
3.2.1 Quantificação de acidez
A metodologia para quantificação de acidez apresentada neste trabalho foi modificada
e validada a partir metodologia descrita por Rukunudin etl al. (1998). A quantidade de ácidos
graxos livres presentes no óleo foi determinada por titulação com solução de NaOH. Cerca de
1 g de óleo e duas gotas de solução de fenolftaleína foram diluídas em 50 ml de etanol
absoluto. Esta solução foi titulada com uma solução de NaOH 0,05 M sob agitação vigorosa
até mudança de coloração (mudança súbita de uma coloração branca para rosa). Acidez do
óleo foi calculada de acordo com a seguinte relação:
pa
PMMVolmAcidez AGLNaOH ⋅⋅
⋅= 100%)( (3.1)
38
Onde:
Vol: Volume (L) da solução de NaOH gasto na titulação
NaOHM : Molaridade da solução de NaOH (mol/L)
AGLMM : Massa molar média dos ácidos graxos presentes no óleo de palma
pa: peso da amostra de óleo (g)
Uma vez que o óleo de palma possui diferentes ácidos graxos em sua composição
(Tabela 2.8), as moléculas de TAG, DAG, MAG e AGL foram tratadas como pseudo-
componentes. A massa molar do AGL foi calculada como uma média ponderada (baseada na
fração molar) das massas molares dos ácidos graxos presentes no óleo de palma (MMAGL =
269,245 g/mol).
3.2.2 Quantificação de acilgliceróis por RMN de 13C
Assumindo-se que as moléculas de TAG, DAG, e MAG sejam o resultado da
esterificação de três, dois, ou um AGL (de massa molar média = 269,245 g/mol) com uma
molécula de glicerol, suas massas molares (MMMAG = 343,351 g/mol, MMDAG = 594,609
g/mol, MMTAG = 845,865 g/mol) foram calculadas pelas seguintes relações:
OHGAGLMAG MMMMMMMM2
−+= (3.2)
OHGAGLDAG MMMMMMMM2
22 ⋅−+⋅= (3.3)
OHGAGLTAG MMMMMMMM2
33 ⋅−+⋅= (3.4)
A concentração de acilgliceróis (TAG, DAG e MAG) foi determinada por análise de
Ressonância Magnética Nuclear (RMN) de 13C, pelo laboratório de análise de RMN do
Departamento de Química da UEM, nas seguintes condições: Tempo de relaxamento: 3,000 s;
Pulso: 25 graus; Tempo de aquisição: 1,517 s; Repetições: 2048; Largura da linha: 0,3 Hz;
Temperatura: ambiente. A intensidade integrada total de um sinal de RMN foi obtida pelo
cálculo da área do pico (NG, 2000).
39
Amostras de 0,7 mL de solução (concentração 1:3 vol/vol de óleo/CDCl3) foram
preparadas em tubos de RMN de 5 mm e armazenadas sob refrigeração até que fossem
analisadas. As porcentagens mássicas de cada acilglicerol em uma amostra de óleo podem ser
determinadas pelas seguintes relações:
( )(%)100(%)
3,12,1
21
21 Acidez
AMM
AMMAMM
AMMAMMAMMAMM
W
TAGTAG
DAGDAGDAGDAG
MAGMAGMAGMAG
MAGMAGMAGMAGMAG −⋅
⋅+
⋅+⋅+
⋅+⋅⋅+⋅
=
−−
−−
−− (3.5)
( )(%)100(%)
3,12,1
21
3,12,1 Acidez
AMM
AMMAMM
AMMAMM
AMMAMMW
TAGTAG
DAGDAGDAGDAG
MAGMAGMAGMAG
DAGDAGDAGDAGDAG −⋅
⋅+
⋅+⋅+
⋅+⋅
⋅+⋅=
−−
−−
−− (3.6)
( )(%)100(%)
3,12,1
21
Acidez
AMM
AMMAMM
AMMAMMAMM
W
TAGTAG
DAGDAGDAGDAG
MAGMAGMAGMAG
TAGTAGTAG −⋅
⋅+
⋅+⋅+
⋅+⋅⋅
=
−−
−−
(3.7)
Onde, (%)MAGW , (%)DAGW e (%)TAGW correspondem às porcentagens mássicas de
cada acilglicerol. MAGMM , DAGMM e TAGMM correspondem às massas molares médias de
cada acilglicerol. MAGA −1 , DAGA −2,1 , DAGA −3,1 , TAGA correspondem às áreas relativas dos picos de
cada acilglicerol.
Os acilgliceróis foram identificados a partir do sinal correspondente ao carbono G-2
do esqueleto glicerídico de cada acilglicerol. Os picos relacionados ao carbono G-2 do 1-
MAG, 1,2-DAG, 1,3-DAG e TAG encontram-se, no espectro, em δ70,25 ppm, δ72,1 ppm,
δ68,3 ppm e δ68,9 ppm, respectivamente (NG, 2000). O pico do carbono G-2 do
monoacilglicerol em sua forma 2-MAG se encontra em δ74,9 ppm (GUNSTONE, 1991).
Visto que todas as amostras de óleo analisadas neste trabalho foram secadas em estufa até
peso constante, a quantidade de água no óleo foi desprezada. Os espetros de RMN
apresentados neste trabalho (Anexo) foram obtidos por um espectrômetro VARIAN (modelo
Mercury Plus 300-BB), o qual opera em 300,057 MHz para 1H e 75,449 MHz para 13C.
40
3.2.3 Quantificação de água
A concentração mássica de água em uma amostra foi determinada por titulação de
Karl Fisher pelo Laboratório de Tecnologia Enzimática (DEQ-UEM) em aparelho de Karl
Fisher volumétrico Orion AF8.
3.3 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS
3.3.1 Reações de hidrólise
As reações de hidrólise enzimática do óleo de palma (cuja fração mássica inicial
encontra-se na Tabela 3.1) foram conduzidas em um reator de vidro encamisado (60 mL) sob
agitação magnética de 400 rpm. Esta velocidade de agitação foi escolhida por que se mostrou
a maior velocidade possível sem que o suporte da enzima começasse a se fragmentar (devido
às forças de cisalhamento) antes de 48 horas de reação. Quantidades precisas de óleo (15 g),
água deionizada (5; 10 e 15 m% em relação à massa de óleo) foram inicialmente pesadas em
uma balança de precisão diretamente no reator. Os substratos foram mantidos sob agitação a
55 °C durante uma hora para estabilizar a temperatura. Em seguida adicionava-se uma
quantidade específica de enzima (0,68; 1,36 e 2,04 m% em relação à massa de substratos)
para que a reação tivesse início. No final da reação, o conteúdo do reator era filtrado à vácuo
com adição de n-hexano, utilizado para diminuir a viscosidade da amostra, agilizando o
processo de filtração. Uma vez que o óleo de palma se apresenta parcialmente sólido à
temperatura ambiente, fez-se necessário o pré-aquecimento do funil de filtração. A amostra de
óleo hidrolisado era então secada em estufa a 120°C até peso constante, para eliminação do n-
hexano. As Figuras 3.1 e 3.2 ilustram o esquema básico das reações de hidrólise e da filtração
das amostras, respectivamente.
41
Tabela 3.1 – Fração mássica porcentual do óleo de palma utilizado nos
Experimentos de hidrólise parcial
Componente m%
TAG 94,73
DAG 5,24
MAG 0
AGL 0,03
Espectro A.1 no Anexo
Figura 3.1 – Esquema para reação de hidrólise. 1 - banho termostático; 2 - agitador
magnético; 3 - reator encamisado.
42
Figura 3.2 – Esquema da filtração do óleo hidrolisado. 1 - funil com papel filtro; 2 - kitassato
contendo amostra filtrada; 3 - bomba de vácuo.
3.3.2 Equilíbrio de Fases Líquido-Líquido
Inicialmente, cerca de 180 g de óleo de palma foram hidrolisados por meio de três
reações, de acordo com as seguintes condições: 60 g de óleo, 1,26 g de água, 1,76g de enzima,
e 72 horas de reação (condições obtidas neste trabalho para maior produção de DAG). O
produto destas reações, já filtrado e livre de solvente, foi utilizado em todos os experimentos
de equilíbrio líquido-líquido deste trabalho.
Os experimentos de equilíbrio líquido-líquido foram conduzidos em uma célula de
equilíbrio (60 mL), a qual foi mantida em temperatura constante de 45 °C por um banho
termostático. Adicionava-se à célula de equilíbrio 25 mL de óleo hidrolisado, 25 mL de etanol
absoluto e uma quantidade específica de água deionizada (3-6 mL). Em seguida o sistema era
submetido a uma agitação magnética para promover contato íntimo entre as fases. Após cerca
de 3 horas interrompia-se a agitação para que houvesse completa separação das fases do
sistema. A coleta de amostras de cada fase era realizada 24 horas após a suspensão da
agitação.
O esquema básico dos experimentos de equilíbrio líquido-líquido é ilustrado na Figura
3.3.
43
Figura 3.3 – Esquema do experimento de equilíbrio líquido-líquido. 1 – banho termostático; 2
– agitador magnético; 3 – célula de equilíbrio.
Para cada fase, 3 amostras eram coletadas para que fosse possível a quantificação de
seus 6 componentes (TAG, DAG, MAG, AGL, água, etanol), por diferentes metodologias. A
primeira amostra de cada fase era submetida à titulação com NaOH para determinação da
acidez. A segunda amostra era diluída em metanol (grau HPLC) para posterior quantificação
de água pelo método de Karl Fisher. A terceira amostra era pesada e secada em estufa a 120
°C até peso constante. Após o processo de secagem, a terceira amostra era novamente pesada
para o cálculo da fração de óleo (TAG + DAG + MAG + AGL) e solvente (água + etanol) na
amostra, ou seja, na fase. Uma vez conhecida a fração de óleo na fase e também a acidez da
fase (obtida pela primeira amostra), pode-se calcular a acidez do óleo:
fasenaoleodoFraçãomfasedaAcidez
moleodoAcidez____%)(__
%)(__ = (3.8)
Uma vez conhecida a acidez do óleo, pode-se calcular fração mássica de TAG, DAG e
MAG no óleo, a partir das equações (3.5-3.7). As concentrações de TAG, DAG, e MAG na
fase podem ser calculadas pela multiplicação da fração mássica de óleo na fase pela fração
mássica de TAG, DAG ou MAG, no óleo. Uma vez conhecidas as frações mássicas de TAG,
DAG, MAG, AGL e água, a fração mássica de etanol foi calculada por diferença.
44
3.4 MODELAGEM DA CINÉTICA DA HIDRÓLISE DO ÓLEO DE PALMA E DO
EQUILÍBRIO LÍQUIDO-LÍQUIDO DO SISTEMA AG + DAG + MAG + AGL + ÁGUA +
ETANOL
3.4.1 Modelo cinético da reação de hidrólise do óleo de palma
Neste trabalho realizou-se a modelagem da reação de hidrólise do óleo de palma na
presença de uma lipase imobilizada, sem adição de solvente ou surfactante.
Apesar da reação pode ser controlada pela transferência de massa interna na enzima
imobilizada, autores reportam que a limitação por transferência de massa interna pode ser
negligenciada para suportes porosos (CHEN e WANG, 1998; ROMERO et al., 2007). Por
este motivo, foram consideradas apenas as etapas de adsorção/dessorção dos substratos nos
sítios da enzima e a etapa de reação dos substratos no complexo enzimático. As seguintes
etapas de hidrólise/esterificação foram propostas (o símbolo “S” foi utilizado para indicar o
agrupamento entre os substratos no sítio da enzima, formando um complexo enzimático):
AGLEDAGAGLEDAGOHETAGOHETAGk
k
k
k
k
k++××××++
6
5
4
32
2
12 ��� (3.9)
AGLEMAGAGLEMAGOHEDAGOHEDAGk
k
k
k
k
k++××××++
12
11
10
92
8
72 ��� (3.10)
AGLEGAGLEGOHEMAGOHEMAGk
k
k
k
k
k++××××++
18
17
16
152
14
132 ��� (3.11)
Uma vez que não é adicionado nenhum tipo de solvente ou surfactante no meio
reacional, a água presente no sistema não estará completamente misturada ao óleo. Dessa
forma, considera-se que a água total do sistema encontra-se em duas diferentes fases, a fase
oleosa e uma fase aquosa. Considera-se que apenas a água presente na fase oleosa é
responsável pelas reações de hidrólise (Equações (3.9)-(3.11)). O balanço molar entre a água
na fase oleosa e a água na fase aquosa (ou seja, porção de água insolúvel) é descrito abaixo:
insk
kOHOH 2
20
192 � (3.12)
Uma vez que os produtos intermediários da reação (DAG e MAG) são surfactantes,
pode-se escrever a constante k19 como dependente da concentração desses surfactantes na fase
45
oleosa. Uma vez que os surfactantes tendem a melhorar a miscibilidade da água na fase
oleosa, um aumento na fração molar de surfactantes deverá resultar em uma menor velocidade
de difusão da água na fase oleosa para a fase aquosa. Uma equação empírica foi proposta para
descrever a constante k19 como uma função da fração molar de surfactantes na fase reacional
oleosa:
)exp( 191919oleosurf
BA xkkk ⋅−⋅= (3.13)
Onde:
++++
=][][][][
][][AGLMAGDAGTAG
MAGDAGxoleo
surf (3.14)
Considerou-se também que a presença de água (tanto na fase aquosa quanto na fase
oleosa) no sistema pode inibir reversivelmente a enzima:
ttk
k
tt OHEOHOHEOH 22
22
2122 ××++ � (3.15)
Onde:
inst OHOHOH 222 += (3.16)
A Equação 3.15 descreve uma dependência de segunda ordem da inibição reversível
da enzima em relação à concentração de água. Esta abordagem foi escolhida visto que
apresentou melhores resultados do que a hipótese de uma dependência de primeira ordem.
As taxas de reação, juntamente com a de difusão da água entra as fases oleosa e
aquosa, podem ser escritas pelas seguintes equações diferenciais:
][][][][][
2221 OHETAGkOHETAGkdt
TAGd××⋅+⋅⋅⋅−= (3.17)
××⋅+⋅⋅⋅−
⋅⋅⋅−××⋅=
][][][][
][][][][][
2827
65
OHEDAGkOHEDAGk
AGLEDAGkAGLEDAGk
dtDAGd
(3.18)
××⋅+⋅⋅⋅−
⋅⋅⋅−××⋅=
][][][][
][][][][][
214213
1211
OHEMAGkOHEMAGk
AGLEMAGkAGLEMAGk
dtMAGd
(3.19)
⋅−××⋅+⋅⋅⋅−××⋅+
⋅⋅⋅−××⋅
=]].[[][][
][][][][
][][][][][
1817
1211
65
AGLEGkAGLEGkAGLEMAGkAGLEMAGk
AGLEDAGkAGLEDAGk
dtAGLd
(3.20)
46
]].[[][][][
1817 AGLEGkAGLEGkdtGd
⋅−××⋅= (3.21)
⋅+⋅−
××⋅+⋅⋅⋅−
××⋅+⋅⋅⋅−
××⋅+⋅⋅⋅−
=
][][
][][][][
][][][][
][][][][
][
220219
214213
2827
2221
2
insOHkOHk
OHEMAGkOHEMAGk
OHEDAGkOHEDAGk
OHETAGkOHETAGk
dtOHd
(3.22)
][][][
2202192 ins
ins
OHkOHkdt
OHd⋅−⋅= (3.23)
As taxas de formação dos diferentes complexos enzimáticos podem ser descritas pelas
seguintes relações:
××⋅+××⋅−
××⋅−⋅⋅⋅==
××][][
][][][][0
][
423
22212
AGLEDAGkOHETAGk
OHETAGkOHETAGk
dtOHETAGd
(3.24)
⋅⋅⋅+××⋅−
××⋅−××⋅==
××][][][][
][][0
][
65
423
AGLEDAGkAGLEDAGk
AGLEDAGkOHETAGk
dtAGLEDAGd
(3.25)
××⋅+××⋅−
××⋅−⋅⋅⋅==
××][][
][][][][0
][
1029
28272
AGLEMAGkOHEDAGk
OHEDAGkOHEDAGk
dtOHEDAGd
(3.26)
⋅⋅⋅+××⋅−
××⋅−××⋅==
××][][][][
][][0
][
1211
1029
AGLEMAGkAGLEMAGk
AGLEMAGkOHEDAGk
dtAGLEMAGd
(3.27)
××⋅+××⋅−
××⋅−⋅⋅⋅==
××][][
][][][][0
][
16215
2142132
AGLEGkOHEMAGk
OHEMAGkOHEMAGk
dtOHEMAGd
(3.28)
⋅⋅⋅+××⋅−
××⋅−××⋅==
××][][][][
][][0
][
1817
16215
AGLEGkAGLEGk
AGLEGkOHEMAGk
dtAGLEGd
(3.29)
][][][][0][
2221222122 tttt
tt
OHEOHkOHEOHkdt
OHEOHd××⋅−⋅⋅⋅==
×× (3.30)
Assumiu-se nas Eqs. (3.24)-(3.30) a Hipótese do Estado Pseudo-Estacionário
(FOGLER, 2002). Ou seja, assumiu-se que os complexos enzimáticos têm uma “vida” muito
curta e que ocorrem apenas em baixas concentrações. Deste modo, pode-se assumir que a
velocidade de formação de um complexo é igual à sua velocidade de consumo. Logo, a taxa
global de formação de um complexo é igual à zero.
47
A concentração de enzimas totais pode ser definida como a soma das concentrações de
todos os complexos enzimáticos e da concentração de enzimas livres:
××+××+
××+××+××+
××+××+
=
][][
][][][
][][][
][
22
22
2
ttT
OHEOHAGLEG
OHEMAGAGLEMAGOHEDAG
AGLEDAGOHETAGE
E (3.31)
As Equações (3.24)-(3.31), após manipulações algébricas (realizadas no programa
Maple 12), foram escritas de maneira a expressar a concentração dos complexos e a
concentração de enzima livre como funções das concentrações de TAG, DAG, MAG, AGL,
G, H2O, H2Oins, H2Ot e ET. Estas equações foram então substituídas nas Equações (3.17)-
(3.22), e depois de nova manipulação algébrica, as seguintes taxas de reação foram obtidas:
( )
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅
=
227625
423
221
221
][][][][][
][][][][
][][][][1][][][][][][
t
T
OHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGKAGLDAGQOHTAGQE
dtTAGd
(3.32)
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
423
221
][][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][][
][
t
T
OHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLMAGQOHDAGQ
AGLDAGQOHTAGQE
dtDAGd
(3.33)
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
625
423
][][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][][
][
t
T
OHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLGQOHMAGQ
AGLMAGQOHDAGQE
dtMAGd
(3.34)
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅−⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
6254
23221
][][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][][][
][][][][][][][
][
t
T
OHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLGQOHMAGQAGLMAGQ
OHDAGQAGLDAGQOHTAGQE
dtAGLd
(3.35)
48
( )
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
625
][][][][][
][][][][][][][][1][][][][][][
t
T
OHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGKAGLDAGKOHTAGKAGLGQOHMAGQE
dtGd (3.36)
⋅+⋅−
+
⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅+⋅⋅−
⋅
=][
][
][][][][][][][
][][][][][][1
][][][][
][][][][][][][][
][
][
220
219
2276
254
232
21
625
423
221
2ins
t
T
OHkOHk
OHKAGLGKOHMAGKAGLMAGK
OHDAGKAGLDAGKOHTAGK
AGLGQOHMAGQ
AGLMAGQOHDAGQAGLDAGQOHTAGQ
E
dtOHd (3.37)
As constantes rQ )6,...,1( =r e rK )7,...,1( =r são funções das constantes rk
( 22,21,18,...,1=r ). Nas Equações (3.32)-(3.37) a concentração total de enzima [ET] está em
unidades de “mmolEnzima/g-substrato”. Uma vez que não se conhece a “massa molar” da
enzima, torna-se conveniente utilizar a concentração total de enzima em termos de “g-
enzima/g-substrato”. Ao multiplicar a concentração total molar de enzima pela massa molar
da enzima (MME), obtém-se a concentração total mássica de enzima [ET]. Para manter a
igualdade das equações, divide-se então cada constante rQ )6,...,1( =r pela massa molar da
enzima, resultando em novas constantes aparentes da taxa, chamadas rV )6,...,1( =r .
Aplicando estas manipulações algébricas temos:
( )
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅
=
227625
423
221
221
][][][][][
][][][][][][][][1
][][][][][][
tOHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGKAGLDAGKOHTAGK
AGLDAGVOHTAGVETdt
TAGd
(3.38)
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
423
221
][][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][][
][
tOHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLMAGVOHDAGV
AGLDAGVOHTAGVET
dtDAGd
(3.39)
49
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
625
423
][][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][][
][
tOHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLGVOHMAGV
AGLMAGVOHDAGVET
dtMAGd
(3.40)
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅−⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
6254
23221
][][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][][][
][][][][][][][
][
tOHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLGVOHMAGVAGLMAGV
OHDAGVAGLDAGVOHTAGVET
dtAGLd
(3.41)
( )
⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅⋅
=
227625
423
221
625
][][][][][
][][][][][][][][1][][][][][][
tOHKAGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGKAGLDAGKOHTAGKAGLGVOHMAGVET
dtGd (3.42)
⋅+⋅−
+
⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅+⋅⋅−
⋅
=][
][
][][][][][][][
][][][][][][1
][][][][
][][][][][][][][
][
][
220
219
2276
254
232
21
625
423
221
2ins
t
OHkOHk
OHKAGLGKOHMAGKAGLMAGK
OHDAGKAGLDAGKOHTAGK
AGLGVOHMAGV
AGLMAGVOHDAGVAGLDAGVOHTAGV
ET
dtOHd (3.43)
Onde:
PMEEET T ⋅= ][][ (3.44)
PMEQ
V rr = (3.45)
Nota-se nas equações (3.38)-(3.43) que as taxas de reação de cada componente estão
descritas como diretamente proporcionais à quantidade total de enzima no meio. Isto nem
sempre ocorre em sistemas reais, pois o excesso da concentração de enzima no meio reacional
pode resultar na formação de agregados, de maneira a não possibilitar o contato dos sítios
ativos com os substratos (WATANABE et al., 2003). Por esta razão, as taxas de reação devem
ser multiplicadas pela quantidade de enzimas totais disponíveis aos substratos [ETd]. Para
50
obtermos esse valor, multiplica-se a concentração total de enzimas por um fator de correção.
Para que este fator de correção tenha coerência com os fenômenos limitantes ocasionados
pelo excesso de enzima no meio, algumas restrições devem satisfeitas:
1lim0][=
→ETfc (3.46)
0][≤
ETddfc
(3.47)
Ou seja, os efeitos de limitação de transferência de massa devem ser negligenciáveis para
concentrações muito pequenas de enzima (Eq. 3.46). O fator de correção poderá ser constante
(valor igual a 1) caso não haja limitação na transferência de massa devido à concentração de
enzima no meio ou então decrescente para maiores concentrações de enzima, mas nunca
crescente (Eq. 3.47). Uma equação empírica, que satisfaz as restrições descritas acima, foi
proposta para descrever o fator de correção como uma função da concentração total de enzima
no meio:
])[exp( ETklfc ⋅−= (3.48)
Logo, pode-se escrever a concentração de enzimas disponíveis como uma função da
concentração de enzimas totais:
])[exp(][][ ETklETET d ⋅−⋅= (3.49)
Substituindo o termo [ET] pela função [ETd] (Eq. (3.49)) e também as equações (3.13)
e (3.16) nas equações (3.23), (3.38)-(3.43), temos:
( )
( )
+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅
=⋅−
2
227
625
423
221
221])[(
][][][][
][][][][
][][][][1][][][][][][
ins
ETkl
OHOHK
AGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGKAGLDAGVOHTAGVeET
dtTAGd
(3.50)
( )
+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅−⋅⋅⋅⋅
=
⋅−
2
227
625
423
221
423
221])[(
][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][][
][
ins
ETkl
OHOHK
AGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLMAGVOHDAGV
AGLDAGVOHTAGVeET
dtDAGd
(3.51)
51
( )
+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅−
⋅⋅−⋅⋅⋅⋅
=
⋅−
2
227
625
423
221
625
423])[(
][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][][
][
ins
ETkl
OHOHK
AGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLGVOHMAGV
AGLMAGVOHDAGVeET
dtMAGd
(3.52)
( )
+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅−⋅⋅+
⋅⋅−⋅⋅+
⋅⋅−⋅⋅
⋅⋅
=
⋅−
2
227
625
423
221
625
423
221])[(
][][][][
][][][][
][][][][1
][][][][
][][][][
][][][][
][
][
ins
ETkl
OHOHK
AGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGK
AGLGVOHMAGV
AGLMAGVOHDAGV
AGLDAGVOHTAGV
eET
dtAGLd
(3.53)
( )
( )
+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅⋅⋅
=⋅−
2
227
625
423
221
625])[(
][][][][
][][][][
][][][][1][][][][][][
ins
ETkl
OHOHK
AGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGKAGLGVOHMAGVeET
dtGd (3.54)
( )
⋅+
⋅⋅−+
+⋅+
⋅⋅+
⋅⋅+
⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+
⋅⋅+
⋅⋅−
⋅⋅+
⋅⋅−⋅⋅+
⋅⋅−
⋅⋅
=⋅−
⋅−
][
][
][][
][][
][][
][][][][
][][1
][][
][][
][][
][][][][
][][
][
][
220
2)(
19
2
227
6
25
4
23
2
21
6
25
4
23
2
21
])[(
219
ins
xkA
ins
ETkl
OHk
OHek
OHOHK
AGLGK
OHMAGK
AGLMAGK
OHDAGKAGLDAGK
OHTAGK
AGLGV
OHMAGV
AGLMAGV
OHDAGVAGLDAGV
OHTAGV
eET
dtOHd
oleosurf
B
(3.55)
][][][
2202)(
192 19 insxkA
ins
OHkOHekdt
OHd oleosurf
B
⋅−⋅⋅= ⋅− (3.56)
O conjunto de equações diferenciais formado pelas equações (3.50)-(3.56) contém 17
parâmetros ajustáveis e foi utilizado para descrever o comportamento cinético da hidrólise do
52
óleo de palma neste trabalho. Para a resolução desse sistema de equações diferenciais, é
necessário que se conheça as condições iniciais de cada equação, ou seja, as concentrações
iniciais de cada componente. Inicialmente, se conhece as concentrações iniciais de TAG,
DAG, MAG, AGL, G e H2Ot. Entretanto, não é possível saber de maneira direta qual a
concentração inicial de água na fase oleosa ([H2O]0) e nem a concentração inicial de água não
solubilizada [H2Oins]0. Estes valores podem ser estimados como funções das constantes Ak19 ,
Bk19 e 20k , da concentração total de água no início da reação [H2Ot]0 e da concentração inicial
de moléculas surfactantes (DAG e MAG) no meio reacional. Para isso, deve-se assumir que,
no início da reação, as concentrações de água nas fases oleosa e aquosa estejam em equilíbrio.
Aplicando esta condição na Equação (3.23) temos:
02200219 ][][0 insOHkOHk ⋅−⋅= (3.57)
Substituindo a Equação (3.16) na (3.57) temos:
( )0202200219 ][][][0 OHOHkOHk t −⋅−⋅=
(3.58)
Substituindo a Equação (3.13) na equação (3.58) e realizando manipulações
algébricas, obtemos:
20)(
19
022002
19
][][
kek
OHkOH oleo
surfB xkA
t
+⋅
⋅=
⋅− (3.59)
Consequentemente obtemos a expressão para a concentração inicial de água não
solubilizada:
020202 ][][][ OHOHOH tins −=
(3.60)
Visto que a enzima utilizada no trabalho (Lipozyme RM IM) é termoestável, com uma
melhor estabilidade térmica na faixa de temperatura de 40-60°C (OLIVEIRA, 2007), a
desativação da enzima durante o período de reação não foi levada em consideração nos
cálculos.
53
Métodos numéricos
Os parâmetros do modelo foram estimados pelo ajuste de dados experimentais ao
modelo por meio da minimização da seguinte função objetivo:
( )∑ ∑ −=NOBS
o
NC
i
calcioio wwfob
2exp (3.61)
Deve-se salientar que as frações mássicas presentes na equação (3.61) são
consideradas livres de água e glicerol.
Um algoritmo foi desenvolvido no programa Matlab 7.0 para o procedimento de
estimativa dos parâmetros. A sub-rotina “ode23s” (Matlab 7.0 library tools) foi utilizada para
resolver numericamente as equações diferenciais e a sub-rotina “fminsearch” (Matlab 7.0
library tools) foi utilizada para a minimização da função objetivo.
Para o ajuste de parâmetros foram utilizados 5 conjuntos de dados experimentais (3
diferentes condições de alimentação de substratos e 3 diferentes condições de concentração de
enzima), englobando 122 pontos experimentais para TAG, DAG, MAG e AGL.
3.4.2 Modelagem do equilíbrio líquido-líquido do sistema TAG + DAG + MAG + AGL +
água + etanol
Estimativa dos parâmetros de Interação UNIQUAC
Os dados experimentais de equilíbrio líquido-líquido obtidos neste trabalho foram
utilizados para ajustar os parâmetros do modelo UNIQUAC (POLING et al., 2001).
Os valores de ir e iq do modelo UNIQUAC foram calculados pelas equações (3.62) e
(3.63) para a água e etanol, enquanto que as equações (3.64) e (3.65) foram utilizadas para o
pseudo-componente dos ácidos graxos livres do óleo de palma (AGL).
∑ ⋅=NG
kkkii Rvr
(3.62)
54
∑ ⋅=NG
kkkii Qvq
(3.63)
∑ ∑ ⋅=Nm
m
G
kkkmmii Rvxr
(3.64)
∑ ∑ ⋅=Nm
m
G
kkkmmii Qvxq
(3.65)
Os valores de ir e iq para TAG, DAG e MAG podem ser obtidos utilizando-se as
seguintes relações:
OHGlicerolCOOCHCOOHCHAGLMAG RrRRRrr −++−−=22 (3.66)
( ) OHGlicerolCOOCHCOOHCHAGLDAG RrRRRrr ⋅−++−−⋅= 2222
(3.67)
( ) OHGlicerolCOOCHCOOHCHAGLMAG RrRRRrr ⋅−++−−⋅= 3322 (3.68)
OHGlicerolCOOCHCOOHCHAGLMAG QqQQQqq −++−−=22 (3.69)
( ) OHGlicerolCOOCHCOOHCHAGLDAG QqQQQqq ⋅−++−−⋅= 2222
(3.70)
( ) OHGlicerolCOOCHCOOHCHAGLMAG QqQQQqq ⋅−++−−⋅= 3322 (3.71)
Os parâmetros de interação do modelo UNIQUAC ( ijA e jiA ) foram estimados por
meio da minimização da seguinte função objetivo:
( )∑∑∑ −=
NF
f
NL
n
NC
i
calcfin
fin wwfob
2,exp,
(3.72)
Durante a minimização da função objetivo, a soma das frações molares dos
componentes em cada fase líquida deve ser igual a 1 (Eq. 3.73), todas as frações molares
devem ser positivas (Eq. 3.74), e a atividade do componente i na fase alfa deve ser igual à
atividade do componente i na fase beta (Eq. 3.75). As Eq. (3.73) e (3.74) referem-se a
restrições relacionadas a um balanço de massa coerente, enquanto que a Eq. (3.75) é um
critério de equilíbrio entre as fases. As frações mássicas são calculadas a partir das frações
molares e das massas molares dos componentes e pseudo-compontes (Eq. 3.76)
1, =∑NC
i
calcfinx n = 1,…, NL f = 1,…, NF (3.73)
55
0, >calcfinx i = 1,…, NC n = 1,…, NL f = 1,…, NF (3.74)
calcin
caclin
calcin
calcin xx ,,,, ββαα γγ ⋅=⋅ i = 1,…, NC n = 1,…, NL (3.75)
∑ ⋅
⋅=
NC
ii
calcfin
icalcf
incalcfin
MMx
MMxw
,
,, i = 1,…, NC n = 1,…, NL f = 1,…, PF (3.76)
Durante o processo de minimização, as frações molares calculadas e os parâmetros de
interação UNIQUAC são consideradas as variáveis de decisão. Os parâmetros de interação
UNIQUAC foram estimados com a ferramenta “solver” incluída no software Excel 2010 para
Windows.
Predição de equilíbrio líquido-líquido
O cálculo do equilíbrio líquido-líquido foi realizado pela minimização da energia livre
de Gibbs de um sistema com composição global conhecida. A energia livre de Gibbs global
de um sistema pode ser descrita, de forma geral, como a soma dos potenciais químicos de
cada componente presente em cada fase do sistema:
∑∑= =
=NC
i
NF
fififnGib
1 1
µ (3.77)
A energia livre de Gibbs é normalmente descrita pela letra “G”. Neste trabalho,
entretanto, para evitar confusão com abreviação de Glicerol (G) utilizada no item 3.4.1,
optou-se por utilizar a simbologia “Gib”. A Eq. (3.77) pode ser então reescrita em termos das
fugacidades dos componentes puros e dos componentes na mistura:
∑∑= =
⋅⋅+⋅=
NC
i
NF
f i
ifiif f
fTRnGib
1 10
0 lnµ (3.78)
Uma vez que apenas fases líquidas são consideradas, é conveniente que o estado de
referência dos compostos utilizado na equação esteja na fase líquida. Dessa maneira, a Eq.
(3.78) pode ser reescrita especificamente para líquidos:
∑∑= =
⋅⋅+⋅=
NC
i
NF
fL
i
LifL
iif f
fTRnGib
1 10
0 lnµ (3.79)
56
Por definição, temos:
Liifif
Lif fxf 0⋅⋅= γ (3.80)
A Eq. (3.80) pode ser substituída na Eq. (3.79), e após simplificação, obtêm-se:
( )( )∑∑= =
⋅⋅⋅+⋅=NC
i
NF
fifif
Liif xTRnGib
1 1
0 ln γµ (3.81)
Uma vez que apenas o equilíbrio líquido-líquido é calculado (sem reação química), o
número de moles totais de cada componente no sistema permanece constante. Logo, o termo
∑∑= =
⋅NC
i
NF
f
Liifn
1 1
0µ permanece constante durante o processo de minimização, de maneira que os
valores dos potenciais químicos de referência não são relevantes para o cálculo do equilíbrio
líquido-líquido. Por conveniência, minimiza-se apenas a parte variável da equação de Gibbs:
( )∑∑= =
⋅⋅⋅⋅=NC
i
NF
fififif xTRnZ
1 1
ln γ (3.82)
Durante o processo de minimização, ifn são consideradas as variáveis de decisão. Por
essa razão, a fração molar dos componentes deve ser escrita em função do número de moles
do componente i na fase j e do número de moles totais da fase j:
f
ifif nt
nx = (3.83)
Substituindo a Eq. (3.83) na Eq. (3.82) e rearranjando, temos:
( ) ∑∑∑∑= == =
⋅⋅⋅+−⋅⋅⋅=NC
i
NF
fifif
NC
i
NF
ffifif nTRntnnTRZ
1 11 1
lnlnln γ (3.84)
A energia livre de Gibbs de excesso pode ser escrita como uma função do coeficiente
de fugacidade:
∑=
⋅⋅⋅=⋅NC
iififff nTRgnt
1
E lnγ (3.85)
Substituindo a Eq. (3.85) na Eq. (3.84), temos:
( ) ∑∑∑== =
⋅+−⋅⋅⋅=NF
f
Eff
NC
i
NF
ffifif gntntnnTRZ
11 1
lnln (3.86)
57
Na minimização da energia livre de Gibbs, as restrições de balanço de massa e não-
negatividade do número de moles devem ser observadas, de acordo com as seguintes
equações:
∑=NF
fifi nnt i = 1,…,NC (3.87)
0>ifn i = 1,…,NC f = 1,…, NF (3.88)
O algoritmo de minimização da energia livre de Gibbs foi escrito no programa
“GAMS 21.6” (General Algebraic Modeling System), e o solver “CONOPT2” foi utilizado
para o cálculo do equilíbrio de fases (VOLL et al., 2011). A energia livre de Gibbs de excesso
foi calculada por meio do modelo UNIQUAC.
58
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 HIDRÓLISE DO ÓLEO DE PALMA
4.1.1 Determinação dos parâmetros cinéticos
Os parâmetros ajustados do modelo cinético proposto se encontram nas Tabelas 4.1 e
4.2. Os valores de erro médio quadrático (EQM), calculados pela equação (4.1), foram:
�6'� = 2,30 m%, �6' = 1,64 m%, �6'� = 1,03 m%, �6'� = 1,46 m% para
TAG, DAG, MAG e AGL, respectivamente. Os baixos valores de EQM obtidos para TAG,
DAG, MAG e AGL indicam que o modelo é adequado para predições da reação de hidrólise
do óleo de palma nas condições experimentais estudadas.
( )
NOBS
wwEQM
NOBS
o
calcioio
i
∑ −=
2exp
(4.1)
Tabela 4.1 – Parâmetros estimados do modelo cinético (parte 1)
? Kr (g-substrato2/mmol2) Vr (g-substrato2/(g-enzima.horas.mmol))
1 2,57 14,55
2 2,79×10-3 1,80
3 1,26×10-2 31,70
4 1,37×10-2 51,35
5 1,10×10-4 162,38
6 2,00 37,19
59
Tabela 4.2 – Parâmetros estimados do modelo cinético (parte 2)
Parâmetro Valor
%�Z (g-substrato/(mmolH2O.horas)) 28,07
%�Z[ 25,27
%�� (g-substrato/(mmolH2O.horas)) 2,20×10-1
#\(g-substrato2/mmol2) 9,55×10-2
%& (g-substrato/g-enzima) 35,95
Cálculos realizados com os parâmetros cinéticos (Tabelas 4.1 e 4.2) indicaram que os
parâmetros K2, K3, K4 e K5 não são significativos para o ajuste do modelo aos dados
experimentais. Desta forma, apenas 13 parâmetros são necessários para descrever a cinética
de hidrólise do óleo de palma nas condições deste trabalho.
4.1.2 Efeito da concentração de água
Para avaliar o efeito da concentração de água na hidrólise parcial do óleo de palma,
experimentos foram realizados a 55°C e com uma concentração de enzima de 1,36 m% (em
relação à massa dos substratos: água + óleo de palma). As Figuras 4.1, 4.2 e 4.3 (Espectros
A.2 – A.26 no Anexo) ilustram os dados experimentais e resultados do modelo cinético para
concentrações iniciais de água de 5 m%, 10 m% e 15 m% (em relação à massa de óleo de
palma), respectivamente.
60
Figura 4.1 – Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a
partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo
reacional a 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 5 m% água/óleo.
Dados em base livre de água e glicerol
61
Figura 4.2 – Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a
partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo
reacional a 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 10 m% água/óleo.
Dados em base livre de água e glicerol
62
Figura 4.3 – Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a
partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo
reacional a 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 15 m% água/óleo.
Dados em base livre de água e glicerol
Pode-se observar pelas figuras 4.1, 4.2 e 4.3 que os experimentos com menores
concentrações de água obtiveram um maior rendimento de DAG nas condições experimentais
estudadas. Nota-se na Figura 4.1 que o rendimento de DAG deve aumentar para tempos de
reação maiores que 48 h para uma concentração inicial de água de 5 m%, enquanto que, para
maiores concentrações iniciais de água (Figuras 4.2 e 4.3), o modelo cinético indica que o
rendimento de DAG já está quase estagnado para o mesmo tempo de reação. O rendimento de
AGL se mostrou menor para a condição de alimentação de 5 m% de água quando comparado
com as outras condições estudadas.
Para obtermos um melhor entendimento destes comportamentos, as equações da taxa
((3.50)-(3.56)) devem ser observadas juntamente com os valores estimados para os
parâmetros cinéticos (Tabela 4.1). Os valores dos parâmetros cinéticos V1 e V3 indicam que a
hidrólise do DAG é mais rápida do que a hidrólise do TAG, de forma que, havendo um
excesso de água no meio e uma concentração razoável de DAG formado, este será hidrolisado
63
para MAG e AGL, sendo o MAG rapidamente hidrolisado para AGL e glicerol (o que pode
ser constatado pelo alto valor do parâmetro V5). Para quantidades mais restritas de água no
meio, o DAG formado inicialmente pela hidrólise do TAG sofre menos reação com as
moléculas de água e, complementarmente, sua formação pela esterificação dos AGL e MAG
contidos no meio é favorecida (o valor do parâmetro V4 indica que uma porção considerável
do DAG formado no meio deve ser resultado da esterificação de AGL e MAG). A restrição de
água não impede a formação de DAG pela hidrólise de TAG visto que a velocidade de
esterificação de DAG com AGL (associada ao valor do parâmetro V2) é muito pequena
quando comparada com a velocidade de hidrólise do TAG (associada ao valor do parâmetro
V1).
Ao comparar as Figuras 4.2 e 4.3 verifica-se que o sistema alimentado com 15 m% de
água sofreu uma reação de hidrólise mais lenta quando comparado ao sistema alimentado 10
m% de água. Sendo a água um dos substratos da reação, espera-se naturalmente que o
aumento de sua quantidade no meio reacional resulte em um aumento proporcional na
velocidade de reação do sistema. Isto não ocorre no sistema estudado, possivelmente, devido
à inibição reversível causada pelo excesso de água no meio reacional. O modelo cinético
indica a existência dessa inibição, uma vez que se estimou um valor diferente de zero para a
constante K7 (Tabela 4.2).
Pode ser visto nas Figuras 4.1, 4.2 e 4.3 que, para todas as condições estudadas, a
velocidade inicial do consumo de TAG (assim como a velocidade inicial de geração de AGL)
não foi máxima. Espera-se normalmente que as velocidades iniciais de reação sejam as
máximas, pois é no início da reação que os reagentes se encontram em maior concentração.
Este comportamento diferenciado pode ser atribuído à miscibilidade limitada da água no óleo
(SATYARTHI et al., 2001). Desta maneira, a reação tem um início lento, porém, conforme
moléculas de DAG, MAG (moléculas com propriedades surfactantes) são formadas, a
miscibilidade de água no óleo é favorecida, promovendo maior contato entre as fazes, o que
resulta em um aumento da velocidade de reação. Naturalmente, após certo consumo de
substratos, as velocidades de reação se tornam mais lentas e tendem a zero quando a reação se
aproxima do equilíbrio químico. O tempo de reação onde a taxa de consumo de reagente ou
formação de produtos é máxima pode ser identificada por meio do ponto de inflexão da curva
gerada pelo modelo cinético, como ilustrado na Figura 4.4.
64
Figura 4.4 - Concentração de TAG em função do tempo de reação (obtida pelo modelo
cinético). 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 10 m% água/óleo.
A Figura 4.5 ilustra, por meio de uma simulação e para uma condição experimental
determinada, o perfil das concentrações de água total no meio, da água na fase oleosa e da
água não solubilizada no óleo. Nota-se que inicialmente deve haver pouca água disponível
para a reação de hidrólise. Entretanto, conforme a reação ocorre e as moléculas de
surfactantes (DAG e MAG) são formadas, a concentração de água na fase oleosa aumenta até
atingir uma concentração máxima. Ao observar os valores das constantes %�Z , %�Z[ e %�� na
Tabela 4.2, juntamente com as equações 3.12 e 3.13, percebe-se que a presença de moléculas
surfactantes no óleo de palma tem um efeito bastante significativo na solubilidade da água no
óleo. Para concentrações de surfactantes próximas a zero teríamos possivelmente uma
quantidade muito pequena de água solubilizada no óleo, visto a grande diferença entre os
valores de %�Z e %��.
65
Figura 4.5 – Concentração de água em função do tempo de reação (obtida pelo modelo
cinético). 55 °C; 1,36 m% enzima/substrato; 5 m% água/óleo.
4.1.3 Efeito da concentração de enzima
Para avaliar o efeito da concentração de enzima na reação de hidrólise, experimentos
foram conduzidos a 55 °C, com uma concentração inicial de água de 10 m% em relação ao
óleo de palma. A Figura 4.6 ilustra os dados experimentais e os valores calculados pelo
modelo cinético para três diferentes concentrações de enzima: 0,68 m%, 1,36 m% e 2,04 m%
em relação à massa de substratos (água e óleo de palma).
66
Figura 4.6 - Concentração de AGL em função do tempo de reação para diferentes
concentrações de enzima (g-enzima/g-substrato), 55 °C e alimentação de 10 m% água/óleo.
Pode ser observado pela Figura 4.6 que um aumento na concentração de enzima de
0,68 m% para 1,36 m% provoca um aumento considerável na velocidade de reação da
hidrólise do óleo de palma. Ao aumentar a concentração de 1,36 m% para 2,04 m% percebe-
se um aumento sutil na velocidade de reação, menor do que o esperado caso a velocidade de
reação fosse diretamente proporcional à quantidade de enzima no meio. Este comportamento
foi atribuído à limitação de transferência de massa provocada pelo excesso da concentração de
enzimas no meio. A limitação da transferência de massa pode ser explicada por uma mistura
mais pobre no sistema (VALÉRIO et al., 2009b) ou ainda pela formação de agregados,
inviabilizando o acesso dos sítios ativos pelos substratos (WATANABE et al., 2003). O
modelo matemático se mostrou capaz de reproduzir tal comportamento pelo ajuste da
constante kl (Tabela 4.2). O valor obtido para esta constante (35,95) mostra que existe uma
forte influência da concentração de enzimas na limitação de transferência de massa no meio
reacional. Simulações indicam que as velocidades de reação devem ser máximas para uma
concentração de 2,87 m% de enzima. Acima deste valor, o aumento na concentração de
67
enzima deve ocasionar uma diminuição nas velocidades das reações de hidrólise/esterificação
que ocorrem no sistema.
4.1.4 Atividade relativa
Como já mencionado no item 3.1, as enzimas utilizadas neste trabalho foram obtidas
de duas fontes. Parte foi cedida pelo Instituto de Química da Universidade Federal do Rio de
Janeiro (chamemos, por conveniência, estas enzimas de “lote 1”) e outra parte foi comprada
da Sigma Aldrich® (“lote 2”). As enzimas do “lote 1” foram mantidas sob armazenamento
por um tempo consideravelmente maior do que as enzimas do “lote 2”. Por este motivo, é
plausível que a atividade relativa entre os dois lotes de enzima seja diferente, visto que pode
haver a perda de atividade, mesmo que de forma lenta, durante o armazenamento das enzimas.
Deve-se ressaltar que todos os resultados obtidos e ilustrados anteriormente a este item foram
obtidos com o uso da enzima do “lote 1”. É possível, entretanto, por meio de um ajuste de
poucos dados experimentais, estimar a atividade relativa entre os dois lotes e obter os
parâmetros cinéticos corrigidos para a enzima do “lote 2”. Para fins de ilustração, a equação
(4.2) foi obtida da equação (3.50) pela multiplicação da concentração de enzimas disponíveis
no meio pelo termo de atividade relativa ( ra ). A mesma multiplicação deve ser feita para
todas as equações diferenciais que descrevem as taxas de velocidade de reação.
( )
( )
+⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+
⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅+⋅⋅−⋅⋅⋅
=⋅−
2
227
625
423
221
221])[(
][][][][
][][][][
][][][][1][][][][][][
ins
ETklr
OHOHK
AGLGKOHMAGK
AGLMAGKOHDAGK
AGLDAGKOHTAGKAGLDAGVOHTAGVeETa
dtTAGd (4.2)
Ao ajustar o modelo a dados experimentais obtidos com enzimas do “lote 2”, obtém-se
o valor de 1,73 para o parâmetro ra (Figura 4.7). Isto quer dizer que as velocidades de reação
devem ser 1,73 vezes mais rápidas quando utilizadas enzimas do “lote 2” em relação ao “lote
1”. Em termos práticos, basta que se multipliquem as constantes rV (r = 1,...,6) (Tabela 4.1)
por 1,73 para obtermos os parâmetros cinéticos para a hidrólise do óleo de palma realizada
com enzimas do “lote 2”. Todos os outros parâmetros são mantidos, pois não têm relação com
a atividade da enzima.
68
Figura 4.7 - Concentração de AGL em função do tempo de reação.
55 °C; 1,36 m% enzima/substrato do lote 2; 10 m% água/óleo.
Estão dispostas na Tabela 4.3 e na Figura 4.8 (Espectro A.27 no Anexo) as
concentrações experimentais e preditas pelo modelo com atividade relativa corrigida para uma
determinada condição de reação. Pode-se observar que o modelo gerou uma boa predição
quando comparado aos dados experimentais. O erro médio entre os valores obtidos pelo
modelo cinético e os valores experimentais foi de 1,73 m%.
Tabela 4.3 – Concentrações experimentais e teóricas (modelo com atividade relativa de 1,73)
para uma reação de hidrólise de 32 horas a 55°C, 1,36 m% enzima/substrato
e alimentação de 5 m% de água/óleo
Composto Concentração experimental (m%) Concentração predita (m%)
TAG 21,61 22,95
DAG 26,11 28,23
MAG 6,84 4,92
AGL 45,44 43,90
69
Figura 4.8 – Concentrações experimentais e teóricas (modelo com atividade relativa de 1,73)
para uma reação de hidrólise a 55°C, 1,36 m% enzima/substrato e alimentação de 5 m% de
água/óleo. Dados em base livre de glicerol e água
4.1.5 Condições ótimas de reação
Uma vez que os parâmetros do modelo cinético são obtidos, é possível realizar a
otimização das condições de reação. Deve-se ressaltar que neste trabalho é definida como
condição ótima aquela que permita a obtenção da maior concentração possível de DAG em
um menor tempo. Ou seja, os custos envolvidos com a enzima ou as condições energéticas do
processo não foram levados em consideração.
Como discutido anteriormente, o rendimento de DAG é favorecido para condições de
baixa concentração mássica de água no meio. Altas concentrações de água favorecem a
hidrólise do DAG aumentando o rendimento de AGL, o que não é desejado. Simulações
realizadas com o modelo cinético indicam que em regiões com baixa concentração mássica de
água (menor do que 5% em relação à massa de óleo) não existe um pico de concentração de
DAG para algum tempo de reação. Ou seja, o rendimento de DAG deve sempre aumentar
70
com o tempo de reação, tendendo à sua concentração no equilíbrio químico, o que ocorre
matematicamente somente quando o tempo de reação for infinito. Por esse motivo, o
parâmetro “tempo” deve ser limitado a um valor máximo durante a estimativa das condições
ótimas. As condições “concentração de enzima” e “concentração inicial de água na reação”
foram estimadas para obtenção do maior rendimento possível de DAG em um tempo máximo
de 100 horas de reação. Os valores calculados pelo modelo, para uma produção máxima de
DAG de 38,41 m%, foram de 2,87 m% para a concentração de enzimas em relação à massa de
substratos e 2,10 m% para a concentração inicial de água em relação ao óleo de palma.
A Figura 4.9 (Espectro A.28) ilustra as curvas cinéticas obtidas pelo modelo nas
condições ótimas. Pode-se observar que a partir de cerca de 70 horas de reação não há
rendimento adicional significativo de DAG. Uma vez que as condições ótimas da reação estão
fora dos limites de concentração de água, concentração de enzima, e tempo de reação
utilizados no ajuste dos parâmetros do modelo, faz-se necessária uma validação experimental.
Um experimento de 72 horas de reação com as concentrações otimizadas de enzima e água foi
realizado. Os dados experimentais obtidos nas condições ótimas de reação são comparados
com os valores preditos pelo modelo na Tabela 4.4 e na Figura 4.9.
Tabela 4.4 – Concentrações preditas e experimentais nas condições ótimas de reação (55 °C;
2,87 m% enzima/substrato; 2,10 m% água/óleo; 72 horas de reação)
Composto Concentração experimental (m%) Concentração predita (m%)
TAG 33,61 33,26
DAG 35,91 38,41
MAG 6,04 2,83
AGL 24,44 25,50
71
Figura 4.9 - Concentração (experimental e predita) de acilgliceróis e ácidos graxos livres a
partir da hidrólise parcial do óleo de palma com Lipozyme RM IM em função do tempo
reacional a 55 °C; 2,87 m% enzima/substrato; 2,10 m% água/óleo.
Dados em base livre de glicerol e água
Os dados presentes na Tabela 4.4 indicam que o modelo cinético proposto é adequado
para a predição de resultados da hidrólise do óleo de palma com um pequeno erro.
4.2 EQUILÍBRIO LÍQUIDO-LÍQUIDO
A composição do óleo de palma hidrolisado utilizado no estudo de equilíbrio líquido-
líquido consta na Tabela 4.5. Os sistemas de equilíbrio líquido-líquido estudados neste
trabalho têm uma razão mássica fixa de óleo de palma hidrolisado/etanol de aproximadamente
1,15 e uma razão mássica de óleo/água que varia entre aproximadamente 3,71 e 7,5.
72
Tabela 4.5 – Composição do óleo de palma hidrolisado utilizado nos estudos de ELL
Composto Concentração (m%)
TAG 34,40
DAG 34,64
MAG 6,82
AGL 24,14
Espectro A.29 no Anexo
4.2.1 Determinação dos parâmetros UNIQUAC
Os valores de ?� e 9� para os componentes e pseudo-componentes que compõem o
sistema estudado encontram-se na Tabela 4.6. Os valores dos parâmetros ��� e ��� estão
dispostos na Tabela 4.7. Para o ajuste de parâmetros de interação foram utilizadas 4 linhas de
amarração experimentais, englobando 48 informações experimentais para TAG, DAG, MAG,
AGL, etanol e água. O desvio entre os dados experimentais e os valores calculados por
minimização da energia livre de Gibbs (utilizando os parâmetros estimados) foi obtido pela
Eq. (4.3). O baixo valor obtido ( w∆ = 0,88 %) indica que a utilização do modelo UNIQUAC
com os parâmetros ajustados é adequada na predição do equilíbrio líquido-líquido do sistema
TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6).
( )NCNLNF
www
NF
f
NL
n
NC
i
calcfin
fin
⋅⋅
−=∆∑∑∑
2,exp,
(4.3)
Tabela 4.6 – Parâmetros ?� e 9� para TAG, DAG, MAG, AGL, etanol e água
Composto ?� 9�
TAG 37,4519 30,4241
DAG 26,5665 21,9188
MAG 15,6811 13,4134
AGL 12,1847 10,0494
Etanol 2,5755 2,5880
Água 0,9200 1,4000
73
Tabela 4.7 – Parâmetros ��� e ��� para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4)
+ etanol (5) + água (6)
Par ij ��� ���
12 274,18 -194,18
13 140,16 -20,074
14 -155,73 241,93
15 213,95 -40,348
16 492,70 44,150
23 3,0257 35,627
24 -165,94 270,55
25 -143,21 237,39
26 13,489 264,20
34 -0,56620 3,6972
35 -58,196 137,40
36 -5,7359 318,22
45 1135,7 -190,75
46 0,83214 -64,583
56 -6337,0 400,82
4.2.2 Dados experimentais e preditos de ELL
Os dados experimentais de ELL do óleo de palma hidrolisado + etanol + água estão
descritos na Tabela 4.8. A Figura 4.10 ilustra estes dados juntamente com valores preditos
pela minimização da energia livre de Gibbs do sistema. Observa-se que a água é o
componente com maior impacto na separação das fases, ou seja, para uma razão de
óleo/etanol fixa na composição global, a adição de água causa uma mudança significativa na
composição das fases separadas. A concentração de óleo parece ser menos relevante quanto à
separação das fases, e isso pode ser constatado pela observação das inclinações das linhas de
amarração. Para uma razão de água/etanol fixa, a adição de óleo causa uma alteração menor
na composição das fases separadas.
74
Tabela 4.8 – Dados experimentais de equilíbrio líquido-líquido para o sistema óleo de palma
hidrolisado (1+2+3+4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C
Composição global Fase alcoólica Fase oleosa
100w1+2+3+4 100w5 100w6 100w1+2+3+4 100w5 100w6 100w1+2+3+4 100w5 100w6
50,00 43,19 6,81 31,30 58,97 9,74 61,36 33,36 5,28
48,91 42,26 8,83 19,55 65,21 15,23 70,00 25,44 4,56
47,87 41,36 10,77 14,19 66,63 19,17 73,43 22,18 4,40
46,88 40,51 12,61 10,47 65,64 23,89 75,30 20,10 4,60
Figura 4.10 – Equilíbrio líquido-líquido do sistema óleo de palma hidrolisado (1+2+3+4) +
etanol (5) + água (6) a 45 °C. ● Composição global, ---- linha de solubilidade calculada,
—□— linhas de amarração experimental, ··∆·· linhas de amarração preditas por minimização
da energia livre de Gibbs do sistema utilizando modelo UNIQUAC.
75
A Figura 4.10 indica que o modelo prediz bem a separação de fases entre óleo de
palma hidrolisado, o etanol e a água. Deve-se salientar que a Figura 4.10 trata-se de uma
representação pseudo-ternária de um sistema com seis componentes. Uma vez que existe uma
diferença de hidrofobicidade entre as moléculas de TAG, DAG, MAG e AGL, suas
composições relativas se diferem em cada fase e, naturalmente, em cada linha de amarração.
É possível observar também na Figura 4.10 que os experimentos foram realizados com pouca
concentração global de água no sistema. Isso ocorreu devido ao fato de que, para maiores
concentrações de água no sistema, a quantidade de óleo na fase alcoólica é muito pequena, o
que torna a quantificação dos acilgliceróis muito difícil em escala laboratorial. As
composições do óleo (ou seja, considerando-se apenas os componentes TAG, DAG, MAG e
AGL) para cada fase e linha de amarração constam na Tabela 4.9 (dados experimentais) e
Tabela 4.10 (valores calculados por meio da miminização da energia livre de Gibbs). A
Tabela 11 apresenta os erros entre os valores experimentais e calculados das Tabelas 4.9 e
4.10.
Tabela 4.9 - Composição experimental dos componentes oleosos (livre de água e etanol), em
porcentagem mássica, para cada fase de cada linha de amarração
Linha de
amarração*
Fase alcoólica Fase oleosa
TAG DAG MAG AGL TAG DAG MAG AGL
1 17,65 36,22 12,43 33,71 38,07 35,77 5,39 20,77
2 9,02 33,39 16,50 41,10 39,70 36,13 4,29 19,88
3 4,36 27,42 19,02 49,20 36,42 36,36 6,96 20,26
4 2,69 22,64 19,97 54,70 36,84 35,41 6,75 21,00
*as linhas de amarração estão na mesma ordem mostrada na Tabela 4.8 Espectros A.30-A.36 no Anexo
76
Tabela 4.10 - Composição calculada dos componentes oleosos (livre de água e etanol), em
porcentagem mássica, para cada fase de cada linha de amarração
Linha de
amarração
Fase alcoólica Fase oleosa
TAG DAG MAG AGL TAG DAG MAG AGL
1 13,72 34,45 14,47 37,36 39,19 34,68 5,05 21,08
2 7,92 31,57 16,66 43,85 39,27 35,20 5,01 20,51
3 4,94 28,02 17,45 49,59 38,73 35,61 5,26 20,40
4 3,26 24,31 17,38 55,05 38,17 35,89 5,54 20,40
Tabela 4.11 – Erro entre composição calculada e experimental dos componentes oleosos (livre
de água e etanol), em porcentagem mássica, para cada fase de cada linha de amarração
Linha de
amarração
Fase alcoólica Fase oleosa
TAG DAG MAG AGL TAG DAG MAG AGL
1 3,93 1,77 2,04 3,65 1,12 1,09 0,34 0,31
2 1,10 1,82 0,16 2,75 0,43 0,93 0,72 0,63
3 0,58 0,60 1,57 0,39 2,31 0,75 1,70 0,14
4 0,57 1,67 2,59 0,35 1,33 0,48 1,21 0,60
Ao comparar as composições representadas na Tabela 4.9 com a composição inicial do
óleo de palma hidrolisado (Tabela 4.5), percebe-se que o óleo presente na fase alcóolica (a
qual possui maior concentração de água quando comparada à fase oleosa) tende a ficar mais
rico em MAG e AGL em relação à sua composição inicial. A concentração de TAG (livre de
etanol e água) na fase alcoólica é sempre significativamente menor do que na composição
inicial do óleo, e isto ocorre porque a molécula de TAG é extremamente apolar, logo, muito
mais hidrofóbica do que as outras moléculas que constituem o óleo. Observa-se também que a
concentração de DAG é a que sofre mudanças menos significativas nas duas fases do sistema
quando comparada à concentração de DAG inicial. Isto deve ocorrer porque o DAG tem uma
hidrofobicidade intermediária em relação aos outros componentes do óleo (menor do que a do
TAG e maior do que do MAG e AGL).
As composições globais (iniciais) experimentais para o sistema TAG (1) + DAG (2) +
MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) encontram-se na Tabela 4.12. As composições
das fases alcoólica e oleosa, correspondentes às composições globais da Tabela 4.12
encontram-se na Tabela 4.13. Considerou-se mais conveniente a representação das
77
composições globais e de cada fase em tabelas separadas devido ao grande número de
componentes do sistema.
Tabela 4.12 - Composições globais para o sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4)
+ etanol (5) + água (6)
100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6
17,20 17,32 3,41 12,07 43,19 6,81
16,83 16,94 3,34 11,81 42,26 8,83
16,47 16,58 3,27 11,56 41,36 10,77
16,13 16,24 3,20 11,32 40,51 12,61
Tabela 4.13 – Dados experimentais de equilíbrio líquido-líquido para o sistema TAG (1) +
DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C
Fase alcoólica Fase oleosa
100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6 100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6
5,52 11,33 3,89 10,55 58,97 9,74 23,36 21,95 3,31 12,74 33,36 5,28
1,76 6,53 3,23 8,04 65,21 15,23 27,79 25,29 3,00 13,91 25,44 4,56
0,62 3,89 2,70 6,98 66,63 19,17 26,74 26,7 5,11 14,88 22,18 4,40
0,28 2,37 2,09 5,73 65,64 23,89 27,74 26,67 5,08 15,81 20,10 4,60
Os dados calculados pela minimização da energia livre de Gibbs dos sistemas com
composições globais representados na Tabela 4.12 encontram-se na Tabela 4.14. A Tabela 15
apresenta os erros entre os dados experimentais e calculados das Tabelas 4.13 e 4.14.
78
Tabela 4.14 – Dados calculados de equilíbrio líquido-líquido para o sistema TAG (1) + DAG
(2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C
Fase alcoólica Fase oleosa
100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6 100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6
3,71 9,31 3,91 10,10 61,67 11,01 24,40 21,59 3,14 13,12 33,17 4,56
1,51 6,03 3,18 8,38 65,34 15,55 26,94 24,15 3,44 14,07 27,01 4,39
0,70 3,99 2,48 7,06 66,20 19,56 28,42 26,13 3,86 14,97 22,52 4,10
0,36 2,68 1,92 6,07 65,90 23,07 29,48 27,73 4,28 15,76 18,99 3,75
Tabela 4.15 – Erro entre dados experimentais e calculados do equilíbrio líquido-líquido para o
sistema TAG (1) + DAG (2) + MAG (3) + AGL (4) + etanol (5) + água (6) a 45 °C
Fase alcoólica Fase oleosa
100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6 100w1 100w2 100w3 100w4 100w5 100w6
1,81 2,02 0,02 0,45 2,70 1,27 1,04 0,36 0,17 0,38 0,19 0,72
0,25 0,50 0,05 0,34 0,13 0,32 0,85 1,14 0,44 0,16 1,57 0,17
0,08 0,10 0,22 0,08 0,43 0,39 1,68 0,57 1,25 0,09 0,34 0,30
0,08 0,31 0,17 0,34 0,26 0,82 1,74 1,06 0,80 0,05 1,11 0,85
Observa-se pelas Tabelas 4.13 e 4.14 que o modelo proposto fez uma boa predição dos
dados de equilíbrio. Para obtermos um melhor entendimento da diferença de hidrofobicidade
de cada componente do óleo, calculou-se, para cada linha de amarração, o coeficiente de
partição destes componentes. O Cálculo do coeficiente de partição foi realizado de acordo
com a Equação (4.4).
alcoolicafase
i
oleosafasei
i ww
Kd_
_
= (4.4)
Os valores de coeficiente de partição de cada componente, para diferentes
concentrações globais de água, estão dispostos na Tabela 4.16.
79
Tabela 4.16 – Coeficientes de partição de TAG, DAG, MAG e AGL para uma razão fixa de
alimentação de 1,25 óleo/etanol e diferentes concentrações globais de água a 45 °C
Concentração global
de água (m%)
Kd experimental Kd calculado
TAG DAG MAG AGL TAG DAG MAG AGL
6,81 4,23 1,94 0,85 1,21 6,58 2,32 0,80 1,30
8,83 15,76 3,87 0,93 1,73 17,84 4,00 1,08 1,68
10,77 43,24 6,86 1,89 2,13 40,60 6,55 1,56 2,12
12,61 98,67 11,26 2,43 2,76 81,89 10,35 2,23 2,60
Observa-se que o aumento na concentração de água causa um aumento significativo
no coeficiente de partição de TAG, visto que se trata de uma molécula muito hidrofóbica.
Pode-se observar que, para todas as concentrações de água no sistema, a ordem decrescente
do coeficiente de partição é TAG > DAG > AGL > MAG. Percebe-se, pela Tabela 4.16, que
para maiores valores de água no meio o coeficiente de partição do DAG se distancia de forma
significativa do coeficiente do TAG, e também dos coeficientes de MAG e AGL. Este
resultado indica que a extração líquido-líquido pode ser uma alternativa viável para a
purificação de DAG.
4.2.3 Simulação de estágios de separação de DAG por extração líquido-líquido
As simulações de estágios de separação foram realizadas no programa GAMS 21.6 por
meio da minimização da energia livre de Gibbs (Equação 3.86) de cada estágio. O modelo
UNIQUAC (com os parâmetros de interação apresentados nas Tabelas 4.6 e 4.7) foi utilizado
no cálculo da energia livre de Gibbs de excesso.
A partir de uma mistura de 100 kg de óleo de palma hidrolisado nas condições ótimas
de reação (concentrações mássicas experimentais na Tabela 4.4), foram realizadas simulações
de extração líquido-líquido com a finalidade de obter um óleo de palma rico em DAG. O
processo de separação consiste em 2 conjuntos de etapas, sendo as primeiras etapas
responsáveis pela remoção do excesso de AGL e MAG da mistura, enquanto a etapas finais
tem como objetivo separar o DAG do TAG. Em cada etapa de separação uma quantidade
específica de água e etanol é adicionada à mistura para promover a separação das fases. A
80
água e o etanol presentes em cada uma das fases obtidas em cada etapa são completamente
destilados antes que a mistura seja submetida à próxima etapa.
A Figura 4.11 ilustra as etapas de separação líquido-líquido que têm por finalidade
remover o AGL e o MAG da mistura. Estes compostos podem ser retirados gradativamente na
fase alcoólica dos sistemas (os valores de massa, representados por M1, M2, M3, etc., nas
Figuras 4.11 e 4.12, estão dispostos na Tabela 4.17). Ao final destas etapas, obtém-se uma
mistura (M3 + M5 + M7 + M9 + M11 + M13) de 36,55 kg com uma composição de 0,95 m%
em TAG, 16,53 m% em DAG, 15,96 m% em MAG e 66,57 m% em AGL. Observa-se que,
para esta situação, uma pequena quantidade de DAG foi retirada juntamente com AGL e
MAG. Este valor pode ser reduzido aumentando o número de estágios e a razão água/etanol
de alimentação em cada estágio.
A mistura (M14) rica em TAG e DAG, obtida após remoção de grande parte do AGL
e MAG, é então submetida a outras etapas de separação líquido-líquido (Figura 4.12). Estas
etapas têm como finalidade separar o DAG do TAG da mistura. O DAG é removido
gradativamente na fase alcoólica do sistema, enquanto a fase oleosa é concentrada em TAG a
cada estágio. Ao final destas etapas obtêm-se duas misturas, uma rica em DAG (M16 + M18
+ M20 + M23 + M26) e a outra rica em TAG (M27). A última pode ser misturada com óleo
de palma refinado e submetida ao processo de hidrólise para, posteriormente, retornar ao
processo de separação líquido-líquido. O produto final (M16 + M18 + M20 + M23 + M26) é
uma mistura de 20,88 kg com uma composição de 10,85 m% em TAG, 87,64 m% em DAG,
0,99% em MAG e 0,53 m% em AGL. Esta concentração é similar à concentração do óleo rico
em DAG comercializado pela empresa Kao Corporation of Japan entre os anos de 1999 e
2009 (12,5 m% em TAG, 85,6 m% em DAG, 1,2 m% em MAG, acidez não determinada)
(KAWASHIMA et al., 2008).
81
Figura 4.11 – Estágios de extração LL para separação de MAG e AGL de DAG e TAG.
Predições de equilíbrio realizadas por minimização da energia livre de Gibbs do sistema com
modelo UNIQUAC a 45°C.
82
Figura 4.12 – Estágios de extração LL para separação do DAG e TAG. Predições de
equilíbrio realizadas por minimização da energia livre de Gibbs do sistema com modelo
UNIQUAC a 45°C
83
Tabela 4.17 – Composição em massa (kg) de cada corrente referente às Figuras 4.10 e 4.11
M TAG DAG MAG AGL Etanol Água
M1 33,61 35,91 6,04 24,44 0,00 0,00
M2 0,00 0,00 0,00 0,00 400,00 300,00
M3 0,05 0,92 1,63 12,99 0,00 0,00
M4 33,56 34,99 4,41 11,45 0,00 0,00
M5 0,06 0,98 1,59 6,49 0,00 0,00
M6 33,50 34,01 2,82 4,96 0,00 0,00
M7 0,06 1,02 1,21 2,94 0,00 0,00
M8 33,45 32,99 1,61 2,02 0,00 0,00
M9 0,06 1,04 0,76 1,23 0,00 0,00
M10 33,39 31,95 0,85 0,79 0,00 0,00
M11 0,06 1,05 0,42 0,49 0,00 0,00
M12 33,33 30,91 0,43 0,30 0,00 0,00
M13 0,06 1,04 0,22 0,19 0,00 0,00
M14 33,26 29,87 0,21 0,11 0,00 0,00
M15 0,00 0,00 0,00 0,00 400,00 200,00
M16 0,44 5,36 0,16 0,08 0,00 0,00
M17 32,82 24,51 0,04 0,03 0,00 0,00
M18 0,50 4,68 0,03 0,02 0,00 0,00
M19 32,32 19,83 0,01 0,01 0,00 0,00
M20 0,56 4,03 0,01 0,01 0,00 0,00
M21 31,75 15,80 0,00 0,00 0,00 0,00
M22 0,00 0,00 0,00 0,00 300,00 150,00
M23 0,45 2,64 0,00 0,00 0,00 0,00
M24 31,31 13,16 0,00 0,00 0,00 0,00
M25 0,00 0,00 0,00 0,00 200,00 100,00
M26 0,31 1,59 0,00 0,00 0,00 0,00
M27 31,00 11,57 0,00 0,00 0,00 0,00
84
5 CONCLUSÕES
Neste trabalho, foi realizado um estudo experimental e teórico sobre a hidrólise do
óleo de palma e o comportamento do equilíbrio de fases líquido-líquido. A partir dos
resultados obtidos, é possível destacar algumas conclusões sobre a reação de hidrólise do óleo
de palma e o comportamento de equilíbrio de fases líquido-líquido.
Observou-se que a concentração inicial de água tem forte influência na seletividade da
produção de DAG. Altas concentrações iniciais de água no meio favorecem a formação de um
produto com altas concentrações de AGL e menores concentrações de DAG. Ficou também
claro, em todas as curvas cinéticas, que as velocidades iniciais das reações de hidrólise são
pequenas, e tendem a aumentar conforme a concentração dos produtos surfactantes aumenta
na mistura. Desta maneira, as velocidades máximas de reação foram atingidas somente no
período entre 15 e 20 horas após o início da reação. O aumento da concentração de enzima no
meio não resultou em um aumento diretamente proporcional das velocidades de reação,
possivelmente devido à limitação de transferência de massa causada pelo excesso de
concentração de enzimas no meio.
O modelo cinético proposto para descrever a hidrólise enzimática parcial do óleo de
palma em um meio livre de solventes apresentou boa correlação com os dados experimentais.
Um óleo de palma com 35,91 m% em DAG foi obtido para as melhores condições preditas
pelo modelo cinético: 2,87 m% enzima/substrato, 2,10 m% água/óleo e 72 horas de reação.
Estas condições foram avaliadas para um sistema a 55°C e 400 rpm de velocidade de agitação
magnética.
Em relação ao estudo de equilíbrio de fases, observou-se que o DAG apresenta uma
hidrofobicidade maior do que as moléculas de AGL e MAG, mas menor do que a
hidrofobicidade do TAG. A diferença entre a hidrofobicidade do DAG e dos demais
componentes do óleo tende a aumentar com o aumento da concentração de água global no
sistema de separação.
O modelo UNIQUAC ajustou-se bem aos dados experimentais de equilíbrio líquido-
líquido do óleo de palma hidrolisado com água e etanol. As predições de equilíbrio líquido-
líquido por meio do cálculo da minimização da energia livre de Gibbs (utilizando o modelo
UNIQUAC no cálculo dos coeficientes de atividade) geraram resultados próximos aos
85
experimentais, o que validou esta abordagem matemática para a simulação de estágios de
extração líquido-líquido para purificação do DAG.
As simulações de extração indicaram a possibilidade de obtenção de um óleo de palma
com 87,64 m% em DAG, sendo esta composição adequada para o uso como alimento
funcional.
5.1 SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS
Tendo como base os resultados obtidos neste trabalho, as seguintes sugestões para
trabalhos futuros podem ser delineadas:
Ø Realizar estudos com diferentes tipos de agitação, visando a diminuição do tempo de
indução da reação.
Ø Avaliação do número de ciclos viáveis de utilização da enzima imobilizada em modo
batelada.
Ø Estudar o processo de hidrólise em modo contínuo para avaliar a perda gradual de
atividade enzimática nestas condições.
Ø Realizar experimentalmente as etapas de extração líquido-líquido para obtenção de um
óleo de palma rico em DAG.
Ø Caracterizar o óleo de palma rico em DAG em função da sua composição de ácidos
graxos.
Ø Avaliar as características físicas do óleo de palma rico em DAG.
86
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97
7 PRODUÇÃO CIENTÍFICA
7.1 ARTIGOS COMPLETOS PUBLICADOS EM PERIÓDICOS VOLL, F.A.P.; ROSSI, C.C.R.S.; SILVA, C.; GUIRARDELLO, R.; SOUZA, R.O.M.A.;
CABRAL, V.F.; CARDOZO FILHO, L. Thermodynamic analysis of supercritical water
gasification of methanol, ethanol, glycerol, glucose and cellulose. International Journal of
Hydrogen Energy. , v.34, p.9737 - 9744, 2009.
MAFRA, M.R.; CARDOZO FILHO, L.; VOLL, F.A.P.; EVANGELISTA, L.R.;
GUIRARDELLO, R.; BARBERO, G. A model for selective adsorption with a localized
adsorption energy. Colloids and Surfaces. A, Physicochemical and Engineering Aspects. ,
v.358, p.149 - 152, 2010.
VOLL, F.A.P., SILVA, C., ROSSI, C.C.R.S., GUIRARDELLO, R., CASTILHOS, F.,
OLIVEIRA, J.V., CARDOZO FILHO, L. Thermodynamic analysis of fatty acid esterification
for fatty acid alkyl esters production. Biomass & Bioenergy. , v.35, p.781 - 788, 2011.
7.2 ARTIGOS ACEITOS PARA PUBLICAÇÃO
VOLL, F.A.P.; KRÜGER, R.L.; CASTILHOS, F.; CARDOZO FILHO, L; CABRAL, V.;
NINOW, J.; CORAZZA, M.L. Kinetic modeling of lipase-catalyzed glycerolysis of olive oil.
Biochemical Engineering Journal. 2010.
7.3 TRABALHOS PUBLICADOS EM ANAIS DE EVENTOS (COMPLETO)
VOLL, F.A.P.; ROSSI, C.C.R.S.; SILVA, C.; GUIRARDELLO, R.; SOUZA, R.O.M.A.;
CARDOZO FILHO, L.; CABRAL, V. F.; MACHADO, G. D.; MAZZER, H. R.; SANTOS, J.
C. O.; BEREZUK, M. E. Análise termodinâmica da gaseificação de biomassa com água
supercrítica In: XVIII Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2010, Foz do Iguaçu.
98
VOLL, F.A.P.; KRUGER, R.L.; CASTILHOS, F.; CARDOZO FILHO, L.; CABRAL, V.F.;
NINOW, J.L.; CORAZZA, M.L.; MACHADO, G.D.; MAZZER, H.R.; SANTOS, J.C.O.;
BEREZUK, M.E. Modelagem cinética da glicerólise enzimática do óleo de oliva In: XVIII
Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2010, Foz do Iguaçu.
POTRICH, E.; VOLL, F.A.P.; CARDOZO FILHO, L.; CABRAL, V.F.; Estimativa de
propriedades termodinâmicas de biodiesel com a utilização de programa de química quântica
In: XVIII Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2010, Foz do Iguaçu.
MACHADO, G.D.; ARANDA, D.A.G., CABRAL, V.F.; CARDOZO FILHO, L.; VOLL,
F.A. P.; MAZZER, H.R.; SANTOS, J.C.O.; BEREZUK, M. E. Produção de biodiesel por
esterificação em coluna de destilação reativa: modelagem matemática In: XVIII Congresso
Brasileiro de Engenharia Química, 2010, Foz do Iguaçu.
BEREZUK, M.E.; VOLL, F.A.P.; MACHADO, G.D.; MAZZER, H.R.; SANTOS, J.C.O.;
SANTOS, W.L.; CARDOZO FILHO, L. Oxidação catalítica de metano a metanol com uso de
complexos livres piperzínicos de Fe(III) a baixa e altas pressões In: XVIII Congresso
Brasileiro de Engenharia Química, 2010, Foz do Iguaçu.
BEREZUK, M.E.; VOLL, F.A.P.; MACHADO, G.D.; MAZZER, H.R.; SANTOS, J.C.O.;
SANTOS, W.L.; CARDOZO FILHO, L. Oxidação catalítica de metano a metanol com uso de
complexos piperazínicos de Fe(III) encapsulados em zeólita Y e uso de simulações
termodinâmicas de reação In: XVIII Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2010, Foz
do Iguaçu.
MAZZER, H. R., CABRAL, V. F., SANTOS, J. C. O., VOLL, F. A. P., BEREZUK, M. E.,
CARDOZO FILHO, L. Estudo do comportamento de fases de sistemas CO2 supercrítico +
líquido iônico + corante disperso (RED 60) In: V Congresso Brasileiro de Termodinâmica
Aplicada, 2010, Foz do Iguaçu.
99
ANEXO
Para melhor visualização, apenas os espectros nos quais foram detectados picos
relacionados ao carbono G-2 do 2-MAG (encontrado em torno de 74,9 ppm) foram
expandidos até 75 ppm.
Espectro A.1 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo de palma refinado utilizado neste
trabalho.
100
Espectro A.2 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 3 h, 10 m%
de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.3 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 6 h, 10 m%
de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
101
Espectro A.4 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 12 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.5 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 18 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
102
Espectro A.6 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 24 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.7 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 31,83 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
103
Espectro A.8 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 40 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.9 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 48 h, 10 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
104
Espectro A.10 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 3 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.11 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 7,5 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
105
Espectro A.12 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 12 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.13 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 16 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
106
Espectro A.14 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 20,5 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.15 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 24 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
107
Espectro A.16 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 32 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.17 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 40 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
108
Espectro A.18 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 47,5 h, 15 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.19 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 4 h, 5 m%
de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
109
Espectro A.20 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 8 h, 5 m%
de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.21 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 12 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
110
Espectro A.22 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 16 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.23 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 20 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
111
Espectro A.24 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 24 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.25 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 40 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
112
Espectro A.26 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 48 h, 5 m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima em relação ao substrato (óleo+água).
Espectro A.27 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática de 32 h, 5
m% de água em relação ao óleo e 1,36 m% de enzima (lote 2) em relação ao substrato (óleo+água).
113
Espectro A.28 – RMN de 13C (75,449 MHz) para reação de hidrólise enzimática nas
condições ótimas de reação (2,87 m% enzima/substrato; 2,10 m% água/óleo; 72 horas de reação)
Espectro A.29 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo de palma hidrolisado utilizado no
estudo de equilíbrio líquido-líquido.
114
Espectro A.30 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase oleosa do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 3 g de água e 19,5 g de etanol.
Espectro A.31 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 3 g de água e 19,5 g de etanol.
115
Espectro A.32 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase oleosa do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 4 g de água e 19,5 g de etanol.
Espectro A.33 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 4 g de água e 19,5 g de etanol.
116
Espectro A.34 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase oleosa do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 5 g de água e 19,5 g de etanol.
Espectro A.35 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 5 g de água e 19,5 g de etanol.
117
Espectro A.36 – RMN de 13C (75,449 MHz) para o óleo contido na fase alcoólica do sistema
com composição global de 22,5 g de óleo de palma hidrolisado, 6 g de água e 19,5 g de etanol.
