Biologie, Schäden, Monitoring und Bekämpfung des Großen ... · 1 Biologie, Schäden, Monitoring und Bekämpfung des Großen braunen Rudolf Wegensteiner Universität für Bodenkultur

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Biologie, Schäden, Monitoring und Bekämpfung des Großen braunen

Rudolf Wegensteiner

Universität für Bodenkultur Wien

Bekämpfung des Großen braunen Rüsselkäfers (Hylobius abietis)

Hylobius piceus, H. pinastri und H. abietis

Foto: Claes Hellqvist

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Hylobius abietis (Großer Brauner Rüsselkäfer)

• Weit verbreitet in der nördlichen Paläarktischen Region: von West‐Europa bis Ost‐Sibirien China undRegion: von West‐Europa bis Ost‐Sibirien, China und Japan.

(CABI Distribution Maps of Plant Pests 2017)

• Größere Schäden an Aufforstungspflanzen als an der Naturverjüngung.

(Juutinen 1962, Eidmann 1974)

• Hauptproblem: Schäden werden durch H. abietis ‐mature und immature ‐ Käfer auf Schlagflächen an der Kultur verursacht.

(Altenkirch et al. 2002)

Biologie von H. abietis• Überwinternde adulte Käfer schwärmen im Frühjahr (ab

April) zu frischen Kahlschlagflächen (Volatile der Stöcke) Käf f Phl ( ) f i h fl Ki fKäfer fressen am Phloem (v.a.) frisch gepflanzter Kiefern oder Fichten (+ Lärchen).

• Danach legen diese Käfer ihre Eier auf/in die Wurzelrinde frischer Koniferen‐Stöcke Larven entwickeln sich dort (im Verlauf von zwei bis vier Jahren).

• Diese Käfer fressen mehrmals an der Rinde frisch gepflanzterDiese Käfer fressen mehrmals an der Rinde frisch gepflanzter Kiefern oder Fichten ( Regenerations‐Fraß), Adulte leben länger als ein Jahr (Überwinterung im Boden)!

• Immature Jungkäfer fressen nach dem Schlupf an der Rinde frisch gepflanzter Kiefern oder Fichten ( Reifungs‐Fraß).

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H. abietis im Jahresverlauf

Hylobius abietis

I II III IV V VI VII VIII IX X XI XII

Dunkelrot = adulte Käfer (leben mehrere Jahre; Überwinterung im Boden)

Hellrot = Schwärmen adulter Käfer

Rosa = Eiablagen

Migrationenfliegend: bes. im Frühjahr (500m bis mehrere km),

bis in ca. 25‐40m Höhezu Fuß: 30‐50m

Blau = Larven

Orange = Fraß der adulten Käfer

Eiablage nahe beim Stock

Stock

15 cm

Wurzel

Eiablage vor allem über den Wurzeln (0 - 5cm) (A)

Eier können auch in den Boden gelegt werden:

Innerhalb von 4 Monaten: 1♀ bis zu 150 Eier!

(Novak 1965)Bodenoberfläche

mod. nach Nordlander et al. 1997

( ) ( )

Eiablage kann auch unter den Wurzeln (0 - 5cm) erfolgen (B)

Wurzel

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H. abietis Larven fressen in den Wurzeln frischer Stöcke

H. abietis Schäden durch Adulte an Kulturpflanzen

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H. abietisMonitoring: Ki‐Fangstöcke

Krotoszyn (Polen)

Eiablagen?

H. abietisMonitoring: Ki‐Fangscheiben

Budzisk (Polen)

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H. abietisMonitoring: Fi‐Fangrinden

Gerlitzen

Anwendung von Fichten‐Fangrinden für H. abietisMonitoring

• Zeitpunkt: sobald sich Rinde gut ablösen lässt• Zeitpunkt: sobald sich Rinde gut ablösen lässt (zweite Aprilhälfte/Anfang Mai).

• Rinden: ca. A3 groß, mit Bastseite zusammengelegt.

• Anzahl Rinden: 6 bis 10 Rinden pro ha.

• Kontrolle: wöchentlich.

• Anzahl Käfer: >3 pro Fangrinde (Schwellwert?).

• Dauer: monatlich Rinden erneuern; bis September?!

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H. abietisMonitoring + Fi‐Fangrinden auf/in div. Flächen/Jahren auf der “Gerlitzen” (Bez. Feldkirchen)

Jahr N Standorte N Fangrinden N Käfer

2005* 5 30 29602005* 5 30 2960

2006* 3 18 239

2007 3 18 1054

2011 4 20 1935

2012 3 15 694

2013 3 15 745

2014 3 15 493

2015 4 20 1748

Σ 9868

* Diplomarbeit: S. Griesser

H. abietis an Fangrinden 2013 (3 Standorte!)

Stöcke:FeRü 1: 2010FeRü 2: 2011

5 Rinden je Standort

FeRü 2: 2011FeRü 3: 2009/10

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Temp. in °C Niederschl. in mm

N Käfer

= Fangrinden erneuert

Anzahl H. abietis auf 3 Standorten + Windgeschwindigkeiten

N Käfer M/sec

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H. abietis an Fangrinden ‐ Gerlitzen 2014(3 Standorte je 5 Rinden)

N Käfer


FeRü 1: Stöcke 2013/14 258 H. abietisFeRü 2: Stöcke 2011 102 H. abietisFeRü 3: Stöcke 2013 133 H. abietis

H. abietis an Fangrinden 2015 (4 Standorte!)

Stöcke:FeRü 1: 2013/14FeRü 2: 2014/15

5 Rinden je Standort

FeRü 2: 2014/15FeRü 3: 2014/15FeRü 4: 2014

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Temp. in °C Niederschl. in mm

N Käfer


N Käfer M/sec

Anzahl H. abietis auf 4 Standorten + Windgeschwindigkeiten

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H. abietis-Auftreten je Monat

2013 2015

(2013: 3 Standorte à 5 Rinden + 2015: 4 Standorte – à 5 Rinden)

2013 2015

Mai 227 652

Juni 147 446

Juli 87 356

August 94 236g

September 177 57

Oktober 13 1

Σ 745 1748

Flächen mit „frischen“ oder „älteren“ Stöcken?

600

700N Käfer

300

400

500

frisch

alt

2 Jahre 3,5 Jahre 0,5 Jahre 1,5 Jahre

0

100

200

2013 2014 2015

0,5 Jahre 3 Jahre

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Wichtigste Schlüsse aus den H. abietis‐Fängen auf der Gerlitzen:

• Fangrinden eignen sich für Käfer‐Monitoring sehr gut.

• Ab ca. Anfang Mai kann z.T. mit großen Käferzahlen gerechnet werden.

• „Frische“ der Stöcke dürfte für die „Lockwirkung“ zur Fläche eine sehr große Rolle spielen.

• Die abiotischen Bedingungen dürften keine extrem große Rolle spielen.

• „Frische“ der Fang‐Rinden ist ebenfalls sehr wichtig!

• Käfer können bis Oktober an Fangrinden auftreten.

H. abietis Prophylaxe

• Vor dem Befall:

– Stockrodung (incl. Starkwurzeln !!!).

k i d dü f i h ü !Stock‐Entrindung dürfte nicht genügen!

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Stockfräse

http://www.gartenteam-kurz.de/pics/Wurzelstockrodung/2008-02-25_080.JPG

Wurzelratte®

http://www.kurt-koenig.de/assets/images/Bilder%20Hersteller/Worutec/Wurotec-Wurzelratte2.jpg

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Stockrodung

http://roderechen-wurzelrechen.bernaunet.eu/wp-content/uploads/2015/07/wr_bild_1.jpg

http://www.baumateile.de/WebRoot/Store8/Shops/63447229/51F1/FD14/9A3E/7D9E/0036/C0A8/28BD/676C/IMG_0139.JPG

http://roderechen-wurzelrechen.bernaunet.eu/wp-content/uploads/2015/07/rei%C3%9Fzahn.jpg

Reißzahn

http://www.energie‐pflanzen.de/holzenergie/53‐biomassegewinnung‐durch‐stockrodung‐in‐finnland‐geht‐das

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Mulchen


• Vor dem Befall:

– Stockrodung (incl. Starkwurzeln!).

– Schlagruhe (abhängig von der Entwicklungszeit der Käfer)Schlagruhe (abhängig von der Entwicklungszeit der Käfer).

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H. abietis Entwicklung

? !

Schlagruhe: (2‐) 3 (‐4) Jahre

!

Parentalkäfer + Filialkäfer: Schäden an der Kultur!


• Vor dem Befall:



– Kleine Schlagflächen (Lockwirkung – Brutraum!).

– Physikalische Barrieren: Hylobex, Ekowax, Conniflex, ... HyloPro, …

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Z.B.: Conniflex

Z.B.: Ekowaxhttps://www.skogsplantor.se/Global/2017/Nyheter/conniflex‐plantor.jpg

Z.B. HyloPro Rüsselkäferschutzkragen

https://www.witasek.com/wildschutz‐pflanzenschutz/insektenkontrolle‐insektizide/307/hylopro‐ruesselkaeferschutzkragen‐material‐pp?number=W180511

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• Vor dem Befall:



– Kleine Schlagflächen.

– Physikalische Barrieren.

– Monitoring/Reduktion (?) der Käfer durch „Anlockung“ mit Fangrinden oder mit Fangrohren (+ Hylodor)?

H. abietis Prophylaxe• Vor dem Befall:


– Schlagruhe (abhängig von der Entwicklungszeit der Käfer).



– Reduktion der Käfer durch Anlockung mit Fangrinden oder Fangrohren?

– Pflanzenschutz mittels chemischer Insektizide.

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Keine Zulassung: Kalk-Arsen-, DDT- und Lindanpräparate, …

H. abietis Prophylaxe• Vor dem Befall:


– Schlagruhe (abhängig von der Entwicklungszeit der Käfer).



– Reduktion der Käfer durch Anlockung mit Fangrinden oder Fangrohren?

– Pflanzenschutz mittels chemischer Insektizide: Pyrethroide.

h h Chemische Prävention:‐ Tauchen der Kulturpflanzen in Insektizid.‐ Besprühen der Kulturpflanzen mit Insektizid.

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Sprühen chemischer Insektizide (Pyrethroide)

Spritzschirm

Foto: Witasek

ZangendüseFoto: https://www.google.at/search?q=Zangend%C3%BCse&tbm=isch&tbo=u&source=univ&sa=X&ved=0ahUKEwjsnKzpqevYAhUE‐aQKHSF_B9IQsAQILA&biw=1675&bih=885#imgrc=MsuFfHwVLgLkoM:

Biotechnische Prophylaxe/Bekämpfung:

• Pflanzen‐ und insektenbürtige Repellentien gegen H. abietis(Cumarin, Carvon, Verbenon, Limonen) (Klepzig & Schlyter 1999).

• Neem Öl (Azadirachta indica) Fraß‐repellierender Effekt auf H. abietis (Thacker et al. 2003, Sibul et al. 2009).

• Flüchtige Pflanzeninhaltsstoffe (Carvon) Fraß‐repellierender Effekt auf H. abietis (Schlyter et al. 2004).

• Anwendung von Jasmonat um die Fraß‐Resistenz der Kulturpflanzen gegenüber H. abietis zu induzieren (Fedderwitz et al 2016).al. 2016).

• „Wurzelpilz” Phlebiopsis gigantea eingesetzt gegen den Gem. Wurzelschwamm (Heterobisidion annosum) in Konkurrenz mit H. abietis Larven (Skrzecz 1996).

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• Bracon hylobii: parasitiert Larven (bis zu 50% Mortalität) (Henry & Day 2001, Faccoli & Henry 2003).

• Perilitus areolaris: parasitiert 15‐20% der Käfer (Gerdin & Hedqvist

Nat. Gegenspieler: Parasiten, Prädatoren

1985, Stary et al. 1988, Bylund et al. 2003).

• Perilitus rutilus: parasitiert Käfer (Korczynski 1984).

• Parasitische Hymenoptera und Diptera der Familien: Braconidae, Ichneumonidae, Pteromalidae und Phoridae (in Kenis et al. 2004).

• Parasitische Nematoda: Allantonema mirabile, Dirhabdilaimus leuckartii Koerneria hylobii MikoletzkyaDirhabdilaimus leuckartii, Koerneria hylobii, Mikoletzkyalineatus (in Poinar 1975). Versuche mit z.B.: Heterorhabditisdownesi und mit Steinernema carpocapsae (Brixey et al. 2006, Williams et al.

2015) und anderen Steinernema spp. (Tumialis et al. 2013).

• Pterostichus madidus: Prädator bei Käfern (Salisbury & Leather 1998).

Nat. Gegenspieler: Parasiten

Bracon hylobii

BAWBILT: extras.springer.com

Perilitus areolaris

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Natürliche Gegenspieler: Pathogene

Natürliches Auftreten entomopathogener Pilze:

b l d l b• Beauveria bassiana: isoliert von adulten H. abietis in Sweden (Gerdin 1977), Österreich und Polen (Wegensteiner et al.

2015).• Beauveria brongniartii: isoliert von H. abietis‐Larven in Österreich (Kärnten) (Wegensteiner et al. 2015).

Beauveria brongniartii auf H. abietis Larve

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Natürliche Gegenspieler: PathogeneEntomopathogene Pilze:• Beauveria bassiana: isoliert von adulten H. abietis in Sweden

(Gerdin 1977) Österreich und Polen (Wegensteiner et al 2015).(Gerdin 1977), Österreich und Polen (Wegensteiner et al. 2015).• Beauveria brongniartii: auf H. abietis‐Larven in Österreich

(Kärnten) (Wegensteiner et al. 2015).Entomopathogene Mikrosporidien:• Pleistophora hylobii: im Mitteldarm und in Gonaden (Issi 1979).• Nosema hylobii: im Mitteldarm (Purrini 1981) und in anderen

Organen.Entomopathogene Protozoa:• Ophryocystis hylobii: im Mitteldarm (Purrini & Ormieres 1982).• Gregarina hylobii: im Mitteldarm (Fuchs 1915).

Nosema hylobii

Ophryocystis hylobiiOphryocystis hylobii

Gregarina hylobii

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Pathogene in H. abietis im Bezirk Feldkirchen(Dipl.Arbeit S. Griesser)

StandortH.abietis O. hylobii N. hylobii H.abietis G. hylobii

♀♀/ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂ ♀♀/ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂

F 1 84 / 114 11 1 9 5 12 3 2 5 2 4 2 6 97 / 130 7 5 8 2 6 9Fe1 84 / 114 11,1 9,5 12,3 2,5 2,4 2,6 97 / 130 7,5 8,2 6,9

Fe1Ki 51 / 72 14,6 13,7 15,3 1,6 2,0 1,4 51 / 72 5,7 2,0 8,5

Fe2 # # # # # # # 138 / 248 5,7* 2,2 7,7

Fe3 129 / 152 9,6* 14,7 5,3 0,7 0,8 0,7 216 / 234 33,3 35,2 31,6

Fe3Lä 20 / 23 9,3 10,0 8,7 - - - 20 / 23 27,9 30,0 26,1

Fe4 # # # # # # # 164 / 258 9,7 10,4 9,3

Fe4Lä # # # # # # # 14 / 33 6,4 7,1 6,1

Fe5 # # # # # # # 230 / 238 0,4 - 0,8

Fe6 # # # # # # # 6 /10 - - -

Dank an: DI G. Flaschberger, Ing. S. Strobl, Ing. A. Aichholzer

Pathogene in H. abietis im Bezirk Klagenfurt‐Land(Dipl.Arbeit S. Griesser)

H.abietis O. hylobii N. hylobii H.abietis G. hylobii

Standort♀♀/ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂ ♀♀/ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂

Kl1 # # # # # # # 57 / 107 2,4 1,8 2,8

Kl2 # # # # # # # 45 / 91 1,5 - 2,2

Kl338 / 82 5,8 2,6 7,3 0,8 - 1,2 40 / 89 23,3 17,5 25,8

# # # # # # # 9 / 21 13 3 19 0Kl4

# # # # # # # 9 / 21 13,3 - 19,0

Kl4Ki# # # # # # # 24 / 30 5,6 4,2 6,7

Dank an: DI B. Pokorny, Ing. H. Egger, Ing. M. Brandstätter, Ing. M. Eiper

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Pathogene in H. abietis im Bezirk Völkermarkt(Dipl.Arbeit S. Griesser)

StandortH.abietis O. hylobii N. hylobii H.abietis G. hylobii

♀♀/ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂ ♀♀/ ♂♂ ges. ♀♀ ♂♂

# # # # # # # 70 / 98 8 3 7 1 9 2Vk1 # # # # # # # 70 / 98 8,3 7,1 9,2

Vk2 # # # # # # # 26 / 40 1,5 - 2,5

Vk3 20 / 56 3,9 10,0 1,8 5,3 5,0 5,4 24 / 63 11,5 16,7 9,5

Vk3Ki14 / 30 2,3 - 3,3 - - - 15 / 31 6,5 - 9,7

Vk4# # # # # # # 61 / 91 - - -

Vk4

Vk5 140 / 164 6,6 8,6 4,9 0,3 - 0,6 202 / 269 4,5 4,0 4,8

Vk5Lä 2 / 9 - - - 9,1 - 11,1 2 / 9 18,2 - 22,2

Vk6 32 / 49 8,6 3,1 12,2 - - - 32 / 49 - - -

Dank an: DI W. Sanglhuber, Ing. W. Polesnig, Ing. Ch. Müller

Biologische Bekämpfungsversuche mit Nematoden und Pilzen

• Entomopathogene Nematoden: in UK (Evans et al. 2004), in Irland (Anon 2007) und in Polen (Skrzecz & Majewski 2010, Tumialis et al.

2013); Versuche mit: Heterorhabditis spp. (esp. H. downesi), Steinernema carpocapsae (Brixey et al. 2006, Williams

et al. 2015) und anderen Steinernema spp. (Tumialis et al. 2013)

die mit denNematoden assoziierten Bakterien töten den Wirt (e.g. Harvey et al. 2012).

• Erste Laborversuche mit entomopathogenen Pilzen: Beauveria bassiana (Gerdin 1977, Wegensteiner & Führer 1988, Leather

et al. 1999), Metarhizium anisopliae (Gerdin 1977, Markova 2000),

Metarhizium robertsii und M. brunneum (Ansari & Butt 2012).

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Entomopathogene Pilze

• Die meisten entomopathogenen Pilze bilden auf der Oberfläche ihrer Wirte Hyphen und (Konidio‐)Sporen(h h l i F h d dä T i(hohe relative Feuchte und adäquate Temperatur ist notwendig für Sporenbildung und Sporenkeimung!); die Infektion erfolgt vorwiegend perkutan.

Entomopathogene Pilze

• Die meisten entomopathogenen Pilze bilden auf der Oberfläche ihrer Wirte Hyphen und (Konidio‐)Sporen(hohe relative Feuchte und adäquate Temperatur ist notwendig für Sporenbildung und Sporenkeimung!); die Infektion erfolgt vorwiegend perkutan.

• Drei Labor‐Testserienmit verschiedenen Pilzisolaten:

1 + 2: Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae und Isaria fumosorosea (Bodenisolate)Isaria fumosorosea (Bodenisolate).

3: B. bassiana undM. flavoviride Bodenisolate, ein B. bassiana Borkenkäferisolat (B. bassiana b.) und ein B. brongniartii H. abietis‐Larvenisolat (B. brongniartii w.).

Alle Isolate aus Österreich!

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H. abietis Inokulation mit Sporen• Auf der Gerlitzen gesammelte Käfer (2012 – 2014).• Sporen produziert auf SDA; Sporensuspensionen imB i h 3 7 106 (5 1 106) 3 0 107 S / lBereich von 3.7x106 (5.1x106) ‐ 3.0x107 Sporen/ml wässriger 0.1% Tween 80 Lösung: Eintauchen der Käfer für 10 Sekunden.

Sporen für SuspensionB. bassiana auf SDA

M. anisopliae Suspension

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H. abietis Inokulation mit Sporen

• Auf der Gerlitzen gesammelte Käfer (2012 – 2014).• Sporen produziert auf SDA; Sporensuspensionen im Bereich von

3 7 106 (5 1 106) 3 0 107 S / l ä i 0 1% T 803.7x106 (5.1x106) ‐ 3.0x107 Sporen/ml wässriger 0.1% Tween 80 Lösung: Eintauchen der Käfer für 10 Sekunden.

• Kontrollgruppen in wässriger 0.1% Tween 80 Lösung. • 15 bis 25 Käfer pro Gruppe in Petrischalen (13.5cm Ø) zusammen mit frischen Fichtenrindenstücken in einem Brutschrank bei 22°C (± 1.0°C), bei Langtagbedingungen (L:D = 16:8) inkubiert. Fichtenrindenstücke einmal pro Woche erneuert.

• Käfermortalität täglich überprüft.

Feststellen der Mortalität

Inkubation toter Käfer

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Mortalitäts‐Ursache: Pilzwachstum?

Hyphen und Sporen entwickeln sich auf den Kadavern

B. bassiana

I. fumosorosea

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Sporen von B. bassiana

Infektionsraten (in %) und Mittlere Lebensdauer (MLD in Tagen) von H. abietis inokuliert mit B. bassiana, M. anisopliae und I.

f d i l

Erste Testserie (2012)

fumosorosea Bodenisolaten

B. bassiana M. anisopliae I. fumosorosea Kontrolle

Infektion (%) 60.1 56.3 22.6 ‐

MLD (Tage) 17.6 15.0 50.4 63.0

N Käfer 148 96 190 113

N Sporen 2.6x107 2.6x107 2.6x107 ‐

31

Infektionsraten (in %) und Mittlere Lebensdauer (MLD in Tagen) von H. abietis inokuliert mit B. bassiana, M. anisopliae und I.


Zweite Testserie (2013)


B. bassiana M. anisopliae I. fumosorosea B.b.+M.a.+I.f. Kontrolle

Infektion (%) 76.0 32.0 32.0 84.0 ‐

MLD (Tage) 11.0 15.0 37.5 10.5 50.3

N Käfer 25 25 25 25 25

N S 3 0 107 3 0 107 2 0 107 8 0 107N Sporen 3.0x107 3.0x107 2.0x107 8.0x107 ‐

56.0% B. bassiana24.0% M. anisopliae4.0% I. fumosorosea

Infektionsraten (in %) und Mittlere Lebensdauer (MLD in Tagen) von H. abietis inokuliert mit B. bassiana und M. flavoviride Bodenisolaten, mit

Dritte Testserie (2014)

einem B. bassiana Borkenkäferisolat (B. bassiana b.) und mit einem B. brongniartii H. abietis Larvenisolat (B. brongniartii w.)*

B. bassiana B. bassiana b. M. flavoviride B. brongniartii w. Kontrolle

Infektion (%) 100 100 73.3 50.0 ‐

MLD (Tage) 31.6 20.8 31.4 40.6 49.7

N Käfer 30 30 30 30 30

*Masterarbeit: I. Kölmel

N Sporen 3.7 x 106 4.7 x 106 4.5 x 106 5.1 x 106 ‐

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Zusammenfassung ‐ Laborexperimente

• Alle Pilzisolate (aus dem Boden und von Insekten) bewirkten Infektionen bei H. abietis.– B. bassiana (Boden‐ und Käferisolat) erzielten höchsteMortalität.

– M. flavoviride und M. anisopliae (Bodenisolate) waren weniger virulent.

– I. fumosorosea (Bodenisolat) verursachte geringe Mortalität.B brongniartii (H abietis Larven Isolat) verursachte– B. brongniartii (H. abietis‐Larven Isolat) verursachte geringe Mortalität.

• Mittlere Überlebensdauer variierte in einem weiten Bereich: 2 bis >5 Wochen.

Zusammenfassung ‐ Laborexperimente

• Alle Pilzisolate (vom Boden und von Insekten) bewirkten Infektionen bei H. abietis.– B bassiana (Boden‐ und Käferisolat) erzielten höchste– B. bassiana (Boden‐ und Käferisolat) erzielten höchste Mortalität.

– M. flavoviride und M. anisopliae (Bodenisolate) waren weniger virulent.

– I. fumosorosea (Bodenisolat) verursachte geringe Mortalität.

– B. brongniartii (H. abietis‐Larven Isolat) verursachte geringe Mortalität.

• Mittlere Überlebensdauer variierte in einem weiten Bereich: 2 bis >5 Wochen.

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Freilandexperimente 2016

• 27.04.2016 wurden 14 frische Fichten‐Fangrinden geschält.

• 28.04.2016 war die Ausbringung der Fangrinden vorgesehen ( f d d h f i S h f ll 2 0 i h ö li h)(aufgrund des heftigen Schneefalls am 27.04. nicht möglich).

• 02./03.05.16 Auslegen der Fangrinden bzw. Kontamination mit Sporensuspension (wässrige und ölhaltige Sporensuspension, Kontrollen) + Temperatur‐Datenlogger.

• Rindenkontrollen in wöchentlichen Intervallen + Käfer‐Sendung nach Wien Inkubation der Käfer (mit Rinde) imSendung nach Wien. Inkubation der Käfer (mit Rinde) im Ins tutsgarten (→regelmäßige Mortalitäts‐Kontrolle).

• 30.05.16 (4‐Wochen Intervall) frische Rinden + Behandlung.

• Versuchsdauer: 9 Wochen (bis 04.07.2016).

Datum U‐1 U‐2 U‐3 K‐1 K‐2 K‐3 AU BU H‐1 H‐2 H‐3 Ö‐1 Ö‐2 Ö‐3 Σ

09.05.2016 5 3 5 5 1 8 3 4 5 0 2 5 5 3 54

H. abietis Fangzahlen an den verschiedenen Varianten

17.05.2016 2 1 3 8 0 5 7 16 8 5 11 15 5 11 97

23.05.2016 3 1 0 5 0 0 15 13 3 2 1 24 2 2 71

31.05.2016 1 6 5 3 1 13 3 5 4 2 12 19 4 5 83

07.06.2016 6 6 9 4 1 15 13 13 5 8 33 19 6 6 144

13.06.2016 3 4 7 3 2 10 12 6 6 5 14 6 5 6 89

20.06.2016 5 7 2 4 2 5 10 5 1 2 18 8 0 3 72

27.06.2016 2 3 2 2 2 4 0 0 2 1 9 2 1 2 32

04.07.2016 1 0 1 2 0 2 0 2 1 1 5 0 0 3 18

Summe 28 31 34 36 9 62 63 64 35 26 105 98 28 41 660

U = Rinde gänzlich unbehandeltK = Rinde mit LösungsmittelH = Rinde mit wässriger SporensuspensionÖ = Rinde mit öliger Sporensuspension

34

Unbehandelte Kontrollen

Suspensions‐Wasser‐Kontrollen

Wasser‐Suspension

Wasser‐Öl‐Suspension

A‐Unbehandelt

B‐Unbehandelt

N Rinden 3 3 3 3 1 1N Käfer

93 107 166 167 63 64

H. abietisMortalität an den verschiedenen Varianten

N Käfer gefangen

93 107 166 167 63 64

N Käfer gestorben

59 78 119 135 43 50

N tote Käfer je Rinde

19,7 26 39,7 45 43 50

N Käfer verpilzt

2 1 12 40 0 1

N Käfer verpilzt je Rinde

0,7 0,3 4 13,3 0 1

N Käfer nicht verpilzt

57 77 107 95 43 49



Wasser‐Suspension


A‐Unbehandelt

B‐Unbehandelt


93 107 166 167 63 64


N Käfer gefangen

93 107 166 167 63 64

N Käfer gestorben

59 78 119 135 43 50


19,7 26 39,7 45 43 50

N Käfer verpilzt

2 1 12 40 0 1


0,7 0,3 4 13,3 0 1


57 77 107 95 43 49

35



Wasser‐Suspension


A‐Unbehandelt

B‐Unbehandelt


93 107 166 167 63 64


N Käfer gefangen

93 107 166 167 63 64

N Käfer gestorben

59 78 119 135 43 50


19,7 26 39,7 45 43 50

N Käfer verpilzt

2 1 12 40 0 1


0,7 0,3 4 13,3 0 1


57 77 107 95 43 49

Zusammenfassung ‐ Feldexperiment

• Fangrinden kontaminiert mit wässriger und wässrig‐öliger Sporensuspensionwarenwässrig‐öliger Sporensuspensionwaren attraktiver als unbehandelte Fangrinden.

• Das verwendete Pilzisolat (Käferisolat) bewirkte Infektionen bei H. abietis.

• …

Optimierung des Verfahrens?

36

Laufende/geplante Untersuchungen(seit 2016)

• Effekte verschiedener Öle auf die Keimung und d W h t t th Pildas Wachstum entomopathogener Pilze. Masterarbeit: J. Jordan (unterstützt durch die ÖBf).

• Weitere Erprobung von Ölformulierungen entomopathogener Pilze im Feld (unterstützt p g (durch die LFD Kärnten, die BFI Feldkirchen und die FAST Ossiach).

Danksagung• Käferaufsammlungen + Feldexperimente: Ing. Stefan Strobl, Ing. A.

Aichholzer und DI G. Flaschberger (Bezirksforstinspektion Feldkirchen), BH Dr. D. Stückler (BH Feldkirchen).

• Fichten‐Fangrinden: Ing. Adolf Kummer und DI J. Zöscher (FAST Ossiach).

• Unterstützungen bei div. Arbeiten: Ing. H. Kügler, DI W. Wuggenigund DI G. Baumgartner bzw. DI Ch. Matitz (LFD Kärnten).

• Pilzsporen‐Produktion: Mag. S. Mottinger‐Kroupa (IFFF, BOKU).

• Assistenz bei div. Labor‐Arbeiten: A. Stradner, P. Zabransky und T. Weinkopf (IFFF, BOKU).

• WTZ Kooperationsprogramme Österreich‐Polen (PL 12/2006 und PL 09/2009) mit Prof. Dr. C. Tkaczuk.

• Universität für Bodenkultur, BOKU Wien und Siedlce Universität(Natural Sciences and Humanities, Siedlce, Polen).

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Universität für Bodenkultur, BOKU WienDepartment für Wald- und Bodenwissenschaften, Institut für Forstentomologie, Forstpathologie & Forstschutz

Dr. Rudolf Wegensteiner (i.R.)Peter Jordan Str. 82, 1190 Wien; Tel.: +43 1 47654-91632

[email protected] oder www.boku.ac.at

Danke für dieDanke für die Aufmerksamkeit

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Biologie, Schäden, Monitoring und Bekämpfung des Großen ... · 1 Biologie, Schäden, Monitoring und Bekämpfung des Großen braunen Rudolf Wegensteiner Universität für Bodenkultur