Upload
buithien
View
217
Download
0
Embed Size (px)
Citation preview
Casa abierta al tiempo
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANAUNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANAUNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANAUNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA
Unidad IztapalapaUnidad IztapalapaUnidad IztapalapaUnidad Iztapalapa
Licenciatura en Química
Proyecto Terminal:
Captura de betalainas por HDL y Captura de betalainas por HDL y Captura de betalainas por HDL y Captura de betalainas por HDL y
alúminasalúminasalúminasalúminas
Presenta:Presenta:Presenta:Presenta:
Loera Serna SandraLoera Serna SandraLoera Serna SandraLoera Serna Sandra
Director: Dr. Enrique Jaime Lima MuñozDirector: Dr. Enrique Jaime Lima MuñozDirector: Dr. Enrique Jaime Lima MuñozDirector: Dr. Enrique Jaime Lima Muñoz
Abril 2005Abril 2005Abril 2005Abril 2005
Dedicatoria
Al Dr. Pedro Bosch Giral, por mostrarme el camino de la verdad y la honradez,
por ser una persona ejemplar, que no importando la situación, realza siempre sus valores y
convicciones. Por conservar congruencia en sus actos, motivando la constancia y la
perseverancia, valores que ahora radican en nosotros.
Gracias por ser mentor y, además, un amigo.
A mis padres Manuel Loera y Juana Serna, por apoyarme y estar siempre
pendientes de mí. A mis hermanos, Ricardo, Manuel y Alejandra, por ser parte integral de
mi vida.
A la persona más importante, Argel Ibarra, por mantenerse en pie en todos los
momentos difíciles, y por ser, entre otras cosas, un excelente compañero de trabajo.
Sandra
Agradecimientos Quiero agradecer muy particularmente al Dr. Enrique Lima, ya que sin él este trabajo no
hubiese sido posible.
A:
- Dra. Margarita Viniegra
- M. en Q. Victor H. Lara
- Dr. Ulises Morales
- M. en C. Marco A. Vera
- Dr. Claudio M. Zicovich
- Dra. Silvia Bulbulian
- M. en Q. Alejandro López
- Febe Arzola
- José González
- Roberto González
- M. en C. Juan C. Rosas
- M. en I. Q. Sara Núñez
- M. en C. Alejandro Montesinos
- Dra. Nancy C. Martín
- M. en Q. David González
- Maria de Jesús Miguel
- Dr. Juan Méndez
- Estela Cervantes
- Silvia Cortés
- Concepción Garay
Por toda la ayuda y apoyo brindado a lo largo del proyecto.
A los Doctores Robin Sagar, Eduardo González, Arturo Rojo y Alfredo Rodríguez, por las
palabras de aliento que nunca faltaron, por motivarme y no dejarme vencer.
4
Índice
1. Introducción ··································································································
2. Objetivo ··········································································································
3. Secuestrando el color de la bugambilia en matrices inorgánicas ·············
4. Procedimiento experimental ········································································
4.1. Síntesis de los HDL ······································································
4.2. Síntesis de la alúmina ···································································
4.3. Extracción del cromóforo betanidin ·············································
4.4. Secuestro del betanidin en materiales inorgánicos ·······················
5. Caracterización ·····························································································
5.1. Difracción de rayos-X (DRX) ······················································
5.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) ············
5.3. Espectroscopia infrarroja (IR) ······················································
5.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis) ······························
6. Resultados ·····································································································
6.1. Matrices inorgánicas que no lograron secuestrar el betanidin ········
6.2. Matrices inorgánicas que secuestran el betanidin ·························
6.2.1. HDLMgAl-CO3 ···································································
6.2.2. HDLMgZnAl-CO3 ·······························································
6.2.3. ASG ··················································································
6.3. Variación del color del betanidin con el pH ·································
7. Discusión ········································································································
8. Conclusiones ··································································································
9. Referencias bibliográficas ············································································
Pág.
1
2
2
5
6
6
6
7
7
7
7
7
7
8
8
9
10
12
14
18
18
22
23
2
Apéndice A: Técnicas de caracterización ·······················································
A.1. Difracción de rayos-X (DRX) ·····················································
A.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) ···········
A.3. Espectroscopia infrarroja (IR) ·····················································
A.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis) ······························
A.6. Referencias bibliográficas ···························································
Pág.
26
27
28
29
30
32
1
1. Introducción
Del avance continuo en campos como la óptica, procesamiento de alimentos,
construcción, catálisis, entre otros, surge la necesidad de desarrollar nuevos materiales con
propiedades fotoquímicas y fotofísicas [1, 2].
Una estrategia para la obtención de estos sólidos es la incorporación de
cromóforos orgánicos en matrices inorgánicas, dando lugar a la formación de materiales
híbridos con propiedades particulares, determinadas tanto por la naturaleza de sus
componentes como por las condiciones de preparación.
En el campo de los pigmentos, los sólidos clásicamente empleados contienen
metales pesados como: Pb, Co, Cr, Hg, etc [3, 4], que son altamente tóxicos, y esto aunado
a las exigencias internacionales, que prohíben la utilización de dichos metales en industrias
como la farmacéutica, alimenticia, cosmética y textil, ha provocado la búsqueda de
sustitutos [5], en algunos casos es deseable que éstos sustitutos sean colorantes naturales.
Sin embargo, muchas veces estas nuevas propuestas están limitadas por la inestabilidad de
las moléculas orgánicas extraídas de frutos y plantas [6, 7].
Un pigmento natural se caracteriza por tener una molécula específica que da
color, llamada cromóforo. Estas moléculas son las responsables del color en flores y frutos.
Algunos de los cromóforos más comunes son, por una parte las antocianinas que le dan el
color rojo a los vinos [8, 9]. Por otro lado, algunas flores y la raíz de la remolacha, aunque
también son rojas, su color se lo deben a otro cromóforo, el betanidin [10].
Una tercer molécula, aunque menos común, pero muy famosa es la que se obtiene
de la planta índigo, cuyo cromóforo lleva el mismo nombre. El índigo se ha encontrado en
algunas pinturas datadas de la época de los Mayas (250 al 900 d.C.) [11]. Se ha propuesto
que la remarcable estabilización del cromóforo, se debe a su incorporación de las
moléculas de índigo en los canales de la arcilla palygorskita [12]. El pigmento índigo-
palygorskita se conoce como “Azul Maya” [13].
Las propiedades de los cromóforos antes citados y, por supuesto, algunos otros,
pueden ser empleadas en una amplia gama de industrias (cosmética, alimenticia, textil,
farmacéutica, vinícola, etc.). Por ejemplo, las betalainas pueden usarse como colorantes
naturales en alimentos, en prevención de algunas enfermedades y aprovechar sus
2
propiedades como antioxidantes. Sin embargo, estas moléculas son inestables cuando se
extraen, y muchas veces es necesario estabilizarlas en condiciones muy específicas [14].
El betanidin puede obtenerse fácilmente de flores como la bugambilia
(bougainvillea glabra), mediante extracciones en medio acuoso.
Retomando el tema del azul maya, las pinturas encontradas constatan que el
índigo se estabilizó durante muchos años (desde el periodo Clásico Tardío 300 d.C. hasta
hoy) [15], en los canales de una arcilla. Existen otras investigaciones donde se ha logrado
estabilizar pigmentos clorofílicos extraídos de la espinaca en matrices inorgánicas
mesoporosas [16]. Inspirados en estos pigmentos, se propone en este trabajo estabilizar el
betanidin presente en las bugambilias, sobre sólidos como hidrotalcitas [17], zeolitas [18] y
γ-alúmina.
La alúmina, es un material que funciona muy bien como absorbente [19], mientras
que las zeolitas y las hidrotalcitas son unos excelentes intercambiadores catiónicos y
aniónicos [17, 18], respectivamente.
2. Objetivo
Secuestrar un cromóforo natural, betanidin, en sólidos inorgánicos del tipo
hidróxido doble laminar (HDL) y γ-alúmina.
3. Secuestrando el color de la bugambilia en matrices inorgánicas
Algunas moléculas orgánicas sintéticas, coloridas, pueden ser estabilizadas en
diferentes sólidos. El presente trabajo está consagrado a mostrar que los cromóforos
naturales extraídos de flores, por ejemplo de la bugambilia, figura 1, pueden fijarse en
algunas matrices inorgánicas.
La bugambilia debe su color a las betalainas y estas se dividen en dos grupos:
- Betacianinas que otorgan el 90 % de la coloración y cuyo pigmento
mayoritario es el betanidin, de color variable (rosa a rojo).
- Betaxantinas que son amarillas.
3
Figura 1. Flores bugambilia (bougainvillea glabra)
El pigmento extraído de la flor bugambilia, cuenta con más de una estructura de
betalainas, se han detectado hasta 30 compuestos diferentes, y hasta hoy no es posible
obtener fracciones de un solo componente [14]. En la figura 2 se muestra la estructura
básica del betanidin.
N+
NH COOH
H
COO-
HOOC
HO
RO
Fig. 2. Estructura general del cromóforo betanidin. Donde R puede ser cualquiera
de sus nueve variantes [14].
4
Espacio interlaminar (cationes y agua)
Hoja de tipo brucita M(OH)2 (metales divalentes y trivalentes)
Tomando en cuenta esta estructura, las matrices que se proponen para estabilizar
el betanidin son: zeolitas y compuestos tipo hidrotalcita (hidróxidos dobles laminares), los
cuales se han revelado como eficaces para retener algunos cromóforos sintéticos.
Los HDL son compuestos inorgánicos formados por hojas cargadas
positivamente, separadas por especies aniónicas (figura 3). Cuando un HDL es calcinado
conduce a la obtención de un óxido mixto. Si la temperatura de calcinación no excede los
600 ºC, el óxido mixto puede rehidratarse para obtener nuevamente un HDL, esta
propiedad es el llamado “efecto memoria”.
Figura 3. Estructura de un hidróxido doble laminar.
Las zeolitas son aluminosilicatos conteniendo en su estructura cavidades, las
cuales alojan iones y moléculas de agua. Tanto los cationes como el agua tienen libertad de
movimiento, de tal modo que posibilitan el intercambio iónico y la deshidratación.
Particularmente, la zeolita X tiene una relación Si/Al comprendida entre 1.0 y 1.5,
pertenece al sistema cúbico, en la forma sódica, el parámetro de red varía entre 25.0 y 24.18
Ǻ, dependiendo de la relación Si/Al. La gran cavidad (supercaja α) tiene un diámetro
interno igual a 12.4 Å (figura 4).
Dado que las betalainas tienden a ser estabilizadas en medio ácido, se proponen
como matrices receptoras a materiales de carácter ácido, a saber, la forma protonada, HX,
de la zeolita NaX y la γ-alúmina.
5
Figura 4. Estructura de la zeolita X. (Obtenida de iza-structure, data base)
En efecto, la γ-alúmina (γ-Al2O3) es una espinela considerada con defectos dada
la relación de átomos de aluminio respecto a los átomos de oxígeno (32 átomos de oxígeno
y 21⅓ átomos de aluminio). Posee alta área superficial (200 a 220 m2/g), y además cuenta
con una superficie química con sitios ácidos de tipo Lewis y Brönsted, lo que hace de ésta
un material muy reactivo, comparada con otro tipo de alúminas [20].
La γ-Al2O3 absorbe fácilmente agua y se disuelve en los ácidos, por ello son
ampliamente usadas en cromatografía [21].
4. Procedimiento experimental
Materiales
Los reactivos usados fueron: tri-sec-butóxido de aluminio (ATB) y etanol
absoluto anhidro (EtOH).
Zeolita NaX con una relación Si/Al de 1, suministrada por Sigma Chemical
Company. Esta zeolita se usó en su forma sódica y protonada. La zeolita protonada se
preparó intercambiando la zeolita NaX en una solución de NH4OH. Después, el NH3 se
evacuó a 300 °C en vacío. Nos referimos a la zeolita sódica como NaX y a su forma
protonada como HX.
6
4.1. Síntesis de los HDL
Los hidróxidos dobles laminares fueron preparados por coprecipitación a pH
constante. Se probaron 2 HDL en la retención de betanidin.
El primero fue el HDLMgAl-CO3, el cual se preparó a partir de una solución, A,
disolviendo Mg(NO3)2·6H2O y Al(NO3)3·9H2O, en agua bidestilada. Las relaciones molares
de esta solución fueron Mg:Al:H2O, 3:1:84.
Se preparó una segunda solución, B, disolviendose KOH y K2CO3 en agua
bidestilada. Las relaciones molares fueron OH-: CO32-:H2O, 2.0:1.0:41.5.
Se mezclaron las soluciones A y B, a temperatura constante (80 ºC), manteniendo
el pH entre 9 y 10. El sólido se lavó, se filtró, y, se secó a 100 °C por 12 horas. El sólido
obtenido tuvo una relación molar de Mg/Al=3, y fórmula: [Mg0.75Al0.25(OH)2](CO3)0.125
·0.783 H2O.
El segundo HDL se preparó con tres metales, Mg, Al y Zn. El Zn2+ fue
incorporado durante la síntesis, la relación del metal divalente/ metal trivalente fue 3. La
composición de este sólido fue: [Mg0.614Zn0.093Al0.293(OH)2](CO3)0.146 · 0.731H2O, este
sólido es nombrado HDLMgZnAl-CO3.
4.2. Síntesis de la Alúmina
La alúmina se preparó por el método sol-gel, usando ATB como fuente de
aluminio. El ATB fue disuelto en EtOH y se reflujó a 80 °C durante 1 hora. Enseguida se
adicionó ácido fosfórico 3 N para hidrolizar la solución, se agitó y reflujó por 1 hora. Para
completar la hidrólisis, el sistema se enfrió a temperatura ambiente formándose un gel. Las
relaciones molares de los reactivos fueron; EtOH:ATB = 60:1, H3PO4:ATB = 0.03:1.00,
H2O:ATB = 1:1. El gel se envejeció durante 30 días y se secó a 80 °C. Finalmente se
calcinó a 550 °C por 4 horas. Este sólido se llamó ASG.
4.3. Extracción del cromóforo betanidin
1 g de flores Bougainvillea glabra se molieron con 40 mL de agua. La mezcla se
agitó por 20 min. Posteriormente se filtró a temperatura ambiente.
7
4.4. Secuestro del betanidin en materiales inorgánicos
Los sólidos anteriormente descritos se probaron como adsorbentes del cromóforo
betanidin, para ello se colocaron 100 mg de la muestra sólida en 10 mL de la solución
conteniendo el extracto de las flores.
5. Caracterización
5.1. Difracción de rayos-X (DRX)
Los materiales se caracterizaron por difracción de rayos-X, los difractogramas se
obtuvieron con un difractómetro Siemens D500, con un ánodo de tubo de cobre. Se
seleccionó la radiación Kα con un monocromador interno. En el apéndice A se mencionan
algunos de los aspectos básicos de las técnicas de caracterización usadas en este trabajo.
5.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN)
Los espectros RMN en el estado sólido se obtuvieron en un espectrómetro Bruker
ASX-300 a una frecuencia de resonancia de 78.2 MHz para 27Al. Con una secuencia de
pulsos de excitación sencillos de 2 µs con tiempo de repetición de 0.5 seg. La velocidad de
giro del rotor fue 10 kHz. Para los desplazamientos químicos se tomo como referencia una
solución acuosa 1 N de AlCl3.
Los espectros 13C CP/MAS RMN se obtuvieron operando el espectrómetro a 75.4
MHz. El pulso fue de 4 µs. La velocidad de rotación de 5 kHz. La referencia externa
utilizada fue el pico de adamantano sólido a 38.2 ppm relativo al tetrametilsilano (TMS)
5.3. Espectroscopia infrarroja (IR)
Las muestras se caracterizaron por espectroscopia infrarroja a temperatura
ambiente, en forma de pastillas diluidas con KBr, en un espectrómetro Perkin Elmer 1600
Series-FTIR, equipado con un detector DTGS. La resolución fue de 4 cm-1.
5.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis)
Los espectros UV-Vis se obtuvieron en un espectrómetro Perkin Elmer Lambda
40 UV-Vis, en la ventana espectral entre 800 y 300 nm.
8
6. Resultados
Composición de los soportes
Las tablas 1 y 2 resumen la composición de las matrices inorgánicas usadas para
secuestrar el betanidin, especificando las razones metal divalente (M2+) a metal trivalente
(M3+).
Matriz inorgánica Fórmula desarrollada Carácter ácido-básico
NaX Na80[(AlO 2)80(SiO2)112] · x H2O · 32 Na+ ácida (débil)
HX Na80[(AlO 2)80(SiO2)112] · x H2O · 32 H+ ácida (moderada)
HDLMgAl-CO3 [Mg0.744Al0.256(OH)2](CO3)0.128 · 0.850H2O básica
HDLMgZnAl-CO3 [Mg0.614Zn0.093Al0.293(OH)2](CO3)0.146 ·0.731H2O básica
ASG Al2O3 ácida
Tabla 1. Composición y características de las matrices inorgánicas.
HDLMgAl-CO3 HDLMgZnAl-CO3 ASG
% Mg 74.4 61.4 0
% Al 25.6 29.3 100
% Zn 0 9.3 0
M2+/M3+ 2.9 2.41 -
Tabla 2. Porcentajes de los metales en las matrices inorgánicas.
6.1. Matrices inorgánicas que no lograron secuestrar el betanidin
Las zeolitas NaX y HX resultaron no eficientes para fijar el betanidin. En efecto,
aun cuando se esperaba que el betanidin, por su tamaño y forma, pudiera estabilizarse en la
superficie externa de las zeolitas, nuestros experimentos no fueron exitosos. Estos
materiales, no sufren ningún cambio en su estructura cristalina después de ser probados
como adsorbentes del betanidin, como lo muestran sus patrones DRX (figura 5).
9
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
Ángulo de Bragg (2θ)
Inte
nsid
ad (
u.a.
) .
(a)
(b)
(d)
(c)
Figura 5. Difractograms de rayos-X de: (a) NaX, (b) NaX-B, (c) HX y (d) HX-B.
6.2. Matrices inorgánicas que secuestran el betanidin
A diferencia de las zeolitas, que no logran retener el betanidin en su estructura o
superficie, las otras matrices inorgánicas probadas sí retienen el cromóforo, generando,
sorpresivamente, sólidos de diferentes colores.
Por una parte, los HDL con betanidin conducen a sólidos morados y rojos, en
HDLMgAl-CO3, y HDLMgZnAl-CO3 respectivamente ((figura 6 (a) y (b)). Por otra parte, el
color del batanidin guarda el tono característico de la bugambilia cuando el adsorbente es
alúmina (figura 6 (c)).
Para identificar las muestras que retienen betanidin, se agregó una letra B al
nombre del sólido adoptado en la etapa de síntesis. Por ejemplo, el sólido HDLMgAl-CO3
después de haber retenido betanidin, es llamado HDLMgAl-CO3-B.
10
(a) (b) (c)
Figura 6. Matrices inorgánicas en contacto con la solución de bugambilia, (a)
HDLMgAl-CO3, (b) MgZn(Al)O, (c) ASG.
6.2.1. HDLMgAl-CO3
En la figura 7 se comparan los patrones de difracción de rayos-X de los HDLMgAl-
CO3, no calcinado y calcinado a 600 ˚C. También se incluyen los difractogramas de estas
mismas muestras conteniendo betanidin.
No se observan cambios significativos entre los difractogramas comparables, (a) y
(b), (c) y (d).
El efecto de la calcinación es claro y típico: la estructura laminar del HDL se
destruye promoviendo la formación de un óxido mixto, Mg(Al)O, con estructura tipo
periclasa. Además, la incorporación del betanidin a los HDL no provoca cambios en su
estructura cristalina que puedan ser detectados por DRX. Cabe hacer notar que el contacto
de Mg(Al)O con la solución de betanidin no regenera la estructura laminar del HDL.
11
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
Ángulo de Bragg (2θ)
Inte
nsi
da
d (
u. a
.)
(a)
(c)
(d)
(b)
Figura 7. Patrones de difracción de rayos-X de: (a) HDLMgAl-CO3, (b) HDLMgAl-
CO3-B, (c) HDLMgAl-CO3 calcinada a 600 °C (Mg(Al)O), (d) Mg(Al)O con betanidin
(Mg(Al)O-B).
Como se acaba de mostrar, los sólidos HDL retienen betanidin sin provocar
cambios estructurales detectables por DRX. Sin embargo, el color de los sólidos no es
persistente en el tiempo y las HDLMgAl-CO3-B experimentan un cambio de color, de
morado a café, cuando son expuestas al medio ambiente incluso por tiempos cortos de 24
horas. Se analizaron los espectros infrarrojos de estas muestras, figura 8.
En los espectros (b) y (c), correspondientes a los sólidos conteniendo el
cromóforo, se aprecian dos bandas: una en 1088 cm-1 y otra en 2942 cm-1 debidos a las
absorciones de los enlaces C-N y C-H aromáticos, respectivamente. Evidentemente, estas
absorciones no se observan en el espectro de la muestra antes de la sorción del betanidin
(espectro (a)). Ambos grupos funcionales se encuentran en la estructura del betanidin,
figura 2. Si se comparan los espectros de la muestra morada (b) y de la muestra café (c) no
se observan cambios significativos.
12
3500 3000 2500 2000 1500 1000 5000
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Tra
nsm
isió
n (%
)
Número de onda (cm-1)
(a)
(b)
(c)
Figura 8. Espectros infrarrojos de: (a) HDLMgAl-CO3; (b) HDLMgAl-CO3-B y (c)
muestra (b) después de 24 horas.
6.2.2. HDLMgZnAl-CO3
La figura 9 muestra la serie de patrones DRX para los sólidos que contienen zinc.
En el sólido MgZn(Al)O-B, al igual que en los sólidos Mg(Al)O-B, no se observa la
reconstrucción de la estructura laminar .
El color del sólido, suspendido en la solución, es rojo (figura 6 (b)). Cuando el
sólido se separa del líquido y se seca adquiere un color amarillo, que se mantiene
invariante, incluso después de varios meses.
La figura 10 contiene los espectros IR del MgZn(Al)O, con y sin betanidin. En
éste caso, las frecuencias de absorción características del betanidin no se observan
claramente.
13
3500 3000 2500 2000 1500 1000 5000
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Tra
nsm
isió
n (%
)
Número de onda (cm-1)
(a)
(b)
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
Ángulo de Bragg (2θ)
Inte
nsi
da
d (
u. a
.)
(a)
(b)
(c)
Figura 9. Patrones DRX de: (a) HDLMgZnAl-CO3, (b) HDLMgZnAl-CO3 calcinada a
600 °C (MgZn(Al)O), (c) MgZn(Al)O con betanidin (MgZn(Al)O-B).
Figura 10. Espectro infrarrojo de HDLMgZnAl-CO3-B calcinada a 600 °C: (a)
MgZn(Al)O, (b) MgZn(Al)O-B. La fotografía asociada a (b) corresponde al sólido
MgZn(Al)O-B.
14
Resonancia magnética nuclear (RMN) de los óxidos mixtos
La figura 11 exhibe los espectros 27Al RMN MAS de los soportes utilizados para
adsorber el cromóforo betanidin. Los espectros correspondientes a los sólidos Mg(Al)O y
MgZn(Al)O muestran dos picos de resonancia, a 11 y 64 ppm, debidos a especies de
aluminio con coordinación octaédrica y tetraédrica, respectivamente [22, 23]. De la
deconvolución de los espectros se obtiene que la relación AlVI/Al IV es mayor en el sólido
Mg(Al)O que en el sólido MgZn(Al)O, es decir, que en el sólido que contiene Zn, existe
una mayor cantidad de aluminio tetraédrico.
300 200 100 0 -100 -200 -300
Al IV
AlVI
(b)
Desplazamiento químico (ppm)
(a)
Figura 11. Espectros 27Al RMN MAS de: (a) Mg(Al)O y (b) MgZn(Al)O.
6.2.3. ASG
Las alúminas ASG y ASG-B, presentan la estructura típica de la γ-alúmina (figura
12). El sólido ASG-B presenta el color característico de la bugambilia (rosa intenso) y lo
mantiene por largos periodos (mayores a 6 meses).
15
Figura 12. Difractogramas de rayos-X de: (a) ASG y (b) ASG con bugambilia (ASG-B).
En la figura 13 se presentan los espectros IR de ASG, con y sin betanidin. La
banda de absorción a 2930 cm-1 en el espectro (b) se debe a la absorción del enlace C-H de
los anillos aromáticos, siendo el único grupo observable de la molécula del betanidin, ya
que la absorción característica del enlace C-N se enmascara por un pico muy ancho que
presenta el sólido ASG y que se atribuye a la absorción de los enlaces Al-O.
La figura 14 despliega los espectros 27Al RMN MAS correspondientes a las
muestras ASG y ASG-B. Antes de la adsorción del betanidin, el material presenta las
resonancias de AlVI y AlIV, a 3.4 y 62.0 ppm, respectivamente. Además, se puede observar
el pico a 33.0 ppm correspondiente al aluminio pentagonal, AlV [24]. Después de la
adsorción del betanidin, se observa una clara disminución en la intensidad del pico
asignado a AlV.
16
COOHHOOC8
13 14
15
3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Tra
nsm
isió
n (%
)
Número de onda (cm-1)
(a)
(b)
Figura 13. Espectro infrarrojo de ASG: (a) sin betanidin, (b) con betanidin.
300 200 100 0 -100 -200 -300
(b)
Desplazamiento químico (ppm)
(a)
Figura 14. Espectros 27Al RMN MAS de: (a) ASG y (b) ASG-B.
En la figura 15 se presenta el espectro 13C CP/MAS RMN del betanidin adsorbido
en el sólido ASG-B. Se observan los picos principales debidos a las resonancias de los
17
carbonos del betanidin confirmando que no hay cambios estructurales significativos cuando
este se adsorbe en ASG. Adoptando la numeración de los carbonos en la misma figura, se
asignaron los picos 13C RMN, tabla 3 [4.17].
300 250 200 150 100 50 0 -50
Desplazamiento químico (ppm)
Figura 15. Espectros 13C CP/MAS RMN de ASG-B y cromóforo betanidin, con
sus respectivos carbonos.
Carbono Desplazamiento químico (ppm)
7, 18 29
8, 16, 15 175
2, 3, 4, 5 135
1, 6 73
9 55
Tabla 3. Asignación de los picos 13C RMN, para los carbonos del cromóforo betanidin.
N
NH
COOHHOOC
COOH
HO OR
4
6
2
1
3
5
8
7
9
10
1211
13 14
15
16
1718
18
6.3. Variación del color del betanidin con el pH
La solución con extracto de bugambilia, de color rosa intenso, presentó un pH
muy cercano al neutro (7.2). Por adición de HNO3 1M y NH4OH 1M, este pH fue alterado
para obtener soluciones con pH de 1.7 y 11.0, respectivamente. Las soluciones con pH
neutro y ácido mantuvieron el color rosa intenso. Aquella con pH básico, cambio a morado.
Los espectros UV-Vis de estas tres muestras incluidas en la figura 16, confirman que la
adsorción del betanidin es vulnerable a cambios de pH, ya que hay un corrimiento en la
longitud de absorción.
440 470 500 530 560 590 620 650 680
λ (nm)
Ab
sorb
an
cia
550 nm
560 nm
(c)
(a)
(b)550 nm
Figura 16. Espectros UV-Vis de la solución que contiene el betanidin a 1.7, 7.2 y
11.0; (a), (b) y (c), respectivamente.
7. Discusión
Se acaban de presentar los resultados clasificando los materiales como
adsorbentes y no adsorbentes de betanidin.
La zeolita NaX no adsorbe el betanidin. Por un lado, el tamaño de la molécula
orgánica la imposibilita para ocluirse dentro de los poros. Por otro lado, la adsorción en la
superficie reclamaría la existencia de sitios activos en el sólido, es decir, afines para
interaccionar con los grupos funcionales del cromóforo. Aparentemente, tales sitios, cuya
naturaleza podría ser variada, no existen, y además, no basta acidificar la zeolita para que
ellos se creen. En efecto, la transformación de la zeolita NaX a HX, sólo intercambia,
19
dentro de las cavidades de la zeolita, los cationes Na+ por H+. Como ya se mencionó, los
cationes dentro de los poros de la zeolita no son accesibles al betanidin.
Entre los sólidos que retienen el betanidin se encuentran Mg(Al)O y MgZn(Al)O.
En el caso de estos óxidos mixtos, cuando se ponen en contacto con la solución, y se
incorpora el betanidin, no se reconstruye la estructura laminar. Es decir, el betanidin no se
desprotona para producir aniones que pudieran aprovecharse y entonces llevarse a cabo el
“efecto memoria” característico en los HDL.
La solución acuosa de betanidin, en contacto con Mg(Al)O genera una suspensión
morada y con MgZn(Al)O una suspensión roja. Como se mostró, el color de las betalainas
es muy sensible al pH. Entonces, el color que adquiere el betanidin debe relacionarse con
las propiedades ácido-básicas del sólido. Efectivamente, los sólidos usados como soportes,
exhiben diferentes propiedades ácido-básicas [25]. Son estas propiedades las que provocan
cambios en el color del betanidin adsorbido en los sólidos. Así pues, la alúmina de carácter
predominantemente ácido, secuestra el color de la bugambilia, mientras que los HDL de
carácter dominantemente básico, cambian el color del cromóforo.
Cuando los sólidos se separan de la solución, el color originalmente adquirido no
se mantiene. El sólido MgZn(Al)O-B adquiere un color amarillo, estable en el tiempo. Por
su parte, el sólido Mg(Al)O-B mantiene el color morado observado en solución pero solo
durante un corto tiempo, virando a las pocas horas a café. En este ultimo caso, el cambio de
color del sólido se puede atribuir a la oxidación de los dobles enlaces y el consecuente
fraccionamiento de la molécula. La oxidación se lleva a cabo por acción del O2 presente en
el aire. En efecto, la oxidación solo se presenta cuando la muestra es expuesta al aire. Esto
se confirmó encapsulando al vacío un muestra Mg(Al)O-B inmediatamente después de
preparada, y se observó la persistencia del color bugambilia durante el tiempo que se
guardo libre de aire (tiempo > 1 mes). La reacción de oxidación del betanidin adsorbida
sobre Mg(Al)O-B puede escribirse como:
20
Al
O
O
Al
O
Al
O
Mg
O
Mg
O
N+
CO
HO OR
NH
O COO
C
O
O
Mg
O
Al
O
Mg
O
Mg
O
Al
O
Al
O
O
Al
O
Al
O
Mg
O
Mg
O
NH+
CO
HO OR
C NH
O COO
C
O
O
Mg
O
Al
O
Mg
O
Mg
O
Al
O
O2
O
H
Figura 17. Reacción de oxidación del betanidin adsorbido sobre Mg(Al)O.
Esta reacción corresponde a la autooxidación lenta de muchos compuestos
orgánicos en presencia de oxígeno. Generalmente, la autooxidacón se lleva a cabo vía
mecanismos de radicales libres, en los cuales, es necesario O2 y un iniciador [26]. Este
último puede ser aire, ya que puede contener trazas de intercambiadores radicalarios.
El oxígeno por sí solo no inicia la autooxidación, dada su baja reactividad como
abstractor de hidrógeno. Sin embargo, en nuestro caso la oxidación puede ser acelerada por
la superficie del sólido, que es capaz de abstraer los protones ácidos del betanidin.
Nótese que la adsorción más probable del betanidin en el Mg(Al)O es la
presentada en la figura 17. Los átomos cargados positivo y negativo, N y O,
respectivamente, interaccionan con los pares metal-oxígeno del óxido mixto, más
probablemente, los pares Al3+-O2-. En efecto, la resonancia magnética nuclear del aluminio
reveló que en los óxidos mixtos existen especies de aluminio octaédricas (AlVI) y
tetraédricas (AlIV). Los aluminios octaédricos deben formar parte del óxido mixto con
estructura de tipo periclasa. Sin embargo, la mayoría de los aluminios tetraédricos deben
estar en la superficie de los óxidos mixtos, enriqueciéndola así en sitios de aluminio
disponibles para adsorber al betanidin.
En el caso del sólido MgZn(Al)O, los sitios de adsorción más probables también
son pares Al3+-O2- ya que, incluso, éste óxido mixto presenta una cantidad mayor de AlIV,
relativa al AlVI.
21
No obstante, como se mencionó anteriormente, el sólido MgZn(Al)O-B exhibió
un color amarillo persistente en el tiempo, sugiriendo que el cromóforo estabilizado no fue
el betanidin, sino el betaxantin. También cabe la posibilidad que el color amarillo se deba a
que la ácido-basicidad del sólido MgZn(Al)O sea muy diferente comparada con aquella del
sólido Mg(Al)O. Sin embargo, esta última hipótesis debe descartarse ya que en el estudio
de la variación del color del betanidin, en función del pH, no se observó el color amarillo.
Entonces, se debe concluir que el betanidin, adsorbido en MgZn(Al)O, se transforma en
betaxantin. Un mecanismo viable para esta transformación es el siguiente:
N+
NH
COOH
H
COO-
HOOC
HO
RON+
NH
COOH
H
COO-
HOOC
HO
HO
N
NH
COOH
H
COO-
HOOC
HO
HOH
O
+
H2N H
COO-HO
HO
NH2
HO
HO
N+
NH
COOHHOOC
HO
HO H
H
N+
NH
COOHHOOC
HO
HO H H
COO-
1 24
5
3
6
7 8
+
+ 4
4
Figura 18. Mecanismo propuesto para el cambio de betanidin a betaxantin.
22
Nótese que dos diferentes especies tipo betaxantin pueden obtenerse, 7 y 8.
Las reacciones incluidas en el mecanismo propuesto, son generalmente
catalizadas por enzimas [27]. Su ocurrencia en el sólido MgZn(Al)O puede deberse a la
presencia de Zn en superficie, el cual también cataliza muchas reacciones biológicas debido
a que fácilmente forma complejos con moléculas orgánicas [28].
Hasta este punto de la discusión, una conclusión emerge: la adsorción del
betanidin sobre la superficie de los óxidos mixtos es una adsorción reactiva, promovida por
la ácido-basicidad de los sólidos y el oxígeno del aire. Para el caso del MgZn(Al)O la
presencia del Zn y Al en superficie provoca que el cromóforo betanidin, se convierta a
betaxantin (figura 18), y por ello el sólido mantiene un color amarillo, estable en el tiempo.
La adsorción del betanidin sobre un sólido de carácter predominantemente ácido,
como la γ-alúmina, inmoviliza el cromóforo manteniendo sus grupos funcionales
característicos.
La disminución de aluminios insaturados en la alúmina, después de la adsorción
del cromóforo, sugiere que este último interacciona con los AlIV y AlV, que son sitios
ácidos y por tanto estabilizan el betanidin con color característico en la bugambilia.
8. Conclusiones
El cromóforo betanidin puede ser fácilmente secuestrado en óxidos mixtos y
γ-alúmina. Sobre los óxidos mixtos, de carácter predominantemente básico, el betanidin es
altamente reactivo y con facilidad se oxida o se transforma en betaxantin. En contraste, el
betanidin es inmovilizado y permanece sin reaccionar químicamente cuando se absorbe en
la γ-alúmina, un sólido de carácter ácido.
23
9. Referencias bibliográficas
[1] Schulz-Ekloff; Wöhrle, D.; Van Duffel, B.; Schoonheydt, R. A.
Chromophores in porous silicas and minerals: preparation and optical properties, Micr.
Mes. Mater., 2002, 51, 91.
[2] Levy, D.; Avnir, D. Effects of the changes in the properties of silica cage
aiong the gel/xerogel transition, J. Phys. Chem., 1998, 92, 473.
[3] Batenburg, F. L.; Fischer, H. PlanoColors®-a combination of organic dyes and
layered silicates with nanometer dimensions, e-Polymers, 2001, no. T_001.
[4] Ionescu, O.-H.; Mohanu, D.; Stoica, A. J.; Baiulescu, G.-E. Analytical
contributions to the evaluation of painting authenticity from Princely church of Curtea de
Arges, Talanta, 2004, 63, 815.
[5] Gobeltz, N.; Demortier, A.; Leulier, J. P.; Duhayon, C. Encapsulation of the
chromophores into the sodalite structure during the synthesis of the blue ultramarine
pigment, J. Chem. Soc; Faraday Trans., 1998, 94, 2257.
[6] Strack, D.; Vogt, T.; Schliemann, W. Recent advances in betalain research,
Phytochem., 2003, 62, 247.
[7] Atun, G.; Hisarli, G. Adsorption of carminic acid, a dye onto glass powder,
Che. Eng. J., 2003, 95, 241.
[8] Valls, J.; Lampreave, M.; Nadal, M.; Arola, L. Importancia de los compuestos
fenólicos en la calidad de los vinos tintos de crianza. Alimentación equipos y tecnología
Marzo, 2000, 119.
[9] González-SanJosé, M. L.; Brron, L.; Díez, C. Evolution of anthocyanins
during maturation of Tempranillo grape variety (Vitis vinifera) using polynomial regresión
models. J. Sci. Food. Agric., 1990, 51, 337.
[10] Steglich, W.; Strack, D.; Betalains. The Alkaloids, Chemistry and
Pharmacology. In: Brossi, A. Ed. Academic Press, London, pp. 1-62, 1990.
[11] Magaloni, D. I. Materiales y técnicas de la pintura mural Maya. Tesis de
maestria, Facultad de Filosofía y Letras. Universidad Nacional Autónoma de México.
México D. F., 1996.
[12] Gettens, R. J. Maya Blue: An unsolved problem in ancient pigments. Am.
Antiquity, 1962, 27, 557.
24
[13] Hubard, B.; Kuang, W.; Morser, A.; Facey G. A.; Detellier, C. Structural
study of maya blue: Textural, thermal and solid estate multinuclear magnetic resonance
characterization of the palygorkite-indigo and sepiolite-indigo adducts. Clays and Clay
Miner., 2003, 51, 318.
[14] Strack, D.; Vogt, T.; Schliemann, W. Review. Recent advances in betalain
research. Phytochem., 2003, 62, 247.
[15] http://www.mna.inah.gob.mx
[16] Murata, S.; Furukawa, H.; Kuroda, K. Effective Inclusion of Chlorophyllous
Pigments into Mesoporous Silica Modified with α, ω- Diols. Chem. Mater., 2001, 13, 2722.
[17] Cavani, F.; Trifiró, F.; Vaccari, A. Hydrotalcite-Type anionic Clays:
Preparation, Properties and applications. Catal. Today, 1991, 11, 173.
[18] Breck, D. W. Zeolites Molecular Sieves. Wiley-Intersciencie Publication. U.
S. A. pp. 45-128, 1974.
[19] Richardson, J. T. Principles of Catalyst Development in Fundamental and
Applied Catalysis, Series Editors. M.V. Twigg and M.S. Spencer, Plenum Press, New
York, pp.23-39, 1989.
[20] Bell, A.; Pines, A. NMR Techniques in catalysis. New York, pp. 237, 1994.
[21] Cotton, F. A.; Wilkinson, G.; Química Inorgánica Básica. Ed. Limusa, pp.
284-285, 1986.
[22] Lippmaa, E.; Samoson, A.; Mägi, M. High-resolution 27Al NMR of
aluminosilicates. J. Am. Chem. Soc., 1986, 108, 1730.
[23] Coster, D.; Fripiat, J. J. Memory Effects in Gel-Solid Transformations:
Coordinately Unsaturated Al Sites in Nanosized Aluminas. Chem. Mater., 1993, 5, 1204.
[24] Kalinowski, H. O.; Berger, S.; S. Braun. Carbon-13 NMR Spectroscopy, John
Wiley & Sons: New York, pp. 237, 239, 1988.
[25] Lima, E. ; Ménorval, L. C. ; Tichit, D. ; Laspéras, M. ; Graffin, P.; Fajula F.
Characterization of the Acid-Base Properties of Oxide Surfaces by 13C CP/MAS NMR
Using Adsorption of Nitromethane. J. Phys. Chem. B, 2003, 107, 4070.
[26] Pine, S. H.; Hendrickson, J. B.; Hammond, D. J. Química Orgánica. Cuarta
Edición. Ed. McGraw-Hill. U.S.A., pp. 928, 1988.
25
[27] Schliemann, W.; Kobayashi N.; Strach, D. The Decisive step in Betaxanthin
Biosynthesis Is a Spontaneous Reaction. Plant Phys., 1999, 119, 1217.
[28] Lima, E.; Bosch, P.; Lara, V.; Villareal, E.; Piña, C.; Torres, G.; Martin, S.;
León, B. Metal Coorosion in Bones Implanted with Zinalco -a SAXS and NMR study- J.
Biomed. Mater. Res.: B Appl. Biomater, 2005.
26
Apéndice A
Técnicas de caracterización
27
A. Técnicas de caracterización
A.1. Difracción de rayos-X (DRX)
La difracción de rayos-X es una técnica ampliamente utilizada en la ciencia de
materiales y, en general, en la industria, debido a la información que aporta sobre
ordenamiento y espaciado de los átomos en los materiales cristalinos, es decir, de sus
propiedades estructurales [1].
Este método proporciona información cualitativa y cuantitativa de los compuestos
presentes en una muestra, asentándose en el hecho de que cada sustancia cristalina tiene un
único patrón de difracción. La identificación de las fases se basa en la posición de las líneas
(en términos de 2θ) y de sus intensidades relativas.
El fenómeno de difracción se presenta cuando los rayos-X son reflejados por el
entorno ordenado de un cristal, en donde se asume que los átomos están dispuestos
formando planos. Para que los rayos-X sean reflejados es necesario que se cumpla la Ley de
Bragg (figura A.1.) [2]:
n λ = 2d sen θ
Figura A. 1. Difracción de rayos-X.
Donde:
n es un entero
d es la distancia interplanar del cristal
λ es la longitud de onda de la radiación
θ es el ángulo de incidencia
28
Existen siete sistemas cristalinos (cúbico, tetragonal, ortorrómbico, romboédrica
(o trigonal), hexagonal, monoclínico y triclínico) que se distinguen entre sí por la longitud
de sus aristas (llamadas constantes o parámetros de red) y sus ángulos característicos [3].
Las fórmulas para determinar esas constantes dependen del tipo de sistema cristalino, por
ello es importante conocer a cual pertenece la muestra bajo estudio.
La técnica de DRX permite calcular el parámetro de red; para ello es necesario
incluir un patrón interno, que presente un pico a un ángulo característico, el cual es
seleccionado en base a la muestra problema. El sistema más simple es el cúbico y basta
tomar en cuenta un pico y utilizar la siguiente fórmula para determinar el parámetro de red:
d = 222 lkh
a
++
Donde h, k y l son los índices de Miller del plano cristalográfico determinado por
el ángulo del pico seleccionado.
En este trabajo se calcula el parámetro de red de la zeolita A y de la estructura
sodalita en el capítulo 4, utilizando como estándar grafito, para determinar el cambio en las
dimensiones de red zeolítica.
A.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN)
La espectroscopia RMN consiste en la observación de las transiciones entre dos
niveles de energía. La RMN permite seguir las transiciones entre dos niveles magnéticos,
m =+1/2 y m =-1/2, para el caso de un núcleo con espín 1/2 [4, 5].
Estas transiciones en los núcleos atómicos pueden provocarse por las siguientes acciones
sucesivas:
1) Sometimiento de los núcleos a una inducción, B0, con ello los momentos
magnéticos de espín se alinean en el mismo sentido, o en sentido opuesto, de B0.
2) Excitación de los espines por una onda de radio a la frecuencia de resonancia,
lo que “promociona” alguno de los espines (figura A. 2.).
29
m= -1/2
m= +1/2
Bo
(a) (b)
Figura A.2. Estados energéticos de los espines nucleares, antes de la aplicación de
B0 (a), y (b) al aplicar B0 se produce un desdoblamiento de los niveles energéticos, el estado
más poblado es el de menor energía. La onda de radiofrecuencia promueve la excitación de
los espines en el estado m = + 1/2 hacia el estado m = -1/2.
Los átomos susceptibles de experimentar el fenómeno RMN tienen un momento
de espín diferente de cero, los más comúnmente analizados por esta técnica son 1H, 13C, 19F
y 31P, que tienen espín nuclear I= 1/2.
La técnica es muy sensible a la estructura electrónica de la muestra, es decir, al
ambiente que rodea al átomo por analizarse. Esto se debe a que el movimiento de los
electrones, partículas cargadas, produce un campo magnético local que se suma o se resta al
campo externo aplicado, B0, generando un campo “efectivo”. Este campo provoca una
absorción que se distingue de una referencia, entonces la medida que se hace es relativa, y
se denomina “desplazamiento químico” [2].
A.3. Espectroscopia infrarroja (IR)
El principio de esta espectroscopia radica en el examen de las radiaciones
absorbidas por un compuesto.
La energía asociada a la región IR es la adecuada para provocar cambios en los
niveles rotacionales y vibracionales de una molécula, generando transiciones, que son las
que se representan en un espectro característico [6].
30
Las longitudes de onda absorbidas van de 2.5 µm hasta 25 µm, aunque a menudo
se prefiere utilizar el número de onda, definido como el inverso de la longitud de onda. Los
espectros IR se trazan en la mayoría de los casos en el intervalo 400-4000 cm-1.
Para generar un espectro IR, es necesario que la molécula absorba la radiación, y
esto ocurre cuando la frecuencia de la vibración/rotación molecular es igual a la frecuencia
de la fuente de radiación [2]. Cuando una molécula absorbe radiación IR, experimenta un
cambio en el momento dipolar, como consecuencia de su vibración o rotación. Si la
molécula es homonuclear (O2, N2, etc.) no se altera el momento dipolar durante la vibración
o rotación, por lo tanto, no absorbe en el infrarrojo.
La identificación de compuestos, utilizando la espectroscopia infrarroja, no es
sencilla, algunas veces los compuestos orgánicos exhiben espectros muy complejos, otras
veces, las bandas pueden enmascararse por el solapamiento de otras. No obstante, cabe
hacer notar que la espectroscopia IR es una herramienta muy poderosa en la caracterización
estructural de compuestos, ya que sirviéndose de ella se pueden elucidar interacciones
debidas a un conjugamiento, a una atracción de electrones por un sustituyente vecino, a una
tensión angular o de Van der Waals, o por puentes de hidrogeno [7].
En la práctica, no se hace un análisis exhaustivo de los espectros, sino que solo, se
reconocen las principales bandas de vibración apoyándose en los datos de bandas de
absorción características ya reportadas en la literatura.
A.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis)
La radiación con longitudes de onda entre 400 nm y 750 nm corresponde al
espectro visible. Cuando esta luz es absorbida por una molécula, produce transiciones entre
sus estados electrónicos.
Un espectro UV-Vis puede describirse convencionalmente en función de la
posición del máximo de la banda de absorción (λmáx) y de su intensidad (εmáx, el coeficiente
de extinción).
La principal aplicación de la espectroscopia UV-Vis es el análisis cuantitativo de
un cromóforo presente en una solución.
La primera etapa del análisis consiste en la construcción de una curva de
calibración que relacione la concentración con la absorbancia. Enseguida se selecciona el
31
máximo de la longitud de onda, debido a que es en esta zona que la Ley de Beer tiende a
ser lineal [2].
A = abc Ley de Beer
Donde:
a es una constante de proporcionalidad denominada absortividad.
b es la longitud de la trayectoria a través de la solución.
c es la concentración de la especie absorbente.
Finalmente, se interpola en la curva de calibración, el valor de absorción de la
muestra problema.
32
A.5. Referencias bibliográficas
[1] Guinier, A. X-Ray Diffraction. In Crystals, Imperfect Crystals, and
Amorphous Bodies. Ed. Dover Publications, Inc. New York, U. S. A., 1994.
[2] Skoog, D. A.; Leary, J. J. Análisis Instrumental. Cuarta Edición. Ed. McGraw-
Hill. España, 1994.
[3] Bosch, P.; Domínguez, J. M.; Zénith, J.; Rouffignac, E.; Guzmán, O. y Tejada,
J. Tecnicas de Experimentales en la Caracterización de Catalizadores. México, 1986
[4] Bell, A.; Pines, A. NMR Techniques in catalysis. New York, U. S. A., 1994.
[5] Poole, C. P.; Farach, H. A. Teoría de la resonancia magnética. Ed. Reverté.
Barcelona, España, 1976.
[6] Levine, I. N. Química Cuántica. Quinta Edición. Madrid, España, 2001.
[7] Morrison, R. T.; Boyd, R. N. Química Orgánica. Quinta Edición. Ed. Pearson
Educación, 1998.