82 Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales, Vol.23 N°1, 82 - 88

CARACTERIZACIÓN BIOLÓGICA EMPLEANDO CÉLULASOSTEOBLÁSTICAS DE VIDRIOS DEL SISTEMA

Si02·Na20.CaO.K20.MgO.P205"MODIFICADOS CON Al203 YB203'

K. Noris Suarez', 1 Barrios de Arenas', M. Vasquez", Y. Baron", l. Atlas',J. Bermudez'', C. Morillo3, Y. Olivares' y J. Lira"

1. Departamento de Biología Celular, Universidad Simón Bolívar, Aptdo. Postal 89000, Sartenejas,Caracas 1080. Venezuela. E-mail: knoris@usb.ve

2. Lab. de Microscopia Electrónica, Dpto. de Tecnología de Materiales, 1.U.T., Región Capital, P.O.Box 4037, Caracas 1040. Venezuela. E-mail: fredaren@telcel.net.ve

3. Dpto. de Tecnología de los Materiales, Universidad Simón Bolívar, Aptdo. Postal 89000, Sartenejas,Caracas 1080. E-mail: jlira@usb.ve

Resumen.

Desde hace al menos cuatro décadas se han ido desarrollando materiales cerámicos que permiten reproducir funciones de losorganismos vivos, entre los que se destacan los vidrios denominados bioactivos. Definidos así, por su capacidad de proporcio-nar una respuesta biológica específica en la interfase del material que resulta en la unión química entre el material y el tejido óseo.En el presente trabajo se evaluó la compatibilidad de cinco biovidrios del sistema Si02.Nap.CaO.Kp.MgO.PP5 modificadospor adiciones de A1P3 y/o B203, empleando células osteoblásticas derivadas de calvaria. Se encontró que el pH del medio decultivo se hacía alcalino en presencia de los vidrios.en comparación con los controles, para todas las composiciones ensayadas.Se demostró también que la viabilidad celular es afectada de forma drástica cuando el vidrio contiene 1% de alúmina (composi-ción VI), mientras que la combinación de A~O/B203 en una relación igual a 0,66 (1% y 1,5%, respectivamente) parece favorecerla adhesión y proliferación celular, así corno la deposición de Ca, sobre la superficie del material (composición V5). En conclusión,los resultados obtenidos sugieren que algunas de las composiciones estudiadas presentan las características de biocompatibilidadesperadas, previendo un uso efectivo de estos biovidrios como revestimiento para implantes rígidos.

Palabras Claves: Bioactividad, Osteoblastos, Alúmina, Microscopía Electrónica, Fluido Simulado de Plasma (FSP).

Abstraet.

One of the most revolutionary trends of the past four decades should be named the innovative use of specials cerarnicsdesigned to reproduce different function of living organismo Ceramics used for these purposes are defined as bioceramics. In thiscategory we find bioactive glasses of Si02.Nap.CaO.Kp.MgO.PP5 system that show the capacity of chemical bondingbetween bone and this material. AIP3 and B203 have been used in bioactive glasses to modify its surface dissolution anddurability. However, Al203 in contrast to BP3 can inhibit bone bonding, being the acceptable amount of alumina a function ofglass composition. In the present work were evaluated glasses of Si02.Nap.CaO.~O.MgO.Pp5system, modified by a variableamount of A1203and BP3' Our results showed alkalinization of culture medium. Therefore, the pH and glass composition couldaffect the cellular viability of the osteoblast; especially when the bioactive glass contained 1% alumina with 0% BP3 in thecomposition. Whereas the glass contained 1.5% alumina combined with 1% BP3looks to enhances the adhesion and proliferationof the bone cells. Those results suggest that the assayed bioactive glasses could be used as coating materials for orthopedicand dental implant.

Palabras Claves: Bioactivity, Osteoblast, Alumina, Electron Mlcroscopy, Simulated Body Fluid (SBF).

K. Noris Suare: y eo!.! Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales. 83

1. Introducción:

El empleo de cerámicas especialmente diseñadas parareproducir diferentes funciones de los organismos vivos, esuna de las más revolucionarias tendencias de las pasadascuatro décadas en la evolución de estos materiales. [1]

Las cerámicas usadas para estos propósitos reciben elnombre de "biocerámicas", las cuales pueden ser entre otras,vidrios o vitrocerámicas bioactivas. Adicionalmente, los di-ferentes tipos de materiales relacionados can la medicinapueden ser clasificados como biotóxicos, cuando causanatrofia, cambios patológicos o rechazo del tejido vivo cercadel material como resultado de un proceso químico, galváni-co u otro tipo; bioinertes, cuando coexisten con el materialsin cambios notables ni separación del material por una capade tejido fibroso; bioreabsorbible, cuando este se disuelvegradualmente por el sistema biológico del organismo, sien-do reemplazado por el propio tejido, sin que se presentetoxicidad o rechazo; ybioactivo; cuando el material propor-ciona una respuesta biológica específica en la interfase deeste, que resulta en la unión.del material y los tejidos [1, 2],tal es el caso de los biovidrios.

En la cirugía reconstructiva, la reparación de defectos delos huesos largos constituye el principal problema. Mien-tras que el empleo de injertos autólogos, ha sido la técnicamás ampliamente recomendada, presenta una serie de in-convenientes, que incluye la morbilidad del área de dona-ción, limitada cantidad de hueso donado, así como diferen-tes problemas anatómicos y estructurales. Otra alternativaes el uso de aloinjertos pero presentan el inconveniente derechazo, por la respuesta inmunológica, así como un mayorriesgo de transmisión de enfermedades. Todo ello ha dadocomo resultado que en los últimos años la atención se hayadirigido hacia el uso de materiales sintéticos para el diseñode implantes.

Durante las dos últimas décadas, el desarrollo de nuevastecnologías para implantes se ha orientado a la creación deinterfaces activas entre el implante y el tejido, desarrollandoel concepto de materiales bioactivos [3]. Dentro de esta im-portante categoría se encuentran un amplio rango de cerá-micas fosfatadas (Ca-P), vidrios bioactivos (VB) yvitrocerámicas bioactivas [4,5]. Todos estos materiales po-seen la característica común de generar una capa dehidroxiapatita carbonada equivalente desde el punto de vistaquímico y estructural al mineral biológico del hueso. Esto seconoce como el punto determinante para la biointegración[6,7]. Adicionalmente, diversos estudios han demostrado laeficacia de los biovidrios en estimular la respuesta celular encomparación con otras cerámicas Ca-P tales como lahidroxiapatita [8-10].

La capacidad de algunos vidrios de interaccionar con eltejido óseo formando una unión fuerte, se demostró para lascerámicas que contenían Si02, Na20, CaO y P205 en propor-ciones específicas [11].

Cable y Parker [12] plantearon un modelo matemático, elcual establece una relación entre el número de reacción (RN)

y el porcentaje en peso de cada uno de los óxidos añadidos.En dicho modelo se considera, no sólo la biocompatibilidaddel implante, sino también, establece la diferencia entre unimplante aceptable (RN=4) y una unión firme (RN>5).

Los mecanismos de unión entre el vidrio y el fluidocircundante, pueden ser descritos como una secuencia dereacciones que resultan en la formación de una capa de síliceadheridaftrmemente al tejido óseo [13,14]. A fin de reducir lasolubilidad del vidrio en el sistemaSi02.Nap.CaO.K20.MgO.P205 se ha incluido en lacomposición alúmina (AI203)' Si esta se encuentra comocomponente del vidrio en cantidades inferiores o iguales a1,5 %, no interfiere en la unión con el tejido óseo y brindaestabilidad al material [2, 15].

Barrios de Arenas y col. [2] encontraron que algunosvidrios sintetizados en el sistemaSi02.Nap.CaO.Kp.MgO.Pps con diferente contenido deAl °YB ° permiten la acumulación de calcio y fósforo en2 3 2 3 . ,la superficie del vidrio, siempre que la relación AlPiBP3 seencuentre en un rango entre 0,50 y 0,55. La función del B203es la de actuar como agente estabilizador de la alúmina [2].

Un progreso entre la biocompatibilidad y la ingeniería detejidos resulta inconcebible sin la ayuda de las técnicas invitro. Los cultivos celulares representan una herramientavaliosa para la caracterización de nuevos materialessustitutos óseos.

Las células óseas obtenidas de calvaria (huesos parietalesy frontal de ratas neonatas) son de amplio uso para lacaracterización de materiales sustitutos óseos, debido a queson de fácil disección, contienen escasa médula ósea y eltejido no se encuentra aún mineralizado. Adicionalmente,siendo células derivadas de animales jóvenes, presentan lacapacidad de proliferar rápidamente in vitro [16].

Las células óseas u osteoblastos, son las responsablesde la formación y organización de la matriz extracelular delhueso (o fase orgánica) y de su posterior mineralización[17]. La fase orgánica del tejido óseo esta compuesta en un90 % de colágeno tipo 1y el restante 10 % por proteínas nOcolagénicas, tales como osteopontina, osteocalcina, proteinasiálica ósea (BSP por sus siglas en inlges), proteína dentinade la matriz-L, etc. Siendo las células osteoblásticas lasresponsables de su síntesis y secreción hacia el medioextracelular. Todas estas proteínas están implicadas en menoro mayor medida con el proceso de biomineralización.

Durante el proceso de deposición del mineral en el tejidoóseo ocurre que un cierto número de osteoblastos quedanatrapados en el tejido nuevo mineralizado y sufren cambiosmorfológicos importantes, transformándose en los llamadososteocitos. Estas células presentan escaso citoplasma y estáninterconectadas entre si, en la matriz calcificada, medianteun sistema de canalículos. Es la fase más diferenciada de lascélulas óseas y no poseen la capacidad de síntesis queexpresan las células osteoblásticas maduras. En el presentetrabajo nos propusimos evaluar la viabilidad, adhesión yproliferación de células osteoblásticas derivadas de calvaria

84 Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales, Vol.23 N°1.

de ratas, sobre vidrios del sistemaSiOz.Nap.CaO.Kp.MgO,PP5 con cantidades variables deAlP3yBP3'

2. Procedimiento Experimental.

2.1 Preparación de los vidrios.

Las composiciones de los vidrios se muestran en la Tablal. Es importante resal~ar que todas las composicionesseleccionadas cumplen con las condiciones establecidas talque muestren un comportamiento bioactivo. Las materiasprimas fueron sio, CHNa03, CaC03, PP5' BP3 YA~03' conuna pureza mayor al 99%. Para la síntesis se siguió elprocedimiento descrito por Barrios de Arenas y col. [2]. Unavez sintetizadas, las piezas de vidrio fueron cortadas paraobtener una superficie de 1 cm? aproximadamente ydesbastadas y pulidas con pasta de diamante de 1 um.

Tabla l. Composiciones de los vidrios (% en peso).

VIDRIO (% peso)

1 2 3 4 5

Si02 49 49 48,5 48,5 48

NazO 20 20 20 20 20

K20 4 4,3 4,3 4 4

MgO 4 4,2 4,2 4 3.5

CaO 20 20 20 20 20

P20S 2 2 2 2 2

AIz03 1 O O O 1.5

B203 O 0,5 1 1.5 1

AIzOylB203 - - - - 0,66

2.2 Preparación del Fluido Simulado de Plasma (FSP).

La solución acuosa se preparó de acuerdo a lasproporciones especificadas por Kokubo [17] en estudiosprevios, empleando los siguientes reactivos de gradoanalítico: NaCl, NaHC03, KCl, K2HP04.3Hp, MgCl2.6Hp,CaC12 y Na2S04. Estos se disolvieron en solución tampón 50mMTris-HClpH7,25.

2.3 Inmersión en el FSP

Las muestras fueron sumergidas en el Fluido Simuladode plasma por un periodo de 4 semanas, a una temperaturaconstante de 37°C. Una vez fmalizado el periodo de inmersión,se limpiaron cuidadosamente con acetona y fueron embutidas

en una resina al frío, para luego cortarlas transversalmentecon disco diamantado. Las secciones transversales sedesbastaron y pulieron con pasta de diamante de 1 um, serecubrieron con una película de carbono y fueron analizadasempleando Microscopía Electrónica de Barrido.

2.4 Obtención de células óseas.

Los osteoblastos fueron aislados a partir de la calvariade 12 ratas de 2-3 días de nacidas. Las calvarias fuerondiseccionadas bajo condiciones asépticas y limpiadas delos tejidos blandos circundantes. Luego de 3 lavadosconsecutivos en buffer-fosfato salino (PBS por sus siglasen inglés), se raspó la superficie para eliminar el periostio,luego fueron cortadas en trozos de 1mm? aproximadamente.Se incubaron en 2 rnl de solución de digestión (SD), la cualcontenía: DMEM pH 7.5, 1mg/ml colagenasa tipo IA, 0.125% tripsina y 50 mM EDTA, durante 20 mín. a 37°C en baño demaría por 20 mín. El sobrenadante resultante de la primeraextracción fue descartado y 2 ml de SD fresca fueron agrega-dos e incubados en las mismas condiciones. El procedimien-to fue repetido 2 veces y el sobrenadante de la tercera extrac-ción, conteniendo las células óseas extraídas fuecentrifugado a 1500 rpm x 5 mín., empleando una centrífugaSorvall refrigerada Modelo 6000TI (DuPont). El precipitadocelular fue resuspendido en DMEM pH 7,5 complementadocon 10% SFB y antibióticos (100 U/mI penicilina y 100 ug/mlestreptomicina). y sembrados en placas de Petri (1OOx15mm)a una densidad de 6x105 células. Las células fueron manteni-das a 37°C en atmósfera húmeda y 5% COz. El medio fuecambiado la primera vez a los 7 días de cultivo luego de laextracción y cada 3-4 días hasta alcanzar subconfluencia.

Para los subcultivos, las células fueron tripsinizadas(0,25%), contadas y sembradas en placas de 12 pozos, a unadensidad de 1x104 cel/cm", En cada pozo, previamente, secolocó el vidrio a ser ensayado, tratado antes con acetona/metanol (1:1, v/v), lavados con agua destilada y una vezsecos, sometidos a radiación UV por 1 hora, con el fin deesterilizarlos. Como control se emplearon cubre-objetos.

El medio fue cambiado cada 3-4 días y las células secultivaron por un periodo total de 21 días. Se evaluó laproliferación y viabilidad de las células mediante observacióndirecta, empleando un microscopio invertido de contrastede fases (Nikon). Las imágenes fueron registradas empleandouna cámara fotográfica marca Canon adaptada al microscopioinvertido. El pH del medio se determinó a los 6 y 14 días decultivo, con un pHmetro digital.

3. Resultados y Discusión

En el presente trabajo se prepararon vidrios de -composiciones diferentes (Tabla 1). Para su identificación seusó la siguiente nomenclatura: VI, donde el número indicauna composición referida en la tabla 1. VI contenía 1 9talúmina, V2, V3 y V4, contenían 0,5,1 Y1,5 % BP3 más noalúmina, y finalmente V5, el cual contenía la proporción de1,5 y 1%,~03yBp3,respectivamente (AlP/BP3=0,66).

K. Noris Suare: y col. / Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales. 85

Los vidrios bioactivos, deben su propiedad de formaruna capa de hidroxiapatita (HAP) debido a un procesodescrito por Ogino y col. [18], el cual consiste en elintercambio de iones alcalinos del vidrio (en este caso Na+2)con H+ de la solución fisiológica. En esta etapa inicial deintercambio, el resto de los componentes del vidrio no seven afectados y es una fase que ocurre con cierta facilidad,ya que los iones Na+no forman parte de la estructura vítreadel material. Luego se da una segunda fase de disolucióninterfacial de la red vítrea, la cual provoca la ruptura de losenlaces Si-O-Si, con la creación posterior de enlaces silanol(Si-OH) en la superficie del material que se encuentra encontacto la solución fisiológica (el FSP o el medio de cultivocelular, según el caso). Esto induce un proceso decondensación y repolimerización del silicio, con formaciónde una capa rica en sílice, la cual favorece entonces lamigración de iones Ca+2 y PO 4-2 a través de la misma. Lamigración de estos iones, promueve el depósito sobre lasuperficie de una capa de fosfato de calcio, que crece debidoa la incorporación de más iones a partir de la solución [18].

En este trabajo, se evaluó además de la bioactividad delos vidrios en FSP, la biocompatibilidad de los materiales,empleando cultivos con células osteoblásticas obtenidas decalvaria.

Las células osteoblásticas obtenidas de la terceraextracción, fueron subcultivadas a razón de lx104 cél.zcnr',en presencia de los diferentes vidrios (VI a V5) en placas de12 pozos (especiales para cultivo celular). Como controlesse sembraron las mismas células sobre cubreobjetoscorrientes.

Con la finalidad de caracterizar las células extraídas, seles determinó la actividad fosfatasa alcalina (FA) empleandoel método de Lowry [19]. Se obtuvo actividad FA positivapara las células ensayadas, exhibiendo valores inclusivesuperiores al control positivo empleado en el ensayo (líneacelular tipo osteoblastos -MG63) (datos no mostrados). Seseleccionó una relación célula/superficie de lx104 cél.rcm- afin de obtener, al inicio, un cultivo subconfluente. Esteprocedimiento permite evaluar tanto la viabilidad de lascélulas en contacto o adyacentes al material así como lacapacidad proliferativa de las células en estudio, de maneracualitativa [20].

La figura 1muestra las imágenes obtenidas por MEB dela sección transversal de los 5 vidrios, sometidos a unasoluciónFSP (Fig 1, a-e). Para VI, V2, V3 y V4 (Fig. 1, a-d)resulta evidente la formación de una capa de HAP sobre lasuperficie del vidrio cuando este se encuentra en contactocon el FSP. Aunque es importante destacar que la capa deHAP para V 1 se aprecia como una muy delgada capa blancaen contraste con el fondo negro que brinda la resina,empleada en esta técnica de análisis, esto podría deberse alcontenido de alúmina de esta composición a diferencia deV2, V3 y V4 que sólo contienen BP3' En la muestra

correspondiente a V5 (Fig. l-e), sólo se observó la formaciónde una capa rica en Si, lo cual podría estar indicando quesólo en los vidrios V2, V3 YV4 podría ocurrir la proliferacióny mineralización de las celulas, ya que aun cuando en VIhubo desarrollo de CaP no es muy significativa.

Para el caso de la evaluación en los medios de cultivocelular, el pH fue evaluado a los 6 y a los 14 días de cultivo(Tabla 2). Se aprecia una elevación del pH del medio de cultivoen presencia de los vidrios, para todas las composicionesestudiadas. Obteniéndose, para el día 6 de cultivo, un aumentodel pH en un rango entre 0,2 y 0,5 unidades en comparacióncon el pH de los controles. Este efecto se explica, por elintercambio de iones sodio por parte del vidrio y protonesdel medio, que se produce cuando el material entra en contactocon la solución fisiológica [2, 18], tal como fue señaladoanteriormente. Otros autores señalan, que la exposición delos vidrios bioactivos liberan silicio soluble al ambiente enforma de ácido silícico (debido a un intercambio con H+ yH30+) causando un incremento moderado del pH de lasolución [21].

Tabla 2. pH del medio de cultivo de células osteobásticas enpresencia de biovidrios del sistemaSi02·Na20.CaO.K20.MgO.PzOs.

Vidrio pH 6 días pH 14días

1 8,30 8,05

2 8,27 7,97

3 8,24 7,95

4 8,07 8,04

5 8,21 8,13

Control (X DS) 7,79 0,06 7,78 0,02n=4

Este efecto es una característica común que presentanlos materiales clasificados como biovidrios [4,21,22]. En esteestudio se evidencia, además, que a medida que aumenta eltiempo de contacto del vidrio con la solución (medio decultivo), en la mayoría de los casos se observa una tendenciadel pH del medio a disminuir, aproximándose al pH de loscontroles (Tabla 2, 14 días de cultivo). Lit observación de loscultivos, empleando un microscopio invertido, permitióevaluar la adhesión celular sobre los vidrios, así como laformación de una monocapa confluente de células paraalgunos de los vidrios estudiados, indicativo de proliferacióncelular. La respuesta de las células óseas frente a la presenciadel material en los cultivos al evaluar viabilidad, adhesión yproliferación varió de forma importante dependiendo del tipode vidrio presente.

86

En VI, la alúmina se incluyó en una cantidad inferior al3%, tal como es recomendada para la elaboración de vidriobioactivos [12] a fin de que no causar inestabilidad para launión del vidrio con el tejido óseo, sin embargo, en estacomposición no se incluyó el B203, compuesto que estabilizala alúmina [2]. Siendo así, es probable que cantidadesimportantes de alúmina, hayan impedido las reacciones parael intercambio iónico necesarios para la bioactividad.

V2 y V3, mostraron un incremento del pH a los 6 días, elcual a los 14 días de cultivo disminuyó, alcanzando valoresligeramente superiores a los controles (Tabla 2). Para estascomposiciones se observó que si bien las células no semantuvieron adheridas a la superficie de los vidrios, crecieronhasta formar una monocapa confluente en toda la superficiedel pozo incluyendo el área adyacente a los vidrios (Fig. 2-b.se muestra imagen sólo para el vidrio V2).

Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales, Vol.23 N°].

Fig. 1. Imágenes MEB (lOOOX)de la sección transversal de los vidrios de diferente composición, sumergidos por 4 semanas en FSP (a-e).El sustrato de vidrio está identificado como V,la capa rica en calcio y fósforo indicada por flecha blanca (CaP) y la zona más oscura

corresponde a la resina (R). Los vidrios corresponden a: VI, (a); V2 (b); V3 (c); V4 (d) y V5 (e).

Para VI (fig. 2), se observó adhesión a las 24 horas desembradas las células, sin embargo, a las 48 horas, las célulasoriginalmente adheridas, se desprendieron en su totalidad yse adhirieron en la superficie del pozo de cultivo, adyacenteal vidrio. Para esta misma composición se observó que alfinal del periodo de estudio había muy pocas células vivasen el cultivo. En la figura 2 (2-a) se observa al final del periodoexperimental que en las adyacencias del borde del vidrio(resaltado con flechas negras en la figura) no fue posibleidentificar células vivas en el cultivo. VI fue el biovidrio quepresentó el valor de pH más alcalino de todas lascomposiciones ensayadas (Tabla 2).

Cambios en la concentración de [H+] pueden influirprofundamente el metabolismo celular y su función,incluyendo la viabilidad celular [21, 23]. Por otra parte, no sepuede descartar que este efecto citotóxico observado paraeste material, sea inducido por la alúmina.

K. Noris Suare: y col. / Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales. 87

\

Figura 2. Fotomicrografías de los cultivos de células osteoblásticas en presencia de vidrios bioactivos. Aumento 200X. a) Interface bordevidrio VI; b) Células formando una monocapa confluente adyacente a V2; e) Material precipitado observado en cultivo con V4, d) Célulasadheridas a la superficie del vidrio V4 (señaladas con flechas negras); e) Células formando monocapa confluente adyacente al vidrio V5; f)

Células adheridas a la superficie del vidrio V5 (señaladas con flechas negras).

Cuando las células se cultivaron con el vidrio V4, seobservó la presencia de precipitado alrededor del vidrio alfinal de periodo de estudio (Fig. 2-c). Este material precipitado,probablemente derivado de la degradación del vidrio, parecióno ejercer efectos negativos sobre las células óseas, puestoque se observó que las células se mantuvieron vivas yproliferaron hasta el final del experimento, alrededor de dichomaterial (datos no mostrados). Adicionalmente, fue posibleidentificar algunas células con aspecto alargado, firmementeadheridas (Fig. 2-d), a pesar de no observarse un númeroimportante de células sobre la superficie, el hecho de que se

encuentren adheridas y viables es indicativo de que el mate-rial además de ser bioactivo, resulta biocompatible.

Los resultados más favorables desde el punto de vistabiológico, fueron los obtenidos al evaluar in vitro al vidrioV5. En la figura 2 se observa la presencia de una monocapaconfluente alrededor del vidrio V5 (Fig 2-e), así como lapresencia de un número importante de células adheridas a lasuperficie (Fig 2-f) las cuales exhiben apariencia de osteocitos(células óseas completamente diferenciadas).

El pH del medio de cultivo en presencia de V5 se mantuvoconstante, exhibiendo 0,2 unidades de pH por encima de losvalores reportados para los controles.

88

Referencias.

Revista Latinoamericana de Metalurgia y Materiales, Vol.23 N°1.

Estos resultados en conjunto señalan a la composiciónV5, como la más favorable y compatible con las células óseas.V5 es el único biovidrio de los estudiados, que contienealúmina y BP3' manteniendo una relación AIP/BP3 = 0,66.

Barrios de Arenas y col [2] reportaron bioactividad cuandola relación AIP/BP3 se mantenía en un rango de 0,50-0,55,sin embargo, a pesar de que la relación empleada en esteestudio, es mayor a ese rango y en presencia de FSP no seaprecia bioactividad, al encontrarse en el material con célulasóseas, resulta en la deposición de Ca sobre el material,posiblemente favorecido por la actividad de estas últimas.

Todas las composiciones estudiadas presentan un RN>5.Esta relación permite suponer al vidrio como bioactivo ycapaz de promover una unión fuerte con el tejido óseo (deacuerdo a la formula descrita por Cable y Parker [12]). Ennuestro estudio, se demostró que la variedad de lasrespuestas encontradas para cada vidrio permiten afirmarque pequeñas variaciones en la composición, como las aquíensayadas, inducen respuestas muy diversas por parte delas células óseas.

4. Conclusiones.

Los resultados del presente estudio muestran que el vidriodel sistema Si02.Na20.CaO.K20.MgO,P205 conteniendotanto Al203 como BP3 en su composición, resultó ser el másfavorable para la actividad de las células osteoblásticas, tantoen su capacidad de proliferar en presencia del material, asícomo en la factibilidad de adherirse a la superficie del mismo;cualidades importantes para los materiales diseñados comopotenciales sustitutos óseos de pequeñas dimensiones opara el recubrimiento de implantes rígidos (prótesisortopédicas o dentales)

Ulteriores estudios deberán ser conducidos con el fin deevaluar estos materiales y el comportamiento de las célulasóseas en contacto con ellos, estudiando característicasfuncionales de las células, como son, la capacidad dediferenciarse y biomineralizar.

La presente investigación fue financiada parcialmentepor fondos otorgados por el Decanato de Investigación yDesarrollo, Universidad Simón Bolívar, Proyecto DI-CB-S199146-PN Y por el Proyecto FONACIT G-2001000900.

1. v.A. Dubok.Powder Metallurgy and Metal Ceramics, 7-8 (2000)69-87

2. I de Arenas, C. Schattner,M. Vasquez.Rev. LatinAm. Met. Mat.21[2] (2001) 90-95.

3. L.L Hench., RJ Splinter., W.C Allen., T.K Greenlee. Part 1. JBiomed Mater. Res Symposium, 2 (1971) 117-141.

4. LL Hench, J.K. West Life Chem. Rep., 13 (1996) 187-2415. T Kokubo, SIto, T Huang, T Huyashi, S Sakka, T Kitsugi,

YamamuroJ Biomed Mater. Res, 24 (1990) 331-343.6. T Kitsugi,T Nakamura, T Yamamura,T Kokubo, T Shibuya, T.

Takagi.J. Biomed. Mater. Res. 21 (1987) 1255-1271.7. G Ito, T Matsuda, N Inoue, T Kamegai J Biomed Mater. Res, 21

(1987) 485-497.8. H Oonishi, S Kutshitani, E Yasukawa, H Iwaki, L Hench, J

Wilson,ETsuji,T SugiharaClin Orthoped Rel Res, 334 (1997)316-325.

9. WCAVrouwenvelder, CG Groot, K Groot J. Biomed. Mater.Res., 27 (1993): 465-475.

10. WCA Vrouwenvelder, CG Groot, K Groot J. Biomaterials,15 (1994). 97-106.

11. LL Hench, R.J. Splinter, w.c. Allen, T.K. Greenlee Jr. J.Biomed Mater Res. 2[1] (1972) 117-141.

12. M. Cable, J.M. Paker.High performance glasses Blackie andSon Lirnited. Glasgow.Reino Unido (1992) pp 155-156.

13. L.L. Hench. J Am. Ceram. Soco 74[7] (1991) 1487-1510.14. U. Gross, V. Strunz. J Biomed Mater. Res. 19 (1985) 251.15. O.H. Andersson, K.H. Karlsson, K. Kagasnierni, Yli-Urpo.

Glasstech. Ber., 61 (1988) 300-305.16. R. Bizios. Biotechn Bioingen. 43 (1994) 582-585.17. T.Kokubo,H.Kushitani,S., S.Sakka,T.Kitsugi,T.Yamamuro.

J. Biomed. Mater. Res. 24 (1990) 721-734.18. M. Ogino, F. Ohuchi., L.L. Hench. J. Biomed. Mater.Res. 1

(1980) 55-64.19. O.H. Lowry. Methods Enzymol. 4 (1955) 371-372.20. H. Hagiwara, M. Naruse, C Adachi., A Inoue, Y. Hiruma, E.

Otsuka, K Naruse, H Demura, s. Hirose. J Biochem. 126(1999) 168-173.

21. LA. Silver, J. Deas, M Erecinska. Biomaterials 22 (2001)175-185.

22. P.Ducheyne. M.R.S. Bull., 23 (1998) 43-4923. W.B.Busa, R. Nuccitelli. Am J Physiol. 284 (1984) R409-

438.