CIENCIAS BIBLIOTECA DE

UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

E.A.P DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

Susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus proveniente de chorizo

elaborado artesanalmente.

Autor: Br. Marietta Victoria Layli Orbegoso Noriega

Asesor: Dr. Luis Alberto Llenque Díaz

TESIS PARA OBTENER EL TÍTULO PROFESIONAL DE

BIÓLOGO - MICROBIÓLOGO

Trujillo – Perú

2016

Biblioteca Digital - Direccion de Sistemas de Informática y Comunicación - Universidad Nacional de Trujillo

Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia 2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.

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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

Dr. Orlando Gonzáles Nieves

RECTOR

Dr. Rubén Vera Véliz

VICE-RECTOR ACADÉMICO

Dr. Steban Alejandro Ilich Zerpa

SECRETARIO GENERAL

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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

Dr. Marco Leoncio Salazar Castillo

DECANO

Dr. Enrique Padilla Sagástegui Castillo

SECRETARIO

Dra. Eva Elizabeth Villanueva Tarazona

DIRECTORA DE LA ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE MICROBIOLOGÍA

Y PARASITOLOGÍA.

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PRESENTACIÓN

Señores Miembros del Jurado:

En cumplimiento con las disposiciones establecidas en el Reglamento de Grados y Títulos

de la Escuela Académico Profesional de Microbiología y Parasitología de la Facultad de

Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, pongo a vuestra consideración y

criterio el presente trabajo de tesis titulado:

“Susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus proveniente de chorizo

elaborado artesanalmente” Con el cual pretendo obtener el Título Profesional de Biólogo

Microbiólogo.

Trujillo, Julio del 2016

Br. Marietta Victoria Layli Orbegoso Noriega

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MIEMBROS DEL JURADO

Los suscritos, miembros del jurado, declaran que la presente tesis ha sido ejecutada en

concordancia con lo establecido con las normas de la Escuela Académico Profesional de

Microbiología y Parasitología de la Universidad Nacional de Trujillo.

PRESIDENTE

Ms.C. Eduardo José Muñoz Ganoza

SECRETARIO

Ms.C. Nelly María Vásquez Valles

VOCAL

Dr. Luis Alberto Llenque Díaz

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APROBACIÓN

Los profesores que suscriben, miembros del Jurado Examinador, declaran que el presente

Informe de Tesis titulado: “Susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus

proveniente de chorizo elaborado artesanalmente”, ha cumplido con los requisitos

formales y fundamentales, siendo APROBADO por UNANIMIDAD.

PRESIDENTE

Ms.C. Eduardo José Muñoz Ganoza

SECRETARIO

Ms.C. Nelly María Vásquez Valles

VOCAL


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CERTIFICACIÓN DEL ASESOR

El que suscribe, profesor asesor de la tesis titulada:

“Susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus proveniente de chorizo

elaborado artesanalmente”

Certifica que ha sido desarrollada, de acuerdo al reglamento establecido por la Facultad de

Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, estando en conformidad con su

correspondiente proyecto, y que el informe ha sido redactado acogiendo las observaciones y

sugerencias alcanzadas.

Por lo tanto, autorizo a Br. Marietta Victoria Layli Orbegoso Noriega continuar con el trámite

del reglamento correspondiente.

Trujillo, Julio del 2016


ASESOR

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DEDICATORIA

A Dios por permitirme tener y disfrutar a mi familia.

A la memoria de mi mami laya, mi amada y nunca olvidada abuela que cuidó de mi desde

pequeña; que desde donde está, me brinda las fuerzas para cumplir todas mis metas y me

ayuda a seguir adelante a pesar de las adversidades. Te amo mami.

A mis padres que han sabido formarme con buenos sentimientos, hábitos y valores, lo cual

me ha ayudado a salir adelante en los momentos más difíciles y porque con sus aportes, amor,

inmensa bondad, apoyo incondicional lo complicado de lograr esta meta se ha notado menos;

por haberme brindado siempre los recursos necesarios para la culminación de esta etapa en

mi vida profesional. Todos los días le pido a Dios para que duren muchos años más a nuestro

lado. Los amo.

A mi hermana por siempre estar junto a mí y darme todo su apoyo.

A mi familia en general, por el apoyo y por estar conmigo en los buenos y malos momentos.

A mis maestros por su gran apoyo y motivación para la culminación de mis estudios

profesionales.

A mis amigos que sin esperar nada a cambio compartieron sus conocimientos, alegrías y

tristezas durante estos cinco años en los que convivimos y ganamos experiencias

inolvidables.

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AGRADECIMIENTO

A mi asesor, Dr. Luis Alberto Llenque Díaz, por brindarme su tiempo, apoyo y dedicación,

así como las sugerencias constructivas durante el desarrollo de la presente investigación,

además por brindarme su amistad y conocimientos académicos durante mi formación

profesional.

A los señores de Departamento Técnico de la escuela de Microbiología y Parasitología de la

facultad de Ciencias Biológicas por la ayuda brindada durante la ejecución de la

investigación.

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ÍNDICE

AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO………………...ii

AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS………………….iii

PRESENTACIÓN…………………………………………………….…………………….iv

MIEMBROS DEL JURADO………………………………………………………………..v

APROBACIÓN…………………………………………………………………………......vi

CERTIFICACIÓN DEL ASESOR………………………………………………………...vii

DEDICATORIA…………………………………………………………………………..viii

AGRADECIMIENTO……………………………………………………………………...ix

ÍNDICE……..……………………………………………………………………………….x

RESUMEN…………………………………...…………………………………………....xiv

ABSTRACT………………………………………………………………………………..xv

INTRODUCCIÓN…………………………………………………………………………..1

MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………………………………..10

1. Material Biológico…………………………………………………………...............10

2. Método……………………………………………………………………………….10

A) Reactivación de los cultivos y pruebas bioquímicas…………………………….10

B) Preparación de los inóculos bacterianos………………………………………....10

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C) Determinación del grado de susceptibilidad antimicrobiana de los cultivos

de S. aureus mediante el método de kirby Bauer……………………..……...….11

D) Determinación de la frecuencia del grado de susceptibilidad de los cultivos

de Staphylococcus aureus………………………………………………………..12

E) Análisis estadístico………………………………………………………………12

RESULTADOS…………………………………………………………………….............13

DISCUSIÓN……………………………………………………………………………….15

ENUNCIADO RESUMEN………………………………………………………………...22

RECOMENDACIONES……………………………………………………………….…..23

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS…………………………………………………......24

ANEXOS…………………………………………………………………………………...34

ANEXO 1: Observación microscópica del cultivo de Staphylococcus aureus a 100X,

coloreado con la tinción Gram……………………………………………..35

ANEXO 2: Set de tubos conteniendo suspensión de S. aureus en SSFE comparados

con el tubo 0.5 del nefelómetro de Mc Farland……………………………36

ANEXO 3: Siembra por estría de la suspensión del inóculo de S. aureus en agar

Mueller Hinton……………………………………………………………..37

ANEXO 4: Colocación de los discos de antibióticos utilizando una pinza estéril en

medio Mueller Hinton………………………………………………...........38

ANEXO 5: Discos de antibióticos marca DISCOSEN ……………………..………….39

ANEXO 6: Discos de antibióticos marca DISCOSEN y EMV………………………...40

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ANEXO 7: Halos de inhibición del crecimiento de Staphylococcus aureus frente a los

antibióticos vancomicina, rifampicina, ciprofloxacino, doxiciclina, ampicilina,

clindamicina, eritromicina y gentamicina……………………………………...41

ANEXO 8: Diámetro (mm) de los halos de inhibición del crecimiento de S. aureus

frente a cada antibiótico evaluado en la primera repetición………………42


frente a cada antibiótico evaluado en la segunda repetición……………….43


frente a cada antibiótico evaluado en la tercera repetición………………..44

ANEXO 11: Diámetro promedio ± desviación estándar (mm) de los halos de inhibición

del crecimiento de S. aureus frente a cada antibiótico evaluado en las tres

repeticiones…..............................................................................................45

ANEXO 12: Diámetros críticos, en mm, para la determinación del grado de

susceptibilidad (Resistente, Intermedio y Sensible) de S. aureus frente a

cada uno de los antimicrobianos evaluados…………….………………...46

ANEXO 13: Calificación del grado de susceptibilidad (Resistente, Intermedio y

Sensible) de los cultivos de S. aureus frente a cada antibiótico evaluado

en base a los promedios de los halos de inhibición....................................47

ANEXO 14: Frecuencia del grado de susceptibilidad de los cultivos de S. aureus

frente a cada antibiótico evaluado……………………………………..….48

ANEXO 15: Fórmula para determinar la desviación estándar, σ, (arriba) y ejemplo

de la desviación estándar del resultado de las repeticiones con

eritromicina frente a S. aureus (abajo)……………………………………49

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RESUMEN

Se evaluó la susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus proveniente de chorizo

elaborado artesanalmente, para lo cual se reactivaron los 20 cultivos y prepararon los

inóculos bacterianos a una turbidez equivalente al tubo 0.5 del nefelómetro de Mac Farland;

luego se sembró, por superficie, con hisopos estériles en agar Muller-Hinton, y se colocaron

los discos de antibióticos: vancomicina, rifampicina, ciprofloxacino, doxiciclina, ampicilina,

clindamicina, eritromicina y gentamicina en cada placa, se incubaron a 37° C por 18 horas;

posteriormente, se midieron los halos de inhibición del crecimiento, en mm y se determinó

el grado de susceptibilidad (Sensible, Resistente e Intermedia) teniendo como referencia la

tabla de calificación de las normas del NCCLS, 2000. Después de procesar los datos

obtenidos, se observó que el 100% de cultivos resultaron sensibles a vancomicina,

gentamicina, eritromicina, rifampicina, ciprofloxacino y doxiciclina. Mientras que, el 90%

de cultivos fueron sensibles a clindamicina, y el 45% tuvo susceptibilidad intermedia.

Palabras clave: susceptibilidad antimicrobiana, Staphylococcus aureus, chorizo.

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ABSTRACT

Antimicrobial susceptibility was evaluated of Staphylococcus aureus from sausage

hand-crafted, for which 20 crops were reactivated and prepared bacterial turbidity equivalent

to a 0.5 tube of inoculants nephelometer Mac Farland evaluated; then seeded by surface with

sterile swabs on Muller-Hinton agar and antibiotic discs were placed: vancomycin, rifampin,

ciprofloxacin, doxycycline, ampicillin, clindamycin, erythromycin and gentamicin in each

plate , incubated at 37 °C for 18 hours ; subsequently, the halos of growth inhibition were

measured in millimeters and the degree of susceptibility (sensitive, resistant and medium)

was determined with reference to the table qualification standards NCCLS, 2000. After

processing the data obtained, it was observed that 100% of cultures were susceptible to

vancomycin, gentamicin, erythromycin, rifampicin, ciprofloxacin and doxycycline. While

90% of cultures were sensitive to ampicillin, and 10% were resistant. Likewise, 55% of crops

were sensitive to clindamycin, and 45% had intermediate susceptibility.

Keywords: antimicrobial susceptibility, Staphylococcus aureus, sausage.

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I. INTRODUCCIÓN

El tema de la seguridad alimentaria es una preocupación mundial y una de las metas

prioritarias de organismos internacionales y nacionales, los que permanentemente impulsan

campañas destinadas a obtener un alimento sano y seguro. Pese a estos esfuerzos, las

enfermedades transmitidas por los alimentos (ETA) se encuentran entre los principales

problemas de salud pública mundial y es así que miles de millones de personas alrededor del

mundo sufren enfermedades por este motivo. El patógeno aislado con mayor frecuencia en

casos de intoxicaciones alimentarias es Staphylococcus aureus (Figueroa y cols, 2002).

El género Staphylococcus está compuesto por cocos Gram positivos de 0.5 a 1.5 µm de

diámetro, que se agrupan en parejas y en tétradas, y que en forma característica se dividen en

más de un plano para formar racimos irregulares. La pared celular contiene peptidoglucano

y ácido teicoico, es anaerobio facultativo y habitualmente catalasa y coagulasa positivos; no

esporulados, resistentes, ya que pueden sobrevivir a muchas condiciones ambientales

adversas; es productor de gran variedad de enzimas y toxinas, así como la fermentación del

manitol y la prueba positiva para la desoxirribonucleasa (Hurtado y Brito, 2002).

Los estafilococos habitan en el aire, polvo, agua, leche, superficies y utensilios de trabajo de

industrias alimentarias y cocinas, hombre y animales. Estos dos últimos son el reservorio

primario de estos microorganismos; así mismo, están presentes en las fosas nasales, garganta,

piel y pelo del 50% o más de los individuos sanos. Esta incidencia es aún mayor en aquellas

personas que están en contacto con individuos enfermos o con ambientes hospitalarios. La



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principal fuente de contaminación de los alimentos son los manipuladores aunque en algunos

casos también se produce contaminación a partir del equipo (Jo, 2005).

Al producirse la colonización inicial, S. aureus puede evadir la respuesta del sistema inmune

del hospedador y favorecer el avance de la infección (Foster y Bohach, 2000; Martínez,

2005). Su amplia gama de determinantes de virulencia, que abarca componentes de pared

celular y una gran variedad de exoproteínas que contribuyen en su habilidad para colonizar

y causar enfermedad en mamíferos. Casi todas las cepas producen un grupo de enzimas y

citotoxinas que incluyen 4 hemolisinas (alfa, beta, gamma y delta) nucleasas, proteasas,

lipasas, hialuronidasas y colagenasa. La principal función de estas proteínas sería convertir

tejidos del huésped en nutrientes requeridos para el desarrollo bacteriano (Camussone y

Calvinho, 2013).

Dentro de los alimentos que con mayor frecuencia producen brotes de intoxicación, están el

jamón, salchichas, productos de pastelería, alimentos cocinados a base de carne de pollo,

pavo y res, en los productos lácteos principalmente los quesos frescos, en el huevo y diversas

ensaladas (Fernández, 2008). Aun así no solo la carne de pollo es ideal para la proliferación

de S. aureus sino también el chorizo, ya que las materias primas con que se elabora, de las

que destacan la carne y la tripa, tienen excesiva manipulación por parte del productor

(Zendejas-Manzo y cols, 2014).

Los manipuladores de alimentos son la principal fuente de contaminación asociadas a

Intoxicación Alimentaria Estafilicocica (IAE) por cepas de S. aureus. Se aísla con frecuencia

de la piel y de mucosas de personas y animales; está presente en fosas nasales, garganta,

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cabello y/o piel del 30 al 50% de las personas saludables y es abundante en pústulas y

abscesos (Santamaría y col, 2011). Así, el porcentaje de personas portadoras de S. aureus

está entre 20 a 50% de la población en general, siendo las manos de los manipuladores las

principales vías de contaminación (Zendejas-Manzo y cols, 2014).

Siendo las prácticas inadecuadas de manipulación y preparación de alimentos las que hacen

que sean susceptibles a la contaminación cruzada por S. aureus enterotoxigénico y facilitan

su multiplicación y la producción de toxinas. Frecuentemente la preparación de alimentos se

realiza con anticipación, exponiéndolos a tiempos prolongados y a temperaturas que

favorecen el crecimiento del microorganismo (Santamaría y col, 2011). La multiplicación

de S. aureus en el alimento está favorecida por temperaturas de almacenamiento >10 °C,

actividad acuosa > 0,86 y pH > 5 (López et al, 2008).

De manera general, se tiene la creencia que los alimentos que son vendidos en la calle ofrecen

un mayor índice de enfermedades transmitidas por alimentos; pero se ha encontrado que, en

los establecimientos cerrados que distribuyen alimentos, también existe esta problemática,

dado que los estándares para cocinar y manejar los alimentos son prácticamente los mismos.

Sin embargo, la venta de alimentos en la calle y la imagen frecuente de malas condiciones

higiénicas en el procesamiento del alimento señalan la importancia de mantener el control

sanitario a dicha actividad (Zendejas-Manzo y cols, 2014).

Los signos y síntomas característicos de la IAE son náuseas, vómitos, espasmos abdominales,

diarrea ocasional, malestar general y dolor de cabeza, pero no fiebre. Estos pueden aparecer

entre una y ocho horas después de consumido el alimento; aunque el periodo de incubación

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generalmente es de dos a cuatro horas. Su grado de severidad depende de la cantidad de

enterotoxina ingerida, el estado inmunológico del individuo y su edad. Al ser una enfermedad

auto-limitante el paciente se recupera en un plazo de dos días (Santamaría y cols, 2011).

Se ha identificado la enterotoxina F de S. aureus como la toxina productora del síndrome

de shock tóxico (TSST-1) en mujeres y en ocasiones en hombres. Se trata de una enfermedad

multisistémica caracterizada por el comienzo súbito de fiebre, vómitos y diarreas,

hipotensión, enrojecimiento conjuntival, "lengua de fresa" y exantema (con posterior

descamación). Investigaciones actuales indican que la producción de TSST-1, elaboradas por

cepas de S. aureus, mantienen una relación directa con algunos serotipos toxigénicos que

provocan brotes de intoxicación alimentaria, en estudios que se han realizado en cepas

aisladas en humanos, alimentos y animales domésticos (Bécquer y cols, 1996).

Un principal problema es la aparición de resistencia de los microbios a los antibióticos de

uso común, por el abuso e inadecuada utilización, generando microorganismos

multirresistentes (Cervantes-García y cols, 2014). Siendo la resistencia a meticilina y otros

agentes antibacteriales lo que ha llevado a ser una preocupación mayor especialmente en el

ambiente hospitalario. Las opciones terapéuticas para pacientes con infecciones por

Staphylococcus aureus meticilino resistente (SAMR) son limitadas; la opción primaria es

terapia con vancomicina intravenosa, ya que otros antimicrobianos, incluyendo las

fluoroquinolonas y cefalosporinas de tercera generación, son inefectivos contra SAMR

(Mamani y cols, 2006).

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A su vez la resistencia intermedia a glicopéptidos y SAMR heterorresistente sugiere que la

resistencia completa a glicopéptidos puede desarrollarse rápidamente y limitar la utilidad de

vancomicina, lo cual subraya la necesidad de nuevos antibióticos (Mamani y cols, 2006;

Franchi y cols, 1999; French, 1998). En 1990, reportes de infecciones ocasionadas por SAMR

en personas sin contacto previo con algún establecimiento de salud, marcaron el surgimiento

de una nueva cepa de S. aureus, denominada Staphylococcus aureus meticilino-resistente

adquirido en comunidad (SAMR-AC) (Kluytmans-VandenBergh y Kluytmans, 2006;

Moellering R, 2008). En Perú, se han reportado los primeros casos de infecciones de S.

aureus resistente a meticilina de origen comunitario, por lo que estas cepas podrían estar

circulando en la comunidad a través de la colonización nasal (Carmona y cols, 2012).

Entre los mecanismos de resistencia de S. aureus se encuentra la hiperproducción de β-

lactamasa la cual fue escrita inicialmente por Mc Dougal, que se caracteriza por

una hiperproducción de penicilinasa estafilocóccica normal, medida por plásmidos, estas

cepas producen altas cantidades de enzima lo que hace que antibióticos

como oxacilina y metacilina que fueron desarrolladas para resistir la acción hidrolítica de

la penicilinasa sea lenta. Se cree que la acción de resistencia se debe no solo a

la hiperproducción sino también a una nueva β-lactamasa cuyo gen no se ha identificado (Gil,

2000).

La determinación de la susceptibilidad antimicrobiana en un aislamiento es importante, no

solo para el tratamiento de un paciente, sino también para monitorear la diseminación de

organismos multirresistentes o de genes de resistencia a través del hospital y la comunidad.

La extensiva aplicación de los antibióticos ha tenido como consecuencia la selección natural

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de cepas resistentes a las moléculas en uso (Fueyo, 2005). Para que la prueba de

susceptibilidad sea práctica y relevante, el número de agentes antimicrobianos debería ser

limitado, porque ciertas moléculas son representativas de un grupo de antibióticos (Grazioso,

2008). Los resultados (Sensible, Intermedia, Resistente) obtenidos con estas moléculas

pueden ser ampliados a los antibióticos del grupo, que en ese caso no es necesario ensayar

(Ejemplo: Equivalencia entre la cefalotina que se ensaya y las restantes cefalosporinas de

primera generación que no es necesario probar, ya que el resultado puede deducirse del

obtenido en la cefalotina) (Gibreel y Taylor, 2006).

Las penicilinas tienen un amplio espectro de acción que incluye Streptococcus, enterococos,

Listeria, meningococo, espiroquetas, entre otros; el segundo grupo se conoce como

penicilinas penicilinasa-resistente, o isoxazolilpenicilinas, e incluye a la meticilina,

oxacilina, cloxacilina, dicloxacilina y nafcilina; su espectro de acción es, principalmente en

cocos Gram (+) productores de β-lactamasas (Zuckerman, 2004); el tercer grupo son las

aminopenicilinas, las que incluyen a la ampicilina y la amoxicilina, tienen un espectro similar

a las penicilinas G y V, pero son inactivados por la β-lactamasa (Morejon y cols, 2003). La

amoxicilina se puede encontrar combinada con un inhibidor de β-lactamasa, ácido

clavulánico para ampliar su acción; al igual que la ampicilina se encuentra en combinación

con otro inhibidor de β-lactamasa (Rodríguez y cols, 2001).

Las tetraciclinas inhiben la síntesis de las proteínas de las bacterias al ligarse al ribosoma

bacteriano 30s e impedir la llegada del tRNA aminoacílico al sitio aceptor en el complejo

mRNA-ribosoma provocando el bloqueo de la iniciación de la cadena polipeptídica (Seaton

y Barr, 2013). Su espectro de acción sobresale en bacilos Gram (-), como Haemophilus

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influenzae, H. ducrey, Brucella, vibriones, y Pseudomonas pseudomallei, y patógenos no

bacterianos como clamidias, micoplasma y rickettsias (Rodríguez, 2005). Los ejemplos de

estas familias incluyen a la clortetraciclina y oxitetraclina (terramicina), doxiciclina,

minociclina y la tetraciclina propiamente dicha (Kotra y cols, 2000).

Las quinolonas inhiben la girasa del DNA y la topoisomerasa IV bacteriana, esencial para la

replicación del DNA (Vakulenko y Mobashery, 2003). La girasa del DNA introduce

superenrrollamientos negativos en el DNA, manteniendo el enrollamiento del mismo

(Fernández-Fuentes y cols, 2014). La topoisomerasa IV separa moléculas hijas de DNA

entrelazadas que son el producto de replicación del DNA, y así evita el enredo durante la

replicación (Oliphant y Green, 2002). Su espectro de acción incluye, principalmente bacterias

Gram (-), como H. influenzae, M. catarrhalis, N. gonorrhoeae, E. coli, Klebsiella

pneumoniae, Salmonella sp., Shigella sp., Serratia marcescens y Proteus sp., especialmente

aquellas que invaden vías urinarias y vías respiratorias (Morejon y Salup, 2003). Al igual que

las cefalosporinas, las quinolonas también se dividen en generaciones. En la primera

generación, se destaca el ácido nalidíxico y la cinoxacina (Combs, 1997). La segunda

generación incluye medicamentos como ciprofloxacina, pefloxacina, ofloxacina, fleroxacina,

norfloxacina y enoxacina. La tercera generación incluye la levofloxacina y esparfloxacina.

De la cuarta generación, se encuentran la gatifloxacina, la moxifloxacina y la trovafloxacina

(Gonzales y cols, 2008).

La vancomicina es un glucopéptido con espectro de acción contra bacterias Gram (+)

aerobias, como S. aureus, S. epidermidis, enterococos y anaerobias, como Clostridium,

Corynebacterium y Flavobacterium meningosepticum (Cirz y cols, 2005). A pesar de esto,

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su uso principal es en SAMR (Mercadal, 2008). Su mecanismo de acción consiste en la

inhibición de la síntesis de la pared celular en bacterias sensibles al unirse con las

terminaciones D-alanil-D- alanina, una precursora de la pared celular (Gérvas, 2000).

Actualmente, se encuentran en investigación nuevos medicamentos de esta familia, como

son, la dalbavancina, oritavancina y telavancina (Faria y cols, 2001).

La prevención de infecciones estafilocócicas es una problemática dado que muchos

individuos son portadores sanos y otros trabajan como manipuladores de alimentos, así

también al cuidado de niños en guarderías y cuidado de ancianos. Estos deben ser excluidos

o tratados con antimicrobianos para eliminar su estado de portador (Fueyo, 2005). Por lo cual

el proceso de elaboración de los alimentos preparados no industriales, la implementación

adecuada de programas de limpieza, desinfección y capacitación de los manipuladores, cobra

especial importancia como estrategia para prevenir la contaminación, contaminación cruzada

y recontaminación (Santamaría y cols, 2011).

Los cultivos de S. aureus aislados de alimentos de consumo humano directo provienen de

personas que en la manipulación no tienen en cuenta las buenas prácticas de manufactura

durante su preparación artesanal. Por otro lado, S. aureus presenta cada vez mayor resistencia

a los antibióticos que se utilizan en los esquemas de tratamiento de enfermedades

toxoinfecciosas. En este sentido, es importante investigar el comportamiento que tienen los

diferentes agentes antibacterianos elegidos frente al crecimiento de S. aureus para orientar

adecuadamente el tratamiento médico y como parte del conocimiento básico para

implementar prácticas a nivel de laboratorio de los estudiantes de Ciencias en general. Por lo

cual, se planteó como objetivo determinar la frecuencia de susceptibilidad antimicrobiana de

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S. aureus proveniente de chorizo elaborado artesanalmente frente a los antibióticos

vancomicina, rifampicina, ciprofloxacino, doxiciclina, ampicilina, clindamicina,

eritromicina y gentamicina.

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II. MATERIAL Y MÉTODOS

1. MATERIAL

Material biológico

20 cultivos puros de Staphylococcus aureus coagulasa positivos aislados de chorizo

elaborado artesanalmente (Valdez, 2015) y proporcionados por el Laboratorio de

Fisiología Microbiana de la Universidad Nacional de Trujillo.

2. MÉTODO

A. Reactivación de los cultivos y pruebas bioquímicas

Los cultivos de S. aureus fueron reactivados en Agar Nutritivo e incubados

a 37 ºC por 18 horas.

Luego se verificó la pureza del cultivo mediante coloración Gram (Anexo

1) y la identificación del cultivo por medio de la prueba de la coagulasa

(Valdez, 2015).

B. Preparación de los inóculos bacterianos

Con el cultivo de 18 h se realizó una suspensión en Solución Salina

Fisiológica Estéril (SSFE), a una turbidez equivalente al tubo 0.5 de la

escala de Mc Farland (Anexo 2).

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C. Determinación del grado de susceptibilidad antimicrobiana de los cultivos

de S. aureus mediante el método de Kirby Bauer (Bernal y Guzmán, 1984).

C.1. Inoculación de las placas

Antes de que transcurran 15 minutos de haber ajustado el inóculo, se

colocó un hisopo estéril dentro de la suspensión, se levantó y se hizo

rotar varias veces contra la pared del tubo por encima del nivel del

líquido hasta eliminar el exceso de inóculo. Luego se sembró en Agar

Mueller-Hinton, sin dejar ninguna zona libre; deslizando el hisopo por

la superficie del agar y rotando la placa unos 60º cada vez, y finalmente

por la periferia (Anexo 3). Luego se dejó secar de 3 a 5 minutos en estufa

a 37ºC.

C.2. Dispensación de los discos e incubación.

Se colocaron ocho discos antimicrobianos por placa, con la ayuda de

una pinza estéril y se presionó ligeramente sobre la superficie del agar

(Anexo 4); incubándose a 37 °C por 18 horas.

Los discos de antibacterianos (DISCOSEN y EMV, Anexos 5 y 6) que

se utilizaron fueron los siguientes: ampicilina 10 µg (betalactámicos),

doxiciclina 30 µg (tetraciclinas), vancomicina 30 µg (glicopéptidos),

gentamicina 10 µg (aminoglucósidos), eritromicina 15 µg (macrólidos),

ciprofloxacino 5 µg (quinolonas), rifampicina 5 µg (rifamicinas),

clindamicina 2 µg (azucares complejos).

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C.3. Lectura.

Después de las 18 horas de incubación, se midieron los diámetros, en

mm, de los halos de completa inhibición con una regla milimetrada

(Anexo 7), que se observaron sobre el reverso de la placa.

Todo este procedimiento se realizó para cada cultivo bacteriano por

triplicado.

La determinación del grado de susceptibilidad (Sensible, Resistente e

Intermedia) se realizó comparando el diámetro de los halos promedio

con las normas del NCCLS, 2000.

D. Determinación de la frecuencia del grado de susceptibilidad de los cultivos

de Staphylococcus aureus:

a) Frecuencia de grado sensible:

% Sensibilidad =N° cultivos sensibles

Total de cultivos evaluados × 100

b) Frecuencia de grado intermedio:

% Intermedio = N° cultivos intermedio


c) Frecuencia de grado resistente:

% Resistencia = N° cultivos resistentes


E. Análisis estadístico

Se calculó la media aritmética (promedio) y desviación estándar (Anexo 11 y 15)

de los halos de completa inhibición obtenidos en las tres repeticiones. (Navarro,

2013).

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III. RESULTADOS

La frecuencia de susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus frente a los

diferentes antibióticos evaluados, determinó que el 100% de cultivos resultaron sensibles a

vancomicina, gentamicina, eritromicina, rifampicina, ciprofloxacino y doxiciclina. Mientras

que, el 90% de cultivos resultaron sensibles a ampicilina, y el 10% resultó resistente. Así

mismo, el 55% de cultivos fueron sensibles a clindamicina, y el 45% tuvo susceptibilidad

intermedia (Fig. 1).

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Fig. 1. Frecuencia de susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus frente a ampicilina (A), vancomicina (Va), gentamicicna

(Ge), eritromicina (E), rifampicina (R), ciprofloxacino (Cip), clindamicina (Cc) y doxiciclina (Dxs).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

A Va Ge E R Cip Cc Dxs

FR

EC

UE

NC

IA

ANTIBIÓTICOS

SENSIBLE

INTERMEDIO

RESISTENTE

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IV. DISCUSIÓN

El estudio de la susceptibilidad antimicrobiana de Staphylococcus aureus aislados de

alimentos así como del hombre ha sido objeto de estudio a raíz de la facilidad que presenta

para desarrollar resistencia hacia los antibióticos comúnmente usados, lo cual deja pocas

opciones de tratamiento para personas infectadas con alguna cepa resistente, esto se debe al

uso indiscriminado de los antibióticos, las modificaciones genéticas de la bacteria producto

de los mecanismos de acción como vía de evasión. La resistencia bacteriana sin embargo, es

un proceso continuo, que inició con la resistencia a penicilina por S. aureus y que en los

últimos años se ha observado un considerable aumento de la resistencia a múltiples

antibióticos, siendo el S. aureus resistente a la meticilina favorecido principalmente por el

uso indiscriminado de antibióticos (Cervantes-García y col, 2014).

La ampicilina es un antibiótico del grupo de los betalactámicos, puede tener origen natural o

semisintético, se caracterizan por poseer en su estructura un anillo betalactámico (Seija y

Vignoli, 2008). En el estudio de susceptibilidad antimicrobiana, se obtuvo como resultado

que de las 20 cepas de S. aureus evaluadas frente a la ampicilina, el 90% (18) son sensibles

debido a su acción bactericida; mientras que el 10% (2) son resistentes (Fig. 1). En contraste

con la investigación de Figueroa (2002), donde se obtuvo que frente a la penicilina el 100%

de cepas de S. aureus resultaron resistentes. Esta resistencia a la penicilina y a la ampicilina

(como derivado) es debido a la producción de β-lactamasas que son enzimas bacterianas que

hidrolizan el enlace amida del anillo β-lactámico, dejándolo inactivo antes de su unión con

su sitio blanco (PBPs) siendo incapaz de inhibir la síntesis de la pared celular (Valero-Leal y

col, 2010).

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El mecanismo de acción de la ampicilina consiste en inhibir en organismos sensibles la última

etapa de la síntesis del peptidoglucano, componente principal en la pared celular de bacterias

Gram positivas; al inhibir la transpeptidación; de este modo debilita la pared celular y puede

lisarla por la presión osmótica intracelular. Para que la acción de la ampicilina sea eficaz la

bacteria debe encontrarse en fase de multiplicación, es decir, sintetizando la pared bacteriana.

A nivel del espacio periplasmático se encuentran las PBP (Penicillin Binding Protein), que

en realidad son transpeptidasas y carboxipeptidasas encargadas de las últimas reacciones de

la formación del peptidoglucano. Son estas proteínas las dianas de la ampicilina. (Marin y

Gudiol, 2003; Sierra y Vila, 2005).

La doxiciclina es un antibiótico del grupo de las tetraciclinas, es dos veces más potente que

otras tetraciclinas contra las bacterias Gram positivas en general como S. aureus (Zhang y

col, 2014), lo cual se evidencia en el estudio de susceptibilidad antimicrobiana donde se

obtuvo que las 20 cepas de cultivos de S. aureus evaluadas frente a doxiciclina, resultaron

100% sensibles (Fig. 1). Sin embargo, Rivera-Salazar en su investigación obtiene frente a la

tetraciclina, una resistencia del 12% y una susceptibilidad intermedia del 8% (Rivera-Salazar

y col, 2011). Mientras, valores obtenidos por Valero-Leal proporcionan mediante su

investigación frente a la tetraciclina, una resistencia de 1,2% (1/81) y una sensibilidad de

98,8% (80/81) (Valero-Leal y col, 2010).

El mecanismo de acción de la doxiciclina consiste en inhibir la síntesis proteica de los

organismos sensibles uniéndose a la subunidad 30S del ribosoma para ejercer su función de

debilitar la unión del ARNt al ribosoma (Schnappinger y Hillen, 1996), dándole la

característica de bacteriostático. Además, la posición de la proteína S7 en la subunidad 30S

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parece superponerse al sitio de unión del aminoacil-ARNt, lo que bloquea la entrada de éste

al sitio A del ribosoma impidiendo la elongación de la cadena peptídica (Zhanel y col, 2004).

Los organismos sensibles a la doxiciclina permiten que está se concentre dentro de las células

mediante un proceso dependiente de energía mediado por un gradiente de protones (Roberts,

2003).

La vancomicina es un antibiótico del grupo de los glicopeptidos, que en organismos sensibles

ejerce un efecto bactericida pero presenta un espectro reducido (solo actúa sobre bacterias

grampositivas) (Seija y Vignoli, 2008). Como se comprobó en el estudio de susceptibilidad

antimicrobiana donde las 20 cepas de cultivos de S. aureus evaluadas frente a vancomicina,

resultaron 100% sensibles (Fig. 1). Así mismo, en el estudio realizado por Rivera-Salazar de

susceptibilidad en quesos obtiene una sensibilidad del 90% frente a dicho antibiótico (Rivera-

Salazar y col, 2011). A su vez, el estudio de susceptibilidad en leche de bovinos por S. aureus

afectuado por Valero-Leal resultó 100% (81/81) sensibles para dicho antibiótico (Valero-

Leal y col, 2010).

El mecanismo de acción de la vancomicina consiste en la inhibición extracelular de la síntesis

de peptidoglicano, específicamente los peptidoglicanos interactúan con los residuos D-

alanina-D-alanina del extremo carboxi-terminal del pentapéptido precursor del

peptidoglicano, evitando también la unión cruzada entre diferentes cadenas (Walsh y Home,

2002). Por su acción bactericida, en la cual se une rápida y firmemente a las bacterias daña

los protoplastos alterando la permeabilidad de la membrana citoplasmática y altera la síntesis

de ARN pero solo sobre microorganismos en multiplicación activa (Seija y Vignoli, 2008).

Sus múltiples mecanismos de acción contribuyen a la baja frecuencia de resistencia.

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La gentamicina es un antibiótico del grupo de los aminoglucosidos, presentan efecto

bactericida. En el estudio de susceptibilidad antimicrobiana la evaluación frente a la

gentamicina en las 20 cepas de cultivos de S. aureus resulto 100% sensible (Fig. 1). Así

mismo, Rivera-Salazar confirma mediante su investigación que el 100% (25) de las cepas de

S. aureus aislados provenientes de muestras de queso resultaron sensibles a dicho antibiótico

(Rivera-Salazar y col, 2011). Así mismo, Valero-Leal reafirma que la susceptibilidad en

leche de bovinos por S. aureus resultó 100% (81/81) sensibles para gentamicina. No obstante,

la resistencia a la gentamicina por parte de S. aureus estaría dada en la modificación

estructural del antibiótico por enzimas modificadoras específicas, lo cual compromete la

unión del antibiótico con su sitio de acción; estas enzimas están localizadas a nivel de

plásmidos y transposones en Gram positivos (Valero-Leal y col, 2010).

El mecanismo de acción de la gentamicina se basa en la unión irreversible a la subunidad

30S del ribosoma en los organismos sensibles lo cual interfiere con una correcta traducción

del ARNm a proteína (Seija y Vignoli, 2008). El ribosoma posee tres dominios importantes

para la correcta formación de proteínas, llamados A (por aminoacil), P (por peptidil) y E (por

exit). El llamado dominio A es donde se une el ARNt reconociendo el ARNm para la correcta

síntesis de proteínas. Es en este dominio donde se une la gentamicina e interfieren en este

reconocimiento entre el correcto ARNt y el ARNm (Kotra y col, 2000).

La eritromicina es un antibiótico del grupo de los macrólidos. Para el caso del estudio de

susceptibilidad antimicrobiana de las 20 cepas de cultivos de S. aureus evaluadas frente a

eritromicina, resultó el 100% sensible (Fig. 1). En contraste con Rivera-Salazar que de un

total de 25 cepas, el 8% resultaron ser resistentes; mientras el 76% presento susceptibilidad

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intermedia (Rivera-Salazar y col, 2011). A su vez, en la investigación por Valero-Leal los

resultados de susceptibilidad resultaron ser 3,7% (3/81) resistente y 96,3% (78/81) sensibles

(Valero-Leal y col, 2010). No obstante, alguna de sus propiedades farmacocinéticas

(inactivación del antibiótico a pH ácido, vida media de eliminación corta, interacciones

medicamentosas con teofilina, ciclosporina, digoxina, etc.) originarían una falsa resistencia

(Álvarez y García, 2002).

El mecanismo de acción de la eritromicina consiste en la unión a la subunidad 50S en el

dominio V del ARN ribosómico 23S en forma reversible, esto último le proporciona la

característica de bacteriostático. La unión se realiza mediante la formación de puentes de

hidrógeno entre diferentes radicales hidroxilo del macrólido y determinadas bases del ARNr,

especialmente A2058 Y A2059 (Mensa y col, 2003). Esto provoca en los organismos

sensibles un bloqueo en las reacciones de transpeptidación y traslocación (Seija y Vignoli,

2008). Sin embargo, en caso se presentara resistencia esta se basa en la modificación del sitio

de acción, mecanismo de eflujo e inactivación enzimática, donde esta modificación del sitio

de acción ocurre por metilación del residuo de adenina del ARNr 23S mediante metilasas

codificadas por el gen erm (Valero-Leal y col, 2010).

El ciprofloxacino es un antibiótico del grupo de las quinolonas. Para el estudio de

susceptibilidad antimicrobiana, de las 20 cepas de cultivos de S. aureus evaluadas frente a

ciprofloxacino, resultó el 100% sensible (Fig. 1). Sin embargo, difiere de lo encontrado por

Rivera-Salazar y col (2011) en su investigación donde se obtuvo un 4% de resistencia y 44%

de susceptibilidad intermedia para dicho antibiótico. Así también, Valero-Leal obtuvo 4,9%

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(4/81) de cepas resistentes y 95,1% (77/81) de cepas sensibles para dicho antibiótico (Valero-

Leal y col, 2010).

El mecanismo de acción del ciprofloxacino consiste en inhibir las topoisomerasas tipo II,

implicadas en la replicación y transcripción del ADN y acaba por provocar la muerte celular

lo cual le da la característica de actuar como bactericida (Hooper, 2002). En microorganismos

Gram positivos, se ha descrito que la diana principal del ciprofloxacino es principalmente la

topoisomerasa IV (Ruiz y col, 2001), la cual es responsable del desencadenamiento de las

dos cadenas “hijas”, permitiendo la segregación de los dos nuevos cromosomas bacterianos

en dos nuevas células “hijas” (Drlica, 1999).

La rifampicina es un antibiótico del grupo de las rifamicinas. En el estudio de susceptibilidad

antimicrobiana, de las 20 cepas de cultivos de S. aureus evaluadas frente a rifampicina,

resultó el 100% sensible (Fig. 1). Sin embargo, Rivera-Salazar proporciona en su

investigación que el 4% resultó resistente y 90% sensible (Rivera-Salazar y col, 2011).

Mientras, Valero-Leal mediante su investigación obtuvo que el 2,5% (2/81) resultaron

resistentes y 97,5% (79/81) sensibles para dicho antibiótico (Valero-Leal y col, 2010).

Debido a su mecanismo de acción que consiste en inhibir en organismos sensibles la

iniciación de la trascripción (síntesis de ARN a partir de ADN), uniéndose a la ARN

polimerasa ADN dependiente bacteriana en su subunidad B formando un complejo enzima-

fármaco estable que suprime el comienzo de la formación de la cadena, es caracterizada como

bactericida. Esta droga también inhibe la ARN polimerasa ADN dependiente de células

eucariotas con la diferencia de que se necesitan dosis marcadamente mayores para lograr este

efecto (Vives y col, 2004).

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La clindamicina es un antibiótico del grupo de los azucares complejos. En el estudio de

susceptibilidad antimicrobiana, de las 20 cepas de S. aureus enfrentadas a clindamicina, el

55% (11) presentaron sensibilidad, mientras que el 45% (9) presentaron susceptibilidad

intermedia (Fig. 1). Así mismo, Rivera-Salazar y col (2011) obtuvo como resultados que el

4% son resistentes y el 40% presentó susceptibilidad intermedia. Mientras, Valero-Leal

obtuvo en su investigación que el 2,5% (2/81) son resistentes y el 97,5% (79/81) son sensibles

para dicho antibiótico. Este antibiótico impediría la síntesis de proteínas bacterianas a nivel

de la subunidad de 50S de los ribosomas (Sánchez-Saldaña y col, 2004). Al igual que la

eritromicina, la resistencia de la clindamicina se basa en la modificación del sitio de acción

ocurre por metilación del residuo de adenina del ARNr 23S mediante metilasas codificadas

por el gen erm (Valero-Leal y col, 2010).

La desviación estándar determinada para cada una de las mediciones realizadas es un

promedio de las desviaciones individuales de cada observación con respecto a la media de

una distribución, y mide el grado de dispersión o variabilidad (Salafranca y col, 2000). La

desviación estándar obtenida es mayormente entre 1 y 2 unidades para los 20 cultivos

evaluados sobre cada antibiótico; lo cual indica que no hay una amplia variación de los

resultados obtenidos en las tres repeticiones realizadas; siendo a su vez, el nivel de

incertidumbre bajo lo que muestra la uniformidad de las condiciones establecidas en el

método y la reproducibilidad del proceso.

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V. ENUNCIADO RESUMEN

Al determinar la frecuencia de susceptibilidad de los cultivos de Staphylococcus aureus

aislados de chorizo de elaboración artesanal, resultó que el 100% fueron sensibles a

vancomicina, gentamicina, eritromicina, rifampicina, ciprofloxacino y doxiciclina;

mientras que, el 90% de cultivos resultaron sensibles a ampicilina, y el 10% resultó

resistente. En tanto que, el 55% de cultivos fueron sensibles a clindamicina y el 45% tuvo

susceptibilidad intermedia.

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VI. RECOMENDACIONES

1. Comprobar y ajustar inóculo al tubo apropiado; si es demasiado denso los halos de

inhibición son demasiados pequeños y si es poco denso, son demasiado grandes.

2. Tener en cuenta el deterioro del antibiótico (fecha de vencimiento, número de lote).

3. Comprobar profundidad del agar, no debe ser ni demasiado profundo ni demasiado

delgado.

4. Tener en cuenta una placa control, para contrastación con las otras placas en la

investigación evitando que se puedan dar falsos resultados.

5. Verificación del ajuste en el pH del medio a 7,2-7,4.

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ANEXOS



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ANEXO 1

Fig. 2. Observación microscópica del cultivo de Staphylococcus aureus

a 100X, coloreado con la tinción Gram.

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ANEXO 2

Fig. 3. Set de tubos conteniendo la suspensión de S. aureus en SSFE

comparados con el tubo 0.5 del nefelómetro de Mc Farland.

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ANEXO 3

Fig. 4. Siembra por estría de la suspensión del inóculo de S. aureus en agar

Mueller Hinton.

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ANEXO 4

Fig. 5. Colocación de los discos de antibióticos utilizando una pinza estéril

en medio Mueller Hinton.

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ANEXO 5

Fig. 6. Discos de antibióticos marca DISCOSEN.

39



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ANEXO 6

Fig. 7. Discos de antibióticos marca DISCOSEN y EMV.

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ANEXO 7

Fig. 8. Halos de inhibición del crecimiento de Staphylococcus aureus frente

a los antibióticos vancomicina, rifampicina, ciprofloxacino, doxiciclina,

ampicilina, clindamicina, eritromicina y gentamicina.

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ANEXO 8

Tabla N° 01. Diámetro (mm) de los halos de inhibición del crecimiento de S. aureus frente

a cada antibiótico evaluado en la primera repetición.

Antibióticos

Cultivo

Diámetro (mm) de los halos de inhibición

A

Va

Ge

E

R

Cip

Cc

Dxs

1 22 14 21 28 26 32 18 37

2 24 18 22 23 24 26 22 27

3 21 19 25 27 25 27 22 32

4 23 20 24 29 25 32 22 33

5 24 18 24 24 26 23 20 33

6 22 21 24 23 25 27 19 31

7 22 20 19 23 23 25 23 33

8 18 20 20 23 23 24 23 32

9 23 20 25 23 28 26 22 32

10 21 18 21 30 23 30 23 31

11 20 19 23 25 26 23 20 32

12 25 20 24 30 25 30 23 28

13 21 20 25 25 27 24 23 31

14 11 19 22 25 25 31 19 24

15 12 18 25 29 26 30 17 20

16 16 16 26 23 26 29 17 32

17 22 20 25 31 27 31 17 35

18 24 19 24 31 29 26 16 34

19 22 20 27 31 27 31 24 33

20 20 16 23 25 26 25 22 32

Leyenda:

A: Ampicilina R: Rifampicina

Va: Vancomicina Cip: Ciprofloxacino

Ge: Gentamicina Cc: Clindamicina

E: Eritromicina Dxs: Doxiciclina

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ANEXO 9


a cada antibiótico evaluado en la segunda repetición.

Antibióticos

Cultivo


A

Va

Ge

E

R

Cip

Cc

Dxs

1 21 16 25 29 30 30 16 37

2 25 18 22 25 26 28 21 28

3 23 21 23 26 27 25 22 29

4 25 18 22 27 27 28 21 32

5 24 19 23 26 25 25 21 33

6 23 24 21 24 26 24 21 30

7 22 23 21 26 24 27 22 33

8 21 18 22 26 26 25 22 33

9 23 21 23 24 27 25 20 33

10 23 16 24 27 26 26 21 31

11 20 16 24 27 26 26 21 33

12 23 22 23 28 23 28 24 30

13 23 22 23 27 26 26 24 33

14 10 17 22 26 26 30 17 24

15 09 17 22 28 28 31 16 24

16 17 18 24 25 27 29 16 35

17 20 17 22 29 27 29 19 34

18 21 17 25 27 26 28 17 33

19 25 22 25 28 29 29 20 34

20 21 16 22 26 24 23 19 30

Leyenda:





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ANEXO 10


a cada antibiótico evaluado en la tercera repetición.

Antibióticos

Cultivo


A

Va

Ge

E

R

Cip

Cc

Dxs

1 22 17 23 27 27 29 17 35

2 24 20 22 25 26 25 22 30

3 23 21 22 26 25 29 20 31

4 22 17 22 28 23 29 20 30

5 21 16 22 24 24 22 21 30

6 22 22 23 23 22 25 19 30

7 20 21 21 26 25 23 20 32

8 20 17 21 23 24 22 20 30

9 24 18 23 24 25 24 19 31

10 22 19 22 27 25 28 20 30

11 21 17 23 27 27 25 20 30

12 26 18 24 28 24 27 21 31

13 20 19 23 25 24 24 21 30

14 10 16 21 24 28 30 16 21

15 10 18 23 27 27 28 15 22

16 17 17 23 26 25 27 16 34

17 23 18 23 27 25 28 16 33

18 22 16 25 29 25 25 18 31

19 23 18 23 29 27 27 23 32

20 23 15 20 23 25 22 22 31

Leyenda:





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ANEXO 11

Tabla N° 04. Diámetro promedio ± desviación estándar (mm) de los halos de inhibición del crecimiento de S. aureus frente a cada

antibiótico evaluado en las tres repeticiones.

Fuente: Tabla N° 01, 02 y 03 Leyenda: A: Ampicilina Ge: Gentamicina R: Rifampicina Cc: Clindamicina

Va: Vancomicina E: Eritromicina Cip: Ciprofloxacino Dxs: Doxiciclina

Antibióticos

Cultivo Diámetro promedio ± desviación estándar (mm) de los halos de inhibición

A Va Ge E R Cip Cc Dxs

1 22±1 16±1 23±2 28±1 28±2 30±1 17±1 36±1

2 24±1 19±1 22±0 24±1 25±1 26±1 22±1 28±1

3 22±1 20±1 23±1 26±1 26±1 27±2 21±1 31±1

4 23±1 18±1 23±1 28±1 25±2 30±2 21±1 32±1

5 23±1 18±1 23±1 25±1 25±1 23±1 21±1 32±1

6 22±1 22±1 23±1 23±1 24±2 25±1 20±1 30±1

7 21±1 21±1 20±1 25±1 24±1 25±2 22±1 33±1

8 20±1 18±1 21±1 24±1 24±1 24±1 22±1 32±1

9 23±1 20±1 24±1 24±1 27±1 25±1 20±1 32±1

10 22±1 18±1 22±1 28±1 25±1 28±2 21±1 31±1

11 20±1 17±1 23±1 26±1 26±1 25±1 20±1 32±1

12 25±1 20±2 24±1 29±1 24±1 28±1 23±1 30±1

13 21±1 20±1 24±1 26±1 26±1 25±1 23±1 31±1

14 10±1 17±1 22±1 25±1 26±1 30±1 17±1 23±2

15 10±1 18±1 23±1 28±1 27±1 30±1 16±1 22±2

16 17±1 17±1 24±1 25±1 26±1 28±1 16±1 34±1

17 22±1 18±1 23±1 29±2 26±1 29±1 17±1 34±1

18 22±1 17±1 25±1 29±2 27±2 26±1 17±1 33±2

19 23±1 20±2 25±2 29±1 28±1 29±2 22±2 33±1

20 21±1 16±1 22±1 25±1 25±1 23±1 21±1 31±1

45



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ANEXO 12

Tabla N° 05. Diámetros críticos, en mm, para la determinación del grado de susceptibilidad

(Resistente, Intermedio y Sensible) de S. aureus frente a cada uno de los

antimicrobianos evaluados.

Leyenda:

*: Performance Standards for Antimicrobial Disk Susceptibility National Committee For Clinical Laboratory

Standards Test. Aproved Standard, M12-A7. NCCLS. 2000.

**: Patrones estándar del halo de inhibición para estafilococos y diámetro del halo de inhibición para la cepa

Staphylococcus aureus ATCC 25923 empleada como control de calidad. NCCLS, 2000.

Antimicrobiano

Contenido del

disco (mcg)

Diámetro críticos, en mm

R I S

Ampicilina* 10 ≤13 14-16 ≥17

Vancomicina** 30 - - ≥15

Gentamicina** 10 ≤12 13-14 ≥15

Eritromicina** 15 ≤13 14-22 ≥23

Rifampicina** 5 ≤16 17-19 ≥20

Ciprofloxacino** 5 ≤15 16-20 ≥21

Clindamicina** 2 ≤14 15-20 ≥21

Doxiciclina* 30 ≤12 13-15 ≥16

46



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ANEXO 13

Tabla N° 06. Calificación del grado de susceptibilidad (Resistente, Intermedio y Sensible) de

los cultivos de S. aureus frente a cada antibiótico evaluado en base a los

promedios de los halos de inhibición.

Antibióticos

Cultivo N°


A

Va

Ge

E

R

Cip

Cc

Dxs

1 S S S S S S I S

2 S S S S S S S S

3 S S S S S S S S

4 S S S S S S S S

5 S S S S S S S S

6 S S S S S S I S

7 S S S S S S S S

8 S S S S S S S S

9 S S S S S S I S

10 S S S S S S S S

11 S S S S S S I S

12 S S S S S S S S

13 S S S S S S S S

14 R S S S S S I S

15 R S S S S S I S

16 S S S S S S I S

17 S S S S S S I S

18 S S S S S S I S

19 S S S S S S S S

20 S S S S S S S S

Leyenda:





47



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ANEXO 14

Tabla N° 07. Frecuencia del grado de susceptibilidad de los cultivos de S. aureus frente a

cada antibiótico evaluado.

Antibióticos

Tipo de

Susceptibilidad

Frecuencia (%)

A

Va

Ge

E

R

Cip

Cc

Dxs

Sensible

90

100

100

100

100

100

55

100

Intermedio

0

0

0

0

0

0

45

0

Resistente

10

0

0

0

0

0

0

0

Leyenda:





48



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ANEXO 15

σ = √(× ₁ − ×̅)² + (× ₂ − ×̅)² + ⋯ + (× n − ×̅)²

𝑁

σ = √(28 − 28)² + (29 − 28)² + (27 − 28)²

3

σ = 0.81 ≈ 1

Fig. 12. Fórmula para determinar la desviación estándar, σ, (arriba) y ejemplo de la

desviación estándar del resultado de las repeticiones con eritromicina frente a S.

aureus (abajo).

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