Colecta de Sangre Venosa SBPC

1ª Edição

Outubro de 2005

Direitos autorais reservados.

RECOMENDAÇÕES DA

SOCIEDADE BRASILEIRA DE

PATOLOGIA CLÍNICA/MEDICINA

LABORATORIAL PARA COLETA DESANGUE VENOSO

Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica / ML paraColeta de Sangue Venoso, 1ª.ed. / elaborado pelo Comitê de Coleta de San-gue da SBPC/ML e BD Diagnostics - Preanalytical Systems. São Paulo, 200576 p.

1. Sangue. 2. Técnicas de Laboratório Clínico. 3. Técnicas e Procedi-mentos de Laboratório. I. SBPC/ML. II. BD Diagnostics - PreanalyticalSystems. III. Título

PRESIDENTE:

Dr. Nairo Massakazu Sumita

Professor Assistente Doutor da Disciplina de Patologia Clínica da Faculdade de Medicina – Universidade de SãoPaulo (FMUSP), Diretor do Serviço de Bioquímica Clínica da Divisão de Laboratório Central – HCFMUSP, Coorde-nador do Serviço de Química Clínica – Departamento de Patologia Clínica do Hospital Israelita Albert Einstein.

VICE-PRESIDENTE:

Dr. Ismar Barbosa

Médico Patologista Clínico, Gerente Técnico do Programa para Acreditação de Laboratórios Clínicos (PALC) daSociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML).

PARTICIPANTES:

Dr. Adagmar Andriolo

Professor Livre-Docente de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial da Escola Paulista de Medicina – UNIFESP,Assessor Médico do Fleury – Centro de Medicina Diagnóstica.

Dra. Áurea Lacerda Cançado

Médica Patologista Clínica do Laboratório Central do Hospital das Clínicas – Universidade Federal de MinasGerais (HC-UFMG).

Dra. Luisane Maria Falci Vieira

Médica Patologista Clínica, Diretora Científica da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial.

Dra. Maria Elizabete Mendes

Doutora em Patologia pela Faculdade de Medicina da Universidade de São PauloMédica Patologista Clínica, Chefe da Seção Técnica de Bioquímica de Sangue da Divisão de Laboratório Centraldo Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo.

Dra. Patrícia Romano

Biomédica, Pós-Graduada em Saúde Pública, Especialista em Aplicação de Produtos da área de BD Diagnostics- Preanalytical Systems.

Dra. Rita de Cássia Castro

Médica Clínica Geral e Endocrinologista, Pós-Gradução (nível mestrado) em Neuroendocrinologia, executivacom experiência nas áreas de Diagnóstico, Indústria Farmacêutica, Consumo, Comunicação e Relacionamentocom Clientes, Gerente de Assuntos Médicos BD – Região América Latina Sul.

Dr. Ulysses Moraes Oliveira

Diretor Científico do Laboratório Franceschi. Presidente da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/ MedicinaLaboratorial, Biênio 2004/2005.

SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIACLÍNICA/MEDICINA LABORATORIAL

COMISSÃO DE COLETA DE SANGUE VENOSO

Este documento propõe recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medi-cina Laboratorial (SBPC/ML) para a coleta de sangue venoso.

Representa o resultado do esforço de profissionais reunidos, com o propósito de coletar,analisar e selecionar procedimentos que abrangessem, de forma clara e objetiva, itens impor-tantes para a coleta de sangue venoso.

Neste projeto, estiveram reunidas por seis meses consecutivos, pessoas que dedicaram tem-po e energia a este tema de trabalho. A força-tarefa constituiu-se de professores associados daSBPC/ML, em parceira com experientes profissionais da BD (Becton, Dickinson and Company).

O esforço resultou neste Documento, estruturado em aspectos técnicos, profundamente ana-lisados, baseados na prática, na moderna literatura científica nacional e internacional, e nosaspectos do relacionamento humano durante o ato da coleta de sangue venoso.

Estas recomendações envolvem as referências normativas complementadas por bibliografiarecomendada pelo grupo de trabalho.

Orgulhosamente, então, apresentamos este texto, no desejo de que ele não se encerre em simesmo, mas que sirva de estímulo para discussões e para a busca de novos desafios.

PREFÁCIO

São Paulo, outubro de 2005.

Boa leitura!

INTRODUÇÃO......... ............................................................................................................................. 8

I. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica / Medicina Laboratorialpara Coleta de Sangue Venoso. .................................................................................................... 9

1. Causas Pré-Analíticas de Variações dos Resultados de Exames Laboratoriais ....................... 91.1 Variação Cronobiológica ................................................................................................... 91.2 Gênero ............................................................................................................................... 91.3 Idade ................................................................................................................................. 91.4 Posição ............................................................................................................................ 101.5 Atividade Física ............................................................................................................... 101.6 Jejum ............................................................................................................................... 101.7 Dieta ............................................................................................................................... 101.8 Uso de Fármacos e Drogas de Abuso ........................................................................... 111.9 Aplicação do Torniquete ................................................................................................. 111.10 Procedimentos Diagnósticos e/ou Terapêuticos ........................................................... 111.11 Infusão de Fármacos ...................................................................................................... 111.12 Gel Separador ................................................................................................................. 121.13 Hemólise .......................................................................................................................... 121.14 Lipemia ............................................................................................................................ 12

2. Instalações e Infra-Estrutura Física do Local de Coleta .......................................................... 132.1 Recepção e Sala de Espera ........................................................................................... 132.2 Área Física da Cabine de Coleta .................................................................................... 132.3 Infra-Estrutura .................................................................................................................. 132.4 Equipamentos e Acessórios ........................................................................................... 132.5 Conservação e Limpeza das Instalações ....................................................................... 13

3. Fase Pré-Analítica para Exames de Sangue ............................................................................ 143.1 Procedimentos Básicos para Minimizar Ocorrências de Erro ....................................... 14

3.1.1 Para um paciente adulto e consciente ............................................................... 143.1.2 Para pacientes internados .................................................................................. 143.1.3 Para pacientes muito jovens, ou inconscientes ou com algum tipo de

dificuldade de comunicação ............................................................................... 143.2 Definição de Estabilidade da Amostra ........................................................................... 163.3 Transporte de Amostra como Fator de Interferência Pré-Analítica ............................... 17

4. Procedimento de Coleta de Sangue Venoso ........................................................................... 184.1 Locais de Escolha para Venopunção ............................................................................. 184.2 Posição do Paciente ........................................................................................................ 204.3 Procedimento para Antissepsia e Higienização das Mãos em Coleta de Sangue

Venoso ............................................................................................................................. 204.4 Critérios para a Escolha da Técnica da Coleta de Sangue Venoso a Vácuo ou por

Seringa e Agulha ............................................................................................................. 224.4.1 Considerações sobre coleta de sangue venoso a vácuo ................................. 224.4.2 Considerações sobre coleta de sangue venoso com seringa e agulha........... 23

4.5 Considerações Importantes sobre Hemólise ................................................................. 24

4.5.1 Boas práticas pré-coleta para evitar hemólise ................................................... 254.5.2 Boas práticas pós-coleta para evitar hemólise .................................................. 25

4.6 Recomendações para Tempo de Retração do Coágulo .............................................. 26

4.7 Centrifugação dos Tubos de Coleta ............................................................................... 26

4.8 Recomendação da Seqüência dos Tubos a Vácuo na Coleta de Sangue Venoso deAcordo com a NCCLS ..................................................................................................... 29

4.8.1 Seqüência de coleta para tubos de plástico de coleta de sangue ................... 304.8.2 Seqüência de coleta para tubos de vidro de coleta de sangue ........................ 30

ÍNDICE

4.8.3 Homogeneização para tubos de coleta de sangue .......................................... 30

4.9 Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo ................................................................ 314.10 Procedimento de Coleta de Sangue com Seringa e Agulha......................................... 33

4.11 Cuidados para uma Punção Bem Sucedida .................................................................. 36

4.12 Coletas em Condições Particulares ............................................................................... 384.12.1 Coleta de sangue via cateter de infusão ........................................................... 384.12.2 Coleta de sangue via cateter de infusão com heparina ................................... 394.12.3 Fístula artério-venosa ......................................................................................... 414.12.4 Fluídos intravenosos .......................................................................................... 41

4.13 Hemocultura .................................................................................................................... 414.14 Coleta de Sangue para Provas Funcionais .................................................................... 434.15 Coleta de Sangue em Pediatria e Geriatria .................................................................... 444.16 Coleta de Sangue em Queimados ................................................................................. 454.17 Gasometria ...................................................................................................................... 45

5. Garantia da Qualidade .............................................................................................................. 465.1 Qualificação dos Fornecedores e Materiais ................................................................... 465.2 Especificação dos Materiais para Coleta de Sangue a Vácuo ...................................... 46

5.2.1 Agulhas para coleta múltipla ............................................................................. 465.2.2 Adaptadores para coleta de sangue a vácuo ................................................... 475.2.3 Escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo ........................................... 475.2.4 Tubos para coleta de sangue a vácuo .............................................................. 48

5.3 Comentários sobre a ISO 6710.2 - Single-use Containers for Human Venous BloodSpecimen Collection ....................................................................................................... 485.3.1 Informações que o tubo a vácuo deve conter descritas no rótulo ou mesmo no tubo.................................................................................................................... 50

5.3.2 Concentração e volume dos anticoagulantes ................................................. 505.4 Requisição de Exames.................................................................................................... 515.5 Identificação e Rastreabilidade ....................................................................................... 515.6 Documentação ................................................................................................................ 525.7 Capacitação e Treinamento do Pessoal ......................................................................... 52

6. Aspectos de Segurança na Fase de Coleta ............................................................................. 536.1 Segurança do Paciente ................................................................................................... 536.2 Riscos e Complicações da Coleta .................................................................................. 536.3 Formação de Hematoma ................................................................................................ 536.4 Punção Acidental de uma Artéria ................................................................................... 536.5 Anemia Iatrogênica ......................................................................................................... 546.6 Infecção ........................................................................................................................... 546.7 Lesão Nervosa ................................................................................................................. 546.8 Dor ............................................................................................................................... 546.9 Segurança do Flebotomista ............................................................................................ 546.10 Boas Práticas Individuais ................................................................................................ 556.11 Equipamentos de Proteção Individual ........................................................................... 556.12 Cuidados na Sala de Coleta ........................................................................................... 556.13 Descarte Seguro de Resíduos ........................................................................................ 55

6.13.1 Classificação dos resíduos de saúde ................................................................ 566.13.2 Identificação dos resíduos ................................................................................. 576.13.3 Manejo dos RSS (Resíduos de Serviços de Saúde) ........................................ 576.13.4 Transporte interno de RSS ................................................................................ 586.13.5 Armazenamento dos resíduos sólidos de saúde ............................................. 58

Referências Normativas Consultadas. ........................................................................................... 59

Referências Bibliográficas Consultadas e Recomendadas. ....................................................... 61

Seqüência de Coleta dos Tubos para Coleta de Sangue a Vácuo. ............................................. 63

II. Aspectos Humanísticos da Coleta de Sangue. ......................................................................... 64

RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLRECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLRECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLRECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLRECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSOOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSOOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSOOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSOOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO

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A melhoria da qualidade na prestação de serviços de saúde tem sido uma busca constante ecada vez mais crescente no país.

A qualidade dos resultados dos exames laboratoriais está intimamente relacionada à fasepré-analítica e, principalmente, às condições de coleta de sangue venoso.

Inúmeras variáveis podem interferir no desempenho da fase analítica e, conseqüentemente,na exatidão e precisão dos resultados dos exames, vitais para a conduta médica e, em últimainstância, para o bem-estar do paciente.

Todos os laboratórios querem atender melhor e encantar o cliente. Ser atendido com excelênciatambém é um desejo de todos. A difusão do conhecimento é a premissa básica para se alcançarestes objetivos.

A Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial e a BD criaram esteDocumento de Recomendação de Coleta de Sangue Venoso que representa uma verdadeiraprestação de serviços para os profissionais de saúde, pacientes e a população em geral,objetivando orientar e educar.

Este Documento não pretende esgotar todos os aspectos sobre os assuntos abordados,mas abre uma discussão focada e atualizada, sendo parte da sua proposta, futuras contribui-ções, revisões e complementações.

Esperamos que este Documento permita ao leitor aprimorar seus conhecimentos, e aplicá-losno dia-a-dia, promovendo mudanças que resultem em melhorias na atenção ao paciente.

INTRODUÇÃO


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I. RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRADE PATOLOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL

PARA COLETA DE SANGUE VENOSO

1. Causas Pré-Analíticas de Variações dos Resultados de Exames Laboratoriais

Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é reduzir as dúvidas que ahistória clínica e o exame físico fazem surgir no raciocínio médico. Para que o laboratório clínico possaatender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do paciente, a coleta, otransporte e a manipulação dos materiais a serem examinados obedeçam a determinadas regras.

Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer, controlare, se possível, evitar algumas variáveis que possam interferir com a exatidão dos resultados. Classica-mente, são referidas como condições pré-analíticas variação cronobiológica, gênero, idade, posição,atividade física, jejum, dieta, uso de drogas para fins terapêuticos ou não, e a aplicação de torniquete.Numa abordagem mais ampla, outras condições devem ser consideradas, como procedimentosterapêuticos ou diagnósticos, cirurgias, transfusão de sangue e infusão de soluções. Alguns aspectosdo tubo de coleta, como o uso de gel separador, anticoagulantes e conservantes e características daamostra, como hemólise e lipemia, também podem ser causa de variação dos resultados.

1.1 Variação Cronobiológica: corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determi-nado parâmetro em função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal,anual, etc. Variação circadiana acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do cortisolno soro, onde as coletas realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que osobtidos nas amostras coletadas pela manhã. As alterações hormonais típicas do ciclo menstrualtambém podem ser acompanhadas de variações em outras substâncias. Por exemplo, a con-centração de aldosterona é cerca de 100% mais elevada na fase pré-ovulatória do que na fasefolicular. Além das variações circadianas, propriamente ditas, há que se considerar variações nasconcentrações de algumas substâncias, em razão de alterações do meio ambiente. Em diasquentes, por exemplo, a concentração sérica das proteínas é significativamente mais elevadaem amostras colhidas à tarde, quando comparadas às obtidas pela manhã, em razão dahemoconcentração.

A coleta de sangue para realização de exames de rotina pode ser efetuada no períododa tarde?

Classicamente, a melhor condição para coleta de sangue para realização de exames de rotinaé o período da manhã, embora não exista contra-indicação formal de coleta no período datarde, salvo aqueles parâmetros que sofrem modificações significativas no decorrer do dia(exemplo: cortisol, TSH, etc.). É recomendável que exista uma indicação no laudo, do horárioem que foi realizada a coleta, evitando interpretação equivocada do resultado.

1.2 Gênero: além das diferenças hormonais específicas e características de cada sexo, alguns outrosparâmetros sangüíneos e urinários se apresentam em concentrações significativamente distintasentre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da massa muscular,entre outros fatores. Em geral, os intervalos de referência para estes parâmetros são específicospara cada gênero.

1.3 Idade: alguns parâmetros bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade doindivíduo. Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional dosórgãos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até os intervalosde referência devem considerar essas diferenças. É importante lembrar que as mesmas causas devariações pré-analíticas, que afetam os resultados laboratoriais em indivíduos jovens, interferemnos resultados dos exames realizados em indivíduos idosos, mas a intensidade da variação


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1.5 Atividade Física: o efeito da atividade física sobre alguns componentes sangüíneos, em geral, étransitório e decorre da mobilização de água e outras substâncias entre os diferentescompartimentos corporais, das variações nas necessidades energéticas do metabolismo e daeventual modificação fisiológica que a própria atividade física condiciona. Esta é a razão pelaqual se prefere a coleta de amostras com o paciente em condições basais, mais facilmentereprodutíveis e padronizáveis. O esforço físico pode causar aumento da atividade sérica dealgumas enzimas, como a creatinoquinase, a aldolase e a aspartato aminotransferase, peloaumento da liberação celular. Esse aumento pode persistir por 12 a 24 horas após a realizaçãode um exercício. Alterações significativas no grau de atividade física, como ocorrem, por exemplo,nos primeiros dias de uma internação hospitalar ou de imobilização, causam variações importantesna concentração de alguns parâmetros sangüíneos. O uso concomitante de alguns medicamentos,como as estatinas, por exemplo, pode potencializar estas alterações.

1.6 Jejum: habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exameslaboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode interferirem algumas metodologias. Nas populações pediátrica e de idosos, o tempo de jejum deveguardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas de sangue apósperíodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de jejum habitual para acoleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 horas, para a maioria dosexames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na primeira infância ou lactentes,pode ser de 1 ou 2 horas apenas.

Após uma coleta de sangue de rotina, qual o intervalo de tempo recomendado para iniciara prática de um exercício físico ou retorno às atividades habituais?

A coleta de sangue não é procedimento impeditivo ou limitante para a prática de exercício físico.Importante ressaltar que cada caso deve ser avaliado individualmente, ficando a decisão finalpara o próprio paciente, ou a critério e orientação médica. A ingestão de alimento é necessáriapara encerrar o estado de jejum, antes da prática esportiva, sob o risco de hipoglicemia duranteesta atividade.

tende a ser maior neste grupo etário. Doenças sub-clínicas também são mais comuns nos ido-sos e precisam ser consideradas na avaliação da variabilidade dos resultados, ainda que aspróprias variações biológicas e ambientais não devam ser subestimadas.

1.4 Posição: mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de algunscomponentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina para a posição ereta, porexemplo, ocorre um afluxo de água e substâncias filtráveis do espaço intravascular para ointersticial. Substâncias não filtráveis, tais como as proteínas de alto peso molecular e os ele-mentos celulares terão sua concentração relativa elevada até que o equilíbrio hídrico se restabe-leça. Por essa razão, níveis de albumina, colesterol, triglicérides, hematócrito, hemoglobina, dedrogas que se ligam às proteínas e o número de leucócitos, podem ser superestimados. Esteaumento pode ser de 8 a 10% da concentração inicial.

1.7 Dieta: a dieta a que o indivíduo está submetido, mesmo respeitado o período regulamentar dejejum, pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das caracterís-ticas orgânicas do próprio paciente. Alterações bruscas na dieta, como ocorrem, em geral, nosprimeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que alguns parâmetrosretornem aos níveis basais.

A ingestão de café é permitida antes da coleta?

Não. A cafeína pode induzir a liberação de epinefrina, que estimula a neoglicogênese, comconseqüente elevação da glicose no sangue. Além disto pode elevar a atividade da reninaplasmática e a concentração de catecolaminas.


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1.9 Aplicação do Torniquete: ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorreaumento da pressão intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de molécu-las pequenas para o espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torni-quete permanecer por mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, taiscomo glicólise anaeróbica elevem a concentração de lactato, com redução do pH.

1.10 Procedimentos Diagnósticos e/ou Terapêuticos: como outras causas de variações dos resul-tados dos exames laboratoriais, devem ser lembrados alguns procedimentos diagnósticos (aadministração de contrastes para exames radiológicos ou tomográficos, a realização de toqueretal, de eletroneuromiografia) e alguns procedimentos terapêuticos, como: hemodiálise, diáliseperitoneal, cirurgias, transfusão sangüínea e infusão de fármacos.

O fumo é permitido antes da coleta?

Não. O fumo pode elevar a concentração dos ácidos graxos, da adrenalina, do glicerol livre, daaldosterona, do cortisol, entre outros.

1.8 Uso de Fármacos e Drogas de Abuso: este é um item amplo e inclui tanto a administração desubstâncias com finalidades terapêuticas como as utilizadas para fins recreacionais. Ambos po-dem causar variações nos resultados de exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fisiológicoin vivo ou por interferência analítica, in vitro. Dentre os efeitos fisiológicos devem ser citados aindução e a inibição enzimáticas, a competição metabólica e a ação farmacológica. Dos efeitosanalíticos são importantes a possibilidade de ligação preferencial às proteínas e eventuais rea-ções cruzadas. Alguns exemplos são mostrados no quadro 1.

Pela freqüência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o consumo esporádico de etanol podecausar alterações significativas e quase imediatas na concentração plasmática de glicose, deácido láctico e de triglicérides, por exemplo. O uso crônico é responsável pela elevação daatividade da gama glutamiltransferase, entre outras alterações.

O tabagismo é causa de elevação na concentração de hemoglobina, no número de leucócitos e dehemácias e no volume corpuscular médio; redução na concentração de HDL-colesterol e elevaçãode outras substâncias como adrenalina, aldosterona, antígeno carcinoembriônico e cortisol.

Indução enzimática Fenitoína Gama-GT Eleva

Inibição enzimática Alopurinol Ácido úrico Reduz

Inibição enzimática Ciclofosfamida Colinesterase Reduz

Competição Novobiocina Bilirrubina indireta Eleva

Aumento do transportador Anticoncepcional oral Ceruloplasmina cobre Eleva

Reação cruzada Espironolactona Digoxina Elevação aparente

Reação química Cefalotina Creatinina Elevação aparente

Hemoglobina atípica Salicilato Hemoglobina glicada Elevação aparente

Metabolismo 4-OH- propranolol Bilirrubina Elevação aparente

MECANISMO FÁRMACO PARÂMETRO EFEITO

EXEMPLOS DE INTERFERÊNCIAS LABORATORIAIS GERADAS POR ALGUNS FÁRMACOSQUADRO 1:

1.11 Infusão de Fármacos: é importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempreem local distante da instalação do cateter. Mesmo realizando a coleta noutro local, se possível,deve-se aguardar pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta.


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1.13 Hemólise: hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de intensidadesignificativa causa aumento na atividade plasmática de algumas enzimas, como aldolase, aspartatoaminotransferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e nas dosagens de potássio, magnésioe fosfato. A hemólise pode ser responsável por resultados falsamente reduzidos de insulina,dentre outros.

1.14 Lipemia: também pode interferir na realização de exames que usam metodologias colorimétricasou turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides pode ocorrer apenas noperíodo pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes portadores de algumas dislipidemiase faz com que o aspecto do soro ou do plasma se altere, de límpido para algum grau variado deturbidez, podendo chegar a ser leitoso. Uma vez que amostras normais colhidas dentro dasespecificações de jejum apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevânciaclínica e deve ser avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença dehipertrigliceridemia, ou do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDL- colesterol), oude ambos.

Diferentesgraus deHemólise

1.12 Gel Separador: algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelati-nosa com a finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro,após a centrifugação. Este gel é um polímero com densidade específica de 1,040 contendo umacelerador da coagulação e pode, eventualmente, liberar partículas que interferem com eletro-dos seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no volume daamostra e interferir em determinadas dosagens.

Considerando que a composição deste gel varia entre os diferentes fornecedores, é recomendávelconsultar o fabricante sobre a existência de estudos bem conduzidos demonstrando ou excluindopossíveis limitações e interferências.

Diferentesgraus deLipemia

1

2


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2.4 Equipamentos e Acessórios

Recomenda-se que o paciente seja acomodado numa cadeira ou poltrona confortável, que per-mita a regulagem da altura do braço, evitando o desconforto do flebotomista.

Armários fixos ou móveis são úteis para organizar o armazenamento dos materiais de coleta efacilitar o acesso.

É recomendável disponibilizar equipamentos e medicamentos para eventuais situações deemergência. Os procedimentos intervencionistas de emergência, o manuseio de equipamentosmédico-hospitalares e o uso de medicamentos, necessariamente devem ser realizados porprofissional devidamente habilitado.

2.2 Área Física da Cabine de Coleta

A cabine de coleta adequada, também denominada “box de coleta”, necessita de espaço sufici-ente para instalação de uma cadeira ou poltrona, um local para armazenamento dos materiais decoleta e um dispositivo para a higienização das mãos (álcool gel, lavatório ou similares) interna-mente ou próximo à cabine. As dimensões da cabine de coleta necessitam garantir a livre movi-mentação do paciente e do flebotomista, possibilitando um bom atendimento.

É recomendável ter um local com uma maca disponível, para caso de necessidade.

2.3 Infra-Estrutura

Recomendam-se alguns itens referentes à infra-estrutura da cabine de coleta:• Pisos impermeáveis, laváveis e resistentes às soluções desinfetantes.• Paredes lisas e resistentes ou divisórias constituídas de materiais lisos, duráveis, impermeáveis,

laváveis e resistentes às soluções desinfetantes.• Dispositivos de ventilação ambiental eficazes, naturais ou artificiais, de modo a garantir conforto

ao paciente e ao flebotomista.• Iluminação que propicie a perfeita visualização e manuseio seguro dos dispositivos de coleta.• Janelas com telas milimétricas, caso estas cumpram a função de propiciar a aeração ambiental.• Portas e corredores com dimensões que permitam a passagem de cadeiras de rodas, macas

e o livre trânsito dos portadores de necessidades especiais.

2. Instalações e Infra-Estrutura Física do Local de Coleta

As recomendações aqui descritas têm por finalidade caracterizar os requisitos mínimos de instalaçãoe infra-estrutura, visando a garantia do conforto e segurança dos clientes e da equipe do laboratório.Eventualmente, as descrições podem não contemplar na íntegra, todos os requisitos legais exigidospelos órgãos competentes de sua cidade ou estado.

É fundamental uma consulta à legislação local aplicável para o cumprimento das exigências previstaspela vigilância sanitária local.

2.1 Recepção e Sala de Espera

É recomendável que o laboratório clínico possua, pelo menos, uma sala de espera para pacientese acompanhantes. Esta área pode ser compartilhada com as outras unidades diagnósticas, sendonecessária a instalação de sanitários para clientes e acompanhantes.

2.5 Conservação e Limpeza das Instalações

Recomendam-se que as rotinas de limpeza e higienização das instalações sejam orientadas porprofissional capacitado para esta atividade ou por uma Comissão de Controle de Infecção Hos-pitalar, quando aplicável. É indispensável que sejam tomadas medidas preventivas para elimina-ção de insetos e roedores.


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3.1.1 Para um paciente adulto e consciente

- pedir que forneça nome completo, documento de identidade, ou data de nascimento.

- comparar estas informações com as constantes na requisição de exames.

3.1.2 Para pacientes internados

- em geral, os hospitais disponibilizam etiquetas pré-impressas com os dados de identi-ficação necessários. Mesmo assim, o flebotomista deve verificar a identificação no brace-lete ou a identificação postada na entrada do quarto, quando disponível. O número doleito nunca deve ser utilizado como critério de identificação.

- relatar ao supervisor do laboratório qualquer discrepância de informação, antes deefetuar a coleta.

3.1.3 Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de comunicação

- o flebotomista deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem.

- pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência podem seridentificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência.

É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo.

O material colhido deve ser identificado na presença do paciente. Nos sistemas manuais,isto pode ser feito pela colocação, nos tubos de coleta, de etiquetas com o nome dopaciente, a data da coleta e o número seqüencial de atendimento. Este número deveconstar em todos os documentos, amostras, mapas de trabalho, relatórios e laudo final.Existem processos informatizados simples que geram um número pré-determinado deetiquetas, de acordo com a quantidade e tipo de exame a serem realizados.

Serviços mais complexos fazem uso de etiquetas com código de barras que vinculam, deforma segura, a amostra em todas as fases do processo, uma vez que muitos dos equipa-mentos analíticos atualmente disponíveis conseguem identificar o paciente e reconhecerquais exames devem ser realizados naquela amostra.

O sistema de identificação adotado deve contemplar a possibilidade de geração de eti-quetas adicionais, para os casos em que seja necessário aliquotar a amostra original paraser enviada a diferentes áreas do laboratório, para outro laboratório ou para armazenamento.

Recomenda-se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como “amos-tra enviada ao laboratório”, e que o laudo contenha esta informação.

É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta,especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. Para a maioriados exames de sangue, é necessário apenas um curto período de tempo em jejum, de 3 a4 horas. Outros requerem cuidados específicos quanto a dietas especiais, condiçõespeculiares, como por exemplo, a necessidade de repouso por, pelo menos, 30 minutosantes da coleta de sangue para a dosagem de prolactina ou de catecolaminas plasmáticas.

3. Fase Pré-Analítica para Exames de Sangue

A fase imediatamente anterior à coleta de sangue para exames laboratoriais deve ser objeto de atençãopor parte de todas as pessoas envolvidas no atendimento dos pacientes, com a finalidade de seprevenir a ocorrência de enganos ou a introdução de variáveis não controladas que poderãocomprometer a exatidão dos resultados.

Quaisquer que sejam os exames a serem realizados, é muito importante a identificação positiva dopaciente e dos tubos nos quais será colocado o sangue. Deve-se buscar uma forma de estabelecerum vínculo seguro e indissociável entre o paciente e o material colhido para que, ao final, seja garan-tida a rastreabilidade de todo o processo.

3.1 Procedimentos Básicos para Minimizar Ocorrências de Erro

O flebotomista deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado narequisição de exames. Para isto, recomendam-se:


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São aspectos relevantes, dentre outros, o tempo de jejum, a necessidade de abstençãode fumo e/ou álcool, o registro do uso contínuo de alguma medicação, a realização dealgum procedimento diagnóstico ou terapêutico prévio. Objetivando evitar desconfortodesnecessário, convém sempre informar ao paciente que a ingestão de água não interfe-re, ou seja, não “quebra” o jejum, exceto em exames muito específicos.

Algumas substâncias podem ser dosadas tanto no soro quanto no plasma, ainda queexistam diferenças entre os resultados obtidos, como mostrado no quadro 2.

O paciente deve suspender os medicamentos antes da coleta de sangue?

Não. A suspensão de medicamentos somente pode ser autorizada pelo médico do paciente. Namonitorização de drogas terapêuticas é importante o laboratório anotar o horário da última dose eregistrar esta informação no laudo. É conveniente orientar o paciente para que traga consigo omedicamento em uso, ingerindo-o após a coleta de sangue, evitando ultrapassar o horário pro-gramado para a próxima tomada.

Nos exames de monitoração de drogas terapêuticas, para permitir a adequada interpreta-ção dos resultados, algumas informações mais específicas devem ser obtidas, como oshorários da última tomada de medicação e da coleta do sangue, a dosagem e via deadministração do medicamento. Dessa forma, o paciente não deve ser considerado comoagente passivo do processo, mas um dos integrantes da equipe. Para que possa desem-penhar adequadamente esta função, ele deve receber, previamente, algumas informa-ções referentes aos procedimentos da coleta de sangue, ao exame que será realizado edas condições nas quais ele deve se apresentar ao laboratório. De uma forma ideal, estasinformações e instruções devem ser fornecidas por escrito e o paciente deve ter a oportu-nidade de esclarecer suas eventuais dúvidas.

A ingestão de água quebra o jejum?

Não. A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum.

Para a obtenção de soro, o sangue é colhido em tubo sem anticoagulante e deixado coagularpor um período de 30 a 60 minutos, à temperatura ambiente. Quando o tubo contiver gelseparador, com ativador da coagulação, a espera pode ser de 30 a 45 minutos. Após estetempo, o tubo é centrifugado e a parte líquida, correspondente ao soro, é separada. O plasmaé obtido pela centrifugação do sangue total anticoagulado. Quando for necessário o uso desangue total ou plasma, são utilizados anticoagulantes específicos, dependendo do exame aser realizado. Para alguns exames, além do anticoagulante, pode ser necessária a adição deum conservante. Cada uma destas frações do sangue se constitui na matriz ideal para a reali-zação de exames específicos. Assim, por exemplo, para o hemograma, é utilizado sanguetotal, anticoagulado pela adição de ácido etilenodiaminotetracético - EDTA; a dosagem deglicose é realizada no plasma obtido pela adição de EDTA e fluoreto de sódio e, para a dosa-gem de creatinina utiliza-se, em geral, soro.

SUBSTÂNCIA% DE VARIAÇÃO EM

COMPARAÇÃO À SUAMEDIDA NO PLASMA

PRINCIPAL CAUSA DADIFERENÇA NOSORO/PLASMA

Guder, W. G.; Narayanan, S.; Wisser, H. et al – Samples: from the patient to the laboratory. 2nd edition, Darmstadt, Git Verlag, 2001, pág 32.

Potássio

Fosfato inorgânico

Proteínas totais

Amônia

+ 6,2

+ 10,7

- 5,2

+ 38

+ 22

Lise das células

Liberação de elementoscelulares

Efeito do fibrinogênio

Trombocitólises, hidrólises

Liberação de elementoscelulares

QUADRO 2:

Lactato


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As vantagens da utilização de plasma sobre o soro incluem: redução do tempo de espera para acoagulação, obtenção de maior volume de plasma em relação ao soro e da não interferênciaadvinda do processo de coagulação. Os resultados são mais representativos do estudo in vivo,quando comparados aos do soro.

Há menor risco de interferência por hemólise, visto que a hemoglobina livre, em geral, está emmais baixa concentração no plasma do que no soro. As plaquetas permanecem intactas, nãoproporcionando pseudo-hipercalemia, como pode ocorrer no soro. Por outro lado, o plasmaapresenta algumas desvantagens, como alterar a eletroforese das proteínas, uma vez que con-tém fibrinogênio, que se revela como um componente na região das gama-globulinas, podendomascarar ou simular um componente monoclonal; potencial interferência método-dependentepor serem os anticoagulantes agentes complexantes e inibidores enzimáticos e, por fim, cátion-interferência quando sais de heparina são usados, interferindo em alguns dos métodos de dosa-gem de lítio e amônia, por exemplo.

3.2 Definição de Estabilidade da Amostra

As amostras, para serem representativas, devem ter sua composição e integridade mantidasdurante as fases pré-analíticas de coleta, manuseio, transporte e eventual armazenagem.

A estabilidade de uma amostra sangüínea é definida pela capacidade de seus elementos semanterem nos valores iniciais, dentro de limites aceitáveis de variação, por um determinadoperíodo de tempo. Portanto, a medida da instabilidade pode ser definida como sendo a diferen-ça absoluta (variação dos valores inicial e final, expressa na unidade em que o determinadoparâmetro é medido); como um quociente (razão entre o valor obtido após um determinadotempo e o valor obtido no momento em que a amostra foi coletada), ou ainda como uma porcen-tagem de desvio.

Por exemplo, se durante o transporte de uma amostra de sangue por 3 a 4 horas, em temperatu-ra ambiente, a concentração do potássio variar de 4,2 mmol/L para 4,6 mmol/L, a diferençaabsoluta será 0,4 mmol/L; o quociente 1,095 e o desvio será igual a + 9,5%.

O Conselho Médico Federal da Alemanha definiu que a instabilidade máxima permitida equivalegeralmente a 1/12 do intervalo de referência biológico.

A estabilidade pré-analítica depende de vários fatores, incluindo-se temperatura, carga mecâni-ca e tempo, sendo este o fator que causa maior impacto. A estabilidade de uma amostra podeser muito afetada na presença de distúrbios específicos. O tempo máximo de estabilidade deuma amostra deveria ser o que permite 95% de estabilidade de seus componentes.

Em geral, os tempos referidos de armazenagem das amostras primárias consideram os seguin-tes limites para a temperatura: ambiente de 18 a 22o C, refrigeradas de 2 a 8o C e congeladas,abaixo de 20o C negativos.

Na prática, utiliza-se a regra de que quando não houver especificação de tratamento especialpara o acondicionamento ou transporte do material, este poderá ser deslocado para postos ououtras unidades em caixa de isopor com gelo reciclável, apoiado por flocos de isopor ou papeljornal. Assim, conserva-se mais a temperatura das amostras, que podem ser recebidas à tem-peratura ambiente.

A condição de congelamento recomenda o uso de gelo seco no transporte ou o chamado “trans-porte picolé” (congelar previamente o soro, colocar água em um frasco plástico, colocar o tubocongelado dentro desse frasco, levar ao freezer por 24 horas. Envolver o pote em dois gelosrecicláveis no momento do transporte). É importante lembrar que a recomendação do “transpor-te picolé” somente se aplica em regiões onde a utilização do gelo seco não está disponível epara transporte entre pequenas distâncias (postos de coleta, regiões circunvizinhas, etc.) nãosendo aplicável no transporte aéreo.


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Durante o processo de estocagem, os constituintes do sangue podem sofrer alterações queincluem adsorção no vidro ou tubo plástico, desnaturação da proteína, bem como atividadesmetabólicas celulares que continuam a ocorrer. Mesmo amostras congeladas são passíveis dealterações em certos constituintes metabólicos ou celulares. Congelar e descongelar amostrasé, particularmente, uma condição importante a ser considerada. Assim, amostras de plasma ousoro congeladas e descongeladas têm rupturas de algumas estruturas moleculares, sobretudoas moléculas de grandes proteínas. Congelamentos lentos também causam a degradação dealguns componentes.

Com relação ao envio de amostras entre laboratórios, vale lembrar a existência de regras ediretrizes da terceirização, definidas nas leis federais 6.019, de 3 de janeiro de 1974, e 7.102,de 20 de julho de 1983.

Outro ponto importante é a logística de transporte do material biológico objetivando que asamostras se mantenham viáveis até o momento do processo analítico. Esse transporte deveseguir as recomendações da Organização das Nações Unidas – ONU, documento “Transportede Substâncias Infecciosas”, em sua 13ª revisão, publicada em 2004. No Brasil, o transporte desubstâncias infecciosas é considerado como transporte de produtos perigosos, desde que seenquadrem na Portaria nº 204, de 20 de maio de 1997, do Ministério dos Transportes, e quecorresponde à 7ª Edição das Recomendações da Organização Mundial de Saúde–OMS, edita-das em 1991 e revisadas em 2004.

3.3 Transporte de Amostra como Fator de Interferência Pré-Analítica

Uma vez coletada e identificada adequadamente, a amostra deverá ser encaminhada para osetor de processamento, que poderá estar na mesma estrutura física onde foi realizada a coleta,ou afastado a distâncias variadas.

Há diversas maneiras de transportar amostras entre unidades de um mesmo laboratório, entreunidades diferentes na mesma cidade ou até mesmo para o exterior. Em geral, o tempo detransporte é curto quando o laboratório está próximo e não apresenta grandes dificuldades,desde que as amostras sejam acondicionadas em maletas que ofereçam garantias debiossegurança no transporte.

O processamento inicial da amostra inclui etapas que vão desde a coleta até a realização doexame, compreendendo em três fases distintas: pré-centrifugação, centrifugação e pós-centrifugação. Quando os exames não forem realizados logo após a coleta, as amostras devemser processadas até o ponto em que possam aguardar as dosagens, em condições para quenão haja interferência significativa em seus constituintes.

O tempo entre a coleta e centrifugação do sangue não deve exceder uma hora; amostras colhi-das com anticoagulante, nas quais o exame será realizado em sangue total, devem ser mantidasrefrigeradas até o procedimento, em temperatura de 2 a 8o C. Plasma, soro e sangue total podemser usados para a realização de alguns exames, embora os constituintes estejam distribuídosem concentrações diferentes entre estas matrizes. Assim, resultados no sangue total são dife-rentes daqueles obtidos no plasma ou soro, em função da distribuição de água nas hemácias;um determinado volume de plasma ou de soro contém 93% de água, enquanto o mesmo volumede sangue total possui apenas 81% de água.

Qual o volume máximo recomendado de sangue a ser coletado numa punção venosa?

Recomenda-se que cada laboratório estabeleça critérios visando coletar o mínimo de sanguenecessário para a execução dos parâmetros solicitados pelo médico. As metodologias maisrecentes exigem volumes cada vez menores de amostra.


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Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, poréma veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada.

Áreas a evitar:

• Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie.• Locais com cicatrizes de queimadura.• Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia, cateterismo ou qualquer

outro procedimento cirúrgico.• Áreas com hematomas.

Nas situações em que o paciente necessita de coletas venosas repetidas, qual o número depunções que se poderia realizar no mesmo ponto?

Recomenda-se que o número de punções no mesmo sítio limite-se ao mínimo necessário. Cabe àequipe médica e ao pessoal do laboratório a responsabilidade de racionalizar este tipo de coleta.Sugere-se, nestas situações, a manutenção de uma veia cateterizada (exemplo: uso de escalpe).

4. Procedimento de Coleta de Sangue Venoso

As recomendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas da NCCLS (National Committee forClinical Laboratory Standards), atualmente denominada CLSI, bem como na experiência dos autores.

O CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute) - é uma instituição sem fins lucrativos, reconhecidamundialmente por promover o desenvolvimento e o uso de padrões e diretrizes dentro da comunida-de de clínica médica. A instituição fornece, mundialmente, diretrizes de boas práticas de manufaturade produtos, procedimentos técnicos laboratoriais e médicos que envolvem estes produtos,biossegurança laboratorial e médica, análises laboratoriais, equipamentos para diagnóstico. Por serainda usualmente chamada de NCCLS, esta será a abreviação usada neste texto quando fizermosreferência às normas desta instituição.

Veia domembrosuperior

3

Veia dodorso da mão

4

4.1 Locais de Escolha para Venopunção

A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem diversos locaisque podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas figuras 3 e 4.

Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para coleta possa serpuncionada, as veias basílica mediana e cefálica são as mais freqüentemente utilizadas. A veiabasílica mediana costuma ser a melhor opção, pois a cefálica é mais propensa à formação dehematomas.


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Técnicas para evidenciação da veia:

• Pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos suaves de abrir e fechar a mão.• Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo).• Fixação das veias com os dedos nos casos de flacidez.• Equipamentos ou dispositivos que facilitam a visualização de veias ainda não são de uso rotinei-

ro e são pouco difundidos.

Uso adequado do torniquete:

É importante que se utilize adequadamente o torniquete, evitando-se situações que induzam ao errodiagnóstico (como hemólise, que pode elevar o nível de potássio, hemoconcentração, alterações nadosagem de cálcio, por exemplo), bem como complicações de coleta (hematomas, parestesias). Por-tanto, recomenda-se:

• Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto, já que poderia levar à hemoconcentraçãoe falsos resultados em certos analitos.

• Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia.

• Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser interrompido. O pulso devepermanecer palpável.

• Posicionar o braço do paciente, inclinado-o para baixo a partir da altura do ombro.

• Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da área de punção.

• Não aplicar o procedimento de “bater na veia com dois dedos”, no momento de seleção venosa.Este tipo de procedimento provoca hemólise capilar e portanto, altera o resultado de certos analitos.

• Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas por um breve momento,pedindo ao paciente para abrir e fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o tornique-te. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente.

• O torniquete não é recomendado para alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar alteraçãodo resultado.

• Aplicar o torniquete cerca de 8 cm acima do local da punção para evitar a contaminação do local.

Posicionamentocorreto dotorniquete

• Fístulas artério-venosas.• Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, podem parecer um cordão e têm

paredes endurecidas.

Aplicação dotoniquete

5 6

7

8 cm


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• Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação.

• Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao paciente se ele temalergia a este componente. Caso o paciente seja alérgico ao látex, não se deve usar este materialpara o garroteamento.

O laboratório pode questionar o paciente se ele é portador de alguma moléstia que tenharisco de contágio ao coletador?

Do ponto de vista técnico, todo paciente necessita ser considerado como potencial portador dedoença, reforçando assim a necessidade dos cuidados universais de proteção.

- Procedimento com o paciente sentado:

Pedir ao paciente que se sente confortavelmente numa cadeira própria para coleta de sangue. Reco-menda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e evite quedas, caso o paciente venha a perder aconsciência. Cadeiras sem braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegempacientes nestes casos.

Recomenda-se que a posição do braço do paciente no descanso da cadeira, seja inclinado levementepara baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. O braço deve estar apoiadofirmemente pelo descanso e o cotovelo não deve estar dobrado. Uma leve curva pode ser importantepara evitar hiperextensão do braço.

- Procedimento para paciente acomodado em leito:

Solicitar ao paciente que se coloque em posição confortável.

Caso esteja em posição supina e seja necessário um apoio adicional, coloque um travesseiro debaixodo braço do qual será coletada a amostra.

Posicione o braço do paciente inclinando levemente para baixo e estendido, formando uma linhadireta do ombro para o pulso. Caso esteja em posição semi-sentado, o posicionamento do braço paracoleta torna-se relativamente mais fácil.

4.3 Procedimento para Antissepsia e Higienização das Mãos em Coleta de Sangue Venoso

Algumas considerações são importantes sobre o uso de soluções de álcool, tanto na antissepsiado local da punção, como na higienização das mãos.

Segundo Rotter, quando se compara a eficácia dos vários métodos de higiene das mãos naredução da flora permanente, a fricção de álcool apresentou os melhores resultados tanto naação imediata, quanto na manutenção da eficácia após três horas da aplicação.

O álcool apresenta um amplo espectro de ação envolvendo micobactérias, fungos e vírus, commenor atividade sobre os vírus hidrofílicos não envelopados, particularmente os enterovírus.Durante o tempo usual de aplicação para antissepsia das mãos, ele não apresenta ação esporicida.

Em concentrações apropriadas, os álcoois possuem rápida e maior redução nas contagensmicrobianas. Quanto maior o peso molecular do álcool, maior ação bactericida. Dados da litera-tura orientam que as soluções alcoólicas fossem preparadas com base no peso molecular e nãono volume a ser aplicado, afirmando que o álcool a 70% era o que possuía, dentre outrasconcentrações, a maior eficácia germicida in vitro.

4.2 Posição do Paciente

A posição do paciente pode também acarretar erros em resultados.

O desconforto do paciente, agregado à ansiedade podem levar à liberação indevida de algunsanalitos na corrente sangüínea.

Algumas recomendações que permitem facilitar a coleta de sangue e promovem um perfeitoatendimento ao paciente, neste momento, são indicadas e comentadas a seguir.


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Com relação à antissepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminaçãodireta do paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser debaixa causticidade e hipoalergência na pele e mucosa.

Os álcoois etílico e isopropílico são os que possuem efeito antisséptico na concentração de 70%,contudo o etanol é o mais usado pois, nesta composição, preserva sua ação antisséptica, e diminuia inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra bactérias Gram-positivas e Gram-negativas, boa atividade contra Mycobacterium tuberculosis, fungos e vírus, além de ter menor custo.

Hoje, alguns países da América do Norte aboliram o uso de álcool etílico, devido a sua inflamabilidade,utilizando o álcool isopropílico nos laboratórios e hospitais.

Higienização das mãos:

As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim contaminaçãocruzada. Esta higienização pode ser feita com água e sabão como o procedimento ilustrado abaixo,ou usando álcool gel.

A fricção com álcool reduz em 1/3 o tempo despendido pelos profissionais de saúde para a higienedas mãos, aumentando a preferência por esta ação básica de controle. Quanto às desvantagens, écitado o odor que fica nas mãos e a inflamabilidade, que é observada apenas com as soluções deetanol acima de 70%.

A higienização das mãos deve ser feita após o contato com cada paciente. A ilustraçãomostra o procedimento feito por meio da lavagem das mãos com água e sabão.

Colocando as luvas

As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à pelepara que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção.

Antissepsia do local da punção:

• Recomenda-se usar uma gaze com solução de álcool isopropílico ou etílico 70%, comercialmen-te preparado.

• Limpar o local com um movimento circular do centro para a periferia.

Calçando asluvas

9 10

1 2 3 4

6 7 85

8


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• Permitir a secagem da área por 30 segundos, para evitar hemólise da amostra, e também asensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado.

• Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local.

• Não tocar novamente na região após a antissepsia.

Nota: Quando houver solicitação de dosagem de álcool no sangue, um antisséptico isento de álcool em suaformulação deve ser usado no local da punção (por exemplo, sabão). Conforme recomendação do docu-mento NCCLS T/DM6 - Blood Alcohol Testing in the Clinical Laboratory.

4.4 Critérios para Escolha da Técnica de Coleta de Sangue Venoso a Vácuo ou por Seringae Agulha

Recomenda-se que o hospital e laboratório estabeleçam uma política institucional para a esco-lha da técnica de coleta de sangue.

Estes critérios de escolha da metodologia a ser utilizada na coleta de sangue vão além do custodo material, devendo-se observar a finalidade do procedimento, o tipo de clientela, as habilida-des dos flebotomistas e as características da instituição.

O flebotomista desempenha um papel importante na garantia da qualidade neste processo.

Alguns pontos relevantes na escolha da técnica e do material de coleta de sangue são aponta-dos a seguir.

4.4.1 Considerações sobre coleta de sangue venoso a vácuo

Aspectos históricos

Em 1943 a Cruz Vermelha Americana fez um pedido a uma empresa de materiais hospitalares paraque desenvolvesse um jogo descartável e estéril para coleta de sangue. Deveria ser esterilizado eembalado para manter a esterilidade de modo a ser usado em campo, nas áreas de emergência enas guerras.

Sistema paracoleta de sanguea vácuo

Antissepsiado centropara fora

12

13

Abrindo aembalagem deálcool swab

11


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Foi desenvolvido, então, um dispositivo que aspirava o sangue diretamente da veia por meio de vácuo,por uma agulha de duas pontas para um tubo de análise, constituindo o sistema para coleta de san-gue a vácuo. Desde então, tecnologias e inovações foram aprimorando estes dispositivos para tornareste sistema para coleta de sangue mais seguro, prático e que proporcione maior qualidade da amos-tra a ser analisada.

Coleta de Sangue Venoso a Vácuo

A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada pelas normasNCCLS atualmente, é usada mundialmente e em boa parte dos laboratórios brasileiros, pois pro-porciona ao usuário inúmeras vantagens:

• a facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a vácuo tem,em seu interior, quantidade de vácuo calibrado proporcional ao volume de sangue em sua eti-queta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir para dentro do tubo, oflebotomista terá a certeza de que o volume de sangue correto foi colhido. A quantidade deanticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume de sangue a ser coletado, propor-cionando, ao final da coleta, uma amostra de qualidade para ser processada ou analisada.

• o conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, rapidamente,colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo médico.

• pacientes com acessos venosos difíceis, crianças, pacientes em terapia medicamentosa,quimioterápicos etc. também são beneficiados, pois existem produtos que facilitam tais coletas(escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo em diversos calibres de agulha e tubos paracoleta de sangue a vácuo com menores volumes de aspiração). Outro ponto relevante a serobservado é o avanço da tecnologia em equipamentos para diagnóstico e kits com maiorespecificidade e sensibilidade, que hoje requerem um menor volume de amostra do paciente.

• garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial em umlaboratório.

• segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é um sistemafechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue flui diretamente para otubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao flebotomista maior segurança, pois não há necessi-dade do manuseio da amostra de sangue. Por estes e outros fatores, como a diferença doacesso venoso de um paciente para outro, recomendamos que sejam observados alguns pon-tos relevantes para uma coleta adequada.

4.4.2 Considerações sobre coleta de sangue venoso com seringa e agulha

A coleta de sangue com seringa e agulha é usada há muitos anos e enraizou-se em algumasáreas de saúde, pois o mesmo produto é usado para infundir medicamentos. É a técnica mais

Seringa eAgulha estéreis

Quais os principais fatores que levam o laboratório a optar pela técnica de coleta de sanguea vácuo?

Facilidade na coleta, segurança do paciente e do profissional de saúde, proporção correta sangue/aditivo elevando a qualidade da amostra, coletas em pacientes com acessos venosos difíceis, numaúnica punção pode-se colher vários tubos, qualidade nos resultados dos exames,entre outros.

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antiga desenvolvida para coleta de sangue venoso. Embora não seja mais o procedimento reco-mendado pelas normas NCCLS, ainda hoje, em algumas regiões do mundo, este procedimentoé bastante utilizado em laboratórios clínicos e hospitais.

A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma vez queseringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o funcionamento de uma institui-ção de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém, poderá trazer impacto em maior escalana qualidade da amostra obtida, bem como nos riscos de acidente com materiais perfurocortantes.

Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do sanguepara os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a proporção correta desangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida pela ocorrência de hemólise,formação de microcoágulos e fibrina, que provocam resultados incompatíveis com o real estadodo paciente. Além disso causa um aumento de custo em todo o processo, pois uma amostracomprometida leva o laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situaçõesincômodas, como descritos a seguir:

• Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação ao paciente e para os profissionaisdo laboratório.

• Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório.

• Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos, (entupimento da probe).

• Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para o setor.

• Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório.

O que significa manter a proporção sangue/anticoagulante?

Para que o sangue fique totalmente anticoagulado dentro do tubo é necessário que se mante-nha a proporção correta de anticoagulante correspondente ao volume de sangue colhido dopaciente, assim evita-se a formação de microcoágulos e resultados inexatos.

4.5 Considerações Importantes sobre Hemólise

Hemólise tem sido definida como a liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ousoro, quando ocorre a ruptura das células do sangue; estes componentes podem interferir nosresultados das dosagens de alguns analitos. Ela é geralmente reconhecida pela aparênciaavermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pelahemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência pode ocor-rer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada (invisíveis a olho nu).

Diferentesgraus dehemólise

No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores interferentes podemtambém ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que pode ocorrer, por exemplo, quan-do o sangue é armazenado em baixa temperatura, mas não em temperatura de congelamento.

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No caso do uso desta técnica, o laboratório deve se certificar da utilização de meios que pre-servem a qualidade final da amostra a ser analisada, bem como de procedimentos que evitemriscos biológicos.


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4.5.1 Boas práticas pré-coleta para prevenção da hemólise

• Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar.

• Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente quando a veiado paciente for fina, ou em casos especiais.

• Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose.

• Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfurara veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Esteprocedimento visa prevenir o choque direto do sangue na parede do tubo, que podehemolisar a amostra, e também evita o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente.

• Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue, alteram a proporção corretade sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados incorretos.

• Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar de fluir paradentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a devida proporção sangue/anticoagulante. Observar que, tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), têmmenor quantidade de vácuo, portanto o sangue flui lentamente para dentro deste tubo.

• Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringapara evitar a formação de espuma.

• Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.

• Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuida-dosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação do bico daseringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo contido no tubo.

• Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para transferência do san-gue da seringa para o tubo, porque pode ocorrer a criação de uma pressão positiva, oque provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra daprobe de equipamentos na área analítica.

4.5.2 Boas práticas pós-coleta para prevenção da hemólise

• Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja item 4.8.3), nãochacoalhar o tubo.

• Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analito a ser dosado neces-sitar desta conservação.

• Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local, instruções deuso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico a ser analisado.

• Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo para outro.

• O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou mesmoexposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação.

• Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado, antes de fazer os exa-mes. Verificar as recomendações do fabricante dos insumos para a realização do teste.

• Não centrifugar a amostra de sangue em tubo, para obtenção de soro, antes do términoda retração do coágulo, pois a formação do coágulo ainda não está completa, podendolevar à ruptura celular.

• Quando utilizar um tubo primário (com gel separador), a separação do soro deve serefetuada dentro de, no mínimo, 30 minutos e, no máximo, 2 horas após a coleta,evitando–se, assim, resultados incorretos.

• Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper subitamente a centrifugaçãodos tubos, esta brusca interrupção pode provocar hemólise.

Boas práticas - lembrete

Tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), têm menor quantidade de vácuo, portantoo sangue flui lentamente para dentro dele. No momento da coleta, aguardar que o sanguepare de fluir para dentro do tubo, para retirá-lo da agulha e inserir o segundo tubo.


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4.6 Recomendação para os Tempos de Retração do Coágulo

4.7 Centrifugação dos Tubos de Coleta

Recomenda-se que as centrífugas do laboratório sejam submetidas periodicamente à manuten-ção preventiva, com calibração e verificação das condições metrológicas para garantir seu corre-to funcionamento. Para tubos de coleta a vácuo, recomenda-se o uso de centrífugas balancea-das de ângulo móvel (tipo swing-bucket).

Utilizar sempre caçambas ou cubetas apropriadas. As caçambas e cubetas da centrífuga devemser do tamanho específico para os tubos usados. Cubetas muito grandes ou muito pequenaspodem causar a quebra ou o deslocamento dos tubos, levando à má separação da amostra.

Certificar-se de que os tubos estejam corretamente encaixados na caçamba da centrífuga. Umencaixe incompleto pode fazer com que a tampa de proteção do tubo se desprenda, ou que aparte superior do tubo fique fora da caçamba. Tubos de vidro ou plástico acima da caçambapodem chocar-se com a cabeça da centrífuga e quebrar-se.

Balancear os tubos para minimizar o risco de quebra. Os tubos devem ser agrupados de acordocom o tipo, por exemplo: tubos com o mesmo volume de aspiração, tubos de tamanhos iguais,tubos de vidro com tubos de vidro, tubos com o mesmo tipo de tampa ou rolha de proteção,tubos com gel com outros do mesmo tipo, e tubos de plástico com tubos de plástico.

A RCF (Força Centrífuga Relativa) refere-se à regulagem da aceleração da centrífuga (rpm),usando-se qualquer uma das seguintes equações:

Os tempos recomendados baseiam-se em processos normais de coagulação. Pacientesportadores de coagulopatias ou submetidos à terapia com anticoagulantes requerem um tempomaior para esta etapa da fase pré-analítica.

• Tubos coletados com volume de sangue inferior ao preconizado alteram a relação san-gue/ativador de coágulo, resultando na formação de fibrina.

• O intervalo necessário para a retração do coágulo deve ser respeitado antes da centrifugação,para evitar a potencial formação de fibrina.

Onde “r”, expressa em cm, é a distância radial do centro do rotor da centrífuga à base do tubo(raio). O quadro 4 fornece a velocidade e tempo de centrifugação recomendados:

Tubo contendofibrina

TEMPOS MÍNIMOS DE RETRAÇÃO DE COÁGULORECOMENDADOS ANTES DA CENTRIFUGAÇÃO

TIPOS (Tubos para obtenção de soro)

TEMPO DE COAGULAÇÃO(minutos)

Sem ativador de coágulo(tampa vermelha*) 60

Com ativador de coágulo(tampa vermelha*)

30

Com gel separador e ativador de coágulo(tampa amarela) 30

* Cores de tampas dos tubos de coleta a vácuo conforme ISO 6710.2

QUADRO 3:

rpm = RCF x 105

1,12 x r

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Tempo e Rotação para Centrifugação da Amostra

* Valores referentes aos tubos BD Vacutainer®

RCF = Força Centrífuga Relativa , g = gravidade** Tubos de citrato devem ser centrifugados a uma velocidade e tempo para consistentemente produzir oplasma pobre em plaquetas (contagem de plaquetas < 10.000/mL) de acordo com normas do NCCLS

A relação velocidade/tempo pode variar de um fornecedor para outro; por exemplo, algunstubos com gel separador podem ser centrifugados em tempos reduzidos, aproximadamente 4 a5 minutos, aumentando a produtividade e otimizando a rotina laboratorial. O laboratório deveconsultar seu fornecedor sobre as recomendações de centrifugação.

Os tubos não devem ser re-centrifugados após a formação da barreira. As barreiras têm maiorestabilidade quando os tubos são centrifugados em centrífugas horizontais (caçamba de ângu-lo móvel) não refrigeradas, do que em centrífugas de ângulo fixo.

Recomenda-se aguardar sempre até que a centrífuga pare completamente, antes de tentar reti-rar os tubos. Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a centrifugação dostubos; esta brusca interrupção, além de hemólise (veja item 4.5.2), pode deslocar o gel separador.

O plasma e o soro dos tubos sem gel devem ser removidos da camada celular em até 2 horasapós a coleta da amostra.

O soro ou plasma separado está pronto para ser usado. Os tubos podem ser colocadosdiretamente na bandeja (rack) do equipamento, ou o soro/plasma pode ser pipetado para umacubeta do equipamento. Alguns equipamentos pipetam a amostra diretamente do tubo primário.Observar as instruções do fabricante do equipamento.

Recomenda-se que cada serviço estabeleça sua política de armazenamento de materiaisbiológicos.

Armazenandoamostras

Alguns parâmetros necessitam ser transportados e centrifugados sob refrigeração para amanutenção da estabilidade, tais como: amônia, catecolaminas, paratormônio, ácido láctico.Outros necessitam de proteção contra a ação da luz (bilirrubina, beta-caroteno, vitamina B12,ácido fólico).

ACELERAÇÃO E TEMPO DE CENTRIFUGAÇÃO *

TUBOS RCF (g) TEMPO(min)

Tubos de vidro com gel separador e ativador de coágulo

Tubos de plástico com gel separador e ativador de coágulo

Tubos com gel separador e anticoagulante

Todos os tubos sem gel

Tubos de citrato **

1000-1300 10

1300-2000 102000-3000 4 a 5

1500 15

1000-1300 10

< 1300

QUADRO 4:

10

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Atenção: Tubos com gel separador não podem ser centrifugados em baixas temperaturas, uma vez que as proprieda-des de fluxo do gel relacionam-se com a temperatura. A formação da barreira de gel pode ser comprome-tida caso o tubo seja resfriado antes ou durante a centrifugação. Para otimizar o fluxo e evitar aquecimento,ajustar as centrífugas refrigeradas a 25o C ( 77o F).

Diferentesgraus deIcterícia

O quadro 5 relaciona os raios do braço da centrífuga (em centímetros) com a velocidade neces-sária, para se obter a força “g” adequada :

A coleta em tubos com anticoagulante citrato requer aspiração correta do volume de sangue.A aspiração parcial pode induzir uma falsa trombocitopenia. Este fenômeno resulta da ativaçãoplaquetária induzida pelo volume maior do “espaço morto” formado entre o sangue e a tampaque veda o tubo

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Como usar o quadro acima:

*Consulte o fornecedor sobre as recomendações de centrifugação.

Tubos com gel separador de 1300 a 2000g* Rcf= 1,118 x 10-5, sendo R: distância em cm; N: RPM

RAIO ( cm)

rcf (g) 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25900 3391 3172 2991 2837 2705 2590 2488 2398 2317 2243 2176 2115 2058 2006 1958 1913 1871 1831 1794950 3484 3259 3073 2915 2779 2661 2557 2464 2380 2305 2236 2173 2115 2061 2012 1965 1922 1882 18441000 3575 3344 3153 2991 2852 2730 2623 2528 2442 2364 2294 2229 2170 2115 2064 2016 1972 1931 18921050 3663 3426 3230 3065 2922 2798 2688 2590 2502 2423 2350 2284 2223 2167 2115 2066 2021 1978 19381100 3749 3507 3306 3137 2991 2663 2751 2651 2561 2480 2406 2338 2276 2218 2165 2118 2068 2025 19641150 3833 3586 3381 3207 3058 2926 2813 2711 2619 2536 2460 2391 2327 2268 2213 2162 2115 2070 20281200 3916 3663 3453 3276 3124 2991 2873 2769 2675 2590 2513 2442 2377 2317 2261 2209 2160 2115 20721250 3997 3738 3525 3344 3188 3052 2933 2826 2730 2643 2565 2492 2426 2364 2307 2254 2205 2158 21151300 4076 3812 3594 3410 3251 3113 2991 2882 2794 2696 2615 2542 2474 2411 2353 2299 2248 2201 21571350 4153 3885 3663 3475 3313 3172 3048 2937 2837 2747 2665 2590 2521 2457 2398 2343 2291 2243 21961400 4230 3958 3730 3539 3374 3230 3104 2991 2889 2798 2714 2638 2567 2502 2442 2386 2333 2284 22381500 4378 4095 3861 3663 3492 3344 3213 3096 2991 2896 2809 2730 3657 2590 2528 2470 2415 2364 23171600 4522 4230 3988 3783 3607 3453 3318 3197 3089 2991 2901 2820 2744 2675 2811 2551 2494 2442 23931700 4661 4360 4110 3899 3718 3560 3420 3296 3184 3083 2991 2906 2829 2757 2691 2629 2571 2517 24661800 4796 4486 4230 4013 3826 3663 3519 3391 3276 3172 3077 2991 2911 2837 2769 2705 2646 2590 25381900 4927 4609 4345 4122 3931 3763 3616 3484 3366 3259 3162 3073 2991 2915 2845 2779 2718 2661 26072000 5055 4729 4458 4230 4033 3861 3710 3675 3453 3344 3244 3153 3068 2991 2919 2852 2789 2730 26752100 5160 4646 4568 4334 4132 3956 3601 3663 3539 3426 3324 3230 3144 3065 2991 2912 2656 2796 27412200 5302 4960 4676 4436 4230 4049 3891 3749 3622 3502 3402 3306 3218 3137 3061 2991 2925 2863 28062300 5421 5071 4781 4536 4325 4140 3978 3883 3703 3586 3479 3381 3291 3207 3130 3058 2991 2928 28692400 5538 5180 4884 4633 4418 4230 4064 3916 3783 3663 3554 3453 3361 3276 3197 3124 3055 2991 29302500 5652 5267 4965 4729 4509 4317 4147 3997 3661 3738 3627 3525 3431 3344 3263 3168 3116 3052 29912600 5764 5392 5083 4822 4598 4402 4230 4076 3937 3812 3699 3594 3499 3410 3328 3251 3180 3113 30502700 5874 5494 5180 4914 4686 4486 4310 4153 4013 3885 3769 3663 3565 3475 3391 3313 3240 3172 31082800 5981 5595 5275 5004 4772 4568 4389 4230 4086 3956 3838 3730 3631 3539 3453 3374 3300 3230 31652900 6087 5694 5369 5093 4856 4649 4467 4304 4158 4026 3906 3796 3695 3601 3515 3434 3358 3288 3221

CÁCULO DE RPM

QUADRO 5:

Exemplo de como usar o quadro acima: Suponha que o fabricante dos produtos para coleta de sangue a vácuo recomende que a centrifugaçãodo tubo seja feita a 1.300 g. Para transformar “g” em “rpm” devemos medir o raio da centrífuga usada pelo laboratório. O raio é medido emcentímetros, usando-se uma régua comum. Esta medida se dá, do ponto central da centrífuga de ângulo móvel até o fundo do tubo (base dacaçapa). O valor em “rpm” é o ponto de intersecção das duas medidas (g e raio) no quadro acima.

Ex. raio da centrífuga = 15 cmVelocidade de centrifugação = 1300 g = 2794 rpm


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4.8 Recomendação da Seqüência dos Tubos a Vácuo na Coleta de Sangue Venoso de Acordocom a NCCLS

Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, duran-te a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pela NCCLSuma ordem de coleta.

Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando:

• Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador decoágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga de borra-cha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a rolha do tubo.

• Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ouativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do tubo.

Ilustração sobrecontaminação da agulhade coleta múltipla nomomento da coleta

Foto sobre contaminação do bico daseringa no momento da transferênciado sangue para o tubo

Em dezembro de 2003, a ordem de coleta da NCCLS foi reformulada contemplando também a coletaem tubos plásticos.

Isto ocorreu porque os tubos plásticos para soro (tampa vermelha ou amarela com gel separador)contêm ativador de coágulo em seu interior, o que pode alterar os resultados dos testes de coagula-ção. Devido a este componente estes tubos devem ser colhidos depois do tubo para coagulação(tampa azul), como veremos abaixo.

No caso de coleta com tubos de vidro, tubos para soro (tampa vermelha) podem ser colhidos normal-mente, antes dos tubos para coagulação (tampa azul), pois não possuem ativador de coágulo.

Em casos de usar somente tubos plásticos, e o paciente necessitar testes específicos de coagulação,coletar primeiro um tubo de vidro para soro (tampa vermelha) ou um tubo de descarte sem nenhumaditivo (que não serão utilizados para análise), para evitar a contaminação destes testes específicospela tromboplastina tecidual.

O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado paradescartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de coagulaçãotromboplastina tecidual, que interfere em testes específicos de coagulação.

Nota: Nos casos em que a coleta for feita com escalpe, e o primeiro tubo a ser colhido for o tubo de citrato ou umtubo de menor volume de aspiração, deve-se primeiro colher um tubo de descarte. O tubo de descarte deveser usado para preencher o espaço morto do tubo vinílico do escalpe com sangue, assegurando a manu-tenção da proporção sangue/anticoagulante no tubo e também o volume exato de sangue que foi colhidodentro do tubo.

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4.8.1 Seqüência de coleta para tubos plásticos de coleta de sangue

1 Frascos para hemocultura.

2 Tubos com citrato (tampa azul claro).

3 Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampavermelha ou amarela).

4 Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde).

5 Tubos com EDTA (tampa roxa).

6 Tubos com fluoreto (tampa cinza).

4.8.2 Seqüência de coleta para tubos de vidro de coleta de sangue

1 Frascos para hemocultura.

2 Tubos para soro vidro siliconizados (tampa vermelha).

3 Tubos com citrato (tampa azul claro).

4 Tubos para soro com Ativador de Coágulo com Gel Separador (tampa amarela).

5 Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde).

6 Tubos com EDTA (tampa roxa).

7 Tubos com fluoreto (tampa cinza).

Para coletas de tubos especiais, como Elementos de Traço, EDTA com gel separador para exa-mes de biologia molecular, tubo para VHS etc., (ver Seqüência de Coleta dos Tubos para Coletade Sangue a Vácuo no final destas Recomendações, pág. 63).

4.8.3 Homogeneização para tubos de coleta de sangue

A homogeneização deve ser feita por inversão conforme ilustrado a seguir:

Uma inversão é contada após virar o tubopara baixo e retorná-lo à posição inicial,conforme exemplificado nesta imagem

O número de inversões pode variar de um fabricantepara outro, consulte o fornecedor de tubos sobrerecomendações para homogeneização

QUADRO REPRESENTATIVO DO NÚMERO DEINVERSÕES DOS TUBOS APÓS A COLETA

GRUPO DE ANTICOAGULANTES/ADITIVOS NÚMERO DE INVERSÕES

Tubos com Gel SeparadorTubos com gel e ativador de coágulo 5 a 8 vezesTubos com gel e heparina 8 a 10 vezes

Tubos sem AditivosTubos siliconizados não é necessário homogeneizar

Tubos com Aditivos para Obtenção de SoroPartículas ativadoras de coágulotampa vermelha ou amarela 5 a 8 vezes

Tubos Sangue Total/PlasmaEDTA K2 ou EDTA K3 8 a 10 vezesCitrato (coagulação) 5 a 8 vezesCitrato (VHS) 5 a 8 vezesFluoreto de sódio/EDTA Na2 (glicose) 8 a 10 vezesHeparina 8 a 10 vezesÁcido cítrico, Citrato, Dextrose (ACD) 8 a 10 vezes

Tubos Elemento de TraçoEDTA ou heparina 8 a 10 vezesCom ativador de coágulo para obtenção de soro 5 a 8 vezes

QUADRO 6:

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• Não se deve homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, sob o risco de ativação plaquetáriae interferência nos testes de coagulação. Quando utilizar tubos de citrato para coleta de sanguea vácuo com aspiração parcial, uma falsa trombocitopenia pode ser observada. Este fenômenopode ocorrer pela ativação plaquetária causada pelo “espaço morto” entre o sangue coletado ea rolha destes tubos.

• A falha na homogeneização adequada do sangue em tubo com anticoagulante precipita a for-mação de microcoágulos.

4.9 Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo

- Sistema para coleta desangue a vácuo

Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas.

- Material decoleta separadoadequadamente

- Local de coletade sangueguarnecidoadequadamente

Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico eetiquetas.

Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico(tubos, gaze, torniquete, etc). Esta identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente.

Informá-lo sobre o procedimento.

Rosquear a agulha noadaptador do sistemaa vácuo.

Higienizar as mãos (ver item 4.3).

Calçar as luvas (ver item 4.3).

Posicionar o braço dopaciente, inclinado-o parabaixo na altura do ombro.

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5 Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente.


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Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra efeche a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente.

Fazer a antissepsia (ver item 4.3).

Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1).

Retirar a proteção querecobre a agulha decoleta múltipla desangue a vácuo.

Fazer a punção numaangulação oblíqua de30o, com o bisel daagulha voltado paracima. Se necessário,para melhor visualizara veia, esticar a pelecom a outra mão(longe do local ondefoi feita a antissepsia).

Inserir o primeirotubo a vácuo (veritem 4.8).

Quando o sanguecomeçar a fluir paradentro do tubo,desgarrotear o braçodo paciente e pedirpara que abra a mão

Realizar a troca dos tubos sucessivamente (ver item 4.8).

Após a retirada doúltimo tubo,remover a agulha efazer a compressãono local da punção,com algodão ougaze secos.

Homogeneizarimediatamente após aretirada de cada tubo,invertendo-osuavemente de 5 a 10vezes (ver item 4.8.3).

Exercer pressão nolocal, em geral de 1 a2 minutos, evitandoassim a formação dehematomas esangramentos. Se opaciente estiver emcondições de fazê-lo,orientá-loadequadamente paraque faça a pressão atéque o orifício dapunção pare desangrar.

Descartar aagulhaimediatamenteapós suaremoção dobraço dopaciente, emrecipiente paramateriaisperfurocortantes

Fazer curativooclusivo no localda punção.

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Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo nomesmo lado da punção por, no mínimo 1 hora, e não mantenha manga dobrada, que podefuncionar como torniquete.

Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, sefor necessário.

Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de selocomover sozinho, entregar o comprovante para retirada do resultado, e liberá-lo.

Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para processa-mento em casos indicados (como materias que necessitem ser mantidos em gelo, por ex.) deacordo com o procedimento operacional do laboratório.

4.10 Procedimento de Coleta de Sangue com Seringa e Agulha:

Seringa eAgulha estéreis

Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação de pedido médico eetiquetas.

Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico(tubos, gaze, torniquete, etc) esta identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente.

O que é um tubo de descarte?

O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado paradescartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de coagulaçãotromboplastina tecidual que interfere em testes de coagulação específicos.

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Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas.

- Material decoleta separadoadequadamente

- Local de coletade sangueguarnecidoadequadamente

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Informá-lo sobre o procedimento.

Abrir a seringa nafrente do paciente.

Higienizar as mãos (ver item 4.3).

Calçar as luvas (ver item 4.3).

Posicionar o braço do paciente,inclinado-o para baixo na altura doombro.

Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra efeche a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente.

Fazer a antissepsia (ver item 4.3).

Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1).

Retirar a proteçãoda agulhahipodérmica.

Fazer a punção numaangulação oblíqua de 30o,com o bisel da agulhavoltado para cima, senecessário, para melhorvisualizar a veia, esticar apele com a outra mão(longe do local onde foifeita a antissepsia).

- Desgarrotear o braço dopaciente assim que o sanguecomeçar a fluir dentro daseringa.

Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida naetiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar ao máximo a exigência da proporção san-gue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o processode coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção.

Retirar a agulhada veia dopaciente.

Exercer pressão no local,em geral de 1 a 2minutos, evitando assim aformação de hematomase sangramentos. Se opaciente estiver emcondições de fazê-lo,oriente-o para que faça apressão até que o orifícioda punção pare desangrar.

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Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfurocortantes.

Descartar a agulhaimediatamente apóssua remoção do braçodo paciente, emrecipiente adequado,sem a utilização dasmãos (de acordo coma normatizaçãonacional – nãodesconectar a agulha -não reencapar).

Abrir a tampa do 1°tubo, deixar que osangue escorrapela sua parededevagar para evitarhemólise (ver item4.5.1).

Ao final, descartara seringa emdescartadorapropriado paramateriaiscontaminantes.

Fazer curativooclusivo nolocal da punção.

Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo nomesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que podefuncionar como torniquete.

Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for necessário.

Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de selocomover sozinho, entregar o comprovante para retirada do resultado, e liberá-lo.

Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para processa-mento em casos indicados (como materias que necessitem ser mantidos em gelo por ex.) deacordo com o procedimento do laboratório.

Abrir a tampa do 2º tubo, e assimsucessivamente até o último tubo, de acordocom o pedido médico do paciente. Nãoesquecer de fazer o processo tubo a tubo, paraevitar a troca de tampa dos tubos (causandoerro de diagnóstico).



Recomenda-se que o processo de homogenização do sangue ao anticoagulante citratoocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a finalização da coleta (NCCLS).

A seqüência a ser preconizada na transferência do sangue para os tubos, ao utilizar seringa eagulha, deve ser aquela recomendada pela NCCLS. Este procedimento visa prevenir riscos decontaminação das amostras.

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Fechar o tubo e homogeneizar, invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de acordo com otubo utilizado.

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4.11 Cuidados para uma Punção Bem Sucedida

O ideal é que o paciente seja puncionado uma única vez, proporcionando assim conforto esegurança ao paciente.

Para se obter uma punção de sucesso, vários fatores devem ser observados, antes de iniciar oprocedimento.

Ao observar o acesso venoso do paciente, escolher materiais compatíveis, por exemplo, pacien-te com acesso venoso difícil, valer-se do uso de agulhas de menor calibre ou escalpes e tubosde menor volume.

• Sempre puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima.

• Respeitar a proporção sangue/aditivo no tubo.

• Introduzir a agulha mais ou menos 1 cm no braço.

• Respeitar a angulação de 30o (ângulo oblíquo), em relação ao braço do paciente.

Corretaangulação nacoleta / 30o

Incorretaangulaçãona coleta

• O ângulo oblíquo de 30° da agulha em relaçãoao braço do paciente foi respeitado, agulhapenetrou centralmente na veia e o bisel da agu-lha foi inserido voltado para cima.

• Deve-se tomar cuidado quando o sangue nãofor obtido logo na primeira punção, para evitarcomplicações.

FluxoSangüíneo

Figura A. Punção venosa adequada

FluxoSangüíneo

Figura B. Interrupção do fluxo sangüíneo

• O bisel está encostado na parede superior da veia.

• O ideal é inclinar um pouco para cima e avançarum pouco com a agulha, permitindo a passa-gem do fluxo sangüíneo para dentro da agulha.

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A

As figuras a seguir exemplificam alguns problemas que podem ocorrer nas situações em que a pun-ção venosa não foi feita adequadamente e como resolvê-los.

B


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• Neste caso a parte posterior da agulha estáencostada na parede da veia.

• Deve-se então retroceder um pouco com aagulha e girar sutilmente o adaptador ou se-ringa para permitir a retomada do fluxosangüíneo.

FluxoSangüíneo

Figura C. Interrupção do fluxo sangüíneo

• Neste caso deve-se retroceder um pou-co a agulha, observando a retomada dofluxo.

FluxoSangüíneo

Figura D. A agulha transfixou a veia

• É eminente a formação de hematomaneste caso. Vemos o extravasamentode sangue abaixo da pele.

• Para evitar que seja feita uma segundapunção, deve-se introduzir um poucomais a agulha no braço do paciente,tranqüilizá-lo e, após o término da cole-ta, fazer compressa com gelo.

FluxoSangüíneo

Figura E. O bisel da agulha penetrouparcialmente a veia do paciente.

• Retirar ou afrouxar o torniquete para permitiro restabelecimento da circulação.

• Retroceder um pouco a agulha para permitirque o fluxo sangüíneo desobstrua.

• Utilizar a marca guia do adaptador de coleta desangue a vácuo. Ela serve como orientação,quando no meio de uma punção sem fluxo,como demonstrado acima, e o tubo já inseridono sistema de coleta a vácuo, o flebotomista ne-cessite desobstruir a veia colabada, retroceden-do um pouco o tubo. O tubo perderá o vácuo,caso este retrocesso seja após a marca guia.

FluxoSangüíneo

• Se durante o ato da coleta, for percebido uma suspeita de colabamento da veia puncionada, recomenda-se virar lenta ecuidadosamente o adaptador de coleta de sangue a vácuo para que o bisel seja desobstruído, permitindo a recomposiçãoda luz da veia e liberação do fluxo sangüíneo.

• Caso ocorra a perda do vácuo, substituir o tubo.• Evitar movimentos de busca aleatória da veia. Este procedimento induz hemólise da amostra e resulta na formação de hematoma.

Em muitos casos é aconselhável realizar nova punção em outro sítio.• Punção acidental de artéria: O fluxo arterial é muito mais rápido que o venoso. O sangue arterial tende a uma cor avermelhada, mais

“viva”, devido a maior oxigenação da hemoglobina. Ao puncionar acidentalmente uma artéria, recomenda-se retirar rapidamente aagulha, seguida de compressão vigorosa no local da punção, até a parada do sangramento. O supervisor necessita ser notificado.

Figura F. Processo de estenosevenosa.

C

D

E

F


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4.12 Coletas em Condições Particulares

4.12.1 Coleta de sangue via cateter de infusão

A coleta de sangue em cateteres de infusão não é recomendada. Na situações em queeste tipo de coleta for imprescindível, há necessidade de cuidados expeciais e o proce-dimento deve ser realizado por profissional experiente e habilitado.

Além disto, a composição da amostra pode ser profundamente afetada pelos fluidosinfundidos e, portanto, podem ser obtidos resultados incorretos dos exames laboratoriaisrealizados.

Ilustração de coleta desangue a vácuoem acesso de cateter

O quadro abaixo demonstra algumas substâncias afetadas por coletas em cateter de infusão:

Guder, W. G.; Narayanan, S.; Wisser, H. et al – Samples: from the patient to the laboratory.2nd edition, Darmstadt, Git Verlag, 2001, pág 16.

INFUSÕES/TRANSFUSÕES COMO FATOR DE INTERFERÊNCIA E/OUCONTAMINAÇÃO DOS EXAMES LABORATORIAIS PARA DIAGNÓSTICOS

INFUSÃO/TRANSFUSÃO SUBSTÂNCIAS AFETADAS TENDÊNCIA COMENTÁRIO, MECANISMO

DextranTempo de coagulaçãoresposta do fator vonWillebrand

Proteína sérica total,plasma

Uréia, soro

Grupo sangüineo

Sorologia

Potássio, Sódio, Magnésio

Glicose

Fosfato inorgânico,Potássio,

Amilase, Bilirrubina

Ácido úrico

pH do sangue teste decoagulação

Íons

Hemodiluição

5 - 10 seg. retardo

Biureto, método

dependente (turvação,

floculação, coloração

esverdeada)

pseudoaglutinação

Falso-positivo

Contaminação

Contaminação

Insulina

Acima de 15%,especialmente emrecém-nascidos

Efeito metabólico

Inibição

Contaminação

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Gamaglobulina

Eletrólitos

Glicose

Glicose

Frutose

Citrato(transfusão sangüínea)

Soro fisiológico 0,9%

QUADRO 7:

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Nos casos em que for imprescindível esta forma de coleta, deve-se tomar alguns cuidados, taiscomo:

• Obter o consentimento do médico assistente.

• O flebotomista deve ser minuciosamente treinado e deve respeitar rigorosamente as normaspadronizadas pela instituição.

• Comunicar ao laboratório que foi feita uma coleta através de um cateter de infusão e anotar nopedido a substância que está sendo infundida (soro fisiológico, glicose, dextran, medicamentos,etc.). Tudo isto porque, é possível haver influência do local da coleta sobre a composição doplasma/soro e, conseqüentemente, no resultado obtido.

Planejar a hora da coleta de acordo com cada tipo de infusão conforme o quadro 8:

RECOMENDAÇÕES PARA PLANEJAR AS INFUSÕES E ASAMOSTRAGENS DE SANGUE

INFUSÃOINÍCIO DA COLETA DE SANGUE

EM HORAS, DEPOIS DASESSÃO DE INFUSÃO

Emulsão de gordura 8

Solução rica em carboidrato 1

Aminoácidos e proteínas hidrolisadas 1

Eletrólitos 1

Guder, W. G.; Narayanan, S.; Wisser, H. et al – Samples: from the patient to thelaboratory. 2nd edition, Darmstadt, Git Verlag, 2001, pág 17.

Em qualquer situação, sempre é bom lembrar que:

• Uma possível contaminação com heparina deve ser sempre considerada nos casos de examesda coagulação, como o tempo de trombocitoplastina parcial ativada, e tempo de coagulação,que são extremamente sensíveis à sua interferência.

• As hemoculturas não devem ser colhidas via cateter, pois os organismos que colonizam asparedes do cateter podem contaminar a amostra.

QUADRO 8:

4.12.2 Coleta de sangue via cateter de infusão com heparina

Uma consideração importante deve ser feita quanto à coleta de sangue para testes decoagulação, onde um cateter preservado com heparina é utilizado, devido à importanteinterferência nos resultados dos exames que este tipo de coleta pode reproduzir. Devidoa estes problemas, sempre que possível, este tipo de coleta deve ser evitado.

Caso contrário, é recomendado descartar 5,0 mL de sangue, ou seis vezes o volume docateter, antes da coleta. O primeiro sangue coletado após este procedimento deve serusado para pesquisa não hemostasiológica (em tubo para soro), e o sangue subse-qüente obtido (em tubo de citrato), usado apenas para determinar substâncias insensí-veis à heparina: Tempo de Protrombina, fibrinogênio segundo Clauss, Anti Trombina III,monômero de fibrina. Para métodos heparino-dependentes, (tempo de trombina, Tem-po de Tromboplastina Parcial Ativado), deve ser colhido um segundo tubo de citrato. Éimportante rapidez na coleta do cateter para evitar coagulação.


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Passo a passo para coleta de sangue por cateter de infusão:

Ao iniciar o procedimento de coleta de cateter com infusão intravenoso:

1 Deve-se tomar todo cuidado para assegurar que o fluxo de infusão foi completamentedescontinuado.

2 Fazer antissepsia rigorosa (fig. 1).

3 Enxaguar a cânula com solução salina isotônica com volume proporcional ao tamanho do cate-ter (fig. 2). Os primeiros 5,0 mL de sangue devem ser descartados antes que a amostra desangue seja coletada (ver coleta com infusão de heparina para testes de coagulação pag. 41).(fig. 3)

4 Este procedimento deve ser feito somente por pessoal capacitado e, de preferência, em ambien-te hospitalar com prévio consentimento do médico assistente.

5 Conectar o adaptador de coleta a vácuo ou a seringa ao cateter e proceder a coleta (fig. 4).

6 Coletar o sangue (fig. 5, 6).

7 Retirar o adaptador ou a seringa (fig. 7).

8 Fazer a antissepsia rigorosa do cateter onde foi conectado o adaptador ou seringa (fig. 8).

9 Procedimentos para reinício de infusão no paciente devem ser realizados por profissionalhabilitado (fig. 9).

10 Deve ser documentado qual braço, e onde foi feita a coleta, proximal ou distal do local de infusão.

A coleta de sangue via cateter de infusão não é recomendada, podendo ser realizada em situ-ações de difícil acesso venoso.

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PASSO A PASSO PARA COLETA DE SANGUE POR CATETER DE INFUSÃO


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Importante: Não utilize o mesmo acesso venoso para mais de um frasco (a não ser que se colha 1 frasco anaeróbioe outro aeróbio), pois se aquele acesso estiver contaminado a probabilidade do médico tratarindevidamente o paciente aumenta muito.

Nota: Quando forem solicitadas pelo médico mais de uma amostra de hemocultura (ex: hemocultura 3 amostras)estas não devem ser colhidas simultaneamente da mesma punção (a não ser que se trate de um frascoaeróbico e outro anaeróbico, que tem indicações restritas). Não respeitar esta recomendação pode com-prometer seriamente a especificidade do exame.

Coleta de Sangue em Outros Tipos de Acessos:

4.12.3 Fístula artério-venosa

Fístula é uma conexão de desvio artificial feita por um procedimento cirúrgico para comuni-car uma veia com uma artéria. É usada para hemodiálise de pacientes com insuficiênciarenal.

Não se recomenda coletar sangue de um braço com fístula. Quando possível, amostrasdevem ser coletadas do braço oposto. Deve ser tomado todo cuidado ao manipular umafístula, pois é um acesso permanente.

4.12.4 Fluidos intravenosos

Uma coleta capilar é recomendada quando o acesso venoso não está prontamentedisponível.

Quando um fluido intravenoso (incluindo transfusão de sangue) é administrado ao paci-ente, não se recomenda colher sangue desta veia, pois os resultados dos testeslaboratoriais poderão ser errôneos.

O hospital deve estabelecer uma política institucional para estes tipos de coleta.

4.13 Hemocultura

Para a realização de hemocultura faz-se a coleta e a transferência de sangue para frascosespecíficos, contendo meios de cultura próprios para o crescimento de microrganismos aeróbiose/ou anaeróbios. A qualidade da coleta de sangue é fator limitante, tanto para a positividade dosfrascos, quanto para a agilidade dos resultados.

Ao se coletar na ascensão da temperatura, há chance de se obter maior número de bactérias oufungos, do que no pico febril. A coleta não deve ser realizada no descendente da curva térmica.

Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas:

O número de frascos e o intervalo entre as coletas são fundamentalmente determinados pela clínicado paciente e não pelo laboratório (Consenso Brasileiro de Sepse). Em pacientes adultos, 2 ou 3amostras de hemocultura, e em crianças, 2 amostras de hemocultura, seria o número ideal, sendo apartir de punções de locais diferentes.

De uma maneira geral deve-se colher 20,0 mL de sangue por hemocultura, ou seja, uma hemocul-tura de adulto requer 8 a 10 mL/frasco aeróbio e 8 a 10 mL/frasco anaeróbio e, hemocultura decriança (1 até 6 anos) requer 1 a 3 mL/frasco. Em recém-nascidos recomenda-se coletar 0,5 a 1 mLde sangue por punção venosa e inocular em frasco pediátrico, de acordo com recomendações dosfabricantes, pois o volume de sangue requerido pode variar consideravelmente.

O volume coletado é diretamente proporcional à probabilidade de o laboratório isolar a bactéria ou ofungo. Cada mililitro de sangue a mais coletado aumenta a positividade em média 3%. Portanto, salvocasos específicos, é importante que se colha o maior volume permitido pelo frasco.


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Antissepsia:

Não existe antisséptico instantâneo, portanto devemos cumprir alguns passos para obter a amostra desangue sem contaminar a amostra. Pode-se trabalhar com a seguinte metodologia:

• iniciar com álcool iodado 1%

• deixar secar

• retirar o excesso de iodo com álcool 70%

• deixar secar

• executar a punção como veremos a seguir.

Pode-se, também usar PVPi (Solução Tópica de Iodopovidona a 10 %) como antisséptico, em substi-tuição ao álcool iodado. Em pacientes alérgicos ao iodo, pode ser utilizado somente o álcool 70% ouclorexidina.

A necessidade de esperar secar o local da punção baseia-se no fato de que as bactérias são mortaspor desidratação. Nunca assoprar ou abanar o local da punção para agilizar o processo. A mesmarotina deve ser realizada na tampa do frasco contendo meio de cultura.

Atualmente, está contra-indicada a troca de agulha após a punção do paciente, pois se a antissepsiafor correta, não há aumento da contaminação dos frascos.

A coleta de hemocultura, usando escalpe e adaptador para coleta de sangue a vácuo, torna esteprocedimento seguro e contribui para a redução da contaminação da amostra. A coleta deve tambémser realizada em ambiente fechado, sem corrente de ar.

Ilustração de coleta dehemoculturacom escalpe para coleta desangue a vácuo

Passo a passo para a coleta de hemocultura:

1 Lavar e secar as mãos cuidadosamente.

2 Colocar o torniquete e selecionar o local da punção.

3 Retirar o torniquete.

4 Remover os selos da tampa dos frascos de hemocultura já identificados com nome do paciente,data e hora da coleta e número da amostra. Fazer uma antissepsia prévia nas tampas, comálcool 70%.

5 Limpar centralmente o local de punção com gaze ou algodão e álcool 70% (etílico ou isopropílico).

6 Depois limpar, com gaze ou algodão (estéreis) em movimento circular, do centro para a periferia,com uma solução 1 a 10% de iodo-povidine, (0,1 a 1% de iodo) ou clorexidina alcoólica (0,5%).

7 Permitir a secagem da área, para que o antisséptico tenha efeito local.

8 Remover o iodo ou clorexidina da pele com gaze ou algodão (estéreis) com álcool 70%.

9 Esperar o local secar. Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. Aguardar de 30segundos a 2 minutos.

10 Depois de limpar, não mais tocar o local.

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11 Calçar luvas estéreis.

12 Puncionar a veia do braço do paciente.

13 Em caso de coleta com escalpe para coleta de sangue a vácuo, observar a quantidade de san-gue que está fluindo para dentro do frasco de hemocultura, deixando sempre o frasco na posi-ção vertical e abaixo do local da punção, permitindo assim uma coleta fechada, sem necessida-de de manuseio e minimizando os riscos de contaminação da amostra (ver item 4.4.1).

14 Em caso de coleta com seringa e agulha, transferir o sangue imediatamente para o frasco dehemocultura.

15 Exercer pressão no local até cessar o sangramento.

16 Após a coleta, o frasco deve ser encaminhado imediatamente para o laboratório, ou mantido a 37°C.

Em caso de punção difícil, em que o flebotomista perca a veia, e tenha que fazer nova punção, reco-menda-se que todo o procedimento de antissepsia seja refeito.

4.14 Coleta de Sangue para Provas Funcionais

Provas funcionais são aquelas em que o organismo do paciente é estimulado ou suprimido, dealguma forma, antes da coleta do exame, por administração endovenosa ou ingestão de medica-mento ou substância, por meio de exercícios ou, até mesmo, permanecendo por um período emrepouso.

Recomenda-se que estes testes tenham acompanhamento médico e que o laboratório disponhade um local separado para sua realização. Devido à particularidade de se fazer coleta seriada desangue para as provas funcionais, o uso de escalpe é o mais indicado e, em geral, o ideal épuncionar uma só vez este paciente.

Técnica de utilização do escalpe para provas funcionais:

Escalpe para coletade sangue a vácuocom tubo gelseparador – sistemapara coletamúltipla de provasfuncionais.

Escalpe para coletade sangue a vácuocom tubo fluoreto –sistema para coletamúltipla de glicose.

Em coletas de provas funcionais, na maioria das vezes, é necessário manter o acesso venoso dopaciente viável para as coletas seriadas. Isto pode ser feito por meio da injeção de uma solução deheparina ou salina no escalpe, conforme protocolo do hospital ou laboratório, para evitar a formaçãode coágulos no tubo vinílico do escalpe.

Materiais Utilizados:

• Seringa descartável de 10,0 mL.

• Heparina (conforme protocolo do laboratório ou hospital).

• Solução Fisiológica (ampola de 10,0 mL).

• Tubo para coleta de sangue a vácuo, tampa vermelha, siliconizado de 10.0 mL, ou um tubo dedescarte (ver item 4.8).

• Tubos específicos para as provas a serem testadas.

• Escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo, ou cateter.

• Bandagem oclusiva.

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Passo a passo da coleta :

1 Conferir o material a ser usado no paciente.

2 Informá-lo sobre o procedimento.

3 Higienizar as mãos (ver item 4.3).

4 Calçar as luvas (ver item 4.3).

5 Posicionar o braço do paciente, inclinado-o para baixo, na altura do ombro.

6 Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e fechea mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente.

7 Fazer a antissepsia (ver item 4.3).

8 Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1).

9 Retirar o escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo da embalagem e rosqueá-lo no adaptador.

10 Fazer a punção com o bisel da agulha voltado para cima, se necessário, para melhor visualizar aveia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a antissepsia). Colocar umesparadrapo ou similar para prender o “butterfly” no braço do paciente.

11 Em geral, repouso de 30 minutos antes da coleta basal e da administração de medicamento deesímulo ou supressão (início do teste funcional).

12 Inserir o tubo para a 1ª amostra da prova e colher os exames basais.

13 Desgarrotear o braço do paciente.

14 Conectar a seringa de 10,0 mL no adaptador, de forma que o bico da seringa empurre a borrachada agulha, injetar cuidadosamente a solução preparada até que a extensão do escalpe se apre-sente limpa (1 a 2,0 mL), tomar cuidado para não injetar a solução na veia do paciente.

15 Desconectar e reservar a seringa.

16 Administrar a medicação ou substância específica à prova do paciente e marcar o tempo.

17 Na próxima coleta, introduzir o tubo siliconizado (ou tubo de descarte, ver item 4.8) e aspirar de1,0 mL a 2,0 mL de sangue, com a finalidade de limpar a extensão do escalpe.

18 Inserir o tubo para a 2ª amostra da prova.

19 Novamente, injetar cuidadosamente a solução preparada para manutenção da veia (quando foro caso) até que a extensão do escalpe se apresente limpa (1 a 2,0 mL), tomar cuidado para nãoinjetar a solução na veia do paciente, proceder assim até o final da prova.

20 Tanto a seringa quanto o tubo siliconizado (ou de descarte), devem ser identificados e colocadosnuma cuba ou similar. Estes materiais serão descartados ao final da prova.

4.15 Coleta de Sangue em Pediatria e Geriatria

Como o acesso venoso em pacientes pediátricos e geriátricos pode ser difícil, pois os mesmospossuem veias menos calibrosas, o êxito de uma coleta nestes pacientes requer agulhas demenor calibre, escalpes e tubos de menor volume.

Escalpe para coleta de sanguea vácuo comdispositivo de segurança

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4.16 Coleta de Sangue em Queimados

Dependendo das condições do paciente queimado, deve-se manter uma via de acesso preser-vada para infusão. No caso de coleta de sangue, recomenda-se procurar uma veia cujo acessoesteja íntegro e facilitado. Esta coleta também requer agulhas de menor calibre, escalpes etubos de menor volume.

Em alguns casos, pode-se colher sangue por punção capilar, com lancetas e microtubos.

Seringa de gasometriavedada e prontapara ser enviada aolaboratório

Coleta de gasometria:

A análise dos gases no sangue arterial é fundamental no tratamento de pacientes críticos, sendo emgeral necessária quando a amostra venosa não permite a medição adequada dos parâmetros deseja-dos pelo médico.

Os locais usuais para a realização da punção arterial são as artérias radial, braquial ou femural. Emsituações especiais, como por exemplo nos recém-natos, pode-se optar pelas artérias do couro cabe-ludo ou as artérias umbilicais durante as primeiras 24 a 48 horas de vida.

Após a obtenção da amostra arterial ou venosa despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-sea ponta da seringa com o dispositivo oclusor, e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos.O material necessita ser encaminhado de imediato ao laboratório, idealmente não excedendo o prazode 15 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da atividademetabólica dos leucócitos, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o contato dire-to da seringa com o gelo, isolando-a com papel, compressa ou similar, visando prevenir o congela-mento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise.

4.17 Gasometria

A coleta de sangue arterial ou venoso para análise dos gases sangüíneos requer cuidados naescolha do material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporteimediato ao laboratório.

A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateadana parede, com “balanceamento” de cálcio. Este tipo de material é facilmente obtido no merca-do e apresenta uma relação custo/eficiência satisfatória. O uso de seringa, de preparação “casei-ra”, utilizando heparina de sódio líquida também é aceitável, porém aumenta a possibilidade deinterferência na dosagem de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimi-camente ao cálcio, resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A introdução docálcio em concentração “balanceada”, nas seringas destinadas especificamente para coleta degasometria e eletrólitos, tem por finalidade minimizar os efeitos da queda deste íon na amostra.A heparina líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores in-compatíveis com a situação clínica do paciente.

As seringas específicas para a análise de gases sangüíneos, além de eliminarem o risco dediluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anticoagulante,evitando assim a formação de micro-coágulos que podem produzir resultados errôneos, bemcomo obstruir os equipamentos analisadores de gases sangüíneos.

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5. Garantia da Qualidade

Laudos de testes laboratoriais acurados (exatos e precisos) dependem, em grande parte, de umaflebotomia adequada, com a qual se obtêm amostras de qualidade. As diversas variáveis pré-analíticasdevem ser controladas de forma a preservar a representatividade e a integridade das amostras.

Estas recomendações para garantia da qualidade na fase pré-analítica fundamentam-se nos pro-gramas de acreditação de laboratórios clínicos da SBPC/ML (Sociedade Brasileira de PatologiaClínica/Medicina Laboratorial) e CAP (Colégio Americano de Patologistas).

5.1 Qualificação dos Fornecedores e Materiais

Uma das características básicas de todos os sistemas de gestão da qualidade é a recomenda-ção de que a organização:

1 especifique para aquisição os insumos e materiais, em função de suas características deimpacto sobre a qualidade pretendida.

2 qualifique os fornecedores de material em função dos produtos especificados e de outrascaracterísticas importantes para a organização.

3 monitore continuamente a qualidade dos insumos e materiais e dos respectivos fornecedores.

Ao laboratório recomenda-se avaliar criticamente, de preferência antes da sua aquisição, osmateriais de coleta, principalmente os recipientes, de forma a padronizar o uso de materiaisque não venham a contribuir com interferentes para as análises a serem realizadas. Isso podeser feito mediante uma combinação de estratégias, tais como: testagem direta, revisão daliteratura e avaliação das informações obtidas dos fabricantes (trabalhos científicos desenvol-vidos pelo fabricante em instituições médicas de referência nacional e mundial, comprovandoa funcionalidade de seus produtos) e fornecedores. Não há necessidade de testes locais exaus-tivos, contudo é bom que se saiba que não há como garantir que os recipientes de coleta e detransferência dos mais variados fabricantes se comportarão de forma absolutamente inerte,uma vez que materiais usados na sua fabricação podem levar a resultados errôneos, inclusivecom conseqüências médicas. Igualmente, o preenchimento excessivo ou insuficiente de tubosde coleta a vácuo pode levar a erros.

5.2.1 Agulhas para coleta múltipla

• 25 x 7 mm (22 G1), em geral, preta: Usualmente indicada para pacientes geriátricos,pediátricos e com acesso venoso difícil.

• 25 x 8 mm (21 G1), em geral, verde: Usualmente indicada para pacientes com bomacesso venoso, é a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo mais utilizada.

5.2 Especificação dos Materiais para Coleta de Sangue a Vácuo

Agulhas de coleta múltipla de sangue a vácuo

As agulhas para coleta de sangue a vácuo têm duas pontas: uma maior (proximal) que seráinserida no braço do paciente e outra menor (distal), recoberta por um manguito de borracha,que perfura o tubo a vácuo no momento da coleta. No meio da agulha há uma parte plástica comrosca, onde será rosqueado o adaptador para coleta de sangue a vácuo.

Algumas agulhas são siliconizadas e têm o bisel em corte trifacetado a laser com o intuito defacilitar e tornar menos dolorosa a punção. Algumas também possuem dispositivos de seguran-ça, que permitem uma coleta segura ao flebotomista.


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Figura ilustrando os diversos tipos de agulhasde coleta múltipla de sangue a vácuo:verde – 21 G1, amarela – 20 G1 ½,preta – 22 G1 e, na parte inferior,agulhas com dispositivo de segurança

5.2.2 Adaptadores para coleta de sangue a vácuo

O adaptador é uma peça plástica que, uma vez rosqueada à agulha de coleta múltipla de sangue avácuo, possibilita ao flebotomista uma melhor empunhadura e segurança na hora da coleta venosa.Cada fabricante produz o adaptador adequado ao seu sistema de coleta de sangue a vácuo (adaptador,agulha, tubo a vácuo). Cabe ao laboratório especificar em sua compra o adaptador compatível com ostubos a vácuo e agulhas para coleta múltipla que utiliza, para obter as facilidades do sistema a vácuoe evitar perda de materiais por incompatibilidade entre eles.

5.2.3 Escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo

Escalpe para coleta de sangue avácuo

Adaptadores paracoleta de sangue avácuo

Os escalpes para coleta de sangue a vácuo são similares aos escalpes de infusão, a dife-rença é que no luer, porção final do tubo vinílico, existe uma peça acoplada, onde o adaptadoré rosqueado, com uma agulha recoberta por uma manga de borracha. Alguns escalpespossuem dispositivos de segurança que, ao término da punção, recobrem a agulha prote-gendo o flebotomista de uma contaminação por acidente com perfurocortante.

Escalpes para coleta de sangue a vácuo; com os seguintes calibres:

• 21G (calibre 8), em geral, verde: Usualmente utilizado para pacientes com bom acesso venoso.

• 23G (calibre 6), em geral, azul claro: Usualmente é o mais utilizado em pacientes geriátricos,pediátricos, neonatos e pacientes em tratamentos com quimioterápicos, isto é, em geral pacien-tes com acesso venoso difícil.

• 25G (calibre 5), em geral, azul escuro: Usualmente utilizado para o mesmo perfil de pacientesacima descritos, porém com acessos venosos ainda mais difíceis.

O flebotomisma deve escolher o produto que melhor se adeqüe ao acesso venoso de seu paciente.

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5.2.4 Tubos para coleta de sangue a vácuo

Tubos para coleta desangue a vácuo

5.3 Comentários sobre a ISO 6710.2 - Single-use Containers for Human Venous Blood SpecimenCollection (ISO – Internacional Organization for Standardization.

Os tubos para coleta de sangue a vácuo são de uso único e devem ter seu interior estéril, possuemvácuo calibrado e volume/quantidade de anticoagulante proporcional ao volume de sangue a ser aspira-do especificado em sua estiqueta. Temos no mercado tubos de diversos volumes de aspiração e carac-terísticas físicas. O que deve ser verificado é se o produto está devidamente registrado na ANVISA (Agên-cia Nacional de Vigilância Sanitária) e é fabricado de acordo com as Boas Práticas de Fabricaçãoestabelecidas pela ANVISA e ou por outros padrões internacionais ISO 6710.2, NCCLS, FDA (Food andDrug Administration), CE (Comunidade Européia). Importante também é verificar se o fabricante com-prova a funcionalidade dos tubos, preferencialmente através de documentação científica. Outro pontorelevante é a compatibilidade destes tubos com os equipamentos usados no laboratório. Quando damudança de fornecedor, é importante solicitar estas informações ao fabricante.

A Norma ISO 6710.2 é uma padronização internacional que especifica requisitos e metodologiaspara testes de tubos de uso único para coleta de sangue, a vácuo e não-vácuo, para uso princi-palmente pelos fabricantes. Ela não especifica, contudo, requisitos para agulhas e adaptadorespara coleta de sangue.

Os fabricantes devem basear-se nestas especificações para a fabricação de seus tubos paracoleta de sangue a vácuo e não-vácuo.

A norma especifica que o tubo deve ser fabricado com um material que permita uma clara visãodo conteúdo quando submetido a uma inspeção visual. Recomenda também que a superfícieinterna dos tubos de vidro para testes de coagulação evite a ativação do coágulo.

Se o tubo for recomendado para análises específicas de certas substâncias, o nível máximo decontaminação interior deste tubo com esta substância, e seu método analítico aplicado, devemestar contidos na literatura que o acompanha, na sua etiqueta ou embalagem. Para determina-ções de metais e outras substâncias específicas, a formulação do material da rolha deve ser talque não interfira nos resultados destas análises.

É importante atentar ao fato de que, para determinações de alta sensibilidade analítica (ex:fluorimetria), os limites de interferência usualmente testados podem não estar adequados,recomendando-se consultas ao fabricante a respeito de potenciais interferentes.

Tubos que contenham anticoagulantes, que sabidamente podem atuar como potenciais meiosde cultura (ex. citrato e ACD - Ácido Cítrico, Citrato e Dextrose), devem ser estéreis. A esterilidadeé obrigatória também quando, durante a coleta de sangue, existir a possibilidade do contatodireto entre o interior do tubo e o fluxo sangüíneo do paciente; portanto o fabricante deve asse-gurar que o interior de seus tubos seja estéril.

A norma especifica também os aspectos relativos à capacidade dos tubos e os testes previs-tos para a avaliação da variação de capacidade permitida. Para tubos com aditivos, háespecificação de espaço suficiente para que possa ser efetivada uma homogeneização mecâ-nica ou manual. Os tubos também devem ser projetados para que apresentem apenas umavariação de aspiração do volume nominal de ± 10%.

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1 EDTA é a abreviação para ácido etilenodiaminotetracético

2 Demonstra o raio entre o volume de sangue pretendido e o volume de anticoagulante (ex. 9partes de sangue para 1 parte de anticoagulante citrato de sódio).

3 É recomendado que tubos que não contenham ativador de coágulo sejam codificados com aletra Z e tenham a cor vermelha, assim como a descrição do reagente.

ADITIVOS CÓDIGOALFA

CÓDIGO DECORES

EXAMES MAISCOMUNS

EDTA 1 sal dipotássicosal tripotássicosal dissódico

EDTA sal dipotássicocom gelseparador

Citrato Trissódico 9:12

Citrato Trissódico 4:12

Fluoreto/Oxalato

Fluoreto/ EDTA

Fluoreto/Heparina

Heparina de Lítio

Heparina de Sódio

Citrato Fosfato DextroseAdenina

Siliconizado3

Ativador de coágulo egel separador

K2 E

K2 EK3 EN2 E

9NC

4NC

FX

FE

FH

LH

NH

CPDA

Z

Ativadorde

coágulo

LilásLilásLilás

Brancatranslúcida

Azul claro

Preta

Cinza

Cinza

Verde

Verde

Verde

Amarela

Vermelha

Amarela

HemogramaPlaquetas

Biologia molecular

Testes de Coagulação

Velocidade deHemossedimentação

Glicose

Glicose

Glicose

Exames bioquímicos emgeral; gasometria (so-mente em seringa pré-

heparinizada)

Exames bioquímicosem geral

Preservação de células

Exames sorológicos ebioquímicos em geral

Exames sorológicos,bioquímicos em geral,drogas terapêuticas e

hormônios.

QUADRO 9:

Além disso, a norma especifica a tampa do tubo, de forma que não seja desprendida durante ahomogeneização, havendo um teste de vazamento recomendado para garantir a vedação. A tam-pa do tubo também deve possuir um desenho que permita sua remoção manual ou por métodosmecânicos, e que evite contaminação do usuário pela amostra (protegendo-o do efeito aerosol).

Há métodos especificados para testar a resistência do tubo que contém amostra, que deveresistir a uma aceleração de 3.000 g num eixo longitudinal.


Tubos que contenham anticoagulantes considerados potenciais meios de cultura, comocitrato e ACD, devem ser projetados e validados pelo fabricante , de forma a assegurar uminterior estéril.

CÓDIGOS ALFA E CÓDIGOS DE CORES RECOMENDADOSPARA IDENTIFICAÇÃO DOS ADITIVOS *

* Quadro adaptado relacionando as áreas onde serão utilizados os tubos.


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As normas NCCLS recomendam o uso de alguns tipos anticoagulantes que preservam melhor a qua-lidade das amostras, por exemplo:

• EDTA K2 é o anticoagulante recomendado para hematologia por preservar melhor a integridadedas células sangüíneas. Este anticoagulante também é recomendado pelo ICSH - InternationalCouncil for Standardization in Haematology.

• Citrato de Sódio tamponado a 0,109 mol/ L (3,2%) numa proporção de 9:1, ou seja, 9 partes desangue para 1 parte de citrato, é o anticoagulante recomendado para os testes de coagulação.

A norma ISO 6710.2 recomenda que as etiquetas não devem circundar completamente os tubos e acola usada deve fornecer uma aderência adequada às condições de temperatura e umidade de usodo tubo, durante um tempo adequado. O fabricante é responsável por informar as condições de resis-tência da etiqueta.

5.3.1 Informações que o tubo a vácuo deve conter descritas no rótulo ou mesmo no tubo:

• marca do fabricante ou fornecedor ou marca registrada.

• número do lote.

• código do aditivo ou descrição do conteúdo.

• data de validade.

• volume nominal.

• linha de preenchimento, quando necessário (para tubos sem vácuo).

• a palavra “estéril” se o fabricante garantir que o interior do tubo, antes de ser aber-to, é estéril.

• As palavras “produto de uso-único” ou um símbolo gráfico de acordo com a ISO7000-1051.

• Se for usado glicerol na fabricação do produto, isto deve estar descrito no rótulo e naembalagem.

Até o presente momento não existe um acordo internacional de codificação por cores, mas a maioriados fabricantes segue uma padronização de cores de tampas, ajudando a evitar a possibilidade deerros pré-analíticos na coleta laboratorial.

5.3.2 Concentração e volume dos anticoagulantes

A norma ISO 6710.2 especifica as concentrações dos anticoagulantes, molaridade e pro-porção em relação à quantidade de sangue aspirada pelos tubos.

• Sais ácidos etilenodiaminotetracéticos (EDTA) [CH2N(CH2COOH2)]2

As concentrações dos sais dipotássico, tripotássico e dissódico devem estar dentro do intervalo de1,2 mg a 2,0 mg de EDTA anidro por 1,0 mL de sangue.

• Citrato trissódico (Na3C6H5 O 7.2H2O)

As concentrações de solução de citrato trissódico devem estar dentro do intervalo de 0,1 mol/L a 0,136mol/L, com uma tolerância permitida de ± 10%. Alguns estudos revelam que o tubo de citrato não deveter volume de aspiração parcial, para evitar a agregação plaquetária ativada pelo espaço livre no tubo.

O tubo de citrato deve ser produzido para que aspire uma solução de 9:1, ou seja, 9 partes de sangueadicionadas a 1 parte de solução de citrato.

O tubo para VHS (Velocidade de Hemossedimentação), pelo método Westergreen, deve aspirar 4partes de sangue adicionadas a 1 parte de citrato trissódico.


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• Fluoreto/Oxalato

As concentrações de oxalato de potássio mono-hidratado devem estar dentro do intervalo de 1,0 mg a3,0 mg, e de 2,0 mg a 4,0 mg de fluoreto de sódio por mL de sangue.

• Fluoreto/EDTA

As concentrações de EDTA devem estar dentro do intervalo de 1,2 a 2,0 mg de EDTA, e de 2,0 a 4,0 mgde fluoreto de sódio por mL de sangue.

• Fluoreto/Heparina

As concentrações de heparina devem estar dentro do intervalo de 12 a 30 UI (Unidade Internacional)de heparina, e de 2,0 a 4,0 mg de fluoreto de sódio por mL de sangue.

• Heparina de Sódio e Heparina de Lítio

As concentrações dos anticoagulantes acima devem estar dentro de um intervalo de 12 a 30 UI (Unida-de Internacional) por mL de sangue.

• Citrato (C)/ Fosfatase (P)/Dextrose (D) /Adenosina (A) - (CPDA)

A formulação deste aditivo deve ser:

Ácido cítrico anidro ............................................................................................ 2,99 g

Citrato trissódico (dehidratado) ......................................................................... 26,3 g

Fosfato de sódio monobásico (mono-hidratado) [NaH2PO4H2O] .................... 2,22 g

Dextrose (mono-hidratada) ................................................................................ 31,9 g

Adenina [C5H5N5] ............................................................................................... 0,275 g

Água em quantidade suficiente para formar .................................................... 1.000 mL

Devem ser adicionadas 6 partes de sangue para 1 parte de CPDA, com uma tolerância de ± 10%.

Nota: Os aditivos podem apresentar-se fisicamente em várias formas como: solução, solução de sprayseco, liofilizado ou pó. Os intervalos de concentração permitem diferentes raios de solubilidade edifusão destas várias formas, especificamente para o EDTA.

A esterilidade é obrigatória quando, durante a coleta de sangue, existir a possibilidade do con-tato direto entre o interior do tubo e o fluxo sangüíneo do paciente, portanto o fabricante devegarantir que o interior de seus tubos é estéril.

5.4 Requisição de Exames

Todas as amostras devem ser acompanhadas de requisição formal adequada, em consonânciacom uma política de identificação e registro consistentemente aplicável.

Cada paciente deve ser cadastrado de forma a ser identificado de maneira única.

5.5 Identificação e Rastreabilidade

A identificação da amostra começa na identificação do paciente hospitalar ou ambulatorial. Estaetapa é, portanto, crucial. A partir deste momento, deve-se buscar uma forma de estabelecer umvínculo seguro e indissociável entre o paciente, amostra colhida, flebotomista e materiais paraque, no final do processo, seja garantida a rastreabilidade.

Cada laboratório tem autonomia para estabelecer sua própria sistemática, consistente para acorreta identificação das amostras dos pacientes, desde o local de coleta até o seu descarte,passando por todas as fases e etapas dos processos analíticos.


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5.6 Documentação

Recomendam-se a disponibilização de instruções escritas para coleta de sangue venoso eque as mesmas estejam disponíveis para os flebotomistas em todos os locais necessários,permanentemente.

O manual de coleta/processamento de amostras precisa ser revisto quando necessário ou periodi-camente, de forma a garantir a atualidade de seu conteúdo. Todas as alterações devem ser anali-sadas criticamente antes de sua implementação, de forma a garantir que o conteúdo correspondaàs práticas reais e atuais. Todas as emissões, alterações e revisões do manual de coleta/processa-mento das amostras devem ser aprovadas, e é preciso haver registros correspondentes a essasatividades. O responsável técnico pelo laboratório é quem responde pela documentação e por suarevisão, mas essas funções podem ser formalmente delegadas a uma pessoa habilitada.

Para amostras que serão enviadas para laboratórios de apoio ou de referência, devem estar dispo-níveis as instruções pré-analíticas provenientes dos respectivos laboratórios, atualizadas e fiéis.

5. 7 Capacitação e Treinamento do Pessoal

Todo o pessoal que realiza coleta de sangue, inclusive aquele que atua à distância do laboratóriocentral, deve ser treinado nas técnicas de coleta e na seleção e uso dos equipamentos e materi-ais adequados, registrando-se essa atividade.

Recomenda-se uma sistemática que permita que os coletadores recebam informações sobre aqualidade das amostras coletadas por eles.


O manual de coleta/processamento de amostras precisa ser revisto quando necessário ouperiodicamente, de forma a garantir a atualidade do seu conteúdo.


Os procedimentos de coleta necessitam de revisão periódica para garantir a atualizaçãodo seu conteúdo. Os novos conhecimentos devem ser informados aos colaboradores epraticados durante os programas de treinamentos, antes da sua efetiva implantação.

Recomenda-se, como conteúdo mínimo do manual de coleta, os seguintes ítens:

• informações clínicas, quando necessárias (ex: triagem materno-fetal de defeito de tubo neural,monitorização de drogas terapêuticas).

• instruções para o preparo do paciente.

• necessidade de cronometragem especial para a coleta (ex: clearance de creatinina).

• tipo de recipiente de coleta e quantidade de amostra a ser coletada (mínima e ideal).

• tipos e quantidades de anticoagulantes e/ou conservantes.

• condições especiais para o manuseio da amostra, desde a coleta até o seu recebimento na áreatécnica respectiva (ex: refrigeração, entrega imediata, etc.).

• identificação e rotulagem adequadas da amostra.


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6.3 Formação de Hematoma

A formação de hematoma é a complicação mais comum da venopunção. O hematoma origina-sedo extravasamento do sangue para o tecido, durante ou após a punção, sendo visualizado naforma de uma protuberância. A dor é o sintoma de maior desconforto ao paciente, e eventualmen-te, pode ocorrer a compressão de algum ramo nervoso. Caso a formação do hematoma sejaidentificada durante a punção, deve-se retirar imediatamente o torniquete e a agulha. É necessáriauma compressão local durante pelo menos dois minutos. O uso de compressas frias pode auxiliarna atenuação da dor local.

As situações que podem precipitar a formação de um hematoma são:

• Veia frágil ou muito pequena, em relação ao calibre da agulha.

• A agulha ultrapassa a parede posterior da veia puncionada.

• A agulha perfura parcialmente a veia, não penetrando por completo.

• Diversas tentativas de punção sem sucesso.

• A agulha é removida sem antes remover o torniquete.

• Pressão inadequada aplicada no local da punção.

Qual o fator que precipita a formação de hematoma mesmo após uma coleta de sanguebem sucedida?

O procedimento de dobrar o braço após a retirada da agulha e/ou carregar objetos relativa-mente pesados logo após a coleta, contribuem sobremaneira para a formação do hematoma.

6. Aspectos de Segurança na Fase de Coleta

6.1 Segurança do Paciente

Cabe ao funcionário tranqüilizar o paciente antes da coleta, para que esta seja realizada comsucesso. Se o paciente estiver preocupado com a intensidade da dor decorrente do procedi-mento, deve-se agir com honestidade, explicando-se que a sensação dolorosa produzirá umleve desconforto, porém de curta duração.

Recomenda-se que a coleta seja realizada com o paciente acomodado confortavelmente, sentadoou deitado, orientando-se o paciente sobre a importância da manutenção do membro superiorimóvel durante todo o ato da coleta. Nas coletas infantis e em casos de portadores de condiçõesespeciais, recomenda-se que esta orientação seja ministrada também para os acompanhantes.

Não existe um procedimento eficiente que facilite uma coleta infantil. Porém, artifícios relativamentesimples podem auxiliar, sobremaneira, neste tipo de coleta. Ao lidar com crianças pode-se solicitarsua colaboração, convidando-as a participar ativamente do processo da coleta, por exemplo, se-gurando o algodão, gaze ou o curativo adesivo. O uso de curativos estampados com figuras etemas infantis auxilia a fixar uma impressão positiva da coleta de sangue.

6.2 Riscos e Complicações da Coleta

Recomenda-se que a equipe de coleta do laboratório institua medidas de segurança para que osriscos e as complicações decorrentes desta atividade sejam mínimos para os pacientes. Certa-mente, a padronização de condutas e os treinamentos freqüentes dos funcionários envolvidoscontribuem para que a meta de redução de riscos e complicações seja alcançada e, deste modo,o serviço seja reconhecido como seguro e confiável.

6.4 Punção Acidental de uma Artéria

A probabilidade de puncionar acidentalmente uma artéria é um fato relativamente raro. A escolhaadequada do local da punção é primordial para evitar este tipo de acidente. Este tipo de ocorrên-cia está associado à tentativa de uma punção venosa profunda e mais freqüentemente quando


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se tenta puncionar a veia basílica, que se localiza muito próxima à artéria braquial. A punçãoacidental de uma artéria pode ser identificada pelo vermelho vivo do sangue e pela drenagem dosangue em jato, ou pelo ritmo pulsátil do sangue para o interior do tubo. Caso ocorra a punçãoinadvertida de uma artéria, é importante realizar uma pressão local por, pelo menos, 5 minutos,além de uma oclusão mais eficiente do local da punção.

6.5 Anemia Iatrogênica

O volume de sangue normalmente coletado de pacientes hígidos, para a realização das análiseslaboratoriais, não produz qualquer tipo de prejuízo ao organismo.

Nos laboratórios hospitalares há necessidade de adequar-se o volume de sangue, evitando-seredundâncias de exames e recoletas indevidas, principalmente nos pacientes com algum grau deanemia. Neste requisito, especial atenção deve ser dispensada às coletas pediátricas, recomen-dando-se a utilização de dispositivos específicos para coletas infantis disponíveis no mercado.

Uma boa prática no laboratório clínico é o estabelecimento do volume mínimo necessário para arealização dos parâmetros laboratoriais. A integração entre corpo clínico (médicos e a equipe deenfermagem) com o laboratório é fundamental para que haja a prevenção da perda de sangueiatrogênica.

6.6 Infecção

A possibilidade do desenvolvimento de um processo infeccioso no local da venopunção, embo-ra rara, não deve ser desprezada. A antissepsia do ponto de punção deve ser bem executada ea área preparada para a punção não deve ser tocada após este processo. Medidas de antissepsiatambém devem ser objeto de discussão, padronização e otimização nas atividades de boaspráticas. Dentre as medidas preconizadas e recomendadas estão: o uso de algodão hidrófiloembebido em álcool etílico comercial, álcool iodado ou antissépticos à base de iodo, disponíveiscomercialmente. O intervalo entre a remoção do protetor da agulha e o ato da venopunção deveser o mínimo possível. O curativo adesivo deve ser aberto somente no momento da aplicação napele do paciente e mantido por pelo menos 15 minutos após a coleta.

6.7 Lesão Nervosa

Para evitar eventual risco de lesão de algum ramo nervoso, recomenda-se evitar a inserção muitorápida ou profunda da agulha. A punção de uma veia por meio de múltiplas tentativas deredirecionamento da agulha, já inserida, de forma aleatória, não deve ser realizada. Caso não seobtenha sucesso na primeira tentativa de punção, a agulha deve ser retirada e uma segundapunção deve ser realizada, preferencialmente noutro local. O paciente deve ser orientado a nãorealizar movimentos bruscos durante o ato da coleta.

6.8 Dor

A dor no ato e após a punção é de baixa intensidade e suportável. Tranqüilizar o paciente antesda coleta auxilia sobremaneira no seu relaxamento, tornando o ato da punção menos doloroso.

O local da punção deve estar seco, caso tenha sido utilizado o álcool na antissepsia, fato quediminui a sensação dolorosa.

A dor intensa, parestesias, irradiação da dor pelo braço, apresentadas durante ou após avenopunção, indicam comprometimento nervoso e requerem medidas específicas já citadas.

6.9 Segurança do Flebotomista

A principal forma de transmissão de agentes infecciosos na coleta se dá por contato. O contatopode ser direto (respingos de materiais biológicos que atingem pele e mucosa, acidentesperfurocortantes, etc.) ou indireto (contato da pele com superfícies contaminadas, contato da mãocontaminada com mucosas ou pele que não esteja intacta). A outra forma de transmissão possívelé a inalação de aerossóis. A formação de aerossóis também pode ocorrer durante a preparaçãodas amostras.


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Recomenda-se que os funcionários da coleta sejam imunizados com vacinação contra hepati-te B além do esquema regular de vacinações definido pela Secretaria de Saúde dos Estados.

6.10 Boas Práticas Individuais

• É proibido comer, beber, fumar ou mastigar gomas de mascar (chicletes) no laboratório.

• Nunca armazenar alimentos ou bebidas nos armários, gavetas, refrigeradores e freezers utiliza-dos para o armazenamento de reagentes, amostras biológicas, materiais e insumos para coleta.

• Não levar à boca canetas e lápis e demais objetos empregados no ambiente de trabalho.

• Não fazer a aplicação de cosméticos e maquiagens na área de coleta.

• Evitar o manuseio de lentes de contato na área de coleta do laboratório.

• Visando-se evitar acidentes, sobretudo nas áreas de coletas infantis, os cabelos compridosdevem permanecer presos durante o período de trabalho.

• As unhas precisam ser limpas, aparadas e recomenda-se que, ao utilizar-se de esmaltes,estes sejam de cor clara.

• Deve ser evitado o uso de correntes compridas no pescoço, grandes brincos pendentes naorelha ou braceletes soltos.

• Lavar as mãos freqüentemente.

6.11 Equipamentos de Proteção Individual (EPI)

• Utilizar o uniforme recomendado pelo empregador, na área de coleta, cobrindo adequada-mente todas as partes do corpo. Na ausência de um uniforme padrão seria recomendávelsobrepor à vestimenta um avental de tecido lavável ou descartável, longo e de mangas com-pridas, que alcance o nível do joelho. As boas práticas de segurança recomendam que esteavental deve sempre ser retirado ao sair da área de coleta do laboratório, não sendo corretoseu uso nas áreas de alimentação e descanso.

• Não se recomenda o uso dos equipamentos de proteção individual fora do perímetro ondeseu uso está indicado.

• Recomenda-se sempre a utilização de luvas pelo flebotomista durante o ato da coleta. Astrocas necessitam ser efetuadas quando houver qualquer contaminação com material biológi-co. Lavar as mãos sempre que for necessário trocar de luvas.

• Não manusear objetos de uso comum (telefone, maçanetas, copos, xícaras, etc.) usando luvas.

• Não descartar as luvas nas lixeiras de uso administrativo.

• A utilização de máscaras é recomendada quando o ato da coleta do material biológico sugerirrisco de contaminação pela formação de gotículas ou aerossóis.

• Utilizar sapatos confortáveis com solado antiderrapante e de saltos não muito altos, para quese minimizem os riscos de acidentes. Na área de coleta não se recomenda o uso de sandálias,chinelos, outros calçados abertos.

6.12 Cuidados na Sala de Coleta

• Desinfetar imediatamente as áreas contaminadas.

• Comunicar ao superior imediato os acidentes com material infectante.

• A sala de coleta é exclusiva para este fim, sendo que o paciente e o flebotomista são as únicaspessoas que deverão permanecer no local. Exceções a esta regra são as situações ondehouver necessidade de um acompanhante para auxiliar na execução do procedimento.

6.13 Descarte Seguro de Resíduos

O gerenciamento dos Resíduos de Serviços de Saúde (RSS), onde se inserem os gerados noslaboratórios, se constitui num conjunto de procedimentos de gestão, planejados e implementados


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a partir de bases científicas e técnicas, normativas e legais, com o objetivo de minimizar a produ-ção de resíduos e proporcionar o descarte seguro e eficiente, visando a proteção dos trabalha-dores, a preservação da saúde pública, dos recursos naturais e do meio ambiente. A gestãodeve abranger todas as etapas de planejamento dos recursos físicos, materiais e da capacitaçãodos recursos humanos envolvidos no manejo dos RSS (Resíduos de Serviço de Saúde).

É recomendável que o laboratório atenda às orientações e regulamentações estaduais, munici-pais ou federais, no que diz respeito ao gerenciamento de resíduos de serviços de saúde.

6.13.1 Classificação dos resíduos de saúde

A RDC (Resolução de Diretoria Colegiada) ANVISA nº 306 de 07/12/2004 em seu apêndi-ce I, classifica os resíduos de saúde conforme segue:

GRUPO A: Resíduos com possível presença de agentes biológicos que, por suas ca-racterísticas, podem apresentar risco de infecção.

GRUPO B: Resíduos contendo substâncias químicas que podem apresentar risco àsaúde pública ou ao meio ambiente, dependendo de suas característicasde inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade.

GRUPO C: Quaisquer materiais resultantes de atividades humanas que contenhamradionuclídeos em quantidades superiores aos limites de isenção especifi-cados nas normas do CNEN (Conselho Nacional de Energia Nuclear) epara os quais a reutilização é imprópria ou não prevista.

GRUPO D: Resíduos que não apresentem riscos biológico, químico ou radiológico àsaúde ou ao meio ambiente, podendo ser equiparados aos resíduosdomiciliares.

GRUPO E: Materiais perfurocortantes ou escarificantes, tais como: lâminas de barbe-ar, agulhas, escalpes, ampolas de vidro, brocas, limas endodônticas, pon-tas diamantadas, lâminas de bisturi, lancetas; tubos capilares;micropipetas; lâminas e lamínulas; espátulas; e todos os utensílios devidro quebrados no laboratório (pipetas, tubos de coleta sanguínea e pla-cas de Petri) e outros similares.

O percentual médio da composição dos resíduos gerados nos estabeleci-mentos de saúde para os grupos A, B e C varia de 10% a 25% e, de 75% a90% para o grupo D. O setor de coleta do laboratório pode gerar resíduosclassificados nos 4 grupos descritos.

Os laboratórios clínicos necessitam elaborar um PGRSS (Plano deGerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde) - baseado nas caracte-rísticas dos resíduos gerados e na sua classificação, estabelecendo as dire-trizes de manejo dos RSS. O PGRSS obedece a critérios técnicos, legislaçãoambiental, devendo ser compatível com as normas locais relativas à coleta,transporte e disposição final dos resíduos gerados nos serviços de saúde,estabelecidas pelos órgãos locais responsáveis por estas etapas. O respon-sável técnico pelo laboratório pode ser o coordenador de sua elaboração eimplantação, mas quando a sua formação profissional não abranger os co-nhecimentos necessários, este poderá ser assessorado por equipe de traba-lho que detenha estas qualificações correspondentes.

É importante divulgar e capacitar a equipe de coleta neste documento queé exigido por lei, assim como os prestadores de serviço, tais como firmasde conservação e limpeza, pois o documento também contempla as açõesa serem adotadas em situações de emergência (incêndio, falta de energia)e em casos de acidentes (por exemplo: por perfurocortantes).

A RDC ANVISA nº 306/2004 indica que os serviços com sistema próprio detratamento de RSS necessitam registrar as informações relativas aomonitoramento do RSS, em documento próprio, arquivado em local segurodurante cinco anos.


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6.13.2 Identificação dos resíduos

Recomenda-se identificar os sacos de acondicionamento, os recipientes de coleta internae externa, os recipientes de transporte interno e externo, e os locais de armazenamento.A identificação deve ser clara e de fácil visualização conforme NBR 7.500 - ABNT, 2000,além de atender às exigências relacionadas à identificação de conteúdo e ao risco espe-cífico de cada grupo de resíduos. O uso de adesivos é permitido, desde que seja garan-tida a resistência destes aos processos normais de manuseio dos sacos e recipientes.

6.13.3 Manejo dos RSS (resíduos de seringa de saúde)

O manejo dos RSS é entendido como a ação de gerenciar os resíduos em seus aspec-tos internos e externos do laboratório, desde a geração até a disposição final.

Após o procedimento de coleta, os resíduos perfurocortantes (agulhas, lancetas, lâmi-nas de vidro, etc.) devem ser imediatamente desprezados em recipientes conhecidoscomo caixas ou recipientes plásticos para descarte de perfurocortantes. Estes materiaisestão disponíveis comercialmente e são produzidos segundo as especificações técni-cas da ANVISA, quanto ao material e à identificação.

O tratamento do resíduo pelo próprio laboratório pode ser realizado empregando-se osseguintes processos de esterilização:

• Meios físicos: calor e radiações ionizantes.

• Meios químicos: gases (óxido de etileno e formaldeído) ou líquidos microbicidas (tais como; glutaraldeído).

A categoria A (resíduos com risco biológico) com resquícios de amostras de laboratóriocontendo sangue ou líquidos corpóreos, recipientes e materiais resultantes do processode assistência à saúde, contendo sangue ou líquidos corpóreos na forma livre. Devem sersubmetidos a tratamento antes da disposição final. Utilizando-se processo físico ou ou-tros processos que sejam validados para a obtenção de redução ou eliminação da cargamicrobiana, em equipamento compatível.

Ao final, se não houver descaracterização física, ou seja, manutenção das estruturas dosresíduos tratados, eles devem ser acondicionados em saco branco leitoso, que devemser substituídos quando atingirem 2/3 de sua capacidade ou, pelo menos, 1 vez a cada 24horas, e identificados.

Havendo descaracterização física das estruturas, podem ser acondicionados como resí-duos do Grupo D (resíduo comum) de acordo com as orientações dos serviços locais delimpeza urbana, utilizando-se sacos impermeáveis, devidamente identificados, contidosem recipientes.

O acondicionamento para transporte deve ser em recipiente rígido, resistente a perfura-ção, ruptura e vazamento, com tampa provida de controle de fechamento e devidamenteidentificado, de forma a garantir o transporte seguro até a unidade de tratamento.

Para os resíduos do Grupo D, destinados à reciclagem ou reutilização, a identificaçãodeve ser feita nos recipientes e nos abrigos de guarda de recipientes, usando código decores e suas correspondentes nomeações, baseadas na Resolução CONAMA ( Conse-lho Nacional do Meio Ambiente) nº. 275/2001, e símbolos de tipo de material reciclável: I- azul - PAPÉIS , II - amarelo – METAIS, III - verde – VIDROS, IV - vermelho - PLÁSTICOS,V- marrom - RESÍDUOS ORGÂNICOS, para os demais resíduos do Grupo D deve ser utili-zada a cor cinza nos recipientes. Caso não exista processo de segregação para reciclagem,não existe exigência para a padronização de cor destes recipientes.

Segundo a RDC ANVISA nº 306/2004 para o grupo E, que envolve os materiaisperfurocortantes, estes devem ser descartados separadamente, imediatamente após ouso em recipientes rígidos, resistentes à perfuração, ruptura e vazamento, com tampa edevidamente identificados (norma NBR 13853/97 da ABNT), sendo expressamente proi-bido o seu reaproveitamento. As agulhas descartáveis não devem ser novamenteencapadas.


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O volume dos recipientes de acondicionamento deve ser compatível com a geração diá-ria deste tipo de resíduo, sendo descartados quando o preenchimento atingir dois terçosde sua capacidade ou o nível de preenchimento ficar a 5 cm de distância da boca dorecipiente. Devem estar identificados com símbolo internacional de risco biológico, acres-cido da inscrição “PERFUROCORTANTE”.

6.13.4 Transporte interno de RSS

Consiste no traslado dos resíduos dos pontos de geração até local destinado ao armaze-namento temporário ou armazenamento externo com a finalidade de apresentação para acoleta externa. O transporte interno de resíduos deve ser realizado atendendo roteiropreviamente definido e em horários não coincidentes com o maior fluxo de pessoas ou deatividades.

Os recipientes para transporte interno devem ser constituídos de material rígido, lavável,impermeável, provido de tampa articulada ao próprio corpo do equipamento, cantos e bor-das arredondados, e identificados com o símbolo correspondente ao risco do resíduo nelescontidos.

6.13.5 Armazenamento dos resíduos sólidos de saúde

De acordo com a Resolução da Diretoria Colegiada - RDC ANVISA nº306/2004 o armaze-namento externo dos resíduos sólidos de saúde, denominado de abrigo de resíduos,necessita ser construído em ambiente exclusivo e segregado, possuindo, no mínimo, umambiente separado para armazenamento de recipientes contendo resíduos do Grupo A(resíduo com risco biológico) juntamente com o Grupo E (material perfurocortante), alémde um ambiente para o Grupo D (resíduos comuns). O abrigo deve ser identificado e deacesso restrito aos funcionários responsáveis pela manipulação de resíduos, ter fácil acessopara os recipientes de transporte e para os veículos coletores. Os recipientes de transpor-te interno não podem transitar pela via pública externa à edificação.

Ainda de acordo com esta norma, o abrigo de resíduos deve ser dimensionado deacordo com o volume de resíduos gerados, com capacidade de armazenamento com-patível com a periodicidade de coleta do sistema de coleta local. O piso deve serrevestido de material liso, impermeável, lavável e de fácil higienização. Há necessida-de de aberturas para ventilação, de dimensão equivalente a, no mínimo, um vigésimoda área do piso, e tela de proteção contra insetos. A porta ou a tampa do abrigonecessita apresentar largura compatível com as dimensões dos recipientes de coleta.Pontos de iluminação, água e energia elétrica podem ser instalados de acordo comas conveniências e necessidades do abrigo. O escoamento da água deve serdirecionado para a rede de esgoto do estabelecimento. O ralo sifonado deve possuiruma tampa que permita vedação.

É recomendável que a localização seja tal que não abra diretamente para a área de per-manência de pessoas e circulação de público, dando-se preferência a locais de fácil acessoà coleta externa e próxima às áreas de guarda de material de limpeza ou expurgo.

O trajeto para o transporte de resíduos, desde sua geração até o armazenamento exter-no, deve permitir livre passagem dos recipientes coletores de resíduos, possuir piso comrevestimento resistente à abrasão, com superfície plana e regular, antiderrapante e umarampa, quando necessária. As informações acerca da inclinação e as características des-ta rampa podem ser obtidas na RDC ANVISA nº. 50/2002


Os laboratórios clínicos necessitam elaborar um Plano de Gerenciamento de Resíduos de Servi-ços de Saúde (PGRSS). O plano necessita definir as características dos resíduos gerados e asdiretrizes para o manuseio correto conforme a classificação destes RSS.


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• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 10004 - Resíduos Sólidos - Classificação, segun-da edição, de 31 de maio de 2004.

• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 7.500 - Símbolos de Risco e Manuseio para oTransporte e Armazenamento de Material, de março de 2000.

• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 9191 - Sacos plásticos para acondicionamentode lixo - Requisitos e métodos de ensaio, de julho de 2000.

• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 14652 - Coletor-transportador rodoviário de resíduosde serviços de saúde, de abril de 2001.

• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 14725 - Ficha de informações de segurança deprodutos químicos – FISPQ, de julho de 2001.

• BRASIL. Lei nº 6.019, de 3 de janeiro de 1974. Dispõe sobre o Trabalho Temporário nas Empresas Urbanas, edá outras Providências. Diário Oficial da União, Brasília, DF, 4 jan 1974.

• BRASIL. Lei nº 7.102, de 20 de junho de 1983. Dispõe sobre Segurança para Estabelecimentos Financei-ros, Estabelece Normas para Constituição e Funcionamento das Empresas Particulares que ExploramServiços de Vigilância e de Transporte de Valores, e dá outras Providências. Diário Oficial da União, Brasília,DF, 21 jun 1983.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA CIÊNCIA E TECNOLOGIA. Instrução Normativa CTNBio nº 7 de 06 de junho de 1997.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA. RDC ANVISA nº. 50/2002. Disponível em: http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2002/50_02rdc.pdf [23 maio 2005].

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA, RDC ANVISA nº. 306 07/12/2004. Disponível em: http://e-egis.bvs.br/leisref/public/showAct.php?id=13554 [23 maio 2005].

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Diretrizes gerais para o trabalho em contenção com materialbiológico – 2004.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Manual de Apoio aos Gestores do SUS: organização da rede de laboratóriosclínicos. Brasília, 2001.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Portaria SVS/MS 344 de 12 de maio de 1998 - Aprova o RegulamentoTécnico sobre substâncias e medicamentos sujeitos a controle especial.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 237 de 22 de dezembro de 1997 - Regulamenta os aspectosde licenciamento ambiental estabelecidos na Política Nacional do Meio Ambiente.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 257 de 30 de junho de 1999 - Estabelece que pilhas e bateriasque contenham em suas composições chumbo, cádmio, mercúrio e seus compostos, tenham os procedimen-tos de reutilização, reciclagem, tratamento ou disposição final ambientalmente adequados.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 275, de 25 de abril de 2001- Estabelece código de cores paradiferentes tipos de resíduos na coleta seletiva.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 283 de 12 de julho de 2001- Dispõe sobre o tratamento e adestinação final dos resíduos dos serviços de saúde.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 5 de 05 de agosto de 1993 - Estabelece definições, classifica-ção e procedimentos mínimos para o gerenciamento de resíduos sólidos oriundos de serviços de saúde,portos e aeroportos, terminais ferroviários e rodoviários.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 6 de 19 de setembro de 1991 - Dispõe sobre a incineração deresíduos sólidos provenientes de estabelecimentos de saúde, portos e aeroportos.

REFERÊNCIASNORMATIVAS CONSULTADAS


- 60 -

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 305 de 14 de novembro de 2002 - Ficam proibidos, emtodo o território nacional, enquanto persistirem as condições que configurem risco à saúde, o ingresso e acomercialização de matéria-prima e produtos acabados, semi-elaborados ou a granel para uso em sereshumanos, cujo material de partida seja obtido a partir de tecidos/fluidos de animais ruminantes, relacionadosàs classes de medicamentos, cosméticos e produtos para a saúde, conforme discriminado.

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 306, de 07 de dezembro de 2004. Disponível em: http://e-legis.bvs.br/leisref/public/showAct.php?id=13554 [23 maio 2005].

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 33, de 25 de fevereiro de 2003. Disponível em http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2003/rdc/33_03rdc.htm [23 maio 2005].

• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 50, de 21 de fevereiro de 2002 - Dispõe sobre o Regula-mento Técnico para planejamento, programação, elaboração e avaliação de projetos físicos de estabeleci-mentos assistenciais de saúde.

• BRASIL. MINISTÉRIO DOS TRANSPORTES. Portaria nº 204 de 20 de maio de 1997 - Aprova as InstruçõesComplementares aos Regulamentos dos Transportes Rodoviários e Ferroviários de Produtos Perigosos.

• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - C38-A – Control of Preanalytical Variation inTrace Element Determinations; Approved Guideline.

• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H01-A5 – Tubes and Additives for VenousBlood Specimen Collection; Approved Standard, Fifth Edition.

• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H03-A5 – Procedures for the Collection ofDiagnostic Blood Specimens by Venipuncture; Approved Standard Fifth Edition.

• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H18-A2 – Procedures for the Handling andProcessing of Blood specimens; Approved Guideline-Second Edition.

• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H21-A4 – Collection, Transport, andProcessing of Blood Specimens for Testing Plasma-Based Coagulation Assays; Approved GuidelineFourth Edition.

• ESTADO DE SÃO PAULO. CENTRO DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA, Coordenação dos Institutos de Pesquisa daSecretaria de Estado da Saúde. PORTARIA CVS-01, de 18 de Janeiro de 2000. Diário oficial do Estado de SãoPaulo. Volume 110, Número 35, São Paulo, 19 de fevereiro de 2000. Disponível em http://www.cvs.saude.sp.gov.br [01 abril 2005].

• ESTADO DE SÃO PAULO. CENTRO DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA, Coordenação dos Institutos de Pesquisa daSecretaria de Estado da Saúde. PORTARIA CVS-01, de 18 de Janeiro de 2000. Diário oficial do Estado de SãoPaulo. Volume 110, Número 35, São Paulo, 19 de fevereiro de 2000. Disponível em http://www.cvs.saude.sp.gov.br [01 abril 2005].

• INTERNATIONAL ORGANIZATION FOR STANDARDIZATION. ISO 6710.2 / 2002- Single-use containers forhuman venous blood specimen collection. [revision of first edition(6710:1995)].

• ORGANIZAÇÃO MUNDIAL DE SAÚDE. Departamento de Enfermidades Transmissíveis Vigilância e Resposta.Transporte de substâncias infecciosas, 13ª edição, 2004.


- 61 -

• ADCOCK D, KRESSIN D, MARLAR RA. The effect of time and temperature variables on routine coagulation tests.Blood Coag Fibrinolysis. 1998;9:463-470.

• THE UNITED STATES PHARMACOPOEIA, Anticoagulant Citrate Phosphate Dextrose Adenine Solution, pp. 101-102, The National Formulary, USP XXII, NF XVII, 1990, United States Pharmacopoeia Convention, Inc., Rockville,MD,USA.

• BIRON-ADREANI C, MALLOL C, SEGURET F, et al. Plastic versus siliconized glass tubes: Evaluation in currentlaboratory practice. Thromb Haemost. 2000;83:800-801.

• BURTIS, C. A.; ASHWOOD, E. R. (Eds) - Tietz Textbook of Clinical Chemistry. 3th edition. W. B. Saunders Company,Philadelphia, 1999.

• CARVALHO, P. R. Boas Práticas Químicas em Biossegurança. Rio de Janeiro: Interciência, 1999.

• UNIVERSITY OF FLORIDA, Chemical Waste Management Guide. Division of Environmental Health & Safety -abril de 2001.

• COLLEGE OF AMERICAN PATHOLOGISTS - Laboratory general CHECKLIST –2004.

• CONSENSO BRASILEIRO DE SEPSE, 2004.

• COSTA, M. A. F.; COSTA, M. F. B.; MELO, N. S. F. O. Biossegurança - Ambientes Hospitalares e Odontológicos.São Paulo: Livraria Santos Editora Ltda., 2000.

• CUMMINGS J. Evacuated tubes for monitoring heparin treatment. Thromb Haemost. 1981;34:939- 940.

• DIVISION OF ENVIRONMENTAL HEALTH AND SAFETY. Photographic Materials: Safety issues and disposalprocedures. Florida: University of Florida. Disponível em: http://www.ehs.ufl.edu [23 maio 2005].

• ERNST, D. J. Controlling blood-culture contamination rates. MLO, march 2004.

• FIOCRUZ. Biossegurança em Laboratórios de Saúde Pública. Brasília: Ministério da Saúde, 1988.

• GUDER, W. G.; NARAYANAN, S.; WISSER, H.; et al. Samples: From the Patient to the laboratory. The impact ofpreanalytical variables on the quality of laboratory results. Darmstadt, Cit Verlag GMBH, 2nd ed., 2001.

• HENRY, J. B., Diagnósticos Clínicos e Tratamento por Métodos Laboratoriais, 19ª edição, 1999.

• HIRATA, M. H.; MANCINI FILHO, J. Manual de Biossegurança. São Paulo: Editora Manole, 2002.

• INTERNATIONAL COMMITTEE FOR STANDARDIZATION IN HAEMATOLOGY. Recommendation for measurementof erythrocyte sedimentation rate of human blood. American Journal of Clinical Patology, 68(4), 1977, pp 505-507.

• KALLNER, A; MANELL, P.; JOHANSSON, S. Drugs Interference and Effects in Clinical Chemistry – 3rd ed., AbRealtryck, Stockholm, 1984.

• LEE, G. R.; BITHELL, T. C.; FOERSTER, J. et al. (eds). Wintrobe’s Clinical Hematology. 9th ed, Lea & Febiger,Philadelphia, 1993.

• McCALL, R. E.; TANKERSLEY, C. M. Phlebotomy Essentials. Philadelphia, Lippincott Williams & Wilkins, 3rd

ed., 2003.

• MINISTÉRIO DA SAÚDE. Secretaria Excecutiva. Projeto REFORSUS. Gerenciamento de resíduos de serviçosde saúde. Brasília, Ministério da Saúde, 2001.

• PHILLIPS LD. Manual de Terapia Intravenosa – 2ª. Edição, Editora Artmed, 2001

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICASCONSULTADAS E RECOMENDADAS


- 62 -

• OLSON JD, ARKIN CF, BRANDT JT, et al. College of American Pathologists Conference XXXI on laboratorymonitoring of anticoagulant therapy: laboratory monitoring of unfractionated heparin therapy. Arch Pathol LabMed. 1998;122:782-798.

• OPLUSTIL, C. P.; ZOCCOLI, C. M.; TOBOUTI, N. R.; SINTO, S. I. Procedimentos Básicos em Microbiologia Clínica,2ª edição, Ed. Sarvier, 2004.

• WORLD HEALTH ORGANIZATION, Recommended methodology for using WHO International ReferencePreparations for tromboplastin, 1983, , Geneva, Switzerland.

• RENEKE J, ETZELL J, LESLIE S, et al. Prolonged prothrombin time and activated partial thromboplastin time dueto underfilled specimen tubes with 109 mmol/L (3.2%) citrate anticoagulant. Am J Clin Pathol. 1998;109:754-757.

• RICHMOND, J. Y.; MCKINNE, R. W. Organizado por Ana Rosa dos Santos, Maria Adelaide Millington, Mário CésarAlthoff. Biossegurança em laboratórios biomédicos e de microbiologia - CDC. Brasília. Ministério da Saúde, 2000.

• RICHTER, S. S. et al. Minimizing the workup of blood culture contaminants: implementation and evaluation of alaboratory-based algorithm. Journal of Clinical Microbiology, 2002(7):2437-2444.

• ROTTER, M. L. Arguments for alcoholic hand desinfection. J Hosp Infect (2001) 48 (Supplement A): S4-S8.

• RUHE, J. et al. Non-epidermidis coagulase-negative staphylococcal bacteremia: clinical.

• SIEGEL JE, BERNARD DW, SWAMI VK, et al. Monitoring heparin therapy: APTT results from partial- vs full-drawtubes. Am J Clin Pathol. 1998;110:184-187.

• SILBERT, S. et al. [Staphylococcus sp. coagulase-negativa em hemoculturas de pacientes com menos de sessen-ta dias de idade: infecção versus contaminação]. Jornal de Pediatria, 1997(3):161-165.

• SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA CLÍNICA/MEDICINA LABORATORIAL. Programa para Acreditação deLaboratórios Clínicos – PALC. Manual de Requisitos Versão 2004.

• SOUVENIR, D. et al. Blood cultures positive for coagulase-negative Staphylococci: antisepsis, pseudobacteremia,and therapy of patients. Journal of Clinical Microbiology, 1998(7):1923-1926.

• STANLEY, M. et al. Relevance of the number of positive bottles in determining clinical significance of coagulase-negative Staphylococci in blood cultures. Journal of Clinical Microbiology, 2001(9):3279-3281.

• THE ASSOCIATION FOR PRACTICIONERS IN INFECTION CONTROL, INC.- Position Paper: Medical Waste (revised).American Journal of Infection Control, 20(2) 73-74, 1992.

• WALTZMAN, M.; HARPER, M. Financial and clinical impact of false-positive blood culture results. CID,2001(33):296-299.

• WEINSTEIN, M. P. Blood culture contamination: persisting problems and partial progress. Journal of ClinicalMicrobiology, 2001(6):2275-2278

• YOUNG, D. S. (ed) - Effects of Drugs on Clinical Laboratory Tests. 4th edition, AACC Press, Washington, 1995.

• YOUNG, D. S. (ed) - Effects of Preanalytical Variables on Clinical Laboratory Tests. 2nd edition, AACC Press,Washington, 1997.

• YOUNG, D. S.; BERMES, E. W. Specimen collection and processing sources of biological variation. In: Burtis,C.A.; Ashwood, E.R., ed. Tietz textbook of clinical chemistry. Philadelphia, W.B. Saunders Company, 3rd. ed.,1999. p. 42-72.

• YOUNG, D. S.; FRIEDMAN, R. B. (eds) - Effects of Disease on Clinical Laboratory Tests. 4th edition, AACC Press,Washington, 2001.


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NCCLS H3-A5, VOL.23, N°32, 8.10.

SEQÜÊNCIA DE COLETA DOS TUBOS PARA COLETA DE SANGUE A VÁCUO

ANEXO 1:


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II. ASPECTOS HUMANÍSTICOS DA COLETA DE SANGUE

“- Minguilim este feixinho está muito pesado para você ? -

Tio Terêz está não. Se a gente puder ir devagarinho como

precisa, e ninguém não gritar com a gente para ir depressa

demais, então eu acho que nunca que é pesado!”

Guimarães Rosa

Estas recomendações surgem a partir da constatação inequívoca de que, para solucionarmos apro-priadamente os desafios da fase pré-analítica, precisamos de uma nova perspectiva capaz de ampliarnossa percepção e de nos levar a um novo domínio.

A forma como viemos trabalhando na fase pré-analítica serviu-nos no passado, quando nosso conhe-cimento era mais limitado e o avanço tecnológico não trazia misturado, indissoluvelmente às suasbenesses, o aumento da iatrogenia.

Atualmente temos à nossa disposição uma tecnologia capaz de fornecer resultados exatos e precisos,mas esta tecnologia não pode nos garantir que a amostra analisada seja representativa do processoque atua no paciente.

Quem se encontra com o paciente no laboratório deve ter uma atuação fundamental para uma verda-deira integração dos resultados com a realidade do paciente. Para tanto, deverá desenvolver umconhecimento mais global e crítico. Capaz de ser adaptativo em tempo real.

Como bem nos lembra Nilton Bonder: “A empregabilidade humana se fará em áreas nas quais temosexcelência e competimos em desigualdade com as máquinas: as áreas da dúvida e da incerteza.” (1).Portanto, serão desafios como este que justificarão, no futuro, a existência de profissionais capacita-dos em todas as fases de um sistema que se tornará cada vez mais complexo e incerto.

Dra.Áurea Lacerda Cançado

Dra. Luisane Maria Falci Vieira


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Segundo Morin: “O estudo de sistemas dinâmicos complexos não pode ser feito de forma reducionista,pois o sistema perde suas características, que só podem ser observadas de forma holística” (2).

Por isto, optamos por pensar nestas características como vértices de um triângulo. Desta forma, pre-tendemos ressaltar a profunda inter-relação existente entre cada elemento: Não se pode falar de umtriângulo referindo-se somente a um de seus vértices. Quando falamos da complexidade da fase pré-analítica estamos falando também da incerteza e do encontro e, assim, sucessivamente.

CARACTERÍSTICAS FUNDAMENTAIS DA FASE PRÉ-ANALÍTICA

A fase pré-analítica responsável por 70% do total de erros cometidos pelos laboratórios com um siste-ma de qualidade bem estabelecido, é a etapa do exame que inclui a sua solicitação, o preparo dopaciente, a coleta, a preservação, o transporte e o preparo da amostra até o momento em que o exameé realizado.

Sua missão essencial é garantir a representatividade da amostra analisada.

Segundo Deming, 85% dos problemas que ocorrem num sistema devem-se ao próprio sistema e,somente, 15% às pessoas. A partir desta premissa, propomos uma reflexão sobre as característicasbásicas desta fase para melhorarmos nosso desempenho.

Assim, a fase pré-analítica apresenta, essencialmente, as seguintes características:

FASE DACOMPLEXIBILIDADE

FASE DAINCERTEZA

FASE DOENCONTRO

FASE DA COMPLEXIDADE:

A fase pré-analítica não é considerada complexa porque exige um conhecimento sofisticado ou dedifícil assimilação. Mas antes, por que nela, vários agentes independentes (paciente, médico assisten-te, flebotomista, executor do exame, etc.) interagem ativamente.

Utilizando conceitos da física moderna, podemos afirmar que esta fase se comporta como um sistemacomplexo, dinâmico, não-linear.

FIGURA 1:


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Em outras palavras: Subtraímos a amostra de uma totalidade muito ampla, a do conjunto das caracte-rísticas biopsicossociais do paciente. Totalidade que já sofreu a interferência de quem solicitou o exa-me e sofrerá a nossa própria interferência que, por si só, pode determinar valores muito diferentes dosque atuam no paciente.

Além disto, a validação do resultado também dependerá do preparo, da coleta, conservação, armaze-namento e transporte da amostra que, por seu turno, dependerão de o paciente estar bem informadoe aderir aos procedimentos apropriados, das habilidades técnicas do flebotomista e das condiçõesem que a coleta se realizou.

Na prática, a existência de tantas interações dinâmicas se traduz pela impossibilidade de falarmos emcontrole. Pois, a rigor, só poderemos falar em controle, quando este universo de alta complexidade serestringir à passividade da amostra coletada.

Sabemos que o paciente pode ser o responsável por um “erro” de forma voluntária ou não, por intermédiode vários mecanismos:

• Liberação de hormônios devido ao estresse na hora da punção.

• Incompreensão das recomendações prescritas pelo laboratório.

• Incapacidade de aderir às recomendações prescritas pelo laboratório.

• Desconhecimento de fatores interferentes.

• Ocultação voluntária de dados relevantes.

• Ocultação de dados relevantes por julgá-los dispensáveis; etc.

Não nos cabe, propriamente, controlar o paciente. Devemos estabelecer normas de segurançapara nossa proteção e podemos aprimorar nossa percepção, por exemplo, pela atenção à comu-nicação não-verbal.

Na verdade, num ambiente ativo, só podemos almejar o controle de nós mesmos, pelo investimentoem nosso amadurecimento emocional, pelas freqüentes reflexões sobre os conflitos éticos que ocor-rem durante o encontro com o paciente e por treinamentos constantes.

Portanto, em última instância, devemos controlar, rigorosamente, o que é passível de ser controlado(alguns aspectos da coleta, o material utilizado, a conservação, o armazenamento, o transporte e opreparo das amostras) e, nos mantermos aptos para intervir quando observarmos a existência de umainterferência que possa, potencialmente, comprometer a qualidade de nosso desempenho.

Além da impossibilidade de controle, o aumento crescente da complexidade gerou váriassubespecializações dentro da Medicina Laboratorial. Neste cenário, conseguimos absorver melhor asinformações, aprofundando nossos conhecimentos, mas corremos o risco de perder a visão do todo.O indivíduo superespecializado pode, facilmente, imaginar que a ciência/tecnologia solucionará o pro-blema do paciente. No entanto, como nos alerta o estudioso francês Matthieu Ricard: “Contentar-secom conhecimentos teóricos corre o risco de nos tornar um desses seres que não se enganam sobrenada, salvo sobre o essencial.”

Precisamos contatar o essencial para estabelecermos parâmetros éticos compatíveis com a atual rea-lidade, já que a ciência não pode nos oferecer o senso ético, pois este não é o escopo de sua atuação.

Nosso foco deve ser servir ao cliente (seja ele o médico assistente ou o paciente) através do apoio aum diagnóstico compatível, alcançável com o mínimo de prejuízo para as partes envolvidas. Nãodevemos nos iludir imaginando que nos distinguiremos focando um “resultado perfeito.”

Realizar exames com qualidade e correção não deve ser a finalidade de nosso trabalho, mas antes, omeio de nos inserirmos, solidariamente, no tumultuado universo médico.

Sob este aspecto, uma verdadeira integração entre o especialista que executa o exame e o responsá-vel pela obtenção da amostra poderá evitar muitos desvios.


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FASE DA INCERTEZA:

Antes de qualquer análise, precisamos considerar que a incerteza permeia todas as fases do processo.

Porém, na atual etapa de evolução de nossa especialidade, ela é elegantemente equacionada na faseanalítica tendo, inclusive, um tratamento matemático bastante satisfatório.

Na fase pós-analítica, muitas vezes, a incerteza nos distingüe: Nada como um profissional competentefrente a um resultado discrepante, de difícil interpretação.

Na fase pré-analítica, entretanto, a incerteza tende a ser negada. É freqüente o pensamento deque o trabalho, nesta fase, se restringe a uma simples aplicação do que foi solicitado no pedidomédico. Os que assim pensam esquecem-se de que a ciência não dispõe de recursos para cuidardas variações individuais.

A necessidade de simplificar o complexo exige a projeção dos achados universalmente estabelecidospelas pesquisas científicas para aquele paciente singular.

Hoje está bem estabelecido que a conectividade é uma condição básica para construção, não apenasdo conhecimento, mas também do sujeito. Assim, frente às condições de trabalho de grande partedos Laboratórios Clínicos, podemos considerar, que existe um grave impedimento na consolidação doconhecimento e do ser na fase pré-analítica.

Desta forma, quando o paciente tem uma necessidade diferenciada, o laboratório pode não estar prepa-rado para extrapolar as informações padronizadas no manual de coleta e atendê-lo convenientemente.

Neste cenário, é freqüente que os que atuam na coleta se sintam inseguros e com baixa auto-estima.

Para Humberto Maturana, o ser e o fazer estão profundamente imbricados. “Potencializando o fazer,estaremos, simultaneamente, potencializando o ser”. (6)

Sendo solidários, ajudando aos que trabalham na fase pré-analítica a refletir, maduramente, sobresuas ações, e nunca criticando diretamente o ser, dizendo-lhe que é incapaz de compreender, que nãotem competência, estaremos contribuindo para o desenvolvimento da auto-estima e autoconfiançadestes profissionais.

Em espaços acolhedores, onde as pessoas conseguem se desenvolver harmoniosamente, a incerte-za não se associa à insegurança, já que insegurança é uma característica de quem decide e não dofato a ser decidido.

A incerteza é, inegavelmente, um fator complicador na tomada de decisão, mas ao ser compreendidaem um nível mais profundo, percebemos que aprender a administrá-la não precisa ser consideradauma tarefa angustiante. Nas palavras de Nilton Bonder: “Ter dúvidas é muito mais eficiente do que tercertezas, porque a dúvida é um retrato mais fiel da realidade”. (1)

FASE DO ENCONTRO:

Dentre as atividades técnicas exercidas no laboratório, as que mais requerem habilidades interpessoaissão as da fase pré-analítica. A obtenção de uma amostra representativa do que atua no paciente exigedo profissional não apenas preparo técnico, mas, também, preparo para o encontro com o paciente.

Quando buscamos uma forma adequada para nos encontrarmos com o paciente, devemos estaratentos para não robotizarmos os funcionários que atuam na coleta. Pois, muitas vezes, ao exigirmosdas pessoas que colaborem com o marketing do laboratório, mantendo uma postura impecável, para-doxalmente, tiramos de nós mesmos o nosso maior diferencial para competir.

Segundo Nilton Bonder: “Aqueles que estão não apenas intelectualmente presentes, mas emocional eespiritualmente presentes, se tornam mais aptos e capazes de atuar na realidade”. (1)


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FERRAMENTAS IMPORTANTES:

Para lidarmos satisfatoriamente com os aspectos fundamentais da fase pré-analítica precisamos utili-zar as ferramentas sumarizadas abaixo:

1 Qualidade:

A qualidade na fase pré-analítica se baseia nos seguintes pilares:

a Padronização dos procedimentos (Manual de Coleta).

b Treinamento dos funcionários.

c Indicadores de desempenho.

c.1. Indicadores de qualidade.

c.2. Indicadores de custo.

c.3. Indicadores de tempo.

Possuímos normas de qualidade bem estabelecidas, que solucionam, adequadamente, os problemasda fase analítica. Mas, apenas parcialmente, os da fase pré-analítica. Isto ocorre, principalmente, porquea dinâmica da fase analítica pode ser comparada à dinâmica de um sistema complicado (como é aconstrução de um avião), enquanto que a dinâmica da fase pré-analítica é a de um sistema complexo.

Roberto Crema conta uma estória ilustrativa do perigo que se corre quando se trabalha enfatizandoexcessivamente uma única ferramenta: “Um caminhante depara-se com um caudaloso rio que cruza oseu trajeto. Para prosseguir, lança mão, satisfeito, de uma balsa que se encontra no local. Atravessa orio e, chegando na outra margem, grato e apegado ao instrumento de travessia, coloca a balsa nacabeça e segue, pesada e arduamente, o seu caminho. O que antes foi precioso veículo, torna-se,agora, extenuante carga, dificultando os passos e impossibilitando a dança do seguir adiante”. (5)

Estabelecer um sistema de qualidade sólido é imprescindível para atravessarmos o caudaloso rio quenos levará ao futuro.

Porém, precisamos entender que estudamos, refletimos, compilamos as informações que a ciênciaestabeleceu, e escrevemos nossos manuais de coleta. Entretanto, ao abrir a porta do laboratório,

Roberto Crema, grande entendedor dos encontros humanos, afirma: “Há sempre beleza e encantamen-to quando abrimos espaço para o universo amplo do encontro humano... Há risos, angústias, atropelos,confrontos, afeto, hostilidade, luz e sombra, e, no entanto, se a escuta é competente e se o coraçãoestiver presente, será sempre melodia vibrante a oferecer a cada um o dom de ser o que é”. (5)

Sob este aspecto, é na fase pré-analítica que podemos desfrutar do privilégio de encontros desafiado-res, múltiplos, inusitados que, mesmo sendo fugazes, trazem em seu bojo a possibilidade de transfor-mação e enriquecimento pessoal para aqueles que se dispuserem a dar um passo além do automatismode nossas engrenagens.

Para estes, oferecemos as sábias recomendações de Crema: “A arte-ciência do encontro, entretanto, éuma conquista que exige confiança, dedicação e entrega. Exige uma escuta inclusiva, uma visão abertae um estar na mesma freqüência do outro, o que só é possível com a graça do silêncio interior”. (5).

Bonder nos alerta: “Quanto maior o controle, menor a presença...Quanto mais nos preparamos, quan-to menos espontâneos pela elaboração de estratégias e expectativas, menor será a nossa capacidadede nos relacionarmos com dado momento”. (1)

Portanto, conforme já assinalado, o investimento no amadurecimento emocional e ético, assim comoa busca permanente de uma forma de comunicação eficiente são os meios mais seguros de nosposicionarmos convenientemente nos nossos encontros.


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2 Fundamentos:

“Estudos demonstram que os conhecimentos teóricos e a experiência prática do observador exerceminfluência marcante na percepção de anormalidades, sobretudo quando são discretas”. (3)

Assim, teoricamente, é esperado que o profissional que atua na coleta esteja mais apto a reconhecerpossíveis interferentes que possam comprometer a qualidade do resultado. Todavia, é freqüente quedados relevantes sejam negligenciados devido ao seu despreparo.

Trabalhar limitando-se a aplicar automaticamente os procedimentos descritos no manual de coleta é, emúltima instância, tornar-se um mero repetidor de fórmulas, incapaz de responder a novas situações.

É claro que esta forma de atuar é insatisfatória. Porém, as conseqüências negativas que poderão advirtendem a ser mascaradas pela ocorrência de fatores como:

• Na grande maioria das vezes, o paciente está adequadamente preparado para a coleta.

• Vários analitos são estáveis e, normalmente, não sofrem muitas interferências.

• O analito a ser dosado tem características que recomendam a validação do resultado obtido(como no caso do perfil lipídico).

• Nossos sistemas de qualidade não enxergam vários erros no preparo do paciente (inobservânciado jejum, por exemplo) ou na técnica de punção (garroteamento prolongado, por exemplo).

• A variação biológica intra-individual pode ser muito ampla, determinando em algumas situações,mudanças consideráveis e rápidas nos valores de determinado paciente.

• A variação biológica intragrupo pode ser muito ampla, determinando um largo intervalo dereferência.

Entretanto, se este comportamento persistir, é provável que ocorra uma redução da respeitabilidade dolaboratório, já que muitos destes erros que passam despercebidos pelo sistema de qualidade podemser prontamente detectados pelo médico assistente e, algumas vezes, pelo próprio paciente.

recebemos uma realidade que se compõe de arranjos e possibilidades infinitas. Algo muito maior doque qualquer manual de coleta pode abarcar.

É vital que padronizemos nossos procedimentos. Mas, jamais conseguiremos padronizar soluçõesapropriadas para os problemas. Portanto, todos devem saber que o máximo que poderemos alcançaré uma padronização satisfatória. “O grande perigo das padronizações é simplificar equivocadamentesituações complexas”. (3)

Do mesmo modo, é importante que mantenhamos treinamentos regulares. Porém, cientes de que oconhecimento só é realmente adquirido quando podemos pensar usando o que foi transmitido.

Finalmente, é primordial que invistamos no estabelecimento de indicadores da qualidade. Mas, cons-cientes de que ainda precisamos entender com maior clareza e definir mais objetivamente o quechamamos de erros pré-analíticos.

A partir de uma visão não-linear, complexa, podemos pensar no erro como uma etapa da construçãodo conhecimento. Assim, o próprio erro nos revelará, em várias situações, uma realidade até entãodesapercebida, permitindo um aprendizado mais pertinente e, portanto, a evolução. (6)

Obviamente, como lidamos com vida, esta forma de abordagem não contrapõe a necessidade decriarmos mecanismos de proteção contra os erros pré-analíticos, principalmente contra os consi-derados críticos.


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4 Ética:

Associados aos avanços tecnológicos, defrontamos, hoje, com graves dilemas éticos. No entanto, nodia-a-dia, é comum ocorrerem conflitos que não derivam de novas tecnologias, mas de formas inade-quadas de atuação humana.

Constantes reflexões sobre ética ampliam a visão e possibilitam uma atuação mais adequada nes-tes momentos.

3 Evidência:

Os que vivem o dia-a-dia de uma coleta são, constantemente, solicitados a integrar o que não équantificável, o que não é mensurável, o que é nebuloso.

Desta maneira, é comum que estes profissionais façam uma série de inferências ao decidir se determi-nada amostra está adequada para a análise ou se o paciente está apto para a coleta.

Algumas destas inferências são consagradas pelo uso sendo, geralmente, aceitas sem questiona-mentos, como por exemplo: O uso de garrafas plásticas de água mineral para coleta de urina de 24horas; A permissão de se colher a amostra de urina ou de sangue dentro de um prazo máximo de 3dias um do outro, quando se vai realizar o clearence de creatinina; A permissão de se colher o sanguesem o jejum preconizado em uma série de circunstâncias; etc.

Potencialmente, porém, estas decisões podem se dar a partir de premissas erradas, seja porque éignorado algum aspecto importante da questão ou porque existem dados relevantes que ainda nãoforam esclarecidos.

A Medicina Laboratorial Baseada em Evidências prestaria uma contribuição relevante para a fase pré-analítica se gerasse informações consistentes referentes a situações como estas.

Por enquanto, ao reconhecer os componentes que impedem que se colha uma amostra da formarecomendada é importante que se defina como a qualidade do resultado poderá ser comprometida eque se registrem os fatos para a avaliação de quem executará o exame e do médico assistente.

Portanto, quem recebe o paciente no laboratório precisa reconhecer seus atos como parte de umagrande rede (pensar globalmente e agir localmente). Para tal, precisamos mostrar-lhes o que funda-menta todas as regras.

Claude Bastien nota que “a evolução cognitiva não caminha para o estabelecimento de conhecimen-tos cada vez mais abstratos, mas, ao contrário, para sua contextualização”- a qual determina as condi-ções de sua inserção e os limites de sua validade. Bastien acrescenta que “a contextualização é con-dição essencial da eficácia (do funcionamento cognitivo)”. (4)

Assim, nosso trabalho é, essencialmente, buscar os conceitos médicos, anatômicos, fisiológicos elaboratoriais que fundamentam os atos e decisões, contextualizando, as tarefas da coleta.

Trabalho que, quando empreendido com seriedade, se mostra extremamente gratificante, já que pro-picia a todos não apenas uma compreensão mais abrangente, mas, também, um aumento da consci-ência crítica em relação aos problemas desta fase.

Além disto, para um desempenho eficaz na fase pré-analítica, o conhecimento necessário não é sofis-ticado e está ao alcance de todos. O que ocorre é que este conhecimento dificilmente é estruturadosob a ótica de quem precisa utilizá-lo.

Algumas vezes, cuidados simples como o agrupamento dos exames, tendo como parâmetros ascaracterísticas que a coleta deverá estar atenta, podem ser valiosos para contextualizar e fundamentarvárias condutas.


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5. Emoção:

As emoções oferecem informações importantíssimas sobre nós mesmos ou sobre o paciente. Por-tanto, não deveriam ser ignoradas. Sabemos que elas podem ser fundamentais para a resolução deconflitos quando, através delas, conseguimos criar uma empatia verdadeira entendendo a perspec-tiva do paciente.

Em seu fascinante livro “Em busca de Espinosa: prazer e dor na ciência dos sentimentos.” (7) ogrande neurologista e neurocientista António Damásio, professor e chefe do Departamento deNeurologia da Universidade de Iowa, propõe: “Os novos conhecimentos sobre a emoção e osentimento são pertinentes para a sociedade. A relação entre a homeostasia e o governo da vidasocial é a chave dessa pertinência. Como disse, alguns dos dispositivos da regulação dahomeostasia do nosso organismo vêm sendo aperfeiçoados ao longo de milhões de anos deevolução biológica, como é o caso dos apetites e das emoções. Mas outros dispositivos, sobretu-do os sistemas de justiça e de organização sociopolítica, existem há uns escassos milhares deanos. Os dispositivos mais antigos não necessitam de nenhum aperfeiçoamento: não são propri-amente imutáveis, mas estão gravados na pedra genômica e são tão firmes quanto é firme abiologia. Mas os mais recentes nada mais são do que um trabalho incompleto, uma série detentativas apostadas no melhoramento da condição humana, que nem sempre obtêm o resultadodesejável. E é essa mesma circunstância que nos oferece uma oportunidade de intervenção, aoportunidade de contribuir para a melhoria do destino humano”.

Conforme assinalado por Damásio: “Os dispositivos mais antigos não necessitam de nenhum aperfei-çoamento.” Isto significa que nossas emoções são sempre adequadas. O que pode não ser apropria-do é o nosso comportamento.

O que ocorre é que as emoções condicionam a mente a enxergar as ocorrências de determinadamaneira. Assim, o medo, a insegurança, a raiva, a ansiedade podem induzir uma conduta insatisfatória.Enquanto o amor, ao ampliar a aceitação de si mesmo e do outro, potencializa a possibilidade de umcomportamento inteligente.

Desta forma, se estivermos atentos às nossas emoções, podemos, por exemplo, nos acalmar nosmomentos difíceis, para aumentarmos nossa chance de sermos bem sucedidos ou aliviarmos o sofri-mento do paciente.

6. Comunicação:

Por maior que seja o conhecimento de quem atende na coleta, ele jamais conhecerá o paciente e suascircunstâncias como o próprio paciente. Portanto comunicar é vital!

Estudos mostram que a comunicação ineficiente é o principal fator que leva o paciente ao litígio.(8)

A arrogância, o excesso de trabalho, a negligência são alguns dos fatores que podem comprometer acomunicação. Também é comum o profissional se manter na defensiva quando se sente ameaçado,não conseguindo ver o ponto de vista do paciente, o que impossibilita qualquer troca real.

Outra situação freqüente é nos surpreendermos com o paciente que afirma ter sido orientado pelo labo-ratório de forma, às vezes, até bizarra. Como bem nos lembra Maturana: “ O fenômeno da comunicaçãonão depende do transmitido, mas daquilo que ocorre com a pessoa que recebe o transmitido”. (6)

Desta forma, pelo menos quando as recomendações dadas ao paciente forem muito extensas, éinteressante solicitar-lhe que as repita para ser checado o entendimento.

“A comunicação”, resume Birdwhistell, “não é como um aparelho emissor e um receptor. É umanegociação entre duas pessoas, um ato criativo. Não se pode medi-la só pelo entendimento pre-ciso daquilo que digo, mas também pela contribuição do próximo, pela mudança em nós dois. Equando nós nos comunicamos de verdade, formamos um sistema de interação e reação, integra-do com harmonia”. (9)


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FIGURA 2:

CONCLUSÃO:

Concluímos, redesenhando o triângulo original, inserindo nele não apenas as ferramentas propostas,como também, as recomendações de Jacques Dellor, educador da UNESCO (Organização das Na-ções Unidas para a Educação, a Ciência e a Cultura): “ Neste mundo de crescente complexidade alémde aprender a conhecer e fazer, devemos aprender a conviver e a ser”.


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(1) BONDER, Nilton. Fronteiras da inteligência. Campus, Rio de Janeiro, 2001.

(2) MORIN, Edgar. Ciência com consciência. Bertrand, Rio de Janeiro, 1996.

(3) LÓPEZ, Mario. O processo diagnóstico nas decisões clínicas. Revinter, Rio de Janeiro, 2001.

(4) MORIN, Edgar. Os sete saberes necessários à educação do futuro. Cortez-UNESCO, São Paulo, 2003.

(5) CREMA, Roberto. Saúde e plenitude: um caminho para o ser. Summus, São Paulo, 1995.

(6) MATURANA, Humberto. A ontologia da realidade. UFMG, Belo Horizonte, 1999.

(7) DAMÁSIO, António. Em busca de Espinosa: prazer e dor na ciência dos sentimentos. Companhiadas Letras, São Paulo, 2004.

(8) BECKMAN HB et al. The doctor patient relationship and malpractice. Arch Inter Med. 1994;154:1365-1370

(9) DAVIS, Flora. Comunicação não-verbal. Summus, São Paulo, 1979.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS:

APOIO

BD Diagnostics - Preanalytical Systems

Capa: SBPC/ML

Fotos: Milton Nespatti

Projeto Gráfico e Diagramação: Alvo Propaganda & Marketing

Revisão: Sérgio Cides

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Colecta de Sangre Venosa SBPC