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UNIVERSIDAD JUÁREZ AUTÓNOMA DE TABASCO
División Académica de Ciencias Biológicas Laboratorio de Acuicultura Tropical
Inducción de la reproducción en Centropomus
undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de
GnRH-a
Tesis que para obtener el título de Maestro en Ciencias Ambientales
Presenta:
Biol. María de Jesús Contreras García
Asesores:
Dr. Wilfrido M. Contreras Sánchez
M. en C. Ulises Hernández Vidal
Villahermosa, Tabasco a Febrero de 2011
Universidad Juárez A
utónoma de Tabasco.
México.
AGRADECIMIENTOS
Al Dr. Wilfrido M. Contreras Sánchez por invitarme una vez más a formar parte de su equipo de trabajo, por ser quien ha guiado mi formación como profesional desde hace varios años, así como dirigir el cauce de
este estudio, por sus valiosos comentarios y sugerencias para hacer de este un buen trabajo, por todo lo aprendido en clases y por ser un gran ser humano, por su apoyo incondicional y porque mejor asesor no
pude tener. Millones de gracias
A la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco por permitirme ser parte de ella una vez más, al CONACYT por la beca de posgrado y al Collaborative Research Suppor Program por el financiamiento
de este estudio.
Al futuro Dr. Ulises Hernández Vidal por formar parte de este estudio y por su apoyo para cumplir con esta meta.
Al M. en C. Alejandro Mcdonal Vera, esposo y amigo por estar siempre conmigo y por apoyarme en los eventos robaleros y por supuesto por estimularme a seguir estudiando. Millones de gracias “patito
crotalito”
Al M. en C. Salomón Páramo Delgadillo por facilitarme los equipos y reactivos de su laboratorio, por su disponibilidad incondicional dentro y fuera del salón de clases.
Al Dr. Lenin Arias Rodríguez por apoyarme en la fase de calidad espermática, por todo lo aprendido en el salón de clases y todas las facilidades en su laboratorio. Al M. en C. Juan Manuel Vidal
López por enseñarme muchas cosas en torno a robalos y por estar en los experimentos apoyándome.
Al comité revisor de este estudio: Dr. Carlos Alfonso Álvarez González, Dr. Reynaldo Patiño, Dr. Wilfrido Miguel Contreras Sánchez, M en C. Gabriel Márquez Couturier y Arlette A. Hernández
Franyutti por sus acertados comentarios para mejorar el contenido de este estudio, Gracias.
Y por supuesto, al M en C. Gabriel Márquez Couturier por guiarme hacia la acuacultura tiempo atrás y por su apoyo en los desoves de robalo.
A la M en C. Arlette Hernández Franyutti por su apoyo con literatura en torno a la reproducción y al M.
en C. Miguel Ángel Pérez Méndez por aquellos consejos tan sabios que me permitieron mantenerme de pie.
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Al Biol. Clemente C. Castro Vasconcelos, Biol. Jorge L. Baravata Cruz, Biol. Sergio Hernández García, Enrique Hernández González, Roberto de la Cruz Maldonado, Dra. Jeane Rimber Indy,
M. Fernanda Cifuentes Alonso, Carlos G. Juárez Castillo, Mary Frías, Estuardo González y Ana Torres Marín por su tiempo y apoyo en la realización de los experimentos y por supuesto a
Milciades.
Al sr. Manuel Domínguez y familia (en especial a Luis Roberto y Jorge David), al sr. Ramón Domínguez, y familia por todo el apoyo desde la captura de los robalos hasta la infinidad de veces en que
nos permitieron habitar su casa.
A la administración de posgrado (Dra. Lilia Gama, M. en C. Claudia Zenteno, Lic. Julia Aldecoa y sr. Jorge Ramos Palma) por todo su apoyo desde el inicio de la maestría hasta la conclusión de la misma. Así
mismo a la coordinación administrativa (C.P. Arturo Sánchez, C. P. Humberto) por el apoyo en las salidas a campo y a la sra. Mary Ocaña Tessman Muchas gracias.
A la Dra. Allyse Ferrara y Dr. Quenton Fontenot por recibirme en su casa y en su universidad durante tantos días, por los momentos compartidos y por ser excelentes personas y al M en C. Adolfo Sánchez
Zamora por todo el apoyo durante mi estancia en Sisal Mérida. Finalmente un agradecimiento especial a mis padres: Sra. Nelly García Campos y Sr. José del Carmen Contreras Perera por darme grandes valores que han sido de ayuda para lograr mis metas. A mis hermanas, hermanos, cuñadas, sobrinas y sobrinos. Y sin duda a mi mami Conchy, la mejor de mis tías.
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ÍNDICE
Agradecimientos
Capítulo I: Protocolo de Tesis Introducción……………………………………………………………………………. 1 Antecedentes…………………………………………………………………………… 2 Características generales de los robalos……………………………………………….. 3 Estudios sobre Centropomus undecimalis……………………………………………... 4 Biología y Ecología…………………………………………………………………. 4 Alimentación………………………………………………………………………... 5 Reproducción…………………………………………………………………… 6 Hábitat, edad y crecimiento…………………………………………………….. 9 Manejo en cautiverio……………………………………………………………….. 11 Alimentación……………………………………………………………………. 12 Inducción al desove……………………………………………………………... 13 Crecimiento y engorda………………………………………………………….. 17 Estudios sobre Centropomus parallelus…………………………………………...…... 19 Biología y Ecología………………………………………………………………… 20 Alimentación………………………………………………………………………... 20 Reproducción……………………………………………………………………….. 20 Manejo en cautiverio………………………………………………………………... 21 Maduración……………………………………………………………………... 21 Inducción al desove……………………………………………………………... 22 Larvicultura……………………………………………………………………... 24 Justificación……………………………………………………………………………. 28 Objetivos……………………………………………………………………………….. 29 General………………………………………………………………………………. 29 Particulares………………………………………………………………………….. 29 Literatura citada………………………………………………………………………... 30
Capítulo II: Variación Reproductiva en Hembras Silvestres de Chucumite Centropomus parallelus Mediante el Empleo del Diámetro de Ovocitos
Resumen………………………………………………………………………………... 37 Introducción…………………………………………………………………...……….. 37 Materiales y Métodos…………………………………………………………………... 39 Obtención de lote de hembras de C. parallelus………………………………………... 39 Obtención de ovocitos y medición del diámetro de los mismos……………………….. 39 Análisis estadístico……………………………………………………………………... 40 Resultados……………………………………………………………………………… 40 Discusión……………………………………………………………………………….. 42 Conclusiones…………………………………………………………………………… 45 Agradecimientos……………………………………………………………………….. 45
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Literatura citada………………………………………………………………………... 46 Capítulo III: Inducción de la reproducción en Centropomus parallelus (chucumite) bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
Resumen………………………………………………………………………………... 51 Materiales y Métodos…………………………………………………………………... 54 Obtención y mantenimiento del lote de reproductores………………………………… 54 Diseño Experimental…………………………………………………………………… 55 Elaboración de implantes hormonales…………………………………………………. 55 Inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a ……………….. 55 Evaluación de la efectividad de los tratamientos………………………………………. 57 Inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a……………… 58 Análisis estadístico……………………………………………………………………... 58 Resultados……………………………………………………………………...………. 59 Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a 59 Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a
61
Discusión……………………………………………………………………………….. 61 Conclusiones…………………………………………………………………………… 66 Agradecimientos……………………………………………………………………….. 67 Literatura citada………………………………………………………………………... 68
Capítulo IV: Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis bajo condiciones de cautiverio empleando implantes de GnRH-a.
Resumen………………………………………………………………………………... 74 Materiales y Métodos…………………………………………………………………... 76 Obtención y mantenimiento del lote de reproductores………………………………… 76 Diseño Experimental…………………………………………………………………… 76 Inducción al desove de C. undecimalis mediante implantes de GnRH-a……………… 77 Evaluación de la efectividad de los tratamientos………………………………………. 78 Análisis estadístico……………………………………………………………………... 79 Resultados……………………………………………………………………...………. 80 Evaluación de la efectividad de los tratamientos………………………………………. 80 Discusión……………………………………………………………………………….. 81 Conclusiones…………………………………………………………………………… 86 Agradecimientos..……………………………………………………………...………. 87 Literatura citada…………………………………………………………………...…… 88
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Capítulo V: Evaluación de la Calidad Espermática del Robalo Chucumite (Centropomus parallelus) Usando Implantes de GnRH-a Bajo Condiciones de Laboratorio
Resumen……………………………………………………………………………….. 94 Introducción……………………………………………………………………………. 94 Materiales y Métodos………………………………………………………………….. 95 Obtención del lote de machos de C. parallelus……………………………………….. 95 Diseño experimental………………………………………………………………….... 96 Evaluación de la calidad espermática………………………………………………….. 96 Análisis estadístico.……………………………………………………………………. 97 Resultados……………………………………………………………………...………. 98 Discusión………………………………………………………………………………. 98 Conclusiones…………………………………………………...………………………. 100 Agradecimientos……………………………………………………………………….. 100 Literatura citada………………………………………………………………………... 101 Anexos
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CAPITULO I
PROTOCOLO DE TESIS
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
1
I. INTRODUCCIÓN
Uno de los recursos pesqueros más importantes de México lo constituye el grupo de los
robalos. Su importancia económica es tan grande que ubica a este grupo de peces entre los
organismos más preciados tanto por los pescadores de la costa, como por los de aguas
interiores. Esta presión sobre el recurso ha generado una alta explotación ocasionando que
las capturas disminuyan; particularmente la de los organismos de tallas grandes -
compuestas principalmente por hembras adultas-. En otros países la problemática es
similar, al grado que investigadores de Estados Unidos, Centroamérica y Brasil han
externado su preocupación por llevar a cabo acciones que aseguren la continuidad del
manejo de este recurso (Tucker y Campbell, 1988; Taylor et al., 1998; Álvarez-Lajonchere
et al., 2002; Cerqueira y Tsuzuki, 2009). En los Estados Unidos de Norteamérica,
particularmente Florida y Texas, la pesquería deportiva de los robalos constituye una
derrama económica muy importante y han existido esfuerzos aislados por reproducir
artificialmente estas especies para la repoblación (Tucker y Campbell, 1988; McMichael et
al., 1989; Taylor et al., 1998; Neidig et al., 1999; Skapura et al., 1999 y Main et al., 2009).
Aunado a la problemática pesquera, existe un vacío importante de información en lo
referente a la biología general de la especie. Sobre su ecología de conocen algunos aspectos
generales, pero se desconoce casi en su totalidad datos acerca de las migraciones realizadas,
los tiempos en que se llevan a cabo y las razones por las cuales estos organismos se
desplazan tanto entre ecosistemas marinos y de agua dulce. Esta suma de carencias de
conocimiento científico agrava aún más la situación de este valioso recurso pesquero.
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En lo referente al manejo de los robalos en cautiverio existen esfuerzos en USA, Brasil y
recientemente en México. Sin embargo, falta mucho por hacerse para consolidar un paquete
tecnológico que permita manejar a estas especies; particularmente al robalo blanco
(Centropomus undecimalis) y al robalo chucumite (Centropomus parallelus). Esta situación
nos ha motivado a realizar estudios tendientes a la búsqueda de metodologías que permitan
la producción de crías mediante la reproducción en cautiverio. De ser factible esto, la
repoblación de áreas sobreexplotadas permitirá apoyar esfuerzos encaminados a una
pesquería sustentable y la engorda en sistemas acuiculturales.
II. ANTECEDENTES
Los robalos pertenecen al orden Perciformes, suborden Percoidei y a la familia
Centropomidae, la cual se compone de dos sub familias: Centropominae y Latinae, la
primera contiene el género Centropomus el cual es endémico de ambos litorales del trópico
de América con 12 especies de morfología muy semejante (Castro-Aguirre et al., 1999). En
las costas del Pacífico ocurren C. medius, C. viridis, C. robalito, C unionensis, C. armatus
y C. nigrescens; mientras que las costas del Atlántico se presentan C. pectinatus, C.
undecimalis, C. ensiferus, C. parallelus, C. mexicanus y C. poeyi (Rivas, 1986). La
segunda sub familia está formada por los géneros Lates y Psammoperca (Greenwood,
1976) y se encuentran solo en el Indo Pacífico y África.
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De las seis especies de robalo presentes en el Atlántico, el robalo blanco (Centropomus
undecimalis) y el chucumite (Centropomus parallelus) son comunes en los Estados
costeros del Golfo, particularmente en Tamaulipas, Veracruz y Tabasco y poseen un alto
valor comercial (Chávez, 1963). Estas especies son las únicas en las cuales se han realizado
esfuerzos por desarrollar técnicas de cultivo -por lo menos a nivel experimental. En el
presente capítulo se hace una revisión bibliográfica sobre algunos estudios que se han
realizado en el robalo blanco y el robalo chucumite. Cabe resaltar que la información sobre
biología, ciclo de vida y estructura poblacional de ambas especies es muy escasa (Zarza et
al., 2006a).
Características Generales de los robalos
Los robalos son organismos eurihalinos y diádromos, su capacidad de adaptación es tal que
lo mismo se les localiza en el interior -en ríos de agua dulce-, como en los límites de los
manglares, hábitats estuarinos, bocas de ríos, pastos marinos y hasta en ambientes
completamente marinos (Castro-Aguirre, 1999; Gilmore et al., 1983; Tucker y Campbell,
1988 y Blewett et al., 2009ab). Además, tienen un desarrollo sexual asincrónico y desove
fraccionado (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001) y presentan tolerancia a
ciertas condiciones ambientales que les confiere un gran potencial para su cultivo.
Presentan una buena adaptación a variados sistemas de cultivo, tales como jaulas, tanques y
estanques e intensidad de cultivo extensivo, semiintensivo y superintensivo en estuarios y
en la costa (Álvarez-Lajonchere y Tsuzuki, 2008).
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Estudios sobre C. undecimalis
El robalo blanco es una especie hermafrodita protándrica que madura primero como macho
y cambia de sexo cuando alcanza mayor edad (Peters et al., 1998; Taylor et al., 2000).
Estos mismos autores determinaron que en organismos de 515 mm en promedio y edad de
3.4 años, las gónadas contienen tejido espermatogénico en degeneración y tejido ovárico en
desarrollo, sugiriendo que la reversión sexual de machos ocurre después de la liberación de
espermatozoides y muy rápidamente.
Algunos autores sugieren que el desarrollo larvario y primeros estadios de desarrollo de
este pez se llevan a cabo en un ambiente completamente marino, mientras que los juveniles
se desarrollan en agua dulce o salobre para su crecimiento. Es una especie gregaria la cual
tolera altas densidades en confinamiento, amplios rangos de salinidad y temperatura, así
como niveles bajos de oxígeno de hasta 1mg/L (Reyes et al., 2004).
Biología y Ecología
Algunos aspectos de la biología, ecología y cultivo del robalo blanco han sido estudiados
durante décadas. Entre los temas abordados se encuentran la alimentación, la reproducción,
descripción del hábitat, determinaciones de edad y crecimiento. Sin embargo, aún existe
poca información al respecto a pesar de que estos temas son medulares para el éxito en el
manejo de esta especie. Dentro de los estudios realizados destacan los siguientes:
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Alimentación
McMichael et al. (1989) describieron la distribución, crecimiento y hábitos alimenticios de
juveniles del robalo blanco en Tampa Bay, Florida. Los resultados indican que juveniles
pequeños se encuentran en una gran variedad de condiciones en zonas poco profundas,
áreas rivereñas protegidas o de desagües con lodo o arena en el fondo y vegetación flotante
tales como Panicum sp., Polygonum sp. y Paspalum sp. Así como Rhizophora mangle y
Avicennia germinans. También se determinó que los juveniles de mayor talla ocupan orillas
de ríos y bahías. La tasa de crecimiento estimada para juveniles de esta especie fue de 0.6 a
0.7 mm/día. En cuanto a los hábitos alimenticios se determinó que los robalos menores a 45
mm se alimentan principalmente de copépodos y misidáceos, mientras que en tallas
mayores cambian su dieta por camarones palaemónidos y peces ciprinodóntidos y
poecílidos.
Teixeira (1997) determinó los hábitos alimenticios y la abundancia relativa de ejemplares
jóvenes de robalo blanco. Las muestras se tomaron de las orillas del sistema lagunar
Mundaú/Manguaba, Maceiò, Alagoas, Brasil, durante un año. Los resultados de este
estudio indican que los juveniles de C. undecimalis se alimentan de peces y mencionan
entre sus presas a Poecilia vivipara, Gobionellus oceanicus y Anchoviella lepidentostole,
además de crustáceos como copépodos calanoides y camarón de laguna Palaemon
pandaliforme. Los juveniles se encontraron presentes durante todo el año en el sistema
lagunar estudiado; sin embargo, la mayor abundancia se presenta durante la estación
lluviosa del invierno, ocupando diversos hábitats como vegetación marginal, manglares,
pastos marinos y lugares desprovistos de vegetación en este sistema lagunar.
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Reproducción
Tucker y Campbell (1988) determinaron la temporada de desove del robalo blanco en la
costa Este de Florida. Estos investigadores indican que los desoves ocurren desde Abril
hasta Octubre. Sin embargo, la mayoría de los desoves se presentaron en Julio y Agosto,
aparentemente inducidos por la disminución de la longitud de los días y por las
temperaturas altas que se presentan en esta temporada. Estos mismos autores también
indican que el final de la temporada puede deberse a la reducción en la salinidad del agua.
Taylor et al. (1998) determinaron los ritmos de desove de C. undecimalis en la costa
Atlántida de Florida, observando que la maduración ovárica comienza en Marzo o Abril y
finaliza en Octubre. También determinaron mediante pruebas histológicas que las hembras
desovan cada 1.1-2.5 días entre las 14 y 20 horas. Estos autores mencionan que la
maduración final de ovocitos se lleva a cabo independientemente de los ciclos de mareas o
fases lunares.
Grier y Taylor (1998) describieron las etapas de maduración testicular y regresión en el
robalo blanco. Esta última ocurre de Octubre a Febrero. Continúa la etapa de maduración
temprana de Febrero a Junio en la cual se presenta un aumento en volumen, anchura y
altura de los testículos. Posteriormente la etapa de maduración media ocurre de Abril a
Agosto y la maduración avanzada se presenta de Mayo a Octubre, durante este lapso las
partes proximales de los lóbulos se llenan de espermatozoides. Finalmente, se presenta otra
etapa de regresión que abarca Agosto-Diciembre en donde hay una disminución en longitud
y ancho testicular que empieza en la maduración avanzada.
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Peters et al. (1998) hacen una amplia explicación sobre los aspectos reproductivos y etapas
tempranas de vida del robalo blanco en Florida. Estos autores sugieren que los peces
desovan cerca de las bocas de los ríos y que las hembras son más grandes en talla y edad
con respecto a los machos. Se cree que cambios lunares o de mareas estimulan la
maduración final antes del desove, siendo la temporada de desove de Mayo a Septiembre
con múltiples desoves. En primavera, los desoves ocurren a temperaturas mayores a 22 °C
y salinidades mayores a 27 ppm con incrementos en la actividad de desoves cuando se
presenta la luna nueva o llena. El comportamiento previo al desove se caracteriza porque la
hembra es acompañada de dos y hasta siete machos.
Grier (2000) describió el epitelio germinal del ovario y la foliculogénesis de C.
undecimalis. Menciona que el epitelio germinal está formado de células epiteliales o
prefolicuales que rodean a las células germinales, ya sea ovogonias u ovocitos,
respectivamente. Durante la foliculogénesis, las células epiteliales se transforman en células
prefoliculares y éstas en células foliculares en la finalización de la foliculogénesis
Perera et al. (2008), analizaron la dinámica reproductiva y poblacional de C. undecimalis,
determinando que la proporción aproximada de sexos es 1:2.2 (hembra:macho). El índice
gonadosomático en hembras presentó sus valores máximos en los meses de Agosto del
primer año de muestreo y Julio del segundo año, mientras que en los machos los valores
máximos se presentaron en Marzo. La talla de madurez del 50% de la población de
hembras fue a los 85 cm y 68 cm para machos.
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Caballero-Chávez (2009) Analizó la talla de la primera madurez y composición de las
capturas de robalo blanco durante varios años. Los resultados indicaron que la composición
de la captura fue similar para todos los años. Sin embargo, la talla de primera madurez y el
50 % de organismos maduros disminuyeron de 86 cm de longitud furcal en 1997 a 76-78
cm en 2007.
Garduño-Dionate et al. (2009) realizaron muestreos mensuales de la captura comercial
ribereña de robalo blanco, en Ciudad del Carmen, Campeche, durante el periodo de
reproducción de esta especie de Mayo a Junio de 1987. Se determinó que la fecundidad
promedio está estimada es 3´260,850 huevos.
Gómez Ortiz et al. (2009) estudiaron los aspectos reproductivos del robalo blanco en el
Río, Pánuco, Veracruz y determinaron que la proporción hembra-macho fue de 1:1.
También se observó que el periodo reproductivo se presenta desde Junio hasta Septiembre,
siendo los machos ligeramente más pequeños que las hembras y alcanzando la madurez
sexual a tallas menores con respecto a las hembras.
Perera-García et al. (2009a) determinaron la biología reproductiva y poblacional del robalo
blanco en dos ambientes tropicales en Tabasco. Los resultados indicaron que en la zona
costera, el promedio mensual del índice gonadosomático de machos mostró una tendencia
similar al de las hembras, presentándose el período máximo de reproducción para esta
especie de Abril a Septiembre, presentando una relación con la época de lluvias y la
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temperatura. También se determinó que la edad de la primera madurez sexual en machos
es de 5.8 años y para hembras 8 años.
Hábitat, edad y crecimiento
McMichael et al. (1989) describieron la distribución, crecimiento y rango de capturas de
juveniles de robalo blanco en Tampa Bay, Florida, en sus resultados comentan que el 72%
de los juveniles analizados tenían tallas menores a 70 mm. La salinidad encontrada en las
zonas de captura estaba en un rango de 0 a 32 ppm y la temperatura del agua de 15.4 a 35.6
ºC. También se estimó que estos peces crecen 0.6 a 0.7 mm/día.
Aliaume et al. (2000), estimaron la edad y el crecimiento de robalo blanco por medio de
otolitos en organismos colectados en diferentes sistemas estuarinos. Los resultados
indicaron que no hay diferencias en crecimiento entre los peces de estos sistemas. Juveniles
de menos de 100 días de edad capturados durante Agosto a Noviembre mostraron una tasa
de crecimiento más alta (0.67 mm/día) que los capturados en Diciembre a Julio (0.41
mm/día).
Lowerre-Barbieri et al. (2003) estudiaron las agregaciones de desoves de robalo blanco en
las costas del Atlántico en Florida para determinar si las capturas y posteriores liberaciones
afectan los desoves de este pez. Se observó que las zonas donde ocurren las agregaciones se
caracterizan por corrientes fuertes con una profundidad media y salinidad alta. También se
determinó que los robalos se mueven dentro y fuera de las zonas de agregaciones durante la
temporada reproductiva por medio de códigos de ultrasonidos. Finalmente estos autores
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sugieren que el estrés asociado a las capturas y liberaciones no parece ser causa para que
estos peces cesen la actividad de desove, pues en las hembras recapturadas no se
observaron altos niveles de atresia ovárica.
Pope et al. (2006) estudiaron el estatus del robalo blanco en Texas. Mencionan que este pez
tiene valor de carácter recreacional con decadencias en las capturas entre los años 40 hasta
1961. También determinaron el estatus de esta especie, encontrando que durante el periodo
comprendido entre 1975 y 2004 la tasa de captura anual fue baja (< a 1 robalo/red).
Además la estructura de la talla se caracterizó por una población de adultos de 300 mm de
longitud total.
Blewett et al. (2009 a y b) determinaron el uso de ríos y de un estuario abierto por el robalo
blanco y describieron su distribución, abundancia y uso de hábitat del robalo blanco en los
tres principales ríos que descargan sus aguas al estuario de Charlotte Harbor, en Florida.
Los resultados indicaron que esta especie fue abundante en el estuario con tallas de entre
100 y 1140 mm de longitud total, en sitios con manglares, vegetación costera y algas
marinas. La presencia de estos peces en los ríos sugiere la teoría de que el robalo blanco se
mueve del estuario abierto y costas marinas hacia los ríos durante los meses más fríos para
buscar aguas más estables o más cálidas. La abundancia de esta especie en las porciones de
agua dulce de los tres ríos fue alta en primavera y verano e incrementó al doble en otoño,
mientras que en invierno fue baja. Estos investigadores sugieren que una porción de la
población se mueve entre los ríos y el estuario abierto. Sin embargo, se requieren más
estudios para determinar las razones de estos movimientos.
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Perera-García et al. (2009b) compararon la edad y crecimiento de C. undecimalis en dos
sistemas tropicales de Tabasco. Se determinó que las edades estimadas para la población
estudiada fueron de 2 a 17 años. Estos investigadores mencionan que los valores obtenidos
son característicos de especies con crecimiento relativamente lento y longevas.
McIvor et. al. (2009) estudiaron la ecología del hábitat de juveniles de un año de C.
undecimalis en el Golfo de México y Florida. Se determinó que estos juveniles están
asociados a las costas poco profundas, con estructuras en el fondo -raíces, tocones, etc.-
aguas relativamente en calma de baja velocidad y de baja a moderada salinidad.
Stevens et al. (2009) analizaron un modelo conceptual del uso del hábitat de juveniles de
robalo blanco y su aplicación a una variedad de sistemas estuarinos en Florida. Los análisis
indican que juveniles pequeños habitan lagunas costeras, humedales y remansos fluviales,
posteriormente ocupan los accesos a estas zonas como juveniles grandes antes de
dispersarse más ampliamente en todo el estuario. Adicionalmente, Huber et al. (2009)
describieron el hábitat preferencial de juveniles de C. undecimalis en la porción baja de río
Grande, Texas, indicando que los juveniles pequeños prefieren hábitats ribereños.
Manejo en cautiverio
En base a algunas características biológicas de las especies y debido a su importancia
económica, los robalos han sido considerados como especies susceptibles a cultivo.
Diversos estudios se han llevado a cabo para generar el paquete tecnológico que permita la
producción masiva de larvas y la engorda de estas especies en cautiverio. Si bien es cierto
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que el cultivo del robalo asiático Lates calcarifer ya es una realidad, las especies de robalos
de América aún no cuentan con un paquete tecnológico adecuado. A continuación se
describen algunos trabajos que reflejan los esfuerzos realizados.
Alimentación
Main et al. (2009) identificaron las limitaciones morfológicas del robalo blanco,
demostrando que larvas de tres días post eclosión tienen un aparato digestivo pobremente
desarrollado lo cual limita su capacidad para consumir presas como los rotíferos en la
primera alimentación. Las larvas en la primera alimentación consumen ciliados, tintínidos,
dinoflagelados y pequeños nauplios de copépodos.
Wittenrich et al. (2009) estudiaron el acoplamiento entre el desarrollo osteológico del
aparato digestivo con la alimentación de larvas de robalo blanco. Los resultados revelaron
que las larvas de primera alimentación presentaron elementos esqueléticos rudimentarios y
seleccionaron sólo uno o dos de los tipos de presas disponibles (zooplancton ordenado por
talla chica (35-90 µm), zooplancton ordenado por talla mediana (91-270 µm), rotíferos,
nauplios de Artemia recién nacidos de menos de 12 horas de edad y Artemia de 48 horas de
edad). En relación con larvas de mayor edad que incluyen más tipos de presas en su dieta,
se observó que las altas tasas de mortalidad en los sistemas cerrados de cultivo puede ser
atribuido a la ausencia de un organismo pequeño adecuado.
Álvarez et al. (2010) evaluaron la capacidad digestiva usando bioquímica, histología y
herramientas moleculares durante las etapas larvales y juveniles de Centropomus
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undecimalis. Los resultados indican que durante la ontogenia la tripsina, quimotripsina, L-
aminopeptidasa, carboxipeptidasa A, lipasa, amilasa y fosfatasa fueron detectadas en la
absorción del saco vitelino (dos días post fertilización). Incrementando sus actividades
entre los días 12 y 25 post fertilización. La pepsina se detectó 34 días post fertilización. Los
órganos digestivos mostraron capas tisulares; mucosas, submucosas y músculo liso.
También se amplificó el gen de tripsina y lipasa en páncreas de juveniles, los cuales
mostraron similitud con genes de tripsinas y lipasas superiores al 85% detectados en otros
peces.
García-Galano et al. (2003) estudiaron la ingesta de alimentos, evacuación gástrica, índice
de conversión alimenticia y el crecimiento del robalo blanco. Se determinó que la ingesta
de alimentos fue mayor en la tarde que por la mañana cuando los peces fueron alimentados
dos veces. La conversión alimenticia no presentó diferencias significativas y el tiempo de
evacuación gástrica disminuyó a medida que el número de comidas por día aumentó. El
peso promedio final fue mayor con 3 comidas al día (91 ± 25,4 g). La tasa de crecimiento
específico mostró un valor significativamente mayor al final del experimento (1,72 ±
0,002% día-1) con la frecuencia de alimentación tres.
Inducción al desove
Neidig et al. (1999) determinaron que el uso de Gonadotropina Coriónica Humana (GCH)
en C. undecimalis con dosis de 500 IU/kg de peso produce ovulación, huevos de buena
calidad y sobrevivencia larval.
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Peters et al. (1998) realizaron desoves en cautiverio de robalo blanco. Estos investigadores
determinaron que los huevos alcanzan un diámetro de 700 µm y eclosionan entre 17 y 18
horas post-fertilización a temperaturas de 26 a 29 °C y salinidades de 28 a 38 ppm.
Skapura et al. (1999) probaron implantes de cuatro análogos de hormonas liberadoras de
gonadotropina (GnRH; Salmón (sGnRH), pollo (cGnRH-II), Sparidae (sbGnRH) y
mamíferos (mGnRH)) en C. undecimalis con dosis de 10 g/kg/día durante cinco días.
También usaron un grupo control y un grupo placebo. Los resultados indicaron que el uso
de implantes de mGnRH, sGnRH y cGnRH-II permite el éxito en la ovulación.
Sánchez-Zamora et al. (1999) evaluaron implantes de la hormona LHRH-a a dosis de 50 y
100 g/animal en robalo blanco. En este estudio no hubo respuesta hormonal a la inducción
a la maduración ni a los estímulos manuales. Tampoco se pudo introducir la cánula. Estos
investigadores sugieren que la falta de maduración se debió a que los animales eran de
tallas muy pequeñas, no eran de primera maduración y las dosis fueron bajas, así como los
cambios de salinidad y temperatura debido a la época de lluvias y nortes.
Gómez-Díaz-Durán (2002) evaluó el efecto crónico de la hormona LHRH-a en el
comportamiento reproductivo de robalo blanco, mediante la aplicación mensual de la
misma, a través de implantes durante el período no reproductivo usando dosis de 50 y 100
g de LHRH-a por animal/pellet y el período reproductivo con dosis de 200 y 300 g de
LHRH-a por animal/pellet. Los resultados indican para el primer caso que no hubo efecto
en la estimulación de la madurez gonádica durante las valoraciones mensuales y no se
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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encontró ningún indicador de maduración gonádica. En el segundo caso se registró un
organismo (tratado con 300 g de LHRH-a por animal/pellet) que alcanzó el estadio de
vitelogénesis pero no logró avanzar a la madurez final. Las hembras tratadas con 200 g de
LHRH-a por animal/pellet) no presentaron avances de madurez gonádica.
Soligo (2007) realizó inducción al desove de robalo blanco con hembras silvestres y
machos de cautiverio usando LHRHa con 50 µg/kg. Con base en los resultados se
determinó que las hembras ovularon 36 horas post-inducción y obtuvieron un porcentaje
del 6% de fertilización, resultando 16,000 embriones.
Cerqueira (2009) realizó desoves de peces silvestres de robalo blanco durante la temporada
de reproducción, usando LHRHa. Este autor indica que obtuvo juveniles de robalo blanco
usando las técnicas de inducción al desove de chucumite. También menciona que las
hembras adultas mantenidas en cautiverio no desarrollaron ovarios que alcanzaran la
vitelogénesis. Sin embargo, continúan realizando esfuerzos para mejorar la maduración
sexual de esta especie en cautiverio.
Holt y Kline (2009) explican las experiencias obtenidas en el cultivo de robalo blanco en
Texas. Estos investigadores controlaron la temperatura y el fotoperiodo en verano y en
invierno (28 y 21ºC y 14 y 10 horas luz, respectivamente). También se programó un
sistema para imitar las fases lunares. El objetivo principal de estos investigadores fue
inducir al desove ejemplares de robalo blanco. Con el uso de esta técnica obtuvieron
huevos que no eran viables en luna llena en Agosto y una vez más cuatro días después. En
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Octubre se revisaron los reproductores obteniendo que la mayoría de los peces grandes eran
machos. Solamente se encontraron dos hembras con ovocitos pequeños de 200 µm.
Main et al. (2009) hacen una explicación del estatus y retos de la producción de robalo
blanco. Estos autores han desovado robalos del medio silvestre desde Abril hasta
Septiembre de 2003, obteniendo una gran cantidad de huevos fertilizados y avances en la
calidad de los mismos, usando sistemas de recirculación para maduración y desoves, así
como controlando el fotoperiodo y la temperatura. Determinaron que la concentración de
ácido araquidónico es más alta que en otros peces marinos. También indican que la calidad
de huevos fue mayor en Mayo, Junio y Julio. Finalmente, correlacionaron altos niveles de
ácido Docosahexaenoico con las altas tasas de fertilización, eclosión y sobrevivencia larval.
Resley et al. (2009) han hecho investigaciones sobre la maduración y desove de robalo
blanco. Las técnicas empleadas para la maduración incluyen el control fototérmico (control
de la luz diaria y el ciclo lunar) y la inducción hormonal para la maduración final. Se
determinó que los robalos no alcanzan la maduración final bajo control fototérmico, aunque
si es posible la maduración de la etapa vitelogénesis a post-vitelogénesis. Estos
investigadores usaron GnRH-a con dosis de 50 µm/kg en hembras maduras, obteniendo
desoves durante la temporada de reproducción y un año después antes de la temporada
reproductiva.
Sánchez-Zamora et al. (2009) han obtenido los primeros resultados positivos en C.
undecimalis sobre aspectos de maduración, desove en cautiverio y cría de larvas. Estos
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autores aplicaron choques de baja salinidad a 4 lotes de reproductores durante un mes.
Además se incluyó una dieta semihúmeda con pescado, calamar y Breed-M de INVE®. Se
encontró que en Agosto el lote donde se aplicó el cambio de salinidad (en Abril) maduraron
4 de 7 hembras y dos machos y en el control (alta salinidad constante) maduraron 2 de 7
hembras y dos machos; en el resto de los tratamientos no se encontraron hembras maduras
y el 70% de los machos eran espermiantes.
Crecimiento y engorda
Souza-Filho y Cerqueira (2003) evaluaron la influencia de la densidad de cultivo (3, 6 y 9
peces/m3) sobre el crecimiento, tasa de conversión alimenticia y la sobrevivencia de
juveniles de robalo blanco colectados del medio silvestre y aclimatados a dietas artificiales.
Los resultados indican que la tasa de conversión alimenticia y la sobrevivencia fueron
mejores en densidades de 3 y 6 m3. Sin embargo, la mejor tasa de crecimiento se obtuvo en
la densidad de cultivo más baja.
Reyes et al. (2004) evaluaron el comportamiento de juveniles de robalo blanco en
cautiverio (provenientes del medio natural). Se suministraron dos dietas semihúmedas a
base de harina de pescado combinada con alimento fresco. Los resultados indicaron que no
hubo mortalidad de estos organismos durante la fase experimental y determinaron que ésta
especie tiene un gran potencial al adaptarse a las condiciones de cultivo y al alimento
artificial. Sin embargo, estos autores plantean la necesidad de investigar sobre los
requerimientos nutricionales de la especie.
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Fraga et al. (2006) desarrollaron un banco de reproductores de robalo blanco por medio
del manejo de la alimentación. El estudio consistió de tres etapas en la preparación de los
progenitores durante 18 meses. La primera etapa se caracterizó por realizar alimentaciones
alternando los días, la segunda etapa alimentando todos los días excluyendo fines de
semana y la tercera etapa alimentando diariamente dos veces al día. Posteriormente se
suministró una dieta semi-húmeda por tres meses y alimento balanceado por un año. Se
determinó que el esquema de alimentación influyó en la dinámica del apetito de los robalos
y el consumo resultó mayor cuando se les ofreció alimento en días alternos, las hembras
mostraron mayor crecimiento que los machos y la sobrevivencia fue de 100%.
Zarza et al. (2006ab) estudiaron el crecimiento robalo blanco y chucumite en estanques
rústicos en agua dulce con crías de 5.5 cm provenientes del medio silvestre, las cuales
fueron alimentadas con tilapia (Oreochromis niloticus) -sembradas en dichos estanques
como especie forrajera-; encontrando que en estas condiciones de cultivo el crecimiento
para ambas especies resultó favorable, ya que las tallas y los pesos alcanzados se
encuentran dentro de los promedios reportados para estos peces. Estos mismos autores
evaluaron el crecimiento de robalo blanco y chucumite en estanques de concreto con agua
dulce y se observó que ambas especies mostraron un crecimiento isométrico. La velocidad
de crecimiento en talla fue similar entre ambas especies. Sin embargo, el crecimiento en
peso fue ligeramente mayor para robalo blanco que para chucumite. La alimentación fue ad
libitum a base de Oreochromis niloticus y Poecila sp., eliminando diariamente el sobrante
de alimento.
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Reyes et al. (2006) realizaron engorda de juveniles de robalo blanco en estanques de tierra.
Los peces se colectaron del medio silvestre y usaron agua salobre como parte de una opción
para cultivar robalo en aguas interiores; así como agua de mar en tinas de fibra de vidrio. Se
encontró que aunque no hubo diferencias significativas entre estos experimentos, la
ganancia en peso se obtuvo en los organismos tratados en el medio salobre.
Soligo (2007) cultivaron juveniles de robalo blanco por medio de una dieta comercial
(INVE-Bélgica®), una dieta experimental y metanauplios de Artemia enriquecidos con
Selco®. No hubo diferencias entre los tratamientos en cuanto a la sobrevivencia. Sin
embargo, para el crecimiento la dieta comercial presentó los mejores resultados.
Vidal-López et al. (2009) evaluaron el efecto del esteroide 17- estradiol en la proporción
de sexos de robalo blanco. El estudio consistió en seis periodos de exposición (7, 14, 21,
28, 35 y 42 días) usando alimento bioencapsulado impregnado con el esteroide. Los
resultados indicaron que los peces alimentados con la dieta enriquecida por 21 y 42 días,
mostraron mayor proporción de hembras con porcentajes de hasta 93%, mientras que el
grupo control presentó un porcentaje de 100 % machos. También se obtuvo el mejor
crecimiento con los peces expuestos al tratamiento por 21 días. La sobrevivencia en este
estudio varió entre 92 y 98 % entre los tratamientos.
Estudios sobre C. parallelus
El chucumite ha sido reportado como una especie catádroma de América, habita zonas
costeras desde Florida en Estados Unidos hasta Florianópolis en Brasil y su cultivo ha sido
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recomendado para el Golfo de México (Álvarez-Lajonchere et al., 2002 y Miller, 2005). El
periodo de reproducción de esta especie se ha reportado para los meses de Marzo-Agosto
(Pinheiro, 2005). Algunos autores como Tsuzuki et al. (2008) consideran que su carne es de
buena calidad y que esta especie es resistente al manejo en el cultivo, a las variaciones en la
calidad del agua así como a un amplio rango de salinidades (Cerqueira, y Brügger (2001).
Biología y Ecología
En el caso del robalo chucumite la información disponible sobre estudios en ambientes
naturales es escasa. La mayoría de estos están enfocados hacia aspectos de manejo en
cautiverio, habiendo sólo algunos estudios que a continuación se describen:
Alimentación
En un estudio con juveniles, Tonini et al. (2007) determinaron que el 90% del contenido de
la dieta está representado por animales pequeños, de los cuales el 70% corresponde a peces,
por lo que se puede decir que juveniles de esta especie tienen hábitos alimenticios
preferentemente ictiófagos.
Reproducción
Pinheiro (2005) estudió los aspectos reproductivos de chucumite para contribuir al manejo
sustentable de este recurso. Los machos presentaron longitudes de hasta 240 mm y las
hembras de 300 mm. La distribución del diámetro de ovocitos mostró que este pez presenta
un desove asincrónico. El período reproductivo abarca Marzo-Agosto con un pico
reproductivo en Mayo-Junio. El comienzo del ciclo reproductivo se caracteriza por la
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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presencia de peces pequeños que abandonan el cauce cada vez mayor del río debido a las
precipitaciones, mientras que en Mayo, Junio y Julio predominan peces de mayor tamaño
que son estimulados por un caudal menor y la influencia cada vez mayor de la salinidad
causada por los frentes fríos que los lleva a emigrar a los estuarios a reproducirse. Este
autor recomienda la implementación de un alto a la pesca del robalo chucumite por seis
meses como una medida para el ordenamiento de la pesquería.
Manejo en cautiverio
En contraste con la poca información básica de la biología y la ecología de esta especie,
existe abundante información generada sobre su cultivo. La gran mayoría de esta
información proviene de Brasil, donde se han hecho diversas investigaciones tendientes a la
generación del paquete tecnológico para la producción masiva de crías y su engorda. En
Brasil se ha trabajado intensamente la reproducción y la larvicultura y actualmente se están
desarrollando pruebas de engorda, aunque aún no se han publicado resultados (Cerqueira,
comunicación personal). A continuación se presentan algunos de estos trabajos:
Maduración
Ferraz, et al. (2004) validaron un método de biopsia ovárica en vivo para evaluar la
maduración de ovocitos en chucumite. Se analizaron ovocitos intra-ováricos en fresco y
fijados en formol al 1% en una solución de NaCl 0.7%. Los resultados indicaron que se
encontraron ovocitos en diferentes etapas a lo largo de los ovarios con una distribución de
frecuencia unimodal del diámetro. Las muestras obtenidas con cánula fueron
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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representativas de la porción central del ovario in vivo e in vitro de las siete hembras
examinadas.
Inducción al desove
Godhino et al. (2000) realizaron un estudio para la inducción de la reproducción en
chucumite de entre 25.6 y 56 cm de longitud y pesos entre 210 y 1740 g. En este estudio se
probaron dosis de 1, 2 y 5 UI/kg de HGC y se realizó fertilización externa. Los resultados
indican que las dosis empleadas en este estudio fueron eficaces, puesto que la tasa de
fertilización fue de entre 70 y 90 %.
Ferraz et al. (2002) determinaron la eficiencia del uso de la hormona LHRH-a en 42
hembras de entre 525 y 1580 g y 84 machos de entre 324 y 1041 g de chucumite usando
inyecciones e implantes de 50 µg/kg y un grupo control. Los peces desovaron una sola vez
entre 35 y 42 horas después de la inducción. Dos de las hembras implantadas con la
hormona desovaron dos veces en un intervalo de 24 h. En el experimento con implantes
produjeron 42.27 x 104 huevos/kg, la tasa de fertilización fue de 75.8 % y la de eclosión de
89.5 %. Estos autores indican que con el uso de las inyecciones los resultados fueron
similares.
Reis y Cerqueira (2003) realizaron inducción al desove de chucumite con la hormona
LHRH-a a diferentes dosis (30, 50 y 70 µg/kg) produciendo desoves de 56.2 %, diámetro
de ovocitos de entre 432 y 440 µm, huevos de 701 µm y fertilización de hasta 93.8 %.
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Cerqueira et al. (2005) probaron un protocolo de inducción al desove de chucumite con la
hormona GCH usando un sistema de incubación con diferentes densidades de huevos. Las
hembras se inyectaron con dosis de 1100 UI y los machos con 500 UI/kg de pez. De 19
inducciones hormonales se obtuvieron siete desoves naturales y el resto fue a través de
fertilización artificial. El promedio de fecundidad relativa fue de 373,000 huevos/kg y se
obtuvieron larvas viables de 43% en desoves naturales y 58% en desoves artificiales.
Cerqueira y Canarín (2008) estudiaron el efecto de diferentes dosis y múltiples inducciones
de LHRH-a en chucumite para obtener desoves consecutivos en una temporada
reproductiva usando implantes de colesterol. Se hicieron cinco inducciones en 16 hembras
con 15, 35 y 50 µg/kg y 32 machos sin implantes hormonales por cada inducción. De las 16
hembras, 10 tuvieron entre tres y cuatro desoves consecutivos. La mejor tasa de
fertilización se obtuvo con la dosis más alta probada en este estudio. En el cuarto desove se
logró obtener 500,000 huevos/kg.
Cerqueira y Tsuzuki (2009) realizaron seis pruebas experimentales de inducción al desove
de chucumite, de las cuales solo se obtuvo éxito en una hembra con ovocitos de 420 µm de
diámetro a partir de 1,500 UI de Gonadotropina Coriónica Humana por medio de
inyección. Estos resultados indican un porcentaje de fertilización de hasta 70 % y un
porcentaje de eclosión 86.51 %.
Cerqueira (2009) obtuvo desoves de chucumite con inyecciones de hCG y posteriormente
ha probado diferentes dosis de LHRH-a por medio de implantes para inducir la maduración
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final. El estudio indica que las hembras pueden ser inducidas una vez al mes resultando en
cuatro desoves consecutivos.
Araújo y Cerqueira (2005) evaluaron la influencia de la salinidad (15, 20, 25, 30 y 35 ppm)
sobre la eclosión de huevos y la calidad de larvas de chucumite a 26°C. El estudio indica
que los huevos eclosionaron alrededor de 17 horas después del desove en todas las
salinidades probadas. La tasa de eclosión más alta (95.2 %) se obtuvo en la salinidad de 35
ppm. También se observó larvas deformes en todas las salinidades probadas con
porcentajes de entre 18 y 43%.
Larvicultura
Cerqueira y Brugger (2001) probaron diferentes intensidades de luz para evaluar su
influencia sobre la sobrevivencia y la funcionalidad de la vejiga natatoria durante la etapa
larval de chucumite. Se usaron densidades de 30 a 50 L e intensidades de 50, 100, 200, 500,
1500 y 2500 lx y un grupo control en oscuridad total. La sobrevivencia máxima obtenida
fue de 16% y fue significativamente influenciada por la luz. El grupo control murió una
semana después del inicio del experimento. La mejor sobrevivencia se obtuvo con la
intensidad de 200 lx. La frecuencia y funcionalidad de la vejiga natatoria tuvo un rango de
36.8 a 100 % pero no se correlacionó con la intensidad de luz. Estos autores recomiendan la
cría de larvas de chucumite en una intensidad de luz de entre 200 y 1,500 lx.
Temple et al. (2004) evaluaron el efecto de la reducción de las densidades de presas durante
la cría de larvas de robalo chucumite para determinar su efecto sobre el comportamiento de
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forrajeo, crecimiento y supervivencia de las larvas. Se utilizaron densidades de 5, 10, 20 y
30 rotíferos/mL. Las larvas se caracterizaron por pasar gran parte de su tiempo sin nado y
ocasionalmente nadar abruptamente hacia la presa. El rango de presas usadas no afectó el
crecimiento o la sobrevivencia y no hubo diferencias en el comportamiento de búsqueda de
alimento en los tratamientos. La sobrevivencia de larvas fue más alta (38.8 %) cuando se
usó la densidad de 5 rotíferos/mL.
Álvarez-Lajonchere et al., (2004) realizaron un ensayo sobre cría de larvas de chucumite en
cautiverio, en Santa Catarina, Brasil, usando dosis de 50 µg/kg de LHRH-a. Este estudio
permitió obtener un 82.7 % de fertilización y una eclosión de 92%. Diariamente se
introdujeron microalgas Nannochloropsis oculata en los tanques de larvicultura desde el
día uno hasta el 20 después de la eclosión, rotíferos Brachionus rotundiformes durante el
primer mes y metanauplios de Artemia desde el día 19 al 66. Del día uno al 66 se les
proporcionó una dieta seca con 43.6 % de proteína. Se cosecharon 10,200 juveniles con una
sobrevivencia de 6.5 % y la tasa de conversión de alimento fue de 1.283 en el alevinaje.
Alves et al. (2006) realizaron pruebas experimentales para intentar disminuir el periodo de
destete en chucumite sin comprometer el crecimiento y la sobrevivencia de las larvas. Se
utilizaron larvas de 30 días post eclosión, las cuales se distribuyeron en cinco tratamientos a
los que se les administraba Artemia por cinco, 10 y 15 días co-alimentadas con una dieta
seca preparada por 10 días, con una dieta comercial y un grupo control con Artemia
únicamente. La sobrevivencia de las larvas fue de 91 % y éstas se destetaron exitosamente
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35 días después de la eclosión. Sin embargo larvas destetadas 40 días después de la
eclosión mostraron un mejor crecimiento.
Ostini et al. (2007) realizaron un estudio sobre el efecto de la densidad de cultivo sobre el
crecimiento de chucumite en jaulas flotantes en Sao Paulo, Brasil, usando densidades de 20
y 40 peces/m3 durante 160 días. Los peces se alimentaban con dietas comerciales de 40%
de proteína cruda alimentadas dos veces al día a razón de 3% de la biomasa por cada jaula.
La sobrevivencia y la conversión alimenticia no fueron diferentes entre los tratamientos.
Las medias de pesos finales, tasa de crecimiento específico y ganancia en peso fueron
mejores en las bajas densidades con respecto a las más altas.
Correa y Cerqueira (2007) determinaron el efecto de la densidad de siembra y la
distribución de la tallas sobre el crecimiento, sobrevivencia y canibalismo en juveniles de
chucumite. Se probaron tres densidades (1.5, 3 y 6 peces/L) en dos grupos de peces
homogéneos con longitudes de 22.1 mm y coeficiente de variación de longitud de 8 % y un
grupo heterogéneo con 22.7 mm y coeficiente de variación de longitud de 15 %. No hubo
interacción entre los dos factores probados. La tasa de canibalismo más alta se presentó en
el grupo heterogéneo (14.2 %) así como también la tasa de crecimiento más alta. Este
estudio indica que el crecimiento no se vio afectado por la densidad de peces. Sin embargo,
el canibalismo se correlacionó positivamente con la densidad pues fue la principal causa de
la mortalidad.
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Tsuzuki et al. (2008) evaluaron la sobrevivencia y el crecimiento en juveniles de C.
parallelus de 156 días post-eclosión y de 5.7 ± 1.27 g de peso, en diferentes densidades de
cultivo (50, 100 y 200 peces/m3) en jaulas flotantes. Estos autores señalan que no hay
diferencias en los parámetros evaluados entre las densidades probadas. Sin embargo, el uso
de densidades arriba de 200 peces/m3 no afecta la sobrevivencia, el crecimiento y la tasa de
conversión alimenticia de juveniles de chucumite. Además, con esta densidad la biomasa
final y la producción por área fue más alta.
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(B)
III. JUSTIFICACIÓN
El robalo blanco y el chucumite son especies con alto potencial para la acuacultura pues
constituyen pesquerías artesanales de gran tradición e importancia económica en el Golfo
de México y gran demanda en el mercado nacional por su calidad en sabor y carne. La
presión de la captura sobre las poblaciones naturales ha generado sobreexplotación y en
algunas zonas de pesca el recurso es cada vez más escaso. Ante esta problemática, es
necesario desarrollar técnicas de manejo en cautiverio que permitan impulsar la acuacultura
y disminuir la presión de las pesquerías. Sin embargo, estas especies presentan limitaciones
para su cultivo puesto que desde el punto de vista biológico existen problemas para
establecer técnicas de producción de crías en cautiverio. Además, las crías que se obtienen
de desoves inducidos son muy pequeñas, su alimento es diminuto y son muy vulnerables al
manejo. Esto implica que los incipientes esfuerzos de cultivo aún no logren cerrar el ciclo
de producción en cautiverio; además, actualmente se depende de las poblaciones naturales
para la conformación de lotes de reproductores.
El presente estudio pretende aportar información básica sobre la reproducción inducida de
robalo blanco y chucumite que permita la obtención de larvas bajo condiciones controladas.
Esto, con el fin de establecer técnicas que conduzcan al cultivo de ambas especies en
Tabasco.
(A) (B)
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IV. OBJETIVOS
GENERAL:
Evaluar la reproducción inducida en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus
bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a.
PARTICULARES:
Evaluar la efectividad de inyecciones e implantes de GnRH-a en la inducción a la
reproducción en Centropomus parallelus y la efectividad de implantes en
Centropomus undecimalis.
Determinar la calidad de huevos y larvas obtenidos a partir de inyecciones e
implantes de GnRH-a en Centropomus parallelus y Centropomus undecimalis.
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CAPITULO II
VARIACIÓN REPRODUCTIVA EN HEMBRAS SILVESTRES DE CHUCUMITE
Centropomus parallelus MEDIANTE EL EMPLEO DEL DIÁMETRO DE OVOCITOS
Revista: Kuxulka´b
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Variación Reproductiva en Hembras Silvestres de Chucumite Centropomus parallelus Mediante el Empleo del Diámetro de Ovocitos
Contreras García María de Jesús*, Contreras-Sánchez Wilfrido M., Mcdonal-Vera
Alejandro, Hernández-Vidal Ulises, Vidal López Juan Manuel, Álvarez-González Carlos A. y Páramo-Delgadillo Salomón.
Laboratorio de Acuicultura Tropical, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco
Km. 0.5 Carretera Vhsa-Cárdenas, entronque a Bosques de Saloya 86039 Villahermosa, Tab.
Resumen
En el presente trabajo se describe la variación reproductiva en hembras de Centropomus
parallelus (chucumite) empleando el diámetro de ovocitos a lo largo del tiempo de
muestreo; se determinó el grado de madurez de los mismos y se usó este valor como
indicador para aplicar tratamientos hormonales de inducción al desove. Se determinó que la
temporada reproductiva para las poblaciones de la costa de Tabasco de esta especie se
presenta de Octubre a Marzo, siendo el mes de Marzo ideal para la inducción a desoves al
observar hembras con diámetros promedio de ovocitos de 426.07 ± 37.54 µm. Para el mes
de Octubre se observaron los diámetros de ovocitos más pequeños con 324.86 ± 105.02
µm.
Introducción
Los robalos en general, son peces costeros, eurihalinos y euritérmicos que realizan
migraciones constantes entre agua salada y dulce. Son carnívoros y su alimentación es
básicamente de peces y crustáceos, son también depredadores oportunistas (Cerqueira,
2004). Los desoves ocurren en el mar, cerca de las desembocaduras de los ríos, con poca
profundidad, temperaturas de 25 a 30 °C y salinidad de 35 ppm (Roberts, 1987). El
chucumite, es un robalo de talla pequeña que habita las costas del continente Americano. Se
distribuye desde la costa Este de Florida, USA hasta la zona centro de Brasil (Cerqueira y
Canarín, 2008). En México, se reporta su presencia en Tamaulipas, Veracruz, Tabasco y
Campeche (Chávez, 1963).
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Dentro del ciclo de vida de todo ser viviente, la reproducción es uno de los procesos más
importantes y más aún cuando se trata de una especie con potencial para cultivo, siendo el
ciclo reproductivo uno de los parámetros más importantes en la dinámica de poblaciones
(Dománico y Lauce, 2008). Es así que el conocimiento de la biología reproductiva de
cualquier especie es indispensable para un manejo eficiente en la reproducción artificial
(Estay et al., 1990). Se ha reportado que los peces de la familia Centropomidae son
especies de desarrollo asincrónico y desove fraccionado. En este aspecto, Cerqueira (1995)
menciona que las hembras que presentan ovocitos desarrollados con diámetro mayor a las
400 µm son las mejores para ser empleadas para la inducción al desove.
Por otra parte, para evaluar la calidad del desove en peces no hay consenso general, que no
sean más que las características morfológicas de los huevos y la capacidad de sobrevivencia
de los eleuteroembriones después de la eclosión y en el momento de la primera
alimentación una vez absorbido el saco vitelino (Bromage, 1995). A pesar de ello, se
utilizan diversos criterios dentro de los que destacan las características propiamente dichas
de los huevos como es el diámetro de ovocitos (Álvarez-Lajonchere, 2006), el cual es un
indicador de la madurez sexual en las hembras cuando alcanzan un diámetro considerado
(Sierra-De la Rosa, 2007); puesto que el diámetro tiende a disminuir a medida que avanza
la temporada de reproducción (Bone et al., 1995).
Adicionalmente, dentro de los estudios sobre variación reproductiva en diversos peces
destacan los de Bromage y Cumaranatunga (1988); Valdevenito et al. (1995); Flores y Hirt
(1998); Arellano-Martínez et al. (2001); Lucano-Ramírez et al. (2005); Dománico y Lauce
(2008), quienes mencionan que los ciclos reproductivos están probablemente relacionados
con el fotoperiodo, la temperatura, los ciclos lunares (impactando las mareas) y la
disponibilidad de alimento en los sitios de crianza para la alimentación de las crías. Dada la
importancia ecológica y comercial del chucumite en el Sureste Mexicano, el presente
estudio plantea como objetivo describir la variación reproductiva de hembras de
Centropomus parallelus mediante el empleo del diámetro de ovocitos en relación al tiempo,
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determinando el grado de madurez de los mismos y el momento idóneo para aplicar la
inducción hormonal para obtener desoves viables.
Materiales y Métodos
Obtención del lote de hembras de C. parallelus
Se capturaron 273 reproductores de C. parallelus de Diciembre de 2008 a Marzo de 2010
en las costas de Jalapita, Centla, Tabasco, con ayuda de pescadores de la Sociedad
Cooperativa “San Ramón”, empleándose redes de arrastre de luz de malla de 3 pulgadas.
Con base en bibliografía existente de la temporada de desove y a la experiencia de los
pescadores de la comunidad, las capturas se hicieron mensualmente. Sin embargo, se logró
realizar muestreos en siete meses, trasladando los peces a la Estación Temporal de
Acuicultura Marina del Laboratorio de Acuicultura Tropical, de la División Académica de
Ciencias Biológicas (DACBiol) de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco (UJAT).
Se revisaron 179 hembras en total, con un peso promedio de 273.04 ± 93.82 kg y una talla
promedio de 29.78 ± 4.00 cm.
Obtención de ovocitos y medición del diámetro de los mismos
Los reproductores se anestesiaron con metanosulfonato de tricaína (MS-222); se registró el
peso, la longitud, el sexo y la fecha de captura. Posteriormente se realizó la canulación de
las hembras adultas con una sonda número 5 y 90 cm de longitud, para obtener muestras de
ovocitos, determinar su diámetro y establecer el estado de maduración a través del tiempo
de acuerdo al diámetro de ovocitos considerado como maduro y óptimo para inducir
desoves en robalos (Cerqueira, 1995). Las muestras de ovocitos se colocaron en tubos
cilindrocónicos de 2 mL de capacidad debidamente etiquetados y se fijaron en formol al 4%
con el número de hembra y fecha correspondiente, para su posterior medición en el
laboratorio. Finalmente se tomó una muestra de 30 ovocitos por hembra para determinar su
diámetro por medio de un micrómetro de ocular calibrado en un microscopio estereoscopio
(Zeiss®) y se registraron los datos para su análisis.
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Análisis estadístico
Se realizó un análisis de covarianza (ANCOVA) para determinar si existían diferencias
estadísticas entre el diámetro de ovocitos de hembras durante el período comprendido de
Diciembre de 2008 a Marzo de 2010, empleando como factor principal los meses de
muestreo y como covariables el peso y talla de las hembras. La variable de respuesta
empleada fue el diámetro de los ovocitos.
Resultados
El análisis de covarianza indica que existen diferencias estadísticamente significativas entre
el diámetro de ovocitos de hembras para los distintos meses muestreados (p < 0.001),
siendo las hembras del mes de Marzo de 2010 las que presentaron el diámetro mayor de
ovocitos en promedio con 426.07 ± 37.54 µm y el diámetro menor en promedio las
hembras del mes de Octubre de 2009 con 324.86 ± 105.02 µm (Fig. 1). Este mismo análisis
permitió identificar que la covariable talla de la hembra tiene un efecto altamente
significativo en el diámetro de los ovocitos (p < 0.001) mientras que el peso de la hembra
no influye (p = 0.17). El efecto del tamaño de la hembra consistió en que a mayor talla de la
hembra, mayor diámetro de los ovocitos.
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Meses
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
Diá
met
ro (
m)
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
Figura 1. Diámetro promedio (± EE) de ovocitos de C. parallelus obtenidos en siete meses
de los 16 meses muestreados. El número entre paréntesis indica el número de hembras
muestreadas por mes. Letras diferentes indican diferencias estadísticas significativas entre
meses.
cd (23)
D E F M A M J J A S O N D E F M
2008 2009 2010
a (12)
b (12)
bc (12)
e (101)
de (7)
e (12)
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Discusión
La presencia o ausencia de organismos adultos maduros en la zona de desove fue empleada
como un indicador de la temporada de reproducción del chucumite C. parallelus. En los
meses de Junio a Septiembre de 2009 no hubo presencia de organismos en los muestreos
realizados en las costas de Tabasco; reapareciendo a partir del mes de Octubre del mismo
año. La presencia de hembras con capacidad reproductiva desde Octubre hasta Mayo indica
que esta es la extensión de la temporada de reproducción de la especie. Nuestros datos
sugieren que la temporada reproductiva de esta especie es estacional con desoves. Aunado a
esto, en investigaciones simultáneas se ha podido inducir desoves empleando GnRHa en
este mismo periodo, obteniéndose ovocitos con diámetros entre 371.25 ± 63.31 y 428.80 ±
44.27 µm (datos no publicados). En investigaciones similares con Centropómidos se han
reportado datos para C. parallelus por Cerqueira y Canarín (2008) en donde se obtuvieron
desoves (81.30 % de las inducciones) conforme se acercaba la temporada reproductiva
alcanzando un pico hacia Febrero y disminuyendo hacia Mayo con dosis de 15, 30 y 50
µg/kg de LHRH. También, Cerqueira y Tsuzuki (2009), registraron una inducción exitosa
al desove en una hembra que presentó huevos con diámetro de 420 µm a la que se le aplicó
una inyección de 1,500 UI de Gonadotropina Coriónica Humana. El porcentaje de
fertilización obtenido en ese trabajo fue de 70.03 % y el de eclosión fue de 86.51 %.
Con respecto a la estacionalidad reproductiva de otras especies de peces, se ha reportado
que en especies de climas fríos tal como el pejerrey patagónico (Odontesthes hatcheri) la
temporada de reproducción también es estacional con un período que va desde Septiembre
a Diciembre además de ser considerado un desovador parcial igual que C. parallelus, lo
cual puede ser una respuesta a cambios de temperatura y fotoperiodo (Dománico y Lauce,
2008). Valdebenito et al. (1995), señalan que el huaiquil o roncador (Micropogonias
manni) presenta desove fraccionado y una sola reproducción anual que abarca un período
de reproducción que va desde Diciembre a Febrero, comenzando el proceso de reabsorción
gonadal en éste último mes. También, el pargo lunarejo (Lutjanus guttatus), presenta
desove asincrónico y fraccionado donde se observan las gónadas en desarrollo y
generalmente desova la mayor parte del año, lo que indica que esta especie presenta un
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período reproductivo prolongado, observándose dos picos reproductivos entre Marzo y
Abril y Agosto y Noviembre (Arellano-Martínez, et al., 2001). En otras especies como el
pez demersal Pseudupeneus grandisquamis se reproduce principalmente en dos periodos,
uno a mediados (Julio) y otro hacia finales (Diciembre) del año. El tipo de desove es
similar a C. parallelus pues presenta desarrollo de ovocitos de tipo asincrónico. El diámetro
promedio alcanzado a medida que avanza el grado de desarrollo de los mismos es de
270.8+10.7 µm (Lucano-Ramírez et al., 2006). En C. parallelus existe una tendencia
similar en el aumento de diámetro de ovocitos durante los meses de Noviembre a Marzo.
En Hemiodus orthonops los ovocitos en vitelogénesis temprana se caracterizan por un
diámetro que va de 252 hasta 540 µm patrón que se observa en C. parallelus. El período de
desove se extiende entre los meses de Septiembre y Diciembre. El tipo de desove responde
al denominado múltiple o parcelado, desovando dos lotes de ovocitos por ciclo
reproductivo (Flores y Hirt, 1998). En Prionotus ruscarius los ovarios en maduración y
maduros se pudieron identificar varias fases de desarrollo de los ovocitos, lo que indica que
tiene un ovario de desarrollo asincrónico y su periodo reproductivo relativamente largo
(Enero a Junio) lo que conlleva a que estas especies se pueden reproducir varias veces en
un año (Lucano-Ramírez et al., 2005). En otras especies tales como Cynoscion jamaicensis
(tonquicha), el desove se produce en el río Orinoco en forma parcial. El período de máxima
actividad reproductiva está comprendido entre Septiembre y Febrero, coincidiendo con la
época de baja salinidad del medio, como consecuencia de la descarga del río. Esta especie
presenta gran heterogeneidad en los diámetros de los ovocitos, encontrándose diámetros
desde 205 hasta 400 µm, con un valor promedio de 350 µm. La variabilidad encontrada en
el diámetro de los ovocitos de C. jamaicensis, permite señalar que la especie presenta un
desarrollo asincrónico de sus ovocitos, lo cual es indicativo de un desove parcial o
fraccionado (Marcano y Alió, 2001), situación que también ocurre en C. parallelus.
En cuanto a la relación que se presenta entre la longitud de las hembras con respecto al
diámetro de ovocitos, Bagenal (1969) menciona que hembras grandes producen huevos de
mayor tamaño y Miñano et al. (2003), reportan que existe una correlación significativa
entre estos dos parámetros en el ciprínido Gobio gobio, denotando que las hembras de esta
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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población tienden a presentar ovocitos de mayor diámetro cuanto mayor es la longitud. En
nuestra especie de estudio se presenta un parámetro similar puesto que hembras de mayor
talla producen huevos más grandes.
Por otro lado, la talla de primera madurez sexual de los individuos de P. grandisquamis es
24.43 cm de longitud total y representa el tamaño medio para el cual las hembras de la
población han entrado en actividad sexual (Dománico y Lauce, 2008), similares a las tallas
mínimas observadas en C. parallelus con 29.78 ± 4.00 cm. Aún cuando las tallas mínimas
de madurez encontradas en hembras de Lactophrys quadricornis son inferiores a C.
parallelus con 170 mm de longitud total, el período reproductivo abarca varios meses. Las
hembras en madurez sexual se encuentran en Junio, Julio, Septiembre, Enero y Febrero. El
diámetro de los ovocitos va de 399 a 932 µm, encontrándose en un mismo ovario de 5 a 8
clases de diámetro de ovocitos (Ruíz et al., 1999). Así también, la longitud media de
maduración sexual en Prochilodus nigricans es de 24.3 cm en las hembras, con una época
de reproducción que se prolonga desde Diciembre hasta Marzo y un pico máximo en Enero
(Montreuil et al., 2001). Este comportamiento se presenta también en C. parallelus
teniendo una temporada reproductiva amplia. En otras especies la talla media de primera
madurez sexual es de alrededor de 10 y 11.5 cm para Strangomera bentincki y Engrauli.
ringens, respectivamente. La época de mayor actividad reproductiva es para los meses de
Julio-Agosto en S. bentincki y Julio-Septiembre en E. ringens. Es posible que la extensión
del período de desove en cada año sea dependiente de las condiciones ambientales y de la
estructura demográfica del stock (Cubillos et al., 1999). Para C. parallelus, es probable que
durante los meses de Junio a Septiembre no se hayan capturado adultos debido a que como
lo han reportado diversos autores, ésta es una especie migratoria que pasa períodos en
aguas interiores llegando a desovar al mar por lo que probablemente están en el proceso de
crecimiento de las primeras etapas de desarrollo de sus ovocitos activando mecanismos que
son indispensables para que se lleve a cabo el proceso de reproducción. Zohar y Mylonas,
(2001) reportan que los peces con estrategias migratorias para la reproducción tienen que
experimentar cambios fisicoquímicos que les permitan tolerar cambios en la salinidad.
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Coincidentemente, este período de captura de adultos en fase reproductora ha sido
reportado para esta especie en Brasil (Noviembre-Abril; Cerqueira, et al., 2005).
Conclusiones
De acuerdo con lo observado en este estudio, la época reproductiva en poblaciones de C.
parallelus en las costas de Tabasco, abarca el período comprendido entre Octubre y Marzo,
presentándose la oportunidad de planificar desoves en peces recién capturados con un
diámetro mayor a 300 µm por medio de tratamientos hormonales bajo condiciones de
cautiverio.
Agradecimientos
Este trabajo fue financiado por Fisheries and Aquaculture Collaborative Research Support
Program, número de acceso 1374. El F&A CRSP es parcialmente financiado por la United
States Agency for International Development (USAID). Financiamiento No. LAG-G-0-96-
90015-00 y por otras instituciones participantes. Las opiniones vertidas son exclusivas de
los autores y no necesariamente reflejan los puntos de vista de la US Agency for
International Development.
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CAPITULO III
INDUCCIÓN DE LA REPRODUCCIÓN EN Centropomus parallelus (CHUCUMITE) BAJO
CONDICIONES DE CAUTIVERIO EMPLEANDO INYECCIONES E
IMPLANTES DE GnRH-a
Revista: Journal of the World Aquaculture Society
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Inducción de la reproducción en Centropomus parallelus (chucumite) bajo condiciones de 1
cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a 2
Contreras-García, María de J., Contreras-Sánchez, Wilfrido, Hernández-Vidal, Ulises, 3
Mcdonal-Vera, Alejandro, Vidal-López, Juan Manuel, Álvarez-González, Carlos A. y 4
Patiño, Reynaldo*. 5
Laboratorio de Acuicultura Tropical. 6
División Académica de Ciencias Biológicas. UJAT. 7
0.5 km. carretera Villahermosa – Cárdenas, 8
Villahermosa 86040 Tabasco, México 9
* Texas Tech 10
Autor Correspondiente: PhD, Wilfrido Contreras-Sánchez 11
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Institución del autor correspondiente: División Académica de Ciencias Biológicas, 12
Universidad Juárez Autónoma de Tabasco 13
Primer autor: María de Jesús Contreras-García, Biol. 14
Orden de autores: Contreras-García, María J., Biol., Contreras-Sánchez, Wilfrido M., PhD. 15
Hernández-Vidal, Ulises, MSc, Mcdonal-Vera, Alejandro, MSc, Vidal-López, Juan 16
Manuel, MSc, Álvarez-González, Carlos A., PhD y Patiño, Reynaldo*, PhD. 17
18
Resumen 19
El robalo Centropomus parallelus (chucumite), es un pez ampliamente distribuido 20
en la costa Atlántica de América, desde el sur de Estados Unidos hasta el sur de Brasil. En 21
México es común en los Estados costeros del Golfo, particularmente en Tamaulipas, 22
Veracruz y Tabasco en los cuales poseen un alto valor comercial. En el presente estudio se 23
realizaron dos experimentos para la inducción de la reproducción C. parallelus empleando 24
inyecciones e implantes de GnRH-a para evaluar la efectividad de la hormona y determinar 25
la calidad de huevos y larvas obtenidas. En el primer experimento se empleó la técnica de 26
implantes hormonales, determinándose la efectividad de la hormona, así como la calidad de 27
huevos y larvas puesto que en las dosis probadas (100 y 200 µg/pez) se presentaron 28
desoves. Se obtuvieron porcentajes de fertilización de hasta 100 % en algunas unidades 29
experimentales con las dosis probadas. Para el caso de las larvas, la dosis de 100 g/kg 30
registró los mejores resultados para la talla inicial. En el segundo experimento se utilizó la 31
técnica de inyección (probando dosis de 75 y 150 g/kg de pez), en los cuales solo se 32
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
52
evaluó la efectividad de la hormona en el incremento del diámetro de ovocitos después de 33
la inyección puesto que no hubo desoves. De este modo se determinó que la dosis de 150 34
g/kg fue la mejor al presentar el mayor diámetro de ovocitos después de la inducción. 35
36
Palabras clave: Centropomus parallelus, inducción de desove, GnRH-a 37
38
El robalo Centropomus parallelus (chucumite), está distribuido en el Atlántico de 39
América, desde el sur de Estados Unidos hasta el sur de Brasil. En Latinoamérica hay 12 40
especies de robalo, seis de las cuales se encuentran en el Atlántico y el Caribe (Álvarez-41
Lajonchere y Tsuzuki, 2008). En México, el chucumite es común en los Estados costeros 42
del Golfo en los cuales posee un alto valor comercial (Chávez, 1963). El Estado de Tabasco 43
presenta un gran potencial para el desarrollo de la acuacultura debido a su geografía e 44
hidrología. Sin embargo, la implementación de estas actividades se ha enfocado hacia 45
especies exóticas como la tilapia (Rojas y Mendoza, 2000) y en el caso de especies nativas 46
como el chucumite se tiene muy poco conocimiento sobre su biología y técnicas de manejo 47
para la inducción de la reproducción. 48
49
En acuacultura, algunas especies de peces de interés comercial son difíciles de 50
reproducir en cautiverio. Para lograrlo es necesario aplicar algunos métodos de inducción 51
del desove; pero en otros casos el uso de hormonas se requiere para adelantar el proceso de 52
reproducción y hacer más eficiente el uso de la infraestructura (Álvarez-Lajonchere y 53
Hernández-Molejón, 2001). 54
55
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
53
Uno de los métodos empleados para la obtención de crías de peces difíciles de 56
desovar en cautiverio implica el uso de hormonas que induzcan la maduración y el desove. 57
Dentro de estos métodos se emplean tratamientos hormonales mediante la aplicación de 58
inyecciones o implantes. En el primer caso, la dosis total de la hormona se debe inyectar en 59
dos o tres dosis parciales; las primeras para que se active el desarrollo de las gónadas hasta 60
una fase pre-ovulatoria y la última para terminar la maduración final de los ovocitos y así 61
producir la ovulación y desove (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). En el 62
caso de los implantes, estos se utilizan para sincronizar la ovulación y desove, así como 63
para adelantar el período de desove de algunas especies (Mylonas et al., 1995). Algunas de 64
las ventajas que ofrece este método son alcanzar hasta 100 % de efectividad en la respuesta, 65
así como la eliminación del uso de inyecciones frecuentes, estresantes y causantes de 66
muertes en especies que no resisten manipulaciones frecuentes (Álvarez-Lajonchere y 67
Hernández-Molejón, 2001). 68
69
Por otro lado, existe una gran variedad de hormonas empleadas para la inducción al 70
desove en peces. Sin embargo, los análogos del factor u hormona liberadora de 71
gonadotropina (GnRHa) son los mejores. Estas hormonas actúan en los primeros eslabones 72
de la cadena reproductiva induciendo a los peces a producir sus propias gonadotropinas 73
además de ser funcionales en dosis bajas (Zohar, 1989 y Álvarez–Lajonchere y Hernández, 74
2001). 75
76
Dentro de los trabajos realizados para inducir la reproducción de esta especie 77
destacan los realizados por Godhino et al. (2000); Ferraz et al. (2002); Reis y Cerqueira, 78
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(2003); Cerqueira et al. (2005); Cerqueira y Canarín (2008); Cerqueira y Tsuzuki (2009) y 79
Cerqueira (2009) quienes lograron grandes avances en la obtención de larvas de chucumite 80
usando tanto Gonadotropina Coriónica Humana y GnRHa. En los trabajos revisados en la 81
presente investigación, se observa que el principal problema para hacer estudios de robalo 82
es que los organismos empleados para este fin se obtienen del medio natural., por lo que 83
existe una dependencia de las poblaciones naturales, causando presión no solo sobre 84
adultos sino también en juveniles. En el presente trabajo se buscan alternativas que 85
permitan obtener crías bajo condiciones de cautiverio a través de la inducción al desove y 86
evaluar la calidad de las larvas que se obtengan de dichos desoves para coadyuvar en la 87
sustentabilidad de este recurso. 88
89
Materiales y Métodos 90
Obtención y mantenimiento del lote de reproductores 91
La presente investigación se llevó a cabo en la Estación de Acuicultura Marina del 92
Laboratorio de Acuicultura Tropical de la División Académica de Ciencias Biológicas 93
(DACBiol) de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco (UJAT), ubicado en la 94
localidad de Jalapita, Centla, Tabasco, México. 95
96
Se colectaron 36 reproductores de C. parallelus del medio silvestre (12 hembras y 97
24 machos) para cada experimento, con redes de luz de malla de 3 pulgadas. Estos peces se 98
mantuvieron en tinas con capacidad de 25 m3 y se alimentaron con sardinas (Clupeidae) 99
capturadas en la zona. 100
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55
Diseño experimental 101
En un principio, debido a la carencia de unidades experimentales en algunos 102
experimentos (uno con implantes y uno con inyecciones) se empleó un diseño en bloques 103
completos al azar (fecha de replicación) probando tres tratamientos (0 µg/pez; 100 µg/pez y 104
200 µg/pez) con cuatro pseudoreplicaciones a lo largo del tiempo (habiendo dos semanas 105
entre replicaciones). Posteriormente, en otros experimentos (uno con implantes y uno con 106
inyecciones) se empleó un diseño completo aleatorizado con cuatro replicas probando las 107
dosis señaladas anteriormente. 108
109
Elaboración de implantes hormonales 110
La metodología para la preparación de los implantes de GnRH-a que se empleó en 111
la presente investigación, es la descrita por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón 112
(2001) para implantes de LHRH-a y se modificó de acuerdo a las concentraciones que se 113
utilizaron en este estudio. La metodología consistió en disolver la hormona GnRH-a en 114
etanol al 50%. Esta solución se mezcló con colesterol hasta obtener una consistencia 115
pastosa y se colocó en una incubadora a 35 ó 40 C por una hora para secarla. El polvo 116
resultante se mezcló bien con manteca de cacao (sirvió como aglutinante). La mezcla se 117
empacó como comprimido en un molde de acrílico. Posteriormente se extrajeron los 118
comprimidos y se guardaron en refrigeración (5 ºC) en tubos de polietileno individuales. 119
120
Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a 121
En estos experimentos se emplearon tanques circulares de plástico de 2 m de 122
diámetro conectados a un tanque cilindrocónico de 40 L, conteniendo en su interior una 123
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bolsa de organza de 400 m de luz de malla como colector de huevos. Se utilizó agua de 124
mar en todos los tanques y se hicieron recambios diarios de agua del 50 %. Durante el 125
experimento se monitoreó el oxígeno disuelto, la temperatura (oxímetro YSI55®) y la 126
salinidad (Refractómetro SR6 Vital Sine Premium®). Los experimentos efectuados en el 127
presente estudio se llevaron a cabo en condiciones de 6.98 ± 0.76 mg/L de oxígeno 128
disuelto, 25.08 ± 2.23 ºC de temperatura; y 30.68 ± 3.05 ppm de salinidad en promedio. 129
130
Previamente a la inducción se realizó un muestreo in vivo de los ovocitos 131
intraováricos mediante la canulación de las hembras con una sonda para alimentación 132
calibre 5 y 90 cm de longitud para verificar la maduración empleando un micrómetro de 133
ocular adaptado a un microscopio estereoscopio (Zeiss®). 134
135
En cada tanque se colocó una hembra y dos machos seleccionados al azar. Los 136
organismos se midieron y pesaron con un ictiómetro convencional y una balanza digital 137
Torrey® con precisión de 2 g, respectivamente. A cada una de las hembras se le implantó la 138
concentración deseada de hormona GnRH-a (Argent Labs®) (control, 100 ó 200 µg/pez). 139
Para la aplicación del implante los organismos se anestesiaron con metanosulfonato de 140
tricaina (MS-222®), el implante se colocó en la cavidad peritoneal debajo de la aleta 141
pectoral con una aguja estéril para implantes (AVID®). Seguidamente, se aplicó crema 142
antibiótica gentamicina en el área donde se colocaron los implantes para evitar infecciones 143
(Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). A todos los machos de los tratamientos 144
donde las hembras recibieron hormona se les colocó un implante de 100 µg de GnRH-a/pez 145
esperando que la maduración se diera con una sola dosis dado que los implantes se 146
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colocaron en la temporada de desove. Se esperó a que ocurrieran los desoves para proceder 147
a la incubación de los huevos. Los huevos se colectaron por reboso utilizando las bolsas 148
colectoras y posteriormente se pasaron a cubetas de plástico de 40 L con agua de igual 149
salinidad, temperatura y aireación suave. Se incubaron únicamente los huevos que se 150
mantuvieron flotantes puesto que estos se consideran viables (Álvarez-Lajonchere y 151
Hernández-Molejón, 2001). 152
153
Evaluación de la efectividad de los tratamientos 154
Se evaluó la efectividad de los tratamientos mediante la ocurrencia o no de desoves 155
y la calidad de los mismos empleando el número de huevos y el porcentaje de fertilización. 156
El número de huevos se estimó por volumen, tomándose tres muestras de 50 mL en 157
diferentes lugares del tanque. Posteriormente se realizó el conteo de cada muestra 158
empleándose 1mL por muestra (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). El 159
porcentaje de fertilización se evaluó para poder distinguir los huevos (por presencia de 160
blastómeros) de los óvulos no fecundados analizándose 100 huevos de cada unidad 161
experimental bajo el microscopio estereoscópico. 162
163
Para evaluar la calidad de los huevos y larvas se tomaron en cuenta algunos de los 164
parámetros descritos por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y Hernández-165
Vidal (2002), determinándose como criterios de calidad el diámetro de huevo, número de 166
huevos, porcentaje de fertilización, porcentaje de eclosión y crecimiento en longitud de las 167
larvas. El diámetro de huevo se determinó empleando una muestra de 100 huevos de cada 168
desove y se midieron con un micrómetro de ocular calibrado en un microscopio 169
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estereoscopio (Zeiss®; Hernández-Vidal, 2002). Se incubaron los huevos de cada desove 170
que se mantuvieron pelágicos y posteriormente se evaluó el porcentaje de eclosión 171
siguiendo la misma metodología empleada para determinar fertilización. Se registró el 172
número total de larvas por conteo directo (Hernández-Vidal, 2002). Las larvas eclosionadas 173
se mantuvieron en recipientes limpios con las mismas condiciones a las que se incubaron 174
hasta la primera alimentación (Hernández-Vidal, 2002) y se determinó el porcentaje de 175
sobrevivencia. Se registró la longitud de 100 larvas por unidad experimental al momento en 176
que se observó la absorción del saco vitelino. 177
178
Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a 179
En estos experimentos se empleó la misma metodología planteada para implantes, 180
con excepción del método de aplicación y las dosis de la hormona empleadas (0, 75 y 150 181
µg/kg de hembra y 50 µg/kg de macho. En este caso la hormona se disolvió en 10 mL de 182
solución salina. 183
184
Análisis estadístico 185
Se emplearon análisis de covarianza para evaluar la efectividad de los tratamientos 186
usando como factor principal las dosis de hormona empleadas y como factor bloqueado la 187
fecha de replicación (pseudoréplica) en un experimento con implantes y en uno con 188
inyecciones. También se utilizaron como variables de respuesta el diámetro de huevos (en 189
los casos donde se presentaron desoves), el diámetro final de ovocitos (en los casos donde 190
no ocurrieron desoves) y la longitud de larvas a la absorción del saco vitelino. Se utilizaron 191
como covariables el peso de las hembras y el diámetro inicial de ovocitos. Las variables 192
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porcentaje de fertilización y porcentaje de eclosión se analizaron empleando un análisis de 193
Chi-cuadrada. Todos los análisis se realizaron empleado el paquete estadístico 194
STATGRAPHICS™ V 5.1. Las diferencias estadísticamente significativas se consideraron 195
empleando un nivel de confianza de p 0.05. 196
197
Resultados 198
Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a 199
Los tratamientos con implantes en los dos experimentos indujeron desoves en la 200
mayoría de las hembras tratadas (14 de 16), mientras que ninguna de las hembras de los 201
grupos control presentó desove. Debido a esto, en el análisis estadístico solo se incluyeron 202
los organismos tratados con hormona. En los dos experimentos no se observaron 203
diferencias estadísticamente significativas (ANOVA; p = > 0.05) para el número de huevos 204
producidos por hembra entre los tratamientos (10,093 ± 7,757 para 100 µg/pez y 9,640 ± 205
7,795 huevos en promedio para 200 µg/pez; para el primer experimento y 56,881.00 ± 206
21,442.60 para 100 µg/pez y 27,646.9 ± 2,878.70 huevos en promedio para 200 µg/pez, en 207
el segundo experimento). Los resultados del ANCOVA para el diámetro de huevos en 208
ambos experimentos indican que no hay un efecto significativo de la dosis empleadas 209
(ANCOVA; p > 0.05), los valores promedio del primer experimento fueron 607.17 ± 68.03 210
µm para la dosis de 100 µg/pez y 605.98 ± 51.61 µm para la dosis de 200 µg/pez. Para el 211
segundo experimento, los resultados en promedio fueron de 636.00 ± 16.74 y 600 ± 47.14 212
para las dosis de 100 y 200 µg/pez, respectivamente. No hubo efecto significativo de la 213
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fecha de pseudo-replicación, del peso de la hembra, ni del diámetro inicial de ovocitos 214
(ANCOVA; p > 0.05). 215
216
El desove ocurrió aproximadamente 30 horas post-implante y la eclosión ocurrió 20 217
horas después. El análisis estadístico para la fertilización en ambos experimentos indica que 218
existen diferencias altamente significativas entre los tratamientos con hormona (X2; p < 219
0.001), siendo los implantes de 100 µg/pez los que presentaron los resultados más altos 220
(99.5 ± 0.7 % para el primer experimento y 30.00 ± 12.49 % para el segundo experimento) 221
en contraste con los peces inducidos con 200 µg (85.7 ± 18.3 % para el primer experimento 222
y 13.66 ± 7.77 % para el segundo experimento). También se observaron diferencias 223
significativas entre los tratamientos con hormona para el porcentaje de eclosión en el 224
experimento uno (X2; p < 0.001), presentándose resultados mas altos en los peces tratados 225
con 200 µg/pez, que para aquellos tratados con 100 µg (97.2 ± 5.5 y 89.4 ± 0.01 %, 226
respectivamente). En el segundo experimento, el porcentaje de eclosión para todos los 227
casos en los que hubo desoves fue de 0 %. 228
229
De todas las hembras que desovaron en el primer experimento, solo sobrevivieron a 230
la primera alimentación las larvas de una hembra del tratamiento con 100 µg/pez y las 231
larvas de dos hembras del tratamiento con 200 µg/pez del primer experimento. Las larvas 232
de la dosis de 100 µg/pez midieron en promedio1.72 ± 0.25 mm y las de 200 µg/kg 1.61 ± 233
0.12 mm. Para el primer caso se obtuvieron 35, 399.99 larvas, mientras que para el segundo 234
caso el número fue mayor con 141, 600. 00 ± 154, 432.11 larvas en promedio. 235
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Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a 236
Los tratamientos con inyecciones en los dos experimentos no indujeron desoves en ninguno 237
de los peces tratados con la hormona, ni tampoco en los grupos control; debido a esto, solo 238
se midió el diámetro final alcanzado por los ovocitos posterior al tratamiento. Los 239
resultados estadísticos de los dos experimentos realizados indican que no hay un efecto 240
significativo de la dosis empleada, de la fecha de pseudo-replicación, del diámetro inicial 241
de los ovocitos, ni del peso de las hembras (ANCOVA; p > 0.05) sobre el diámetro final de 242
los mismos. Los valores promedio para diámetro final de ovocitos del primer experimento 243
fueron 392.62 ± 88.80 µm para la dosis de 150 µg/kg, 360.37 ± 71.93 para la dosis de 75 244
µg y 325.00 ± 68.73 para el grupo control, mientras que los valores promedio del diámetro 245
final de ovocitos para el segundo experimento fueron 481.25 ± 120.03 µm para dosis de 246
150 µg/kg, 441.75 ± 104.92 para la dosis de 75 µg y 399.37 ± 51.47 µm para el grupo 247
control. 248
249
Discusión 250
El presente estudio permitió inducir exitosamente el desove de C. parallelus 251
mediante la técnica de implantes; sin embargo, las inducciones con inyecciones no dieron 252
resultados satisfactorios. La calidad de huevos obtenidos empleando implantes se considera 253
como buena al obtenerse porcentajes de fertilización y porcentajes de eclosión dentro de los 254
rangos reportados para peces marinos por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 255
(2001). Cerqueira y Canarín (2008) obtuvieron desoves y larvas al inducir a la reproducción 256
de C. parallelus con implantes de GnRH-a con dosis menores a las empleadas en el presente 257
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trabajo (30 y 50 µg/kg). También, Ferraz et al. (2002), obtuvieron desoves de C. parallelus 258
por medio del uso de implantes e inyecciones de LHRH-a con dosis de 50 μg/kg entre 35-259
42 horas después de aplicados los tratamientos. Estos autores indican que no hubo 260
diferencias entre el uso de una técnica u otra para la inducción al desove de la especie en 261
cuestión al no registrar diferencias significativas entre el número de huevos producidos por 262
hembra, el porcentaje de fertilización y la eclosión. Sin embargo, en nuestro estudio el uso 263
de inyecciones no indujo al desove en ninguna unidad experimental. Los resultados 264
negativos se pueden deber por un lado, a que los ovocitos no habían completado la 265
vitelogénesis; por otro lado, las dosis empleadas pudieron no ser efectivas al haberse 266
aplicado en una sola inyección. Otro factor importante a considerar es que se emplearon 267
peces recientemente capturados. Esto puede implicar que las hembras ya hubieran 268
participado en desoves en su ambiente natural y que estaban en proceso de producción del 269
siguiente lote de ovocitos para el consecuente evento reproductivo. 270
271
Si bien, algunos de los trabajos reportados para Brasil han generado resultados 272
positivos con la misma especie empleando inyecciones de hormonas (Cerqueira, et a., 273
2005; Ferraz et al., 2002; Reis y Cerqueira, 2003 y Cerqueira y Tsuzuki, 2009). Álvarez-274
Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) mencionan que el hecho de que una técnica o 275
metodología funcione para una especie, no significa que funcionará para la misma especie 276
en otras condiciones, por lo para cada especie, localidad y condición se requiere ajustar los 277
tratamientos de inducción en condiciones controladas para evaluar los resultados. 278
279
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En otras especies de peces Berlinsky et al. (1996), indican que el uso de implantes 280
de GnRH-a produce huevos viables en desoves repetidos de Paralichtys lethostigma 281
(lenguado del Sureste), puesto que la hormona se va liberando de manera sostenida para 282
inducir la ovulación. Lee et al. (1986), mencionan que Chanos chanos (chano) tratados con 283
LHRH-a por medio de implantes alcanzaron la madurez tanto en el género masculino como 284
en el femenino y que a su vez el uso de los implantes hormonales evita la manipulación 285
continua de los peces que están bajo estudio hormonal y por lo tanto el estrés. Khay (1980), 286
solo obtuvo avances en el crecimiento de ovocitos al estimular la vitelogénesis en Carassius 287
auratus (pez dorado) y en Ophiocephalus striatus (cabeza de serpiente) con implantes de 288
GCH. 289
290
Duncan et al. (2003), determinaron que la hormona LHRH-a induce la maduración 291
final de los ovocitos en Sphoeroides annulatus (botete diana), ya sea por medio de la 292
técnica de inyecciones o implantes. La mayoría de los peces tratados ovularon pero no 293
todos desovaron. Estos autores comentan que el uso de implantes reduce el estrés en los 294
peces. En nuestro estudio el uso de ésta técnica permitió que los peces solo se sometieran al 295
manejo una sola vez al aplicar los implantes sin la necesidad de hacer manipulaciones 296
posteriores por lo que probablemente se redujo el estrés significativamente y se logró el 297
éxito en el desove. 298
299
Otro punto importante en nuestro estudio es que la inducción al desove con 300
implantes es siempre exitoso cuando se emplean hembras dentro de la temporada 301
reproductiva independientemente de que la inducción se lleve a cabo en diferentes fechas 302
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(pseudo-replicación). También fue posible identificar que el peso de las hembras no influyó 303
en el tamaño final de los huevos obtenidos. En contraste a esto, Bagenal (1969) sugiere que 304
la edad de madurez de las hembras puede afectar el tamaño de los huevos y que hembras de 305
mayor talla producen huevos más grandes. 306
307
Reis y Cerqueira (2003) obtuvieron desoves con organismos de esta especie en 308
Brasil empleando inyecciones con dosis por kilogramo de pez (mismas dosis para hembras 309
y machos) de 30, 50 y 70 µg a partir de diámetro de ovocitos de 425 µm, el tratamiento se 310
aplicó en algunos casos más de una vez. En nuestro estudio, se emplearon dosis únicas por 311
organismo; ésta situación pudo haber sido clave en los resultados obtenidos puesto que las 312
inyecciones de GnRHa alcanzan niveles elevados en pocas horas y tienen un efecto 313
relativamente corto. Los niveles más altos se han observado en las primeras horas de 314
aplicación del tratamiento, por lo que es posible que la acción de la hormona dentro del pez 315
no estimule el desarrollo completo del ovocito cuando estos se encuentran en etapas 316
tempranas de desarrollo y por lo tanto que no se alcance el desove (Álvarez-Lajonchere y 317
Hernández-Molejón, 2001). Similarmente, Cerqueira et al. (2005) usando Gonadotropina 318
Coriónica Humana (GCH) por medio de inyecciones, obtuvieron desoves con dosis de 319
1,100 UI; en algunos casos los desoves fueron naturales y en otros artificiales. En este 320
sentido, Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) recomiendan que las inyecciones 321
deben hacerse en dosis parciales para permitir que se lleve a cabo todo el proceso de 322
desarrollo del ovocito. Fitzpatrick et al. (1987), determinaron que la hormona GnRH-a es 323
eficaz en la aceleración de la maduración de ovocitos en Oncorhynchus kisutch (salmón 324
coho) con inyecciones parciales. Sin embargo, los mejores resultados se obtienen cuando se 325
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hace una buena selección de los peces que probablemente respondan al tratamiento 326
hormonal y que éste se aplique en el momento más favorable. 327
328
Prat et al. (2001), argumentan que el uso de GnRH-a en inyecciones parciales con 329
presencia o ausencia de una dosis de pimozida incrementa el diámetro de los ovocitos en 330
Dicentrarchus labrax L. (lubina) 48 horas después de la segunda inyección. Sin embargo, 331
los peces tratados únicamente con GnRH-a mostraron los mejores resultados. En ese 332
estudio se logró obtener desoves en todos los grupos tratados ya sea con GnRH-a o en 333
combinación con pimozida. El porcentaje de huevos viables fue bajo, por lo que estos 334
autores mencionan que la aplicación de la hormona debe realizarse cuando los ovocitos 335
hayan completado la vitelogénesis para poder obtener una buena fecundidad y calidad de 336
huevos. 337
338
En el presente estudio se logró inducir desoves en hembras que presentaban 339
ovocitos >350 µm de diámetro. Este resultado es muy valioso puesto que Cerqueira (1995) 340
propuso con anterioridad que la aplicación del tratamiento hormonal en robalos debe 341
realizarse cuando el diámetro de los ovocitos se encuentre entre 400 y 500 µm. Nuestros 342
resultados indican que la inducción puede ser exitosa con ovocitos más pequeños. 343
Adicionalmente Sullivan et al. (2003) mencionan que la inducción al desove debe 344
realizarse cuando se haya completado el crecimiento del ovocito pues de lo contrario los 345
peces en cautiverio inician el proceso de atresia y con ello nunca se logra el desove. En el 346
presente estudio se demuestra que las inyecciones no logran inducir desoves en hembras 347
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con ovocitos pequeños y potencialmente no maduros; pero si se obtienen desoves con 348
implantes. Esto confirma que la liberación lenta de la hormona puede finalizar la 349
maduración del ovocito e inducir la ovulación. 350
351
En términos generales, el uso de la técnica de implantes dio resultados positivos en 352
este estudio como consecuencia de que la hormona se va liberando lentamente dentro del 353
cuerpo del pez, permitiendo de este modo que el ovocito tenga oportunidad de ir 354
desarrollando su crecimiento de manera paulatina hasta llegar a su desarrollo completo. Sin 355
embargo, la técnica de inyección no permitió obtener resultados satisfactorios pues la 356
hormona tiene una liberación máxima de 12 horas dentro del pez, provocando que la 357
respuesta se de casi inmediatamente y que no haya una ventana de oportunidad para que el 358
ovocito madure lentamente y por lo tanto en algunos casos los ovocitos sean de mala 359
calidad e inicien el proceso de atresia. 360
361
En relación a la calidad de larvas en nuestro estudio, la talla inicial alcanzada por las 362
larvas fueron similares a los estudios realizados por Álvarez-Lajonchere et al. (2002) con 363
tallas de entre 1.70 a 2.00 mm y un promedio de 1.85 ± 0.08 mm. Así, Peters et al. (1998) 364
en el robalo blanco en Florida reportan tallas de larvas eclosionadas de entre 1.4 a 1.5 mm. 365
366
Conclusiones 367
Con base en los resultados obtenidos concluimos que el uso de GnRH-a por medio 368
de implantes permite incrementar el diámetro de ovocitos e induce la maduración de los 369
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mismos y en consecuencia el desove con dosis de 100 y 200 µm/pez. Con esta técnica se 370
obtuvieron larvas viables de C. parallelus y a partir de diámetro de aproximadamente 370 371
µm; a pesar de que se empleó un diámetro de ovocito inferior a lo recomendado en la 372
literatura para los Centropómidos. Para el uso de inyecciones es necesario profundizar en 373
investigaciones sobre el momento y las dosis adecuadas para aplicar el tratamiento 374
exitosamente. 375
376
Agradecimientos 377
Este trabajo fue financiado por Fisheries and Aquaculture Collaborative Research 378
Support Program, número de acceso 1374. El F&A CRSP es parcialmente financiado por la 379
United States Agency for International Development (USAID). Financiamiento No. LAG-380
G-0-96-90015-00 y por otras instituciones participantes. Las opiniones vertidas son 381
exclusivas de los autores y no necesariamente reflejan los puntos de vista de la US Agency 382
for International Development. 383
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Literatura Citada
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estudios larvales del robalo chucumite, Centropomus parallelus Poey (Pisces, 389
Centropomidae) con interés para su cultivo. Hidrobiológica 132 (002): 89-99. 390
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CAPITULO IV
INDUCCIÓN DE LA REPRODUCCIÓN DE Centropomus undecimalis (robalo blanco) EN
CAUTIVERIO MEDIANTE IMPLANTES DE GnRH-a
Revista: Journal of the World Aquaculture Society
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis (robalo blanco) en cautiverio 1
mediante implantes de GnRH-a 2
Contreras-García, María de J., Contreras-Sánchez, Wilfrido, Hernández-Vidal, Ulises, 3
Mcdonald-Vera, A., Márquez-Couturier, G., Cifuentes-Alonso, M. F. y Patiño, Reynaldo*. 4
Laboratorio de Acuicultura Tropical. 5
División Académica de Ciencias Biológicas. UJAT. 6
0.5 km. carretera Villahermosa – Cárdenas, 7
Villahermosa 86040 Tabasco, México 8
* Texas Tech 9
Autor Correspondiente: PhD, Wilfrido Contreras-Sánchez 10
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Institución del Autor correspondiente: División Académica de Ciencias Biológicas, 11
Universidad Juárez Autónoma de Tabasco 12
Primer autor: María de Jesús Contreras-García, Biol. 13
Orden de Autores: Contreras-García, María J., Biol., Contreras-Sánchez, Wilfrido M., PhD. 14
Hernández-Vidal, Ulises MSc,, Mcdonal-Vera, Alejandro MSc., Márquez-Couturier, 15
Gabriel MSc., Cifuentes Alonso, María Fernanda, Ecol. y Patiño, Reynaldo*, PhD. 16
17
Resumen 18
Se realizaron desoves de robalo blanco (Centropomus undecimalis) en cautiverio, 19
usando implantes de 100 y 200 µg de GnRH-a por pez en dosis únicas y un grupo control 20
que no recibió hormona. Con las dos dosis probadas de GnRH-a se obtuvieron desoves con 21
porcentajes de fertilización de hasta 100% por unidad experimental y un rango de 60 a 76% 22
por tratamiento. El porcentaje de eclosión obtenido estuvo entre 50 y 100 % y las larvas 23
obtenidas presentaron tallas de entre 1.56 ± 0.08 y 1.98 ± 0.05 mm a la absorción del saco 24
vitelino. 25
26
Palabras clave: Centropomus undecimalis, inducción de desove, GnRH-a 27
El robalo blanco, Centropomus undecimalis, es un pez tropical eurihalino, además 28
de ser una especie hermafrodita protándrica (Rivas, 1986; Taylor et al., 2000). Es también, 29
uno de los peces más apreciados por los pescadores artesanales del Golfo de México por 30
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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sus características alimenticias y su alto valor en el mercado local y regional (Perera et al., 31
2008). 32
33
Estos peces muestran elevado potencial para su cultivo por la excelente calidad de 34
su carne, fácil adaptación al cautiverio. Es una especie carnívora, incluyendo en su dieta 35
peces y crustáceos (Taylor et al., 2000) y acepta muy rápidamente el alimento artificial 36
(Sánchez-Zamora et al., 2003). Sin embargo, es difícil de obtener desoves en cautiverio por 37
lo que el uso de hormonas inductoras de la reproducción son necesarias para estimular el 38
evento reproductivo (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). 39
40
Diversos autores han hecho intentos por obtener desoves de robalo blanco, 41
obteniendo avances. Sin embargo, aún cuando se logre obtener desoves, el siguiente 42
conflicto ha sido el poder mantener vivas las larvas ya que la sobrevivencia hasta la fecha 43
ha sido baja (Sánchez-Zamora, 2009). 44
45
Dentro de los avances obtenidos en reproducción inducida en robalo blanco, se 46
incluyen estudios de maduración, ovulación y en algunos casos desoves y larvas viables, 47
aunque los porcentajes de fertilización, eclosión y sobrevivencia han sido bajos (Neidig et 48
al., 1999; Skapura et al., 1999; Sánchez-Zamora et al., 1999; Gómez-Díaz-Durán, 2002; 49
Soligo, 2007; Holt y Kline, 2009 y Sánchez-Zamora et al., 2009). Por esta razón, los 50
estudios sobre reproducción en cautiverio de robalo blanco siguen siendo una prioridad en 51
la búsqueda de mejores métodos y técnicas para el manejo de esta especie. 52
53
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
75
En el presente estudio se planteó la necesidad de usar implantes hormonales como 54
vehículo de aplicación hormonal, puesto que estos tienen una liberación más lenta que las 55
inyecciones induciendo que el pez libere de manera pausada y natural, sus propias 56
hormonas para que se lleve a cabo la reproducción (Álvarez-Lajonchere y Hernández-57
Molejón, 2001). 58
59
Materiales y Métodos 60
Obtención y mantenimiento del lote de reproductores 61
En el presente estudio se emplearon organismos silvestres adaptados a condiciones 62
de cautiverio por tres años. En este lote de organismos se seleccionaron nueve hembras con 63
tallas entre 60 y 91 cm y entre 1,896 y 5,290 kg de peso y 18 machos con tallas entre 61 y 64
83 cm y entre 1806 y 3,886 kg de peso. Los organismos se mantuvieron en la Estación de 65
Acuicultura Marina del Laboratorio de Acuicultura Tropical, de la División Académica de 66
Ciencias Biológicas (DACBiol), de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco (UJAT), 67
en Jalapita, Centla, Tabasco, México. La adaptación a condiciones de cautiverio se llevó a 68
cabo en tanques de geomembrana de 25 m3 y fueron alimentados a base de sardinas 69
silvestres de la familia Clupeidae colectadas en el mar y alimento Breed-M de INVE®. 70
71
Diseño experimental 72
Debido a la insuficiencia de tanques se empleó un modelo de bloques completos al 73
azar (fecha de replicación) con tres tratamientos (0 µg/pez, 100 y 200 µg/pez de GnRH-a) y 74
tres pseudoreplicaciones. 75
76
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Inducción al desove de C. undecimalis mediante implantes de GnRH-a 77
En este experimento se empleó la metodología base propuesta por Álvarez-78
Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001. Se usaron tanques circulares de geomembrana de 79
4 m de diámetro conectados a un sistema de recirculación, usando como recolector de 80
huevos un tanque cilindrocónico de 100 L conteniendo una bolsa de tela de organza con luz 81
de malla de 400 m. Se utilizó agua de mar en todos los tanques y se hicieron recambios de 82
agua del 50 % diariamente. Se monitoreó el oxígeno disuelto, la temperatura (oxímetro 83
YSI55®) y la salinidad (Refractómetro SR6 Vital Sine Premium®). Los valores promedio de 84
temperatura, oxígeno disuelto y salinidad a los que se realizó este estudio, fueron 30.65 ± 85
0.45 ºC, 14.24 ± 0.53 mg/L y 27.5 ± 4.36 ppm, respectivamente. 86
87
Se tomaron muestras de ovocitos in vivo mediante la canulación de las hembras con 88
una sonda calibre 5 y 90 cm de longitud y se midieron con un microscopio estereoscopio 89
(Zeiss®) para determinar el diámetro idoneo de inducción (>300 µm). Posteriormente, en 90
cada tanque se colocó una hembra y dos machos al azar previamente medidos y pesados 91
(con una balanza Torrey® con precisión de 2 g y un ictiómetro convencional, 92
respectivamente). A cada de hembra se le implantó la concentración deseada de hormona 93
GnRH-a (Argent Labs®) (0 (control), 100 ó 200 µg/pez), mientras que a todos los machos 94
de los tratamientos con hormona se les colocó un implante de 100 µg/pez esperando que la 95
maduración se diera con una sola dosis. Solo se emplearon machos que liberaran esperma 96
fluído en las canulas. 97
98
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Los organismos se anestesiaron con metanosulfonato de tricaina (MS-222®) y se 99
aplicaron los implantes en la cavidad peritoneal debajo de la aleta pectoral con una aguja 100
estéril para implantes (AVID®) y se aplicó crema antibiótica gentamicina para evitar 101
infecciones (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). 102
103
Se revisaron los tanques de experimentación cada cuatro horas durante tres días para 104
observar la presencia de huevos. Se esperó a que ocurrieran los desoves para proceder a la 105
incubación de los huevos. Los huevos se colectaron por reboso utilizando las bolsas 106
colectoras y posteriormente se pasaron a cubetas de plástico de 40 L con agua de igual 107
salinidad, temperatura y aireación suave. 108
109
Evaluación de la efectividad de los tratamientos 110
Se evaluó la efectividad de los tratamientos mediante la ocurrencia o no de desoves 111
y la calidad de los mismos empleando el número de huevos y el porcentaje de fertilización. 112
El número de huevos se estimó por volumen, tomándose tres muestras de 50 mL en 113
diferentes lugares del tanque. Posteriormente, se realizó el conteo de cada muestra 114
empleándose 1mL por muestra (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). El 115
porcentaje de fertilización se evaluó por presencia o ausencia de desarrollo del embrión 116
analizándose 100 huevos de cada unidad experimental bajo el microscopio estereoscópico 117
(Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). 118
119
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En el presente estudio se tomaron en cuenta algunos de los parámetros descritos por 120
Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y Hernández-Vidal (2002), para 121
determinar la calidad de huevos considerándose como criterios de calidad el diámetro de 122
huevo, número de huevos, porcentaje de fertilización, porcentaje de eclosión y longitud en 123
longitud de las larvas. El diámetro de huevo se determinó empleando una muestra de 100 124
huevos de cada desove y se midieron con un micrómetro de ocular calibrado en un 125
microscopio estereoscopio (Zeiss®; Hernández-Vidal, 2002). Se incubaron los huevos de 126
cada desove que se mantuvieron pelágicos puesto que estos se consideran viables (Álvarez-127
Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001) y posteriormente se evaluó el porcentaje de 128
eclosión siguiendo la misma metodología empleada para determinar fertilización. Se 129
registró el número total de larvas por conteo directo (Hernández-Vidal, 2002). Las larvas 130
eclosionadas se mantuvieron en recipientes limpios con las mismas condiciones a las que se 131
incubaron hasta la primera alimentación (Hernández-Vidal, 2002) y se determinó el 132
porcentaje de sobrevivencia. Se registró la longitud de 100 larvas por unidad experimental 133
al momento en que se observó la absorción del saco vitelino. 134
135
Análisis estadístico 136
Se registró la presencia o ausencia de desoves; y se empleó un análisis de 137
covarianza bloqueando el posible efecto de la pseudoreplicación (fecha de replicación) y 138
usando como factor de interés la concentración de hormona y como variable de respuesta el 139
diámetro de huevos. Se utilizaron como covariables el peso de las hembras y el diámetro 140
inicial de ovocitos. Las variables porcentaje de fertilización y porcentaje de eclosión se 141
analizaron empleando un análisis de Chi-cuadrada. No se realizaron análisis de datos para 142
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el caso del número de larvas ni talla de larvas debido a que solo existen datos para una sola 143
réplica de cada tratamiento. Todos los análisis se realizaron empleado el paquete estadístico 144
STATGRAPHICS™ V 5.1. Las diferencias estadísticamente significativas se consideraron 145
empleando un nivel de confianza de p 0.05. 146
147
Resultados 148
Evaluación de la efectividad de los tratamientos 149
Posterior a la implantación, se monitoreó el comportamiento de los reproductores de 150
C. undecimalis durante dos días, observándose que los peces que desovaron realizan un 151
cortejo nadando en círculos y subiendo a la superficie formando un espiral. Todos los 152
peces regresaban al fondo y reiniciaban este comportamiento. Se determinó que los peces 153
desovaron en promedio 27 horas post implante. Se obtuvieron desoves de dos hembras de 154
cada tratamiento hormonal probado. Dado que solo las hembras tratadas con la hormona 155
desovaron (4 de 6), en este análisis solo se incluyeron los datos para estos casos. No se 156
observaron diferencias estadísticamente significativas (ANOVA; p = > 0.05) para el 157
número de huevos producidos por hembra entre los tratamientos de 100 y 200 µg/pez (1.98 158
± 1.27 y 2.46 ± 0.93 millones de huevos, respectivamente). 159
160
Los resultados para el diámetro de los huevos fertilizados indican que no hay efecto 161
de los factores ni covariables empleados en este estudio (ANCOVA; p > 0.05). Sin 162
embargo, el valor promedio más alto se obtuvo con la dosis de 200 µg/pez con 746.50 ± 163
2.12 µm y el valor promedio más bajo para la dosis de 100 µg/pez con 681.50 ± 23.50 µm. 164
Los resultados del análisis estadístico para la fertilización indican que existen diferencias 165
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estadísticas significativas entre los tratamientos (X2; p > 0.001), siendo los implantes de 166
200 µg/pez los que presentaron los mejores resultados con 76.84%. Los peces inducidos 167
con 100 µg/pez tuvieron un 60.47%. Se observó que la eclosión se presentó alrededor de 168
cuatro horas post-fertilización. Para esta variable, el análisis estadístico indica diferencias 169
altamente significativas (X2; p > 0.001), obteniendose un porcentaje de 100 ± 0.00% de 170
eclosión para el tratamiento con 200 µg/pez y un 50 ± 60.10% para el tratamiento con 100 171
µg/pez. 172
De todas las hembras que desovaron, solo sobrevivieron a la primera alimentación 173
las larvas de una hembra de cada tratamiento con hormona. Se obtuvieron 540,000 larvas 174
para la dosis de 100 µg/pez y 3,119,999 larvas para la dosis de 200 µg/pez. Las larvas de la 175
dosis alta midieron en promedio1.56 ± 0.09 mm y las de la dosis baja 1.98 ± 0.05 mm. 176
177
Discusión 178
179
En este estudio de inducción a la reproducción de C. Undecimalis mediante 180
implantes, fue posible obtener desoves y larvas mediante el empleo de GnRH-a, a partir de 181
100 µg/pez con diámetro de ovocitos de 333. 00 ± 54.08µm y salinidades desde de 21 182
ppm. Los desoves obtenidos en nuestro estudio coinciden con la temporada reproductiva 183
reportada para esta especie por Taylor et al. (1998) en las costas de Florida y por Perera et 184
al. (2008) en las costas de Tabasco. Esto indica que las poblaciones de robalo blanco 185
mantenidas en cautiverio llegan a completar la ovogénesis mediante estímulo hormonal. 186
Nuestros resultados concuerdan con otros estudios de robalo blanco, en donde han obtenido 187
desoves con larvas viables en peces mantenidos en cautiverio usando implantes. Sin 188
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embargo, la dosis efectiva (50 µg/kg de GnRH-a) varía por la forma de aplicación que va 189
de acuerdo con el peso del animal (Soligo, 2007). En ese estudio, el porcentaje de 190
fertilización fue de 6% y la sobrevivencia de 7.5 %. Skapura et al. (1999) probaron 191
implantes en C. undecimalis con dosis de 10 g/kg/día durante cinco días, usando un grupo 192
control y un grupo placebo. Los resultados indicaron que el uso de implantes de mGnRH, 193
sGnRH y cGnRH-II permite el éxito en la ovulación y Neidig et al (1999) determinaron que 194
el uso de Gonadotropina Coriónica Humana (GCH) en C. undecimalis con dosis de 500 195
IU/kg de peso produce ovulación, huevos de buena calidad y sobrevivencia larval. Nuestros 196
resultados también son similares a los obtenidos en el robalo chucumite (C. parallelus) 197
usando las mismas dosis (100 y 200 µg/pez) de GnRH-a y con la técnica de implantes 198
(datos no publicados). Los porcentajes de fertilización con 100 % en algunas unidades 199
experimentales y de eclosión con 100 % en algunos casos, también fueron similares. 200
201
Cerqueira (2009) en chucumite usó LHRHa por medio de implantes y obtuvo 202
cuatro desoves consecutivos en una misma hembra. Ese estudio permitió observar que la 203
sobrevivencia de larvas hasta la etapa de juvenil tan solo fue de 1%, aumentando en 204
inducciones posteriores hasta un 30%. Lo anterior sugiere que el uso de la GnRH-a 205
proporciona un estímulo balanceado y probablemente una mejor integración del evento 206
reproductivo con otras funciones fisiológicas, afectando directa o indirectamente la 207
liberación de hormonas necesarias para el éxito de la maduración final de los ovocitos, la 208
espermiación y el desove (Zohar y Mylonas, 2001). 209
210
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En otros peces de la familia Centropomidae tal como el Lates calcarifer (robalo 211
asiático), Almendras et al. (1988) obtuvieron múltiples desoves usando implantes de 212
GnRH-a. Una hembra desovó alrededor de 7 millones de huevos con porcentaje de 213
fertilización y eclosión de 90% en ambos casos. La sobrevivencia de larvas en este estudio 214
fue de de 60.8 %. También se observó que un solo macho fue capaz de fertilizar los huevos 215
de cuatro desoves consecutivos de una hembra. En el presente estudio, los porcentajes de 216
fertilización también son similares con los reportados para el robalo asiático, no así para el 217
número de larvas que en nuestro caso fue menor. También, Ibarra-Castro et al. (2009a) 218
obtuvieron larvas en el robalo asiático, partir de dosis más pequeñas que las empleadas en 219
el presente estudio (50 µg/kg de hembra y 25 µg/kg de macho) con porcentajes de 220
fertilización (90 %) también similares a nuestro estudio. 221
222
Por otro lado, en otras especies marinas tales como Lutjanus peru (huachinango del 223
Pacífico), se determinó que en hembras de este pez el uso de LHRHa es eficiente para 224
favorecer la maduración final, la ovulación e inducir desoves usando dosis de 25 a 50 µg/kg 225
vía inyecciones (Castre, 2006). También Mylonas et al. (2004a) usaron inyecciones de 226
GnRHa en Umbrina cirrosa ( pez tambor) para la inducción al desove de hembras post-227
vitelogénicas. La respuesta hormonal se presentó dos días después de aplicar el tratamiento 228
con un 65% de fertilización, un 76% de eclosión y tasas de sobrevivencia de entre 46 a 229
80%. Sin embargo, no se presentaron desoves consecutivos aún cuando se esperaba que 230
ocurrieran, debido a que esta especie presenta lotes de ovocitos de tipo asincrónico. En el 231
presente estudio, la respuesta hormonal fue similar al estudio con el pez tambor. Sin 232
embargo, la vía de administración fue por medio de implantes y los resultados de 233
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fertilización y eclosión más altos a los reportados para ese estudio. Posteriormente, Basaran 234
et al. (2009) mejoraron el éxito en la reproducción del pez tambor por medio de inyecciones 235
e implantes obteniendo desoves 70 a 72 horas-post inyección y 89 a 90 horas post-implante. 236
El diámetro de huevos obtenido con la primera técnica fue de 767.5±1.0 μm y de 753.5±1.3 237
μm bajo la segunda técnica. Para nuestro estudio, el diámetro de huevos fue similar al 238
reportado para este pez vía implantes. 239
240
En Lutjanus guttatus (pargo lunarejo) Ibarra-Castro y Álvarez-Lajonchere ( 2009b) 241
obtuvieron resultados favorables mediante el uso de GnRH-a en dosis entre 63 y 321 µg/kg 242
en reproductores recién capturados y en cautiverio durante un año; en el presente estudio, 243
las dosis fueron aplicadas indistintamente del peso del pez por lo que los resultados 244
obtenidos indican que aún en dosis bajas para organismos grandes la GnRH-a es un buen 245
inductor de la maduración y el desove. 246
247
También, Mylonas et al. (2004b) utilizaron GnRH-a por medio de implantes en 248
Seriola dumerili (medregal). En ese estudio, se obtuvieron desoves alrededor de 36 horas 249
post implante y posteriormente 15 días después. La fertilización estuvo alrededor del 100%. 250
En el robalo blanco el uso de GnRH-a también es efectiva vía implantes para el éxito en la 251
reproducción al obtenerse desoves en tiempos similares a lo reportado para el medregal. 252
Marino et al. (2003) también usaron implantes de D-Ala6, Pro9, NEt]-GnRH (GnRH-a) con 253
dosis de 30.5 hasta 68.3 μg/kg en Epinephelus marginatus (mero). El 85% de los peces 254
respondió a la inducción y ovularon entre 60 y 238 horas post-implante (se obtuvieron 255
huevos por presión abdominal), mientras que el grupo control no maduró. El porcentaje de 256
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fertilización fue de entre 48.2 % y 52.2 %. Los resultados mostraron que la GnRH-a vía 257
implantes es un método efectivo para producir huevos de calidad en el mero en cautiverio. 258
En el presente estudio, desovaron el 66.7 % de las hembras siendo los tiempos en los que se 259
presentaron los desoves inferiores a los reportados para el mero. Al igual que con el mero, 260
no se obtuvieron desoves en el grupo control por lo que el uso de GnRH-a es ideal para 261
obtener larvas viables para estos peces. 262
263
Fauvel et al. (2008) examinaron el potencial de reproductores en cautiverio de 264
Polyprion americanus (cherna). Se determinó que la vitelogénesis comienza en Noviembre 265
y finaliza en Mayo. Usaron GnRH-a vía inyecciones e implantes. La ovulación se presentó 266
siete días después del tratamiento y se obtuvieron desoves espontáneos en una sola hembra 267
con poca producción de huevos y de pobre viabilidad. Sin embargo, por medio de presión 268
abdominal se hizo fertilización artificial y se produjeron gametos y embriones viables. En 269
esa especie, la condición de cautiverio inhibió el desove. No así, para el robalo blanco 270
puesto que en nuestro estudio se obtuvieron huevos fertilizados y larvas viables. 271
272
En el presente trabajo se obtuvieron valores promedio semejantes de talla de larvas 273
a los obtenidos por Peters et al. (1998) quienes identificaron que las larvas eclosionadas en 274
Florida miden de 1.4 a 1.5 mm. Las larvas obtenidas solo se mantuvieron vivas hasta el 275
cuarto dia posterior a la absorción del saco vitelino. Al respecto, Witenrich et al. (2009) 276
mencionan que la mortalidad de larvas de robalo se atribuye a la carencia de una presa 277
adecuada en las primeras etapas de vida. En estas etapas las larvas presentan elementos 278
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esqueléticos rudimentarios y a la primera alimentación las larvas presentan un aparato 279
digestivo poco desarrollado que puede restringir su capacidad para consumir las presas. 280
281
Finalmente, podemos mencionar que el éxito obtenido en el presente estudio se debe 282
principalmente a que los peces empleados permanecieron en cautiverio durante algunos 283
años bajo condiciones de alimentación y manejo optimas, por lo que el uso de la GnRH-a 284
fue eficiente al permitir vía implantes que los peces llegaran a completar la maduración 285
final de los ovocitos al llevarse lentamente la liberación de la hormona, aún cuando el 286
diámetro de ovocitos antes de la aplicación del tratamiento fue menor al diámetro ideal 287
reportado para robalos. 288
289
Conclusiones 290
Con base en los resultados, concluimos que el uso de GnRH-a vía implantes en el 291
robalo blanco, C. undecimalis, permite inducir la maduración de ovocitos y generar desoves 292
en cautiverio. Además, se obtuvieron larvas viables a partir de dosis de 100 µg por hembra; 293
independientemente de su peso. 294
295
Los desoves pueden ser obtenidos en salinidades de 21 ppm; un valor por debajo de 296
lo reportado en la literatura para esta especie. 297
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Agradecimientos 298
Este trabajo fue financiado por Fisheries and Aquaculture Collaborative Research 299
Support Program, número de acceso 1374. El F&A CRSP es parcialmente financiado por la 300
United States Agency for International Development (USAID). Financiamiento No. LAG-301
G-0-96-90015-00 y por otras instituciones participantes. Las opiniones vertidas son 302
exclusivas de los autores y no necesariamente reflejan los puntos de vista de la US Agency 303
for International Development. 304
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CAPITULO V
EVALUACIÓN DE LA CALIDAD ESPERMÁTICA DEL ROBALO
CHUCUMITE (Centropomus parallelus) USANDO IMPLANTES DE GNRH-A BAJO
CONDICIONES DE LABORATORIO
Revista: Kuxulka´b
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Evaluación de la Calidad Espermática del Robalo Chucumite (Centropomus
parallelus) Usando Implantes de GnRH-a Bajo Condiciones de Laboratorio
Contreras-García María de Jesús* Contreras-Sánchez Wilfrido, Hernández-Vidal Ulises, Arias-Rodríguez Lenin, Mcdonal-Vera Alejandro, Vidal-López Juan Manuel,
Álvarez-González Carlos A., Páramo Delgadillo Salomón y Reynaldo Patiño. Laboratorio de Acuicultura Tropical, División Académica de Ciencias Biológicas,
Universidad Juárez Autónoma de Tabasco Km. 0.5 Carretera Vhsa-Cárdenas, entronque a Bosques de Saloya
86039 Villahermosa, Tab. *[email protected]
Resumen
Se realizó un estudio para evaluar la calidad espermática de machos adultos de robalo
chucumite (Centropomus parallelus) implantados con GnRH-a. Los peces se colectaron en
las costas de los municipios de Paraíso y Centla, Tabasco, México con redes de luz de
malla de 3 pulgadas. Se hizo un muestreo de semen previo a la aplicación hormonal y
posteriormente después de observado el evento reproductivo (desoves) en 29 organismos.
Se evaluó la cualidad de fluidez del semen, motilidad en segundos, tipo de movimiento,
porcentaje de células activas y el número de espermatozoides por volumen. Los resultados
indican que no existen efectos significativos del factor dosis en el número de
espermatozoides/mL. Sin embargo, el mayor número de espermatozoides/mL en promedio
fue producido por los peces que se trataron con 100 µg/pez. En el caso de la motilidad en
segundos no existen diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos. Los
resultados de cualidad espermática, porcentaje de células activas (móviles) y el tipo de
movimiento se registraron en los rangos reportados como viables para otras especies.
Introducción
El robalo chucumite (Centropomus parallelus) es un pez de gran importancia comercial,
pues cuenta con un amplio mercado en Latinoamérica (Cerqueira y Tsuzuki 2009). Sin
embargo, los esfuerzos para producir crías en cautiverio se han enfrentado con algunos
problemas, por lo difícil que resulta mantener vivas las larvas que se obtienen. Aunado a
esto, los estudios sobre calidad de gametos en la mayoría de los peces se dirigen hacia las
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hembras prestando menor atención a los machos, puesto que se considera que existen
menos dificultades para reproducirse en cautiverio, aún sabiendo que la mala calidad de
espermatozoides puede afectar la producción de larvas saludables (Álvarez-Lajonchere y
Hernández-Molejón 2001 y Rurangwa et al. 2004). Así, evaluar la calidad espermática en
peces es muy importante puesto que sabiendo si los espermas son viables podemos mejorar
las metodologías de fertilización artificial, así como preservar los gametos para ser
utilizados fuera de temporada de reproducción (Rurangwa et al. 2004).
Por otro lado, en algunos peces en cautiverio pueden presentarse problemas para la
reproducción, por lo que el uso de tratamientos hormonales como los liberadores de
gonadotropinas (GnRH-a) es una alternativa que en el caso de machos mejora la
producción de líquido seminal (Zohar y Mylonas 2001). Dentro de los estudios sobre
calidad espermática en peces destacan los de Billard et al. (1995); Kime et al. (2001);
Murgas et al. (2001); Ceccon et al. (2008); Finden (2008) y Butts et al. (2009). Estos
autores han reportado valores de calidad espermática para distintas especies de peces, los
cuales son similares a los reportados en este estudio. En el presente estudio se valuaron dos
dosis de GnRH-a para determinar la calidad espermática por medio de implantes en C.
parallelus.
Materiales y Métodos
Obtención del lote de machos de C. parallelus
Se capturaron 24 reproductores machos de C. parallelus con redes de luz de malla de 3
pulgadas, en las márgenes del Golfo de México que se ubican frente a las playas de Paraíso
y Jalapita, Centla, Tabasco para llevar a cabo un estudio sobre la calidad espermática de
esta especie y el efecto de la aplicación de implantes de GnRH-a sobre ésta. Los peces se
transportaron a la Estación de Acuicultura Marina del Laboratorio de Acuicultura Tropical
de la División Académica de ciencias Biológicas (DACBiol) de la Universidad Juárez
Autónoma de Tabasco (UJAT). Ahí se mantuvieron durante dos días para su aclimatación a
condiciones de laboratorio y posteriormente se procedió a realizar los estudios de calidad
espermática. Se hizo un muestreo previo y posterior a la observación de desoves.
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Los implantes que contenían GnRH-a se prepararon en el area de Fisiología de la
Reproducción del Laboratorio de Acuicultura Tropical de la DACBiol-UJAT, de acuerdo
con la metodología de Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y se modificó de
acuerdo a las concentraciones que se utilizaron en este estudio. La metodología consiste en
disolver la hormona GnRH-a en etanol al 50%. Esta solución se mezcló con colesterol hasta
obtener una consistencia pastosa y se colocó en una incubadora a 35 C por una hora para
secarla. El polvo resultante se mezcló bien con manteca de cacao (sirve como aglutinante).
La mezcla se empacó como comprimido en un molde de acrílico. Posteriormente se
extrajeron los comprimidos del acrílico y se guardaron en tubos de polietileno individuales
en refrigeración (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001).
Diseño experimental
El diseño experimental que se aplicó fue un diseño en bloques completos al azar. El factor
principal fue la concentración de hormona y el factor bloqueado la fecha de
pseudoreplicación. De manera aleatoria se asignaron ocho peces por tratamiento (0 µg/pez;
grupo control, 100 µg/pez y 200 µg/pez.
Evaluación de la calidad espermática
La calidad espermática se basó en cinco criterios, el primero fue la cualidad de fluidez del
esperma al momento de salir del poro urogenital y bajo el siguiente esquema; se aplicó
presión abdominal a los peces una vez que éstos fueron anestesiados con Metanosulfonato
de Tricaína (MS-222®), posteriormente se observó si el semen de cada macho presentaba
los siguientes parámetros propuestos por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001):
+ cuando hay trazas de semen espeso y viscoso; ++ cuando hay pequeños volúmenes de
semen fluido (hidratado); +++: Cuando el semen fluido es abundante.
El siguiente paso fue evaluar el tiempo de motilidad total de espermatozoides en segundos
y simultáneamente fue considerado también el tipo de movimiento y el porcentaje de
células activas, basados en lo siguiente: El área urogenital se secó apropiadamente con
papel absorbente para evitar que la muestra se activara con restos de agua de mar u orina.
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Luego se aplicó presión abdominal para recolectar 0.1 µL de semen mismo que se diluyó
en 20 µL de agua de mar que permitió activar la motilidad de los espermatozoides.
Simultáneamente, se cronometró el tiempo total de vitalidad de los espermatozoides
(cronómetro Sper Scientific® 810015). De ésta dilución se tomó una gota, se colocó en un
portaobjetos, se cubrió y se procedió a observar en un microscopio óptico (Iroscope®) a
40X para determinar el tiempo en segundos en que los espermatozoides están activos en el
agua. También se observó el tipo de movimiento de células espermáticas asignándole una
escala de acuerdo con la metodología descrita por Arias-Rodríguez et al. (2004), así como
el porcentaje de células activas.
Por último se evaluó el número de espermatozoides por volumen para lo cual se obtuvo una
muestra de 1µL de semen, se colocó en un tubo cilindricocónico de 2 mL de capacidad y se
fijó en una solución de formol, bicarbonato de sodio y agua destilada, para su posterior
conteo en el laboratorio (la concentración final fue 1 µL de semen por 1999 µL del fijador).
El conteo de espermatozoides se hizo por medio de una cámara Neubauer® de 0.100 mm
de profundidad, siguiendo las trayectorias de conteo de Arias-Rodríguez (2001). La
fórmula que se empleó fue la siguiente: Núm. Espermatozoides por mL = ( ) (4) (2000)
(2000) Donde: = Número promedio de espermatozoides por muestra; 4= Número de
cuadros contados en cada trayectoria de conteo; 2000 µL= Volumen total de la muestra y1:
2000= Dilución de conteo empleada
Análisis estadístico
Se realizó un análisis de covarianza multifactorial (ANCOVA) para determinar si existían
diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos tanto para la motilidad en
segundos como para el número de espermatozoides/mL utilizando como variable
dependiente las diferencias entre el número de espermatozoides antes de los implantes
hormonales y el número de espermatozoides después de observado el evento reproductivo
(desove). También se emplearon las covariables condición (desovado o no desovado) y
fertilización de huevos.
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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Resultados
Los resultados del análisis multifactorial de este estudio para la población de robalos C.
parallelus capturados en la costa de Paraíso y Centla, Tabasco, México, indican que para el
número de espermatozoides/mL y la motilidad espermática no existen efectos significativos
del factor dosis ni de la fecha de pseudoreplicación, así como tampoco de las covariables
desoves y fertilización (ANCOVA; p > 0.05 para todos los casos). El valor promedio más
alto para el número de espermatozoides se observó para el tratamiento dos con 1.02 x 109 ±
4.648, seguido del tratamiento tres con 9. 79 x108 ± 2.43 x108 y el valor promedio más bajo
para el tratamiento uno con 9.65 x108 ± 2.18 x108. Este análisis también indica que hay un
efecto significativo de la covariable condición (ANCOVA; p = 0.04) sobre la motilidad
espermática de C. parallelus. El valor promedio más alto se presentó en el tratamiento dos
con 164.62 ± 12.51, seguido del tratamiento tres con 164.20 ± 11.54 s y el más bajo en el
tratamiento uno con 162. 93 ± 15.44 s. Los resultados de cualidad espermática que se
presentó en todos los casos fue de +++ (cuando el semen fluido es abundante e hidratado);
el porcentaje de células activas (móviles) fue 100 ± 0.0 % y el tipo de movimiento no. 4
para todos los tratamientos, respectivamente.
Discusión
En este estudio sobre la calidad espermática de las poblaciones de C. parallelus de las
costas de Tabasco se determinó que no es necesaria la aplicación de hormonas inductoras
de la reproducción puesto que los resultados indican que no hay diferencias estadísticas
entre los tratamientos. Autores como Álvarez.Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y
Petersson and Järvi (2001) coinciden en que los machos normalmente presentan un período
largo de espermiación que abarca la temporada de desove de las hembras. Aunado a esto en
algunas ocasiones la aplicación de inyecciones de GnRH-a puede causar problemas pues no
hay una estimulación por un largo período de tiempo para la producción de esperma por el
contrario incrementa la producción de espermatozoides por pocos días como es el caso de
Siganus guttatus en el cual por medio de la aplicación de GnRH-a hay un incremento en la
producción de espermatozoides 24 horas después de la inyección pero retrocede a sus
niveles normales 48 horas después (García, 1991). Además el aplicar hormonas inductoras
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Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a
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de la espermiación solo es requerido en situaciones en las que hay un bloqueo completo de
este evento reproductivo (Mylonas, et al., 2010). En base en lo anterior se pudo observar
durante el presente estudio que los machos no perdieron en ningún momento la condición
de fluidez de los espermatozoides y los demás parámetros registrados se mantuvieron bajo
condiciones adecuadas para participar en los desoves.
La información sobre calidad espermática en la mayoría de los estudios con
espermatozoides se enfoca a cuestiones de criopreservación por considerar que en los
machos existen menos dificultades para la reproducción. Dentro de estos estudios de
calidad espermática destacan los de autores como Ceccon et al. (2008) quienes reportan que
en el pez plano (Paralichthys orbignyanu) la motilidad en segundos es de 210 s, el
porcentaje de células espermáticas es de 50 %, y la densidad media de espermatozoides
1.08±0.06×1010 células/mL. En C. parallelus la duración de la motilidad de
espermatozoides está en el rango de 162. 93 ± 15.44 s y 164.62 ± 12.51 s. Estos resultados
están dentro de los rangos reportado por Finden (2008) quien determinó que la motilidad de
espermatozoides en bacalao (Gadus morhua; especie que al igual que C. parallelus realiza
migraciones entre agua dulce y agua de mar) puede llegar a tener una duración de hasta 10
min. También Butts et al. (2009) reporta para el bacalao Gadus morhua que el porcentaje
de células móviles es de 90.07 ± 7.7%. Para C. parallelus los resultados de células activas
son ligeramente mayores al presentar valores de 100 en todos los tratamientos probados.
También diversos autores dentro de los que destacan Billard et al. (1995) y Kime et al.
(2001) reportan que en algunos peces de agua dulce la duración de la motilidad en
segundos tiene una duración de menos 120 s. Así, en Brycon orbignyanus la duración de la
motilidad espermática es de 183 s y los valores promedio del porcentaje de células activas
es de 98 % (Murgas et al., 2001).
En cuanto al número de espermatozoides en G. morhua la concentración/mL es de 7.33 ±
1.75 a 20.25 ± 2.50 x109 (Rakitin et al. (1999). En carpa comùn (Cyprinus carpio) la
producción anual de espermatozoides es de 1.9 ± 0.2 x 1012/kg de peso corporal del macho,
de los cuales se puede obtener hasta un 95 % por estimulación hormonal. La motilidad tiene
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una duración de entre 30 y 40 s. El porcentaje de células espermáticas móviles es de 100 %
(Yaron 1995). Hansen et al. (1991) evaluaron la calidad seminal del salmón del atlántico
(Salmo salar) encontrando que la densidad de espermatozoides/mL es de 9.54 +/- 3.2, x109,
6.8 +/- 1.6 s de motilidad. Lahnsteiner et al. (1998a), encontraron que en Oncorhynchus
mykiss que el porcentaje de células espermáticas móviles en es de 52.7 +/- 30.3 %. En
especies marinas como las que reportan Lahnsteiner y Patzner (1998b) como Trachurus
mediterraneus la duración de la motilidad es de 60 s, para Mullus barbatus 125 s y para
Boops boops y Diplodus sargus es de 90 s con rangos de entre 77.1 ± 12.1 y 83.1 ± 15.8 %
de células espermáticas activas. En el pez Macrozoarces americanus L. el porcentaje de
células espermáticas móviles de muestras recién tomadas del pez es de entre 50 a 70 %.
Estos niveles no diferencian mucho después de ser almacenados en crioprotectores como
dimetil sulfoxido así como diluyentes de semen (Yao et al. 2000). Por lo anterior es posible
señalar que para especies marinas el período en que los espermatozoides se mantienen
aptos para realizar fertilización es semejante al de las especies de agua dulce. También los
valores encontrados para C. parallelus están dentro del rango reportado para diferentes
especies por diferentes autores.
Conclusiones
Con base en los resultados obtenidos en este estudio, se concluye que no es necesaria la
aplicación de hormonas inductoras de la reproducción en machos de C. parallelus. Sin
embargo es necesario realizar este tipo de estudios para entender como sucede el evento
reproductivo de cada especie en particular. La motilidad en segundos, la cualidad
espermática, el tipo de movimiento y el porcentaje de células móviles son viables para
lograr su objetivo en la fertilización de los huevos de esta especie.
Agradecimientos
A la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, al CONACYT, al Department of Range,
Wildlife and Fisheries Management (TTU) y al Department of Soil, Water, and
Environmental Science (UA) por el financiamiento otorgado para la realización de este
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estudio a través del proyecto: Desarrollo de tecnologías para producción de crías de robalo
(Centropomus ssp) para su aplicación en acuacultura y repoblación de poblaciones
sobreexplotadas.
Literatura Citada
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ANEXOS
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Biológicas Universidad Juárez Autónoma de
Tabasco Esta guía está dirigida a las personas interesadas en publicar en la Revista de Divulgación Kuxulkab’. Los trabajos que aquí se publican son inéditos, se relacionan con temas de actualidad e interés general en el ámbito de las ciencias biológicas y ambientales. Pueden ser artículos, ensayos o notas escritos con un lenguaje claro y accesible, en tercera persona, en español o en inglés y que se ajusten a las siguientes normas editoriales:
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La extensión deseable de los trabajos es de 5 a 10 cuartillas incluyendo cuadros, figuras y literatura citada, cuando sea necesario se podrán extender hasta 20 cuartillas.
El orden de las secciones para los manuscritos es: título, autor(es), institución(es), dirección y/o correo electrónico. El texto varía de acuerdo al tipo de artículo; sin embargo todos requieren de resumen, párrafo(s) introductorio(s), cuerpo del trabajo, párrafo de conclusiones y literatura citada. Título: breve e informativo, debe reflejar el contenido del artículo. Escrito en altas y bajas, centrado y en negritas, si contiene nombres científicos de organismos deben estar destacados en cursivas.
Nombre de los autores y adscripción: nombre y apellidos completos, en altas y
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bajas, alineados al centro de trabajo. A continuación se anotará el lugar de adscripción y/o el lugar donde se realizó la investigación, Información adicional: Incluir dirección, teléfono y/o fax y correo electrónico para facilitar la comunicación entre los editores y el o los autores. Resumen, Se sintetizará en no más de 150 palabras e introduce al tema, describe brevemente diseño metodológico, plantea los resultados y conclusiones más importantes del trabajo. No lleva punto y aparte. Introducción, se presenta el tema enmarcando brevemente las cuestiones planteadas, justificación -razones para exponerlas-, objetivos e impacto social del trabajo y el orden en que se desarrollarán las ideas. Cuerpo del texto, desarrolla las ideas planteadas al inicio de manera organizada. Se recomienda utilizar subtítulos o encabezados que tienen diversos órdenes y su posición señala la jerarquía correspondiente a cada parte del artículo. Esta sección puede o no incluir la metodología, el análisis y la discusión de las ideas. Encabezados: Tienen diversos órdenes y su posición señala la jerarquía correspondiente a cada parte del artículo. Encabezado de primer orden es el título del artículo y es el único encabezado de este tipo. Encabezado de segundo orden, corresponde de acuerdo al artículo a las diferentes secciones: Resumen, Introducción, Metodología, Resultados,
Conclusiones y Agradecimientos, deben ir en altas y bajas y en negritas. Encabezados de tercer orden. Escritos en altas y bajas, alineados al margen izquierdo, a dos espacios del último renglón y en itálicas. El texto se inicia un renglón abajo del encabezado. Materiales y métodos, Si se incluye esta sección deberá contener los procedimientos utilizados e información pertinente y base de los datos de investigación. Se concluye, resaltando en pocas palabras el mensaje del artículo: cuál es su valor, planteamientos generales, para terminar con sugerencias a desarrollar. Agradecimientos, opcional de acuerdo al criterio del autor, deben ser lo más breves posibles, indicando algún patrocinio o apoyo al trabajo. Las citas en el texto se escriben de acuerdo a los siguientes ejemplos: Rodríguez (1998) afirma..., Rodríguez y Aguilar (1998); Rodríguez et al. (1998) cuando sean 3 ó más autores; si sólo se menciona su estudio, escribir entre paréntesis el nombre y año de la publicación: (Rodríguez 1998) o (Rodríguez 1998:35). Al finalizar el texto se describe la literatura citada que da las fuentes de información que se hayan mencionado en el texto, en orden alfabético, de acuerdo con los siguientes ejemplos. Para un artículo: Resendez-Medina, A. y M. L. Salvadores B. 2000. Peces de la Reserva de la Biosfera Pantanos de Centla. Resultados
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Preliminares Universidad y Ciencia. 15(30): 141-146. Para un libro: Bishop, y M. M., S. E. Finberg, y P. W. Holland, 1975. Discrete multivariate analysis: Theory and practice. Cambridge, Massachusetts. The MIT Press. 557 pp. Para un capítulo de libro: Morales Tenorio, J. Y S. Del Amo. 2001. Programa de reforzamiento cultural. Ser, saber, decir. La expresión de las comunidades en los procesos de interacción para la conservación y manejo de los recursos naturales y su vínculo con el bienestar. En: del Amo, S. Ed. Lecciones del programa de acción forestal tropical. Plaza y Valdéz S. A. de C. V., 23-40. Notas breves Consignan datos o hallazgos y aportaciones que se deseen publicar. No requiere de los mismos elementos del artículo, su formato es abierto al criterio del autor con una extensión máxima de 5 cuartillas. Enviar sus contribuciones al Consejo Editorial en la División Académica de Ciencias Biológicas, Km. 0.5 Carretera Vhsa.–Cárdenas, Entronque a Bosques de Saloya, C.P. 86039 Villahermosa, Tabasco, Tel. y fax (93) 3 54 43 08 E-mail: [email protected]
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the abstract and in the text. Authority for scientific names need not accompany the genus and species unless needed for clarity.
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1. One author: Jones (1994) or (Jones 1994) 2. Two authors: Smith and Jones (1994) or (Smith and Jones 1994) 3. Three or more authors: Smith et al. (1994) or (Smith et al. 1994) 4. Manuscripts accepted for publication: Jones (in press) or (Jones, in press) 5. Reference to unpublished data or personal communications is strongly discouraged. If necessary,
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6. Within parentheses, use a semicolon to separate multiple citations of literature and figures and tables (Smith1991; Jones 1994) (Table 1; Fig. 2). Cite multiple references within parentheses by year, with the oldest first.
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___ Assemble the manuscript in this order: title page, abstract page, text, literature cited, tables, figure legends, figures.
II. Title Page (Page 1) ___ Near the middle of the page, type the title of the paper, centered, in capital and lower case letters
(e.g., Acute Toxicity of Copper Sulfate to Channel Catfish Ictalurus punctatus). ___ Below the title, type the author(s) names, affiliation(s), and unabbreviated complete address (es).
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III. Abstract page (Page 2) ___ Type the heading “Abstract,” centered, at the top of the page. ___ Abstract must be one paragraph. Do not cite references or use abbreviations other than those listed
on the back cover of the Journal. ___ Be concise (normally not more than 3% of the text length) but include why you did the study, how
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you did it, the results of the study, and what the results mean. ___ “Communications” do not have an abstract.
IV. Text (Beginning on page 3 for full papers; on page 2 for Communications) ___ Follow general instructions in Section I. ___ Begin with an introduction that concisely establishes the purpose and importance of the work. Do
not use a heading for this section. ___ Subsequent sections in the text should include centered headings in capital and lower case
letters. Typical main headings are Materials and Methods, Results, Discussion, and Acknowledgments. Do not start these sections with a new page.
___ Second level headings (if required) are centered, in capital and lower case letters, and underlined. Do not use third level headings.
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V. Literature Cited ___ Start this section at the top of a new page. ___ Spell out journal names in full. ___ Verify all entries against citations in the text. ___ Verify the accuracy of all entries against the original sources, especially journal titles, authors,
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(e.g. 1994a, 1994b). Be sure that such date citations within the text correspond to the dates in the Literature Cited.
The following illustrates some common citation formats.
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water quality variables to Procambarus clarkii. Master's thesis. Louisiana State University, Baton Rouge, Louisiana, USA.
VI. Tables (Continue page numbering) ___ Start each table on a new sheet. ___ Double space everything, including title, column headings, and all entries. Do not reduce type size in
an effort to fit the table on one page. Use the same size type as the text. Print tables broadside, if necessary, to allow adequate margins. In extreme instances, continue the table on a second page.
___ Type the table caption at the top of the page. Start at the left margin with the table number, which should be in arabic followed by a period (e.g., Table 4.). Follow with the table title using sentence-style capitalization (not title-style).
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___ Place a single horizontal line beneath the table title. ___ Use single horizontal lines to separate column heads. ___ Use a single horizontal line to indicate the end of the table. ___ Do not use vertical lines in the table. ___ Indicate footnotes by lowercase superscript letters (a, b, c, etc.).
VII. Figure Legend (Continue page numbering) ___ Put captions on the same page as the figure. ___ Type the first line at the margin for each entry. Indent other lines. Spell out “Figure” followed by an
arabic number. Use sentence-style capitalization of the caption: ___ Figure 1. Growth of Peneaus setiferus over time at various combinations of water exchange and
stocking density. ___ Do not include symbols (dots, circles, triangles, etc.) in the figure captions. Label them in the figure
or refer to them by name in the caption. ___ Do not refer to magnification of photomicrographs in the caption: figures will be reduced when
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illegible. A clean sans serif typeface (such as Helvetica or Univers) is preferred. Lettering on a figure 20 cm wide should be at least 4.5 mm high (18-point type) to withstand reduction.
Photographs ___ Submit electronic copies of photographs with the initial manuscript submission. Save files in TIFF
or EPS format at 300dpi.resolution or higher. ___ The cost of color reproduction must be paid for by the author. IX. What and Where to Submit ___ Completed manuscripts should be submitted online via the website
(http://mc.manuscriptcentral.com/jwas). New users should go to the tab in the upper right hand corner to “Create an Account”. A User ID and password will be sent via email within a few minutes. Follow the online directions for submission of your manuscript.
Universidad Juárez A
utónoma de Tabasco.
México.