CULTIVO DEL CAMARÓN

6.1.1. Introducción

La industria camaronera es una de las actividades más importantes del sector productivo del Ecuador; en términos de ingreso de divisas por exportaciones ocupa el segundo lugar después del petróleo y es la mayor fuente de ingresos del exterior para el sector privado. Tomando como referencia el contexto mundial, el Ecuador es el cuarto productor (después de China, Tailandia e Indonesia) y el primer productor del Hemisferio Occidental. En su territorio está asentada la mayor cantidad de laboratorios de producción de postlarvas, y es el mayor productor de alimentos balanceados para camarones de la Región. Además, es el principal proveedor de camarón de los Estados Unidos, España y Francia.

El valor de las exportaciones de camarón alcanzó los US$ 491 millones en 1991. La cantidad invertida durante la última década en esta actividad es de casi US$ 15,000 millones (CPC, 1989) y se estima que aproximadamente 120,000 personas trabajan, a tiempo completo o parcial, en actividades relacionadas directamente con esta industria (LiPuma y Meltzoff, 1986)

El cultivo de camarón se inició a finales de la década de los años 60 con cultivos fundamentalmente extensivos. La producción promedio anual fue 12,000 toneladas métricas en 1979 y se incrementó rápidamente hasta alcanzar 110,000 toneladas métricas en 1991 (Figura 6.1). Este aumento de producción está relacionado directamente con el aumento de las áreas cultivadas que creció de 439 hectáreas en cultivo en 1976 a 131,808 hectáreas en 1991.

La industria se basa en la explotación del Penaeus vannamei y Penaeus stylirostris.

Figura 6.1. Producción de camarón en Ecuador de 1979 a 1991

El sistema de producción de camarón en el Ecuador tiene dos componentes bien diferenciados:

Fase de larvicultura Fase de engorda

6.1.2. Fase de larvicultura

El origen de la larva es considerado por los camaronicultores como una de las claves del buen rendimiento de un ciclo y consecuentemente una garantía de la rentabilidad. La bondad de las larvas es calificada de acuerdo con su origen, sin embargo es necesario analizar las ventajas y desventajas de cada una de ellas. La postlarva silvestre es considerada la larva de mejor calidad. Esta es colectada directamente del medio natural por los “larveros” (pescadores artesanales que recogen la larva en la orilla del mar o en el interior de los estuarios). La preferencia se basa en la supervivencia que se obtiene tanto a nivel de precriaderos como a nivel de estanques de engorde (superior al 80%). La disponibilidad de esta larva es estacional, siendo más abundante durante la época lluviosa (enero-marzo). La segunda en orden de preferencia de los productores es la larva proveniente de nauplios silvestres. Estas larvas son criadas en laboratorios, pero los nauplios provienen de progenitores madurados y fecundados en el medio natural. Las hembras son llevadas a desovaderos llamados nauplieras y los nauplios luego son vendidos a los laboratorios de larvas. La supervivencia obtenida al final del ciclo fluctúa entre el 50 y 55%. La producción de este tipo de postlarvas dependerá de la disponibilidad de hembras maduras en el medio natural. La categoría menos deseada es la correspondiente a postlarvas provenientes de nauplios de maduración. En este sistema los nauplios se obtienen de adultos capturados del medio natural e inducidos a madurar por medio de la ablación del pedúnculo ocular. La supervivencia es variable pero se estima entre 30% y 50%.

La estacionalidad de la disponibilidad de la larva de origen silvestre y la variabilidad de la abundancia como consecuencia de fenómenos naturales, tales como El Niño y anti El Niño, dieron lugar a una rápida proliferación de los laboratorios de larvas. La idea original fue la de garantizar a los productores un suministro confiable de postlarvas de camarón durante todo el año. Existen actualmente alrededor de 343 laboratorios y nauplieras distribuidos a los largo de la costa, principalmente en la provincia del Guayas, los cuales cubren el 64% del requerimiento total de la industria y producen anualmente más de 10,000 millones de larvas.

Los laboratorios de producción de larvas tienen básicamente las siguientes secciones: Maduración, Larvicultura, Cultivo de Algas (cepas y masivos) y Artemia.

La maduración está desarrollada en muy pocos laboratorios (aproximadamente 7 en todo el país). Las salas de maduración cuentan con tanques circulares de 3 m a 5 m de diámetro y de 0.9 m a 1.2 m de profundidad. Los materiales de construcción normalmente empleados son fibra de vidrio, plástico y cemento. El interior de los tanques es de color negro. La temperatura del agua se debe mantener entre 27°C y 29°C, y la salinidad fluctúa entre 30–35 ppm. La densidad de siembra es de 4 a 5 reproductores por m2 o 200 a 350 gramos por m2, con una relación hembra:macho de 1:1. Los reproductores son capturados ya sea del medio natural o de los estanques de las granjas camaroneras. En el mar se emplean barcos arrastreros (velocidad durante la faena 2–3 nudos y máximo tiempo de arrastre 30 minutos), trasmallos, chinchorros de playa, trampas y corrales. Luego de capturados son seleccionados según su estado externo, tamaño y peso (hembras 60 gramos; machos 40 gramos). Son transportados ya sea envueltos en trozos de redes, dentro de tubos de PVC perforados y/o colocándoles un protector de caucho en el rostro.

Al arribar los reproductores al laboratorio son aclimatados durante un período máximo de una semana y a continuación se ablaciona el pedúnculo ocular de la hembra. Una vez que las hembras maduras han copulado se verifica la presencia del espermatóforo en el telicum de la hembra, si alguna no hubiera sido fecundada se procede a la inseminación artificial para de inmediato transferirlas a los tanques de desoves (500–1,000 l).a razón de 1 hembra por tanque. El desove ocurre 4–5 horas después de la cópula pudiendo una hembra producir entre 50,000–300,000 huevos por desove; su fecundidad tanto como eficiencia dependerá del número de veces que haya desovado, tamaño, parámetros físicos y nutricionales a los que estuvieron expuestos los reproductores. Los huevos eclosionan entre 14 y 16 horas después del desove. Los nauplios más fuertes son cosechados por medio del fototaxismo positivo que poseen. Estos nauplios son desinfectados con iodo para luego ser transportados a los tanques de larvicultura.

Los tanques de larvicultura varían en forma y volumen, pudiendo contener entre 2 y 20 toneladas de agua. Son construidos con materiales diversos: cemento recubierto con pintura epóxica, azulejos, fibra de vidrio, y madera recubiertos con láminas de plástico). Los tanques están provistos con aireación en el fondo (tuberías de PVC perforadas o piedras difusoras). Todo el sistema debe ser desinfectado (clorinación y secado) antes de cada corrida. Se llenan los tanques con agua del reservorio el cual ha sido filtrado (1 μ), pasada por UV y en algunos casos por un ozonificador. Dependiendo del sistema que se utilice para el cultivo, se tratará el agua antes de que ingrese al sistema. Una vez llenado el estanque con un volumen bajo se procede a la siembra de los nauplios a una densidad de 100/1 incialmente terminando con el volumen completo a una densidad de 60–80 larvas por 1. El ciclo larval termina luego de 21 días aproximadamente, habiendo pasado por los estadios de Nauplio (5 estadios), Protozoea (3 estadios), Mysis (3 estadios) y Post-larva (de 5 a “n” = día de su cosecha).

Los productores practican varias pruebas de “calidad” a las post-larvas producidas en los laboratorios. Una de estas pruebas es la de estrés, la cual consiste en someter a un cierto número de individuos a un cambio brusco de salinidad (30 minutos en agua dulce y transferirlos nuevamente a agua salada) para determinar la mortalidad durante el proceso (una supervivencia del 80% es aceptable). De acuerdo con la información colectada por varias granjas que controlan las dos fases (laboratorio y engorde) no existe una correlación entre ésta prueba de estrés y el rendimiento en la fase de engorde.

El aspecto nutricional juega un rol importante en la reducción de la mortalidad y la mala calidad de las larvas, especialmente en su constitución bioquímica-nutricional, lo que les permite tener diferentes grados de resistencia a condiciones adversas. (Broock, 1988). Los laboratorios por lo tanto intentan simular en lo posible todas las condiciones del medio natural e igualar o compensar la deficiencia nutricional con diferentes dietas y prácticas de alimentación.

6.1.3. Alimentación en la fase de maduración

La alimentación consiste de una combinación de alimentos naturales (moluscos, crustáceos, zooplancton) y dietas artificiales (Pelets, Nippai, Higashimaru y Argen, entre otros). La cantidad de alimento suministrado fluctúa entre el 3 y 15% de la biomasa total diaria y es suministrado en raciones iguales cada 6 horas.

El alimento natural, congelado o fresco, puede ser calamar, ostras, almejas, mejillones, cabeza de camarón, lombriz (Glicera dibranchiata) y artemia adulta. Entre los alimentos artificiales

existen algunos producidos localmente y otros importados. El contenido de cada uno de los alimentos se detallan en la Tabla 6.1.

Tabla 6.1. Análisis proximal de los alimentos para camarón que se venden en Ecuador.

Nicovita Nippai Frippak Rangen Zeigler Nutril

Proteína 40% mín 12% 33% mín 50% mín 40% 22%

Grasa 5% mín 7.5% 5% mín 15% mín 15% -

Fibra 3% mín 2% - 4% máx 5% -

Cenizas 2.1% máx 16% 20% máx 15% máx 10% -

Humedad 13% máx 12% 33% máx - 16% -

Otro alimento comercial es PROVITA y este reportó tener un contenido de lisina de 2.4% mínimo; carbohidratos 25% máximo; calcio 2.0% mínimo; fósforo 1.5 % mínimo y una energía metabolizable de 2850 Kcal/kg. El Frippak reporta contener 1.3% de HUFA mínimo. Estos alimentos se presentan en dos tamaños de pelets: 3/32" y 1/8".

La calidad del alimento a entregarse depende de la fase de maduración en la que se encuentre el reproductor, intentando siempre suministrar una alimentación que cubra todos sus requerimientos, por lo que se alterna con alimento fresco, congelado con alimento artificial. El protocolo de alimentación está regulado por el criterio y experiencia del técnico a cargo del laboratorio. Si éste se encuentra en la fase de Post-maduración o recuperación, se alimentará básicamente con alimento artificial (80% de la dieta) y con calamar (alimento natural más barato); a medida que se acerca a la fase de maduración, fecundación y cópula, el alimento será cada vez más rico en proteínas y nutrientes esenciales. Esta práctica no es ideal, pero resulta costoso mantener a todos los animales bajo un mismo régimen alimenticio.

El almacenamiento del alimento depende de las características específicas de cada uno de ellos. Así tenemos que los de origen natural deben ser congelados. Los alimentos artificiales se aconseja mantenerlos a temperatura ambiente mientras no sean abiertos; una vez abiertos deben consumirse antes de 1 mes, para algunos, o antes de 6 meses para otros.

6.1.4. Alimentación en la fase de larvas

Una vez que los nauplios han sido transferidos a los tanques de cultivo el alimento que se suministre variará según en el cual se encuentre. Al inicio de la corrida, los nauplios se alimentan con fitoplancton o con microencapsulados específicos para esa talla.

Se pueden realizar cultivos monoespecíficos (laboratorio destinado a su producción) o blooms naturales de algas (dentro del tanque de larvicultura)

Las algas monoespecíficas más utilizadas son Chaetoceros gracilis y Tetraselmis spp. Estos cultivos son llevados desde cepas (tubos de ensayo con algas escogidas por su calidad) hasta el volumen final por inoculación sucesiva en tanques de volumen cada vez mayor. La densidad final es de 300,000– 1'000,000 cel/ml dependiendo del tamaño de la célula, en tanques de una a dos toneladas de agua.

El cultivo monoespecífico se obtiene fertilizando agua salada esterilizada con vitaminas y minerales requeridas para el tipo de alga que se desea cultivar. El medio de cultivo más común es el de Guillard F/2, el cual utiliza una solución de silicato de Na; otra con Nitrato y Fosfato; una de Hierro, EDTA y metales traza; y finalmente vitaminas. Se inicia con la inoculación de 10 ml de cepa en frascos de 150 ml, luego de 3 días este volumen es inoculado a 1 1, se esperan 3 días y se inocula a 3 l luego 30 l, 250 1 y finalmente 1 tonelada. Dependiendo del volumen final, se tarda de 15–20 días hasta ser transportada al tanque de larvicultura.

Los blooms naturales son realizados directamente dentro del tanque de larvas; el agua con la que se llena el tanque no se filtra, permitiendo de esta forma un afloramiento de algas que se encuentran en el medio natural proveyendo de esta manera una diversidad de algas. Para mantener las poblaciones se utilizan fertilizantes inorgánicos.

En los tanques de larvicultura se trata de mantener una concentración de algas entre 50,000– 300,000 cel/ml a lo largo de toda la corrida. Diariamente se contabiliza la concentración en el tanque y en base a lo existente se agrega el volumen necesario para mantener la concentración deseada.

La mayoría de los laboratorios cultivan sus propias algas monoespecíficas y son pocos los que las compran de otros laboratorios. El número de laboratorios que realizan blooms de algas dentro del tanque mismo de larvas es reducido.

A medida que se va desarrollando la larva, ésta tiene la capacidad de ingerir otro tipo de alimento y posee otros requerimientos nutricionales. Estos requerimientos son cubiertos con alimento artificial y/o con alimento vivo. Entre los alimentos vivos más conocidos esta la Artemia sp. que representa una excelente fuente de ácidos grasos y su utilización esta ampliamente difundida en el área; se cuenta con grandes distribuidores comerciales de quiste de artemia siendo el principal país de origen los Estados Unidos de Norteamérica.

Dependiendo del requerimiento de Artemia de cada laboratorio y de las dimensiones del mismo, se contará con una sala destinada específicamente a su incubación.

Los quistes pueden servir como alimento: incubados (Instar 1) o decapsulados.

El corión del quiste de Artemia puede alojar esporas de bacterias y hongos. La presencia de esta capa convierte a la Artemia en un vector de enfermedades, por lo que se vuelve imprescindible su desinfección o decapsulación. Para desinfectar los quistes, estos se colocan en agua dulce con una concentración de hipoclorito de Ca que dependerá del tiempo de exposición (20 ppm durante 2 horas o 200 ppm durante 20 minutos), luego del cual se deberá eliminar todo residuo de cloro.

La incubación de los quistes se lleva a cabo en tanques cónicos negros con cono transparente. La cantidad de quistes que se incubarán depende directamente del requerimiento por parte de la sección de larvicultura. La incubación consiste en colocar 2 gramos de quistes por litro de agua salada, procurando mantener una temperatura de 28°C, luz en la parte superior del tanque (1,000–2,000 Lux), una buena aireación es necesaria para mantener los quistes en suspensión y luego de 18–24 horas, dependiendo de la eficiencia de cada tipo de Artemia, se procede a cosecharlos, para lo cual se elimina la aireación, se coloca un foco en la parte inferior del tanque y se espera por un lapso de 15 minutos. Los quistes vacíos flotarán mientras que los nauplios por fototaxismo positivo se concentrarán conjuntamente con los quistes no

eclosionados en el fondo del cono. Se recetan los nauplios y quisles llenos en mallas de 100 μ y se separan los quistes de los nauplios a través de una malla de 200 μ. Los nauplios son lavados empleando una malla de 125 μ para evitar la contaminación de los tanques de cultivo de larvas con glicerol (producto resultante de la incubación y sustrato preferido de bacterias). Si no se van a utilizar inmediatamente los nauplios, estos son colocados en agua a temperaturas bajas (0° a 4°C) para inhibir de esta forma el metabolismo (pretendiendo mantenerlos en Instar 1).

La Artemia decapsulada se utiliza para alimentar a las larvas más pequeñas (ya que las larvas son de menor tamaño y más lentas en el nado que los nauplios de artemia) o para posterior incubación disminuyendo el riesgo de contaminación con bacterias presentes en el corión y el riesgo de que la larva ingiriera un quisle con corión.

El proceso se inicia con la hidratación de los quistes la cual es alcanzada luego de 2 horas de incubación en agua dulce o salada a 25°C (el tiempo de hidratación indirectamente proporcional a la baja de temperatura y al aumento de salinidad). Luego se procede a la exposición de la solución decapsuladora (NaOCl o Ca(OCl)2). La cantidad de solución decapsuladora a ulilizarse dependerá de la fuente de cloro (según % de cloro activo en la sustancia). Si es Ca(OCl)2 serán 0.5 gramos de producto activo por gramo de quiste o 14 ml de solución decapsuladora. Para mantener un pH de 10 se agrega producto alcalino (CaO o Na2CO3) y se mantiene una temperatura entre 15 y 20°C agregando hielo. Se colocan los quistes procurando una fuerte aireación y se espera hasta que cambien de color de un café a gris y luego anaranjado. El proceso toma de 5–15 minutos luego de lo cual los quistes son enjuagados con abundante agua de mar a través de una malla de 120 μ asegurando la total eliminación del cloro, como prevención se puede agregar tiosulfato de Na para asegurar la eliminación total de cloro. Se procede luego a la alimentación de las larvas o a la eclosión de los quistes.

En el país se pueden obtener varias marcas de quiste de artemia siendo las principales: Bio-Marine, San Francisco Bay, Sanders y Great Salt Lake. Se está intentando producir localmente quistes de artemia para disminuir de esta manera la importación.

Nutricionalmente la artemia es altamente digerible y aparentemente cubre la mayoría de los requerimientos de macro y micro nutrientes de larvas de peces y crustáceos. Los diferentes tipos y orígenes de cada artemia determinan la calidad de los mismos; el único punto en el cual coinciden todos los tipos es en la existencia de ácidos grasos altamente insaturados (HUFA), la cantidad que contengan será determinante en la supervivencia y crecimiento de las larvas.

Una manera de aumentar el nivel nutricional de la artemia (pudiéndose incorporar por este método también profilácticos, pigmentos, terapéuticos y vitaminas) es por medio del bioenriquecimiento. La artemia bioenriquecida pueden tan solo utilizarse para alimentar post-larvas o camarones mayores, pues es necesario que la artemia ingiera el bioenriquecedor, siendo posible solamente con artemias de 72 horas, las cuales son demasiado grandes para las etapas larvales. Los enriquecedores pueden ser Chlorella, levadura, aceite de bacalao, y otros productos como Selco (marca comercial).

En cuanto a los alimentos artificiales para larvicultura en la actualidad existen varios alimentos promocionados como suplemento del alimento natural, en las Tablas 6.2, 6.3, 6.4, 6.5 y 6.6. se observa la composición proximal de estos alimentos.

Tabla 6.2. Composición proximal de la dieta NIPAII (BP).

Nipaii (bp)Tamaño de partícula (0.05– 0.1 mm)

Tamaño de partícula (0.2–0.3 mm)

Proteína cruda

47.2% 41.0%

Grasa 40.0% 4.0%

Fibra 0.7% 3.0%

Cenizas 6.4% 15.5%

Humedad 2.0% 12.0%

Tabla 6.3. Composición proximal de la dieta Higashimaru

Higashimaru Larvas Microcápsula

Proteína cruda 58% 58%

Grasa 7% 11%

Cenizas 13% 8%

Humedad - 4%

Tabla 6.4. Composición proximal de la dieta Taiaqua Co. Ltd.

Taiaqua Co. Ltd. APZ1-PL12 PLA-PL12 PL8-PL12 PL12-PL20

Proteína 50% 50% 50% 50%

Grasa 15% 10% 10% 10%

Fibra 2% 4% 4% 4%

Cenizas 9% 10% 10% 10%

Humedad 10% 10% 10% 10%

Tabla 6.5 Composición proximal de la dieta Zeigler

Zeigler Contenido (%)

Proteína 40.6

Grasa 9.8

Fibra 3.2

Cenizas 10.9

Humedad 10.0

Tabla 6.6. Análisis proximal de la dieta a base de Spirulina seca

Alga Spirulina seca Contenido en %

Proteína 60–70%

Carbohidratos 15–20%

Lípidos 4–7%

Cenizas 7–13%

Humedad 3–7%

Fibra 4–7%

La compañía Nutril S.A. reporta dos tipos de alimento para camarón Nutrimar 35 y Nutrimar 30, los cuales tienen 35 y 30% de proteína respectivamente.

La dosificación y método de alimentación depende del criterio y experiencia del técnico, pudiéndose utilizar solamente algas durante todo el ciclo, o alternando con alimento artificial y finalmente con artemia. La idea básica es la de proporcionar a la larva el alimento más complete posible, por lo que una dieta balanceada incluirá en mayores proporciones alimento vivo y como complemento, y no suplemento el alimento artificial.

El almacenamiento del alimento dependerá de las especificaciones de cada uno de ellos. El alimento artificial normalmente puede mantenerse a temperatura ambiente hasta que es abierto, luego de lo cual se debe colocar en el refrigerador y consumirse antes de un mes. La artemia es preferible utilizarse al momento de eclosión, pero es factible su preservación a bajas temperaturas y concentradas a altas densidades (textura de pasta).

La forma de alimentar es pesando el alimento, en el caso del artificial, según lo requerido, disolverlo en agua y luego verterlo en el tanque asegurando una buena distribución. La alimentación se efectúa cada 4 horas, altemado alimento vivo con artificial.

Esta claro que la nutrición en la fase de producción de larvas es clave para el buen desarrollo del futuro camarón en los estanques de engorda, por lo tanto se trata de cubrir en lo posible todos los requerimientos nutricionales de los reproductores tanto como el de las larvas en sus diferentes estadios al utilizar una gran variedad de dietas.

La determinación de los requerimientos nutricionales y la formulación de nuevas dietas es motivo de investigación constante. La gama de alimentos disponibles en el mercado permite tener varias alternativas al momento de decidir la dieta a utilizarse. La principal desventaja está relacionada con el costo de los alimentos artificiales. Esta situación obliga al larvicultor a buscar alternativas utilizando alimentos de menor costo como son algas y zooplancton.

6.1.5. Fase de engorda

Esta fase se desarrolla en granjas camaroneras que tienen estanques que fluctúan entre 4 ha y 50 ha de espejo de agua. La etapa de engorde se realiza utilizando sistemas extensivos (3–5 camarones/m2) o semi-intensivo (5–10 camarones/m2).

El sistema extensivo requiere de reducido o escaso manejo y poco capital de operación. Los productores aceptan una menor utilidad pero reducen los costo y los riesgos. La población puede ser mantenida con reducido recambio de agua y buenas concentraciones de fitoplancton, sin hacer uso de alimento artificial.

El sistema semi-intensivo está ampliamente difundido. Se requiere un mejor manejo y capital de operación. El rendimiento por hectárea es de aproximadamente 600 kg/ha/ciclo. El uso de alimento artificial está relegado a ser utilizado en la fase final del cultivo (mayor de 9 gramos) si el plan de fertilización ha sido adecuado, aunque por lo menos en el 50% del área cultivada se alimenta desde el inicio del ciclo.

Indiferente del sistema a utilizarse, la siembra de las larvas se realiza en precriaderos o directamente en el estanque de engorda. Cuando se siembra larva silvestre se aconseja utilizar el estanque de precría (1 ha) para de esta manera eliminar los depredadores (acompañantes de la larva silvestre) durante la transferencia. Si se utiliza larva proveniente de laboratorio, deberá sembrarse directamente en el estanque, pues una transferencia repercutiría en una elevada mortalidad debido a su menor tolerancia al manipuleo. El estanque de precría es substancialmente menor en área que el estanque de engorda, por lo que su utilización supone una optimización en el uso de espacio y tiempo. La larva permanece aproximadamente 30–40 días en precría, tiempo en el cual alcanza de 0.5–1 gramo dependiendo de la densidad de siembra (normalmente 1 millón por ha). Luego de este período es cosechada y transferida al estanque de engorda donde permanecerá hasta que alcance la talla de cosecha.

6.1.6. Alimentación en precriaderos (juveniles)

En ésta etapa el camarón se alimenta del plancton que crece en los estanques, para lo cual se incrementa la cantidad de nutrientes disponibles adicionando fertilizantes inorgánicos. El tipo de algas preferidas son las diatomeas por lo que se agrega a la piscina una fuente de N y P en proporciones que fluctúan entre 3:1 y 10:1.

Existen en el mercado varias presentaciones de fertilizantes inorgánicos pero los de uso generalizado son la urea y superfosfato triple (SFT). Otros productos tal como Ferticam y Fertimin vienen ya preparados conjuntamente con la fuente de N y P mezclados a una proporción específica para salinidades altas y bajas.

La fertilización inicial se realiza durante el proceso de llenado del estanque. Una práctica común es aplicar 20 kg de urea y 2 kg de SFT y añadir agua hasta que alcance un 20% del volumen de operación. Se esperan varios días hasta que adquiera una coloración café y se aumenta el nivel hasta el 50% del volumen final, nuevamente se espera a que aumente la intensidad del color y se completa el volumen del estanque. Se realizan fertilizaciones de mantenimiento, pero con una cantidad menor de fertilizante. La frecuencia de fertilización es determinada por la concentración de algas en el agua (conteo fitoplanctónico) o por turbidez (disco de Secchi). Normalmente la cantidad empleada de fertilizantes fluctúa entre 40 kg/ha/mes y 100 kg/ha/mes.

La fertilización de mantenimiento se realiza arrojando al boleo la mezcla desde el muro o un bote (método no aconsejable pues el fosfato no se diluye con facilidad y tiene a irse al fondo) o previamente diluido en agua y luego vertido.

Los sistemas semi-intensivos surgen como respuesta de la necesidad de maximizar la producción por ha. La capacidad de carga de los estanques camaroneros en Ecuador ha sido estimada en 600 kg/ha pero cuando el camarón excede los 9 g los productores manifiestan que es necesario adicionar alimento artificial. El alimento conjuntamente con las larvas conforman el 50% de los costos de producción, por lo que los productores tratan de optimizar el uso de los alimentos artificiales. El cálculo de la ración diaria de alimento se basa en una tabla proporcionada por los productores de alimento, la cual fue creada tomando en cuenta la densidad de siembra, peso promedio y supervivencia. En general, se suministra al inicio del ciclo el 10% de la biomasa y a medida que se desarrolla disminuye terminando con cantidades equivalentes al 3% de la biomasa estimada en la estanque. Los técnicos de las camaroneras rara vez se ajustan a lo indicado por la tabla, y las reducen al 70–80% de lo indicado. El criterio y experiencia del técnico determina otros cambios en la rutina de alimentación, como por ejemplo se aplica la mitad de la ración cuando el camarón entra en muda o cuando la temperatura disminuye, y se suspende si el animal muestra indicios de estrés.

Semanalmente se determina la tasa de crecimiento por medio de muestreos de peso para lo cual se colectan entre 50 y 100 animales por estanque. La supervivencia se obtiene realizando muestreos en por lo menos 20 puntos diferentes del estanque con atarraya. Estos datos son empleados en la estimación de la biomasa el cálculo de la tasa de alimentación diaria.

El alimento artificial en general es preparado a base de harina de pescado, calamar, camarón, trigo, pasta de soya, pulidura de arroz, aceite de pescado, carbonato de calcio, fosfato, afrecho de trigo y microingredientes. El contenido y mezcla de los diferentes componentes es lo que diferencia los alimentos producidos localmente.

En el mercado se pueden encontrar alimentos que contienen desde el 22% de proteína hasta el 45%. El alimento con mayor contenido proteico es utilizado para los juveniles. El tamaño del pelet suministrado varía con el tamaño del animal, existiendo presentaciones en migaja (triturado para post-larvas de hasta 1 gramo), 3/32" (1–4 gramos) y 1/8" (4 gramos en adelante). La constitución porcentual de los alimentos se detalla en la Tabla 6.7.

Existe una diversidad de opiniones entre los cultivadores sobre cada una de las marcas y presentaciones de los alimentos artificiales disponibles en el mercado Ecuatoriano. Para muchos es indiferente el contenido proteico del alimento en el resultado final del ciclo. Sin embargo es evidente que durante los últimos años las fábricas de alimentos artificiales han realizado un gran esfuerzo para mejorar la estabilidad del pelet y sus formulaciones.

Tabla 6.7. Análisis proximal de alimento para postlarvas de hasta un gramo, 1–4 gramos y 4 gramos en adelante.

Ingredientes %

Harina de pescado 26.0

Harina de trigo 20.4

Harina de cabeza de camarón 5.0

Harina de soya 4.0

pulidura 21.2

Aceite de pescado 3.0

carbonate de calcio 2.4

Fosfato 1.0

Afrecho de trigo 6.0

Microingredientes 2.0

Si se considera que en 1991 se exportaron 110,000 tm de camarón y que la tasa de conversión aparente es de aproximadamente 2.5:1 se puede deducir que se consumieron por lo menos 270,000 tm de alimento balanceado con un costo aproximado para los productores de US$ 96'000,000

6.1.7. Problemas identificados

Se desconoce la dinámica de los estanques por lo no es posible establecer protocolos que permitan una adecuada utilización de los fertilizantes.

Se desconocen los requerimientos nutricionales del camarón en sus diferentes fases de cultivo.

No existe un control apropiado de las materias primas utilizadas.

6.2. CULTIVO DE TILAPIA

En el Ecuador existen apenas 500 ha destinadas al cultivo de tilapia. Están distribuidas entre 25–30 productores pequeños localizados en la región oriental del país y un productor en la cuenca del Guayas que cuenta 160 ha en producción.

Las granjas de la región oriental tienen un tamaño promedio que fluctúa entre 1 y 5 ha y su sistema de cultivo es extensivo (3/m2), artesanal, carente de infraestructura. Estos productores se limitan a llenar los estanques, sembrar los peces (generalmente Oreochromis niloticus) y esperar que alcancen un tamaño aproximado de 2 lb. No se trata el suelo, ni se alimenta o fertiliza y la cosecha se destina a consumo interno o de la comunidad. La industria de estos pequeños artesanos no se expande pues no hay interés ni capital para hacerlo.

Solamente un grupo ha desarrollado una infraestructura de importancia en el Ecuador. Su objetivo fundamental es la exportación de filetes al mercado norteamericano. En sus facilidades cuentan con piscinas para reproductores, estación de reversión, precría, engorde, empacadora, y planta de alimento. Actualmente utiliza alimento para truchas pues no existe alimento específico para tilapia en el país. El alimento es distribuido manualmente desde el muro y siempre del mismo lado para optimizar el consumo. Se distribuye el alimento 3 veces al día. El consumo de fertilizante es de 50 kg/ha/mes de urea y 50 kg/ha/mes de superfosfato triple. La frecuencia de fertilización es determinada por la turbidez dada por el disco Secchi, tratando de mantenerla en 25 cm. La densidad de siembra en los estanques de engorde es de 5/m2. Se emplean machos revertidos utilizando alfa metil testosterona. Se procura una buena calidad del medio utilizando aireadores, y un buen crecimiento con una dosis de alimentación al inicio del cultivo de 10% de la biomasa y finaliza con 1%. El alimento tiene un contenido proteico del 45% en la fase inicial el cultivo y finaliza con un alimento que contiene un 25% de proteína cruda. El peso comercial es de 600 gramos y es alcanzado en 7 meses llegando a producir hasta 1.7 ciclos por año y 7,000 lb por cosecha/ha.

6.3. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS.

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En el presente trabajo se reseñan las principales técnicas para la obtención de larvas, postlarvas y juveniles de crustáceos decápodos marinos y de agua dulce, en América Latina. Se describen los principales métodos empleados en el desarrollo larval y cultivo de crustáceos y se detallan los efectos de la variación de las condiciones ambientales sobre el mismo, tales como salinidad, temperatura y tipo de agua a utilizar. Se describen los métodos de obtención y cultivo de fito y zooplancton y se señala la importancia de los distintos alimentos naturales o desecados en la alimentación de postlarvas y juveniles. Finalmente se detallan las distintas especies de crustáceos que son utilizados en la alimentación humana en América Latina, conocimiento del ciclo biológico y grado de desarrollo alcanzado en términos de cultivo y cría.

Abstract

The paper reviews the principal techniques for obtaining larvae, post-larvae and juveniles of decapod crustaceans, both marine and freshwater, in Latin America. The main methods used for the larval development and cultivation of crustaceans are described, together with the effects of environmental conditions on growth. Methods for the cultivation of phyto- and zooplankton are given, and the importance of different types of natural and dried foods in the feeding of post-larvae and juveniles is discussed. The main crustacean species used as human food in Latin

America are listed, together with available information on their life cycle and the status of their cultivation.

1. INTRODUCCION

Uno de los aspectos, dentro de la acuicultura, que en estos últimos años ha realizado progresos más espectaculares, es el cultivo de crustáceos. Ello se debe al interés que estas especies despiertan por las altas cotizaciones que alcanzan en los mercados de todo el mundo, y por la posibilidad que representan, para países en vías de desarrollo, de adquirir divisas a través de su exportación. Su realización, sin embargo, ha tropezado con notables dificultades de orden técnico en cuanto a los cultivos intensivos, debido a los complicados ciclos biológicos de estos organismos. No obstante, las experiencias han proseguido en todo el mundo, alentadas por los gobiernos y principalmente por grupos privados a la vista del éxito parcial conseguido por los maricultores japoneses.

El paso previo inicial en el cultivo de crustáceos fueron las experiencias logradas en el desarrollo larval y la metamorfosis de los crustáceos decápodos, que han permitido incorporarlas a cultivos a mayor escala y en ambientes naturales o seminaturales, como los logrados en Japón (Hudinaga, 1942). La mayoría de los crustáceos decápodos, son animales de hábitos bentónicos o bentónico-demersales y algunas especies son pelágicas. Presentan un desarrollo larval con formas meroplanctónicas y sus estadios postlarvales son bentónicos o demersales, comportamiento similar en los juveniles y adultos. La metamorfosis que acontece durante su desarrollo, ocasiona no aólo cambios morfológicos sino también de hábitos, comportamientos y fisiológicos.

Para realizar el cultivo de los crustáceos decápodos, deben tenerse bien en cuenta los siguientes requisitos:

a. Determinar qué especie de crustáceo es la más adecuada para el cultivo, económica y biológicamente;

b. Determinar de qué factores depende el crecimiento;c. Cómo manipular dichos factores para vigorizar ese crecimiento.

Debe tenerse muy en cuenta que no todas las especies son adecuadas como alimento humano, y no todas las explotadas económicamente son igualmente factibles de cultivar fácilmente en cautividad, por lo que deben emplearse distintos métodos de cría y/o cultivo. El desarrollo y el eventual cultivo de una especie de crustáceo presupone la obtención de ejemplares larvales o postlarvales en las primeras fases del desarrollo, y en grandes cantidades. Ello deberá realizarse por medio de desoves de hembras grávidas en cautividad u otro método que asegure el abastecimiento de las larvas en cantidades adecuadas y por otro lado el suministro de alimento requerido. Otro de los factores que define la posibilidad de realizar con éxito el cultivo de una especie, es el tiempo de desarrollo; por ejemplo, en algunas especies de importancia comercial puede lograrse el desarrollo en cautividad, pero luego el crecimiento de éstos hasta la fase adulta o de talla comercial, es muy lento, lo que hace prácticamente insostenible la producción de este tipo de cultivo. La mayoría de las especies cultivadas en la actualidad son seleccionadas a nivel específico; probablemente en el futuro deba realizarse la selección a nivel subespecífico o de razas, basándose en ciertas características tales como ritmo de crecimiento, sabor, resistencia a las enfermedades, etc.

Debe hacerse notar que la mayoría de los crustáceos cultivables hasta la fecha, son en primer lugar los peneidos, siguiendo en orden de importancia los carideos, ya que ambos se caracterizan por un desarrollo larval que dura muy poco tiempo y son de crecimiento muy rápido en la fase de juveniles, alcanzando tallas comerciales en muy pocos meses. Por otra parte la mayoría de los restantes crustáceos de importancia comercial, de muchos de los cuales ya se conoce su desarrollo, carecen de importancia en el presente y sirven como recursos potenciales, ya que se caracterizan por un desarrollo con un crecimiento muy lento y tardan varios años hasta alcanzar tallas comerciales, por ejemplo, langostas, cangrejos, centollas.

El presente trabajo tiene por objeto revisar las principales técnicas empleadas en el desarrollo larval y cultivo de crustáceos. Se hará un breve detalle de las principales técnicas empleadas a nivel mundial y se presentarán los principales métodos de cría y cultivo de crustáceos en América Latina, logros alcanzados, y especies cultivadas en el área.

2. METODOLOGIA

Las diversas técnicas empleadas han sido objeto de trabajos experimentales en muchos países que han desarrollado técnicas probadas de cultivo como Japón, EE.UU., Francia, España, etc. (Hudinaga, 1942; Rice y Williamson, 1970; Cook y Murphy, 1966; Costlow y Bookhout, 1959; Provenzano, 1966; Sastry, 1970).

2.1 Obtención de larvas y postlarvas para el cultivo de crustáceos

El cultivo debe efectuarse preferentemente desde los primeros estadios de desarrollo (huevos, larvas). Este material puede tener dos orígenes distintos:

2.1.1 Larvas o crías nacidas en cautividad. En este caso es necesario la obtención de los reproductores. Teniendo en cuenta la biología de las especies factibles de cultivar, se pueden dividir en dos grupos:

a. hembras grávidas de cangrejos braquiures, langostas y centellas (Anomura) y de camarones carideos y

b. hembras de camarones y langostinos peneidos con ovario maduro.

2.1.2 Larvas en distintas fases de su desarrollo y obtenidas del medio ambiente natural

a. Las larvas pueden obtenerse a partir de sus estadios tempranos, en el plancton de la región. Es necesario el filtrado de agua de mar con redes de plancton y otras similares. Este es un método poco efectivo.

b. Obtención de postlarvas y juveniles directamente del mar, cuando efectúan migraciones hacia la costa: por ejemplo, peneidos. Las larvas obtenidas por este método requieren disponer de estanques costeros con compuertas especiales, determinar los períodos de mayor migración y se presenta la dificultad de que al mismo tiempo que penetran las larvas de crustáceos también pueden hacerlo las larvas o juveniles de otros animales, muchos de los cuales pueden ser predadores de los crustáceos. Esto último se resuelve transportando directamente las postlarvas o juveniles obtenidos en el mar a los estanques o piletas de cultivo, pero la tarea posterior de separarlos de otras especies es muy lenta y tediosa y rinde poco. Al mismo tiempo existe el gran inconveniente de no

poder obtenerse larvas en el momento deseado sino que depende del momento de las migraciones, que están afectadas principalmente por ritmos de mareas y lunares.

La eliminación posterior de competidores o predadores de larvas, juveniles y adultos de los crustáceos que han entrado también en los estanques puede hacerse realizando la pesca de los mismos con redes apropiadas o utilizando sustancias químicas selectivas. En Formosa (Taiwán) se utiliza con éxito saponina, además de otros compuestos, para matar peces sin que ello provoque alteraciones a los camarones criados (Allen, 1963).

2.2 El cultivo en recipientes pequeños

Es el método más primitivo y usado frecuentemente para poder realizar el control exacto y diferenciar cada estadio o sub-estadio, que compone el desarrollo de cada especie en particular. Se basa en el uso de pequeños recipientes de vidrio o plástico, de forma cónica o de bandejas plásticas o de acrílico, con separaciones individuales (Costlow y Bookhout, 1959). Es el método ideal para realizar estudios biológicos, de morfología y fisiología larval (adaptaciones y resistencia a las condiciones ambientales: salinidad, temperatura, pH, oxígeno, etc.). Es la metodología generalmente usada en los principales laboratorios del mundo que han desarrollado técnicas para estudios morfológicos y fisiológicos (principalmente para crustáceos Braquiura y Anomura (Costlow y Bookhout, 1959; Rice y Williamson, 1970; Provenzano, 1966; Fagetti y Campodónico, 1971; Boschi, Scelzo y Goldstein, 1967, etc.). Este método ha sentado las bases para realizar los verdaderos “cultivos” en mayor escala, desarrollados a base de los restantes métodos que se detallan posteriormente.

Inconvenientes: El escaso volumen de cada recipiente modifica sustancialmente el tiempo de desarrollo, generalmente aumentándolo; la mortalidad es muy alta; existe insuficiente oxigenación del agua, aunque pueden ser agitados mecánicamente con diversos mecanismos.

2.3 El cultivo en acuarios o piletas interiores

Mediante recipientes de tamaño mediano, como acuarios de vidrio o acrílicos, piletas de cemento o de policloruro de vinilo o similares, de capacidad variable hasta unos 200 l se ha logrado el desarrollo y cultivo de varias especies de crustáceos. Ha sido un método de gran utilidad en aquellos laboratorios donde se realizan trabajos de cultivo a pequeña escala, especialmente de especies de importancia comercial, paso previo para poder implantar el cultivo en escala semicomercial en ambientes naturales o seminaturales. Los acuarios son preparados generalmente con filtros especiales, recubiertos de arena y conchas de almejas u otros moluscos triturados (Boschi, 1972). Pueden ser de circuito cerrado o abierto, por donde se va purificando el agua. Pueden tener adicionado un sistema de ventilación del agua.

2.3.1 Acuarios de circuito cerrado. Mediante este sistema, el agua pasa repetidamente a través de los distintos filtros que se hallan dispuestos en los acuarios y estanques y con el funcionamiento continuo asegura la limpieza y pureza del agua por períodos muy largos de tiempo. Los filtros generalmente usados se componen de placas de acrílicos perforadas dispuestas en forma tal que cubren toda la base del acuario y son conectadas por un sistema de 2 tubos verticales, unidos en la base a un sistema de aireación, que hace circular burbujas de aire que arrastran agua y que ha sido filtrada a través del fondo del acuario compuesto de arena y conchilla. En forma similar actúan los tubos de PVC perforados que se disponen en forma de trama sobre el fondo del acuario. Existen otros tipos de filtros de circuito cerrado y que pueden consultarse en los trabajos mencionados.

Con este sistema puede presentarse una acumulación de sustancias de desecho que provoquen ciertas alteraciones en las características químicas del agua. Puede existir una acumulación de sustancias tales como el CO2, NO3, un gran aumento de amoníaco, etc. Al miamo tiempo pueden desaparecer sustancias químicas muy importantes como enzimas, vitaminas, pigmentos, y aminoácidos. Por otra parte en base al circuito cerrado se puede tener la certeza de que no hayan penetrado organismos patógenos, competidores y depredadores de las larvas del cultivo.

2.3.2 Acuarios de circuito abierto. Con este sistema se requiere un aporte continuo de agua proveniente de una fuente, mar, río, tanque de agua, etc. Debe adicionársele un sistema de filtros en la boca de entrada o toma de agua en algún lugar de su trayecto. De no ser así se tendría el inconveniente de que también penetren diversos micro-organismos o larvas de otros animales que pueden resultar predadores de larvas o adultos de los crustáceos en cultivo.

Con ambos sistemas, el método ha brindado muy buenos resultados en el desarrollo larval y cultivo de crustáceos comerciales, especialmente peneidos, y con una mortalidad menor que en el caso anterior; se logró un desarrollo en menor tiempo que en el empleado con el otro método de recipientes pequeños, el crecimiento es más acelerado y se pueden obtener ejemplares de tallas semicomerciales, aunque con un número muy pequeño de ejemplares, dependiendo fundamentalmente del volumen de los recipientes empleados. La utilización de filtros de arena, permite mantener al agua del acuario en buenas condiciones lográndose tener un buen control del cultivo y de los requerimientos y problemas mayores de las larvas (canibalismo, etc.). El fondo de arena también permite que los juveniles puedan refugiarse de la predación ejercida por sus congéneres especialmente en los momentos de muda.

Inconvenientes: Impide saber con exactitud el tiempo de desarrollo de cada uno de los estadios y sub-estadios, aunque brinda una aproximación del desarrollo total y parcial. El canibalismo es alto, ya que cada acuario puede albergar varios miles de larvas, postlarvas y juveniles. Al cabo de cierto tiempo y en los acuarios de fondo arenoso con circuito cerrado, suelen acumularse sustancias tóxicas provenientes del desecho de los animales o de restos de comida no digeridos totalmente.

2.4 El cultivo en estanques de gran tamaño o piletas exteriores

Son de dimensiones variables dependiendo del destino de los mismos, generalmente de forma rectangular, y el volumen puede alcanzar varios miles de m3. Los estanques se construyen en terrenos apropiados, excavándolos mecánicamente. Los terrenos apropiados son aquellos que presentan fondos arcillosos de manera que retengan el agua que se introduce. Los fondos arenosos o rocosos no son muy apropiados ya que son permeables. Se tratará de elegir un terreno, cerca del curso de agua de donde se proveerá para el abastecimiento (agua salada o dulce). Los estanques marinos se colocarán en la costa, de manera que el agua pueda entrar en las mareas altas de sicigia. El abastecimiento de agua de mar por medio de bombas impelentes resulta muy caro y sólo es recomendado en casos de estanques de pequeño volumen y/o que no puedan ser abastecidos de modo natural por las mareas más altas.

En cultivos de agua dulce, se tratará de obtener agua por medio de desvíos de arroyos o ríos, a través de compuertas especiales o diques. El desagüe en ambos casos puede hacerse en forma natural por medio de diferencias de nivel entre mareas o por medio de bombas.

Las piletas son depósitos de agua de menor volumen que los estanques, generalmente artificiales y revestidas de cemento tanto sus paredes como el fondo. Tanto las piletas como los estanques de reducido tamaño pueden estar al abrigo del sol, siendo protegidas por medio de techos o tinglados hechos a tal fin. Esto es especialmente importante en regiones donde el sol de verano es muy fuerte y la escasa profundidad del depósito provoca un recalentamiento del agua, impidiendo una oxigenación apropiada, especialmente en las capas del fondo donde suele crecer una fauna particular que sirve de alimento a los crustáceos cultivados. La poco profundidad de los estanques permite una oxigenación apropiada por difusión en la superficie. Además, el cleaje que se produce por el viento provoca una oxigenación bastante notable. Estos estanques pueden ser fertilizados artificialmente utilizando abono de aves y cáscara de arroz (Wheeler, 1968) y mediante otros procedimientos.

2.5 Efecto de las variaciones de los factores ambientales en el desarrollo

Existe una gran variedad de factores ambientales que juegan un papel muy importante en el desarrollo de los crustáceos, de los cuales merecen especial atención la temperatura, salinidad, luminosidad, alimento, pH, tenor de oxígeno, substrato, etc.

2.5.1 Temperatura y salinidad. La temperatura y salinidad pueden ser consideradas entre los más importantes factores abióticos que influencian el crecimiento y supervivencia de la mayoría de la fauna estuarina. Son de particular importancia en aquellos organismos que pasan cierto período de su ciclo vital en el mar abierto, donde esos factores son relativamente estables, y otra parte de su vida en áreas estuarinas donde la salinidad y la temperatura pueden variar drásticamente.

A través del estudio del desarrollo en pequeña escala de varios crustáceos decápodos, se ha podido determinar el efecto que provocan las variaciones de salinidad y temperatura que se apartan del óptimo para cada especie.

A través de estudios en laboratorio, especialmente en crustáceos braquiuros (Costlow y Bookhout, 1962), se ha podido concluir que la interacción de esos factores juega un papel importante en el desarrollo larval de las especies. El incremento de temperatura generalmente aumenta el ritmo de mudas y por ende de crecimiento de la especie, aunque la mortalidad crece hasta hacer que ninguna larva complete la metamorfosis. Debemos aclarar también que existen casos en que se producen mudas sin haber un incremento de tallas o a veces se ha llegado a que dicho incremento sea negativo. Esto es bastante frecuente en animales adultos, pero en larvas o juveniles podemos tener la certeza que la muda es signo de crecimiento. Por otra parte la temperatura inferior al óptimo para la especie provoca un retardo del ritmo de muda, o sea del crecimiento hasta la inhibición total y la muerte de la larva.

La variación de salinidad también afecta notablemente al ritmo de desarrollo y el alejamiento del óptimo provoca mayor mortalidad y aumento en el tiempo de desarrollo.

Muchos experimentos han demostrado que por sí solos las variaciones de salinidad y temperatura no afectan mayormente a las postlarvas y juveniles de camarones peneidos y que éstos pueden soportar grandes variaciones, siempre y cuando dicho cambio sea gradual y no brusco. Nuestras experiencias (Boschi y Scelzo, en prensa) en el cultivo del peneido, Artemesia longinaris, nos ha permitido determinar qué variaciones de temperature provocaron una notable variación del tiempo de desarrollo. Un decrecimiento de 2°C, atrasó notablemente los tiempos de muda y un aumento de 2–3°C aceleró el crecimiento casi el doble.

2.5.2 La calidad de agua a utilizar. Uno de los mayores problemas que se presentan en el desarrollo y cultivo de crustáceos decápodos es la calidad del agua utilizada. Normalmente el agua, que es tomada directamente del medio natural marino o de un curso de agua dulce, presenta un grado variable de contaminación que provoca la pérdida de la masa de huevos de las hembras grávidas o la muerte de las larvas, cuando no la muerte del animal adulto. Sobre el particular podemos citar el trabajo de Ewald (1965) sobre el cultivo de Penaeus duorarum, utilizando alternativamente agua costera y agua oceánica de la Corriente del Golfo, teniendo éxito con esta última. Nuestro trabajo sobre el cultivo de A. longinaris (Boschi y Scelzo, en prensa) también confirma esta hipótesis.

Es recomendable que el agua obtenida del medio natural sea filtrada y esterilizada. El filtrado del agua debe hacerse con filtros de menos de 8–10 μ de poro. Posteriormente conviene dejar “envejecer” el agua por períodos de tiempo variables, especialmente si el agua a utilizar proviene de regiones costeras. Los recipientes donde se guarda el agua, también pueden ser agentes tóxicos para las larvas, por lo que se recomienda el uso de recipientes de vidrio y, principalmente, de PVC (cloruro de polivinilo).

En el desarrollo llevado a cabo en pequeños recipientes, suele acontecer una alteración del agua en poco tiempo (aumento de salinidad, descomposición del alimento, etc.) por lo que se recomienda el cambio frecuente de agua, diariamente si es posible.

Muchos problemas que acarrea el agua natural (contaminación, por ejemplo) pueden solucionarse utilizando agua de mar artificial. Este método asegura la constancia de los componentes y es ideal para trabajos muy delicados, impide asimismo la contaminación por otros organismos, pero presenta el gran inconveniente de no poder utilizarse en cultivos con recipientes de gran tamaño, debido al alto costo.

2.6 Alimento

Uno de los factores más importantes para llevar a cabo con éxito la metamorfosis y el crecimiento hasta la etapa de adulto de las especies de crustáceos cultivados, es la cantidad y calidad de alimento a suminstrar. De esta manera se disminuirá al máximo la mortalidad que es alta en las primeras fases del desarrollo, debido a una inadecuada alimentación que puede provocar un alto canibalismo en especies que se desarrollan en cautiverio.

Todas las formas larvales de crustáceos decápodos son filtradores, alimentándose de plancton, excepto los nauplius de los peneidos que son vitelófagos. Las postlarvas y juveniles requieren otro tipo de alimento. Debe tenerse bien en cuenta la calidad y cantidad de alimento en estas etapas del cultivo, y el suministro en el momento adecuado.

2.6.1 Fitoplancton. El cultivo de fitoplancton o de algas microscópicas, es muy importante en los cultivos de especies de crustáceos que presenten el desarrollo con larvas muy pequeñas, o con mecanismos de filtración que sólo permitan filtrar fitoplancton y no puedan capturar alimento animal de mayor tamaño. Para lograr un buen cultivo de algas es menester tener en cuenta la calidad de agua usada, la temperatura de cultivo, la luminosidad, los nutrientes, etc., ya que el crecimiento, multiplicación y mantenimiento dependen del proceso fotosintético.

Las especies de algas cultivadas pueden ser obtenidas:

a. directamente del medio natural, o

b. de centros o instituciones que proveen cepas en medios sólidos o semisólidos.

En el primer caso basta con realizar un filtrado de agua de mar con redes de plancton, provenientes de un área que contenga las especies deseables para cultivar. En el laboratorio se pueden separar con una pipeta muy delgada las algas deseadas, y depositarlas en recipientes que contengan los medios nutritivos correspondientes. Tras varios días, con luz solar o artificial, puede llevarse el cultivo a volúmenes mayores, primero en recipientes de vidrio de 5–10 l, pudiéndose mantener axénicos. Posteriormente, y de acuerdo con los requerimientos, es menester realizar cultivos a volúmenes mayores, siguiendo los mismos procedimientos, que pueden lograrse en recipientes de 50–100 l o más, en cámaras especiales interiores o directamente exeriores o semi-exteriores, para aprovechar la luz solar. En todo caso es conveniente que los cultivos dispongan de suficiente ventilación.

Este último método presenta la desventaja de ser fácilmente contaminado por diversos agentes, difícilmente pueden mantenerse axénicos, estando sometidos a variaciones de temperatura, salinidad y luminosidad. Frecuentemente suelen contaminarse con otras especies de algas no deseables. En el caso de utilizar cultivos mixtos de fitoplancton suele haber una sucesión de especies o variaciones en la forma de la células, y de las cadenas que pueden formar algunas algas.

Se han suministrado a las larvas de varios crustáceos marinos, cultivos de diversas algas: Skeletonema costatum, Thalassiosira sp., Cyclotella nana, Phaeodactylum tricornutum, Dunaliella sp., Cymnodinium splendens, Exuviella sp., Isochrysis galbana, Ditylum sp., Navicula sp., Nitzschia sp., Clorella sp., Micromonas sp., Hemiselmis sp., Tetraselmis sp. y Prorocentrum sp. (Cook y Murphy, 1969; Rice y Williamson, 1970; Hudinaga, 1942).

El resultado de la cría de larvas depende fundamentalmente de la especie de crustáceo cultivada, sus requerimientos, mecanismos y estructuras de filtración, etc. De ésto depende la calidad y cantidad de fitoplancton a suministrar. Adémas deben tenerse en cuenta la factibilidad de obtener especies de algas que existen naturalmente en la zona de crianza, aunque pueden obtenerse cultivos puros de cepas originales de centros de investigación. De las especies usadas que han dado mejor resultado en el cultivo y alimentación de larvas citamos a S. costatum y Thalassiosira sp.

Cook y Murphy (1969) han utilizado tres métodos para el cultivo de fitoplancton, (i) obtienen agua de mar, pasada previamente a través de una malla de zooplancton de 120 μ de apertura, (ii) agua pasada a través de membrana de filtro de 0,8 μ, y (iii) varias especies de diatomeas cultivadas en tubos de 75 ml con adición de diferentes medios de enriquecimiento.

En nuestros experimentos, el método más usado para el cultivo de Skeletonema sp. es el filtrado de agua de mar, con el agregado de los siguientes nutrientes por 100 l de agua, según la fórmula de Cook y Murphy:

1,0 g - NO3K

0,5 g - PO4HNa2

0,5 g - EDTA

Vitamina B12

El alga Skeletonema ha sido, casi siempre dominante sobre otras algas, aunque en cultivos mixtos han aparecido ritmos de sucesiones de distintas especies de algas.

2.6.2 Zooplancton: Obtención y cultivo. La gran mayoría de las larvas de los crustáceos se alimentan de zooplancton durante parte o toda la vida larval. El tipo de plantonte más comúnmente usado en la cría artificial de los crustáceos es Artemia salina. Larvas de ésta se obtienen a partir de huevos desecados, los cuales son hidratados en recipientes que contienen agua salobre, con aireación, y son mantenidos a temperaturas cercanas a 24°C. Al cabo de 24 horas, nacen los nauplii.

Diversas larvas de crustáceos que se nutren de zooplancton no ingieren larvas de Artemia debido al gran tamaño de éstas. Es aconsejable, en esos casos, el cultivo de protozoos o de larvas de otros invertebrados (especialmente moluscos o equinodermos) de tamaño pequeño.

Hasta el presente la alimentación de larvas con Artemia salina es costosa, especialmente en aquellos países donde dicho alimento debe importarse, pero hasta el momento es el único tipo de alimento natural que asegura un buen rendimiento, no provoca problema de competencia ni predación si se dispone de cantidades adecuadas a las necesidades y en poco tiempo.

2.6.3 Alimento natural fresco y alimento balanceado seco. La etapa de postlarvas, y sobre todo de juveniles de los crustáceos, presenta requerimientos alimenticios distintos a los de la fase larval por los cambios de la morfología del aparato y piezas bucales de los juveniles. Las postlarvas de peneidos, en su primer período, aceptan diversos componentes del zooplancton, dando muy buen resultado el suministro de larvas de A. salina. Los juveniles, cuya talla es variable según la especie, generalmente miden más de 10 mm de longitud, y requieren otro tipo de alimento con mayor contenido proteínico y vitamínico. A tal fin puede suministrarse carne de moluscos pelecípodos (por ejemplo, mitílidos) triturada, o carne de pescado fresco o camarón. También puede usarse carne macerada de camarón. En el cultivo de crustáceos en laboratorio, es útil y práctico el suministro de alimento “balanceado” similar al que se utiliza para peces de acuario.

Ultimamente, los criaderos de camarones, suministran un alimento desocado en forma granular, llamado “pellets” en inglés (pildorillas). Estas pildorillas contienen ingredientes químicos definidos, además de productos naturales, teniendo un complemento de nutrientes, incluyendo minerales y vitaminas y además varias raciones de harina de crustáceos y de pescado, proteína hidrolizada, etc. (Sick et al., 1972). También poseen un olor muy característico que atrae a los animales, y se hidratan en contacto con el agua. Su costo es relativamente bajo en comparación con el alimento para peces, por lo que son recomendables para cultivos masivos de crustáceos, especialmente camarones. Con estas dietas alimenticias se logra un buen resultado que se manifiesta en un crecimiento adecuado en las tallas, pesos y sabor de la carne.

3. DESARROLLO DEL CULTIVO DE CRUSTACEOS EN AMERICA LATINA

3.1 Antecedentes

El cultivo de crustáceos es un campo poco desarrollado en América Latina. Diversos son los motivos de tal limitación. La puesta en marcha de una planta piloto requiere fuertes sumas de dinero que no todos los países en vías de desarrollo están en condiciones de aportar, máxime cuando no puede asegurarse aún el buen éxito de esta empresa en términos económicos. Por

otra parte, la posibilidad de obtener cultivos de crustáceos en gran escala está condicionada por el hecho de poder lograr el desarrollo de la especie en condiciones favorables y obtener un número elevado de ejemplares, en un plazo de tiempo corto y con el menor costo posible. Esto requiere estudios previos en condiciones controladas de laboratorio.

En los últimos diez años, en América Latina ha tenido auge el desarrollo de líneas de investigación dedicadas al estudio del desarrollo larval y metamorfosis de crustáceos decápodos. En América Latina sólo dos países han desarrollado en forma continua y permenente estudios de esta naturaleza: Argentina y Chile, aunque existen también contribuciones de otros países sobre el tema (México, Cuba) (Cabrera, 1965; Baisre, 1966).

En la actualidad hay otros países que se han dedicado a este estudio y principalmente al cultivo de especies de crustáceos de interés comercial. Este hecho se ve reflejado por el gran desarrollo logrado en los últimos años en el cultivo de diversas especies de camarones en Brasil (Río de Janeiro, Fortaleza, Ceará), Perú, México y Cuba. La mayoría de estos trabajos están aún en experimentación y lamentablemente no existen detalles de los mismos publicados, por lo que brindaremos una reseña obtenida de información epistolar personal con investigadores e instituciones de esos países.

3.2 Especies cultivadas

3.2.1 Brachyura (cangrejos, jaibas, sirí, etc.). Hay varias especies de cangrejos comestibles en América Latina. Las principales de importancia comercial, pertenecen a la familia Portunidae, Callinectes sapidus, C. bocourti (Venezuela, Brasil), Ovalipes trimaculatus (Argentina, Uruguay, Brasil), Ocypode sp. (Perú, Chile).

Ciclo biológico: Las hembras grávidas de los cangrejos braquiuros llevan los huevos sujetos a los pleópodos en cantidades que a veces superan los 500 000 huevos y que dan nacimiento a larvas planctónicas. Algunas especies de cangrejos, especialmente de agua dulce, han suprimido la etapa larval libre, naciendo en estado de postlarva o juvenil. La mayoría de los cangrejos presentan un desarrollo larval caracterizado por poseer un estadio inicial planctónico con una larva zoea, y una fase postlarval o megalopa de hábitos nadadores y bentónica. El alimento de las larvas y postlarvas se basa fundamentalmente en zooplancton, aunque algunas especies con larvas pequeñas requieren fitoplancton u otro tipo de alimento.

Estado actual del cultivo en América Latina: En América Latina no existen cultivos de cangrejos a nivel comercial a partir de hembras grávidas. Existen diversos trabajos de laboratorio. Ello ha permitido conocer el desarrollo larval, la metamorfosis y requerimientos de varias especies de cangrejos en Argentina, Chile y México, pero no se han desarrollado técnicas de cultivo a escala comercial. En Venezuela especialmente la Fundación Los Roques, realiza el desarrollo larval y engorde del “cangrejo moro” (Caprilus corallinus) con el fin de exportarlo a Puerto Rico, donde es muy apreciada su carne.

3.2.2 Anomura (centollas, muy-muy, etc.). Al igual que los cangrejos braquiuros, los Anomura representan un número muy pequeno de especies sometidas a explotación comercial. Algunas de ellas son de gran valor y representan recursos económicos muy importantes, tal es el caso de la centolla, Lithodes antarctious, que habita las aguas patagónico-fueguinas argentino-chilenas. El langostino amarillo, Cervimunida johni, y el langostino zanahoria, Pleuroncodes monodon, en Chile, son también explotados masivamente. Los muy-muy, Emerita analoga, en

Perú, sólo representan consumos aislados en fresco, destinando gran parte a la industria de reducción para harinas, como los bogavantes del género Munida y formas afines.

Ciclo biológico: Las hembras grávidas llevan varios miles de huevos en los pleópodos. La larva planctónica se denomina zoea y se alimenta de plancton. Las postlarvas o glaucothoe son de hábitos bentónicos o pelágicos.

Estado actual del cultivo en América Latina: Se conocen el desarrollo larval y la metamorfosis de varias especies de anomuros de aguas del Atlántico Sudoccidental de Argentina y del Pacífico Sudoriental de Chile. Especialmente la centolla, L. antarcticus (Campodónico, 1971) y del langostino zanahoria, P. monodon (Fagetti y Campodónico, 1971). Se conoce la larva del langostino amarillo, C. johni (Fagetti, 1960) y del muy-muy, E. analoga (Johnson y Lewis, 1942). Ninguno de estos estudics ha tenido por objeto desarrollar cultivos en gran escala.

3.2.3 Macrura (langostas). Dentro de este grupo, se encuentran la mayoría de los crustáceos marinos y de agua dulce conocidos vulgarmente con el nombre de “langostas”, representando una fuente muy importante de ingresos económicos en los países que los exportan hacia mercados internacionales.

Existen varias especies explotadas comercialmente en América Latina siendo las más importantes: Panulirus argus, P. guttatus, P. laevicauda (Venezuela, Brasil, Cuba), P. inflatus (México), P. gracilis (México hasta Perú, Ecuador e Islas Galápagos), P. penicillatus (I. Galápagos), Jasus frontalis (Archipiélago Juan Fernández, Chile), Evibacus princoes (Panamá y México) y Scillarides aequinoctialis (Venezuela, Brasil y Cuba).

Ciclo biológico: Las hembras grávidas llevan varios miles de huevos en los pleópodos. La incubación de los huevos dura varias semanas o meses, tras los cuales nace la larva phyllosoma, característica de la superfamilia Scyllaridae y que presenta una forma achatada, muy transparente y que puede medir varios centímetros. El tiempo de desarrollo es muy largo, compuesto de varios estadios planctónicos separados por mudas y la metamorfosis se completa en varios meses, llegando hasta casi un año, dependiendo de la especie. La postlarva es un animal parecido al adulto y de hábitos bentónicos con la forma de una pequeña langosta que recibe el nombre de puerulus en las especies de la famila Palinuridae y de nisto en la familia Scyllaridae.

Estado actual del cultivo en América Latina: Son pocas las especies de langostas de las que se ha realizado el desarrollo larval en América Latina. Ello se ha debido a la dificultad en llevar a cabo con éxito la metamorfosis. Se conocen las larvas y el desarrollo larval de la langosta Scyllarus americanus (Baisre, 1966; Robertson, 1968), de P. argus (Lewis, 1951; Feliciano, 1956; Cobo et al., 1972), y P. interruptus y P. gracilis (Johnson, 1956, 1960). Sólo tenemos noticias de la Fundación Los Roques de Venezuela, que realiza el desarrollo larval y engorde de juveniles de langosta P. argus.

No se ha logrado el cultivo en gran escala, principalmente por la duración del desarrollo y metamorfosis, causada por los problemas de alimentación de la larva phyllosoma y por el crecimiento lento que caracteriza a estos animales en la etapa de juvenil hasta alcanzar tallas comerciales.

3.2.4 Penaeidea (camarones, camarão, langostinos, gambas, etc.). Los peneidos son el grupo de crustáceos que ha recibido mayor atención en experiencias de cultivos, pues son especies

económicamente muy importantes y representan los crustáceos comestibles de mayor demanda por la calidad de sus carnes.

La mayoría de los países latinoamericanos explotan una o varias especies de camarones, y dentro de las más importantes pueden mencionarse (Holthuis y Rosa, 1965): el camarón argentino, A. longinaris, el langostino, H. muelleri, la gamba, H. diomedae, el “royal red shrimp”, H. robustus, el camarón siete barbas, Xiphopenaeus kroyeri, el camarón pardo, Penaeus astecus, el camarón rosa, P. brasiliensis, el camarón café, P. californiensis, el camarón rosa, P. duorarum, el camarón blanco, P. occidentalis, el camarón legítimo, P. schmitti, el “blue shrimp”, P. stylirostris, el “white shrimp”, P. vannamei, el titi, X. riveti, y los camarón tigre, Trachypenaeus byrdi y T. faoea.

Especie

Países

Argentina

Bahamas

Brasil

Colombia

Costa Rica

Cuba

Chile

Ecuador

El Salvador

Guatemala

Guayana

Británica

G. Francesa

Haití

Honduras

H. Británica

México

Nicaragua

Panamá

Perú

Puerto Rico

República Do

minicana

Surinam

Uruguay

Venezuela

Artemesia longinaris

X X X

Hymenopenaeus muelleri

X X X

H. diomedae

X X

H. robustus

X X X

Xiphopenaeus kroyeri

X X X X X X X

Penaeus aztecus

X X X X X X X X X X X X

P. brasiliensis

X X X X X X X X X

P. X

californiensis

P. duorarum

X X X X X X X X X X X X

P. occidentalis

X X X X X X X

P. schmitti

X X X X X X X X

P. stylirostris

X X X X X X X X X X

P. vannamei

X X X X X X

Xiphopenaeus riveti

X X

Trachypenaeus byrdi

X X

T. faoea

X

Ciclo biológico: El desarrollo larval y metamorfosis de los peneidos se logra en unos 15–30 días, según la especie, la temperatura, y el tipo de alimento suministrado. Tal desarrollo se compone de una sucesión de varias formas larvales planctónicas muy características en la morfología y sus requerimientos. Las hembras de los camarones liberan los huevos en al agua de mar. Tras 12–24 horas de desarrollo embrionario nace la larva nauplius. Esta larva posee trez pares de apéndices, y no recibe alimento del medio externo, nutriéndose del vitelo. Posee varios estadios cuyo número oscila entre 5–8 según la especie. El segundo estadio larval o protozoea se comporta como un típico consumidor primario, y se nutre de fitoplancton. Presenta tres sub-estadios característicos. La tercera fase larval se denomina mysis y se comporta como un consumidor secundario, alimentándose de zooplancton. Este estadio presenta generalmente 3–4 sub-estadios. La metamoríosis se completa con la aparición de la postlarva, muy similar ya a los camarones adultos, pero sin diferenciación de los caracteres sexuales secundarios. En ciertos casos, entre las mysis y postlarvas suele presentarse un estadio con caracteres intermedios entre ambas, denominados postmysis o mysis-postlarva.

La mayoría de los camarones peneidos marinos desovan en el mar. Las larvas crecen y se desarrollan en el mar abierto, migrando en forma paulatina hacia la costa en la medida que alcanzan el estado de postlarva. Las postlarvas y juveniles de varias especies permanecen en las áreas estuarinas de baja salinidad, hasta la madurez, y retornan nuevamente al mar abierto.

De aquí puede inferirse que existe una relación muy estrecha entre las características de baja salinidad de los estuarios y las postlarvas y juveniles de los peneidos.

Estado actual del cultivo en América Latina: Para realizar el cultivo de camarones deben obtenerse las hembras grávidas directamente del mar. Hasta la fecha no ha sido factible lograr el desarrollo gonodal hasta la madurez total en ambientes cerrados. Después de su captura, las hembras son depositadas inmediatamente en recipientes con agua de mar circulante en forma continuada. Esto puede combinarse con cambio continuo del agua de mar en la embarcación de pesca, o con mantenimiento de los ejembplares maduros en cajas de tergopol con hielo hasta su llegada al laboratorio o estanques de cultivo. Esta precaución debe tomarse, especialmente en zonas con temperatura ambiente muy elevada, ya que de no hacerlo así podría ocurrir un desove prematuro. Debe aclararse que no es necesaria la presencia simultánea de ambos sexos para asegurar el desove, ya que las hembras están fecundadas por los machos en un alto porcentaje que, en algunos casos, llega hasta 95–100 por ciento, según la especie y la época (Christiansen y Scelzo, 1971).

Por tratarse de especies de alto valor y de crecimiento rápido, ha sido el grupo en que mayores logros se han obtenido en términos de cultivo. En América Latina se han intensificado las técnicas de cultivo siguiendo fundamentalmente los métodos enumerados anteriormente. Algunos países han realizado el cultivo en laboratorio a partir de desoves (Argentina, Venezuela, Cuba), mientras que otros países han obtenido directamente postlarvas y juveniles del plancton, o aprovechado las grandes diferencias de mareas y las migraciones de los ejemplares hacia áreas estuarinas (Perú). En este último caso los ejemplares se mantienen en estanques litorales hasta su ulterior crecimiento y engorde en forma natural y artificial. En América Latina aún no podemos hablar de una producción real de camarones o formas afines, cultivados con destino a la alimentación humana.

En Argentina se estudia el cultivo de laboratorio del camarón A. longinaris (Boschi y Scelzo, en prensa) y del langostino H. muelleri. Hasta la fecha las experiencias se han realizado utilizando acuarios y piletas interiores de hasta 100 l de capacidad, y con los que se han obtenido ejemplares de 70 mm de longitud en procos meses.

En Venezuela se han realizado experiencias de cultivo, crecimiento, y engorde de postlarvas de los camarones Penaeus brasiliensis, P. aztecus, P. duorarum y P. schmitti en acuarios y recipientes de hasta 70 l de capacidad (García Pinto, 1971). El material fue obtenido del plancton de la región a partir del estado de postlarva. Además se realiza el cultivo de P. schmitti a partir de hembras grávidas y desoves en acuarios interiores. En Cumaná también se realizan experiencias similares con P. brasiliensis.

En Brasil existen varias localidades en las que se llevan a cabo cultivos de camarones. En Santa Catarina se realizan cultivos de Xiphopenaeus kroyeri y de P. schmitti a partir de hembras fecundadas. Las experiencias se realizan en acuarios de 90–100 l de capacidad y en cajas de cemento hasta 500 l. Además se efectúa la cría y el crecimiento de postlarvas y juveniles de P. schmitti y P. aztecus en estanques exteriores de 2 100 a 7 000 m3. Las postlarvas y juveniles se capturaron en el mar y se llevaron a los estanques (Ser.Ext. Pesca, 1972). En Natal (Fortaleza) se está terminando de construir un criadero de camarones (Anónimo, 1974), y se están realizando experiencias de crías de postlarvas y juveniles obtenidos del mar por las corrientes de mareas de las especies P. schmitti y P. brasiliensis. En Itamaracá (Pernambuco) se cultiva P. stylirostris a partir de postlarvas obtenidas de los EE.UU., y este trabajo se realiza en el Laboratorio del Mar de la Universidad Federal Rural de

Pernambuco. En Río de Janeiro se crían y se cultivan camarones a partir de hembras fecundadas de P. schmitti.

En Honduras se cultivan las especies Penaeus aztecus, P. californiensis, P. duorarum, P. setiferus y P. occidentalis. Se realiza el engorde de postlarvas de estas especies que son importadas desde los EE.UU. También se crían P. schmitti que han sido capturadas en las cañerías del filtrado de agua (Broom, 1972).

En el Perú se realiza el cultivo y cría de camarones en estanques exteriores. Las postlarvas son obtenidas principalmente aprovechando las migraciones que realizan en las grandes mareas en la zona de Tumbes. Estos estudios, realizados con el apoyo del Ministerio de Pesquerías, son efectuados sobre las especies Penaeus vannamei y P. stylirostris (Ancieta Calderón, 1974).

3.2.5 Caridea (camarones de mar y de agua dulce). Los camarones carídeos, conjuntamente con los peneidos, se consideran de gran importancia comercial. Dentro de este grupo se ubica una amplia variedad de formas marinas y de agua dulce.

Entre los carídeos marinos sujetos a explotación comercial en América Latina, podemos mencionar (según Holtuis y Rosa, 1965): el camarón nylon, Heterocarpus reedi (Chile), Palaemon schmitti (Guayanas), el “grass shrimp”, Palaemonetes vulgaris (México), el “cock shrimp” o kaka, Hyppolysmata oplophoroides (Guayanas y Brasil), y el camarón, Crangon nigromaculata (México). Entre las especies de agua dulce se destacan: Atya scabra (México) Costa Rica, Panamá, Nicaragua, Cuba, Haití, Puerto Rico, Venezuela y Perú), el camarón de agua dulce, Macrobrachium acanthurus (México, Panamá, Nicaragua, Honduras, Cuba, Haití, Rep. Dominicana, Puerto Rico, Martinica, Colombia, Venezuela, Guayanas, Surinam y Brasil), M. carcinus (México, Guatemala, Costa Rica, Panamá, Nicaragua, Cuba, Haití, Rep. Dominicana, Puerto Rico, Martinica, Colombia, Venezuela, Guayanas, Surinam, Ecuador, Perú y Brasil), M. amazonicus (Venezuela, Guayanas, Surinam, Ecuador, Perú, Brasil, Bolivia y Paraguay), el aratanita, M. olfersii (México, Guatemala, Panamá, Nicaragua, Colombia, Venezuela, Guayanas, Surinam y Brasil), M. americanum (desde EE.UU. hasta Perú) y Cryphiops caementarius (Perú, Chile).

Ciclo biológico: Como otros decápodos, excepto los camarones peneidos, las hembras de los carídeos llevan los huevos fecundados en los pleópodos. El número de huevos depende de la especie y del tipo de desarrollo, variando desde algunas decenas hasta varios miles, y siendo el desarrollo abreviado en aquellas especies de huevos grandes y poco numerosos. El desarrollo embrionario transcurre en períodos variables de tiempo según la especie, tipo de desarrollo, temperatura del medio ambiente, pero en términos generales oscila entre uno y dos meses. Las especies de agua dulce suelen presentar migraciones reproductivas durante el período de incubación del huevo. Las hembras grávidas realizan la migración hacia aguas salobres y en las desembocaduras de los ríos, donde tiene lugar la eclosión de las larvas o zoeas, éstas se alimentan de fito o zooplancton y cuando terminan la metamorfosis, en la etapa de juveniles, con tallas de más de 10–15 mm, migran nuevamente hacia las aguas dulces (Hernández, 1972; Tello Riojas, 1972). El número de estadios larvales varía considerablemente con las especies, oscilando entre 3 y 12. Algunas especies de agua dulce presentan el desarrollo larval abreviado, naciendo casi en estado de postlarva (Boschi, 1961).

Estado actual del cultivo en América Latina: En algunas especies de carídeos se ha logrado obtener el desarrollo completo en el laboratorio y en un número muy reducido de especies se

han desarrollado técnicas de cultivo. Dentro de las especies que habitan en América Latina, se conocen las larvas del camarón de agua dulce argentino, Palaemonetes argentinus y de Macrobrachium borellii (Boschi, 1961). Recientemente Menú-Marque (1973) logró el desarrollo larval completo de P. argentinus en el laboratorio. Ambas especies son de pequeño tamaño. También se obtuvo el desarrollo completo de Macrobrachium carcinus (Lewis y Ward, 1965; Choudhury, 1970) y de M. acanthurus (Choudhury, op.cit.).

En Venezuela se están intensificando las téonicas de cultivo de M. carcinus y otras especies de carídeos de aguas salobres; en Colombia también se realizan estudios para lograr el cultivo y cría de las especies del género Macrobrachium que allí habitan; estas tareas están a cargo del Proyecto de Desarrollo Pesquero y de INDEREN y en Bahía, Brasil, se ha establecido una nueva Estación de Piscicultura para el cultivo del camarón M. amazonicus (Anónimo, 1974). Asimismo en Chile se están realizando estudios sobre el desarrollo larval del camarón nylon Heterocarpus reedi a cargo del Departamento de Biología Marina y Oceanografía de la Universidad Católica de Valparaíso; estas tareas aún están en etapa de laboratorio.

En Perú se conocen detalles de la cría del camarón de agua dulce Cryphiops caementarius (Hernández, 1972). En dicho trabajo se dan detalles de la construcción de estanques para la crianza, características del terreno, condiciones ambientales más propicias para el cultivo. La mayor información proviene de la cría de ejemplares juveniles de tallas superiores a los 16 mm y que han sido obtenidos directamente de la pesca en los ríos peruanos. Sobre la misma especie, merece citarse el trabajo de Tello Riojas (1972) sobre las experiencias logradas sobre el cultivo de larvas, alimentación de juveniles y adultos, canibalismo, crecimiento, etc. Estas experiencias se han llevado a cabo, principalmente, en la Estación de Pesquerías de Camaná en el año 1970. También se realizan cultivos experimentales sobre M. acanthurus en Perú y México (Jhingran y Gopalakrishnan, 1974). En México, además, se realizan cultivos experimentales sobre M. americanum, habiéndose obtenido ejemplares machos hasta 450 g de peso y hembras hasta 225 g (Jhingran y Gopalakrishnan, 1974).

4. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

Como colofón a lo anteriormente expuesto podemos indicar dos caminos para lograr el cultivo de crustáceos:

a. de larvas obtenidas partiendo de desoves en laboratorio, criándolas en condiciones controladas adecuadas a sus requerimientos, y

b. la cría y engorde de postlarvas y juveniles, obtenidos del ambiente natural; esto se traduce en resultados positivos a corto plazo, con escasas inversiones y conocimientos, ya que se habrá evitado un paso muy delicado en la supervivencia de la especie: el desarrollo larval.

Lox próximos pasos que deberán darse en el cultivo y cría de crustáceos en América Latina, deberán basarse fundamentalmente en el conocimiento de:

i. los requerimientos ambientales y límites vitales de cada especie y control del medio ambiente en cuanto a sus propiedades físioas, químicas y bióticas, dando lugar a la creación o a la obtención de un habitat apropiado al cultivo y cría;

ii. la obtención de alimento apropiado. En lo posible utilizar plancton proveniente de áreas naturales próximas a los lugares donde se realizan las experiencias de cultivo y con

destino a la alimentación de las larvas. Igual consideración debe hacerse con el alimento para las postlarvas y juveniles.

En cuanto a las especies factibles de cultivar, es nuestro criterio que dentro de los peneidos marinos y carídeos de agua dulce se encuentran las especies que mayor beneficio puedan brindar a corto plazo, dado que son un grupo de especies cuya biología es bastante conocida, de crecimiento rápido, y su carne alcansa un alto valor y aceptación en el mercado. Deben continuarse los estudios sobre otras especies, aunque la posibilidad de cultivarlas actualmente se ve limitada por múltiples factores, como crecimiento lento, relativa aceptación en el mercado de consumo, etc. O sea, debe considerarse la posibilidad de su cultivo a largo plazo.

También deben iniciarseo profundizar las experiencias y estudios en relación a las distintas enfermedades que puedan contraer las especies que se cultivan, y al mismo tiempo iniciar estudios sobre la manipulación y modificaciones genéticas de las mismas, tratando de obtener razas o sub-especies más adaptadas y acordes a las necesidades de cultivo; es decir, realizar estudios sobre la selección de formas con crecimiento más acelerado, con sabor y color más aceptable, que alcancen tallas mayores a las conocidas o que logren tallas comerciales en el menor lapso de tiempo posible y que sean resistentes a las enfermedades.

No debe descartarse la posibilidad de introducir especies exóticas para cultivo, pero para ello deben contarse con varias condiciones de control, entre las cuales merecen citarse:

a. que sean especies probadamente útiles en términos de cultivo yb. que no provoquen desequilibrios en términos de competencia con especies autóctonas,

etc.

Consideramos que no es recomendable se inicien trabajos de gran envergadura sin antes haber realizado estudios previos en condiciones de control en laboratorio y en pequeña escala, sobre la cual se habrán sentado las bases mínimas para asegurar el éxito del buen funcionamiento de una Estación de Acuicultura con los resultados deseados.

5. LISTA DE ESPECIES CULTIVABLES Y ESTADO DE CONOCIMIENTO DE LAS DISTINTAS ETAPAS

Especie País Tipo de cultivo y cría

BRACHYURA

Caprilus corallinus VenezuelaDesarrollo larval en laboratorio y engorde de juveniles

Ovalipes trimaculatus Argentina Desarrollo larval en laboratorio

ANOMURA

Lithodes antarcticus Chile Desarrollo larval en laboratorio

Pleuroncodes monodon

Chile Desarrollo larval en laboratorio

Cervimunida johni Chile Larvas en laboratorio

Emerita analoga EE.UU. Desarrollo larval en laboratorio

MACRURA

Scyllarus americanus Cuba Larvas planctónicas

EE.UU. Desarrollo larval en laboratorio

Panulirus argus VenezuelaDesarrollo larval en laboratorio y engorde en estanques exteriores

Puerto Rico

Desarrollo larval en laboratorio

EE.UU. Desarrollo larval en laboratorio

P. interruptus EE.UU. Desarrollo larval en laboratorio

P. gracilis EE.UU. Desarrollo larval en laboratorio

PENAEIDAE

Artemesia longinaris Argentina Desarrollo larval y cultivo en laboratorio

Hymenopenaeus muelleri

Argentina Desarrollo larval y cultivo en laboratorio

Penaeus brasiliensis VenezuelaDesarrollo larval y cultivo en laboratorio y engorde de juveniles

BrasilDesarrollo larval en laboratorio y engorde de juveniles

P. aztecus VenezuelaDesarrollo larval en laboratorio y engorde de juveniles

Brasil Desarrollo larval y cultivo exterior

Honduras Cultivo exterior

P. duorarum VenesuelaDesarrollo larval en laboratorio y engorde de juveniles

Honduras Cultivo exterior y engorde de juveniles

P. schmitti VenezuelaDesarrollo larval y cultivo en laboratorio y engorde de juveniles

BrasilDesarrollo larval y cultivo en laboratorio y engorde de juveniles

Honduras Cultivo exterior y engorde de juveniles

P. stylirostris Brasil Engorde de postlarvas y juveniles

HondurasEngorde de postlarvas y juveniles en estanques exteriores

PerúEngorde de postlarvas y juveniles en estanques exteriores

P. californiensis Honduras Cultivo y engorde de juveniles

P. setiferus Honduras Cultivo y engorde de juveniles

P. occidentalis Honduras Cultivo y engorde de juveniles

P. vannamei PerúEngorde de postlarvas y juveniles en estanques exteriores

Xiphopenaeus kroyeri Brasil Cultivo y desarrollo larval en laboratorio

CARIDEA

Macrobrachium carcinus

EE.UU. Desarrollo larval en laboratorio

Venezuela Desarrollo larval y cultivo

Macrobrachium sp. Venezuela Cultivo y engorde juveniles

Colombia Cultivo y engorde juveniles

M. amazonicus Brasil Cría y cultivo

M. acanthurus Perú Cultivo y engorde de juveniles

México Cultivo y engorde de juveniles

EE.UU. Cultivo y engorde de juveniles

M. americanum México Cría y cultivo

Cryphiops caementarius

PerúEngorde de juveniles en laboratorio y estanques exteriores

Chile Engorde de juveniles

Heterocarpus reedi Chile Desarrollo larval en laboratorio

6. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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Siembra, Manejo y Produccion de Cachamas

GENERALIDADES:

La cachama es un pez de porte relativamente grande,

ampliamente distribuido desde el Orinoco en toda la cuenca

amazónica, ha representado durante muchos años un

excelente, abundante y apetecido producto de la pesca

fluvial, principalmente en los ríos Guanare, Portuguesa,

Apure y sus afluentes Orinoco, ofertándose con apreciable

abundancia en los mercados locales y algunas ciudades de

importancia en el país.

La cachama es ampliamente conocida en los países

afluentes de la cuenca amazónica, principalmente

Colombia, Brasil, Venezuela, así como también en el Perú,

ha sido introducida a otros países como Panamá,

Guatemala, Costa Rica, Honduras y hasta en algunos países

asiáticos.

Entre las especies de cachama más importantes

económicamente, tenemos: la cachama negra o cherna

Colossoma macropomum y la cachama blanca o morocoto,

Piaractus brachypomum, en la pesca natural, se han

capturado ejemplares de hasta 45 Kgrs.

La cachama es un pez de comportamiento migratorio

(reofílico) que se desplaza cantidades de kilómetros aguas

arriba, en la época de verano en procura de mejores

condiciones para su sobrevivencia, a la vez que se prepara

para su reproducción que se cumple cíclicamente cada año

en la temporada de invierno, cuando baja con la crecida de

los ríos dejando sus huevos fertilizados en la margen de

estos y en zonas recién inundadas, donde crecerán los

alevines que permitirán mantener las poblaciones naturales

o silvestres.

Sin embargo graves problemas han surgido en los últimos

diez años, los crecimientos urbanísticos, la tala y quema

indiscriminada de nuestras cuencas, el uso de insecticidas y

venenos empleados en la agricultura, sumado a una pesca

indiscriminada, indolente, incontrolada y devastadora, ha

mermado considerable y alarmantemente las poblaciones

naturales de estas y otras especies ícticas.

La demanda de tales peces es cada vez más manifiesta por

la bondad y calidad de su carne, especialmente en las

poblaciones de la región amazónica y otras regiones

tropicales de Suramérica.

Los alevines de estos peces, hasta hace muy poco, eran

capturados en los ríos, esteros, tributarios y áreas recién

inundadas de nuestros llanos ya que la reproducción era

muy difícil y casi imposible en cautiverio. Brasil se convirtió

en el país pionero, al lograr después de muchos años de

infatigable labor, la reproducción artificial o inducida de la

cachama, con aplicaciones de glándulas pitituaria-hipófisis,

y una serie de hormonas estimulantes como conceptal,

primogonil, anteron, gonadotropina coriónica humana

(G.C.H.), etc.

En Venezuela se comienzan los ensayos en reproducción

inducida por los años 77, coincidencialmente con Colombia

y Perú, largos años de ensayo científico ha permitido

progresos insustanciales en esta área, y nuevas

instituciones han incursionado en la producción de alevines

por métodos de inducción artificial, lo que ha permitido

desarrollar el cultivo de la cachama en cautiverio, el cual ha

crecido considerablemente en estos últimos años, logrando

aumentar cada vez más la oferta en los mercados locales y

comerciales de cachama fresca provenientes de cultivos

controlados.

PRODUCCION DE SEMILLA DE CACHAMA-ALEVINES

Reproducción Natural:

La cachama es un pez reofílico que se reproduce

anualmente en la época coincidente con las primeras

lluvias, crecidas de los ríos, zonas recién inundadas, que en

nuestro país ocurre en los meses de Mayo, Junio y Julio.

Normalmente una hembra de Colossoma desova, pone,

unos 100.000 óvulos por Kgrs de peso corporal, lo que

implica que una cachama de 10 Kgrs puede desovar

aproximadamente 1.000.000 de óvulos en una sola postura.

Se estima que en el medio silvestre o natural la

sobrevivencia desde ovulación hasta la etapa de alevines

es de 0.01 a 0.05%, implica que un desove de 1.000.000 de

óvulos sobrevivan entre 100 a 500 alevines que llegarán a

cachamas adultas. Los huevos recién desovados se dejarán

arrastrar por las aguas de los ríos ocupando las zonas

recién inundadas donde las futuras y afortunadas post-

larvas y alevines encontrarán alimento natural en

abundancia, principalmente constituido por fito y

zooplancton.

Reproducción Artificial o Inducida:

La cachama, por ser un pez de comportamiento reofílico o

migratorio, no se reproduce en condiciones de cautiverio,

de manera natural, debido a que se bloquea sus sistema

endocrino específicamente en la etapa de ovoposición,

desove.

Sin embargo con un manejo técnicamente adecuado

pueden desarrollar totalmente sus productos gonadales,

óvulos o espermatozoides según el sexo, hasta el punto

culminante de fertilización, cuando el hombre actúa

inyectándole dosis hormonales previamente calculados o

inoculando extractos de hipófisis preparada para tal fin. Los

factores externos, o sea los propios del medio ecológico,

son los factores determinantes de la maduración sexual de

un pez.

Los cambio de pluviosidad, fotoperíodo, temperatura,

oxígeno disuelto, corriente, conductividad, dureza del agua,

etc., son inicialmente detectados por el sistema nervioso

del pez. Al llegar esta información de tipo nervioso, es

recogida por el hipotálamo, que segrega y pone en

circulación un tipo de hormonas llamadas liberadoras de

gonadotropina, estas excitan directamente a la glándula

hipófisis que segrega las hormonas gonadotrópicas, las

cuales actúan sobre las gónadas encargadas de producir

finalmente las hormonas esteroides o sexuales, que

conducirán a la maduración gónada total y finalmente al

desove, donde juegan un papel principal las

prostaglandinas.

MANEJO DE REPRODUCTORES:

La cantidad de reproductores necesaria es predeterminada

por el número de alevines que se desea obtener, así como

el número de huevos, considerándose evidentemente, la

pérdida por mortalidad.

En óptimas condiciones de cautiverio para reproducción y

alevinaje artificial, se puede lograr desde un 5 a 30% de

sobrevivencia hasta la etapa de alevin, contando con una

efectividad de fecundación del 90%, un porcentaje de

eclosión de 75% y una sobrevivencia hasta larva de 65%.

Para manejarnos con estas cifras debemos proporcionar a

los reproductores las mejores condiciones tales como:

Densidad:

Se estima que la densidad conveniente mínima en

reproductores de cachama es de 1 Kg. de peso corporal por

metro cuadrado, (1 Kg./pez/m2), en lagunas

preferiblemente rectangulares, para su mejor manejo,

chequeo y captura, donde el nivel acuático se mantenga

siempre en un mínimo de 1.5 mt y no más de 2 mts de

profundidad.

Es conveniente tener una suficiente cantidad de

reproductores para atender una deseada capacidad de

producción de alevines.

Origen y cría de los reproductores

Los reproductores pueden obtenerse directamente de su

medio natural o de las mismas crías en la granja o estación,

la ventaja de disponer de reproductores en cautiverio desde

jóvenes y en condiciones favorables, es de que siempre se

dispondrá de individuos capaces de desovar en el tiempo

deseado.

ALIMENTACION:

La alimentación de los reproductores es fundamental para

obtener productos sexuales de buena calidad. En caso que

haya deficiencia en nutrientes esenciales, particularmente

aminoácidos, vitaminas y minerales, el desenvolvimiento

del huevo es fatalmente afectado en detrimento de una

buena ovulación que tiende a fracasar.

La cachama es omnívora por naturaleza, tendiente a ser

frugívora, consume frutas que caen al agua, como guayaba,

mango, jobo, guama, etc. y también es zooplanctofaga

principalmente la del género Colossoma (cachama negra).

En cautiverio se les puede suministrar un alimento

concentrado cuyos niveles proteicos no descienden del

25%, con una tasa de alimentación entre el 1 y el 1.5%.

Edad y peso:

Generalmente las cachamas alcanzan su primer desove al

3er o 4to. año de vida, en el caso de las hembras y 3 años

en los machos. Esto se manifestará con buenos resultados

si le proporcionamos las mejores condiciones ambientales.

Particularmente a nuestras experiencias, recomiendo

trabajar con reproductores entre 4-8 Kgrs de peso, se

pueden manipular más fácilmente y el gasto de hormonas

es menor (actualmente el costo de 130.000 Bs./gramo,

hipófisis de carpa).

Después de 5 años de uso esos ejemplares pueden ser

descartados y sustituidos por otros más jóvenes.

Selección para la inducción:

Los reproductores deberán ser seleccionados, descartados

aquellos que presenten deformaciones fenotípicas. No

existen dimorfismo sexual aparente en las cachamas,

excepto en la época de reproducción, cuando las hembras

se observan abultadas de abdomen y su pupila urogenital

enrojecida y ligeramente hinchada, el macho con una leve

presión en el abdomen dejará salir una gota de semen. Una

vez seleccionados deben ser pesados y colocados en

tanques de espera o de inducción.

Dosificación:

Con hipófisis de carpa (donador universal) se pueden usar

las siguientes dosis:

Hembras:

Dosis total = 3 - 4.5 mgrs de hip/Kgrs de peso

Dosis inicial = 10 a 15% de la dosis total

Dosis final = 90 a 85% de la dosis total

intervalo entre dosis = 10 - 14 horas

Machos:

Se pueden usar dos dosis coincidentes con la de las

hembras, la primera 0.5 mgrs. de hipófisis por cada Kg. de

peso y la segunda de 1 mgrs. de hipofisis por Kgrs de peso.

También se puede usar una sola dosis de 1 a 1.5 mgrs de

hip/Kgrs/peso.

Diluyente:

Puede usarse suero fisiológico al 0.9% de NaCl, a una

cantidad de 0.5 ml/Kg. de peso.

Condiciones óptimas del agua:

To 27-29oC

O2 ? 4 ppm

CO2 ? 10 ppm

Dureza ? 20 ppm

Ph 6.5 - 8

Desove:

En condiciones normales debe ocurrir a los 8 - 10 horas,

luego de la última inyección entre los 250-280 horas/grado.

Incubación:

En este proceso es muy importante la temperatura del

agua, el oxigeno disuelto. El flujo de agua depende del

tamaño de las incubadoras las cuales deben ser cónicas por

un mejor aprovechamiento del flujo del agua. En una

incubadora de 60 lts podrán colocarse entre 250 - 500 ml.

de huevos sin hidratar.

Condiciones favorables del agua en incubación.

T°C 27 - 30°C

O2 ? 4 ppm

CO2 ? 5ppm

Dureza total ? 30 ppm

Ph entre 6.5 - 8

preferiblemente clara libre de impurezas.

LARVICULTURA:

El proceso de levante de larvas puede hacerse en

laboratorio, en tanques, criadoras, acuarios o en las mismas

incubadoras. Las larvas tardarán entre 3 a 5 días para

absorber su saco vitelino o reserva propia de alimento,

según la temperatura del agua. A los 3 o 5 días se debe

alimentar con plancton o con artemia, en laboratorio, o

colocarlas directamente en lagunas preparadas para esta

fase de crecimiento.

Preparación de lagunas para la fase Post-larva alevín.

Las lagunas deben secarse totalmente y eliminar cualquier

predador presente en ellas. Para este propósito se puede

colocar cal viva en los charcos que se formen dentro de

ella.

Luego del encalado deben abonarse con estiércol bovino,

porquinasa o gallanaza a razón de 1.500-800 ó 1.200 Kgrs

por ha. respectivamente, además se debe agregar abono

inorgánico (triple 15 u otro en las relaciones normales de

N.P.K.) a razón de 30 Kgrs/ha. Luego se debe echar agua

hasta un nivel promedio de 80 cmts. La laguna puede ser

de diferentes tamaños desde 500 mts² hasta 3.000 mts².

Las post-larvas se deben sembrar a los 5 o 6 días, luego de

llenadas las lagunas donde encontrarán suficiente plancton

para su alimentación. Densidad de larvas a sembrar entre

100-500 mts3 según la proporción de alimento natural

observado. Al cabo de 10 días deberá comenzarse a

alimentar con concentrado de trucharina bien molido,

alrededor de todo la laguna.

A los 30-45 días ya tendremos alevines del tamaño de 2 a 3

gr. listos para comenzar el proceso de ceba, en lagunas

destinadas para tal fin.

PROCESO DE CULTIVO - CEBA DE CACHAMA:

Así como la producción y levante de larvas y post-larvas de

cachama, el proceso de ceba ciclo alevín hasta tamaño de

cosecha o porción, requiere de cuidados y manejo no

difíciles pero si disciplinados para garantizar el éxito de los

cultivos.

Actualmente estamos cultivando la cachama negra o

cherna y el híbrido Cachamay, obtenido en los mismos

laboratorios de la Universidad del Táchira, a través de

proceso de inducción hormonal, este híbrido es el

resultante de cruzar generalmente machos de Cachama

blanca o morocoto con hembras de Cachama negra o

cherna, los resultados han sido exitosos, alcanzando hasta

1.5 Kgrs de peso vivo en apenas 7 meses.

CONSTRUCCION DE LAGUNAS:

Definitivamente los cultivos de cachama marchan

excelentemente en estanques de tierra o lagunas, que

manejadas correctamente nos conducirán con éxito a la

etapa de cosecha.

El terreno apropiado para la construcción de lagunas debe

oscilar preferiblemente entre los 0.5 a 2% de pendiente

natural, no descartando los terrenos totalmente planos o

muy quebrados a los cuales se les haría un trabajo especial

aunque más costoso.

PREPARACION DE LAGUNA PARA SIEMBRA DE ALEVINES

Las lagunas que recibirán los alevines, deberán ser

preparadas previamente, con el fin de proporcionarles un

ambiente favorable para el desarrollo de los mismos, y a la

vez dispongan de un buen y abundante alimento natural

por lo menos al comienzo del cultivo.

Encalado: El encalado de lagunas se debe hacer

considerando la calidad del agua, generalmente se usa

cuando ésta es de carácter ácido y su PH está por debajo

de 6.5. Se recomienda un promedio de 30-50 grs.cal/mts

después del encalado se debe esperar al menos 5 días para

colocar los peces.

Abonamiento:

El abonamiento de lagunas se hace con el fin de procurar el

crecimiento de las poblaciones naturales de fito y

zooplancton, el cual constituirá el alimento principal en el

primer estadio de alevinaje de las cachamas.

Este alimento es rico en proteína, habiéndose medido

niveles de hasta 64% de proteína cruda en plancton,

procedente de lagunas abonadas con estiércol bovino en la

Estación Piscícola de la UNET en San Antonio de Caparo.

El abonamiento se debe realizar al menos 5-8 días antes de

sembrar los peces.

Porciones de abonamiento

Lagunas nuevas - Recién construidas

1. Estiércol bovino - 2.000 - 2.500 Kg./ha

2. Porquinasa - 1.000 - 1.500 Kg./ha

3. Gallinasa - 1.000 - 1.500 Kg./ha

4. Abono químico (N.P.K.) - 40 - 50 Kg./ha

Lagunas ya constituidas (con años de construidas)

1. Estiércol bovino - 1.300 - 1.500 Kg./ha

2. Porquinasa - 700 - 900 Kg./ha

3. Gallinaza - 800 - 1.300 Kg./ha

4. Abono químico (N.P.K.) - 20 - 30 Kgr/ha

Se debe tener mucho cuidado de no causar putrefacción o

eutroficación en las lagunas con un exceso de

abonamiento.Cuando se combinan dos o más abonos

orgánicos, se deben promediar la suma de las cantidades

recomendadas.

El abono químico siempre se puede usar en las

proporciones recomendadas combinado con cualquier

abono orgánico.

Las lagunas pueden seguir un régimen de abonamiento

durante todo el cultivo, con replicaciones cada 22 días y

con un tercio de las proporciones recomendadas.

Nota: Nunca se debe encalar con peces en la laguna.

Llenado de lagunas:

Una vez terminado el abonamiento, inmediatamente se

debe proceder al llenado de las lagunas y llevarlas al nivel

acuático deseado. Se recomienda que en el llenado se

produzca burbujas en el agua, esto se puede conseguir

haciendo que el chorro caiga a cierta altura de manera que

produzca choque y gane oxígeno favoreciendo su calidad.

DENSIDAD Y SIEMBRA DE ALEVINES:

La siembra de alevines se debe hacer con cierto cuidado a

manera de no proporcionales lesiones ni alteraciones

fisiológicas a los mismos.

Generalmente sembramos alevines con 3 gramos de peso

promedio, los cuales son transportados en bolsas de

plástico a razón de 250-500 por bolsa de 60 lts,

dependiendo del tiempo de transporte.

Una vez en la granja, las bolsas con los alevines se deben

colocar en la superficie del agua de las lagunas, para

procurar una nivelación entre la temperatura de la laguna y

el agua de transporte de las bolsas, esto puede lograrse en

un espacio de 10-15 minutos, luego se abren las bolsas, se

combina agua de la laguna con agua de las bolsas y al cabo

de 3 a 5 minutos se liberan los alevines en la laguna.

En nuestros ensayos realizados con piscicultores del

programa piscícola UNET hemos determinado que las

mejores densidades en los cultivos de cachama en lagunas

de agua estancada y con alimento concentrado en un 90%

es de 0.5 - 0.8 cachamas por mts, es decir que en una

laguna de 2.000 mts se podrán cultivar entre 1.000 a 1.600

cachamas, para obtener los mejores rendimientos por pez,

siempre debemos mantener los niveles acuáticos

recomendados por tanto se deben restituir el agua perdida

por evaporación o infiltración.

ALIMENTACION:

La cachama es un pez de alimentación omnívora,

principalmente planctófaga en sus primeros estadios de

vida y frugívora en sus estadios posteriores. Se adapta muy

bien al consumo de alimento concentrado o balanceado

comercial.

Es muy conveniente alimentarla con alimento específico

para peces, aunque en época de emergencia puede

alimentarse con otros alimentos como concentrados

comerciales para cerdos, pollos, etc., procurando que estos

alimentos tengan al menos un 20% de proteína. Los

híbridos de cachama o cachamay responden muy bien al

alimento concentrado, lográndose pesos de hasta 1.5 Kgrs

en 7 meses.

El alimento debe suministrarse en dos o tres raciones

diarias, con bastante calma permitiendo que el mismo no

baje al fondo de manera violenta. Generalmente se

acostumbran a comer en un lugar determinado de la

laguna. Cuando se utilizan alimentos flotantes, debe

suministrarse en dirección al recorrido del viento, de

manera que éste extienda los alimentos en la superficie de

la laguna sin que llegue tan pronto a la orilla.

Control del cultivo.

Los cultivos deben ser controlados periódicamente para

evaluar su desarrollo y observar el estado de salud y

apariencia de las cachamas y a la vez hacer los ajustes de

alimentación diaria correspondiente.

En cachama basta con hacer un muestreo cada 22 a 30

días, entre menos se molesten mejor, generalmente las

cachamas dejan de comer uno o dos días después del

muestreo, siendo más acentuado este comportamiento en

las cachamas negras que en los híbridos.

En cada muestreo se puede estimar los cálculos con un 5 a

10% de la población, procurando causar la menos molestia

posible. Las cachamas deberán ser pesadas, medidas y

observadas en su apariencia externa.

El muestreo nos permitirá conocer el peso promedio de las

cachamas, ganancia diaria de peso, conversión alimenticia,

biomasa, etc., datos que nos permitirán hacer

observaciones y recomendaciones en los cultivos.

CALIDAD Y CANTIDAD DE AGUA EN LOS CULTIVOS:

Calidad de agua: En los cultivos para peces es

indispensable mantener agua de buena calidad, esto

permitirá un crecimiento y desarrollo de los peces saludable

y satisfactorio. Esta debe estar libre de agentes químicos

mortales, como insecticidas, herbicidas, etc. o cualquier

otro contaminante nocivo. En los cultivos de cachama el

agua puede ser ligeramente turbia y los valores físicos-

químicos más importantes deben estar en los siguientes

rangos:

Aceptable Optimo

T°C 25 - 32°C 28 - 30

PH 6.5 - 9 7.5 - 8

Dureza total 40 - 150 ppm 60 - 80

Oxígeno disuelto 4 - 7 ? 5

Cantidad de Agua:

Los cultivos de cachama pueden realizarse en aguas

estancadas, siempre y cuando se mantengan los niveles

acuáticos deseables durante todo el ciclo de cultivo. En

estos casos las densidades de cultivo no debe sobrepasar

más de 0.5 cachamas por mts.

En las granjas donde exista la posibilidad de renovar agua

diariamente, los rendimientos serán mejores según el

porcentaje de agua renovado. Las densidades pueden

aumentar hasta 20 - 40 cachamas por mts3 en jaulas con

alta renovación de agua/día.

COSECHA:

Es el momento más esperado por los piscicultores, en los

cultivos de cachama manejados eficientemente puede

realizarse la cosecha a partir de los 6 meses con cachamas

que promedian pesos entre los 0.8 a 1.3 Kgrs, es muy

probable que en el séptimo mes las cachamas alcancen con

facilidad 1.5 Kgrs, los cultivos pueden planificarse a 10

meses, pero se pueden hacer cosechas parciales a partir

del 5to mes de cultivo, ya que en los mercados locales, las

cachamas se están comercializando con pesos promedios

de 700 y 800 grs., incluso de 500 grs peso que podría

lograrse al 4to. mes de cultivo.

Las cosechas parciales, consiste en cosechar un porcentaje

de la población existente, las cuales tengan mayor peso,

esto permitirá disminuir la densidad en esas lagunas en los

meses subsiguientes, permitiendo un mejor crecimiento a

las cachamas que quedan en cultivo.

Una vez capturadas las cachamas deben ser sacrificadas y

preparadas para el mercado en las mejores condiciones

higiénicas posibles.

Los precios alcanzados en las cosechas de marzo y abril

1.996 han oscilado entre 530 - 580 Bs/kilo a puerta de

laguna, la cosecha debe realizarse de manera que no

coincida con la época de captura natural, para lograr

mejores precios y lograr mayor rentabilidad en los cultivos.

La piscicultura sigue siendo una indiscutible alternativa de

producción rentable en nuestros predios agropecuarios, los

mercados locales, regionales y nacionales, siguen

recibiendo y exigiendo más pescado proveniente de los

cultivos controlados en cautiverio.

En nuestra región existe excelentes condiciones para el

desarrollo de la piscicultura, que bien puede realizarse con

fines de consumo propio o con propósitos rentables y

proyectos comerciales altamente desarrollados.

Pero siempre es necesario contar con la ayuda de un

técnico reconocido en el área, ya que el más leve descuido

puede causar serios desajustes y por ende pérdidas

económicas sustanciales en las inversiones realizadas.

UNIVERSIDAD NACIONAL EXPERIMENTAL DEL TACHIRA

UNET

DECANATO DE INVESTIGACION Y EXTENCION

PROGRAMA PISCICULTURA DE AGUAS CALIDAS