Establecimiento de un cultivo microbiano fotosintético ... · Establecimiento de un cultivo microbiano fotosintético para la remoción de materia orgánica de aguas residuales

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA DE BIOTECNOLOGÍA

Tesis denominada:

Establecimiento de un cultivo microbiano fotosintético para la remoción de materia orgánica de aguas residuales

PARA OBTENER EL TÍTULO DE INGENIERO AMBIENTAL

PRESENTA:

YÁÑEZ MENESES JULIO

DIRECTOR DE PROYECTO: Dr. Luis C. Fernández Linares

MAYO 2011

Establecimiento de un cultivo microbiano fotosintético para la remoción de materia orgánica de aguas residuales.

Julio Yáñez Meneses 1

AGRADECIMIENTOS.

Proyecto de investigación aplicada, financiado por el Instituto de Ciencia y

Tecnología del Distrito Federal (ICyTDF) y la Unidad Profesional

Interdisciplinaria de Biotecnología (UPIBI) del IPN.

Todas las palabras no son suficientes para agradecer a mi familia el estar

conmigo, apoyarme, intentar comprenderme, y darme la posibilidad de poder

salir adelante.

A mi mamá y mi hermano por ser las personas más importantes de mi vida, y a

las que les dedico el 100% de mi esfuerzo. A mi papá, por darme los consejos

más oportunos, como si leyera cuál de todos es el que necesito en ese

momento, y darme una perspectiva tan amplia y diferente de la vida.

Les agradezco a todos mis profesores, por sus enseñanzas y consejos, y

principalmente al Dr. Luis Fernández por la paciencia, dedicación,

conocimientos y dirección que hizo que este proyecto se consolidara en este

trabajo.

Incontables fueron las horas que pasamos juntos, jugando, riendo,

conversando, discutiendo, jugando y sobre todo conociéndonos; con ustedes

mi forma de pensar y ser cambió drásticamente para hacerme una mejor

persona, y aunque ya no estemos juntos, siempre seremos… los compas. Un

especial agradecimiento a Ileana Muñoz, a quien conocí en este proyecto como

compañera de trabajo, confidente y como una gran amiga. Gracias por tu

dedicación y apoyo a cada momento.

A... GRACIAS por haber estado y estar todos estos años a mi lado, has sido una

gran amiga, consejera, compañera, y pareja, me enseñaste a querer y valorar

cada vez más esta carrera.



ÍNDICE GENERAL.

1. INTRODUCCIÓN. .................................................................................................................... 3

2. ANTECEDENTES. .................................................................................................................. 4

2.1. PROBLEMÁTICA DE AGUAS RESIDUALES.................................................................................. 4

2.1.1 Parámetros de contaminación del agua residual. ........................................................ 5

2.2. TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES. .................................................................................. 6

2.2.1. Tratamiento Primario ................................................................................................... 6

2.2.2. Tratamiento secundario. .............................................................................................. 6

2.2.3. Tratamiento terciario. .................................................................................................. 7

2.3 TRATAMIENTOS BIOLÓGICOS. ................................................................................................. 7

2.4 TRATAMIENTO CON MICROORGANISMOS FOTOSINTÉTICOS. ..................................................... 10

2.4.1. Sistemas de tratamiento. ........................................................................................... 12

2.5 MICROORGANISMOS FOTOSINTÉTICOS. ................................................................................. 13

2.6 ESPECTRO DE ABSORCIÓN Y COLOR DE LAS CLOROFILAS. ...................................................... 15

2.7 REQUERIMIENTOS PARA EL CRECIMIENTO DE MICROORGANISMOS FOTOSINTÉTICOS EN EL

LABORATORIO. .......................................................................................................................... 16

3. JUSTIFICACIÓN. ................................................................................................................... 18

4. OBJETIVO GENERAL. .......................................................................................................... 19

5. OBJETIVOS PARTICULARES. ............................................................................................. 19

6. METODOLOGÍA. ................................................................................................................... 19

6.1 MUESTREO PARA LA OBTENCIÓN DEL CULTIVO MICROBIANO FOTOSINTÉTICO (INÓCULO INICIAL). 20

6.2 MEDIOS DE CULTIVO. ........................................................................................................... 20

6.3 OBTENCIÓN DEL CULTIVO FOTOSINTÉTICO. ............................................................................ 21

6.4 CRECIMIENTO EN FOTOBIORREACTORES DE 2L...................................................................... 23

6.5 DETERMINACIÓN DE PARÁMETROS FISICOQUÍMICOS AL AGUA RESIDUAL Y TRATADA. ................. 24

6.6 PRUEBAS DE DEGRADACIÓN DE MATERIA ORGÁNICA. .............................................................. 26

7. RESULTADOS ....................................................................................................................... 28

7.1 OBTENCIÓN DEL CULTIVO FOTOSINTÉTICO. ............................................................................ 29

7.2 CRECIMIENTO DE LOS CULTIVOS EN REACTORES DE 2L. ......................................................... 30

7.3 PRUEBAS DE DEGRADACIÓN DE MATERIA ORGÁNICA. .............................................................. 32

7.4 IDENTIFICACIÓN DE LOS MICROORGANISMOS PRESENTES EN EL CULTIVO MICROBIANO

FOTOSINTÉTICO. ....................................................................................................................... 41

8. ANALISIS DE RESULTADOS. .............................................................................................. 42

9. CONCLUSIONES. ................................................................................................................. 47

10. REFERENCIAS. ................................................................................................................... 48



1. INTRODUCCIÓN.

En la Zona Metropolitana de la Ciudad de México (ZMCM), existen 30 plantas de

tratamiento de aguas residuales que tratan solamente el 6% de las aguas residuales

totales (Comisión Nacional del Agua, 2007). Para disminuir la problemática del

abastecimiento del agua en la Ciudad de México, aparte de disminuir el consumo

irracional del líquido, es necesario incrementar el tratamiento del agua residual.

Una alternativa tecnológica y económicamente viable para el tratamiento de aguas

residuales es el empleo de microorganismos fotosintéticos, los cuales utilizan la luz

solar y el dióxido de carbono (CO2) atmosférico para su metabolismo (Miao y Wu.,

2005), generando oxígeno en la fase luminosa y consumiendo los contaminantes en la

fase obscura.

Las cianobacterias son microorganismos fotoautótrofos, que realizan fotosíntesis con

liberación de oxígeno. La habilidad para crecer heterotróficamente, utilizando

compuestos orgánicos como única fuente de carbono y luz como fuente de energía, es

relativamente usual en cianobacterias cultivadas. La habilidad de muchas

cianobacterias de fijar nitrógeno atmosférico les permite desarrollarse en hábitats con

poca disponibilidad de nitrógeno combinado. Sin embargo, las cianobacterias viven en

ambientes con oxígeno y lo producen durante la fotosíntesis. La nitrogenasa que es la

enzima responsable de la fijación de N2 es sensible al oxígeno. Así, algunas bacterias

filamentosas han resuelto este problema separando espacial y temporalmente el

proceso de fotosíntesis oxigénica de la fijación de nitrógeno generando células

altamente diferenciadas conocidas como heterocitos (Madigan, et al., 2004).

Los microorganismos fotosintéticos, como microalgas y cianobacterias, se han

empleado en el tratamiento de agua, desde los años 60´s, logrando tener una

valorización del tratamiento de las aguas residuales mediante el cultivo de la biomasa

vegetal con alto contenido proteico; que posteriormente puede ser aplicada para la

producción de proteínas, compuestos químicos y bioenergéticos (Ugwu, et al., 2007).

Teniendo en cuenta lo anterior, el presente trabajo propone obtener un cultivo

microbiano fotosintético, a partir de aguas tratadas que contienen este tipo de

microorganismos con la capacidad para remover eficientemente cargas orgánicas de

aguas residuales.



2. ANTECEDENTES.

2.1. Problemática de aguas residuales.

Las aguas residuales son aquellas aguas provenientes de actividades domésticas,

industriales, comerciales, agrícolas, pecuarias o de cualquier otra actividad que, por el

uso de que ha sido objeto, contiene materia orgánica y otras sustancias químicas que

alteran su calidad y composición original (GDF, 2003).

Los contaminantes de las aguas residuales son normalmente una mezcla compleja de

compuestos orgánicos e inorgánicos: excretas, residuos domésticos, gran número de

organismos vivos que son los que mantienen la actividad biológica, produciendo

fermentaciones, descomposición y degradación de la materia orgánica e inorgánica

(Crites, et al., 2001).

La Ciudad de México se enfrenta a una situación de vulnerabilidad debido a que su

fuente principal de abasto de agua, los acuíferos, está sobre explotada; además de

que las fuentes externas disponibles, por su lejanía o por la calidad del agua, son de

alto costo. Asimismo, el hecho de contar con un drenaje combinado, que transporta

simultáneamente el agua residual y pluvial, constituye un problema importante, ya que

provoca mayores problemas de contaminación aumentando el volumen de aguas

negras y exige que mayor cantidad de agua sea sujeta a tratamiento antes de su uso,

tanto para la recarga de acuíferos, como para cualquier otro tipo de procesos.

Al sistema de distribución de agua de la ZMCM, integrada por 16 delegaciones del DF,

58 municipios del Estado de México y 1 municipio del estado de Hidalgo, ingresan

alrededor de 64 m3s-1 de agua, de los cuales aproximadamente 35 m3s-1 son para el

DF y los 29 m3s-1 restantes corresponden a los municipios conurbados del Estado de

México e Hidalgo.

Del caudal suministrado al DF, 18.96 m3s-1 son extraídos de acuíferos y 1 m3s-1 es

obtenido de manantiales y del río Magdalena (fuentes internas) mientras que los

restantes 14.93 m3 proceden de fuentes externas (Cuenca del Lerma y Sistema

Cutzamala). Se estima que actualmente el volumen extraído de los acuíferos, es

aproximadamente el doble de lo que se recarga en forma natural (GDF, 2004).

De los 64 m3s-1 de agua que entran a la ZMCM, sólo alrededor de 6.5 m3s-1, se tratan y

aprovechan para el riego de áreas verdes públicas, para mantener el nivel en los



canales de Xochimilco y Tláhuac, para el llenado de lagos recreativos o para uso

industrial, sobre todo en la época de estiaje (GDF, 2004).

El poco tratamiento que se les da a las aguas en la Ciudad de México provoca una

mayor dependencia de los mantos sobreexplotados, también hay que tomar en cuenta,

que casi un 20% del agua potable que se utiliza es usada para servicios públicos

(CESPEDES, 2000), por lo que es indispensable utilizar agua tratada en estos

procesos y actividades que no requieren agua de alta calidad.

2.1.1 Parámetros de contaminación del agua residual.

El nivel de contaminación del agua es determinada a través de diferentes parámetros

como la Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO), la Demanda Química de Oxígeno

(DQO), pH, grasas aceites, concentración de sólidos, metales, NOx y PO43-. La DBO

es un parámetro que mide la cantidad de oxígeno que requieren los microorganismos

para efectuar la oxidación de la materia orgánica presente en aguas naturales y

residuales (NMX-AA-028-SCFI-2001). Mientras que la DQO, es la cantidad de materia

orgánica e inorgánica en un cuerpo de agua susceptible de ser oxidada (NMX-AA-030-

SCFI-2001), por tanto son una medida representativa de la contaminación orgánica e

inorgánica de un efluente siendo estos parámetros a controlar dentro de las distintas

normativas de vertidos.

Los compuestos nitrogenados se encuentran ampliamente distribuidos en la

naturaleza. Las fuentes de nitrógeno incluyen, además de la degradación natural de la

materia orgánica, los fertilizantes y productos de limpieza, entre otras sustancias.

Debido a que el nitrógeno es un nutriente esencial para los organismos fotosintéticos,

es importante el monitoreo y control de las descargas del mismo al ambiente, las

concentraciones elevadas de éste provoca el crecimiento desmedido de los

organismos fotosintéticos provocando la eutroficación de los cuerpos de agua.

El fósforo generalmente se encuentra en las aguas como fosfatos que provienen de

fuentes, tales como pesticidas, fertilizantes, detergentes y procesos biológicos, entre

otras. El fósforo es un nutriente esencial para el crecimiento de organismos, por lo que

la descarga de fosfatos en cuerpos de aguas puede estimular el crecimiento de macro

y microorganismos fotosintéticos en cantidades nocivas (NMX-AA-029-SCFI-2001).



2.2. Tratamiento de aguas residuales.

Los procesos de tratamiento de aguas residuales tienen como objetivo evitar la

descarga directa de ésta a cuerpos de agua limpios y disminuir la excesiva explotación

de este recurso, a través de su reuso. El tratamiento de aguas residuales consiste en

varias etapas de tratamiento (primaria, secundaria y terciaria), mediantes las cuales se

remueven y/o estabilizan los compuestos que se presentan en las descargas de aguas

residuales, involucrando procesos físicos, químicos y biológicos, los cuales remueven

los diferentes contaminantes presentes en el agua residual.

2.2.1. Tratamiento Primario

Son los tratamientos en los que predominan la aplicación de principios físico-

mecánicos. Los objetivos del tratamiento primario, son:

a) Remover materiales como arenas, gravas y residuos sólidos, que pueden interferir

con los equipos y los siguientes procesos de tratamiento.

b) Reducir la acumulación de materiales en los demás procesos del tratamiento.

c) Acondicionar el agua residual para ser tratada en las siguientes etapas de proceso

de tratamiento.

Entre los procesos más usados en este tipo de tratamiento son: trituración, filtración,

flotación, sedimentación, tamizado y homogeneización de las aguas para los

posteriores tratamientos (Estrada, 2003). El tratamiento primario elimina

aproximadamente el 30% de la DBO de las aguas residuales.

2.2.2. Tratamiento secundario.

El tratamiento secundario comprende; la conversión de materia orgánica en diferentes

gases y biomasa microbiana; la formación de coloides orgánicos así como la

subsecuente remoción de éstos, para lograr la disminución la DQO y la DBO. El

tratamiento secundario elimina hasta el 95% de la DBO (Crites, et al., 2001).

Este tipo de tratamiento tiene como objetivo estabilizar la materia orgánica, coagular y

remover los sólidos coloidales que no sedimentan. Se basan en procesos de auto

purificación naturales que ocurren en los diferentes cuerpos de agua, en los que



determinado tipo de bacterias eliminan la materia orgánica contenida en el agua

residual; y son precisamente estos procesos los que se reproducen en lo reactores

(Estrada, 2003).

Los procesos biológicos se clasifican de acuerdo al tipo de oxidación que llevan a cabo

los microorganismos responsables de la degradación de materia orgánica, dividiéndolo

así, en tratamiento aerobio, anaerobio y facultativo. Los tratamientos aerobios son

procesos que se llevan a cabo en presencia de oxígeno, que actúa como aceptor final

de electrones durante el metabolismo. Los tratamientos anaerobios ocurren en

ausencia de oxígeno, se llevan a cabo en tanques sépticos y reactores anaerobios que

tratan el agua en un sistema en ausencia de luz, oxígeno y movimiento. En éste, los

microorganismos generan energía por fermentación o por respiración anaerobia

utilizando diferentes compuestos como aceptores, nitrato (NO3-), sulfato (SO4-

2) y

dióxido de carbono (CO2) (Metcalf y Heddy, 1996).

2.2.3. Tratamiento terciario.

El tratamiento terciario es una etapa final utilizada para aumentar la calidad del agua,

haciéndola potable, de grado farmacéutico, o apta para procesos industriales en los

cuales no debe de haber presencia de ningún tipo de contaminantes tales como iones.

Se tienen procesos como destilación, ósmosis inversa, intercambio iónico, aplicación

de luz UV, cloración, entre otros, a través de los cuales se elimina del agua

componentes como iones inorgánicos relativamente simples y pequeños como el

calcio, potasio, nitrato, sulfato y fosfatos, hasta un número creciente de compuestos

complejos orgánicos sintéticos. La selección del tipo de tratamiento terciario

dependerá del uso final que se dará al agua tratada, estos procesos son de una gran

efectividad; sin embargo, de un costo más elevado.

2.3 Tratamientos biológicos.

En los tratamientos biológicos, se llevan a cabo procesos de biodegradación de la

materia orgánica, en los cuales también se puede incluir la remoción de nutrientes

como, nitratos y fosfatos. Este tipo de tratamientos llega a tener eficiencias de

remoción de hasta el 90% de los desechos biodegradables; donde la materia orgánica

constituye la fuente de energía y de carbono que necesitan los microorganismos para

su crecimiento. Además, también es necesaria la presencia de nutrientes, que

contengan los elementos esenciales para el crecimiento, especialmente los



compuestos que contengan nitrógeno y fósforo, y por último, en el caso de sistema

aerobio, la presencia de oxígeno disuelto en el agua.

Entre las operaciones que se utilizan en el tratamiento biológico están: los tratamientos

aerobios y anaerobios.

Los procesos aerobios se basan en la eliminación de los contaminantes orgánicos por

medio de procesos catabólicos para su transformación en biomasa, CO2 y H2O con la

posterior eliminación de esta nueva biomasa.

Opciones de Tratamiento Aerobio.

Sistemas Lagunares.

Son sistemas lentos de tratamiento de agua residual que imitan los procesos

naturales, se construyen lagunas donde el agua tiene elevados tiempos de retención.

Las lagunas operan a bajo costo, por lo que son idóneas para tratar grandes

volúmenes de agua y por lo que requiere grandes extensiones de terreno.

Humedales.

Utilizan vegetales superiores para el tratamiento. Están basados en la acumulación de

bacterias en el sustrato que mantienen las plantas y las raíces. Necesitan áreas muy

grandes. Sencillas de operar ya que no requieren equipo sofisticado. Son eficientes

para aguas residuales de industrias agroalimentarias y para aguas de escorrentía no

toxicas.

Sistemas de lodos activados.

Son los sistemas aerobios más utilizados. El agua pasa por un reactor en el que se

está diluyendo oxígeno mediante la aireación, generándose una gran cantidad de

bacterias que degradan la materia orgánica del agua. Estos sistemas requieren de

altas cantidades de energía para mezclar el aire que necesitan las bacterias y generan

una fuerte cantidad de lodos.

Este sistema permite una remoción de hasta un 90% de la carga orgánica.

Desventajas de este sistema es el que requiere de instalaciones costosas para lograr

una buena mezcla y aireación dentro del reactor. Por otra parte produce un mayor

volumen de lodos, con el cual se logra mayor eficiencia en el proceso, pero que

requieren de un tratamiento posterior antes de su disposición en rellenos sanitarios.



El proceso de digestión anaerobia se realiza en tanques completamente cerrados en

ausencia de oxígeno. Entre los más importantes y específicos de este proceso están

por un lado las bacterias productoras de ácidos y por otro las bacterias productoras de

metano. Las bacterias productoras de ácidos transforman la materia orgánica

compleja, en productos intermedios. Las bacterias productoras de metano actúan

sobre dichos productos intermedios transformándolos en gases y subproductos

estabilizados. El proceso que se origina es lento y requiere unas condiciones

determinadas. La primera fase del proceso se denomina fase ácida, con pH por debajo

de 6,8, la segunda fase se denomina metánica, la cual aumenta el pH a valores de 7,4,

estas bacterias son muy sensibles a los valores de pH y se inhiben con valores

inferiores a 6.

En los sistemas anaerobios las bacterias no son dependientes del oxígeno y al no

necesitarlo durante el tratamiento, no se genera gasto por agitación mecánica, por lo

que la generación de lodos es menor en comparación con el tratamiento aerobio lo

que reduce los costos de operación y tratamiento de lodos.

Existen diferentes tecnologías para el tratamiento anaerobio:

Reactor Anaerobio de Flujo Ascendente

El flujo ascendente del agua mantiene en suspensión a la masa bacteriana que forma

flóculos de fácil sedimentación, permitiendo un buen contacto entre las partículas de

materia orgánica y las bacterias, facilitando su digestión.

Filtro Anaerobio

Equipo en el que la bacteria se encuentra fija en un soporte para resistir las fuerzas

ascensionales altas. Indicado para agua residual donde las materias orgánicas en

suspensión sean mínimas y la mayor parte de la DBO5 sea por materia disuelta.

Ventajas del tratamiento anaerobio:

Baja producción de lodos.

Bajo consumo de energía.

Bajo requerimiento de nutrientes.

Posible cogeneración energética.



El tipo de tratamiento biológico a aplicar depende del tipo de agua que se desea tratar

como en el caso de:

Agua residual doméstica, el principal objetivo es disminuir el contenido

orgánico.

Aguas residuales industriales, la finalidad es reducir la concentración de

compuestos orgánicos e inorgánicos.

El uso de microorganismos fotosintéticos en el tratamiento de efluentes es un

tratamiento secundario en el cual los microorganismos fotosintéticos degradan la

materia orgánica y utilizan los compuestos inorgánicos, esto se traduce finalmente en

generación de biomasa y mejoramiento de la calidad del efluente; haciendo funcionar

el agua como medio de cultivo. Oswald (1957), introduciendo un nuevo concepto al

obtener biomasa fotosintética del tratamiento, que puede ser usada para alimento

animal, obtención de pigmentos, mejorador de suelos entre otros. Lo que finalmente se

considera como una valorización de las aguas residuales mediante el cultivo de

microorganismos fotosintéticos.

En la década de los sesentas, en Richmond, California, se desarrolló un cultivo a gran

escala, el cual desencadenó el desarrollo del cultivo masivo de microorganismos

fotosintéticos en sistemas cerrados y abiertos en diversos países.

De acuerdo a lo planteado anteriormente, el cultivo de microorganismos fotosintéticos

es una alternativa para el tratamiento de aguas residuales. Se perfila como un sistema

de tratamiento biológico de bajo costo, el cual permite además de la remoción de la

materia orgánica la remoción de nutrientes y metales pesados. Es una opción viable

para la solución de problemas de contaminación y eutroficación ocasionados por las

descargas.

2.4 Tratamiento con microorganismos fotosintéticos.

Los microorganismos fotosintéticos han sido propuestos en el tratamiento de aguas,

para la remoción de DQO, NOx, PO43- y metales pesados (Salazar, 2009). Los

microorganismos fotosintéticos se han usado en mayor cantidad en lagunas de

estabilización, donde la remoción de DBO5 se encuentra entre el 70 y 80% (Saracho,

et al., 2006).



Las microorganismos fotosintéticos asimilan cantidades significativas de nutrientes por

que requieren grandes cantidades de Nitrógeno y Fósforo para la elaboración de

proteínas, que llegan a ser del 45 al 60% del peso seco de la biomasa. También los

microorganismos fotosintéticos mejoran la inhibición de los agentes patógenos al

elevar el pH del agua (Muñoz y Guieysse, 2006).

Una aplicación que ha sido estudiada más ampliamente de los microorganismos

fotosintéticos en el tratamiento de aguas residuales, es la utilización y transformación

de los nutrientes a biomasa, con la consecuente producción de oxígeno, para mejorar

la calidad del efluente así como la disponibilidad del oxígeno para la oxidación de la

materia orgánica por parte de bacterias, mediante el ciclo de oxigenación fotosintética

de aguas residuales (Fig. 2.1).

Los principales microorganismos que se aplican para este fin son Chlorella,

Scenedesmus sp. Phormidium spp Phaeodactylum tricornutum, y Dunaliella tertiolecta.

Con los cuales en algunos casos la remoción de nutrientes ha sido mayor del 90%.

Figura 2.1 Ciclo de oxigenación fotosintética de aguas residuales (Muñoz, 2006).

Así mismo, se ha demostrado la oxidación de compuestos orgánicos como glucosa

(Miao y Wu, 2005) (Xu, et al., 2006) e Hidrocarburos Policiclícos Aromáticos por las

microalgas: Prototheca zopfii, Selenastrum capricornutum, Scenedesmus acutus,

Ankistrodesmus braunii, Chlamydomonas ulvaensis, Chlorella pyrenoidosa,

Scenedesmus brasiliensis, Euglena gracilis y las cianobacterias Anabaena cylindrica,

Phormidium foveolarum, Oscillatoria sp.y Agmenellum quadruplicatum, han mostrado

ser eficientes para degradar diversos compuestos orgánicos como fenoles, naftaleno y

derivados del petróleo (Ferrera , et al, 2006), teniendo porcentajes de biodegradación

de hasta el 80 % (Cerniglia, et al., 1980) (Semple y Cain 1996).

CO2

Fotosíntesis de

microalgas

O2

Oxidación

bacteriana Materia

orgánica

.

Luz

Biomasa



2.4.1. Sistemas de tratamiento.

Existen dos sistemas básicos para la producción de microorganismos fotosintéticos

(Grobbelaar, 2000), los sistemas abiertos en los que el cultivo está expuesto a la

atmósfera y los sistemas cerrados, denominados fotobiorreactores, en los que el

cultivo tiene poco o ningún contacto con la atmósfera.

La mayoría de los sistemas abiertos, solo permiten alcanzar concentraciones de

biomasa de 0.7 gL-1 (base seca); entre los diferentes sistemas, destacan:

a) Estanque no aireado: Es un sistema muy simple, de poca profundidad, que

presenta bajas eficiencias y difícil recuperación de la biomasa fotosintética.

b) Estanque aireado. Es un sistema más complejo de oxidación, el cual tiene un

mecanismo de aireación, por lo que aumenta la oxigenación, presentando de

esta manera una mayor eficiencia y recuperación de la biomasa por filtración

en grava.

c) Lagunas de oxidación. Son poco profundas (entre 30 y 60 cm), con

mecanismos de aireación y agitación, los cuales favorecen el crecimiento de

los microorganismo fotosintéticos. Este sistema favorece la degradación

microbiana, ocasionado por el incremento en la oxigenación, lo cual provoca la

proliferación de microalgas, y por lo tanto, aumenta la eficiencia global del

tratamiento de las aguas residuales.

d) Lagunas de tasa de oxidación alta. Es un diseño similar al anterior, el cual se

aplica a las aguas residuales con tratamiento secundario, siendo estas

inoculadas con altas densidades de microalgas; en la cual se obtiene una

biomasa mixta, la cual aumenta la tasa de oxidación, la tasa de remoción y por

lo tanto la eficiencia global del sistema (Salazar, 2005).

Los fotobiorreactores, son sistemas cerrados, en los que el cultivo tiene poco o ningún

contacto con la atmósfera. Construidos con materiales transparentes como vidrio y

policarbonato, para facilitar el paso de la luz, y exponer a los microorganismos a una

mayor área de contacto en un menor espacio de terreno (Muñoz, 2006).



La baja eficiencia de los sistemas abiertos, y las grandes superficies de tierra

necesarias para la construcción de los sistemas abiertos estimularon el desarrollo de

fotobiorreactores. En la última década los fotobiorreactores tubulares (Fig. 2.2 e) y de

placas planas (Fig. 2.2 b), entre otros, (Fig. 2.2) han recibido mucha atención, debido a

su diseño que facilita el control de parámetros como luz, aireación, agitación y

temperatura, permitiendo establecer cultivos de alta densidad celular (Ugwu, et al.,

2007) de 2 gL-1 a 8 gL-1 (Pulz, 2001). Esto tiene ventajas como: facilidad para recuperar

la biomasa, menores pérdidas por evaporación y mejor control de las condiciones de

cultivo. (Contreras y Castro, 2003).

Los fotobiorreactores tubulares son los más fáciles de escalar aumentando la longitud

y/o número de tubos por medio de la conexión de estos tubos a colectores. Estos

fotobiorreactores también tienen una mayor eficiencia de la luz, debido a que se puede

obtener un mayor volumen de operación en un menor espacio de tierra (Muñoz, 2006).

Figura 2.2 Tipos básicos de fotobiorreactores. a) Tipo carrusel, vista superior, los bloques negros indican propelas. b) Tipo plano, vista horizontal. c) Con iluminación interna, los bloques blancos indican espacios de iluminación. d) Tipo serpentín. e) Tipo tubular horizontal con sistema airlift. Fuente (Contreras y Castro, 2003).

2.5 Microorganismos Fotosintéticos.

Los microorganismos fotosintéticos engloban un grupo muy diversificado de

organismos procariotas y eucariotas, catalizadoras del proceso de fijación del CO2,

convirtiéndolo en materia orgánica. Pese a las grandes diferencias estructurales,

fisiológicamente ambos tipos de microoganismos, procariotas y eucariotas, son

similares y poseen un metabolismo fotosintético similar al de las plantas superiores.

http://www.scielo.org.ve/scielo.php?pid=S0378-18442003000800004&script=sci_arttext#fig1



El término de microorganismo fotosintético no tiene sentido taxonómico alguno y

dentro del mismo se incluyen organismos con dos tipos celulares distintos:

cianobacterias que tienen estructura celular procariota y microalgas con estructura

celular eucariota. Los microorganismos fotosintéticos, hace referencia a aquellos

microorganismos que contienen clorofila “a” y/u otros pigmentos fotosintéticos

similares, capaces de realizar fotosíntesis oxigénica, estos microorganismos son muy

variados en tamaño y forma y existen en casi todos los hábitats conocidos.

Entre los procariotas existen tres tipos diferentes de bacterias fotosintéticas: bacterias

verdes, bacterias fotosintéticas purpúreas y Cianobacterias. Como sucede en las

plantas, estas bacterias capturan la luz con pigmentos específicos. Las cianobacterias

forman una asociación estructuralmente diversa de las eubacterias Gram-positivas,

que se caracterizan por su capacidad para realizar fotosíntesis oxigénica, contienen

vesículas de gas, que son muy comunes en las especies que viven en las aguas

libres, la cual regula el índice de flotabilidad celular para ubicarse en la zona óptima de

iluminación para la fotosíntesis (Madigan, et al., 2004). La asimilación de CO2 tiene

lugar mediante el ciclo de Calvin-Benson con formación y acumulación de glucógeno

como material intracelular de reserva. Las velocidades de crecimiento quimiótrofo de

las cepas que pueden crecer en la oscuridad son muy bajas en relación con las que

crecen en presencia de luz.

Algunas cianobacterias fijadoras de nitrógeno son organismos filamentosos que

producen un tipo especializado de célula, llamado heterocito. Los heterocitos son

células diferenciadas de las cianobacterias que están distribuidos en los filamentos, los

cuales se encargan de llevar a cabo la fijación del nitrógeno e intercambiarlo con la

célula vegetativa por productos de la fotosíntesis, ya que este no lleva a cabo la

fotosíntesis. Cuando las cianobacterias crecen con una fuente combinada de nitrógeno

(nitrato o amoniaco) los heterocitos no son formados. La formación de un heterocito

maduro se lleva a cabo de 30 horas, en donde entre un 5 al 10% de las células

filamentosas se desarrollan como heterocitos después de la eliminación del nitrógeno

combinado.

Las células viejas forman grandes gránulos de cianoficina considerada químicamente

como una proteína especial con sólo dos aminoácidos: arginina y ácido aspártico.

Cuatro géneros se destacan por su interés agronómico y en la alimentación: Nostoc,

Anabaena, Cylindrospermum y Spirulina. Los tres primeros géneros citados son



fijadores de nitrógeno atmosférico que acumulan en las vacuolas de gas y en los

heterocitos para cubrir sus necesidades nutricionales y fisiológicas.

Cuando el fosfóro del medio es reducido se activan mecanismos de almacenamiento

de fósforo en forma de polifosfatos, y disminuye su actividad en la medida en que la

concentración de fósforo se incrementa. A esta capacidad de las microalgas para

acumular el nutriente, más allá de sus necesidades inmediatas se le denomina

consumo innecesario, la cual puede ser utilizada como una forma de incrementar las

necesidades de las microalgas por los nutrientes y por consiguiente, la eliminación de

los mismos del agua residual (Hernandez, 2004).

Cuando los microorganismo fotosintéticos se utilizan como biofertilizantes, aportan al

suelo, además de los nutrientes mencionados, sustancias que actúan como factores

de crecimiento en vegetales superiores, por lo que, de hecho, aumenta su valor como

fertilizantes.

2.6 Espectro de absorción y color de las clorofilas.

Las clorofilas reflejan la parte media del espectro, la más nutrida, correspondiente al

color verde (500-600nm) el cual se confiere a los organismos que tienen cloroplastos

en sus células. Las clorofilas van acompañadas de grandes cantidades de pigmentos

auxiliares, principalmente carotenoides y ficobilinas.

Las ficobilinas ó ficobiliproteinas son proteínas con grupos protéticos tetrapirrólicos

lineales (bilinas), que se encuentran unidos covalentemente a residuos de cisteína

específicos de las proteínas. Están presentes en cianobacterias y en ciertas

microalgas que capturan energía lumínica que será luego pasada a la clorofila durante

la fotosíntesis (Bermejo, et al., 2002).

Los carotenoides, se encuentran en todos los organismos fotótrofos. Estos son de

color amarillo, rojo, marrón o verde. Se asocian directamente con la clorofila, pero no

participan en las reacciones de fotofosforilación. Trabajan como agentes

fotoprotectores de las membranas fotosintéticas y son utilizados como pigmentos

accesorios, los cuales coadyuvan en el proceso fotosintético. Estos también protegen

a la célula con la disipación del exceso de energía luminosa ya que tienen acción

antioxidante debido a su capacidad de atrapar los radicales libres de oxígeno, que

podría llegar a destruir el propio aparato fotosintético (Sánchez, et al., 2003).

http://es.wikipedia.org/wiki/Carotenoide

http://es.wikipedia.org/wiki/Ficobilina

http://es.wikipedia.org/wiki/Prote%C3%ADna

http://es.wikipedia.org/wiki/Ciste%C3%ADna

http://es.wikipedia.org/wiki/Cyanobacteria

http://es.wikipedia.org/wiki/Clorofila

http://es.wikipedia.org/wiki/Fotos%C3%ADntesis



Absorbancia

Longitud de onda (nm)

Los carotenoides atenúan esas especies de oxígeno tóxico y absorben gran parte de

la luz perjudicial (Madigan, et al., 2004).

Fig. 2.3 Absorbancia de las clorofilas “a” y “b” a distintas longitudes de onda. Fuente (Fernández, 2005).

En diferentes experimentos la detección de cianobacterias se midió a una longitud de

onda de 750 nm (Marker, 1972), y 680 nm (Fig. 2.3).

2.7 Requerimientos para el crecimiento de microorganismos fotosintéticos en

el laboratorio.

Diferentes factores favorecen el predominio de los microorganismos fotosintéticos, las

temperaturas elevadas por encima de los 18 ºC, condiciones óptimas de luz-energía,

pH en un intervalo entre 6.5 a 8.5 y un medio de obtención de carbono. Aunque la

diversidad y abundancia de las cianobacterias son mayores a valores altos de pH,

existen excepciones al respecto, tal es el caso de las picocianobacterias planctónicas

y las cianobacterias filamentosas ramificadas que se desarrollan a pH por debajo de

4.5 y 4 respectivamente (Ramírez, 2007).

La fuente de carbono, nitrógeno y fósforo en primera instancia será proporcionada por

el medio de cultivo, aunque puede ser necesario facilitar el intercambio gaseoso con el

medio de cultivo por medio de agitación o burbujeo.

La aireación dentro de los reactores permite que el crecimiento de la biomasa se dé en

forma más rápida para:



Permitir que un mayor número de microorganismos puedan exponerse a la luz solar

o artificial.

Disminuir la estratificación y formación de coágulos o grumos, que impiden el paso

de la radiación hacia el interior del medio de cultivo y la precipitación de la biomasa.

Disminuir la precipitación de sales del medio de cultivo, manteniendo una mezcla de

sales más homogénea.

La aireación no debe ser muy fuerte ya que puede ocasionar el rompimiento celular

(Eliach y Bourges, 2004).

Las aguas residuales pueden funcionar como medio de cultivo de los microorganismos

fotosintéticos, proporcionando fuente de carbono (materia orgánica), nitrógeno como

nitratos o amoniaco; en caso de que éste sea consumido en su totalidad o las

cantidades de estos compuestos sean bajos, puede haber fijación de nitrógeno

atmosférico; el fósforo puede ser aportado por detergentes contenidos en el agua

residual.

Otro factor importante en el cultivo o crecimiento de algas son los fotoperiodos luz-

oscuridad. En cultivos con un régimen de luz continua puede haber inhibición de

crecimiento provocando:

Falta de sincronía en la división celular que conducen a la alteración en la

formación de la colonia típica observada en su hábitat natural.

Enriquecimiento de mutantes defectivos en mecanismos reguladores de los

ciclos de luz-oscuridad que se necesitan en los hábitats naturales.

Formación de mutantes espontáneos incapaces de formar vacuolas de gas, ó

heterocitos.

Debido a que los microorganismos fotosintéticos poseen un amplio espectro de acción

se ha hecho habitual la utilización de luces fluorescentes (luz fría) en su crecimiento.

La intensidad de luz, tiene efecto sobre las eficiencias en el crecimiento de la biomasa,

mostrando una buena tasa de crecimiento a 200 µEm-2s-1 (Ruíz, 2008).



3. JUSTIFICACIÓN.

En la Ciudad de México existe un grave problema de aguas residuales, debido al uso

irracional del líquido y al bajo porcentaje de aguas que son tratadas, por lo que es

necesario el desarrollo de tecnologías limpias, baratas y eficientes para este rubro.

El uso de fotobiorreactores es una solución que se adapta a las circunstancias de la

zona, ya que no requieren elevados costos de operación, y a diferencia de las lagunas

facultativas requieren menos área para su instalación, menor tiempo de retención, y el

agua obtenida es idónea para el uso en sistemas de riego y relleno de lagos

recreativos, lo que disminuiría el consumo de agua potable destinada a este fin.

La buena eficiencia de un fotobiorreactor depende en gran medida del cultivo

microbiano encargado de remover la materia orgánica que contenga el agua, ya que

de esto dependerá el tiempo de residencia, si al agua se le tiene que agregar algún

componente extra para el buen trabajo de los microorganismos, la calidad del agua a

la salida y si ese cultivo puede tener un valor agregado después de su estancia en el

fotobiorreactor, que a diferencia de un sistema de tratamiento de lodos activados,

después de cierto tiempo estos son desechados y requieren un tratamiento extra para

su disposición final, lo cual eleva los costos y produce residuos.

Como beneficios del uso de este tipo de microorganismos se tiene la absorción de CO2

de la atmósfera, liberación de O2, bajos costos de energía al utilizar energía solar,

obtención de una menor cantidad de biosólido como desecho que en otros sistemas

aerobios y anaerobios, y el posible valor agregado de la biomasa fotosintética.

Se han llevado a cabo estudios sobre el crecimiento de microorganismos fotosintéticos

en fotobiorreactores, y sistemas de tratamiento con microorganismos fotosintéticos

donde únicamente funcionan como sistema de aireación a través de la producción de

oxígeno para las bacterias degradadoras. Pero existen pocos trabajos y ejemplos en

donde los microorganismos fotosintéticos sean las responsables de la degradación de

la materia orgánica.

En la presente propuesta se plantea establecer un sistema de tratamiento de las

aguas residuales a través de fotobiorreactores. Con la colaboración entre el Instituto

Politécnico Nacional (IPN) y el Instituto de Ciencia y Tecnología del Distrito Federal

(ICyTDF), como proyecto de investigación aplicada.



4. OBJETIVO GENERAL.

Establecer un cultivo microbiano fotosintético con capacidad de remover materia

orgánica de aguas residuales municipales.

5. OBJETIVOS PARTICULARES.

Aislar un cultivo de microorganismos fotosintéticos con capacidad de remover

materia orgánica.

Establecer las condiciones de volumen, concentración de DQO, y tiempo de

retención para el crecimiento de los microorganismos fotosintéticos y la

remoción de materia orgánica de agua residual sintética.

Establecer las condiciones de volumen, concentración de DQO, y tiempo de

retención para el crecimiento de los microorganismos fotosintéticos y la

remoción de materia orgánica de aguas residuales municipales.

6. METODOLOGÍA.

La estrategia metodológica seguida para el desarrollo del proyecto fue (Diagrama 6.1):

Diagrama 6.1 Metodología

Obtención del inóculo.

Caracterización del inóculo.

Enriquecimiento en fotobiorreactores de 0.5L.

Concentración de cultivo en fotobiorreactores de 2L.

Obtención y caracterización de agua residual.

Pruebas de degradación con agua residual (AR) y agua residual sintética (ARS).

Caracterización del agua de salida.



6.1 Muestreo para la obtención del cultivo microbiano fotosintético (inóculo

inicial).

Se obtuvieron dos inóculos, uno a partir de la salida de las lagunas facultativas de la

planta de tratamiento del ex Lago de Texcoco y otro de la orilla del Lago Nabor

Carrillo. Las muestras se tomaron en bidones de plástico de 20 L, previamente lavados

para evitar la contaminación de la muestra.

A los inóculos se les determinaron los siguientes parámetros: pH, conductividad,

biomasa por peso seco, sólidos disueltos, y concentración de clorofilas.

El pH y la conductividad se midieron con un potenciómetro “OAKTON pH / CON. 510

serie”, previamente calibrado con soluciones buffer de pH 4 y 7 y para conductividad

con soluciones de cloruro de potasio (KCl) de 7.4 y 72 mS, respectivamente para cada

tipo de electrodo, directamente de la muestra del inóculo, medición por triplicado.

Biomasa se determinó por peso seco: Se filtraron 20 mL de medio a través de una

membrana millipore de 0.45 µm de diámetro de poro, a peso constante;

posteriormente la membrana con la biomasa retenida se secó durante 24 horas a 55

°C, inmediatamente después se colocó en un desecador hasta alcanzar la temperatura

ambiente y se pesó de esta forma se obtiene la diferencia de pesos, para obtener la

concentración (gL-1) de biomasa que contiene la muestra. Se determinó por triplicado.

Sólidos disueltos: Cada filtrado que se obtuvo de la prueba de biomasa, fue colocado

en un vaso de precipitado, puesto previamente a peso constante, y estos colocados en

la estufa durante 24 horas a 55°C, posteriormente el vaso de precipitado se colocó en

un desecador hasta alcanzar la temperatura ambiente y posteriormente pesado, se

determinó la diferencia de pesos y los gL-1 de sólidos disueltos en el inóculo.

6.2 Medios de cultivo.

Para el enriquecimiento de los inóculos microbianos fotosintéticos se utilizaron dos

medios de cultivo específicos para microalgas, el medio BG-11 y el Zarrouk (Zarrouk,

1966). La esterilización de los medios se llevó a cabo en autoclave, a una temperatura

de 120°C, y 15 libras*pulgada-2 durante 15 minutos.



Medio BG-11

Composición del medio BG-11 en gL-1: NaNO3, 1.5; Na2CO3, 0.02; MgSO4*7H2O,

0.075; CaCl2 * 2 H2O, 0.036; Ácido Cítrico C6H8O7, 0.006; EDTA, 0.001; Citrato Férrico

de Amoniaco; 0.006; K2HPO4 *3 H2O, 0.04; Solución de metales traza, 1 mL.

Solución de metales trazas en gL-1: H3BO3, 2.86; MnCl2*4H2O, 1.81; ZnSO4*7H2O,

0.222; Na2MoO4*2H2O, 0.39; CuSO4*5H20, 0.079; Co(NO3)2*6H2O, 0.0494.

Para este medio, se esterilizaron las soluciones de Citrato Férrico de Amoniaco y de

Fosfato de Potasio trihidratado por separado, en autoclave, debido a la producción de

compuestos tóxicos si la esterilización se lleva junto con los demás compuestos del

medio, por lo que después de esterilizarlas se realizó la mezcla a una temperatura

menor de 45ºC.

Con estas concentraciones el medio BG-11 proporciona aproximadamente 1 mgL-1 de

Nitrógeno y 5.4 mgL-1 de Fósforo.

Medio Zarrouk.

El medio Zarrouk está compuesto en gL-1 de: NaHCO3, 16; K2SO4, 1; NaNO3, 2.5; NaCl,

1; MgSO4 * 7 H20, 0.2; CaCl2, 0.04; EDTA, 0.08; K2HPO4, 0.5; FeSO4 * 7 H2O, 0.01;

Solución A, 1 mL.

Solución A en gL-1: H3BO3, 2.86; MnCl2*4 H2O, 1.81; ZnSO4*7H2O, 0.22; CuSO4*5

H2O, 0.019.

Para este medio se esterilizaron por separado, en la autoclave, las soluciones de

Fosfato de Potasio y de Sulfato de Fierro heptahidratado, ya que si la esterilización es

en forma conjunta con la demás parte del medio, se obtiene un precipitado.

Con estas concentraciones el medio Zarrouk proporciona aproximadamente 420 mgL-1

de Nitrógeno y 88.9 mgL-1 de Fósforo.

6.3 Obtención del cultivo fotosintético.

Se adaptaron 4 frascos para medio de cultivo con tapón de rosca de 0.5 L con un

volumen de operación de 0.4 L, a los cuales, se les realizaron tres puertos con tubo de

acero en las respectivas tapas. El primer puerto (Fig. 6.1), de aireación, tenía el tubo



Puerto C Puerto B Puerto A

totalmente sumergido en el medio, en forma inclinada a manera de que casi tocando la

pared lateral del frasco y en el fondo. El puerto se conectó a un rotámetro por el cual

pasaba aire a 1.5 vvm (Volairetiempo-1Volreactor-1), por medio de una bomba “elite 802”.

El segundo puerto era el de muestreo, el tubo estaba sumergido hasta la mitad del

nivel del medio, por el cual se tomaba muestra, y se inyectaba medio para sustituir el

volumen evaporado y muestreado. Y el tercer puerto se utilizó como salida de aire, y

se encontraba por encima del nivel del medio, permitiendo la salida del aire bombeado

y los gases generados (Fig. 6.1).

La aireación además de aporte de CO2 actúa como sistema de agitación, debido a que

la corriente de aire chocaba de inmediato con la pared inferior y lateral del frasco,

produciendo una agitación en forma de 8 en el frasco.

Figura 6.1 Fotobiorreactores con tres puerto: puerto A: para aireación; Puerto B: para la salida de aire y Puerto C: toma de muestra.

De los 4 reactores, dos se llenaron al 80% (v/v) con medio BG-11 y dos con medio

Zarrouk estériles, de los cuales un reactor de cada medio, fue inoculado con muestra

del lago Nabor Carillo 20% (v/v) y el otro con muestra de la salida de las lagunas

facultativas de la Planta de Tratamiento Lago de Texcoco.



Los sistemas se sometieron a fotoperiodos (luz-oscuridad) 12h:12h, las horas de

cambio fueron las 7:00 y las 19:00 hrs, la luz fue emitida por lámparas fluorescentes

de 32 watts y 100 µEm-2s-1.

El crecimiento de la biomasa se determinó por peso seco (como se indicó

anteriormente) y por densidad óptica a 680 y 750 nm en un espectrofotómetro

Spectronic GENESYS UV-Vis.

Determinación de clorofila “a” en biomasa.

Se centrifugaron 5mL de cultivo a 3600 rpm por 15 min, posteriormente se eliminó el

sobrenadante por decantación y la biomasa se suspendió en 5 mL de metanol al 90%

(v/v) en el tubo falcón de 15 mL. Posteriormente el tubo fue calentado a 70 °C en baño

maría por 10 minutos e inmediatamente introducido al refrigerador a 5 °C por 24 horas.

Transcurrido este tiempo se centrifugó a 3600 rpm por 15 minutos. Al sobrenadante se

le determinó la absorbancia a 666, 750, 480, y 510 nm, en un espectrofotómetro

Spectronic GENESYS UV-Vis; se usó como blanco, metanol al 90% (v/v).

Cálculos:

Clorofila “a” (mg/L-1) = ABS (666)- ABS (750) * 13.9

6.4 Crecimiento en fotobiorreactores de 2L.

Después de que los inóculos se adaptaron al medio, se procedió a realizar cinéticas de

crecimiento en fotobiorreactores de 2 L, con volumen de operación de 1.8 L, en el

medio de cultivo que presentó mayor eficiencia; estos reactores al igual que los de 0.5

L contenían tres puertos con las mismas funciones, pero con varillas de vidrio. A cada

reactor se le colocaron 1.6 L del medio elegido estéril y 0.2 L del inóculo ya adaptado

de los reactores de 0.5 L. Al igual que a los reactores de 0.5 L, se realizaron

determinaciones de clorofila “a” y biomasa. Las condiciones de cultivo fueron,

fotoperiodos de 12h:12h, aireación de 0.55 vvm.

Para la determinación de los parámetros de biomasa, clorofila “a” y densidad óptica, se

extrajeron de los reactores 50 mL de muestra cada tercer día, durante quince días. El

volumen extraído y evaporado de los reactores se reponía con medio fresco.



6.5 Determinación de parámetros fisicoquímicos al agua residual y tratada.

El agua residual que fue usada para las pruebas de laboratorio, fueron aguas del

sedimentador primario de la planta de tratamiento de San Juan Ixhuatepec, la cual

recibe aguas residuales urbanas e industriales provenientes de la zona norte de la

Ciudad de México, a estas aguas se le realizaron, antes y después de ser tratada en

los fotobiorreactores, pruebas de DQO, y posteriormente a ser tratada pruebas de

nitrógeno total y fósforo total, para determinar la eficiencia de remoción del sistema. Al

agua residual sintética únicamente se le determinó DQO.

DQO. Método a reflujo cerrado.

Con este método, los compuestos orgánicos e inorgánicos son oxidados con ácido

sulfúrico a ebullición. La muestra se coloca en una disolución de ácido fuerte con un

exceso conocido de dicromato de potasio (K2Cr2O7).

Después de la digestión, el dicromato no reducido se cuantifica por titulación para

determinar la cantidad de dicromato consumido y calcular la materia oxidable en

términos de oxígeno equivalente (NMX-AA-030-SCFI-2001).

Para la determinación, se colocó en tubos de 16mm*100mm, previamente enjuagados

con solución de ácido sulfúrico (H2SO4) al 20%, 1 mL de dicromato de potasio 0.1 N, 2

mL de muestra homogeneizada y 2 mL de disolución de sulfato de plata en ácido

sulfúrico (15 g de sulfato de plata en 1 L de ácido sulfúrico concentrado).

Posteriormente, los tubos se invirtieron varias veces, destapándolos después de cada

inversión para liberar la presión, posteriormente fueron calentados a 150 ºC por 2 h, en

una estufa. Pasando este tiempo, se dejaron enfriar a temperatura ambiente,

permitiendo que cualquier precipitado se sedimentara.

La muestra resultante se tituló con sulfato ferroso amoniacal, “SAF” (Fe (NH4)2

(SO4)2•6H2O), 0.025 N, determinando el dicromato de potasio sobrante (NMX-AA-030-

SCFI-2001).

La DQO fue calculada con la siguiente ecuación: DQO = ((A-B)*N*8000) / M

Donde:

A = Volumen usado de SAF en la titulación del blanco (mL).

B = Volumen usado de SAF en la titulación de la muestra (mL).



N = Normalidad SAF.

M = Volumen de la muestra (mL).

Nitrógeno Total Método Kjeldahl.

Los compuestos nitrogenados se encuentran ampliamente distribuidos en la

naturaleza. Las fuentes de nitrógeno incluyen además de la degradación natural de la

materia orgánica, fertilizantes, productos de limpieza y tratamiento de aguas potables.

Debido a que el nitrógeno es un nutriente esencial para organismos fotosintéticos, es

importante el monitoreo y control de descargas del mismo al ambiente (NMX-AA-026-

SCFI-2001).

Se colocó en digestión durante 1h, 30 mL de muestra filtrada, con 8 mL de reactivo de

digestión (134 g de sulfato de potasio, 7.3 g de sulfato de cobre (lll) anhidro, y 134 mL

de ácido sulfúrico concentrado, en 1 L de agua destilada).

Posteriormente la muestra se destiló en un bulbo Kjeldahl, y 15 mL de hidróxido-

tiosulfato de sodio (500 g de hidróxido de sodio y 25 g de tiosulfato de sodio

pentahidratado aforado en 1 L de agua destilada). El destilado se recibía en un matraz con

8 mL de solución indicadora de ácido bórico, hasta obtener de 40 a 50 mL.

La solución en el matraz se tituló con H2SO4 0.278 N.

Fósforo Total Método cloruro estañoso.

Los residuos de fósforo pueden llegar a ser agentes contaminantes en cuerpos de

agua y provocar grandes daños en la flora y fauna de los cuerpos receptores,

contaminando el plancton, peces y diversos organismos acuáticos; también los

contaminantes tóxicos se concentran en algunas especies acuáticas que forman parte

de la cadena alimenticia del hombre y de esta forma provoca efectos perjudiciales para

la salud humana (NMX-AA-029-SCFI-2001).

A 100 mL de muestra que no contenga más de 200 μg de fósforo, libre de color y

turbidez, se le adicionó una gota de fenolftaleína. Si la disolución tenía un color

rosado, se adicionaron unas cuantas gotas de disolución de ácido fuerte para

neutralizar.



Posteriormente se adicionaron, agitando fuertemente después de cada adición, 40 mL

de disolución de heptamolibdato de amonio tetrahidratado (25 g de

[(NH4)6Mo7O24•4H2O] en 75 mL de agua) y 0,5 mL de disolución de cloruro estañoso

(2.5 g de SnCl2•2H2O en 100 mL de glicerol). La intensidad de color se midió

espectrofotométricamente a 690nm y comparándolo contra la curva de calibración

(NMX-AA-029-SCFI-2001).

6.6 Pruebas de degradación de materia orgánica.

Se llevaron a cabo 4 diferentes experimentos, cada uno con agua residual con

diferente concentración de DQO, todos operaron con fotoperiodos de 12:12h y

aireación de 0.55 vvm.

El primer experimento se llevó a cabo en fotobiorreactores de 2 L, con 1.55 L del

cultivo celular ya adaptado. Al que se le adicionó cada 24 horas 0.2 L de agua

residual, con 240 mgL-1 de DQO y 50 mL del medio Zarrouk. Se tomaron muestras de

0.25 L cada 24 horas y se restituía con 0.2 L de agua residual y 50 mL del medio, esto

con el fin de cuantificar la remoción de materia orgánica diaria. A partir del octavo día

se utilizó agua residual con 800 mgL-1 de DQO, y se siguió el mismo procedimiento.

En el segundo experimento, debido a la variación en los parámetros del agua residual

cada vez que se llevaba a cabo un muestreo, al depender del tipo de descargas que

llegan a la planta de tratamiento debido principalmente al clima, se decidió realizar las

pruebas de degradación con agua residual sintética (ARS) constituida de: peptona,

320 mg; urea, 60 mg y extracto de carne, 220 mg, por litro (Coello et al., 2002). Esta

ARS contiene aproximadamente: 1,000 mgL-1 de DQO, 92 mgL-1 de nitrógeno, 180

mgL-1 de fósforo y pH entre 7 y 7.5 (UNE-EN ISO 9887).

En el experimento se utilizaron 1.55 L de cultivo y 0.2 L de Agua Residual Sintética

(ARS). Con estas condiciones iniciales se tomó una muestra de 0.25 L para

caracterizar el reactor, y se realimentó con 0.2 L de agua residual sintética y 50 mL de

medio. La recarga de ARS en este experimento se llevó a cabo 2 veces por semana.

Debido a que los microorganismos fotosintéticos resistieron las DQO elevadas se

decidió utilizar un ARS con DQO de mayor concentración. Por lo que para el tercer

experimento se utilizaron 1.55 L de cultivo y 0.25 L de ARS con sales de medio

Zarrouk y 7,200 mgL-1 de DQO. La recarga de ARS se llevó a cabo cada 15 días, en



los cuales se tomó muestra de 0.25 L del reactor, y se rellenó con 0.25 L de ARS con

sales de medio Zarrouk.

AL haber terminado con las pruebas de degradación de ARS, fue necesario probar

que los microorganismos son capaces de resistir y degradar la materia orgánica de las

aguas residuales provenientes de la planta de tratamiento. El cuarto experimento se

inició en un reactor de 1 L en el que se utilizaron 100 mL de inóculo y 800 mL de agua

residual con 500 mgL-1 de DQO. Con estas condiciones iniciales se tomó una muestra

de 15 mL para determinar la DQO inicial del reactor. A los 11 días de tratamiento se

transfirió el experimento a un reactor de 2 L y la recarga de agua residual se llevó a

cabo cada 7 días, en los cuales se extrajeron 0.8 L del volumen del reactor, y se

recargo con 0.8 L de agua residual, para que la biomasa volviera a crecer en el agua

residual.

El porcentaje de remoción de materia orgánica de las muestras tomadas durante el

tratamiento en cada uno de los sistemas antes indicados, se cuantificó por DQO. Para

esto; previo a la determinación; cada muestra se filtró a través de una membrana

millipore de 0.45 µm de diámetro de poro, con el fin de eliminar la DQO aportada por

los microorganismos fotosintéticos encargados de la remoción de los contaminantes

del agua residual y de esta forma cuantificar solamente la correspondiente a la materia

orgánica contaminante.

Como control, en cada uno de los experimentos se realizaron pruebas de DQO al

sobrenadante filtrado de sistemas alimentados únicamente con medio de cultivo, sin

agua residual y bajo las mismas condiciones de operación. De esta forma se

determinó el aporte a la DQO debida a la actividad metabólica.



7. RESULTADOS

El muestreo de aguas para la obtención de inóculo se realizó en la salida de las

lagunas facultativas (L.F.), en donde se tratan parte de las aguas residuales de la

Ciudad de México, y en la orilla del Lago Nabor Carrillo (L.N.C.) (Fig. 7.1), el cual es

un lago artificial abastecido con aguas provenientes de la planta de tratamiento del ex-

Lago de Texcoco.

Figura 7.1 Imagen aérea de las Lagunas Facultativas de la planta de tratamiento (L.F.) del ex Lago de Texcoco y del Lago Nabor Carrillo (L.N.C.), al oriente de la Ciudad de México. Fuente: Google earth profesional (2010).

Las lagunas facultativas y el Lago Nabor Carillo, presentan condiciones de pH básico y

de alta salinidad (Tabla 7.1), donde la concentración de sólidos disueltos del L.N.C es

el doble a la presentada en las L.F.; con una conductividad similar en ambas zonas. El

incremento de la salinidad en el L.N.C. se debe a la disolución de sales y de sólidos

del suelo (Redón y Cisneros).

Tabla 7.1 Características fisicoquímicas de las muestras.

Sitio Biomasa

(gL-1)

Sólidos

Disueltos(gL-1)

pH Conductividad

(mS)

L.F. 0.097 1.525 9.06 4.15

L.N.C. 0.220 3.223 10.94 4.25

Lago

Nabor

Carrillo (L.N.C.)

Laguna Facultativa

(L.F.)



7.1 Enriquecimiento del inóculo en fotobiorreactores de 0.5L

El enriquecimiento de los dos inóculos se realizó en reactores de 0.5 L, con dos

medios diferentes. Al tiempo inicial los reactores con inóculo L.F. y L.N.C. tuvieron una

concentración de biomasa de 0.02 y 0.04 gL-1, respectivamente. Después de 31 días

los mayores crecimientos se obtuvieron en los fotobiorreactores con medio Zarrouk,

siendo el cultivo del L.N.C. el que mostró la mayor concentración de biomasa (4.65

gL-1) y tasa de crecimiento, (0.15 gL-1día-1), mientras que el inoculado con la muestra

de las L.F. obtuvo una concentración de 3.57 gL-1 y una tasa de crecimiento de 0.12gL-

1día-1 (Fig. 7.2). Los fotobiorreactores con medio BG-11 lograron una concentración

menor en casi un 50% con respecto a los fotobiorreactores con medio Zarrouk (Fig.

7.2), al igual que con el medio Zarrouk, en medio BG11 se obtuvo mayor biomasa y

tasa de crecimiento con el inóculo del L.N.C. (2.6 gL-1 y 0.08 gL-1día-1,

respectivamente). Los valores obtenidos con ambos inóculos y medios están dentro de

los valor promedio de biomasa reportado en diferentes sistemas de fotobiorreactores

(Muñoz, 2006).

Figura 7.2 Efecto del medio de cultivo en el crecimiento de biomasa de los inóculos del L.NC. y las L.F., en fotobiorreactores de 0.5L, con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 1.5 vvm.

La concentración de clorofila ”a” en los diferentes sistemas presentó un

comportamiento similar al de la biomasa (Fig. 7.3); el medio más eficiente fue el

Zarrouk con 11.2 mgL-1 de clorofila “a” en el inóculo del L.N.C. y una máxima de 6.5

mgL-1 con el inóculo de las L.F.; para el medio BG-11 las concentraciones de clorofila

“a” fueron de 8.7mgL-1 para el inóculo L.N.C y de 5.4mgL-1 para el de L.F. (Fig. 7.3).

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

4.5

5

0 10 20 30

Bio

mas

a (g

L-1)

Tiempo (Días)

Zarrouk (L.F.)Zarrouk (L.N.C.)Bg-11 (L.F.)

Bg-11 (L.N.C.)



Figura 7.3 Efecto del medio de cultivo en la producción de clorofila “a” en mgL-1 en los inóculos de las L.F. y el L.N.C en fotobiorreactores de 0.5L, con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 1.5 vvm. 7.2 Crecimiento de los cultivos en reactores de 2L.

Al ser el medio Zarrouk, el medio que presentó la mayor producción de biomasa y

concentración de clorofila “a”, el crecimiento de los dos cultivos en fotobiorreactores de

2 L se continuó con este medio.

La biomasa en los fotobiorreactor de 2 L, al igual que en los fotobiorreactores de 0.5 L,

fue mayor para el cultivo del L.N.C. con 4.1gL-1 y tasa de crecimiento de 0.13 gL-1dia-1,

mientras que con el de L.F. fue de 3.8 gL-1 de biomasa y tasa de crecimiento de 0.14

gL-1dia-1 (Fig. 7.5). Reduciendo la diferencia de biomasa entre los dos medios de

cultivo de 1.1 gL-1 en los reactores de 0.5 L a 0.3 gL-1 en los de 2 L.

La curva de crecimiento obtenida por Densidad Óptica (Fig.7.4) mostró un

comportamiento similar al obtenido por medio de la técnica de peso seco (Fig. 7.5).

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Clo

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la "

a"(

mgL

-1)

Tiempo (Días)

Zarrouk (L.F.)Zarrouk (L.N.C.)Bg-11 (L.F.)

Bg-11 (L.N.C.)



Figura. 7.4. Efecto del medio Zarrouk en los cultivos de las L.F. y el L.N.C en fotobiorreactores de 2 L, con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.

Figura 7.5 Efecto del medio Zarrouk en el crecimiento de biomasa de los inóculos del L.NC. y las L.F., en fotobiorreactores de 2 L, con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55vvm.

El cultivo del L.N.C. presentó un aumento lento de clorofila “a” en los primeros 7 días;

mientras que el cultivo de L.F: fue prácticamente nulo, pero a partir del día 11 y con un

comportamiento similar al de la biomasa, ambos cultivos presentaron un aumento en

la acumulación de clorofila “a” (Fig. 7.6). La concentración de clorofila con el inóculo

del L.N.C, no alcanzó la concentración de 11.2 mgL-1 presentada en el fotobiorreactor

de 0.5 L, a diferencia del cultivo de las L.F. que en los reactores de 2 L rebasó los 6.5

mgL-1 obtenidos.

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0.2

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Ab

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m).

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Zarrouk (L.F.)

Zarrouk (L.N.C.)

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Bio

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L-1)

Tiempo (Días)

L.F.

L.N.C.



Figura 7.6 Efecto del medio de cultivo Zarrouk en la producción de clorofila “a” en mgL-1 en los inóculos de las L.F. y el L.N.C en fotobiorreactores de 2 L. Con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm. 7.3 Pruebas de degradación de materia orgánica. Se llevaron a cabo 4 experimentos; variando el tipo de agua residual, concentración de

DQO, tiempos de retención y volúmenes de inyección de agua residual los resultados

de cada uno se describen a continuacion.

En el primer experimento, para la alimentación de los fotobiorrecatores se tomaron dos

muestras de agua residual con 8 días de diferencia entre cada una, de la planta de

tratamiento San Juan Ixhuatepec. La primera muestra de agua residual contenía una

DQO de 240 mgL-1 y fue inyectada diariamente en los fotobiorreactores durante los

primeros 8 días y la segunda muestra con una con DQO de 800 mgL-1 fue utilizada

para alimetar el sistema del día 9 al 22.

En los fotobiorreactores se observaron tres etapas (Fig. 7.7); en la primera, los

primeros cinco dias, se presentaron variaciones en DQO, como si se tratara de un

preriodo de adaptación, presentándose puntos muy elevados de DQO, posteriormente

en una segunda etapa, que empezó a partir del quinto dia, se presentó una

estabilización en los sistemas teniendo salidas de 200 mgL-1 de DQO y por último una

etapa final en que fue aumentando la DQO del día 17 al 22, alcanzando una

concentración final de 1050 mgL-1 de DQO.

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Tiempo (Días)

L.F.

L.N.C.



Figura 7.7 Seguimiento de la DQO en los fotobiorreactores de 2 L que contenian 1550mL de los cultivos (L.N.C y L.F) 200mL de agua residual y 50 mL de medio Zarrouk, fotoperiodos 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.Todos los puntos de la gráfica, son

24 horas después de haber extraido 250 mL de muestra y haber repuesto el volumen con 200mL de agua residual y 50 mL de medio Zarrouk.

La biomasa en los fotobiorreactores presentó al inicio un descenso en ambos

reactores, con un apérdida de biomasa cercana al 50% en los primeros cinco días

(Fig. 7.8), posteriormente, a partir del décimo día, la biomasa se estabilizó en

concentraciones cercanas a 1 gL-1; sin embargo el sistema se perdio debido a que la

tasa de crecimiento no fue la misma que en los fotobiorreactores que contenían

solamente medio de cultivo.

Figura 7.8 Comportamiento de la biomasa en los fotobiorreactores de 2L durante el tratamiento de agua residual con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm. La concentración de clorofila “a” siguió las mismas tendencias que la biomasa a lo

largo del tratamiento en ambos cultivos (Fig. 7.9), mostrando las concentraciones más

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0.5

1

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3

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Bio

mas

a (g

L-1)

Tiempo (Días).

Z L.F.

Z L.N.C.



altas al inicio de la operación, perdiendo en los primeros cinco días cerca del 75% de

la clorofila “a”. Del día 5 al 14, la concentración de la clorofila se mantuvo, para ambos

cultivos, entre 2 y 3.5 mgL-1. A partir del día 14 aumentó la concentración en un 70 a

80%. Hasta el punto en que la bioasa ya no creció y hubo pérdida del sistema.

Figura 7.9 Comportamiento de la clorofila “a” en los fotobiorreactores durante el tratamiento con aguas residuales, en fotobiorreactores de 2 L, fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm

De este experimento se concluyó lo siguiente:

a) La pérdida de los sistemas se debió a las constantes extracciones de muestra de

los fotobiorreactores. Lo que impidió la recuperación de la biomasa entre cada

muestreo y recarga.

b) El comportamiento de ambos cultivos fué muy parecido, tanto en la eliminación de

DQO, asi como parámetros de biomasa y concentración de clorofilas.

c) Por motivos experimentales, el uso del agua residual no fué adecuada para un

modelo experimental, debido a que las concentraciones de DQO y demás parámetros

que afectan a los microorganismos, variaban dependiendo del clima (lluvias) y el tipo

de descarga que llegaba a la planta de tratamiento en el momento del muestreo.

En el segundo experimento en base a los resultados del experimento anterior, se

decidió combinar los cultivos (L.N.C y L.F.) en uno solo, utilizar agua residual sintética

(ARS), con una DQO de 200 mgL-1 mayor a la contenida en el agua residual. De esta

forma se pretendió marcar más la degradación de la materia orgánica; separar los

tiempos de muestreo a dos por semana; realizar la prueba por duplicado

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Clo

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(mgL

-1)

Tiempo (Días)

L.F.

L.N.C.



fotobiorreactores denominados ARTl y ARTll y un tercero utilizado como blanco

(alimentado con medio mineral sin DQO).

La DQO se determinó antes y después de cada recarga de ARS con el fin de

determinar la eficiencia del sistema, se inyectaron 200 mL de ARS con DQO de 1000

mgL-1, proporcionando una entrada neta de 111 mgL-1 de DQO al fotobiorreactor por

carga.

La DQO al iniciar este segundo experimento fué de 245 mgL-1. Durante este

experimento de 37 días, a los fotobiorreactores ARTI y ARTII se les realizaron 10

recargas de ARS, que aportaron una carga neta total de 1,110 mgL-1 de DQO, de la

cual se removieron 1055 y 1107 mgL-1 en cada reactor, mostrando una eficiencia

promedio del 97% y una degradación de materia orgánica de las aguas residuales de

30 mgL-1dia-1.

Figura 7.10. Variación de la DQO en los fotobiorreactores de 2 L. La DQO se determinó antes y despues de la inyección del ARS la inyección se realizó cada 3 o 4 días. Con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.

Durante este segundo experimento con ARS, la biomasa disminuyó en los primeros

cinco días en los tres fotobiorreactores. En el fotobiorreactor control tuvo la menor

disminución de biomasa mientras que en el fotobiorreactor ARTI la biomasa disminuyó

hasta 1.1 gL-1, pasando este tiempo, la biomasa fue incrementando hasta obtener una

máxima de 2.7 gL-1 a los 30 días.

Después del día cinco la biomasa en los fotobiorreactores con ARS incrementó y se

mantuvo en valores de 1.9 gL-1 en ambos fotobiorrecatores; mientras que el control

mantuvo una concentración promedio ligeramente menor a la de los fotobiorreactores

que se les inyecto ARS (1.7gL-1). (Fig. 7.11). Mostrando que la materia orgánica de

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100

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300

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600

700

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0 5 10 15 20 25 30 35 40

DQ

O (

mgL

-1)

Tiempo (dias)

ARTI

ARTII

CONTROL



ARS funge como un medio de cultivo para las microalgas, y que estas tienen un buen

crecimiento similar al que se desarrolla en el medio de cultivo Zarrouk.

Figura 7.11. Comportamiento de la biomasa en fotobiorreactores de 2 L durante el tratamiento de 250 mL de ARS con 1,000 mgL-1 de DQO inyectados cada tercer y cuarto día durante 37 dias. Con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.

La concentración de clorofila “a” al igual que la biomasa presentó una baja al inicio del

experimento, llegando a un punto mínimo en los días 13 y 16 (Fig. 7. 12),

posteriormente, la concentración de clorofila”a” aumentó a niveles por encima de los

iniciales en los reactores llegando a obtener en el fotobiorreactor ARTl 6 mgL-1 y en el

ARTll 7.5 mgL-1; al igual que la biomasa la menor concentración se presentó en el

control con 3.6 mgL-1.

Figura 7.12. Concentración de clorofila “a” en fotobiorreactores de 2 L durante el tratamiento de 250 mL de ARS con 1,000 mgL-1 de DQO inyectados cada tercer y cuarto día durante 37 dias. Con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.

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ARTII

CONTROL

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Clo

rofi

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a"

(mgL

-1)

Tiempo (Días)

ARTI

ARTII

CONTROL



Para la determinación de fósforo se realizó primero una curva tipo (Fig. 7.13),

obteniendo una ecuación de:

ABS= 0.3862 [mgL-1 PO43-] + 0.0677

Con un R2= 0.9942

Figura 7 .13 Curva tipo de fosforo, en concentraciones de 0.5 a 1.75 mg L-1 de PO43-.

Los valores obtenidos de fosfatos en los reactores se mantuvieron constantes a lo

largo del experimento en ambos reactores con valores entra 30 y 40 mgL-1 de PO43-

(Fig. 7.14).

Figura 7 .14 Concentración de PO4

3-, en fotobiorreactores de 2 L durante el tratamiento de 250 mL de ARS con 1,000 mgL-1 de DQO inyectados cada tercer y cuarto día durante 37 dias.

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Fosf

ato

s P

O4

3- (

mgL

-1)

Tiempo (Días)

ARTI

ARTII

CONTROL



La concentración de Nitrógeno Total presente en el agua tratada, incrementó en los

primero diez días de tratamiento (Fig. 7.15), tiempo en el que la biomasa y la

concentración de clorofila “a” bajaba, y a partir del día 10 se presentaron remociones

de más del 50% de la concentración; estabilizándose posteriormente entre los días 23

al 34, en concentraciones promedio cercanas a 10 mgL-1, y que corresponden a los

días en los que la biomasa y clorofila aumentaron.

Figura 7.15 Concentración de Nitrogeno Total pasado el tiempo de retención, en fotobiorreactores de 2L durante el tratamiento de 250mL de ARS con 1,000mgL-1 de DQO.

El tercer experimento se estableció de acuerdo a los resultados del experimento dos

en el cual las mejores eficiencias de remoción se obtuvieron cuando las

concentraciones de DQO de entrada eran elevadas. Así en este experimento se

inyectaron únicamente 250 mL de ARS, con 7,200 mgL-1 de DQO, aportando una

concentración neta de 1000 mgL-1 de DQO al fotobiorreactor de 2 L.

Los valores de DQO en el fotobiorreactor se incrementaron inmediatamente, debido a

la inyección de 250 mL de ARS con sales de medio Zarrouk, elevando la DQO en el

fotobiorreactor de 319, a 993 mgL-1.

Pasados los primeros trece días de tratamiento la concentración de DQO en el

fotobiorreactor fue de 363 mgL-1 de DQO, siendo 44 mgL-1 mayor que la concentración

inicial, con una remoción del 87.8%. Con la segunda inyección de ARS en el día trece,

la DQO se elevó a 1125 mgL-1; se dio un periodo de retención de 17 días en el cuál la

remoción fue del 30.4% para el día treinta (Fig. 7.16).

-5.0

0.0

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Nit

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no

To

tal (

mgL

-1)

Tiempo (Días)

ARTI

ARTII

CONTROL



Durante los 30 días de experimento se inyectaron 1440 mgL-1 de DQO de los cuales

se removieron 972 mgL-1 dando al sistema una eficiencia global del 67% y una

remoción de DQO de 32 mgL-1dia-1.

Figura 7.16. Concentraciones de DQO en los fotobiorreactores de 2 L antes y después agregar 250 mL de ARS de 7,200 mgL-1 de DQO; con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.

La biomasa de los dos reactores ART alcanzó valores cercanos a los del control (Fig.

7.17), mostrando que este cultivo de microorganismos fotosintéticos resiste las

concentraciones elevadas de DQO y que la biomasa resiste bajo estas condiciones.

Figura 7.17. Comportanmiento de la biomasa en el fotobiorreactor alimentado con 250mL de ARS de 7,200 mgL-1 de DQO; con fotoperiodos de 12h:12h y aireación de 0.55 vvm.

En el cuarto experimento, el FBR fue alimentado únicamente con agua residual, sin

medio Zarrouk, para comprobar que el cultivo de microorganismos fotosintéticos puede

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anci

a (

68

0n

m)

Tiempo (Días)

ARTI

CTRL



subsistir con los nutrientes y la materia orgánica que proporciona el agua residual y

que son capaces de degradar la materia orgánica.

Del día uno al once se utilizó un fotobiorreactor de 1 L, y del día 11 al 28 uno de 2 L.

Para el fotobiorreactor de 1 L se utilizaron 800 mL de agua residual con 500 mgL-1 de

DQO y 100 mL de cultivo, después de 11 días, se transfirieron los 900 mL a un

fotobiorreactor de 2 L y se agregaron 900 mL de agua residual, para completar el

volumen de operación. Cada semana se cambiaron 800 mL de cultivo por 800 mL de

agua residual.

Durante el experimento la DQO en el fotobiorreactor con agua residual de la planta de

tratamiento ASJISU ya no fue necesario agregarle ningún tipo de medio de cultivo a

las microalgas, los nutrientes y materia orgánica presentes en el agua fueron los

suficientes para el crecimiento de estas.

Figura 7.18. Concentraciones de DQO en fotobiorreactor con agua residual de 500 mgL-1 de DQO; fotoperiodos de 12h:12h y 0.55 vvm. La línea punteada representa la fecha en que realizó el cambio del reactor de 1 L al de 2 L.

Al incrementar el volumen de operación a 2 L, en el cual se realizó una dilución del

cultivo al alimentar con el agua residual, la biomasa aumentó hasta el siguiente punto

de reinyección, y la concentración de biomasa alcanzada fue similar a la obtenida en

un sistema con medio Zarrouk.

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mgL

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Tiempo (Días)

ASJISU

Control



Figura 7.19. Comportanmiento de la biomasa en el fotobiorreactor ASJISU con agua residual de 500 mgL-1 de DQO con fotoperiodos de 12h:12h y 0.55 vvm. La línea punteada representa la fecha en que realizó el cambio del reactor de 1 L al de 2 L.

7.4 Identificación de los microorganismos presentes en el cultivo microbiano fotosintético.

Se identificaron los siguientes microorganismos fotosintéticos presentes en el cultivo:

Cianobacteria filamentosa Oscillatoria con un tamaño de 0.5mm de longitud y 4 µm de

ancho (Fig. 7.20), microalgas Chlorella con diámetro de 2 a 10 µm (Fig. 7.22) y

Nitzschia de 8 a 30 µm de largo (Fig. 7.23) y la cianobacteria Spirullina de hasta 0.5

mm de largo y 8 µm de ancho (Fig. 7.21); todos han sido previamente citados en el

tratamiento de aguas residuales (Cerniglia, et al., 1980; Semple y Cain 1996; Ferrera,

et al, 2006).

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Tiempo (dias)

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CTRL

Figura 7.20 Cianobacteria filamentosa Oscillatoria.

Figura 7.21 Cianobacteria filamentosa Spirulina



8. ANALISIS DE RESULTADOS.

La selección de lugar de muestreo de los inóculos se llevó a cabo en las lagunas

facultativas de la planta de tratamiento del Ex Lago de Texcoco y del Lago Nabor

Carrillo, debido a que en estos sitios se utilizan microorganismos fotosintéticos para el

tratamiento de parte de las aguas residuales de la Ciudad de México (0.5 m3s-1)

(Muciñio, 2001), generando la hipótesis de que estos mismos microorganismos

podrían ser adaptados al tratamiento directo de aguas residuales en fotobiorreactores.

Las diferencias fisicoquímicas entre los inóculos obtenidos del L.N.C. y las L.F. se

deben a las características y aplicaciones de los dos cuerpos de agua. En la salida de

las lagunas facultativas el agua acababa de ser tratada por los microorganismos,

habiendo reducido los sólidos disueltos presentes en el agua y la salida de estas

laguna cuenta con barreras que impiden parcialmente el paso de sólidos que no se

han logrado sedimentar.

Las sales y biomasa en el inóculo del L.N.C. fueron mayores, ya que en este sitio

existe disposición de materia orgánica, debido a la presencia de flora y fauna del

lugar, y a que el suelo de la zona alrededor del lago es altamente salino y está en

contacto directo con el agua, dando lugar a la proliferación y selección de

microorganismos debido al aumento en la concentración de las sales y sólidos que se

disuelven del suelo (Muciñio, 2001).

Figura 7.22 Microalga del genero Chlorella Figura 7.23 Microalga diatomea, del genero Nitzschia



En los fotobiorreactores de enriquecimiento de 0.5 L la concentración de biomasa

inicial fue de de 0.04 gL-1 teniendo al final una concentración máxima, 115 veces

mayor, de 4.6 gL-1 con el medio de cultivo Zarrouk, pasando de un cultivo de baja

densidad, proveniente de un sistema fotosintético abierto a un cultivo de alta densidad

logrado en fotobiorreactores (Pulz, 2001).

Las caídas en las concentraciones en la biomasa y clorofila en los fotobiorreactores de

enriquecimiento de 0.5 L se deben principalmente a los volúmenes de extracción, por

lo que al momento de alimentarlos con medio de cultivo las concentraciones

disminuían. La concentración de biomasa y de clorofila “a” presentaron un

comportamiento parecido, a mayor concentración de biomasa mayor concentración de

clorofila, mostrando que la biomasa cuantificada es de microorganismos fotosintéticos.

La concentración de biomasa contenida en los fotobiorreactores que sólo contenían

alguno de los dos medios empleados, tanto de 0.5 como de 2 L, es considerada como

alta densidad (Pulz, 2001), con valores entre 2 y 8 gL-1.

El medio Zarrouk mostró una mayor eficiencia que el medio de cultivo BG-11 para el

crecimiento de los microorganismos fotosintéticos, ya que en el medio Zarrouk se

obtuvieron los valores más elevados de concentración de clorofila “a” y biomasa.

El crecimiento en los fotobiorreactores de 2 L mostró un comportamiento similar y

concentraciones máximas similares a las que se obtuvieron en los fotobiorreactores de

0.5 L, por lo que el cambio en el volumen de operación no afecto, y se siguió

obteniendo un cultivo fotosintético de alta densidad celular.

Los microorganismos fotosintéticos presentes en los cultivos son microorganismos

aplicados en lagunas de estabilización en diversas partes del mundo junto con otros

géneros de microorganismos fotosintéticos (Salazar, 2006), tal es el caso de la

Spirulina, Chlorella, Nitzschia y Oscillatoria (Tabla 8.1).



Tabla. 8.1 Géneros de microalgas comunes en lagunas de estabilización. (Salazar 2006).

Grupo Géneros representativos % de aplicación en lagunas

de estabilización.

Diatomeas Cyclotella, Gomphonema, Nitzschia 10

Flageladas Chlamydomonas, Euglena, Cryptomonas. 25

Algas verdes Ankistrodemus,Chlorella, Scenedesmus. 50

Algas verde

azules

Anacystis, Anabaena, Oscillatoria. 15

En el primer experimento en el cual se utilizó agua residual de la planta de tratamiento

en fotobiorreactores de 2 L, las variaciones iniciales de DQO se pueden deber a que el

agua residual contenía sustancias a las que los microorganismos no estaban

adaptados, y con el cambio de agua residual la DQO disminuyó, posiblemente porque

esta muestra ya no contenía la sustancia que afectaba, logrando que la DQO se

estabilizara en el reactor del L.N.C. un 50% por debajo del punto máximo y un 40% en

el reactor de las L.F.

La pérdida de biomasa de los fotobiorreactores con los cultivos de las L.F. y el L.N.C

se debió a los constante y elevados volúmenes de extracción, no permitiendo la

regeneración adecuada de la biomasa, ya que en los primeros días, se extrajeron 0.49

gL-1dia-1 de biomasa, mientras que solo se producían 0.14g L-1dia-1. Que es solo una

cuarta parte de la biomasa extraída, por lo que al paso de tiempo, el volumen de agua

residual aumentaba, mientras que los microorganismos encargados de degradar la

materia orgánica disminuían. Mostrando que el tiempo de retención propuesto no era

factible, y que este debía ser incrementado, para lograr la regeneración de la biomasa

en los fotobiorreactores.

Para el segundo experimento en el cual se combinaron los cultivos y se utilizó agua

residual sintética con una DQO de 1000 mgL-1,en la mayoría de los puntos se observa

la baja en la DQO inmediatamente al siguiente punto de muestreo, e inclusive cuando

la concentración se eleva aún mas, el sistema degrada con mayor eficiencia estas

concentraciones acumuladas de la DQO. Permitiendo en este periodo de tratamiento

recuperar la biomasa extraida en el muestreo, quedando practicamente equilibrado el

volumen de biomasa extraido, con la biomasa que se recupera en los siguientes días a

una tasa de 0.14 gL-1dia-1.



En un experimento llevado a cabo por Valderrama L.T. con microalgas, se trató agua

residual con una carga de 300 mgL-1 de DQO en un tanque de 10 L, disminuyendo en

12 días a aproximadamente 150 mgL-1. Comparado con la carga total de 1020 mgL-1

de este trabajo, y con el mismo intervalo de tiempo la carga agregada en este trabajo

es más elevada y se logra una mejor remoción de la DQO.

Los parámetros de biomasa, concentración de fósforo y de nitrógeno (fig. 7.11, 7.14 y

7.15) se relacionan, ya que cuando las concentraciones de biomasa son bajas las

concentraciones de nitrógeno son elevadas, y al aumentar la biomasa la disponibilidad

del nitrógeno baja ya que es absorbido por los microorganismos fotosintéticos.

Mientras que el fósforo, que puede ser uno de los macronutrientes causantes de la

eutroficación de ríos y lagos por organismos fotosintéticos, en este caso es favorable

ya que ayuda al crecimiento de la biomasa; el sistema presentó una eficiencia de

remoción del 55%, la concentración de fósforo total se mantuvo en una concentración

promedio de 12.8 mgL-1. Esta concentración excede los límites permisibles por 8 mgL-1

(NOM-001-SEMARNAT), y no sería apta para descarga en ríos, en la sección

protección de vida acuática y descarga en embalses naturales y artificiales, ni para uso

urbano. El porcentaje mínimo de remoción de Nitrógeno fue del 93%, con estos

valores, el agua tratada, para Nitrógeno, cumple con todos los L.M.P. de promedio

mensual que estipula la NOM-001-SEMARNAT de 25 mgL-1 para descarga de aguas

en bienes nacionales.

En cuanto a la DBO, para su descarga en cuerpos naturales o artificiales, debe tener

una concentración menor a 30 mgL-1, y en general, en ninguno de los tratamientos

realizados en este trabajo la DQO nunca estuvo por debajo de los 180 mgL-1.

Mientras que la NOM-003-SEMARNAT para el uso de agua tratada en servicio público,

no requiere de conocer estos parámetros, más que de DBO, y al igual marca un L.M.P.

de 30 mgL-1. Dando que con los resultados obtenidos no se obtiene una agua que

cumpla esta parte de la normatividad para descarga de agua, pero que el tratamiento

de esta agua puede ser complementado con la eliminación de la DQO provocada por

los microorganismos fotosintéticos, que no pudieron ser retirados por medio de la

filtración al momento de hacer las pruebas de DQO.



En el tercer experimento en el cual se utilizó un ARS con DQO de 7200 mgL-1 se hace

más notoria la remoción de la materia orgánica en el sistema. En los treinta días que

duro este experimento la degradación de DQO fue de 32 mgL-1dia-1, mientras que para

las lagunas facultativas de la planta de tratamiento de Texcoco es de 11.8 mgL-1dia-1,

su tiempo de retención es de 23 días para tratar un caudal de 0.5 m3s-1 y teniendo una

eficiencia de remoción de DQO del 80% (Muciñio, 2002).

Un punto importante es que concentraciones elevadas de DQO no afectan, ni inhiben

el crecimiento ni la eficiencia de remoción llevada a cabo por el cultivo de

microorganismos fotosintéticos obtenidos. Por lo que pueden ser utilizados en aguas

residuales con elevadas concentraciones de materia orgánica.

En el cuarto experimento donde se utilizó agua residual sin sales de medio, se

demostró que el cultivo fotosintético, puede subsistir y degradar materia orgánica del

agua residual, sin la necesidad de adicionarle compuestos extras.

En comparación con otros sistemas de tratamiento los tratamientos aplicados en esta

tesis por medio de fotobiorreactores, muestran una mayor eficiencia en la remoción de

la DQO de aguas residuales (tabla 8.2)

Tabla 8.2. Comparación de diferentes sistemas de tratamiento de aguas residuales en los que se utilizaron microorganismos fotosintéticos.

Sitio /

Experimento

DQO entrada

(mgL-1

)

DQO salida

(mgL-1

)

Eficiencia

(%)

Remoción

(mgL-1

dia-1

)

L.F. Texcoco

(Muciñio, 2002)

380 68 80 11.8

Valderrama L.T. 300 150 50 12.5

Experimento 2* 1110 3 99.9 30

Experimento 3* 1440 468 67 32

*Experimentos realizados en esta tesis y descritos previamente



9. CONCLUSIONES.

1. Se aisló un cultivo de microorganismos fotosintéticos fotoheterótrofo con

capacidad de degradar la matéria orgánica de águas residuales.

2. El medio con mayor productividad para el crecimiento de microorganismos

fotosintéticos fue el medio Zarrouk.

3. La tasa de crecimiento del cultivo fotosintético en los diversos fotobiorreactores

con medio Zarrouk fue de 0.14 gL-1dia-1.

4. Los Géneros identificados en el cultivo fueron: Spirulina, Nitzschia, Chlorella, y

Oscillatoria.

5. En el experimento que se utilizó agua residual sintética con DQO de 1000mgL-

1, la remoción fue de 93% de nitrógeno y de 55% en fósforo.

6. El cultivo puede desarrollarse en concentraciones de hasta 1800mgL-1 de DQO,

sin afectar el crecimiento de la biomasa fotosintética.

7. Los tiempos de retención deben de ser suficientemente largos para permitir la

reposición de la biomasa fotosintética y que se lleve a cabo la degradación de

la DQO.

8. La remoción de DQO del cultivo fue de 30 mgL-1dia-1.



10. REFERENCIAS.

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Establecimiento de un cultivo microbiano fotosintético ... · Establecimiento de un cultivo microbiano fotosintético para la remoción de materia orgánica de aguas residuales