Estudos de Biodegradação de COV’s e Aplicação na Torre ...repositorium.sdum.uminho.pt/bitstream/1822/2643/1/Tese.pdf · ETAR da indústria petroquímica (ETAR Petrogal, Matosinhos)

Cristina Maria da Silva Gonçalves

Dissertação submetida à Universidade do Minho para satisfação dos requisitos do grau de mestre em Tecnologias do Ambiente

Estudos de Biodegradação de COV’s e Aplicação na Torre Biológica de Pratos

Tese realizada sob supervisão do

Professor Doutor João Monteiro Peixoto

Professor Auxiliar do Departamento de Engenharia Biológica da Universidade do Minho

Departamento de Engenharia Biológica

Escola de Engenharia Universidade do Minho

Dezembro de 2004

Ao Rogério

Aos meus Pais

Resumo

iii

Resumo O impacto ambiental dos componentes orgânicos voláteis tem sido objecto de preocupação crescente e a sua

minimização alvo de diversos estudos científicos, bem como objectivo na aplicação de várias tecnologias de tratamento. Neste âmbito, e dada a perspectiva de incumprimento nacional das directivas europeias para emissões de gases poluentes, pretende-se contribuir para o estudo da aplicabilidade do tratamento biológico de compostos orgânicos voláteis (COV’s).

O objectivo principal deste trabalho consiste na avaliação e comparação do desempenho de diferentes biofilmes na remoção COV’s, tomando como indicadores a percentagem de remoção de COV’s e as características morfológicas, químicas e biológicas dos biofilmes. O trabalho envolveu, além da componente experimental e de análise de resultados, a identificação das tecnologias de tratamento biológico de correntes gasosas e a gestão de uma unidade de tratamento biológico em escala piloto.

Com este propósito foram desenvolvidas duas linhas de trabalho: (i) o estudo da degradação biológica em batch de fenol, aplicando diferentes concentrações do poluente, e (ii) o estudo degradação biológica de tolueno num reactor recentemente desenvolvido denominado Torre Biológica de Pratos (TBP). Este reactor modular engloba diferentes fenómenos físicos, químicos e biológicos. Cada módulo do reactor é composto por um conjunto de pratos onde se fixa a comunidade microbiana, obtendo água e meio mineral a partir de uma corrente líquida descendente e tolueno a partir de uma corrente gasosa ascendente.

O trabalho envolveu o estudo de desempenho de biofilmes bacterianos provenientes de três inóculos distintos: (i) Pseudomonas putida pura, (ii) lamas activadas da ETAR da cidade de Braga (ETAR Frossos) e (iii) lamas activadas de uma ETAR da indústria petroquímica (ETAR Petrogal, Matosinhos).

Os ensaios realizados englobaram diversas técnicas de análise, nomeadamente: (i) espectrometria de massa, para determinação de tolueno na TBP; (ii) espectofotometria molecular, para quantificação de biomassa e fenol; (iii) determinação das características físicas do biofilme, nomeadamente espessura, massa volúmica, peso seco, sólidos totais voláteis, sólidos suspensos totais e voláteis; (iv) determinação de aspectos químicos do biofilme, como a quantificação de polissacarídeos, proteínas e actividade do biofilme e (v) registo das características morfológicas do biofilme, utilizando microscopia óptica, técnicas clássicas de coloração e microscopia electrónica de varrimento.

Os estudos de degradação de fenol em batch com o inóculo das lamas activadas provenientes da ETAR da Petrogal apresentaram os melhores resultados: maior tolerância à concentração de fenol (400 mg/L) e maior percentagem de remoção de fenol do meio (cerca de 90%, a uma taxa de consumo de 0.23 h-1). A taxa específica de crescimento da comunidade microbiana foi de 0.14 h-1, num tempo de aclimatação de 5 h. O rendimento global foi de 0.6 (mg biomassa)/(mg fenol). Quanto ao reactor biológico em estudo, os valores obtidos para percentagem de remoção de tolueno, resultantes de amostras pontuais, não permitem concluir relativamente à adequabilidade das condições de operação para a biodegradação de tolueno. Neste reactor as lamas activadas da ETAR da Petrogal apresentaram também melhores resultados relativamente à actividade do biofilme, quantidade de proteína e polissacarídeos.

Abstract

iv

Abstract There is growing concern regarding the environmental impact of volatile organic compounds and its minimization has

been the target of several scientific studies as well as the aim of application of diverse treatment technologies. In this scope, given the expected national non-compliance with european directives for emissions of waste gases, a contribution to the study of the applicability of biological treatment for volatile organic compounds (VOC) is presented.

The main objective of this work is the performance evaluation and comparison of different biofilms in VOC removal. The ratio of VOC removal and the biofilm morphological, chemical and biological characteristics were used as parameters. The work involved the acquisition of experimental data and its analysis, as well as the identification of waste gas biological treatment technologies and the management of a pilot scale treatment unit.

Two lines of work were developed: (i) study of batch biological degradation of different concentrations of phenol and (ii) study of biological toluene degradation in a recently developed reactor, named Biological Plate Tower (BPT). This modular reactor encompasses different physical, chemical and biological processes. Each module is composed of a set of cascaded plates on to which bacteria attach, with water and mineral medium supply flowing downwards and toluene supply from an upwards air stream.

Three bacterial biofilm sources were studied in both lines of work, namely: (i) pure Pseudomonas putida, (ii) activated sludge from a domestic wastewater treatment plant (Frossos, Braga) and (iii) activated sludge from a petrochemical wastewater treatment plant (Petrogal, Matosinhos).

Several analysis techniques were employed, namely: (i) mass spectrometry, for toluene concentration analysis in BPT; (ii) molecular spectrophotometry, for biomass and phenol quantification; (iii) biofilm physical properties assessment, namely thickness, mass volume, dry weight, total volatile solids, total suspended and volatile solids; (iv) chemical biofilm analysis such as polysaccharides, protein and biofilm activity quantification and (v) biofilm morphological properties assessment, using optic microscopy, classic colouring techniques and sweep electronic microscopy.

The batch phenol degradation studies showed best results for the petrochemical wastewater treatment plant sludge inoculum: greater phenol concentration tolerance (400 ml/L) and greater phenol removal rate (about 90% with a consumption rate of 0.23h-1). The specific growth rate of the microbial community was 0.14 h-1, with aclimatation time of 5 h. The global yield was 0.6 (mg biomass)/(mg phenol). Regarding the biological reactor under study, the toluene removal ratios, obtained from point samples, do not allow to assess the applicability of the toluene biodegradation operating conditions. In this bioreactor the biofilm from the petrochemical wastewater treatment plant sludge also presented the best results in biofilm activity, protein quantity and polysaccharide quantity.

Agradecimentos

v

Agradecimentos O presente trabalho não seria possível sem a ajuda de diversas pessoas, que de forma directa ou indirecta

contribuíram para a sua realização.

Em primeiro lugar gostaria de agradecer ao Departamento de Engenharia Biológica da Universidade do Minho pelas condições disponibilizadas para a realização deste trabalho.

Ao Prof. Doutor João Monteiro Peixoto, supervisor deste trabalho, fico-lhe particularmente grata pelo apoio e orientação científica, permanentemente disponibilizados.

Agradeço à Prof. Doutora Teresa Tavares por ter apoiado a realização deste projecto no laboratório de Engenharia Química.

Os meus agradecimentos à Nova Empresa Industrial de Curtumes, S.A pela compreensão e disponibilização de tempo para a realização dos ensaios laboratoriais. À ETARLIMA- Tratamento de Efluentes, ACE e aos meus colegas, agradeço a paciência e incentivo na fase final da execução da dissertação.

Ao Miguel, my field assistent, o meu agradecimento pelo apoio na realização de alguns ensaios na fase final deste trabalho.

Agradeço a todos os Amigos, a Lúcia, o Manuel, a Mariana, a Raquel e o Pedro que sempre me incentivaram e que de forma directa ou indirecta contribuíram para este projecto.

Agradeço à Graciete e ao Jorge, de forma muito especial, por todo o incentivo e aconselhamento na realização deste trabalho.

O meu último agradecimento vai para o Rogério, dinamizador deste projecto, e para os meus pais por todo apoio e compreensão.

Índice Geral

vi

Índice Geral Resumo .....................................................................................................................................................................................iii Abstract.....................................................................................................................................................................................iv Agradecimentos ........................................................................................................................................................................v Índice Geral...............................................................................................................................................................................vi Índice de Figuras......................................................................................................................................................................ix Índice de Tabelas ...................................................................................................................................................................xiii Lista de Acrónimos ................................................................................................................................................................xiv 1. Introdução..............................................................................................................................................................................3

1.1. Âmbito e objectivos .....................................................................................................................................................3 1.2. Estrutura da dissertação..............................................................................................................................................3

2. Fundamentos Teóricos.........................................................................................................................................................7 2.1. Poluição atmosférica ...................................................................................................................................................7 2.2. Emissões de gases acidificantes em Portugal ............................................................................................................8

2.2.1. Emissões de gases acidificantes em 2000..................................................................................................8 2.2.2. Emissões de gases acidificantes em 2010..................................................................................................9 2.2.3. Redução de poluentes a nível nacional .....................................................................................................11

2.3. Poluição do ar versus COV’s.....................................................................................................................................13 2.4. Legislação no controlo da poluição ambiental...........................................................................................................14

2.4.1. Legislação EUA .........................................................................................................................................14 2.4.2. Legislação europeia...................................................................................................................................15 2.4.3. Legislação nacional ...................................................................................................................................17

2.5. Compostos orgânicos voláteis...................................................................................................................................18 2.5.1. Tolueno......................................................................................................................................................19

2.6. Estratégias e tecnologias de tratamento ...................................................................................................................21 2.6.1. Condensação.............................................................................................................................................21 2.6.2. Incineração ................................................................................................................................................23 2.6.3. Adsorção....................................................................................................................................................25 2.6.4. Absorção....................................................................................................................................................28 2.6.5. Sistemas membranares.............................................................................................................................28 2.6.6. Tratamento biológico .................................................................................................................................30

2.7. Fundamentos do tratamento biológico ......................................................................................................................30 2.7.1. Tipos de configurações de biorreactores...................................................................................................31 2.7.2. Comparação das tecnologias de biodegradação com as convencionais ..................................................39 2.7.3. Ecologia microbiana ..................................................................................................................................41

2.8. Degradação biológica de COV’s ...............................................................................................................................44 2.8.1. Aspectos genéticos e metabólicos da biodegradação...............................................................................44

Índice Geral

vii

2.8.2. Modelos matemáticos para degradação de COV’s ...................................................................................46 3. Material e Métodos ..............................................................................................................................................................53

3.1. Ensaios microbiológicos ............................................................................................................................................53 3.1.1. Inóculo .......................................................................................................................................................53 3.1.2. Composição mineral do meio de cultura ...................................................................................................55

3.2. Estudos cinéticos de degradação do fenol em reactor de biomassa suspensa........................................................56 3.2.1. Indução ......................................................................................................................................................56 3.2.2. Procedimento experimental da degradação em batch do fenol ................................................................57

3.3. Estudos cinéticos de degradação em reactor de biomassa fixa ...............................................................................57 3.3.1. Reactor biológico .......................................................................................................................................57 3.3.2. Arranque do reactor biológico....................................................................................................................64 3.3.3. Procedimento experimental periódico .......................................................................................................64

3.4. Métodos analíticos.....................................................................................................................................................65 3.4.1. Determinação do pH..................................................................................................................................65 3.4.2. Determinação da espessura do biofilme ...................................................................................................65 3.4.3. Determinação da massa volúmica.............................................................................................................65 3.4.4. Determinação da humidade.......................................................................................................................65 3.4.5. Determinação do peso seco ......................................................................................................................66 3.4.6. Determinação dos sólidos voláteis totais...................................................................................................66 3.4.7. Determinação dos sólidos suspensos totais e voláteis .............................................................................66 3.4.8. Determinação dos polissacarídeos............................................................................................................66 3.4.9. Determinação das proteínas......................................................................................................................67 3.4.10. Determinação da actividade do biofilme....................................................................................................67 3.4.11. Aspectos morfológicos de microscopia óptica...........................................................................................69 3.4.12. Aspectos morfológicos de microscopia electrónica de varrimento ............................................................70 3.4.13. Determinação de fungos............................................................................................................................71 3.4.14. Determinação do tolueno na fase gasosa .................................................................................................71

4. Resultados e Discussão .....................................................................................................................................................77 4.1. Resultados de ensaios com biomassa em suspensão..............................................................................................77

4.1.1. Condições de operação.............................................................................................................................77 4.1.2. Cinética de crescimento ............................................................................................................................77 4.1.3. Consumo de fenol......................................................................................................................................88 4.1.4. Determinação do rendimento global do sistema .......................................................................................96

4.2. Resultados de ensaios com biomassa fixa ...............................................................................................................98 4.2.1. Dinâmica inicial de fluidos .........................................................................................................................98 4.2.2. Condições de operação.............................................................................................................................99 4.2.3. Características do biofilme ......................................................................................................................100

5. Conclusões Gerais............................................................................................................................................................127 Referências Bibliográficas ...................................................................................................................................................129

Índice Geral

viii

Anexos ...................................................................................................................................................................................135 Anexo 1. Curva de calibração do rotâmetro do ar ..........................................................................................................135 Anexo 2. Curva de calibração do fenol ...........................................................................................................................137 Anexo 3. Curva de calibração para proteínas.................................................................................................................139 Anexo 4. Curva de calibração para polissacarídeos.......................................................................................................141 Anexo 5. Curva de calibração da biomassa para os três inóculos distintos ...................................................................143

Índice de Figuras

ix

Índice de Figuras Figura 1. Emissões de SO2, NOx, COVNM e NH3, em 2000, e respectivos tectos nacionais de emissões, em 2010

(Instituto Ambiente, 2002). ......................................................................................................................................9 Figura 2. Contribuição sectorial para as emissões de SO2, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002). ......................10 Figura 3. Contribuição sectorial para as emissões de NOx, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002). ......................10 Figura 4. Contribuição sectorial para as emissões de COVNM, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002). ...............11 Figura 5. Contribuição sectorial para as emissões de NH3, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002). ......................11 Figura 6. Emissões de SO2, NOx, COVNM e NH3, em 2010, e respectivos tectos nacionais de emissões (Instituto do

Ambiente, 2002). ...................................................................................................................................................12 Figura 7. Estrutura molecular do tolueno..............................................................................................................................19 Figura 8. Representação de um condensador. ....................................................................................................................22 Figura 9. Esquema de um incinerador térmico. ....................................................................................................................24 Figura 10. Esquema de um incinerador regenerativo e recuperativo. ....................................................................................24 Figura 11. Esquema de um incinerador catalítico...................................................................................................................25 Figura 12. Esquema de um adsorvedor de leito fixo regenerativo. ........................................................................................27 Figura 13. Representação de um absorvedor. .......................................................................................................................28 Figura 14. Esquema de um sistema membranar....................................................................................................................29 Figura 15. Figura representativa do princípio de biofiltração (adaptado de Deshusses et al., 1997).....................................32 Figura 16. Figura representativa de um biofiltro. ....................................................................................................................33 Figura 17. Figura representativa de um biopercolador. ..........................................................................................................35 Figura 18. Figura representativa de um biolavador. ...............................................................................................................37 Figura 19. Figura representativa de um CBR. ........................................................................................................................38 Figura 20. Figura representativa de um biorreactor híbrido. ..................................................................................................39 Figura 21. Etapas de degradação de tolueno na Pseudomonas putida mt-2.........................................................................45 Figura 22. Gráfico exemplificativo do crescimento microbiano...............................................................................................47 Figura 23. Perfil da curva de crescimento segundo o modelo Monod e Haldane vs Concentração. .....................................50 Figura 24. Esquema da instalação. ........................................................................................................................................58 Figura 25. Fotografia de um conjunto de módulos da TBP. ...................................................................................................58 Figura 26. Figura representativa de um módulo da TBP........................................................................................................59 Figura 27. Fotografia da torre de pratos da TBP. ...................................................................................................................60 Figura 28. Fotografia do fermentador. ....................................................................................................................................60 Figura 29. Fotografia do rotâmetro. ........................................................................................................................................61 Figura 30. Fotografia do calibrador dos rotâmetros do ar.......................................................................................................62 Figura 31. Esquema da câmara de mistura............................................................................................................................62 Figura 32. Fotografia dos medidores de quedas de pressão. ................................................................................................63

Índice de Figuras

x

Figura 33. Figura representativa do respirómetro...................................................................................................................68 Figura 34. Gráfico ilustrativo das diversas taxas de respiração. ............................................................................................68 Figura 35. Etapas decorrentes no espectrómetro de massa..................................................................................................72 Figura 36. Figura representativa da electro-ionização. ..........................................................................................................73 Figura 37. Figura de um analisador quadripolo. .....................................................................................................................73 Figura 38. Detector tipo Gaiola de Faraday............................................................................................................................74 Figura 39. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de

fenol para o inóculo P. putida. ...............................................................................................................................78 Figura 40. Logaritmo neperiano da concentração de biomassa expressa em SSV/(mg/L) em função do tempo (h),

para concentrações iniciais de fenol de 50 mg/L a 400 mg/L. ..............................................................................79 Figura 41. Variação do tempo de aclimatação com a concentração inicial de fenol. .............................................................80 Figura 42. Variação da taxa específica de crescimento com a concentração inicial de fenol. ...............................................80 Figura 43. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de

fenol, para o inóculo de lamas activadas municipais. ...........................................................................................81 Figura 44. Logaritmo neperiano da concentração de biomassa expressa em SSV/(mg/L), em função do tempo, para

concentração inicial de fenol de 100 mg/L a 1000 mg/L. ......................................................................................82 Figura 45. Variação do tempo de aclimatação com a concentração de fenol. .......................................................................83 Figura 46. Variação da taxa específica de crescimento com a concentração inicial de fenol. ...............................................83 Figura 47. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de

fenol (50 mg/L a 400 mg/L), para o inóculo da ETAR de lamas activadas da Petrogal. .......................................84 Figura 48. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de

fenol (500 mg/L a 1000 mg/L), para o inóculo da ETAR de lamas activadas da indústria petroquímica. .............85 Figura 49. Logaritmo neperiano da concentração de biomassa expressa em SSV/(mg/L) em função do tempo, para

concentrações de fenol de 50 mg/L a 1000 mg/L. ................................................................................................86 Figura 50. Variação do tempo de aclimatação com a concentração de fenol. .......................................................................87 Figura 51. Variação da taxa específica de crescimento com a concentração inicial de fenol. ...............................................87 Figura 52. Consumo de fenol versus tempo a diversas concentrações de fenol. ..................................................................89 Figura 53. Variação da percentagem de remoção para as diferentes concentrações de fenol ao longo do tempo...............89 Figura 54. Velocidade de consumo de fenol versus concentração de fenol. .........................................................................90 Figura 55. Consumo de fenol versus tempo a diversas concentrações de fenol. ..................................................................91 Figura 56. Variação da percentagem de remoção para as diferentes concentrações iniciais de fenol ao longo do

tempo.....................................................................................................................................................................91 Figura 57. Velocidade de consumo de fenol versus concentração inicial de fenol. ...............................................................92 Figura 58. Consumo de fenol versus tempo a diversas concentrações de fenol. ..................................................................92 Figura 59. Variação da percentagem de remoção para as diferentes concentrações de fenol ao longo do tempo...............93 Figura 60. Velocidade de consumo de fenol versus concentração inicial de fenol. ...............................................................93 Figura 61. Desenvolvimento de biomassa a uma concentração de fenol de 400 mg/L variando o pH para o inóculo P.

putida. ....................................................................................................................................................................94 Figura 62. Desenvolvimento de biomassa a uma concentração de fenol de 400 mg/L variando o pH para o inóculo LA

Frossos..................................................................................................................................................................95

Índice de Figuras

xi

Figura 63. Desenvolvimento de biomassa a uma concentração de fenol de 400 mg/L variando o pH para o inóculo LA Petrogal. ................................................................................................................................................................95

Figura 64. Rendimento biológico em função da concentração de fenol, em sistema batch, para Pseudomonas putida.......96 Figura 65. Rendimento biológico em função da concentração de fenol, em sistema batch, para lamas activadas de

Frossos..................................................................................................................................................................97 Figura 66. Rendimento biológico em função da concentração de fenol, em sistema batch, para as lamas activadas da

Petrogal. ................................................................................................................................................................97 Figura 67. Volumes de retenção da TBP versus caudal da fase líquida (Peixoto, 2003).......................................................98 Figura 68. Queda de pressão versus caudal de ar para um caudal da fase líquida de 500 dm3/h. .......................................99 Figura 69. Fotografia dos pratos do módulo 1 (direita) e módulo 2 (esquerda) para o biofilme cujo inóculo era

Pseudomonas putida. ..........................................................................................................................................101 Figura 70. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 1 apresentando formações uniformes. ..............................101 Figura 71. Fotografia da coluna 1, em pormenor, apresentando um biofilme uniforme e de cor escura. ............................101 Figura 72. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 2 apresentando formações uniformes e uma coloração

castanha clara. ....................................................................................................................................................101 Figura 73. Fotografia que mostra a comparação entre a coluna 1 com biofilme e sem biofilme, para o inóculo de

lamas activadas de Frossos. ...............................................................................................................................102 Figura 74. Fotografia que mostra um pormenor do biofilme da coluna 1 com um biofilme algo rugoso para o inóculo

de lamas activadas de Frossos. ..........................................................................................................................102 Figura 75. Fotografia que evidencia o distribuidor da fase líquida com bastante biofilme para o inóculo de lamas

activadas de Frossos da coluna 1. ......................................................................................................................103 Figura 76. Fotografia da coluna 2 com biofilme do inóculo das lamas activadas de Frossos. .............................................103 Figura 77. Fotografia em pormenor da coluna 2 com biofilme do inóculo das lamas activadas de Frossos........................103 Figura 78. Fotografia do pormenor do distribuidor da fase líquida da coluna 2 com biofilme do inóculo das lamas

activadas de Frossos...........................................................................................................................................103 Figura 79. Fotografia da coluna 1 (à direita) e coluna 2 (à esquerda) com biofilme cujo inóculo é lamas activadas da

Petrogal. ..............................................................................................................................................................104 Figura 80. Fotografia em pormenor do biofilme da coluna 1 do inóculo de lamas activadas da Petrogal............................104 Figura 81. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 1 cujo inóculo era lamas activadas da Petrogal.................105 Figura 82. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 2 e cujo inóculo era lamas activadas da Petrogal..............105 Figura 83. Quedas de pressão ao longo das colunas para Pseudomonas putida. ..............................................................106 Figura 84. Quedas de pressão ao longo das colunas para LA Frossos. ..............................................................................106 Figura 85. Quedas de pressão ao longo das colunas para LA Petrogal. .............................................................................106 Figura 86. Fotografia microscópica do inóculo lamas activadas de Frossos, mostrando bactérias Gram-negativas. .........110 Figura 87. Imagem obtida utilizando a técnica coloração alaranjado de acridina para as lamas activadas da Galp. ..........111 Figura 88. Imagem obtida utilizando a técnica coloração alaranjado de acridina para a Pseudomonas putida. .................111 Figura 89. Imagem obtida utilizando a técnica coloração alaranjado de acridina para as lamas activadas de Frossos......111 Figura 90. Imagem obtida para o biofilme com inóculo lamas Activadas da ETAR da Galp................................................112 Figura 91. Imagem obtida para o biofilme com inóculo Pseudomonas putida. ....................................................................112 Figura 92. Imagem obtida para o biofilme com inóculo lamas activadas da ETAR de Frossos. ..........................................112

Índice de Figuras

xii

Figura 93. Isolamento do fungo, proveniente da coluna 2, do biofilme Lamas Activadas de Frossos, utilizando o meio de cultura.............................................................................................................................................................113

Figura 94. Repicagem do fungo em meio selectivo DRBC proveniente da coluna 2 do biofilme Lamas Activadas de Frossos................................................................................................................................................................113

Figura 95. Biofilme superficial cujo inóculo era a bactéria Pseudomonas putida. ................................................................114 Figura 96. Biofilme superficial cujo inóculo era a bactéria Pseudomonas putida. ................................................................115 Figura 97. Fotografia do biofilme com a presença provável de uma levedura desidratada. ................................................115 Figura 98. Fotografia de fungos presentes no biofilme. .......................................................................................................116 Figura 99. Fotografia do biofilme da coluna 1 da torre biológica de pratos. .........................................................................116 Figura 100. Fotografia do biofilme da coluna 2 da torre biológica de pratos. .........................................................................117 Figura 101. Fotografia, com maior ampliação, do biofilme da coluna 2 da torre biológica de pratos.....................................117 Figura 102. Fotografia do biofilme superficial retirado cujo inóculo foi as lamas activadas da Petrogal. ...............................118 Figura 103. Fotografia que evidencia nemátodes presentes no biofilme. ..............................................................................118 Figura 104. Fotografia da cultura de bactérias presentes no biofilme superficial...................................................................119 Figura 105. Fotografia de uma estrutura bastante pregueada. ..............................................................................................119 Figura 106. Relação entre o caudal de ar utilizado e o caudal de tolueno puro evaporado da câmara de mistura, sendo

o parâmetro o nível de líquido (posição) na câmara de mistura. ........................................................................120 Figura 107. Eficiência de remoção de tolueno (%) versus caudal do ar (mL/s) para a coluna 1 e 2 da TBP tendo em

conta a concentração de tolueno (µL/L). ............................................................................................................120 Figura 108. Eficiência de remoção de tolueno (%) versus percentagem de remoção (%) para o inóculo lamas

activadas da ETAR de Frossos na TBP. .............................................................................................................122 Figura 109. Eficiência de remoção de tolueno (%) versus concentração de tolueno (µL/L) para o inóculo de Lamas

activadas da ETAR da Petrogal na TBP. ............................................................................................................123 Figura 110. Curva de calibração para relacionar a posição do rotâmetro e o caudal de ar utilizado. ....................................136 Figura 111. Curva de calibração para determinação da concentração de fenol por espectofotometria de absorção

molecular a um comprimento de onda de 270 nm. .............................................................................................138 Figura 112. Curva de calibração para determinação da concentração de proteína por espectrofotometria de absorção

molecular a um comprimento de onda de 740 nm. .............................................................................................140 Figura 113. Curva de calibração para determinação da concentração de proteína por espectrofotometria de absorção

molecular a um comprimento de onda de 740 nm. .............................................................................................142 Figura 114. Curva de calibração para determinação da concentração, expressa em SST/SSV, a partir da absorvância

a um comprimento de onda de 620 nm, para Pseudomonas putida. ..................................................................144 Figura 115. Curva de calibração para determinação da concentração, expressa em SST/SSV, a partir da absorvância

a um comprimento de onda de 620 nm para as Lamas Activadas Frossos........................................................146 Figura 116. Curva de calibração para determinação da concentração, expressa em SST/SSV, a partir da absorvância

a um comprimento de onda de 620 nm, para as Lamas Activadas da Petrogal. ................................................147

Índice de Tabelas

xiii

Índice de Tabelas Tabela 1. Contribuição (%) dos diversos sectores de actividades para as emissões de SO2, NOx, COVNM e NH3 em

2000 (Instituto do Ambiente, 2002) .........................................................................................................................9 Tabela 2. Comparação entre as diversas tecnologias de controlo de COV’s .......................................................................40 Tabela 3. Enzimas e proteínas reguladoras codificadas por genes no plasmídeo TOL pWWO...........................................46 Tabela 4. Composição do meio mineral para desenvolvimento de microrganismos ............................................................55 Tabela 5. Resumo das observações macroscópicas para Pseudomonas putida ...............................................................100 Tabela 6. Resumo das observações macroscópicas com o inóculo de lamas activadas de Frossos ................................102 Tabela 7. Resumo das observações macroscópicas com inóculo de lamas activadas da Petrogal...................................104 Tabela 8. Porosidade e tempo de contacto para os diversos biofilmes ..............................................................................105 Tabela 9. Valores de massa volúmica e percentagem de humidade para os três biofilmes no reactor..............................107 Tabela 10. Actividade celular dos três biofilmes em diversas posições do biorreactor.........................................................108 Tabela 11. Valores de concentração de proteína para os três tipos de inóculo (mg/g) ........................................................109 Tabela 12. Valores de concentração de polissacarídeos para os três tipos de inóculo (mg/g).............................................110 Tabela 13. Valores de concentração de tolueno (µL/L) da entrada e saídas da coluna 1 e 2 para o biofilme LA da

Petrogal. ..............................................................................................................................................................123 Tabela 14. Relação entre as diversas posições no rotâmetro do ar versus caudal do ar obtido (Q) ....................................135 Tabela 15. Valores da concentração de fenol (Cfenol) e da absorvância (Abs) a um comprimento de onda de 270 nm. ......137 Tabela 16. Valores da concentração de proteínas (Cproteína) e da absorvância (Abs) a um comprimento de onda de

740 nm.................................................................................................................................................................139 Tabela 17. Valores da concentração de polissacarídeos (Cpolissacarídeos) e da absorvância (Abs) a um comprimento de

onda de 490 nm..................................................................................................................................................141 Tabela 18. Valores da absorvância de biomassa (Abs) a um comprimento de onda de 620 nm e da concentração de

SST e SSV, para Pseudomonas putida. .............................................................................................................143 Tabela 19. Valores da absorvância de biomassa (Abs) a um comprimento de onda de 620 nm e da concentração de

SST e SSV para Lamas Activadas de Frossos. ..................................................................................................145 Tabela 20. Valores da absorvância de biomassa (Abs) a um comprimento de onda de 620 nm e da concentração de

SST e SSV para lamas activadas da Petrogal. ..................................................................................................146

xiv

Lista de Acrónimos

BOM Biological Oxygen Monitor

CAFE Clean Air for Europe

CBR Contactor Biológico Rotativo

CFC Clorofluorcarbonetos

COV Compostos Orgânicos Voláteis

COVNM Compostos Orgânicos Voláteis Não Metânicos

EPA Environmental Protection Agency

ETAR Estação de Tratamento de Águas Residuais

HAPs Hazardous Air Pollutants

HC Hidrocarbonetos

HCFC Hidroclorofluorcarbonetos

LA Lamas Activadas

MACT Maximum Achievable Control Technologies

MTD Melhores Tecnologias Disponíveis

OGM Organismos Geneticamente Modificados

RPA Reactor Perfeitamente Agitado

TBP Torre Biológica de Pratos

TNT Trinitrotolueno

UE União Europeia

Capítulo I Introdução

Âmbito e objectivos

Estrutura da dissertação

Capítulo I Introdução

Âmbito e objectivos 3

1. Introdução A minimização do impacto ambiental dos gases NH3, SO2, NOx e dos componentes orgânicos voláteis, nomeadamente

no efeito de estufa, nas alterações climáticas globais e na destruição da camada do ozono pelos clorofluorcarbonetos tem sido alvo de diversos estudos científicos tendo como objectivos quer a redução das emissões na origem, quer a aplicação de tecnologias actuais de tratamento. A viabilidade tecnológica e a consciencialização ambiental têm sido motores de um incremento da eficiência das tecnologias de tratamento de efluentes gasosos e da sua aplicação industrial.

A nível nacional, pese embora a aplicação de medidas de controlo ambiental, prevê-se para as emissões de compostos orgânicos voláteis, o não cumprimento dos valores-limite para o ano 2010 fixados pela Directiva Tectos (Directiva 2001/81/CE).

Face a este facto, existe uma necessidade premente de identificar e analisar medidas adicionais para a redução das emissões de compostos orgânicos voláteis em Portugal. Existem diversas tecnologias de tratamento bastante eficientes na remoção de compostos orgânicos voláteis, como a absorção, a adsorção, o tratamento térmico e a condensação. No entanto, o tratamento biológico apresenta-se como uma alternativa viável, e cada vez mais presente, na redução de poluentes controlados por directivas nacionais. O tratamento biológico aplicado com os biofiltros, biopercoladores e biolavadores permite tratar caudais relativamente elevados de correntes poluídas com compostos orgânicos voláteis.

1.1. Âmbito e objectivos

O trabalho apresentado nesta dissertação teve como objecto de estudo uma tecnologia, de tratamento biológico, recentemente desenvolvida, para remover compostos orgânicos voláteis (COV’s) de correntes gasosas, denominada Torre Biológica de Pratos.

Os objectivos deste trabalho foram:

• Identificar e descrever as tecnologias de tratamento biológico aplicadas no controlo de poluição de correntes gasosas;

• Avaliar e comparar o comportamento, em batch, de diferentes tipos de inóculos na degradação de fenol e no desenvolvimento de biomassa;

• Gerir e avaliar uma unidade de tratamento biológico, em escala piloto, para o tratamento biológico de COV’s, nomeadamente tolueno.

1.2. Estrutura da dissertação

Esta dissertação de mestrado é constituída por cinco capítulos. No primeiro capítulo é apresentado o enquadramento do trabalho, situando-o na sua componente ambiental. O âmbito e objectivos do trabalho são também descritos neste capítulo.

Introdução Capítulo I

4 Estrutura da dissertação

No segundo capítulo são apresentados os fundamentos do tratamento biológico, os problemas e legislação associados à poluição atmosférica, incluindo estudos europeus e nacionais sobre controlo de poluição, tecnologias de tratamento, e modelos cinéticos de degradação biológica de COV’s.

O terceiro capítulo compreende a descrição de todos os métodos e técnicas aplicados no desenvolvimento laboratorial do trabalho. Inclui técnicas de microscopia óptica e de varrimento, métodos de coloração de células viáveis e não viáveis, espectrometria de massa, fotometria, etc.

No quarto capítulo apresenta-se os resultados laboratoriais obtidos, bem como a discussão dos resultados. Este capítulo é subdividido em duas partes principais: estudos degradação de fenol em sistema batch e estudos de degradação de tolueno em biomassa fixa.

Por último, apresenta-se as conclusões, orientações para trabalho futuro e considerações finais.

Capítulo II Fundamentos Teóricos

Poluição atmosférica

Emissões de gases acidificantes em Portugal

Poluição do ar versus COV’s

Legislação no controlo da poluição ambiental

Compostos orgânicos voláteis

Estratégias e tecnologias de tratamento

Fundamentos do tratamento biológico

Degradação biológica de COV’s


Poluição atmosférica 7

2. Fundamentos Teóricos Neste capítulo é apresentada uma introdução geral sobre os problemas inerentes aos poluentes gasosos e é

identificada a legislação de controlo ambiental, especialmente a respeitante a controlo de COV’s. São igualmente apresentadas e comparadas as diversas tecnologias de tratamento de COV’s, nomeadamente as tecnologias clássicas e de tratamento biológico. Apresenta-se ainda os fundamentos do tratamento biológico, incidindo particularmente sobre a degradação biológica de COV’s.

2.1. Poluição atmosférica

As actividades desenvolvidas pelo Homem, em especial a partir do século XIV, período em que a fonte primária de energia era o carvão, introduziram alterações significativas de carácter negativo no equilíbrio ambiental do nosso planeta. Desde então registaram-se diversos episódios de poluição atmosférica com consequências nefastas para a saúde humana. Já no século XX, o aparecimento dos produtos derivados do petróleo deu origem a uma nova revolução industrial, introduzindo poluentes até então inexistentes.

A última década caracterizou-se pelo crescente interesse nos fenómenos de transporte de longo alcance dos poluentes, e pelos efeitos globais da poluição atmosférica, nomeadamente o efeito de estufa e a diminuição da camada de ozono.

A introdução de qualquer substância altera de alguma forma as propriedades físicas e químicas do ar puro, podendo considerar-se essa substância como um contaminante. No entanto classificam-se como poluentes unicamente as substâncias que, quando presentes em quantidades suficientes, causam efeitos mensuráveis nos seres humanos, animais, vegetação e materiais. Assim, segundo esta definição, praticamente qualquer substância natural ou sintética capaz de ser transportada pelo vento pode classificar-se como poluente. Estas substâncias, de origem em fontes naturais ou introduzidas pelo Homem, podem apresentar-se como partículas sólidas, gotas de líquidos, gases ou misturas destas formas (Ferraz, A., 2001).

Os principais conceitos de gestão do recurso ar foram estabelecidos quando os problemas de poluição do ar eram sobretudo problemas à escala local, isto é, quando se tratava da poluição industrial (associada a fontes fixas, como por exemplo as chaminés de fábricas) e da poluição urbana (fontes móveis, como por exemplo a circulação automóvel).

As estratégias de gestão do ar têm agora de considerar não só a poluição local como os problemas à mesoescala, à escala regional e à escala planetária (Ferreira, A., 2001).

Dependendo da sua origem, os poluentes podem ser classificados em dois grupos: os poluentes primários, emitidos directamente para a atmosfera onde se mantêm inalterados, e os poluentes secundários, produzidos no ar por interacção entre dois ou mais poluentes primários, ou por reacção com os constituintes naturais da atmosfera por fotoactivação, hidrólise ou oxidação. Os poluentes primários incluem óxidos de azoto, carbono e enxofre, hidrocarbonetos, partículas em

Fundamentos Teóricos Capítulo II

8 Emissões de gases acidificantes em Portugal

suspensão e materiais radioactivos. O ácido sulfúrico, ácido nítrico e o ozono troposférico são exemplos de poluentes secundários (Borrego, G., 2001).

A gestão da qualidade do ar não pode deixar de contemplar princípios básicos como o do desenvolvimento sustentado e o de situar o ar no seu lugar próprio, o de “um recurso” a preservar.

De acordo com tais princípios, todas as actividades humanas, económicas e sociais obrigam a que sejam tomadas, atempadamente, as medidas necessárias de forma a minorar sérios riscos que poderão tornar-se irreversíveis.

Neste contexto, a inserção das actividades produtivas direcciona as medidas de gestão da qualidade de ar no sentido do uso de equipamento e processos produtivos mais avançados que conduzam a melhores níveis de eficiência energética e de rendimento dos processos, com a consequente redução das emissões de poluentes para a atmosfera (Borrego, G., 2001).

2.2. Emissões de gases acidificantes em Portugal

2.2.1. Emissões de gases acidificantes em 2000

De acordo com dados apresentados em 2000 (Instituto do Ambiente, 2002), todos os gases abrangidos pela Directiva Tectos (com excepção do NH3) apresentavam valores bastante superiores aos tectos nacionais de emissões estabelecidos para 2010, conforme pode se observar na figura 1. Para observar os valores estipulados para 2010 será necessário reduzir, face a valores de 2000:

• 54 % das emissões de SO2,

• 13 % das emissões de NOx e

• 22 % das emissões de COVNM (compostos orgânicos voláteis não metânicos).

Pelo contrário, as emissões de NH3 encontravam-se, em 2000, cerca de 7.1 kt abaixo do tecto nacional de emissão. A contribuição dos diversos sectores de actividade económica para as emissões no ano 2000 é sumariamente apresentada na tabela 1. A partir da análise da tabela, podem identificar-se as principais fontes sectoriais de emissão, para cada poluente:

• As emissões de SO2 são sobretudo devidas à combustão na oferta de energia (cerca de 69 % das emissões totais), e ainda na indústria e construção (24 % das emissões totais).

• O transporte rodoviário contribui com mais de 36 % das emissões totais de NOx, seguido pela combustão na oferta de energia (29.2 %).

• As emissões de COVNM são, na maioria (cerca de 44.9 %), da responsabilidade da indústria e construção, seguidos pelos transportes (19.8 % das emissões).

• A indústria contribui com cerca de 18.1 % das emissões de NH3.


Emissões de gases acidificantes em Portugal 9

Figura 1. Emissões de SO2, NOx, COVNM e NH3, em 2000, e respectivos tectos nacionais de emissões, em 2010 (Instituto Ambiente, 2002).

Tabela 1. Contribuição (%) dos diversos sectores de actividades para as emissões de SO2, NOx, COVNM e NH3 em 2000 (Instituto do Ambiente, 2002)

Sectores SO2 NOX COVNM NH3

Oferta de energia 69.0 29.2 14.4 0.0

Indústria e Construção 24.0 19.1 44.9 18.1

Transportes 3.8 36.3 19.8 0.4

Outros Sectores 3.2 15.4 20.9 1.5

2.2.2. Emissões de gases acidificantes em 2010

As estimativas de emissão dos gases acidificantes, no cenário de referência, para o horizonte de cumprimento da Directiva Tectos, 2010, foram obtidas a partir da dedução da eficácia ambiental dos instrumentos de política em vigor até 2010 (ver figuras 2 a 5).

O cenário baixo corresponde a algum fracasso, por parte dos agentes económicos e sociais na superação dos estrangulamentos com que se defronta o sistema produtivo.

O cenário alto traduz um sucesso mais completo que aquele subjacente ao cenário baixo. A evolução qualitativa, traduzida no progresso técnico, será mais elevada, evoluindo a economia portuguesa a um ritmo mais elevado.

Emissões kt



A partir das figuras 2 a 5, pode-se tirar algumas ilações quanto às principais responsabilidades sectoriais de emissão para cada poluente:

• As emissões de SO2 continuam a ser, sobretudo, devidas à oferta de energia, cerca de 66 % das emissões totais.

• Relativamente ao NOx, a importância relativa das emissões do transporte rodoviário aumenta (de 36.3 % em 2000, para 43.8 %, em 2010), em detrimento da oferta de energia, que reduz a sua contribuição de 29.2 %, em 2000 para cerca de 12.9 % a 13.0 % em 2010).

• As emissões de COVNM continuam a ser, maioritariamente (cerca de 47.5 %), da responsabilidade da indústria e construção, seguidos pelos transportes (de 19.8 % das emissões em 2000, para 19.6 %, em 2010).

• A agricultura continua a ser o grande responsável pelas emissões de NH3, embora a sua importância relativa diminua de 80.1 %, em 2000, para 77.1 %, em 2010, face ao aumento das emissões dos transportes e da indústria química.

Figura 2. Contribuição sectorial para as emissões de SO2, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002).

Figura 3. Contribuição sectorial para as emissões de NOx, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002).

Emissões SO2

kt

Emissões NOx kt


Emissões de gases acidificantes em Portugal 11

Figura 4. Contribuição sectorial para as emissões de COVNM, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002).

Figura 5. Contribuição sectorial para as emissões de NH3, em 2000 e 2010 (Instituto do Ambiente, 2002).

2.2.3. Redução de poluentes a nível nacional

Do confronto das estimativas de emissão de gases acidificante com os tectos de emissão nacional estabelecidos na Directiva, para 2010, pode afirmar-se que Portugal tem condições para cumprir os tectos relativos aos poluentes SO2, NOx e NH3.

Com efeito, até 2010, será de esperar uma redução generalizada das emissões de gases acidificantes (ver figura 6). Relativamente à amónia (NH3), prevê-se que o tecto nacional de emissão não venha a ser atingido. Para o SO2 e NOx, as estimativas de emissão, para 2010, irão coincidir ou ser ligeiramente superiores aos tectos de emissão nacional (NOx: 0 % a 4 % acima do tecto e SO2: 3 % a 6 % acima do tecto, nos cenários baixo e alto respectivamente).

Emissões COVNM kt

Emissões NH3 kt



No entanto, em relação aos COVNM, as emissões ultrapassam o tecto nacional de emissão estabelecido. Com efeito, de acordo com as estimativas de emissão obtidas, para Portugal cumprir o tecto de 180 kt de COVNM, em 2010, terá de efectuar um esforço adicional de redução de 60 kt a 85 kt.

Figura 6. Emissões de SO2, NOx, COVNM e NH3, em 2010, e respectivos tectos nacionais de emissões (Instituto do Ambiente, 2002).

2.2.3.1. Redução de COVNM a nível nacional

Face aos resultados apresentados, existe uma necessidade de identificar e analisar medidas adicionais para a redução das emissões de COVNM, em Portugal, de modo a cumprir a Directiva Tectos.

A identificação das medidas para redução das emissões de COVNM deve começar por atender ao esforço de controlo de emissões atmosféricas, nomeadamente de COVNM, que é ou será exigido aos diferentes agentes económicos sectoriais.

Entre os sectores abrangidos, os da Construção e o Doméstico são responsáveis por uma fracção significativa, cerca de 82 % das emissões totais de COVNM. As principais actividades emissoras são a utilização de tintas, colas e adesivos, e a pavimentação de estradas com asfalto, bem como a utilização de solventes e tintas no sector doméstico; o abastecimento de veículos com gasolina nas estações de serviço, no sector armazenamento e distribuição de produtos petrolíferos.

Revela-se essencial promover alteração no comportamento dos agentes, incentivando-os a substituir o seu consumo por produtos que incorporem menos teor de solventes (por exemplo a redução do teor de solventes nas tintas e a sua substituição por outros constituintes), ou a implementar soluções técnicas de fim-de-linha.

Para promover a implementação das medidas supracitadas é fundamental a implementação de instrumentos de eficácia ambiental e eficiência económica. Em termos de eficiência económica pondera-se aplicar taxas sobre o teor de

Emissões kt


Poluição do ar versus COV’s 13

solventes das tintas, discriminando o preço destas tintas face às tintas de base aquosa, aplicado com sucesso na Suécia e Suíça.

Pese embora os possíveis esforços na utilização das tecnologias-mais-limpas por parte de alguns sectores, os COVNM continuarão a ultrapassar os tectos máximos exigidos para 2010 pela Directiva dos Tectos, obrigando presentemente a uma atenção bastante reforçada na aplicação das tecnologias de fim-de-linha (Instituto do Ambiente, 2002).

2.3. Poluição do ar versus COV’s

É reconhecido que, em virtude das características dos solventes orgânicos, a sua utilização em determinadas actividades e instalações origina emissões de compostos orgânicos para a atmosfera. Estes compostos apresentam características que lhes conferem propriedades cujos efeitos podem ser graves. Neste contexto, destacam-se duas características dos COV’s.

Os COV’s podem, em determinadas condições de exposição, apresentar efeitos nocivos de curto e longo prazo na saúde humana. Algumas doenças, como o cancro ou deformação genética estão relacionadas com a utilização de alguns tipos de COV’s. Isto é especialmente verdadeiro para a maioria dos tóxicos COV’s, considerados “Hazardous Air Pollutants

(HAPs)” (Holland e Watkiss, 2002).

Por outro lado contribuem para a formação local ou transfronteiras de oxidantes fotoquímicos na camada-limite da troposfera, poluição dos solos a longo termo e a dispersão dos odores das indústrias petrolíferas e químicas (Holland e Watkiss, 2002).

É, assim, necessário adoptar medidas de prevenção, que deverão servir para proteger a saúde pública e o ambiente das consequências de emissões de COV’s particularmente nocivas, tanto pela sua natureza específica como pela concentração a que ocorrem.

Estas medidas de prevenção assentam primordialmente na limitação das emissões de COV’s, nomeadamente pela substituição dos solventes actualmente utilizados por produtos de substituição potencialmente menos nocivos. Quando não existam produtos de substituição adequados, então deverá haver recurso a outras medidas económica e tecnicamente viáveis e destinadas a reduzir as emissões. Estas medidas devem incidir prioritariamente, tanto quanto seja tecnicamente viável, sobre a utilização de solventes orgânicos, dos quais resultem emissões com efeitos particularmente nocivos na saúde pública.

Uma indústria que utilize ou manipule solventes em qualquer parte do processo de produção, armazenamento ou reciclagem, liberta em alguma altura COV’s para a atmosfera. A redução de COV’s, se possível, deve-se dar na fonte. Um exemplo de redução na fonte de COV’s é a utilização de tintas de base aquosa, em vez dos tradicionais solventes, aplicados na indústria automóvel, curtumes, etc. Na indústria petrolífera, 1 % da produção total de combustível é anualmente perdida na transferência de combustível de um reservatório para outro reservatório, nomeadamente em tanques, depósitos de combustível e refinarias (Roger e Zeiss, 1998).


14 Legislação no controlo da poluição ambiental

2.4. Legislação no controlo da poluição ambiental

À medida que se conhece melhor os efeitos da poluição ambiental na vida humana e ambiental, a legislação ambiental de controlo de compostos orgânicos, tóxicos e odoríferos tem proliferado. O aumento da exigência dos regulamentos por entidades municipais, nacionais, europeias e internacionais levou os sectores industriais e comerciais a aceder e aplicar tecnologias viáveis no tratamento de emissões gasosas. Os limites de emissão são estabelecidos por agências ambientais, tendo em conta o potencial risco de saúde (cancro, doenças do foro respiratório, etc.) e degradação ambiental (precursores de “smog”, efeito de estufa, depleção de ozono, chuvas ácidas, etc.) que estes poluentes podem causar.

Embora a legislação ambiental difira de país para país, existe a necessidade das nações estabelecerem uma linha comum no controlo da poluição ambiental. À medida que a tecnologia e a indústria se desenvolvem no mundo, a eliminação total dos compostos químicos perigosos parece mais que impossível. A legislação cada vez mais rígida leva a que os sectores envolvidos na poluição atmosférica pensem na redução de utilização destes compostos químicos em vez de pensarem unicamente nas tecnologias de tratamento ou tecnologias de fim-de-linha, sempre tendo como objectivo o crescimento económico e a minimização da contaminação ambiental.

2.4.1. Legislação EUA

Nos Estados Unidos da América, a promulgação pela “US Environmental Protection Agency (EPA) da “Federal Clean

Air Act Amendments” de 1990 e de vários regulamentos levou a um controlo mais rígido das emissões atmosféricas e consequentemente a maneira como os industriais resolvem os seus problemas com a emissão dos COV’s (Clean Air Amendments, 1990). O regulamento identifica 189 químicos extremamente tóxicos para o ambiente, e que até o ano 2000 teriam uma redução de produção de 90 % (Zahodiakin, 1995). Qualquer fábrica que emita mais de 10 t de um poluente pertencente à lista dos 189 químicos, ou 25 t do total de poluentes presentes na lista, necessita de instalar “Maximum

Achievable Control Technologies” (MACT). Este regulamento também exige uma redução de 15 % do ozono troposférico nas zonas mais poluídas, bem como a redução gradual dos clorofluorcarbonos (CFC’s), tetracloreto de carbono e hidroclorofluorcarbonetos (HCFC’s).

Nos EUA, bem como em alguns países da Europa, uma indústria com impacte ambiental significativo é obrigada a fornecer informação contínua, a partir de monitorização on-line, ou por relatórios ambientais, dos poluentes característicos desse sector de actividade.

Sendo o país EUA fortemente industrializado e com uma economia muito centrada em sectores de actividade bastante poluentes, nomeadamente a indústria química, petroquímica e nuclear, este país foi pioneiro na implementação de medidas restritivas quanto às emissões atmosféricas. Estas medidas restritivas criadas pela EPA serviram de mote para o desenvolvimento da legislação europeia.


Legislação no controlo da poluição ambiental 15

2.4.2. Legislação europeia

Nos programas de acção da União Europeia (UE) em matéria de ambiente, a prevenção e a redução da poluição atmosférica têm sido apontadas como questões relevantes. A Convenção sobre poluição do ar transfronteira de longa distância, a Convenção das alterações climáticas, o Protocolo de Quioto e o Plano de Acção de Buenos Aires aplicam-se internacionalmente, no entanto, são referências na União Europeia.

Assim, têm vindo a ser desenvolvidos programas e legislação que limitam a emissão de poluentes com impacte directo na qualidade do ar, essencial para a saúde humana e para os ecossistemas, os quais fazem parte integrante da estratégia da UE para a qualidade do ar, consubstanciada no programa CAFE (Clean Air for Europe).

2.4.2.1. CAFE

Os objectivos do programa CAFE podem-se sistematizar em:

• Obter e validar informação relativa a efeitos da poluição do ar, a inventários de emissões, a projecções de emissões e de qualidade do ar.

• Suportar a implementação e rever a eficácia da legislação existente, em particular as directivas-filhas da Directiva- -Quadro do ar, e contribuir para a revisão de protocolos internacionais e desenvolvimento de novas propostas.

• Assegurar que as medidas sectoriais necessárias para atingir os objectivos de qualidade do ar e de deposição são tomadas e implementadas através de ligações às políticas sectoriais.

2.4.2.2. Directiva quadro da qualidade do ar

A Directiva-Quadro da Qualidade do Ar (Directiva 96/62/CE) e as suas Directiva “filhas” (Directivas 1999/30/CE, 2000/69/CE, 2002/69/CE) são de extrema importância no âmbito da política europeia de qualidade do ar. Este quadro legal revê legislação existente e introduz novas normas de qualidade do ar para poluentes do ar não regulados, como o benzeno, monóxido de carbono, hidrocarbonetos poliaromáticos, e alguns metais.

2.4.2.3. Convenção sobre poluição do ar transfronteira de longa distância

A convenção sobre poluição do ar transfronteira de longa distância foi o primeiro instrumento legal internacional para lidar com os problemas de poluição transfronteiriços, nomeadamente o da acidificação, tendo entrado em vigor em 1983. Permite o controlo das emissões de compostos orgânicos voláteis com o objectivo de reduzir os respectivos fluxos transfronteiriços, bem como os fluxos dos oxidantes fotoquímicos deles resultantes, de modo a proteger a saúde humana e o ambiente de eventuais efeitos negativos.

2.4.2.4. Convenção das alterações climáticas (1992)

Na Convenção das Alterações Climáticas, realizada no Rio de Janeiro, os países desenvolvidos comprometeram-se a reduzir as emissões do conjunto de CO2, CH4, N2O, HFCs, PFCs, e SF6, em 2000, aos níveis de 1990.


16 Legislação no controlo da poluição ambiental

2.4.2.5. Protocolo de Quioto (1997)

Segundo o Protocolo de Quioto, os países devem atingir em 2008-2012 uma redução global dos gases CO2, CH4, N2O, HFCs, PFCs, e SF6 de 5 % relativamente a 1990. No caso da União Europeia, foi acordada uma redução de 8 %, com variações de emissões específicas para cada um dos países que a constituem. Neste protocolo foram introduzidos 3 novos mecanismos de combate ao efeito de estufa, nomeadamente (European environment Agency, 1999):

• Mercado de emissões: em que são atribuídas cotas de emissão para as várias partes e que podem ser comercializadas entre as partes;

• Implementação conjunta: quando partes financiadoras de projectos, dos quais resulte uma diminuição de emissões, sejam creditadas das respectivas cotas de emissões;

• Desenvolvimento próprio: as partes desenvolvidas, que financiem projectos em países em desenvolvimento, podem ver os seus direitos de emissão aumentados.

2.4.2.6. Plano de acção de Buenos Aires (1998)

O Plano de Acção de Buenos Aires previa o desenvolvimento, até ao ano 2000, de regras para a aplicação dos mecanismos de Quioto e de mecanismos financeiros para ajudar os países em desenvolvimento a suportar os efeitos da mudança climática, incluindo a transferência de tecnologia para os países em desenvolvimento.

2.4.2.7. Protocolo de Gotemburgo

O protocolo de Gotemburgo, que previa medidas para reduzir a acidificação, a eutrofização e o ozono ao nível do solo, foi adoptado em 30 de Novembro de 1999. O Protocolo estabelece tectos de emissão, para 2010, para os quatro poluentes, CO2, NOx, COVNM e NH3. Estabelece ainda valores-limite para emissões de enxofre, óxidos de azoto e COVNM em fontes estacionárias, bem como especificações para combustíveis e valores-limite para novas fontes móveis, e os respectivos prazos para o seu cumprimento.

2.4.2.8. Directiva PCIP (96/61/CE)

As instalações abrangidas pela Prevenção e Controlo Integrados da Poluição devem obter, como condição essencial para a sua operação, uma licença ambiental integrada de forma a evitar ou a reduzir as suas emissões e tendo em vista alcançar um nível elevado de protecção ambiental no seu todo. O nível de desempenho ambiental exigido na licença ambiental deverá basear-se nos valores de emissão passíveis de serem atingidos com a utilização das Melhores Técnicas Disponíveis (MTD).

2.4.2.9. Directiva 97/68/CE

A directiva 97/68/CE de 16 de Dezembro de 1997, visa reduzir as emissões de precursores de ozono (NOx e HC) por motores de combustão interna em equipamentos não rodoviários.


Legislação no controlo da poluição ambiental 17

2.4.2.10. Directiva COVNM gasolinas (94/63/CE)

A Directiva 94/63/CE de 20 de Dezembro de 1994 trata do controlo das emissões de compostos orgânicos voláteis resultantes do armazenamento de gasolinas e da sua distribuição dos terminais para as estações de serviço.

2.4.2.11. Directiva 1999/13/CE

A Directiva 1999/13/CE de 11 de Março de 1999 relativa às emissões de COV’s provenientes da utilização de solventes orgânicos em certas actividades e instalações surge como um instrumento de limitação das emissões deste poluente, incidindo nas actividades e instalações em que há utilização de solventes orgânicos.

2.4.2.12. Directiva 98/69/CE

A Directiva 98/69/CE permite o controlo das emissões provenientes dos veículos a motor, nomeadamente CO, HC, COVNM, NOx e partículas.

2.4.3. Legislação nacional

Em termos gerais, a legislação nacional rege-se pela legislação estabelecida pela comunidade europeia. As exigências da convenção sobre Poluição do Ar Transfronteira de Longa Distância e Protocolo de Gotemburgo também foram aprovadas pelas instituições governamentais portuguesas.

2.4.3.1. Portaria n.o 1058/94

A Portaria n.o 1058/94, de 2 de Dezembro de 1994, alterou a Portaria n.o 286/93 de 12 de Março de 1993. A portaria define os limites de concentração de poluentes no ar, ao nível do solo, relativos ao SO2, NO2, partículas totais em suspensão, Pb, O3 e CO.

2.4.3.2. Directiva Tectos de emissão nacional

A Directiva 2001/81/CE, do Parlamento e do Conselho Europeus, de 23 de Outubro de 2001, estabelece para Portugal a obrigação de desenvolver um programa nacional para redução das emissões dos poluentes CO2, NOx, COVNM e NH3, com o objectivo de atingir, o mais tardar no ano 2010, os tectos de emissão nacional que lhe foram atribuídos por negociação e estudos (técnicos e económicos).

2.4.3.3. Portaria n.o 646/97 (COVNM gasolinas)

A Portaria n.o 646/97 é a transposição para legislação portuguesa da Directiva n.o 94/63/CE.

2.4.3.4. Decreto-lei n.o 194/2000 (PCIP)

O Decreto-Lei n.o 194/2000 é a transposição para legislação portuguesa da Directiva PCIP 96/61/CE.


18 Compostos orgânicos voláteis

2.4.3.5. Decreto-lei n.o 242/2001 (COVNM Solventes)

O Decreto-lei n.o 242/2001, de 31 de Agosto, que transpõe a Directiva n.o 1999/13/CE para o ordenamento legal português, retoma a possibilidade de adopção de planos de redução, tendo estes que ser aprovados pela Administração.

A redução no consumo de solventes e emissão de COV’s, a ser alcançada com os planos de redução, deverá ser igual aquela conseguida mediante a aplicação de limites de emissão e condições operacionais no período que decorre até 2007.

Por outro lado, a Directiva estabelece o requisito de o Estado Português prestar, à Comissão Europeia, informação respeitante ao universo de instalações abrangidas e a evolução do processo nesta implícito.

2.5. Compostos orgânicos voláteis

Os compostos orgânicos voláteis segundo a Directiva n.o 1999/CE/CE de 11 de Março, são compostos orgânicos

sólidos ou líquidos cuja pressão de vapor à temperatura ambiente de 293.15 K (0 oC) é superior ou igual a 0.01 kPa (pressão atmosférica de 101.3 kPa) ou que possuam volatilidade equivalente nas condições de utilização específicas. Estes

compostos caracterizam-se ainda por apresentarem geralmente pontos de ebulição relativamente baixos, até aos 260 oC,, sendo que os compostos com pontos de ebulição superiores a estes se revelam pouco voláteis, excepto se forem aquecidos.

Os termos COV e hidrocarbonetos (HC) são geralmente confundidos, sendo que os últimos são um subgrupo dos primeiros. Os hidrocarbonetos são geralmente derivados do petróleo e são formados exclusivamente por átomos de hidrogénio e carbono, sendo o metano o gás mais abundante. Dentro deste grupo incluem-se os alcanos (metano), os alcenos altamente reactivos, os alcinos (raros na atmosfera), os aromáticos (derivados do benzeno), os aldeídos e as cetonas. Os restantes COV’s não-hidrocarbonetos apesar de pouco abundantes, apresentam elevada reactividade: óxidos de etileno, formaldeído, formol, benzeno, tetracloreto de carbono, CFC e PCB. Quase todos estes COV’s, ao combinarem-se com óxidos de azoto, radiação solar e oxigénio, funcionam como percursores dos oxidantes fotoquímicos e formadores do ozono e de outros compostos na atmosfera, como aldeídos e peroxiacetilnitrato (PAN).

Os COV’s são ainda poderosos absorventes da radiação infravermelha, contribuindo assim para o efeito de estufa. A reacção destes compostos com os radicais OH gera a sua supressão e fomenta o surgimento de radicais HO2 e RO2. Os COV’s são também importantes geradores de CO na troposfera.

As principais fontes de emissões de COV’s de natureza antropogénica são por ordem de importância, as provenientes da queima de combustíveis (27 % do total de emissões na Comunidade Europeia em 1985), a evaporação de solventes na indústria (17 %), os aterros de resíduos urbanos (17 %), a indústria mineira de carvão (15 %), o transporte e distribuição de gás (10 %), as fontes naturais (12 %) e outras actividades com a restante quota de emissões.


Compostos orgânicos voláteis 19

2.5.1. Tolueno

O tolueno é um solvente orgânico destilado a partir do crude. Também denominado por metilbenzeno, metilbenzol e fenilmetano, apresenta características idênticas às de outros hidrocarbonetos aromáticos derivados do petróleo, como o xileno, o naftaleno e o benzeno, ocorrendo em maiores quantidade que este último.

2.5.1.1. Características moleculares

A estrutura molecular do tolueno é derivada da do benzeno, através da substituição de um átomo de hidrogénio por um grupo metilo. A sua fórmula molecular é C6H5CH3. A estrutura molecular do tolueno é apresentada na figura 7.

Figura 7. Estrutura molecular do tolueno.

2.5.1.2. Características físico-químicas

O tolueno é um líquido incolor, não corrosivo, altamente volátil e com um odor aromático muito forte, semelhante ao do benzeno. Os seus vapores são mais pesados que o ar e muito inflamáveis, pelo que constituem um útil aditivo da gasolina.

Este hidrocarboneto é pouco solúvel em água, mantendo-se apenas à superfície. Os valores da sua solubilidade são de 534.8 mg/L ± 4.9 mg/L, na água doce, e de 379.3 mg/L ± 2.8 mg/L, na água salgada.

É uma substância miscível em compostos orgânicos, de entre os quais o álcool, o clorofórmio, o éter, a acetona, o ácido acético glacial e o dissulfureto de carbono.

Propriedades do tolueno:

• Massa molar de 92.13 g/mol.

• Massa volúmica de 0.8669 g/mL.

• Ponto de ebulição de 110.625 oC a 101.3 kPa.

• Ponto de solidificação de –94.9 oC a 101.3 kPa.

• Densidade de 0.86694 a 20 oC.

• Pressão de vapor de 30 kPa a 26.03 oC.

• Índice de refracção de 1.4893 a 24 oC .

• Coeficiente de partilha octanol/água de 2.69 a 20 oC.


20 Compostos orgânicos voláteis

2.5.1.3. Origem química e utilização industrial

O tolueno é produzido, maioritariamente, a partir do petróleo ou de processos petroquímicos, e também pode provir da manufactura metalúrgica do carvão de coque. A combustão, presente nos processos de queima de madeiras e de lixo, é também responsável pela libertação de alguma quantidade de tolueno.

Na sua maior parte, o tolueno produzido é convertido em benzeno, fenol, e cresol. Em menor quantidade, é utilizado como aditivo da gasolina e óleos lubrificantes, como constituinte de aerossóis e como solvente para colas, tintas, resinas termostáveis e adesivos. Participa no fabrico de detergentes e produtos de limpeza, herbicidas e fungicidas, lacas, vernizes e perfumes, produtos farmacêuticos, sacarina e TNT.

Actualmente, verifica-se uma procura contínua de novas aplicações para o tolueno. Tal pode ser explicado com base na sua produção em larga escala pelas refinarias e devido à sua possível utilização como substituto do benzeno, um produto com maior toxicidade.

2.5.1.4. Origem ambiental

A maior exposição ao tolueno resulta da contaminação atmosférica. Verifica-se a libertação dos seus vapores a partir de carros, camiões e aviões; derrames de petróleo e óleos; carburadores e reservatórios de gasolina.

Devido à sua baixa solubilidade na água, o tolueno presente na atmosfera não é removido em grande quantidade pela chuva, podendo, a favor do vento, viajar por longas distâncias a partir da fonte de emissão.

2.5.1.5. Acção sobre o ambiente

A atmosfera surge como o componente do ecossistema com maior mobilidade, sendo que a rápida dispersão da entidade poluente depende não só do tamanho das suas partículas, mas também da sua capacidade de dissolução na fase gasosa.

Em consequência da sua elevada pressão de vapor e da sua baixa solubilidade na água, 99.5 % do tolueno têm como veículo o ar. Quando o tolueno é libertado para a atmosfera, directamente ou por volatilização a partir da água ou solos, a degradação do tolueno resulta da fotoxidação (processo UV/O3), numa reacção de eliminação de hidrogénio pelo grupo metilo e com adição de radicais hidroxilo ao anel benzénico. Desta forma, são produzidos cresóis, benzaldeído, ácido benzóico, ácido acético e fenol, que irão posteriormente sofrer a mineralização.

Ao contrário de outros hidrocarbonetos, a degradação do tolueno contribui para a formação da camada do ozono mas, paradoxalmente, leva à formação do nevoeiro fotoquímico, acarretando efeitos negativos na saúde e em certos materiais.

Verifica-se que a presença de tolueno na atmosfera varia inversamente com a velocidade do vento, a irradiação solar (UV) e a temperatura, sendo directamente proporcional ao níveis de monóxido de carbono e de monóxido de azoto. No entanto, não foi detectada nenhuma relação com a humidade atmosférica.


Estratégias e tecnologias de tratamento 21

2.5.1.6. Legislação específica

De acordo com a Portaria n.o 286/93 de 12 de Março, o limite de emissão de tolueno a partir de fontes fixas industriais é de 55 mg/m3.

2.6. Estratégias e tecnologias de tratamento

É difícil para qualquer indústria seleccionar a tecnologia de controlo de emissões gasosas que é economicamente atractiva e que vá de encontro aos parâmetros normativos estabelecidos na legislação. O processo de selecção é relativamente complicado devido às imensas alternativas possíveis de tecnologias de controlo de COV’s (Roger e Zeiss, 1998).

Existem duas formas de controlar as emissões gasosas: o controlo na origem e o controlo de fim-de-linha. O controlo na origem envolve a redução de emissões através da substituição da matéria-prima, redução ou reciclagem. No entanto estes mecanismos de redução podem levar à redução da qualidade do produto ou pode mesmo aumentar os custos de produção. O controlo de fim-de-linha implica simplesmente a orientação mais correcta do poluente. A escolha da tecnologia é normalmente ditada por constrangimentos económicos e ambientais. Estes constrangimentos dependem da natureza do composto a ser tratado, da concentração, do caudal volumétrico, e do modo de emissão da corrente gasosa. Por vezes é necessário a combinação de tecnologias para ir de encontro aos parâmetros da legislação.

2.6.1. Condensação

Actualmente existem duas categorias de condensadores, os condensadores refrigerados e os não refrigerados. Os condensadores não refrigerados são largamente utilizados como meio de recuperação de produtos de processo das indústrias químicas e são frequentemente utilizados a priori noutros equipamentos de controlo, como por exemplo incineradores ou absorvedores. Os condensadores refrigerados são usados em sistemas de controlo da poluição do ar para o tratamento de emissões contendo elevadas concentrações de COV’s (concentrações usualmente superiores a 5000 µL/L), que se podem encontrar em terminais petroquímicos e de armazenamento de gasolina.

A condensação é uma técnica de separação na qual um ou mais componentes da mistura gasosa são separados dos restantes vapores a partir da saturação e seguido de mudança de fase. A mudança de fase de gás para líquido pode ser atingida de duas maneiras: (a) a pressão do sistema pode ser aumentada a determinada temperatura, ou (b) a temperatura pode ser reduzida a determinada pressão. Num sistema de dois componentes, quando um dos componentes não é condensável (ex: ar), a condensação ocorre no ponto de orvalho (saturação) quando a pressão parcial do composto volátil é igual à sua pressão de vapor. Quanto mais volátil é um composto (ex: quanto mais baixo for o ponto de ebulição normal), maior é a quantidade que permanece em vapor a uma determinada temperatura; logo menor é a temperatura necessária para atingir a saturação (condensação). A refrigeração é muitas vezes utilizada para obter as temperaturas baixas necessárias para atingir as eficiências na remoção (Lines e Smith, 2002).


22 Estratégias e tecnologias de tratamento

A eficiência de remoção de um condensador é dependente das características da corrente poluente incluindo a natureza do COV em questão (relação pressão de vapor/temperatura), concentração do COV e tipo de refrigerador utilizado. Pode-se atingir 90 % de remoção com um refrigerador, dependendo da composição do COV e nível de concentração da corrente gasosa.

A figura 8 apresenta uma configuração típica de um sistema de condensador refrigerado como controlador de correntes gasosas. O equipamento básico requerido para um sistema de condensação refrigerado inclui um condensador de COV’s, uma unidade de refrigeração e equipamento auxiliar (ex: pré-arrefecedor, tanque de recuperador/armazenamento e tubagem) (EPA/452/B-02-001, 2002).

Figura 8. Representação de um condensador.

Os contaminantes de uma corrente gasosa que estejam em concentrações elevadas e tenham um elevado ponto de ebulição podem ser parcialmente recuperados por simultâneo arrefecimento e compressão dos vapores do gás. Esta técnica é só economicamente viável para vapores concentrados nos quais existe algum valor económico na sua reciclagem ou recuperação. Se a corrente gasosa é uma mistura de poluentes, a reciclagem será virtualmente impossível, obrigando a utilizar outra tecnologia nomeadamente a incineração do líquido condensado. Esta tecnologia pode necessitar posterior aplicação de outras tecnologias para atingir os valores exigidos na legislação.

2.6.1.1. Condensação a baixa temperatura utilizando nitrogénio

A condensação criogénica é uma tecnologia extremamente eficiente e economicamente viável para o controlo de emissões de COV’s de unidades industriais em determinadas condições.

Devido às propriedades inertes, o gás nitrogénio é largamente utilizado em processos industriais químicos, primariamente como purga, branqueamento e transporte dos vapores do processo. Durante o armazenamento de matérias- -primas líquidas e produtos de acabamento, um gás inerte é normalmente utilizado para impedir a entrada de ar indesejado e humidade. As propriedades não reactivas deste gás inerte permitem garantir a segurança de vapores orgânicos.

Os elevados custos inerentes a tecnologias alternativas de remoção de COV’s permitem considerar viável a condensação a baixa temperatura utilizando nitrogénio líquido. (Argon-grupo Praxair, 2002).



2.6.1.1.1. BOC Gases’ Kryoclean ® Cryogenic VOC Control System

A característica importante deste sistema de condensação é que o nitrogénio líquido não é vaporizado em directo contacto com a corrente gasosa a tratar.

O sistema Kryoclean VOC condensa as emissões de COV’s vaporizando nitrogénio líquido que indirectamente arrefece a corrente do processo até baixas temperaturas. O nitrogénio pode ser de novo reaproveitado à cabeça do sistema.

A recirculação do gás arrefecido de nitrogénio no condensador permite arrefecer a corrente gasosa. Na saída dos condensadores, a corrente de processo atinge a temperatura de controlo. Os COV’s condensados são drenados para o fundo de cada condensador. A corrente de vapor arrefecida é expulsa após o economizador recuperar a componente fria (energia) por troca com um fluxo de recirculação do refrigerador, de modo a melhorar a eficiência energética do equipamento, e por isso minimizar o uso de nitrogénio líquido.

O sistema de controlo Kryoclean VOC é capaz de ir de encontro da legislação ambiental implementada na Europa. A

maioria das tecnologias de controlo de VOC’s necessita de temperaturas de condensação de –73 oC a 60 oC para eficiências de controlo de 99 % (Davis e Zeiss, 1998).

2.6.2. Incineração

A incineração, ao contrário da adsorção (2.6.3), é um método de fase final, em que os compostos poluentes e combustíveis da corrente gasosa são convertidos, em vez de serem recolhidos. A maior vantagem da incineração é que virtualmente qualquer corrente gasosa orgânica pode ser incinerada de maneira segura e limpa, se o projecto da instalação for correctamente dimensionado.

Uma corrente gasosa a ser incinerada raramente é constituída por um único composto orgânico. É constituída por uma mistura complexa de compostos orgânicos. Esta mistura de compostos orgânicos é analisada tendo em conta os elementos C, H, O, e outros elementos. A combustão de uma mistura de compostos orgânicos é descrita pela reacção exotérmica apresentada na equação 1.

OH2

COO24

OHC 222y

xzy

xzyx +⇒−++ ⎥⎦⎤

⎢⎣⎡

(1)

Os produtos finais de uma combustão, CO2 e H2O, são relativamente inócuos, tornando a incineração um método atractivo de remoção de COV’s. Quando compostos contendo S e Cl estão presentes na mistura da corrente gasosa, os produtos finais da combustão incluem componentes ácidos nomeadamente SO2 e HCl. Geralmente, estas correntes ácidas necessitariam de ser removidas numa unidade extra, tipo lavador, que afecta o custo do sistema de incineração.

É importante referir que uma combustão incompleta de COV’s pode resultar na formação de outros COV’s não originalmente presentes. Por exemplo a oxidação incompleta de dicloroetano a cloreto de vinilo (EPA, 2002). A incineração pode também levar à formação de óxidos de azoto (NOx) e dioxinas. Em geral esta tecnologia é mais apropriada para correntes gasosas e caudais moderados com concentrações elevadas.



A combustão de uma corrente gasosa pode ser conseguida por um incinerador térmico ou um incinerador catalítico. A incineração térmica e a incineração catalítica são tecnologias ampliamente usadas e são consideradas tecnologias eficazes de tratamento de correntes gasosas. Os sistemas térmicos podem ser incineradores de chama directa sem recuperação de energia, incineradores de chama com recuperação de calor, ou sistemas regenerativos que operam em modo de ciclo para

atingir maior recuperação de energia. A incineração térmica envolve a combustão dos poluentes a temperaturas de 700 oC a

1400 oC. Um incinerador térmico pode ser genericamente descrito pelo esquema da figura 9 (Adwest Technologies, 2004).

Figura 9. Esquema de um incinerador térmico.

Os sistemas recuperativos e regenerativos são normalmente usados de modo a minimizar os custos operativos de um incinerador térmico, baixando o consumo de combustível. Os incineradores recuperativos melhoram a eficiência energética como resultado da colocação de permutadores de calor na corrente gasosa à saída. O incinerador recuperativo é constituído pela câmara de combustão, a unidade de pré-aquecimento da corrente gasosa e, se necessário, uma segunda unidade permutadora de calor, com recuperação de energia (Glenro, 2004).

Os incineradores regenerativos (figura 10) utilizam permutadores de contacto directo, construídos em material cerâmico, que pode tolerar as temperaturas elevadas necessárias para a ignição da corrente gasosa. A abordagem tradicional da recuperação de energia nas unidades ainda necessita de quantidades significativas de combustível auxiliar, a ser utilizado na câmara de combustão quando os potenciais energéticos da corrente gasosa são baixos para atingir a temperatura de reacção necessária. Nestes casos pode-se utilizar unidades com uma maior transferência de energia à saída do gás.

Figura 10. Esquema de um incinerador regenerativo e recuperativo.



Num incinerador catalítico (figura 11) utiliza-se um catalisador para aumentar a reacção de combustão, permitindo trabalhar a temperaturas inferiores às de um incinerador térmico. Consequentemente, o incinerador catalítico necessita de menor quantidade de combustível auxiliar para pré-aquecer a corrente gasosa. Os sistemas catalíticos incluem sistemas de leito fixo e sistemas de leito fluidizado, ambos com recuperação de energia (Glenro, 2004).

Figura 11. Esquema de um incinerador catalítico.

A incineração catalítica permite que a temperatura do processo se situe no intervalo de 300 oC a 700 oC, com catalisadores como a platina, paládio e rubídio. A incineração catalítica é a técnica mais utilizada, mas os custos são elevados para baixas concentrações de poluente devido à necessidade de grandes quantidades de energia. Os incineradores catalíticos utilizam um leito com material activo (catalisador), que facilita a reacção de combustão dada pela equação de combustão.

A reacção química entre o oxigénio da corrente e os gases poluentes é promovida na superfície do catalisador. Embora a incineração catalítica possa ser usada para destruir essencialmente qualquer composto oxidável na corrente gasosa, existem limites práticos para compostos que podem ser oxidáveis, devido ao efeito nocivo de algumas espécies no catalisador.

Até muito recentemente, a utilização de oxidação catalítica de poluentes gasosos era restrita a compostos orgânicos contendo unicamente C, H, e O2. Gases contendo compostos com cloro, enxofre e outros átomos que podem desactivar os catalisadores de suporte metálico, normalmente utilizados para controlo de COV’s, não eram controlados convenientemente por sistemas de oxidação catalítica. Actualmente existem catalisadores que toleram a estes compostos. São catalisadores, na sua maioria óxidos metálicos, usualmente suportados por aluminia. O desenvolvimento de catalisadores resistentes a tóxicos está focado na oxidação de COV’s contendo cloro. Compostos contendo átomos como chumbo e arsénio são vulgarmente tóxicos para a maior parte dos catalisadores (EPA, 2002).

2.6.3. Adsorção

A adsorção é largamente utilizada no controlo de poluição do ar, com a qual se pretende remover concentrações baixas ou médias de COV’s, e obter concentrações à saída mais limitadas ou a recuperação dos COV’s. Por outro lado, a adsorção permite a recuperação de COV’s e o restauro do valor económico dos COV’s como produto químico, e não simplesmente o seu potencial de aquecimento.



A adsorção é um fenómeno no qual as moléculas do gás passam por um leito de partículas sólidas, selectivamente agrupadas por forças atractivas mais fracas e menos específicas que as ligações químicas. Durante a adsorção, a molécula de gás migra da corrente gasosa para a superfície do sólido, dá-se a aproximação física e a libertação de energia. Esta energia, denominada tipicamente por “energia de adsorção” iguala ou excede a energia de condensação. A capacidade de adsorção de um sólido para um gás tende a aumentar com a concentração da fase gasosa, peso molecular, difusividade, polaridade e ponto de ebulição do gás. Os gases formam ligações químicas com os grupos da superfície adsorvente. Este fenómeno denomina-se por “sorção química”.

A maioria dos gases (adsorbatos) podem ser removidos (desorbados) do adsorvente por aquecimento até ser atingida a temperatura suficiente, normalmente com recurso a vapor ou gases quentes de combustão, ou por redução da pressão (desorção por vácuo). (EPA, 2002).

A adsorção geralmente ocorre em leitos fixos ou fluidizados, em materiais como o carvão activado e zeólitos sintéticos e é mais eficiente para o tratamento de correntes gasosas com baixas concentrações de poluente. A eficiência de remoção por carvão activado para determinado poluente depende essencialmente do caudal volumétrico, da carga de COV’s total, e dos componentes individuais dos COV’s. A adsorção é geralmente utilizada para controlar COV’s com baixas pressões de vapor e elevados pesos moleculares. Após a saturação do carvão activado (capacidade de adsorção), o material deve ser removido e normalmente tratado como um resíduo perigoso, o que aumenta os custos de operação da instalação. É possível a regeneração do carvão activado e recuperação do poluente por desorção com vapor ou água quente. No entanto a incineração ou a deposição em aterro do carvão activado é muitas vezes mais viável (Calvert, 1984).

Os dois tipos de unidades de adsorção, mais comumente utilizados em tratamento de poluição do ar, são os leitos fixos regenerativos e os “Cannisters”, descritos de seguida.

2.6.3.1. Leitos fixos regenerativos

Os leitos fixos regenerativos podem ser dimensionados para controlar correntes gasosas contínuas de uma larga gama de caudais volumétricos de COV’s.

Os leitos fixos regenerativos podem funcionar de forma contínua ou intermitente. Na operação intermitente, o adsorvente remove COV’s durante um tempo específico (tempo de adsorção), que corresponde ao tempo em que a fonte emite COV’s. Após este tempo, as unidades iniciam o ciclo de desorção, no qual os COV’s são removidos do carvão activado (se tal for o caso). Este ciclo de desorção consiste de três etapas: (1) regeneração do carvão por aquecimento, geralmente pela introdução de vapor no leito, na direcção oposta do fluxo usual de gás; (2) secagem do leito, com ar comprimido; (3) arrefecimento do leito até atingir a temperatura normal de operação.

Em operação contínua o leito a regenerar deverá estar sempre disponível para adsorção, sem interrupção da emissão de COV’s. Existe tipo de operação obriga à existência de duas unidades de adsorção: enquanto que uma se encontra a adsorver COV’s, a outra unidade encontra-se no ciclo de desorção (EPA, 2002). Um sistema típico de 2 leitos de adsorção nos modos contínuos encontra-se esquematizado na figura 12.



Figura 12. Esquema de um adsorvedor de leito fixo regenerativo.

A corrente de gás entra na primeira unidade, passa pelo leito de carvão activado, no qual ficam retidos os COV’s. Durante este período na segunda unidade promove-se o ciclo de desorção. O vapor atravessa o leito no sentido inverso ao percorrido pela corrente gasosa retendo os COV’s adsorvidos no leito. A corrente vapor/COV’s passa posteriormente por um condensador onde se dá a condensação de toda a mistura. Caso o COV condensado se encontre contaminado pode-se levar a uma destilação. A água da mistura, dependendo das características, pode ser descarregada numa estação de tratamento de águas.

2.6.3.2. Filtros “Cannister”

Os adsorventes tipo “Cannister” diferem dos adsorventes de leito fixo na limitação de controlo das correntes gasosas de baixo volume e intermitentes, como por exemplo aquelas emitidas por tanques de armazenamento. Os cannisters de carvão activado não promovem a desorção in situ. O carvão activado pode, no entanto, ser regenerado numa instalação central.

Quando o carvão activado atinge uma certa concentração de COV’s, a unidade de adsorção é encerrada ou o cannister é substituído. O carvão ou o “cannister” é então enviado para uma central de regeneração. Cada unidade de cannister consiste do reservatório, carvão activado, ligação de entrada e de distribuição da corrente gasosa, ligação de saída para a corrente de gás tratada. O tipo de carvão utilizado depende da natureza do COV a ser tratado (Calgon Ventsorb® for Industrial Air Pollution, 1986). Teoricamente a unidade de cannister ficará em serviço mais tempo que a unidade de regeneração estaria no seu ciclo de adsorção devido à maior capacidade teórica de carvão novo, comparado com o carvão regenerado in situ (EPA, 2002).



2.6.4. Absorção

A absorção remove o contaminante da corrente gasosa com uma solução de lavagem. O gás entra no reactor e os poluentes gasosos são transferidos para a fase líquida. A eficiência de transferência de massa gás-líquido pode ser atingida a partir de utilização de leitos ou colunas de borbulhamento. A eficiência da transferência depende largamente da afinidade do poluente à fase líquida. A água é normalmente a solução de lavagem utilizada e o pH da fase líquida pode ser ajustado para aumentar a solubilidade dos gases ácidos e básicos. Para poluentes hidrofóbicos, alguns solventes orgânicos como por exemplo o óleo de silicone, podem ser usados como solução de lavagem. Após a transferência do poluente para a fase líquida, será necessário aplicar tecnologias suplementares para tratar a fase líquida. Isto pode ser conseguido por desorção do poluente a temperaturas elevadas e incineração dos vapores. Se a solução de lavagem é a água, então o efluente pode ser tratado numa ETAR (Ball e Edwards, 1992). Os absorvedores (figura 13) podem tratar concentrações de COV’s de 500 µL/L a 5000 µL/L, com eficiências de 95 % a 98 %.

Figura 13. Representação de um absorvedor.

2.6.5. Sistemas membranares

Os sistemas de separação membranar da fase de vapor, desenvolvidos nos últimos dez anos, têm provado a sua viabilidade comercial e têm emergido como uma tecnologia alternativa para diversas aplicações industriais (Baker e Wijmans, 1994). Os sistemas membranares podem ser utilizados na transferência de COV’s da corrente gasosa para a fase líquida.



Num sistema de separação membranar (figura 14) dá-se a compressão, separação e condensação da corrente, seguido de uma separação por membranas. Com uma compressão da corrente gasosa para aproximadamente 310 kPa a 1400 kPa, pode-se manter uma pressão de vapor elevada no lado da membrana da entrada da corrente relativamente ao lado do permeado. Este diferencial de pressão leva ao processo de separação. A mistura comprimida pode ser processada através de um compressor, no qual certos vapores orgânicos são recuperados. A restante corrente gasosa atravessa uma membrana hidrofóbica de poros microscópicos construída de materiais como o polietileno e polipropileno. A membrana promove uma elevada permeabilidade do gás sem permitir o transporte do permeado através da membrana. Os poros da membrana mantêm-se cheio de água e os vapores orgânicos são transferidos através da membrana devido ao diferencial de pressão. Os produtos resultantes são a corrente de permeado, contendo a maioria dos compostos orgânicos, e a corrente gasosa contendo compostos orgânicos residuais. Este processo também necessita de tratamento do permeado líquido para eliminação ou reciclagem (Baker et al., 1996).

Figura 14. Esquema de um sistema membranar.

Devido à elevada eficiência de remoção de COV’s da corrente gasosa por membranas poliméricas permeáveis aos COV’s, particularmente de borracha de silicone (polidimetilsiloxano), este tipo de membrana é o mais utilizado na remoção de COV’s (Kammermeyer, K. U.S.Patent 2966235, 1960).

Este sistema de tratamento apresenta várias vantagens:

• Pode atingir eficiências de recuperação elevadas combinada com sistemas de condensação (> 90 %), sem operar a temperaturas criogénicas.

• Permite atingir eficiências de recuperação de COV’s de elevada volatilidade (baixo ponto de ebulição).

• Pode tratar eficientemente baixas concentrações de correntes gasosas poluentes.

As desvantagens dos sistemas membranares são:

• As membranas exigem substituição anual devido ao fouling.

• Geralmente são pouco eficientes em termos de custos para correntes poluentes de elevadas concentrações.

• A tecnologia recente sem qualquer knowhow na indústria (Crabtree et al., 1995).


30 Fundamentos do tratamento biológico

2.6.6. Tratamento biológico

Os reactores biológicos de fase gasosa utilizam reacções metabólicas microbianas para tratar ar contaminado. O tratamento biológico é eficiente e económico para baixas concentrações de contaminante em grandes quantidades de ar. Os contaminantes são sorvidos da fase gasosa para a fase líquida, onde se dá o ataque microbiano. Através de reacções oxidativas, e por vezes reacções redutivas, os contaminantes são convertidos a dióxido de carbono, água e biomassa orgânica. O processo de degradação biológica ocorre por oxidação, podendo ser resumido pela equação 2.

(2) Poluente orgânico + O2 → CO2 + H2O + calor + biomassa

Estes poluentes da corrente gasosa podem ser vapores orgânicos ou inorgânicos e são utilizados como fonte de energia e carbono para a manutenção ou crescimento das populações microbianas. Geralmente, os microrganismos utilizados para o tratamento biológico são organismos que geralmente existem na natureza. Estas populações microbianas podem ser dominadas por uma única espécie em particular, ou podem interagir com um numeroso número de espécies para actuar num particular poluente.

Os contaminantes de interesse no tratamento biológico devem ser biodegradáveis e não tóxicos para que o tratamento seja eficiente. Os reactores biológicos têm maior sucesso na remoção de poluentes com baixo peso molecular, elevada solubilidade e com uma estrutura química de ligações simples. Os compostos com ligações químicas complexas geralmente necessitam de mais energia para promover a degradação. Os compostos orgânicos como os alcóois, aldeídos, cetonas, e alguns aromáticos demonstram excelente biodegradabilidade. Os compostos inorgânicos como o sulfureto de hidrogénio e amónia também são biodegradáveis. Certos compostos antropogénicos podem não ser biodegradáveis se os microrganismos não possuem as enzimas necessárias para quebrar a estrutura do composto.

O tratamento biológico pode ser utilizado no tratamento de COV’s, como no caso das indústrias químicas ou petroquímicas, indústrias de produção de resinas sintéticas, de tintas, indústrias farmacêuticas, tratamento de efluentes ou resíduos e remediação de solos. O tratamento biológico também pode ser utilizado na remoção de odores nomeadamente em ETAR’s, matadouros, indústrias de colas e gelatina, refinarias, etc.

Existem várias configurações de reactores biológicos. No entanto, estas configurações podem ser resumidas em quatro grandes tipos de biorreactores: biofiltros, biopercoladores, biolavadores e biodiscos. O princípio básico de tratamento é comum em todos os tipos de reactores, pese embora a diferença de fases em que os microrganismos se encontram. Os microrganismos podem estar suspensos ou fixos ou a fase do líquido pode ser estacionário ou em fluxo.

2.7. Fundamentos do tratamento biológico

As reacções microbianas têm sido extensamente utilizadas para tratar efluentes líquidos ou resíduos desde o início do século XX. No entanto, apenas a partir dos anos 50 estas técnicas de tratamento passam a ser utilizadas no tratamento de efluentes gasosos. Alguns dos tratamentos conhecidos foram contruídos com valas abertas cheias de meio poroso (Pomeroy et al., 1957). Estas valas tinham um simples sistema de distribuição de ar de condutas perfuradas na base da vala, obrigando o ar poluído a atravessar todo o leito poroso. Os leitos de terra eram usados para tratar emissões odorosas


Fundamentos do tratamento biológico 31

geradas por estações de tratamento de águas residuais (Pomeroy et al., 1957; Carlson e Leiser, 1966). Estes sistemas mostraram-se globalmente bem sucedidos. No entanto, com o passar do tempo, o sistema de distribuição de ar tem tendência para entupir. Adicionalmente, os gases eram mal distribuídos devido aos canais preferenciais causados pela secagem do leito.

Nos anos 70 aumentou o interesse na biofiltração devido aos novos regulamentos cada vez mais restritivos relativamente a emissões de gases. No entanto foi necessário desenvolver sistemas de biofiltração capazes de tratar emissões gasosas com elevadas concentrações de odores e COV’s. Foi na Alemanha e Holanda que se implementaram os biofiltros mais desenvolvidos. Estes biofiltros eram abertos com os sistemas de distribuição. Para evitar problemas de compactação do meio de filtração e permitir uma melhor distribuição do ar, o meio de suporte estrutural habitual, leito de terra, foi substituído por pedaços de madeira, bolas de polestireno. Estas mudanças melhoraram o desempenho do biofiltro. A compactação e a acidificação do meio poderiam assim ser controlados.

Durante os anos 80 e 90, a biofiltração desenvolveu-se exponencialmente na Europa. Desenvolveram-se sistemas fechados, operados de forma computarizada e projectados para tratar odores, COV’s e misturas de componentes. Os filtros inorgânicos têm sido extensivamente testados, nomeadamente carvão activado granular, carvão revestido com poliestireno e cerâmica. Adicionalmente, o desenvolvimento de técnicas avançadas e modelos matemáticos iniciados por Ottengraf (1986) permitiram a revolução na investigação de biofiltração, transformando o que se considerava uma caixa negra numa tecnologia cientificamente baseada.

A tecnologia de biofiltração tem sido demonstrada e aceite pelas divervas entidades como sendo uma tecnologia eficiente, quer em termos económicos quer quanto à remoção de baixas concentrações de poluentes biodegradáveis. Actualmente a investigação está direccionada para a compreensão dos passos de degradação do poluente, no tratamento de correntes gasosas com poluentes diversos, a limitação nutricional, a inibição, a supressão do excessivo crescimento e a modelação do processo.

2.7.1. Tipos de configurações de biorreactores

2.7.1.1. Biofiltros

A biofiltração é um processo no qual uma corrente gasosa húmida atravessa um leito poroso, geralmente constituído por substâncias inertes (turfa ou uma mistura composta). Estas substâncias inertes permitem uma maior superfície de contacto entre os microrganismos e o poluente a degradar, apresentando-se também como fornecimento adicional de nutrientes (Deshusses, 1997). Quando a corrente de ar passa através do leito, os contaminantes da fase gasosa são sorvidos para o biofilme e para o meio, onde são degradados. Os biofiltros não são sistemas estritamente definidos. São sistemas que utilizam uma combinação de processos básicos, como a adsorção, absorção, degradação, e desorção dos contaminantes da corrente gasosa (Deshusses, 1997; Devinny et al., 1999).

A eliminação do poluente da corrente gasosa no biofiltro é resultado de uma combinação complexa de fenómenos físico-químicos e biológicos, como se pode observar pela figura 15.



Figura 15. Figura representativa do princípio de biofiltração (adaptado de Deshusses et al., 1997).

Os vapores do poluente, conjuntamente com o oxigénio, são transportados na corrente gasosa húmida por convecção forçada. A corrente gasosa é forçada a atravessar o leito e o gradiente de concentração do poluente entre a fase gasosa e a biocamada, o que causa a transferência de massa para o biofilme (Jorio et al., 2000). O equilíbrio de interface é atingido e a resistência da fase gasosa pode ser negligenciada. No biofilme, ocorre simultaneamente difusão e biodegradação do poluente tendo como resultado o crescimento e desenvolvimento dos microrganismos. O oxigénio também é sujeito a resistência difusional. A sorção de todas as espécies químicas é possível, mesmo após a difusão através do biofilme (Deshusses et al., 1995; Deshusses, 1997) ou directamente do contacto directo gás-sólido (Shareefdeen e Baltzis, 1994; Deshusses, 1997). A biodegradação ocorre no biofilme, sendo possivel a formação de metabolitos (Devinny e Hodge, 1995; Gibson et al., 1994; Johnson et al., 1996; Deshusses, 1997). Caso se formem metabolitos, estes sofrerão os mesmos processos simultâneos de difusão, biodegradação e sorção.

Os biofiltros têm mecanismos de adição de água, para controlar a humidade do biofilme e nutrientes. Em geral, a corrente gasosa é humidificada antes de entrar no reactor de biofiltração. No entanto, se a humidificação se tornar ineficaz, pode-se utilizar a irrigação directa no leito.



A eficiência de um biofiltro é largamente dependente das características do meio de suporte: porosidade, grau de compactação, capacidade de retenção de água e a capacidade do suporte às populações microbianas. Os parâmetros críticos de operação e desempenho incluem o inóculo microbiano, o pH, a temperatura, a humidade do meio, o conteúdo de nutrientes e o tempo de residência.

O tempo de residência corresponde ao tempo em que o microrganismo está em contacto com a corrente poluída. Tempos de residência longos levam a eficiências de remoção superiores. No entanto, o objectivo da biofiltração é vulgarmente tratar o maior caudal possível. Para a maioria dos biofiltros o tempo de residência encontra-se numa gama de 30 s a 60 s.

O parâmetro humidade é de extrema importância para um biofiltro, e encontra-se bem caracterizado (Swanson e Loehr, 1997; Van Lith et al., 1997; Ranasinghe e Gostomski, 2003). A humidade de uma corrente gasosa é importante para a manutenção do conteúdo do meio filtrante. As correntes gasosas a tratar por biofiltros são normalmente bombeadas previamente por um humidificador. Um excesso de humidade no biofiltro potencialmente causa quedas de pressão excessivas, aumenta a limitação à transferência de massa e leva à formação de zonas anaeróbias (Devinny et al., 1999; Ranasinghe e Gostomski, 2003). Os meios filtrantes relativamente secos levam à redução da actividade microbiana, compactação, e formação de canais preferenciais (Cardenas-Gonzalez et al., 1999; Ranasinghe e Gostomski, 2003). Daí que manter a percentagem de humidade a valores óptimos leve a um melhoramento da actividade metabólica e permita atingir elevadas eficiências de remoção nos biofiltros (Bohn, 1992; Ranasinghe e Gostomski, 2003). Os valores óptimos de humidade no meio dependem da composição do das características físicas do poluente (Swanson e Loehr, 1997); (Ranasinghe e Gostomski, 2003). Para meios orgânicos é recomendado utilizar percentagens de humidade de 40 % a 60 % (peso húmido) para obter um funcionamento ideal dos biofiltros (Leson e Winer, 1991; Ranasinghe e Gostomski, 2003).

Os sub-produtos de uma degradação microbiana são ácidos orgânicos. De modo a manter o pH neutro são adicionadas soluções tampão ao meio orgânico.

O meio utilizado nos biofiltros pode incluir turfa, urze, casca de árvores, carvão activado ou outro tipo de material. Geralmente o meio deve ser capaz de fornecer nutrientes para os microrganismos e minimizar as quedas de pressão. O conteúdo de humidade no meio deve ser mantido entre 40 % a 60 % de modo a suportar a população microbiana (Jorio et

al., 2000). Na figura 16 é apresentada uma representação de um biofiltro.

Figura 16. Figura representativa de um biofiltro.



Na sua maioria os biofiltros que actualmente se encontram em funcionamento podem tratar odores e COV’s com eficiências superiores a 90 %. No entanto, a grande desvantagem desta tecnologia é que só permite tratar concentrações de poluentes inferiores a 1000 µL/L (Abumaizar et al., 1998).

Esta tecnologia de controlo de emissões gasosas encontra-se bem fomentada na Holanda e Alemanha (Leson e Winer, 1991). Nos EUA, a primeira unidade de biofiltração envolvia o tratamento de odores resultantes dos gases de sulfureto de hidrogénio dos esgotos (Carlson e Leiser, 1966).

A carga superficial a ser aplicada num biofiltro são da gama de 5 m3/(m2 h) e 500 m3/(m2 h). Para estas cargas superficias verifica-se eficiências de remoção de sulfureto de hidrogénio de 99.9 % (Devinny et al., 1999).

2.7.1.1.1. Vantagens da biofiltração

A biofiltração oferece algumas vantagens relativamente compensatórias no tratamento de correntes gasosas com baixas concentrações de poluentes, nomeadamente a elevada eficiência, o baixo custo de capital e de operação, condições seguras de operação, baixo consumo energético, não leva à formação indesejável de sub-produtos e converte muitos compostos orgânicos e inorgânicos em produtos de oxidação inofensivos como a água e dióxido de carbono (Abumaizar et

al, 1998).

A maior vantagem da biofiltração, relativamente aos métodos tradicionais de tratamento de efluentes gasosos é o baixo custo quer capital (de investimento) quer de operação (baixo consumo energético), o baixo consumo de produtos químicos e a não utilização de uma fonte de combustão (Marsh, 1994).

As unidades de biofiltração podem ser projectadas para uma unidade industrial. A biofiltração pode ser projectada de qualquer forma, tamanho ou simplesmente aberta com tubagens soterradas. Os biofiltros podem ser projectados com diversas unidades em série ou paralelo (Baltzis, 1998).

A biofiltração é relativamente versátil para tratar compostos odoríferos, compostos tóxicos e COV’s. As eficiências de tratamento destes constituintes são superiores a 90 % para concentrações de contaminantes de 1000 µL/L (Jorio e Heitz, 1999; Jorio et al., 2000).

2.7.1.1.2. Desvantagens da biofiltração

A biofiltração não pode tratar determinados tipos de compostos orgânicos, que têm baixa taxa de adsorção e de degradação. Isto é especialmente verdade para alguns compostos orgânicos voláteis clorados. As fontes contaminantes com elevadas concentrações químicas necessitariam de grandes unidades de biofiltros e áreas abertas para instalar o sistema de biofiltração. As fontes de emissões que são variáveis em termos de concentração e caudal podem alterar a comunidade microbiana e alterar o desempenho do bofiltro. O período de aclimatização da comunidade microbiana pode demorar semanas ou meses, especialmente no tratamento de COV’s.



2.7.1.2. Biopercoladores e biolavadores

Num biopercolador os contaminantes gasosos são absorvidos pela fase líquida antes da biodegradação por microrganismos em suspensão ou imobilizados (figura 17). Nos biopercoladores, os microrganismos fixados a um material inerte e os suspensos na fase líquida degradam os contaminantes à medida que passam no reactor. Os biopercoladores operam com a corrente gasosa e a fase líquida a circular em contra ou co-corrente, dependendo da operação específica. A fase líquida contém essencialmente nutrientes inorgânicos como nitrogénio, fósforo, potássio, e outros, e é constantemente recirculada (Deshusses e Cox, 1999). Os biopercoladores actuam com fenómenos semelhantes aos dos biofiltros. São geralmente mais complexos que os biofiltros. No entanto, são usualmente mais eficientes, especialmente no tratamento de compostos que geram sub-produtos ácidos, como o H2S. Os filtros podem ser projectados numa maior escala dimensional em relação aos biofiltros (Deshusses e Cox, 1999). Os reactores de filtros biopercoladores servem de hospedeiro para uma determinada comunidade microbiana e evitam o excesso de crescimento de biomassa e as condições de entupimento.

Figura 17. Figura representativa de um biopercolador.

A maior parte da concentração do poluente é, geralmente, biodegradada no biofilme, mas em parte, também pode ser removida pelos microrganismos suspensos no líquido de recirculação (Cox et al., 2000). Verifica-se que existe uma significativa concentração de biomassa suspensa na fase líquida, devido ao crescimento intrínseco da cultura em suspensão, e não devido ao desprendimento do biofilme imobilizado. Isto reforça a ideia que a degradação do poluente na fase líquida é também de extrema importância na eficiência de um biopercolador. Geralmente a quantidade de biomassa suspensa na fase líquida é negligenciada, isto porque, corresponde a cerca de 1 % da massa aderida. No entanto, a actividade específica das células suspensas é maior que a actividade das aderidas (cerca de 20 vezes superior). Uma possível explicação é que em fase líquida as condições para o crescimento e degradação do tolueno são superiores à situação de imobilizadas. A presença de zonas inactivas é geralmente aceite (Cox e Deshusses, 1998). Sendo o tolueno o poluente a tratar, deve-se considerar a toxicidade do substrato. Mirpuri et al. (1997) e Villaverde et al. (1997) demonstraram que o tolueno destrói as células das bactérias, por perda da actividade de degradação. Estes efeitos aumentam, quer com o passar do tempo, quer com o aumento da concentração do tolueno (Cox et al., 2000).



Alguns metabolitos e biomassa da degradação podem, conjuntamente, vir a sair do sistema através da purga. Isto verifica-se para menos de 10 % do carbono do poluente que entrou no sistema (Cox et al., 2000).

Os biopercoladores trabalham devido à acção de microrganismos degradadores de poluentes (Deshusses e Cox, 1999). No caso de remoção de gases de hidrocarbonetos, os degradadores primários são organismos heterotróficos aeróbios que utilizam o poluente como fonte de carbono e energia. Para a remoção de H2S ou NH3, os degradadores primários são autotróficos e utilizam o poluente como fonte de energia e o CO2 como fonte de carbono para o crescimento. Para se promover à degradação de compostos como o dimetil-sulfito ou dimetil-dissulfito necessita-se tanto de organismos autotróficos, como de heterotróficos. Pode-se afirmar que os biopercoladores têm um vasto número de microrganismos, similares aos encontrados nas operações de tratamento de efluentes domésticos. Os microrganismos responsáveis pela remoção de poluente nos filtros biopercoladores são usualmente aeróbios, isto porque são sistemas extremamente arejados. No entanto é proposto por alguns investigadores que as partes mais profundas do biofilme, onde talvez se verifiquem condições anaeróbias, se verifique a biodegradação anaeróbia (exemplo: redução de NOx) para o tratamento de poluentes que normalmente seriam recalcitrantes em condições aeróbias (Devinny et al., 1995).

A maior parte da fracção do biofilme torna-se inactiva (na sua maioria por questões de limitações difusionais) à medida que o biofilme se desenvolve e os degradadores primários activos constituem uma ínfima parte da população total no biofilme. Os degradadores secundários alimentam-se de metabolitos, biopolímeros, ou dos predadores que se alimentam dos degradadores primários. Incluem bactérias, fungos, protozoários, rotíferos, mosquitos, larvas de mosquitos, vermes, etc. Estes organismos superiores têm um papel bastante importante no processo de biodegradação, pois reduzem a taxa de acumulação de biomassa e permitem a recirculação de nutrientes inorgânicos essenciais (Cox et al., 1998 e 1999).

Em sistemas biológicos a temperatura é um dos parâmetros com mais efeito na eficiência. Na maioria dos casos, a investigação da biofiltração e aplicações práticas dos biofiltros estão limitados, no tratamento de efluentes gasosos, a

temperaturas mesofílicas, ou seja de 15 oC a 40 oC (Cox et al., 2001; Van Lith et al., 1997). No entanto existem muitos efluentes gasosos que têm temperaturas muito superiores a estes intervalos de temperatura, nomeadamente a indústria do tabaco (Van Lith et al., 1997), indústria da pasta de papel (Allen et al., 2000), e indústria alimentar (Heslinga e Van Groenestijn, 1997). Para tratar este tipo de efluentes gasosos pode-se arrefecer a corrente gasosa, o que torna o processo de tratamento dispendioso, especialmente quando a corrente está saturada de água. Pode-se utilizar, em alternativa,

microorganismos térmofilos, activos a temperaturas superiores a 40 oC, o que permite maiores poupanças e alarga a aplicabilidade dos bioflitros ou biopercoladores.

Existem ainda muito poucos estudos em biotratamento de correntes gasosas a elevadas temperaturas. Estes estudos

incidem sobretudo no tratamento de NOX a 55 oC (Lee e Apel, 1998), tratamento de metanol a 40 oC (Mohseni et al., 1999) e

co-tratamento de etanol e amónia a 65 oC (Heslinga e Van Groenestijn, 1997). No entanto verifica-se alguns problemas nos biofiltros que funcionam a elevadas temperaturas que não se verificam nos biofiltros de mais baixas temperaturas. As elevadas temperaturas de operação aumentam a degradação do material orgânico de suporte (Van Lith et al., 1997; Arnold et al., 1997), o que provoca a compactação, maiores quedas de pressão, circuitos de fluxo preferenciais, diminuindo a eficiência global dos sistemas. Existem estudos que indicam que os biofiltros libertam odores desagradáveis a temperaturas superiores, o que se torna bastante diferente do cheiro a “terra húmida” dos biofiltros a funcionar à temperatura ambiente.



Isto pode ser devido ao aumento da mineralização e/ou produção de ácidos orgânicos, e que se podem associar aos problemas de cheiro dos digestores termófilos anaeróbios (Metcalf & Eddy, 1991).

Os problemas referidos em cima não se apresentam no caso dos biopercoladores porque o material de suporte utilizado é diferente. No caso dos biopercoladores, a operação em co-corrente gás/líquido reciclado é mais adequada, uma vez que a contra-corrente não permite o stripping do poluente no lado da saída do gás (Cox et al., 1998).

Num biolavador, após a adsorção inicial do contaminante, a degradação é realizada por um consórcio suspenso de microrganismos num reactor em separado (figura 18). A adsorção pode ser realizada numa coluna de enchimento, torre de spray ou numa coluna de bolhas. A fase líquida é transferida para um reactor em separado onde se permite as condições óptimas para a degradação. Este sistema é arejado de modo a permitir a máxima degradação.

O biorreactor tipo airlift apresenta vantagens em relação aos biorreactores de agitação convencionais. Em primeiro lugar, permite uma boa agitação sem precisar de um agitador mecânico, que usualmente é equipamento obrigatório num reactor perfeitamente agitado. Isto diminui o risco de contaminação e também diminui o consumo energético para a agitação. Em segundo lugar, permite uma melhor transferência de massa, factor importante no tratamento de efluentes gasosos (Ritchie e Hill, 1995).

Figura 18. Figura representativa de um biolavador.

A fase líquida beneficia quer os biolavadores quer os biopercoladores porque permitem um fornecimento contínuo de nutrientes, a remoção de sub-produtos tóxicos da degradação, a remoção de biomassa em excesso e permitem a difusão de poluentes hidrofílicos para o biofilme.

2.7.1.3. Lamas activadas

As lamas activadas têm sido um tipo de tratamento bem sucedido na remoção de poluentes de correntes gasosas. Compostos odoríferos foram efectivamente removidos (> 99 %) num sistemas de tratamento por lamas activadas numa ETAR municipal, quando o ar a fornecer ao sistema era proveniente do ar retirado de uma unidade de compostagem (Bowker & Associates, 1996; Ryckman-Siegworth, 1992; Andol, 1980).



Bielefeldt e Stensel reportaram que um reactor de lamas activadas com uma profundidade de 40 cm pode atingir eficiências de remoção de BTEX (benzeno, tolueno, etilbenzeno e o-xileno) de 97 %, quando adicionados como ar. O gás contaminado é disperso em bolhas finas através de difusores de bolhas finas no fundo do reactor. À medida que as bolhas de gases emergiam no líquido, os compostos de BTEX são transferidos para a fase líquida e degradados como única fonte de carbono para as bactérias suspensas no reactor (Bielefeldt e Stensel, 1999; Buitrón, 1996).

2.7.1.4. CBR (biodiscos)

Os biodiscos são eficientes (Clark et al., 1978; Hamoda e Abd-El-Bary, 1987; Wu, 1982) e são atractivos por serem de custo de tratamento inferior, devido ao baixo tempo de retenção hidráulico, excelente capacidade de resistência a choques hidráulicos e tóxicos, controlo simples, e baixas necessidades energéticas. No entanto não se tem verificado interesse no estudo de degradação de COV’s atingindo remoções máximas de 88 % de CQO, no caso de efluentes com tolueno (Alemzadeh e Vossoughi, 2001) e de fenol (Alemzadeh et al., 2002). Na figura 19 representa-se um CBR.

Figura 19. Figura representativa de um CBR.

2.7.1.5. Biorreactor híbrido

Existem na bibliografia vários tipos de biorreactores para o tratamento de poluentes voláteis. Estes, regra geral, são classificados em dois grupos. Um dos grupos realiza o tratamento na fase líquida, o outro grupo executa o tratamento na fase gasosa. Um reactor RPA (reactor perfeitamente agitado) e um biorreactor de coluna de airlift foram desenvolvidos para o tratamento de poluentes em fase líquida.

O biorreactor híbrido é composto por um biofiltro e uma coluna biológica tipo airlift (ver figura 20). Utiliza-se igualmente nas duas partes células imobilizadas, o que aumenta a resistência a choques provocados por efeitos ambientais (Worden e Donaldson, 1987). Se um efluente com COV’s é alimentado ao biorreactor, pode ocorrer a biodegradação e a vaporização dos poluentes em simultâneo na secção airlift e no biofiltro, respectivamente.

A eficiência de remoção neste tipo de reatores pode atingir os 100 % para caudais de benzeno de 1000 mL/min, e tempos de residência de 60 min (Yeom e Yoo, 1999).



Figura 20. Figura representativa de um biorreactor híbrido.

2.7.2. Comparação das tecnologias de biodegradação com as convencionais

Não existe uma tecnologia de tratamento de correntes gasosas poluídas que seja eficiente e económica para todas as unidades industriais. A eficiência da tecnologia é normalmente definida tendo em conta o fluxo volumétrico e a concentração do poluente. Os custos dependem da aplicação em particular, da corrente gasosa a ser tratada, dos materiais necessários para a construção, dos sistemas de monitorização, etc. Estes parâmetros levam à dificuldade para comparar custos específicos das tecnologias.

Os custos das tecnologias de controlo de uma corrente gasosa variam devido às diferenças de processamento. Quantos aos custos de energia, os incineradores são melhor aplicados no tratamento de correntes gasosas com elevadas concentrações de poluentes. Os incineradores necessitam de elevadas quantidades de combustível para o tratamento de correntes gasosas com baixas concentrações de poluente, de modo a atingir a eficiência de tratamento. A incineração também pode produzir sub-produtos, como os NOx que contribuem para a degradação do meio ambiente, nomeadamente as chuvas ácidas, smog, etc. A tecnologia de adsorção em carvão activado tem elevados custos de capital e operação devido ao custo do material, e é apropriada para correntes gasosas de baixa carga orgânica e solventes que possam ser recuperáveis. Esta tecnologia transfere, no entanto, a carga poluente da fase gasosa para a fase sólida, que posteriormente necessitará de tratamento. A regeneração, in situ ou no exterior, ou a reactivação do carvão utilizado, necessita de técnicos especializados e equipamento adicional, o que aumenta os custos. O reactor tipo airlift húmido pode ser utilizado em algumas aplicações onde é necessário a remoção de odores ou quando existem gases corrosivos. Não necessita de deposição de qualquer meio, mas gera efluentes líquidos e implica custos elevados em produtos químicos. Os processos de separação membranar são capazes de tratar elevadas cargas de COV’s. A maior desvantagem do sistema membranar é que exige elevada energia eléctrica para manter um significativo diferencial de pressão na membrana, de modo a atingir eficiências elevadas de remoção. A biofiltração tem baixos custos operacionais e produz o mínimo de sub-produtos poluentes, no entanto é inapropriada para o tratamento de correntes gasosas com elevadas cargas poluentes ou compostos



de baixa degradabilidade. Em geral, a tecnologia de biofiltração é mais eficiente, em termos de custos, a caudais de 1 000 m3/h a 50 000 m3/h e concentrações de poluentes superiores a 1 g/m3.

Na tabela 2 encontram-se resumidas as vantagens e desvantagens das diversas tecnologias aplicadas para remoção de COV’s da corrente poluente (Cox et al., 1998).

Tabela 2. Comparação entre as diversas tecnologias de controlo de COV’s

Tecnologia de controlo Vantagens Desvantagens

Biofiltração Simples e de baixo custo Baixos custos de capital e operacionais Remoção efectiva a baixas concentrações de poluente Baixas quedas de pressão Não existem mais correntes poluentes produzidas

Necessita de largas áreas para tratamento Necessário mudar o meio num período de 2 anos e 5 anos Menos próprios no tratamento de concentrações elevadas de poluente Por vezes é difícil controlar a humidade e o pH do meio A matéria pode colmatar o leito

Biopercolador Tecnologia simples e de baixo custo Custos de operação baixos Remoção efectiva Trata efectivamente contaminantes produtores de ácidos Baixas quedas de pressão

Mais complexos para construir e operar que os biofiltros Desenvolvimento excessivo de biofilme se adicionar demasiados nutrientes ou se adicionar concentrações altas de COV’s

Wet-Scrubbing Custos de capital médios Pode operar com partículas infímas na corrente gasosa Necessitam de pouca área Capacidade de tratar cargas variáveis de poluente Tecnologia já bem estabelecida no tratamento de correntes gasosas

Custos operatórios extremamente elevados Redução no desempenho com o scale-up Necessita de sistemas complexos de dosagem de produtos químicos Não remove a maioria dos COV’s Necessita de químicos que são perigosos e tóxicos

Adsorção em carbono Baixo tempo de retenção/unidade pequena Consistente, operação segura e de confiança Custos moderados de capital

Custos de operação elevados Tempo de vida reduzido quando se utiliza correntes gasosas húmidas Forma poluentes secundários (carvão) Médias quedas de pressão

Incineração Remoção efectiva dos compostos independentemente da natureza ou concentração Ideal para tratar concentrações elevadas de poluente Desempenho uniforme e viável Necessita de baixas áreas

Elevados custos operacionais e capitais Elevados caudais e baixas concentrações não apresentam eficiência de custo Normalmente necessita de combustível adicional Desenvolve correntes poluentes secundárias (NOx) Escrutínio público



2.7.3. Ecologia microbiana

A actividade microbiológica nos biorreactores transforma poluentes em produtos inócuos. As espécies presentes, as suas densidades, as transformações catabólicas que estão a catalisar, e as suas interacções com o ambiente e entre si são fundamentais para a operação de um biorreactor.

Ainda hoje, pouco se sabe acerca de evolução das culturas microbianas nos biofiltros e como são afectadas pelas condições operacionais ou pelo seu ambiente directo. Na maioria dos casos, as emissões de microrganismos para a atmosfera (Ottengraf e Konings, 1991) e lixiviação dos nutrientes (Smet et al., 1996) podem ser desprezados, concluindo que os biofiltros podem ser considerados sistemas fechados tendo em conta o balanço de nutrientes (Deshusses, 1997).

2.7.3.1. Espécies microbianas no biorreactor

2.7.3.1.1. Selecção e proliferação

O ar que atravessa um biorreactor transporta aerosóis e poeiras, e estes transportam células, esporos, e cistos de uma larga variedade de microrganismos. À medida que se dá a biodegradação, estas espécies vão, de acordo com as suas capacidades, encontrar um local no ecossistema do biofilme. Os compostos mais complexos de degradar podem necessitar de várias etapas metabólicas na transformação para produzir CO2 e H2O, e diferentes espécies podem-se especializar em diferentes partes do processo.

As espécies que consomem o mesmo substrato, seja ele o contaminante original ou um metabolito, vão competir vigorosamente. As espécies menos capazes podem ser eliminadas. Existe uma distinção de microrganismos entre a superfície do biofilme e o seu interior.

As bactérias e os fungos são os dois grupos de microrganismos dominantes na biodegradação. As bactérias têm a vantagem de reterem facilmente o substrato e promoverem um rápido crescimento. Em condições favoráveis, as bactérias dominam mesmo na presença de fungos, embora degradem apenas pequenas moléculas orgânicas que são facilmente incorporadas nas suas células. Pseudomonas e Nocardia são normalmente as bactérias presentes nestas situações. Algumas espécies como as Flavobacterium podem-se adaptar para oxidar componentes como o pentaclorofenol. Normalmente o composto (meio filtrante) apresenta cerca de 1 bilião de bactérias por grama (Bohn, 1992). Os fungos geralmente crescem mais devagar e as suas dimensões superiores levam a uma relação baixa entre a superfície e o volume para retenção de substrato. No entanto, os fungos são capazes de degradar uma grande variedade de contaminantes e alguns de elevada complexidade, excretando enzimas que quebram as ligações entre polímeros e resistem a condições bastante adversas. Van Groenestijn et al. (1995) mostraram que os fungos podem resistir a pH = 2.5 em

biorreactores cujo ar apresenta baixa humidade, e a temperaturas entre os 60 oC e os 71 oC . É importante notar que os fungos produzem grandes filamentos que podem bloquear o fluxo do ar e impedir a degradação pelas bactérias. Existem cerca de 100 000 fungos por grama de composto (Bohn, 1992).

Os predadores também são comuns nos biorreactores. No ecossistema microbiano os contaminantes tornam-se substrato que suporta uma variedade de microrganismos degradadores. À medida que se dá o desenvolvimento das



populações os protozoários começam a parasitar as bactérias. Cada espécie de degradação pode ser alimento para vários predadores.

Protozoários têm sido encontrados num número vasto de biorreactores. Castros et al. (1997) verificaram a presença de vários protozoários em biofiltros em escala piloto, de tamanhos de 5 µm a 50 µm.

2.7.3.1.2. Inoculação dos biorreactores

Muitos investigadores defendem a utilização de uma única espécie ideal, conhecida por degradar vigorosamente o composto em interesse, como inóculo na biodegradação. Tal crença pode ser um sucesso, mas unicamente se a espécie em causa é economicamente viável. As espécies devem ser capazes de ter sucesso nas condições ambientais do biorreactor, crescer a pH e temperatura característicos do biorreactor e serem capazes de aguentar variações inevitáveis. As espécies devem ser capazes de sobreviver a organismos competitivos, evitar predadores e crescer suficientemente rápido de modo a compensar a sua perda (Deshusses et al., 1999).

Uma vantagem de utilizar um consórcio de microrganismos, por exemplo de lamas activadas de uma ETAR, é que foram expostos aos efluentes típicos de uma civilização. Embora a maioria das espécies presentes no inóculo possa desaparecer, existem sempre algumas espécies presentes que vão degradar o poluente em causa.

Outra espécie de inóculo é escolhida especificamente para o poluente em causa. Por exemplo, um biofiltro que se pretende que remova hidrocarbonetos clorados pode ser inoculado com uma porção de solo presente numa área contaminada durante alguns anos por hidrocarbonetos clorados. Van Groenestijn et al. (1995) desenvolveram um biofiltro para o tratamento de etileno e 1,3-butadieno, usando uma amostra de solo da estrada (Deshusses et al., 1999).

A relação entre o inóculo escolhido e as características do ecossistema microbial no estado estacionário do biorreactor são relativamente complexas e ainda pouco conhecidas. Observações ecológicas sugerem que os diferentes grupos de espécies reorganizam-se e desenvolvem um ecossistema harmonioso, que segundo Castro et al. (1996) se verifica nos biofiltros. Castro et al. (1996) comparam o desempenho de um biofiltro utilizando três inóculos distintos: solo de floresta, lamas activadas e pedaços de madeira cheios de composto de cogumelos. Verificaram que o biofilme formado pelas lamas activadas era distinto dos outros dois e que, inicialmente, o biofilme das lamas activadas removia melhor o poluente, mas com o passar do tempo os três inóculos atingiam as mesmas eficiências de remoção.

2.7.3.1.3. Utilização de substrato

A existência de um biorreactor depende da comunidade de microrganismos presente que utilizam o poluente como alimento ou substrato. O poluente serve de fonte de energia ou de material para o crescimento, ou ambos. Quando o poluente é simplesmente utilizado para energia, o composto é convertido a CO2 e H2O, que se libertam do biorreactor. Os microrganismos lutam para se desenvolver e reproduzir. No entanto, parte do carbono do poluente fica retida como parte do microrganismo. Um crescimento vigoroso do microrganismo, na presença de abundante alimento, pode ser convertido (cerca de 50 % do carbono do substrato) em biomassa (Deshusses et al., 1999).



Alguns compostos eliminados nos biorreactores não contribuem com os seus elementos para o crescimento. Os microrganismos dos biofiltros que removem o sulfureto de hidrogénio, convertem-no na sua totalidade a sulfatos que ficam retidos na água. A conversão fornece energia, mas muito pouco enxofre fica incorporado nas células. O organismo utiliza a energia para fixar o CO2 atmosférico para crescimento.

2.7.3.2. A comunidade microbiana

2.7.3.2.1. Estratificação longitudinal

Os biorreactores operam essencialmente como mecanismos de Plug Flow. As concentrações do poluente decrescem à medida que o o ar passa pelo biorreactor, isto é, as concentrações do poluente são muito maiores perto da entrada de ar que na saída. As características da comunidade biológica também mudam de acordo com a concentração de poluente. Na entrada de ar existe normalmente uma maior densidade de biomassa. Esta região necessita de mais nutrientes, gera mais calor, e é mais susceptível de gerar ácidos. Os microrganismos existentes na saída do biorreactor podem estar em fase de supressão de nutrientes e consequentemente produzir pouca ou nenhuma biomassa. Hugler et al. (1996), no estudo de um biofiltro, encontraram biofilme de 5 mm de espessura na entrada e só 2 mm na saída.

2.7.3.2.2. Biofilmes em biorreactores

Em ecossistemas microbianos, as células organizam-se comumente em filmes em superfícies de sólidos. Existem muitos benefícios ecológicos relativamente a esta disposição física. Podem parecer bastante activos quando observados ao microscópio, mas os microrganismos movimentam-se a velocidades bastante baixas à escala macroscópica. Os microrganismos são essencialmente plantónicos, incapazes de nadar contra-corrente, mesmo que seja um fluxo bastante baixo. Um microrganismo que se encontra num ambiente desfavorável pode evitar ser eliminado ao aderir-se a uma superfície. Existem microrganismos que simplesmente se aderem por espaços curtos de tempo, outros ficam aderidos permanentemente ao final de alguns minutos do seu primeiro contacto.

Os microrganismos tornam-se biofilme devido a excretarem um gel polissacarídeo. À medida que a população aumenta, as células acumulam-se na superfície e ficam embebidos numa camada contínua de gel. Esta camada protege os microrganismos contra predadores, que normalmente não conseguem penetrar no biofilme. O biofilme também fornece protecção contra substâncias tóxicas, possivelmente porque são adsorvidas nos polissacarídeos.

À medida que o biofilme espessa também se torna uma barreira ao transporte químico. A água no interior do gel polissacarídeo é estacionária, sendo a advecção suprimida, e a difusão molecular é o único modo de transporte. Se os microrganismos estão activos, eles podem consumir mais rapidamente do que o substrato pode difundir ao interior do biofilme, deixando os microrganismos do interior do biofilme sem substrato. Nestas condições, a taxa de tratamento é controlada pela taxa de difusão no biofilme, em vez da quantidade de biomassa presente. Se o substrato é abundante e degradável, o oxigénio pode não penetrar à taxa suficiente para fornecer aos microrganismos e as partes mais interiores do biofilme podem-se tornar anaeróbias.


44 Degradação biológica de COV’s

A concentração do substrato varia com a profundidade do biofilme. Os microrganismos da superfície são capazes de degradar concentrações maiores de contaminante, enquanto que espécies que se encontram mais no interior do biofilme degradam a concentrações mais baixas de contaminante. Mirpuri et al. (1997) propuseram um modelo incluindo três categorias de células: as capazes de degradar tolueno a altas concentrações, as capazes de degradar tolueno a baixas concentrações em condições favoráveis e as células incapazes de degradar tolueno. As experiências indicam que os degradadores de tolueno encontram-se perto da interface gás-líquido, enquanto que os outros tipos se encontram mais perto do fundo do biofilme.

Uma vez que a fase líquida do reactor no tratamento de ar é relativamente estacionária, pode suportar uma população de microrganismos nadadores. Estes podem movimentar-se livremente perto da superfície da água, encontrando assim elevadas concentrações de contaminantes devido à baixa limitação difusional. Podem contribuir significativamente para a actividade do biofilme.

Hugler et al. (1996) mediram a concentração bacteriana no biofilme e na fase líquida de um biopercolador para tratar sulfuretos. Verificou-se que a densidade bacteriana na água era cerca de um terço da densidade do biofilme. O biofilme de um biopercolador é constituído por uma mistura vasta de fungos, bactérias, leveduras, protozoários ciliados, amebas, nematódos e algas. Também é afirmada a existência de espécies diferentes ao longo da espessura do biofilme. A camada superficial do biofilme em contacto com a fase líquida é constituída por bactérias e hifas dos fungos. A camada intermédia é muita densa, com mais fungos e menos bactérias e uma população vigorosa de nemátodos. Na camada basal, mais próxima da superfície, existem muitos fungos, mas inactivos ou mortos, e poucas bactérias (Deshusses et al., 1999).

2.8. Degradação biológica de COV’s

Pseudomonas (Gram-negativas, forma bastonetes, com flagelos polares, e aeróbias) são um género de bactérias bastante heterogéneo, capaz de utilizar diferentes compostos orgânicos como a única fonte de carbono e energia para o seu crescimento.

A degradação biológica, dada sua complexidade estrutural, tem sido alvo de diversos estudos com o intuito de compreender os mecanismos e enzimas envolvidas.

2.8.1. Aspectos genéticos e metabólicos da biodegradação

Em 1947 Roger Stanier, da Universidade de Califórnia, verificou que muitas das enzimas presentes na degradação do benzoato eram induzidas quando células desenvolvidas de Pseudomonas se adaptaram à presença de benzoato no meio. Muitos anos após, descobriu-se que alguma da versatilidade e adaptabilidade dos microrganismos provinha de plasmídeos catabólicos, que especificam o percurso de degradação.

A capacidade de degradação de microrganismos, que possuem plasmídeos catabólicos, resulta da interacção cooperante entre os genes contidos no plasmídeo e o cromossoma da célula hospedeira. Estas interacções são de extrema importância quando se utiliza uma única fonte de carbono e energia. Muitos dos plasmídeos simplesmente codificam parte do trajecto catabólico para determinado composto. Os produtos das transformações mediados pelas enzimas (com os


Degradação biológica de COV’s 45

plasmídeos codificados) devem ser aqueles que depois são utilizados por enzimas codificadas cromossomicamente, que se encontram na unidade central de produção de energia no trajecto metabólico das células.

2.8.1.1. Plasmídeo catabólico TOL (PWW0)

Observando Pseudomonas putida mt-2, e o associado plasmídeo catabólico TOL (pWW0), pode-se verificar a complexidade da degradação de alguns COV’s por parte da bactéria, e ilustra-se a relação entre os genes cromossómicos e os plasmídeos. Em Pseudomonas putida, os genes cromossómicos codificam o trajecto orto, e o plasmídeo TOL codifica o trajecto meta.

O benzoato, produto da degradação de tolueno, induz a expressão dos genes do trajecto meta, e o catecol, como o benzoato é produto da degradação do tolueno (ver figura 21), induz a trajecto orto.

O plasmídeo TOL também confere ao hospedeiro a capacidade de degradar, para além do tolueno, m- e p-xileno e outros derivados do benzeno. Os genes que codificam enzimas catabólicas são denominados genes xyl. Os genes xyl do TOL (pWW0) estão organizados em 2 operões, denominados como trajectos upper e lower (meta). O trajecto upper, xylCAB, codifica a degradação de tolueno e xileno a benzoato e toluato (metilbenzoatos), respectivamente. O trajecto lower, xyl XYZLEGFJKIH, codifica a degradação de benzoato e toluatos a acetaldeído e piruvato (ver figura 21 e tabela 3).

Figura 21. Etapas de degradação de tolueno na Pseudomonas putida mt-2.



Tabela 3. Enzimas e proteínas reguladoras codificadas por genes no plasmídeo TOL pWWO

Gene Enzima ou função

Operão “upper-pathway” Enzimas envolvidas na conversão de tolueno e xileno a benzoato e toluatos

xylA Xileno oxigenase

xylB Álcool Benzílico desidrogenase

xylC Benzaldeído desidrogenase

Operão “Lower (meta) pathway” Enzimas envolvidas na degradação de benzoato e toluato a acetaldeído e piruvato

XylX,Y,Z Toluato dioxigenase

xylE Catecol2, 3-dioxigenase

xylF 2-hidroximucónico semialdeído hidrolase

xylG 2-hidroximucónico semialdeído dehidrogenase

xylH 4-Oxalocrocrotonato tautomerase

xylI 4-Oxalocrotonato decarboxilase

xylF 2-oxo-4-pentanoato hidratase

xylK 2-oxo-4-hidroxipentanoato aldolase

xylL Dihidroxiciclohexadieno carboxilato dehidrogenase

Proteínas envolvidas no controlo da transcrição dos genes de “upper lower pathways”:

xylR Proteína reguladora

xylS Proteína reguladora

O trajecto pode tomar dois rumos na 2-hidroximucónico semialdeído e voltar a reunir no produto 2-oxo-4-pentanoato (ver figura 21). Em analogia com o papel dos trajectos orto e meta para a degradação do catecol, a ramificação do 2- -hidroximucónico semialdeído permite aumentar o número de substratos que Pseudomonas putida mt-2 pode utilizar. Por exemplo, m-toluato é degradado pelo ramo xylF, enquanto que o benzoato e p-toluato são degradados pelo ramo xylGHI. A relativa afinidade das enzimas destes dois ramos do trajecto lower para um particular substrato determina o ramo pelo qual o substrato é catabolizado (Glazer e Freedmand, 1998).

2.8.2. Modelos matemáticos para degradação de COV’s

A cinética da biodegradação de COV’s, utilizando culturas puras isoladas em laboratório, ou um consórcio de microrganismos em lamas activadas, em substratos puros ou mistura de COV’s, tem sido estimada para diversas concentrações de poluente. Os resultados experimentais destes estudos foram sujeitos a análise utilizando modelos matemáticos usando as equações de Monod ou de Haldane (Sokó, 1988; Monteiro et al., 2000; Pedersen et al., 1997; Choi



et al., 1992) para testar a validade destes modelos na interpretação de dados de substâncias inibitórias em estado estacionário, ou não estacionário, de unidades de tratamento de ar (Kumaran e Paruchuri, 1997).

2.8.2.1. Cinética de crescimento celular para biomassa em suspensão

O crescimento de uma cultura de microrganismos num reactor batch pode ser representado graficamente pela figura 22. Este crescimento de biomassa apresenta quatro fases distintas: (1) aclimatação, (2) crescimento exponencial, (3) estacionária e (4) decaimento.

Figura 22. Gráfico exemplificativo do crescimento microbiano.

A velocidade de crescimento das células microbianas pode ser definida pela equação 3.

XrX µ= (3)

em que:

Xr — velocidade de crescimento da biomassa, ML–3T–1

µ — velocidade específica de crescimento, T–1

X — concentração de biomassa, ML–3

O balanço mássico à biomassa num reactor batch, está expresso na equação 4:

Xd

dµ== Xr

t

X (4)

O balanço mássico ao substrato num reactor batch, está expresso na equação 5:

Srt

S=

d

d (5)

sendo:

S — concentração de substrato, ML–3



Sr — velocidade de consumo de substrato, ML–3T–1

O rendimento biológico observado, Yobs, é a biomassa produzida por unidade de substrato consumido, e encontra-se definido na equação 6:

(6) S

X

r

rY −=obs

Após adaptar as equações 4 e 5 à equação 6, obtém-se a equação 7:

(7) XYt

S

obsd

d µ−=

Nos reactores biológicos, nem todo o substrato é utilizado para a formação de novas células. Uma parte do substrato serve como fonte de energia para a manutenção das células já existentes, energia que é quantificada através da velocidade específica de utilização de substrato para a manutenção das células, vulgarmente designado por coeficiente de manutenção, m (T–1). A quantidade de substrato utilizado para a formação das células é quantificada pelo parâmetro designado por rendimento intrínseco, Y. A equação 8 ilustra a relação entre estes parâmetros:

(8) Xd

d1

d

dm

t

X

Yt

S+=−

Substituindo as equações 4 e 7 na equação 8, obtém-se a equação 9. Pode-se observar que o rendimento biológico observado é dividido numa fracção correspondente à matéria celular sintetizada por unidade de substrato removido para a síntese, e outra fracção correspondente à manutenção das células:

(9) µ

m

YY+=

11

obs

Como na fase exponencial µ >>> m, resulta que obsY ≈ Y

Admitindo que o crescimento de biomassa segue o modelo de Monod, então a velocidade específica de crescimento é dada pela equação 10:

(10) SK

S

S += maxµµ

em que,

maxµ — velocidade específica de crescimento máxima, T–1

SK — constante de saturação para o substrato, ML–3



Admitindo que na fase de aclimatação o consumo de substrato é desprezável, µ pode ser determinado para cada

valor de concentração de substrato inicial. Admite-se também que, durante a fase de crescimento exponencial, a variação da concentração de substrato é desprezável face à concentração inicial, não provocando variação de µ . Integrando a

equação 11, entre o tempo zero e o tempo t, obtém-se a equação 12, que permite determinar os valores de µ , para cada

concentração inicial de substrato.

µ=t

X

X d

d1 (11)

)(lnln oot ttXX −+= µ (12)

sendo,

Xo – concentração de biomassa no tempo inicial, ML–3

Xt – concentração de biomassa no tempo t, da fase de crescimento exponencial, ML–3

to –– tempo de início da fase de crescimento exponencial, T

Define-se tempo de duplicação, td, como o tempo ao fim da qual a concentração de biomassa duplica na fase exponencial, isto é, Xt = 2 Xo. Logo:

µ

2lnd =t (13)

O modelo de Monod foi desenvolvido para culturas puras, em que o substrato não inibe o crescimento dos microrganismos. No entanto, há situações em que ocorre uma inibição por excesso de substrato, nas quais o substrato em excesso, S, pode reagir com o complexo enzima-substrato, ES, tornando-o inactivo, diminuindo assim a velocidade de crescimento.

O modelo cinético de crescimento que habitualmente se aplica em situações de inibição por excesso de substrato é representado pela equação 14, a equação de Haldane (Andrews, 1999).

i

2max

K

SSK

S

S ++

=µ

µ (14)

em que,

Ki – constante de inibição para o substrato, ML–3



Este modelo tem sido aplicado na degradação de compostos aromáticos em culturas puras e mistas, inibidas quer por excesso de substrato, quer por outros compostos, como por exemplo outros aromáticos.

A figura 23 apresenta o perfil da curva de velocidade de crescimento versus a concentração de substrato, segundo o modelo de Monod e Haldane.

Figura 23. Perfil da curva de crescimento segundo o modelo Monod e Haldane vs Concentração.

Capítulo III Material e Métodos

Ensaios microbiológicos

Estudos cinéticos de degradação do fenol em reactor de biomassa suspensa

Estudos cinéticos de degradação do tolueno em reactor de biomassa fixa

Métodos analíticos


Ensaios microbiológicos 53

3. Material e Métodos Neste capítulo são descritos os inóculos utilizados neste trabalho: Pseudomonas putida, lamas activadas da ETAR de

Frossos (Braga) e lamas activadas da Petrogal (Matosinhos), e ainda a composição do meio mineral.

Faz-se também a descrição dos métodos analíticos e processuais para determinação da actividade, quantificação da biomassa e da concentração de COV’s.

Neste capítulo também se faz uma apresentação do biorreactor utilizado neste trabalho experimental.

3.1. Ensaios microbiológicos

3.1.1. Inóculo

Neste trabalho foram utilizados, para a degradação de fenol e tolueno, três tipos diferentes de inóculo: Pseudomonas

putida ATCC 17514, proveniente do trabalho descrito em Peixoto (2003); o segundo inóculo, constituído por lamas activadas provenientes da unidade de tratamento de águas residuais da cidade de Braga (Frossos); o terceiro inóculo, também retirado do processo de lamas activadas, proveniente de uma estação de tratamento de águas residuais de uma unidade industrial do ramo da petroquímica, a Petrogal de Matosinhos.

Pseudomonas putida é conhecida por possuir enzimas indutivas capazes de se adaptarem a meios cuja única fonte de carbono e de electrões são hidrocarbonetos ou COV’s. Existem alguns artigos científicos (Buitrón, 1996; Bielefeldt e Stensel, 1999) que indicam que as lamas activadas podem servir de inóculo para tratar efluentes contendo COV’s, pré- -seleccionando as bactérias e fungos capazes de utilizar os COV’s como única fonte de carbono. Daí ter-se decidido testar dois tipos de lamas activadas: tratamento de efluentes domésticos e lamas activadas pré-adaptadas no tratamento de efluentes de uma indústria petroquímica.

3.1.1.1. Pseudomonas putida

Pseudomonas putida, utilizada neste projecto pertence ao género Pseudomonas, que tem as seguintes características (Pelczar, 1993):

• Bastonetes direitos ou ligeiramente curvados com um tamanho de 0.5 µm a 1.0 µm por 1.5 µm a 4.0 µm;

• Não formam esporos;

• São Gram-negativas;

• Apresentam flagelos polares de forma simples ou múltiplos;

• Não apresentam revestimentos nem apêndices;

Material e Métodos Capítulo III

54 Ensaios microbiológicos

• O metabolismo respiratório, embora não seja fermentativo, produz pequenas quantidades de ácido proveniente da degradação aeróbia da glucose;

• Tem a capacidade de adaptação para degradar compostos orgânicos com baixo peso molecular, como por exemplo fenol, e que não sejam polímeros;

• A temperatura óptima de crescimento situa-se entre os 25 oC e 30 oC, embora apresente capacidades de

crescimento entre 4 oC e 40 oC.

A Pseudomonas putida utilizada encontrava-se acondicionada em placas de petri e tubos de ensaio inclinados com

agar nutriente a 4 oC no frigorífico, e foi preparada em condições assépticas. Procedeu-se de seguida a uma repicagem da cultura para outro meio sólido e posteriormente congelou-se parte desta cultura para futura utilização.

3.1.1.2. Lamas activadas da ETAR de Frossos

As lamas activadas são provenientes da ETAR municipal de Braga, mais concretamente designada por ETAR de Frossos. O tratamento biológico de lamas activadas é de média carga e os seus maiores problemas são o desenvolvimento de bactérias filamentosas que comprometem o tratamento. Segundo a dissertação de mestrado de Abreu (2004), as bactérias dominantes são Gram negativas, nomeadamente a Haliscomenobacter hydrossis do tipo 411, 803 e 961 e a Nostocoida limicola II. Também se verifica a presença de diversos tipos de protozoários, os ciliados nadadores do tipo Cyclidium e Vorticella, ciliados sésseis do tipo Carchesium, Epistylis, Opercularia, Vorticella convallaria, Vorticella

aquadulcis, Vorticella microstoma e ciliados móveis de fundo do tipo Acineria, Aspidisca.

3.1.1.3. Lamas activadas da indústria petroquímica

A maioria dos fluxos de efluentes em refinarias podem ser genericamente caracterizados como tendo elevado teor de sólidos dissolvidos, óleos e gorduras (totais, livres ou emulsionados), compostos fenólicos, benzeno e hidrocarbonetos, etc.

O tratamento biológico por lamas activadas é normalmente considerado um processo eficiente para efluentes de petroquímica, possibilitando remoções acentuadas de CQO e de fenóis (Barros et al., 2001).

Estas características de remoção, principalmente na remoção de compostos fenólicos e hidrocarbonetos, são um indicador da aplicabilidade, a este projecto, das lamas activadas adaptadas à degradação de COV’s.

Admitiu-se que o inóculo proveniente do processo de lamas activadas da Petrogal já se encontrava adaptado à remoção de compostos fenólicos, não sendo necessário promover a adaptação (indução) do inóculo às concentrações de COV’s presentes no ensaio.

Segundo estudos preliminares, as lamas activadas da Petrogal apresentavam algumas bactérias filamentosas e segundo o teste Gram eram negativas.


Ensaios microbiológicos 55

3.1.2. Composição mineral do meio de cultura

O crescimento é um processo dinâmico que requere energia química (ATP) e nutrientes para a síntese dos componentes celulares e a manutenção da célula. Os macronutrientes são exigidos em quantidades relativamente importantes e que desempenham papéis fundamentais na estrutura e metabolismo das células. Os micronutrientes são essenciais para a actividade de certas enzimas, funcionando como cofactores. A água, o oxigénio e o azoto são de extrema importância para o crescimento da cultura microbiana. As bactérias necessitam, ainda, de alguns constituintes inorgânicos como o fósforo, sódio, enxofre, cálcio e magnésio. O fósforo é necessário para a síntese de ácidos nucleicos e para o metabolismo energético. O sódio e o potássio participam nos processos de transporte através da membrana celular. O enxofre pode ser assimilado sob a forma de sulfato e tem um papel fundamental na estrutura proteica. O azoto é outro componente indispensável ao crescimento da bactéria assim como a água. O oxigénio é fornecido pelo ar (Ferreira e Sousa, 1998).

A composição mineral do meio de cultura, esterilizado a 120 oC , encontra-se descrita na tabela 0. Essa composição baseou-se na informação do trabalho de Peixoto (2003).

Tabela 4. Composição do meio mineral para desenvolvimento de microrganismos

Composto químico Concentração g/L

CaCl2.2H2O 0.0696

NaCl 0.0080

KNO3 0.1030

NaNO3 0.6980

Macronutrientes

MgSO4.7H2O 0.1000

FeSO4.7H2O 0.0020

ZnSO4.7H2O 0.0001

MnSO4.5H2O 0.000043

H3BO3 0.0003

CoSO4.7H2O 0.00024

CuSO4.5H2O 0.00001

NiSO4.7H2O 0.00002

Na2MoO4.2H2O 0.00003

Micronutrientes

Ca(OH)2 0.0005


56 Estudos cinéticos de degradação do fenol em reactor de biomassa suspensa

Tabela 4. Composição do meio mineral para desenvolvimento de microrganismos (continuação)

Composto químico Concentração g/L

KH2PO4 0.5444 Tampão

Na2HPO4 2.1489

Fonte de Azoto (NH4)2SO4 0.0300

Fenol 0.3000 Fonte de Carbono

C6H12O6 0.0500

3.2. Estudos cinéticos de degradação do fenol em reactor de biomassa suspensa

3.2.1. Indução

Pseudomonas putida é uma bactéria cujas enzimas para a oxidação da fonte de carbono são de natureza indutiva. Estas enzimas podem ser adaptadas para degradar compostos mais complexos, nomeadamente o fenol.

O processo consiste em aumentar progressivamente a concentração do substrato indutor. Torna-se assim possível induzir a via metabólica da bactéria e, para isso, utiliza-se um substrato que seja mais rapidamente consumido. Escolheu-se a glucose por ser degradada por 96 % das estirpes de Pseudomonas putida e por ser um substrato utilizado pela maioria das bactérias aeróbias.

A indução do inóculo de lamas activadas provenientes da ETAR de Frossos foi realizada da mesma forma. O inóculo proveniente das lamas activadas da Petrogal não sofreu qualquer adaptação ao fenol.

A preparação do inóculo, para o arranque do estudo em batch, ocorreu em duas etapas. Na primeira preparou-se um matraz esterilizado com uma determinada concentração de fenol e meio mineral. Com o auxílio de uma ansa estéril, fez-se

a repicagem da cultura. Colocou-se a crescer a cultura de inóculo numa incubadora orbital Certomat-H, B. Braun, a 28 oC e 150 min–1. Na segunda etapa ressuspendeu-se 15 mL de cultura de bactérias desenvolvidas na primeira etapa.

O crescimento da biomassa foi controlado por medição da absorvância (espectrofotómetro UV/VIS/NIR, Philips 8620), a 620 nm, e estudos dos sólidos suspensos voláteis. Simultaneamente foi medido o pH para verificar alguma alteração nas condições ambientais (medidor de pH Metrohm 605)


Estudos cinéticos de degradação em reactor de biomassa fixa 57

3.2.2. Procedimento experimental da degradação em batch do fenol

• Prepararam-se diversas concentrações de fenol, em matraz com um volume útil de 500 mL.

• Esterilizou-se todos os matrazes a 121 oC durante 20 min.

• Após esterilização, deixou-se arrefecer à temperatura ambiente, e inoculou-se cada matraz com 10 mL de inóculo (Pseudomonas putida, lamas activadas de Frossos e lamas activadas da Petrogal).

• Mediu-se a absorvância a 620 nm para determinar a concentração da biomassa, determinou-se os sólidos suspensos totais e voláteis de cada matraz, e a concentração de fenol a uma densidade óptica de 270 nm, logo após a inoculação (t = 0 h).

• Colocou-se os matrazes numa incubadora orbital Certomat-H, B. Braun, a 28 oC e 150 min–1.

• Monitorizou-se a concentração de biomassa, fenol e sólidos ao longo do tempo.

A massa de células é proporcional à absorvância. Construiu-se uma curva de calibração para cada tipo de inóculo, relacionando a concentração de biomassa, por mg/L, com a absorvância a 620 nm, pelo procedimento no anexo 5 e cujas curvas de calibração também podem ser analisadas no respectivo anexo.

3.3. Estudos cinéticos de degradação em reactor de biomassa fixa

Os estudos cinéticos de degradação de tolueno com biomassa fixa foram realizados utilizando um biorreactor, algo semelhante ao biorreactor utilizado no trabalho descrito em Peixoto (2003). No entanto, este biorreactor, denominado Torre Biológica de Pratos (TBP) foi modificado estruturalmente de acordo com as características descritas de seguida.

3.3.1. Reactor biológico

O reactor (figura 24) é basicamente constituído por dois módulos, o fermentador, a câmara de mistura, o espectrómetro de massa e os manómetros de determinação de quedas de pressão na corrente gasosa.

3.3.1.1. Módulos

Cada módulo (figuras 25 e 26) compreende uma estrutura cilíndrica de policloreto de vinila (PVC) com uma altura de 1.065 m, 250.5 mm de diâmetro externo e 239.5 mm de diâmetro interno.

Na base de cada módulo encontra-se uma saída para purga de lamas ou líquido.

Dado que os módulos não são transparentes e que se trata de um reactor biológico (em que a fase líquida é de extrema importância) inclui-se uma saída paralela em tubo transparente de modo a visualizar o nível de líquido.

Em cada módulo existem 3 pontos de amostragem: topo, meio e fundo da coluna. Cada ponto de amostragem permite determinar a concentração directa do poluente no espectrómetro de massa. A queda de pressão e o fluxo da corrente gasosa determina-se ou verifica-se unicamente no topo e fundo da coluna.


58 Estudos cinéticos de degradação em reactor de biomassa fixa

1 – Módulos 5 – Compressor de ar 9 – Manómetro de ar e mercúrio 2 – Fermentador 6 – Rotâmetro de ar 10 – Frasco de conexão entre os módulos e o espectrómetro 3 – Colector de líquido (controlo de pH) 7 – Frasco lavador com COV 11 – Espectrómetro de massa 4 – Rotâmetro de líquido 8 – Câmara de evaporação e mistura 12 – Saída do ar

Figura 24. Esquema da instalação.

Figura 25. Fotografia de um conjunto de módulos da TBP.



Figura 26. Figura representativa de um módulo da TBP.

As colunas encontram-se hermeticamente fechadas, não permitindo quaisquer fugas de poluente para o ambiente. Cada módulo é constituído por 14 pratos colocados paralelamente e distanciados 4.5 cm (figura 27).

Cada prato tem uma área útil (parte superior) para formação de biofilme igual a 40 195 mm2, e possui uma área bastante rugosa devida à existência de cortes, distanciados por 5 mm, na superfície.

No topo de cada módulo encontra-se um distribuidor da fase líquida. Este tipo de formato de torre biológica de pratos não permite a formação de canais preferenciais porque obriga quer a fase líquida quer a fase gasosa a percorrer todo o módulo. O trajecto da corrente gasosa e líquida, esquematizado na figura 26, é uma combinação entre o fenómeno de gincana e percolação.



Figura 27. Fotografia da torre de pratos da TBP.

3.3.1.2. Fermentador e acessórios

O fermentador de vidro, de marca Setric Genie Industriel, tem um volume útil de 6.8 dm3. O fermentador (figura 28) possui na estrutura superior diversas entradas e saídas para permitir o controlo processual, bem como as ligações aos módulos.

Figura 28. Fotografia do fermentador.



A bomba centrífuga, marca Grundfos-UP 20-45 N 150, assegura a recirculação da fase líquida nos módulos, a adição de meio mineral ou meio de inoculação do reactor.

A fase líquida é controlada pelo rotâmetro (figura 29), anteriormente calibrado, de marca Fisher & Porter, D 10 A 1197 A, D 055, de modo a estabelecer o caudal a utilizar.

Figura 29. Fotografia do rotâmetro.

O fermentador possuía um agitador de 3 pás com motor rotativo e um conjunto associado de controlo de pH (eléctrodo, registador - controlador – Hanna Instruments, HI8711E). A medição do pH era realizada no colector de líquido, sendo feita a calibração com soluções padrão de 4 e 7.

No fermentador existia um sistema de bóia no tubo da entrada do líquido no fermentador, de modo a controlar o nível do líquido durante os períodos de adição de meio mineral, inoculação, controlo do nível nas colunas, etc.

O rotâmetro da água tinha a seguinte curva de calibração (equação 15):

%25

L/h

CaudalQ×= (15)

3.3.1.3. Simulação do efluente em laboratório

O ar utilizado provinha de um compressor canalizado do Laboratório de Instalações Piloto, do Departamento de Engenharia Biológica. O rotâmetro do ar era da marca Fisher & Porter FP D 10 A 1197 A, D 045, flutuador B03 401, e permitia a quantificação do respectivo caudal.

A calibração do rotâmetro do ar foi realizada nas condições de operação do reactor e utilizou-se um dispositivo calibrador desenvolvido por Peixoto (1998). Este dispositivo é composto por um tubo cilíndrico transparente (em acrílico), com um diâmetro interno de 64,4 mm e um volume útil interno igual a 5 L (figura 30). Foi utilizada água com sabão como flutuador leve, com o mínimo de atrito, no entanto, bem isolado para impedir fugas de ar. Este flutuador permite calibrar o rotâmetro do ar, determinar o volume que atravessa o rotâmetro numa dada posição, em determinado tempo (ver anexo 1).



Figura 30. Fotografia do calibrador dos rotâmetros do ar.

3.3.1.3.1. Câmara de mistura

O dispositivo denominado câmara de mistura (Peixoto e Mota, 1997) é utilizado para fornecer um caudal e uma concentração conhecidos de poluente (figura 31).

Figura 31. Esquema da câmara de mistura.



Na câmara de mistura ocorre evaporação, difusão e arrastamento pela corrente do ar. O nível da câmara, que apresenta um volume interno de aproximadamente 1 L, pode ser avaliado através de uma escala em material zincado. Esta escala vai de 0 a 9. No topo da câmara de mistura pode-se verificar a existência de diversas entradas e uma saída. Existe a entrada do ar comprimido controlado pelo rotâmetro do ar, a entrada de COV puro, em estado líquido, proveniente dos frascos lavadores adjacentes, que, de acordo com o nível estabelecido na câmara de mistura, vão adicionando mais ou menos COV (utilizando uma electro-válvula para controlo). Há ainda a saída da corrente gasosa contaminada com COV e o sistema de detecção de variação de nível.

O sistema de detecção de variação de nível é uma alavanca com braços aproximadamente iguais, tendo nas extremidades uma bóia e uma peça cilíndrica em aço inox. Quando o nível de líquido na câmara de mistura desce, a bóia desce aproximando da parede o tubo em inox, que activa o detector electromagnético (Telemecanique XS 1M 30 MA 230). Este detector electromagnético envia um sinal eléctrico para o relógio, que abre uma electro-válvula, permitindo a pressurização do frasco lavador e a consequente entrada de líquido no sistema por gravidade.

3.3.1.4. Quedas de pressão

Na instalação existiam dois manómetros de vidro em forma de U (figura 32). Os líquidos manométricos eram a água e o mercúrio, utilizados respectivamente para medir menores ou maiores quedas de pressão nos módulos. Os módulos eram constituídos por 3 pontos distintos de medição da diferença de pressão.

Figura 32. Fotografia dos medidores de quedas de pressão.

3.3.1.5. Porosidade das colunas

A porosidade (ε) corresponde ao volume disponível para a passagem da fase gasosa através do enchimento (equação 16). A porosidade deve ser distinguida para três condições: a porosidade em vazio, considerando unicamente os pratos; a



porosidade em presença da fase líquida, contando com o volume ocupado pela água (volume de retenção de líquido); e a porosidade em presença da fase líquida e do biofilme desenvolvido.

(16) total

vaziosespaços

V

V=ε

3.3.2. Arranque do reactor biológico

Antes de se proceder ao arranque do reactor biológico foi necessário garantir que o reactor apresentava condições assépticas. Procedeu-se à desinfecção de toda a instalação com hipoclorito de sódio (3.5 % de cloro activo), na proporção de 1 para 10. Durante dois dias fez-se recircular a solução de hipoclorito de sódio de modo a evitar quaisquer tipos de contaminações.

Após a desinfecção da instalação procedeu-se à recirculação de água limpa, de modo a remover todos os vestígios da solução desinfectante.

Uma vez desinfectada a instalação, procedeu-se à transferência de 5 L de meio mineral para o fermentador e inoculou--se com um volume de 50 mL. Após proceder-se ao crescimento de biomassa no fermentador fez-se circular em toda a instalação, utilizando duas bombas centrífugas (Grundfos-UP 20-45 N 150) com um caudal de 500 L/h para a fase líquida e um caudal de ar de 181.82 mL/s com uma concentração de tolueno de 2.3 µL/L.

O reactor funcionou em contínuo para cada inóculo, durante aproximadamente 3 meses; um mês permite atingir o estado pseudo-estacionário, nos outros dois meses, já com um biofilme bem desenvolvido, pode-se determinar as taxas de remoção do poluente.

O controlo de adesão e crescimento da biomassa foi realizado através do consumo de tolueno e também por observação directa nos pratos.

3.3.3. Procedimento experimental periódico

Procedeu-se a diversas operações, nomeadamente:

• Preparar meio mineral (3 vezes por semana) e esterilizar.

• Controlo do nível de líquido nas colunas, adicionando meio mineral a partir do fermentador, evitando assim qualquer contacto com a atmosfera ambiental e consequentemente mantendo a comunidade microbiana introduzida sem qualquer contaminação (1 vez por dia).

• Controlo da biodegradação, por visualização directa da cor e desenvolvimento do biofilme nos pratos do reactor biológico (1 vez por dia).

• Verificação dos rotâmetros da fase líquida pois após algum tempo o biofilme tinha tendência a colmatar as tubagens (1 vez por dia).


Métodos analíticos 65

• Medição da temperatura da alimentação ao reactor (1 vez por dia).

• Verificação da temperatura ambiente (1 vez por dia).

• Verificação das quedas de pressão nos diversos pontos das colunas do reactor biológico (1 vez por dia).

• Regulação da percentagem do rotâmetro do ar para debitar o caudal de ar pretendido (1 vez por dia).

• Medição do pH no fermentador (1 vez por dia).

• Através do espectrómetro de massa procedeu-se à determinação da concentração de tolueno nos diversos pontos do reactor (1 vez por dia).

3.4. Métodos analíticos

3.4.1. Determinação do pH

O pH do estudo em batch foi determinado utilizando um medidor de pH Metrohm 605.

3.4.2. Determinação da espessura do biofilme

Retirou-se de diversas alturas da torre biológica de pratos várias amostras e com a ajuda de uma régua determinou-se a espessura do biofilme.

3.4.3. Determinação da massa volúmica

Retirou-se cerca de 500 mL de biofilme escorrido e pesou-se numa balança analítica. A razão entre o peso do biofilme e o volume utilizado permite determinar a massa volúmica.

3.4.4. Determinação da humidade

A humidade é determinada em termos percentuais. A percentagem de humidade do biofilme é a razão (equação 17) entre a diferença da massa do biofilme escorrido, mas húmido, e a massa do biofilme após desidratação em estufa a

105 oC, até atingir peso constante, e a massa do biofilme húmido.

100%

BH

BSBH ×−

=m

mmH (17)

H – Percentagem de humidade

mBH – Massa de biofilme húmido

mBS – Massa de biofilme seco a 105 oC .


66 Métodos analíticos

3.4.5. Determinação do peso seco

Tal como a humidade, mede-se em percentagem mássica de sólidos totais no biofilme. A massa de sólidos totais

obteve-se após desidratação em estufa a 105 oC, até peso constante. A razão entre a massa de sólidos totais e a massa de biofilme húmido permite determinar o peso seco (equação 18).

(18) 100%

BH

BS ×=m

mPS

PS – Peso seco

3.4.6. Determinação dos sólidos voláteis totais

Os sólidos voláteis totais (equação 19) são a diferença entre os sólidos totais obtidos após desidratação em estufa a

105 oC, até peso constante, e os sólidos totais fixos obtidos por incineração a 550 oC, normalizados pelo volume de amostra.

(19) amostra

muflaBSBS

V

mmSVT

−=

SVT – Sólidos voláteis totais

mBS mufla – Massa de biofilme seco a 550 oC

Vamostra – Volume de amostra

3.4.7. Determinação dos sólidos suspensos totais e voláteis

Os sólidos suspensos totais e voláteis seguem o mesmo princípio da determinação dos sólidos totais e voláteis, no entanto utiliza-se a separação por centrifugação ou filtração das matérias suspensas.

3.4.8. Determinação dos polissacarídeos

A concentração de polissacarídeos foi determinada pelo método de Dubois.

Segundo Honan e Eccles, 1986, grande parte dos açúcares apresenta grande semelhança com os monómeros que compõem os polissacarídeos. Deste modo utilizou-se a glicose para determinar a curva de calibração dos polissacarídeos, que se encontra no anexo 4 (Azeredo e Oliveira, 1997).

Preparação do material:

• Lavou-se os tubos de ensaio com uma solução de H2SO4 a 20 % antes de serem utilizados.

Doseamento de polissacarídeos:



• A 1 mL de amostra foi adicionado 1 mL de solução de fenol 50 g/L. Homogeneizou-se durante 15 s no vórtex. Adicionou-se 5 mL de solução de ácido sulfúrico concentrado, 95 % a 97 %.

• Deixou-se repousar durante 10 min. A absorvância foi lida a 490 nm.

3.4.9. Determinação das proteínas

A concentração de proteínas totais foi determinada pelo método de Lowry modificado, utilizando um kit SIGMA, recorrendo a um padrão BSA (albumina de soro bovino).

O método usa o reagente de Folin & Ciocalteu, cujo ácido misto fosfomolibdotúngstico, na presença de proteína, é reduzido por perda de 1 a 3 átomos de oxigénio. Obtêm-se várias espécies reduzidas apresentando uma cor azulada.

Pipetou-se 1 mL de amostra num tubo de ensaio, adicionou-se 1 mL de reagente de Lowry e homogeneizou-se a mistura durante 30 s no vórtex. Deixou-se reagir à temperatura ambiente, durante 20 min. Depois adicionou-se 0.5 mL de reagente de Folin & Ciocalteu’s, deixando-se reagir durante 30 min, à temperatura ambiente. Foi feita a leitura a 740 nm, utilizando um branco preparado do mesmo modo (Azeredo e Oliveira, 1997).

A curva de calibração encontra-se no anexo 3.

3.4.10. Determinação da actividade do biofilme

A actividade do biofilme pode ser determinada a partir do método respirométrico. O método respirométrico determina a taxa específica de consumo de oxigénio, definida como a quantidade de oxigénio consumido por unidade de biomassa existente e por unidade de tempo.

O ensaio de respirometria permite a medição do consumo de O2, na ausência de substrato (respiração endógena) e por adição de substrato (respiração exógena), podendo ser esta última ser uma medida indirecta da actividade respiratória das células.

O respirómetro (figura 33) utilizado neste trabalho experimental era de funcionamento descontínuo, designado por Biological Oxygen Monitor, (BOM) (Yellow Springs). O programa Labtech Notebook permitia a aquisição dos dados do respirómetro.

A cultura bacteriana foi arejada cerca de 30 min, para assegurar a saturação de oxigénio. Após atingir a saturação de oxigénio, as células foram seladas e monitorizou-se ao longo do tempo o decréscimo da concentração de oxigénio. A taxa de respiração endógena corresponde à linha decrescente inicial (fase 1 da figura 34). Para determinar a taxa de consumo de oxigénio devido à oxidação de substrato, foi adicionado em cada célula uma pequena quantidade de solução de tolueno (50 µL) a uma concentração de 400 mg/L. O declive da recta, após a adição de tolueno na célula, corresponde à taxa de respiração total (fase 2 da figura 34). A diferença entre as duas taxas de respiração (total e endógena) permite determinar a massa de O2 utilizada pela bactéria para a oxidação de tolueno – taxa de respiração exógena. A fase 3 da figura 34 indica o esgotar de oxigénio.



1 – Eléctrodo de oxigénio 4 – Agitador magnético 2 – Câmara do respirómetro 5 – Monitor de oxigénio 3 – Célula do respirómetro 6 – Computador (aquisição dados)

Figura 33. Figura representativa do respirómetro.

A actividade respirométrica foi expressa em massa de oxigénio por massa seca de biomassa e por unidade de tempo. A massa seca de biomassa é determinada pela quantificação dos sólidos totais voláteis da suspensão bacteriana, de acordo com o Standards Methods (Simões et al., 2002). Na figura 34 apresenta-se um gráfico ilustrativo da evolução da taxa de respiração ao longo do tempo.

Figura 34. Gráfico ilustrativo das diversas taxas de respiração.

3.4.10.1. Calibração das sondas

Antes de se proceder ao ensaio de respirometria deve-se calibrar as sondas.

• Colocar 10 mL de água destilada em cada uma das células;

• Ligar o interruptor ON/OFF do monitor do oxigénio;

• Colocar os tubos de arejamento em cada uma das células, mergulhando-os completamente na água destilada;

• Ligar a agitação;

• Arejar durante 30 min;

• Desligar a agitação;



• Retirar as sondas das células até que surja um menisco de água a meio do tubo capilar;

• Deixar estabilizar durante 15 min;

• Após este tempo retiram-se as sondas e colocam-se em água destilada.

3.4.11. Aspectos morfológicos de microscopia óptica

As lâminas foram examinadas utilizando o microscópio Laborlux S (Leitz), em campo claro e em contraste de fase com ampliação de 1000x. As imagens foram capturadas com uma câmara Axio-Cam HRC (Zeiss) recorrendo ao software Axiovision 3.1 (Zeiss).

Foram utilizados vários métodos de coloração de forma a determinar se as células estão activas (coloração alaranjado de acridina, coloração Live/Dead) e determinar o tipo de bactérias (coloração de Gram).

Para a observação em microscópio com lâmpada de fluorescência das células coradas com alaranjado de acridina e de Live/Dead, foi utilizado um filtro específico (filtro Zeiss n.o 9), cujos comprimentos de onda de excitação e emissão do fluorocromo fluoresceina eram de 488 nm e 525 nm, respectivamente.

3.4.11.1. Coloração Gram (método Hucker modificado)

O método de coloração de Gram está descrito em Spigoni et al. (1992). A preparação e fixação pelo calor de um esfregaço bacteriano seguiram as etapas apresentadas de seguida.

• Com o auxílio de uma pinça, retirou-se as lâminas de vidro da mistura álcool-éter (permite o desengorduramento das lâminas e a destruição de partículas aderentes).

• Inflamou-se as lâminas à chama e colocou-se uma gota de água desionizada sobre a lâmina.

• Retirou-se uma ansa de cultura bacteriana, e suspendeu-se a massa bacteriana na gota de água. Espalhou-se aproximadamente numa área de 1 cm2 e deixou-se secar ao ar durante alguns minutos.

• Para fixar o material passou-se a lâmina pela chama.

• Corou-se os esfregaços, previamente fixados, com uma gota de violeta de cristal, aplicada durante 60 s. Agitou-se suavemente durante a coloração.

• A seguir inundou-se com uma solução de lugol durante 60 s. O soluto de lugol forma um complexo com o violeta de cristal. A seguir promoveu-se a lavagem com água.

• Descolorou-se com álcool etílico a 96 %, durante 30 s, agitando suavemente. O álcool etílico, nas bactérias Gram- -negativas, remove os lípidos da membrana externa da parede celular, resultando num aumento da sua permeabilidade. O complexo violeta de cristal-iodo no interior das células é extraído, pelo que as bactérias são descoradas. As bactérias Gram--positivas, por terem um baixo teor lipídico na parede celular, são desidratadas, o que resulta na permeabilidade da parede e na retenção do complexo violeta de cristal-iodo.



• A seguir corou-se com uma solução de safranina, a 0.25 % de concentração, durante 30 s.

• Lavou-se e secou-se com papel de filtro.

3.4.11.2. Coloração alaranjado de acridina

O alaranjado de acridina pertence ao grupo de corantes de acridina. O alaranjado de acridina usa-se como corante fluorescente para diferenciar o ADN e ARN (dados fornecidos pela MERCK).

O procedimento de coloração é o seguinte:

• Preparou-se uma solução de alaranjado de acridina de 0.003 %, em ácido acético a 2.5 %.

• Utilizou-se uma membrana opaca de fundo escuro, lavada com água desionizada, num sistema de vácuo.

• Adicionou-se um volume de amostra e, seguidamente, 400 µL da solução de alaranjado de acridina de 0.003 %, em ácido acético a 2.5 %.

Deixou-se a lâmina a incubar no escuro durante 15 min, observando-se de seguida no microscópio utilizando o filtro de excitação a 470 nm.

3.4.11.3. Coloração Live/Dead

A coloração Live/Dead tem como princípio a utilização de uma mistura combinada de dois corantes e ácidos nucleicos: SYTO 9 e iodeto propionato. Estes corantes diferem entre si nas suas características de espectro e na sua capacidade de penetrar células bacterianas vivas. O SYTO 9 cora todas as células tornando-as verdes, enquanto que o iodeto propionato penetra em células danificadas corando-as de vermelho (Boulos et al., 1999).

Descreve-se em seguida o processo de coloração.

• Utilizou-se uma membrana opaca de fundo escuro, lavada com água desionizada, num sistema de vácuo.

• Colocou-se um determinado volume de amostra e depois 250 µL do corante SYTO 9 e 250 µL de propidium iodide.

• Deixou-se a lâmina a incubar no escuro durante 15 min. Todas as observações no microscópio foram realizadas utilizando o filtro de excitação a 470 nm.

3.4.12. Aspectos morfológicos de microscopia electrónica de varrimento

Na microscopia electrónica de varrimento faz-se incidir um feixe de electrões sobre a amostra a analisar. A energia comunicada à amostra por esses electrões é suficiente para que esta, por sua vez, emita localmente electrões secundários. As características dos electrões emitidos pela amostra traduzem um conjunto de características da zona de incidência dos electrões do feixe primário, tais como a estrutura e os detalhes topográficos. Fazendo deslocar o feixe de electrões ao longo



da amostra (varrimento) e simultaneamente registando num computador a informação recolhida com auxílio de um detector de electrões secundários ou de um detector de electrões rectrodifundidos, é possível construir uma imagem da amostra.

Para observação no microscópio electrónico de varrimento foi necessário desidratar as amostras a analisar, através da imersão em soluções aquosas de etanol, de concentrações crescentes (10 %, 25 %, 40 %, 50 %, 70 %, 80 %, 90 %) e durante cerca de 15 min em cada solução. Posteriormente é retirado para um exsicador para desidratação completa, durante cerca de 2 d. Após desidratação, as amostras foram cobertas em ouro e observadas no microscópio electrónico de varrimento.

3.4.13. Determinação de fungos

Para que se proporcione o isolamento de fungos é necessário obedecer a determinados princípios:

• Inibir todo e qualquer crescimento bacteriano, sem afectar o crescimento de fungos (filamentosos ou leveduras);

• Proporcionar o meio adequado para o crescimento de fungos;

• Suprimir o crescimento de fungos com crescimento rápido, especialmente a Mucorales, mas nunca evitar o seu crescimento, para que, se presentes, sejam quantificados;

• Atenuar o crescimento radial de todos os fungos, para permitir a contagem de um número razoável de colónias por prato, sem inibir a germinação de esporos;

• Promover o crescimento de fungos relevantes.

Para obedecer aos princípios anteriores, é necessário utilizar compostos potencialmente inibitórios. Actualmente utiliza--se antibióticos, a pH neutro, nos meios minerais, para inibir o crescimento bacteriano. Usa-se 2,6-dicloro-4-nitroanilina (dicloran), para inibir o crescimento rápido de fungos.

Para o isolamento de fungos utilizou o meio com Agar com cloranfenilcol e dicloran (DRBC). DRBC é recomendado para todos os fungos e leveduras. Este meio contém rose bengal (25 mg/kg) e dicloran (2 mg/kg). Esta combinação de inibidores impede o rápido crescimento da maioria dos fungos Mucoraceous, como Rhizopus e Mucor. O crescimento em

placas de petri em DRBC deu-se a 25 oC, durante 5 d, e afastado da luz (Pitt e Hocking, 1996).

3.4.14. Determinação do tolueno na fase gasosa

A aplicação de espectrometria de massa à análise de gases de fermentação tem vindo a revelar-se uma técnica bastante útil na quantificação dos componentes de uma mistura gasosa. Esta técnica permite uma análise fiável e rápida da composição da mistura gasosa.

A medição das concentrações do tolueno das diversas posições da torre biológica de pratos foi efectuada com recurso a espectrómetro de massa BIOQUAD do tipo quadripolo, com uma gama de massas de 200 Da (u.m.a.).



3.4.14.1. Componentes de um espectrómetro de massa

Podem-se diferenciar várias etapas no processo que se desenvolve no interior de um espectrómetro de massas (figura 35): A, B, C e D.

Figura 35. Etapas decorrentes no espectrómetro de massa.

3.4.14.1.1. Entrada

A introdução da amostra no interior do espectrómetro realiza-se de diversas formas, dependendo da sua natureza. O dispositivo de entrada permite a introdução da amostra, onde a pressão é normalmente inferior a 10–4 Pa, e vaporizada no caso da amostra não ser gasosa.

A pressão reduzida dificulta as colisões dos iões com as moléculas do gás residual, no analisador, durante a passagem entre a fonte de iões e o detector. O vácuo permite obter um percurso livre médio para um ião, ou seja, o caminho médio percorrido por um ião até colidir com uma molécula do gás, que seja maior que a distância entre a fonte e o detector. Para atingir este objectivo, a introdução da amostra no espectrómetro de massa requer uma elevada queda de pressão. O vácuo é constituído por uma bomba turbo-molecular e duas bombas rotativas.

3.4.14.1.2. Ionização

Assim que a amostra se encontra no interior do espectrómetro de massa, dá-se a ionização mediante o método de Impacto Electrónico (EI – Electron Impact), que bombardeia a molécula com electrões de uma certa energia, capazes de provocar a emissão estimulada de um electrão da molécula e assim ionizá-la.

Para além de se formarem moléculas ionizadas, ou iões moleculares (M+), também se formam fragmentos iónicos devido à decomposição de iões moleculares com excesso de energia. O tipo e a proporção relativa de cada um destes fragmentos são característicos da molécula analisada e das condições do processo de ionização, e denomina-se por “padrão de fragmentação”.

A zona do espectrómetro onde se realiza a entrada e a ionização da amostra denomina-se por fonte de ionização ou fonte de iões (figura 36).



Figura 36. Figura representativa da electro-ionização.

3.4.14.1.3. Aceleração

Uma vez ionizadas as moléculas da amostra, elas são aceleradas mediante campos eléctricos que fornecem energia cinética a todos os iões formados. A velocidade adquirida por cada ião dependerá da sua massa.

3.4.14.1.4. Análise

Os iões seguem uma dada trajectória e são desviados mediante campos eléctricos ou magnéticos situados na zona denominada por analisador. O desvio da trajectória será maior ou menor, para um determinado valor de força aplicada, em função da sua massa ou velocidade.

O analisador é constituído por um emissor de rádio frequência, uma fonte de alimentação, um amplificador e uma unidade de controlo.

O analisador quadripolo baseia-se no método de ionização electrónica. A ionização electrónica (figura 37) resume-se na produção de iões por meio do bombardeamento de moléculas ou átomos na fase gasosa com um feixe de electrões de alta energia, gerado por um filamento aquecido, geralmente de tungsténio (equação 20).

M+ + e– M+ + 2e– (20)

M+ – fragmentação do composto

Figura 37. Figura de um analisador quadripolo.



O analisador quadripolo é constituído por 4 eléctrodos paralelos (figura 37). O valor transmitido pelo quadripolo é determinado pelas voltagens CA e RF, aplicadas aos eléctrodos. Ao primeiro par de eléctrodos é aplicado um potencial [U + V cos(ωt)]. Ao segundo par de eléctrodos é aplicado um potencial –[U + V cos(ωt)], composto por uma tensão CC de

polaridade oposta e uma voltagem RF, com um deslocamento de fase de 180o.

À medida que os iões atravessam o quadripolo, são separados de acordo com as suas razões m/z e apenas um determinado ião de razão m/z atinge o detector. As massas dos iões que atravessam o filtro são convertidas numa corrente eléctrica, que é proporcional à pressão parcial molecular correspondente na sua fonte.

3.4.14.1.5. Detecção

A recolha dos iões no detector (chamado colector), produz um sinal eléctrico que, convenientemente amplificado, é registado e representado graficamente num computador. O analisador é normalmente constituído por um emissor de rádio frequência, uma fonte de alimentação, um amplificador e uma unidade de controlo.

O feixe de iões é convertido em sinais eléctricos por um detector do tipo Gaiola de Faraday (figura 38) No detector da Gaiola de Faraday os iões são direccionados para uma taça de material metálico e emitem electrões, sendo medida a própria corrente iónica. O sistema está equipado por um segundo detector do tipo multiplicador de electrões. Este sistema consiste de uma série de 10 a 20 e– (díodos) que libertam electrões secundários quando atingidos por um ião. O multiplicador permite aumentar a corrente do ião (ganhos 104 a 108). O espectro de massa obtido pode ser comparado com espectros passados para sua identificação, e consequentemente averiguar a natureza da molécula (Castro, 1993; Esteban, 1993).

O espectrómetro de massa utilizado é controlado por computador em ambiente Microsoft Windows. O programa RGA for Windows (versão 2) permite a selecção da válvula de entrada da corrente gasosa, a representação gráfica, etc.

Figura 38. Detector tipo Gaiola de Faraday.

Capítulo IV Resultados e Discussão

Resultados de ensaios com biomassa em suspensão

Resultados de ensaios com biomassa fixa


Resultados de ensaios com biomassa em suspensão 77

4. Resultados e Discussão Este capítulo encontra-se sub-dividido em duas partes: resultados dos ensaios com biomassa em suspensão, estudos

desenvolvidos em sistema batch, e os resultados dos ensaios com biomassa fixa, desenvolvidos no biorreactor.

São apresentados os resultados e uma análise comparativa do desempenho, quer dos estudos em batch, quer em biomassa fixa, tendo em conta a remoção de fenol e tolueno, e em termos de comparação da biomassa desenvolvida a partir dos três inóculos.

4.1. Resultados de ensaios com biomassa em suspensão

Este capítulo tem como objectivo apresentar os valores obtidos em ensaio de degradação de fenol e desenvolvimento de biomassa, em batch, para três tipos distintos de inóculo: cultura pura de Pseudomonas putida, lamas activadas provenientes da ETAR municipal de Frossos e lamas activadas provenientes de uma ETAR da indústria petroquímica (ETAR da Petrogal – Matosinhos).

4.1.1. Condições de operação

As condições dos ensaios foram:

• Volume de meio com fenol de 500 mL

• Volume de inóculo de 10 mL

• Concentrações diferentes de fenol (50 mg/L a 1000 mg/L)

• Temperatura de 28 oC e agitação orbital de 150 min–1

• pH entre 6.9 e 7.2 (com excepção do estudo da biomassa com variação de pH)

Os parâmetros analisados periodicamente em cada ensaio foram o pH, a concentração de biomassa em suspensão e a concentração de fenol presente na suspensão. Estes ensaios tiveram como objectivo a determinação da velocidade específica de crescimento bacteriano, da velocidade de consumo de tolueno na suspensão e do rendimento biológico com diversas concentrações de fenol e para diferentes inóculos.

4.1.2. Cinética de crescimento


A figura 39 apresenta, para diferentes concentrações, a evolução da concentração de biomassa bacteriana, expressa em sólidos suspensos voláteis (SSV), em função do tempo para o inóculo Pseudomonas putida.

Resultados e Discussão Capítulo IV

78 Resultados de ensaios com biomassa em suspensão

050

100150200250300350400450500550

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70

t /h

SSV mg/L

50 mg/L100 mg/L200 mg/L300 mg/L400 mg/L

Figura 39. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de fenol para o inóculo P. putida.

As curvas de desenvolvimento da concentração de biomassa bacteriana ao longo do tempo demonstram um comportamento bastante regular. Quanto maior a concentração de fonte de carbono, maior a concentração de biomassa produzida, expressa em SSV.

Da figura denota-se a existência de 3 fases distintas de crescimento. Na primeira fase, denominada fase inicial de aclimatação, não se verifica um crescimento significativo de biomassa, mantendo-se o valor de SSV na ordem dos 50 mg/L. Por observação directa da figura pode-se sugerir que a fase de aclimatação compreende cerca de 10 h. A segunda fase, fase de crescimento exponencial, cujo declive permite determinar a velocidade específica de crescimento, que varia com a concentração inicial de fenol. Na terceira fase denominada fase estacionária, a limitação de substrato provoca o equilíbrio entre a velocidade de crescimento e a morte das bactérias, não se verificando, assim, qualquer crescimento de biomassa.

No entanto, à concentração inicial de fenol de 400 mg/L, pode-se verificar que o desenvolvimento de biomassa não apresentou um comportamento regular. Este comportamento é esperado, dada a existência de maior quantidade de fonte de carbono e maior produção de biomassa a 400 mg/L de fenol. Este comportamento pode ser explicado pela possível concentração inibitória do fenol para Pseudomonas putida, diminuindo a actividade catalítica das enzimas envolvidas.

Na figura 40 é apresentado o logaritmo da concentração de biomassa bacteriana, expresso em ln[(SSV)/(mg/L)] em função do tempo (h).

O tempo de aclimatação (t0) foi obtido por intercepção da recta que traduz a fase de aclimatação e a recta que traduz a fase exponencial de crescimento bacteriano.



Figura 40. Logaritmo neperiano da concentração de biomassa expressa em SSV/(mg/L) em função do tempo (h), para concentrações iniciais de fenol de 50 mg/L a 400 mg/L.

Na figura 41 apresenta-se a evolução do tempo de aclimatação (t0) com a concentração inicial de fenol. Os valores de t0 presentes no gráfico foram obtidos a partir de recolha dos dados e interpretação da figura 40.

Por análise da figura 41, pode-se constatar que, exceptuando os ensaios com uma concentração inicial de 50 mg/L de fenol, existe uma relação proporcional entre a concentração de fenol e o tempo de aclimatação.

Através da equação 12, determina-se a velocidade específica máxima de crescimento para cada concentração aplicada de fenol.

[fenol]=100 m/L

y = 0.0827x + 3.3966R2 = 0.8883

3.5

3.9

4.3

4.7

5.1

5.5

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50t/ h

ln SSV mg/L

[fenol]= 50 mg/L

y = 0.1101x + 3.2356R2 = 0.8934

3.6

3.8

4

4.2

4.4

4.6

4.8

5

0 5 10 15 20 25 30t/ h

ln SSV mg/L

[fenol]=300 mg/L

y = 0.0668x + 3.2259R2 = 0.963

22.5

33.5

44.5

55.5

66.5

7

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55t/ h

ln SSV mg/L

[fenol]=400 mg/L

y = 0.0507x + 3.0471R2 = 0.9831

22.5

33.5

44.5

55.5

66.5

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70

t / h

ln SSV mg/L

[fenol]=200 mg/L

y = 0.0695x + 2.9563R2 = 0.9945

2

3

4

5

6

7

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55

t /h

ln SSV mg/L



0

2

4

6

8

10

12

14

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450

[fenol]/(mg/L)

t o

h

Figura 41. Variação do tempo de aclimatação com a concentração inicial de fenol.

A figura 42 apresenta a variação da taxa específica de crescimento (µ) de acordo com a concentração inicial de fenol. A figura também apresenta um ajuste dos valores experimentais ao modelo de Haldane (equação 14), de modo a determinar os respectivos parâmetros cinéticos.

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450

[fenol]/(mg/L)

µh-1

modelo experiência

modelo Haldane

Figura 42. Variação da taxa específica de crescimento com a concentração inicial de fenol.

Pela observação da figura 42, pode-se afirmar que a a taxa específica de crescimento aumenta até atingir quase 0.06 h–1, a uma concentração de 100 mg/L de fenol. A concentrações superiores a 100 mg/L de fenol a taxa específica de crescimento apresenta um decréscimo significativo, o que indica uma inibição de crescimento, embora se verifique um crescimento de biomassa.

Segundo Monteiro et al. (2000), este comportamento da taxa específica de crescimento adapta-se ao modelo de Haldane.



A equação do modelo de Haldane (equação 14), substituídos os valores obtidos experimentalmente, fica, com µ/h–1 e S/(mg/L) :

45399.41

083.02S

S

S

++

×=µ (21)

Segundo a curva da taxa específica de crescimento versus concentração de fenol, adaptada ao modelo de Haldane, descrito na figura 42, a taxa específica máxima de crescimento (0.045 h–1), é atingida a uma concentração de fenol de 100 mg/L.

4.1.2.2. Lamas activadas da ETAR de Frossos

Na figura 43 apresenta-se a evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo para o inóculo de lamas activadas da ETAR de Frossos, a diferentes concentrações de fenol.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

0 20 40 60 80 100 120 140t/ h

SSVmg/L


Figura 43. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de fenol, para o inóculo de lamas activadas municipais.

Como se pode observar pela figura 43 as curvas de crescimento da concentração de biomassa bacteriana de lamas activadas da ETAR Frossos apresentam um comportamento regular.

De forma idêntica aos estudos experimentais utilizando o inóculo Pseudomonas putida, verifica-se a existência de 3 fases de crescimento. Por observação directa da figura, a fase de aclimatação pode atingir 50 h, dependendo da concentração inicial de fenol.

Na figura 44 é apresentado o logaritmo da concentração de biomassa bacteriana, expresso em função do tempo.



Figura 44. Logaritmo neperiano da concentração de biomassa expressa em SSV/(mg/L), em função do tempo, para concentração inicial de fenol de 100 mg/L a 1000 mg/L.

É apresentado na figura 45, a evolução do tempo de aclimatação (t0) com a concentração inicial de fenol. De acordo com os dados apresentados na figura 44 pode-se obter os tempos de aclimatação.

Por análise da figura 45, pode-se constatar um aumento exponencial do tempo de aclimatação com o aumento da concentração inicial de fenol, numa gama de concentração entre 100 mg/L e 1000 mg/L.

A figura 46 apresenta a variação da taxa específica de crescimento (µ), de acordo com a concentração inicial de fenol, segundo a equação 12. A figura também apresenta o ajuste da variação da taxa específica de crescimento com a concentração inicial de fenol, à equação de Haldane (equação 14), de modo a determinar os respectivos parâmetros cinéticos.

[fenol]=100 mg/L

y = 0.1506x + 2.711R2 = 0.8415

2

3

4

5

6

7

8

9

0 5 10 15 20 25 30 35 40

t /h

lnSSVmg/L

[fenol]=300 mg/L

y = 0.1763x + 2.0067R2 = 0.9736

2

3

4

5

6

7

8

9

0 5 10 15 20 25 30 35 40

t /h

lnSSVmg/L

[fenol]=600 mg/L

y = 0.1492x + 1.2415R2 = 0.9916

23456789

1011

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65t /h

lnSSVmg/L

[fenol]=800 mg/L

y = 0.0943x + 0.8602R2 = 0.9435

23456789

10

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90t /h

lnSSVmg/L

[fenol]=1000 mg/L

y = 0.0773x - 0.7634R2 = 0.9407

2

3

4

5

6

7

8

9

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130t/ h

lnSSVmg/L



0

10

20

30

40

50

60

0 200 400 600 800 1000 1200[fenol]/(mg/L)

t o

h

Figura 45. Variação do tempo de aclimatação com a concentração de fenol.

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

0.16

0.18

0 200 400 600 800 1000 1200

[fenol]/(mg/L)

µ h-1

modelo experiência

modelo Haldane


Pela observação da figura 46, a taxa específica de crescimento aumenta até atingir o valor de 0.17 h–1, para a concentração inicial de 300 mg/L de fenol. A concentrações superiores a 300 mg/L de fenol, verifica-se um decréscimo da taxa específica de crescimento, que indica uma inibição de crescimento por concentração elevada da fonte de carbono.

A equação do modelo de Haldane (equação 14), adaptada aos valores obtidos, está descrita na equação 22.

62.49159.232

4616.02S

S

S

++

×=µ (22)



Segundo a curva da taxa específica de crescimento versus concentração de fenol, adaptada ao modelo de Haldane descrito na figura 46, a taxa específica máxima de crescimento (0.155 h–1) é atingida a uma concentração de fenol de 300 mg/L.

4.1.2.3. Lamas activadas da Petrogal

Na figura 47 apresenta-se a evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo para o inóculo de lamas activadas da ETAR da Petrogal, a diferentes concentrações de fenol.

0

25

50

75

100

125

150

175

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28t /h

SSVmg/L


Figura 47. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de fenol (50 mg/L a 400 mg/L), para o inóculo da ETAR de lamas activadas da Petrogal.

Como se pode observar pela figura 47, as curvas de crescimento da concentração de biomassa, apresentam um comportamento também regular.

Da mesma forma que os outros inóculos, denota-se as três fases distintas de crescimento. A fase de aclimatação pode ir até 5 h dependendo da concentração inicial de fenol.

Verificou-se que a concentração inicial de 400 mg/L não demonstrava ser inibitória para o crescimento de biomassa, daí a realização de mais estudos laboratoriais a concentrações superiores de fenol (entre 500 mg/L e 1000 mg/L). A figura 48 apresenta os resultados de crescimento de biomassa para uma gama de concentrações de 500 mg/L a 1000 mg/L.

É apresentado na figura 49 o logaritmo da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo.

A evolução do tempo de aclimatação (t0) com a concentração inicial de fenol, obtido pela intercepção entre a fase de aclimatação e a fase exponencial de crescimento bacteriano, apresentado na figura 49, é resumida na figura 50.

Por análise da figura 50, pode-se constatar que o tempo de aclimatação entre a concentração de 200 mg/L e 400 mg/L é de 5 h. Acima da concentração de 400 mg/L verifica-se um aumento exponencial do tempo de duplicação, passando de 5 h para 20 h de aclimatação.



0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

0 20 40 60 80 100 120 140 160t/ h

SSVmg/L

500 mg/L

600 mg/L

800 mg/L

1000 mg/L

Figura 48. Evolução da concentração de biomassa bacteriana em função do tempo, a diferentes concentrações de fenol (500 mg/L a 1000 mg/L), para o inóculo da ETAR de lamas activadas da indústria petroquímica.

Apresenta-se ainda, tal como para os ensaios com Pseudomonas putida e lamas activadas de Frossos, a variação da taxa específica de crescimento (µ) de acordo com a concentração inicial de fenol. A figura 51 apresenta, também, e de acordo com o ajuste da variação da taxa específica de crescimento com a concentração inicial de fenol, a equação de Haldane (equação 14).

Segundo a figura 51, a taxa específica de crescimento aumenta até atingir 0.14 h–1, a uma concentração de 400 mg/L.

A concentrações superiores a 400 mg/L, a taxa específica de crescimento apresenta um decréscimo significativo. Estas concentrações apresentam toxicidade para as células, o que provoca a inibição enzimática, atingindo taxas específicas de crescimento de 0.04 h–1.

Adaptando esta curva de crescimento ao modelo de Haldane (equação 14), obtêm-se a equação 23.

16.45.40344

45.352S

S

S

++

×=µ (23)



Figura 49. Logaritmo neperiano da concentração de biomassa expressa em SSV/(mg/L) em função do tempo, para concentrações de fenol de 50 mg/L a 1000 mg/L.

[Fenol]=200 mg/L

y = 0.1108x + 3.1407R2 = 0.9592

3

3.5

4

4.5

5

5.5

6

6.5

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24t/ h

lnSSVmg/L

[Fenol]=300 mg/L

y = 0.1276x + 3.0543R2 = 0.9586

3

3.5

4

4.5

5

5.5

6

6.5

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24t /h

lnSSVmg/L

[Fenol]=400 mg/L

y = 0.1175x + 3.1801R2 = 0.8952

3

3.5

4

4.5

5

5.5

6

6.5

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24t/ h

lnSSVmg/L

[Fenol]=500 mg/L

y = 0.1391x + 1.1763R2 = 0.9893

22.5

33.5

44.5

55.5

66.5

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50t /h

lnSSVmg/L

[Fenol]=600 mg/L

y = 0.1344x + 1.3793R2 = 0.9896

22.5

33.5

44.5

55.5

66.5

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50t / h

lnSSVmg/L

[Fenol]=800 mg/L

y = 0.0508x + 1.9521R2 = 0.8739

22.5

33.5

44.5

55.5

66.5

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120t /h

lnSSVmg/L

[Fenol]=50 mg/L

y = 0.0579x + 3.6144R2 = 0.88

3

3.25

3.5

3.75

4

4.25

4.5

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14t /h

lnSSVmg/L

[Fenol]=100 mg/L

y = 0.0728x + 3.5R2 = 0.9592

3.5

3.7

3.9

4.1

4.3

4.5

4.7

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14t /h

lnSSVmg/L

[Fenol]=1000 mg/L

y = 0.0368x + 1.7393R2 = 0.9788

22.5

33.5

44.5

55.5

66.5

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180t /h

lnSSVmg/L



0

5

10

15

20

25

0 200 400 600 800 1000 1200

[fenol] /(mg/L)

t 0h

Figura 50. Variação do tempo de aclimatação com a concentração de fenol.

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

0.16

0 200 400 600 800 1000 1200

[Fenol]/ (mg/L)

µh-1

modelo experiência

modelo Haldane


Segundo a curva de crescimento de biomassa versus concentração de fenol, do modelo de Haldane, descrito na figura 51, a taxa específica de crescimento atingia o seu máximo, 0.13 h–1, a uma concentração de fenol de 300 mg/L.

4.1.2.4. Comparação entre os três inóculos

A pseudomonas putida apresenta uma taxa específica óptima de crescimento de 0.06 h–1, a uma concentração de 100 mg/L de fenol, e com um tempo de aclimatação de 6 h. No entanto a curva de crescimento adaptada ao modelo de Haldane



apresenta a taxa óptima de crescimento a 0.045 h–1, a uma concentração de fenol idêntica. A concentração de sólidos suspensos voláteis (SSV) máxima atingida com uma concentração inicial de fenol de 100 mg/L é 150 mg/L.

A taxa específica óptima de crescimento, para as lamas activadas da ETAR de Frossos é de 0.17 h–1, a uma concentração de 300 mg/L e com um tempo de aclimatação de 6 h. O modelo de Haldane adaptado apresenta valores de uma taxa óptima de crescimento a 0.155 h–1, também a 300 mg/L de fenol. Para a mesma concentração inicial de fenol de 300 mg/L a concentração de SSV é de 200 mg/L.

As lamas activadas da ETAR da Petrogal apresentam uma taxa específica óptima de crescimento de 0.14 h–1, a uma concentração de 400 mg/L, com um tempo de aclimatação de 5 h. A curva de crescimento adaptada ao modelo de Haldane apresenta a taxa óptima de crescimento de 0.13 h–1, a uma concentração de 300 mg/L de fenol. A concentração de SSV máxima atingida para as lamas activadas da Petrogal com a concentração inicial de fenol de 400 mg/L é de 150 mg/L.

Tendo em conta estes resultados experimentais, supõe-se que o inóculo com mais sucesso na remoção de COV’s, a concentrações superiores, corresponde ao inóculo de lamas activadas provenientes da ETAR da Petrogal.

Conforme os dados experimentais o inóculo de lamas activadas da ETAR da Petrogal, permite remover em fase líquida maior quantidade de fenol. Com efeito, quanto maior a tolerância a concentrações elevadas e maior a quantidade de SSV, maior é a percentagem de remoção de fenol. Nesta situação o fenol é convertido para produção de biomassa.

Conforme suposto inicialmente, as lamas activadas pré-adaptadas a compostos orgânicos voláteis, mais concretamente a fenóis e benzenos, têm maior aptidão para remover COV’s de uma corrente líquida por processos biológicos.

As lamas activadas da ETAR da Petrogal são de obtenção fácil, escusando a utilização de culturas bacterianas puras, também reconhecidas por remover COV’s, como é o caso de Pseudomonas putida. O uso de Pseudomonas putida, como cultura pura, tem como desvantagem a necessidade da utilização de instalações em condições de assépsia.

É, no entanto, de extrema importância comparar a produção de biomassa com a percentagem de remoção exacta obtida nestes estudos em batch. Neste sentido apresenta-se os dados que complementam os estudos da identificação do inóculo com mais apetência para remoção de COV’s: a percentagem de remoção de fenol.

4.1.3. Consumo de fenol


Na figura 52 apresenta-se os resultados do consumo de fenol com o tempo, a diversas concentrações de poluente (50 mg/L a 400 mg/L), utilizando o inóculo Pseudomonas putida.

A evolução da concentração de fenol com o tempo apresenta um perfil concordante com o crescimento da biomassa, isto é, existe uma sequência lógica de consumo de fenol tendo em conta as diferentes concentrações iniciais. Durante o período de aclimatação verifica-se que a cultura bacteriana praticamente não consome fenol. Por outro lado, quando as bactérias apresentam uma taxa constante de crescimento verifica-se uma diminuição exponencial da fonte de carbono.



Quando se atinge a fase de decaimento da biomassa, verifica-se uma estabilização da concentração de fenol no meio (comparar com a figura 39).

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

1000

0 10 20 30 40 50 60 70t /h

[Fenol](mg/L)

50 mg/L

100 mg/L

200 mg/L

300 mg/L

400 mg/L

Figura 52. Consumo de fenol versus tempo a diversas concentrações de fenol.

A figura 53 apresenta a percentagem de remoção tendo em conta o consumo de fenol ao longo do tempo e o valor da concentração inicial.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 10 20 30 40 50 60 70

t /h

RemoçãoFenol

50 mg/L

100 mg/L

200 mg/L

300 mg/L

400 mg/L

%

Figura 53. Variação da percentagem de remoção para as diferentes concentrações de fenol ao longo do tempo.

Verifica-se assim que, para todas as concentrações iniciais entre 100 mg/L e 400 mg/L, os valores de remoção de fenol atingem os 60 %. No entanto o tempo necessário para atingir os 60% de remoção varia bastante.

Também se pode verificar pela figura que a percentagem de remoção de fenol tende a manter-se constante durante a fase de aclimatação, aumentando na fase exponencial de crescimento até atingir os 60 %.



Considerando que a concentração de fenol decresce exponencialmente ao longo do tempo pode-se considerar como sendo verdade a equação 24:

(24) )( o

fenoofenolttU

eSS l−−

=

Após linearizar a equação anterior obtem-se a equação 25:

(25) )(ln ofenolo

fenol ttUSS

−−=

Sfenol – Concentração de fenol no tempo t (ML–3)

So fenol – Concentração de fenol no tempo inicial (ML–3)

t – tempo (T)

to – tempo inicial da fase de crescimento exponencial (T)

U – Velocidade específica de consumo de fenol (T–1)

A velocidade de consumo de fenol (U) com a concentração de fenol na suspensão bacteriana é apresentada na figura 54.

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450

[Fenol]/(mg/L)

Uh-1

Figura 54. Velocidade de consumo de fenol versus concentração de fenol.

A velocidade de consumo de fenol em relação à concentração inicial de fenol apresenta valores na gama de 0.030 h–1 a 0.035 h–1, com excepção do valor de cerca de 0.06 h–1, para a concentração de 100 mg/L.



4.1.3.2. Lamas activadas de Frossos

Na figura 55 apresenta-se os resultados do consumo de fenol, a diversas concentrações de poluente (de 100 mg/L a 1 000 mg/L), utilizando o inóculo de lamas activadas de Frossos.

0

2

4

6

8

10

12

14

0 20 40 60 80 100 120 140

t/(h)

[Fenol] (mg/L)



Durante o período de consumo de fenol verifica-se um aumento exponencial de biomassa (comparar com figura 43). Quando se atinge a concentração constante de fenol no meio líquido, a concentração de biomassa apresenta-se em fase decrescente, indicando a fase de decaimento. A seguir (figura 56) apresenta-se a percentagem de remoção verificada, tendo em conta o consumo de fenol ao longo do tempo.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 20 40 60 80 100 120 140

t / h

Remoçãofenol(%)

100 mg/L

300 mg/L

600 mg/L

800 mg/L

1000 mg/L

Figura 56. Variação da percentagem de remoção para as diferentes concentrações iniciais de fenol ao longo do tempo.



Verifica-se na figura 56 um comportamento bastante similar entre as diferentes curvas de remoção das diferentes concentrações de fenol, com excepção da curva de concentração inicial de 100 mg/L que atinge no máximo 45 % de remoção. A gama de 300 mg/L a 1000 mg/l apresenta remoções de fenol bastante idênticas atingindo cerca de 80 % de remoção. De acordo com a equação 25 pode determinar-se as velocidades específicas de consumo de fenol para as diversas concentrações de fenol (figura 57).

0

0.005

0.01

0.015

0.02

0.025

0.03

0.035

0.04

0.045

0 200 400 600 800 1000 1200

[Fenol]/(mg/L)

U(h-1)

Figura 57. Velocidade de consumo de fenol versus concentração inicial de fenol.

De acordo com os dados, a velocidade específica de consumo de fenol apresenta-se bastante constante, sendo a média de 0.033 h–1.

4.1.3.3. Lamas activadas da Petrogal

Na figura 58 apresenta-se os resultados do consumo de fenol com o tempo, a diversas concentrações de poluente (de 50 mg/L a 1000 mg/L), utilizando o inóculo de lamas activadas da Petrogal.

0

200

400

600

800

1000

0 50 100 150t/ h

[Fenol]mg/L

50 mg/L

100 mg/L

200 mg/L

300 mg/L

400 mg/L

500 mg/L

600 mg/L

800 mg/L

1000 mg/L




Da análise da figura anterior (figura 58), conclui-se que a evolução da concentração de fenol com o tempo apresenta um comportamento bastante similar aos outros inóculos. Nota-se com mais evidência a existência de uma fase de adaptação em concentrações de 400 mg/L a 1000 mg/L, coincidente com o período de aclimatação existente no desenvolvimento de biomassa. Também é possível verificar a existência de uma fase final de estabilização da concentração de fenol, isto porque existe um decaimento de biomassa. Na figura 59 apresenta-se a percentagem de remoção verificada, tendo em conta o consumo de fenol ao longo do tempo.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 50 100 150 200t / h

RemoçãoFenol%

500 mg/L

600 mg/L

800 mg/L

1000 mg/L

50 mg/L

100 mg/L

200 mg/L

300 mg/L

400 mg/L

Figura 59. Variação da percentagem de remoção para as diferentes concentrações de fenol ao longo do tempo.

Através da figura anterior (figura 59), pode-se identificar três grupos de concentração tendo em conta a percentagem de remoção. Até à concentração de 300 mg/L a percentagem de remoção atinge no máximo cerca de 80 %; a 400 mg/L de fenol pode-se observar entre 90 % e 100% de remoção de fenol; e de 500 mg/L a 1000 mg/L a remoção de fenol era na ordem dos 80 %, para sensivelmente o mesmo período de ensaio. A figura 60 apresenta a velocidade específica de consumo de fenol com a concentração de fenol na suspensão bacteriana, utilizando para tal a equação 25.

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0 200 400 600 800 1000 1200[Fenol]/(mg/L)

U h-1

Figura 60. Velocidade de consumo de fenol versus concentração inicial de fenol.



Pela observação da figura anterior conclui-se que a velocidade específica de consumo de fenol atinge o seu máximo (0.23 h–1), a uma concentração de 400 mg/L. Os dados obtidos permitem simular uma curva polinomial, mostrando as concentrações suportáveis pelo inóculo.

4.1.3.4. Comparação dos três inóculos

Para o inóculo Pseudomonas putida o valor da velocidade específica de consumo de fenol atinge o seu máximo (0.06 h–1), a uma concentração inicial de fenol de 100 mg/L. A 100 mg/L de fenol atinge-se 60 % de remoção no período de 25 h.

A velocidade específica de consumo de fenol para o inóculo de lamas activadas de Frossos apresenta-se bastante constante sendo a média de 0.033 h–1. A gama de concentrações de 300 mg/L a 1000 mg/l apresenta remoções de fenol coincidentes atingindo cerca de 80 % de remoção no período de 60 h.

Para o inóculo de lamas activadas de Frossos, a 400 mg/L de fenol, pode-se observar entre 90 % e 100 % de remoção de fenol,no período de 20 h, e uma velocidade específica de consumo de fenol de 0.23 h–1.

4.1.3.5. Desenvolvimento de biomassa com variação do pH.

Para determinar a influência do pH no desenvolvimento de biomassa para os diferentes inóculos foram realizados ensaios com uma concentração de fenol constante, 400 mg/L, e pH igual a 5, 7 e 9.

De seguida, são apresentados, em gráfico (figuras 61, 62 e 63), os resultados obtidos.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

t/ h

SSVmg/L

pH 7

pH 5

pH 9

Figura 61. Desenvolvimento de biomassa a uma concentração de fenol de 400 mg/L variando o pH para o inóculo P.

putida.

Pela figura anterior pode-se verificar que Pseudomonas putida é influenciada pela variação do pH. Segundo os dados experimentais pode-se verificar uma maior produção de biomassa a pH = 5, atingindo valores (SSV) de cerca 720 mg/L.



A figura 61 permite verificar, para estes dados operatórios, que o desenvolvimento da biomassa atinge o seu mínimo a pH = 7.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90t /h

SSVmg/L

pH 7

pH 5

pH 9

Figura 62. Desenvolvimento de biomassa a uma concentração de fenol de 400 mg/L variando o pH para o inóculo LA Frossos.

No caso do inóculo de lamas activadas de Frossos, o ensaio a pH = 9 apresenta um desenvolvimento mais rápido da biomassa, requerendo menos tempo de aclimatação. No entanto, não existe diferença entre os diversos ensaios na produção da biomassa, pois na fase final atinge-se sensivelmente uma concentração de 300 mg/L.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

t/ h

SSVmg/L

pH 7

pH 5

pH 9

Figura 63. Desenvolvimento de biomassa a uma concentração de fenol de 400 mg/L variando o pH para o inóculo LA Petrogal.

Os ensaios realizados com o inóculo de lamas activadas da Petrogal indicam um comportamento da concentração de biomassa bastante idêntico a pH = 5 e pH = 7, atingindo uma concentração de 325 mg/L.



As lamas activadas da Petrogal apresentam, a pH = 9, um desenvolvimento de biomassa bastante discreto, indicando uma redução de produção de biomassa na ordem dos 50 %.

4.1.4. Determinação do rendimento global do sistema

A determinação do rendimento biológico global do sistema (Yobs, equação 26) permite determinar a quantidade de biomassa produzida por unidade de massa de substrato consumido, durante a fase de exponencial. Nas figuras 64, 65 e 66, são apresentadas as curvas do comportamento do rendimento biológico global para os diferentes inóculos.

(26) S

X

r

rY −=obs

Yobs – rendimento global do sistema (massa de bactérias, como SSV, por massa de fenol consumida)

rX – velocidade de crescimento de biomassa (ML–3T–1)

rS – velocidade de consumo de substrato (ML–3T–1)

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450[Fenol]/(mg/L)

Y obsmg/mg

Figura 64. Rendimento biológico em função da concentração de fenol, em sistema batch, para Pseudomonas putida.

O rendimento biológico, no caso do inóculo Pseudomonas putida, apresenta valores na gama de 1.4 mg/mg e 2.8 mg/mg.



0

1

2

3

4

5

6

0 200 400 600 800 1000 1200[Fenol]/(mg/L)

Yobs

mg/mg

Figura 65. Rendimento biológico em função da concentração de fenol, em sistema batch, para lamas activadas de Frossos.

O rendimento biológico, no caso do inóculo LA de Frossos, apresenta valores na ordem dos 3 mg/mg, com excepção da concentração de 300 mg/L de fenol que atinge um rendimento biológico de cerca de 5 mg/mg.

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

0 200 400 600 800 1000 1200

[Fenol](mg/L)

Y obsmg/mg

Figura 66. Rendimento biológico em função da concentração de fenol, em sistema batch, para as lamas activadas da Petrogal.

O rendimento biológico, para o inóculo LA da Petrogal tem um comportamento decrescente, apresentando valores de 0.4 mg/mg a 1.15 mg/mg, apresentando o seu máximo a uma concentração de fenol de 200 mg /L.

Estudos anteriores (Natália Rego, 2000) apresentam rendimentos biológicos bastante similares ao verificados no estudo em batch para o inóculo Lamas activadas da Petrogal, no entanto são valores obtidos para concentrações de fenol bastante inferiores, até 7 mg/L.


98 Resultados de ensaios com biomassa fixa

4.2. Resultados de ensaios com biomassa fixa

Este capítulo apresenta os resultados obtidos nos estudos realizados no biorreactor TBP. Igualmente são apresentadas as características hidrodinâmicas do reactor sem inoculação, isto é, sem biofilme. De seguida, são apresentados os resultados obtidos, para os três inóculos, em termos das características microbiológicas e remoção de tolueno.

4.2.1. Dinâmica inicial de fluidos

A avaliação do comportamento dinâmico, na fase inicial, da Torre Biológica de Pratos, a porosidade do meio, o volume de retenção, as quedas de pressão, permitem comparar com situações futuras, após a inoculação, o crescimento do biofilme fixo no biorreactor.

4.2.1.1. Porosidade e volumes de retenção

Na figura 67 estão apresentados os volumes de retenção da Torre Biológica de Pratos em relação ao caudal de líquido aplicado. Esta figura foi retirada de Peixoto (2003) e serve como referência futura. O volume de líquido retido no módulo é independente do caudal da corrente gasosa, no entanto depende do caudal da fase líquida.

Figura 67. Volumes de retenção da TBP versus caudal da fase líquida (Peixoto, 2003).

A porosidade considerada foi determinada tendo em conta os espaços vazios, sem a presença da corrente líquida e o biofilme. A porosidade em vazio da Torre Biológica de Pratos, sem qualquer biofilme ou fase líquida, é de 0.89.

4.2.1.2. Quedas de pressão

As quedas de pressão na corrente gasosa foram determinadas para diferentes caudais de água e ar. Devido à elevada porosidade dos módulos, pode-se constatar que a queda de pressão na corrente gasosa era independente da corrente líquida.


Resultados de ensaios com biomassa fixa 99

Tendo em atenção os elevados volumes de retenção da TBP, praticou-se em todos os ensaios um único caudal da fase líquida, QL= 500 dm3/h. Este caudal, mais baixo, permite diminuir o desgaste da bomba, consumir menos energia, sem prejuízo de afectar o fornecimento de água a todo o biofilme.

Determinou-se (figura 68) a queda de pressão respectiva a cada caudal de ar, para os dois módulos, com o caudal de fase líquida seleccionado.

0

5

10

15

20

25

0 10 20 30 40 50 60 70 80

Qar/(L/min)

∆pkPa

módulo 1

módulo 2

Figura 68. Queda de pressão versus caudal de ar para um caudal da fase líquida de 500 dm3/h.

4.2.2. Condições de operação

Este capítulo tem como objectivo apresentar as características biológicas do biofilme, desenvolvido na degradação de tolueno, proveniente dos três tipos distintos de inóculo. A degradação de tolueno também foi monitorizada, por espectrometria de massa (no caso do inóculo de Pseudomonas putida) e, posteriormente, por análises realizadas externamente por entidades acreditadas (no caso das lamas activadas de Frossos e da Petrogal). As condições do ensaio foram:

• A concentração do meio de cultura tem uma concentração de fenol de 400 mg/L;

• Volume de inóculo de 1 dm3 utilizado no fermentador;

• Temperatura de 28 oC e agitação orbital no fermentador de 150 min–1;

• 6.9 ≤ pH ≤ 7.2;

• Caudal da fase líquida de 500 dm3/h;

• Tempos de contacto: 1.6 min (15 % rotâmetro do ar), 1.11 min (20 %); 0.85 min (25 %).



4.2.3. Características do biofilme

Nesta parte do capítulo apresentam-se algumas características do biofilme, nomeadamente, aspecto visual, cor, rugosidade, aderência, presença de fungos, massa específica, humidade, porosidade, espessura, concentração de sólidos no biofilme, actividade por respirometria, determinação de proteínas e polissacarídeos, análises microbiológicas, nomeadamente Gram, técnica Live/Dead, fungos, microscopia óptica, microscopia electrónica de varrimento, para os três tipos de biofilme distintos.

4.2.3.1. Observação Visual Directa

O desenvolvimento do biofilme para os três inóculos apresentou o mesmo comportamento tendo em conta a característica de cor. Após a inoculação do biorreactor a fase líquida apresentava-se sem coloração, característico da composição do meio. Após os 15 dias iniciais pode-se constatar o desenvolvimento de uma coloração amarelada bastante intensa, seguida de uma cor avermelhada (30 d) e finalmente por um tom amarelado (a partir de 45 d).

Segundo Sauer e Camper (2001) esta variação de cor pode estar relacionada com alterações fenotípicas, devido às adaptações do biofilme ao crescimento sobre superfícies. Sauer e Camper (2001) sugerem que os genes, até então sem expressão relevante, têm um papel proponderante na adesão do biofilme, nomeadamente no metabolismo de aminoácidos e na biossíntese de polissacarídeos.

Após os 60 d de evolução denotam-se determinadas características do biofilme descritas nas tabelas 5, 6 e 7. Conjuntamente com as tabelas são apresentadas as figuras 69 a 82, que exprimem as observações directas e macroscópicas para os diferentes tipos de biofilme.

Tabela 5. Resumo das observações macroscópicas para Pseudomonas putida

Observação Coluna 1 Coluna 2

Cor Apresenta cor castanha escura, bastante uniforme.

Apresenta cor castanha média, com algumas contaminações pretas (fungos).

Espessura No fundo apresenta uma espessura de 3 mm, vindo a diminuir até ao topo, 1 mm.

Apresenta uma espessura de 1 mm.

Rugosidade Apresenta alguma rugosidade.

Não apresenta estalactites no biofilme.

Biofilme bastante uniforme.

Não apresenta estalactites no biofilme.

Aderência Película facilmente removível. Película facilmente removível.



Figura 69. Fotografia dos pratos do módulo 1 (direita) e módulo 2 (esquerda) para o biofilme cujo inóculo era

Pseudomonas putida.

Figura 70. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 1 apresentando formações uniformes.

Figura 71. Fotografia da coluna 1, em pormenor, apresentando um biofilme uniforme e de cor escura.

Figura 72. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 2 apresentando formações uniformes e uma

coloração castanha clara.



Tabela 6. Resumo das observações macroscópicas com o inóculo de lamas activadas de Frossos


Cor Apresenta tonalidades diferentes, no entanto a cor predominante é o castanho claro. Apresenta bastante espuma.

Apresenta cor castanha mais escura, com algumas contaminações pretas (fungos). Sem espuma.

Espessura No fundo apresenta uma espessura de 7 mm, vindo a diminuir até 3 mm, no topo.

No fundo apresenta uma espessura de 3 mm, vindo a diminuir até 1 mm no topo.

Rugosidade Apresenta alguma rugosidade.

O biofilme apresenta a formação de estalactites.

Biofilme bastante uniforme.

O biofilme apresenta a formação de estalactites.


Figura 73. Fotografia que mostra a comparação entre a coluna 1 com biofilme e sem biofilme, para o inóculo de

lamas activadas de Frossos.

Figura 74. Fotografia que mostra um pormenor do biofilme da coluna 1 com um biofilme algo rugoso

para o inóculo de lamas activadas de Frossos.



Figura 75. Fotografia que evidencia o distribuidor da fase líquida com bastante biofilme para o inóculo de

lamas activadas de Frossos da coluna 1.

Figura 76. Fotografia da coluna 2 com biofilme do inóculo das lamas activadas de Frossos.

Figura 77. Fotografia em pormenor da coluna 2 com biofilme do inóculo das lamas activadas de Frossos.

Figura 78. Fotografia do pormenor do distribuidor da fase líquida da coluna 2 com biofilme do inóculo das

lamas activadas de Frossos.



Tabela 7. Resumo das observações macroscópicas com inóculo de lamas activadas da Petrogal


Cor Apresenta tonalidades diferentes, no entanto a cor predominante é o castanho claro. Apresenta fungos brancos.

Apresenta cor castanha mais escura, com algumas contaminações pretas, brancos e laranja (fungos).

Espessura No fundo apresenta uma espessura de 6 mm, vindo a diminuir até ao topo, 3 mm.

No fundo apresenta uma espessura de 8 mm, vindo a diminuir até 1 mm no topo.

Rugosidade Apresenta rugosidades.

O biofilme apresenta estalactites bastante pronunciadas.

Biofilme com rugosidades.

O biofilme apresenta estalactites pouco pronunciadas.


Como se pode observar pela figura 80, o biofilme formado a partir do inóculo de lamas activadas da Petrogal apresenta estruturas bem formadas. Estas estruturas, tipo estalactites indicam ser possivel aumentar a área de contacto entre o biofilme e o poluente, sem colmatar o biorreactor e sem impedir o fluxo da corrente gasosa que contêm os COV’s e a corrente líquida que fornece os nutrientes necessários para o desenvolvimento dos microrganismos.

Figura 79. Fotografia da coluna 1 (à direita) e coluna 2 (à esquerda) com biofilme cujo inóculo é lamas activadas

da Petrogal.

Figura 80. Fotografia em pormenor do biofilme da coluna 1 do inóculo de lamas activadas da Petrogal.



Figura 81. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 1 cujo inóculo era lamas activadas da Petrogal.

Figura 82. Fotografia do distribuidor da fase líquida da coluna 2 e cujo inóculo era lamas activadas da

Petrogal.

4.2.3.2. Porosidade, tempos de contacto, queda de pressão

Como se pode verificar pelos dados das tabelas 5, 6 e 7, a espessura do biofilme aumenta progressivamente ao longo do reactor, no sentido do fluxo de nutrientes, fonte de carbono (tolueno) e oxigénio.

A porosidade diminui progressivamente com o aumento do biofilme no biorreactor, diminuindo os tempos de contacto.

As quedas de pressão não variaram significativamente com o aumento de biomassa, como se pode verificar pelas figuras 83, 84 e 85.

Tabela 8. Porosidade e tempo de contacto para os diversos biofilmes

Pseudomonas putida Lamas activadas de Frossos Lamas activadas da Petrogal

Porosidade 0.85 0.81 0.81

Caudais de ar e Tempos de contacto

333 mL/s →1.56 min

500 mL/s →1.08 min

666 mL/s →0.82 min

333 mL/s →1.47 min

500 mL/s →1.01 min

666 mL/s →0.77 min

333 mL/s →1.47 min

500 mL/s →1.01 min

666 mL/s→ 0.77 min



0

2

4

6

8

10

12

14

16

15 20 25 30 35 40 45Q ar/(L/min)

∆pkPa

módulo 1

módulo 2

Figura 83. Quedas de pressão ao longo das colunas para Pseudomonas putida.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

15 20 25 30 35 40 45Q ar / (L/min)

∆pkPa

coluna 1

coluna 2

Figura 84. Quedas de pressão ao longo das colunas para LA Frossos.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

15 20 25 30 35 40 45Q ar/(L/min)

∆pkPa

coluna 1

coluna 2

Figura 85. Quedas de pressão ao longo das colunas para LA Petrogal.



4.2.3.3. Massa volúmica, humidade e peso seco

Para qualquer um dos três biofilmes a massa volúmica não apresenta valores díspares dos normalmente obtidos para a maioria dos biofilmes, ou seja, próxima da unidade (tabela 9).

A massa específica do biofilme húmido, ρbiofilme, foi determinada tendo em conta a equação 27.

húmido biofilme

húmidobiofilmebiofilme V

m=ρ (27)

A percentagem de humidade dos três biofilmes é bastante alta, apresentando valores entre 94 % e 97 %, na coluna 1, e entre 97.6 % e 98.5 %, na coluna 2.

Tabela 9. Valores de massa volúmica e percentagem de humidade para os três biofilmes no reactor

ρbiofilme H Inóculo

g/mL %

P. putida 1.004 94 (coluna 1) e 98.5 (coluna 2)

LA Frossos 0.991 96 (coluna 1) e 97.6 (coluna 2)

LA Petrogal 0.995 97 (coluna 1) e 98 (coluna 2)

4.2.3.4. Sólidos voláteis e cinzas

Os sólidos voláteis foram obtidos para os três inóculos, a diferentes posições da coluna, pelo método descrito em 3.4.7. Devido aos valores serem bastantes similares ao longo do módulo, são apresentados em seguida os valores médios de percentagem de sólidos suspensos totais e voláteis.

4.2.3.4.1. Pseudomonas putida

Os sólidos suspensos voláteis na coluna 1 variavam entre 75 % e 80 % em relação aos sólidos suspensos totais. Na coluna 2 a percentagem de sólidos suspensos totais era inferior, entre 70 % a 75 %.

4.2.3.4.2. Lamas activadas de Frossos

Os sólidos suspensos voláteis na coluna 1 eram de 89 % relativamente aos sólidos suspensos totais. Na coluna 2 a percentagem de sólidos suspensos totais era inferior, de 85 %.

4.2.3.4.3. Lamas activadas da Petrogal



Os sólidos suspensos voláteis na coluna 1 eram de 89 % em relação aos sólidos suspensos totais. Na coluna 2 a percentagem de sólidos suspensos totais era inferior, de 87 %.

Verifica-se que o biofilme do inóculo das lamas activadas da Petrogal apresenta valores de percentagem de sólidos voláteis, bastante similares, 89 % na coluna 1 e 85 % a 87 % na coluna 2. O biofilme do inóculo de Pseudomonas putida é constituído por menor percentagem de sólidos voláteis, 75 % a 80 % na coluna 1 e 70 % a 75 % na coluna 2.

4.2.3.5. Actividade microbiana

As determinações da actividade microbiana, pelo método de respirometria (descrito em 3.4.10), são apresentadas para os três inóculos na tabela 10. Os valores de actividade são expressos em massa de oxigénio consumido por unidade de tempo e por massa de sólidos voláteis da amostra.

Para determinar a taxa de respiração endógena da biomassa, mediu-se o consumo de oxigénio dissolvido (mg/(L h)), sem a adição extra de qualquer fonte de carbono.

Em seguida, injectou-se tolueno, como fonte de carbono, com uma concentração de 400 mg/L, de modo a simular as condições de operação do biorreactor, e determinou-se o consumo de oxigénio dissolvido. A oxidação do tolueno e a respiração endógena determinam a taxa específica total de consumo de oxigénio dissolvido.

A actividade do biofilme está associada à diferença entre as duas taxas de consumo de oxigénio, consumo este devido ao metabolismo.

Tabela 10. Actividade celular dos três biofilmes em diversas posições do biorreactor

P. putida LA Frossos LA Petrogal

Fundo

coluna 1 Fundo

Coluna 1 Meio

Coluna 2 Fundo

Coluna 1 Meio

Coluna 1 Fundo

Coluna 2 Meio

Coluna 2

Respiração endógena

Consumo de O2 mg L–1 s–1

0.019 0.036 0.013 0.015 0.021 0.023 0.032

Respiração endógena e

metabolismo

Consumo de O2 mg L–1 s–1

0.044 0.025 0.008 0.027 0.029 0.028 0.036

Metabolismo Consumo de O2

mg L–1 s–1 0.025 0.011 0.005 0.012 0.008 0.005 0.004

SSV SSV / (g L–1) 0.802 1.2 0.97 0.217 0.291 0.407 0.419

Actividade celular

mg g–1 min–1 0.0168 0.052 0.027 0.303 0.151 0.069 0.05



Como se pode verificar pela tabela 10, a actividade do biofilme diminui com a proximidade da saída do biorreactor. Estes resultados podem ser explicados com a concentração de poluente, neste caso tolueno, na corrente gasosa. Isto é, mesmo que a concentração de tolueno fornecida ter sido a mesma no método de respirometria, o biofilme mais próximo da saída do biorreactor apresenta-se talvez inibido pela concentração fornecida (40 mg/L), pois está induzido a tratar concentrações inferiores de tolueno.

A maior actividade celular foi a registado no biofilme proveniente de lamas activadas da Petrogal, apresentando o valor de 0.151 mg g–1 min–1.

4.2.3.6. Proteínas

As proteínas totais foram determinadas pelo método de Lowry (ver 3.4.9) para os três tipos distintos de inóculo.

A curva de calibração do método para as proteínas totais foi obtida para uma gama de concentrações de 0 mg/L a 200 mg/L e é apresentada na equação 28.

mg/L

C0073.0

2

mg/LC6109

proteínaproteína×+×−×−= ⎟

⎠⎞⎜

⎝⎛Abs

(r2 = 0.9996) (28)

As amostras foram retiradas das duas colunas da torre biológica de pratos e de três pontos distintos (fundo, meio e topo), com o objectivo de determinar a influência da concentração da fonte de carbono na quantidade de proteína.

Os resultados estão expressos na tabela seguinte (11) e designados como massa de proteína por massa de sólidos voláteis.

Tabela 11. Valores de concentração de proteína para os três tipos de inóculo (mg/g)

Pseudomonas putida LA Frossos LA Galp

Fundo Meio Topo Fundo Meio Topo Fundo Meio Topo

Coluna 1 789 871 866 978 899 789 956 901 805

Coluna 2 778 659 806 745 725 734 760 756 751

Tendo em conta a actividade celular determinada para cada biofilme, e em cada posição na coluna do biorreactor, era previsível que a quantidade de proteína por sólidos voláteis apresentasse o mesmo comportamento. O biofilme do inóculo das lamas activadas da Petrogal apresenta, em média, maior quantidade de proteína por sólidos voláteis (entre 805 mg/g e 956 mg/g).

4.2.3.7. Polissacarídeos

Os polissacarídeos foram determinados pelo método de Dubois (ver 3.4.8) para os três inóculos distintos.



A curva de calibração dos polissacarídeos foi determinada para uma gama de concentração de 0 mg/L a 200mg/L (ver anexo 4) e encontra-se designada na equação 29.

(29) mg/L

C0099.0

ídeopolissacar×=Abs (r2 = 0.9981)

As amostras foram retiradas das duas colunas da torre biológica de pratos de três pontos distintos (fundo, meio e topo), com o objectivo de determinar a influência da concentração da fonte de carbono na quantidade de polissacarídeos. Os resultados estão expressos na tabela 12, designados como massa de polissacarídeos por massa de sólidos voláteis (mg/g).

Tabela 12. Valores de concentração de polissacarídeos para os três tipos de inóculo (mg/g)

Pseudomonas putida LA Frossos LA Petrogal

Fundo Meio Topo Fundo Meio Topo Fundo Meio Topo

Coluna 1 606 507 572 945 966 876 1078 888 704

Coluna 2 346 503 378 456 325 368 745 341 234

Também se verifica uma maior quantidade de polissacarídeos no biofilme cujo inóculo são as lamas activadas da Petrogal, 1078 mg/g. No mesmo biofilme, verifica-se uma diminuição de polissacarídeos com o aproximar da saída do biorreactor.

4.2.3.8. Gram

As amostras dos três biofilmes foram tratadas de acordo com a coloração de Gram, descrito no capítulo material e métodos (3.4.11.1) Estas amostras apresentam-se como sendo Gram-negativas, como descrito na bibliografia para a pseudomonas putida e previsto para os outros dois biofilmes. A figura 86 resume as imagens obtidas para cada inóculo.

Figura 86. Fotografia microscópica do inóculo lamas activadas de Frossos, mostrando bactérias Gram-negativas.



4.2.3.9. Coloração alaranjado de acridina

Esta técnica é utilizada para diferenciar o ADN e ARN e consequentemente distinguir a actividade do biofilme em termos da existência de comunidade bacteriana. Como se pode ver pelas figuras seguintes os três biofilmes apresentam-se bastante activos (coloração verde).

Figura 87. Imagem obtida utilizando a técnica coloração alaranjado de acridina para as lamas activadas da Galp.

Figura 88. Imagem obtida utilizando a técnica coloração alaranjado de acridina para a Pseudomonas putida.

Figura 89. Imagem obtida utilizando a técnica coloração alaranjado de acridina para as lamas

activadas de Frossos.

4.2.3.10. Live/Dead

Nesta técnica o corante SYTO 9 cora todas as células de verde, enquanto que o iodeto de propianato penetrara nas células danificadas corando-as de vermelho.



Como se pode ver pelas fotografias seguintes, os três biofilmes não apresentam muitas células danificadas, apresentando-se bastante activas.

Figura 90. Imagem obtida para o biofilme com inóculo lamas Activadas da ETAR da Galp.

Figura 91. Imagem obtida para o biofilme com inóculo Pseudomonas putida.

Figura 92. Imagem obtida para o biofilme com inóculo lamas activadas da ETAR de Frossos.

4.2.3.11. Fungos

Foram realizadas observações directas nas colunas para detectar a existência de fungos. Após retirou-se algumas amostras, analisou-se ao microscópio e fez-se crescer em placas de petri com meio de cultura contendo fenol (figura 93). De seguida fez-se uma repicagem em meio selectivo de fungos como se pode observar pela figura 94.

De notar que a presença de fungos era mais evidente na coluna 2 porque a concentração de tolueno é mais baixa, sendo tolerável por diversos fungos. Foram obtidas fotografias similares à anterior para os biofilmes dos outros dois inóculos.



Figura 93. Isolamento do fungo, proveniente da coluna 2, do biofilme Lamas Activadas de Frossos, utilizando o meio de cultura.

Da figura anterior (93) pode-se observar, que conjuntamente com o desenvolvimento da bactéria predominante na remoção de tolueno (bactérias de coloração amarela), com o inóculo lamas activadas de Frossos, pode-se observar o desenvolvimento de uma espécie de fungos branco, que no final de 3 dias cobriu por completo a placa de petri.

A repicagem em meio selectivo DRBC, descrito em material e métodos, permite o impedimento do desenvolvimento de bactérias e determinados fungos. Inoculou-se durante 5 dias a 25 ºC . De seguida apresenta-se uma fotografia do resultado da inoculação.

(1) Forma filamentosa

(2) Forma tipo levedura

Figura 94. Repicagem do fungo em meio selectivo DRBC proveniente da coluna 2 do biofilme Lamas Activadas de Frossos.



A figura 94 apresenta duas formas distintas do mesmo fungo (fungo dimórfico), isto é, pode apresentar uma forma tipo filamentosa ou mesmo uma forma tipo levedura. Weber et al., (1995) indicam que os fungos metabolizam parcialmente o tolueno. No entanto, os fungos podem estar envolvidos na degradação de parte dos produtos oxidados do tolueno por bactérias. É do conhecimento geral que os fungos são capazes de metabolizar compostos aromáticos oxigenados, como por exemplo o benzoato.

Segundo a descrição de Weber et al. (1995) o tipo de fungo presente nas colunas da TBP pode-se identificar como fungo branco Phanerochaete chrysosporium ou como fungo Cladosporium sphaerospermum. Para uma melhor identificação dos fungos seria necessário realizar estudos mais específicos, o que não se enquadra com os objectivos do trabalho.

4.2.3.12. Observações por microscopia electrónica de varrimento (SEM)

A microscopia electrónica de varrimento foi a técnica utilizada para comparar os biofilmes obtidos dos 3 ensaios de desenvolvimento de biomassa fixa, utilizando os inóculos distintos.

O procedimento de recolha e tratamento de amostra (ver capítulo material e métodos) foi idêntico para os 3 biofilmes, retirando-se uma amostra de 9 cm2 de um prato da base de cada coluna.

De acordo com as fotografias obtidas pode-se sugerir que a comunidade microbiana predominante no biofilme é a bactéria. Tendo em conta que no primeiro ensaio foi inoculado com uma bactéria pura, Pseudomonas putida, e de acordo com trabalhos realizados anteriores (Peixoto., 2003), pode-se afirmar que a bactéria responsável pela degradação do tolueno é realmente Pseudomonas putida. No caso dos outros dois ensaios pode-se tirar a ilação que ambas as espécies bacterianas são do género Pseudomonas, sendo bastante similares.


As figuras 95, 96, 97 e 98 apresentam fotografias obtidas de imagens de Pseudomonas putida das duas colunas do biorreactor.

Figura 95. Biofilme superficial cujo inóculo era a bactéria Pseudomonas putida.



Figura 96. Biofilme superficial cujo inóculo era a bactéria Pseudomonas putida.

A figura 95 apresenta um biofilme superficial, bastante uniforme, indicando ser constituído por uma cultura pura. A figura 96 apresenta uma disposição diferente da cultura microbiana, evidenciando uma formação globular.

No entanto, as figuras 97 e 98, denotam a presença de outras espécies, prováveis contaminações, nomeadamente por leveduras (figura 97) e fungos (figura 98).

Mesmo tendo sido levada a cabo a esterilização do meio de cultura e do biorreactor, a contaminação pode ocorrer uma vez que a fonte da corrente gasosa não se encontrava esterilizada.

Figura 97. Fotografia do biofilme com a presença provável de uma levedura desidratada.



Figura 98. Fotografia de fungos presentes no biofilme.

4.2.3.12.2. Lamas activadas provenientes da ETAR de Frossos

As figuras seguintes (99, 100 e 101) apresentam o biofilme proveniente das duas colunas do biorreactor cujo inóculo foi obtido das lamas activadas da ETAR de Frossos. De notar que não se evidenciam grandes diferenças entre as diversas fotografias, apresentando qualquer uma delas um biofilme bastante uniforme, sem grandes aglomerações, ou a presença de múltiplas espécies. Estas fotografias indicam que, sendo as lamas activadas constituídas por inúmeras espécies microbianas, só uma única espécie bacteriana resistiu e se desenvolveu nas condições de operação, isto é, na presença de elevadas concentrações de tolueno.

Figura 99. Fotografia do biofilme da coluna 1 da torre biológica de pratos.



Figura 100. Fotografia do biofilme da coluna 2 da torre biológica de pratos.

Figura 101. Fotografia, com maior ampliação, do biofilme da coluna 2 da torre biológica de pratos.

4.2.3.12.3. Lamas Activadas provenientes da ETAR da Petrogal

As figuras seguintes (102, 103, 104 e 105) apresentam fotografias obtidas do biofilme desenvolvido a partir do inóculo das lamas activadas da Petrogal, proveniente das duas colunas da torre biológica de pratos.

Como se pode observar pelas figuras, este biofilme apresenta diferentes estruturas, evidenciando bastantes contaminações, nemátodes, leveduras e fungos. Estas comunidades microbianas estão bastantes presentes e parecem conviver com as condições operatórias existentes (baixas concentrações de tolueno). Pode-se observar ainda a formação



de várias camadas de bactérias, umas sobrepondo-se a outras. Os exopolímeros presentes permitem o desenvolvimento de nemátodes.

Figura 102. Fotografia do biofilme superficial retirado cujo inóculo foi as lamas activadas da Petrogal.

Figura 103. Fotografia que evidencia nemátodes presentes no biofilme.



Figura 104. Fotografia da cultura de bactérias presentes no biofilme superficial.

Figura 105. Fotografia de uma estrutura bastante pregueada.

4.2.3.13. Remoção de COV’s – tolueno

A remoção de tolueno foi determinada por espectrometria de massa (3.4.14)

Tendo em conta que maiores caudais da corrente gasosa implicam maior turbulência do tolueno na fase líquida, na câmara de mistura, os caudais de tolueno evaporados, e tranferidos para a fase gasosa, aumentam com o caudal de ar, como se pode observar pela figura 106.



0

5

10

15

20

25

100 200 300 400 500 600 700 800 900Q ar /(mL/s)

Q tolueno

(mL/h)

Posição 5

Posição 5.5

Posição 6

Posição 6.5

Posição 7

Posição 7.5

Posição 8

Posição 8.5

Posição 9

Figura 106. Relação entre o caudal de ar utilizado e o caudal de tolueno puro evaporado da câmara de mistura, sendo o parâmetro o nível de líquido (posição) na câmara de mistura.


A figura 107 apresenta as eficiências de remoção na coluna 1 e 2 no biofilme de Pseudomonas putida pura.

182 333 500 666 8330

10

20

30

40

50

60

Q/(mL/s)

[Tolueno]µL/L

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90Remoção

%[Tolueno]/(µL/L)

% remoção coluna 1

% remoção coluna 2

Figura 107. Eficiência de remoção de tolueno (%) versus caudal do ar (mL/s) para a coluna 1 e 2 da TBP tendo em conta a concentração de tolueno (µL/L).

Como se pode observar pela figura 107, a remoção de tolueno do sistema composto por duas colunas pode atingir, no caso de Pseudomonas putida, os 80 %. Não existe uma relação linear entre a concentração de tolueno, o caudal de ar e a percentagem de remoção de tolueno.



Estudos prévios (Peixoto, 2003) indicam percentagens de remoção de tolueno de 94% para a Pseudomonas putida para concentrações de 400 cm3/m3, no caso de um biopercolador. Na TBP obteve percentagens de remoção de tolueno de 92% para concentrações de entrada de 19 g/cm3.

4.2.3.13.2. Lamas activadas da ETAR de Frossos

No ensaio do biofilme Pseudomonas putida verificou-se alguma instabilidade no espectrómetro de massa, logo optou-se pela recolha de amostras pontuais das colunas de modo determinar a eficiência de remoção pontual dos biofilmes da ETAR de Frossos.

Ensaiou-se três posições distintas na câmara de mistura, posição 7, posição 5, e posição 3 a um caudal de ar constante, 333 mL/s (15 % do rotâmetro do ar). Para cada posição foi determinado o caudal de tolueno evaporado e transferido para a corrente gasosa, cujos valores eram 8.33 mL/h (posição 7), 12.77 mL/h (posição 5) e 14.18 mL/h (posição 3).

Para determinar a concentração de tolueno na corrente do ar, seguiu-se a seguinte equação:

Tol

TolTolTol1

MVn ××= ρ (30)

nTol – quantidade de matéria de tolueno que passou para a corrente gasosa (mol/s)

VTol – volume de tolueno líquido evaporado num determinado tempo (m3/s)

ρTol – massa volúmica do tolueno (0.867 g/cm3)

MTol – Massa molar do tolueno (91 g/mol)

O caudal de tolueno na corrente gasosa é determinado, considerando que se trata de uma mistura gasosa ideal, pela equação 31.

TRp

nV ××= Tol (31)

p – pressão atmosférica (101 kPa)

R – constante dos gases ideais [8.3145 J/(mol K)]

T – temperatura (301.15 K)

V – caudal volúmico de tolueno no gás (m3/s)

A razão entre o volume de tolueno no gás e o caudal do ar (333 mL/s) permite determinar a concentração do tolueno na corrente gasosa. A concentração de tolueno na entrada do biorreactor para os três ensaios é, respectivamente, 1641 µL/L, 2516 µL/L e 2793 µL/L, concentrações bastante superiores às aplicadas no ensaio com Pseudomonas putida.



Na figura 108 é apresentada a percentagem de remoção global, isto é, incluindo as duas colunas da TBP tendo como orientação a concentração de tolueno na entrada do sistema.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

1500 1700 1900 2100 2300 2500 2700 2900[Tolueno]/(µL/L)

Remoção%

Figura 108. Eficiência de remoção de tolueno (%) versus percentagem de remoção (%) para o inóculo lamas activadas da ETAR de Frossos na TBP.

Como se pode observar pela figura anterior (figura 108), a percentagem de remoção de tolueno para o biofilme do inóculo proveniente de lamas activadas de Frossos atinge um máximo (em comparação com os dados obtidos pontualmente) de 40 %. Esta percentagem de remoção até é bastante satisfatória tendo em conta que a concentração de poluente à entrada do sistema (TBP) é de 1641 µL/L, concentração esta bastante elevada. Esta concentração poderá inibir o desenvolvimento da comunidade microbiana e consequentemente diminuir a actividade de degradação de tolueno (como se pode verificar pelos estudos desenvolvidos em batch). A cinética de transferência e solubilidade do poluente também são condicionadas pela concentração e tempo de contacto do poluente no biorreactor

4.2.3.13.3. Lamas activadas da ETAR da Petrogal

Foram realizadas recolhas pontuais de modo a determinar a percentagem de remoção momentânea de tolueno. Ensaiou-se duas posições distintas na câmara de mistura, posição 9 e posição 8, a um caudal de ar constante de 333 mL/s (15 % rotâmetro do ar). A concentração de tolueno na entrada do biorreactor para os dois ensaios é respectivamente 553 µL/L e 386 µL/L.

Para os dois ensaios, com uma concentração de tolueno de 553 µL/L e 386µL/L, foram determinadas as concentrações (tabela 13) no fim da primeira coluna e no fim do biorreactor.



Tabela 13. Valores de concentração de tolueno (µL/L) da entrada e saídas da coluna 1 e 2 para o biofilme LA da Petrogal.

Centrada Csaída 1 Csaída 2

µL/L µL/L

µL/L

Posição 9 386 323 298

Posição 8 553 478 436

0

5

10

15

20

25

350 500 650[Tolueno]/(µL/L)

Remoção%

Remoção coluna 1

Remoção coluna 2

Figura 109. Eficiência de remoção de tolueno (%) versus concentração de tolueno (µL/L) para o inóculo de Lamas activadas da ETAR da Petrogal na TBP.

Da análise da figura anterior (figura 109) conclui-se que a percentagem de remoção de tolueno na TBP para o biofilme do inóculo de lamas activadas da ETAR da Petrogal pode atingir o seu máximo (para as condições ensaiadas) de 23 %. a concentrações de 400 µL/L.

Esta percentagem de remoção não é em nada coerente com os estudos cinéticos desenvolvidos em batch que indicam existir elevada tolerância por parte da comunidade bacteriana do inóculo de Lamas Activadas da Petrogal a compostos orgânicos voláteis. A actividade celular das Lamas Activadas da Petrogal determinada, 0.151 mg g–1 min–1, para uma concentração de 400 mg/L indica igualmente afinidade da comunidade para a degradação de tolueno.

No entanto, como a análise era pontual e não era um estudo contínuo, não se pode determinar as condições óptimas de funcionamento do biorreactor, bem como não se pode determinar a percentagem de remoção máxima de tolueno.

Capítulo V Conclusões Gerais

Capítulo V Conclusões Gerais

127

5. Conclusões Gerais O tratamento biológico utiliza reacções metabólicas microbianas para tratar correntes gasosas contaminadas com

compostos orgânicos voláteis. Neste trabalho foi utilizado um reactor em escala piloto, denominado Torre Biológica de Pratos, que permite remover tolueno da corrente gasosa poluída.

Para determinar as condições de operação óptimas de funcionamento da TBP, foram realizados diversos estudos de remoção de fenol em batch utilizando três inóculos distintos, Pseudomonas putida, lamas activadas da ETAR de Frossos (Braga) e lamas activadas da Petrogal (Matosinhos). Estes estudos permitiram determinar a concentração de fenol que permitisse obter a maior taxa específica de crescimento da comunidade microbiana (µ), o menor tempo de aclimatação ao fenol (to), a maior percentagem de remoção de fenol, a maior taxa de consumo de fenol (U), e o maior rendimento global do sistema. Também foi verificada a influência do parâmetro pH na cinética de crescimento microbiano.

Os resultados em batch permitiram concluir que, no caso da suspensão microbiana desenvolvida a partir do inóculo Pseudomonas putida, a concentração de fenol de 100 mg/L permite obter 60 % de remoção de fenol para o tempo de 35 h, com uma taxa específica de crescimento de 0.06 h–1, taxa de consumo de fenol de 0.06 h–1, e um rendimento global de 1.4 mg/mg, para um tempo de aclimatação de 6 h.

As lamas activadas provenientes da ETAR de Frossos permitiram obter uma suspensão microbiana cuja concentração óptima de fenol é de 300 mg/L. Esta concentração permite obter uma suspensão microbiana cuja taxa específica de crescimento é 0.17 h–1, removendo 80 % de fenol em 50 h, a uma taxa de consumo de 0.033 h–1 para um tempo de aclimatação de 6 h. O rendimento global foi de 5 mg/mg.

As lamas activadas provenientes da ETAR da Petrogal (Matosinhos) permitem obter eficiências de remoção de fenol de 90 % a uma concentração de 400 mg/L em 25 h, e com uma taxa de consumo é de 0.23 h-1. A taxa específica de crescimento da comunidade microbiana é de 0.14 h–1, para um tempo de aclimatação de 5 h. O rendimento global foi de 0.6 mg/mg.

Os resultados obtidos com a variação do parâmetro de pH nos ensaios em batch permitem afirmar que o crescimento microbiano é largamente influenciado por este. O crescimento microbiano tem o seu valor máximo a pH = 5 para os inóculos Pseudomonas Putida e lamas activadas da Petrogal. A suspensão microbiana de lamas activadas de Frossos atinge o máximo do crescimento a pH = 9.

Os estudos da TBP incluíram a técnica de espectrometria de massa para determinação de concentração de tolueno nos diversos pontos de amostragem, técnicas clássicas de identificação da morfologia do biofilme, colorações de Gram, Live/Dead, alaranjado de acridina, microscopia electrónica de varrimento, respirometria, isolamentos de fungos. Devido a problemas técnicos relacionados com o equipamento de espectrometria de massa não foi possível comparar os diferentes biofilmes tendo em conta a remoção de tolueno. Pode-se afirmar que para as condições de operação com o biofilme Pseudomonas putida pode-se atingir até 80 % de remoção de tolueno (concentração de tolueno de aproximadamente 7

Conclusões Gerais Capítulo V

128

µL/L). Os biofilmes com inóculos de lamas activadas de Frossos e Petrogal apresentaram remoções pontuais de 40 % (concentrações de tolueno de 1641µL/L) e 23 % (para concentrações de tolueno de 386 µL/L), respectivamente.

A TBP apresenta-se como um reactor bastante estável em termos operatórios. A disposição dos pratos impede colmatações e a formação de canais preferenciais. A TBP pode funcionar como um conjunto de módulos, os quais podem ser removidos e substituídos sequencialmente quando atingem o máximo de biomassa microbiana. Uma vez que o reactor é hermeticamente fechado, permite a utilização de comunidades geneticamente modificadas mais específicas na degradação do poluente em causa, sem por em causa a libertação de OGM para o ambiente.

Em futuros trabalhos de investigação com a Torre Biológica de Pratos propõem-se, de seguida, algumas alterações morfológicas do biorreactor e a utilização de determinadas técnicas de análise de modo a caracterizar melhor os fenómenos físicos e biológicos ocorrentes no reactor.

• Propõe-se a diminuição do espaçamento entre pratos à medida que aumenta o afastamento da entrada do reactor. Isto porque, a espessura do biofilme diminui com o aumento da distância à entrada do reactor, devido à diminuição da concentração da fonte de carbono. Desta forma pode-se aumentar a área do biofilme no reactor e consequentemente a área em contacto com o poluente, no mesmo volume.

• Devido à boa formação de estruturas tipo estalactites utilizando o inóculo Lamas Activadas da Petrogal propõem-se a perfuração dos pratos, permitindo assim aumentar a área superficial de contacto com o poluente sem levar à colmatação do biorreactor.

• Propõem-se a utilização da técnica de espectrometria de massa em contínuo de modo a avaliar a concentração de COV’s em contínuo nos diversos pontos de amostragem, de modo a determinar especificamente a eficiência do biorreactor.

• Propõem-se o desenvolvimento de estudos de degradação de compostos orgânicos voláteis diversos e de degradação mais complexa.

Referências Bibliográficas

129

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Anexos

Curva de calibração do rotâmetro do ar 135

Anexos

Anexo 1. Curva de calibração do rotâmetro do ar

A elaboração da curva de calibração do rotâmetro para determinar o caudal de ar seguiu os seguintes trâmites:

1- Para cada posição do rotâmetro (%), fez-se passar a corrente de ar através duma coluna contendo detergente. 2- Determinou-se o tempo que demora uma bolha de ar com detergente a percorrer um determinado volume na

coluna. 3- Determinou-se o caudal de ar (Q)

A tabela 14 apresenta os valores obtidos de caudal de ar para as diversas posições no rotâmetro.

Tabela 14. Relação entre as diversas posições no rotâmetro do ar versus caudal do ar obtido (Q)

Posição no rotâmetro Q / (mL/s)

8 125

9 153.85

10 181.82

11 222.22

13 285.71

15 333.33

20 500

25 666.67

30 833.33

A figura 110 apresenta a curva de calibração que relaciona a posição do rotâmetro com o caudal do ar. A equação da curva de calibração obtida é Q / (mL/s) = 32.138 x Pos.rotâmetro – 136.62 e o seu factor de correlação (r2) é de 0.9994

Anexos

136 Curva de calibração do rotâmetro do ar

y = 32.138x - 136.62R2 = 0.9994

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

5 10 15 20 25 30 35Posição do rotâmetro

Q mL/s

Figura 110. Curva de calibração para relacionar a posição do rotâmetro e o caudal de ar utilizado.

Anexos

Curva de calibração do fenol 137

Anexo 2. Curva de calibração do fenol

Este anexo apresenta a curva de calibração do fenol. Esta curva de calibração é utilizada para determinar a concentração de fenol tendo em conta a absorvância obtida nos diversos ensaios realizados.

A tabela 15 apresenta os valores obtidos de absorvância para a construção da curva de calibração do fenol.

Tabela 15. Valores da concentração de fenol (Cfenol) e da absorvância (Abs) a um comprimento de onda de 270 nm.

Cfenol / (mg/L) Abs 1 Abs 2 Abs Média

0 0.000 0.000 0.000

5 0.057 0.052 0.055

10 0.154 0.148 0.151

25 0.367 0.363 0.365

50 0.734 0.738 0.736

100 1.551 1.564 1.558

200 2.992 3.120 3.056

400 5.423 5.988 5.706

500 7.003 7.099 7.051

600 8.123 8.233 8.178

1000 12.976 12.997 12.987

A figura 111 apresenta a curva de calibração para a determinação da concentração de fenol. A equação da curva de

calibração obtida é mg/L

0134.0fenolC

×=Abs e o seu factor de correlação (r2) é de 0.9966.

Anexos

138 Curva de calibração do fenol

y = 0.0134xR2 = 0.9966

0

2

4

6

8

10

12

14

0 200 400 600 800 1000

[Fenol]/ (mg/L)

Abs.

Figura 111. Curva de calibração para determinação da concentração de fenol por espectofotometria de absorção molecular a um comprimento de onda de 270 nm.

Anexos

Curva de calibração para proteínas 139

Anexo 3. Curva de calibração para proteínas

Este anexo apresenta a curva de calibração para a determinação de proteínas.

Foi preparada uma solução com 400 mg/mL proteína (2.01 mg de BSA e 5.02 mL de H2O) e consequentemente realizadas diversas diluições de modo a obter concentrações de proteína numa gama de 0 mg/mL a 200 mg/mL.

A tabela 16 apresenta os valores obtidos de absorvância a um comprimento de onda de 740 nm para a construção da curva de calibração de proteínas.

Tabela 16. Valores da concentração de proteínas (Cproteína) e da absorvância (Abs) a um comprimento de onda de 740 nm

Cproteína / (mg/mL) Abs 1 Abs 2 Abs Média

0 0,000 0,000 0,000

10 0,078 0,062 0,070

30 0,211 0,192 0,202

50 0,337 0,336 0,337

90 0,573 0,573 0,573

110 0,698 0,688 0,693

130 0,719 0,844 0,782

150 0,892 0,901 0,897

170 0,954 0,966 0,960

200 1,072 1,072 1,072

A figura 103 apresenta a curva de calibração para a determinação da concentração de proteina. A equação da curva

de calibração obtida é mg/L

C0073.0

2

mg/LC6109

proteínaproteína×+×−×−= ⎟

⎠⎞⎜

⎝⎛Abs e o seu factor de correlação (r2) é de 0.9996.

Anexos

140 Curva de calibração para proteínas

y = -9E-06x2 + 0.0073xR2 = 0.9996

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1.20

0 50 100 150 200 250[Proteínas]/ (mg/mL)

Abs

Figura 112. Curva de calibração para determinação da concentração de proteína por espectrofotometria de absorção molecular a um comprimento de onda de 740 nm.

Anexos

Curva de calibração para polissacarídeos 141

Anexo 4. Curva de calibração para polissacarídeos

Este anexo apresenta a curva de calibração para a determinação de polissacarídeos.

Foi preparada uma solução com 200 mg/mL glucose e consequentemente realizadas diversas diluições de modo a obter concentrações de proteína numa gama de 0 mg/L a 200 mg/L.

A tabela 17 apresenta os valores obtidos de absorvância a um comprimento de onda de 490 nm para a construção da curva de calibração de polissacarídeos.

Tabela 17. Valores da concentração de polissacarídeos (Cpolissacarídeos) e da absorvância (Abs) a um comprimento de onda de 490 nm

Cproteína / (mg/L) Abs 1 Abs 2 Abs Média

0 0,000 0,000 0,000

10 0,085 0,062 0,074

20 0,203 0,230 0,217

30 0,413 0,249 0,331

40 0,389 0,489 0,406

50 0,482 0,492 0,487

75 0,712 0,671 0,692

100 1,08 0,941 1,011

125 1,297 1,227 1,262

150 1,534 1,484 1,509

200 1,910 1,989 1,950

A figura 113 apresenta a curva de calibração para a determinação da concentração de polissacarídeos. A equação da

curva de calibração obtida é mg/L

C0099.0

ídeopolissacar×=Abs e o seu factor de correlação (r2) é de 0.9981

Anexos

142 Curva de calibração para polissacarídeos

y = 0.0099xR2 = 0.9981

0.00

0.50

1.00

1.50

2.00

2.50

0 50 100 150 200 250

[Polissacarídeos] /(mg/L)

Abs

Figura 113. Curva de calibração para determinação da concentração de proteína por espectrofotometria de absorção molecular a um comprimento de onda de 740 nm.

Anexos

Curva de calibração da biomassa para os três inóculos distintos 143

Anexo 5. Curva de calibração da biomassa para os três inóculos distintos

Este anexo apresenta a curva de calibração para a determinação de biomassa, apresentada na forma de sólidos suspensos voláteis, para os três inóculos distintos.

A partir de um matraz a determinada concentração de poluente, com uma concentração microbiana mais concentrada são realizadas diversas diluições e determinadas as respectivas absorvâncias, bem como os sólidos suspensos e voláteis.

A tabela 18 apresenta os valores obtidos da absorvância, a λ = 620 nm, e a quantidade de SST e SSV expressos em mg/L, para o inóculo Pseudmonas putida.

Tabela 18. Valores da absorvância de biomassa (Abs) a um comprimento de onda de 620 nm e da concentração de SST e SSV, para Pseudomonas putida.

Diluição Abs SST / (mg/L) SSV / (mg/L)

Directo - 390 360

2/3 0.197 260 240

½ 0.147 195 180

1/3 0.120 130 120

¼ 0.111 97.5 90

1/5 0.075 78 72

1/6 0.057 65 60

A figura 114 apresenta a curva de calibração para a determinação da relação entre absorvância e concentração de

biomassa. A equação da curva de calibração obtida é 843.343.1463mg/L

−×= AbsSSV e o seu factor de correlação (r2) é de

0.9457.

Anexos

144 Curva de calibração da biomassa para os três inóculos distintos

y = 1350.7x - 32.163R2 = 0.9457

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0.05 0.10 0.15 0.20Abs

SSVmg/L

Figura 114. Curva de calibração para determinação da concentração, expressa em SST/SSV, a partir da absorvância a um comprimento de onda de 620 nm, para Pseudomonas putida.

A tabela 19 apresenta os valores obtidos da absorvância, a λ = 620 nm, e a quantidade de SST e SSV expressas em mg/L, para o inóculo lamas activadas de Frossos.

Anexos


Tabela 19. Valores da absorvância de biomassa (Abs) a um comprimento de onda de 620 nm e da concentração de SST e SSV para Lamas Activadas de Frossos.


Directo 0.65 530 380

1/2 0.34 265 190

1/3 0.219 176.7 126.7

1/4 0.166 132.5 95

1/5 0.132 106 76

1/6 0.104 88.3 63.3

1/7 0.095 75.7 54.3

1/8 0.08 66.3 47.5

1/9 0.07 58.9 42.2

1/10 0.061 53 38

1/15 0.039 35.3 25.3

1/20 0.03 26.5 19

1/25 0.004 21.2 15.2


biomassa. A equação da curva de calibração obtida é 6505.395.797mg/L

−×= AbsSSV e o seu factor de correlação (r2) de

0.9982.

Anexos

146 Curva de calibração da biomassa para os três inóculos distintos

y = 572.12x + 2.6174R2 = 0.9982

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0.00 0.10 0.20 0.30 0.40 0.50 0.60 0.70

Abs

SSV mg/L

Figura 115. Curva de calibração para determinação da concentração, expressa em SST/SSV, a partir da absorvância a um comprimento de onda de 620 nm para as Lamas Activadas Frossos.

A tabela 20 apresenta os valores obtidos da absorvância, a λ= 620 nm, e a quantidade de SST e SSV em mg/L para o inóculo lamas activadas da Petrogal.

Tabela 20. Valores da absorvância de biomassa (Abs) a um comprimento de onda de 620 nm e da concentração de SST e SSV para lamas activadas da Petrogal.


Directo 0.56 473.3 360

1/2 0.298 236.7 180

1/3 0.219 157.8 120

1/4 0.169 118.3 90

1/5 0.110 94.66 72

1/10 0.061 47.3 36

1/15 0.039 31.55 24


biomassa. A equação da curva de calibração obtida é AbsSSV

×= 38.815mg/L

e o seu factor de correlação (r2) de 0.9916.

Anexos


y = 620.19xR2 = 0.9916

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0.00 0.10 0.20 0.30 0.40 0.50 0.60

Abs

SSVmg/L

Figura 116. Curva de calibração para determinação da concentração, expressa em SST/SSV, a partir da absorvância a um comprimento de onda de 620 nm, para as Lamas Activadas da Petrogal.

Documents

Estudos de Biodegradação de COV’s e Aplicação na Torre ...repositorium.sdum.uminho.pt/bitstream/1822/2643/1/Tese.pdf · ETAR da indústria petroquímica (ETAR Petrogal, Matosinhos)