Variación genética molecular

Instituto de Ciencias NaturalesFacultad de Medicina Veterinaria y Agronomía.

Guía GenéticaVariación genética molecular

CBI514

Instituto de Ciencias NaturalesFacultad de Medicina Veterinaria y Agronomía.

Dr. Mauricio Reyes C.

Genética Variación genética molecular

Instituto de Ciencias Naturales Facultad de Medicina Veterinaria y Agronomía.

Dr. Mauricio Reyes C.

Facultad de Medicina Veterinaria y Agronomía.

INTRODUCCION Debido a que la genética es el estudio de las diferencias heredadas, el análisis genético no sería posible sin variantes. En la unidad anterior hemos analizado diversas variantes, en esta unidad consideraremos su origen. ¿Cómo surgen las variantes genéticas? Dos son los principales procesos responsables de la variación genética: la mutación y la recombinación. La mutación es la fuente de la variación genética y, por lo tanto, del cambio evolutivo. Aparecen nuevo alelos debido a mutaciones espontaneas y causadas por la radiación o sustancias químicas del ambiente. Los nuevos alelos ahora están sujetos a la segunda fuente de variación: la recombinación. Esta es el resultado de la agrupación de genes en nuevas combinaciones. El termino mutación se refiere a diversos cambios que sufre el material genético, que puede ser de simples cambios de unos pocos nucleótidos hasta la desaparición de un cromosoma completo. Las mutaciones que ocurren en genes individuales se les denomina mutaciones génicas, mientras que aquellas que afectan la estructura o numero de los cromosomas se conocen como mutaciones cromosómicas.

MUTACIONES GENICAS El material genético puede ser alterado por agentes ambientales, y también en forma espontánea por procesos que normalmente afectan al ADN. Ud. ya conoció las aberraciones cromosómicas que se producen cuando el daño en el material genético es de tal magnitud que puede romper cromosomas y alterar el cariotipo. Sin embargo, generalmente el daño en el ADN no afecta grandes extensiones cromosómicas, sino que, afecta uno o unos pocos nucleótidos. Este tipo de mutaciones se denomina mutaciones génicas o mutaciones puntuales. Una mutación es todo cambio permanente en la secuencia del ADN de un organismo, esta debe ocurrir en la línea germinal. Las mutaciones génicas más comunes consisten en la sustitución de un nucleótido por otro, en la deleción o pérdida de unos pocos nucleótidos, o en la inserción o intercalación de uno o varios nucleótidos en la molécula de ADN. Todas mutaciones génicas generan cambios en la información contenida en el gen afectado e implican la producción de una proteína distinta de la esperada, o incluso la no producción de la proteína. El cambio de un nucleótido en la secuencia de un gen da lugar a un codón diferente y, en consecuencia, a la presencia en la proteína de un aminoácido que no corresponde (excepto cuando el nuevo codón originado por la mutación es sinónimo, es decir, codifica para el mismo aminoácido original). Muchas veces el cambio en un sólo aminoácido en una molécula proteica altera totalmente la función de la proteína, ya que el modificarse la estructura primaria, también se alteran las estructuras secundarias y terciarias. La deleción o la intercalación de un nucleótido en un gen modifican el marco de lectura desde el sitio de la mutación hasta el codón de término. Esto suele traducirse en la producción de una proteína aberrante o más frecuentemente en la interrupción de la síntesis de la proteína al aparecer un codón de terminación antes del lugar que corresponde. En un organismo los blancos para las mutaciones pueden ser las células somáticas o las células germinales. En el primer caso, si bien afectan al fenotipo de los individuos no pasan a la descendencia. Cuando la mutación afecta las células germinales suelen transmitirse a la descendencia. Cuando el gen que codifica una proteína involucrada en la morfogénesis ha mutado, la consecuencia de la mutación puede traducirse en malformaciones congénitas. En otros casos las proteínas alteradas dan lugar a alteraciones funcionales, como ocurre con la hemoglobina S en la anemia de células falciformes al cambiar un sólo aminoácido (valina en lugar de ácido glutámico) en la estructura primaria de la proteína. También, pueden producirse trastornos metabólicos, cuando se alteran enzimas de las distintas vías metabólicas, los llamados errores congénitos del metabolismo. Finalmente, las mutaciones también pueden afectar genes imprescindibles para la supervivencia del organismo, llegando a ser letales; o afectar genes que involucrados en la proliferación celular terminando en procesos cancerosos. En general las mutaciones son perjudiciales para el organismo portador, por lo tanto es importante tomar los resguardos correspondientes al trabajar con sustancias mutagénicas como los agroquímicos (malatión, paratión, etc.), no exponerse a ambientes con elevados niveles de radiaciones ionizantes (luz ultravioleta, rayos X o gamma) y no desarrollar hábitos riesgosos, por ejemplo, los hidrocarburos policíclicos provenientes de la combustión del tabaco son altamente mutagénicos y por ende cancerígenos.

Desde el punto de vista de su origen las mutaciones se pueden clasificar en espontáneas o inducidas por un mutágeno (agente físico o químico que aumenta la frecuencia de mutaciones en el ADN). Cuando una purina es reemplazada por una purina o una pirimidina reemplaza una pirimidina se habla de transición. Por otra parte, cuando purina es reemplazada por pirimidina, o viceversa, se habla de transversión. SIEMPRE LA MUTACION OCURRE AL REPLICARSE EL ADN, POR LA INCORPORACION DE NUCLEOTIDOS ERRONEOS EN EL SITIO MUTADO. Desaminación espontáneas Despurinación Tautomería Cambio marco lectura por errores de replicación

Mutaciones génicas Análogos de bases (5-Bu y 2-AP) Inducidas Daño de las bases (Hidroxilamina y ácido nitroso) Luz ultravioleta (Dímeros de pirimidinas ) MUTACIONES ESPONTANEAS. Desaminación. La desaminación es un proceso normal en el que las bases nitrogenadas citosina y adenina pierden sus grupos amino (-NH2). Esto cambia la estructura de los enlaces puente de hidrógeno que la base puede formar, si el daño no es reparado cuando ocurra la duplicación de ADN se producirá la mutación por apareamiento de la base mutada con otra base que no corresponde. La citosina se desamina a uracilo (C -> U) que puede aparearse ahora con la adenina (Fig. 1A). Como este es un proceso natural en la célula existe un mecanismo de reparación, mediado por la enzima uracil ADN-glicosilasa, que elimina del desoxiuracilo de la molécula de ADN. Muchas veces el ADN es modificado en la célula por metilación (agregando grupos metilos -CH3), la desaminación de la 5-metil-citosina produce timina (5mC -> T) (Fig. 1B), un componente normal del ADN que escapa a los mecanismos de reparación produciendo una transición desde GC a AT (GC --> AT) (Fig. 1C).

c)

Figura N°1. Desaminación de citosina. La adenina también sufre desaminación a Hipoxantina (A -> H), molécula que puede formar pareja con citosina, produciendo una transición AT-->GC (Fig. 2).

Figura 2. Desaminación de Adenina. Despurinación. La despurinación ocurre cuando una purina se desprende de su desoxirribosa, de modo que el nucleótido afectado pierde su base. Como consecuencia, queda en el gen un sitio apurínico, un nick, un sitio sin información a pesar de no haberse cortado el ADN (fig.3).

Figura 3. Despurinación. Tautomería. Las bases nitrogenadas que conforman el ADN pueden existir en distintas formas químicas denominadas tautómeros. Los tautómeros son isómeros que difieren en la posición de sus átomos que forman los enlaces puente de hidrógeno. Los tautómeros de las bases nitrogenadas están en equilibrio, el que se encuentra normalmente desplazado hacia las formas ceto (-C=O), sin embargo, en forma poco frecuente aparecen las formas imino (-C=N-H) o enol (-C-O-H). La forma imino de la citosina (denotada por C*) forma enlaces con la adenina, la forma enol de la timina (T*) forma enlaces con la guanina (Fig. 4b), la forma imino de la adenina (A*) forma enlaces con la citosina, y la forma enol de guanina forma enlaces con la timina.

Figura 4. Formas normales y tautoméricas de las bases nitrogenadas. En a) se muestran las formas normales de las bases nitrogenadas y su apareamiento. En b) se muestran la forma enol e imino de la timina y citosina respectivamente y los apareamiento que producen. Las tautomerías producen mutaciones (transiciones) durante la replicación del ADN, como se muestra en la figura 5.

Figura 5. Transición producto de tautómeros después de la replicación. Cambio marco lectura por errores de replicación. Normalmente los cambios en el marco de lectura ocurren en secuencias repetidas al producirse emparejamientos erróneos desplazados de las bases. Este tipo de emparejamiento produce deleciones, por desplazamiento de la hebra molde; o adiciones por desplazamiento de la hebra sintetizada (Fig. 6).

Figura 6. Errores de la replicación. Deleción y adicion. MUTACIONES INDUCIDAS. Análogos de Bases. Los análogos de base son compuestos químicos de estructura muy similar a las bases nitrogenadas normales y que forman enlaces distintos a las bases que han sustituido. Existen muchas purinas y pirimidinas naturales o sintetizadas en laboratorios, pero sólo 5 están presentes en la estructura de los ácidos nucleicos. Los análogos de base inducen transiciones luego de ser incorporados al ADN, al producirse la replicación de la molécula alterada. El 5-bromo-uracilo (5-BU) es un análogo de la timina, pero cambia frecuentemente a la forma enol (se tautomeriza) y se empareja así con la guanina. Si durante la replicación del ADN se incorpora 5-BU dependerá del estado de isomerización de este compuesto (ceto 5-BU o enol 5-BU*) que base se emparejará con él en la hebra sintetizada (fig. 7).

Figura 7. Br-uridina. Apareamiento de las forma cetónica y enólica de la Br-uridina.

La 2-amino-purina (2-AP) es otro análogo de base es un análogo de la adenina que puede emparejarse indistintamente con timina o citosina. Nuevamente si durante la replicación del ADN la 2-AP inducirá transiciones (Fig. 8).

Figura 8. Formas de apareamiento de la 2 Aminopurina. Daño de las bases. Muchos agentes mutagénicos producen daños en las bases nitrogenadas, modificando su estructura química. La hidroxilamina o HA (NH2-OH) es un mutágeno efectivo que altera la estructura de la citosina de modo que se empareja con la adenina. Así, la HA es un inductor específico de transiciones GC --> AT (Fig. 9b). Otro mutágeno que altera la estructura química de la adenina desaminandola a hipoxantina (H), es el ácido nitroso o AN (HNO2). Como Ud. sabe la hipoxantina se emparejará con la citosina, induciendo transiciones AT --> GC (Fig. 9a).

Figura 9. Agentes mutagénicos. a) efecto del acido nitroso sobre las bases nitrogenadas y transiciones que produce. b) efecto de la hidroxilamina sobre la citosina y transición que produce. Dímeros de pirimidina. La luz ultra violeta (uv) causa dimerización de pirimidinas adyacentes en el DNA al formarse entre ellas una unión covalente. Los dímeros timina-timina pueden considerarse como el principal producto de estas radiaciones (fig. 10). De manera ocasional, se pueden formar dímeros citosina-citosina o citosina-timina. Estas dimerizaciones interfieren con la replicación normal del ADN, lo que conduce a mutaciones. Los dímeros de timina son normalmente removidos por un sistema específico de enzimas existiendo dos mecanismos de reparación. Reparación directa por la enzima ADN fotoliasa que se une en la oscuridad a los dímeros de timina. En presencia de luz, la enzima rompe los enlaces del dímero utilizando energía lumínica, para luego liberarse del ADN. Reparación por escisión o corte utilizando la escinucleasa ABC. Esta endonucleasa formada por subunidades codificadas por los genes uvrA, uvrB, uvrC; es capaz de detectar dímeros de timina realizando un corte en la cadena de ADN a ambos lados del dímero. El segmento que incluye al dímero es separado de la hebra normal del ADN por la ADN helicasa II (producto del gen uvrD). La reparación se completa cuando la ADN polimerasa I y ADN ligasa se encargan de restaurar el trozo perdido colocando los nucleótidos y uniendo los extremos de estos, respectivamente.

Figura10. Dímeros de timina.

CAMBIOS EN LA ESTRUCTURA CROMOSOMICA Los cromosomas poseen una organización definida, pero no son inmutables. Ocasionalmente pueden fracturase y alterar así su estructura normal, dando origen a las aberraciones o mutaciones cromosómicas. Agentes físicos y químicos pueden causar roturas en los cromosomas. La dotación cromosómica particular de un individuo de una determinada especie se conoce como cariotipo. El cariotipo se define por el número y morfología de los cromosomas. Normalmente las aberraciones cromosómicas se detectan al confeccionar el cariotipo del individuo sospechoso de portar una aberración, y al visualizar diferencias en la morfología de los cromosomas respecto al cariotipo normal. Las aberraciones cromosómicas pueden clasificarse en dos clases generales: a) las que afectan el número de genes en el cromosoma y b) las que afectan la disposición de los genes en el cromosoma. Existiendo cuatro tipos: duplicación, deleción, inversión y translocación. Duplicación. a) Número Deleción o deficiencia.

Aberraciones Cromosómicas Inversión. a) Disposición Translocación. Duplicación. La duplicación ocurre cuando un segmento de un cromosoma se encuentra repetido. En la figura 11, se observa el apareamiento en paquiteno de un par cromosómico en un individuo que porta una duplicación heterocigota. Las duplicaciones sirven para investigar los efectos de "dosis génicas", debido a que gracias a ellas un alelo podría estar presente más de dos veces en el genoma de un individuo.

Figura 11. Duplicación. Cromosoma con duplicación y su apareamiento en paquiteno. Deleción o deficiencia. La deleción se produce por la pérdida de un segmento cromosómico. Cuando falta un segmento cromosómico, también faltan los genes situados en el segmento perdido. Las consecuencias genéticas de este fenómeno pueden ser letales en estado homocigoto, dependiendo de la extensión de la deleción y la importancia de los genes faltantes. El apareamiento en paquiteno de un par de cromosomas en un individuo con una deleción heterocigota se muestra abajo en la figura.

Figura 12. Deleción. Cromosoma con deleción y su apareamiento en paquiteno. Las deleciones o deficiencias sirven para confeccionar mapas citológicos (físicos) de los cromosomas. Actualmente, este tipo de mapeo con deleciones se realiza con técnicas moleculares de hibridación in situ con fluorescencia (técnica conocida como FISH). Inversión. Las inversiones ocurren cuando un cromosoma se fractura en dos puntos, y la región cromosómica flanqueada por los puntos de quiebre rota en 180º. Las inversiones no involucran cambios en la cantidad total de material genético que porta el cromosoma afectado, sino que alteran la ordenación de los genes en el cromosoma. Citológicamente, en las inversiones heterocigotas (donde un individuo porta un cromosoma normal y el otro invertido), también se observa un bucle en el apareamiento en paquiteno de los cromosomas. Considerando la posición del centrómero relativa al segmento invertido, ellas se pueden clasificar en inversiones pericéntricas (que incluyen el centrómero) e inversiones paracéntricas (que no incluyen el centrómero en el segmento invertido). Ambos tipos de inversiones presentan destinos diferentes durante la meiosis al ocurrir un crossing-over. Los productos de la meiosis en un individuo heterocigoto para una inversión paracéntrica son: a) una cromátida sin centrómero (que no migra en la meiosis), b) una cromátida con dos centrómeros (que se rompe al ser traccionada a ambos polos) y c) dos cromátidas con información genética completa. De este modo, debido a la inversión, la mitad de los gametos son inviables por portar cromátidas con segmentos deficientes y duplicados, siempre que haya ocurrido un crossing-over en la región donde se forma el bucle.

Figura 13. Inversión paracéntrica.

La meiosis en un individuo heterocigoto para una inversión pericéntrica son a) dos cromátidas con información genética deficiente y duplicada, y b) dos cromátidas con información genética completa. Así, nuevamente como resultado de una inversión la mitad de los gametos son inviables por portar cromátidas con segmentos cromosómicos faltantes.

Figura 14. Inversión pericéntrica. Traslocaciones. Las traslocaciones ocurren cuando debido a fracturas cromosómicas, dos pares de cromosomas no homólogos intercambian segmentos. Las traslocaciones más interesantes desde el punto de vista genético son las traslocaciones reciprocas heterocigotas. Citológicamente, los cromosomas portadores de una traslocación de este tipo adoptan en paquiteno una típica configuración en forma de cruz, con el fin de lograr un íntimo apareamiento.

Figura 15. Translocación. La consecuencia genética de las translocaciones recíprocas heterocigotas es la semi-esterilidad (inviabilidad de gametos). Como resultado de la meiosis, las cromátidas migran de a pares a los polos, por lo tanto 2/3 de los gametos generados portaran segmentos cromosómicos deficientes y duplicados (inviables), mientras que, sólo 1/3 portara la dotación genética completa.

CAMBIOS EN EL NÚMERO DE CROMOSOMAS

Otro tipo de mutaciones cromosomales son los cambios en el número de cromosomas. Ocasionalmente el número de cromosomas varía espontáneamente como consecuencia de accidentes de maquinaria celular. Estos son la base para muchos cambios evolutivos en el tamaño del genoma. El número básico de cromosomas de un individuo representativo de una especie se denomina como número (o complemento) haploide y se denota por “n”, hay que distinguir dos tipos de cambios que afectan el número de cromosomas entre: a) los que afectan el número complementos haploides "completos" o euploidías y b) los que afectan en número de cromosomas de un complemento haploide particular o aneuploidías. NOTACION diploide (2n) a) euploidías o poliploidias triploide (3n) tetraploide (4n), etc.

Cambio en el número de Cromosomas trisómico (2n + 1)

a) aneuploidías monosómico (2n - 1) nulisómico (2n -2), etc.

Euploidías o poliploidías. El número haploide (n) corresponde estrictamente al número de cromosomas que portan los gametos. Muchas veces puede ocurrir que, en forma espontánea (en la naturaleza) o inducida (por el hombre) se dupliquen los complementos haploide de un individuo, formándose así individuos que poseen en su genoma múltiplos del n. Estos fenómenos dan origen a organismos triploides (3n), tetraploides (4n), pentaploides (5n), hexaploides (6n), etc. Es importante distinguir de acuerdo a su origen, los autopoliplides de los alopoliploides. Producto de la presencia de a) autopoliploides múltiplos de “n” de la misma especie en el genoma de un individuo.

euploidías o poliploidías Producto de la presencia de

a) alopoliploides múltiplos de “n” provenientes de genomas de diferentes especies.

En general las euploidías son de interés agronómico, pues han permitido la creación de nuevas variedades vegetales poliploides (más fuertes, más resistentes o de mayor productividad), y además la manipulación cromosómica de especies animales y vegetales, como es la producción de individuos triploides. Los triploides son usualmente autotriploides y se caracterizan por ser estériles debido a la imposibilidad de lograr correctos apareamientos de los cromosomas en la meiosis, en este categoría se incluyen varios frutos sin semillas, como por ejemplo las naranjas. La principal ventaja de los poliploides en general es que, al poseer mayor cantidad de material genético, se produce un aumento en el tamaño de la célula y por lo tanto una mayor tamaño del cuerpo, fruto, flor, tubérculo o semillas. En el caso particular de los tetraploides, los autotetraploides se originan en forma natural por la duplicación espontánea de un genoma 2n a uno 4n, mientras que, alotetraploides son producto de hibridización natural entre especies evolutivamente emparentadas (ver el caso del trigo mas adelante) o creados experimentalmente por los investigadores agronómicos. En 1928 el investigador soviético G. Karpechenko produjo el primer alotetraploide "sintético". Los alotetraploides también son llamados amfidiploides. Evolutivamente hablando, las euploidías han sido el camino seguido por muchos animales (por ejemplo, los salmones) y plantas (por ejemplo el trigo, cuyo caso lo veremos con más detalle). En el desarrollo del trigo han ocurrido al menos tres fenómenos de poliploidización (Figura 1). El primer trigo domesticado Triticum

monococcum variedad monococcum fue un trigo diploide (genomas AA, 2n =14) seleccionado a partir de la especie silvestre Triticum monococcum variedad beoeticum. La variedad silvestre formó espontáneamente híbridos fértiles con otra especie de 7 pares de cromosomas, presuntamente Aegilops sp. (genomas BB, 2n =14), para dar origen al trigo alotetraploide silvestre Triticum turgidum variedad dicoccoides (genomas AABB, 2n = 4x

= 28). A partir de esta última especie se domesticó la variedad de trigo tetraploide cultivada, Triticum turgidum variedad dicocum (genomas AABB, 2n = 4x = 28). Posteriormente y de forma totalmente espontánea se origino el trigo alohexaploide actual, Triticum aestivum (genomas AABBDD, 2n = 6x = 42) por hibridización entre Triticum turgidum variedad dicocum cultivado y la especie silvestre diploide Triticum tauschii (genomas DD, 2n = 14). Otras especies vegetales poliploides de importancia económica, es decir, cosechas comestibles cultivadas actualmente corresponden a: Soja (4x), Papa (2x, 4x, 6x), Avena (2x, 4x, 6x), Remolacha (2x, 3x, 4x), Centeno (2x, 4x), Colza (4x, 6x), Maní (4x), Banana (3x), Naranja (2x, 3x), etc.

Figura 17. Generación de trigos y triticales alopoliploides. Tomado de "La tercera revolución verde" Francisco García Olmedo. 1998. Editorial Debate S.A, Madrid España. 209pp. Aneuploidías. Las aneuploidías ocurren por la pérdida o adición de cromosomas al complemento haploide de un individuo. La causa de este tipo de mutación normalmente es la no-disyunción de los homólogos en la meiosis. Los principales ejemplos de aneuploidías provienen de la genética humana y se asocian a síndromes como el de Down (trisomía 21). En los seres humanos, se ha demostrado que mientras mayor es la edad de la madre mayor es la tendencia a presentarse no disyunciones y posteriormente aneuploidías en el embrión. La notación de las de las aneuploidías se rige por la siguiente regla: dado que la dotación cromosómica de un individuo normal es 2n (diploide), la carencia o adición de cromosomas se representa por la suma o resta de los cromosomas afectados. Así, por ejemplo un individuo trisómico (ejemplo; el síndrome de Klinefelter, hombre XXY) se representa por 2n + 1, un monosómico (ejemplo; el síndrome de Turner; mujer XO) como 2n - 1, un doble trisómico (con cromosomas supernumerarios en dos pares) como 2n + 1+1, etc.

VARIACIÓN GENÉTICA MOLECULAR. TECNOLOGIA DEL DNA RECOMBINANTE: ANÁLISIS Y APLICACIONES

En la década de 1970, un gran número de descubrimientos y avances tecnológicos condujeron a sorprendentes adelantos en la biología molecular celular, basados en el análisis y la manipulación de macromoléculas, en especial el DNA. No obstante, los genomas de los distintos organismos (aún los más simples) son demasiado grandes para efectuar un análisis directo y detallado a nivel molecular. Por ello fue necesario desarrollar técnicas que permitieran trabajar con fragmentos de tamaño inferior provenientes de la molécula mayor. El descubrimiento de 2 tipos de enzimas dio un sustantivo impulso a estos desarrollos y permitió la técnica de clonación de DNA, que en la actualidad es de uso corriente en el laboratorio. El primer tipo de estas enzimas son las nucleasas o enzimas de restricción que se caracterizan por cortar el DNA de cualquier organismo en secuencias específicas de unos pocos nucleótidos, para generar un conjunto reproducible de fragmentos. El segundo tipo de enzima fueron las DNA ligasas, las cuales permiten insertar fragmentos de DNA de restricción en “vectores” de DNA en proceso de replicación para producir DNA recombinante. Posteriormente, las moléculas de DNA recombinante pueden introducirse dentro de “células hospedadoras”, por lo general bacterianas, para obtener descendientes de una de estas células bacterianas aisladas la cual portarán la misma molécula de DNA recombinante. VECTORES DE CLONAMIENTO. Los plásmidos son moléculas circulares de DNA bicatenario (dsDNA) separadas del DNA cromosómico de la célula. Estos DNA extracromosómicos, que se encuentran naturalmente en bacterias, levaduras y algunas células eucariontes superiores, existen en relación parasitaria o simbiótica con la célula huésped. El tamaño de los plasmidios varía desde unos pocos miles de pb hasta más de 100 kilobases (kb). Al igual que el DNA cromosómico de la célula huésped, el DNA plasmidial se duplica antes de cada división celular, así cada célula hija posee una copia de este DNA propagándose de generación en generación. Los vectores de DNA más frecuentemente utilizados en la técnica del DNA recombinante son los plásmidos o

plasmidios y el bacteriofago λ de E.coli. Los plásmidos comúnmente más usados en tecnología de DNA recombinante se replican en E.coli. De hecho, con el tiempo, ellos han sido manipulados de manera de optimizar su uso como vectores de clonación de DNA. La mayoría de estos vectores contienen prácticamente sólo las secuencias de nucleótidos esenciales para la clonación de DNA: 1) un origen de replicación, 2) un gen de resistencia a antibiotico y 3) una región donde se pueden insertar fragmentos de DNA exógeno (sitio de multiple clonamiento o MCS). En general los plásmidos no permiten clonar grandes fragmentos de DNA (a lo más aceptan 10 a 13 kilobases de DNA exógeno; 1kb = 1000 pb), pues la selección favorece los plásmidos pequeños. Esta es una limitación, de modo que se han desarrollado otros vectores de clonación que permiten clonar fragmentos de DNA de mayor tamaño. Bacteriofagos. Algunos derivados del fago lambda permiten clonar glandes fragmentos de DNA. Debido a que la cápside del fago normalmente porta una molécula de DNA de aproximadamente 45Kb. Si se dejan en el DNA del fago sólo los genes necesarios para su replicación en E. coli de todas formas hay espacio suficiente para clonar fragmentos de 15 a 20 kilobases de tamaño. Los vectores tipo bacteriofagos también deben cumplir los tres requisitos mencionados previamente para los vectores plásmidiales. Cosmidos. Existen vectores híbridos entre plásmidos y bacteriofagos que permiten clonar hasta 45 kb (45.000 pb). Estos vectores utilizan un sistema in vitro para empaquetar el DNA en las cápsides del bacteriofago, por lo que se requieren muy pocos genes del propios del fago en la molécula recombinante, liberandose así mucho espacio. Los cósmidos se obtienen incorporando en un plásmido los sitios cos del fago lambda, los que son reconocidos por la maquinaria de empaquetamiento del fago. Estos vectores tienen le ventaja de que se pueden mantener in vivo como plásmidos y permiten la clonación por empaquetamiento in vitro .del DNA dentro de una cápside. Vectores de expresión. Estos vectores permiten la expresión de las secuencias clonadas, al fusionar dichas secuencias con señales de inicio de transcripción y traducción. Esto hace el que el DNA foráneo se transcriba y traduzca permitiendo la expresión génica in vitro. LAS ENZIMAS DE RESTRICCIÓN Para clonar fragmentos específicos de DNA se deben producir estos y luego insertarlos en el DNA del vector. Para realizar el primer objetivo, se utilizan las enzimas de restricción. Las enzimas de restricción son proteínas bacterianas que reconocen secuencias específicas de 4 a 8 pares de bases denominadas sitios de restricción.

Dado que escinden el DNA al interior de la molécula, también son conocidas como endonucleasas de restricción, para diferenciarlas de las exonucleasas que digieren los ácidos nucleícos a partir de un extremo. Estas enzimas se encuentran en las bacterias y sirven para degradar DNA exógeno en un proceso llamado modificación y restricción. Las enzimas de restricción reconocen secuencias de DNA palindrómicas específicas de unos pocos nucleótidos y producen un corte generando extremos cohesivos, o bien extremos romos. En general, las enzimas que cortan el DNA generando extremos cohesivos son las más adecuadas para recombinar moléculas de DNA de distinto origen. Las enzimas de restricción se denotan utilizando una abreviación de tres letras (en cursiva) que identifican la bacteria en que se descubrieron y otras 3 que identifica la cepa de la que fueron aisladas, por ejemplo EcoRI, indica que la enzima fue aislada de Escherichia coli, cepa RI (Fig. 18).

Figura. N°18. ENZIMAS DE RESTRICCIÓN. Se han purificado enzimas de restricción de varios cientos de especies diferentes de bacterias, que permiten cortar las moléculas de DNA en gran cantidad de secuencias distintas correspondientes a los sitios de reconocimiento de estas enzimas. Muchos sitios de restricción, por ejemplo EcoRI, son secuencias cortas de repetición invertida; esto es, la secuencia del sitio de restricción es la misma sobre cada hebra de DNA cuando se lee en la dirección 5’-3’. Clonamiento: En los siguientes diagramas se describirá brevemente una estrategia básica de clonamiento. Se cortan el DNA (genómico o cDNA) y el plásmido vector con una enzima de restricción que genere idealmente extremos cohesivos (FIG 19 A y B respectivamente)

FIG. N°19A. DIGESTIÓN DEL DNA CON ENZIMAS DE RESTRICCIÓN.

Figura N°19B. DIGESTIÓN DEL VECTORCON ENZIMAS DE RESTRICCION.

Figura 20. UNIÓN DEL VECTOR CON EL FRAGMENTO DE DNA. PRODUCCIÓN DE MOLÉCULA DE DNA RECOMBINANTE. Se junta el vector linealizado y el DNA blanco, se ligan los extremos cohesivos de ambas moléculas con DNA ligasa, normalmente la del bacteriofago T4 (T4-DNA ligasa), para formar una molécula de DNA recombinante. Transformación: El proceso de transformación considera tres pasos principales. El primero de ellos implica permeabilizar la pared celular de manera de posibilitar el ingreso del vector plasmidial. La segunda etapa consiste a introducir el vector plasmidial mediante un shock térmico o bien en algunos casos utilizando un estímulo eléctrico (electrotransformación). Finalmente, la tercera etapa consiste en sumistrar al medio los nutrientes necesarios a las bacterias transformadas para crecer y expresar los genes adquiridos.

Fig.N°21. Representación esquemática del proceso de transformación en bacterias.

FIG. N°22. ETAPA DE PROPAGACIÓN DE LAS CÉLULAS TRANSFORMADAS.

FIG. N° 23. DETECCIÓN Y SELECCIÓN DE CÉLULAS TRANSFORMADAS. REACCIÓN DE LA POLIMERASA EN CADENA En 1983, Kary Mullis2 en la Corporación Cetus desarrolló la técnica de biología molecular que revolucionó la investigación genética y con esto ganó el premio Nobel en 1993. Esta técnica, llamada reacción de la polimerasa en cadena (PCR), transformó la bioloplazo de 5 años a partir de su invención. Muchas de las técnicas de biología molecular usadas antes de la PCR, eran laboriosas, consumidoras de tiempo y requerían un alto nivel de mtenido un alto impacto en cuatro áreas principales: Mapeo génico, clonación, la secuenciación del DNA y la detección de genes. La PCR ahora se utiliza como una herramienta de diagnóstico médico para detectar mutaciones específicas que pueden causar enfermedades genéticas, se utiliza en investigaciones criminales e identificar sospechosos a un nivel molecular y ha sido una poderosa herramienta en la secuenciación del genoma humano. Antes de la PCR el uso de las técnicas

. ETAPA DE PROPAGACIÓN DE LAS CÉLULAS TRANSFORMADAS.

. DETECCIÓN Y SELECCIÓN DE CÉLULAS TRANSFORMADAS.

REACCIÓN DE LA POLIMERASA EN CADENA

n 1983, Kary Mullis2 en la Corporación Cetus desarrolló la técnica de biología molecular que revolucionó la investigación genética y con esto ganó el premio Nobel en 1993. Esta técnica, llamada reacción de la polimerasa en cadena (PCR), transformó la biología molecular en una herramienta de investigación multidisciplinaria en un plazo de 5 años a partir de su invención. Muchas de las técnicas de biología molecular usadas antes de la PCR, eran laboriosas, consumidoras de tiempo y requerían un alto nivel de mtenido un alto impacto en cuatro áreas principales: Mapeo génico, clonación, la secuenciación del DNA y la detección de genes. La PCR ahora se utiliza como una herramienta de diagnóstico médico para detectar

específicas que pueden causar enfermedades genéticas, se utiliza en investigaciones criminales e identificar sospechosos a un nivel molecular y ha sido una poderosa herramienta en la secuenciación del genoma humano. Antes de la PCR el uso de las técnicas de biología molecular para el diagnóstico terapéutico,

. ETAPA DE PROPAGACIÓN DE LAS CÉLULAS TRANSFORMADAS.

n 1983, Kary Mullis2 en la Corporación Cetus desarrolló la técnica de biología molecular que revolucionó la investigación genética y con esto ganó el premio Nobel en 1993. Esta técnica, llamada reacción de la polimerasa

gía molecular en una herramienta de investigación multidisciplinaria en un plazo de 5 años a partir de su invención. Muchas de las técnicas de biología molecular usadas antes de la PCR, eran laboriosas, consumidoras de tiempo y requerían un alto nivel de maestría técnica. La técnica de PCR ha tenido un alto impacto en cuatro áreas principales: Mapeo génico, clonación, la secuenciación del DNA y la detección de genes. La PCR ahora se utiliza como una herramienta de diagnóstico médico para detectar

específicas que pueden causar enfermedades genéticas, se utiliza en investigaciones criminales e identificar sospechosos a un nivel molecular y ha sido una poderosa herramienta en la secuenciación del

de biología molecular para el diagnóstico terapéutico,

n 1983, Kary Mullis2 en la Corporación Cetus desarrolló la técnica de biología molecular que revolucionó la investigación genética y con esto ganó el premio Nobel en 1993. Esta técnica, llamada reacción de la polimerasa

gía molecular en una herramienta de investigación multidisciplinaria en un plazo de 5 años a partir de su invención. Muchas de las técnicas de biología molecular usadas antes de la PCR,

aestría técnica. La técnica de PCR ha tenido un alto impacto en cuatro áreas principales: Mapeo génico, clonación, la secuenciación del DNA y la detección de genes. La PCR ahora se utiliza como una herramienta de diagnóstico médico para detectar

específicas que pueden causar enfermedades genéticas, se utiliza en investigaciones criminales e identificar sospechosos a un nivel molecular y ha sido una poderosa herramienta en la secuenciación del

de biología molecular para el diagnóstico terapéutico,

forense, farmacéutico o médico no era práctico o rentable. El desarrollo de la tecnología de PCR cambió estos aspectos de la biología molecular de una ciencia difícil a una de las herramientas más accesibles y más usadas en la investigación genética y médica. El objetivo de PCR es producir una cantidad relativamente grande de un fragmento específico de DNA a partir de una cantidad muy pequeña. Técnicamente hablando, esto significa la amplificación enzimática controlada de una molécula de DNA que contiene una secuencia específica de interés. El templado puede ser cualquier forma de DNA doble hebra como el DNA genómico. La amplificación por PCR requiere la presencia de al menos de una molécula de DNA templado. En este trabajo práctico, DNA genómico humano se aislará de estudiantes a partir de células de la mucosa interna de la mejilla. Una de las razones principales que hacen de la PCR una herramienta de tan gran alcance es su simplicidad y especificidad. Todo lo que se requiere es tampón de reacción, cuatro nucleótidos (deoxynucleótido trifosfatos de adenina, guanina, timina y citosina), una DNA polimerasa, dos partidores o sebadores y minúsculas cantidades del templado que se desea amplificar. La especificidad viene de la capacidad de dirigir y amplificar un segmento específico de DNA (o de un gen) a partir de un genoma completo. La técnica de PCR hace uso de dos principios básicos: 1.- La hibridación por complementariedad del DNA. 2.- La síntesis de DNA por la DNA polimerasa. La hibridación por complementariedad del DNA ocurre cuando dos diferentes oligonucleotidos (partidores) se unen a sus secuencias complementarias respectivas en el templado. Los dos partidores son diseñados y sintetizados en el laboratorio con una secuencia nucleotídica específica de manera tal que pueden unirse a los extremos de la secuencia de DNA doble hebra que se amplificará. Antes de que una región de DNA pueda ser amplificada, uno debe identificar y determinar la secuencia de una región río arriba y otra río abajo de la fragmento de interés. Estas regiones se utilizan entonces para diseñar los partidores que servirán como puntos de partida para amplificar el DNA. El DNA doble hebra del fragmento de interés es denaturado para separar ambas hebras antes de que la síntesis comience. La DNA polimerasa usada en PCR, debe ser una polimerasa termoestable debido a que para denaturar ambas hebras del DNA se utilizan altas temperaturas (94 °C). La DNA polimerasa termoestable (Taq), que realiza la polimerización, fue aislada de una bacteria thermofílica (Thermus

aquaticus), que vive a altas temperaturas naturalmente. Las dos hebras se crean a partir del templado original en cada ciclo completo de la reacción. Esto crea una situación del crecimiento exponencial. Una vez que el DNA de interés sea amplificado suficientemente, este puede ser visualizado en electroforesis en geles de agarosa. Esto permite determinar la presencia o la ausencia de los productos de PCR deseados y que eventualmente podrían determinar las semejanzas y las diferencias entre individuos.

Figura 24. Representación esquemática de la técnica de PCR

SECUENCIACIÓN DEL ADN. Llegar a conocer la secuencia completa de bases del genoma de un organismo es el objetivo de cualquier proyecto genoma. Desde el punto de vista genético no sólo se requiere la cartografía básica de un genoma (secuencias de bases), sino que es necesario integrar éste mapa físico con uno genético, de modo que los genes y las características más interesantes del genoma estudiado puedan ser localizados dentro de secuencia de DNA obtenida. Actualmente existen dos métodos para secuenciar rápida y eficientemente el DNA, ambos métodos fueron desarrollados en la década de los años 70. El primer método se llama de “terminación de la cadena”, en el que la secuencia de una molécula de DNA de hebra simple es determinada por medio de la síntesis enzimática de cadenas de nucleótidos complementarias, las que son finalizadas en posiciones específicas. Este método también es llamado didesoxi y fue publicado por Sanger, Nicken & Coulson en 1977. El segundo método llamado de la “degradación química” o de destrucción de bases, implica la degradación de un DNA doble hebra por medio de tratamientos químicos que cortan la molécula en posiciones nucleotídicas específicas. Este método fue desarrollado por Maxam & Gilbert, también en 1977. Inicialmente ambos métodos fueron muy populares, sin embargo actualmente el método de terminación de cadena ha ganado más adeptos gracias a que utiliza reactivos no tóxicos, y a que ha sido automatizado utilizando dideoxi nucleótidos fluorescentes. MÉTODO DE TERMINACIÓN DE LA CADENA O DE SANGER El método de la terminación de la cadena se basa en el principio de que cualquier molécula de DNA de hebra simple puede ser separada de otras moléculas sobre la base de su longitud al realizar una electroforesis en gel de poliacrilamida. Esta metodología permite distinguir en un gel todas moléculas de DNA de hebra simple que difieren en una sola base, y cuyo tamaño se encuentre dentro del rango de longitud que va desde 10 a 1500 nucleótidos. En resumen este método involucra la síntesis de una nueva hebra de DNA, utilizando para este fin un partidor específico para la región que se desea secuenciar, y se utilizan los cuatro desoxiribonucleotidos trifosfato (dATP, dTTP, dCTP y dGTP), además de pequeñas fracciones de didesoxinucleotidos (ddATP, ddTTP, ddCTP y ddGTP, ver figura abajo).

FIGURA 25. DIDESOXINUCLEOTIDO. La polimerasa que realiza la síntesis de la nueva hebra de DNA no discrimina entre los dNTP´s y los ddNTP´s, de modo que incorpora estos últimos en forma aleatoria (los ddNTP´s) bloqueando la elongación de la hebra de DNA debido a la carencia del grupo hidroxilo 3’ necesario para la unión de un nuevo nucleótido. La reacción de secuencia se realiza en cuatro tubos independientes, cada uno de los cuales tiene un didesoxinucleótido distinto. En cada uno de ellos se obtendrán moléculas de ADN de distintos tamaño que en su extremo 3’ tiene el ddNucleótido correspondiente. Al separar estas moléculas por electroforesis se obtendrá un gel, el cual las bandas deben ser leídas de abajo hacia arriba (fragmentos de menor a mayor tamaño), lo que finalmente no dirá cual es la secuencia de la molécula de ADN utilizada como templado.

Figura 26A. METODO DE SANGER.

Figura 26B. METODO DE SANGER. Marcadores Moleculares: Las metodologías moleculares han revolucionado el análisis genético. Polimorfismos basados en DNA se han usado para construcción de mapas de ligamiento, estrategias de selección asistida por marcadores, pruebas de parentesco, identificación de especies y estudios de genética de poblaciones. En las páginas subsiguientes brevemente revisaremos los tipos principales de marcadores moleculares, la mayoría de ellos derivados de la aplicación de la Reacción en cadena de la polimerasa o PCR. Un marcador molecular o de ADN que pueda ser utilizado en genética de presentar un patrón de herencia conocido y mostrar polimorfismo, es decir, deben existir distintas variables o “alelos” del marcador dentro de la población bajo estudio. RFLP (Polimorfismo de longitud de fragmentos de restricción). Idealmente la detección de polimorfismos a nivel del DNA requiere determinar la secuencia exacta de nucleótidos. Sin embargo, la secuenciación de segmentos de DNA de varios kilobases es laboriosa y costosa. Un método alternativo es usar clones de las regiones génicas de interés como sondas para southern blot luego de digerir el DNA blanco con endonucleasas de restricción. De

modo que, el DNA genómico es aislado, cortado con enzimas de restricción, los fragmentos separados por tamaño en una electroforesis, transferidos a una membrana e hibridados con sondas (normalmente radioactivas) de la región genómica de interés (southern blot).

Figura 27. SOUTHERN BLOT Y TÉCNICAS RELACIONADAS.

La mayoría de los estudios de RFLP usan endonucleasas de restricción que reconocen secuencias de seis nucleótidos, estas enzimas cortan en promedio una vez cada vez 4096 pb, produciendo fragmentos de DNA que son fácilmente resueltos en electroforesis en gel de agarosa. Para revelar polimorfismos en una escala más fina se debe cortar el DNA con enzimas de restricción que reconocen secuencias de cuatro nucleótidos.

Figura 28. TAMAÑO DE FRAGMENTOS Y FRECUENCIA DE CORTES POR ENZIMAS DE RESTRICCIÓN. VNTRs (Número variable de repeticiones en tandem). Existen dos tipos de VNTRs los llamados Minisatelites y los microsatelites o SSR (Secuencias únicas repetidas). Estos marcadores difieren en el tamaño del motivo que se repite (entre 15 y 100 pb en los minisatelites y entre 1 y 6 pb en los microsatelites). Los VNTRs se encuentran dispersos en el genoma de la mayoría de los animales y plantas. Minisatélites. Estos marcadores fueron los primeros VNTR estudiados, en ellos el motivo repetido no siempre es idéntico y su uso fue inicialmente para pruebas de paternidad por DNA fingerprint. Esta es una metodología multilocus, es decir se detectan muchos loci que poseen el minisatelite a la vez, pero no se sabe en qué región del genoma se encuentran. La muestra de DNA genómico de cada individuo es digerida con enzimas de restricción, nuevamente los fragmentos son separados por tamaño en una electroforesis, transferidos a una membrana e hibridados con sondas que en este caso corresponden al motivo del minisatelite (southern blot). El producto final del DNA fingerprint es un patrón de bandas que es específico de un individuo (normalmente entre el 15 al 20% de las bandas son compartidas por dos individuos debido al azar). Las bandas reveladas por esta técnica tienen un patrón de herencia mendeliana, pues en promedio la mitad de las bandas son derivadas de cada progenitor.

Microsatelites. Este tipo de marcadores son más polimórficos que los minisatelites y poseen la ventaja que pueden ser analizados por PCR. En la amplificación por PCR de los microsatelites, los partidores utilizados se ubican en las regiones genómicas que rodean el microsatelite propiamente dicho. Por lo tanto, estos marcadores son especie específicos puesto que las secuencias flanqueantes varían de una especie a otra. La metodología consiste en

utilizar partidores específicos (obtenidos de otros estudios o desarrollados por uno mismo) para amplificar el microsatélite por PCR, hacer electroforesis en geles de poliacrilamida de las muestras amplificadas y teñir los fragmentos con una técnica con plata. PCR-RFLP. Esta metodología combina la amplificación por PCR de una secuencia conocida de DNA (un locus) usando partidores específicos, seguido de la digestión del amplificado con enzimas de restricción que permiten cortar el fragmento amplificado en algunos individuos y no en otros, detectando el polimorfismo. Éste revelado en electroforesis en gel de agarosa al ser teñido con bromuro de etidio. RAPD (Amplificación aleatoria de fragmentos polimórficos de DNA). En un ensayo de RAPD se utiliza un sólo partidor de secuencia arbitraria (típicamente de 10 bases o 10-mer) para realizar un PCR (en un PCR ordinario se usan dos partidores). Los partidores son diseñados para contener un porcentaje de G+C de 50 a 70%. Estos partidores se unen a sitios complementarios presentes en el DNA genómico bajo estudio, si dos partidores se unen en sitios presentes en hebras opuestas, dentro de una distancia amplificable (normalmente de 2500 bases) se amplifica un fragmento discreto. El número de fragmentos amplificados varía entre 1 y 10 por partidor, cada fragmento corresponde a un locus donde en algunos individuos hay amplificación y en otros no la hay, no se puede distinguir el homocigoto del heterocigoto por lo tanto se detectan como marcadores dominantes. En la siguiente tabla se muestra un resumen de los principales marcadores polimórficos de DNA y sus características más importantes. Tabla 1. PROPIEDADES DE LOS SISTEMAS PARA IDENTIFICAR MARCADORES MOLECULARES

Características RFLP Minisatelites Microsatelites RFLP-PCR RAPD

Principio Digestión con Ez. de restricción, Southern

blot e hibridación

Digestión con Ez. de restricción, Southern

blot e hibridación

Amplificación por PCR de secuencias repetidas simples

Amplificación por PCR de locus simple y digestión con Ez. de

restricción

PCR con partidores arbitrarios.

Tipo de polimorfismo

Cambios de bases en sitios de restricción,

inserciones y deleciones

Cambios de bases, inserciones y deleciones

Diferencias en longitud debido a

número de unidades repetidas

Cambios de bases en sitios de restricción,

inserciones y deleciones

Cambios de bases en sitios de unión del

partidor al templado inserciones y deleciones

Polimorfismo Moderado Bajo Alto Moderado Moderado/Bajo

Nº loci detectados 1 a 3 Muchos 1 1 1 a 10

Dominancia Codominante Dominante Codominante Codominate Dominante

Conocimiento del genoma estudiado

Ninguno Ninguno Si Si No

Dificultad tecnica Intermedia Intermedia Baja Baja Intermedia

Costo de desarrollo Intermedio Intermedio Alto Alto Bajo

La evidencia obtenida por la técnica de DNA finger print se puede obtener a partir de cualquier material biológico que contenga DNA: tejidos, fluidos corporales (sangre y semen), folículos del pelo, etc. El análisis de DNA se puede incluso hacer con material seco, tal como manchas de sangre o tejidos momificados. Si una muestra de DNA es demasiado pequeña, puede ser amplificada usando técnicas de PCR. El DNA entonces se trata con enzimas de restricción que cortan el DNA en fragmentos de diferentes longitudes.

GENETICA DE POBLACIONES La genética de poblaciones tiene como objetivo describir la composición genética de una población, entender las fuerzas que cambian esta composición con la finalidad de predecir el destino de los genes a través de las generaciones. Se define como población mendeliana a un grupo de individuos de la misma especie que coexisten espaciotemporalmente y comparten un acervo genético común. La población mendeliana se caracteriza por presentar dos atributos; el “pool” génico y la frecuencia génica. El pool génico es el conjunto de genes presentes en una población, es decir, la suma total de genes presentes en los gametos reproductores de una población, mientras que la frecuencia génica es, la proporción en la que se encuentran los diferentes alelos de un locus en una población. Ud. debe tener claro que en los individuos el genotipo no cambia, sin embargo, en las poblaciones las frecuencias génicas pueden cambiar de una generación a la siguiente. En una población también se pueden calcular las frecuencias genotípicas y las frecuencias fenotípicas, es decir, la proporción en la que se encuentran los diferentes genotipos o fenotipos en la población, respectivamente.

PRINCIPIO O LEY DE HARDY-WEINBERG (H-W) En 1908, G.H. Hardy y W. Weinberg se dieron cuenta que, desde el punto de vista matemático las frecuencias génicas no cambian de una generación a la siguiente. Esta es la ley más importante de la genética de poblaciones, y para cumplirse requiere ciertos supuestos biológicos, a saber: a).- El organismo debe ser diploide y con reproducción sexual. b).- Las generaciones no deben superponerse. c).- El apareamiento es al azar (población panmixtica). d).- La población debe ser muy grande (sin endogamia y deriva genética). e).- No debe haber migración (población cerrada). f).- No debe haber mutación. g).- La selección natural no afecta el locus bajo estudio. Tanto la selección, mutación, migración, endogamia (o consanguinidad) y deriva genética se conocen como factores evolutivos, pues ellos producen cambios en las frecuencias de los genes en una población y por consiguiente cambian la composición genética de las poblaciones a través del tiempo. Consideremos un locus con dos alelos, donde p es la frecuencia del alelo dominante A, p = f(A); y q la frecuencia del alelo recesivo a, q = f(a), de modo que p + q = 1. Entonces, si en una población los individuos se aparean al azar teniendo todos los machos la misma probabilidad de aparearse con todas las hembras y viceversa, las frecuencias genotípicas resultantes serían:

gameto: A frecuencia: p

gameto: a frecuencia: q

gameto: A frecuencia: p

Genotipo: AA Frecuencia: p2

genotipo: Aa frecuencia: pq

gameto: a frecuencia: q

genotipo: Aa frecuencia: pq

genotipo: aa frecuencia: q2

La representación de la tabla anterior, se puede escribir matemáticamente como:

(p + q)2 = p2 + 2pq + q2

Esta fórmula significa que, bajo Equilibrio de Hardy-Weinberg las frecuencias genotípicas se corresponden con la expansión del cuadrado del binomio de las frecuencias génicas:

Antes de aparearse los individuos la frecuencia del alelo dominante (A) era p. Ahora, después del apareamiento la frecuencia del alelo dominante será: f(A) = AA + ½ (2 Aa) Sólo se cuentan la mitad de los heterocigotos, pues ellos portan un único alelo

dominante. = p2 + p q = p(p +q); como p + q = 1, entonces, = p Por lo tanto, la frecuencia de A, f(A) = p no cambió con el paso de una generación a la siguiente. Lo mismo se puede hacer para el alelo recesivo (a), comprobando que su frecuencia tampoco cambia.

CÁLCULO DE FRECUENCIAS GÉNICAS, GENOTÍPICAS Y FENOTÍPICAS El cálculo de las frecuencias de los distintos alelos de un gen (locus) en una población depende de: el patrón de herencia del gen estudiado (dominante/recesivo o codominante), el número de alelos que presenta el locus (di-alélico o con alelos múltiples) o si la ubicación del locus bajo estudio está en los autosomas o en los cromosomas sexuales.

• Locus autosómico codominante di-alélico. Este es el cálculo más sencillo, pues aquí el individuo heterocigoto (A1A2) es fenotípicamente distinguible de ambos homocigotos (A1A1 y A2A2).

Cálculo de frecuencias génicas. La frecuencia del alelo A1 será: f(A1) = (Nº de individuos A1A1 + ½ Nº de heterocigotos A1 A2)/ Total de individuos Como sólo son dos los alelos en la población, la frecuencia del alelo A2 será: f(A2) = 1 - f(A1)

Cálculo de frecuencias genotípicas y fenotípicas. En este caso como se pueden distinguir los tres genotipos (a través de su fenotipo) que componen la población el valor de las frecuencias genotípicas y fenotípicas son las mismas y se calculan dividiendo el número de individuos con un determinado genotipo (o fenotipo) por el número total de individuos:

Frec. genotipo A1A1 ó fenotipo A1 es f(A1A1) = Nº individuos A1A1 /Nº total individuos Frec. genotipo A2A2 ó fenotipo A2 es f(A2A2) = Nº individuos A2A2 /Nº total individuos Frecuencia del genotipo heterocigoto A1A2 ó fenotipo A1A2 es: f(A1A2) = Nº individuos A1A2/Nº total individuos

• Locus autosómico dominante/recesivo di-alélico. En este caso no hay posibilidad de distinguir a los individuos homocigotos dominantes (AA) de los individuos heterocigotos (Aa), por consiguiente las frecuencias genotípicas son diferentes a las fenotípicas. Para calcular las frecuencias génicas se debe asumir que la población está en Equilibrio de H-W.

Cálculo de frecuencias génicas. Asumiendo equilibrio de H-W, la frecuencia de homocigotos recesivos (aa) en la población es q2, de modo que la frecuencia del alelo recesivo f(a) es q, por lo tanto, podemos calcular q a partir de la frecuencia de individuos recesivos usando la siguiente fórmula:

Frecuencia del alelo recesivo (a) será: f(a) = q = (Nº individuos recesivos aa/ Nº total)1/2 Frecuencia del alelo dominante (A) será: f(A) = q = 1-p

Cálculo de frecuencias genotípicas. En este caso el valor de las frecuencias genotípicas se calculan a partir del Equilibrio de Hardy-Weinberg, como se muestra:

Frecuencia del genotipo homocigoto dominante, f(AA) = p2 Frecuencia del genotipo heterocigoto, f(Aa) = 2pq Frecuencia del genotipo homocigoto recesivo, f(aa) = q2

Cálculo de frecuencias fenotípicas. En este caso sólo hay dos fenotipos distinguibles en la población y su frecuencia se calcula dividiendo el número de individuos de cada fenotipo por el número total de individuos:

Frecuencia del fenotipo dominante, f(A_) = Nº individuos A_ /Nº total individuos. Frecuencia del fenotipo recesivo, f(aa) = Nº individuos aa /Nº total individuos.

• Locus autosómico dominante-recesivo con alelos múltiples. Consideremos un caso con cuatro alelos, como el del color del pelaje en los conejos, donde la relación de dominancia es: Agutí (C) > Chinchilla (cCh) > Himalaya (ch) > Albino (c).

Si llamamos p la frecuencia del alelo agutí, f(C) = p; q a la frecuencia del alelo chinchilla, f(cCh) = q; r a la frecuencia del alelo himalaya, f(ch) = r; y s a la frecuencia del alelo albino, f(c) = s. En una población puede haber cuatro alelos, cuatro fenotipos y diez genotipos, como se muestra en la tabla.

Fenotipo Genotipo Frecuencia esperada H-W

Agutí CC CcCh

Cch Cc

p2 2pq 2pr 2ps

Chinchilla

cChcCh

cChch

cChc

q2

2qr 2qs

Himalaya chch

chc r2 2rs

Albino cc s2

Cálculo de frecuencias génicas. Este cálculo sólo se puede hacer asumiendo equilibrio de Hardy-Weinberg, comenzando el cálculo con la frecuencia del alelo más recesivo (s) y “completando cuadrados” para poder estimar la frecuencia de los otros alelos, como se muestra a continuación:

La frecuencia del alelo recesivo c se calcula como: s = f(c) = (Nº albinos/Total)1/2

La frecuencia del alelo ch se calcula completando el cuadrado del binomio: r2 + 2rs + s2, que como se muestra en la tabla corresponde a los individuos de fenotipo albino e himalaya, de modo que se puede escribir la siguiente igualdad:

r2 + 2rs + s2 = (Nº Albinos + Nº Himalaya)/Total (r + s)2 = (Nº Albinos + Nº Himalaya)/Total r + s = ( (Nº Albinos + Nº Himalaya)/Total) ½

r = ( (Nº Albinos + Nº Himalaya)/Total) ½ - s Esto permite calcular r = f(ch), ya que s se calculo previamente.

La frecuencia del alelo cCh se calcula completando el cuadrado del trinomio: q2 + 2qr + 2qs + r2 + 2rs + s2, que como Ud. observa en la tabla corresponde a los individuos de fenotipo albino, himalaya y chinchilla, de modo que aquí también se puede escribir la siguiente igualdad:

q2 + 2qr + 2qs + r2 + 2rs + s2 = (Nº Albinos + Nº Himalaya + Nº Chinchilla)/Total (q + r + s)2 = (Nº Albinos + Nº Himalaya + Nº Chinchilla)/Total q + r + s = ( (Nº Albinos + Nº Himalaya + Nº Chinchilla)/Total)½

q = ( (Nº Albinos + Nº Himalaya + Nº Chinchilla)/Total)½ - r - s

Esto permite calcular q = f(cCh), ya que r y s se calcularon previamente. Finalmente la frecuencia del alelo dominante C, se calcula como, p = f(C) = 1 - q - r - s.

Cálculo de frecuencias genótipicas. Conociendo las frecuencias génicas el valor de las frecuencias genótipicas se calculan a partir del Equilibrio de H-W, tal como se muestra la tabla anterior en la columna correspondiente.

Cálculo de frecuencias fenotípicas. Como siempre para los fenotipos distinguibles en la población y sus frecuencias se calculan dividiendo el número de individuos de cada fenotipo por el número total de individuos:

Frecuencia fenotipo Agutí (C_) es: f(C_) = Nº individuos agutí /Nº total individuos Frecuencia fenotipo Chinchilla (cCh_) es: f(cCh_) = Nº individuos cCh_/Nº total individuos Frecuencia fenotipo Himalaya (ch_) es: f(ch_) = Nº individuos ch_/Nº total individuos Frecuencia fenotipo Albino (cc) es: f(cc) = Nº individuos cc/Nº total individuos

• Locus ligado al sexo codominante di-alélico. En este caso consideremos que el sexo homogamético es la hembra y el heterogamético el macho, como ocurre con el sistema XY. Si el locus es codominante, en las hembras tenemos tres genotipos (y fenotipos) posibles, en cambio en los machos los individuos son hemicigotos con sólo dos genotipos (fenotipos) en la población.

Hembras Machos

Fenotipo Genotipo Fenotipo Genotipo

A1

XA1 XA1

A1

XA1 Y

A1 A2

XA1 XA2

No existe

No existe

A2

XA2 XA2

A2

XA2 Y

Nota: Para genes ligados al sexo, el cálculo de cualquier frecuencia debe hacerse para CADA SEXO POR SEPARADO.

En las hembras el cálculo de frecuencias génicas, genotípicas y fenotípicas se realiza como sigue:

Frecuencias génicas: La frecuencia del alelo A1 será: f(A1) = (Nº de hembras XA1 XA1 + ½ Nº de hembras XA1 XA2)/ Total de hembras Como sólo hay dos los alelos en la población, la frecuencia del alelo A2 será: f(A2) = 1 - f(A1)

Cálculo de frecuencias genotípicas y fenotípicas. En este caso como se pueden distinguir los tres genotipos de las hembras (a través de su fenotipo) que componen la población el valor de las frecuencias genotípicas y fenotípicas serán las mismas y se calculan dividiendo el número de hembras con un determinado genotipo (o fenotipo) por el número total de hembras:

F. genotipo XA1 XA1 ó fenotipo A1 es f(XA1 XA1) = Nº hembras XA1 XA1/Nº total hembras F. genotipo XA2 XA2 ó fenotipo A2 es f(XA2 XA2) = Nº hembras XA2 XA2/Nº total hembras F. del genotipo heterocigoto XA1 XA2 ó fenotipo A1 A2 es: f(XA1 XA2) = Nº hembras XA1 XA2/Nº total hembras

En los machos por poseer un sólo alelo en cada locus (condición hemicigota), las frecuencias génicas, genotípicas y fenotípicas son iguales, y se calculan simplemente dividiendo en número de machos de un determinado genotipo (o fenotipo) por el total de machos de la población. F. génica f(XA1) = f. genotípica f(XA1 Y)= f. fenotípica = Nº machos XA1 Y/ Nº total machos F.génica f(XA2)= f.genotípica f(XA2 XA2)= f.fenotípica =Nº machos XA2XA2/ Nº total machos

• Locus ligado al sexo dominante/recesivo di-alélico. Nuevamente consideremos que el sexo homogamético es la hembra y el heterogamético el macho (sistema XY). En este caso, el efecto de la dominancia sólo se observa en las hembras, donde habrá tres genotipos y sólo dos fenotipos. En los machos los individuos son hemicigotos con sólo dos genotipos (fenotipos) en la población.

Hembras Machos

Fenotipo Genotipo Fenotipo Genotipo

A

XA XA

A

XA Y

A

XA Xa

No existe

a

Xa Xa

a

Xa Y

Nota: Recuerde que las frecuencias deben calcularse para cada sexo POR SEPARADO. Hembras: Cálculo de frecuencias génicas. Este cálculo es similar al de un locus autosómico, pero sólo considerando las hembras. Frecuencia alelo recesivo, f(Xa) = qh = (Nº hembras recesivos Xa Xa/ Nº total hembras)1/2 Frecuencia alelo dominante, f(XA) = qh = 1- ph

Cálculo de frecuencias gentípicas. En este caso el valor de las frecuencias genotípicas se calculan a partir del Equilibrio de Hardy-Weinberg,

Frecuencia del genotipo homocigoto dominante, f(XA XA) = ph

2

Frecuencia del genotipo heterocigoto, f(XA Xa) = 2ph qh Frecuencia del genotipo homocigoto recesivo, f(Xa Xa) = qh

2

Cálculo de frecuencias fenotípicas. En este caso sólo hay dos fenotipos distinguibles en la población y su frecuencia se calcula dividiendo el número de individuos de cada fenotipo por el número total de individuos:

Frecuencia del fenotipo dominante, f(XA_) = Nº hembras XA /Nº total hembras Frecuencia del fenotipo recesivo, f(Xa Xa) = Nº hembras Xa/Nº total hembras Machos: Los machos poseen sólo un alelo por locus, así las frecuencias génicas, genotípicas y fenotípicas nuevamente son iguales. F.génica pm= f(XA)= f.genotípica f(XA Y)= f.fenotípica f(A) = Nº machos XAY/Nº total machos F.génica qm= f(Xa)= f. genotípica f(Xa Y)= f. fenotípica f(A2) = Nº machos XA1Y/Nº total machos

Para los loci ligados al sexo, sean estos codominantes o dominante/recesivo se pueden calcular FRECUENCIAS GÉNICAS POBLACIONALES, ponderando el valor de la frecuencia génica de las hembras en 2/3 y el valor de la frecuencia génica de los machos en 1/3.

ppoblacional = 2/3 ph

+ 1/3 pm y qpoblacional = 1 - ppoblacional

PRUEBA DE HIPOTESIS PARA EQUILIBRIO DE HARDY-WEINBERG Como fue mencionado previamente el principio Hardy-Weinberg es la ley más importante de la genética de poblaciones, y existe un método estadístico basado en la prueba de X2

para saber si una población se encuentra en equilibrio. El procedimiento es el siguiente:

i. Calcular las frecuencias génicas de la población bajo estudio. ii. Calcular las frecuencias genotípicas esperadas. iii. Determinar el número de individuos esperados. iv. Comparar los individuos observados y esperados con un chi-cuadrado.

Ejemplo: En una población se hizo un muestreo 203 individuos y se encontró que 80 eran de genotipo A1A1, 3 eran de genotipo A1A2 y 120 de genotipo A2A2. Para determinar si la población está o no en equilibrio de Hardy-Weinberg se debe realizar el siguiente procedimiento: i) La frecuencia del alelo A1 es p = f(A1) = (80 + ½ 3)/203 = 0,4

y la frecuencia del alelo A2 es q = f(A2) = 1 - 0,4 = 0,6

ii) Entonces, las frecuencias genotípicas esperadas bajo equilibrio, serán:

Frecuencia del homocigoto A1A1, p2 = (0,4)2 = 0,16

Frecuencia del heterocigoto A1A2, 2pq = 2*(0,4) (0,6) = 0,48 Frecuencia del genotipo homocigoto A2A2, q

2 = (0,6)2 = 0,36 iii) El número de individuos esperados por genotipo será:

Homocigoto A1A1 = 0,16 * 203 = 32,5 individuos Heterocigoto A1A2 = 0,48 * 203 = 97,5 individuos Homocigoto A2A2 = 0,36 * 203 = 73,0 individuos

iv) Prueba de chi-cuadrado: Ho : La población está en equilibrio ((p + q)2 = p2 + 2pq + q2)

H1 : La población NO está en equilibrio ((p + q)2 ≠≠≠≠p2 + 2pq + q2) X

2 calculado = (80 - 32,5)2 /32,5 + (3 - 97,5)2 /97,5 + (120 - 73)2 /97,5 = 191,11

El valor de X2 calculado se compara con el X2 tabla, con n - 2 grados de libertad, se pierde un grado de libertad al estimar las frecuencias génicas y otro al realizar el chi-cuadrado.

En este caso se rechaza la hipótesis nula, pues X2 calculado = 191,11 > X

2 tabla 1gl = 3,841. Por tanto, se concluye que: “la población no está en equilibrio de Hardy-Weinberg para el locus estudiado”.

FACTORES EVOLUTIVOS

Como mencionamos previamente, los factores evolutivos son los que cambian las frecuencias génicas de una generación a la siguiente en la población. Existen dos tipos, los sistemáticos o direccionales y los dispersivos o estocásticos. Entre los primeros podemos mencionar la mutación, migración y selección, que se caracterizan por que se puede conocer la magnitud y dirección del cambio que producen en las frecuencias génicas. Entre los factores dispersivos tenemos la deriva genética y endogamia, sobre los cuales sólo se puede predecir la magnitud del cambio, pero no su dirección. MUTACION. A escala poblacional la mutación es un proceso lento, pues cambia la constitución genética de la población en una tasa muy baja. Las mutaciones, se producen al azar pueden ser dominantes o recesivas, y en las poblaciones pueden ser reversibles. Considere una población que en la generación “cero” en el locus B, el alelo dominante tiene frecuencia po y el alelo recesivo frecuencia qo. Si el alelo B muta a b con una tasa de mutación directa u.

Después de una generación de mutación la frecuencia del alelo dominante p1 será:

p1 = po - u po = po (1 - u )

Generalizando la formula a t generaciones de mutación directa, tenemos: pt = po (1 - u )t

Ahora completemos el sistema, considerando que el alelo b puede retromutar a B en cada generación con tasa v.

Con este modelo, después de una generación de mutación la frecuencia del alelo dominante p1 será: p1 = po - u po + v qo Finalmente, si la mutación directa y reversa siguen afectando el mismo locus se logrará llegar a un equilibrio donde las frecuencias no cambian producto de la mutación: u p = v q, como sabemos que p = 1 - q u (1 - q) = v q u - u q = v q u = v q + u q u = q ( v + u ) q^ = u/( v + u ) Esto mismo se puede realizar para calcular p^ = v/( v + u ), tanto p^ como q^ se conocen como frecuencias de equilibrio bajo un sistema de mutación directa y reversa, y como se puede observar estas frecuencias de equilibrio sólo dependen las tasas de mutación directa (v) y reversa (u). MIGRACION. Este factor también se conoce como “FLUJO GÉNICO” e incluye la inmigración y emigración. El proceso ocurre cuando un grupo de individuos se trasladan de una población a otra y se reproducen con los individuos nativos. La migración cambia las frecuencias génicas, y este cambio es de mayor magnitud si las poblaciones que se juntan han estado aisladas espaciotemporalmente y por varias generaciones. Consideremos dos poblaciones A y B con frecuencias génicas qo y qm, respectivamente. Supongamos que m individuos de la población B emigran a la población A, m se conoce como la tasa de migración y corresponde a la proporción de individuos migrantes presentes en la población mezclada (migrantes + nativos).

Luego de una generación de migración la nueva frecuencia génica en la población A será: q1 = qo (1 - m) + qm m

SELECCION NATURAL. La selección natural produce cambio en las frecuencias génicas pues influye la probabilidad de supervivencia y reproducción de los distintos genotipos. Se llama s a la presión o coeficiente de selección sobre un determinado genotipo y esté toma valores entre cero y uno. Sin selección s = 0, es decir, el genotipo sobrevive y se reproduce. Con selección total s = 1, es decir, el genotipo no sobrevive ni se reproduce. La contraparte del coeficiente de selección se conoce como valor adaptativo o adecuación biológica o eficacia biológica o "fitness" (w). Se calcula como w = 1 - s. La selección puede definirse como la reproducción diferencial de los genotipos, produce cambios de frecuencias génicas que son adaptativos, es el único factor evolutivo que produce adaptación de los individuos al medio ambiente. La selección puede afectar a cualquier genotipo presente en la población, es decir, puede haber selección contra el homocigoto recesivo, dominante o contra el heterocigoto, o contra todos a la vez. Con el modelo general de selección presentado abajo Ud. puede hacer fácilmente todos los cálculos referentes a los problemas de selección sin aprenderse necesariamente las fórmulas, como se le mostrará durante el desarrollo de los problemas en ayudantía. Modelo general de Selección.

Genotipo AA Aa aa Total

Frecuencia p2 2pq q2 = 1 Coef. Selección s1 s2 s3 Adecuación (1 - s1) (1 - s2) (1 - s3)

Aplicación de selección p2 (1 - s1) 2pq (1 - s2) q2 (1 - s2) total ≠≠≠≠ 1

Ajuste del nuevo total a 1 p2 (1 - s1)/total 2pq (1 - s2)/total q2 (1 - s2)/total = 1

Cálculo de nuevas frecuencias Génicas p1 y q1 luego de la selección

Frecuencias genotípicas Generación 1 p1

2 2 p1 q1 q12 = 1

Ud. puede calcular las frecuencias génicas en las siguientes generaciones aplicando el mismo método las veces que sea necesario. DERIVA GENICA. Este factor estocástico se refiere a fluctuaciones aleatorias en las frecuencias génicas debido a error de muestreo de los gametos de una generación a la siguiente. Esto se debe a que sólo una pequeña fracción de los gametos producidos en la población dará origen a la próxima generación. El efecto de la deriva es inversamente proporcional al tamaño poblacional y más específicamente al tamaño efectivo de la población (Ne), que representa el número de progenitores que efectivamente da origen a la nueva generación.

Ne = 4 (Nm * Nh)/ Nm + Nh, Donde Nm es el número de machos y Nh es el número de hembras de la población. La deriva se mide en términos de la desviación estándar de las frecuencias génicas

Deriva = σσσσ = (p q/ 2 Ne)1/2

ENDOGAMIA. La endogamia o consanguinidad se produce por el apareamiento en una población de individuos emparentados y se mide por medio del coeficiente de endogamia (F) de cada individuo, que corresponde a la probabilidad de tener genes idénticos por descendencia. Cada hijo producto de un tipo de cruzamiento consanguíneo tiene un valor de endogamia distinto, como se muestra en la tabla.

Tipo de cruzamiento F

Autofecundación Hermanos completos Padre-hijo Tío(a)-sobrino(a) Primos hermanos Tío(a)-sobrino(a) 2º grado

½ ¼ ¼

1/8 1/8

1/32

A escala poblacional, la endogamia aumenta la frecuencia de genotipo homocigotos a expensas de los heterocigotos, de acuerdo al siguiente esquema:

Genotipo AA Aa aa

Frecuencia sin endogamia

p2

2pq

q2

Frecuencia con endogamia p2 + pq F 2pq - 2pq F q2+ pq F

El coeficiente de endogamia poblacional se calcula promediando los coeficientes de endogamia de los individuos que la componen.

PARENTESCO Y ENDOGAMIA O CONSANGUINIDAD

El parentesco (a) entre un individuo y su ancestro decrece en ½ por cada generación que los separa a ambos. Para dos parientes colaterales (individuos D y E, en el equema) el parentesco decrece en ½ por cada generación que los separa a ambos de su ancestro, la diferencia es que en este caso hay dos líneas de descendencia desde el ancestro común a ambos individuos. Si n1 es el numero de generaciones que separan al ancestro común del individuo D y n2 es el numero de generaciones que separan al ancestro común del individuo E. De modo que, para una vía (circuito que une a ambos individuos pasando por su ancestro común) el parentesco entre ambos individuos es a = ( ½ ) n1 + n2. Algunas veces hay más de una vía que une a ambos individuos (pasando por el ancestro común). En estos casos el parentesco total es la suma del parentesco aportado por cada una cada vías. (Ojo, también puede haber varios ancestros comunes).

a = ΣΣΣΣ ( ½ ) n1 + n2

Sin embargo, el ancestro común puede ser endogámico, por lo tanto a cada vía hay que multiplicarla por (1 + FA), donde FA es el coeficiente de endogamia del ancestro común. Así tenemos que en este caso el parentesco será:

a = ΣΣΣΣ ( ½ ) n1 + n2 (1 + FA) COEFICIENTE DE ENDOGAMIA. La reproducción entre individuos emparentados se denomina consanguinidad o endogamia. La endogamia de un individuo puede medirse por medio del coeficiente de endogamia (F), índice que mide la probabilidad de que un individuo presente genes idénticos por descendencia. El coeficiente de endogamia de cualquier individuo es la mitad del parentesco entre los progenitores del individuo en cuestión: F = ½ a

F = ½ ΣΣΣΣ ( ½ ) n1 + n2 (1 + FA )

F = ΣΣΣΣ ( ½ ) n1 + n2 + 1 (1 + FA )

Pongamos un ejemplo con dos ancestros comunes (A y B) como se muestra en la figura de abajo y calculemos el coeficiente de endogamia para en individuo I. En este caso tenemos dos vías (GDACE y GDBCE) por lo tanto debemos sumar la contribución de cada vía al calcular el valor de F( I ), como se observa en la figura:

En la guía pasada examinamos la consecuencia de la endogamia a nivel poblacional es un aumento de la homocigosis en la población a expensas de la disminución de los heterocigotos. Sin embargo, a nivel individual la consecuencia más llamativa de la endogamia es la aparición de individuos homocigotos para genes recesivos (normalmente genes de efectos deletereos adversos), producto del aumento de individuos homocigotos. Algunos genes recesivos, incluso pueden afectar características productivas debido a efectos pleiotrópicos (busque definición de pleiotrópico) sobre estas. Otro fenómeno asociado es la depresión endogámica, que es la reducción del valor fenotípico promedio de la población en rasgos de importancia económica o relacionados con la adecuación biológica (sobrevivencia y fertilidad).

VIGOR HIBRIDO O HETEROSIS

La heterosis es el fenómeno inverso a la depresión endogamia. Consiste en el aumento del valor fenotípico promedio, en la progenie (F1 ) derivada de un cruzamiento entre líneas parentales endogámicas (P1 y P2 ).

HF1 = µµµµF! - ½ (µµµµP1 + µµµµP2 )