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Aus der Klinik für Kleintiere

der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig und der Abteilung für Neuropathologie

der Charité der Freien Universität Berlin

Histochemische und elektronenmikroskopische Untersuchungen der paravertebralen Muskulatur bei

Hunden mit degenerativen Erkrankungen der Wirbelsäule

Inaugural-Dissertation

zur Erlangung des Grades eines Doctor medicinae veterinariae (Dr. med. vet.)

durch die Veterinärmedizinische Fakultät der Universität Leipzig

eingereicht von Romy Herrschelmann

aus Wolgast

Leipzig 2006

Mit Genehmigung der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig Dekan: Prof. Dr. Karsten Fehlhaber Betreuer: Prof. Dr. Vera Grevel Prof. Dr. Gisela Stoltenburg-Didinger Gutachter: Prof. Dr. Vera Grevel, Klinik für Kleintiere, Universität Leipzig

Prof. Dr. Gisela Stoltenburg-Didinger, Institut für Neuropathologie, Charité, Freie Universität Berlin Prof. Dr. Heinz-Adolf Schoon, Institut für Veterinär-Pathologie, Universität Leipzig Prof. Dr. Thomas Bilzer, Institut für Neuropathologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf

Tag der Verteidigung: 19.01.2006

Für meine Familie

Inhaltsverzeichnis 1 Einleitung 1 2 Literaturübersicht 2 2.1 Die Skelettmuskulatur des adulten Hundes 2 2.1.1 Muskelfasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes 3 2.1.2 Verteilung der Fasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes 5 2.1.3 Unterschiede der Muskelfasertypen hinsichtlich Rasse, Körpermasse,

Alter, Geschlecht und Training 6 2.1.4 Messung des Faserkalibers 8 2.1.5 Bestimmung des Variationskoeffizienten der Muskelfasergrößen 9 2.2 Gewebssyndrome des Skelettmuskels 9 2.2.1 Das myopathische Gewebssyndrom 11 2.2.2 Das entzündliche Gewebssyndrom 11 2.2.3 Das neurogene Gewebssyndrom 12 2.2.4 Metabolische Myopathien 13 2.2.5 Strukturmyopathien in der Skelettmuskulatur 14 2.2.6 Unterscheidungskriterien der Gewebssyndrome 15 2.3 Einfluss neurologischer Störungen auf die Muskulatur 16 2.4 Morphologie und Funktion der Mitochondrien 18 2.4.1 Aufbau der Mitochondrien 18 2.4.2 Struktur der mitochondralen DNS 19 2.4.3 Vermehrung der Mitochondrien 20

2.4.4 Funktion der Mitochondrien 20 2.4.5 Mitochondriopathien 21 2.4.5.1 Mitochondrale Myopathie 21 2.4.5.2 Hypoxidosen 22 2.5 Der Aufbau der Wirbelsäule 23 2.6 Aufgabe und Funktion der Rückenmuskulatur 25 2.7 Rückenmark und begleitende Strukturen 26 2.8 Rückenmarkskompressionen 27 2.8.1 Arten von Rückenmarkskompressionen 27 2.8.1.1 Zervikale Diskopathie 30 2.8.1.2 Thorakolumbale Diskopathie 30 2.8.1.3 Atlantoaxiale Instabilität 31 2.8.1.4 Lumbosakrale Stenose 31 2.8.1.5 Kaudale Zervikale Spondylomyelopathie 32 2.8.2 Diagnose von Rückenmarkskompressionen 33 2.8.3 Operations-Methoden 34 3 Tiere, Material und Methoden 37 3.1 Tiere 37 3.1.1 Klinische Daten der Patienten 37 3.1.2 Art der Rückenmarkskompression 39 3.1.3 Lokalisation der Rückenmarkskompression 40 3.1.4 Auswahl und Entnahme der Muskelbiopsien 44

3.2 Methoden 45 3.2.1 Gefriertechnik der Proben für die Lichtmikroskopie 45 3.2.2 Färbemethoden der Proben für die Lichtmikroskopie 46 3.2.3 Elektronenmikroskopie 51 3.2.4 Morphometrie 53 4 Ergebnisse 55 4.1 Morphologische Veränderungen 55 4.1.1 Neurogenes Gewebssyndrom 57 4.1.2 Myopathisches Gewebssyndrom 64 4.1.3 Lipofuszin in der Skelettmuskulatur 75 4.2 Morphometrische Veränderungen 76 5 Diskussion 78 6 Zusammenfassung 87 7 Summary 89 8 Literaturverzeichnis 91

Abkürzungen BSH Berner Sennenhund Cx Wirbel der Halswirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) GM Gliedmaßen HGM Hintergliedmaßen HWS Halswirbelsäule kDa Kilo Dalton KHT Kurzhaarteckel LHT Langhaarteckel Lx Wirbel der Lendenwirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) RHT Rauhaarteckel Sx Wirbel der Schwanzwirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) Thx Wirbel der Brustwirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) VGM Vordergliedmaße

1 Einleitung

Beim Menschen führen Diskopathien zu schmerzbedingten Schon- und Fehlhaltungen der

Wirbelsäule, die in besonderem Maße die Rückenmuskulatur belasten. Diese Überbean-

spruchung der Muskeln kann zu morphologischen und pathophysiologischen Veränderungen

führen, die in unterschiedlichem Maße histologisch, immunhistologisch und/oder elektronen-

mikroskopisch nachweisbar sind. Bei einigen dieser Patienten ließen die gefundenen Verän-

derungen eine primäre Muskelerkrankung vermuten. Eine solche, in ihrer Funktion insuffi-

ziente Muskulatur, könnte eine Wirbelinstabilität nach sich ziehen und Ursache für eine nach-

folgende Diskopathie sein.

Da der Bandscheibenvorfall beim Hund eine häufige Erkrankung darstellt, sollte der Frage

nachgegangen werden, inwiefern auch der Hund bei einer solchen Erkrankung morphologi-

sche, immunhistologische und/oder elektronenmikroskopische Muskelfaserveränderungen der

Rückenmuskulatur aufweist. Lassen sich Veränderungen diagnostizieren, die als Überbean-

spruchung der Muskulatur interpretiert werden können? Sind muskuläre Reaktionen zu fin-

den, die eine Funktionseinschränkung zur Folge haben? Ergibt sich daraus eine Instabilität,

die eine Bandscheibenerkrankung nach sich zieht?

Um diese Fragestellungen beantworten zu können, wurden während des operativen Eingriffes

bei Hunden mit Diskusprolaps, Diskushernien oder einem Menigiom Rückenmuskelbiopsien

im Seitenvergleich sowie ober- und unterhalb der Kompression des Rückenmarks entnommen

und untersucht. Dazu wurden die Biopsien geteilt und in flüssigem Stickstoff bzw. Glutar-

aldehyd gelagert. Später erfolgten eine lichtmikroskopische und eine elektronenmikros-

kopische Untersuchung. Verschiedene Parameter wurden qualitativ und quantitativ erfasst.

Bei ausgewählten Hunden mit Kompressionen im Bereich der thorakalen und/oder lumbalen

Wirbelsäule wurden die Fasergrößen morphometrisch bestimmt.

Zum jetzigen Zeitpunkt liegen nur wenige systematische Untersuchungen beim Hund vor, die

sich mit morphologischen Veränderungen der Skelettmuskulatur befassen. Meist gehen sie

nicht über eine Betrachtung der Fasergrößen hinaus oder beziehen sich auf bestimmte, meist

selten auftretende, Muskelerkrankungen des Hundes. Feingewebliche und morphometrische

Untersuchungen der Rückenmuskulatur fehlen völlig. Somit bildet die Arbeit zudem eine

Basis für Untersuchungen der Rückenmuskulatur, des wichtigsten Halteapparates der Wirbel-

säule des Hundes.

2 Literaturübersicht

2.1 Skelettmuskulatur des adulten Hundes

Die Muskelfasern des normalen Skelettmuskels weisen histologisch im Querschnitt eine

typische polygonale Konfiguration mit geringen Faserkalibervariationen auf und zeigen

hauptsächlich subsarkolemmal (4-8 pro Faserquerschnitt) gelegene, selten binnenständige

Muskelkerne. Binnenständige Kerne kommen physiologisch v.a. in der Nähe von Muskel-

faszien vor und dürfen dann nicht als myopathische Gewebsveränderung fehlinterpretiert

werden.

Die Muskelfaser setzt sich aus mehreren hundert Myofibrillen zusammen, die u.a. die

kontraktilen Proteine Aktin und Myosin enthalten. Diese Aktin- und Myosinfilamente sind

regelmäßig ineinander verzahnt und bilden auf diese Weise das charakteristische Muster der

quergestreiften Muskulatur.

Der Muskelaufbau stellt sich im Elektronenmikroskop deutlich dar (Abb. 1). Dabei sind die

Filamente so angeordnet, dass die dickeren Myosinfilamente nebeneinander liegend ins-

gesamt die A-Bande der Myofibrille ergeben. In der I-Bande liegen die dünneren Aktin-

filamente. Diese ragen zwischen die Myosinfilamente, erreichen jedoch nicht die gegenüber-

liegenden Aktinfilamente, so dass innerhalb der A-Bande ein helleres Areal, die H-Zone

(Hensens-Zone), bleibt. In dieser H-Zone befinden sich die verdickten Anfangsteile der

Myosinfilamente, diese bilden die sogenannte Mittelscheibe (M-Linie). Die Aktinfilamente

sind an der Zwischenscheibe (Z-Linie), die in der Mitte der I-Bande lokalisiert ist, befestigt

(LEONHARDT 1990).

Der Bereich zwischen zwei angrenzenden I-Banden wird Sarkomer genannt. Viele dieser

wiederkehrenden Sarkomere bilden eine Myofibrille. Die Myofibrillen sind untereinander

durch den intermyofibrillären Raum getrennt (DUBOVITZ und BROOK 1973).

Der Aufbau ist in der folgenden Abbildung 1 schematisch dargestellt.

Abb. 1: Muskelaufbau (nach SAJONSKI und SMOLLICH 1990)

Z=Zwischenscheibe, I=I-Bande, A=Bande, Af=Aktinfilamente, Mf=Myosin-

filamente, H=Hensens-Zone, M=Mittelscheibe

Gruppen von 50-100 Muskelzellen werden durch lichtmikroskopisch nicht immer sichtbare

Bindegewebssepten (Endomysium) zu Fasern zusammengefasst. Die im Endomysium liegen-

den Nervenendigungen und Kapillaren sorgen für die Innervation und Energieversorgung der

Muskelzellen. Durch das Perimysium sind die Fasern zu mit bloßem Auge erkennbaren Bün-

deln zusammengefasst. In diesen liegen zu- und abführende Gefäße und Nervenäste. Auch

diese Faserbündel sind wieder von Bindegewebe, dem Epimysium (Faszie) umschlossen,

welches mit den „untergeordneten“ Bindegewebssepten die Verbindung zu Sehnen, Periost

und Aponeurosen herstellt (DUNN et al. 1984, JERUSALEM 1991).

2.1.1 Muskelfasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes

Alle bisher untersuchten Säugetiere (mit Ausnahme des Hundes), weisen in ihrer Skelett-

muskulatur die Fasertypen-I, -IIA, -IIB und -IIC auf. Beim Hund fehlen Typ-IIB-Fasern

(BRAUND et al. 1978). Die Differenzierung der verschiedenen Muskelfasertypen erfolgt mit

Hilfe histochemischer Färbungen (ATPase Reaktionen), womit das charakteristische Schach-

brettmuster dargestellt werden kann (BRAUND et al. 1978).

Der Fasertyp wird durch das die Faser innervierende Motoneuron bestimmt. Da die Muskel-

fasern einer motorischen Einheit nicht als Gruppe zusammenliegen, sondern mit Muskelfa-

sern anderer motorischer Einheiten vermischt sind, kommt es zu dem für die Skelett-

muskulatur typischen Bild des Schachbrettmusters.

Die Muskelfasern-Typ-I zeichnen sich durch einen hohen Myoglobingehalt und einen Mito-

chondrienreichtum aus. Damit sind sie zur Energiegewinnung durch Oxidation in der Lage.

Sie haben eine relativ langsame Kontraktionsgeschwindigkeit, sind aber zur Dauerleistung

befähigt. Deshalb kommen Typ-I-Muskelfasern hauptsächlich in der Stütz- und Haltemus-

kulatur vor.

Die Muskelfasern-Typ-II sind gekennzeichnet durch einen hohen Myofibrillengehalt, weisen

aber eine deutlich geringere Anzahl an Mitochondrien und Myoglobin auf. Sie besitzen eine

hohe glykolytische und eine nur geringe oxidative Aktivität. Die Kontraktionsgeschwindig-

keit dieser Muskelfasern ist sehr schnell, sie sind also zu kurzfristigen Höchstleistungen

befähigt (SAJONSKI und SMOLLICH 1990).

Die Typ-II-Fasern unterteilen sich beim Hund lediglich in die Subtypen-IIA und -IIC

(BRAUND et al. 1978).

CARDINET et al. (1982) unterscheiden bei Hunden zusätzlich zwischen Typ-IA- und Typ-

IB-Fasern. Sie ordnen dabei die Typ-IB-Fasern als Übergangsform von Typ-IIC- in Typ-IA-

Fasern ein.

Die Typ-IIC-Fasern sind intermediäre, unreife Muskelfasern, welche die Vorstufe der

Subtypen-IIA und -IIB (BROOKE et al. 1971) bzw. Typ-IA-Fasern (CARDINET et al. 1982)

darstellen und in weit geringerer Anzahl, weniger als 10% (BRAUND et al. 1978),

vorkommen.

Zusätzlich konnten von SNOW et al. (1982) in der Muskulatur des Hundes durch Differen-

zierung von Peptiden der schweren Myosinkette, eine weitere Klasse von Typ-II-Fasern

gefunden werden, die sie aufgrund ihrer enzymatischen und immunhistochemischen

Eigenschaften als „nichtklassische Typ-IIB-Fasern“ bezeichnen. LATORRE et al. (1993)

sprechen diese Typ-II-ähnlichen Fasern als „ Typ-II Dog-Fasern“ an.

Bei den meisten Carnivoren und Primaten kann man außerdem Typ-IIM-Fasern nachweisen.

Diese finden sich allerdings nur in Muskeln, die vom dorsalen, mesodermalen Primordium

abstammen (M. temporalis, M. masseter, M. pterygoideus medialis und lateralis, M. tensor

tympani, M. tensor veli palatini) (BUBB und SIMS 1986). Erstmals wurden diese Fasern von

ROWLERSON et al. (1981) beschrieben, die sie in den Kieferschließmuskeln der Katze nach-

wiesen.

ORVIS und CARDINET (1981) ordneten sie aufgrund ihrer histochemischen Eigenschaften

zunächst den Typ-IIC-Fasern zu. MASCARELLO et al. (1982) konnten durch immunhisto-

chemische Untersuchungen zeigen, dass diese in der Kaumuskulatur des Hundes vorkommen-

den Fasern, den Typ-IIM-Fasern der Katze entsprechen.

2.1.2 Verteilung der Fasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes

Die Muskelfasern der Skelettmuskulatur setzen sich beim Hundewelpen zum Zeitpunkt der

Geburt zu 90-95 % aus Typ-IIC-Fasern und 5-10 % Typ-I-Fasern zusammen. Dabei stellen

übergroße Typ-I-Fasern, die einen Anteil von 2-4 % besitzen, eine Besonderheit dar. Diese

Fasern sind größer als alle anderen Fasertypen, weisen binnenständige Kerne auf und schei-

nen mit den von WOHLFART (1937) beschriebenen B-Fasern identisch zu sein. Im Alter von

4-5 Wochen sind diese Fasern nicht mehr nachweisbar (BRAUND und LINCOLN 1981).

Ab der 2. Lebenswoche nimmt der Anteil normalgroßer Typ-I und Typ-II-Fasern zu, und im

Alter von etwa zwölf Wochen entspricht die prozentuale Fasertypenverteilung derjenigen

adulter Tiere (BRAUND und LINCOLN 1981, CARDINET et al. 1982).

Die Verteilung der Fasertypen variiert stark zwischen den verschiedenen Muskeln eines

Hundes, und auch bei homologen Muskeln unterschiedlicher Individuen wurden deutliche

Differenzen gefunden. Es konnten keine signifikanten Abweichungen der Fasertypen-

verteilung zwischen rechter und linker Gliedmaße festgestellt werden (ROSENBLATT et al.

1988, ARMSTRONG et al. 1982, NEWSHOLME et al. 1988).

Der Anteil des Fasertyps-I in der Skelettmuskulatur des Hundes reicht von 14% beim M.

extensor carpi radialis bis zu 100 % im M. anconaeus und M. quadriceps femoris. Reine Typ-

II-Muskeln gibt es nicht (ARMSTRONG et al. 1982).

Entsprechend den Verhältnissen beim Mensch weisen die tiefer liegenden Extensoren von

Hunden im Bereich von Oberarm und Oberschenkel die höheren Anteile an Fasertyp-I (96 %

Caput mediale des M. triceps brachii, 88 % M. vastus intermedius) auf. An Unterarm und

Unterschenkel ist das Verhältnis umgekehrt.

Die eher oberflächlich liegenden, antigravitationswirksamen Muskeln haben höhere Typ-I-

Anteile. So lassen sich beispielsweise im M. flexor digitalis superficialis 89 % und im M.

flexor digitalis profundus nur 30 % Typ-I-Fasern nachweisen (ARMSTRONG et al. 1982).

Zu ähnlichen Ergebnissen sind auch MAXWELL et al. (1977), BRAUND und LINCOLN

(1981), RODRIQUEZ-BARBUDO et al. (1984), NEWSHOLME et al. (1988) und AGUERA

et al. (1990) gekommen.

Innerhalb eines Muskels kann abhängig vom Ort der Biopsieentnahme die Fasertypen-

verteilung variieren (ROSENBLATT et al. 1988). ROSENBLATT et al. (1988) stellten am

Beispiel des M. semitendinosus des Hundes, ähnlich dem Menschen, einen signifikant höhe-

ren Fasertyp-I-Anteil in den tiefer gelegenen Muskelbereichen fest.

NEWSHOLME et al. (1988) konnten ein derartiges Verhältnis für den M. tibialis cranialis

nachweisen.

Auch ARMSTRONG et al. (1982) fanden in der Muskulatur von Ober- und Unterarm sowie

Ober- und Unterschenkel die höchsten Typ-I-Anteile in Knochennähe, mit Ausnahme des

Caput laterale des M. triceps brachii. Den ausgeprägtesten Unterschied konnten sie am M.

vastus lateralis mit 15 % Typ-I-Fasern im oberflächlichen Bereich und 85 % Typ-II-Fasern in

der Tiefe aufzeigen.

Der M. masseter besteht zu 85 % aus Typ-IIM-Fasern (BUBB und SIMS 1986).

2.1.3 Unterschiede der Muskelfasertypen hinsichtlich Rasse, Körpermasse, Alter,

Geschlecht und Training

ROSENBLATT et al. (1988) stellten keinen signifikanten, rassespezifischen Unterschied zwi-

schen den Fasertypenanteilen des M. semitendinosus bei Mischlingen, Beagle und Jagd-

hunden fest.

Gegensätzliche Ergebnisse weisen die Untersuchungen von GUNN (1975, 1978b, 1979a, b)

sowie GUY und SNOW (1981) auf. Sie fanden einen deutlich höheren zahlen- und flächen-

mäßigen Anteil von Typ-II-Fasern (z.T. bis 100 %) am Querschnitt des M. semitendinosus

beim Greyhound im Vergleich zu anderen Rassen. Dieses Ergebnis ist trainingsunabhängig.

RODRIQUEZ-BARBUDO et al. (1984) untersuchten den Querschnitt des M. tibialis cranialis

von Greyhounds, Deutschen Schäferhunden und Foxterriern und fanden ebenfalls erhöhte

Fasertyp-II-Anteile beim Greyhound. Der geringste Anteil Typ-II-Fasern tritt beim Deutschen

Schäferhund auf. Der Foxterrier nimmt eine Mittelstellung ein.

Auch AGUERA et al. (1990) stellten bei Vertretern lauffreudiger Hunderassen (Galgo

Espanol, Podenco Iberico) im M. tibialis cranialis und M. flexor digitalis profundus einen sig-

nifikant höheren Anteil an Typ-II-Fasern fest als bei nicht so lauffreudigen Hunderassen

(Deutscher Schäferhund, Mastin Espanol). Der Anteil der Typ-II-Fasern im M. pectineus, der

eine eher statische als dynamische Funktion hat, ist bei den vier untersuchten Rassen etwa

gleich groß.

ROSENBLATT et al. (1988) und AGUERA et al. (1990) geben für größere und schwerere

Rassen größere Faserdurchmesser an. Insbesondere bei Muskeln, die nicht der Fortbewegung

dienen, korreliert die Fasergröße positiv mit der Größe und Masse der Hunde (AGUERA et

al. 1990).

JULIAN und CARDINET (1961) fanden am M. biceps brachii ebenfalls größere Faserquer-

schnitte bei schwereren Hunden. Diese waren jeweils von einer stärkeren Variation der Faser-

größen bei Hunden mit höherem Gewicht begleitet.

Die Untersuchungen von MAXWELL et al. (1977) ergaben eine ebensolche Korrelation zwi-

schen Körpermasse und Faserfläche.

Auch bei dem Verhältnis der Muskelmasse zur Körpermasse bestehen bei adulten Tieren

deutliche Unterschiede (GUNN 1978a).

Bei Greyhounds läßt sich ein Muskelanteil von durchschnittlich 57,1 % nachweisen. Bei

anderen Hunderassen beträgt er lediglich 43,5 %. Welpen zeigen diese Muskelmassedifferen-

zen nicht (GUNN 1978c).

Dahingegen haben GÄRTNER et al. (1987) bei allen von ihnen untersuchten Säugerspezies

einen etwa gleichen Anteil der Muskelmasse an der Gesamtkörpermasse von etwa 40 % ge-

funden.

CASTLE und REYMAN (1984) fanden im M. fibularis longus von ein- bis zweijährigen

Hunden mittlere Faserdurchmesser, die etwa 5 % größer waren als die Durchschnittswerte der

älteren untersuchten Hunde. Bei über 7 Jahre alten Hunden war der mittlere Faserdurchmesser

5-10 % kleiner als der Durchschnitt aller untersuchten Tiere.

Unterschiede zwischen den Geschlechtern in Bezug auf die Muskulatur scheinen nicht zu

bestehen (GUNN 1975, 1978a, b, c 1979a).

2.1.4 Messung des Faserkalibers

Erste Fasermessungen an Hundemuskeln nahmen SCHWALBE und MAYEDA (1890) und

MORPUGO (1897) vor.

Arbeiten aus jüngerer Zeit zur Faserkalibermessung liegen von FALUDI et al. (1964),

BRAUND et al. (1980a,b,c, 1982, 1985a,b, 1987), BRAUND und LINCOLN (1981),

ARMSTRONG (1982), CASTLE und REYMAN (1984), RODRIQUEZ-BARBUDO et al.

(1984), KORNEGAY et al. (1988), ROSENBLATT et al. (1988) und AGUERA et al. (1990)

vor.

Allerdings wurden bei diesen Untersuchungen unterschiedliche Hunderassen und Methoden

verwendet, so dass die Werte nur eingeschränkt vergleichbar sind.

Seit Beginn der 80er Jahre werden vor allem enzymhistochemisch gefärbte Gefrierschnitte

von Muskelbiopsien zur Messung genutzt.

Aufgrund des polygonalen Erscheinungsbildes der quergeschnittenen Muskelfaser wird der

kleinste mittlere Durchmesser ermittelt, um exakte Ergebnisse zu erzielen (DUBOWITZ und

BROOKE 1973, JERUSALEM und ZIERZ 1991). Diese sogenannte Zwei-Punkt-Methode

hat sich in der Praxis bewährt, da die Muskelfasern in den meisten Fällen leicht schräg und

nicht exakt quer geschnitten sind.

Unter Anwendung der Messung des kleinsten mittleren Faserdurchmessers hat HEINZE

(1994) an Muskelbiopsien von verschiedenen Hunderassen Fasergrößen ermittelt. Dabei han-

delte es sich aber um ein post mortem Untersuchungsgut. Außerdem wurden die Proben in

Formalin fixiert und in Paraffin eingebettet, so dass ein Vergleich nur bedingt möglich ist.

In Paraffinschnitten kommt es, im Gegensatz zum Gefrierschnitt, durch Schrumpfung zu

deutlich reduzierten Faserdurchmessern (BANKER und ENGEL 1994). Dagegen besteht die

Möglichkeit bei den Gefrierschnitten, dass sich die Fasern durch den Gefrierprozess etwas

ausdehnen (MOORE et al. 1971).

2.1.5 Bestimmung des Variationskoeffizienten der Muskelfasergrößen

Der Variationskoeffizient (VK) dient in der Myopathologie als Maß für die Faser-

größenstreuung.

Zur Berechnung des Variationskoeffizienten wird der Mittelwert (Median) der Faser-

durchmesser des jeweiligen Muskelfasertyps und seine Standardabweichung herangezogen.

Diese Standardabweichung beträgt normalerweise weniger als ein Viertel des Durchmessers

der Muskelfaser und liegt gewöhnlich unter 10. Dieser Wert wird mit 1000 multipliziert und

durch den Mittelwert (Median) des Muskelfaserdurchmessers dividiert (JERUSALEM und

ZIERZ 1991).

VK= Standartabweichung x 1000 / Mittelwert

Variationskoeffizienten von normalen Skelettmuskeln des Hundes sind nur bei BRAUND et

al. (1982) für den M. biceps femoris, M. gastrocnemius, M. triceps brachii, M. flexor digitalis

superficialis und bei KORNEGAY et al. (1988) für den M. biceps femoris, M. vastus lateralis

und M. triceps brachii angegeben. Beide Autoren nutzten Gefrierschnitte mit der Darstellung

der myofibrillären ATPase für ihre Untersuchungen.

2.2 Gewebssyndrome des Skelettmuskels

Der Skelettmuskel zeigt unter pathologischen Bedingungen nur eine geringe Anzahl morpho-

logischer Reaktionsweisen. Ein und dasselbe morphologisch veränderte Erscheinungsbild

kann unterschiedliche Ursachen haben. Häufiger sind es mehrere Veränderungen, die ein

spezielles morphologisches Syndrom erkennen lassen und seltener krankheitsspezifische Ein-

zelbefunde, die für die Diagnostik entscheidende Hinweise geben. Nach SEITZ (1965) gibt es

das Gewebssyndrom der neurogenen Atrophie, der Dystrophie und Polymyositis. Etwas allge-

meiner, damit aber weitere Krankheitsbilder einbeziehend, spricht JERUSALEM (1991) vom

myopathischen, vom neurogenen und vom myositischen Gewebssyndrom.

Richtungsweisend für die Interpretation einer Muskelläsion können Veränderungen der

schachbrettartigen Verteilung der Muskelfasertypen sein.

Eine Zusammenfassung der möglichen Reaktionen der Skelettmuskulatur ist nach

SCHRÖDER et al. (1989) in der nachfolgenden Tabelle dargestellt.

Tab. 1: Allgemeine Reaktionen der Skelettmuskulatur (nach SCHRÖDER 1989)

1. Kaliberänderungen

a) Atrophie (DD: Hypoplasie)

b) Hypertrophie (DD: Pseudohypertrophie)

2. Charakteristische Strukturveränderungen

a) Ringbinden und sarkoplasmatische Massen

b) Central-Core- und Target-Fasern

c) Nemalinkörper und Z-Band-Streaming

d) Kernvermehrung, zentrale Kernreihen

e) Mitochondriale Veränderungen

f) Glykogen- und Fettspeicherung

g) Proliferationen des sarkoplasmatischen Retikulums

h) Schwellungen des T-Systems;

(DD: Mitochondrienschwellungen, Artefakte)

i) Sarkolemminvaginationen

j) Aufsplitterungen

3. Formen der Muskelfasernekrose

a) Hyaline Degeneration

b) Fokale Degeneration, Lipophanerose

c) Myophagie

4. Muskelfaserregeneration

a) Satellitenzellproliferation

b) Differenzierung zu Myoblasten, Myozyten, Myotuben, Muskelfasern

5. Entzündliche Erkrankungen des Muskels

a) Autoimmunprozesse

b) Infektion

6. Fibrose, Fettvakatwucherung

7. Tumoren

8. Muskeldefekte

9. Veränderungen der motorischen Endplatte

10. Veränderungen der Muskelspindeln

2.2.1 Das myopathische Gewebssyndrom

Dieses Erkrankungsbild ist hauptsächlich durch Faserkalibervariationen, binnenständige Ker-

ne, Degeneration einzelner disseminierter Muskelfasern oder kleiner Gruppen von Muskelfa-

sern und den Ersatz untergegangener Muskelfasern durch Bindegewebe bzw. bei stärkerer

Ausprägung durch Fettgewebe gekennzeichnet.

In verschiedenen Fällen finden sich kleine entzündliche Infiltrate, die eine Abgrenzung zur

Myositis erschweren können (JERUSALEM und ZIERZ 1991).

Auch das Auftreten von regenerierenden Muskelfasern ist möglich. Spaltbildungen von Fa-

sern finden sich zum einen bei chronischen Myopathien, zum anderen aber auch in hyper-

trophen Fasern bei chronisch neurogenen Prozessen.

Manchmal reichen die morphologischen Befundkriterien nicht aus, um ein chronisch myo-

pathisches von einem chronisch neurogenen Schädigungsmuster zu unterscheiden, so dass

eine neurophysiologische Untersuchung notwendig wird.

2.2.2 Das entzündliche Gewebssyndrom

Wichtigstes Kriterium des entzündlichen Gewebssyndroms ist das entzündliche Infiltrat. Die-

ses kann an verschiedenen Lokalisationen schwerpunktmäßig auftreten. Danach wäre ein vor-

wiegend interstitielles Vorkommen, von einem Vorkommen im Parenchym zu unterscheiden.

Infiltrate im Interstitium führen zu keiner wesentlichen Parenchymalteration, wogegen paren-

chymatöse Infiltrationen schwere Muskelfaserveränderungen hervorrufen können.

Auch eine Bildung von Granulomen (granulomatöse Myositis) ist möglich (JERUSALEM

und ZIERZ 1991).

Mitunter werden kleinherdige Infiltrate auch bei nichtentzündlichen myopathischen oder

neurogenen Muskelschäden gefunden, andererseits sind bei Myositiden häufig nicht in allen

untersuchten Ebenen des Bioptates entzündliche Infiltrationen nachweisbar.

2.2.3 Das neurogene Gewebssyndrom

Eine frische Denervation (innerhalb weniger Wochen) führt zunächst zu einer disseminiert

auftretenden Einzelfaseratrophie, wodurch die Fasern atrophisch werden sowie eckig und

elongiert erscheinen. Im Anschluss daran kommt es zur Reinnervation durch benachbarte

Motoneurone und damit zum Phänomen der „Fasertypengruppierung“. Dabei prägen die re-

innervierten Fasern entsprechend des innervierenden Motoneurons ihre Fasertypen aus

(kollaterale Reinnervation).

Bei schweren chronischen Verläufen, wenn die kollaterale Reinnervation den Prozess nicht

mehr bewältigen kann, kommt es zur „felderförmigen Atrophie“. Dabei treten stark atrophier-

te Muskelfasergruppen neben Fasergruppen mit zum Teil normalen Muskelfaserdurchmessern

auf. Auch Fasern mit einer kompensatorischen Hypertrophie sind zu finden (JERUSALEM

und ZIERZ 1991).

Gelegentlich kann man bei neurogenen Myopathien sogenannte „rimmed vacuoles“ finden,

die jedoch nicht spezifisch für eine bestimmte Erkrankung sind. Darunter versteht man Vaku-

olen, die von einem granulären Material begrenzt werden, welches sich in der HE-Färbung

basophil und in der Gomori-Trichom-Färbung leuchtend rot (fuchsinophil) darstellt. Sie be-

sitzen eine Größe von 2-25 µm (CARPENTER et al. 1978) und liegen häufiger subsarko-

lemmal als zentral. Da der granuläre Vakuoleninhalt während der Aufarbeitung von Kryostat-

schnitten häufig an den Vakuolenrand gedrängt wird und ihn gewissermaßen „austapeziert“,

entsteht das typische lichtmikroskopische Bild der umrandeten Vakuole.

Häufig finden sich unter den Typ-I-Fasern sogenannte Target-Fasern, die erstmals von SHY

und MAGEE (1956) beschrieben wurden. Dabei handelt es sich um zentrale Ausfälle des

intermyofibrillären Netzwerkes. Diese weisen auf eine neurogen bedingte Störung mit einer

stattfindenden Reinnervation hin, sind aber nicht pathognomonisch.

Binnenständige Kerne sind in der Regel nicht oder kaum zu finden, in seltenen Fällen ist das

Bindegewebe vermehrt, gelegentlich kommt es zu Fettvakatwucherung.

Bei besonders schweren Verläufen kann man allerdings diese sonst eher für myopathische

Prozesse typischen Veränderungen finden, man spricht dann von einer Begleitmyopathie.

Selbst kleine Rundzellinfiltrate können ausnahmsweise vorkommen, und so kann die Ab-

grenzung zum entzündlichen wie auch zum myopathischen Gewebssyndrom schwierig sein.

2.2.4 Metabolische Myopathien

Unter diesem Begriff werden strukturelle und funktionelle Störungen der Skelettmuskulatur

zusammengefasst, die durch Stoffwechselveränderungen hervorgerufen werden.

Derartige Muskelveränderungen sind im Falle von Mitochondriopathien durch das Vorkom-

men vergrößerter, vermehrter und irregulär angeordneter Mitochondrien gekennzeichnet.

Obwohl viele Stoffwechselprozesse in den Mitochondrien ablaufen, wird eine Störung der

Adenosintriphosphat-Produktion während der oxidativen Phosphorilierung als Ursache dieses

Krankheitsbildes angesehen. Es kommt zu morphologischen Umbauten der Mitochondrien

und zu verminderter Funktionalität (MORGAN-HUGES 1994, GHADIALLY 1997).

Lichtmikroskopisch und histochemisch sind Vergröberungen des intermyofibrillären Netz-

werks sowie eine Steigerung der oxidativen Enzymtätigkeit festzustellen. Die erhöhte Enzym-

aktivität kompensiert diese Funktionsstörungen aber nicht, so dass es intrazellulär zum ge-

häuften Auftreten von Stoffwechselprodukten wie z. B. Glykogen und Lipid kommt.

Weiterhin lichtmikroskopisch darstellbar sind „ragged red fibres“ (zerrissene rote Fasern). Bei

„ragged red fibres“ handelt es sich um Muskelfasern, die einen subsarkolemmalen Saum von

Mitochondrien aufweisen oder gänzlich von Mitochondrien ausgefüllt sind. Diese lassen sich

gut mit der Gomori-Trichom-Färbung darstellen, in der sie durch intensive fuchsinophile An-

färbung imponieren. Sie sind Ausdruck einer Vermehrung der Mitochondrien, jedoch nicht

spezifisch für mitochondrale Myopathien. Auch im normalen Muskel älterer Menschen wur-

den vereinzelt „ragged red fibres“ nachgewiesen (RIFAI et al. 1995). Diese interpretieren die

Autoren ebenfalls als Funktionsverlust des Mitochondriums hinsichtlich des oxidativen Stoff-

wechsels, allerdings als normalen altersassoziierten Vorgang.

Auch beim Hund sind mitochondriale Myopathien und deren Ursachen in einigen Fällen

beschrieben (HERRTAGE et al. 1979, OLBY et al. 1997, SHELTON et al. 2000, PACIELLO

et al. 2003). Die Autoren gehen von Mutationen der mitochondrialen DNS aus. Diese

Mutation kann maternal erblich prädisponiert sein. Auch ein spontanes Auftreten ist möglich.

Weitere Autoren vermuten als Ursache der mitochondrialen Dysfunktion des Hundes eine

Laktat-Azidose (BREITSCHWERDT et al. 1992, VIJAYASARATHY et al. 1994). Defekte

im oxidativen Metabolismus des Mitochondriums, die in einer intrazellulären Lipid- oder

Glykogenanreicherung münden, können gelegentlich auch bei anderen Hunderassen gefunden

werden (SHELTON 1991). Deren Ursache konnte bisher nur ungenügend geklärt werden.

2.2.5 Strukturmyopathien in der Skelettmuskulatur

Es existiert eine große Anzahl von strukturellen Anomalien der Muskelfasern, die unspe-

zifisch oder, vorwiegend beim Menschen, im Zusammenhang mit einem speziellen Krank-

heitsbild auftreten können. Im Folgenden sollen nur die für die Arbeit relevanten Anomalien

besprochen werden.

Nemaline-Strukturen oder Rods stellen sich mittels der Gomori-Trichom-Färbung als

1-7 µm lange und 1 µm breite Stäbchen in den Muskelfasern dar. Sie bevorzugen die Typ-I-

Fasern.

Ihr Auftreten kann im Zusammenhang mit einer Nemaline-Krankheit (RYAN et al. 2001)

beobachtet werden. Sie treten aber auch bei anderen Myopathien und Neuromyopathien auf

und sind ebenfalls beim Hund (CARDINET 1984, DELAUCHE et al. 1998) beschrieben.

Bei diesen Prozessen ist die Anzahl der Nemaline-Strukturen enthaltenden Muskelfasern we-

sentlich geringer als bei der echten Nemaline-Krankheit (REWCASTLE und HUMPHREY

1965, DAVON et al. 1980).

Sie lagern in der Z-Streifen-Region und scheinen auch vom Z-Streifen-Material auszugehen.

Verschiedene Extraktionsversuche (ENGEL et al. 1966, ENGEL und GOMEZ 1967) haben

aber bisher keine endgültige Klärung über die Zusammensetzung des Rod-Materials ergeben.

Den Hauptbestandteil der Nemaline-Körper stellt α-actinin dar (YAMAGUGHI et al. 1982).

Die Pathogenese der Nemaline-Myopathie ist ebenfalls noch unklar.

Molekulargenetische Untersuchungen lassen jedoch den Schluß zu, dass es sich bei den

Nemaline-Körpern um sekundäre Veränderungen nach kontraktilen Dysfunktionen der

Muskulatur handelt (ENGEL et al. 1966).

Sphärische Sarkoplasmaeinschlüsse finden sich v.a. in den Typ-I-Fasern und erscheinen in

der Gomori-Trichom-Färbung grün (GOEBEL et al. 1978). Es wird angenommen, dass sie

aus verbreiterten, irregulär verlaufenden Z-Streifen entstehen (NAKASHIMA et al. 1970).

Sphärische Sarkoplasmaeinschlüsse kommen bei Denervation (ENGEL 1962), Polymyositis

(SHAFIQ et al. 1967) und verschiedenen anderen Muskelerkrankungen vor (MACDONALD

und ENGEL 1969).

Ein sogenanntes Streaming des Z-Streifens ist charakterisiert durch eine irreguläre Ausdeh-

nung von Z-Streifen-ähnlichem Material in die I- und A-Bande. In experimentellen

Untersuchungen an der Skelettmuskulatur der Ratte geht dieser Strukturanomalie ein Verlust

der Mitochondrien voraus (TICE und ENGEL 1967). Streaming ist die häufigste patholo-

gische Reaktion der Muskelfasern (BANKER und ENGEL 1994). Weniger ausgeprägte For-

men finden sich gelegentlich auch in gesunder Muskulatur.

2.2.6 Unterscheidungskriterien der Gewebssyndrome

Eine Zusammenfassung der wichtigsten Unterscheidungskriterien der einzelnen Gewebs-

syndrome ist in der nachfolgenden Tabelle 2 dargestellt

Tab. 2: Unterscheidungskriterien der Gewebssyndrome (nach JERUSALEM und ZIERZ 1991)

Myopathisches Myositisches Neurogenes

Gewebssyndrom Gewebssyndrom Gewebssyndrom

disseminierte einzelne oder perivaskuläre, perimysiale Faseratrophien und gruppierte oder endomysiale Fasertypengruppierung Muskelfaserdegenerationen entzündliche Infiltrate (Granulome)

zentrale Kerne (>3 %) zentrale Kerne (>3 %) Kernkonglomerate

pathologische pathologische ---- Kalibervariationen Kalibervariationen mit hypertrophen Fasern

Aufsplitterung ---- ----

Bindegewebsvermehrung Bindegewebsvermehrung Bindegewebsvermehrung

fettige Degeneration fettige Degeneration fettige Degeneration

2.3 Einfluss von neurologischen Störungen auf die Muskulatur

In den letzten Jahren gab es eine Anzahl von histologischen Studien bei Menschen mit Er-

krankungen der Wirbelsäule, um einen Einfluß des Krankheitsgeschehens auf die Rücken-

muskulatur herauszuarbeiten. Dabei wurde in erster Linie auf Veränderungen der Faser-

größen und der Fasertypenverteilungen geachtet.

MATTILA et al. (1986) untersuchten M. multifidus-Biopsien von Patienten mit lumbalen

Diskushernien. Sie arbeiteten Target-Fasern in Typ-I-Fasern, felderförmige Atrophien der

Muskelfasern und Fasertypengruppierungen heraus. Sie interpretierten diese Befunde als

Hinweis für stattgefundene Deinnervation und Reinnervation. Sie konnten in ihrer Arbeit

nicht herausstellen, ob allein der Schmerz (ohne Deinnervation) ausreicht, um derartige Ver-

änderungen hervorzurufen.

Ähnliche Befunde erhielten auch WEBER et al. (1997) bei Untersuchungen von Muskelbiop-

sien entnommen von Patienten mit Beschwerden im Lendenwirbelsäulenbereich. Sie konnten

bei 88 % der erkrankten Menschen pathologische Muskelveränderungen feststellen. Auch in

dieser Arbeit wurden Fasertypengruppierungen, Faseratrophien und einzelne strukturelle Um-

bauten gefunden. Sie konnten einen Zusammenhang zwischen Dauer der Schmerzen und ei-

ner Typ-II-Atrophie statistisch absichern. Keinen Zusammmenhang fanden sie zwischen der

Schmerzintensität und dem Ausmaß der Denervationszeichen.

Die Arbeitsgruppe um ZHU et al. (1989) führte histochemische und morphologische Ana-

lysen des M. erector spinae bei Patienten mit lumbalen Diskushernien durch. In 80 % der

Fälle ließ sich eine Fasertyp-II-Atrophie nachweisen. Lediglich 3 der 22 Patienten zeigten

histologisch keine pathologischen Strukturen in der Muskulatur. Die häufigsten Verände-

rungen waren Target-Fasern und binnenständige Muskelzellkerne. Seltener wurden Faser-

typengruppierungen, Bindegewebszubildungen und Mitochondrienaggregationen gefunden.

ZHU et al. (1989) führten Analysen durch, um einen Einfluß von Geschlecht und Alter der

Patienten, Höhe und Seite der Protrusion sowie der Symptomdauer herauszuarbeiten. Dabei

zeigte sich, dass Höhe und Seite der Diskushernie keinen Einfluß auf die muskulären

Veränderungen hatten. Männer wiesen signifikant größere Faserdurchmesser als Frauen auf.

Ebenso statistisch absichern ließen sich die größeren Faserdurchmesser bei jüngeren Patienten

im Gegensatz zu Älteren. Die Faserdurchmesser bei längerer Symptomdauer waren ebenfalls

nachweislich kleiner und die Bindegewebszubildungen deutlich ausgeprägter.

Auch MANNION et al. (1997, 1999, 2000) haben sich mit der paraspinalen Muskulatur von

an Rückenschmerzen erkrankten Menschen befasst. In der Arbeit von 1997 verglichen sie Bi-

opsien der paraspinalen Muskulatur von gesunden Menschen und Menschen mit Schmerzen

im Lendenwirbelsäulenbereich (mit und ohne neurologische Ausfälle). Auffallend war hier

die signifikant erhöhte Anzahl von Typ-IIB-Fasern (schnell kontrahierend, schnell ermüdend)

in der Patientengruppe. Die weiterhin gefundenen Target-Fasern entsprechen den Befunden

vorangegangener Untersuchungen.

Auch diese Autoren konnten nicht klären, ob die Veränderungen Ursache oder Wirkung der

Erkrankung darstellen. Es wäre möglich, dass die Patienten schon vor Erkrankungsbeginn

diese atypische Faserverteilung aufwiesen und damit prädisponiert waren. Die schneller er-

müdende Rückenmuskulatur kann ihre Funktion als Halte- und Stützapparat der Wirbelsäule

nicht mehr ausreichend aufrechterhalten, wodurch es zu stärkerer Beweglichkeit bei Beugung

und damit zu größerem Stress der Wirbelgelenke kommt (DOLAN und ADAMS 1995,

MANNION et al. 1997).

Im Gegensatz zur vorangegangenen Theorie, kann aber auch das Krankheitsgeschehen zu ei-

ner muskulären Veränderung führen. Das heißt, die Erhöhung des Typ-II-Faseranteils reflek-

tiert mikrostrukturell die schmerzinduzierte Inaktivität bzw. Hemmung der normalen Beweg-

ungsabläufe. Dabei stellten MANNION et al. (1997) auch fest, dass dieser Prozess schon

kurze Zeit nach Beginn der ersten Symptome zu verzeichnen ist und bei längerer Krankheits-

dauer einen Endzustand erreicht.

Die Untersuchung des Einflusses von Alter der Patienten und Dauer der Krankheitssymptome

auf die Fasertypenverteilung und die Fasergrößen durch MANNION et al. (2000) wich etwas

von den Ergebnissen anderer Autoren in früheren Arbeiten ab. Die Untersucher stellten eben-

falls eine Geschlechtsdifferenz der Fasergrößen, aber keinen Einfluß des Alters der Patienten

auf die Größe fest. Es konnte auch kein Zusammenhang zwischen der Dauer der Schmerz-

symptomatik und den Fasergrößen, unabhängig welcher Fasertypenzugehörigkeit, gefunden

werden. Lediglich eine Erhöhung des Fasertyp-II-Anteils konnte bei Patienten mit chroni-

schen Rückenbeschwerden statistisch abgesichert werden.

In einer Arbeit von RAMSBACHER et al. (2001) wurden Biopsien der paravertebralen Mus-

kulatur von Menschen mit vertebralen Instabilitäten untersucht. Der Hauptbefund dieser Un-

tersuchung war das Auftreten von „ragged red fibers“ in den Muskelfasern bei über 70 % der

Patienten. Dabei traten in fast allen dieser Fälle auch morphologische Veränderungen der

Mitochondrien auf.

2.4 Morphologie und Funktion der Mitochondrien

2.4.1 Aufbau der Mitochondrien

Mitochondrien sind Zellorganellen mit einem charakteristischen Aufbau und von sehr variab-

ler Größe. Sie sind durchschnittlich 0,2 µm breit und 2-6 µm lang; Riesenformen mit bis zu

10 µm Länge kommen vor (LEONHARDT 1990).

Die äußere Gestalt der kugel-, ei- oder stabförmigen Mitochondrien ist relativ instabil. Sie un-

terliegt im Zusammenhang mit funktionellen Erfordernissen und damit einhergehenden Be-

wegungen einem leistungsbezogenen Strukturwandel, der in Form von Entfaltung oder Rück-

bildung der mitochondralen Innenarchitektur in Erscheinung tritt (LIEBICH 1990).

Dem Mitochondrienaufbau liegt eine doppelte Zytomembran zugrunde. Durch eine glatt ver-

laufende Außenmembran wird das Mitochondrium gegen das umgebende Zytoplasma abge-

grenzt. Im Abstand von 8-10 nm zum Inneren folgt eine Innenmembran, die durch Ausfal-

tungen eine große Oberfläche herstellt (MITCHELL 1961).

In den meisten Fällen sind die Ausfaltungen kulissenartig leistenförmig und stehen quer zur

Längsachse: als Crista-Typ bezeichnet. Die Anzahl der Cristae innerhalb eines Mitochon-

driums ist funktions- und zellabhängig und Ausdruck der mitochondrialen Stoffwechsel-

aktivität. Daher zeigen besonders die Zellen der Muskulatur, der Leber und der Niere eine

hohe Dichte der Cristae. Nach Hungerzuständen ist ihre Zahl reduziert.

Weniger häufig kommen fingerförmige Ausstülpungen in der Längsachse vor: als Tubulus-

Typ bezeichnet. Vorzugsweise sind diese Mitochondrien mit der Synthese von Steroidhor-

monen verbunden (z.B. in Zellen der Nebennierenrinde oder den Leydig-Zellen).

Eine Sonderform sind Mitochondrien mit Prismen oder Sacculi, die z.B. in einigen Nerven-

zellen vorkommen (LIEBICH 1990).

Das von beiden Mitochondrienmembranen begrenzte Spatium intermembranosum bildet das

äußere Kompartiment, das mit dem intracristalen bzw. intratubulären Raum kommuniziert.

Die innere Mitochondrienmembran schließt das funktionell wesentlich bedeutsamere innere

Kompartiment ein, das mit der Mitochondrienmatrix identisch ist (MITCHELL 1961).

Diese enthält nahezu alle Enzyme des Zitratzyklus, Nukleinsäuren, Ribosomen und 30-50 nm

große Matrixgranula, die reich an Kalzium und anderen Ionen sind und bei der Regulation des

inneren Milieus mitwirken (LIEBICH 1990).

Die Anordnung der membranständigen Enzyme folgt einer Ordnung, weshalb Mitochondrien

auch als „geordnete Multienzymsysteme“ bezeichnet werden (LEONHARDT 1990).

Die Mitochondrienmembranen bestehen zu 50-60 % aus Proteinen und zu rund 40 % aus

Lipiden, allerdings mit chemischen Unterschieden der Fettzusammensetzung, die mit Funkti-

onsunterschieden korrelieren.

In der äußeren Membran befinden sich porenbildende Proteine (Porine), die diese für Mole-

küle bis 10 kDa (und damit für die meisten Metaboliten) passiv permeabel machen.

Charakteristische Leitenzyme der äußeren Mitochondrienmembran sind eine flavinhaltige

Aminooxidase sowie eine NADH-Cytochrom-C-Reduktase.

Im Gegensatz zur äußeren ist die innere Mitochondrienmembran für die meisten Metaboliten

impermeabel, dagegen ist sie für die Atmungsgase Sauerstoff und Kohlendioxid passiv durch-

lässig (MITCHELL 1961,1976, RACKER 1970).

2.4.2 Struktur der mitochondralen DNS

Mitochondrien besitzen ein eigenes Genmaterial, DNS und RNS, das den sogenannten Plas-

magenen (extrachromosomalen Genen) zugeordnet wird.

Das Auftreten dieser extranukleären DNS wird mit der Annahme verbunden, dass Mitochon-

drien aus Prokaryonten entstanden sind (GRIVELL 1983). Ihr Anteil am Gesamt-DNS-Gehalt

der Zelle kann bis zu 2 % betragen.

Die DNS der Mitochondrien ist ringförmig und gelegentlich als verzweigte, filamentöse etwa

5 µm lange Nukleotidkette sichtbar. Sie hat im Gegensatz zur nukleären (chromosomalen)

DNS keine Verbindung mit Histonen (CLAYTON und SMITH 1975).

Die RNS, die für die Übertragung der genetischen Informationen verantwortlich ist, liegt in

Form von etwa 12 nm großen Ribonukleoproteingranula in der Matrix.

2.4.3 Vermehrung der Mitochondrien

Mitochondrien sind aufgrund ihres Genoms semiautonome Zellorganellen mit eigener Repli-

kation, Transkription und Translation. Allerdings kodiert die mitochondriale DNS weniger als

5 % der Mitochondrienproteine. Die Hauptmenge wird zellkodiert an zytoplasmatische Ribo-

somen synthetisiert (CLAYTON und SMITH 1975).

Die Mitochondrien vermehren sich grundsätzlich durch Teilung senkrecht zur Längsachse,

der in der Regel die Replikation mitochondrialer DNS vorausgeht.

Sie haben eine Lebensdauer von ungefähr 20 Tagen und werden durch Autophagolysosomen

intrazellulär abgebaut (LIEBICH 1990).

Die Mitochondrienvermehrung ist prinzipiell während des gesamten Lebenszyklus einer Zelle

möglich. Sie dient der Erneuerung der Mitochondrien und der Adaptation der zellulären Stoff-

wechselleistung an aktuelle Erfordernisse, da die Mitochondrienanzahl in enger Beziehung

besonders zum Energiestoffwechsel der betreffenden Zelle steht.

2.4.4 Funktion der Mitochondrien

Die Lebensfähigkeit einer Zelle hängt von der Leistung eigener stoffwechselaktiver Orga-

nellen und vom intrazellulären Stofftransport fester und gelöster Substanzen ab. Zur Auf-

rechterhaltung dieser Funktionen muss die Zelle über eigene Energiequellen verfügen. Diese

Aufgabe übernehmen die Mitochondrien. Sie setzen Energie aus der Zellatmung durch die

oxidative Phosphorylierung frei und bilden außerdem spezielle Stoffwechselenzyme

(BELITZER und TSIBAKOVA 1937, LIPMAN 1941, MITCHELL 1961).

Durch den Abbau von Zucker und Fettsäuren über mehrere Stufen (Endoxidation) entstehen

Wasser und Kohlendioxid. Die dabei freiwerdende Energie steht der Zelle in Form von

Adenosintriphosphat (ATP) zur Verfügung (LIPMAN 1941, MITCHELL 1961).

Zusätzlich sind weitere Stoffwechselleistungen wie z.B. der Harnstoffzyklus oder die

Glukoneogenese an die Mitochondrien gebunden.

2.4.5 Mitochondriopathien

„Zu den Mitochondriopathien gehören alle diejenigen Krankheitsbilder, bei denen sich der

primäre pathogenetische Prozess in den Mitochondrien abspielt.“ (RIEDE und SCHAEFER

1993)

Dazu gehören: - Mitochondrale Myopathien

- Hypoxidosen

- Autoimmunerkrankungen mit mitochondrialen Autoantikörpern

(RIEDE und SCHAEFER 1993).

2.4.5.1 Mitochondrale Myopathien

Um von einer mitochondralen Myopathie sprechen zu können, müssen verschiedene Kriterien

erfüllt sein.

Es bedarf einer morphologisch nachweisbaren Mitochondrienanomalie, einem spezifischen

biochemischen Defekt und einem klinischen Bild, das durch einen Mitochondrienstoff-

wechseldefekt erklärbar ist (JERUSALEM 1991).

Die Ursachen für die Erkrankung können sehr unterschiedlich sein:

1. Defekte im mitochondralen Substrattransport (z.B. Carnitinmangel).

2. Eine Störung der mitochondralen Substratverwertung.

3. Atmungskettendefekte (Komplex I- bis IV-Defizienz).

4. Defekte der Energiekonservierung und -überführung.

5. Eine m-DNS Mutation.

Die Veränderungen der Mitochondrien betreffen sowohl die Skelettmuskulatur als auch das

Gehirngewebe und werden dort als mitochochondrale Enzephalo-Myopathien bezeichnet

(BRENNER et al. 1992, RIEDE und SCHAEFER 1993).

In der Gomori-Trichom-Färbung fallen auf Muskelquerschnitten irregulär konfigurierte

Muskelfasern mit roten Granula, „ragged red fibres“, auf. Elektronenmikroskopisch sind die

Mitochondrien meist vergrößert, abnorm gebaut und enthalten parakristalline Einschlüsse

(JERUSALEM 1991, RANDAL 1991, GRUBER et al. 2002).

2.4.5.2 Hypoxidosen

Hypoxidosen sind Krankheitsbilder, deren Pathogenese in einer Störung der oxidativen

Energiegewinnung besteht (RIEDE und SCHAEFER 1993).

• Hypoxämische Hypoxidosen

Sie werden durch einen zu geringen Sauerstoffgehalt des arteriellen Blutes aufgrund von

Ventilationsstörungen (Verlegung der Atemwege), pulmonale Perfusionsstörungen (z.B.

Emboli), Diffusionsstörungen (Behinderung des pulmonalen Gasaustausches) oder durch eine

Verminderung des Sauerstoffpartialdruckes in der Außenluft hervorgerufen (RIEDE und

SCHAEFER 1993).

• Ischämische Hypoxidosen

Sie werden durch eine unzureichende Versorgung des Gewebes mit sauerstoff- und nährstoff-

reichem Blut verursacht. Neben diesem Mangel an Substraten ist auch der Abtransport von

Stoffwechselendprodukten und Kohlendioxyd reduziert, so dass eine Gewebsazidose entsteht.

Gründe dafür können Gefäßstenosen und Gefäßverschlüsse durch Thromben oder Emboli sein

(RIEDE und SCHAEFER 1993).

• Hypoglykämische Hypoxidosen

Sie sind die Folge einer unzureichenden Bereitstellung oxydierbarer Substanzen durch

mangelnde Nahrungszufuhr (z.B. Hungern), Malabsorption oder Maldigestion (RIEDE und

SCHAEFER 1993).

• Histotoxische Hypoxidosen

Sie entstehen durch eine Blockierung der intrazellulären Energiegewinnnung, z.B. Ent-

kopplung der oxydativen Phosphorylierung und ATP-Bildung, Störung des Elektronen-

transportes oder Behinderung der Substrataufnahme in die Zelle (RIEDE und SCHAEFER

1993).

2.5 Aufbau der Wirbelsäule

Im Laufe der embryonalen Entwicklung der Wirbelsäule entsteht bei den Vertebraten ein zell-

reicher Achsenstrang, die sogenannte Chorda dorsalis. Diese wird in der frühen embryonalen

Phase durch knorpelige und knöcherne Wirbelsäulenbestandteile ersetzt.

Das Wachstum der Wirbelkörper erfolgt von der Proliferationszone der Knorpelendplatten

her, die beim Hund mit ca. 11 Monaten geschlossen sind (HARE 1961).

Die Wirbelsäule, Columna vertebralis, besteht aus den Wirbeln, den Zwischenwirbelscheiben

und den dazugehörigen Bandstrukturen. Die Wirbel setzen sich aus dem Körper (Corpus

vertebrae), dem Wirbelbogen (Arcus vertebrae), den Fortsätzen zur Kraftübertragung

(Processus transversi, Processus spinosi) sowie den Gelenkfortsätzen (Processus articulares)

zu den benachbarten Wirbeln zusammen. Die aneinandergereihten Wirbelbögen bilden den

dorsalen und lateralen Anteil des Wirbelkanals (Canalis vertebralis), in dem das Rückenmark

eingeschlossen ist.

Zwischen jedem Wirbelpaar befindet sich ein Foramen intervertebrale, durch welches die Spi-

nalnerven und Gefäße hindurchtreten.

Die Wirbelsäule des Hundes weist 7 Hals-, 13 Brust-, 7 Lenden-, 3 Kreuz- und eine unter-

schiedliche Anzahl an Schwanzwirbeln auf (NICKEL et al. 1992).

Zwischen den Wirbelkörpern liegen die Bandscheiben. Sie bestehen aus einem Anulus

fibrosus (bindegewebiger und knorpeliger äußerer Ring) und einem Nucleus pulposus (innerer

Gallertkern).

Der Anulus fibrosus besteht aus bindegewebigen Faserzügen, die lamellenartig zwischen den

Endplatten der Wirbelkörper verlaufen. Zum Zentrum der Bandscheibe hin verliert er seine

typische Struktur und besteht eher aus faserknorpligen Anteilen (NICKEL et al. 1992).

An der ventralen Seite ist der Anulus ca. 1½ bis 3-fach so dick wie an der dorsalen Seite

(EVANS 1993).

Der Nucleus pulposus liegt somit exzentrisch in der Bandscheibe (THATCHER 1989). Er

stellt ein Überbleibsel der Chorda dorsalis dar. Er besteht aus einem Kollagengitter, das in

eine gelatinöse Masse aus Chondrozyten, Hyaluronsäure, Chondroitinsulfat und Keratinsulfat

eingebettet ist (THATCHER 1989).

Funktionell puffern die Zwischenwirbelscheiben die Bewegungen der einzelnen Wirbel

gegeneinander ab, wobei der Druck auf den Nucleus pulposus nach allen Seiten verteilt auf

den Anulus fibrosus weitergegeben und dort in Spannungskräfte umgewandelt wird (NICKEL

et al. 1992).

Lediglich zwischen dem ersten und zweiten Halswirbel (Atlas und Axis) befindet sich eine

gelenkige Verbindung, welche die Drehung des Kopfes ermöglicht.

Im Wesentlichen erfüllt die Wirbelsäule eine Halte- und Ausgleichsfunktion. Kräfte in Form

von Spannungs-, Stoß- und Druckbelastungen werden durch verschiedene Mechanismen

kompensiert und/oder übertragen.

Eine wichtige Rolle spielen dabei auch die Bänder innerhalb und außerhalb des Wirbelkanals.

Es gibt vier bedeutende Bänder zwischen dem 1. und 2. Halswirbel. Das wichtigste ist das

Lig. transversum atlantis, das von der linken zur rechten Atlasseite verläuft und dabei den

Dens axis überquert. Außerdem befinden sich am Wirbelboden von Atlas und Axis noch das

Lig. apicis dentis und die Ligg. alaria. Dorsal verläuft das Lig. atlantoaxiale (NICKEL et al.

1992).

Weiterhin von Bedeutung sind das dorsale und ventrale Lig. longitudinale, welche die Wirbel

von Hals bis Schwanz miteinander verbinden. Die Fasern des Lig. longitudinale dorsale sind

im Bereich des Intervertebralspaltes etwas dünner und verschmelzen mit den Fasern des

Anulus fibrosus. Außerdem wurden in diesem Ligament Schmerzfasern nachgewiesen

(FORSYNTHE und GHOSHAL 1984).

Zwischen den Rippenköpfchen (außer Th1, Th12 und Th13) verläuft das Lig. intercapitale

unter dem Lig. longitudinale dorsale. Mit dem Vorhandensein dieses Ligamentes lässt sich

auch die geringe Inzidenz von Bandscheibenvorfällen im Bereich zwischen dem 2. bis 11.

Thorakalwirbel erklären (THATCHER 1989, TOOMBS und WATERS 2003).

Außerhalb des Wirbelkanales befinden sich noch Bänder zwischen und auf den Processus

spinosi, zwischen den Processus transversus und den Processus articulares (NICKEL et al.

1992).

Von großer Bedeutung für die frühzeitigen degenerativen Wirbelsäulenerkrankungen ist die

besondere Stoffwechsellage des adulten Bandscheibenapparates. Mit Blutgefäßen wird nur

der äußere Anteil des Anulus fibrosus versorgt. Die Ernährung des restlichen Gewebes erfolgt

durch Diffusion aus der Peripherie. Außerdem sind sie fortwährenden Druckbelastungen

ausgesetzt (FREWEIN et al. 1986).

2.6 Aufgabe und Funktion der Rückenmuskulatur

Die Rückenmuskulatur stellt das aktive Element des Wirbelsäulensystems dar. Sie ist den un-

terschiedlich gut beweglichen Abschnitten - Hals-, Brust- und Lendenwirbelsäule - dorsal,

lateral und ventral unmittelbar aufgelagert.

Die Mehrzahl der Muskeln liegt in mehreren Schichten kulissenartig zwischen den Quer- und

Dornfortsätzen der Wirbel und wird von den Dorsalästen der Spinalnerven innerviert. Wenige

Muskeln (M. longus colli, M. scalenus) liegen ventral der Querfortsätze im Innervationsgebiet

der Ventraläste der Rückenmarksnerven (BRAUND et al. 1977, HUTTER 1977, KELLER

1963).

Nach funktionellen Gesichtspunkten lässt sich die Muskulatur der Wirbelsäule in zwei große

Gruppen unterteilen:

1. die Aufrichter, Seitwärtsbieger und Dreher der Hals-, Brust- und Lendenwirbelsäule,

2. die Abwärtsbieger der Halswirbelsäule.

Die erste Gruppe besteht aus den langen Hals- und Rückenmuskeln (M. splenius, M. ilio-

costalis, M. longissimus, M. spinalis, M. semispinalis und die Mm. multifidi) und den kurzen

Hals- und Rückenmuskeln (Mm. intertransversarii, Mm. rotatores).

Zu den Abwärtsbiegern der Halswirbelsäule gehören der M. longus colli und die Mm. scaleni

(KRÜGER 1927, NIEDERER 1985).

Neben der Bewegung der einzelnen Wirbelsäulenabschnitte und Wirbel haben die Hals- und

Rückenmuskeln auch eine statische Funktion im Sinne einer Verstärkung von Zusammenhalt

und Tragfähigkeit der Wirbelsäule.

2.7 Rückenmark und begleitende Strukturen

Das Rückenmark bildet mit dem Gehirn das Zentrale Nervensystem. Es liegt im Wirbelkanal

und ist dort von seinen Hüllen (Dura mater und Leptomeninx) umschlossen und wird von

weiteren Strukturen (Gefäße, Fettgewebe usw.) begleitet.

Das Rückenmark geht in Höhe des ersten Halswirbels aus der Medulla oblongata hervor

(BUDRAS u. FRICKE 1991). Es wird durch seine Lage im Wirbelkanal und den segmental

entspringenden Spinalnerven in das Halsmark (Pars cervicalis), das Brustmark (Pars tho-

racica), das Lendenmark (Pars lumbalis), das Kreuzmark (Pars sacralis) und das Schwanz-

mark (Pars coccygea) unterteilt (NICKEL et al. 1992). Sowohl die Länge der einzelnen

Rückenmarkssegmente als auch deren Lage zu den gleichnamigen Wirbeln variiert

(FLETCHER 1993).

Am Hals-Brust-Übergang und im hinteren Bereich des Lendenmarkes weist das Rückenmark

jeweils spindelförmige Anschwellungen auf, die Intumescentia cervicalis bzw. lumbalis. Hier

entspringen die Spinalnerven, die die Vorder- bzw. Hinterextremitäten versorgen und den

Plexus brachialis bzw. lumbosacralis bilden. Hinter der Intumescentia lumbalis verjüngt sich

das Rückenmark in Richtung Schwanz (Conus medullaris) und läuft schließlich als dünner

Endfaden (Filum terminale) aus (FLETCHER 1993).

Durch ein verzögertes Wachstum des Rückenmarkes gegenüber der Wirbelsäule (Ascensus

medullae spinalis) verlaufen die Spinalnerven der letzten Lumbal- und Sakralnerven noch

innerhalb des Wirbelkanals längs des Conus medullaris bis zum Austritt durch die entsprech-

enden Foramina intervertebralia und bilden die Cauda equina (BUDRAS u. FRICKE 1991).

Im Querschnitt lassen sich makroskopisch die graue und die weiße Substanz unterscheiden.

Die zentral gelegene graue Substanz (Substantia grisea) weist einen schmetterlingsförmigen

Querschnitt auf. Sie besteht aus Neuronen, Neuroglia und Blutgefäßen. Median in der grauen

Substanz verläuft der Zentralkanal (Canalis centralis), der mit Liquor cerebrospinals gefüllt

ist.

Umgeben wird die graue Substanz von der weißen Substanz (Substantia alba). Sie besteht aus

myelinisierten und nichtmyelinisierten Axonen, die funktionell und anatomisch (durch längs

verlaufende Rillen und Furchen) in verschiedene Stränge unterteilt werden können (NICKEL

et al. 1992).

Umgeben wird das Rückenmark von seinen drei Häuten (Meningen). Sie gehen kaudal des

Foramen magnum aus den Hirnhäuten hervor. Innen, mit dem Rückenmark direkt verbunden

und sich seinen Formen anschmiegend, befindet sich die Pia mater. Sie stellt eine dünne, ge-

fäßreiche Schicht aus Kollagenfasern und abgeflachten Fibroblasten dar.

Die Spinnwebenhaut (Arachnoidea) ist die mittlere Schicht. Sie ist von der Pia mater durch

den Subarachnoidalraum, in dem sich Liquor cerebrospinalis befindet, getrennt. Pia mater und

Arachnoidea bilden gemeinsam die Endomeninx. Außen liegt die Exomeninx. Sie besteht aus

zwei Blättern, dem Periost, das den Wirbelkanal auskleidet und der Dura mater (Pachyme-

ninx), der die Arachnoidea von innen anliegt. Die Dura mater ist eine derbe, gefäßarme, fibrö-

se Haut, die einen Schlauch um das Rückenmark und die abgehenden Spinalnerven bildet.

Zwischen Periost und Dura mater befindet sich das Cavum epidurale, das mit Fettgewebe,

Lymphgefäßen und einem ventral gelegenen Venenplexus gefüllt ist (THATCHER 1989,

NICKEL et al. 1992, FLETCHER 1993).

2.8 Rückenmarkskompressionen

Im Folgenden soll kurz auf Erkrankungen eingegangen werden, die bei den Hunden vorlagen,

die für eine Muskelbiopsie ausgewählt wurden.

2.8.1 Arten von Rückenmarkskompressionen

Die häufigsten Ursachen für eine Kompression des Rückenmarks beim Hund stellen Band-

scheibenvorfälle dar.

Seltener sind vertebrale Instabilitäten, Neoplasien oder traumatische Einwirkungen von außen

Ursache für eine Schädigung des Rückenmarks.

Degenerative Bandscheibenveränderungen können im Wesentlichen nach zwei unterschied-

lichen Mustern ablaufen. Sie werden aufgrund ihrer Ätiologie nach HANSEN (1952) unter-

teilt. Zum einen spricht man von einer chondroiden Metaplasie. Dabei kommt es zu einer

Wasserabnahme, Degeneration, dystrophischen Verkalkung und Nekrose des Nucleus pulpo-

sus, sowie im weiteren Verlauf des Anulus fibrosus. Der damit verbundene Elastizitätsverlust

des Diskus führt zu verminderter Pufferkapazität und zur Auffaserung des Anulus fibrosus. Es

kommt zur vollständigen Ruptur des Anulus fibrosus und zum Austritt von Nucleus-pulposus-

Material in den Wirbelkanal. Es handelt sich somit um eine Diskusextrusion, einen Diskus-

prolaps oder einen Hansen-Typ-I Vorfall.

Diese Art der Degeneration findet sich in erster Linie bei chondrodystrophen Rassen (z.B.

Dackel, Pekingese, Zwergpudel). Sie beginnt schon im jungen bis mittleren Alter

(SCHOLTYSIK 1962).

Eine zweite Form der Diskusdegeneration ist die fibroide Metaplasie. Es kommt ebenfalls zu

einer Dehydratation und Degeneration des Nucleus pulposus. Dies findet aber erst im fortge-

schrittenen Alter statt.

Bei der fibroiden Metaplasie ist der Anulus fibrosus nicht vollständig, sondern nur partiell

rupturiert, und es kommt zur Vorwölbung in den Wirbelkanal. Man spricht dann von einer

Diskusprotrusion, einer Diskushernie oder einem Hansen-Typ-II Vorfall.

Nach Untersuchungen von GOSH et al. (1975) und GYSLING (1984) ist allerdings die starre

Trennung nach Hansen in chondrodystrophe Hunde mit Prolaps-Typ-I bzw. nichtchondro-

dystrophe Hunde mit Prolaps-Typ-II nicht vollständig aufrechtzuerhalten. Sie fanden bei ein-

zelnen Hunden nichtchondrodystropher Rassen bereits frühzeitige Degenerationen der Zwi-

schenwirbelscheiben. Ebenso konnte RIST (1982) bei Sektionen an 38 Dackeln in immerhin

17 Fällen Vorfälle vom Hansen-Typ-II nachweisen.

Auch GREVEL und COP (1992) fanden bei Hunden großer Rassen (also nichtchondro-

dystropher Rassen) Diskusprolapsus mit vollständiger Ruptur des Anulus fibrosus.

Deutlich seltener als degenerative Bandscheibenveränderungen sind vertebrale Instabilitäten

die Ursache für eine Rückenmarkskompression beim Hund. Instabilitäten sind meistens auf

bestimmte Wirbelsäulenabschnitte beschränkt, die von kranial nach kaudal entsprechenden

Krankheitsbildern zugeordnet werden:

1.) Die Atlantoaxiale Instabilität kann verschiedene Ursachen haben. Der häufigste Grund

ist eine Aplasie oder Hypoplasie des Dens axis. Es können aber auch eine Fraktur des Dens

oder Mißbildung bzw. Ruptur des atlantoaxialen Bandapparates Instabilitäten hervorrufen

(WATSON und DELAHUNTA 1992, WHEELER 1992).

2.) Die kaudale zervikale Spondylomyelopathie (KZS; Wobbler Syndrom) kann ebenfalls

verschiedene Ursachen aufweisen. Die häufigste Lokalisation bei Deutschen Doggen ist zwi-

schen dem 4. und 5. bzw. 5. und 6. Halswirbel; beim Dobermann zwischen dem 5. und 6.

bzw. dem 6. und 7. Halswirbel (LEWIS 1989, JURINA 1996, 2002a). Die KZS kann durch

verschiedene Veränderungen hervorgerufen sein. Es können dynamische und nichtdynami-

sche Diskusprotrusionen, spondylotische Zubildungen, Stenosierung des Wirbelkanals durch

Malformation der Wirbel, Gelenkkapselproliferationen oder Hypertrophie des Lig. flavum die

Ursache für eine Kompression des Rückenmarks sein (DENNY et al. 1977, LEWIS 1992,

SEIM und WITHROW 1982).

3.) Die lumbosakrale Stenose oder das Cauda Equina Syndrom entstehen in Folge von

Veränderungen am Übergang von Lendenwirbelsäule zum Kreuzbein. Das Rückenmark endet

bei den großen Hunden meist auf der Höhe des 5. bis 6. Lendenwirbels, so dass sich lumbo-

sakral nur noch vom Rückenmark abgehende Nervenwurzeln (Cauda equina) befinden. Die

Kompression der Cauda equina oder einzelner Nervenwurzeln kann durch Instabilität im

Lumbosakralgelenk, Stenosierung des Wirbelkanals durch Malformation der Wirbel, Diskus-

protrusion, Weichteilgewebsproliferation oder einer Osteochondrosis des Os sacrum verur-

sacht werden (JAGGY et al. 1987, LANG et al. 1992, WHEELER 1992).

Neoplasien im Bereich der Wirbelsäule treten vergleichsweise selten auf, präsentieren sich

aber häufig mit einer ebenso ausgeprägten Symptomatik wie Diskopathien oder Traumata.

Die erkrankten Tiere sind in der Mehrzahl mittleren bis hohen Alters, doch auch beim jungen

Hund kann eine Neoplasie die Ursache sein (SUMMERS et al. 1988).

Es sind viele verschiedene Tumorarten beschrieben, aber nur mit wenigen Fällen histologisch

belegt (BAGLEY et al. 1993).

Spinale Neoplasien werden, wie auch alle anderen Rückenmarkskompressionen, nach ihrer

Lokalisation zum Rückenmark unterteilt. Extradural gelegene Tumoren kommen mit etwa

50 % am zahlreichsten vor. Intradurale-extramedulläre Veränderungen sind bei etwa 35 % der

Hunde zu finden, seltener sind intramedulläre Neoplasien (PRATA 1977).

Nicht selten sind neben den primären Tumoren auch sekundäre neoplastische Veränderungen

im Sinne einer Metastasierung Grund für eine Rückenmarkskompression.

2.8.1.1 Zervikale Diskopathie

Es sind häufig kleinwüchsige Hunde, vorwiegend chondrodystropher Rassen (Dackel, Beagle,

Shi-Tzu, Chihuahua) betroffen. Die Tiere sind meist älter als 2 Jahre. Man rechnet mit einem

gehäuften Auftreten im Alter von 6 Jahren. Es liegt keine Geschlechtsprädisposition vor

(DENNY 1978, DALLMANN et al. 1992).

Bei über der Hälfte der in der Klinik vorgestellten Patienten mit zervikaler Diskopathie lassen

sich die klinischen Symptome anamnestisch länger als 14 Tage zurückverfolgen (JURINA

1996, JURINA und GREVEL 2002a).

Das Hauptsymptom der Patienten mit einem Diskusprolaps im Bereich der Halswirbelsäule

sind Schmerzäußerungen bei Bewegung des Halses bzw. bei Palpation der Muskulatur und

der Wirbel (SEIM und PRATA 1982). Sie zeigen häufig eine gesenkte Kopf-Hals-Haltung

(TOOMBS und WATERS 2003).

Aufgrund des größeren Durchmessers des Wirbelkanals im Bezug zum Rückenmark treten im

Bereich der Halswirbelsäule, im Gegensatz zum Thorakalbereich, neurologische Ausfälle sel-

tener auf (BERG 1989).

Lahmheit einer Vordergliedmaße kann Hinweis auf eine Irritation der Nervenwurzel sein.

Monoparesen bis hin zu Tetraparesen sind seltener feststellbar.

Ein Diskusprolaps tritt bei den genannten Rassen am häufigsten zwischen dem 2. und 3.

Halswirbel auf. Die Inzidenz nimmt nach kaudal ab (DALLMANN et al. 1992, JURINA

1996, JURINA und GREVEL 2002a).

2.8.1.2 Thorakolumbale Diskopathie

In dieser Lokalisation tritt ein Diskusprolaps hauptsächlich bei chondrodystrophen Rassen im

Alter von 4 bis 8 Jahren, mit einem Maximum im Alter von 5 Jahren, in Erscheinung. Bei

allen anderen Rassen kommt der thorakolumbale Diskusprolaps deutlich seltener vor, auch

sind die Tiere meist schon im mittleren bis hohen Alter (GREVEL und SCHWARTAU 1997).

Es handelt sich bei den chondrodystrophen Tieren vorwiegend um Hansen-Typ-I Läsionen,

im Gegensatz zu den Hunden anderer Rassen, die in der Mehrzahl Hansen-Typ-II Läsionen

aufweisen.

Über 50 % aller thorakolumbalen Bandscheibenvorfälle finden sich zwischen dem 12. und

13. Brustwirbel bzw. zwischen dem 13. Brust- und dem ersten Lendenwirbel (FUNKQUIST

1962, GREVEL und SCHWARTAU 1997).

Die klinischen Symptome sind je nach Ausmaß der Kompression unterschiedlich. Es gibt

Tiere, die eine Schmerzsymptomatik aber keine bzw. kaum neurologische Defizite zeigen. Sie

sind unwillig zu laufen und fallen durch eine Kyphose und Dolenz bei Palpation der

Wirbelsäule auf.

Neurologische Ausfälle reichen von einer Ataxie der Hintergliedmaßen, einer gehfähigen oder

nichtgehfähigen Paraparese bis hin zur Paraplegie mit oder ohne Erhalt der Tiefensensibilität

(LEVINE und CAYWOOD 1984, GRIFFITHS 1992).

2.8.1.3 Atlantoaxiale Instabilität

Die atlantoaxiale Instabilität wird vor allem bei Zwergrassen (Yorkshire Terrier, Zwergpudel,

Zwergspitz, Pekingese) gesehen. Die häufigste Ursache ist eine kongenitale Hypoplasie oder

eine Aplasie des Dens axis, die zu klinischen Symptomen schon bei sehr jungen Hunden

führt. Bei älteren Tieren sind meist traumatisch bedingte Läsionen der Grund für das Krank-

heitsbild (DENNY 1983, WATSON und DELAHUNTA 1992).

Einzelne Fälle von atlantoaxialer Instabilität sind auch bei größeren Hunderassen beschrieben

(WHEELER 1992).

Die Instabilität verursacht Symptome, die ähnlich denen der zervikalen Diskopathie sind. Das

häufigste Symptom ist eine Schmerzhaftigkeit.

Die neurologischen Defizite reichen von einer Ataxie mit Propriozeptionsstörungen bis zu ei-

ner Tetraparese oder Tetraplegie (GEARY et al. 1967, COOK und OLIVER 1981).

2.8.1.4 Lumbosakrale Stenose

Eine lumbosakrale Stenose wird vorwiegend bei Hunden großwüchsiger Rassen, z.B.

Deutscher Schäferhund, diagnostiziert. Gelegentlich können aber auch kleinere Rassen

Probleme aufweisen. Es erkranken Hunde aller Altersklassen, aber junge Hunde, die zum

Leistungssport eingesetzt werden, scheinen prädisponiert zu sein (CHAMBERS 1989,

WHEELER 1990, 1992).

Die Symptome sind vom Grad der Einengung des Wirbelkanals abhängig. Vorherrschende

Symptome sind Bewegungsunlust und Aufjaulen beim Sprung, intermittierende Lahmheiten

sowie Schmerzhaftigkeit bei Druck auf die Wirbelsäule am lumbosakralen Übergang und

beim Strecken einer oder beider Hintergliedmaßen. Die Tiere zeigen typischerweise einen

aufgekrümmten Rücken mit stark abfallender Kruppe und leicht untergestellten

Hintergliedmaßen.

Lahmheiten der Hintergliedmaße können Ausdruck einer Wurzelreizung sein. Die neuro-

logischen Symptome sind meist nicht ausgeprägt, jedoch sind Mono- und Paraparesen

möglich. Kompressionen mit Beeinträchtigung des Nervus pudendus können Harn- und

Kotinkontinenzen hervorrufen (WHEELER 1990, 1992).

2.8.1.5 Kaudale Zervikale Spondylomyelopathie Es sind hauptsächlich Hunde großer und Riesenrassen betroffen, davon über 80 % Dober-

mann und Deutsche Dogge (BRUECKNER et al. 1989, LEWIS 1989).

Die Mehrzahl der Hunde ist zur ersten klinischen Vorstellung mittelalt bis alt, mit Ausnahme

der Doggen. Bei dieser Rasse sind schon junge Tiere (<1 Jahr) klinisch auffällig.

Es handelt sich um ein multifaktorielles Erkrankungsbild, das eine exakte Aussage über die

Wertigkeit der verschiedenen Ursachen und deren klinische Bedeutung kaum zulässt (SEIM

und WITHROW 1982).

Die Symptome richten sich nach der von der Kompression betroffenen Struktur. Bei einer

Affektion der Spinalnerven (Radikulopathie) fallen vor allem eine Dolenz, Lahmheit einer

oder beider Vordergliedmaßen und, bei entsprechend langer Erkrankungsdauer, eine Atrophie

der Schultermuskulatur auf.

Bei einer Kompression des Rückenmarks (Myelopathie) zeigen die Tiere hauptsächlich eine

Ataxie, die an den Hintergliedmaßen ausgeprägter ist. In besonders schwerwiegenden Fällen

können sich die Hunde auch mit einer Tetraparese präsentieren (LEWIS 1989).

Ein breitbeiniger Stand der Vorder- oder Hintergliedmaßen und eine gesenkte Kopf-Hals-

Haltung stellen das typische Bild eines an kaudaler zervikaler Spondylomyelopathie erkrank-

ten Hundes dar.

2.8.2 Diagnose von Rückenmarkskompressionen

In der Mehrzahl der Fälle sind der Vorbericht und die klinischen Symptome der Tiere schon

ausreichend, um den Verdacht auf eine Rückenmarkskompression äußern zu können. Gele-

gentlich können aber unspezifische Schmerzen und unklare Lahmheiten, die zunächst ein

orthopädisches Problem vermuten lassen, die Diagnosefindung erschweren.

Im Anschluss an die Anamnese, die häufig richtungsweisend ist, folgen die allgemeine und

neurologische Untersuchung. Letztere soll herausstellen:

• handelt es sich tatsächlich um ein neurologisches Problem

• welche neurologischen Defizite liegen vor. Ist das obere oder untere motorische Neuron

betroffen: - Ataxie, gehfähige Para- oder Tetraparese

- nichtgehfähige Para- oder Tetraparese

- Para-/Tetraplegie mit fehlendem Harnabsatz und erhaltenem Tiefenschmerz

- Para-/Tetraplegie mit fehlendem Harnabsatz und fehlendem Tiefenschmerz

(GRIFFITHS 1992)

• in welchem Wirbelsäulenabschnitt und auf welcher Seite ist die Kompression zu

vermuten: - C1-C5

- C6-Th2

- Th3-L3

- L4-S3 (BRAUND 1985)

Gegebenenfalls müssen nichtkompressive und entzündliche Wirbelsäulenerkrankungen aus-

geschlossen werden. Dafür empfiehlt sich neben Blut- und Harnuntersuchungen eine Ana-

lyse des Liquors (CHRISMAN 1992).

Der wichtigste Untersuchungsgang bei Patienten mit Wirbelsäulenerkrankungen ist die radio-

logische Diagnostik. Vorraussetzung für die Anfertigung diagnostisch verwertbarer Röntgen-

aufnahmen sind gute technische Bedingungen und vor allem eine gute Lagerung des Patienten

(FLÜCKINGER 1985, DENNIS 1987). Schon eine geringgradig asymmetrische Lagerung

kann bewirken, dass normale Strukturen röntgenologisch verändert erscheinen, bzw. dass

subtile Veränderungen übersehen werden (BRAWNER und HATHCOCK 2003). Dabei wer-

den zunächst Nativröntgenaufnahmen angefertigt. In einigen Fällen sind diese Aufnahmen

bereits ausreichend für eine Diagnose, denn jede Wirbelsäulenerkrankung ruft eine Anzahl

typischer und indirekter Veränderungen hervor, die im Röntgenbild sichtbar sind.

In der Mehrzahl der Erkrankungsfälle erweist sich aber eine Myelographie als notwendig.

Befindet sich der erkrankte Abschnitt im Bereich der Halswirbelsäule, ist eine Kontrast-

mittelinjektion von zisternal angezeigt. Bei Läsionen, die weiter kaudal zu vermuten sind, er-

folgt die Kontrastmittelgabe lumbal (GREVEL 1994).

Die Myelographie ermöglicht eine Differenzierung der Lokalisation von Veränderungen im

Bezug auf das Rückenmark. So können extradurale von intradural-extramedullären und intra-

medullären Läsionen unterschieden werden (GREVEL 1994).

Bei besonderen Fragestellungen wie z.B. der Verdacht auf eine lumbosakrale Schädigung

kann eine Epidurographie (FEENEY und WISE 1981, GREVEL et al. 1993, ROBERT und

SELCER 1993, GREVEL 1994) und/oder eine Diskographie (SISSON et al. 1992, GREVEL

et al. 1993, GREVEL 1994) notwendig werden.

In vielen Fällen können weitere bildgebende Verfahren wie die Magnetresonanztomographie

(DEHAAN et al. 1993) und Computertomographie die Diagnostik erleichtern.

2.8.3 Operations-Methoden

Aufgrund der Vielzahl von Operationstechniken an der Wirbelsäule bei den unterschied-

lichsten Indikationen sollen im Folgenden nur die Verfahren kurz angesprochen werden, bei

denen im Rahmen der vorliegenden Arbeit Biopsien entnommen worden sind.

Partielle Spondylektomie, Ventrale Dekompression, „Ventral Slot“

Darunter versteht man die Entlastung des Rückenmarks bei Diskusprolapsus oder Diskus-

hernien der Halswirbelsäule durch Herstellen einer Öffnung in den Wirbelkanal von ventral

mit Entfernung von Diskusmaterial (WHEELER und SHARP 1994).

Nach Durchtrennung der oberflächlichen Faszie, der Mm. sternohyoidei und Mm. sterno-

mastoidei wird die Trachea freigelegt. Rechts und unterhalb der Trachea stellt man sich, unter

Schonung des N. laryngeus recurrens, der A. carotis communis und des Truncus vagosym-

paticus den M. longus colli dar. Orientierungspunkte stellen das Tuberculum ventrale des

Atlas, die unterschiedlich ausgeprägten Tuberkel jedes Wirbels, sowie die prominenten

Processus transversus des 6. Halswirbels dar (SWAIM 1974, SEIM und PRATA 1982,

JURINA 1996, JURINA und GREVEL 2002b).

Die Anteile des M. longus colli werden von ihrem Ansatz am Tuberculum ventrale gelöst und

von dem ventralen Wirbelkörper verlagert. Die Zwischenwirbelräume liegen direkt kaudal der

Tubercula ventralia der Wirbel.

Nach Darstellung der entsprechenden Wirbelkörper und des Diskus fräst man eine ovale Rin-

ne bis eine Öffnung in den Wirbelkanal geschaffen ist. Die Öffnung darf maximal 40 % der

Wirbelkörperbreite und ein Drittel der Wirbelkörperlänge auf jeder Seite des Interver-

tebralspaltes betragen (SEIM und PRATA 1982, JURINA 1996).

Hemilaminektomie

Im thorakolumbalen Wirbelsäulenabschnitt wird bei Rückenmarkskompressionen die Hemi-

laminektomie durchgeführt.

In den vorwiegenden Fällen werden nach Durchtrennung des Lig. supraspinale und der Faszie

des M. longissimus dorsi die Processus spinosi mit den inserierenden Mm. multifidi darge-

stellt. Die Muskulatur wird dicht am Knochen abpräpariert und das Wirbelgelenk freigelegt.

Danach wird eine ovale Öffnung in die Lamina quer über den Intervertebralspalt bis in den

Wirbelkanal gefräst (HOLMBERG et al. 1990). Das prolabierte oder sequestrierte Bandschei-

benmaterial wird entfernt.

Dorsale Laminektomie

Die dorsale Laminektomie wird hauptsächlich zur chirurgischen Therapie der lumbosakralen

Stenose eingesetzt (CHAMBERS et al. 1988).

Nach Durchtrennung der Faszie des M. longissimus dorsi erreicht man die Processus spinosi

des 7. Lendenwirbels sowie des Os sacrum und die inserierenden Mm. multifidi. Die Pro-

cessus spinosi werden bis zum Wirbelkörper freipräpariert und eine annähernd rechteckige

Öffnung in den Wirbelkanal geschaffen. Diese nimmt etwa 2/3 der dorsalen Begrenzung des

7. Lendenwirbels ein und reicht über den Intervertebralspalt bis zum kranialen Anteil des 1.

Kreuzwirbels (CHAMBERS et al. 1988, WHEELER 1992).

Wirbeldistraktion und –fusion

Eine Indikation für diese Operation stellen dynamische Kompressionen des Rückenmarks im

kaudalen Halswirbelsäulenbereich dar.

Der Zugang zu den Wirbelkörpern entspricht dem Zugang der ventralen Dekompression. Der

Diskus wird, bis auf einen schmalen Rand der den Wirbelkanal verschlossen hält, zusammen

mit einem Teil der Wirbelkörper ausgefräst.

Die Distraktion kann mit Hilfe verschiedener Techniken erfolgen. Es können Steinmann-Pins

eingebracht werden, die in die Wirbel gedrillt und durch Knochenzement fixiert werden

(BRUECKNER et al. 1989) oder Knochenzement kann zwischen die distrahierten Wirbel-

körper nach der Methode von DIXON et al. (1996) eingebracht werden.

Eine weitere Möglichkeit stellt das Einlegen eines zuvor am Beckenkamm oder dem proxi-

malen Humerus entnommenen Knochenspans in die ausgefräste Rinne zwischen den beiden

Wirbeln nach Distraktion dar. Die anschließende Fixation der Wirbel erfolgt mit einer

Kaspar-Platte (VERA GREVEL, LEIPZIG, 1999, persönliche Mitteilung).

3 Tiere, Material und Methoden 3.1 Tiere 3.1.1 Klinische Daten der Patienten Insgesamt wurden 200 Biopsien von 50 Hunden, die zwischen Juni 1999 und April 2001 ope-

riert wurden, ausgewertet. Dabei handelt es sich um 35 männliche und 15 weibliche Tiere.

Die vertretenen Rassen wurden in chondrodystrophe (n = 33) und nichtchondrodystrophe

Tiere (n = 17) unterteilt. Sie sind in den nachfolgenden Abbildungen 2 und 3 graphisch dar-

gestellt.

0 1 2 3

DSH

Rottweiler

Dobermann

DSH-Mix

Großpudel

Wolfsspitz-Mix

Dalmatiner

BSH

Hannov. Schweißhd.

Ras

se

Anzahl

Abb.2: Rasse und Anzahl der nichtchondrodystrophen Hunde im Untersuchungsgut von 50 Hunden mit Rückenmarkskompressionen

0 5 10 15 20

Teckel

Malteser

Teckel-Mix

Zwergschnauzer

Shi-Tzu

Chihuahua

Cocker Spaniel

Pekingese

Yorkshire

Terrier-Mix

ZwergpudelR

asse

Anzahl

Abb.3: Rasse und Anzahl der chondrodystrophen Hunde im Untersuchungsgut von 50 Hunden mit Rückenmarkskompressionen Unter den chondrodystrophen Hunden waren der Teckel und die Teckel-Mischlinge mit 21

Tieren (63,6 %) am häufigsten vertreten.

Die Tiere waren zum Zeitpunkt der Vorstellung in der Klinik zwischen zwei und elf Jahre alt.

Dabei hatten die chondrodystrophen Hunde ein mittleres Alter von sechs Jahren, die nicht-

chondrodystrophen Hunde von 6,5 Jahren.

Die Erkrankungsdauer lag zwischen einem Tag und zwei Jahren, mit einer durchschnittlichen

Erkrankungsdauer von 25,6 Tagen der chondrodystrophen Hunde und von 160,7 Tagen der

nichtchondrodystrophen Hunde.

3.1.2 Art der Rückenmarkskompression

Es handelte sich bei 60 % der Patienten (n = 30) um eine Rückenmarkskompression aufgrund

eines Diskusprolaps.

Bei sieben Tieren war eine Diskushernie Erkrankungsursache. In sechs Fällen konnte eine

Kaudale Zervikale Spondylomyelopathie mit Diskushernie diagnostiziert werden. Bei vier

Hunden lag eine Lumbosakrale Stenose, bei zwei Hunden eine Kompression der Spi-

nalnerven durch knöcherne Zubildungen am 6. bzw. 7. Halswirbel vor. Ein Hund war an ei-

nem intraduralen, extramedullären Tumor zwischen dem ersten und zweiten Halswirbel er-

krankt.

Eine Zusammenfassung ist in der folgenden Abbildung 4 dargestellt.

307

6

42 1

Diskusprolaps

Diskushernie

Kaudale ZervikaleSpondylomyelopathie

Lumbosakrale Stenose

Spinalnervenkompression

Tumor

Abb.4: Art der Rückenmarkskompression im Untersuchungsgut von 50 neurologisch

erkrankten Hunden

3.1.3 Lokalisation der Rückenmarkskompression

Die Rückenmarkskompression befand sich bei 19 Tieren zervikal, davon in einem Fall zwi-

schen C1 und C2, bei zwei Patienten zwischen C2 und C3. Zwischen C3 und C4 war die

Kompression vier Mal lokalisiert. Der Intervertebralspalt von C4 und C5 war in einem, C5

und C6 in vier und C6 und 7 in sieben Fällen betroffen. Bei acht Tieren konnte die Läsion

thorakal zwischen dem 12. und 13. Brustwirbel gefunden werden. Thorakolumbal (Th13/L1)

wiesen neun Hunde die Kompression auf. Der lumbale Wirbelsäulenabschnitt war in zehn

Fällen betroffen. Davon bei zwei erkrankten Tieren zwischen L1 und L2, sieben zwischen

dem 2. und 3. Lendenwirbel und ein Hund mit einer Kompression zwischen L3 und L4.

Lumbosakral (L7/S1) waren vier Patienten erkrankt.

Eine Zusammenfassung ist in der folgenden Abbildung 5 dargstellt.

02468

101214161820

Zervikal Thorakal (Th12 - 13)

Thorakolumbal(Th13 - L1)

Lumbal Lumbosakral (L7 - S1)

Lokalisation

Anz

ahl d

er H

unde

Abb.5: Lokalisation der Rückenmarkskompression im Untersuchungsgut von 50 neurologisch

erkrankten Hunden

Die Anamnese (A), die klinischen Symptome (S) sowie Diagnose und Lokalisation der

Kompression sind in Tabelle 3 zusammengefasst. Die Gliederung erfolgte nach der Dauer der

Symptome und der Diagnose.

Tab.3: Anamnese, klinische Symptome, Diagnose, Lokalisation von 50 untersuchten Hunden mit Rückenmarkskompression

Nr. Rasse m/w Alter Anamnese/Symptome Diagnose/ Lokalisation

1 RHT m 3J A: seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

Diskusprolaps TH13/L1 ventral und rechts

2 LHT w 8J A: seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

Diskusprolaps TH12/13 ventral und rechts

3 Malteser m 3J A: seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie ohne Tiefenschmerz

Diskusprolaps Th13/L1 ventral

4 LHT w 5J A: seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

Diskusprolaps TH12/13 ventral und rechts

5 LHT m 9J A: seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps L2/3 ventral und links

6 RHT m 9J A: seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

Diskusprolaps L2/3 ventral und rechts

7 LHT w 6J A: seit 2d Bewegungsstörung aller 4 Gliedmaßen S: gehfähige Tetraparese

Diskusprolaps C2/3

8 KHT m 7J A: seit 3d Dolenz Rücken, seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese


9 RHT w 4J A: seit 3d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz

Diskusprolaps TH12/13 links

10 RHT w 6J A: seit 3d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps Th12/13 ventral und rechts

11 KHT w 4J A: seit 3d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz

Diskusprolaps Th13/L1 ventral und links

12 LHT m 5J A: seit 4d Bewegungsstörung der li HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz

Diskusprolaps TH13/ L1 ventral

13 RHT m 4J A: seit 4d Dolenz im Halsbereich S: HWS-Syndrom

Diskusprolaps C3/4

14 Pekingese m 6J A: seit 5d Dolenz Rücken S: nichtgehfähige Paraparese

Diskusprolaps L2/3 ventral

15 Shih - Tzu m 4J A: seit 1 Woche Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps L1/2 ventral

16 KHT w 4J A: seit 1 Woche Dolenz Rücken S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps Th12/13 ventral und links

17 KHT m 6J A: seit 2 Wochen Dolenz Hals S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps C6/7

18 RHT w 3J A: seit 2 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps L2/3 links

19 Chihuahua m 4J A: seit 2 Wochen Dolenz Hals S: HWS-Syndrom

Diskusprolaps C3/4

20 RHT w 5J A: vor 3 Wochen Sturz, seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz

Diskusprolaps TH13/L1 ventral und rechts

21 Malteser m 3J A: seit 3 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese


22 Wolfsspitz- Mix

m 11J A: seit 3 Wochen Dolenz Hals, Bewegungsstörung linke HGM S: HWS-Syndrom, Hemiparese links

Diskusprolaps C4/5

23 Yorkshire m 4J A: seit 6 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

Diskusprolaps TH12/13 ventral

24 Teckel-Mix m 6J A: seit 8 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese


25 Shih - Tzu m 6J A: seit 8 Wochen dolent im Halsbereich S: HWS-Syndrom

Diskusprolaps C3/4

26 Zwerg-schnauzer

mk 10J A: seit 8 Wochen dolent im Rücken- und Halsbereich S: HWS-Syndrom

Diskusprolaps C3/4

27 LHT m 8J A: seit 8 Wochen Dolenz Rücken S: gehfähige Paraparese


28 KHT m 3J A: seit 3 Monaten Dolenz Rücken S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps TH 13/ L1 ventral

29 Teckel-Mix m 7J A: seit 6 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskusprolaps L2/3 ventral und rechts

30 Hannov. Schweißhd.

m 10J A: seit 8 Monaten Bewegungsstörung aller 4 GM S: nichtgehfähige Tetraparese

Diskusprolaps C6/7

31 Cocker

Spaniel m 5J A: seit 2d nach Trauma Bewegungs-

störung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskushernie TH13/ L1

32 DSH-Mix m 6J A: seit 3d Dolenz bei Belastung S: gehfähige Paraparese

Diskushernie L2/3 rechts

33 DSH m 8J A: seit 5d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese

Diskushernie TH13/ L1 links

34 LHT m 8J A: seit 1 Woche Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

Diskushernie L2/3

35 Zwergpudel mk 11J A: seit 3 Wochen Dolenz Hals S: HWS-Syndrom

Diskushernie C2/3

36 Dobermann w 7J A: seit 3 Wochen Bewegungsstörung aller 4 Gliedmaßen S: Tetraplegie, HWS-Syndrom

Diskushernie C5/6

37 DSH m 6J A: seit 6 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: Ataxie HGM rechts>links

Diskushernie TH13/L1 rechts

38 Zwerg-

schnauzer m 7J A: seit 14d Dolenz Hals und steifer Gang

S: HWS-Syndrom zervikale Instabilität C5/6

39 Dobermann m 4J A: seit 1 Monat Bewegungsstörung der HGM, Dolenz im Halsbereich S: Ataxie HGM, HWS-Syndrom

zervikale Instabilität C6/7

40 Rottweiler m 4J A: seit 2 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: Ataxie der HGM


41 Rottweiler m 7J A: seit 3 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese


42 Dobermann w 5J A: seit 4 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: Ataxie der HGM


43 BSH wk 2J A: seit 1 Jahr Bewegungsstörung der HGM S: Ataxie der HGM


44 Großpudel wk 6J A: seit 3 Monaten nach Trauma Dolenz bei

Belastung S: Dolenz lumbosakral

Lumbosakrale Stenose L7/ S1

45 Mix m 9J A: seit 6 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese


46 DSH m 9J A: seit 7 Monaten Schwanken in der Hinterhand, Dolenz Rücken S: Ataxie HGM, Dolenz lumbosakral


47 Rottweiler w 7J A: seit 2Jahren rezidivierende LH linke HGM S: Dolenz lumbosakral


48 Dalmatiner m 9J A: seit 6 Monaten progressive Lahmheit

rechte VGM S: HWS-Syndrom

Spinalnerven-kompression C6/7

49 Großpudel m 8J A: vor 1 Jahr Dolenz Hals, seit 6 Monaten angespannte Muskulatur und Dolenz Rücken S: HWS-Syndrom

Spinalnerven- kompression C5/6

50 Terrier-Mix m 9J A: vor 4 Monaten Sturz, seit 2 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese

extraduraler RM-Tumor C1/2

3.1.4 Auswahl und Entnahme der Muskelbiopsien Bei 50 Hunden wurden während einer Wirbelsäulenoperation Muskelbiopsien entnommen. Es

handelt sich dabei entweder um Proben des M. multifidus (n = 31), des M. longus colli (n =

16) oder des M. splenius (n = 3). Dafür wurden je ein Bioptat kaudal links und rechts des er-

krankten Wirbelsäulensegmentes sowie je ein Bioptat kranial sowohl links als auch rechts

ausgewählt, insgesamt vier Bioptate pro Hund.

Die Entnahme erfolgte zu Beginn der Operation, um größere Artefakte durch Instrumente und

Anästhesie zu vermeiden. Außerdem wurde versucht, möglichst entfernt von der Muskelfas-

zie zu bioptieren, um fasziennahe, myopathieähnliche Veränderungen bei der lichtmikros-

kopischen Untersuchung ausschließen zu können.

Die Verarbeitung wurde unmittelbar nach der Probenentnahme durchgeführt. Der Transport

der Bioptate erfolgte in einer mit isotoner Kochsalzlösung angefeuchteten Kompresse.

Die Muskelbiopsien wurden geteilt und der für die Elektronenmikroskopie vorgesehene An-

teil in Glutaraldehyd fixiert.

3.2 Methoden

3.2.1 Gefriertechnik der Proben für die Lichtmikroskopie

Der für die Lichtmikroskopie genutzte Biopsieanteil wurde mittels Gewebekleber (Kryotec®,

Boehringer Mannheim) auf Korkplättchen aufgebracht und in flüssigem Propan für etwa 20

Sekunden eingefroren. Für diesen Vorgang ist ein Stahlbehälter, mit einlegbarem Sieb für die

Biopsien, hergestellt worden. Dieser Behälter wurde in flüssigen Stickstoff verbracht. Über

eine Kupferspule, ebenfalls von Stickstoff umgeben, wurde Propangas in den Biopsiebehälter

eingeleitet. In das durch diesen Vorgang verflüssigte Propan wurden die Muskelbiopsien für

kurze Zeit eingelegt. Danach konnten die Proben bei ca. -196°C in flüssigem Stickstoff

gelagert werden (GISELA STOLTENBURG-DIDINGER, BERLIN, 1999, persönliche

Mitteilung).

Das kurze „Vorfrieren“ in Propan verhindert das Entstehen von Kristallen im Gewebe, die bei

sofortiger Lagerung im Stickstoff auftreten können und zu Artefakten bei der Verarbeitung

und Auswertung führen würden.

Die nachfolgend beschriebenen Färbemethoden der zu untersuchenden Muskelproben wurden

durch die Mitarbeiter des Labors im Institut für Neuropathologie des Universitätsklinikums

Benjamin Franklin in Berlin durchgeführt. Die Beschreibung und Anwendung der enzym-

histochemischen Färbemethoden beziehen sich auf die Ausführungen in den entsprechenden

Veröffentlichungen (DUBOWITZ 1967, ROMEIS 1968 und 1989, JERUSALEM und ZIERZ

1991).

Für die einzelnen Färbungen wurden an einem Kryostaten (Jung Frigocut 2800 E; Cambridge

Instruments GmbH, Nußloch, Deutschland) Gefrierschnitte mit einer Dicke von 8-20 µm an-

gefertigt. Die Präparate wurden auf unbeschichtete Objektträger aufgebracht.

3.2.2 Färbemethoden für die Lichtmikroskopie

Hämatoxylin-Eosin-Färbung

Zur Darstellung von myopathischen Veränderungen (zentrale Kerne, pathologische Kaliber-

variationen, Zunahme des Bindegewebes, Muskelfasernekrosen) eignet sich die Hämatoxylin-

Eosin-Färbung (HE-Färbung).

Das Hämatoxylin ist ein Farbstoff im Holz des in Südamerika vorkommenden Campeche-

baumes. Der wirksame Farbstoff ist eigentlich sein Oxidationsprodukt Hämatein, aber der

Name Hämatoxylin hat sich in der Nomenklatur durchgesetzt. Um diesen Farbstoff histo-

logisch zur Kernfärbung zu nutzen, wurden verschiedene Alaunsalze zugesetzt (Färbung nach

Rawitz). Damit sich das übrige Gewebe besser differenzieren lässt, wird anschließend eine

mäßige Überfärbung mit Eosin durchgeführt (BEHRENS 1908).

Mit der HE-Färbung stellen sich Muskelfasern rot, das Bindegewebe rosarot und die Kerne

der Muskelfasern, des interstitiellen Bindegewebes und der Gefäßendothelzellen dunkelblau

dar. In Querschnitten können die intermyofibrillären Räume als netzförmige Felderung er-

kennbar sein. Das Zytoplasma unreifer Zellen, insbesondere von Myoblasten, erscheint

schwach graublau (basophil).

1. Aqua dest.

2. Hämalaun nach Mayer (Fa. Merck 1.09249) für 4-5 Minuten

3. kurz in Aqua dest. Spülen

4. kurz in 1 %igem HCl-Alkohol differenzieren

5. in Leitungswasser für 5 min bläuen

6. kurz in Aqua dest. spülen

7. in Eosin (Fa. Merck 1345) bis 1 Minute eintauchen

8. aufsteigende Alkoholreihe mit 70, 80, 90 und 100 %igem Aethanol

9. in Xylol (Fa. Baker grade 8118) geben

10. mit Kryostalon (Fa. Harleko-Mounting, USA) eindecken

Eosin-Stammlösung: 1 %ig mit absolutem Alkohol

Eosin-Gebrauchslösung: Stammlösung 1:1 mit 70 %igem Alkohol

verdünnt und einige Tropfen

Eisessig (Fa. Merck 100056)

1 % HCl-Alkohol: ein Teil 3 %iger HCl-Alkohol in zwei

Teile absolutem Alkohol

Gomori-Trichom-Färbung

In der Gomori-Trichom-Färbung (ENGEL und CUNNINGHAM 1963) erscheinen die Mus-

kelfasern grünblau, das Bindegewebe hellgrün, die Zellkerne rotviolett und das sarkoplasma-

tische Retikulum sowie die Mitochondrien des intermyofibrillären Netzwerkes rot. Die Mark-

scheiden der Nervenfasern färben sich blassrosa.

Durch die Gomori-Trichom-Färbung werden Mitochondropathien mit „ragged red fibers“

deutlicher als in der HE-Färbung sichtbar.

Die Färbung wird folgendermaßen durchgeführt:

1. unfixierte Kryostatschnitte für 5 Minuten in frisch filtrierte Papanicolaou-

Lösung geben

2. Spülen mit Leitungswasser

3. 10 Minuten in Gomori-Lösung geben

4. Spülen in 0,2 %iger Essigsäure (Fa. Merck 100065)

5. Entwässerung in aufsteigender Alkoholreihe

6. in Xylol (Fa. Baker grade 8118) geben

7. mit Kryostalon (Fa. Harleko-Mounting, USA) eindecken

Zusammensetzung der Gomori-Lösung:

A. 0,6 g Chromotrop (=Acid red) 2 R (Fa. Chroma 1 B 259) in 100 ml Aqua

dest. lösen

B. 0,3 g Fast-Green (Fa. Serva FCF 21295) zusetzen

C. 0,8 g Wolframatphosphorsäurehydrat (Fa. Merck 583)

D. 1 ml 1 %igen Eisessig (Fa. Merck 100056) zugeben

E. Einstellung mit 1 N NaOH (Fa. Merck Titrisol 109956) auf einen pH von 3,4

Oil-Red-O-Sudan-IV-Färbung

Durch die Oil-Red-O-Färbung (LILLIE und ASHBURN 1943) und die Sudan-IV-Färbung

werden Neutralfette dargestellt. In den blassblauen Muskelfasern mit dunkelblauen

Kernen findet sich im Normalfall gar kein Fett oder nur sehr kleine Fettpartikel in den

Typ-I-Muskelfasern.

In der vorliegenden Arbeit ist für die Färbung der nicht-membrangebundenen Neutralfette

eine Lösung, die zu gleichen Anteilen aus Sudan-IV (Fa. Chroma 11565) und Oil-Red-O (Fa.

Fluka 75087) besteht, verwendet worden. Die Lipide sind kräftig orange und die Zellkerne

blau gefärbt.

1. Gefrierschnitte von 15-20 µm Dicke

2. Schnitte in Aqua dest. auffangen

3. kurz in 50 %igen Alkohol tauchen

4. mindestens 10 Minuten in Oil-Red-O-Sudan IV-Lösung färben

5. mit Aqua dest. spülen

6. für 5 Minuten in Hämalaun (Mayer) eintauchen (Kernfärbung)

7. mit Aqua dest. spülen

8. Bläuen in Leitungswasser und auf Objektträger aufziehen

9. Trocknen und mit Glyzeringelatine (Fa. Merck Kaiserglyzeringelatine) eindecken

Sudan-IV-Lösung:

1 g Pulver in 200 ml 70 %igem Alkohol lösen. Über Nacht im Brutschrank bei 50°C belassen

und anschließend filtrieren.

Oil-Red-O-Lösung:

Stammlösung: 0,5 g Oil-Red-O Pulver in 100 ml 99 %igem Isopropylalkohol lösen.

Danach 6 Teile der Stammlösung A mit 4 Teilen Aqua dest. mischen, 24 Stunden ruhen

lassen und anschließend filtrieren. Zum Abschluß beide Lösungen zu gleichen Teilen (1:1)

mischen.

Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid-Tetrazolium-Reduktase (NADH-TR)

Die NAD-Hydrogenase gehört zur Gruppe der oxidativen Enzyme (FARBER et al. 1956).

Dieses in den Muskelfasern vorkommende Ferment entzieht dem im Inkubationsmedium be-

findlichen Substrat NADH den Wasserstoff und überträgt ihn auf ein wasserlösliches und

farbloses Tetrazoliumsalz, das durch diese Reduktion in unlösliches, blauschwarz sichtbares

Formazan überführt wird (FARBER et al. 1956).

Diese NADH-Reduktase-Reaktion eignet sich für die Beurteilung der Mitochondrienvertei-

lung und der Unterscheidung der Muskelfasertypen I und II. Muskelfaser-Typ-I erscheint we-

gen des hohen Mitochondriengehaltes dunkelblau, Muskelfaser-Typ-II hellblau. In der vor-

liegenden Arbeit wurde diese Methode zur Darstellung der Target-Fasern benutzt.

Es werden native Kryostatschnitte für 30 Minuten bei 37°C in folgender Lösung inkubiert:

Phosphat-Puffer 10 ml

Nitroblau-Tetrazoliumchlorid (NBT) (Fa. Serva 30515) 10 mg

Nicotinamidadenindinukleotid (NADH) (Fa. Serva 30312) 8 mg

Anschließend werden die Gefrierschnitte mit Aqua dest. gespült und mit Glyzeringelatine (Fa.

Merck Kaiserglyzeringelatine) eindeckt.

Herstellung des Phosphatpuffers:

Stammlösung A: 177,99 Mol Natriumdihydrogenphosphat (NaH2PO4)

(Fa. Merck 6346) entspricht 3,5598 g Na2HPO4 auf

100 ml Aqua dest.

Stammlösung B : 137,99 Mol Dinatriumhydrogenphosphat (Na2HPO4)

(Fa. Merck 6580) entspricht 2,75 g Na2HPO4auf

100 ml Aqua dest.

Von Lösung A werden 81 ml entnommen, dann langsam mit Lösung B auf 100 ml aufgefüllt

bis ein pH von 7,2 – 7,4 erreicht ist. Danach 100 ml Aqua dest. zugeben.

Cytochrom C Oxidase-Reaktion (COX)

DAB-Methode nach Seeligmann

DAB-Lösung (-20°C) 9 ml

Katalaselösung 1 ml

Cytochrom C 10 mg

Succrose 750 mg

DAB-Lösung auftauen, die weiteren Substanzen nacheinander zugeben und lösen.

Durchführung:

1. Inkubationslösung 24 Stunden bei 22°C

2. kurz in Aqua dest. spülen

3. Dehydrieren mit Xylol und Balsam

Myofibrilläre ATPase

Die myofibrilläre ATPase-Reaktion dient in erster Linie der Darstellung und Unterscheidung

verschiedener Muskelfasertypen. Den Schnitten werden ATP und Calcium bei einem pH von

9,4 zugeführt, worauf die myofibrilläre ATPase des Muskelgewebes vom ATP ein Phosphat

abspaltet, das sich mit Calcium zu Calciumphosphat verbindet. Letzteres ist bei alkalischem

pH unlöslich, also am Ort der Enzymaktivität lokalisiert. Mittels Kobaltchlorid und Ammo-

niumsulfid wird Calciumphosphat in Kobaltphosphat und schließlich in das schwarzbraun er-

scheinende, unlösliche Kobaltsulfid umgewandelt. Die myofibrilläre ATPase-Aktivität er-

weist sich bei einem pH von 9,4 im Inkubationsmedium in den Typ-II-Fasern als sehr hoch,

daher erscheinen diese braunschwarz, während die Typ-I-Faser keine oder nur sehr geringe

Enzymaktivität zeigen. Deshalb bleiben die Typ-I-Muskelfasern blass.

Bei einem pH von 4,3 erweisen sich die Reaktionsintensitäten als invers.

Eine feinere Abstufung der pH-Werte ermöglicht eine Differenzierung in weitere Subtypen.

3.2.3 Elektronenmikroskopie

Die elektronenmikroskopische Bearbeitung der untersuchten Muskelbioptate wurde durch die

Mitarbeiterinnen für Elektronenmikroskopie der Abteilung für Neuropathologie, Universitäts-

klinik Benjamin Franklin, durchgeführt.

Für die Untersuchung wird jeweils ein Teil jeder Muskelprobe in Glutaraldehyd fixiert und in

Epoxidharz (Araldit) eingebettet.

Fixation und Einbettung:

1. Fixieren in 2,5 %iger Glutaraldehydlösung für mindestens 12 Stunden

2. Zerlegen der Muskelprobe in 8 längsorientierte, ca. 4 mm lange

Muskelstückchen

3. Spülung in Cacodylatpuffer für eine Stunde

4. Nachfixieren in Osmiumtetroxid 1 % über 12-24 Stunden

5. Spülung in Cacodylatpuffer

6. Entwässerung in Aceton mit aufsteigender Konzentration; bei 70 %igem Aceton,

zusätzlich Beigabe von 0,5%igem Uranylacetat und 1%iger

Phosphorwolframsäure

7. Aralditstammlösung und 2 % Beschleuniger für 4-5 Stunden

8. Einkapselung in Araldit und 2 % Beschleuniger. Bei der Auswahl der Kapseln wird die

Hälfte der Proben für Längsschnitte, die andere Hälfte für Querschnitte orientiert.

9. Brutschrank bei 60°C für 2 Tage

Herstellung von Glutaraldehyd:

2 % Glutaraldehyd wird in Cacodylatpuffer (Konzentration (c) = 0,1 mol/l) angesetzt.

Substanzen:

500 ml Cacodylatpuffer (c = 0,2 mol/l; Cacodylsäure Natrium Trihydrat,

Fa. Roth 5169.2)

420 ml Aqua dest.

80 ml Glutaraldehyd (25 %ige Lösung in Wasser, Fa. Serva 23115)

Durchführung:

Cacodylatpuffer ansetzen (21,403 g Cacodylatsäure ad 500 ml Aqua dest.,

ergibt c = 0,2 mol/l)

420 ml Aqua dest. unter ständigem Rühren zugeben

80 ml Glutaraldehyd unter ständigem Rühren hinzufügen

Normaldruckfiltration durch Aktivkohle (1 Löffel Aktivkohle in

Filterpapier geben und anschließend die Lösung filtrieren)

den pH-Wert auf pH von 7,2 bis 7,4 einstellen

Herstellung des Cacodylatpuffers:

Cacodylatpuffer wird in einer Konzentration von 0,2 mol/l benutzt.

Substanzen:

42,80 g Cacodylsäure (Cacodylsäure Natrium Trihydrat, Fa. Roth 5169.2)

1000 ml Aqua dest.

Durchführung :

Cacodylsäure mit Präzisionswaage einwiegen

Aqua dest. zugeben und unter ständigem Rühren auflösen

Für die Anfertigung der Semidünnschnitte werden die Araldit-Blöcke pyramidenförmig zu-

geschnitten („getrimmt“), anschließend werden am Ultramikrotom mit einem Glasmesser

0,35 mm dicke Schnitte hergestellt, mit Richardson-Lösung (RICHARDSON et al. 1960)

gefärbt, auf Objektträger gegeben und eingedeckt. Anhand dieser Semidünnschnitte werden

die Areale für die Ultradünnschnitte ausgewählt.

Zusammensetzung der Richardson-Lösung:

A. 1 %ige Perjodsäure-Lösung (1 g auf 100 ml Aqua bidest.)

B. 1 %ige Azur II Lösung (1 g auf 100 ml Aqua bidest.)

C. A und B 1:1 mischen = Mallory’s Azur

D. 1 %ige Methylenblau Lösung mit Na-Tetraborat (1 g Methylenblau auf 100 ml

Aqua bidest., 4 g Na-Tetraborat hinzufügen)

E. C und D mischen und filtrieren

Am Ultramikrotom werden Ultradünnschnitte (70 nm) mit einem Diamantmesser angefertigt,

auf mit Folie beschichteten (100 Maschen = mesh) oder unbeschichteten (200 mesh) Netzen

aufgebracht und mit gebrauchsfertiger Bleizitratlösung im Kontrastierungsautomaten (Leica)

bearbeitet.

Die Elektronenmikroskopie wird an einem Zeiss Elektronenmikroskop (Typ EM 10) durch-

geführt und die relevanten Areale bei unterschiedlichen Vergrößerungen von 1: 1700-fach bis

1: 80000-fach fotografiert.

3.2.4 Morphometrie

Die histometrische Untersuchung wurde computergestützt durchgeführt. Durch die computer-

gesteuerte Morphometrie können die unterschiedlichen Muskelfasertypen erfasst und archi-

viert werden (BRUCHER et al. 1986). An je 200 Fasern pro Biopsie sind in der ATPase-

Färbung die Faserdurchmesser, getrennt nach Typ-I- und Typ-II-Fasern, bestimmt worden.

Die Morphometrie-Apparatur besteht aus einem Mikroskop, Videokamera, Monitor und dazu-

gehörigem Computer. Das Mikroskop wird vor jeder Messung identisch eingestellt. Der zu

untersuchende Abschnitt wird auf den Monitor projiziert und dort vermessen.

Das Vermessen erfolgt mit der „Zwei-Punkt-Technik“. Ermittelt wurde dabei der kleinste

Durchmesser nach DUBOWITZ und BROOKE (1973) bzw. JERUSALEM und ZIERZ

(1991). Dies ergibt auch bei schräg getroffenen Fasern die genauesten Werte. Dennoch wurde

darauf geachtet, dass die Messung in einem Bereich mit möglichst korrekt getroffenen Fasern

erfolgte. Anschließend wurden, durch die im Computer aufgenommenen Messwerte, für beide

Fasertypen Mittelwerte und der Variationskoeffizient berechnet.

Auf die Berechnung von in der Humanpathologie üblichen Atrophie- und Hypertrophie-

faktoren wurde wegen des Fehlens von Vergleichsdaten gesunder Tiere in der Literatur und

zu kleiner eigener Datenmenge verzichtet. Auf die Statistik wurde ebenfalls aus den oben

genannten Gründen verzichtet.

4 Ergebnisse

Insgesamt wurden bei 50 Hunden je vier Muskelbiopsien ausgewertet. Jede dieser Biopsien

wurde in fünf Färbemethoden untersucht. Konnten lichtmikroskopisch abnorme Befunde er-

hoben werden, schloss sich eine elektronenmikroskopische und in ausgewählten Fällen eine

morphometrische Untersuchung an.

4.1 Morphologische Veränderungen

Bei drei Tieren konnten keine pathologischen Veränderungen der Muskulatur festgestellt wer-

den. Sieben Hunde wiesen ein neurogenes Gewebssyndrom auf. Zwölf Patienten zeigten eine

myopathisch veränderte Muskelstruktur. Bei 28 Tieren war ein neurogenes Gewebssyndrom

mit einer Begleitmyopathie zu finden.

Eine Übersicht ist Abbildung 6 dargestellt.

Es wurden zunächst die Biopsien der betroffenen Seite sowohl kranial als auch kaudal der Lä-

sion, und anschließend die Biopsien der gegenüberliegenden Seite, kranial und kaudal, unter-

sucht. Da sich keine lokalen Unterschiede der pathologischen Befunde an den verschiedenen

Muskelabschnitten (kranial, kaudal, links und rechts der Läsion) darstellten, wird im Fol-

genden bei Beschreibung der Befunde nicht extra erwähnt an welcher Lokalisation die Biop-

sie entnommen wurde.

37

1228

normale Muskulatur

neurogenesGewebssyndrom

myopathischesGewebssyndrom

neurogen/ Begleitmyopathie

Abb. 6: histopathologische Befunde in den Paravertebralmuskelbiopsien von 50 Hunden mit

Rückenmarkskompressionen

In Abbildung 7 ist das elektronenmikroskopische Bild der Skelettmuskulatur eines Hundes

dargestellt der histologisch keine pathologischen Veränderungen aufwies.

Es handelt sich um ein längsorientiertes Präparat, d.h. die Muskelfasern (Mf) sind längs

angeschnitten und man kann deutlich die gestreifte Muskulatur erkennen. Dazwischen liegt

der Z-Streifen (Z) welcher sich markant dunkler abhebt.

Zwischen den Muskelbündeln befindet sich Fett- und Bindegewebe (F) das sich im

Elektronenmikroskop weiß darstellt. Darin eingelagert sind die dunkel erscheinenden

Mitochondrien (M).

Abb.7: normale Skelettmuskulatur;EM; x4400,LHT (Nr.5), m, 9J, Diskusprolaps;

Erkrankungsdauer: 2 Tage,Muskelfaser (Mf), Z-Streifen (Z), Fett- und Bindegewebe

(F), Mitochondrien (M)

Z

F

M

Mf

4.1.1 Neurogenes Gewebssyndrom

Das neurogene Gewebssyndrom ließ sich in den untersuchten Muskelbiopsien durch verschie-

dene typische Veränderungen nachweisen.

Am häufigsten konnte eine neurogene Atrophie (n = 32) festgestellt werden. Die Atrophie

trat bei allen Tieren der Gruppe mit neurogenem Gewebssyndrom (n=7) und bei 25 Hunden

der Gruppe mit neurogenem Gewebssyndrom und Begleitmyopathie auf.

Die folgende Abbildung 8 zeigt die Muskelbiopsie eines Tieres mit thorakalem Diskuspro-

laps. Auffallend sind stark atrophische Fasern (A) neben Fasern die kompensatorisch hyper-

trophiert (H) sind. Man sieht ein stark ausgeprägtes neurogenes Gewebebild, obwohl eine re-

lativ kurze Erkrankungsdauer von 3 Tagen und eine eher gering- bis mittelgradige neuro-

logische Symptomatik (gehfähige Paraparese) vorlag.

Abb. 8: Neurogene Atrophie (A) mit kompensatorischer Hypertrophie (H) der Skelett-

muskulatur in HE-Färbung; x20, RHT (Nr.10), w, 6J, Diskusprolaps; Erkran-

kungsdauer: 3 Tage

H

H

H

A A

A

In Abbildung 9 ist eine Fasertypengruppierung dargestellt. Das heißt, es fehlt die regelmäßi-

ge, schachbrettartige Verteilung der beiden Fasertypen. Je nach Motoneuron welches das er-

krankte Gebiet reinnerviert, treten vermehrt Typ-I- oder Typ-II-Fasern im Gesichtsfeld auf.

Hier handelt es sich um eine Gruppierung von Typ-I-Fasern, die braun angefärbt sind, dazwi-

schen einzelne Typ-II-Fasern (blassrosa). Ein typischer Befund nach einer Reinnervation, bei

einem schon länger bestehenden Krankheitsbild.

Abb. 9: Fasertypengruppierung in der Skelettmuskulatur mit ATPase-Reaktion pH 4,2;

x10; Yorkshire (Nr.23), m, 4J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 6 Wochen

Weiterhin konnten als Zeichen eines neurogenen Gewebssyndroms Target-Fasern (n = 4) und

„rimmed vacuoles“ (n = 5) festgestellt werden. Die in Abbildung 10 dargestellten Target-Fa-

sern treten hauptsächlich in den Typ-I-Muskelfasern auf.

Die normalerweise vollständig blau angefärbte Faser zeigt im folgenden Bild 10 zentrale Aus-

fälle des intermyofibrillären Netzwerkes. Diese sind als unregelmäßige, weiße Fläche in der

Faser zu erkennen.

Target-Fasern sind ein Hinweis auf stattgefundene De- und Reinnervation. Aus diesem Grund

sind sie erst bei einem längeren Krankheitsgeschehen zu finden. Drei der vier Patienten (Tier

Nr. 42, 47, 48) hatten eine Vorgeschichte ihrer Krankheit, die mindestens 4 Monate zurück-

lag. Bei einem Hund (Nr. 13, RHT, m, 4J, Diskusprolaps C3/4) war vom Besitzer nur eine

neurologische Auffälligkeit seit vier Tagen beschrieben.

Abb. 10: Target-Fasern in der Skelettmuskulatur in NADH-Färbung; x40; Dalmatiner

(Nr.48), m, 9J, Spinalnervenkompression; Erkrankungsdauer: 6 Monate

In Abbildung 11 sind „rimmed vacuoles“ dargestellt. Sie treten, wie auch in der Darstellung,

häufiger subsarkolemmal als zentral auf. Nachgewiesen wurde dieser Befund bei den Hunden

Nr. 2, 14, 22, 23 und 40.

Abb. 11: „rimmed vacuoles“(Pfeile) in der Muskelfaser in Gomori-Färbung; x10;

Rottweiler (Nr.40), m, 4J, zervikale Instabilität; Erkrankungsdauer: 2 Monate

Zusätzlich zu den lichtmikroskopischen Veränderungen konnten auch elektronenmikroskopi-

sche Befunde eines neurogenen Gewebssyndroms erhoben werden.

Es ließ sich ein sphärischer Sarkoplasmaeinschluss (sSp) finden. Es wird angenommen, dass

er aus einem sich irregulär verbreiternden Z-Streifen entsteht. Er ist häufig Hinweis auf eine

Denervation (Abbildung 12).

In zwei Fällen (Tier Nr. 24, 29) eines neurogenen Gewebssyndroms mit einer längeren Er-

krankungsdauer (zwei bzw. sechs Monate) ließen sich elektronenmikroskopisch degenerierte

motorische Endplatten mit reduziertem synaptischen Faltenwerk und Verlust der synaptischen

Vesikel darstellen (Abbildung 13, Pfeil).

Abb. 12: Sphärischer Sarkoplasmaeinschluss (sSp) in der Skelettmuskulatur; EM;

x10.000; Rottweiler (Nr.40), m, 4J, zervikale Instabilität; Erkrankungsdauer: 2 Mo

Abb. 13: Degenerierte motorische Endplatte (Pfeil) in der Skelettmuskulatur; EM;

7500; Teckel-Mix (Nr.24), m, 6J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 8 Wochen

sSp

Zum Vergleich ist in Abbildung 14 die unveränderte motorische Endplatte eines akut erkrank-

ten Teckels dargestellt. Die Endplatte (Pfeil) ist in ihrer Struktur erhalten. Deutlich sind das

synaptische Faltenwerk und die Vesikel zu erkennen.

Abb. 14: Unveränderte motorische Endplatte (Pfeil) in der Skelettmuskulatur; EM; x10.000;

LHT (Nr.2), w, 8J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 1Tag

Die lichtmikroskopisch schon nachgewiesenen „rimmed vacuoles“ konnten bei den entspre-

chenden Tieren auch elektronenmikroskopisch aufgezeigt werden. Sie sind in Abbildung 15

gekennzeichnet (rv). Auffallend ist die typische Strukturierung durch den erhaltenen Vakuo-

leninhalt, der beim Gefrierschnitt verloren geht.

Abb. 15: „rimmed vacuoles“(rv) in der Skelettmuskulatur; EM; x20.000; Wolfsspitz-Mix

(Nr.22), m, 11J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Wochen

Folgende für ein neurogenes Gewebssyndrom typischen Veränderungen wurden nachgewie-

sen (Tab.4).

Tab.4: Zusammenfassung der Befunde des neurogenen Gewebssyndroms in der Skelettmus-

kulatur von 50 untersuchten Hunden mit Rückenmarkskompressionen

Art der Veränderung Anzahl (n)

Neurogene Atrophie 32

Fasertypengruppierung 5

Target-Fasern 4

„rimmed vacoules“ 5

Sphärischer Sarkoplasmaeinschluß 1

Degenerierte motorische Endplatte 2

rv rv

4.1.2 Myopathisches Gewebssyndrom Eine ausschließlich myopathische Reaktion im Muskelgewebe konnte bei zwölf Tieren ent-

deckt werden. Die typischen Veränderungen im Sinne von binnenständigen Kernen und einer

erhöhten Faserkalibervariation sind in den folgenden Abbildungen dargestellt.

Abb. 16: Zentrale Muskelzellkerne (Pfeile) in HE-Färbung; x20;DSH (Nr.33), m, 8J,

Diskushernie; Erkrankungsdauer: 5 Tage

In den Abbildungen 17 und 18 ist die erhöhte Faserkalibervariation abgebildet.

Das bedeutet, dass sowohl die Typ-I-Fasern, als auch die Typ-II-Fasern die Durchschnitts-

fasergrößen über das normale Maß hinaus unter- und überschreiten.

In der HE-Färbung fällt zunächst nur die starke Variation der Fasergrößen im gesamten Ge-

sichtsfeld auf.

In der COX-Färbung, welche die Muskelfasertypendifferenzierung in Typ-I- (hellbraun) und

Typ-II-Fasern (dunkelbraun) zulässt, ist zu erkennen, dass beide Muskelfasertypen von Hy-

pertrophie und Atrophie betroffen sind. Damit ist die Diagnose Faserkalibervariation abge-

sichert.

Eine Faserkalibervariation konnte bei n = 21 Hunden nachgewiesen werden. Betroffen waren

sechs der sieben an ausschließlich myopathischem Gewebssyndrom erkrankten Hunde und

fünfzehn der Hunde mit Begleitmyopathie, entstanden nach fortgeschrittenem neurogenen

Gewebssyndrom.

Abb. 17: Faserkalibervariation im Skelettmuskelquerschnitt in HE-Färbung; x20; Teckel-Mix

(Nr.29), m, 7J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 6 Monate

Abb. 18: Faserkalibervariation in COX-Färbung im Skelettmuskelquerschnitt; x20; Teckel- Mix (Nr.29), m, 7J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 6 Monate

Abbildung 19 zeigt degenerierte Myofibrillen mit Z-Streaming, einer irregulären Ausdehnung des Z-Streifen-Materials.

Abb.19: Z-Streaming (Pfeil) in der Skelettmuskulatur; EM; x4400; Malteser (Nr.21), m, 3J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Wochen

In Abbildung 20 ist eine Zusammenlagerung des Z-Streifen-Materials zu „rods“ (r) darge-

stellt. Diese auch als „nemaline-bodies“ bezeichneten Strukturen waren bei drei Hunden (Tier

41, 49, 50) zu finden.

Abb. 20: „rods“(r) in der Skelettmuskulatur; EM; x7000; Rottweiler (Nr.41), m, 7J, zervikale

Instabilität; Erkrankungsdauer: 3 Monate

r

r r

Mitochondrienveränderungen sind bei 22 Patienten aufgetreten. Dabei waren fünf Tiere der

Gruppe mit rein myopathischen Veränderungen betroffen und außerdem 17 Tiere der Gruppe

die an ausgeprägten neurogenen Veränderungen mit dabei entstehender Begleitmyopathie

litten.

Alle diese Tiere zeigten eine Mitochondrienvermehrung. Mitochondrienvermehrungen fanden

sich vor allem subsarkolemmal. Bei zwei Patienten war die Vermehrung so stark ausgeprägt,

dass „ragged red fibres“, also eine Mitochondrienanhäufung in der gesamten Muskelfaser,

gefunden wurden.

Die folgenden Abbildungen 21-23 zeigen verschiedene Formen von Mitochondrienvermeh-

rungen in der Gomori-Färbung.

Abb. 21: Subsarkolemmale Mitochondrienvermehrung (Pfeile)in den Muskelfasern in

Gomori-Färbung; x20; Malteser (Nr.21), m, 3J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer:

3 Wochen

Abb.22: Mitochondrienakkumulation (Pfeile) in der Muskelfaser in Gomori-Färbung; x40; Dalmatiner (Nr.48), m, 9J, Spinalnervenkompression; Erkrankungsdauer: 6 Monate

Abb. 23: „ragged red fiber“(rrf) im Muskelquerschnitt in Gomori-Färbung; x40; Shih-Tzu (Nr.15), m, 4J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 1 Woche

rrf

Die Mitochondriopathien wurden weiterhin besonders deutlich durch die Darstellung mittels

Elektronenmikroskopie.

Die Mitochondrien stellten sich hauptsächlich mit allgemeiner Vermehrung (Abbildung 24),

in zwei Fällen auch mit Formvariationen und Cristae-Anomalien dar.

Bemerkenswert ist, dass diese beiden Tiere (Abbildung 25 und 26) auch die längste Erkran-

kungsdauer (6 Monate) in der Gruppe der Hunde mit metabolischen Myopathien aufwiesen.

Abb. 24: Mitochondrienvermehrung (M) in der Muskelfaser; x4400; Malteser (Nr.21), m, 3J,

Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Wochen

M

Abb. 25: Longitudinale Cristae (Pfeile)im Mitochondrium; EM; x 12000; DSH (Nr.37), m, 6J, Diskushernie; Erkrankungsdauer: 6 Monate

Abb. 26: Longitudinale Cristae (Pfeile) im Mitochondrium; x30000; Dalmatiner (Nr.48), m, 9J, Spinalnervenkompression; Erkrankungsdauer: 6 Monate

Zusätzlich zu den morphologischen und quantitativen Veränderungen der Mitochondrien

konnte die Anreicherung von Substraten des Mitochondrienstoffwechsels in der Muskelzelle,

ebenfalls als Zeichen einer mitochondrialen Funktionsstörung, licht- und elektronenmikros-

kopisch dargestellt werden (Abbildungen 27-29).

Dies trat bei allen Hunden mit mitochondrialen Veränderungen gleichermaßen auf, unabhän-

gig von der Dauer der Erkrankung.

Abb. 27: Fettakkumulation (rot) in der Muskelfaser in Sudan-Färbung; x 20; Yorkshire

(Nr.23), m, 4J, Diskusprolaps;Erkrankungsdauer: 6 Wochen

Abb.28: Mitochondrienvermehrung (M) mit Fettakkumulation (F) in der Skelettmuskulatur; EM; x 4400; Shih-Tzu (Nr.25), m, 6J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 8 Wochen

Abb.29: Mitochondrienvermehrung (M) mit Glykogenanreicherung (G) in der Skelettmusku- latur; EM; x 4400; KHT (Nr.8), m, 7J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3Tage

G M

F

M

Tabelle 5 gibt eine Zusammenfassung der Befunde des myopathischen Gewebssyndroms die

bei den untersuchten Tieren nachgewiesen wurden.

Tab.5 : Zusammenfassung der myopathischen Befunde in der Skelettmuskulatur von 50 un-

tersuchten Hunden mit Rückenmarkskompressionen

Art der Veränderung Anzahl (n)

Zentrale Kerne 9

Faserkalibervariation 21

Z-Streaming 2

rods 3

Mitochondrienvermehrung 22

Veränderte Mitochondrienstruktur 2

Intrazytoplasmatische Fettakkumulation 18

Intrazytoplasmatische Glykogenanreicherung 4

4.1.3 Lipofuszin in der Skelettmuskulatur

Einen weiteren interessanten Befund stellte das bei vier jungen Tieren (Hunde Nr.1, 13, 16,

18) nachgewiesene, eisenfreie Alterspigment Lipofuszin dar.

Es reichert sich in allen postmitotischen Zellen an, erscheint elektronenmikroskopisch

schwarz, in unregelmäßiger Form und Gestalt und variiert mit seinem Durchmesser von ei-

nem bis zu mehreren Mikrometern. Lipofuszin liegt als Restlysosom vor.

Alle vier Hunde hatten nur eine relativ kurze Krankheitsanamnese von einem, vier, sieben

bzw. vierzehn Tagen.

In Abbildung 30 ist der Nachweis von Lipofuszin in der Muskelbiopsie eines drei Jahre alten

Rauhhaarteckels dargestellt.

Abb. 30: Lipofuszinanreicherung (Pfeil) in der Skelettmuskulatur; EM; x 12000; RHT (Nr.1),

m, 3J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 1 Tag

4.2 Morphometrische Veränderungen

Bei fünf Hunden (Tiere 4, 10, 11, 28, 31) konnte lichtmikroskopisch der Verdacht auf eine

Muskelfaser-Typ-II-Atrophie geäußert werden. Bei diesen Tieren wurde zusätzlich eine mor-

phometrische Untersuchung der Biopsien durchgeführt.

Dabei wurde der Verdacht auf eine Typ-II-Atrophie bei allen fünf Hunden morphometrisch

objektiviert.

In den folgenden Abbildungen (Abb. 31 und 32) sind zwei Untersuchungsprotokolle gezeigt.

In den Darstellungen sind nach links verschobene Gipfel der Typ-II-Muskelfasern (dunkle

Balken im Diagramm) zu erkennen. Während normalerweise die Typ-I-Fasern (helle Balken)

die kleineren Durchmesser haben, sind in den vorliegenden Protokollen die Typ-II-Muskel-

fasern von geringerem Durchmesser. Gemessen wurde in der ATPase 4,2-Färbung der kleins-

te Durchmesser von je 200 Muskelfasern pro Biopsie.

Abb. 31: Morphometrische Analyse der Typ-II-Faser Atrophie in der Paravertebralmuskula-

tur; RHT (Nr.10), w, 6J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Tage

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

10 20 30 40 50 60 70 80 90

Größe in µm

Anz

ahl

Fasertyp-IFasertyp-II

Abb. 32: Morphometrische Analyse der Typ-II-Faser Atrophie in der Paravertebralmuskula-

tur; Cocker-Spaniel (Nr.31), m, 5J, Diskushernie; Erkrankungsdauer: 2 Tage

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

8 16 24 32 40 48 56 64 72

Größe in µm

Anz

ahl

Fasertyp-IFasertyp-II

5 Diskussion

Es sollte untersucht werden, ob durch Bandscheibenvorfälle und dadurch verursachte Rücken-

markskompressionen bzw. Nervenwurzelirritationen eine Schädigung der Muskulatur hervor-

gerufen wird, die sich histologisch nachweisen lässt.

Die Fragestellung ist neu und auch beim Menschen bisher nur unvollständig bearbeitet.

Morphologische Untersuchungen eines größeren Kollektivs fehlen.

Die bisher in der Literatur dargestellten Ergebnisse von Muskeluntersuchungen bei Hunden

beziehen sich fast ausschließlich auf morphometrische Analysen von gesunder und trainierter

Skelettmuskulatur. Dabei wurden zum größten Teil andere Methoden der Muskelkonser-

vierung genutzt. Die Ergebnisse dieser Arbeit sind deshalb nur eingeschränkt mit den bisheri-

gen Resultaten anderer Autoren zu vergleichen.

Da man häufig bei den Patienten mit thorakolumbalen Veränderungen durch die klinische Un-

tersuchung und bildgebende Diagnostik eine Seitenbetonung der neurologischen Störungen

feststellen kann, wurde jeweils der Muskelabschnitt links und rechts der Wirbelsäule sowie

oberhalb und unterhalb der Läsion untersucht. Dies sollte Vergleiche und gezieltere Aussagen

ermöglichen.

Das Erstellen einer Kontrollgruppe erwies sich als nicht durchführbar, da die Entnahme von

Muskelbiopsien an gesunden Hunden nicht zu rechtfertigen ist. Die Auswertung von Muskel-

biopsien von Hunden, die aufgrund einer anderen Erkrankung euthanasiert werden mussten,

war nicht sinnvoll. Es handelte sich meist um onkologische oder endokrinologische Erkrank-

ungen, bei denen man von einer Beeinträchtigung der Skelettmuskulatur aufgrund der Krank-

heit ausgehen muss (DUNCAN et al. 1977, BRAUND et al. 1980, CARDINET 1984,

SHELTON und CARDINET 1987). Auch sehr alte Hunde, die euthanasiert wurden, stellten

keine Datengrundlage für eine Kontrollgruppe dar, da auch hier mit muskulären Umbaureak-

tionen zu rechnen ist (BLOOM 1968, TOMLINSON et al. 1969, REBEIZ et al. 1972).

Diese Arbeit soll eine Grundlage zur weiteren Forschung auf dem Gebiet der Myopathologie

des Hundes liefern. Das Anlegen einer Datenbank, die auch biochemische Untersuchungen

und molekulare Genetik einschließt, wäre nützlich und sinnvoll, um die Ursachenforschung

und Rehabilitation bei Hunden mit degenerativen Wirbelsäulenveränderungen weiter zu

führen.

Patientengut

In der Studie waren insgesamt 20 verschiedene Rassen vertreten. Der größte Teil waren

Teckel und Teckel-Mischlinge (63,6 %). Die Gruppe der chondrodystrophen Rassen war mit

33 Tieren deutlich zahlreicher vertreten als die nichtchondrodystrophen Rassen mit 17 Tieren.

Prinzipiell kann jede Hunderasse von einer degenerativen Bandscheibenveränderung be-

troffen sein. Die Beobachtungen anderer Autoren decken sich allerdings in Hinblick auf das

gehäufte Vorkommen bei chondrodystrophen Rassen bzw. Rassen mit chondrodystrophen

Merkmalen. So fand HANSEN (1952) bei seinen Untersuchungen öfter Hunde chondrodys-

tropher Rassen, namentlich Teckel, Pekinesen und Französische Bulldoggen, von einem

Bandscheibenvorfall betroffen. Auch VAUGHAN (1958) hatte in seinem Patientengut 52 %

Teckel. Für Teckel fanden GOGGIN et al. (1970) ein 12,6-fach höheres Risiko für einen

Bandscheibenvorfall. GAGE (1975) stellte ein vermehrtes Vorkommen von Teckeln mit

70,1 % fest.

In dieser Untersuchung überwiegen die männlichen Patienten mit 70 % gegenüber den weib-

lichen mit 30 %. Im Vergleich mit anderen Arbeiten scheint dies zufällig begründet zu sein.

VAUGHAN (1958), GAGE (1975), HOERLEIN (1978), FRY et al. (1991) und TOOMBS

und BAUER (1993) fanden bei ihren Untersuchungen ein annähernd ausgeglichenes Verhält-

nis zwischen männlichen und weiblichen Tieren. Eine Erklärung für eine etwaige Ge-

schlechtsdisposition kann aufgrund der Untersuchungen dieser Arbeit nicht gegeben werden.

Eine Beeinflussung des Patientengutes durch regionale Gegebenheiten, Gewohnheiten der

Hundebesitzer oder Haltungsbedingungen spielen hier eine Rolle.

Die Altersverteilung der in dieser Arbeit untersuchten Hunde deckt sich mit den Ergebnissen

anderer Autoren. Das jüngste Tier war zwei Jahre, das älteste elf Jahre alt. Dabei hatten die

chondrodystrophen Hunde ein mittleres Alter von sechs Jahren, die nicht-chondrodystrophen

Hunde von 6,5 Jahren.

RUSSEL und GRIFFITHS (1968) berichten bei ihren Patienten einen Altersdurchschnitt von

5,9 Jahren. Bei der Studie von GAGE (1975) war die Altersgruppe der fünfjährigen Hunde

besonders stark vertreten. Auch HOERLEIN (1978) berichtet von 73,1 % von 2395 Hunden

mit Diskopathie, die zwischen drei und sechs Jahren alt sind.

Insgesamt handelt es sich aber um ein sehr heterogenes Patientengut, welches nur bedingt

endgültige Aussagen über bestimmte Krankheitserscheinungen zulässt. Eine Unterteilung der

Tiere in Gruppen entsprechend des Gewichtes erschien aufgrund der geringen Anzahl nicht

sinnvoll.

Es wäre erstrebenswert, in weiteren Untersuchungen Hunde mit etwa gleichem Gewicht und

von der gleichen Rasse zu beurteilen, um aussagekräftige Daten vor allem in Bezug auf Faser-

größen der Rückenmuskulatur zu erhalten.

Strukturelle Veränderungen

Bei 47 der 50 untersuchten Tiere konnten pathologische Veränderungen an der Rückenmus-

kulatur nachgewiesen werden. Davon bei sieben Hunden ein neurogenes, bei 12 Hunden ein

myopathisches und bei weiteren 28 Hunden ein neurogenes Gewebssyndrom mit Begleit-

myopathie.

Bei vier Hunden (Tier 1, 13, 16, 18) wurde Lipofuszin beobachtet. Lipofuszin ist als Zellalte-

rungspigment bzw. Abnutzungspigment bekannt. Es akkumuliert bei Alterungsprozessen im

normalen Muskel (PRINCE 1963). Da es sich bei den betroffenen Hunden um drei- und vier-

jährige Teckel handelt, ist es nicht wahrscheinlich, dass als alleinige Ursache das Alter der

Tiere in Frage kommt.

Man kann vermuten, dass es durch die übermäßige Beanspruchung der Rückenmuskulatur auf

Grund chronischer Fehlbelastung zu verfrühten Alterungsprozessen in der Zelle gekommen

ist. Diese frühzeitige Alterung kann durch eine erhöhte Stoffwechselbelastung der Muskel-

zellen infolge andauernder Arbeitsvorgänge verursacht werden (TRITSCHLER et al. 1994).

Allerdings wiesen alle vier Hunde nur Krankheitsanamnesen von längstens 14 Tagen auf.

Möglicherweise lag schon ein längeres Schmerzgeschehen ohne neurologische Symptomatik

bei den Tieren vor, dass für die Besitzer nicht sichtbar war. Dies ist vor allem bei Hund 13,

der an einem HWS-Syndrom litt, vorstellbar, da hier die Symptome zu Beginn der Erkran-

kung häufig nicht so gravierend sind.

Da es sich ausschließlich um Teckel handelt, liegt möglicherweise bei dieser Rasse eine

Diskopathie-Prädisposition auch aufgrund einer frühzeitig veränderten Rückenmuskulatur

vor.

In der Annahme, dass durch vermehrte Muskelarbeit eine erhöhte Stoffwechselaktivität ent-

steht, liegt die Vermutung nahe, dass eine Mitochondrienvermehrung als Anpassungsversuch

der Zelle zu verstehen ist.

Bei 22 Tieren fiel eine Mitochondrienvermehrung auf, davon bei zwei Hunden (Nr. 14, 22) in

so ausgeprägter Form, dass „ragged red fibres“ entstanden. Es traten vergrößerte, vermehrte,

irregulär angeordnete und zum Teil strukturell veränderte Mitochondrien auf.

Die Mitochondrienvermehrung war auch bei Hunden mit eher kurzem Krankheitsverlauf

(3-4 Tage) nachweisbar.

Bei zwei Hunden (Dalmatiner, m, 9 J, Spinalnervenkompression; DSH, m, 6J, Diskushernie

Th13/L1) mit einer Krankheitsdauer von ca. 6 Monaten waren zusätzlich strukturelle Mito-

chondrienveränderungen feststellbar.

Morphologisch abnorme Mitochondrien wurden bei unterschiedlichen neuromuskulären Er-

krankungen des Menschen z.B. Hypothyreose mit Myopathie (NORRIS und PANNER 1966),

Polymyositis (CHOU 1967) oder Mitochondriopathie mit Myopathie (SHY et al. 1966) be-

schrieben.

Das klinische Erscheinungsbild der Hunde offenbarte keine Anzeichen einer systemischen

Muskelerkrankung. Man kann vermuten, dass nach einer anfangs noch physiologischen Reak-

tion des Mitochondriums bei fortdauernder Belastung eine Insuffizienz des mitochondrialen

Stoffwechsels durch eine steigende Anzahl freier Radikale entsteht, denn „oxidativer Stress“

führt zu einer eingeschränkten Mitochondrienfunktion (TRITSCHLER et al. 1994). Die Mito-

chondrienvermehrung stellt somit wahrscheinlich den Versuch der Kompensation des mito-

chondrialen Funktionsverlustes dar.

Experimentell konnte bei Ratten durch eine elektrische Muskeldauerreizung eine mitochon-

driale Reaktion nachgewiesen werden (WALTER 1981).

Die Mitochondrienfunktionsstörung war in der vorliegenden Arbeit neben den strukturellen

Veränderungen der Mitochondrien und einer Mitochondrienvermehrung auch durch den

Nachweis der Ansammlung von Fett und Glykogen in der Zelle darstellbar.

Eine abnormale Lipidanreicherung in der Muskelzelle ist bei Hunden beiderlei Geschlechts,

unterschiedlichster Rassen und verschiedenen Alters beschrieben (SHELTON et al. 1998,

PLATT et al. 1999). In diesen beschriebenen Fällen deuteten die biochemischen Unter-

suchungen der Muskelbiopsien auf eine mitochondrale Stoffwechselstörung hin.

Eine intrazytoplasmatische Anreicherung von Lipiden konnte in der vorliegenden Arbeit bei

18 Hunden gefunden werden, eine Glykogenvermehrung wurde bei vier Hunden festgestellt.

Heinze untersuchte 1994 Rücken- und Gliedmaßenmuskelbiopsien von Hunden aus dem Sek-

tionsgut des Pathologischen Instituts der FU Berlin. Sie entdeckte ebenfalls Glykogenanrei-

cherungen in den Myozyten und fand dies in atrophischen aber auch in unveränderten Mus-

kelfasern. Sie schreibt dieses Phänomen ebenso einem gestörten Zellstoffwechsel zu.

Der Rückenmuskel neigt, wie von HEINZE (1994) herausgefunden, zur allimentär bedingten

Verfettung. Die Lipidablagerungen finden sich in diesen Fällen aber endomysial und inter-

faszikulär. Diese in der vorliegenden Arbeit nachgewiesene intrazelluläre Fettanreicherung ist

damit nicht zu erklären. Da die Rückenmuskulatur regelmäßig ein Überwiegen von Typ-I-

Fasern aufweist und Typ-I-Fasern mehr Neutralfett enthalten (JERUSALEM und ZIERZ

1991) als die glykolytischen, schnell zuckenden Typ-II-Fasern, könnte die Fasertypenprä-

dominanz die Verfettung begünstigen.

Weiterhin wurden „rimmed vacuoles“ bei fünf untersuchten Tieren (Nr. 2, 14, 22, 23, 40) ge-

funden. Erstmalig wurden „rimmed vacuoles“ von DUBOWITZ und BROOKE (1973) bei

Menschen mit oculopharyngealer Dystrophie beschrieben.

In den Untersuchungen von KNIRSCH (1997) traten in 1460 ausgewerteten Muskelbiopsien

von menschlichen Patienten mit neuromuskulären Erkrankungen 11,44 % Fälle mit neuro-

gener Gewebsreaktion und „rimmed vacuoles“ auf. Das Untersuchungsmaterial wurde aus un-

terschiedlichen Muskelbioptaten ausgewählt, die zu diagnostischen Zwecken an das Institut

für Neuropathologie der Freien Universität Berlin eingesandt worden waren.

Beim Tier wurden derartige Befunde meines Wissens noch nicht beschrieben.

Alle fünf Tiere bei denen in der vorliegenden Arbeit diese intrazytoplasmatischen Einschlüsse

auftraten, wiesen deutliche neurologische Störungen der Gliedmaßen auf (Ataxie, Para- oder

Hemiparese) und zeigten auch histologisch ausgeprägte neurologische Gewebssyndrome. Da

aber die eigenen Fallzahlen zu klein für eine endgültige Aussage zum Auftreten von „rimmed

vacuoles“ bei Hunden sind, müsste man weitere Untersuchungen mit einem entsprechend

großen Patientenkollektiv anstreben.

Bei zwei Hunden (Nr. 18, 21) waren degenerierte Myofibrillen mit Z-Streaming, einer ir-

regulären Ausdehnung des Z-Streifen-Materials, zu sehen. In fortgeschrittenen Fällen führt

das, wie bei drei weiteren Tieren (Hund 41, 49, 50) zu finden, zur Zusammenlagerung von

Z-Massen, sogenannten „rods“ oder „nemaline-bodies“, den stäbchenförmigen, intrazyto-

plasmatischen Anhäufungen von Z-Streifen-Material. Dies sind die häufigsten patholo-

gischen Reaktionen bei Myopathien des Hundes (CARDINET 1984), aber nicht pathogno-

monisch. Auch in der vorliegenden Arbeit sind sie am wahrscheinlichsten als unspezifische

myopathische Reaktion zu werten.

Es kann angenommen werden, dass es sich bei dem Untersuchungsgut um klinisch muskel-

gesunde Patienten mit einer isolierten Schädigung der Rückenmuskulatur infolge der degene-

rativen Wirbelsäulenerkrankungen handelt.

Ausgehend von unserer Hypothese, dass durch Schonhaltungen und Fehlbelastungen bei Rü-

ckenmarkskompressionen die Muskulatur überbeansprucht wird, konnte dies histologisch be-

stätigt werden. Es traten bei der überwiegenden Anzahl der untersuchten Patienten deutliche

myopathologische Veränderungen unterschiedlichster Form und Ausprägung auf.

Es konnten allerdings keine typischen histologischen Befunde herausgearbeitet werden, die

ausschließlich nach Wurzelreizung, Wurzelkompression oder Rückenmarkskompression auf-

treten.

Fasergrößenveränderungen

Im gesamten Untersuchungsgut trat die neurogene Atrophie n = 32 (zum Teil vergesell-

schaftet mit Begleitmyopathie) am häufigsten auf.

Die neurogene Atrophie ist gekennzeichnet durch Gruppen von atrophischen Fasern und

Target-Fasern. Die Target-Fasern werden seit Anfang der sechziger Jahre als Erkennungs-

merkmal bei Denervierungsprozessen herangezogen (ENGEL 1961). Es wurden aber auch

Target-Fasern bei Reinnervationsprozessen nachgewiesen (DUBOWITZ 1967) und seit eini-

gen Jahren sogar eher mit diesen in Verbindung gebracht (BANKER und ENGEL 1994).

Auch beim Hund konnten Target-Fasern als Biopsiebefunde bei einer Myopathie

(NEWSHOLME und GASKELL 1987, TARGETT et al. 1994) und bei Denervation

(GRIFFITH et al. 1973) nachgewiesen werden.

Da keiner der untersuchten Hunde einen Hinweis auf eine systemische Muskelerkrankung

zeigte und nach der Operation die klinischen Symptome in fast allen Fällen behoben wurden,

handelt es sich am wahrscheinlichsten um eine neurogene Ursache.

In der vorliegenden Untersuchung konnte bei den Tieren, die Target-Fasern aufwiesen, keine

Zuordnung zur Phase der Denervierung oder Reinnervation vorgenommen werden. Es war

lediglich festzustellen, dass es sich jeweils um besonders stark ausgeprägte neurogene Ge-

webssyndrome mit Begleitmyopathie handelte.

Nach den Untersuchungen von HEINZE (1994) ist die Muskelatrophie von der Dauer der spi-

nalen Leitungsunterbrechung und vom Ort der Läsion (je weiter kaudal der Wirbelsäule die

Läsion befindlich ist, umso stärker ausgeprägte Atrophie) abhängig.

Sie stufte die Muskulatur von Tieren mit ein- bis zweiwöchiger Lähmungsdauer durch Dis-

kusprolaps als unverändert ein.

Dies konnte in der vorliegenden Arbeit nicht bestätigt werden. Dabei wurden bei zum Teil nur

wenige Tage erkrankten Hunden (z.B. Fall Nr. 2, 3, 14) ausgeprägte neurogene Gewebs-

syndrome mit deutlicher Atrophie und Target-Fasern festgestellt.

Diese unterschiedlichen Befunde könnten damit erklärt werden, dass vor dem eigentlichen

Insult schon eine längere Krankheitsphase mit gelegentlichen Schmerzen vorlag, die den Be-

sitzern entgangen ist. Es ist aber auch vorstellbar, dass zusätzlich zur Inaktivitätsatrophie eine

Denervationsatrophie vorlag, welche zu einem ausgeprägteren Krankheitsbild in kürzerer Zeit

geführt hat. Als Zeichen für eine Denervationsatrophie können die gruppenweise Faser-

atrophie (HULLAND 1985), Fasertypengruppierung oder die Target-Fasern (SHY und

MAGEE 1956) angenommen werden wie Untersuchungen beim Menschen zeigen.

In normalen menschlichen Muskeln ist die Zahl der Fasern gleichen histochemischen Typs,

die unmittelbar nebeneinander liegen, nicht größer als 50, meistens sogar geringer als 15

(BLACK et al. 1974, MELTZER et al. 1976). JERUSALEM und ZIERZ (1991) sprechen

beim Zusammenliegen von über 40 Muskelfasern eines Typs oder bei mindestens 13 einge-

schlossenen, d.h. vom selben Muskelfasertyp umgebenen Muskelfasern, von Fasertypen-

gruppierung.

Die Fasertypengruppierung wird als Folge einer kollateralen Nervenfasersprossung gedeutet,

die auch im Experiment zu reproduzieren ist (KARPATI und ENGEL 1968).

Fasertypengruppierungen wurden auch bei Menschen mit Erkrankungen der Motoneurone

und bei Polyneuropathien beobachtet (STALBERG et al. 1976).

In den hier erfolgten Untersuchungen ließ sich bei fünf Hunden (Tiere 14, 23, 27, 29, 36) eine

Fasertypengruppierung nachweisen. Keines der Tiere hatte klinische Hinweise auf eine Poly-

neuropathie, so dass man am ehesten von einer kollateralen Nervenfasereinsprossung nach

Denervation ausgehen kann. In zwei Fällen (Tier 23: Yorkshire, m, 4J, Diskusprolaps

Th12/13, Erkrankungsdauer 6 Wochen; Tier 29: Teckel-Mix, m, 7J, Diskusprolaps L2/3,

Erkrankungsdauer 6 Monate) ließen sich im elektronenmikroskopischen Präparat ent-

sprechende degenerierte motorische Endplatten mit reduziertem synaptischen Faltenwerk und

Verlust der synaptischen Vesikel darstellen.

Fällt ein Teil der Muskelfasern in ihrer Funktion aus, können intakte Fasern kompensatorisch

hypertrophieren. Die Verteilungskurven der Fasertypen in den Histogrammen solcher Mus-

keln werden, wie schon HULLAND (1985) bemerkte, durch diese hypertrophierten Fasern

nach rechts verschoben und dadurch deutlich breiter.

Meist sind mehr Fasern atrophiert als hypertrophiert. Das deutet darauf hin, dass eine kom-

pensatorische Hypertrophie einzelner Fasern in der Regel nicht gleichzeitig mit der Atrophie

einsetzt, sondern erst, wenn die Atrophie bereits ein gewisses Ausmaß erreicht hat.

Allein anhand des Variationskoeffizienten ist es beim Hund nicht möglich festzustellen, ob

ein Muskel unverändert, atrophiert oder hypertrophiert ist (HEINZE 1994). Nur sehr niedrige

und sehr hohe Werte lassen eine Aussage über den jeweiligen Muskel zu.

Da ausgeprägte Fasergrößenveränderungen, ungeachtet ob sie nur einen Muskelfasertyp oder

beide betreffen, lichtmikroskopisch leicht erkannt werden können, wurde in der vorliegenden

Arbeit von der Bestimmung des Variationskoeffizienten abgesehen.

Ein Altersunterschied in Bezug auf die Fasergrößen wie er von BRAUND et al. (1992) und

CASTLE und REYMAN (1984) bei adulten Hunden bemerkt wurde, konnte hier bei Hunden

mit einem Altersspektrum von zwei bis elf Jahren nicht festgestellt werden.

Übereinstimmend mit den Untersuchungen von GUNN (1975, 1978 a, b, c, 1979a) wurden

auch in dieser Arbeit keine Größenunterschiede zwischen den Muskelfasern von männlichen

und weiblichen Tieren gefunden.

Über den Einfluss des Trainingszustandes lässt sich bei den hier untersuchten Hunden keine

Aussage machen, da die Haltungsbedingungen der Tiere nicht bekannt sind.

Lediglich bei einer sechsjährigen Großpudelhündin (Tier 44) war aus der Anamnese ein regel-

mäßiges, intensives Training bekannt. Bei diesem Tier fiel lichtmikroskopisch eine Hyper-

trophie beider Muskelfasertypen auf. Dies entspricht den Ergebnissen der Studien von

AGUERA et al. (1990), wurde aber, da es sich um einen Einzelfall handelte, nicht morpho-

metrisch abgesichert.

HEINZE (1994) stellte fest, dass bei einer spinalen Leitungsunterbrechung zunächst der kau-

dal der Läsion befindliche Teil der Rückenmuskulatur atrophiert. Erst wenn die Atrophie ein

gewisses Ausmaß erreicht hat, wird auch der kraniale Anteil mit einbezogen.

In der hier vorliegenden Arbeit wurden ebenfalls kranial und kaudal der Läsion Mus-

kelbiopsien entnommen. Ein vergleichbares Untersuchungsergebnis ließ sich nicht heraus-

arbeiten.

Ein Grund dafür könnte sein, dass die Biopsien sowohl kranial als auch kaudal relativ nah an

der Läsion entnommen wurden, da sich der Operationszugang üblicherweise nur über die an-

grenzenden beiden Wirbel erstreckt. HEINZE (1994) entnahm, unabhängig vom Ort der Lä-

sion, stets auf Höhe des 8. Thorakal- und des 5. Lendenwirbels die Biopsien. Da die häu-

figsten Rückenmarksalterationen zwischen dem 12. Brustwirbel und dem 3. Lendenwirbel la-

gen, ergeben sich deutlich größere Abstände zur Läsion.

Bei fünf Hunden (Tiere 4, 10, 11, 28, 31) konnte in den untersuchten Muskelbiopsien eine

Muskelfasertyp-II-Atrophie festgestellt werden. Derartige Veränderungen sind unter anderem

nach Tenotomie (ENGEL et al. 1966), bei Maldigestion, Kachexie, Kortikosteroidüber-

produktion und Inaktivität (SCHRÖDER 1989, SHIRES et al. 1982) beim Menschen be-

schrieben.

Bei den fünf Hunden ist es am wahrscheinlichsten, dass für die Typ-II-Atrophie eine Inakti-

vität aufgrund von Schmerzen bzw. Lähmungserscheinungen (gehfähige Paraparese bei Tier

10, 28 und 31, nichtgehfähige Paraparese bei Tier 4, Paraplegie bei Hund 11) verantwortlich

war.

Übereinstimmend mit der Arbeit von HEINZE (1994) wurden bei den in der vorliegenden

Arbeit untersuchten Tieren mit Rückenmarkskompressionen beidseits der Wirbelsäule

gleichsinnige neurogene und morphologische Veränderungen gefunden. Dies trifft auch für

die Hunde zu, bei denen klinisch und intraoperativ eine Seitenzuordnung der Kompression

festgestellt wurde.

6 Zusammenfassung

Romy Herrschelmann Histochemische und elektronenmikroskopische Untersuchungen der paravertebralen Muskulatur bei Hunden mit degenerativen Erkrankungen der Wirbelsäule Klinik für Kleintiere, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig Institut für Neuropathologie, Charité, Freie Universität Berlin Eingereicht im Mai 2005 106 S., 32 Abb., 5 Tab., 204 Lit. Schlüsselworte: Myopathie, Mitochondriopathie, Paravertebralmuskulatur, Elektronenmikroskopie, Rückenmarkskompression

Bandscheibenschäden und Instabilitäten der Wirbelsäule mit Rückenmarkskompression kön-

nen zu Schmerzuständen und/oder unterschiedlichen Graden neurologischer Ausfälle der

Gliedmaßen führen. Dies kann zu schmerzbedingten Schonhaltungen, Fehlbelastungen oder

hypertonen Zuständen der Rückenmuskulatur führen.

Von 50 Hunden verschiedener Rassen (Teckel und Teckelmischlinge n=21, kleinwüchsige

Rassen n=12, großwüchsige Rassen n=17) mit Rückenmarkskompression infolge eines Dis-

kusprolaps, einer Diskushernie, Instabilität der Wirbelsäule oder einem thorakal gelegenen

Menigiom wurden Muskelbiopsien während der Operation entnommen. Die Biospieentnahme

erfolgte aus den paravertebralen Rücken- bzw. Halsmuskeln kranial und kaudal der Rücken-

marksveränderung. Alle Biopsien, die lichtmikroskopisch pathologische Befunde aufwiesen

(n=47), wurden zusätzlich elektronenmikroskopisch und teilweise morphometrisch unter-

sucht. Besondere Beachtung fanden dabei die histochemischen und ultrastrukturellen Verän-

derungen.

Das Alter der Hunde lag zwischen zwei und elf Jahren (im Mittel 6,25 Jahre), die Erkran-

kungsdauer zwischen einem Tag und zwei Jahren (im Mittel 25,6 Tage). Zehn Hunde (20%)

zeigten ausschließlich Schmerzen, 32 Hunde (64%) eine Paraparese, zwei Hunde (4%) eine

Tetraparese, ein Hund (2%) eine Hemiparese, vier Hunde (8%) eine Paraplegie und ein Hund

(2%) eine Tetraplegie. Bei allen Tieren war der Tiefenschmerz erhalten.

Lichtmikroskopisch zeigten zwölf Tiere (24%) ein myopathisches Gewebsmuster. Neurogene

Veränderungen vergesellschaftet mit einem myopathischen Gewebsbild (Begleitmyopathie)

wiesen 28 von 50 (56%) Patienten auf. Eine ausschließlich neurogene Schädigung war bei

sieben Hunden (14%) zu finden, davon in fünf Fällen mit Ausbildung so genannter „rimmed

vacuoles“ (in der Muskelfaser vorkommende Vacuole mit granulärem Inhalt bzw. einer gra-

nulären Umrandung).

Bei fünf Hunden mit myopathischem Gewebssyndrom wurden degenerierte Myofibrillen mit

Z-streaming, in fortgeschrittenen Stadien Z-Massen bzw. „rods“ (Zusammenlagerung von Z-

Streifen Material) nachgewiesen.

Bei vier jungen Tieren konnte intrazytoplasmatisch Lipofuszin, in einem Fall ein sphärischer

Zytoplasmaeinschluß festgestellt werden.

Die myopathischen und neurogenen Veränderungen wie „rimmed vacuoles“, „rods“, Faser-

kalibervariationen und Faseratrophien stellten unspezifische Hinweise auf eine neuromus-

kuläre Erkrankung dar.

Bei 22 Hunden (44%) traten Mitochondrienvermehrungen auf. In zwei dieser Fälle wurden

lichtmikroskopisch „ragged red fibres“ (massive Vermehrung der Mitochondrien in der ge-

samten Muskelfaser) beobachtet, ein charakteristisches Bild für eine Verminderung des Mito-

chondrienstoffwechels. Elektronenmikroskopisch wurde bei zwei Hunden eine strukturelle

Umbaureaktion der Mitochondrien festgestellt.

Bei allen 22 Hunden wurden außerdem vermehrt Neutralfett, Glykogen oder beide Substrate

innerhalb der Muskelfaser gefunden. Diese Veränderungen weisen zusätzlich auf eine Ein-

schränkung des Mitochondrienstoffwechsels hin.

Das Auftreten mitochondrialer Veränderungen korreliert nicht wie üblich mit einem höheren

Lebensalter. Eine vorzeitige Alterung des Muskelgewebes aufgrund einer gestörten Stoff-

wechsellage der Mitochondrien (oxidativer Stress) erscheint wahrscheinlich.

Es kann angenommen werden, dass es sich bei dem Untersuchungsgut um klinisch muskel-

gesunde Patienten mit einer isolierten Schädigung der Rückenmuskulatur infolge der Rücken-

markskompression handelt. Die ausgeprägten myopathischen Veränderungen sind am ehesten

auf eine chronische Fehlbelastung oder Hypertonie der Rückenmuskulatur zurückzuführen.

7 Summary Romy Herrschelmann Histochemic and electron microscopic examinations of the paravertebral muscles of dogs having degenerative spinal column disease. Department of Small Animal Medicine, Faculty of Veterinary Medicine, University of Leipzig; Institute for Neuropathology, Charité, Open University of Berlin Submitted in May 2005 106 pp., 32 figures, 5 tables, 204 references. key words: myopathy, mitochondriopathy, paravertebral musculature, electron microscopy, spinal cord compression Intervertebral disc diseases and instabilities of the vertebral column with spinal cord com-

pression results in painful conditions and/or different neurological deficits. This may lead to

an overuse of paravertebral muscles caused by strenuous postures or hypertonic situations.

Paravertebral muscle biopsies were taken during the operation from 50 dogs (dachshounds

n=21, small breed dogs n=12, large breed dogs n=17) with spinal cord compression as a result

of a prolapsed disc, a disc hernia, instability of the vertebral column or a thoracal menigiom.

From both sides of the vertebral column, as well as cranial and caudal of the compression site

biopsies were examined.

All biopsies showing pathological findings (n=47) during microscopy were additionally

examined using an electron microscope and some were evaluated by a morphometric test.

Special emphasis was laid on histochemical and ultrastructural alterations.

The dogs age at presentation ranged from two to eleven years (mean 6,25 years). The duration

of signs before presentation varied between one day and two years (mean 25,6 days). Ten

dogs (20%) showed severe back pain, 32 dogs (64%) were paraparetic, two dogs (4%)

tetraparetic, one dog (2%) suffered from hemiparesis, four (8%) from paraplegia, and one

(2%) from tetraplegia, all with deep pain.

In the microscopical examinations muscles of twelve dogs (24 %) had changes compatible

with an myopathic tissue pattern. Twenty-eight out of 50 dogs (56 %) showed neurogenic

alterations combined with a myopathic tissue pattern (secondary myopathy).

The muscles of seven dogs (14 %) showed exclusively neurogenic changes; in five cases with

so-called “rimmed vacuoles” (vacuole with granular content or granular border within the

muscle fibre) were detected.

In five dogs with myopathic tissue pattern degenerated myofibrils with Z-streaming were

discovered, as well as Z-masses or “rods” (clumping of Z-stripe material), seen in an ad-

vanced stage.

In four young dogs lipofuszin was detected intracytoplasmatically, in one case a spherical

cytoplasmatic inclusion could be identified.

The myopathic and neurogenic alterations in form of “rimmed vacuoles”, “rods”, fibre caliber

variations and fibre atrophies represent non-specific changes for neuromuscular diseases.

In 22 dogs (44 %) the number of mitochondria was increased whereas in two cases structural

transformations in the mitochondrion itselfs were discovered. Lightmicroscopically two cases

showed “ragged red fibres” (increase of mitochondria in the whole fibre).

In all cases increased levels of neutral lipid, glycogen or both substrates were found within the

muscle fibre. These alterations indicate a limited mitochondrial metabolism. The presence of

mitochondrion abnormalities did not correlate with the usual higher age.

A premature aging of the muscle due to an impaired metabolism of mitochondria (oxidative

stress) seems reasonable.

It can be assumed that the dogs of this study did not suffer from a generalized myopathy be-

fore the spinal cord compression occurred but developed lesions of the vertebral muscles

caused by spinal cord compression.

The advanced myopathic alterations may be explained by inappropriate, chronic stress situ-

ation of paravertebral muscles due to pain and/or hypertonic status.

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Danksagung Mein herzlicher Dank gilt Frau Professor Dr. Grevel für die Überlassung des interessanten

Themas, die Probenentnahme, die gewährte Hilfe sowie die kritische und stets rasche Durch-

sicht der Arbeit.

Weiterhin meinen allerherzlichsten Dank an Frau Professor Dr. Stoltenburg-Didinger für ihre

jederzeit gewährte Hilfe, die vielen Stunden gemeinsamer Arbeit am Mikroskop, ihr Engage-

ment und vor allem für die wiederkehrenden Motivationsschübe.

Ich danke den technischen Mitarbeiterinnen des Institutes für Neuropathologie für ihre

schnelle und sehr gute Bearbeitung der Muskelbiopsien.

Außerdem ein Dank an Herrn Dr. Scharvogel für die Muskelprobenentnahme und den An-

sporn, die Arbeit zu vollenden.

Schließlich gilt mein Dank meinem lieben Mann, der mir bei allem zur Seite stand, für seine

technische Assistenz und Geduld und meinen Eltern, die mir die Ausbildung zur Tierärztin

ermöglicht haben.

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