Influencia Del Tipo de Luz en Plántulas de Frijol (Phaseolus Vulgaris)

8/17/2019 Influencia Del Tipo de Luz en Plántulas de Frijol (Phaseolus Vulgaris)

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26/11/2015 Infl uenci a del ti po de l uz en pl ántul as de fr ij ol ( Phaseol us vul gar is)

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Influencia del tipo de luz en plántulas defrijol (Phaseolus vulgaris)Paola Cruz, Gabriel Espinoza, Ignacio Gamboa, Naomi Segura

ResumenSe llevaron a cabo tres tratamientos, correspondientes a tres colores de papel celofan como filtro de la

luz natural (Verde, Rojo y Azul), más el control. En bandejas de siembra se colocaron 12 semillas por

tratamiento. Transcurrida una semana se medió para cada planta la altura del tallo, numero de hojas,

numero de raíces y longitud de la raíz mas larga. Se analizaron los datos con el programa RStudio,

aplicando la prueba de análisis de varianza de un factor, Shapiro para normalidad y Kruskal-Wallis a los

que no seguían una distribución normal. Las plantas bajo el filtro azul mostraron mayor longitud en la

altura del tallo. Con respecto a la germinación el filtro verde fue en el que menos plantas brotaron

(41.7%), dando en todas las variables las menores medidas, esto posiblemente a que las condicionespara el experimento no eran las más aptas. Las semillas a luz natural presentaron un mayor desarrollo

radicular, por el contrario del caso con las colocadas en filtro rojo. Sería posible obtener mejores datos

si se ampliara la cantidad de reproducciones para cada tratamiento para disminuir la posibilidad de fallo;

ademas se recomienda que se lleven a cabo más estudios en mejores condiciones y control de la luz,

flujo de aire y humedad, para obtener mejores resultados.

IntroducciónSegún Audesirk y Byers, (2013), la luz visible, una pequeña parte del espectro electromagnético,consiste en longitudes de onda que corresponde a los colores del arcoíris. Cuando la luz incide en un

objeto como una hoja, se efectúa uno de tres procesos: la luz se absorbe (se capta), se refleja (rebota

en el objeto) o se transmite (pasa a través de él). La luz que se absorbe puede calentar el objeto o

impulsar procesos biológicos como la fotosíntesis. La luz que se refleja o se transmite no la capta el

objeto y puede llegar a los ojos de un observador dándole al objeto su color.

“Un pigmento es cualquier sustancia que absorbe luz. El color de un pigmento es el resultado de la

longitud de onda reflejada (no absorbida). La clorofila, el pigmento verde de todas las células

fotosintéticas, absorbe todas las longitudes de onda de la luz visible excepto el verde”. (Hernández R.,

2014) El autor citado en el párrafo anterior también nos dice que en las plantas y otros organismosfotosintéticos existen diferentes tipos de clorofilas. La clorofila a se encuentra en todos los organismos

fotosintéticos. Los pigmentos accesorios absorben energía que la clorofila es incapaz de absorber. Los

pigmentos accesorios incluyen clorofila b, xantofila (amarilla) y caroteno, anaranjado (como el beta

caroteno, un precursor de la vitamina A). La clorofila a absorbe las longitudes de ondas violeta, azul,

anaranjado- rojizo, rojo y pocas radiaciones de las longitudes de onda intermedias (verde-amarillo-

anaranjado). Los pigmentos accesorios actúan como antena, conduciendo la energía que absorben

hacia el centro de reacción. Los carotenoides absorben la longitud de onda azul y un poco en el verde,

estos pigmentos tienden a ser rojos, amarillos o anaranjados. La clorofila b absorbe en el azul, y en el


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rojo y anaranjado del espectro (con longitudes de ondas largas y baja energía). La parte media del

espectro compuesta por longitudes de onda amarilla y verde es reflejada y el ojo humano la percibe

como verde.

La luz juega un rol crítico en el crecimiento y desarrollo de la planta ya que su calidad, cantidad y

dirección son percibidas por foto sensores que regulan el desarrollo de la planta. La germinación de las

semillas puede ser afectada por diversos factores ambientales, es un proceso complejo que es

controlado por varios factores biológicos (especie, viabilidad de la semilla, latencia de las semillas,

tamaño de las semillas) y ambientales (humedad disponible, temperatura, humedad relativa, intensidad

de la luz y duración) (Adelusi et. al, 2013).

MetodologíaEl trabajo realizado se llevó a cabo en el vivero de la Escuela de Biología, a un costado del parque

ubicado en la misma escuela, en la Universidad Nacional. Los trabajos de campo se realizaron entre el

23 y 30 de Octubre del 2015. Se realizaron 3 tratamientos y el control. En los tratamientos se utilizaron

tres colores de papel celofán para que funcionaran como el filtro de la luz blanca, los colores fueron

verde, rojo y azul.Estos papeles se colocaron a modo de invernadero sobre la hilera de semillas

correspondiente para cada tratamiento. Se usaron semillas de frijol negro (Phaseolus vulgaris)

obtenidas de las bolsas de venta comercial. Para la siembra de estas semillas se utilizaron 2 bandejas

de siembra, con espacios en la disposición de 6 por fila y 12 por columna, conteniendo un total de 72

espacios para la siembra. De esos 72 se ocuparon 24 espacios, una columna con 6 espacios para cada

tratamiento. Se dispusieron los tratamientos dejando la primera y última columna sin siembra, y dejando

dos columnas sin siembra entre cada tratamiento. Las 2 bandejas se colocaron de manera consecutiva

de modo que las hileras entre tratamientos coincidieran entre las bandejas, para asi colocar a lo largo

los filtros de luz. En total, por tratamiento se sembraron 12 semillas. Para el riego de las plantas, se

utilizo un plástico colocado bajo las bandejas y se dispuso a modo de otra bandeja, para que al colocar el agua en este plástico, las plantas y la tierra lo absorbieran por gradiente de concentración; este

método se ideó ya que al tener sobre las semillas los papeles de filtro colocados, se dificultaba la labor

de riego común. La siembra de las semillas se llevó a cabo el día 23 de Octubre a las 2:00pm. Posterior

a esto se hicieron riegos diarios entre las 11:00am y 2:00pm, y se vigiló que las condiciones de las

semillas, y posteriores plantas fueran óptimas. El día 30 de Octubre a las 4:00pm se retiraron los

papeles de filtro y se procedió con la toma de datos. Los datos tomados fueron los de altura de tallo,

número de Hojas, número de raíces (primarias y secundarias), y longitud de la raíz más larga. Estos

datos se colocaron en una tabla de Excel. Para el análisis de los datos se utilizo el programa RStudio.

Las pruebas estadísticas realizadas fueron las siguientes: pruebas de análisis de varianza (ANOVA),

para determinar si existían relaciones entre las medias de los datos obtenidos; pruebas de Shapiro,

para comprobar la normalidad de los residuos de las pruebas de ANOVA y pruebas de Tukey para

determinar la relación entre los datos obtenidos. En el caso de una de las pruebas de Shapiro, los

residuos no presentaban normalidad, por lo que se procedió a realizar la prueba de Kruskal-Wallis al

conjunto de datos, ya que está es la opción a la prueba de ANOVA cuando los datos no son

paramétricos.

Resultados


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Pruebas estadísticas

frijoles


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## Bandeja Tratamiento AlturaTallo NumHojas NumRaiz LongRaiz

## 1 1 V 10.3 2 13 5.6

## 2 1 V 0.0 0 0 0.0

## 3 1 V 0.0 0 0 0.0

## 4 1 V 0.0 0 0 0.0

## 5 1 V 0.0 0 0 0.0

## 6 1 V 0.0 0 0 0.0

## 7 1 A 17.8 2 13 7.8

## 8 1 A 18.5 2 14 7.8

## 9 1 A 7.1 0 7 0.2

## 10 1 A 19.1 2 15 6.6

## 11 1 A 12.1 2 8 6.2

## 12 1 A 18.9 2 10 7.3

## 13 1 R 16.0 2 20 6.7

## 14 1 R 17.6 2 11 6.5

## 15 1 R 15.6 0 22 7.8

## 16 1 R 16.9 0 18 6.7

## 17 1 R 19.3 2 18 8.7

## 18 1 R 0.0 0 0 0.0## 19 1 C 16.5 2 15 5.0

## 20 1 C 15.2 2 23 7.5

## 21 1 C 4.6 0 10 6.9

## 22 1 C 14.0 2 9 3.7

## 23 1 C 15.3 2 36 10.8

## 24 1 C 15.0 2 11 10.3

## 25 2 V 12.6 2 29 7.6

## 26 2 V 5.5 0 1 1.1

## 27 2 V 17.0 2 27 7.0

## 28 2 V 17.5 2 32 7.0

## 29 2 V 0.0 0 0 0.0

## 30 2 V 0.0 0 0 0.0

## 31 2 R 13.6 0 26 10.5

## 32 2 R 11.5 2 27 11.0

## 33 2 R 12.0 2 21 9.0

## 34 2 R 16.1 2 26 8.9

## 35 2 R 17.1 2 31 8.1

## 36 2 R 14.3 2 26 7.6

## 37 2 A 15.9 2 25 8.6

## 38 2 A 18.9 2 30 8.4

## 39 2 A 18.0 2 27 11.7## 40 2 A 18.8 2 28 8.7

## 41 2 A 19.3 0 27 8.1

## 42 2 A 0.0 0 0 0.0

## 43 2 C 19.7 2 17 9.9

## 44 2 C 11.4 2 11 10.5

## 45 2 C 3.2 0 18 7.8

## 46 2 C 11.4 2 24 9.9

## 47 2 C 10.2 2 20 11.6

## 48 2 C 11.1 2 19 8.6


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attach(frijoles)

Pruebas de ANOVA.

Se presentan a continuación los resultados de las pruebas estadísticas en ordende importancia en su

resultado, primero se adjuntarán las pruebas con resultados significativos y seguidamente las pruebas

cuyos resultados no tuvieron mayor significancia.

Longitud de raíz X Tratamiento H0: No hay diferencias significativas en las medias de longitud de la raíz

con respecto al tratamiento. H1: Hay diferencias significativas en las medias de longitud de la raíz con

respecto al tratamiento.

anova4F)## Tratamiento 3 270.6 90.19 9.915 4.1e‐05 ***

## Residuals 44 400.2 9.10

## ‐‐‐

## Signif. codes: 0 '***' 0.001 '**' 0.01 '*' 0.05 '.' 0.1 ' ' 1

shapiro.test(residuals(anova4))

##

## Shapiro‐Wilk normality test

##

## data: residuals(anova4)

## W = 0.9607, p‐value = 0.1077

tapply(LongRaiz,list(Tratamiento),mean)

## A C R V

## 6.783333 8.541667 7.625000 2.358333

tapply(LongRaiz,list(Tratamiento),sd)

## A C R V

## 3.405299 2.438128 2.791261 3.324690

TukeyHSD(anova4)


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## Tukey multiple comparisons of means

## 95% family‐wise confidence level

##

## Fit: aov(formula = LongRaiz ~ Tratamiento)

##

## $Tratamiento

## diff lwr upr p adj

## C‐A 1.7583333 ‐1.529192 5.045859 0.4890456

## R‐A 0.8416667 ‐2.445859 4.129192 0.9028017

## V‐A ‐4.4250000 ‐7.712525 ‐1.137475 0.0043896

## R‐C ‐0.9166667 ‐4.204192 2.370859 0.8785082

## V‐C ‐6.1833333 ‐9.470859 ‐2.895808 0.0000518

## V‐R ‐5.2666667 ‐8.554192 ‐1.979141 0.0005633

En base a las pruebas anteriores, se puede demostrar que existen diferencias significativas entre las

medias de las longitudes de raíz medidas (F: 9.87; g.l:3,44; p- value


7/14



## Df Sum Sq Mean Sq F value Pr(>F)

## Tratamiento 3 739 246.32 7.271 0.00046 ***

## Residuals 44 1491 33.88

## ‐‐‐

## Signif. codes: 0 '***' 0.001 '**' 0.01 '*' 0.05 '.' 0.1 ' ' 1

shapiro.test(residuals(anova))

##


##

## data: residuals(anova)

## W = 0.9534, p‐value = 0.05473

tapply(AlturaTallo,list(Tratamiento),mean)

## A C R V

## 15.366667 12.300000 14.166667 5.241667

tapply(AlturaTallo,list(Tratamiento),sd)

## A C R V

## 6.062303 4.763116 5.010958 7.139195

TukeyHSD(anova)



##

## Fit: aov(formula = AlturaTallo ~ Tratamiento)

##

## $Tratamiento


## C‐A ‐3.066667 ‐9.411245 3.2779121 0.5737248

## R‐A ‐1.200000 ‐7.544579 5.1445788 0.9574692

## V‐A ‐10.125000 ‐16.469579 ‐3.7804212 0.0005929

## R‐C 1.866667 ‐4.477912 8.2112455 0.8606055

## V‐C ‐7.058333 ‐13.402912 ‐0.7137545 0.0239260

## V‐R ‐8.925000 ‐15.269579 ‐2.5804212 0.0027401

Se puede demostrar que existen diferencias significativas entre las medias de los datos de alturas

recolectados (F: 7.15; g.l:3,44; p-value


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control: 12.30cm (???4.76cm). Las diferencias más importantes se encontraron entre las medias de

alturas de las plantas que crecieron bajo luz verde, con respecto a las plantas que crecieron bajo luz

roja y azul, como se puede observar en la Figura 2.

Número de hojas X Tratamiento

H0: No hay diferencias significativas en las medias en el número de hojas con respecto al tratamiento.

H1: Hay diferencias significativas en las medias del número de hojas con respecto al tratamiento.

anova2F)

## Tratamiento 3 6.92 2.3056 2.742 0.0545 .

## Residuals 44 37.00 0.8409

## ‐‐‐

## Signif. codes: 0 '***' 0.001 '**' 0.01 '*' 0.05 '.' 0.1 ' ' 1


##


##


## W = 0.8683, p‐value = 6.915e‐05

kruskal.test(NumHojas~Tratamiento)


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##

## Kruskal‐Wallis rank sum test

##

## data: NumHojas by Tratamiento

## Kruskal‐Wallis chi‐squared = 7.4023, df = 3, p‐value = 0.06012

tapply(NumHojas,list(Tratamiento),mean)

## A C R V

## 1.5000000 1.6666667 1.3333333 0.6666667

tapply(NumHojas,list(Tratamiento),sd)

## A C R V

## 0.9045340 0.7784989 0.9847319 0.9847319

TukeyHSD(anova2)



##

## Fit: aov(formula = NumHojas ~ Tratamiento)

##

## $Tratamiento

## diff lwr upr p adj## C‐A 0.1666667 ‐0.8328984 1.1662317588 0.9702059

## R‐A ‐0.1666667 ‐1.1662318 0.8328984255 0.9702059

## V‐A ‐0.8333333 ‐1.8328984 0.1662317588 0.1320989

## R‐C ‐0.3333333 ‐1.3328984 0.6662317588 0.8098395

## V‐C ‐1.0000000 ‐1.9995651 ‐0.0004349078 0.0498635

## V‐R ‐0.6666667 ‐1.6662318 0.3328984255 0.2960732

Se encontraron diferencias entre la cantidad media de hojas en las plantas, pero ninguna de estas

diferencias es significativa (X2:8.83, g.l:3, p-value: 0.032). La cantidad media de hojas en cada

tratamiento fue la siguiente: verde: 0.67 hojas (???0.98 hojas), azul: 1.67 hojas (???0.78 hojas), rojo:

1.67 hojas (???1.03 hojas), control: 1.67 hojas (???0.78 hojas). Las diferencias más importantes se

encontraron entre la cantidad media de hojas en plantas que crecieron bajo luz verde, con respecto a

las plantas que crecieron bajo luz azul y el control, pero ambas de manera no significativa como se

puede observar en la Figura 3.


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Número de raíces X Tratamiento

H0: No hay diferencias significativas en las medias en el número de raíces con respecto al tratamiento.

H1: Hay diferencias significativas en las medias del número de raíces con respecto al tratamiento.

anova3F)

## Tratamiento 3 967 322.2 3.214 0.0318 *

## Residuals 44 4410 100.2

## ‐‐‐

## Signif. codes: 0 '***' 0.001 '**' 0.01 '*' 0.05 '.' 0.1 ' ' 1


##


##


## W = 0.9567, p‐value = 0.07435

tapply(NumRaiz,list(Tratamiento),mean)

## A C R V

## 17.00 17.75 20.50 8.50


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tapply(NumRaiz,list(Tratamiento),sd)

## A C R V

## 10.009087 7.641097 8.361166 13.132195

TukeyHSD(anova3)



##

## Fit: aov(formula = NumRaiz ~ Tratamiento)

##

## $Tratamiento


## C‐A 0.75 ‐10.162941 11.662941 0.9977734

## R‐A 3.50 ‐7.412941 14.412941 0.8270852

## V‐A ‐8.50 ‐19.412941 2.412941 0.1756847## R‐C 2.75 ‐8.162941 13.662941 0.9067966

## V‐C ‐9.25 ‐20.162941 1.662941 0.1225109

## V‐R ‐12.00 ‐22.912941 ‐1.087059 0.0261101

Se encontraron diferencias poco significativas entre el número medio de raíces en las plantas tratadas

(F: 2.92; g.l:3,44; p-value: 0.044). El número medio de raíces por planta en cada tratamiento fue el

siguiente: verde: 8.5 raíces (???13.13 raíces), azul: 18.7 raíces (???8.42 raíces), rojo: 18.8 raíces (???

10.29 raíces), control: 17.8 raíces (???7.64 raíces).

Discusión


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En el Cuadro 1, se puede observar que la tasa de germinación en las semillas sembradas con el filtro

verde fue muy baja, aproximadamente el 58.3% de las semillas no germinó. En la bandeja número 1, en

la cual solo germinó uno de los frijoles, se pudo observar el crecimiento de un hongo, lo que pudo

afectar de alguna manera el proceso de germinación. Esta situación afectó los resultados finales de la

investigación. Si bien es cierto, se sabe que hay semillas que necesitan exposición directa a la luz, no se

pudo encontrar ningún estudio que tratara el tema de la longitud de onda o el color de la luz, a

excepción de las luz roja, la cual inhibe la germinación de las planta fotoblásticas, como la lechuga

(Borthwick et. al. 1954).

El número de hojas fue similar en todos los grupos, ya que las plantas se encontraban poco

desarrolladas debido al corto tiempo que duró el experimento y todas plantas presentaban 2 o ninguna

hoja completamente desarrollada.

En cuanto a la longitud del tallo, la mayor media se presentó en las plantas que crecieron bajo luz azul

fue mayor, coincidiendo con la teoría, la cual dice que el pico de absorbancia de la clorofila, tanto a,

como b, se encuentra entre 400nm y 500nm, es decir cerca del color azul en el espectro

electromagnético de la luz visible (Wellburn, 1994), por lo que la planta dispone de una mayor cantidad

de energía para la fijación de carbono y generar una mayor cantidad de materia vegetal. Por otra parte

las plantas que crecieron bajo luz roja, tuvieron una media similar a la de plantas en azul, pero un poco

más baja, ya que el pico secundario de absorbancia para la clorofila se encuentra entre los 600nm y

700nm, es decir cerca del color rojo. En las plantas que crecieron bajo luz blanca (control) se observó

una media un poco menor que las dos anteriormente discutidas. Con respecto a las plantas que

crecieron bajo luz verde su reducido crecimiento contradice la teoría de que en el espectro de acción

fotosintético, la luz verde juega un papel aún más significativo que la azul o roja, debido a la complejidad

de las hojas, ya que en ellas la luz se “atrapa” reflejando continuamente fotones no absorbidos del

espectro verde. Los fotones del espectro verde tienen amplio contacto con moléculas de clorofila, de

forma que un porcentaje más grande de estos es absorbido. Si bien esto no ofrece completa

concordancia con nuestros resultados; existen otros factores como el número de fotones que incidiósobre cada tratamiento, disponibilidad de nutrientes, agua, humedad y temperatura. (R. Hershey, 1995)

Por otro lado la intensidad de la luz se vuelve un factor crucial no solamente por lo anterior, sino

también por los mecanismos que cada planta pudiera desarrollar según su microclima. Por ejemplo al

presentar estrés por luz y temperatura, estas podrían tender a producir mayor cantidad de antioxidantes

y por consiguiente mejorar su productividad. En este caso podríamos hablar del grupo control el cual se

mantuvo más expuesto a la radiación solar que las macetas con tratamiento. (Zhou et. al, 2009)

Con respecto al número medio de raíces, representado en la Figura 4. Se realizaron pruebas de

ANOVA y los resultados fueron que si existen diferencias, aunque no significativas, entre las medias de

cada tratamiento, la diferencia localizada fue entre las plantas que crecieron con luz verde y las plantas

que crecieron con luz roja. Según la teoría, los datos obtenidos deberían ser: una menor cantidad de

raíces en las plantas que crecieron bajo el filtro rojo, ya que este color suele producir inhibición en el

desarrollo radicular, mientras que el grupo de plantas de control debió presentar mayor desarrollo

radicular, dado que la luz blanca estimula dicho proceso (Furuya & Torrey, 1952). Con respecto a la

longitud de las raíces producidas, si se vio el efecto descrito anteriormente, donde la media de longitud

más alta se encontró en las plantas que crecieron bajo luz blanca, y las plantas que crecieron bajo luz


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roja tuvieron una media menor que las crecidas en luz blanca y azul. Las plantas crecidas bajo luz verde

tuvieron la menor media de todas, pero esto es producido por la baja tasa de germinación discutida

anteriormente.

Conclusiones y recomendacionesUna posible aplicación del proyecto de estudio sería su implementación en la agroindustria, por lo que si

se desea una planta que tenga mayor longitud del tallo se utilizaría luz azul. Si se necesitan plantas con

menor desarrollo radicular se aplicaría luz roja, o por el contrario, plantas con luz blanca para un mayor

desarrollo de las raíces.

Sería posible predecir que las plantas con luz blanca, al presentar mayor desarrollo radicular, tengan

más acceso a nutrientes, esto puede conducir a mejor calidad en los frutos. Pero para poder afirmar

esto es necesario realizaron más pruebas.

Con respecto a la posible reproducción de este experimento, se recomienda utilizar un área más amplia,

con el fin de disminuir la concentración de humedad en la tierra, así como mejorar el flujo de aire. Esto

ayudaría a evitar o al menos disminuir la presencia de hongos que puedan afectar la germinación ocrecimiento de las plantas.

Se recomienda no utilizar papel celofán, sino diferentes fuentes de luz artificial, como por ejemplo luces

LED, lámparas incandescentes o luces de haluro para proporcionar a las planta diferentes longitudes de

onda, para obtener el efecto.

Para obtener mejores resultados, sería aconsejable que la duración del experimento sea de al menos

dos semanas, para ermitir así un mayor desarrollo en las plantas, permitiendo de esta manera incluir

una serie de variables que ayudarían a explicar mejor la relación entre el desarrollo de las plantas y el

tipo de luz.

Algunas de las variables que se pueden incluir en futuras repeticiones son: área foliar, longitu de onda

de la luz a la cual se exponen las plantas, peso seco, peso fresco, además de una cromatografía de

capa fina para determinar el efecto de la luz en la producción de pigmentos dentro de la hoja.

Bibliografía Audesirk G., Audesirk T., Byers B, (2013), Captación de energía solar: La fotosíntesis, Biología: Ciencia

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http://www.forest.ula.ve/~rubenhg/fotosintesis/ (http://www.forest.ula.ve/~rubenhg/fotosintesis/)

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Furuya, M. & Torrey, J. G. (1952). Effects of light on elongation and branching in pea roots. Plant

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Influencia Del Tipo de Luz en Plántulas de Frijol (Phaseolus Vulgaris)