INFORME DEL ENSAYO INTERLABORATORIOS PARA FANGOS …bibliotecagbs.com/archivos/informe_inter_mayo2005.pdf · El ejercicio del día 11 de Mayo de 2005 se realizó sobre una muestra

INFORME DEL ENSAYO INTERLABORATORIOS PARA

FANGOS ACTIVOS (Mayo 2005)

GRUPO DE NEMATOLOGÍA Y RECURSOS NATURALES (RNM-310), línea GBS

INFORME "EJERCICIO INTERLABORATORIOS DE Mayo 2005" 1

ÍNDICE

1. Introducción

2. Participantes

3. Resultados

4. Análisis de datos

Caracterización macroscópica y microscópica del fango activado (IF)

Identificación y cuantificación de bacterias filamentosas

Caracterización de la microfauna

Otros parámetros de interés

5. Conclusiones

• Generales

• Valoración de la muestra

6. Consideraciones para los próximos ejercicios interlaboratorios

7. Agradecimientos

8. Bibliografía

Anexo fotográfico (se adjunta en un documento aparte debido a su gran tamaño)


1. INTRODUCCIÓN

Con el objetivo de unificar criterios en los análisis de tipo microbiológico de fangos activos ("evaluación del fango: características macro- y microscópicas" y "evaluación de la microfauna: filamentos y protozoos"), GBS organiza ejercicios interlaboratorios con muestras de distintas características. Estos ensayos ofrecen la oportunidad al laboratorio participante de comparar sus resultados con aquellos aportados por el resto de participantes, posibilitándole conocer su desempeño técnico y detectar posibles errores sistemáticos.

El ejercicio del día 11 de Mayo de 2005 se realizó sobre una muestra puntual de Fango Activo, distribuida desde el Laboratorio de Nematología de la Universidad de Sevilla, junto con los formatos de remisión de resultados. En esta ocasión, la toma de muestras se efectuó el día 10 de Mayo a las 7.30h a.m., siendo los participantes convocados a realizar el análisis el día 11, a fin de evitar diferencias entre los que recepcionan la muestra antes respecto a los que lo hacen después. Conjuntamente, se adjuntó una muestra puntual de fango activo de procedencia industrial entre aquellos participantes interesados. En este caso, el formato de datos a cumplimentar por los participantes se simplificó.

En este ejercicio, como en el anterior del presente circuito, se han adjuntado las nuevas hojas de trabajo, que incorporan parámetros tales como la concentración de sólidos en suspensión del licor mixto (SSLM), sólidos en suspensión volátiles (SSVLM), ensayo de decantabilidad en probeta o V30, índice volumétrico de fangos (IVF) y la cuantificación de las bacterias filamentosas en disolución con la asignación de una categoría numérica. También quedan recogidas algunas observaciones relacionadas con el estudio de la microfauna: densidad de amebas desnudas, larvas telotrocas, etc.

La metodología de trabajo está descrita en el “Manual de trabajo” de GBS que se proporciona a los participantes al inicio del circuito.

2. PARTICIPANTES

Durante este ejercicio, el total de participantes ha sido de 16. Aunque el número de laboratorios participantes se ha mantenido respecto a ejercicios anteriores, la experiencia de éstos en cuanto a la aplicación de las técnicas descritas en el manual de GBS es bastante variable. Así, a este ejercicio se han incorporado 8 participantes que no habían trabajado con anterioridad con este tipo de metodología, 4 poseen un nivel medio de experiencia al haber participado anteriormente en otros interlaboratorios y 4 han empleado ampliamente esta metodología.


En la Tabla 1 se recogen los plazos de tiempo transcurridos entre la toma de muestra y el análisis de la misma en el caso de cada participante. Con la excepción del participante 5, todos los laboratorios efectuaron el análisis en un tiempo correcto.

Tabla 1. Días transcurridos en el análisis de la muestra desde su toma.

P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 P8 P9 P10 P11 P12 P13 P14 P15 P16 1 1 1 1 3 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1

Pi= Participante 1-16

3. RESULTADOS

Los resultados más relevantes del análisis microscópico de la muestra, para cada uno de los participantes, se recogen en la Tabla 2.

Tabla 2 (I). Resultados aportados por los participantes 1, 2, 3, 4 y 5. MUESTREO

PARTICIPANTE 1 2 3 4 5*MACROSCOPÍA 21 16,5 16,5 21 19MICROSCOPÍA 50 40 40 50 31

ÍNDICE DE FANGOS 71 56,5 56,5 71 50C. DE FILAMENTOS 3 a 4 4 4 3 5FILAM. DOMINANTE Microthrix parvicella Tipo 1701, Nostocoida limicola Microthrix parvicella Nostocoida limicola I Nostocoida limicola I

FILAMENTO 2ario Nocardia sp., S. natans Nocardia sp., H. hydrossis Nocardia sp. Nocardia sp. Nocardia sp.EFECTO FLÓCULO Disgregación y puentes interfloculares Disgregación y puentes interfloculares Disgregación y puentes interfloculares Ni disgregación ni puentes intefloculares Disgregación del flóculo

OTROS FILAMENTOS Nostocoida limicola Tipo 1851 Tipo 0092, N. limicola, Tipo 1851 Tipo 0041 ---FILAM. DISOLUC. Nocardia sp. -- -- Nostocoida limicola I ---

CORTES DIAGONAL -- --- 1,32 -- ---m/mL FILAMENTOS 473,28 --- 157,8 284,58 15.590DENSIDAD ( org/L) 2.540.000 2.540.000 3.940.000 3.840.000 9.400.000

ÍNDICE DE SHANON 2,95 2,76 2,29 2,75 1,608NIVEL TELOTROCOS 0 0 0 0 0

NIVEL AMEBAS DESN. 0 0 0 0 0ÍNDICE DE MADONI 10 9 9 10 9

CLASE MADONI I I I I INÚMERO DE ESPEC. 12 9 8 10 9GRUPO DOMINANTE Bacterívoros reptantes Bacterívoros reptantes Bacterívoros sésiles Bacterívoros reptantes Bacterívoros sésiles

SSLM 2.100 -- 1.940 2.008 2.180% SSVLM 49,5 -- 53,6 58,08 47,8V30 (mL/L) 145 140 165 165 150IVF (mL/g) 69 -- 84,3 82,17 68,8

Categoría de fango "buena". Turbidez clarifica Valoración calidad fango: regular Calidad del agua de salida "regular" por la dis- Calidad previsible agua tratada: dada la baja turbie Pese al retraso en el análisis, se estiman va-do 20 NTU (después de 30 min). Presencia de Valoración agua sistema: regular gregación flocular y la presencia de flóculos dad y alta sedimentabilidad, se preve una muy buena lores óptimos en el agua de salida.microflóculos en clarificado, con núcleo de No- La calidad del fango observado es regu- en suspensión. Sin embargo, la diversidad de la calidad de agua con escasos sólidos en suspensión Valoración calidad fango: regular

OBSERVACIONES cardia; calidad del clarificado mejora con el t. lar debido a que se observa una alta den- microfauna podría ser un indicativo de una de- y una buena eliminación de nutrientes (por la presen- Valoración calidad agua salida: buenaSería bueno que la recirculación del fango no sidad de bacterias filamentosas. puración insuficiente, pero por el tipo de orga- cia de amebas testáceas indicadoras de nitrificac.) Valoración estabilidad sistema: buenafuese muy alta, para evitar la fuga de material La diversidad y densidad de protozoos nismos presentes podría encontrarse en perio- y de materia orgánica.en el clarificador (microflóculos, espumas...) es alta. do de desestabilización (el sistema). Según la La depuración biológica será muy satisfactoriaFango bastante mineralizado. Colonización calidad del fango y del estado en que se encuen- debido a la gran diversidad de especies encontra-protozoaria muy buena. tra el sistema, se podría concluir que la calidad das. Existe un gran equilibrio entre los microorga-Valoración calidad fango: Bueno del agua de salida es regular. nismos filamentosos y protozoos que provocan Valoración agua salida: Bueno Valoración calidad fango: Regular una estructura de flóculo suficientemente buenaValoración estabilidad sistema: Bueno Valoración agua salida: Regular para asegurar una sedimentabilidad alta.

Valoración estabilidad sistema: Regular Parámetros asociados: cargas másicas bajas, bajosniveles de oxígeno disuelto, altas temperaturas, altas edades de fango.Fango estable, bien colonizado con excelente acti-vidad biológica y muy buen funcionamiento.Valoración calidad fango: BuenoValoración agua salida: Bueno

Valoración estabilidad sistema: Bueno

*el participante 5 realizó el análisis con dos días de retraso respecto al resto de participantes


Tabla 2 (II). Resultados aportados por los participantes 6-15.

MUESTREO

PARTICIPANTE 6 7 8 9 10

MACROSCOPÍA 12 16,5 25,5 30 25,5MICROSCOPÍA 50 49,0 43 37 50

ÍNDICE DE FANGOS 62 65,5 68,5 67 75,5C. DE FILAMENTOS 3 2 3 a 4 4 3 a 4FILAM. DOMINANTE Nocardia sp./ Nostocoida limicola I --- Microthrix parvicella / Tipo 0041 Microthrix parvicella/ Tipo 021N TIpo 021N, Microthrix parvicella

FILAMENTO 2ario Tipo 0041 --- Tipo 0675/ Tipo 021N Tipo 0675/ Tipo 0041 --EFECTO FLÓCULO Puentes interfloculares, aunque escasos --- Puentes interfloculares Puentes interfloculares Puentes interfloculares y disgregación

OTROS FILAMENTOS -- Nocardia sp., hongos filamentosos Nocardia / Tipo 1701 / Thiothrix Nocardia sp. Nocardia sp., Tipo 0092, Tipo 0676FILAM. DISOLUC. Nocadia sp., categoría 0 sí, con categoría 1 Microthrix categoría 0 Microthrix , categoría 0 ---

CORTES DIAGONAL 2,54 1 --- --- ---m/mL FILAMENTOS --- 381 426,9 380,5 407DENSIDAD ( org/L) 13.525.000 3.300.000 2.660.000 2.120.000 2.760.000

ÍNDICE DE SHANON 2,57 --- 2,76 1,94 2,43NIVEL TELOTROCOS categoría 0 40.000 ind/L 1 0 0

NIVEL AMEBAS DESN. categoría 1 120.000 ind/L no 0 1ÍNDICE DE MADONI 8 7 10 8 9

CLASE MADONI I II I I INÚMERO DE ESPEC. 13 8 15 5 9GRUPO DOMINANTE Bacterívoros reptantes Carnívoros nadadores Bacterívoros reptantes Bacterívoros reptantes Bacterívoros reptantes

SSLM 2.238 mg/l 2.064 2.345 2.320 ---% SSVLM 54% --- 48 40 ---V30 (mL/L) 190 160 180 120 160IVF (mL/g) 85 77,5 77 52 ---

Valoración calidad fango: Bueno Valoración calidad fango: Bueno Valoración calidad fango: regular Valoración calidad fango: regular Valoración calidad fango: regularValoración agua salida: Regular Valoración agua salida: Malo Valoración agua sistema: buena Valoración agua sistema: buena Valoración agua sistema: buenaValoración estabilidad sistema: Bueno Valoración estabilidad sistema: Bueno Valoración estabilidad sistema: regular Valoración estabilidad sistema: regular Valoración estabilidad sistema: bueno

OBSERVACIONES Pese a las características macroscópicas del Olor intenso a tierra mojada, considerado Flóculos de muy pequeño tamaño en suspensión. fango activo, que hacen pensar que se trata como "correcto" Flóculo no todo lo compacto que debiera, prede un licor con elevada edad, apenas aparecen Tamaño medio de flóculo: 162 micrómetros sentando problemas estructurales.

micrometazoos que corroboren dicha hipó- Por el color parece un fango de oxidación bas-tesis. En el clarificado aparece una alta con- tante avanzada, pero los resultados en cuanto

centración de pequeños flóculos que enturbian a microfauna son diferentes: aparecen organis-el mismo de forma similar al pin point floc. mos de fases transitorias y por supuesto de

Dicha defloculación posiblemente se deba a un fango más joven.la alta mineralización del fango. Filamentos propios de bajas cargas másicas,

altas edades de fango y baja oxigenación.

MUESTREO

PARTICIPANTE 11 12 13 14 15MACROSCOPÍA 25,5 21 21 30 25,5MICROSCOPÍA 46 54 46 50 43,5

ÍNDICE DE FANGOS 71,5 75 67 80 69,0C. DE FILAMENTOS 3 a 4 3 a 4 3 a 4 3 4FILAM. DOMINANTE Tipo 0041/ Microthrix parvicella Microthrix p. / Tipo 0041 Microthrix parvicella Microthrix parvicella Microthrix parvicella

FILAMENTO 2ario Tipo 021N /Tipo 0675 Tipo 021N Tipo 0675 Tipo 0041 Tipo 021N, Nocardia sp.EFECTO FLÓCULO Puentes interfloculares Disgregación y puentes interfloculares Ninguno Disgregación Puentes interfloculares

OTROS FILAMENTOS Nocardia sp., Tipo 0092, Tipo 1701 Nocardia sp., Tipo 1701 T 0041, T 1701, T0092, T 1851, Nocardia, N. limicola III Nocardia sp., Tipo 021N Thiothrix II, Haliscomenobacter h., N. limicola II

FILAM. DISOLUC. M. parvicella , categoría 0 ausentes M.parvicella / Nocardia sp ., categ. 0 --- Microthrix parvicella , categoría 0CORTES DIAGONAL 3,2 4,1 --- -- 4,7m/mL FILAMENTOS --- --- 222,72 389 384DENSIDAD ( org/L) 2.640.000 3.660.000 2.460.000 4.280.000 12.000.000

ÍNDICE DE SHANON 2,88 2,46 3,25 2,54 3,06NIVEL TELOTROCOS categoría 0 categoría 0 0 0 categoría 0

NIVEL AMEBAS DESN. categoría 1 categoría 1 0 1 categoría 1ÍNDICE DE MADONI 10 8 8 10 10

CLASE MADONI I I I I INÚMERO DE ESPEC. 13 9 13 14 15GRUPO DOMINANTE Bacterívoros sésiles Bacterívoros sésiles Bacterívoros reptantes Bacterívoros reptantes Bacterívoros sésiles

SSLM --- --- 2.720 --- 2.215% SSVLM --- --- 54,0 --- 56,0V30 (mL/L) 130 140 190 190 165IVF (mL/g) --- --- 86,0 --- 75,0

Muestra de muy buena sedimentabilidad Valoración calidad fango: Bueno Fango con buena capacidad de sedimentación, Valoración calidad fango: Buenoaunque con microflóculos en suspensión Valoración agua salida: Regular con una gran diversidad de epescies. La presen- Valoración agua salida: Bueno

que empeoran la calidad el clarificado. Valoración estabilidad sistema: Bueno cia de rotíferos y nematodos nos indica que es Valoración estabilidad sistema: BuenoOBSERVACIONES Olor muy bueno incluso a las 24 horas. Decantación rápida del licor mixto, tras un fango de alta edad. Así mismo, la presencia Se observa un buen proceso biológico con

El color de la muestra, propio de un sistema el ensayo quedan abundantes flóculos de de tecamebas nos indica que en este fango elevada diversidad, no obstante la relaciónde alta edad de fangos, contrasta con las pequeño tamaño que no sedimentan, lo existe un proceso de nitrificación, lo que nos entre la proporción de ciliados sésiles y nada-observaciones realizadas sobre la micro- cual da indicios de que existe defloculación. confirma que la edad de fangos es alta. dores y la presencia de flagelados, podríafauna, en la que la población de micro- Podría tratarse de una situación de auto- Valoración calidad fango: Bueno ser indicativo de algún tipo de desequilibrio

metazoos es más pequeña de lo que en un oxidación del fango, en el que el flóculo se Valoración agua salida: Bueno en el proceso.principio cabría esperar. Del mismo modo, muestra poco compacto y con tendencia Valoración estabilidad sistema: Bueno A pesar de la correcta sedimentabilidad del

las poblaciones de sésiles y reptantes están a disgregarse. Así lo refleja también fango, la abundancia media de flóculosacompañadas por flagelados y algunos la fracción volátil tan baja del fango. observada en el sobrenadante, podría indicar

nadadores, indicando un estado de madurez La calidad del agua va a ser función del tiem- posibles incrementos de sólidos en el efluentedel sistema más joven dell que sería esperable, po de retención hidráulico en el decantador, en momentos de caudales punta.

acompañado a su vez de una cierta inesta- atendiendo a los pequeños flóculos presen- Microfauna representativa de un fango debilidad en las condiciones ambientales (car- tes, fruto de la disgregación en el reactor, edad mederada-alta. De los datos de SS y

ga orgánica, sobre todo). los que pueden escaparse con el efluente % volátiles se desprende que el influente puedeen mayor o menor medida. caracterizarse por una reducida y posiblem.

discontinua carga contaminante.


Tabla 2 (III). Resultados aportados por el participante 16.

* Los datos que presentan color rojo, se destacan del resto por haber sido modificados de forma posterior a la emisión del "resumen

de resultados"

MUESTREO

PARTICIPANTE 16

MACROSCOPÍA 30MICROSCOPÍA 41

ÍNDICE DE FANGOS 71C. DE FILAMENTOS 4FILAM. DOMINANTE Microthrix parvicella

FILAMENTO 2ario Nocardia spEFECTO FLÓCULO Disgregación flocular y puentes

OTROS FILAMENTOS Tipo 1851FILAM. DISOLUC. ---

CORTES DIAGONAL ---m/mL FILAMENTOS ---DENSIDAD ( org/L) 4.020.000

ÍNDICE DE SHANON 2,72NIVEL TELOTROCOS categoría 0

NIVEL AMEBAS DESN. categoría 1ÍNDICE DE MADONI 9

CLASE MADONI INÚMERO DE ESPEC. 10GRUPO DOMINANTE Bacterívoros sésiles

SSLM 2410% SSVLM 55V30 (mL/L) 190IVF (mL/g) 80

Aunque la turbidez es baja, se obseranmicroflóculos en el clarificado de la V30.

De hecho, al final del ensayo se forma unaOBSERVACIONES capa de fangos flotados en la superficie de

la probeta de un espesor de aprox. 10 mLFango de alta sedimentabilidad, a los 6 minde realizar la V30 ha decantado el 80% de la manta de fangos. Se observa la estruc-tura del flóculo abierta con disgregaciónpor abundancia de Microthrix. Posibledeficiencia de oxígeno en el reactor.

Colonización protozoaria buena. Fangosmaduros debido a la presencia dominantede ciliados sésiles. Nitrificación en el reac-tor por presencia abundante de testáceas.Destacar la presencia de zooides de cilia-dos sésiles en los espacios interflocularesindicando alguna situación de estrés en el

reactor biológico.


4. ANÁLISIS DE DATOS

En este apartado se realizará un análisis estadístico de los valores obtenidos en cada uno de los puntos en los que está dividido el análisis de fangos activos. Los parámetros estadísticos seleccionados son:

El cálculo de la media nos informa sobre el valor más probable de la variable a estudiar. Es afectada fuertemente por los valores extremos de la población.

La desviación estándar muestra como de agrupados o dispersos se encuentran los valores. Si la varianza tiende a cero, quiere decir que la dispersión de los datos es muy baja y se encuentran concentrados en torno a la media.

Dada la dispersión natural de los datos biológicos, y más aún de este tipo de análisis que no presentan capacidad de contraste con un patrón, hemos preferido realizar una invalidación de medidas que se ha determinado mediante el test de la Q de Dixon. Dicho test tiene en cuenta la diferencia de los valores máximos y mínimos respecto a la media, inhabilitando aquéllos que superen el valor preestablecido para este estimador.

La discusión de estos resultados, se realiza en apartados posteriores.


CARACTERIZACIÓN MACRO- Y MICROSCÓPICA DEL FANGO ACTIVO

En los resultados que se muestran a continuación se resaltan en "amarillo" aquellos datos que, sin ser excluídos por el Test de la Q de Dixon, se alejaron de la tendencia extraída del total de datos. Se resalta en color verde claro el participante 5, quien realizó el análisis de la muestra con dos día de retraso respecto a los demás.

- MACROSCOPÍA

CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS

0

5

10

15

20

25

30

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

MACROSCOPÍA MEDIA

Figura 1. Características macroscópicas de la muestra ("totales" ∑[turbidez, flóculos en suspensión,sedimentabilidad y olor]) para cada uno de los participantes, así como la media y varianzacalculadas. Ningún participante descartado según el test de la Q de Dixon.

1 212 16,53 16,54 215 196 127 16,58 25,59 30

10 25,511 25,512 2113 2114 3015 25,516 30

MEDIA 22,3VARIANZA 5,44

MACROSCOPÍA


REPARTO PORCENTUAL DE LAS CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS DE LA MUESTRA.

Tabla 3. Características macroscópicas de la muestra para cada uno de los participantes. Ningúnparticipante descartado según el Test de la Q de Dixon.

PARTICIPANTE TURBIDEZ FLÓCULOS EN SUSPENSIÓN SEDIMENTABILIDAD OLOR1 Media Media Alta Correcto2 Alta Media Alta Correcto3 Media Alta Alta Correcto4 Media Media Alta Correcto5 Baja Alta Alta Correcto6 Media Media Baja Correcto7 Media Alta Alta Correcto8 Baja Media Alta Correcto9 Baja Baja Alta Correcto

10 Baja Media Alta Correcto11 Baja Media Alta Correcto12 Media Media Alta Correcto13 Media Media Alta Correcto14 Baja Baja Alta Correcto15 Baja Media Alta Correcto16 Baja Baja Alta Correcto

Turbidez

6%

44%50%

AltaMediaBaja

Flóculos en suspensión

18%

64%

18%

AltaMediaBaja

Sedimentabilidad

94%

6% 0%

AltaMediaBaja

Olor

100%

0%

CorrectoIncorrecto


- MICROSCOPÍA

CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS

0

10

20

30

40

50

60

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participantes

MICROSCOPÍA MEDIA

Figura 2. Características microscópicas de la muestra (totales) para cada uno de losparticipantes, así como la media y varianza calculadas.

Tabla 4. Características microscópicas de la muestra (forma, tamaño, estructura, textura y cobertura flocular,filamentos en flóculos y en disolución, diversidad de especies) para cada uno de los participantes.

PARTICIPANTE FORMA TAMAÑO ESTRUCTURA TEXTURA COBERTURA FIL EN FLÓC. FIL EN DIS. DIV PROTOZ1 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.2 Irregular Pequeño Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Alta > 7 sp.3 Irregular Medio Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja 4-7 sp.4 Regular Medio Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.5 Regular Medio Abierta Débil 10-50% >20 fil./flóc. Alta 4-7 sp.6 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.7 Regular Medio Abierta Fuerte 10-50% < 5 fil./flóc. Alta > 7 sp.8 Irregular Grande Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.9 Irregular Grande Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja 4-7 sp.10 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.11 Irregular Medio Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.12 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.13 Irregular Medio Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.14 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.15 Irregular Grande Media Fuerte > 50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.16 Irregular Medio Abierta Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.

1 502 403 404 505 316 507 498 439 37

10 5011 4612 5413 4614 5015 43,516 41


MICROSCOPÍA


REPARTO PORCENTUAL DE LAS CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS DE LA MUESTRA.

Forma

19%

81%

RegularIrregular

Tamaño

6%

75%

19%

PequeñoMedioGrande

Estructura

19%

81%

0%

CompactaMediaAbierta

Textura

56%

44%Fuerte

Débil

Cobertura

0%

94%

6%

< 10%

10-50 %

> 50%

Filamentos en flóculo

6%

88%

6%

> 20 fil./flóc.5-20 fil./flóc.< 5 fil./flóc.

Filamentos en disolución

19%

81%

AltaBaja

Diversidad protozoos

81%

19% 0%

> 7 sp.

4-7 sp.

< 4 sp.


- ÍNDICE DE FANGO

ÍNDICE DE FANGO (IF)

0102030405060708090

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16participante

ÍNDICE DE FANGO ( IF) MEDIA

CATEGORÍA1 71 Bueno2 56,5 Regular3 56,5 Regular4 71 Bueno5 50 Regular6 62 Bueno7 65,5 Bueno8 68,5 Bueno9 67 Bueno10 75,5 Bueno11 71,5 Bueno12 75 Bueno13 67 Bueno14 80 Óptimo15 69 Bueno16 71 Bueno


ÍNDICE DE FANGO ( IF)

Figura 3. IF (sumatorio de las características macro- y microscópicas) para cada uno de los participantes, así como la media y varianza calculadas. Ningún participante descartado.


IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS

- ABUNDANCIA DE BACTERIAS FILAMENTOSAS (CATEGORÍA NUMÉRICA)

En el caso de aquellos participantes que adoptaron la categoría intermedia "entre 3 y 4", se ha adoptado la categoría numérica "3,5" por simplificación a la hora de calcular la media y varianza.

Dado que el valor medio calculado para la categoría numérica de bacterias filamentosas es de 3,5, siguiendo el planteamiento anterior, la categoría media finalmente adoptada es la intermedia entre las categorías numéricas 3 y 4.

A continuación, en las Tablas 5 y 6, se recogen los resultados referentes a "otros procedimientos de cuantificación de organismos filamentosos". La mayoría de participantes que aportó este dato, empleó la técnica basada en el cálculo de los "m/mL filamentos" (9 participantes) y 6 participantes emplearon la técnica de "cortes con la diagonal".

Con relación a la primera técnica, el análisis de los datos indicó que el participante a descartar debía ser el número 5 (Tabla 5). Dada la gran diferencia observada entre este dato y el resto de los resultados aportados por los demás

ABUNDANCIA FILAMENTOS (CATEGORÍA)

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

CATEGORÍA BACTERIANA MEDIA

Figura 4. Abundancia de bacterias filamentosas (categoría numérica) para cada uno de losparticipantes, así como la media y varianza calculadas. Ningún participante descartado.

1 3,52 43 44 35 56 37 28 3,59 4

10 311 3,512 3,513 3,514 315 416 4


CATEGORÍA BACTERIANA


participantes, nos pusimos en contacto con el participante 5, quien confirmó la veracidad de este dato.

En cuanto a la segunda técnica, los escasos resultados han sido estudiados estadísticamente de igual forma, y ningún participante ha sido descartado (Tabla 6). Sin embargo, por la escasez de resultados, no pueden extraerse conclusiones sobre la validez de este método.

Tabla 5. Cuantificación de los filamentos de la muestra como "m/mL filamentos". Descartadoel participante 5, quien realizó el análisis de la muestra con dos días de retraso.

1 473,32 ---3 157,84 284,65 15.5906 ---7 380,58 426,89 380,510 ---11 ---12 ---13 222,714 ---15 38416 ---


PARTICIP DESCATADO 5MEDIA CORREG 338,8

VARIANZA CORREG 107,3

RECUENTO FILAMENTOS (m/mL filamentos)

RECUENTO FILAMENTOS (m/mL filamentos)

050

100150200250300350400450500

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

RECUENTO FILAMENTOS (m/mL filamentos) Media


Nuestra propuesta para el próximo circuito interlaboratorios es la realización de un estudio de incertidumbre para cada participante y para ambos métodos de recuento. Este procedimiento nos permitirá extraer conclusiones sobre la dispersión de cada participante en ambos métodos de recuento. Si el estudio indica que la incertidumbre para un mismo analista es alta, cabe la posibilidad de que el método sea correcto y que el modo de actuación por parte del participante sea el erróneo. Para que nos sea posible la realización de dicho estudio, será necesario que los distintos participantes aporten ambos tipos de datos, por lo que serán advertidos con antelación.

Tabla 6. Cuantificación de los filamentos de la muestra como "cortes con la diagonal".Ningún participante descartado según el Test de la Q de Dixon.

RECUENTO FILAMENTOS (corte diagonal)

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

5

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

RECUENTO FILAMENTOS (CORTES DIAGONAL) Media

1 ---2 ---3 1,324 ---5 ---6 2,547 0,668 ---9 ---10 ---11 3,212 4,113 ---14 ---15 4,716 ---


RECUENTO FILAMENTOS (CORTES DIAGONAL)


- IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS

De la información recogida en la Tabla 7 se extrae que la mayoría de los participantes identificó a la bacteria Microthrix parvicella -en algunas ocasiones en conjunción con otro filamento- como organismo dominante, seguida de una minoría de laboratorios que identificaron al organismo Nostocoida limicola.

Dada la diversidad bacteriana de esta muestra, hubo mayor discrepancia en el establecimiento del filamento secundario, habiendo participantes que identificaron al organismo Nocardia sp., frente a otros que lo incluyeron en la categoría "otros filamentos". Los morfotipos 0041, 0675, 021N y 1701, de igual forma, fueron identificados como organismos secundarios por algunos participantes o incluidos dentro de la categoría "otros filamentos". En algunos casos, incluso, algunos de estos morfotipos fueron valorados como filamentos dominantes junto a M. parvicella.

En el apartado "otros filamentos" han sido recogidos microorganismos como los morfotipos 0092 y 1851, Thiothrix sp. y Haliscomenobacter hydrossis.

En el Anexo fotográfico, láminas 17-21, están ilustrados algunos de los microorganismos recogidos en los partes de resultado de los distintos laboratorios.

El principal efecto del crecimiento filamentoso detectado por la mayoría de los participantes se ha considerado que es la "disgregación flocular". Sin embargo, han sido varios los participantes que han considerado que, dado el IVF de la muestra, puede considerarse que el efecto de los filamentos ha sido

Tabla 7. Filamentos dominante, secundario y "otros filamentos" según el criterio de cada participante.

PARTICIPANTE FILAMENTO DOMINANTE F. SECUNDARIO OTROS FILAMENTOS1 Microthrix parvicella Nocardia/Sphaerotilus natans Nostocoida limicola2 Tipo 1701/Nostocoida limicola I Nocardia/Haliscomenobacter h. Tipo 18513 Microthrix parvicella Nocardia sp. Tipo 0092, N. limicola, Tipo 18514 Nostocoida limicola Nocardia sp. Tipo 00415 Nostocoida limicola I Nocardia sp. ---6 Nocardia sp./ N. limicola I Tipo 0041 ---7 SIn identificar Sin identificar Nocardia sp., Hongos filamentosos8 Microthrix p./ Tipo 021N Tipo 0675/Tipo 021N Nocardia sp., Tipo 1701, Thiothrix9 Microthrix p./ Tipo 021N Tipo 0675/ Tipo 0041 Nocardia sp.10 Tipo 021N / Microthrix p. --- Nocardia, Tipo 0092, Tipo 067511 Tipo 0041/ Microthrix p. Tipo 021N y Tipo 0675 Nocardia sp., Tipo 1701, Tipo 009212 Microthrix p. / Tipo 0041 Tipo 021N Tipo 0675, Nocardia sp., Tipo 009213 Microthrix parvicella Tipo 0675 T 0041, T1701, T 0092, T 1851, Nocardia sp., Nostocoida l (III)14 Microthrix parvicella Tipo 0041 Nocardia sp., Tipo 021N15 Microthrix parvicella Tipo 021N, Nocardia sp. Thiothrix II, Haliscomenobacter h., Nostocoida limicola II16 Microthrix parvicella Nocardia sp. Tipo 1851


reducido y con escasa repercusión sobre el flóculo. Esta situación puede estar en relación con el nivel de estructuración del núcleo del flóculo, pues el nivel de filamentos no es despreciable en absoluto.

En la Tabla 8 se recoge la cuantificación de los filamentos en disolución por el total de participantes. En este apartado, buena parte de los participantes han identificado a los organismos en disolución como los mismos filamentos dominantes que se desarrollan en el flóculo. Dependiendo de la identificación realizada por el analista con relación al filamento dominante, los filamentos en disolución fueron Microthrix parvicella y Nostocoida limicola. Con menor frecuencia, Nocardia sp. fue identificada como filamento en disolución.

La categoría asociada a los filamentos en disolución ha sido principalmente "0: pocos". Tan sólo el participante 7 seleccionó la categoría "1: medios" y el participante 5, quien también cuantificó una elevada densidad de filamentos en el flóculo (tabla 5.

Como recordamos en ejercicios anteriores, estas categorías no deben confundirse con aquellas definidas para los filamentos en el flóculo, cuyos valores numéricos oscilan entre 0 y 6.

Tabla 8. Densidad de filamentos en disolución.

1 Nocardia sp. 02 --- ---3 --- ---4 Nostocoida limicola I 05 Sin especificar 26 Nocardia sp. 07 Sin especificar 18 Microthrix p. 09 Microthrix p. / Tipo 021N10 --- ---11 Microthrix parvicella 012 Microthrix parvicella 013 Microthrix p. y Nocardia sp. 014 ---15 Microthrix parvicella 016 --- 0

FILAMENTOS EN DISOLUCIÓN


CARACTERIZACIÓN DE LA MICROFAUNA

- DENSIDAD PROTOZOARIA

Aunque el test de la Q de Dixon no sugiere la invalidación de ninguno de los resultados presentados por el total de participantes, se resalta el dato de densidad aportado por el participante 6, aunque también sería necesario destacar los datos de densidad aportados por los participantes 5, 15 y 16. Con relación a estos resultados, en próximos apartados, recordaremos cuestiones básicas relacionadas con las técnicas de recuento de microfauna.

Figura 5. Densidad de microorganismos (protozoos y metazoos) para cada uno de los participantes, asícomo la media y varianza calculadas. Ningún participante descartado según el Test de la Q de Dixon.

DENSIDAD DE PROTOZOOS

0

2

4

6

8

10

12

14

16

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

DENSIDAD PROTOZOARIA (10 exp 6) MEDIA

1 2,542 2,543 3,944 3,845 9,406 13,537 3,308 2,669 2,12

10 2,7611 2,6412 1,8213 2,4814 4,2815 9,1616 8,44


DENSIDAD PROTOZOARIA (10 exp 6)


- ÍNDICE DE SHANNON (H)

Para esta población de datos, a diferencia con el número de especies identificadas, se ha aplicado el test de invalidación, pues se entiende que la diversidad de la muestra, entre otros, está relacionada con la experiencia del analista y con el protocolo de conservación aplicado. En este sentido, la representatividad de los datos, en estrecha relación con el número de recuentos y con el modo de proceder del analista, desempeña un papel decisivo.

Por último, a diferencia con el número de especies, H atiende a un concepto de la diversidad complejo, según lo cual no se ve afectado por especies de escasa densidad que sean recogidas en el cómputo total de individuos.

ÍNDICE DE SHANNON

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16participante

ÍNDICE DE SHANNON MEDIA

1 2,962 2,773 2,294 2,755 1,616 2,577 1,878 2,769 1,9410 2,4311 2,8812 2,4613 3,2414 2,5415 3,0616 2,72


ÍNDICE DE SHANNON

Figura 6. Índice de Shannon para uno de los participantes, así como la media y varianza calculadas.Ningún participante descartado.


- ÍNDICE DE MADONI

En la figura anterior se recogen las categorías numéricas definidas por el total de participantes así como la clase asociada a cada uno de ellas. Como se observa en la figura siguiente, la coincidencia en cuanto a clase es del 94% (Clase I), pues tan sólo un participante definió la Clase II de Madoni. El análisis de esta situación se hará posteriormente, en el apartado de microfauna.

Figura 7. Índice de Madoni (1-10) para cada uno de los participantes, así como la media y varianzacalculadas. Ningún participante descartado.

Figura 8. Clase Madoni (I-IV) definida por el total de participantes.

ÍNDICE DE MADONI

0

2

4

6

8

10

12

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

ÍNDICE DE MADONI MEDIA

CLASE MADONI

94%

6%

0%

0%

Clase IClase IIClase IIIClase IV

1 10 Clase I2 9 Clase I3 9 Clase I4 10 Clase I5 9 Clase I6 8 Clase I7 7 Clase II8 10 Clase I9 8 Clase I10 9 Clase I11 10 Clase I12 8 Clase I13 8 Clase I14 10 Clase I15 10 Clase I16 9 Clase I

MEDIA 9VARIANZA 0,97

ÍNDICE DE MADONI


- N º ESPECIES PROTOZOARIAS

De los resultados aquí recogidos se resalta el valor máximo, aportado por el participante 13 con un total de 17 especies y, el valor mínimo, con un total de 8 especies para el participante 7.

A diferencia con el índice de Shannon, no se ha aplicado el test de invalidación de datos. De hecho, tal y como puede observarse en las figuras 6 y 9, el número de especies no está relacionado directamente con el valor del índice de Shannon. En particular, compárense los datos de los participantes 2, 3, 5, 10 y 12 en ambas tablas.

- GRUPO FUNCIONAL DOMINANTE (PROTOZOOS)

Nº ESPECIES (MICROFAUNA)

02468

1012141618

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

Nº DE ESPECIES (MICROFAUNA) MEDIA

Figura 9. Número de especies protozoarias identificadas por cada uno de los participantes.

Tabla 9. Grupo funcional dominante para cada uno de los participantes.

1 122 93 94 125 96 137 88 159 5

10 911 1312 913 1714 1415 1516 11


Nº DE ESPECIES (MICROFAUNA)

1 B. reptantes2 B. reptantes3 B. sésiles4 B.reptantes5 B. sésiles6 B. reptantes7 B. sésiles8 B. reptantes9 Amebas testáceas

10 B. reptantes11 B. sésiles12 B. sésiles13 B. reptantes14 B. reptantes15 B. sésiles16 B. sésiles

GRUPO DOMINANTE


En estos datos se observa que con excepción del participante 9, el resto de analistas obtuvieron densidades de población máximas para el grupo de los bacterívoros reptantes y sésiles. Sin embargo, el grupo funcional dominante definido para el cálculo del SBI ha sido comúnmente el de "ciliados reptantes + ciliados sésiles y/o amebas testáceas".

LISTADO DE ESPECIES DE PROTOZOOS

En la Tabla 10 se recogen, por grupos funcionales, las especies de protozoos y los grupos de metazoos observados por la totalidad de participantes.

Tabla 10. Protozoos y grupos de metazoos observados por el total de participantes.

* pequeños flagelados con capacidad fotosintética

Como se deduce de la Tabla 10, se trata de una muestra de buena diversidad (Figura 6), con un mínimo de ocho especies observadas y un máximo de diecisiete para los participantes más expertos (Figura 9). La densidad de población, en todos los casos, se sitúa por encima del millón de inviduos (Figura

Especies de protozoos y Grupos de metazoos

Pequeños flagelados Bodo sp., Bodo saltans, *Monas sp., *Pleuromonas sp. Grandes flagelados Peranema sp., Entosiphon sp. Amebas desnudas Vahlkampfia sp., Thecamoeba sp.

Amebas testáceas Arcella sp., Centropyxis sp., Euglypha sp.

Carnívoros nadadores Litonotus sp., Litonotus crystallinus, Litonotus lamella

Carnívoros suctores Acineta sp., Tokophrya sp.

Bacterívoros nadadores Uronema sp., Paramecium sp.

Bacterívoros reptantes Euplotes affinis, Acineria sp., Acineria uncinata/Trachelophyllum sp., Chilodonella sp., Aspidisca sp., Aspidisca lynceus

Bacterívoros sésiles

Epistylis sp., Epistylis rotans, Epistylis plicatilis, Epistylis chrysemydis, Opercularia sp., O. articulata, Complejo Vorticella microstoma, Vorticella sp., Complejo Vorticella

infusionum, Complejo Vorticella convallaria, Vorticella campanula, Vorticella picta, V. mayeri

Metazoos Rotíferos, Philodina sp., Nematodos, Anélidos

OTROS Coanoflagelados (sin especificar), Bicosoeca socialis (coanoflagelado), Diatomeas, Restos de turbelarios y ácaros


5), es decir, dentro de los límites planteados por Madoni (1994) en el cálculo del SBI. En la Tabla 11 se recoge el total de especies observado por cada uno de los participantes.

En las láminas 4-16 del Anexo fotográfico, se incluyen ilustraciones de algunos de los organismos constituyentes de la microfauna, presentes en la muestra.

Tabla 11. Especies observadas por cada uno de los participantes.

* por Trachelophyllum sp. entendemos Acineria uncinata, organismo del que tan sólo puede distinguirse mediante el empleo de técnicas de impregnación argéntica

P ESPECIES OBSERVADAS

1 Grandes flagelados, Arcella sp., Centropyxis sp., Euglypha sp., Acineta sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Chilodonella sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos, Nematodos

2 Grandes flagelados, Amebas testáceas, Litonotus sp., Acineria sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos y anélidos

3 Trachelomonas sp., Arcella sp., Aspidisca sp., Acineria uncinata, Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Vorticella campanula, Nematodos

4 Monas sp., Pleuromonas sp., A. desnudas, Litonotus sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos, Nematodos

5 Grandes flagelados, Amebas testáceas, Aspidisca sp., Acineria sp., Euplotes sp., Opecularia sp., Epistylis sp.,Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos

6 Peranema sp., Coanoflagelados, Bodo sp., Arcella sp., Vahlkampfia sp., Thecamoeba sp., Litonotus sp., Acineta sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos

7 Bodo saltans, Amebas desnudas, Arcella sp., Litonotus sp., Tokophrya sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella microstoma, Rotíferos

8

Peranema sp., Euglena sp., Entosiphon sp., Arcella sp., Litonotus sp., Aspidisca lynceus, Euplotes affinis, Opercularia sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella microstoma, Complejo Vorticella infusionum, dos especies del género Vorticella sin identificar, Rotíferos, Nematodos

9 Amebas testáceas, Acineria sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Nematodos

10 Peranema sp., Euglena sp., Amebas testáceas, Chilodonella sp., Aspidisca sp., Trachelophyllum sp.*, Opercularia sp., Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos

11

Peranema sp., Euglena sp., Entosiphon sp., Arcella sp., Amebas desnudas, Litonotus lamella, Litonotus crystallinus, Tokophrya sp., Uronema sp., Aspidisca lynceus, Acineria sp., Euplotes affinis, Epistylis plicatilis, Complejo Vorticella convallaria, Vorticella campanula, Epistylis rotans, Rotiferos y Nematodos

12 Amebas testáceas, Amebas desnudas, Litonotus sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Epistylis plicatilis, Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos, Nematodos

13 Peranema sp., Entosiphon sp., Arcella sp., Litonotus sp., Acineta sp., Chilodonella sp., Aspidisca sp., Acineriasp., Euplotes sp., Opercularia sp., Epistylis sp.,Complejo Vorticella convallaria, Rotíferos

14 Grandes flagelados, Amebas testáceas, Litonotus sp., Tokophrya sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Euplotes sp., Chiledonella sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Opercularia sp., Rotíferos y Nematodos

15 Bodo sp., Bisoeca socialis, Amebas desnudas, Arcella sp., Peranema sp., Litonotus sp., Acineria sp., Opercularia sp., Epistylis plicatilis, Paramecium sp., Complejo Vorticella convallaria, Philodina sp.,

16 Bodo sp., Grandes flagelados, Arcella sp., Litonotus sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Euplotes sp., Opecularia sp., Epistylis sp., Vorticella campanula, Rotíferos, Nematodos


RELACIÓN DE PORCENTAJES DE PROTOZOOS

En la Tabla 12 se recoge la abundancia relativa de cada grupo funcional estimada por cada participante.

P G. FLAG (%) AMEBAS (%) A. TESTÁCEAS (%) C. NADAD (%) C. SUCTOR (%) B. NADAD (%) B. REPT (%) B. SÉSIL (%) METAZOOS (%)1 3 0 15 0 2 0 40 31 9 2 13 0 21 10 0 0 29 20 6 3 9,7 0 7,6 0 0 0 36 45,7 1 4 3 9 7,6 19 0 0 45 14 2,1 5 2,7 0 11,7 0 0 0 16,5 68,6 0,5 6 29 9 8 0 0 0 40 13 1 7 8 0 6 32 0 0 0 54 0 8 9 0 8 1 0 0 46 32 4 9 0 0 45 0 0 0 25 26 4

10 12 0 26 0 0 1 47 17 1 11 2 0 7 4 1 2 23 61 0 12 0 0 20 7 0 0 25 46 2 13 10 0 12 2 2 2 47 23 2 14 10 0 16 1 1 0 54 14 4 15 Sin especificar 2,7 21,5 5,1 0 17,1 5,5 26,6 1,4

16 3 18 4 20 51 5

Tabla 12. Porcentajes de abundancia de los distintos grupos funcionales obtenidos por cada uno de losparticipantes. G. FLAG: grandes flagelados; AMEBAS: amebas desnudas; C. NADAD: carnívorosnadadores; C. SUCTOR: carnívoros suctores; B. NADAD: bacterívoros nadadores; B.REP: bacterívorosreptantes; B. SÉSIL: bacterívoros sésiles; METAZOOS: metazoos.


OTROS PARÁMETROS DE INTERÉS

En la Figura 10 se recogen los resultados referentes al ensayo de decantabilidad en probeta (V30), la concentración de sólidos en suspensión del licor mixto (SSLM), sólidos en suspensión volátiles (SSVLM) e índice volumétrico de fangos (IVF).

PARTICIPANTE V30 (mL/L) SSLM (mg/L) % SSVLM (mg/L) IVF (mL/g)1 145 2100 49,5 692 140 --- --- ---3 165 1946 53,6 84,34 165 2008 52,1 82,25 150 2180 47,9 68,86 190 2238 54 857 160 2064 --- 77,58 180 2345 48 779 120 2320 40 5210 160 --- --- ---11 140 --- --- ---12 140 --- --- ---13 190 2320 54 8614 190 --- --- ---15 165 2215 56 7516 190 2410 55 80

MEDIA 162 2.195 51,0 76VARIANZA 21,8 145 4,82 11

Ensayo de sedimentabilidad en probeta

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

mL/

L

V30 (mL/L) Media

Figura 10 (I). V30, sólidos en suspensión y sólidos en suspensión volátiles, así como IVF paracada uno de los participantes, incluidas las medias y varianzas. Ningún participante descartado.


Figura 10 (II) (continuación). V30, sólidos en suspensión y sólidos en suspensión volátiles, asícomo IVF para cada uno de los participantes, incluidas las medias y varianzas. Ningúnparticipante descartado.

Índice volumétrico de fangos (IVF)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

mL/

g

IVF (mL/g) Media

Sólidos en suspensión del licor mixto (SSLM) y sólidos en suspensión volátiles (SSVLM)

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

participante

mg/

L

0

20

40

60

80

100

% v

olát

iles

SSLM (mg/L) % SSVLM (mg/L)

Media (SSLM) Media (%SSVLM)

Índice volumétrico de fangos (IVF)


5. CONCLUSIONES

■ VALORES MEDIOS ESTIMADOS DE LA MUESTRA ANALIZADA

En la Tabla 13 se recogen los valores "medios" de los principales parámetros que definen la calidad de la muestra estudiada, extraídos entre el total de datos aportados por los participantes.

■ CONCLUSIONES GENERALES

Las presentes conclusiones se han obtenido como compendio de las observaciones realizadas por los distintos participantes.

- Calidad previsible del agua tratada: regular-buena.

La presencia de microflóculos en suspensión tras el ensayo de sedimentabilidad en probeta, es indicio de un fenómeno de defloculación en el fango activo, resultado de una carga orgánica insuficiente o de una entrada intermitente de ésta. Con relación a este punto, han sido dos bloques de observaciones las recogidas:

A). Participantes que han caracterizado al fango como "de aspecto de oxidación avanzada, pero que en realidad presenta problemas de estructuración". A esta observación se han sumado las siguientes: "podría afirmarse que se trata de una situación de autooxidación del licor mixto, en la que el flóculo se muestra poco compacto y con tendencia a la disgregación; prueba de esta mineralización

Tabla 13. Valores medios estimados de la muestra analizada a partir de los resultadosobtenidos por el total de participantes.

ÍNDICE DE FANGO Categoría "Bueno" (67)CATEGORÍA BACTERIANA 3 a 4IDENTIFICACIÓN DE FILAMENTOS Microthrix parvicella EFECTOS DE LOS FILAMENTOS Disgregación DENSIDAD PROTOZOARIA APROXIMADA 4,7 x 106 individuos por litroÍNDICE DE MADONI 9CLASE MADONI Clase INº DE ESPECIES ENCONTRADAS 11GRUPO DOMINANTE B. reptantes / B. sésilesRENDIMIENTO SEGÚN MADONI Muy buen funcionamientoV30 estimada 162 mL/LSSLM 2.195 mg/LIVF 76 mL/g

RESULTADOS MEDIOS ESTIMADOS DE LA MUESTRA


es la baja fracción volátil del fango". Otros laboratorios, acompañaron sus resultados de reflexiones como las siguientes: "se trata éste de un sistema de carga media-baja, sin llegar a tratarse de una aireación prolongada; la presencia de defloculación así lo confirma, aunque tampoco se descarta la ocurrencia de fenómenos de alternancia en la carga orgánica" ó "a pesar de la correcta sedimentabilidad del fango, la abundancia media de flóculos observada en el sobrenadante nos podría indicar posibles incrementos de sólidos en el efluente en momentos de caudales punta". Para otros participantes: "la defloculación, posiblemente, se deba a la alta mineralización del flóculo; pese a las características macroscópicas del fango que nos hacen pensar en un licor con elevada edad, apenas aparecen micrometazoos que corroboren dicha hipótesis".

Los participantes que se identificaron con observaciones de este tipo, atribuyeron a la calidad del agua tratada la calificación "regular". En el apartado microfauna, se recogerá información y observaciones aportadas por estos mismos participantes tratando de confirmar este estado de "no-oxidación total del fango".

B). Otros participantes, sin embargo, han caracterizado al fango como el "propio en sistemas que operan en régimen de aireación prolongada o muy baja carga; el color oscuro del fango unido a la alta velocidad de decantación del mismo -fango muy mineralizado- es propio de fangos activos con una elevada edad". Entre este grupo de participantes, algunos recogen la "presencia de microflóculos en el clarificado, cuyo núcleo lo forma Nocardia sp." y "el clarificado que se observa tras hacer la V30 tiene una gran cantidad de flóculos en suspensión, lo que podría estar indicando la existencia de filamentos que produzcan disgregación flocular; el color es bastante oscuro, lo que podría ser indicativo de un fango maduro".

Estos participantes, a diferencia con los anteriores, atribuyeron al agua tratada la calidad "buena" y secundariamente "regular".

En la evaluación de la turbidez del clarificado, el total de participantes, con excepción del 2, la situó en el intervalo baja-media. En esta muestra la turbidez no fue atribuida a la presencia de organismos filamentosos en disolución, si bien esta característica fue valorada por buena parte de los participantes, como se expondrá posteriormente. Tan sólo un participante recogió entre sus observaciones, con relación a la turbidez, lo siguiente: "presencia de formas coco-bacilares, típicas de primarios sobrecargados, en fermentación".

En líneas generales, los participantes han caracterizado a este fango como de aspecto maduro, mineralizado y con una deficiente estructuración (defloculación) consecuencia, probablemente, de la entrada de éste en respiración endógena, ocasionado por una baja carga orgánica entrante.


Con relación a esto último, a continuación adjuntamos unos resultados que creemos pueden ser de interés para comprender la naturaleza de la muestra. En la tabla siguiente se recogen los valores de DQO de las distintas fracciones:

Fracciones de la DQO DQO total 1450 mg/L

DQO soluble 563 mg/L % DQO soluble 39%

Si el porcentaje de DQO soluble se compara con el de una EDAR convencional, es decir, un 10% aproximadamente (experiencia personal de GBS), nos encontramos ante una muestra en la que dicho porcentaje es claramente elevado. Aunque se desconocen los datos de DBO5 que confirmarían el grado de biodegradabilidad de la fracción soluble, las características de la presente muestra, expuestas anteriormente, son indicio suficiente para sustentar nuestra hipótesis, según la cual, dicha fracción soluble es escasamente biodegradable y en consecuencia la actividad biológica de la biomasa ha de encontrarse en descenso.

- Valoración de la calidad del fango y de la estabilidad del sistema: regular.

La densidad de población media de la microfauna, extraída del total de participantes, indica que el fango activo estudiado se encuentra dentro de los límites de "normalidad" establecidos por el Método Madoni, superando el millón de individuos por litro. El grupo funcional establecido como dominante por el total de participantes ha sido el de "ciliados reptantes + ciliados sésiles y/o amebas testáceas".

No obstante, la estabilidad del sistema ha sido valorada como "regular" por buena parte de los participantes, pese a la importante diversidad de la suspensión biológica, con un valor medio del Índice de Shannon de 2,6. Este planteamiento también entraría en contradicción con el valor del SBI calculado, en el que el valor medio extraído del conjunto de datos es de 9 (clase I).

Algunas de las explicaciones en torno a esta conclusión, aportadas por algunos de los analistas, apuntan hacia la situación comentada anteriormente, según la cual, la apariencia de fango joven a nivel macroscópico contrasta con otros "síntomas" determinados a nivel microscópico, tanto microestructurales


como de la biología de la muestra. Algunos de estos "síntomas" se refieren a una población de microorganismos, asociada frecuentemente, a condiciones de transitoriedad en el reactor y a un fango de edad moderada.

Así, en el reparto de grupos funcionales, los ciliados sésiles, los ciliados nadadores, los flagelados y las amebas desnudas, podrían ser indicativos de algún tipo de desequilibrio en el proceso. En el caso de esta muestra, los datos extraídos de la concentración de sólidos en suspensión y, en especial, del porcentaje de volátiles (Media = 51%), indican que el influente a planta podría ser de una reducida y/o alternante carga contaminante. Esta variación en la carga, probablemente, pueda generar alteraciones bruscas en la población de microorganismos, además de repercutir sobre la estructura del flóculo.

Con relación a la valoración de la microfauna en el sistema, han sido varios los participantes que han mostrado su desacuerdo con la categoría del SBI calculada. Estos participantes entendieron que la situación del ciliado Acineria uncinata en el grupo de los ciliados reptantes no responde al auténtico nicho ecológico de este organismo. Esta situación es conducente a la obtención de un SBI que sobre valora el estado de la microfauna y la estabilidad del sistema. En este sentido, la Clase I calculada en el 94% de los casos, respondería a una situación que no se ajusta a la realidad operacional de la planta, en la que tanto el funcionamiento como la estabilidad de la misma serían mediocres.

De hecho, si la densidad de Acineria uncinata fuera sustraída de la población total de ciliados reptantes, nos encontraríamos ante una situación bastante distinta, en la que los ciliados reptantes estarían prácticamente ausentes y la población mayoritaria sería la de ciliados sésiles con predominio de las Vorticellas. Es sabido que condiciones de transitoriedad en las instalaciones pueden dar lugar a incrementos en la densidad de población de estos ciliados: rápido aumento de la carga másica debido a pérdidas o extracciones de fangos, carga orgánica introducida de modo discontinuo, etc. (Madoni, 1994). Por su parte, la ausencia de ciliados reptantes en la muestra, organismos que en ecosistemas maduros suelen encontrarse en situación de "co-dominancia" con los sésiles, nos indica la falta de madurez del ecosistema.

En adición a lo anterior, la defloculación del fango libera material y bacterias al espacio interflocular, lo que justifica la observación de especies bacterívoras típicas de fangos más jóvenes.


- Tiempos de retención celular moderados-altos y carga entrante baja o intermitente.

La baja proporción de sólidos volátiles del licor mixto (próxima al 50%) es indicativa de un sistema de edad de fango moderada-alta, en el que se puede dar lugar a situaciones de sobrecarga puntual.

Esta información, unida a la de tipo microscópico, podría indicar una situación de respiración endógena del licor mixto en el que el flóculo se muestra con tendencia a la disgregación, con el consiguiente incremento de las bacterias dispersas y el desarrollo de organismos del grupo de los nadadores consumidores de dichas bacterias. Es decir, pueden producirse situaciones que no propicien la sucesión normal de poblaciones en un fango activo, potenciándose el desarrollo de grupos como los flagelados o los ciliados nadadores, más habituales en procesos sometidos a estados de transitoriedad.


■ CONCLUSIONES DE CADA APARTADO

ÍNDICE DE FANGO

Los resultados obtenidos en cuanto a características macroscópicas han presentado dispersión en los parámetros turbidez y flóculos en suspensión, mientras que la sedimentabilidad y el olor han sido parámetros muy coincidentes.

La turbidez ha quedado definida entre las categorías "media" y "baja", con porcentajes de reparto del 50% para "baja" y 44% para "media". Tan sólo un 6% seleccionó la categoría "alta". Como ya se expusiera en el ejercicio anterior, es conveniente recordar a los participantes este concepto, para cuya definición es necesario colocar en la parte posterior de la probeta un objeto, cuyo grado de definición a través del clarificado nos permitirá catalogar la turbidez.

Ilustración del concepto "turbidez"

MEDIA

ALTA

BAJA


Aunque la turbidez se evalúa mediante visu del clarificado, dos laboratorios aportaron la medida realizada sobre el clarificado de la V30 con turbidímetro. Dichas medidas fueron de 20 y 18,5 NTU. Como ya se ha expuesto en otras ocasiones, el inconveniente del uso de estas medidas se debe, principalmente, a la inclusión en dicha medida de otro de los parámetros macroscópicos evaluados durante el examen de la muestra: la presencia de microflóculos en suspensión. No obstante, agradecemos la inclusión de este dato, que tendremos en cuenta en el estudio que sobre este parámetro estamos realizando.

Los flóculos en suspensión fueron definidos con la categoría "media" por un 62,5% de la población. El 37,5% restante se repartió entre las categorías "alta" y "baja". Entre el 18,7% de los participantes que seleccionaron la categoría "alta" queda incluido el participante 5.

La sedimentabilidad fue definida como "alta" para el total de participantes, con excepción del 6, que seleccionó la categoría "baja". Sin embargo, este mismo participante nos detalló la "secuencia" de decantación, que reproducimos a continuación:

V 3min = 500 mL/L

V 5min = 300 mL/L

V 15 min = 190 mL/L

V 30 min = 190 mL/L

Por los valores expuestos anteriormente, concluimos que este participante ha definido mal el parámetro sedimentabilidad. Ha de entenderse que si a los 15 min ha decantado el total de la manta de fangos, pues se trata del mismo valor adoptado para la V30, esta muestra presenta sedimentabilidad alta.

Otras secuencias de sedimentabilidad aportadas por otros participantes fueron las siguientes:

Participante V 10 min V 20 min V 30 min

5 235 mL 190 mL 165 mL

8 230 mL 180 mL 180 mL

Recogemos los datos de estos dos participantes (5 y 8), por tratarse de laboratorios en los que la distancia geográfica respecto al punto de reparto fue máxima y mínima en este ejercicio. Se confirma con esta observación el carácter estable de esta medida.


Por nuestra parte, aportamos los datos relativos al ensayo de la V30 de la muestra tratada según el protocolo de conservación que proponemos (lámina 1 del Anexo fotográfico). Los resultados son los siguientes:

Volumen a los 10 min Volumen a los 20 min Volumen a los 30 min V30 día 10/V 280 220 170 V30 día 11/V 230 180 180

Estos valores indican la conveniencia del empleo del protocolo de conservación, a pesar de que nos encontramos con una muestra de edad moderada-alta en la que de por sí es esperable una menor evolución de este parámetro.

Sin embargo, sí que sería conveniente recoger el hecho de que a las 24 horas se produjo una inversión de la manta de fango en la probeta, situación ésta que también esta recogida gráficamente en el anexo fotográfico.

Aquellos participantes que caracterizaron la muestra como propia de un sistema de alta edad de fangos, asociaron la alta sedimentabilidad del fango con esta circunstancia.

La definición del olor para el total de participantes fue "correcto". Respecto a este parámetro, han habido algunas apreciaciones particulares por parte de algunos participantes que recogemos a continuación: "olor como a humedad, pero no séptico", "el olor de la muestra es adecuado percibiéndose el característico aroma a tierra mojada; tras suave agitación de la muestra con objeto de resuspender el fango sedimentado se mantiene el olor, no percibiéndose matices ácidos propios de fermentaciones". En el caso de esta segunda anotación, consideramos interesante resaltar la buena práctica del analista en la valoración de este parámetro.

Atendiendo a las características "medias" extraídas de los datos aportados por los participantes, la muestra quedaría definida en cuanto a su macroestructura de la siguiente manera:

Parámetro Categoría más frecuente

Turbidez Baja/media

Flóculos en suspensión Media

Sedimentabilidad Alta

Olor Correcto


En cuanto a las características microscópicas, hacemos saber a los participantes que el grado de dispersión de estos datos ha mejorado respecto al ejercicio anterior y ha resultado ser inferior respecto a la de las características macroscópicas. A modo de resumen, se recogen las categorías seleccionadas con mayor frecuencia por los participantes:

Parámetro Categoría más comunes y frecuencia asociada (%)

Forma Irregular (81%)

Tamaño Medio (75%)

Estructura Media (81%)

Textura Fuerte (56%)

Cobertura 10-50% (94%)

Filamentos en flóculo 5-20 filamento/flóculo (88%)

Filamentos en disolución Baja (81%)

Diversidad protozoos > 7 sp. (81%)

Como puede observarse, las características que presentaron mayor dispersión fueron la textura y el tamaño de los flóculos, con porcentajes para las categorías más frecuentes del 56 y 75%, respectivamente.

Por esta razón, sería conveniente recordar las definiciones de estos dos parámetros, para tratar de disminuir la dispersión de los datos en próximos ejercicios:

- Textura: característica que alude al grado de cohesión entre las partículas que forman el flóculo, estableciéndose las categorías “fuerte” y “débil” en función a la ausencia o presencia de disgregación de los flóculos, respectivamente, tras punción sobre el cubreobjetos.

- Tamaño:

Pequeño: tamaño < 150 µm

Medio: tamaño 150 - 500 µm (incluidos ambos valores)

Grande: tamaño > 500 µm


En el caso de la textura, tal y como se indica en la definición, es necesario comprobar la resistencia a la tracción de los flóculos, repitiendo esta prueba varias veces sobre distintos puntos de la preparación.

En cuanto al tamaño, es necesario realizar varias mediciones sobre distintos flóculos de fango activo, a fin de seleccionar el tamaño de flóculo predominante (aconsejamos un número medio de 10-15 flóculos).

Como se comentaba anteriormente, estos resultados indican que la dispersión de los parámetros de observación microscópica ha disminuido notablemente respecto al ejercicio anterior. De hecho, en la mayoría de los casos, el porcentaje de la categoría mayoritaria supera el 75%. Este hecho se valora positivamente pues, como se mencionaba en los apartados precedentes, la participación por parte de analistas que no habían trabajado anteriormente con esta metodología ha sido del 50%.

En cuanto al IF, en su valor global, ha resultado un reparto en categorías de la siguiente forma: 75% "Bueno", 19% "Regular" (en este porcentaje quedaría incluido el participante 5) y 6% "Óptimo" (Figura 3). Estos resultados permiten definir el IF de esta muestra como "Bueno", con una puntuación comprendida en el intervalo 60-79.

Finalmente, en el apartado "observaciones" incluido en la primera "hoja de trabajo", han sido escasas las anotaciones realizadas, que han apuntado comúnmente hacia un fango de color marrón oscuro y hacia la presencia escasa de fibras orgánicas. Apenas se detectan bacterias helicoidales, partículas inorgánicas, Zoogloea sp., burbujas, hinchazón o espumas.

DENSIDAD Y DIVERSIDAD DE PROTOZOOS

En líneas generales podría calificarse a ésta muestra como diversa y con una densidad de población alta, atendiendo al histórico de datos de los ejercicios interlaboratorios organizados por GBS, en los que rara vez se superó el valor de densidad de 2,5 millones de individuos por litro.

Una importante proporción de participantes ha detectado una alta diversidad de protozoos, que en la mayor parte de los casos se ha situado en torno a 11 especies identificadas.

La determinación del grupo funcional dominante para el cálculo del SBI ha sido coincidente al 100%, resultando ser "ciliados sésiles + ciliados reptantes y/o amebas testáceas". Con excepción del participante 9, que determinó el grupo de las "amebas testáceas", el resto de participantes determinaron los grupos


funcionales "ciliados reptantes" y "ciliados sésiles" como dominantes, prácticamente con un reparto del 50% para cada grupo.

La densidad de protozoos ha sido especialmente dispersa, con un valor medio calculado entre el total de datos de 4,7 x 106 organismos por litro. Algunos valores de densidad han sido más elevados (participantes 5, 6, 15 y 16), circunstancia que en el caso de los participantes 5 y 6 ha vuelto a repetirse respecto al ejercicio anterior. Aunque el test de invalidación de medidas no ha indicado que sea conveniente eliminar el dato de ningún participante, sugerimos a estos participantes la revisión de sus métodos de recuento de microfauna, a fin de evitar posibles errores sistemáticos.

Algunas sugerencias para evitar errores en el cálculo de densidad de microfauna son las siguientes:

- Contabilizar sólo las amebas testáceas vivas, prestando especial atención a la transparencia del organismo y en el caso que sea necesario, aplicar la tinción con Rosa de Bengala.

- Realizar, al menos, tres réplicas del recuento de microfauna y calcular medias. El volumen de suspensión recomendado para cada recuento es de 25 µL.

- En el recuento deben incluirse los organismos que hayan quedado aislados en los reboses del cubreobjetos.

- Si se utilizan micropipetas automáticas para la medida de volumen, es recomendable cambiar las puntas en cada recuento. Se aconseja también secar el exterior de la punta antes de depositar el contenido en el portaobjetos.

- Las colonias muy numerosas de peritricos falsean los resultados finales de los recuentos. En este caso, el procedimiento a seguir es el siguiente: realizar los recuentos de organismos y si aparece una colonia grande, obviarla en el resultado final. Una vez concluido el recuento, se efectúan dos nuevos recuentos y esta vez sólo se contabilizan individuos de la especie colonial. Una vez terminado, se sustituyen los valores del colonial en los dos recuentos iniciales.


Principales grupos de organismos observados y notas sobre su morfología

Las notas sobre las características morfológicas de los organismos aquí expuestas y otras consideraciones sobre el SBI, han sido tomadas de la siguiente bibliografía:

Foissner, W. y Berger, H. (1996). A user-friendly guide to the cilates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hidrobiologists as bioindicators in rivers, lakes, and waste waters, with notes on their ecology. Freshwater Biology 35, 375-482.

Foissner, W., Berger, H. y Kohmann, F. (1992). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band II: Peritrichia, Heterotrichida, Odontostomatida. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Foissner, W., Berger, H. y Kohmann, F. (1994). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band III: Hymenostomata, Prostomatida, Nassulida. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Foissner, W., Berger, H., Blatterer, H. y Kohmann, F. (1991). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band I: Cyrtophorida, Oligotrichida, Hypotrichia, Colpodea. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Foissner, W., Berger, H., Blatterer, H. y Kohmann, F. (1995). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band IV: Gymnostomatea, Loxodes, Suctoria. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Madoni, P. (1994). A sludge biotic index (SBI) for the evaluation of the biological performance of activated sludge plants based on the microfauna analysis. Wat. Res. 28, 1, 67-75.

Serrano, S., Pérez-Uz, B., Arregui, L. y Calvo, P. (2004). Claves de identificación de protistas en estaciones depuradoras de fangos activos. Curso: Protozoos en el fango activo. Fundación Emasesa, Sevilla.

Streble, H. y Krauter, D. (1987). Atlas de los microorganismos de agua dulce. La vida en una gota de agua. Ed. Omega, Barcelona.

Warren, A. (1986). A revision of the genus Vorticella (Ciliophora: Peritrichida). Bull. Br. Mus. Nat. Hist. (Zool). 50, 1, 1-57.

Web: http://hosting.uaa.alaska.edu/afeam/E_Mitchell_Home/testate_amoebae.htm


Amebas testáceas:

Algunas notas relacionadas con la morfología de posibles especies de amebas testáceas presentes en la muestra, apuntadas por los distintos participantes (Tablas 10-11), son:

Arcella vulgaris: Testa redondeada de color amarillo-marrón, 100-145 µm de diámetro, 50-80 µm de altura, pseudoestoma 30-50 µm.

Arcella hemisphaerica: Muy parecida a vulgaris respecto al tamaño, 100-150 µm, pero con la testa casi semiesférica.

Euglypha sp.: Presentan testa alargada, ovoide o piriforme, dotada de pequeñas escamas ovoides organizadas en filas. Si presentan espinas, éstas son pequeñas y dispersas por la superficie. Se caracterizan por emitir pseudópodos tipo filópodo. Tamaño: 45-100 µm de largo.

Centropyxis sp.: Organismos con testa aglutinada circular, ovoide o discoidal, más ancha posterior que anteriormente; con opérculo excéntrico ventral, que suele presentar prolongaciones a modo de espinas (aunque no en todas las especies). Su identificación a nivel de especie se realiza en función del número de espinas, de la localización de éstas, del tamaño y de la forma corporal.

Es importante que en el cómputo de organismos totales no queden incluidas las testas vacías. Esta cuestión puede tener efectos, entre otros, sobre la densidad total de individuos calculada y sobre el reparto de abundancia entre los distintos grupos funcionales definidos por el Método Madoni.

Aunque el color amarillo hace presuponer la inactividad en la mayoría de los casos, es conveniente realizar recuentos de amebas testáceas tras aplicar la tinción con Rosa de Bengala (C2OH2O5T4Cl2Na2). Este reactivo es absorbido por la superficie protoplasmática, la cual se tiñe de color rosa. Su protocolo es sencillo, añadiendo un poco de reactivo a 50 mL de fango activo y dejando reposar unos 15 minutos, para seguidamente proceder a la observación y recuento.

En el caso que nos ocupa, la tinción con Rosa de Bengala puso de manifiesto un importante porcentaje de inactivad entre las amebas testáceas de la muestra, superior al 80% de la población total de estos rizópodos.

[La lectura de esta tinción queda recogida ampliamente en la memoria de la muestra correspondiente al mes de Enero de este mismo circuito interlaboratorios, en la que aparecen imágenes fotográficas de testáceas teñidas según esta técnica].


Amebas desnudas

La presencia de amebas desnudas ha sido recogida por varios participantes, algunos de los cuales cumplimentaron también el recuadro destinado a esta información:

Tan sólo un analista aportó información sobre la identificación de estos organismos: Vahlkampfia sp. y Thecamoeba sp.

Thecamoeba sp.: Células de tamaño 30-350 µm de longitud, aplastadas y de perfil oblongo, con varios repliegues o arrugas dorsales. Borde anterior semicircular con hialoplasma extenso; borde posterior ligeramente convexo. La forma del núcleo es determinante para la identificación a nivel de especie. Citoplasma con cristales y vacuolas contráctiles.

Vahlkampfia sp.: Célula de pequeño tamaño, dotada de núcleo vesicular con endosoma grande y cromatina periférica. Movimiento como de babosa con un gran pseudópodo que produce formas flageladas con dos flagelos.

Sin embargo, como se comentaba anteriormente, han sido pocos los participantes que han recogido esta observación en el apartado correspondiente a microfauna. Consideramos, no obstante, que puesto que para el cálculo del SBI esta población no es considerada ni incluida en la densidad total de individuos, es de interés el que sea recogida, al menos, en este apartado. De hecho, aunque la representación de este grupo de organismos es poco frecuente en tratamientos biológicos por fangos activos en condiciones estables, su presencia de forma dominante está asociada a estadios de colonización de la planta junto con los flagelados, así como a fases de inestabilidad por sobrecarga en el reactor.

El resumen de los datos aportados por los participantes con relación a este apartado es el siguiente:

VALOR NUM ABUNDANCIA0 POCOS

1 MEDIO2 MUCHOS

Nivel de amebas desnudas: 1

Nivel de Telotrocos: 0


Es decir, la mayoría de los participantes estimó una densidad media "valor numérico 1".

Bacterívoros reptantes:

Algunos de los ciliados reptantes identificados dentro de este grupo funcional han sido:

Aspidisca lynceus: Ciliado redondeado con la parte dorsal provista de crestas. Macronúcleo con forma de herrradura. Cirros frontales y transversos patentes. En determinadas condiciones ambientales, frente a la presencia de organismos que se alimentan de estos ciliados, se origina una espina prominente en la zona dorsal. Por esta razón, tradicionalmente, esta especie se había considerado como una especie distinta denominada Aspidisca turrita.

Acineria uncinata: forma corporal lanceolada con una pequeña torsión del extremo anterior hacia el lado izquierdo. Dos macronúcleos en la parte media y una vacuola contráctil en el polo anterior. Tamaño de 30-60 µm de longitud. Puede confundirse in vivo con la especie Trachelophyllum pusillum, por lo que es necesario recurrir a técnicas de impregnación argéntica para efectuar su correcta identificación. Sin embargo, T. pusillum no es frecuente en fangos activos y hasta muy recientemente su identificación se ha venido realizando de forma errónea.

Euplotes affinis: cuerpo aplanado dorsoventralmente, con la parte dorsal convexa. Movimientos deslizantes con cambios bruscos en la dirección del desplazamiento y en ocasiones rotatorios. Área peristomial y ZAM muy desarrolladas, alcanzando el tercio posterior del cuerpo. Tamaño comprendido entre 40-70 µm. Costillas en la superficie dorsal.

Ciliados sésiles bacterívoros:

A continuación se muestran algunas características morfológicas con relación a los microorganismos sésiles detectados por los distintos participantes:

PARTICIPANTE Nivel amebas desnudas4 15 06 17 18 19 1

10 111 113 015 116 1


Complejo Vorticella convallaria: zooide de 22-55 µm de ancho y 40-120 µm de largo con forma de campana esbelta; pedúnculo de 100-500 µm de longitud. Vacuola contráctil situada en el tercio anterior del zooide y abundantes vacuolas alimenticias. Macronúcleo en forma de "J". Labio peristomial de diámetro igual o ligeramente superior al cuerpo.

V. campanula: zooide de 50-157 µm de largo (media 68 µm) y 35-99 µm de ancho (media 58 µm) con forma de campana invertida; constricción bajo el labio peristomial; vacuola contráctil situada en el primer tercio superior de la célula; macronúcleo en forma de "J", situado longitudinalmente al cuerpo; citoplasma con numerosos gránulos refringentes; pedúnculo estriado y largo (incluso >500 µm).

Complejo Vorticella microstoma: zooide de 22-50 µm de ancho y 35-85 µm de largo, con forma de campana invertida; pedúnculo fino de aproximadamente 6 veces la longitud del cuerpo. Gránulos en el endoplasma, estriación en el borde del peristoma y macronúcleo en "C" fácilmente diferenciable. Es muy característica la constricción en la zona anterior del peristoma, de menor anchura que el cuerpo celular.

Complejo Vorticella infusionum: zooide de 35-60 µm de largo y 50 µm de ancho con forma de campana invertida con un labio peristomial bien desarrollado de 55 µm de ancho. Vacuola contráctil situada justo debajo del centro del zooide; macronúcleo en forma de "J". Pedúnculo delgado de más de 80 µm de largo.

[Según indicaciones del Profesor Madoni, Vorticella microstoma y Vorticella infusionum están incluidas en el mismo grupo a efectos del SBI. No así para el cálculo del Índice de Shannon, para el que han de ser tenidas en cuenta como especies distintas].

Vorticella picta: zooide con reborde peristomático en forma de corazón volcado hacia la derecha. Cuerpo muy translúcido. La ciliación peristomial a menudo es ocultada por un labio peristomial muy desarrollado. Dos vacuolas contráctiles en el tercio superior de la célula. Tamaño: 41-63 µm (largo) y 20-37 µm (ancho) (zooide). Diámetro aprox. del labio 45 µm. Poco frecuente en fangos activos.

Epistylis plicatilis: ciliado colonial de ramificación dicotómica del pedúnculo. Pedúnculo no contráctil y estriado longitudinalmente. Zooide con forma de trompeta que se une al pedúnculo por su parte más estrecha. Labio peristomial patente de anchura mayor a la del zooide. Macronúcleo en "C". Vacuola contráctil situada junto al labio peristomial.


Epistylis chrysemyidis: organismos que forman colonias de importantes dimensiones. Zooides de tamaño considerable (140-220 µm) con corona ciliar característica, formada por un doble abultamiento. Pedúnculo hueco.

En cualquier caso, nos gustaría resaltar la conveniencia de descartar las grandes colonias de ciliados sésiles (más de 50 individuos, aproximadamente), que aparezcan durante la observación. En ese caso, ese dato habría de ser eliminado y debería realizarse un recuento específico para la especie observada.

Género Opercularia: individuos de la colonia no contráctiles; estrechamiento en la parte superior del zooide sin forma de embudo. Presencia de opérculo y ausencia de labio peristomial. A nivel especie, el pedúnculo es una característica diferenciadora.

Opercularia microdiscum: zooides de 70-90 µm, cilíndricos y con infundíbulos muy desarrollados. Opérculo de aproximadamente 1/5 la anchura del cuerpo. Pedúnculo estriado pero no segmentado. Colonias grandes, de hasta 0,5 mm.

Bacterívoros nadadores:

Dada la pertenencia del organismo Acineria uncinata al grupo de los ciliados reptantes (según el SBI), han sido pocas las especies identificadas dentro de este grupo funcional: Uronema sp. y Paramecium sp.Las características más importantes para la determinación de estos organismos son las siguientes:

Uronema sp.: cuerpo ovoide con polo anterior aplanado y carente de ciliación somática. Cilios somáticos largos, de los que destaca el cilio caudal, de mayor longitud que el resto. Vacuola contráctil posterior. Tamaño 30-50 µm.

Género Paramecium: cuerpo celular similar al de una "suela de zapato". Vacuolas pulsátiles estrelladas. Cilios caudales más largos que el resto de cilios somáticos. Macronúcleo ovoide y un único micronúcleo. Depresión que se extiende desde el extremo anterior hasta el vestíbulo oral.

Carnívoros nadadores:

La densidad de población de este grupo funcional ha sido escasa, recayendo sobre el género Litonotus exclusivamente.

Género Litonotus: cuerpo fusiforme, aplanado lateralmente. Citostoma ventral alargado. Ciliación somática diferente a ambos lados del cuerpo. 2 macronúcleos y un micronúcleo. Tamaño del cuerpo celular: 80-100 µm. Dentro de este género, por haber sido recogido en el parte de resultados de un


participante, se destaca a Litonotus crystallinus, característico por la presencia de "costillas" situadas longitudinalmente.

Carnívoros sésiles:

En este grupo se han recogido especies como Tokophrya sp. y Acineta sp. Algunas de las características morfológicas de estos dos organismos son las siguientes:

Tokophrya sp.: cuerpo celular piriforme o cónico, con dos o cuatro fascículos de tentáculos dispuestos en la región anterior del cuerpo. Macronúcleo más o menos esférico.

Acineta sp.: cuerpo ovalado o triangular con dos fascículos de tentáculos situados en dos protuberancias anteriores. Presenta lóriga externa. Macronúcleo esférico u ovoide.

Grandes flagelados:

La presencia de grandes flagelados fue recogida por gran parte de los participantes, quienes identificaron, principalmente, al género Peranema.

Género Peranema: célula alargada, muy elástica, con extremo posterior amplio y redondeado o truncado cuando la célula está en movimiento. La apertura del reservorio donde se anclan los flagelos está en el extremo anterior. Presenta dos flagelos: uno libre y largo, que en movimiento deslizante tiene aspecto rígido con el extremo libre y apunta en la dirección del movimiento; otro flagelo es corto y recurrente, adherido a la película. Núcleo central. Vacuola contráctil posterior.

Género Entosiphon: células de forma redondeada y rígidas, con un tamaño comprendido entre 20-25 µm. Se caracteriza por presentar costillas longitudinales visibles. Dos flagelos, uno dirigido hacia delante y el otro hacia detrás.

Pequeños flagelados:

Los pequeños flagelados han sido recogidos en el parte de resultados de varios participantes, quienes han reconocido al género Bodo.

Género Bodo: células pequeñas, ovoides, arriñonadas o piriformes con núcleo central o anterior. Dos flagelos diferentes en posición subapical.


Coanoflagelados:

Han sido varios los participantes que han observado organismos de este grupo entre la microfauna de la muestra, por lo que se adjuntan a continuación las características más generales de este grupo.

Choanoflagellida: células incoloras ovoides o fusiformes con un collar anterior de microvellosidades que a microscopía óptica se muestra como una unidad transparente rodeando al flagelo único (también llamada "coana"). Formas libres nadadoras o fijas al sustrato por un pedúnculo, a veces forman colonias.

Metazoos:

Dentro de este grupo han sido observados Rotíferos y Nematodos, pero a baja densidad de población. Como han señalado algunos participantes, esta característica se muestra en discordancia con el aspecto macroscópico del fango, de aspecto propio de un fango envejecido.

Han sido varios los participantes que han recogido en su parte de resultados la abundancia de restos de organismos superiores (metazoos), relacionados con la oxidación total y con sistemas de nitrificación/desnitrificación, así como organismos de arrastre. Algunas de estas observaciones han sido: abundantes restos de amebas testáceas, turbelarios, ácaros, restos de rotíferos, quetas de anélidos, diatomeas, algas verdes, etc.

ÍNDICE DE MADONI Y SHANNON

La mayoría de los participantes ha definido la Clase Madoni I (94%) y un 6% la Clase II, aunque como se mostraba en apartados anteriores, buena parte de los analistas ha mostrado su desacuerdo con esta valoración del estado de la microfauna que realiza este método.

Con relación a esta situación, se encuentra el reparto de grupos funcionales y la ubicación del ciliado Acineria uncinata. Si bien el valor del índice determinado según Madoni se incluye en la Clase I, sería necesario tener en cuenta la presencia de Acineria uncinata, quien en algunos partes de resultados se presentó con porcentajes de hasta el 46% sobre el total poblacional. Este microorganismo, incluido finalmente en el grupo de los "ciliados reptantes" (Madoni, 1996), ha resultado bastante controvertido en cuanto a su inclusión en dicho grupo funcional para el establecimiento del SBI. En el trabajo original de 1994, el Profesor Madoni mostraba la ubicación incierta de este organismo a su


grupo funcional ("incertae sedis"), caracterizándolo como "ciliado libre nadador" con actividad trófica ligada al flóculo (Madoni, 1994). Posteriormente, en su trabajo de 1996, basándose en una posible relación de competencia de este organismo con la población de ciliados reptantes (ocupación del mismo nicho ecológico), este autor anunciaba la inclusión de A. uncinata al grupo de los ciliados reptantes.

Este desacuerdo en cuanto a la ubicación de Acineria uncinata ha sido recogido también en el parte de resultados de algunos de los analistas que estudiaron la presente muestra. Una opinión generalizada, derivada de la experiencia personal de estos analistas, señala hacia el carácter "oportunista" de este ciliado, capaz de aprovechar el estado de defloculación del fango para alimentarse en las cercanías del flóculo. En apoyo de lo anterior, algunos de estos participantes opinan que la morfología de este microorganismo, precisamente, difiere de aquella presente en los reptantes "típicos" (Aspidisca, Euplotes, etc.), al no disponer de los potentes cirros que le permitirían el "rascado" del flóculo, comportamiento frecuentemente atribuido a este grupo.

Por esta razón han sido varios los analistas que en el presente ejercicio han mostrado su desacuerdo con la ubicación de este microorganismo al grupo de los ciliados reptantes. Sin embargo, los valores del SBI recogidos en la presente memoria han sido calculados siempre incluyendo a A. uncinata en el grupo de los reptantes.

Para poner de manifiesto la importancia y la repercusión en el valor del SBI, si este ciliado fuera incluido en un grupo funcional u otro (reptantes o nadadores), se ha realizado un recuento de microfauna y se ha incluido este ciliado en el grupo de los "bacterívoros reptantes" (ejemplo 1) y en el de los "bacterívoros nadadores" (ejemplo 2).


Los resultados de este recuento, para uno y otro ejemplo, quedan incluidos en las Tablas 14 y 15:

Tabla 14: Recuento de microfauna en el que Acineria uncinata se incluye en el grupo de los reptantes. Ejemplo 1.

GRUPO SPP OBS. 1ºcont 2ºcont ind/mL ind/L % ind/L % GRUPO FUNC.Flagelados 2 1 1 40 40000 0,01449275 9%

grandes 10 6 4 200 200000 0,07246377Amebas con testa 11 8 3 220 220000 8% 8%

(***)desnudas

Litonotus 1 1 0 20 20.000 1%Amphileptus 1%

Carnívoro nad ColepsSphatidiumHemiophrys

otrosAcineta

Carnívoro suctor PodophryaTokophrya

C otros% TOTAL DE CARNÍVOROS #¡VALOR!

ColpodaI Uronema

TetrahynemaL Bacter nadador Paramecium

ColpidiumI Glaucoma

otrosA Aspidisca lynceus 6 2 4 120 120.000 4%

Acineria uncinata 54 25 29 1080 1.080.000 39%D Bacter reptante Euplotes affinis 1 1 0 20 20.000 1% 44%

OxitrichiaO Stentor

otrosS Opercularia 3 3 0 60 60.000 2% 2%

Epistylis 21 10 11 420 420.000 15%ZoothamniumCarchesium

Bacter sésil V. convallar complejo 15 6 9 300 300.000 11% 36%V. aquadul. complejo

V. campanula 36%otros 3 2 1 60 60.000 2%

Epistylis rotans 7 4 3 140 140.000 5% V. microstom complejoV. infusionum complejo

Rotíferos 4 1 3 80 80.000 3%Gastrotricos

(***) Nematodos 3%Anélidos

MICROMETAZOOS

TABLA PARA LA DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE BIÓTICO

GRUPO DENSIDADDOMIN (ind/L) F<10 10<F<100 F<10 10<F<100 F<10 10<F<100 F<10 10<F<100

6 >10(EXP 6) 10 8 9 7 8 6 7 5<10 (EXP 6) 9 7 8 6 7 5 6 4

5 >10(EXP 6) 9 7 8 6 7 5 6 4<10 (EXP 6) 8 6 7 5 6 4 5 3

4 >10(EXP 6) 7 5 6 4 5 3 4 2<10 (EXP 6) 6 4 5 3 4 2 3 1

3 >10(EXP 6) 6 4 5 3 4 2 2 1<10 (EXP 6) 5 3 4 2 3 1 2 0

2 >10(EXP 6) 5 3 4 2 3 1 1 0<10 (EXP 6) 4 2 3 1 2 0 0

1 >10(EXP 6) 4 3 2 1<10 (EXP 6) 3 2 1 0

1: PEQUEÑOS FLAGELADOS NADADORES (>100 EN DIAGONAL F-R) 4: OPERCULARIA spp2: CILIADOS NADADORES BACTERIOFAGOS 5: CIL SÉSILES>80 %, NO SIENDO OPERCULARIA Y V. MICROSTOMA ABUNDANTES3: VORTICELLA MICROSTOMA 6: CIL REPTANTES+SÉSILES+ Y/O AMEBAS TESTÁCEAS

ENTRE 8-10 ENTRE 5-7 <5>10

GRUPO DOMINANTE YDENSIDAD TOTAL

NÚMERO TOTAL DE UNIDADES TAXONÓMICAS DE LA MICROFAUNA Y NÚMERO DE PEQUEÑOS FLAGELADOS(F), CONTADOS EN LA DIAGONAL DE FUCHS-ROSENTHAL.

Ejemplo 1: Cálculo del SBI si Acineria uncinata se incluye en el grupo de los reptantes.


GRUPO SPP OBS. 1ºcont 2ºcont ind/mL ind/L % ind/L % GRUPO FUNC.Flagelados 2 1 1 40 40000 0,01449275 9%

grandes 10 6 4 200 200000 0,07246377Amebas con testa 11 8 3 220 220000 8% 8%

(***)desnudas

Litonotus 1 1 0 20 20.000 1%Amphileptus 1%

Carnívoro nad ColepsSphatidiumHemiophrys

otrosAcineta

Carnívoro suctor PodophryaTokophrya

C otros% TOTAL DE CARNÍVOROS #¡VALOR!

Acineria uncinata 54 25 29 1080 1.080.000 39%I Uronema

TetrahynemaL Bacter nadador Paramecium 39%

ColpidiumI Glaucoma

otrosA Aspidisca lynceus 6 2 4 120 120.000 4%

otrosD Bacter reptante Euplotes affinis 1 1 0 20 20.000 1% 5%

OxitrichiaO Stentor

otrosS Opercularia 3 3 0 60 60.000 2% 2%

Epistylis plicatilis 21 10 11 420 420.000 15%ZoothamniumCarchesium

Bacter sésil V. convallar complejo 15 6 9 300 300.000 11% 36%V. aquadul. complejo

V. campanula 36%otros 3 2 1 60 60.000 2%

Epistylis rotans 7 4 3 140 140.000 5% V. microstom complejoV. infusionum complejo

Rotíferos 4 1 3 80 80.000 3%Gastrotricos

(***) Nematodos 3%Anélidos

MICROMETAZOOS

Tabla 15: Recuento de microfauna en el que Acineria uncinata se incluye en el grupo de los nadadores. Ejemplo 2.

TABLA PARA LA DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE BIÓTICO

GRUPO DENSIDADDOMIN (ind/L) F<10 10<F<100 F<10 10<F<100 F<10 10<F<100 F<10 10<F<100

6 >10(EXP 6) 10 8 9 7 8 6 7 5<10 (EXP 6) 9 7 8 6 7 5 6 4

5 >10(EXP 6) 9 7 8 6 7 5 6 4<10 (EXP 6) 8 6 7 5 6 4 5 3

4 >10(EXP 6) 7 5 6 4 5 3 4 2<10 (EXP 6) 6 4 5 3 4 2 3 1

3 >10(EXP 6) 6 4 5 3 4 2 2 1<10 (EXP 6) 5 3 4 2 3 1 2 0

2 >10(EXP 6) 5 3 4 2 3 1 1 0<10 (EXP 6) 4 2 3 1 2 0 0

1 >10(EXP 6) 4 3 2 1<10 (EXP 6) 3 2 1 0

1: PEQUEÑOS FLAGELADOS NADADORES (>100 EN DIAGONAL F-R) 4: OPERCULARIA spp2: CILIADOS NADADORES BACTERIOFAGOS 5: CIL SÉSILES>80 %, NO SIENDO OPERCULARIA Y V. MICROSTOMA ABUNDANTES3: VORTICELLA MICROSTOMA 6: CIL REPTANTES+SÉSILES+ Y/O AMEBAS TESTÁCEAS

ENTRE 8-10 ENTRE 5-7 <5>10

GRUPO DOMINANTE YDENSIDAD TOTAL

NÚMERO TOTAL DE UNIDADES TAXONÓMICAS DE LA MICROFAUNA Y NÚMERO DE PEQUEÑOS FLAGELADOS(F), CONTADOS EN LA DIAGONAL DE FUCHS-ROSENTHAL.

Ejemplo 2: Cálculo del SBI en el que Acineria uncinata se incluye en el grupo de los nadadores.


Para el ejemplo 1, el valor del SBI calculado es de 10, es decir, Clase I: "fango estable y muy bien colonizado, excelente actividad biológica; muy buen funcionamiento".

En el ejemplo 2, dicho valor se convierte en 5, es decir, Clase III: "depuración biológica insuficiente en la balsa de aireación; funcionamiento mediocre".

Como puede observarse en estos dos ejemplos, la diferencia es sustancial en uno y otro caso, dependiendo tan sólo de la inclusión de este ciliado en uno u otro grupo funcional. Sin embargo, la valoración general sobre la calidad y estabilidad del sistema realizada mediante el Método Madoni parece más próxima a la descrita en el ejemplo 2 que en el ejemplo 1. Por esta razón, una vez más, recomendamos a los participantes extraer conclusiones sobre el sistema y su biomasa siempre con base a la información global que proporciona el análisis global de la muestra, sin limitarse de forma exclusiva a la información aportada por los índices bióticos.

Por último, volviendo al reparto de grupos funcionales, una vez más, este método pone de manifiesto su repetitividad, permitiendo que 15 de los 16 participantes definan una misma calidad de fango, la clase I. Analizando estos datos, se llega a la conclusión de que las diferencias establecidas entre el participante 7, quien definió la clase II, y el resto de analistas, se refiere principalmente al cómputo de pequeños flagelados. Dicho participante ha sido el único que ha señalado una densidad de pequeños flagelados >50.000 ind./mL. El resto de diferencias establecidas entre participantes, como la determinación del grupo funcional dominante (Tabla 9) o el número de especies determinadas, son "diluidas" por este método, el cual permite el ingreso en la tabla de doble entrada a partir de un grupo funcional más amplio (ciliados reptantes+sésiles+y/o amebas testáceas), en el que precisamente quedarían incluidos los tres grupos funcionales determinados por los participantes: ciliados reptantes, ciliados sésiles y amebas testáceas.

En cuanto al Índice de Shannon, los resultados obtenidos por los distintos participantes han resultado ligeramente dispersos (Figura 6), destacándose del resto tan sólo el participante 5.

Como se ha expuesto en ejercicios anteriores, para el cálculo de este índice se han de tener en cuenta todas las especies de microorganismos observadas (protozoos y metazoos), independientemente del tratamiento que se siga con éstas para el Método Madoni.


IDENTIFICACIÓN DE ESPECIES BACTERIANAS

En la Tabla 16 se recogen conjuntamente las características que describen a los organismos filamentosos más frecuentes en la muestra según la evaluación de los distintos participantes (Jenkins et al., 1993). La mayoría de estos organismos están recogidos en el Anexo fotográfico.

De los datos observados en esta tabla se deduce que el microorganismo identificado como dominante, en la mayoría de los casos, ha sido Microthrix parvicella. Su dominancia, en algunos casos, ha aparecido de forma conjunta con la de otros tipos bacterianos (Tipo 0041 y Tipo 021N). Secundariamente, aparece un pequeño grupo de participantes que identifica al filamento Nostocoida limicola I como dominante. Si bien es cierto que las dimensiones del tricoma, así como la reactiva a tinciones (Gram y Neisser) de estos dos filamentos son muy parecidas, la morfología celular difiere de la misma forma que la capacidad de acumular gránulos de poli-ß-hidroxibutirato. Mientras que Nostocoida limicola I presenta morfología celular oval principalmente, cuando se consiguen observar sus células, en Microthrix parvicella no se observan ni septos ni constricciones celulares. La tinción de gránulos de PHB permite poner de manifiesto la presencia de gránulos en el caso de Microthrix parvicella, pero no en el de Nostocoida limicola I.

A continuación recogemos algunas notas sobre la fisiología y control operacional de este filamento, de ocurrencia tan frecuente en estaciones depuradoras. Todas ellas han sido extraídas de una revisión bibliográfica del 2005:

Rossetti, S., Tomei, M. C., Nielsen, P. H. y Tandoi, V. (2005). "Microthrix parvicella", a filamentous bacterium causing bulking and foaming in activated sludge systems: a review of current knowledge. FEMS Microbiology Reviews 29, 49-64.

(...) Fisiología:

Los estudios con cultivos puros indican que M. parvicella es un aerobio quimiorganotrofo, no fermentativo, que puede reducir nitrato hasta nitrito y se desarrolla bajo un amplio rango de presiones parciales de oxígeno, siendo favorecido bajo condiciones microaerófilas. A bajas concentraciones de oxígeno disuelto (OD), de aproximadamente 0,4 mg/L, produce filamentos largos y regulares, sin las células deformadas o vacías observadas a altas concentraciones de oxígeno disuelto.


Ya que las concentraciones limitantes de OD parecen ser beneficiosas para el crecimiento de este microorganismo, se entiende que las bajas concentraciones de OD pueden representar una ventaja metabólica para la proliferación de "Microthrix parvicella" en fangos activos. En la literatura ha quedado recogido que altas concentraciones de OD (> 6 mg/L) pueden ser tóxicas para este filamento, por lo que debería ser considerado como microaerófilo. De hecho, autores como Andreasen y Nielsen observaron que Microthrix parvicella asimilaba el ácido oleico en presencia de varios aceptores de electrones tras periodos de falta de oxígeno de entre 4 y 7 h. Es decir, M. parvicella permanecía viable por más tiempo bajo condiciones anóxicas y anaerobias que bajo condiciones óxicas, observación ésta que está en acuerdo con la idea de microorganismo microaerófilo.

La capacidad de acumulación de sustratos de M. parvicella ha sido recogida en diversos estudios realizados con cultivos puros bajo condiciones aerobias y anóxicas/anaerobias. En estos estudios se ha demostrado la capacidad de M. parvicella para acumular poli-beta-hidroxialcanoatos (PHA) y gránulos de lípidos. En experiencias in situ, diferentes ácidos oleicos fueron tomados por las bacterias o adsorbidos a la superficie del flóculo, bajo condiciones aerobias y anaerobias.

La hidrofobicidad de la superficie celular es importante en la toma de ácidos grasos de cadena larga. De hecho, estudios in situ con microesferas hidrofóbicas demostraron que los filamentos de M. parvicella en plantas de tratamiento (con o sin foaming) eran más hidrofóbicas que la mayoría de bacterias del fango activo. Una superficie hidrofóbica puede atraer lípidos, ácidos grasos de cadena y otros sustratos no polares, lo que supone una ventaja en la competición por este tipo de sustratos.

(a) Condiciones aerobias (OD > 2 mg/L) (b) Condiciones microaerófilas (OD < 0,4 mg/L)


De hecho, M. parvicella es el primer organismo del fango activo con la capacidad fisiológica de acumular lípidos, por lo que puede ser descrita como un organismo acumulador de lípidos (LAO).

En el caso de M. parvicella, la evidencia experimental obtenida de cultivos puros y estudios in situ, sugiere que su proliferación en el fango activo podría estar causada por varios factores, entre los que la tanto la selección cinética como metabólica podrían operar. Los mecanismos de selección cinética derivados de las características de crecimiento de este organismo le permiten crecer a tasas considerables bajo condiciones críticas como bajas temperaturas o ciertos niveles de oxígeno disuelto. Al mismo tiempo, su pronunciada capacidad de acumulación de sustratos bajo todo tipo de condiciones medioambientales representa una fuerte peculiaridad metabólica capaz de inducir los mecanismos de selección metabólica. Como consecuencia, M. parvicella no puede ser empleada para indicar las condiciones ambientales que causan el bulking; tampoco su detección en el licor mixto permite una simple diagnosis en términos de selección cinética y metabólica.

Características de desarrollo:

Los valores máximos de tasa de crecimiento de M. parvicella en el rango de 0,3-1,4 d-1 indica que se requieren altas edades de fango para su supervivencia en EDARs. Esta observación es consistente con la ocurrencia de M. parvicella en plantas de eliminación de nutrientes y plantas con nitrificación convencionales. En un episodio de M. parvicella en una planta de Colorado (EU) que trataba aguas residuales domésticas, se necesitó una edad de 10 días para tener problemas operacionales con esta bacteria. Además, las capas de espuma o barreras físicas, que en plantas convencionales son causa del establecimiento de regiones con tiempos de retención superiores a la edad de fango nominal, podrían representar la siembra potencial de este microorganismo.

Otro factor que puede promover la proliferación de M. parvicella en plantas con eliminación de nutrientes es la disponibilidad de compuestos nitrogenados.

Estrategias de control para M. parvicella en episodios de bulking y foaming:

No existe ningún método fiable para la eliminación de M. parvicella en plantas de tratamiento, aunque la manipulación de algunos parámetros operacionales puede reducir su abundancia.

Si la edad del fango activo puede ser reducida suficientemente, el crecimiento de M. parvicella puede ser minimizado. Este método de control no es apropiado para plantas que pueden nitrificar porque el tiempo de retención celular requerido para el control de M. parvicella puede también eliminar las bacterias nitrificantes del fango


activo. Esta medida de control ha de incluir aquellas partes de la planta en las que la retención de fango pueda ser mayor que el valor nominal (por ejemplo, algunas zonas del reactor delimitadas por barreras físicas). Otra importante estrategia de control de M. parvicella es mantener la concentración de OD por encima de 2 mg/L en todas las zonas del reactor aerobio. Esta acción ha demostrado ya ser eficaz en algunas plantas piloto.

Ya que los lípidos pueden suponer una ventaja para M. parvicella, una medida de control en aguas residuales ricas en estos compuestos podría ser un tratamiento adicional de flotación. El material flotado podría entonces ser introducido en la zona aerobia del sistema de fango activo donde otras bacterias podrían competir con M. parvicella para la captura de los ácidos grasos de cadena larga.

La gran capacidad de acumulación de sustratos de M. parvicella bajo todo tipo de condiciones medioambientales (aerobias, anóxicas y anaerobias), sugiere que el uso de selectores no sería efectivo.

Recientemente, se ha informado de que la adición de cloruro de polialuminio (PAX-14, por ejemplo) es un eficaz método de control de M. parvicella en estaciones depuradoras. Este efecto podría ser específico para M. parvicella porque la adición de PAX parece ser poco efectiva contra otros tipos filamentosos. La dosis recomendada de PAX-14 es de 2-3 g Al kg SSLM1- en la corriente de recirculación durante al menos tres semanas. La nitrificación y la eficacia en la reducción de DQO parecen no ser afectadas. La dosificación de PAX-14 parece cambiar las características morfológicas de M. parvicella en ciertas partes del filamento, aunque su mecanismo de actuación es aún desconocido. Algunas hipótesis relacionan este resultado con posibles cambios en las características de la superficie celular y con efectos tóxicos. El polialuminio podría afectar la naturaleza hidrofóbica de la pared celular de M. parvicella y reducir, por tanto, su ventaja competitiva en la biomasa del licor mixto o impedir que metabolice los sustratos lipídicos. PAX-14 podría también eliminar lípidos de la fase acuosa mediante floculación, seguida de un atrapamiento por parte de los flóculos.


Organismos de observación secundaria:

Entre los organismos identificados como secundarios se encuentran: Nocardia sp., Tipo 021N, Tipo 0041 y Tipo 0675.

Entendemos que Nocardia y el grupo de los NALO no presentan dificultad en cuanto a su identificación (Tabla 16).

Con relación a los otros tres morfotipos tenemos que, si bien las diferencias entre el Tipo 0675 y 0041 se refieren, principalmente, al grosor celular y a la longitud del tricoma, la reactiva a tinciones del morfotipo 021N así como su morfología celular, lo distinguen claramente de los dos tipos anteriores (Tabla 16).

Las características ambientales asociadas a los Tipos 0041 y 0675 se refieren comúnmente a altas edades de fango, bajas cargas másicas y la deficiencia de nutrientes. Por su parte, el tipo 021N presenta un rango de condiciones más amplio que favorece su crecimiento, entre las que coincidiendo con los Tipos 0041 y 0675 se encuentran la baja carga másica y la deficiencia nutricional.

Otros organismos observados en la muestra:

Algunos participantes registraron la presencia de Hyphomicrobium sp., organismo característico por su actividad desnitrificante y fácilmente reconocible por su morfología (Anexo fotográfico, lámina 21). La observación de este microorganismo es útil para valorar si la dosificación de amonio como nutriente, en sistemas de aguas residuales industriales, se está realizando adecuadamente o en exceso, en el intento de prevenir los problemas que acompañan la nitrificación-desnitrificación (fangos flotantes, por ejemplo). Hyphomicrobium sp. también se desarrolla en sistemas de fangos activos cuyas aguas residuales contienen metanol y otros compuestos orgánicos (Jenkins et al., 2004).

Nos gustaría resaltar la presencia del filamento Tipo 0092, recogido en el parte de resultados de algunos participantes en la categoría "otros filamentos". Este microorganismo, dada su localización intraflocular, frecuentemente pasa desapercibido durante la observación de la muestra en fresco. Es Gram negativo y Neisser gránulo negativo, destacando la reacción Neisser positiva del tricoma, la cual permite ponerlo de manifiesto en el interior de los flóculos (Anexo fotográfico). Está asociado con situaciones de bajas cargas másicas y altas edades de fango.


En líneas generales y en función a los datos aportados por los participantes, podría concluirse que la muestra analizada es diversa en cuanto a bacterias filamentosas y con una presencia de éstas moderada-alta (Figura 4 y Tabla 7). El valor medio de densidad de organismos filamentosos, extraído del total de los datos, es de 3,5, es decir, la situación intermedia entre las categorías 3 y 4. El número medio de especies identificadas ha sido de 5.

El principal efecto de los filamentos sobre la estructura flocular ha sido evaluado como "disgregación", si bien un pequeño sector de participantes ha considerado que los efectos del crecimiento filamentoso no son perceptibles, descartando los términos "bulking filamentoso" o "disgregación flocular".


Tab

la 1

6. C

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d.


6. CONSIDERACIONES PARA LOS PRÓXIMOS EJERCICIOS INTERLABORATORIOS

Nos gustaría agradecer a los participantes la inclusión de sus comentarios en este último parte de resultados. Con relación al material fotográfico, igualmente, nos gustaría invitar a todos los laboratorios a aportar dicho material en el caso de que sea posible; tanto en el apartado de microfauna y bacterias filamentosas como de las características macro- y microscópicas del fango activo.

Como en ejercicios anteriores, nos gustaría manifestar nuestro interés hacia todas las objeciones, desacuerdos u observaciones, que pudieran surgir en torno al presente informe. Todas ellas serán tenidas en cuenta y discutidas en la jornada final de interlaboratorios.

Respecto al apartado de microfauna ("hoja 3 de trabajo"), realizamos la siguiente observación:

Se recomienda cumplimentar todos los "recuadros" de información referidos a: "recuento de pequeños flagelados", "nivel de amebas desnudas", "nivel de telotrocos" y "organismos no incluidos en el SBI". Consideramos que es información complementaria muy útil con la que valorar el estado global de la microfauna. Con relación a esta hoja de resultados, como ya se comentara en el ejercicio anterior, y siempre que sea posible, se ruega adjuntar el nombre de las especies identificadas en la muestra (pues la información recogida en el cuadro-resumen se refiere sólo a género).

Por lo demás, recordar a todos los participantes que están invitados a la Jornada Técnica sobre fangos activos del día 27 de Octubre, que GBS celebrará en Sevilla. Por favor, confirmen su asistencia en www.grupobioindicacion.com


7. AGRADECIMIENTOS

Queremos dejar constancia de nuestro agradecimiento a D. Andrés Zornoza (UTE AVSA-EGEVASA), socio de honor de Grupo Bioindicación Sevilla, por el material fotográfico aportado y su participación en este ejercicio.

A D. Carlos Ferrer (FACSA), por el material fotográfico y óptico con el que ha contribuido a la elaboración del anexo fotográfico.

A todos los participantes, por sus comentarios y observaciones añadidos en el parte de resultados.

A las doctoras Blanca Pérez-Uz (Universidad Complutense de Madrid) y Laura Serrano (Universidad de Sevilla), por la diligencia y amabilidad con la que se prestaron a resolver nuestras consultas.


8 .BIBLIOGRAFÍA

◙ Foissner, W. y Berger, H. (1996). A user-friendly guide to the cilates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hidrobiologists as bioindicators in rivers, lakes, and waste waters, with notes on their ecology. Freshwater Biology 35, 375-482.

◙ Grupo Biondicación Sevilla y A. Zornoza (2004-2005). Coleccionable de fichas sobre Microbiología del Fango Activo. Tecnología del Agua Octubre 2004-Enero 2005.

◙ Jenkins, D., Richard, M. G. y Daigger, G. T. (1993). Manual on the Causes and Control of Activated Sludge Bulking and Foaming. WRC, Pretoria y USEPA, Cincinnati.

◙ Jenkins, D., Richard, M. G. y Daigger, G. T. (2004). Manual on the Causes and Control of Activated Sludge Bulking and Foaming. Lewis Publishers.

◙ Jiménez, C., Fernández, N., de la Horra, J. M., Rodríguez, E., Isac, L., Salas, D. y Gómez, E. (2001). Sistema rápido de estimación de los rendimientos en depuración de una E.D.A.R. en función de las características macroscópicas y microscópicas del fango activado. Tecnología del Agua 216, 40-44.

◙ Madoni, P. (1994). A sludge biotic index (SBI) for the evaluation of the biological performance of activated sludge plants based on the microfauna analysis. Wat. Res. 28, 1, 67-75.

◙ Madoni, P. (1996). The Sludge Biotic Index for the Evaluation of the activated-sludge plant performance: the allocation of the ciliate Acineria uncinata to its correct functional group. Acta Protozoologica 35, 209-214.

◙ Streble, H. y Krauter, D. (1987). Atlas de los microorganismos de agua dulce. La vida en una gota de agua. Ed. Omega, Barcelona.

◙ Warren, A. (1986). A revision of the genus Vorticella (Ciliophora: Peritrichida). Bull. Br. Mus. Nat. Hist. (Zool). 50, 1, 1-57.

◙ Web recomendada sobre amebas testáceas:

Mitchell, E. (2004). Department of Biological Sciences, University of Alaska Anchorage. http://hosting.uaa.alaska.edu/afeam/E_Mitchell_Home/testate_amoebae.htm

◙ Web recomendada sobre índices de diversidad:

http://www.mdsg.umd.edu/Education/biofilm/diverse.htm

Documents

INFORME DEL ENSAYO INTERLABORATORIOS PARA FANGOS …bibliotecagbs.com/archivos/informe_inter_mayo2005.pdf · El ejercicio del día 11 de Mayo de 2005 se realizó sobre una muestra