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JEAN CARLOS ALVES BARBARA
Avaliação do perfil sanitário de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus)
em ambiente urbano
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação
em Patologia Experimental e Comparada da Faculdade
de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de
São Paulo para obtenção do título de Mestre em Ciências
Departamento:
Patologia
Área de Concentração:
Patologia Experimental e Comparada
Orientador:
Profa. Dra. Tânia de Freitas Raso
São Paulo
2015
Autorizo a reprodução parcial ou total desta obra, para fins acadêmicos, desde que citada a fonte.
DADOS INTERNACIONAIS DE CATALOGAÇÃO-NA-PUBLICAÇÃO
(Biblioteca Virginie Buff D’Ápice da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de São Paulo)
T.3127 Barbara, Jean Carlos Alves FMVZ Avaliação do perfil sanitário de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) em ambiente urbano
/ Jean Carlos Alves Barbara. -- 2015. 66 f. : il. Dissertação (Mestrado) - Universidade de São Paulo. Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia.
Departamento de Patologia, São Paulo, 2015.
Programa de Pós-Graduação: Patologia Experimental e Comparada. Área de concentração: Patologia Experimental e Comparada. Orientador: Profa. Dra. Tânia de Freitas Raso. 1. Rapinantes. 2. Salmonella spp. 3. Mycoplasma spp. 4. Cryptococcus spp. 5. Hematologia.
I. Título.
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FOLHA DE AVALIAÇÃO
Autor: BARBARA, Jean Carlos Alves
Título: Avaliação do perfil sanitário de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) em ambiente urbano
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação
em Patologia Experimental e Comparada da Faculdade
de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de
São Paulo para obtenção do título de Mestre em Ciências
Data: ____/____/____
Banca Examinadora
Prof. Dr. _________________________________________________________________
Instituição: _______________________________ Julgamento: _____________________
Prof. Dr. _________________________________________________________________
Instituição: _______________________________ Julgamento:______________________
Prof. Dr. _________________________________________________________________
Instituição: _______________________________ Julgamento: _____________________
6
Dedico esse trabalho aos meus pais, Valderlei e Teresinha,
e a minha irmã, Juliane.
7
AGRADECIMENTOS
À Deus que me deu forças para viver bem cada nova experiência.
Aos meus pais, Teresinha e Valderlei, e minha irmã, Juliane, que se tornaram pilares
importantes para minha formação humana e me apoiaram. A vocês o meu amor e o meu mais
profundo agradecimento.
À minha orientadora Professora Dra. Tânia de Freitas Raso pela orientação,
compreensão, confiança e amizade.
Aos meus primos e familiares que permitiram uma estadia agradável em São Paulo e
não mediram esforços para me ajudar quando precisei.
À Vivian Lindmayer Ferreira e ao Bruno Rogério Rui por se tornarem amigos
essenciais.
Aos meus amigos e irmãos do Ministério Universidades Renovadas e da Comunidade
Aliança de Misericórdia, expressão concreta do amor e da misericórdia de Deus na minha
vida.
Aos meus amigos de departamento, Leonardo, Mariane, Camila e Yonara. Vocês
contribuíram para que o mestrado fosse um tempo agradável e divertido. Demos boas risadas
juntos, jamais esquecerei.
À Fundação Parque Zoológico de São Paulo pela parceria neste projeto, em especial
ao Dr. João Batista Cruz.
À Fernanda Junqueira Vaz, Regiane Paiva, Michele Viana Katayama, Alessandra
Mello Souza, Eli Carlos dos Santos, Larissa Aparecida Ferrari Oliveira, Leandro Vitor Barros
da Silva, Marjory Spina e os demais técnicos, estagiários e funcionários do Zoológico de São
Paulo que contribuíram na captura e manejo das aves.
À Professora Dra. Eliana Reiko Matushima, Fabíola Eloisa Setim Prioste e a Thais
Caroline Sanches pelos ensinamentos sobre hematologia de aves, pela contribuição nas
análises hematológicas e pela amizade.
Ao CNPq pela bolsa de mestrado concedida durante o mestrado e a todos aqueles que
de alguma forma contribuíram para a realização dessa pesquisa.
8
RESUMO
BARBARA, J. C. A. Avaliação do perfil sanitário de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps
atratus) em ambiente urbano. [Health evaluation of black vultures (Coragyps atratus) in
urban environment]. 2015. 66 f. Dissertação (Mestrado em Ciências) - Faculdade de Medicina
Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2015.
O urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) é uma ave de vida livre com ampla distribuição
no Brasil. Esta espécie é comumente encontrada em áreas urbanas concentrando-se em locais
de deposição de lixo. O fato de se alimentarem de carcaças em decomposição facilita o
contato de urubus-de-cabeça-preta com muitos patógenos. No entanto, ainda não está clara
qual a real implicação de muitos desses microrganismos para a saúde dos mesmos. Assim, o
objetivo desse estudo foi investigar a ocorrência de alguns patógenos selecionados, avaliar o
perfil hematológico e a microbiota cloacal de C. atratus em ambiente urbano. Para isso,
amostras de sangue, soro e swab cloacal foram obtidos de 120 urubus de vida-livre capturados
na Fundação Parque Zoológico de São Paulo, SP. A prova de soroaglutinação rápida (SAR)
foi utilizada na detecção de anticorpos contra Salmonella Pullorum/Gallinarum, Mycoplasma
synoviae e M. gallisepticum. O teste de aglutinação em látex (AL) foi utilizado para a
pesquisa de antígeno de Cryptococcus neoformans. Foram utilizadas técnicas convencionais
de hematologia, microbiologia e testes de sensibilidade microbiana. Das amostras de soro
analisadas pela SAR, 15% foram reagentes para M. gallisepticum. Anticorpos contra S.
Pullorum/Gallinarum e M. synoviae não foram detectados. Nenhuma amostra foi positiva para
C.neoformans ou para hemoparasitas. A média e o desvio padrão dos seguintes valores
hematológicos foram obtidos para 61 aves: eritrócitos (1.8x10¹²/L); leucócitos (13,11x10⁹/L);
hemoglobina (10,4 g/dL); hematócrito (48,44%); VCM (275,1 fL); HCM (42 pg); CHCM
(15,8 g/dL); proteína sérica total (3,76 g/dL); heterófilos (78%); linfócitos (13,5%);
eosinófilos (5,4%); monócitos (2,8%); basófilos (0,1%); trombócitos (14,14x10⁹/L). De 75
colônias bacterianas isoladas de 20 swabs cloacais, 78,7% foram Gram-positivas e 21,3%
Gram-negativas, sendo Enterococcus sp. o gênero mais frequente. Aproximadamente 86,7%
das cepas isoladas foram resistentes a pelo menos um dos antibióticos testados. Cepas de
Bacillus sp. e Enterococcus casseliflavus apresentaram resistência a sete dos oito antibióticos
testados. Leveduras não foram isoladas em nenhumas das culturas. As informações obtidas
nessa pesquisa são de suma importância, uma vez que poucos estudos avaliam o estado de
saúde de urubus no mundo.
Palavras-chave: Rapinantes. Salmonella spp. Mycoplasma spp. Cryptococcus spp.
Hematologia.
9
ABSTRACT
BARBARA, J. C. A. Health evaluation of black vulture (Coragyps atratus) in urban
environment. [Avaliação do perfil sanitário de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) em
ambiente urbano]. 2015. 66 f. Dissertação (Mestrado em Ciências) - Faculdade de Medicina
Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2015.
Black vulture (Coragyps atratus) is a free-living bird widely distributed across Brazil. These
birds feed on rotting carcasses and large groups are commonly found in urban areas, including
rubbish dumps. By feeding on decomposing carcasses, they are often exposed to innumerous
pathogens. However, the role of infectious microorganisms on vulture’s health still need to be
clarify. Thus, the aim of this study was to investigate the occurrence of selected infectious
agents, the hematological profile and cloacal microbiota of black vulture in urban areas.
Therefore, blood, serum and cloacal swabs were obtained from 120 free-living vultures
trapped in Fundação Parque Zoológico de São Paulo, SP. The rapid seroagglutination test
(RST) was performed for detection of antibodies against Salmonella Pullorum/Gallinarum, M.
synoviae and M. gallisepticum. Furthermore, latex agglutination test was used to detect
Cryptococcus neoformans’ antigen. Conventional techniques for hematology, microbiology
and antimicrobial susceptibility testing were performed. From the serum samples analyzed by
RST, 15% were positive for M. gallisepticum, antibodies against S. Pullorum/Gallinarum and
M. synoviae were not detected. None sample was positive to Cryptococcus neoformans or
hemoparasites. Mean and standard deviation from the following hematological values were
obtained for 61 birds: erythrocytes (1.8x10¹²/L); leukocytes (13.11x10⁹/L); hemoglobin (10.4
g/dL); hematocrit (48.44%); MCV (275,1 fL); MCH (42 pg); MCHC (15,8 g/dL); total serum
protein (3.76 g/dL); heterophils (78%); lymphocytes (13.5%); eosinophils (5.4%); monocytes
(2.8%); basophils (0,1%); thrombocyte (14.14x10⁹/L). From 75 bacterial colonies isolated
from 20 cloacal swabs, 78.7% were Gram-positive and 21.3% were Gram-negative.
Enterococcus sp. was the most frequent genus. Approximately 86.7% of the isolated strains
were resistant to at least one of the antibiotic tested. Bacillus sp. and Enterococcus
casseliflavus strains shown resistance to seven in eight antibiotics tested. Yeasts were not
isolated. The information obtained in this research is of paramount important since few
studies have been carried out on the vulture’s health condition in the world.
Keywords: Raptors. Salmonella spp. Mycoplasma spp. Cryptococcus spp. Hematology.
10
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 - Vista aérea do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP .............. 31
Figura 2 - Armadilha do tipo covo utilizada na captura de urubus-de-cabeça-preta
(Coragyps atratus) na FPZSP .............................................................................. 32
Figura 3 - Esfregaço sanguíneo de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) corado
pela Coloração de Rosenfeld. A) monocamada de eritrócitos; B) linfócito
(seta preta) e trombócito (seta branca); C) heterófilo (seta branca) e
monócito (seta preta); D) heterófilo (seta branca) e eosinófilo (seta preta);
E) heterófilo (seta branca), eosinófilo (seta preta) e trombócito (seta cinza);
F) heterófilo (seta branca), basófilo (seta preta) e trombócito (seta cinza) ........ 42
11
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Valores hematológicos médios (± desvio padrão) de 61 Coragyps atratus
de vida livre em São Paulo .................................................................................. 41
Tabela 2 - Identificação de bactérias isoladas de swab cloacal de Coragyps atratus
de vida livre e número de isolados resistentes a alguns antibióticos
selecionados ......................................................................................................... 44
12
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AIDS
AOU
API
AST
BHI
°C
CBRO
CDC
CHCM
cm
CLSI
dL
DNA
EDTA
EPI
fL
FPZSP
g
HCM
Kg
Km
m²
MCH
MCHC
MCV
µl
Acquired Immunodeficiency Syndrome
American Ornithologists' Union
Analytical Profile Index
Antimicrobial Susceptibility Testing
Brain Heart Infusion
Grau Celsius
Comitê Brasileiro de Registros Ornitológicos
Centers for Disease Control and Prevention
Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média
Centímetros
Clinical and Laboratory Standart Institute
Decilitro
Deoxyribonucleic Acid
Ethylenediaminetetraacetic Acid
Equipamento de Proteção Individual
Fentolitro
Fundação Parque Zoológico de São Paulo
Grama
Hemoglobina Corpuscular Média
Quilograma
Quilômetro
Metros quadrados
Mean Corpuscular Hemoglobin
Mean Corpuscular Hemoglobin Concentration
Mean Corpuscular Volume
Microlitro
mL
µm
mm
mm² mm³ NaCl
nm
Mililitro
Micrômetro
Milímetro
Milímetro quadrado
Milímetro cúbico
Cloreto de sódio
Nanômetro
PEFI
pg
Parque Estadual das Fontes do Ipiranga
Picograma
pH Potencial hidrogeniônico
PPT Proteína Plasmática Total
rpm Rotação por minuto
SAR
SI
Soroaglutinação rápida em placa
Sistema Internacional de Unidades
13
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 15
2 REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................. 16
2.1 BIOLOGIA E ECOLOGIA DE URUBUS .............................................................. 16
2.2 EXPOSIÇÃO DE URUBUS A AGENTES INFECCIOSOS.................................. 17
2.3 SALMONELLA SP. .................................................................................................. 19
2.4 MYCOPLASMA SP. ................................................................................................. 21
2.5 CRYPTOCOCCUS SP. ............................................................................................ 23
2.6 HEMATOLOGIA .................................................................................................... 25
2.6.1 Hemograma ............................................................................................................ 25
2.6.1.1 Hematócrito/Volume globular ................................................................................. 25
2.6.1.2 Proteína plasmática total ......................................................................................... 26
2.6.1.3 Hemoglobina ........................................................................................................... 26
2.6.1.4 Índices hematimétricos ........................................................................................... 27
2.7 HEMOPARASITAS DE AVES .............................................................................. 27
2.8 MICROBIOTA CLOACAL DE AVES .................................................................. 28
3 OBJETIVOS........................................................................................................... 30
3.1 OBJETIVOS GERAIS ............................................................................................. 30
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................. 30
4 MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................. 31
4.1 ÁREA DE ESTUDO ............................................................................................... 31
4.2 CAPTURA DAS AVES E COLETA DAS AMOSTRAS ...................................... 32
4.3 DETECÇÃO DE ANTICORPOS ANTI-SALMONELLA ....................................... 33
4.4 DETECÇÃO DE ANTICORPOS ANTI-MYCOPLASMA ...................................... 34
4.5 DETECÇÃO DE ANTÍGENO CAPSULAR DE CRYPTOCOCCUS SP. .............. 34
4.6 AVALIAÇÕES HEMATOLÓGICAS .................................................................... 35
4.6.1 Contagem total de eritrócitos e leucócitos ........................................................... 35
4.6.2 Avaliação do hematócrito ...................................................................................... 35
4.6.3 Concentração de hemoglobina .............................................................................. 36
4.6.4 Concentração de proteína total sérica ................................................................. 36
4.6.5 Esfregaço sanguíneo .............................................................................................. 36
4.6.6 Contagem diferencial de leucócitos ...................................................................... 37
4.6.7 Contagem estimada de trombócitos ..................................................................... 37
14
4.6.8 Índices hematimétricos .......................................................................................... 37
4.7 ISOLAMENTO E IDENTIFICAÇÃO MICROBIOLÓGICA ................................ 38
4.8 ANÁLISE ESTATÍSTICA ...................................................................................... 39
5 RESULTADOS ...................................................................................................... 40
5.1 AVES AMOSTRADAS .......................................................................................... 40
5.2 SALMONELLA SP. E MYCOPLASMA SP. ............................................................. 40
5.3 CRYPTOCOCCUS SP. ............................................................................................ 40
5.4 PARÂMETROS HEMATOLÓGICOS ................................................................... 41
5.5 HEMOPARASITAS ................................................................................................ 43
5.6 ISOLAMENTO E IDENTIFICAÇÃO MICROBIOLÓGICA ................................ 43
6 DISCUSSÃO........................................................................................................... 45
7 CONCLUSÕES ...................................................................................................... 54
REFERÊNCIAS ..................................................................................................... 55
15
15
1 INTRODUÇÃO
A espécie Coragyps atratus pertencente à Família Cathartidae, é uma ave popularmente
conhecida como urubu-da-cabeça-preta e ocorre em várias partes do continente americano,
inclusive no Brasil (FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001; BRITO, 2008). Em áreas urbanas,
grandes grupos de urubus-de-cabeça-preta podem ser facilmente observados em regiões de
lixões, despejo de dejetos, aterros sanitários ou ambientes com carcaças de animais em
decomposição (SICK, 1997; LOWNEY, 1999; FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001;
SIGRIST, 2006; BRITO, 2008).
Os urubus desempenham um importante papel no ecossistema em que vivem
principalmente por utilizarem carcaças de animais mortos como recurso alimentar e serem
considerados “limpadores ambientais” (HOUSTON; COOPER, 1975; PAIN et al., 2003;
OGADA et al., 2012). Entre os vários grupos de animais que apresentam hábito necrófago, os
urubus são aves que utilizam quase que exclusivamente carcaças de animais mortos para
compor sua dieta (WEIDENSAUL, 1996; FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001). Não
obstante a sua função em ambientes naturais, o papel dos urubus-de-cabeça-preta na
epidemiologia de diversas doenças infecciosas ainda não foi elucidado (LOWNEY, 1999). O
hábito de se alimentarem de animais em diferentes graus de decomposição pode expor essas
aves a diversos patógenos (FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001; RUXTON; HOUSTON,
2004). Contudo, ainda não se conhece as implicações que muitos destes patógenos poderiam
acarretar para a saúde do indivíduo, nem qual o real potencial desta espécie em disseminar
estes agentes para outros animais ou humanos.
Embora os urubus-de-cabeça-preta de vida livre estejam adaptados aos ambientes
urbanos e possam servir como potenciais veiculadores de doenças, até o presente momento,
trabalhos que avaliem o perfil sanitário desta ave são escassos. Dessa forma, o presente estudo
teve como objetivo investigar a ocorrência de anticorpos contra alguns agentes infecciosos de
importância em medicina veterinária, avaliar o perfil hematológico e a microbiota cloacal
desta espécie.
16
16
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 BIOLOGIA E ECOLOGIA DE URUBUS
No mundo já foram catalogadas 23 espécies de aves necrófagas comumente
denominadas de urubus, abutres e condores, no entanto, não existe um consenso sobre qual
Ordem melhor integraria estas espécies (RUXTON; HOUSTON, 2004). Sibley e Ahlquist
(1990) baseados em pesquisas de hibridação do ácido desoxirribonucléico (DNA) e Avise et
al. (1994) baseados em estudos de sequenciamento genético destas espécies, sugeriram que
estas aves deveriam ser introduzidas na Ordem Ciconiiformes. A ideia de que os urubus
pertençam a Ordem Ciconiiforme não é inconsistente; algumas semelhanças adaptativas entre
urubus e ciconídeos, como por exemplo, o fato de defecarem sobre as pernas na tentativa de
regular a temperatura do corpo, já haviam sido observadas (WEIDENSAUL, 1996). Por outro
lado, alguns autores baseados em estudos morfológicos e anatômicos, propõem a permanência
dos urubus na Ordem Falconiformes (GRIFFITHS, 1994; DE QUADROS, 2008). Para fins
didáticos e devido a uma longa associação temporal com os Falconiformes, os urubus muitas
vezes são estudados juntamente com as aves deste grupo (WEIDENSAUL, 1996; PEREIRA,
2007). Em 2010, a American Ornithologist’s Union (AOU) reconheceu a Ordem
Accipitriforme e incorporou a ela a Família Cathartidae (CHESSER et al., 2010). Entretanto,
o Comitê Brasileiro de Registros Ornitológicos (CBRO) sugere que os urubus pertencentes a
esta família constituam uma nova Ordem, a Ordem Cathartiformes (CBRO, 2014).
O urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus, Bechstein, 1793) juntamente com outras
seis espécies de urubus constituem a família Cathartidae (Aves). Os integrantes desta família
estão distribuídos pelo continente americano e, por vezes, são denominados de “Urubus do
Novo Mundo” (WEIDENSAUL; 1996; FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001). Dentre os
urubus já catalogados, o gênero Coragyps sp. é o de menor tamanho. Possuem em média 62
cm (53-74 cm) de comprimento, 143 cm (133-160 cm) de envergadura e 1,6 Kg de peso. O
bico é estreito e longo, o pescoço e cabeça são acinzentados e desprovidos de penas, a cauda e
as asas são relativamente concisas, as pernas são compridas e a plumagem dos adultos
normalmente é preta (WEIDENSAUL, 1996; SICK, 1997; FERGUSON-LEES; CHRISTIE,
2001). Esta espécie pode ser observada planando no céu, onde normalmente traçam trajetórias
espirais sobre as áreas de nidificação ou sobre grandes áreas de planícies abertas, ou também
17
17
em solo se alimentando de carcaças de animais mortos (FERGUSSON-LEES; CHRISTIE,
2001; PAIN et al., 2003).
A espécie urubu-de-cabeça-preta é considerada gregária e formam grupos mesmo fora
da temporada reprodutiva. Podem ser observados em grupos com poucos exemplares
formando pequenas famílias, em grupos de 20 a 60 indivíduos, grupos com mais de 200 e até
aglomerações com mais de 1.000 indivíduos. Contudo, algumas vezes a espécie é encontrada
isolada ou aos pares (macho e fêmea) (WEIDENSAUL, 1996; LOWNEY, 1999;
FERGUSSON-LEES; CHRISTIE, 2001). Bandos de urubus podem se adaptar às áreas rurais
vivendo nas proximidades das fazendas, em campos com criações de animais, regiões de
falésia, centros urbanos e localidades próximas às fontes d’água (ROBERTSON; BOSHOFF,
1986; FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001).
Os urubus se alimentam quase que exclusivamente de carcaças em decomposição,
entretanto, as espécies da família Cathartidae podem complementar sua alimentação com
frutos e outros vegetais (WEIDENSAUL, 1996; FERGUSON-LEES; CHRISTIE, 2001).
Embora utilizem restos de carcaças deixadas por outros predadores, por vezes, lhes resta
como alternativa se alimentarem de animais que morreram por outras causas, como
desnutrição, acidentes, parasitoses e doenças infecciosas (DEVAULT; RHODES JR.;
SHIVICK, 2003). Em épocas de escassez alimentar, quando se observa uma diminuição
acentuada no comportamento de nidificação e reprodução, os urubus passam a maior parte do
seu tempo migrando à procura de alimento. Na tentativa de encontrar comida, chegam a se
deslocar 240 km de distância do ninho ou da colônia, no entanto, existem relatos de migrações
com alguns animais se deslocando por mais de 1.100 km (HOUSTON; COOPER, 1975). Para
DeVault et al. (2003) a disponibilidade de carniça no ecossistema influencia o comportamento
e a ecologia dos urubus.
2.2 EXPOSIÇÃO DE URUBUS A AGENTES INFECCIOSOS
As causas reais que levam ao declínio de urubus em muitos lugares do mundo nem
sempre chegam a ser conhecidas. Esta e outras aves “limpadoras” continuam fazendo parte de
um grupo funcional muito ameaçado de extinção (SEKERCIOGLU, 2006). O declínio de
urubus e abutres em alta escala, em diversas partes do mundo, foi algumas vezes associado a
invasão humana com consequente degradação do seu habitat, escassez dos recursos
18
18
alimentares, ingestão de lixo humano, poluentes ambientais, intoxicações, baixo sucesso
reprodutivo por diferentes fatores, eletrocussão, colisão com aeronaves, programas de
controle em aeroportos ou aeródromos e doenças (LEDGER; ANNEGARN, 1981; PIPER et
al., 1981; SATHEESAN; SATHEESAN, 2000; FERGUSSON-LEES; CHRISTIE, 2001;
PAIN et al., 2003; FERNIE; REYNOLDS, 2005; HOUSTON et al., 2007; GANGOSO et al.,
2009; KELLY; JOHNSON, 2011). Em alguns países, a perseguição humana por meio da caça
e do envenenamento por pesticidas organoclorados, organofosforados, carbamatos e outros
defensivos agrícolas, também são hipóteses relevantes e que sustentam a diminuição em
massa de várias espécies de urubus, abutres e condores (FERGUSSON-LEES; CHRISTIE,
2001; PAIN et al., 2003).
Na América do Norte, a exposição de urubus de vida livre ao chumbo foi associada à
caça esportiva. Concentrações séricas mais elevadas do metal foram detectadas em urubus-de-
cabeça-vermelha (Cathartes aura) nas temporadas de caça. Tais evidências apontam para o
maior risco de exposição destas aves ao chumbo durante este período e isso, provavelmente,
se deve ao fato dos urubus se alimentarem de carcaças de animais feridos ou mortos por
munições contendo o metal (KELLY; JOHNSON, 2011). Todavia, até o momento não há
informações sobre as principais causas de morte em urubus de vida livre no Brasil.
A espécie Coragyps atratus já foi utilizada como modelo experimental em estudos de
resistência a microrganismos patogênicos (LIMA et al., 2011). Uma alta tolerância da espécie
ao que seria uma dose letal de Bacillus anthracis e da toxina botulínica para outros grupos
animais, já foi demonstrada através de experimentos com urubus-de-cabeça-preta alimentados
com carne contaminada com a bactéria e com altas concentrações da toxina (KALMBACK,
1939). Acredita-se que a tolerância ou resistência aos microrganismos patogênicos e às
diferentes toxinas é conferida por mecanismos inatos e adaptativos (OHISHI et al., 1979;
CARVALHO et al., 2003). Dentre os principais mecanismos possivelmente envolvidos no
processo de resistência aos patógenos estão: um tipo de digestão e absorção especializado,
constituição do epitélio digestivo, pH do estômago, velocidade do trânsito e concentração de
oxigênio no interior do lúmen gastrointestinal, substâncias antibióticas produzidas e
secretadas pelo epitélio gástrico, pelo fígado e por microrganismos do trato gastrointestinal,
além de outros aspectos da interação da microbiota residente com fungos e bactérias
patogênicas (CARVALHO et al., 2003).
A capacidade de se exporem a uma série de agentes infecciosos e não desenvolverem
doenças, não garante que os urubus escapem sempre imunes de todos os desafios de infecção
por patógenos (RUDER et al., 2009). Infecções por diferentes agentes microbianos já foram
19
19
relatadas em urubus, demonstrando a sensibilidade destas aves aos diversos agentes. Entre os
microrganismos que podem potencialmente infectar urubus incluem-se Salmonella spp.
(SMITH et al., 2002) e Mycoplasma spp. (LIERZ et al., 2008; RUDER et al., 2009;
GANGOSO et al., 2009), os quais podem causar doença em outras espécies animais, inclusive
no homem (WAITES; TALKINGTON, 2004; KAHN, 2006). Ainda que não existam relatos
de infecção por Cryptococcus sp. em urubus-de-cabeça-preta, acredita-se que esta e outras
aves de rapina sejam potencialmente capazes de se infectar e disseminar este agente no meio
ambiente (CAFARCHIA et al., 2006b).
2.3 SALMONELLA SP.
O gênero Salmonella spp. é constituído por bactérias Gram-negativas, com forma
bacilar, não-esporuladas, anaeróbicas facultativas e que pertencem à família
Enterobacteriaceae. Esses microrganismos são representados por apenas duas espécies, S.
bongori e S. enterica, sendo esta última dividida em seis subespécies (enterica, salamae,
arizonae, diarizonae, houtenae e indica) (GAST, 2008). Além das divisões em subespécies, a
espécie S. enterica pode ser dividida em mais de 2.600 sorotipos (sorovares) diferentes, sendo
que a maioria destes, aproximadamente 1.450 sorotipos, tem sido isolada de mamíferos e aves
(DAOUST; PRESCOTT, 2007; GAST, 2008). Esta diferenciação sorológica das estirpes é
determinada principalmente com base em diferenças moleculares de antígenos bacterianos de
superfície, como antígenos somáticos, flagelares, capsulares e fímbriais (GERLACH, 1994a;
WAGNER; HENSEL, 2011).
As salmonelas podem ser encontradas infectando intestinos de humanos e animais ou
presentes na água, solo ou alimentos contaminados com fezes. Sua viabilidade no ambiente
pode variar de dias a meses dependendo das diversas condições do meio, tais como
temperatura, umidade, pH e incidência de luz solar (DAOUST; PRESCOTT, 2007). A
capacidade de persistirem viáveis no meio ambiente é importante para que haja transmissão
da bactéria para indivíduos susceptíveis. A via fecal-oral é a principal forma de transmissão e
os indivíduos se infectam ingerindo principalmente água e alimentos contaminados
(BARROW et al., 2010). No entanto, a transmissão vertical pela contaminação do ovo no
trato reprodutivo também já foi demonstrada em aves de produção (GAST, 2008).
20
20
As salmonelas são reconhecidas como agentes potencialmente causadores de doenças
em humanos e animais (SMITH et al., 2002). A susceptibilidade para o desenvolvimento da
enfermidade é amplamente variável entre as diferentes espécies animais e os sorotipos de
salmonelas envolvidos no processo de infecção (GERLACH, 1994a). Alguns sorotipos podem
fazer parte da microbiota normal de alguns animais e não determinarem quaisquer sinais de
doença, outros, porém, podem levar ao desenvolvimento de quadros graves de doença e
resultar em óbito. Os hospedeiros que não desenvolvem sinais clínicos, na maioria das vezes,
tornam-se reservatórios da bactéria podendo ser importantes disseminadores do
microrganismo no meio ambiente (GERLACH, 1994a; GYLES; PRESCOTT, 2010).
A salmonelose é um termo genérico utilizado para designar doenças causadas por
Salmonella spp. em humanos e animais. Nas aves, a doença normalmente se manifesta com
sinais entéricos, contudo, sinais extra-intestinais também podem ocorrer (BARROW et al.,
2010). Apenas uma pequena quantidade de salmonelas é espécie-específica e a gravidade da
doença está diretamente ligada à condição imune da ave desafiada e ao sorotipo de salmonela
envolvido no processo de infecção. Sabe-se que alguns indivíduos infectados podem
desenvolver desde diarreia branda até alterações que expressam comprometimento
generalizado dos órgãos (GERLACH, 1994a).
As aves silvestres podem ser muito sensíveis a Salmonella spp. e algumas infecções
resultam em lesões de diversos órgãos e sistemas podendo inclusive levar ao óbito
(PENNYCOTT et al., 2006). Lesões generalizadas em diversos órgãos são resultantes de
septicemia. Enterites severas com congestão e necrose do intestino podem ocorrer.
Dependendo da duração das lesões, a ave infectada pode apresentar perda de peso e atrofia da
musculatura peitoral. Congestão, hemorragias e focos necróticos podem ser observados em
pulmão, rim, baço, fígado, tecido subcutâneo, músculo peitoral e cérebro. Devido ao intenso
processo inflamatório pode haver deposição de fibrina no pericárdio, peritônio e sacos aéreos.
Em infecções crônicas podem ser observadas artrites, bursites, tenossinovites, aerosaculites e
osteomielite multifocal (DAOUST; PRESCOTT, 2007).
Os sorotipos S. Pulorum e S. Gallinarum são conhecidos por determinar,
respectivamente, a pulorose e o tifo aviário em aves de produção. Esses dois sorotipos fazem
parte de um grupo de salmonelas conhecidas como tíficas, que têm como características a
ausência de motilidade. Na primeira metade do século XX, o impacto da pulorose e do tifo
aviário em aves de produção resultou em um grande problema para a indústria avícola em
várias partes do mundo. Nesta época, os sorotipos Pulorum e Gallinarum foram encontrados
algumas vezes em aves silvestres de vida livre. A maior parte destes achados foi relacionada à
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21
proximidade das aves silvestres com locais que apresentavam surto de salmonelose em
galinhas (DAOUST; PRESCOTT, 2007). Surtos de S. Pullorum em Passeriformes e de S.
Gallinarum em Columbiformes e Strigiformes, ainda que incomuns, foram relatados,
demonstrando que mesmo que sejam mais estudados em aves comerciais, estes sorovares são
capazes de infectar outros grupos de aves silvestres (SHIVAPRASAD; BARROW, 2008).
Embora os relatos de doenças causadas por Salmonella Pullorum e Salmonella Gallinarum em
urubus e outras aves silvestres sejam escassos ou inexistentes, sabe-se que mesmo sem
adoecerem algumas espécies de aves podem se tornar fontes de infecção para outros animais,
disseminando o microrganismo no meio ambiente (SILVA et al., 2010).
As salmonelas denominadas paratíficas fazem parte de um grupo formado por um
grande número de sorotipos que normalmente não determinam sinais clínicos de doença nas
aves de produção (GAST, 2008). Essas salmonelas são as mais frequentemente envolvidas
nas infecções no homem e em outras espécies animais, incluindo as aves silvestres (REAVIL,
1996; CDC, 2014). Em 2009, foi encontrada uma prevalência de anticorpos contra Salmonella
Enteritidis e Salmonella Typhimurium de 20% e 26%, respectivamente, em abutres do gênero
Gyps sp. provenientes das Ilhas Canárias, indicando que em condições naturais essas aves
foram expostas à bactéria (GANGOSO, 2009). Estudos mais antigos, já consideraram que
urubus-de-cabeça-preta que possuem acesso direto a lixões podiam ser possíveis carreadores
do sorovar S. Typhimurium para outros animais (EVERRARD et al., 1979). Alguns autores
afirmam que a prevalência de Salmonella spp. no intestino de várias espécies de aves
silvestres de vida livre está correlacionada diretamente com a proximidade dessas aves às
pessoas e criações de animais de produção (DAOUST; PRESCOTT, 2007). Porém, fatores
envolvidos na epidemiologia e nas infecções por salmonelas em urubus-de-cabeça-preta ainda
não foram esclarecidos.
2.4 MYCOPLASMA SP.
O gênero Mycoplasma sp. pertence à Classe dos Mollicutes e é responsável por causar
uma enorme variedade de doenças em humanos, peixes, répteis, aves, mamíferos, plantas e
insetos (KLEVEN; FERGUSON-NOEL, 2008; BROWNING et al., 2010). Eles constituem
um grupo de bactérias com tamanho reduzido (300 nm) e não possuem parede celular
(BROWNING et al., 2010). Mais de 120 espécies de micoplasmas já foram descritas, sendo
22
22
que pelo menos 23 delas são capazes de infectar aves, e destas, 17 já foram identificadas em
aves silvestres (LUTTRELL; FISCHER, 2007; KLEVEN, 2008). Dentre as espécies mais
frequentemente encontradas em aves destacam-se: Mycoplasma gallisepticum, M. meleagridis
e M. synoviae (FRIEND; FRASON, 2001). Alguns Mycoplasma sp. tendem a possuir maior
especificidade por determinado hospedeiro, enquanto outros podem ter maior habilidade de
infectar diferentes espécies. A maior parte das espécies que infecta animais estabelece
colônias não-invasivas sobre superfícies mucosas, entretanto, algumas estipes podem
apresentar alta capacidade de penetração celular causando maiores danos ao hospedeiro
(KLEVEN; FERGUSON-NOEL, 2008).
As doenças causadas por Mycoplasma sp. são denominadas de micoplasmoses e em
aves de produção são conhecidas por determinarem perdas econômicas significativas,
principalmente por ocasionarem redução na produção de ovos, retardo no crescimento das
aves e condenação de carcaças abatidas (KLEVEN, 2008). As infecções por Mycoplasma
gallisepticum são responsáveis por causar a doença respiratória crônica das galinhas e sinusite
dos perus, enquanto que a espécie Mycoplasma meleagridis é normalmente isolada de
criações de perus sendo muitas vezes relacionada com quadros respiratórios, perda de peso,
deformidades esqueléticas e diminuição da eclodibilidade dos ovos (LEY, 2008; CHIN et al.,
2008). O Mycoplasma synoviae é encontrado determinando artrites e sinovites, porém, em
casos de infecções concomitantes com o vírus da bronquite infecciosa, com o vírus da Doença
de Newcastle ou com ambos, ele é capaz de causar ou agravar lesões no trato respiratório
acometendo principalmente os sacos aéreos das aves infectadas (KLEVEN; FERGUSON-
NOEL, 2008).
Durante muito tempo, a micoplasmose foi considerada uma doença de pouca
importância para as espécies selvagens. Em 1994, uma epidemia de conjuntivite causada por
Mycoplasma gallisepticum se disseminou rapidamente entre Passeriformes nos Estados
Unidos. Este surto consumiu grandes esforços das autoridades locais alertando os
pesquisadores para a importância do agente em vida livre (DHONDT et al., 1998). Até então,
esse tipo de manifestação clínica da doença não havia sido relatado (LUTTRELL; FISCHER,
2007). A doença em Passeriformes é caracterizada por conjuntivite severa com produção de
exsudado ocular e nasal; à medida que progride, podem ocorrer sinais de depressão grave,
letargia, perda de peso, desconforto respiratório e morte (LEY et al., 1997).
As micoplasmoses também tem apresentado importância em aves de rapina. Cepas
caracterizadas como M. gallisepticum já foram isoladas a partir de falcões-peregrino (Falco
peregrinus) que apresentavam doença respiratória e sinusite (POVEDA et al., 1990). As
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23
espécies M. buteonis, M. falconis e M. gypis foram isoladas pela primeira vez a partir de
traquéia de águia-de-asa-redonda (Buteo buteo), falcão-sacre (Falco cherrug) e de abutre-
fouveiro (Gyps fulvus), respectivamente (POVEDA et al., 1994). De fato, M. buteonis, M.
falconis e M. gyps têm sido descritos como patogênicos para rapinantes podendo ser algumas
vezes relacionados com manifestações como sinovites, aerosaculites e pneumonias
(GERLACH, 1994b; LIERZ et al., 2008). O Mycoplasma falconis tem sido descrito apenas
em Falconidae, enquanto que espécies como M. buteonis e M. gypis têm sido relacionados
tanto com a Família Falconidae quanto com a Família Accipitridae (LIERZ et al., 2008).
A espécie Mycoplasma corogyps foi descoberta nos Estados Unidos depois de ser
isolada de um abscesso de coxim plantar de um Coragyps atratus (PANANGALA et al.,
1993). Em 2009, essa mesma espécie de Mycoplasma foi identificada como causa de
poliartrite em um urubu-de-cabeça-preta com dificuldade de voo. Na análise clínica foram
observados aumentos de volume nas articulações do carpo, jarrete e tarso (RUDER et al.,
2009).
2.5 CRYPTOCOCCUS SP.
O Cryptococcus sp. é uma levedura patogênica de importância em medicina
veterinária e humana. As leveduras deste gênero pertencem ao grupo dos basidiomicetos e se
apresentam normalmente na forma de células de tamanho variável (2 a 20 µm), arredondadas
ou ovóides, isoladas ou unidas por brotamentos (KWON-CHUNG, 1992). Esses organismos
possuem uma cápsula de mucopolissacarídeo e são capazes de formar esporos ovais
recobertos por uma espessa parede. Os esporos são as formas responsáveis pela manutenção
da viabilidade do organismo no meio ambiente (MURRAY et al., 2009). O gênero é composto
por aproximadamente 70 espécies, dentre estas, as mais comumente relacionadas com
doenças em humanos e animais são Cryptococcus neoformans e Cryptococcus gattii
(LEVITZ; BOEKHOUT, 2006). Para essas espécies de maior relevância, quatro sorotipos
importantes já foram identificados: sorotipo A (C. neoformans var grubii), sorotipos B e C
(Cryptococcus gattii) e sorotipo D (C. neoformans var neoformans) (MURRAY et al., 2009).
As leveduras do gênero Cryptococcus sp. possuem distribuição geográfica mundial e
podem ser isoladas dos mais diferentes ambientes, como água, ar, solo, locais com excretas de
aves, ambientes com folhas, madeiras em decomposição e a partir de mucosas de diferentes
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24
espécies animais (KHAWCHAROENPORN et al., 2007). Sabe-se que os esporos são
partículas infectantes que podem se espalhar pelo ar e serem facilmente inalados por
indivíduos susceptíveis à infecção (TORTORA et al., 2012). Em humanos, a infecção por via
respiratória está normalmente relacionada com a inalação ou ingestão de poeira oriunda de
locais contaminados por fezes ressecadas de aves ou ingestão de alimentos contaminados com
essas excretas (SILVA; CAPUANO, 2008). Locais contendo fezes de aves formam um
habitat alcalino rico em sais nitrogenados e outros compostos orgânicos capazes de favorecer
o crescimento e proliferação do fungo no meio ambiente (MURRAY et al., 2009).
A criptococose é o nome dado à doença causada por Cryptococcus sp. e que ganhou
maior importância após a ascensão do número de casos de pacientes humanos com AIDS
(CLARK et al., 1990). Trata-se de uma zoonose e devido à extensa literatura descrita que
evidencia a presença da levedura em excretas de pombos e a possível relação dessa ave com a
infecção em humanos, a maioria dos estudos se restrigem aos Columbiformes. Contudo, é
possível que outras aves silvestres estejam envolvidas na epidemiologia da doença e na
transmissão do fungo para o homem (CAFARCHIA et al., 2006a; CAFARCHIA et al.,
2006b).
Apesar de existirem evidências de que a grande maioria das cepas de C. neoformans
não consiga sobreviver nas condições de temperatura das aves, cepas termotolerantes têm sido
isoladas (ROSARIO et al., 2008). Embora alguns aspectos, como a transmissão do fungo
entre aves, não sejam bem conhecidos, o fungo tem sido relatado como agente causador de
doenças em psitacídeos e columbídeos (MALIK et al., 2003; RASO et al., 2004). A forma de
apresentação da doença é variada podendo resultar em dispnéia, formação de massas caseosas
na região dos seios infraorbitários, diarreia, perda de peso e sinais que indicam
comprometimento neurológico (BAUCK, 1994).
Em relação aos rapinantes, um isolado de C. neoformans var. neoformans foi obtido a
partir de amostras de fezes coletadas do recinto de carcarás (Polyborus plancus) no Zoológico
de Cali, na Colômbia. Porém, o isolamento direto a partir de amostras da cloaca ou de fezes
frescas não foi realizado (CAICEDO et al., 1999). Cryptococcus neoformans var. grubii foi
isolado de amostras cloacais de Falconiformes, tais como o Penereiro (Falco tinnunculus) e a
águia-de-asa-redonda (Buteo buteo) indicando que essas aves poderiam ser fontes de infecção
e disseminadoras do agente no meio ambiente (CAFARCHIA et al., 2006b).
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25
2.6 HEMATOLOGIA
A hematologia das aves constitui uma ferramenta capaz de auxiliar no diagnóstico de
doenças, na avaliação das respostas de animais aos tratamentos empregados, no
estabelecimento de prognósticos e também gerar informações que substanciem bancos de
dados (). Esses bancos de dados hematológicos podem ser usados na determinação de valores
de referência que contribuem para avaliação futura da saúde geral das espécies, sejam elas de
populações cativas ou de vida livre (JONES, 2015).
2.6.1 Hemograma
O hemograma é composto pela coleção de testes utilizados para avaliar
quantitativamente e qualitativamente os elementos sanguíneos. Dentre os testes que compõem
o hemograma das aves do estudo enquadram-se: hematócrito, proteína plasmática total,
hemoglobina, contagem de eritrócitos, leucócitos e trombócitos, índices hematimétricos e
análise diferencial de leucócitos (CAMPBELL; ELLIS, 2007).
2.6.1.1 Hematócrito/Volume Globular
Separando o sangue em duas porções é possível calcular a proporção do volume da
massa eritrocitária em relação ao volume plasmático em amostras sanguíneas; a esse tipo de
medida dá-se o nome de hematócrito ou volume globular (CAMPBELL; ELLIS, 2007).
Diversas situações podem estar envolvidas nas variações do hematócrito em aves.
Aves que vivem em altas altitudes tendem a ter hematócrito maior que àquelas que vivem em
altitudes mais baixas (BORRAS et al., 2010). A desidratação também pode resultar na
elevação do hematócrito, porém, neste caso, isso não ocorre em detrimento do aumento do
volume da massa eritrocitária, mas, por diminuição do volume plasmático (aumento relativo
do hematócrito). Em contrapartida, a diminuição dos valores de hematócrito está normalmente
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relacionada a quadros de anemia, hemorragias, doenças crônicas e deficiências nutricionais
(FUDGE, 2000).
2.6.1.2 Proteína Plasmática Total
O plasma sanguíneo é constituído por diversas proteínas tais como as globulinas, a
albumina e o fibrinogênio. A albumina é a proteína mais abundante no plasma representando
cerca de 40 a 50% de toda a proteína plasmática total (PPT). Essa proteína é sintetizada no
fígado e é responsável pelo transporte de diversos compostos pelo sangue; a sua redução pode
afetar também o transporte de outras substâncias pelo organismo (KANEKO et al., 1997).
As PPT são importantes na manutenção da homeostase do organismo e estão
intimamente relacionadas com a manutenção da pressão sanguínea e a manutenção do
potencial hidroeletrolítico (pH). Fatores como idade, sazonalidade e doenças podem alterar as
concentrações de PPT em aves e; a diminuição de concentrações séricas pode decorrer de
doenças hepáticas crônicas, afecções renais, má-nutrição e hiper-hidratação iatrogênica. Seu
aumento (aumento relativo) está normalmente relacionado com os quadros de desidratação
(LUMEIJ, 1997).
2.6.1.3 Hemoglobina
A hemoglobina é uma metaloproteína intra-eritrocitária formada por cadeia proteica
ligada ao grupamento heme que contém íons de ferro. Ela é a principal proteína responsável
pelo transporte de oxigênio pelos tecidos. Além de inferir sobre a capacidade de oxigenação
dos tecidos, a determinação da concentração sérica de hemoglobina é usada no cálculo de
índices hematimétricos que auxiliam a classificar diversos tipos de anemias (FUDGE, 2000).
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27
2.6.1.4 Índices Hematimétricos
Os índices hematimétricos, VCM (volume corpuscular médio), CHGM (concentração
de hemoglobina globular média) e HCM (hemoglobina corpuscular média), são parâmetros
calculados com base nos valores do hematócrito, da hemoglobina e de eritrócitos totais e que
permitem avaliar o volume eritrocitário e a distribuição da hemoglobina no sangue. Os
cálculos utilizados na determinação destes índices são os mesmos empregados em
hematologia de répteis e mamíferos (CAMPBELL; ELLIS, 2007).
O VCM é um resultado capaz de avaliar variações no tamanho dos eritrócitos e seu
resultado pode ser expresso em fentolitros (fLs). Anemias com resultados de VCM acima,
abaixo ou dentro do intervalo de referência são classificadas como macrocíticas, microcíticas
e normocíticas, respectivamente (LASSEN; WEISER, 2007). A CHCM é calculada a partir da
concentração de hemoglobina e do hematócrito indicando a quantidade de hemoglobina
presente na massa eritrocitária compactada. Na maioria dos animais o aumento desse índice
pode estar associado a quadro de hemólise e lipemia. Discretas diminuições podem indicar
anemia regenerativa acentuada e deficiência de ferro. O HCM refere-se à proporção de
hemoglobina pelo volume eritrocitário. Tanto a diminuição de HCM quanto a de CHCM
caracterizam os quadros de hipocromasia e isso pode ocorrer por diferentes processos, como
deficiência de ferro, doenças inflamatórias e crônicas e intoxicações por chumbo
(CAMPBELL; ELLIS 2007; LASSEN; WEISER, 2007).
2.7 HEMOPARASITAS DE AVES
Dentre os parasitas comumente encontrados em esfregaço sanguíneo de aves incluem-
se Haemoproteus sp., Plasmodium sp., Leukocytozoon sp. e microfilária (CAMPBELL,
ELLIS, 2007). Os gêneros Haemoproteus sp., Plasmodium sp. e Leukocytozoon sp. são
protozoários intraeritrocitários pertencentes a Ordem Haemosporida, Filo Apicomplexa; as
microfilárias são formas larvais de nematóides filarídeos. Esses parasitas são inoculados na
corrente sanguínea de aves por meio da picada de insetos hematófagos. Dípteros das famílias
Hippoboscidae e Ceratopogonidae são os vetores mais importantes na transmissão dos
hemosporídeos. A transmissão das microfilárias tem sido associada a dípteros das famílias
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Simulidae, Ceratopogonidae, Tabanidae e Culicidae (VALKIUNAS, 2005; BRAGA et al.,
2010).
O gênero Haemoproteus sp. já foi identificado em várias espécies de aves silvestres,
porém, a sua patogenicidade é frequentemente baixa. Sinais de doença causados por este
parasita estão normalmente relacionados com doenças primárias que resultam em
comprometimento imunológico da ave parasitada. O gênero Plasmodium sp. é conhecido por
determinar a doença conhecida como malária das aves. Surtos dessa doença ocorrem
esporadicamente, estando os rapinantes entre os grupos de aves altamente susceptíveis ao
desenvolvimento da enfermidade clínica. As infecções por Leukocytozoon sp. e microfilárias
são normalmente subclínicas ou pouco danosas ao hospedeiro, porém, não raramente, esses
parasitas também são descritos em aves silvestres de vida livre (CAMPBELL; ELLIS, 2007).
As infecções por hemoparasitas em rapinantes podem causar doença, particularmente
quando estes são submetidas a fatores estressantes (CHEBZ; AGUILAR, 2001). Uma nova
espécie de Haemoproteus, H. catharti, foi descrita a partir de esfregaços sanguíneos de urubu-
de-cabeça-vermelha (Cathartes aura) na Carolina do Sul (GREINER et al., 2011), no entanto,
relatos deste e de outros hemoparasitas em C. atratus são raros.
2.8 MICROBIOTA CLOACAL DE AVES
O termo microbiota é usado para descrever toda a população de microrganismos que
povoam um determinado tecido e englobam não apenas bactérias, mas também vírus, fungos e
protozoários (QUIGLEY et al., 2013). A microbiota residente ou colonizadora consiste em
microrganismos encontrados com alta regularidade no tecido e mesmo que por algum motivo
se ausentem, tendem naturalmente a recolonizá-lo. Já a microbiota transitória ou contaminante
é formada por microrganismos patogênicos ou não, que provêm do meio ambiente e que se
estabelecem no tecido por um tempo menor que a microbiota residente (variando de horas a
semanas). A presença de alguma microbiota transitória juntamente a uma microbiota residente
bem estabelecida em geral não determina grandes consequências para o hospedeiro, porém, se
por algum motivo ocorre o desequilíbrio da microbiota residente, a microbiota transitória
pode se estabelecer no tecido e causar doença (TANNOCK, 1995).
O conhecimento da microbiota residente ou transitória que compõe as diferentes áreas
do organismo é essencial para a compreensão das doenças infecciosas que acometem homens
29
29
e animais (TORTORA et al., 2012). Sabe-se que muitos dos agentes conhecidamente
patogênicos para animais e humanos fazem parte da microbiota residente do trato
gastrintestinal de aves (CAFARCHIA et al., 2006a; BRILHANTE et al., 2010). Por serem
mantenedoras naturais de muitos desses agentes, as aves silvestres de vida livre são
potencialmente capazes de transportar e disseminar estes agentes no meio ambiente
(HUBÁLEK, 2004).
As culturas cloacais representam uma importante ferramenta de diagnóstico
complementar na avaliação da saúde das aves, contudo, para que sejam interpretadas de forma
adequada é necessário que as espécies de microrganismos isolados sejam comparadas com a
microbiota normal da espécie (RUPLEY, 1999). É possível que a cloaca das aves seja a região
do trato digestório com o maior número de bactérias. Estudos demonstram que a microbiota
intestinal das aves varia conforme a porção do intestino, aumentando em densidade e
diversidade nas regiões mais distais do trato (WISE; SIRAGUSA, 2007; ALEGRETTI, 2009).
A microbiota cloacal das aves é diretamente influenciada por fatores ecológicos, pela
dieta e pelo habitat dos diferentes grupos de aves podendo variar entre espécies e até mesmo
entre indivíduos de uma mesma espécie (RUPLEY, 1999; CAFARCHIA et al., 2006a). Uma
vez estabelecida, a manutenção da microbiota local dependerá de fatores físicos, químicos,
imunológicos e microbiológicos (MELVILLE et al., 2004; CAFARCHIA et al., 2006a).
Um quadro sugestivo de enterite bacteriana por desequilíbrio da microbiota residente
intestinal em um abutre-indiano-de-dorso-branco (Gyps bengalensis) foi descrito na Índia
(KUMAR, 2012). Dentre os grupos de microrganismos que fazem parte da microbiota cloacal
das aves, as bactérias e os fungos são comumente isolados. As bactérias que compõe a
microbiota cloacal da maioria das aves são compostas predominantemente por bactérias gram-
positivas tais como Streptococcus sp., Staphylococcus sp. (não S. aureus e nem
Staphylococcus β-hemolítico), Corynebacterium sp., Bacillus sp. e Lactobacillus sp.,
entretando, alguns gêneros de bactérias gram-negativas também podem ocorrer. Entre os
fungos, Cryptococcus sp. e Candida sp. são os gêneros de leveduras comumente descritos nos
diversos grupos de aves, inclusive em rapinantes (CAFARCHIA et al., 2006b).
30
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3 OBJETIVOS
3.1 OBJETIVOS GERAIS
Em vista da escassez de informações sobre a situação sanitária de urubu-de-cabeça-
preta (Coragyps atratus) no meio urbano, este estudo teve como objetivo pesquisar a
ocorrência de alguns agentes infecciosos e avaliar o perfil hematológico desta espécie na
cidade de São Paulo.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Avaliar a presença de anticorpos anti-Salmonella Pullorum/Gallinarum utilizando a
reação de soroaglutinação rápida;
Avaliar a presença de anticorpos anti-Mycoplasma synoviae e anti-Mycoplasma
gallisepticum utilizando a reação de soroaglutinação rápida;
Avaliar a presença de antígeno capsular de Cryptococcus sp. por meio do teste de
aglutinação em látex;
Avaliar o perfil hematológico de urubus;
Avaliar a microbiota cloacal das aves;
Adquirir dados que auxiliem no conhecimento dos aspectos sanitários da espécie.
31
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4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Área de estudo
A Fundação Parque Zoológico de São Paulo (FPZSP) ocupa uma área de
aproximadamente 824.529 m² e compreende um grande lago originado das nascentes do
histórico riacho do Ipiranga. O lago é utilizado na exposição de aves aquáticas pertencentes ao
plantel de animais do zoológico atraindo aves de vida livre de diversas espécies, incluindo o
urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus).
A FPZSP juntamente com outros parques e órgãos estaduais estão localizados no
interior do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI), na Região Sudeste do município
de São Paulo e é completamente circundada por área densamente urbanizada (Figura 1)
(CONDEFEPI, 2014).
Figura 1 – Vista aérea do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP
Fonte: www.googlemaps.com.br
32
32
4.2 CAPTURA DAS AVES E COLETA DAS AMOSTRAS
A captura dos urubus-de-cabeça-preta amostrados neste estudo foi realizada na área da
FPZSP. Como local de captura das aves foi definido um ponto localizado à margem do lago
principal onde foi colocada uma gaiola do tipo covo, armadilha utilizada na captura das aves
(Figura 2). Além de um número abundante de urubus, o local escolhido foi priorizado por
possuir fácil acesso, permitir a revisão periódica da armadilha, a realização dos procedimentos
de coleta de material biológico no local de captura e estar distante do público. Para atrair as
aves para a gaiola, iscas de carne de frango foram colocadas no interior da armadilha.
Figura 2 – Armadilha do tipo covo utilizada na captura de urubus-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) na
FPZSP
Fonte: (BARBARA, 2015).
Equipamentos de proteção individual (EPI) foram utilizados por todos os membros da
equipe durante todos os procedimentos. Os urubus capturados foram retirados das armadilhas
com auxílio de puçás. Após a adequada contenção manual, as aves foram marcadas com o
corte da 6ª e da 7ª pena primária da asa direita. Esse tipo de marcação possibilitou identificar
33
33
as aves recapturadas nas amostragens subsequentes para que não fossem novamente
amostradas.
Com o uso de agulhas e seringas estéreis foram colhidas amostras de sangue por
punção da veia metatarso-medial. Aproximadamente 2 mL de sangue coletado foram
acondicionados em tubos contendo ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA) e outros 2 mL
armazenados em tubo seco para obtenção posterior do soro. Esfregaços sanguíneos foram
confeccionados no momento da coleta. Amostras de swab clocal foram colhidas e
armazenadas em meio semi-sólido de transporte (Stuart) para posterior isolamento de
microrganismos.
As amostras biológicas foram adequadamente armazenadas em gelo e levadas até o
laboratório. Amostras de sangue armazenadas em tubo seco foram centrifugadas a 2.000 rpm
por 15 minutos e o soro armazenado em microtubos para uso nos testes sorológicos. As
análises hematológicas e sorológicas foram realizadas em até 24 horas após a colheita.
4.3 DETECÇÃO DE ANTICORPOS ANTI-SALMONELLA
A detecção de anticorpos anti-Salmonella Pullorum/Gallinarum nas amostras de soro
foi feita com o teste de soroaglutinação rápida em placa (SAR) utilizando antígeno comercial
(Pulor test®, Biovet, São Paulo). Os testes foram realizados de acordo com as recomendações
do fabricante do antígeno utilizando soros padrão controle negativo e positivo.
Para realização dos testes foi utilizada uma placa de vidro e os soros à temperatura
ambiente. Para cada reação foram adicionados 50 µL de soro teste e 50 µL do antígeno,
homogeneizando com movimentos circulares por cerca de cinco segundos com o auxílio de
uma ponteira. Após dois minutos foi feita a leitura pela observação da formação ou não de
grumos característicos. O soro foi considerado reagente quando havia formação de grumos e
não-reagente quando a reação permanecia homogênea ou com grumos inespecíficos e
grosseiros.
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4.4 DETECÇÃO DE ANTICORPOS ANTI-MYCOPLASMA
A detecção de anticorpos anti-Mycoplasma synoviae e anti-Mycoplasma gallisepticum
nas amostras de soro foi feita com o teste de soroaglutinação rápida em placa (SAR)
utilizando antígeno comercial (Synovitest® e Myco-Galli Teste®, Biovet, São Paulo). Os
testes foram realizados de acordo com as recomendações do fabricante do antígeno, utilizando
soros controle negativo e positivo.
Para realização dos testes foi utilizada uma placa de vidro e os soros à temperatura
ambiente. Para cada reação foram adicionados 50 µL de soro teste e 50 µL do antígeno,
homogeneizando com movimentos circulares por cerca de cinco segundos com o auxílio de
uma ponteira. Após dois minutos foi feita a leitura pela observação da formação ou não de
grumos característicos. O soro foi considerado reagente quando havia formação de grumos e
não-reagente quando a reação permanecia homogênea ou com grumos inespecíficos e
grosseiros.
4.5 DETECÇÃO DE ANTÍGENO CAPSULAR DE CRIPTOCOCCUS SP.
A pesquisa de antígeno polissacarídeo capsular de Cryptococcus sp. nas amostras de
soro foi feita com kit comercial (Latex-Cryptococcus antigen Detection System Immy®,
Immuno-Mycologics, EUA) seguindo as instruções do fabricante, com adaptações para o
volume de soro teste utilizado. Inicialmente, 150 µL de cada soro teste foram adicionados à
25 µL de pronase e incubados a 56ºC por 30 minutos. Em seguida, foram adicionados 25 µL
de inibidor da pronase e homogeneizado levemente. Após este tratamento com a pronase, 25
µL de cada soro teste e 25 µL de látex foram adicionados na superfície do cartão de leitura
presente no kit e homogeneizados por cinco minutos. A leitura do teste foi feita pela
observação da formação ou não de grumos característicos. O soro foi considerado reagente
quando houve formação de grumos e não-reagente quando a reação permaneceu uniforme ou
com grumos inespecíficos e grosseiros. Amostras de soros controle positivo e negativo
provenientes do kit foram utilizadas.
35
35
4.6 AVALIAÇÕES HEMATOLÓGICAS
A metodologia empregada nas avaliações hematológicas segue a descrita por
Campbell e Ellis (2007).
4.6.1 Contagem total de eritrócitos e leucócitos
Para estimar eritrócitos e leucócitos totais o sangue colhido em EDTA foi inicialmente
diluído (1:200) em Violeta-metil 2B (Solução de Natt e Herrick) e depois homogeneizado por
15 minutos. Em seguida, uma alíquota da amostra de sangue diluída foi transferida para
câmara de Neubauer (hemocitômetro) e analisada em microscópio de luz convencional em
aumento de 40X. Os eritrócitos foram quantificados em cinco dos 25 quadrantes centrais da
câmara e os leucócitos em quatro quadrantes com área de 1 mm². Os valores obtidos na
contagem dos eritrócitos e leucócitos foram utilizados em cálculos matemáticos que
permitiram estimar o número total de eritrócitos e leucócitos por milímetro cúbico (mm³) de
sangue, sendo:
Eritrócitos totais = resultado da soma dos valores contados em 5 quadrantes X 10.000
Leucócitos totais = (resultado da soma dos valores em 4 quadrantes + 10%) X 200
Posteriormente, os valores de eritrócitos (células x10⁶/mm³) e de leucócitos
(células/mm³) foram convertidos para 10¹²/L e 10⁹/L, respectivamente, de acordo com o
Sistema Internacional de Unidades (SI).
4.6.2 Avaliação do Hematócrito
O hematócrito foi determinado pelo Método do microhematócrito. Tubos capilares
(1,2 x 75 mm) foram parcialmente preenchidos com sangue total, selados e centrifugados em
36
36
centrífuga de microhematócrito a 10.000 rpm por 10 minutos. Os resultados foram
interpretados utilizando cartões de microhematócrito com escala de leitura. Observando na
escala o limite de separação da massa eritrocitária com o plasma foi obtido o hematócrito em
volume percentual.
4.6.3 Concentração de hemoglobina
A concentração de hemoglobina foi mensurada pelo Método da
Cianometahemoglobina, onde 20 µL do sangue total foram adicionados a 5 mL de reagente de
hemoglobina e centrifugados por 10 minutos a 20.000 rpm. Após a centrifugação, as amostras
foram lidas em espectrofotômetro com absorbância de 540 nm.
4.6.4 Concentração de proteína total sérica
A dosagem de proteína plasmática total foi mensurada em refratômetro, utilizando
alíquotas de plasma obtidas por centrifugação do sangue total.
4.6.5 Esfregaço sanguíneo
As lâminas de esfregaço sanguíneo feitas no momento da coleta foram coradas
segundo a técnica de Rosenfeld (1947). Neste método de coloração, 1 mL do corante de
Rosenfeld foi colocado sobre o esfregaço sanguíneo e após 3 minutos, 2 mL de água destilada
foi acrescentada sobre o corante depositado na lâmina. Após 13 minutos a lâmina foi lavada e
seca em temperatura ambiente, sendo analisadas em microscópio de luz convencional em
aumento de 100X. A avaliação dos esfregaços permitiu a contagem diferencial de leucócitos e
a contagem estimada de trombócitos; bem como a pesquisa de hemoparasitas.
37
37
4.6.6 Contagem diferencial de leucócitos
Em campos escolhidos de forma aleatória em diversas regiões da lâmina foram
contabilizados 100 leucócitos diferenciando-os morfologicamente em heterófilos, linfócitos,
monócitos, eosinófilos e basófilos. Dessa forma, a contagem diferencial dos leucócitos foi
expressa em valores percentuais. Multiplicando os valores percentuais pelos valores de
leucócitos totais, também foi possível estimar a quantidade de cada tipo celular.
4.6.7 Contagem estimada de trombócitos
A contagem estimada de trombócitos foi obtida através da avaliação aleatória de cinco
campos do esfregaço sanguíneo em aumento de 100X com aproximadamente 200 células por
campo. A média entre os campos contados foi multiplicada pelo número total de eritrócitos e
em seguida dividida por 1.000. Os valores determinados em células/mm³ foram convertidos
para 10⁹/L de acordo com o SI.
4.6.8 Índices Hematimétricos
Os índices hematimétricos, Volume Corpuscular Médio (VCM), Hemoglobina
Corpuscular Média (HCM) e Concentração e Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM)
foram determinados com base nos parâmetros hematológicos relacionados:
Volume Corpuscular Médio (VCM) = hematócrito X 10
total de eritrócitos
Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) = hemoglobina X 10
total de eritrócitos
Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM) = hemoglobina X 10
hematócrito
38
38
4.7 ISOLAMENTO E IDENTIFICAÇÃO MICROBIOLÓGICA
Para realizar o isolamento bacteriano os swabs cloacais foram semeados em placas de
Petri contendo Ágar Infusão Cérebro e Coração (Kasvi®, Brasil) enriquecido com 8% de
sangue desfibrinado de carneiro (Newprov®, Brasil). Após a semeadura, as placas foram
incubadas à 37°C e analisadas após 24, 28 e 72 horas. As colônias bacterianas que
apresentaram crescimento no ágar foram avaliadas quanto a sua morfologia, coloração,
capacidade de causar hemólise e o tipo de reação hemolítica que determinavam no ágar.
Repiques das colônias individualizadas, nas mesmas condições do primo isolamento, foram
feitos para manutenção dos isolados e amplificação do número de colônias para serem
utilizadas em testes subsequentes.
Amostras das colônias isoladas foram colocadas sobre lâminas de vidro, coradas pelo
método de Gram e analisadas. As colônias também foram avaliadas no teste de atividade da
enzima citocromo oxidase utilizando teste comercial (Bactident® Oxidase, MERK,
Alemanha).
Baseando-se nos resultados das provas anteriormente descritas e utilizando subcultivos
puros das colônias isoladas, foi realizada a identificação bioquímica dos isolados pelo sistema
API (APICoryne, API20E, APINE, APIStrep, APIStaph, BioMerrieux®). Para realizar os
ensaios bioquímicos, colônias puras foram inicialmente diluídas em solução salina,
resuspensas e inoculadas nos microtubos da galeria API. As galerias inoculadas foram
colocadas em caixas de incubação e mantidas a 37ºC por 24 horas ou 48 horas como indicado
pelo sistema API. A condição de anaerobiose foi obtida pelo sistema Anaerobac (Probac®,
Brasil). Após a incubação, a leitura dos testes foi feita por meio da observação da cor do
conteúdo presente em cada um dos microtubos. Cada teste da galeria API foi interpretado
como positivo ou negativo baseado nas instruções fornecidas pelo kit. As reações positivas
ocorridas nos vários microtubos foram classificadas numericamente gerando códigos para
identificação bacteriana. Por fim, os códigos obtidos foram localizados em catálogos
analíticos de identificação que permitiram inferir sobre as espécies bacterianas isoladas.
Para maior precisão na identificação de algumas espécies de isolados, provas
complementares foram realizadas depois da identificação pelo sistema API. O teste de
coagulase foi empregado para auxiliar na diferenciação do Gênero Staphylococcus utilizando
plasma de coelho (Newprov®, Brasil). Amostras do primo isolamento também foram
39
39
subcultivadas em Caldo Infusão Cérebro e Coração (Kasvi®, Brasil) acrescido de 6,5% de
cloreto de sódio para avaliar a tolerância de algumas colônias ao NaCl. Esses subcultivos
foram incubados a 37°C por 48 horas e a constatação do crescimento bacteriano foi avaliada
observando-se a turvação do meio de cultura.
O antibiograma foi realizado utilizando o método de Kirby e Bauer. Inicialmente
amostras dos isolados identificados foram semeadas em placas de Petri com Ágar Mueller
Hinton (Kasvi®, Brasil) e, nos casos de alguns isolados que apresentavam crescimento lento, a
semeadura foi feita no mesmo ágar enriquecido com 8% de sangue desfibrinado de carneiro
(Newprov®, Brasil). Na sequência, discos de papel-filtro impregnados com diferentes
antibióticos (Oxoid®, Inglaterra) foram colocados sobre o ágar com auxílio de dispensador
próprio. Os antibióticos testados foram enrofloxacina (5 µg), ampicilina (10 µg), amoxacilina
clavulanato (30 µg), clotrimoxazol (associação de sulfametoxazole trimetoprim, 25 µg),
cloranfenicol (30 µg), doxiciclina (30 µg), azitromicina (15 µg) e gentamicina (10 µg).
Depois da colocação dos discos, as placas foram incubadas por 24 horas a 37ºC. Após a
incubação, a leitura foi feita avaliando as medidas dos halos de inibição ao redor dos discos
conforme descrito no Clinical and Laboratory Standart Institute (CSLI, 2013). Desta forma,
de acordo com o tamanho do halo de inibição apresentado para cada disco com antibiótico, as
culturas foram classificadas como sensíveis, intermediárias ou resistentes.
Para realizar o isolamento de leveduras, os swabs cloacais foram semeados em Ágar
Sabouraud Dextrose (Kasvi®, Brasil) acrescido com 100 mg/L de cloranfenicol. Em seguida,
as placas semeadas foram incubadas a 37ºC por 10 dias. A leitura das placas foi feita após o
tempo de incubação visualizando a superfície do ágar na tentativa de identificar colônias
fúngicas em crescimento.
4.8 ANÁLISES ESTATÍSTICAS
Para determinação dos valores hematológicos médios e suas variações foram obtidas
as medidas fundamentais: média e desvio-padrão utilizando o programa Excel.
40
40
5 RESULTADOS
5.1 AVES AMOSTRADAS
Entre os meses de maio a agosto de 2014 foram amostrados 120 urubus-de-cabeça-
preta de vida livre. As aves apresentam-se alertas e movimentando-se constantemente no
interior da armadilha e, aparentemente, sem sinais clínicos evidentes de enfermidades. Com
única excessão, uma ave que apresentava ligeiro edema na região da cabeça, sem outros sinais
associados.
5.2 SALMONELLA SP. E MYCOPLASMA SP.
Das 119 amostras de soro utilizadas na SAR nenhuma (0%) foi reagente para os
antígenos de Salmonella Pulorum/Gallinarum e Mycoplasma sinoviae, no entanto, 15%
(18/120) foram reagentes para o antígeno de M. galissepticum. Urubus soro-reagentes para M.
galissepticum foram observados em todos os meses de coleta.
5.3 CRYPTOCOCCUS SP.
Das 100 amostras de soro submetidas ao teste de detecção de antígeno polissacarídeo
capsular de Cryptococcus sp. nenhuma foi reagente (0%).
41
41
5.4 PARÂMETROS HEMATOLÓGICOS
As médias e desvios padrões dos parâmetros hematológicos avaliados de 61 urubus-
de-cabeça-preta estão exemplificados na tabela 1. A morfologia das diversas células
sanguíneas está exemplificada na figura 3.
Tabela 1 - Valores hematológicos médios (± desvio padrão) de 61 Coragyps atratus de vida livre em São Paulo
Parâmetros Média ± Desvio Padrão
Hemoglobina (g/dl)* 10,4 ± 0,9
Hematócrito (%) 48,44 ± 3,1
VCM (fL) 275,1 ± 53,3
HCM (pg) 42,0 ± 12,5
CHCM (g/dL) 15,8 ± 4,4
Proteína plasmática total (g/dl) 3,76 ± 0,51
Eritrócitos totais (10¹²/L) 1,8 ± 0,3
Leucócitos totais (10⁹/L) 13,11 ± 5,44
Trombócitos (10⁹/L) 14,14 ± 4,79
Heterófilos (10⁹/L) 10,34 ± 4,63
Linfócitos (10⁹/L) 1,71 ± 1,30
Eosinófilos (10⁹/L 0,76 ± 0,82
Monócitos (10⁹/L) 0,36 ± 0,39
Basófilos (10⁹/L) 0,01 ± 0,05
Heterófilos (%) 78,01 ± 12,83
Linfócitos (%) 13,55 ± 9,01
Eosinófilos (%) 5,49 ± 4,56
Monócitos (%) 2,84 ± 2,83
Basófilos (%) 0,1 ± 0,34
* Valor de hemoglobina avaliado em 20 urubus-de-cabeça-preta
42
42
Figura 3 - Esfregaço sanguíneo de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) corado pela Técnica de Rosenfeld
Legenda: A) monocamada de eritrócitos; B) linfócito (seta preta) e trombócito (seta branca); C) heterófilo (seta
branca) e monócito (seta preta); D) heterófilo (seta branca) e eosinófilo (seta preta); E) heterófilo (seta
branca), eosinófilo (seta preta) e trombócito (seta cinza); F) heterófilo (seta branca), basófilo (seta
preta) e trombócito (seta cinza).
Fonte: (BARBARA, 2015)
43
43
5.5 HEMOPARASITAS
Neste estudo não foi constatada a presença de hemoparasitas ou microfilárias em
nenhum dos 117 esfregaços sanguíneos analisados.
5.6 ISOLAMENTO E IDENTIFICAÇÃO MICROBIOLÓGICA
Foram isoladas 75 colônias bacterianas a partir de 20 swabs cloacais de urubus-de-
cabeça-preta, sendo 78,7% (59/75) formadas por bactérias Gram-positivas e 21,3% (16/75)
por Gram-negativas (Tabela 2). As análises bioquímicas e testes complementares permitiram a
identificação de 10 famílias e 12 gêneros de bactérias, sendo, sete famílias, sete gêneros e 16
espécies de Gram-positivas e, três famílias, cinco gêneros e seis espécies de Gram-negativas.
As famílias Enterococcaceae (23/75) e Corynebacteriaceae (15/75) foram as mais frequentes,
seguidas das famílias Enterobacteriaceae (13/75) e Staphylococcaceae (8/75). Os gêneros de
bactérias Gram-positivas mais isolados foram Enterococcus sp. (23/59), Corynebacterium sp.
(15/59) e Staphylococcus sp. (8/59). Entre as bactérias Gram-negativas, os gêneros mais
isolados foram Escherichia sp. (5/16) e Proteus sp. (5/16). Entre as espécies bacterianas que
puderam ser identificadas, Enterococcus casseliflavus (oito isolados) e Enterococcus faecium
(oito isolados) foram as mais frequentes.
De todos os isolados obtidos no estudo, aproximadamente 86,7% (65/75) apresentaram
resistência a pelo menos um dos oito antibióticos testados (Tabela 2). A maior taxa de
resistência foi observada para os antibióticos ampicilina (39/75) e clotrimoxazol (associação
de sulfametoxazol e trimetoprim) (36/75). Dez dos isolados de bactérias Gram-positivas
(16,9%) foram sensíveis a todos os antibióticos testados neste estudo.
Um isolado de Bacillus sp. e dois isolados de Enterococcus casseliflavus apresentaram
resistência a sete dos oito antibióticos testados, sendo este isolado de Bacillus sp. sensível
apenas a doxiciclina e; os isolados de Enterococcus casseliflavus sensíveis apenas a
amoxicilina clavulanato. Embora uma das cepas de Bacillus sp. tenha sido multirresistente,
outras duas cepas do gênero foram sensíveis a todos os antibióticos.
44
44
Tabela 2 - Identificação de bactérias isoladas de swab cloacal de Coragyps atratus de vida livre e número de
isolados resistentes a alguns antibióticos selecionados
Identificação dos isolados
Número
de Resistência antimicrobiana
Isolados enro ampi amox sulfa cloran doxi azi genta
Gram-positivo
Bacillaceae
Bacillus sp. 4 1/4 2/4 1/4 2/4 1/4 0/4 1/4 1/4
Brevibacteriaceae
Brevibacterium avium 3 0/3 1/3 0/3 0/3 0/3 0/3 0/3 0/3
Cellulomonadaceae
Oerskovia sp. 3 1/3 1/3 1/3 0/3 2/3 0/3 1/3 1/3
Corynebacteriaceae
Corynebacterium sp. 15 3/15 2/15 0/15 7/15 1/15 0/15 3/15 0/15
Enterococcaceae
Enterococcus avium 3 0/3 1/3 0/3 0/3 0/3 0/3 0/3 0/3
Enterococcus
casseliflavus
8 5/8 7/8 0/8 4/8 5/8 7/8 5/8 7/8
Enterococcus durans 2 2/2 2/2 0/2 0/2 0/2 1/2 0/2 0/2
Enterococcus faecium 8 8/8 8/8 0/8 7/8 5/8 1/8 4/8 8/8
Enterococcus
pseudoavium
2 1/2 2/2 1/2 0/2 2/2 1/2 1/2 1/2
Listeriaceae
Listeria sp. 3 0/3 0/3 0/3 2/3 1/3 0/3 0/3 0/3
Staphylococcaceae
Staphylococcus capitis 1 0/1 1/1 1/1 1/1 0/1 0/1 0/1 0/1
Staphylococcus cohnii 1 1/1 1/1 1/1 1/1 0/1 0/1 1/1 0/1
Staphylococcus
gallinarum
1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1
Staphylococcus lentus 1 0/1 1/1 1/1 0/1 0/1 0/1 1/1 0/1
Staphylococcus sciuri 1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1 0/1
Staphylococcus xylosus 3 0/3 0/3 0/3 0/3 0/3 0/3 1/3 0/3
Total 59 22 29 6 24 17 10 18 18
Gram-negativo
Enterobacteriaceae
Escherichia coli 5 1/5 3/5 1/5 3/5 0/5 4/5 1/5 2/5
Proteus mirabilis 5 2/5 4/5 1/5 5/5 1/5 3/5 4/5 1/5
Serratia marcescens 2 0/2 2/2 2/2 1/2 0/2 1/2 2/2 0/2
Serratia odorifera 1 1/1 0/1 0/1 1/1 0/1 1/1 0/1 0/1
Sphingomonadaceae
Sphingomonas
paucimobilis
2 0/2 0/2 0/2 2/2 0/2 0/2 2/2 0/2
Xanthomonadaceae
Stenotrophomonas
maltophilia
1 1/1 1/1 0/1 0/1 1/1 1/1 1/1 1/1
Total 16 5 10 4 12 2 10 10 4
*enr = enrofloxacina, amp = ampicilina, amox = amoxacilina clavulanato, sulfa = clotrimoxazol (associação de
sulfametoxazol e trimetoprim), cloran = cloranfenicol, doxi = doxiciclina, azi = azitromicina, genta =
gentamicina.
45
45
6 DISCUSSÃO
A espécie de urubu-de-cabeça-preta (Coragyps atratus) é uma ave comum no Brasil e
grandes grupos têm sido cada vez mais observados em ambientes urbanos (FERGUSON-
LEES; CHRISTIE, 2001; RUXTON; HOUSTON, 2004). No presente estudo, exemplares de
C. atratus foram observados durante todo o período de amostragem. Apesar da ampla
ocorrência desta espécie no país, são raras as descrições na literatura sobre os seus aspectos
sanitários. No entanto, implicações inerentes à presença de urubus no meio urbano, bem como
o possível risco que essas aves poderiam oferecer a saúde das populações humanas e de
animais domésticos já foram alvo de um estudo realizado nos Estados Unidos (LOWNEY,
1999). A avaliação sanitária constitui uma ferramenta essencial para que sejam delineadas
medidas de controle e prevenção de doenças que tem como fonte de infecção os animais
silvestres (PATZ, 2004). Além disso, estudos sanitários têm permitido a identificação de
agentes infecciosos que resultam em impactos negativos para a conservação da vida selvagem
(JONES et al., 2008).
Embora infecções por salmonelas sejam amplamente descritas em aves silvestres, no
presente estudo não foi evidenciado urubus-de-cabeça-preta sororeagentes para Salmonella
Pullorum/Gallinarum. Todavia, a exposição de aves carniceiras a outros sorovares tem sido
descrita. Gangoso et al. (2009) utilizando o teste de aglutinação com sangue total encontraram
uma prevalência de anticorpos de 20% e 26% para Salmonella Enteritidis e Salmonella
Typhimurium, respectivamente, em abutres-do-egito (Neophron percnopterus, Accipitridae)
provenientes das Ilhas Canárias.
Ainda que provas sorológicas possam fornecer evidências da infecção por salmonelas,
a cultura bacteriana é considerada a prova gold standard permitindo tanto o isolamento
quanto a identificação das salmonelas (DAOUST; PRESCOTT, 2007). Todavia, Salmonella
sp. não foi isolada de nenhuma das amostras de swab cloacal analisadas neste estudo (Tabela
2). Da mesma forma, Hidasi (2013) estudando 60 urubus-de-cabeça-preta de vida livre
capturados na região metropolitana de Goiânia-GO, não isolou Salmonella sp. das amostras
de fezes e swabs cloacais obtidas dessas aves. Apesar disso, cinco aves foram positivas para
Salmonella sp. na rPCR (HIDASI, 2013). Embora os resultados da cultura microbiológica
aqui apresentados não comprovem a infecção de C. atratus por salmonelas, deve-se
considerar que resultados negativos na cultura não excluem a possibilidade de infecção. Sabe-
46
46
se que em infecções subclínicas as aves podem eliminar a bactéria de forma intermitente
dificultando o diagnóstico por meio do isolamento (FLAMMER, 1999). Ainda, o sorovar
Salmonella Typhimurium foi isolado de um exemplar de urubu-de-cabeça-preta com livre
acesso a lixões em uma ilha em Trinidade e Tobago (EVERARD et al., 1979). Blanco et al.
(2007) detectaram os sorotipos S. Enteritidis, S. Typhimurium e S. Gallinarum da cloaca de
abutres-do-egito de vida livre na Espanha.
As infecções causadas por Mycoplasma sp. foram por muito tempo consideradas de
pouca importância em aves de vida livre, no entanto, sabe-se que em condições naturais
muitas espécies podem desenvolver a doença (POVEDA et al., 1990; DHONDT et al., 1998).
No atual estudo, 15% (18/120) dos urubus-de-cabeça-preta foram sororreagentes para
Mycoplasma gallisepticum, permitindo sugerir que a espécie em vida livre foi exposta ao
agente. As infecções por M. gallisepticum são conhecidas por serem patogênicas para aves de
produção estando principalmente associadas a quadros respiratórios (LEY, 2008). O M.
gallisepticum também já foi associado a falcões (Falco peregrinus) de vida livre que
apresentavam doença respiratória com sinais semelhantes àqueles descritos em aves de
produção (POVEDA et al., 1990). Em 1994 nos Estados Unidos, o M. gallisepticum foi
associado a um surto de conjuntivite em Passeriformes de vida livre (DHONDT et al., 1998),
desde então, o microrganismo passou a ser mais pesquisado em aves silvestres (LEY;
BERKHOFF; LEVISOHN, 1997). Hidasi (2013) utilizando a SAR e a rPCR, pesquisou M.
gallisepticum e M. synoviae em 60 urubus-de-cabeça-preta em Goiás, todavia, as aves foram
negativas em ambas técnicas.
Os exemplares de urubus amostrados neste estudo, apesar de positivos na SAR, não
apresentaram sinais clínicos de doença. Acredita-se que as infecções possam ser mais severas
quando ocorrem concomitantemente com outros agentes infecciosos ou fatores
desencadeadores (SPICKLER et al., 2009). Apesar das evidências de contato, a SAR é uma
técnica de alta sensibilidade, sendo utilizada como técnica de triagem, podendo ocorrer
resultados falso-positivos. Deve ser considerado que algumas espécies de micoplasmas podem
possuir determinantes antigênicos comuns permitindo a ocorrência de reações inespecíficas
entre as diversas espécies de Mycoplasma (NASCIMENTO; PEREIRA, 2009). Portanto, para
que a infecção por esse agente seja comprovada, técnicas mais específicas devem ser
incorporadas em estudos posteriores.
A espécie M. synoviae também tem sido isolada em aves silvestres de vida livre sem
manifestação de sinais respiratórios ou articulares, demonstrando que alguns grupos de aves
47
47
silvestres podem se infectar e não desenvolver doença (PROVEDA et al., 1990). Embora não
tenha sido encontrada evidência de infecção por M. synoviae nos urubus aqui estudados,
lesões articulares bastante parecidas com as determinadas por M. synoviae em galinhas tem
sido descrita em urubus-de-cabeça-preta infectados por Mycoplasma corogypsi. Panangala et
al. (1993) descreveram e caracterizaram pela primeira vez a espécie M. corogypsi depois de a
ter isolado a partir de um abscesso de coxim plantar de um C. atratus de vida livre capturado
nos Estados Unidos. Em 2009, M. corogypsi foi isolado da articulação de um urubu-de-
cabeça-preta encaminhado para um centro de tratamento norte-americano por apresentar
incapacidade de voar e distensão das articulações do tarso, carpo e jarrete (RUDER et al.,
2009). Ainda que uma alta similaridade genética (de até 92%) tenha sido observada entre
cepas de M. synoviae e de M. corogypsi e ambas as espécies serem capazes de determinar
doenças similares, M. corogypsi parece não apresentar reação sorológica cruzada com os
demais micoplasmas aviários (PANANGALA et al., 1993). Apesar do número crescente de
estudos sobre as micoplasmoses em aves silvestres, ainda pouco se sabe sobre a ocorrência,
patogenicidade e distribuição de muitas espécies de Mycoplasma sp. em vida livre (RUDER
et al., 2009).
Tendo em vista a importância de leveduras do gênero Cryptococcus sp. para alguns
grupos de aves silvestres, esse agente tem sido cada vez mais pesquisado em vida livre. No
atual estudo não foi evidenciado o contato de urubus-de-cabeça-preta com Cryptococcus
neoformans, nem por meio da pesquisa de antígeno capsular da levedura no soro, nem por
meio do isolamento de amostras provenientes da cloaca. Apesar disso, este fungo é
comumente encontrado no meio ambiente e potencialmente capaz de infectar várias espécies
de aves (KHAWCHAROENPORN et al., 2007). Cafarchia et al. (2006b) trabalhando com
isolamento de fungos leveduriformes em rapinantes de cativeiro, isolaram C. neoformans da
cloaca e do viveiro de Falco tinnunculus e Buteo buteo que apresentavam sinais inespecíficos
de doença e incapacidade de voar. Apesar de ter sido relacionado com doença em algumas
espécies de aves silvestres (MALIK et al., 2003; RASO et al., 2004), sinais clínicos em aves
de rapina são pouco descritos.
Além dos testes sorológicos, análises hematológicas também contribuem para avaliar o
perfil sanitário de diversas espécies permitindo inferir sobre processos de doença. Essa
ferramenta diagnóstica é comumente utilizada em mamíferos e devido a sua importante
contribuição na avaliação da saúde dos animais, ela vem cada vez mais sendo utilizada em
aves (CAMPBELL, ELLIS, 2007). Entretanto, para que seja feita a devida interpretação, é
48
48
necessário que os resultados obtidos sejam comparados com valores padrões para a espécie
em questão; contudo, esses valores nem sempre estão disponíveis na literatura. Dessa forma, o
presente estudo forneceu dados hematológicos importantes para a espécie uma vez que este
tipo de informação sobre C. atratus é escassa.
Alguns dos valores hematológicos obtidos no presente estudo puderam ser comparados
com valores encontrados para outros rapinantes. O valor médio do hematócrito (48,44% ±
3,1%) observado em C. atratus adultos (Tabela 1) situou-se dentro do intervalo esperado para
aves (entre 35% e 55%) (CAMPBELL, ELLIS, 2007). O hematócrito e a concentração de
proteína plasmática total (3,76 ± 0,51 g/dL) encontrados no atual estudo apresentaram grande
semelhança com valor médio de hematócrito (49,8% ± 0,53%) e de proteína plasmática total
(4,2 ± 0,07 g/dL) encontrada em 44 urubus-de-cabeça-preta em um estudo desenvolvido nos
Estados Unidos (COLEMAN et al., 1988). Além destes, Coleman et al. (1988) também
analisaram quatro uburus-de-cabeça-vermelha (Cathartes aura) que apresentaram valor
médio de hematócrito de 49,8% ± 2,03% e de proteína plasmática total de 4,1 ± 0,08 g/dL,
sendo esses também bem próximos dos observados em C. atratus. Ainda, valores
hematológicos similares foram observados em oito exemplares de abutres-negro (Aegypius
monachus) de vida livre (49,5% ± 6,1%) (VILLEGAS et al., 2002); em 12 exemplares de
abutres-barbudo (Gypaetus barbatus) (47,1% ± 3,39%) de vida livre (HERNÁNDEZ;
MARGALIDA, 2010). Diferenças no hematócrito de abutres foram associadas à idade e às
condições de vida dessas aves (cativeiro ou vida livre).
Comparando-se o valor de eritrócitos totais aqui obtidos para urubus-de-cabeça-preta
(1,8 ± 0,3 X 1012/L) (Tabela 1) com valores de outras aves carniceiras, podemos observar que
estes são similares àqueles encontrados para abutres-negro (1,84 ± 0,56 x 106 células/mm³) de
cativeiro (VIANA, 2010). Porém, diferenças nos valores podem ser observadas em
comparações com abutres-barbudo de vida livre (2,95 ± 3,0 x 1012/L) (HERNÁNDEZ;
MARGALIDA, 2010) e abutre-fouveiro (Gyps fulvus) (2,21 ± 0,23 x 106 células/mm³)
(VIANA, 2010).
O valor de hemoglobina encontrado para urubus-de-cabeça-preta (10,4 ± 0.9 g/dL)
(Tabela 1) pôde ser comparado com um estudo realizado na Espanha em que Hernández e
Margalida (2010) observaram uma maior concentração de hemoglobina em abutre-barbudo
(16,48 ± 1,36 g/dL) de vida livre. Já a quantidade de leucócitos totais de urubus-de-cabeça-
preta (13,11 ± 5,44 x 109/L) (Tabela 1) foi maior que a observada em abutre-barbudo (10.17 ±
2.18 x 109/L) (HERNÁNDEZ; MARGALIDA, 2010).
49
49
Como esperado para a maioria das espécies aviárias, os heterófilos foram o tipo
leucocitário mais abundante nos esfregaços sanguíneos, seguido dos linfócitos, eosinófilos,
monócitos e basófilos (Tabela 1) (CAMPBELL, ELLIS, 2007).
Na avaliação dos esfregaços sanguíneos não foram observados hemoparasitas. Embora
esses resultados possam indicar ausência de parasitismo, é possível que aves em baixa
parasitemia possam não ser identificadas por meio da avaliação do esfregaço sanguíneo.
Dessa forma, técnicas diagnósticas de maior sensibilidade devem ser incorporadas em estudos
de prevalência. Mesmo não havendo evidências da presença de hemoparasitas em C. atratus
de vida livre, sabe-se que em países tropicais, como o Brasil, a maior proliferação dos vetores
artrópodes favorece a transmissão de hemoparasitas para diversos hospedeiros aviários de
vida livre (VALKIUNAS, 2005).
No presente estudo, 75 colônias de bactérias foram obtidas a partir de amostras de swab
cloacal de 20 urubus-de-cabeça-preta por meio de técnicas convencionais de isolamento
microbiológico. No entanto, nenhum isolado fúngico foi obtido. Dentre os isolados
bacterianos, verificou-se o predomínio de colônias Gram-positivas (78,7%) em relação a
Gram-negativas (21,3%) (Tabela 2). Carvalho et al. (2003) estudando seis urubus-de-cabeça-
preta de vida livre capturados em Minas Gerais, isolaram 45 diferentes tipos de bactérias de
diferentes partes do trato digestivo das aves (língua, estômago, intestino proximal, intestino
médio e intestino distal). Entre os isolados intestinais os autores observaram um número
médio maior de unidades formadoras de colônias (UFC/gramas) de bactérias Gram-positivas
em relação a Gram-negativas. Dentre os microrganismos isolados do intestino foram
identificados: Actinomyces bovis, Lactobacillus cellobiosus, Micrococcus luteus, Clostridium
bifermentans, Enterobacter agglomerans, Peptostreptococcus sp., Sarcina sp., Serratia
odorifera e Shigella flexneri, que não haviam sido descritos anteriormente em urubus-de-
cabeça-preta, e Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus saprophyticus, Clostridium sp.,
Escherichia coli e Escherichia fergusonii (CARVALHO et al., 2003). Contudo, com exceção
de Serratia odorifera e Escherichia coli, as demais espécies bacterianas citadas anteriormente
não foram identificadas no presente estudo (Tabela 2).
Uma maior diversidade de bactérias Gram-positivas (7 gêneros e 16 espécies) em
relação a bactérias Gram-negativas (5 gêneros e 6 espécies) também foi observada neste
estudo (Tabela 2). Em uma pesquisa conduzida na Espanha, Vela et al. (2014) isolaram da
cloaca de abutre-fouveiro (Gyps fulvus, Accipitridae) de vida livre uma maior diversidade de
bactérias Gram-positivas (18 gêneros e 27 espécies) em relação à Gram-negativas (14 gêneros
50
50
e 12 espécies). Por outro lado, Blanco et al. (2007) estudando abutres-do-egito (Neophron
percnopterus, Accipitridae) de vida livre, provenientes de outras quatro localidades da
Espanha, obtiveram uma maior diversidade de bactérias Gram-negativas (14 gêneros) do que
Gram-positivas (3 gêneros).
Aproximadamente 30,6% (23/75) dos isolados aqui obtidos de urubus-de-cabeça-preta
pertencem ao gênero Enteroccocus sp., sendo este o mais isolado (Tabela 2). Este gênero já
havia sido descrito anteriormente em outros grupos de aves carniceiras. Vela et al. (2014)
descreveram o Enteroccocus sp. como sendo o gênero mais isolado da cloaca de abutre-
fouveiro (52% dos isolados) na Espanha. Embora estes microrganismos possam estar
envolvidos em infecções como agentes secundários ou desencadearem doença na presença de
fatores estressantes, de uma forma geral, eles são considerados parte da microbiota residente
da pele, das superfícies mucosas do trato digestivo, reprodutivo e respiratório das aves
(GERLACH, 1994). Enterococcus casseliflavus e Enterococcus faecium foram as espécies
predominantemente isoladas dos urubus-de-cabeça-preta (Tabela 2). Em contrapartida, Vela et
al. (2014) observaram Enterococcus faecalis como sendo a espécie mais isolada em abutre-
fouveiro, embora as espécies E. casseliflavus e E. faecium também tenham sido isoladas.
Blanco et al. (2007) também encontraram Enterococcus faecalis como sendo a espécie de
bactéria Gram-positiva mais isolada em duas populações de abutres-do-egito estudadas na
Espanha. Além de E. faecalis, as espécies E. faecium e E. durans também foram isoladas em
algumas populações de abutres (BLANCO et al., 2007). Embora alguns estudos demonstrem
que E. faecalis venha sendo a espécie de Enterococcus sp. predominantemente isolada em
abutres, a mesma não foi isolada dos urubus-de-cabeça-preta amostrados no atual estudo.
Corynebacterium sp. e Staphylococcus sp. foram os outros dois gêneros de bactérias
Gram-positivas mais isolados de urubus-de-cabeça-preta (Tabela 2). Embora o gênero
Corynebacterium sp. já tenha sido associado a quadros de doenças em aves silvestre, essa
bactéria é normalmente apatogênica, sendo comumente encontrada em fezes de aves sadias
(GERLACH, 1994; TULLY JR.; HARISSON, 1994). Em 2007, Corynebacterium sp. foi
descrito como parte da microbiota cloacal de filhotes e adultos de abutre-do-egito de vida
livre amostrados na Espanha (BLANCO et al., 2007).
O gênero Staphylococcus sp. pode ser comumente encontrado em pele, trato respiratório
e digestivo das aves, contudo, em algumas ocasiões a bactéria pode ser patogênica, estando
associada a diversos tipos de infecções (QUESENBERRY; HILLYER, 1994; CARVALHO et
al., 2003). Esta bactéria tem sido isolada de várias porções intestinais de urubus-de-cabeça-
51
51
preta aparentemente fazendo parte da microbiota dominante de diversas partes do trato
digestivo (CARVALHO et al., 2003). Algumas das espécies de Staphylococcus sp., como S.
capitis, S. lentus, S. xylosus e S. sciuri isoladas neste estudo (Tabela 2) também já haviam sido
descritas em abutre-fouveiros, entretanto, as espécies S. capitis, S. lentus foram isoladas de
faringe e não da cloaca dos abutres, enquanto que S. xylosus e S. sciuri puderam ser isoladas
dos dois sítios anatômicos (VELA et al., 2014).
Entre as bactérias Gram-negativas, Escherichia coli e Proteus mirabilis foram as
espécies mais isoladas em urubus-de-cabeça-preta (Tabela 2). E. coli pode fazer parte da
microbiota residente das aves silvestres, entretanto, alguns de seus sorovares e cepas podem
ser virulentos para aves (GERLACH, 1994). O gênero Proteus sp. é considerado, na maioria
das vezes, de baixa patogenicidade para as aves silvestres, porém, quando isolado de aves
doentes costuma ter importância clínica (GERLACH, 1994; RUPPLEY, 1999). Em um estudo
conduzido nos Estados Unidos, E. coli e P. mirabilis foram as espécies mais isoladas de 20
espécimes de urubus-de-cabeça-vermelha (Cathartes aura, Cathardidae) (WINSOR et al.,
1981). Vela et al. (2014) também isolaram Escherichia sp. e Proteus sp. tanto da cloaca
quanto da faringe de duas populações de abutre-fouveiro na Espanha, sendo Escherichia sp. o
gênero de bactérias Gram-negativas mais isolado da cloaca das duas populações. Já Proteus
sp., foi o segundo gênero de Gram-negativas mais frequentemente isolado das amostras
faringeais (VELA et al., 2014). Blanco et al. (2007) também isolaram E.coli da cloaca de
abutres-do-egito como sendo a bactéria Gram-negativa mais predominantemente encontrada
tanto em aves jovens quanto aves adultas de quatro localidades da Espanha. Hidasi (2013)
objetivando isolar E. coli da cloaca de 60 urubus-de-cabeça-preta em Goiás, detectou a
bactéria em 81,6% (49/60) das amostras de swabs cloacais analisadas.
Serratia odorifera, isolada em menor frequência no presente estudo, já havia sido
isolada de seis exemplares de urubus-de-cabeça-preta no Brasil (CARVALHO et al., 2003);
todavia, outras bactérias isoladas no presente estudo (Tabela 2) como por exemplo,
Enterococcus sp., Corynebacterium sp. e Proteus sp., não foram descritas por estes
pesquisadores. A maior parte dos gêneros e espécies bacterianas isoladas de C. atratus é
conhecida por fazer parte de microbiota normal de várias espécies de aves (GERLACH,
1994). Deste modo, estudos mais amplos são necessários para se confirmar o real papel dos
urubus-de-cabeça-preta como disseminadores de agentes infecciosos e a importância desses
microrganismos para a espécie.
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Dos isolados bacterianos obtidos de urubus-de-cabeça-preta, uma cepa de Bacillus sp. e
duas cepas de Enterococcus casseliflavus foram resistentes a sete dos oito antibióticos
utilizados neste estudo. Embora as aves de vida livre não entrem naturalmente em contato
com antibióticos, estudos demonstraram que essas aves podem estar infectadas com bactérias
resistentes sem que tenham sido submetidas à antibioticoterapia (COLE et al., 2005;
HUDSON et al., 2005). Essas infecções podem ocorrer quando as aves são expostas a
ambientes contaminados com cepas já resistentes (COLE et al., 2005). Embora os urubus-de-
cabeça-preta amostrados neste estudo tenham sido capturados nas dependências do Parque
Zoológico de São Paulo, a espécie pode ser frequentemente observada em outros locais da
região metropolitana de São Paulo, inclusive em lixões. Devido à grande capacidade de
dispersão das aves e da sua presença nos mais diferentes ambientes urbanos, fica difícil
determinar possíveis fontes de contaminação com microrganismos resistentes. Além disso, a
resistência contra antimicrobianos podem estar associadas a genes de virulência adquiridos
pelas bactérias por mecanismos genéticos que podem ocorrer sem a influência da exposição a
antibióticos (HUDSON et al., 2005). Deste modo, outros estudos são necessários para avaliar
a causa e a origem de microrganismos resistentes em urubus-de-cabeça-preta.
Além do problema sanitário representado pelo grande número de urubus-de-cabeça-
preta nas cidades, a presença dessas aves em locais de recreação e visitação de pessoas pode
causar um certo incômodo à população, já que essas aves são bastante discriminadas por sua
aparência e pelo seu hábito alimentar (DEL HOYO et al., 2003). No entanto, devido a sua
importância em diversos ecossistemas e por serem protegidos por leis ambientais, o controle
de urubus-de-cabeça-preta nas cidades depende de ações conjuntas que envolvam diversas
entidades e órgãos governamentais.
O presente estudo contribuiu para o conhecimento da ocorrência de alguns patógenos e
da saúde da população de C. atratus que possuem acesso ao Parque Zoológico de São Paulo.
Estudos com a população de urubus deste local não haviam sido realizados até o momento.
Embora a importância dos urubus na transmissão e disseminação de diversos agentes não
esteja bem esclarecida, a avaliação sanitária de animais sinantrópicos que tem acesso ao
parque é de extrema importância para prevenir possíveis doenças que possam ser transmitidas
para o plantel de animais cativos. Além disso, é possível que os urubus se infectem com
patógenos oriundos dos animais cativos disseminando-os entre os recintos do parque e, até
mesmo, carreando-os para outras localidades fora do zoológico. Dessa forma, uma monitoria
53
53
constante e ativa da população de urubus-de-cabeça-preta e de outras aves de vida livre que
frequentam o parque, seria uma importante medida preventiva a ser instituída.
54
54
7 CONCLUSÕES
Os resultados obtidos na avaliação sanitária de urubus-de-cabeça-preta em área urbana na
cidade de São Paulo permitem às seguintes conclusões:
Não houve evidências da ocorrência de Salmonella Pullorum/Gallinarum, M. synoviae e
Cryptococcus neoformans na população de urubus-de-cabeça-preta estudada.
Foram encontradas evidências do contato (anticorpos) de urubus-de-cabeça-preta com M.
gallisepticum, entretanto, testes mais específicos são necessários para confirmar a infecção
por esse agente.
Os valores hematológicos apresentados neste estudo são oriundos de um número amostral
representativo, fornecendo parâmetros de referência para a espécie.
O predomínio de bactérias Gram-positivas isoladas da cloaca dos urubus-de-cabeça-preta
está de acordo com a maioria das espécies de aves, bem como as principais espécies
bacterianas isoladas.
O isolamento de cepas bacterianas resistentes a antibióticos comumente empregados no
tratamento de infecções em humanos e animais ressalta a importância de se estudar a
sensibilidade desses microrganismos na fauna silvestre.
55
55
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