MANEJO Y TOMA DE MUESTRAS EN FAUNA SILVESTRE

1 MANEJO Y TOMA DE MUESTRAS EN FAUNA SILVESTRE

Elaboración de un Manual de Manejo y Toma de Muestras en Fauna Silvestre para la

Reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres

Pereira Macareo Nicolás

Universidad de Santander

Facultad de Ciencias Exactas, Naturales y Agropecuarias

Medicina Veterinaria

Bucaramanga

2021


Elaboración de un Manual de Manejo y Toma de Muestras en Fauna Silvestre para la

Reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres

Pereira Macareo Nicolás

Trabajo de Grado para Optar el Título de Médico Veterinario

Director

Solano Marcixgclia Jorge Alberto

M.S.C.

Universidad de Santander

Facultad de Ciencias Exactas, Naturales y Agropecuarias

Medicina Veterinaria

Bucaramanga

2021


(Acta de evaluación para trabajo de grado)


Dedicatoria

Este proyecto de grado va dedicado a todas las personas que de cierta forma estuvieron

involucrados para hacerlo posible. En especial está dedicado para mi madre, mi hermana, mi tía,

mi novia que siempre estuvieron apoyándome en el proceso como estudiante, para mi padre y

bisabuela fallecidos.


Agradecimientos

El agradecimiento de este proyecto va dirigido a DIOS quien me ha brindado la sabiduría

para realizar este trabajo, a mi madre por darme todo su amor cariño y apoyo para salir adelante,

también quiero agradecer al docente Jorge Alberto Solano Marcixgclia por su acompañamiento,

dedicación y esfuerzo para realizar este proyecto, a la docente Jenny Cristina Palencia y al biólogo

Miguel Bacca por compartir sus saberes en el área de fauna silvestre, y por último quiero agradecer

a mi compañero de práctica profesional Diego Fernando Ramirez Flores quien ayudo en la parte

de manejo y fotografía del proyecto.


Tabla de Contenido

Introducción .................................................................................................................................. 21

1. Planteamiento del Problema ..................................................................................................... 22

2. Justificación .............................................................................................................................. 23

3. Estado del Arte .......................................................................................................................... 26

4. Marco Teórico ........................................................................................................................... 28

4.1 Cabildo Verde Como Reserva Natural de la Sociedad Civil Perteneciente al Sistema Nacional

de Áreas Protegidas RNSC-CV .................................................................................................... 28

4.1.1 ¿Qué es el Sistema Nacional de Áreas Protegidas? ............................................................. 29

4.1.2 ¿Qué es una Reserva Nacional de la Sociedad Civil? .......................................................... 29

4.1.3 Cabildo en la Actualidad ...................................................................................................... 29

4.1.4 Protocolo de Ingreso de Animales Silvestre en Cabildo Verde ........................................... 31

4.2 Equipos de Captura, Restricción y Contención en Animales de Fauna Silvestre ................... 33

4.2.1 Equipos de Restricción Física .............................................................................................. 34

4.2.1.1 Ganchos de Ofidios ........................................................................................................... 34

4.2.1.2 Pértiga ............................................................................................................................... 34

4.2.1.2 Nasa o Jama ...................................................................................................................... 35

4.2.1.3 Pistola de ofidios ............................................................................................................... 36

4.2.1.4 Tubos para ofidios............................................................................................................. 36

4.2.1.5 Guantes ............................................................................................................................. 37

4.2.1.6 Cuerdas ............................................................................................................................. 37

4.2.1.7 Bolsas de Tela, Lonas o Mantas ....................................................................................... 38


4.2.2 Equipos de Captura .............................................................................................................. 39

4.2.2.1 Trampa Tomahawk ........................................................................................................... 39

4.2.2.2 Trampa de Sherman. ......................................................................................................... 40

4.2.3 Equipos de Contención ........................................................................................................ 41

4.3 Captura, Restricción Física y Manejo ..................................................................................... 42

4.3.1 Niveles de Riesgo Físico en el Manejo de Fauna ................................................................ 42

4.3.1.1 Lagartos............................................................................................................................. 43

4.3.1.2 Caimanes y cocodrilos ...................................................................................................... 44

4.3.1.3 Ofidios............................................................................................................................... 47

4.3.1.4 Quelonios (Tortugas) ........................................................................................................ 52

4.3.2 Aves ..................................................................................................................................... 53

4.3.2.1 Aves de la Familia Ardeidae (Garzas) .............................................................................. 54

4.3.2.2 Aves de la Familia Cracidae (Guacharacas, Pavas, Pavones) .......................................... 54

4.3.2.3 Aves de la Familia Psittacidae (Guacamayas, Loros, Cotorras y Pericos) ....................... 55

4.3.2.4 Aves de la Familia Accipitridae y Cathartidae (Aves Rapaces y Carroñeras) ................. 55

4.3.2.5 Aves Paseriformes (Sinsontes, Carriquíes, Mirlas) .......................................................... 56

4.3.3 Mamíferos ............................................................................................................................ 56

4.3.3.1 Primates del Nuevo Mundo (Platyrrhini) .......................................................................... 56

4.3.3.2 Pequeños y Medianos Carnívoros (Zorros, Cusumbos, Perros de Monte, Tigrillos) ....... 58

4.4 Restricción Química................................................................................................................ 61

4.4.1 Consideraciones Básicas en una Restricción Química ........................................................ 61

4.4.2 Reptiles ................................................................................................................................ 62

4.4.3 Aves ..................................................................................................................................... 62


4.4.4 Mamíferos ............................................................................................................................ 62

4.4.5 Captura y Equipos Médicos de Restricción Química .......................................................... 63

4.5 Toma de Muestra Para Laboratorio ........................................................................................ 66

4.5.1 Bioseguridad ........................................................................................................................ 66

4.5.1.1 Equipos de Protección Personal ........................................................................................ 67

4.5.2 Identificación del Animal y de la Muestra ........................................................................... 68

4.5.2.1 Identificación del animal................................................................................................... 69

4.5.2.2 Identificación de la Muestra.............................................................................................. 70

4.5.3 Descarte de Material ............................................................................................................ 71

4.5.3.1 Material Cortopunzante .................................................................................................... 71

4.5.3.2 Material Infeccioso Sobrante de Muestreo ....................................................................... 71

4.5.4 Acondicionamiento Para Envío de Muestras ....................................................................... 72

4.6 Toma de Muestras Sanguíneas ................................................................................................ 73

4.6.1 Volumen de Sangre a Extraer .............................................................................................. 74

4.6.2 Precauciones/Contraindicaciones ........................................................................................ 74

4.6.3 Riesgos o Complicaciones Potenciales ................................................................................ 75

4.6.4 Material ................................................................................................................................ 75

4.6.5 Método con Jeringa .............................................................................................................. 78

4.6.6 Método con Sistema de Vacío ............................................................................................. 79

4.7 Venopunción ........................................................................................................................... 80

4.7.1 Venopunción en Reptiles ..................................................................................................... 80

4.7.2 Ofidios.................................................................................................................................. 81

4.7.2.1 Equipo de Toma de Muestra en Ofidios ........................................................................... 81


4.7.2.2 Venopunción en Corazón (Cardiocentesis) ...................................................................... 81

4.7.2.3 Venopunción en Vena Caudal Ventral ............................................................................. 82

4.7.2.4 Venopunción en Vena Palatina ......................................................................................... 84

4.7.3 Quelonios (Tortugas) ........................................................................................................... 86

4.7.3.1 Equipo de Toma de Muestra en Quelonios ....................................................................... 86

4.7.3.2 Venopunción en Seno occipital ........................................................................................ 86

4.7.3.3 Venopunción en Vena Yugular Externa ........................................................................... 87

4.7.3.4 Venopunción en Seno Coccígeo Dorsal ........................................................................... 88

4.7.3.5 Ubicaciones poco Comunes .............................................................................................. 89

4.7.3.5.1 Vena Braquial ................................................................................................................ 89

4.7.3.5.2 Vena Axilar .................................................................................................................... 89

4.7.3.5.3 Punción Cardiaca ........................................................................................................... 89

4.7.3.5.4 Punción Seno Venoso Retro Orbital .............................................................................. 90

4.7.4 Saurios.................................................................................................................................. 90

4.7.4.1 Generalidades. ................................................................................................................... 90

4.7.4.2 Volumen de Muestra ......................................................................................................... 90

4.7.4.3 Posibles Errores ................................................................................................................ 90

4.7.4.4 Posibles Complicaciones. ................................................................................................. 91

4.7.4.4.1 Autotomía Caudal .......................................................................................................... 91

4.7.4.4.2 Daño de Hemipenes ....................................................................................................... 91

4.7.4.5 Equipo de Toma de Muestra en Saurios ........................................................................... 91

4.7.4.6 Punción en vena yugular ................................................................................................... 91

4.7.4.7 Punción en Vena Ventral Abdominal ............................................................................... 93


4.7.4.8 Punción en vena coccígea central ..................................................................................... 94

4.7.5 Cocodrilianos ....................................................................................................................... 95

4.7.5.1 Punción de los Senos Venosos Postoccipitales ................................................................. 95

4.7.5.2 Punción cardiaca en animales juveniles ............................................................................ 96

4.7.5.3 Punción en Vena Abdominal Ventral o Vena Abdominal Media ..................................... 96

4.7.5.4 Punción de la Vena Caudal Ventral .................................................................................. 96

4.7.6 Aves…. ................................................................................................................................ 98

4.7.6.1 Generalidades .................................................................................................................... 98

4.7.6.2 Equipo de Toma de Muestra en Aves ............................................................................... 99

4.7.6.3 Vena Yugular Derecha ...................................................................................................... 99

4.7.6.4 Vena Cubital Profunda (Basílica/Alar) ........................................................................... 100

4.7.6.5 Vena Metatarsal Media ................................................................................................... 101

4.7.7 Mamíferos .......................................................................................................................... 102

4.7.7.1 Generalidades .................................................................................................................. 102

4.7.7.1.1 Posibles Factores Adversos.......................................................................................... 102

4.7.7.1.2 Sujeción........................................................................................................................ 103

4.7.8 Mamíferos Medianos ......................................................................................................... 104

4.7.9 Mustélidos .......................................................................................................................... 105

4.7.10 Conejos ............................................................................................................................ 106

4.7.11 Pequeños Roedores .......................................................................................................... 108

4.7.11.1 Equipo Toma de Muestra en Pequeños Roedores......................................................... 108

4.7.11.2 Volumen de Sangre Circulante ..................................................................................... 108

4.7.11.3 Ayuno Preanestésico. .................................................................................................... 108


4.7.11.4 Venopunción: Rata, Ratón, Hámster y Cobayo ............................................................ 109

4.7.12 Recolección y Envío de la Muestra de Sangre ................................................................. 110

4.8 Muestras Complementarias ................................................................................................... 111

4.8.1 Toma, Recolección y Envío de Muestra de Heces ............................................................ 111

4.8.1.1 Material. .......................................................................................................................... 111

4.8.1.2 Técnica. ........................................................................................................................... 112

4.8.1.3 Conservación................................................................................................................... 115

4.8.2 Raspado Cutáneo ............................................................................................................... 115

4.8.2.1 Materiales. ....................................................................................................................... 115

4.8.2.2 Técnica ............................................................................................................................ 116

4.8.3 Técnicas de Recolección con Hisopo de Algodón ............................................................. 118

4.8.3.1 Material… ....................................................................................................................... 118

4.8.3.2 Técnica… ........................................................................................................................ 118

5. Objetivos ................................................................................................................................. 121

5.1 Objetivo General ................................................................................................................... 121

5.2 Objetivos Específicos............................................................................................................ 121

6. Metodología ............................................................................................................................ 122

6.1 Lugar de Ejecución del Trabajo de Grado ............................................................................ 122

6.2 Población............................................................................................................................... 122

6.3 Recolección de Información ................................................................................................. 123

7. Análisis de los Resultados ...................................................................................................... 124


7.1 Información Recolectada ...................................................................................................... 124

7.2 Área de Manejo y Población de Animales Silvestres ........................................................... 124

7.2.1 Áreas de Manejo ................................................................................................................ 124

7.2.2 Población............................................................................................................................ 125

7.3 Registro Fotográfico de los Equipos y Protocolos Realizados en Cabildo Verde Como Objetivo

Específico Para la Realización del Manual ................................................................................. 127

7.3.1 Equipos de Restricción Física y Química .......................................................................... 128

7.3.2 Protocolo de Restricción Física y Química ........................................................................ 128

7.4 Equipo de Toma de Muestra ................................................................................................. 130

7.5 Protocolo Toma de Muestras en Animales Silvestres........................................................... 131

8. Resultados ............................................................................................................................... 136

9. Discusión................................................................................................................................. 137

10. Conclusiones ......................................................................................................................... 138

Referencias Bibliográficas .......................................................................................................... 139


Lista de Tablas

Tabla 1. Niveles de riesgo físico en el manejo de fauna ............................................................... 42

Tabla 2. Consideraciones básicas en una restricción química ...................................................... 61

Tabla 3. Protocolos de restricción química en reptiles ................................................................. 62

Tabla 4. Protocolo de restricción química en aves ....................................................................... 62

Tabla 5. Protocolo de restricción química en mamíferos ............................................................. 63

Tabla 6. Tabla de medida de las agujas ........................................................................................ 76

Tabla 7. Tubos para extracción de sangre ..................................................................................... 77

Tabla 8. Nivel de riesgo físico en animales silvestres ................................................................ 123

Tabla 9. Animales con nivel de riesgo físico en Cabildo Verde ................................................. 126


Lista de Figuras

Figura 1. Pancarta de Cabildo Verde ............................................................................................ 28

Figura 2. Mapa delimitación áreas de manejo y jaulas en reserva natural Cabildo Verde, Sabana

de Torres ....................................................................................................................................... 30

Figura 3. Lagos en reserva natural Cabildo Verde ....................................................................... 30

Figura 4. Área de recepción .......................................................................................................... 31

Figura 5. Área clínica en cabildo verde ........................................................................................ 32

Figura 6. Equipos para retención .................................................................................................. 34

Figura 7. Manejo de perdiga sobre un Cerdocyon tous ................................................................ 35

Figura 8. Manejo de nasa sobre un cebus versicolor y un leopardus pardalis .............................. 36

Figura 9. Tubo para ofidios ........................................................................................................... 36

Figura 10. Cuerdas ........................................................................................................................ 37

Figura 11. Bolsa de tela ................................................................................................................ 39

Figura 12. Trampa Tomahawk ...................................................................................................... 40

Figura 13. Trampa de Sherman ..................................................................................................... 40

Figura 14. Equipo de contención .................................................................................................. 41

Figura 15. Captura de iguana con pértiga .................................................................................... 44

Figura 16. Obstrucción de visión y restricción iguana ................................................................. 44

Figura 17. Caiman crocodilus en trampa de Tomahawk .............................................................. 45

Figura 18. Manejo de Sujeción en Caiman Crocodilus ................................................................ 46

Figura 19. Manejo de sujeción de mandíbula con soga en caiman crocodilus ............................. 46

Figura 20. Manejo de crotalus durissus ........................................................................................ 48

Figura 21. Manejo de lachesis muta ............................................................................................. 49


Figura 22. Sujeción Lachesis Muta ............................................................................................... 49

Figura 23. Restricción con tubo para ofidios en crotalus durissus ............................................... 51

Figura 24. Restricción y manejo de boa constrictor ..................................................................... 52

Figura 25. Captura de aves con nasa ............................................................................................. 53

Figura 26. Restricción manual cebus versicolor ........................................................................... 57

Figura 27. Manejo y obstrucción visual de leopardus pardalis anestesiado ................................. 58

Figura 28. Restricción física con guantes en roedores .................................................................. 59

Figura 29. Restricción física con guantes en eira barbara ............................................................ 59

Figura 30. Captura en trampa Tomahawk y restricción con pértiga a leopardus pardalis ............ 60

Figura 31. Uso de nasa en eira barbara ......................................................................................... 60

Figura 32. Dardos y cerbatana ...................................................................................................... 65

Figura 33. Uniformes impermeables ............................................................................................. 67

Figura 34. Elementos de bioseguridad .......................................................................................... 68

Figura 35. Elementos de protección.............................................................................................. 68

Figura 36. Equipo de marcaje ....................................................................................................... 69

Figura 37. Identificación del animal ............................................................................................. 70

Figura 38. Identificación Muestra en Cabildo Verde .................................................................... 70

Figura 39. ID muestras .................................................................................................................. 70

Figura 40. Embalaje General de las Muestras .............................................................................. 73

Figura 41. Posición de cubito dorsal de lachesis muta ................................................................. 82

Figura 42. Auscultación, inmovilización y cardiocentesis en boa constrictor .............................. 82

Figura 43. Punción Vena Caudal Ventral En Crotalus durissus ................................................... 83

Figura 44. Punción vena caudal ventral en boa constrictor .......................................................... 84


Figura 45. Vena palatina en lachesis muta.................................................................................... 84

Figura 46. Punción vena palatina en boa constrictor .................................................................... 85

Figura 47. Presión vena palatina en boa constrictor ..................................................................... 85

Figura 48. Punción en el seno occipital en chelonoidis carbonaria .............................................. 87

Figura 49. Punción vena yugular en chelonoidis carbonaria ........................................................ 88

Figura 50. Punción seno coccígeo dorsal en chelonoidis carbonaria ............................................ 89

Figura 51. Tímpano iguana iguana ............................................................................................... 92

Figura 52. Vena yugular iguana iguana ........................................................................................ 92

Figura 53. Punción vena yugular iguana iguana ........................................................................... 93

Figura 54. Vena abdominal central ............................................................................................... 94

Figura 55. Vena coccígea central aproximación lateral ................................................................ 94

Figura 56. Vena coccígea central aproximación ventral iguana iguana ....................................... 95

Figura 57. Punción de la vena abdominal media rn caiman crocodilus ........................................ 96

Figura 58. Punción de la vena caudal ventral en caiman crocodilus ............................................ 97

Figura 59. Puntos habituales para la venopunción y la administración subcutánea de líquidos en

aves ............................................................................................................................................... 99

Figura 60. Puncion vena yugular derecha en amazona amazónica ............................................. 100

Figura 61. Punción en vena cubital profunda de ara macao ....................................................... 100

Figura 62. Punción en Vena Cubital Profunda de Geranoaetus Melanoleucus. ......................... 100

Figura 63. Punción en vena metatarsial media de chauna chavaria ............................................ 101

Figura 64. Secuencia de simulación de un leopardus pardalis con fines académicos ................ 104

Figura 65. Retención y punción en vena femoral, cardiocentesis y vena yugular en cebus

versicolor..................................................................................................................................... 105


Figura 66. Captura, restricción, manejo y venopunción de eira barbara .................................... 106

Figura 67. Venopunción en conejo ............................................................................................. 107

Figura 68. Sitios de venopunción en conejos.............................................................................. 108

Figura 69. Vena cefálica y vena de la cola en rata ...................................................................... 109

Figura 70. Cadena de frio en cava isotérmica con gel refrigerante para transporte de muestras

sanguíneas ................................................................................................................................... 111

Figura 71. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en babilla .................................. 112

Figura 72. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en iguana .................................. 113

Figura 73. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en tortuga ................................. 113

Figura 74. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en ofidio ................................... 113

Figura 75. Toma y recolección de heces con paleta en ocelote .................................................. 114

Figura 76. Toma y recolección de heces en conejo .................................................................... 114

Figura 77. Toma y recolección de heces en rata ......................................................................... 115

Figura 78. Raspado en iguana ..................................................................................................... 117

Figura 79. Raspado en amazona amazonica ............................................................................... 117

Figura 80. Raspado en cebus versicolor ..................................................................................... 117

Figura 81. Hisopado traqueal en chauna chavaria ...................................................................... 119

Figura 82. Hisopado orofaringe en iguana .................................................................................. 119

Figura 83. Hisopado orofaringe en chelonoidis carbonaria ........................................................ 120

Figura 84. Toma de muestra de cerumen con hisopo en conejo ................................................. 120

Figura 85. Ubicación de Cabildo Verde ..................................................................................... 122

Figura 86. Áreas de manejo en cabildo verde ............................................................................. 125

Figura 87. Registro fotográfico equipos de captura y retención en Cabildo Verde .................... 128


Figura 88. Registro fotográfico retención física en Cabildo Verde ............................................ 128

Figura 89. Registro fotográfico retención física y química en Cabildo Verde ........................... 129

Figura 90. Registro fotográfico retención física en Cabildo Verde ............................................ 130

Figura 91. Kit portable para toma de muestra en Cabildo Verde ............................................... 130

Figura 92. Kit de restricción química y toma de muestras portable en Cabildo Verde .............. 131

Figura 93. Manejo para toma de muestras en área de recepción ................................................ 131

Figura 94. Manejo para toma de muestra sanguínea ................................................................... 132

Figura 95. Manejo para toma de muestra sanguínea en zona de cautiverio y área clínica ......... 132

Figura 96. Protocolo de restricción, manejo y toma de muestras sanguíneas............................. 133

Figura 97. Protocolo de toma de muestras sanguíneas en área clínica ....................................... 133

Figura 98. Manejo y toma de muestras coprológicas ................................................................. 134

Figura 99. Recolección de heces para coprológico ..................................................................... 134

Figura 100. Registro fotográfico de protocolo de raspado dérmico ........................................... 135

Figura 101. Registro de protocolo de muestreo con hisopo........................................................ 135


Resumen

Título

Elaboración de un manual de manejo y toma de muestras en la reserva natural Cabildo

Verde en Sabana de Torres.

Autor

Nicolás Pereira Macareo

Palabras clave

Toma de muestra; Venopunción; Manejo; Fauna Silvestre; Cabildo Verde.

Contenido

La toma de muestras en animales de fauna silvestre se ha considerado a través del tiempo

como una práctica poco convencional y de alto riesgo, que pone en peligro tanto al operario como

al ejemplar. Estos animales por su naturaleza al estar en un ambiente de cautiverio y en contacto

con los seres humanos, llegan a presentar un grado muy alto de estrés y agresividad en el momento

de su manipulación, por este motivo es de suma importancia, que tanto médicos veterinarios como

biólogos, estudiantes, rotantes, pasantes e incluso profesionales a nivel nacional e internacional

que decidan hacer su práctica en de la reserva natural Cabildo Verde, tengan una guía con la cual

se puedan capacitar, y sea esta una herramienta muy instructiva en el momento de intervenir y

realizar cualquier tipo de toma de muestras con los animales de fauna silvestre. Este manual

veterinario busca llenar el vacío en la bibliografía especializada y tiene como propósito servir

como guía de consulta rápida, simple y practica con una visión actualizada de los aspectos más

importantes de la toma de muestras de sangre para el diagnóstico de las principales enfermedades

que se presentan en los mamíferos, aves y reptiles de la reserva natural.


Abstract

Title

Preparation of a manual for handling and taking samples in the Cabildo Verde nature

reserve in Sabana de Torres.

Author

Nicolás Pereira Macareo

Keywords

Sample taking; Venipuncture; Driving; Wildlife; Cabildo Verde.

Content

Sampling from wild animals has been considered over time as an unconventional and high

risk practice, which endangers both the operator and the specimen. These animals, by their nature,

being in a captive environment and in contact with human beings, come to present a very high

degree of stress and aggressiveness at the time of handling, for this reason it is of the utmost

importance that both veterinarians as biologists, students, rotating, interns and even professionals

at the national and international level who decide to do their internship in the Cabildo Verde natural

reserve, have a guide with which they can train, and this is a very instructive tool at the time of

intervene and carry out any type of sampling with wildlife animals. This veterinary manual seeks

to fill the gap in the specialized bibliography and is intended to serve as a quick, simple and

practical reference guide with an up-to-date view of the most important aspects of blood sampling

for the diagnosis of the main diseases that occur. present in the mammals, birds and reptiles of the

nature reserve.


Introducción

Actualmente debido a la perdida acelerada de los hábitats, la degradación de los

ecosistemas y la rápida perdida de la biodiversidad, el tema ambiental es una preocupación global,

incluida en las agendas de organismo internacionales. Esto ha llevado a la implementación de

programas para la conservación de fauna silvestre en Colombia.

Cabildo verde es una reserva natural ubicada en Sabana de Torres Santander, que, siendo

una institución civil, cumple según la resolución 2064 del 2010.

Dentro de la ley colombiana y el reglamento interno de centros de paso, rescate, valoración

y rehabilitación, la fuga puede estar contemplada como disposición final de fauna silvestre, pero

hay casos en los que un espécimen puede presentar aparentes alteraciones lo cual requiera de un

examen con el fin de tener un diagnóstico claro para la prevención y sanidad de la reserva.

Por esta razón y por la escasez de recursos bibliográficos, este trabajo plantea un proceso

de elaboración de un manual sobre toma de muestras en animales silvestres que se encuentren en

Cabildo Verde.


1. Planteamiento del Problema

La reserva natural Cabildo Verde lleva un periodo de funcionamiento de más de 30 años

en el municipio de Sabana de torres Santander, donde se enfocan en el cuidado, preservación y

conservación de las diferentes especies animales de fauna silvestre. Durante la práctica empresarial

se evidenció que la reserva natural cuenta con muy pocos recursos los cuales provienen de

diferentes entidades ambientales abarcando solo la nutrición, ambientación y enriquecimiento de

los animales, generando consigo un factor de descuido en la parte de enseñanza, capacitación,

investigación y manejo clínico. Por tal motivo no se cuenta con una herramienta practica como un

manual de manejo y toma de muestras para los diferentes animales que lo requieran, y que a su

vez contenga información científica que ayude al personal de la reserva con la manipulación de

cualquier ejemplar; siendo este el motivo del gran número de accidentes y malas praxis a lo largo

de los años de muchos estudiantes y o profesionales de medicina veterinaria en el momento de

intervenir un animal enfermo.


2. Justificación

La reserva natural Cabildo Verde cuenta con una gran cantidad de animales silvestres, a

los cuales se les realiza manejo, cuidado y control diariamente con el fin de preservar y conservar

la fauna silvestre que alberga nuestro país; Cuenta con una gran cantidad de convenios los cuales

apoyan constantemente la entidad trayendo consigo animales rescatados o que estuvieron en

cautiverio a manos de personas del común sin ningún tipo de permiso gubernamental. Cada uno

de estos animales requieren de una buena calidad de vida durante el periodo que se mantienen en

la reserva, con el fin de acoplarlos a un entorno mucho más natural y salvaje para poder darle una

nueva oportunidad en el momento de su liberación; Muchos de estos animales que permanecieron

en cautiverio traen consigo problemas nutricionales, enfermedades y niveles elevados de estrés.

Por otro lado, encontramos aquellos animales que llegan improntados o muy acoplados al entorno

o vida que manejan los seres humanos, siendo este otro factor muy importante y crucial ya que en

el periodo de restauración tienden a estar inmunosuprimidos y por último llegar a presentar

cualquier tipo de enfermedad.

La mayoría de los animales de la reserva natural presentan una gran variedad de

alteraciones o enfermedades de gran importancia clínica, constantemente se realizan los controles

rutinarios donde se les provee y suministra medicamentos con el fin de esperar un óptimo

mejoramiento de los animales. Por otro lado, la realización de exámenes, especialmente la toma

de muestras de sangre en fauna silvestre se ha convertido en una actividad de alto riesgo y muy

tediosa, por lo tanto, debe ser realizada por el personal médico profesional de las instalaciones de

Cabildo Verde. En muchas ocasiones se ha evidenciado una gran cantidad de accidentes en

estudiantes y médicos veterinarios al momento de interactuar con estos animales, esto se debe al

mal procedimiento, a la poca capacitación y/o información que se pueda llegar a encontrar en los


diferentes medios.

Cabe señalar que en el manejo de reptiles, especialmente las serpientes, se ha presentado

una gran cantidad de accidentes ofídicos protagonizado por aquellos ejemplares que tiene la

capacidad por medio de glándulas generar e inocular veneno en el momento de su mordida como

mecanismo de defensa, sumado a esto se encuentran otras especies de serpientes no venenosas las

cuales también reaccionan en el momento de sentirse amenazadas generando una mordedura no

letal afectando la integridad del médico veterinario responsable de obtener la muestra.

Cuando se hace referencia al manejo y toma de muestras en fauna silvestre, se resalta un

factor muy importante denominado “estrés”, muchos de estos animales rescatados o decomisados

por parte de las autoridades competentes de Colombia y traídos a la reserva natural Cabildo Verde

por obligación se deben de someter a un periodo de cautiverio, con el fin de generar en ellos una

restauración y socialización con el entorno natural o de vida salvaje para ya finalmente quedar en

libertad absoluta. Durante el periodo de cautividad se hace la intervención clínica profesional

realizada por el personal de la reserva con el fin de determinar el estado de salud y las condiciones

en las que se encuentra el animal; Para esto en la gran mayoría de animales se deben de someter a

una sedación la cual genera en ellos niveles muy altos de estrés, que a su vez traen consigo

problemas y accidentes para los operarios o personal médico responsable. Por otro lado, se resalta

que en estos animales la sedación debe de ser un proceso rápido y seguro, por lo tanto, es

importante que se cuente con herramientas de fácil acceso y que contribuyan en la capacitación

del personal médico de la reserva, especialmente cuando se realicen técnicas de toma de muestras

para denotar el estado de salud del paciente.

De acuerdo con los aspectos de bioseguridad, manejo y con la toma de muestras para el

diagnóstico de enfermedades en mamíferos, aves y reptiles, este manual quiere ofrecer un apoyo


a los médicos veterinarios pertenecientes a la reserva natural Cabildo Verde con respecto de la

correcta toma de material de la especie afectada y el sistema comprometido, para que las muestras

seleccionadas no consideren solo la enfermedad sospechada durante el examen clínico, lo que

imposibilitaría los diagnósticos diferenciales en dicha especie.

Al buscar información y bases bibliográficas se determinó que existen una gran cantidad

de manuales escritos por diferentes autores para la toma de muestras en animales domésticos o

animales de granja, donde describen de forma correcta y resumida como se deben de realizar estas

técnicas. Por tal motivo es viable e importante realizar un manual en el que se muestre de manera

gráfica, didáctica, resumido y fácil de entender los mejores métodos y técnicas para el manejo y

toma de muestras de sangre en reptiles pertenecientes a la fauna silvestre de la reserva natural

Cabildo Verde evitando así cualquier tipo de accidente o problema para estos animales que por su

naturaleza tienen un alto riesgo de peligro.


3. Estado del Arte

El médico veterinario especialista en especies exóticas y no tradicionales, docente UBA.

presenta una guía de toma de muestra en reptiles en el año 2013, dicha guía es muy interesante

desde la variedad de punciones que maneja sobre todo en cocodrilianos cuya información escasea,

esta guía presenta procedimientos descontinuados, como la mutilación de miembros, la cual no es

recomendada bajo ninguna circunstancia por su nivel traumático y riesgo infeccioso, pero presenta

interesantes alternativas al momento de manejar reptiles (Toriano, 2013).

El director de la Unidad Técnica del Zoológico Metacaña diseñó un protocolo de

Bioseguridad en el manejo de fauna silvestre y no convencionales en el año 2011 el cual presenta

información detallada al momento de tener en cuenta el riesgo biológico ante la exposición a

enfermedades zoonóticas siendo un riesgo bastante alto al manipular animales en estado silvestre

(Varela, 2011).

La doctora María Yanneth Torres Chaparro y el doctor Vladimir Quintero Sánchez de la

Universidad Cooperativa de Colombia, presentan una guía práctica bastante básica al momento de

implementar los protocolos y actividades que deben ser sometidos durante el manejo de fauna

silvestre en los diferentes centros de atención y valoración (Torres Chaparro & Quintero Sánchez,

2016).

El estudiante Sergio Andrés Esteban Rojas realizó como modalidad de grado la elaboración

de un protocolo en caso de fuga de animales basado en restricción física y química en la Reserva

Natural de Cabildo Verde Sabana de Torres en la cual presenta protocolos de captura y manejo

incluyendo un mapa de cabildo con las diferentes áreas de manejo (Esteban Rojas, 2017).

El estudiante Jefferson Fernando Ariza Ardila de la Universidad Cooperativa de Colombia,

realizó un protocolo de atención médica veterinaria in-situ para animales de fauna silvestres


afectados por emergencias con hidrocarburos o sus derivados en el año 2019 donde indica prácticas

de manejo y restricción física de mamíferos, aves y reptiles en vida silvestre (Ariza Ardila, 2019).


4. Marco Teórico

4.1 Cabildo Verde Como Reserva Natural de la Sociedad Civil Perteneciente al Sistema

Nacional de Áreas Protegidas RNSC-CV

La Reserva Natural Cabildo Verde de Sabana de Torres (Figura 1), es una organización

comunitaria, de derecho privado, sin ánimo de lucro, organizada de acuerdo con el Título XXXVI

del libro 1 del código Civil Colombiano y conforme a los Decretos Ley 8299 de 1984 y 1196 de

1985. Constituida mediante asamblea pública el 26 de febrero de 1989 y reconocida jurídicamente

mediante resolución 0663 del 7 de septiembre de 1989 del Ministro de Agricultura, ubicada en la

Carrera 11 No. 14-75 del Municipio de Sabana de Torres. Está conformada por personas naturales

o jurídicas pertenecientes a su territorio. Esta organización se ha conformado de forma positiva a

los procesos de proyección del Magdalena Medio, ha realizado nuevas dinámicas ambientales en

relación con la protección y preservación de los bosques, la fauna y la educación ambiental (Lopez

Ordoñez, 2013).

Figura 1

Pancarta de Cabildo Verde

Nota. Tomado de Cabildo Verde Sabana de Torres. (6 de mayo de 2017) [imagen adjunta]. Facebook.

https://www.facebook.com/cabildoverde/photos/a.432183440185732/1409333259137407/?type=1&theater.


4.1.1 ¿Qué es el Sistema Nacional de Áreas Protegidas?

El sistema nacional de áreas protegidas es una organización en conjunto con diversas

entidades sociales, políticas con el fin de crear diversas estrategias, para contribuir con la

conservación y preservación del país. Teniendo en cuenta todas las áreas protegidas ubicadas en

el sector público y privado, generando un impacto medioambiental positivo (Ministerio de

ambiente, 2020).

4.1.2 ¿Qué es una Reserva Nacional de la Sociedad Civil?

Conforme lo establecido en el Decreto 1996 de 1999, “Por el cual se reglamentan los

artículos 109 y 110 de la ley 99 de 1993 sobre Reservas Naturales de la Sociedad Civil”, compilado

en el Decreto 1076 de 2015, define Reserva Natural de la Sociedad Civil cómo “Parte o todo del

área del sector privado o público que adquiere parte de un ecosistema natural y sea manejado

utilizando los recursos naturales y que por decisión de su dueño se destina para su uso en beneficio

propio de sostenibilidad y preservación o restauración con vocación de largo plazo. Compete al

dueño del terreno en el sector rural, tomar como iniciativa propia, manera libre y voluntaria, de

conceder la mayor parte de su propiedad como reserva natural de la sociedad civil” (Ministerio de

ambiente, 2020).

4.1.3 Cabildo en la Actualidad

Cabildo verde cuenta con 630 hectáreas de territorio natural, una pequeña parte (Figura

2) es habitada por el personal encargado de los diferentes procedimientos que se realizan en

Cabildo Verde, esta área habitable, cuenta con la presencia de 3 lagos artificiales (Figura 3), una

zona de neonatos, biometría y recepción, las cuales cuentan con construcciones establecidas para

realizar sus respectivos procedimientos; una zona de cuarentena, rehabilitación y educación


ambiental las cuales cuentan con sus respectivas jaulas y separación de especies con una distancia

prudente y debido enriquecimiento.

Figura 2

Mapa Delimitación Áreas de Manejo y Jaulas en Reserva Natural Cabildo Verde, Sabana de

Torres

Nota. Tomado de “Elaboración de protocolo en caso de fuga de animales basado en restricción física y química en

la reserva natural de cabildo verde sabana de torres” de Esteban Rojas, S. A. (2017). Bucaramanga: Universidad

Cooperativa de Colombia.

Figura 3

Lagos en Reserva Natural Cabildo Verde

Nota. Recursos acuíferos de la reserva cabo Verde. 2020


4.1.4 Protocolo de Ingreso de Animales Silvestre en Cabildo Verde

Todos los animales silvestres que ingresan a Cabildo Verde, pasan por un protocolo de

ingreso general el cual consiste en una evaluación clínica y biometría en el área de recepción

(Figura 4), dependiendo del estado del animal, se incorpora un microchip intradérmico el cual le

dará un número de identificación que se registra en la base de datos (si el animal está muy estresado

o con un estado de salud desfavorable, se le incorpora después), posteriormente se traslada al área

de cuarentena donde durará aislado un periodo de 15 días con fines preventivos para

posteriormente ser desparasitado y determinar un destino final dependiendo de su estado de salud

y nivel de impronta.

Figura 4

Área de Recepción

Nota. Sala de recepción pacientes veterinarios. 2020

Un animal el cual haya pasado por este protocolo de ingreso puede ser liberado en el mejor

de los casos, puede entrar en un proceso de rehabilitación, puede mantenerse en cautiverio dentro

de las instalaciones debido a su alto nivel de impronta, puede ser trasladado a un centro más óptimo

ante sus necesidades o en el peor de los casos, puede morir por causas naturales, patológicas o

criterio médico. La finalidad del individuo es determinada por el criterio del biólogo y el

veterinario encargado de Cabildo Verde.


En algunos casos se realiza toma de muestras al momento de que se ingresa un nuevo

animal, pero son casos muy puntuales, como lo puede ser un diagnostico presuntivo.

La mayoría de las tomas de muestras son realizadas en el área de restricción, Algunas veces

puede ser realizada en el área clínica (Figura 5) como complemento ante un procedimiento mayor

o en el sector que se ubica el animal comúnmente, esto deben de:

a) Nivel de riesgo del animal. Con el fin de evitar accidentes, es recomendable realizar

una restricción química a animales de riesgo alto, y realizar el manejo en un lugar cerrado donde

se pueda realizar una restricción física adicional por medio de lazos.

b) Nivel de estrés del animal. De igual forma, con el fin de evitar un accidente o fuga,

se recomienda utilizar tranquilizantes o en su defecto una restricción y transporte a área segura.

c) Tamaño del animal. Animales muy pesados o livianos y de fácil manejo, no requiere

realizar un traslado para realizar una toma de muestra, pero si tiene características no deseadas es

recomendable realizar una restricción química y realizar el manejo en dicha área.

d) Protocolo adicional. Emergencias que conlleven a una intervención quirúrgica, se

traslada al animal inmediatamente al área clínica donde puede ser necesario una toma de muestra

como complemento.

Figura 5

Área Clínica en Cabildo Verde

Nota. Clínica para atención de pacientes veterinarios. 2020


4.2 Equipos de Captura, Restricción y Contención en Animales de Fauna Silvestre

Es regulado por las autoridades ambientales encargadas. La fauna silvestre es sometida

continuamente a capturas por diferentes razones y circunstancias que incluyen las valoraciones

clínicas y tratamientos, liberaciones o reintroducciones, investigaciones científicas o control de

plagas, entre otras. Para proteger un animal se requiere de su captura poniendo en práctica la,

conservación y bienestar (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

No hay una técnica o método de captura eficaz para la contención y captura animal que

pueda ser utilizada con eficacia en todas las circunstancias para una especie particular, porque el

éxito depende del medio o habitad del ejemplar, el clima, la estación del año, la edad, el sexo, la

especie, factores biológicos y ecológicos y de factores prácticos como la topografía, la temporada,

los costos y la logística (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Una forma correcta, segura y eficiente de manejar a los animales es por medio de la

restricción física, y para aplicarla correctamente las personas involucradas, deben conocer los

diferentes comportamientos del animal a manipular (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016)

Se debe tener en cuenta tres factores básicos al momento de seleccionar la técnica de

restricción: primero que sea seguro para los animales y para el personal que va a ejecutar el proceso

de captura, segundo que se logre el propósito de la restricción y tercero esperar a que el animal se

recupere por completo de un procedimiento restrictivo antes de someterlo a otro. Si el animal no

está recuperado del todo, no se puede realizar la captura ya que el efecto de estrés está muy elevado

provocando un factor fatal en el animal. (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

La contención del animal se realiza principalmente en procedimientos que impliquen el

traslado del animal hacia un área distante. Se realiza la captura, la restricción del animal y se ubica

en un guacal, una jaula, balde, caja para ofidios, saco para oficios u otro equipo que permita al


animal estar con menor carga de estrés mientras se transporta al lugar deseado (Cerliz Choperena

& Ceballos, 2016).

4.2.1 Equipos de Restricción Física

Los equipos utilizados para la restriccion fisica se pueden apreciar en la Figura 6.

Figura 6

Equipos para retención

Nota. A) Ganchos de ofidios. B) Pértigas. C) Nasa o jama. D) Pistola de ofidios.

4.2.1.1 Ganchos de Ofidios. Es una vara de aluminio con un gancho al final, la cual sirve

para sujetar la cabeza de serpientes y/o para trasladarlas (Figura 6-a).

4.2.1.2 Pértiga. Es una vara de aluminio que contiene una guaya que es ajustable (Figura

6-b). Se recomienda pasar la guaya por uno de los brazos y a su vez por la cabeza del ejemplar.

Una vez está sujeto el ejemplar se debe cerrar el aron y ajustar (Figura 7). Se utiliza principalmente

en pequeños vertebrados con alto y medio nivel de riesgo donde se requiera mantener una distancia

prudente; en cabildo verde se utiliza sobre algunos Cerdocyon tous, Leopardus pardalis, Nasua


nasua e Iguana iguana.

Figura 7

Manejo de Perdiga

Nota. Manejo de Perdiga Sobre un Cerdocyon tous. 2020

4.2.1.2 Nasa o Jama. Consiste en un cono elaborado en tela o malla al que se le adapta un

arco con mango (Ilustración 6-c). Se realiza captura usándola de forma directa para atrapar al

individuo.

Una vez dentro de la red esta debe girarse para que quede cerrada (Figura 8). Se utiliza

principalmente en pequeños y medianos vertebrados; en cabildo verde, se usa sobre los Cebus

versicolor, Nasua nasua, Cerdocyon tous, Eira barbara, Ara sp y algunos Leopardus pardalis cuyo

nivel de riesgo sea bajo y no se requiera el uso de dardos tranquilizantes.

Las redes varían su tamaño según el animal a manejar; se tiene en cuenta que muchos

animales carnívoros pueden intentar romperla y crear perforaciones que les permitan escapar.

Ningún tipo de red se debe utilizar en animales con fines de trasporte o para largos trayectos de

viaje (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).


Figura 8

Manejo de Nasa

Nota. Manejo de Nasa Sobre un Cebus versicolor y un Leopardus pardalis. 2020

4.2.1.3 Pistola de ofidios. Es una vara de aluminio con una tenaza al final, la cual sirve

para sujetar la cabeza de serpientes y/o para trasladarlas (Figura 6-d); su uso es principalmente en

serpientes.

4.2.1.4 Tubos para ofidios. Son tubos transparentes los cuales se utilizan para retener

serpientes venenosas (Figura 9). http://tongs.com/plasticrestrain-ingtubesstandard-

setof10pcs.aspx

Figura 9

Tubo para Ofidios

Nota. Tomado de “Guía para restricción física de fauna silvestre” de Torres Chaparro, M. Y., & Quintero Sánchez,

V. (2016). Obtenido de http://dx.doi.org/10.16925/greylit.1629.


4.2.1.5 Guantes. Son implementos muy importantes para la sujeción. El material de estos

varia dependiendo el animal, desde un fino y suave algodón para sujetar y dar un mejor manejo en

pequeños roedores, hasta cuero fuerte y resistente útil y específico para manipular aves, primates

y pequeños carnívoros.

Se debe tener presente que el uso de guantes gruesos y pesados disminuye la sensibilidad

táctil, por lo cual impiden determinar cuan fuerte se está sujetando el animal, a la vez que sentir la

respuesta del mismo, es necesario tener en cuenta, por una parte, que la fuerza aplicada debe ser

apropiada a la especie y al tamaño del ejemplar y, por otra, que una fuerte presión puede provocarle

al animal asfixia, y múltiples fracturas. Por esta razón muchas personas prefieren evitarlos.

Por último, se debe considerar y tener presente que la gran mayoría de especies carnívoras

posee grandes colmillos y garras filosas con la capacidad de romper y atravesar cualquier tipo de

guante, por lo que su uso no da una total protección y garantía contra mordiscos, rasguños o

aplastamientos de mandíbulas poderosas (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

4.2.1.6 Cuerdas. Las aplicaciones de los lazos son diversas. Los lazos son útiles (Figura

10) para la aprensión de ejemplares en estado de sedación o tranquilización y para inmovilizar

miembros unidos o separados, cuando ya ha sido capturado el ejemplar y se va a realizar una

manipulación o procedimiento que requiere una mayor seguridad o diferentes posiciones fijas

(Cerliz Choperena & Ceballos, 2016). (Ver figura 10)

Las cuerdas son útiles para la captura y sujeción de cierto tipo de especímenes,

especialmente ungulados, cocodrilos (en ciertos casos), y en otras ocasiones mamíferos de tamaño

grande, aunque, por lo general, los lazos no son muy eficientes en procedimientos de “sujetador

de lazo” (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).


Figura 10

Cuerdas

Nota. Cuerda para sujeción o captura. 2020.

4.2.1.7 Bolsas de Tela, Lonas o Mantas. La sujeción de pequeños reptiles (saurios,

tortugas pequeñas, serpientes), aves chicas y mamíferos puede ser llevada a cabo mediante el uso

de bolsas de tela u otro material. Algunos animales pueden atrasen con toallas gruesas tratándose

de manipulaciones de corto tiempo.

En el caso de las aves grandes se puede usar una lona suave (Figura 11), para lo cual hay

que arrojarla sobre el animal para tratar de cubrirlo por completo luego se emplea una leve presión

sobre el animal para inmovilizarlo. Posteriormente se eleva suavemente la lona y utilizando una

sola mano se domina firmemente la cabeza del ave por la parte de atrás, y con la otra mano se

sujeta sus alas. Para aves de menor tamaño se recomienda la misma metodología, pero con

cobertores livianos. Si se utiliza el método descrito con psitácidos (guacamayas, loras, pericos) se

recomienda un ave totalmente cubierta hasta que se lleve a su jaula. En el caso de que sean grandes

psitácidos y difíciles de maniobrar, se les puede tomar por detrás de la cabeza con una sola mano,

justo en la base de su mandíbula, o tratar de mantener toda su cabeza bien agarrada con el fin de

evitar accidentes o lastimar el animal. Específicamente para el caso, se ubica un dedo sobre su


cabeza y otros a cada lado de su mandíbula, evitando que los dedos estén a muy poca distancia del

pico, mientras que con la otra mano se toman firmemente las patas junto con las alas.

Figura 11

Bolsa de Tela

Nota. Para sujeción de pequeños reptiles, aves y pequeños mamíferos. 2020.

4.2.2 Equipos de Captura

Las trampas utilizadas como mecanismo de captura buscan no generar daño en el animal

evitando los altos niveles de estrés y traumatismos a el ejemplar objetivo, su uso solo se realiza

bajo cierto criterio médico o biológico.

Existen capturas que pueden ser ejecutadas sin utilizar el mecanismo de trampeo, pero no

sería lo recomendado a no ser que no se cuente con el equipo y sea algo necesario, cómo lo puede

llegar a ser el uso de restricción física o química dependiendo del caso.

Lo ideal es utilizar equipo de trampeo y posteriormente realizar la restricción física o

química para así ingresarlo a un equipo de contención; esto en caso de animales que se encuentren

en estado de libertad.

4.2.2.1 Trampa Tomahawk. Es una trampa armable (Figura 12) la cual cuenta con dos

entradas, una de las entradas se cella al momento de colocar la carnada. Esta trampa se utiliza

principalmente para realizar captura de animales en estado silvestre, y es de cuidado el manejo, el

operario debe permanecer pendiente desde su colocación hasta su retiro debido a que puede generar


lesiones graves en el animal.

Figura 12

Trampa Tomahawk

Nota. Trampa para captura de animales silvestres. 2020.

4.2.2.2 Trampa de Sherman. Son trampas livianas y portables (Figura 13). Actúan por

medio de presión ejercida por el animal, liberando un mecanismo de acción que mantiene la puerta

abierta; esta jaula se utiliza principalmente para capturar pequeños roedores, como ardillas o

ratones.

Figura 13

Trampa de Sherman

Nota. Trampa para capturar pequeños roedores.


4.2.3 Equipos de Contención

Algunos animales requieren ser transportados en contenedores, esto para prevenir cualquier

tipo de accidente; en pequeños y medianos vertebrados se utiliza normalmente el manejo de

guacales o baldes de contención (Figura 14) para contener y transportar animales pequeños,

agresivos y agiles que pueden escaparse con facilidad, se recomienda utilizar las cajas de plástico

con orificios en la tapa (Figura 14), sacos para ofidios o baldes de plástico con orificios en la tapa

(Figura 14), estos materiales se utilizan principalmente en ofidios.

Figura 14

Equipo de contención

Nota: Equipo utilizado para transportar animales que necesitan contenedores. 2020.


4.3 Captura, Restricción Física y Manejo

Es importante que, al momento de realizar una restricción física hacia un animal, el

operario debe tener un conocimiento sobre los antepasados y el comportamiento en general del

animal como especie y como individuo a tratar; lo ideal es tener una estima de la fuerza física o

nivel de impronta, las aversiones, los temores, los gustos y las características físicas de los animales

a los cuales se le realizará un manejo, para así controlarlos apropiadamente (Cerliz Choperena &

Ceballos, 2016).

4.3.1 Niveles de Riesgo Físico en el Manejo de Fauna

Es necesario tener en cuenta que este nivel de riesgo físico (Tabla 1) está íntimamente

relacionado a otros factores como el estado de desarrollo biológico, el grado de amansamiento y

el trabajo simultáneo con más de un animal, por lo que en muchas situaciones se requerirán áreas

de manejo especial o valorar caso a caso cada situación (Varela, 2011).

Tabla 1

Niveles de Riesgo Físico en el Manejo de Fauna

Nivel de riesgo físico Descripción y máximo

nivel de daño Animales ejemplo Recomendaciones

1. Extremadamente

peligrosos

Puede causar la muerte del

manejador

Jaguares, chimpancés, pumas Manejo bajo anestesia o

contacto protegido

2. Muy peligroso Puede causar heridas

discapacitantes

Dantas, la mayoría de grandes

primates neotropicales,

guacamayas y roedores

medianos y grandes.

Manejo por contacto directo

con técnica de restricción y/o

anestesia

3. Poco peligroso Puede causar heridas no

discapacitantes

Iguanas, boas, pericos,

pequeños roedores

Manejo por contacto directo

con técnicas de restricción

(anestesia en algunos casos)

4. No peligroso No causa heridas físicas (o

con bajo potencial para

causarlas)

Colibríes, palomas Manejo por contacto directo

con técnicas de restricción

(anestesia en pocos casos)

Nota. Información tomada de “Bioseguridad en el manejo de fauna silvestre y no convencionales” de Varela, N.

(2011). Researchgate, 20-30.


4.3.1.1 Lagartos. Los métodos de captura son utilizados cuando el objetivo es inespecífico,

consta de dejar una trampa de Sherman (Figura 13) con su respectiva carnada; la carnada ideal

para gecos consta de insectos y si lo que se busca es una iguana, con vegetales.

Si el animal a capturar es específico, lo ideal es usar directamente manipulación con

guantes o utilizar una pértiga, aunque es un equipo que genera altos niveles de traumatismo si el

operario no está capacitado.

Para realizar la manipulación de lagartos con un tamaño (alrededor de 60 cm) es posible

sujetarlos con una mano mediante el uso del dedo índice y el pulgar rodeando el cuello del animal

(Figura 15).

Los miembros posteriores se dejan colgar entre el dedo anular, corazón e índice y pulgar,

de tal manera que el cuerpo repose sobre la palma de la mano, sin interferir con los movimientos

respiratorios celómicos (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Para la manipulación de grandes ejemplares se sujeta la cabeza a nivel de los huesos

temporales, realizando presión entre los ojos con un dedo.

Utilizando la otra mano se debe sujetar fuerte y firmemente la cintura pélvica, dejando los

miembros anteriores contra la base de la cola y la cola entremetida en un brazo, teniendo como

precaución las garras (Figura 16).

Es muy importante el utilizar siempre guantes de carnaza que protejan tanto las manos

como los brazos (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).


Figura 15

Captura de iguana con pértiga

Nota. Manejo correcto de la pértiga. 2020.

Figura 16

Obstrucción de visión y restricción iguana

Nota. Manejo Correcto de la iguana. 2020.

4.3.1.2 Caimanes y Cocodrilos. Esta especie tiene un nivel extremo de peligrosidad y a su

vez son muy susceptibles al estrés y al cansancio provocado durante su manipulación (Cerliz


Choperena & Ceballos, 2016).

Si los animales están en el agua, y son individuos pequeños, menores a 1 m, por lo regular

son capturados con trampas Tomahawk (Figura 17), pero si están visibles, se capturan

directamente con la mano o con la ayuda de un lazo o una pértiga. Los ejemplares de mayor tamaño

pueden ser capturados utilizando trasmallos, atarrayas, redes abatibles de arrastre, o con una cuerda

o tramojo puesto detrás de los miembros anteriores o en el cuello, a continuación, se saca el animal

del agua, si el individuo es sorprendido fuera del agua, se utiliza una manta oscura y se arroja sobre

sus ojos para interrumpir su visión con el fin de mejorar la manipulación y evitarle el estrés. Si es

un animal de menor tamaño o de un metro puede no requerirse el uso de las dos manos. La forma

más fácil y eficaz es sujetar el cuello del cocodriliano con una sola mano y en un solo movimiento,

para evitar que alguna parte del cuerpo del personal esté cerca de su mandíbula. De inmediato se

utiliza la otra mano para agarrar la cola del ejemplar (Figura 18). Con estas maniobras se evita que

el animal realice un giro y se pueda libera, lo que podría terminar en lesiones al técnico y en un

grave accidente médico (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Figura 17

Caiman crocodilus en Trampa de Tomahawk

Nota. Manejo dorrecto de caiman en la Trampa de Tomahawk. 2020.


Figura 18

Manejo de Sujeción en Caiman Crocodilus

Nota. Manipulación y manejo de caiman. 2020.

Una vez el animal se encuentre inmovilizado, se puede realizar obstrucción visual para

disminuir el estrés o directamente se realiza la sujeción de sus mandíbulas con una soga, se

colocarán sus miembros anteriores y posteriores dirigidos hacia la parte posterior sujetándolos de

tal forma que no se cause daño (Figura 19), en caso de animales pequeños o medianos se pueden

transportar en bolsas ofídicas o guacales (Ariza Ardila, 2019).

Figura 19

Manejo de Sujeción de Mandíbula con Soga en Caiman crocodilus

Nota. Manipulación y manejo de caiman. 2020.


Si el ejemplar es mayor de 1.5 m, luchará girando sobre sí y realizara mucha fuerza para

intentar liberarse, por lo que es necesaria la presencia de varias personas. Tan pronto se arrastre

fuera del agua, se debe colocar una manta, toalla o trapo mojado sobre sus ojos cubriendo todo su

campo visual. Es importante colocar la cuerda sobre un tronco para que esté siempre tensa, o de lo

contrario el ejemplar puede correr a gran velocidad y posteriormente atacar sin previo aviso. La

boca se asegura con una cuerda delgada, inicialmente amarrando la mandíbula superior y luego se

realiza un par de vueltas alrededor de todo el hocico para que quede bien asegurado (Cerliz


Si, por el contrario, el animal está en tierra, una persona puede acercarse de manera

cautelosa por detrás y, en el momento más oportuno, abalanzarse sobre el cuello del reptil. De

manera inmediata el resto del personal deberán controlar los miembros levantándolos del suelo y

amarrándolos paralelos a la cola. La cola y en general el cuerpo se controlan realizando apoyo

sobre el animal controlando y restringiendo así su movimiento (Cerliz Choperena & Ceballos,

2016).

4.3.1.3 Ofidios. Para realizar la captura y contención de animales venenosos es muy

importante contar con el equipo adecuado, con el fin de manipular al ejemplar sin estar en peligro.

El equipo de manejo básico posee dos ganchos de diferente longitud, puede ser uno de 90 cm de

largo para serpientes pequeñas, y otro de 1.4 a 1.6 m de longitud para serpientes de mayor tamaño

(Figura 20). Si no hay expertos, se recomienda considerar a todas las serpientes como venenosas

(Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

La sujeción y confinamiento de ellas consta de lo siguiente:

a) Una vez que se ha ubicado la serpiente, será útil y necesario realizar una inspección

previa de todos aquellos obstáculos que podrían entorpecer la sujeción provocando un accidente o


un posible escape.

b) Preparar el recipiente donde se confinará la serpiente. Se recomienda usar en

primera instancia un saco de ofidios y luego un recipiente plástico (Cerliz Choperena & Ceballos,

2016).

c) Luego se procederá a la sujeción de la serpiente, la cual debe ser realizada con un

gancho para serpientes o una pistola para ofidios. Una vez sujeto el ejemplar, este se guardará

dentro del saco ofídico el cual debe someterse a varios giros por la parte de arriba con el fin de

evitar que el animal pueda salir. La red se colocará en el suelo y con la pinza o el gancho se

prensará él y se realiza un nudo de sujeción para evitar la fuga del animal. Posteriormente se retira

el saco de la red y se colocara dentro del envase plástico con ventilación (Cerliz Choperena &

Ceballos, 2016).

Figura 20

Manejo de Reptiles

Nota. Manipulación y manejo de Crotalus durissus. 2020.

Existe la posibilidad de manejar ofidios con la ayuda de un gancho, bastón, escoba o

elemento semejante. Se procede a comprimir suavemente la región posterior de la cabeza del


animal contra el piso, con el tacto suficiente para no lastimarlo ni dejar que escape (Figura 21).

Luego con la ayuda de los dedos corazón y pulgar se toma por la base de la cabeza, y el dedo

índice se ubica sobre la cabeza misma. Los dedos anular y meñique deben cerrarse suavemente

sobre el cuello, con el propósito de dar mayor estabilidad (Figura 22). El cuerpo del animal se

manipula utilizando la otra mano por la parte media (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Figura 21

Manejo de Lachesis muta

Nota. Manipulación y manejo de Lachesis muta. 2020.

Figura 22

Sujeción de Reptiles

Nota. Sujeción de Lachesis muta


Los tubos de restricción son utilizados en casos de intervenciones médicas o procesos

biológicos. Estos tubos mejoran y aseguran el bienestar del animal permitiendo al personal una

mejor manipulación de tal manera que la serpiente este mucho más cómoda, siendo además seguro

para el operario o encargado de manejar el ejemplar, pues están hechos de material a base de

policarbonato y no se quiebran fácilmente (Figura 23). Muchas personas dejan las serpientes en

grandes contenedores donde el movimiento de la serpiente esté restringido y sea más fácil

introducirla en el tubo de restricción. Se debe tener presente que la gran mayoría de serpientes son

sedentarias y por ende su manipulación es más cómoda en el suelo a excepción de las arborícolas

las cuales se manipulan en el eje del contenedor (Rodriguez & Varela , 2014).

Para lograr que la serpiente se introduzca en el tubo plástico se siguen una serie de pasos,

las personas con experiencia generalmente toman el tubo con la mano que no dominan (izquierda

o derecha), sin embargo, la persona que realiza este procedimiento lo deben realizar de manera

cómoda y segura (Figura 23 A). El tubo se toma por extremo final o de la mitad y se debe aproximar

a la cabeza de la serpiente, procurando que no vaya a atacarlo o autoinfligirse una herida. Se debe

intentar que la serpiente realice el ingreso de su cabeza en el tubo de forma voluntaria mientras se

estimula con un gancho en la parte media del cuerpo, procurando que se deslice dentro de él (Figura

23 B). Una vez ingrese más de un tercio de la longitud del cuerpo en el tubo, se debe sujetar el

cuerpo de la serpiente detrás del tubo con la mano que manipulaba el gancho, impidiendo que el

animal genere una reacción de retroceso o avance (Figura 23 C). El extremo final del tubo es un

soporte para el cuerpo de la serpiente por lo tanto nunca se debe de soltar y por lo contrario se debe

de sujetar firmemente para evitar accidentes ofídicos. Aquellas serpientes de cuerpo ancho y

cabeza angosta se recomiendan para su manipulación introducir un tubo delgado del extremo final

del tubo principal (Figura 23 D). (Rodriguez & Varela , 2014).


Figura 23

Restricción con Tubo para Ofidios en Crotalus durissus

Nota. A) Manipulación con gancho ofídico. B) Entrada de la serpiente al tubo. C) Sujeción del tubo y la serpiente.

D) Cabeza y cuerpo de la serpiente dentro del tubo.

Hay una regla que indica que, por cada metro del tamaño de una serpiente, una persona

debe manejarla, en este orden de ideas, dependiendo del tamaño del animal, un número de personas

deben de ayudar a sujetarla y manejar el cuerpo con mucho cuidado para evitar posibles fracturas

(Figura 24).


Figura 24

Restricción y Manejo de Boa constrictor

Nota. Manejo adecuado de Boa constrictor

4.3.1.4 Quelonios (Tortugas). Para sujetar una tortuga se requieren de ambas manos. En

caso de ser de tamaño chico se sujetan con una sola mano de la parte media del cuerpo, dejando la

cabeza en una posición tal que no esté dirigida hacia el propio cuerpo.

Las tortugas de gran tamaño se sujetan con las dos manos a nivel de los costados del

caparazón y, de igual manera, siempre dirigir la cabeza a una parte que no sea el propio cuerpo


Algunas especies de tortugas poseen una cola bastante larga para poder sujetarla, como es

el caso de la tortuga Bache Chelydra acutirostris. En estos casos se deberá tomar por la parte más

gruesa y maciza para no causar ningún tipo de lesión (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).


Figura 25

Captura de Aves con Nasa

Nota. A) Ara macao. B) Dendrocygna viduata. C) Amazona amazónica.

4.3.2 Aves

Si las aves se encuentran en jaulas o recintos angostos, antes de intentar sujetarlos hay que

retirar todos los comederos, bebederos, tablas de apoyo y perchas. Si la entrada de las jaulas es

relativamente pequeña es mejor retirarlas, y realizar la captura en una habitación o lugar cerrado

para evitar escapes. Para facilitar la captura se utilizan guantes de carnaza, de tela, cuero o una

toalla (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Las aves que se encuentran en encierros más grandes pueden fugasen por lo que es

necesario utilizar redes para capturarlas (Figura 25). El personal encargado de realizar el


procedimiento debe empujar el ave hasta una esquina antes de atraparla con la red. Si el individuo

intenta escapar corriendo o sobrevolar a la persona, la red debe colocarse enfrente de ella, para que

el ave corra o vuele hacia ella. los miembros posteriores, la cabeza y articulaciones

carpometacarpianas no deben quedar enredados dentro de la red en el momento de su liberación


4.3.2.1 Aves de la Familia Ardeidae (Garzas). Estos animales por su naturaleza suelen

ser muy agiles, agresivos y con un poderoso pico caracterizándolos como ejemplares muy

peligrosos son muy peligrosos. Cuando se pretende hacer capturar de un animal de este grupo, se

debe inmovilizar el pico o la cabeza cuanto antes; posteriormente se debe inmovilizar a nivel de la

parte superior del cuello e inmovilizar el pico, evitando la obstrucción de las fosas nasales. A

continuación, se toman las alas y las patas, buscando recoger estas últimas bajo su cuerpo con la

envergadura de las alas cerradas en posición normal. Otra opción es el uso de nasas grandes, las

cuales deben colocarse sobre el animal cuando este no presente sus alas abiertas; tan pronto se

logre el objetivo, se deberá tomar el pico desde afuera y luego por adentro de la nasa; el resto del

cuerpo se controla de la forma antes mencionada. Algunos autores recomiendan ubicar la cabeza

del animal hacia la espalda del operario y dejar libre la cabeza de garzas pequeñas, aunque incluso

estas pueden herir con facilidad (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

4.3.2.2 Aves de la Familia Cracidae (Guacharacas, Pavas, Pavones). Se realiza la

captura utilizando la nasa. Para retirar el ave del lugar, primero se toma las patas, colocando dos

dedos entre cada miembro y luego se extrae suave y cuidadosamente las alas para no causar lesión

en el plumaje. Se toman las alas a nivel del humero para inmovilizarlas, pero siempre se debe

soportar el peso del ave en las patas o la quilla, porque de lo contrario se pueden producir graves

lesiones, sobre todo en animales de mayor condición corporal. Otra manera de inmovilizar las alas


es abrazando al ejemplar, sin sobrepasar la fuerza para no interrumpir la respiración normal del

ave. El manejo de la cabeza no es indispensable a menos de realizar alguna intervención en ella,

para lo cual se requerirá de más personal de apoyo (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

4.3.2.3 Aves de la Familia Psittacidae (Guacamayas, Loros, Cotorras y Pericos). Los

psitácidos de mayor tamaño se cubren con mucha suavidad utilizando una manta mientras se

apoyan sobre una percha. Sujetando la base de la mandíbula inferior se logra controlar la cabeza

del ave y, de inmediato, se deben agarrar las patas y alas con la otra mano (Cerliz Choperena &

Ceballos, 2016). Los animales pequeños se controlan con una sola mano (Figura 25). Sobre La

palma de la mano y en decúbito dorsal se sostiene el cuerpo del animal, con la base de la cabeza

fijada entre los dedos índice y medio (corazón), junto con el pulgar; este y los otros dedos

mantienen las alas en su lugar (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

4.3.2.4 Aves de la Familia Accipitridae y Cathartidae (Aves Rapaces y Carroñeras).

La mayoría de las aves de presa, como los buitres, los búhos y los halcones, se defienden

principalmente con sus poderosas garras y pico y tienen la capacidad de causar lesiones serias en

las extremidades del operario, si la contención o captura no se realiza de forma correcta (Cerliz


La oscuridad en los animales, disminuye su defensa y se le pueden atrapar las garras.

Colocando un dedo entre los metatarsos se logra la apertura de las patas, evitando lesiones e

infecciones por el estrés del ave.

También es recomendado utilizar una manta que cubra el ave en su totalidad, con el fin de

bloquear su visión y pueda asegurar las patas a través de una manta (Cerliz Choperena & Ceballos,

2016).


4.3.2.5 Aves Paseriformes (Sinsontes, Carriquíes, Mirlas). Utilizando una red ligera se

efectúa la captura de las aves de menor tamaño que alojan en aviarios, cabe resaltar que estas aves

pueden aletear y picotear. Los paseriformes deben sujetarse tomando la cabeza entre los dedos

índice y pulgar y el resto del cuerpo con la palma de la mano; el dorso de la cavidad celómica se

sujeta con los dedos restantes, evitando que la región pectoral quede libre. Se debe tener precaución

de no doblar la cabeza del animal, ya que le genera problemas respiratorios (Cerliz Choperena &

Ceballos, 2016).

Los nidos-trampa se utilizan para la captura en aviarios o se manejan redes de niebla, las

cuales son ligeras e interceptan a los animales durante su vuelo. Para evitar persecuciones largas

en aviarios se utilizan las redes como instrumento de ventaja, una vez se capturen no se pueden

descuidar del ave para evitar que se lastimen o se agoten hasta morir. (Cerliz Choperena &

Ceballos, 2016).

4.3.3 Mamíferos

4.3.3.1 Primates del Nuevo Mundo (Platyrrhini). Dependiendo del procedimiento a

realizarse y de la especie de primate involucrada se efectúa el tipo de manejo. Existen técnicas de

captura y restricción que pueden ir desde el uso de jaulas o lugares encerrados, utilizando diferentes

técnicas de restricción física, hasta la contención e inmovilización química. Se debe de realizar un

manejo rápido y seguro para los primates, sin realizar movimientos bruscos (excepto si se trata de

una actividad de corto tiempo). Además, el personal encargado de la captura debe ser consciente

y estar preparado a las manifestaciones negativas y agresivas de los animales silvestres, realizando

una sujeción suave pero segura (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016). En condiciones naturales

(silvestres), pueden atraparse más fácilmente con trampeo, cuando las condiciones naturales

ofrecen poco alimento.


Aquellos animales que se encuentren en periodo de gestación, lactancia, con neonatos o

juveniles no se les debe de restringir a menos que sea de carácter urgente. El uso de guantes de

carnaza, redes o nasas se deben de tener siempre en cuenta para la restricción de un animal. El

tamaño de la malla y el aro de las nasas deben asegurar la sujeción del ejemplar evitando que este

no pueda sacar la cabeza a través de la malla o masticarla y romperla fácilmente (Cerliz Choperena

& Ceballos, 2016). Siempre se procurará sujetar al animal de los músculos maseteros ubicados en

la cabeza, colocando la mano desde la nuca y, posteriormente, se sujeta la cola y los miembros con

la otra mano (Figura 26). Si se realiza otro procedimiento (examen clínico, marcaje, toma de

muestra, entre otras) se modifica la técnica utilizando la mano que sujeta la cabeza para realizar

una “llave” que le sostenga los brazos moderadamente hacia atrás, la cual limitará el movimiento

de la cabeza e impedirá que las manos del animal alteren el procedimiento o se autolesione (Cerliz


Figura 26

Restricción Manual

Nota. Manipulación de Cebus versicolor


4.3.3.2 Pequeños y Medianos Carnívoros (Zorros, Cusumbos, Perros de Monte,

Tigrillos). Las recomendaciones específicas para los carnívoros varían en cada especie:

No se recomienda el ingreso a jaulas o encierros de grandes carnívoros como

(jaguares, pumas, osos, lobos). (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

No se debe tratar de sujetar físicamente a estos animales. La anestesia es necesaria

para los exámenes prácticos (Figura 27) (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Figura 27

Manejo y Obstrucción Visual de Leopardus pardalis Anestesiado

Nota. Manipulación de Leopardus pardalis

Los carnívoros poseen habilidades de observación, rapidez y fuerza. Cuando se

ingrese a un recito donde haya varios ejemplares pequeños, se deben ubicar y observar todos y

cada uno de los animales (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Es muy importante no dar la espalda a ningún carnívoro, ya que por naturaleza son

cazadores. La gran mayoría realizan el ataque desde las alturas (ya sean árboles y otras superficies

altas dentro del recinto) (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016)

Para ingresar a los recintos de los carnívoros se recomienda hacerlo en compañía

de otra persona, pues estos son muy fuertes para su tamaño. Esto es correcto y a tener en cuenta

para los felinos que poseen colmillos afilados y garras retractiles que utilizan como mecanismo


ofensivo o defensivamente (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Si se ha escogido una sujeción manual para aquellos ejemplares de menor tamaño,

se recomienda el uso de guantes de cuero gruesos para minimizar las heridas en las manos (Figuras

28 y 29). La mordedura de muchos carnívoros tiene la capacidad de atravesar los guantes, pero se

utilizan principalmente con el fin de proteger la integridad del sujetador frente a las garras de los

animales. Algunos animales pequeños (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Figura 28

Restricción Física con Guantes en Roedores

Nota. Manipulación de Roedores. 2020.

Figura 29

Restricción Física con Guantes en Eira barbara

Nota. Manipulación de Eira barbara. 2020.


Por otra parte, los mamíferos medianos se pueden capturar mediante la trampa

Tomahawk y la restricción con pértiga (Figura 30). Igualmente, las especies que poseen un peso

de hasta 25 kg se pueden capturar utilizando una o dos redes (Figura 31). Cuando use dos, hale en

direcciones opuestas para mejorar la captura. Las redes son recomendadas para capturas de corto

tiempo. Si se requiere de un examen más largo, es necesario sedar al animal (Cerliz Choperena &

Ceballos, 2016).

Figura 30

Captura en trampa Tomahawk y Restricción con Pértiga a Leopardus pardalis

Nota. Manipulación de Eira barbara. 2020..

Figura 31

Uso de nasa en eira barbara

Nota. Manipulación de Eira barbara. 2020..


4.4 Restricción Química

Para someter a un animal a una sedación o procedimiento anestésico se debe de recopilar

antes una serie de datos e información donde se incluya el estado de salud, el comportamiento del

animal, los medicamentos y protocolos a manejar y por último el motivo de la sedación (Tabla 2-

3-4-5). A continuación, se presentan las consideraciones para tener en cuenta conforme al

procedimiento (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

4.4.1 Consideraciones Básicas en una Restricción Química

Las consideraciones básicas a tener en cuenta al momento de realizar una restricción química se

pueden observar en la Tabla 2.

Tabla 2

Consideraciones básicas en una restricción química

Sobre el acto anestésico Factores ambientales Paciente

Necesidad y propósito del acto Lugar de trabajo Hábitos - estructura social

Tamaño

Estado poblacional

Edad

Estado general:

Estado corporal

Estado comportamental basal

Sexo y estado fisiológico

Anestesias – Cirugías previas

Medicaciones que recibe

Presencia de alguna patología:

cardiaca, digestiva, renal o hepática

Enfermedades del sistema nervioso

Temperatura del animal

Peso vivo - peso metabólico

Otras enfermedades asociadas

(diabetes, etc.)

Anestésico Horario

Causas: quirúrgicas o no Temperatura que afecta al animal

Protocolo anestésico Condiciones climáticas

Duración estimada del procedimiento Área geográfica

Tipo de terreno

Cobertura geográfica

Método de captura

posibles complicaciones (quirúrgica, post

captura)

Época del año:

Condiciones climáticas

Temporada reproductiva

Disponibilidad de agua y alimento

Riesgo anestésico

manejo del dolor

Nota. Ayuno: Aves de 2-8 h; mamíferos pequeños 2-5 h, medianos 8-12 y grandes 12h. Información tomada de “Guía

de manejo veterinario de fauna silvestre para las haciendas: vegas de la clara, La Candelaria y La Montaña de la

Universidad de Antioquia” de Cerliz Choperena, M., & Ceballos, C. (2016). Universidad de Antioquia: Biogénesis.


4.4.2 Reptiles

Los protocolos a tener en cuenta al momento de realizar una restricción química en reptiles

se presentan en la Tabla 3.

Tabla 3

Protocolos de restricción química en reptiles

Especie Protocolo de restricción química

Iguanas y otros lagartos Ketamina 10 mg/kg IM

Telazol 10 mg/kg IM

Alternativo: Propofol 10 mg/kg IV

Serpientes Ketamina 60-80 mg/kg IM

Telazol 20 mg/kg IM

Propofol 5-10 mg/kg IV

Cocodrilos Propofol 10-15 mg/kg IV

Ketamina 40-80 mg/kg

Tortugas Ketamina 40-60 mg/kg + 0.2-0,8 mg/kg Diazepam IM

Telazol 10-15 mg/kg IM

Propofol 8-14 mg/kg IV

Nota. Información tomada de “Guía de manejo veterinario de fauna silvestre para las haciendas: vegas de la clara, La

Candelaria y La Montaña de la Universidad de Antioquia” de Cerliz Choperena, M., & Ceballos, C. (2016).

Universidad de Antioquia: Biogénesis.

4.4.3 Aves

Los protocolos a tener en cuenta al momento de realizar una restricción química en aves se pueden

observar en la Tabla 4.

Tabla 4

Protocolo de Restricción Química en Aves


Aves Ketamina:( 10-25 mg/kg) + Acepromacina: (0.5-1 mg/kg) IM

Ketamina: (5-30 mg/kg) + Diazepam: (0.5-2 mg/kg) IM, IV

Propofol 1.33 mg/kg IV





4.4.4 Mamíferos

Los protocolos a tener en cuenta al momento de realizar una restricción química en mamíferos se

presentan en la Tabla 5.

Tabla 5

Protocolo de restricción química en mamíferos


Canido (zorros) Ketamina: (10-20 mg/kg) + Diazepam: (0.2 mg/kg) IM

Telazol: 10 mg/kg IM

Mapaches – Cusumbos Ketamina: (10-20 mg/kg) +Xilacina: (4 mg/kg) IM

Ketamina: (20 mg/kg) + Acepromacina: (0.1 mg/kg) IM

Telazol: 10 mg/kg IM

Nutria Ketamina: (20-40 mg/kg) + Xilacina: (2 mg/kg) IM

Telazol: 1.5-10 mg/kg IM

Tamanduá – hormiguero palmero Ketamina 10-15 mg/kg IM

Telazol 2.5-5 mg/kg IM

Oso hormiguero gigante Medetomidina: (0.03-0.04 mg/kg) + (Ketamina 1-2 mg/kg) (revertir con

atipamezole) IM

Perezoso de dos y tres uñas Ketamina: (10 mg/kg) + Xilacina: (0.7-1 mg/kg) (revertir con Yohimbina

0.125-0.2 mg/kg) IM

Telazol: 2-6 mg/kg (recuperaciones lentas) IM

Recomendación: colocar en una posición adecuada para evitar problemas

respiratorios en el proceso anestésico.

Tatabras o pecarís Ketamina 8 mg/kg + Xilacina 10 mg/kg IM

Telazol 4.4 mg/kg + Xilacina 2.2 mg/kg IM

Primates no humanos Telazol: 1.5-20 mg/kg IM

Ketamina: 4-40 mg/kg IM

Ketamina: (5-15 mg/kg) + Diazepam: (1 mg/kg) IM

Ketamina: (5-7.5 mg/kg) + Medetomidina: (0.033-0.075 mg/kg) IM

Propofol: 2-4 mg/kg IV




4.4.5 Captura y Equipos Médicos de Restricción Química

Se utiliza pistola de dardos con medicamentos anestésicos por lo tanto es una actividad


realizada únicamente por veterinarios. Se realiza en animales agresivos y altamente peligrosos o

que la manipulación física pueda ser riesgosa para ellos mismos (Animales muy nerviosos)

(Fundación botánica y zoológico de Barranquilla, s.f.).

El manejo se debe realizar para procedimientos médicos y actividades como reubicación

física, que involucren el transporte a otra jaula o recinto, la separación de individuos y el traslado

a otro exhibidor.

Si se requiere de una manipulación con urgencia, es decir, una captura de un animal

escapado o simplemente hacer un procedimiento para una emergencia médica principalmente

animales heridos por otros ejemplares del mismo recinto.

Hay diferentes tipos de equipos, químicos disponibles para la urgencia de la situación, el

tipo de animal determinara cual es el mejor para utilizar y realizando una buena valoración de este.

a) Aves: eventualmente requieren un manejo y captura manual, la restricción química

se utiliza para procedimientos quirúrgicos o valoración médica.

b) Mamíferos: posee una gran variedad de ejemplares por lo que es necesario realizar

una separación en subcategorías:

Pequeños (1 a 25 kg) la captura manual es la técnica mejor utilizada.

Medianos (26 a 35 kg) posiblemente la captura manual sea una buena opción.

Grandes (más de 36 kg) usualmente requieren otras formas de captura además de la

manual.

c) Reptiles y anfibios: por lo general se manipulan manualmente siguiendo la guía de

reptiles y anfibios (la restricción química no siempre es la mejor opción).

Hay tres métodos comunes de administración de un agente químico inyectable:

a) Manual: esta inyección es usada en ejemplares que pueden ser capturados


manualmente (pequeñas especies, animales dóciles o improntados).

b) Inyección con jeringa: Permite inyectar a una distancia, pero requiere que el animal

permita la inyección. Este método se ha mejorado utilizando las nuevas jeringas palo flexible.

c) Inyección por dardos: Es el método más común de administración de agentes

químicos y efectivos aun a largas distancias, estos sistemas corresponden a la cerbatana, pistola o

rifle (Figura 32).

Figura 32

Dardos y Cerbatana

Nota. Elementos utilizados para traquilizar e inobilizar animales. 2020..

De los tres sistemas la cerbatana es la menos traumática, la técnica se basa en la

acumulación de presión atrás del émbolo para inyectar el químico. El mecanismo de la aguja

utilizada posee dos orificios laterales por lo tanto el sistema no necesita de un impacto muy

contundente y fuerte para que el medicamento sea inyectado. Los dardos se expulsan gracias a la

fuerza ejercida por la boca o por un sistema que libere aire, la punta de la aguja es cerrada. Este

sistema no es efectivo cuando se encuentra a más de 25 metros.

El tiempo de inyección es lento, permitiendo en varias ocasiones que los animales


remuevan el dardo antes de que todo el volumen sea inyectado (Fundación botánica y zoológico

de Barranquilla, s.f.).

En conclusión, para tener éxito al realizar este tipo de procedimientos en un zoológico se

debe de tomar en cuenta:

a) Conocer los comportamientos típicos del animal.

b) Decidir el nivel de urgencia.

c) Analizar el equipo y recursos disponibles.

d) Asegurarse de que todos los equipos estén disponibles y en buenas condiciones.

4.5 Toma de Muestra Para Laboratorio

4.5.1 Bioseguridad

La bioseguridad consiste en un conjunto de procedimientos destinados a prevenir,

controlar, reducir o eliminar los riesgos inherentes a las actividades susceptibles con relación a la

salud humana, animal y el ambiente.

Toda colecta de muestras biológicas conlleva riesgos para el colector, personas asociadas,

animales en el área e incluso para el propio individuo estudiado. Las personas encargadas del

manejo de fauna sufren de problemas traumáticos, enfermedades zoonóticas, reacciones alérgicas,

y accidentes laborales, por ello la prevención debe dirigirse prioritariamente al control de estos

factores (Varela, 2011). Es así, que a medida que pasa el tiempo existirán y mejorarán la

bioseguridad establecidas en diversos manuales y artículos científicos (Dudley, 2004). Las

medidas de bioseguridad descritas en general están dirigidas a prevenir la transmisión o contagio

de agentes patógenos y contaminantes de un recinto y/o individuo hacia otro, utilizando diferentes

equipos, accesorios, agentes químicos y personal capacitado. El encargado de recoger la muestra

debe tener presente que la manipulación de muestras biológicas implica riesgo de transmisión de


enfermedades, por lo que, ante cualquier acontecimiento en el transcurso de colecta en campo, la

prioridad debe ser la salud y seguridad del personal. Durante cualquier monitoreo el personal debe

portar guantes, cubre bocas, lentes protectores, ropa que cubra completamente brazos y piernas, y

calzado de fácil limpieza y desinfección. Además, si se tiene algún tipo de contacto ya sea por

medio de secreciones o contacto cutáneo se debe de lavar muy bien con agua y jabón, y en caso

de no contar con los medios para realizarlo, entonces se deben aplicar soluciones antisépticas tales

como gel antibacterial a base de alcohol o toallas desechables impregnadas con soluciones

desinfectantes. (Muñoz, y otros, 2016).

4.5.1.1 Equipos de Protección Personal. Utilizar vestimenta de protección apropiada de

acuerdo con el tipo de riesgo, tales como el uniforme impermeable, bata de laboratorio, overol

(Figura 33); Guantes de nitrilo, gorro, tapabocas (Figura 34); botas, guantes de látex, guantes de

carnaza, guantes con malla de acero (Figura 35).

Figura 33

Uniformes Impermeables

Nota. A) Uniforme UDES. B) Bata de laboratorio UDES. C) Overol.


Figura 34

Elementos de Bioseguridad

Nota. A) Guantes de látex. B) Guantes de nitrilo. C) Gorro. D) Tapabocas.

Figura 35

Elementos de Protección

Nota. A) Botas. B) Guantes de nitrilo. C) Guantes de carnaza. D) Guantes con malla de acero.

4.5.2 Identificación del Animal y de la Muestra

En Cabildo verde, se trabaja con un protocolo de ingreso general para los animales de fauna


silvestre, el cual consiste en un examen físico, biometría, marcaje del animal con microchip,

registro de entrada, exámenes complementarios con el fin de descartar alguna patología (Cuadro

hemático completo, coprológico, química sanguínea) y un periodo de entre 5 y 15 días de

cuarentena dependiendo de cómo se encuentre el animal para posteriormente iniciar un tratamiento

de desparasitación y re ubicar a un área más cómoda.

El protocolo para seguir tiene unas estrictas reglas de bioseguridad, en el que se incluye el

uso obligatorio de uniforme, botas, tapabocas y guantes de carnaza, en algunas ocasiones se utiliza

analgésicos o equipos como …… dependiendo del tamaño, especie, y estado de alerta en que se

encuentre el animal.

4.5.2.1 Identificación del animal. En cabildo verde el principal método de identificación

en mamíferos, aves y reptiles, es mediante la aplicación intradérmica de un microchip, el cual

genera un código al momento de utilizar un lector de microchip (Animal Reader) (Figura 36); al

momento de liberar un ave, a esta se le incorpora un anillo de marcaje con el código del microchip

(Figura 37).

Figura 36

Equipo de Marcaje

Nota. A) Equipo de marcaje con microchip intradérmico. B) Equipo de marcaje con anillos.


Figura 37

Identificación del Animal

Nota. A) Identificación por anillo en Dendrocygna autumnalis. B) Identificación por microchip en Boa constrictor. C)

Identificación por microchip en Cebus versicolor.

4.5.2.2 Identificación de la Muestra. Toda muestra debe ser etiquetada con los siguientes

datos básicos (Figura 38):

Fecha y hora de recolección.

Numero de historia clínica y acta.

Nombre científico del animal e ID del microchip (Figura 39).

Solicitud del examen.

Figura 38

Identificación Muestra en Cabildo Verde

Nota. Tarjetas de presentación. 2020..

Fecha recolección: 11/Jul/2019

#H.C: 01016-19

#Acta: FS-1903

Leopardus pardalis

Química sanguínea+ Cuadro hemático+ Coprológico


Figura 39

ID Muestras

Nota. Identificación de muestras. 2020..

4.5.3 Descarte de Material

4.5.3.1 Material Cortopunzante. Las agujas, las hojas de bisturí, los tubos rotos, los tubos

de vidrio con líquidos y todo material cortopunzante se deben descartar en un guardián, si no se

dispone de un guardián, utilizar recipientes de paredes rígidas con tapas (Maristela Pituco & Garcia

bersano, 2017).

4.5.3.2 Material Infeccioso Sobrante de Muestreo. Todo material utilizado como

jeringas, guantes, tapa bocas, gorros, overol desechable, gasas, algodón y materiales posiblemente

infecciosos, deben eliminarse en la caneca roja, respetando las normas nacionales e internacionales

orientadas a minimizar riesgos ambientales sanitarios y ocupacionales.

Al terminar una actividad en el que se utilicen agujas, inmovilizadores, sondas y botas,

deberán someterse a un proceso de desinfección químico y físico, teniendo en cuenta el tiempo de

contacto y las instrucciones para cada situación. Los uniformes, overoles, batas de laboratorio,

deben ser empacados y guardados en bolsas platicas o contenedores especiales con su respectiva


descripción de material contaminado, para su posterior desinfección y lavado (Maristela Pituco &

Garcia bersano, 2017).

4.5.4 Acondicionamiento Para Envío de Muestras

El sistema de envío debe de ser triple: un recipiente primario, un embalaje secundario y un

embalaje externo (Figura 40).

Termo regular la temperatura del contenedor de la muestra (recipiente primario),

identificado de forma clara y legible, en un empaque plástico térmico sellado (Maristela Pituco &

Garcia bersano, 2017).

Envolver este conjunto de material absorbente para evitar posibles derrames.

Acondicionar dentro de otro recipiente resistente (embalaje secundario) (Maristela

Pituco & Garcia bersano, 2017).

Acomodar el contenedor en la caja térmica (embalaje intermedio), a su vez, se debe

colocar en el embalaje terciario (Externo). Utilizar gel congelada o hielo en una cantidad acorde

con el tamaño de la muestra y el tiempo hasta la llegada al laboratorio. Llenar el espacio vacío con

material blando (copos de poliestireno expandido, periódico, papel absorbente) (Maristela Pituco

& Garcia bersano, 2017).

En la parte externa de la tapa de la caja isotérmica, introducir y adherir el examen

solicitado y colocarlo en un folio plástico trasparente. Cerrar bien el recipiente térmico y colocarla

dentro del contenedor terciario, que deberá rotularse de acuerdo con las normas establecidas a

nivel mundial (Maristela Pituco & Garcia bersano, 2017).

El tiempo de transporte de todos los especímenes obtenidos para estudio debe ser corto

(preferiblemente antes de 2 horas) y de acuerdo con la viabilidad del organismo sospechado y el

recipiente donde se colectó (Secretaría distrital de salud de Bogotá, D. C., 2008).


Figura 40

Embalaje General de las Muestras

Nota. 1) Muestra sellada en bolsa hermética. 2) Envoltura de la muestra. 3) Recipiente para guardar la muestra. 4)

Caba con refrigeración. Tomado de “Manual Veterinario de Toma y Envío de Muestras” de Maristela Pituco, E., &

Garcia bersano, J. (2017). Brasil: PANAFTOSA.

4.6 Toma de Muestras Sanguíneas

El análisis de sangre es una técnica muy habitual en la clínica aportando mucha

información para orientar el diagnóstico y llegar a un pronóstico en el desarrollo de una

enfermedad (Axon comunicación, s.f.).

La sangre representa cerca del 8% del peso corporal de un animal. Los análisis de sangre

son un importante apoyo para el diagnóstico clínico y para estudios. Puede utilizase jeringa y aguja

para la extracción y posteriormente ser llevado a recipientes de diferentes capacidades, con o sin

anticoagulante, o recolectarse en tubos de vacío que, al ser herméticos, mejoran la bioseguridad y

esterilidad de la muestra, lo que es favorable en toda extracción venosa. Para que sean

significativas, la muestra de sangre debe mantener una buena composición e integridad durante las

fases preanalíticas de manipulación, extracción, transporte y almacenamiento. Tiempo antes de la


colecta de sangre para análisis de laboratorio, es importante dirigir, conocer, organizar y, si es

posible, evitar algunas variables que pueden interferir en los resultados precisos.

Por lo general, estas variables se relacionan con estipulaciones preanalíticas como cambios

en la dieta y uso de medicamentos (Figura 40).

Otros factores, como el uso de anticoagulantes, gel separador, conservantes y la hemólisis

también pueden generar una alteración de los resultados (Maristela Pituco & Garcia bersano,

2017).

4.6.1 Volumen de Sangre a Extraer

Si se extrae mucha sangre rápidamente o demasiado a menudo sin reponerla, un animal

puede entrar en un shock hipovolémico de corta duración y a largo plazo sufrir de anemia.

La extracción de alrededor de 10% de volumen de sangre circundante iniciará los

mecanismos homeostáticos colinérgicos. Si se extrae entre el 15-20% del volumen, se reducirá el

gasto cardiaco y la presión sanguínea (Morton & D Abbot, 1993)

4.6.2 Precauciones/Contraindicaciones

No utilizar jeringas con contenido liquido ya que se origina ruptura de eritrocitos y

por ende una lectura errónea en los equipos (resultados alterados).

No introducir la aguja en fistulas arteriovenosas de animales sometidos a

hemodiálisis.

Evitar áreas cicatrizadas como resultado de quemaduras, hematomas, así como

zonas edematosas, que además de ser doloroso, puede producir lectura errónea.

No extraer sangre del miembro ipsolateral a una mastectomía. Los resultados o

análisis del procedimiento podrían ser alterados o erróneos por la presencia de linfedema, además


de correr el riesgo de una infección.

Evitar los pacientes en terapia intravenosa y/o transfusiones de sangre que tengan

dispositivos, ya que podrían arrojar falsos resultados debido a la hemodilución.

Tener precaución en pacientes anticoagulados o con coagulopatías.

Evitar el uso de compresor o tubos de vacío en neonatos.

Evitar zonas con parálisis o heridas en la piel.

Evitar el uso de catéteres para la toma de muestra de electrolitos, glicemia y tiempos

de coagulación, especialmente si están utilizando para infundir glucosa, electrolitos y soluciones

heparinizadas.

4.6.3 Riesgos o Complicaciones Potenciales

Infección.

Sangrado excesivo por el punto de punción.

Formación de hematomas.

Dolor.

Colapso venoso.

Reacciones vaso vágales.

Rotación o desplazamiento.

Shock hipovolémico.

Anemia.

4.6.4 Material

Agujas con tubos al vacío normalmente agujas de calibre 20G, color amarillo, 21G

color verde, 22G color negro con longitudes de 1 a 1 pulgada, a seleccionar de acuerdo con el vaso


sanguíneo a puncionar (Gordillo Cabrera, 2010).

Tubos con EDTA tapa lila, de capacidades 3.0 a 10.0 ml. Es el anticoagulante

específico para la evaluación y conteo celular en la sangre de mamíferos, se usa para hemogramas,

parásitos hemáticos; cuando se pierda el vacío se deja de llenar el tubo, la relación sangre EDTA

es del 10%. Se debe refrigerar a 4 grados (Ejelab, 2018).

Tubos con heparina, tapón verde.

Tubos con citrato de Sodio tapa azul. Son útiles en pruebas de coagulación, como

TP, TPT y fibrinógeno. No se recomienda para hemograma o muestras tomadas con este tubo

(Ejelab, 2018).

Tubo sin anticoagulante tapa roja. (Seco). Usados para pruebas que requieren

sangre coagulada (suero) como química sanguínea, leucosis, leptospira, brucella, anemia

infecciosa, minerales, electrolitos, etc. (Ejelab, 2018).

Tubo de tapón amarillo

Si no hay vacutainer, se utilizan jeringas de 3ml con agujas de No 22 1ª1/2pulgadas

Torundas de algodón

Alcohol al 70%

Isodine espuma

Cuchilla para rasurar

Torniquete

En la Tabla 6 se puede observar la medida y especificaciones generales de las agujas empleadas.


Tabla 6

Tabla de medida de las agujas

Metrico

(mm)

Gouge (calibre)

Polegadas

Color del conector

(el color del conector define el diametro de la

aguja)

1.60 x 40

16G 1 ½

Blanco

1.20 x 25

1.20 x 40

18G 1

18G 1 ½

Rosa

1.00 x 25

1.00 x 30

19G 1

19G 1 ¼

Beage

0.80 x 25

0.80 x 30

0.80 x 40

21G 1

21G 1 ¼

21G 1 ½

Verde

0.70 x 25

0.70 x 30

22G 1

22G 1 ¼

Negro

0.55 x 20

24G ¾

Violeta

0.45 x 13

26G ½

Marron

0.38 x 13

27 5G ½

Gris

Nota. Tomado de “Manual Veterinario de Toma y Envío de Muestras” de Maristela Pituco, E., & Garcia bersano, J.

(2017). Brasil: PANAFTOSA.

Por otra parte, en la Tabla 7 se presentan las especificaciones generales de los tubos que se emplean

para la extraccion de sangre.


Tabla 7

Tubos para extracción de sangre

Exámenes Producto

final Preparación Tubos

Aislamiento

biológico

molecular

Aislamiento

biológico

molecular

Exámenes

bioquímicos y

toxicológicos

Identificación

de anticuerpos

Identificación

de anticuerpos

Sangre total

Plasma

Anillo de

leucocitos

Sangre total

Plasma

Anillo de

leucocitos

Sangre total

Plasma

Coaguló

Suero

Coagulo

Suero

separado

por gel

Centrifugado

Centrifugado

máximo hasta 2

horas después de

extracción

Centrifugación

Reposo 30 a 60

minutos

Centrifugado (1500-

2000g/10minutos, 30

minutos y máximo 2

horas después de

extracción

EDTA K2

Dipotásico

(con

anticoagulante)

EDTA K2

Dipotásico con

gel separador

(con acg)

Heparina

(con acg)

Tubo

siliconado

(sin acg)

Tubo

siliconado con

gel separador

(sin

anticoagulante)

Nota. Tomado de “Manual Veterinario de Toma y Envío de Muestras” de Maristela Pituco, E., & Garcia bersano, J.

(2017). Brasil: PANAFTOSA.

4.6.5 Método con Jeringa

Si se quiere visualizar bien la vena para la extracción de sangre es necesario realizar

el rasurado de piel (Axon comunicación, s.f.).

Se limpia la zona de venopunción con alcohol para identificar mejor la vena y

eliminar contaminación macroscópica de la piel y el pelo (Axon comunicación, s.f.).


Determinar el tamaño de la jeringa dependiendo del volumen de sangre que se

necesita y de la vena seleccionada. Los grandes volúmenes de sangre no deben ser extraídos con

agujas de pequeño calibre. La hemolisis de la muestra se puede generar por el uso de agujas de

bajo calibre acopladas a jeringas de alto volumen se puede producir hemolisis de la muestra (Axon

comunicación, s.f.).

Introducir la aguja en la jeringa.

Hacer torniquete y fijar la vena utilizando los dedos de la mano no dominante.

Introducir la aguja en la vena con el bisel mirando hacia arriba en el mismo sentido

que el flujo sanguíneo corre por la vena, con un ángulo de 30°.

Observar y determinar si aparece sangre entre la aguja y la jeringa.

Aspirar suavemente, evitando ruptura de glóbulos rojos (hemolisis) y colapso de la

vena (vena flebada), hasta obtener la cantidad de muestra sanguínea necesaria.

No se debe pasar la sangre a través de la aguja Para prevenir el daño de la muestra

por medio de la hemolisis al realizar el trasvase de la sangre desde la jeringa hacia el tubo. Retirar

la tapa del tubo y botar la aguja antes de hacer el trasvase (Junta de extremadura conejeria de

sanidad y dependencia , 2018).

Disminuir gradualmente la velocidad de flujo de sangre hacia el tubo, evitando la

formación de espuma. Introducir el volumen necesario, tapar cada uno de los tubos y agitar

suavemente mezclando el anticoagulante con la sangre.

4.6.6 Método con Sistema de Vacío

Seguir los primeros pasos descritos con anterioridad hasta el momento de colocar la aguja

en la jeringa.

Colocar y asegurar muy bien la aguja en el soporte del adaptador.


Si es necesario hacer torniquete y fijar la vena con los dedos de la mano no

dominante.

Introducir la aguja en la vena con el bisel mirando hacia arriba, en el mismo sentido

que el flujo sanguíneo corre por la vena, con un Angulo de 25°-30°.

Estabilizar y asegurar la aguja con el adaptador utilizando una mano, presionar con

el pulgar y el dedo índice de la otra para perforar el tubo.

Verificar que la sangre este corriendo por el tubo.

Mientras se llena el tubo colocar el conjunto del sistema entre el dedo pulgar e

índice, apoyando los dedos libres en el brazo del animal para evitar que se movilice.

La cantidad de sangre recolectada en el sistema de tubo al vacío varía mucho y no es de

preocupación ya que vienen preparados en el caso de una colecta desproporcionada, menos para

animales en estado juvenil o aves. Este último es más recomendado por las ventajas que presenta,

como la de conservación de las características morfológicas y la tinción adecuada de los leucocitos

(Ejelab, 2018).

4.7 Venopunción

Existen diferentes técnicas para realizar venopunción en un animal, dependiendo de la

especie y su condición. Debido a la variedad de especies y sus diferencias anatómicas, se dividen

los mamíferos, reptiles y aves, los cuales, al mismo tiempo, se subdividen en especies las cuales

tienen características especiales.

4.7.1 Venopunción en Reptiles

Los sitios de obtención de las muestras de sangre son diversos y varían de acuerdo con la

especie, sin embargo, existen algunos sitios en común para varios taxones. A continuación, se


muestran algunos vasos recomendados para venopunción (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

4.7.2 Ofidios

Una muestra de sangre de serpiente puede provenir de tres lugares.

4.7.2.1 Equipo de Toma de Muestra en Ofidios. El equipo para la toma de muestras en

ofidios se muestra a continuación.

Agujas de calibre 27 a 22.

Jeringas de 1 a 3 cc.

Agujas de mariposa (tamaño de la serpiente).

Tubos sin y con anticoagulante (Heparina o EDTA).

Capilares.

Solución yodada.

4.7.2.2 Venopunción en Corazón (Cardiocentesis). Para este procedimiento se debe

sujetar al animal y se pone en decúbito dorsal (Figura 41) luego se ubica el corazón, este por lo

general se encuentra en el primer tercio superior de la serpiente. Se debe observar donde se

presentan los latidos cardiacos y se procede a inmovilizar el corazón, ya que este es un órgano que

se encuentra libre en la cavidad celómica de la serpiente, luego se busca la porción más caudal del

corazón que late y se desinfecta el área. Se introduce la aguja con un movimiento fluido entre las

escamas de la línea media en un ángulo de 30 a 45 grados y se avanza hasta que la sangre entre a

la jeringa (Figura 42), se aplica una ligera presión negativa en el embolo y se deja que los latidos

del corazón llenen lentamente la jeringa, cuando se obtenga el volumen necesario se retira la aguja.

En este procedimiento se debe ser muy cuidadoso ya que existe el riesgo de daño cardiaco y con

esto la muerte.


Figura 41

Posición de Cubito Dorsal de Lachesis muta

Nota. Manipulación de Lachesis muta. 2020..

Figura 42

Auscultación, Inmovilización y Cardiocentesis en Boa constrictor

Nota. Manipulación de Lachesis muta. 2020.

4.7.2.3 Venopunción en Vena Caudal Ventral. Para la obtención de esta muestra

generalmente en la serpiente debe ser manipulada por dos personas, una de ellas la va a sujetar y


la ubica decúbito dorsal y la persona que va a tomar la muestra debe sujetar la cola y la estura,

luego desinfecta el área de la punción y con la otra mano toma la jeringa con la aguja ya montada,

la debe introducir en la extremidad caudal por detrás de la cloaca en dirección craneal en un ángulo

de 30 a 45 grados en forma recta hasta que la aguja toque el hueso (Figuras 43 y 44).

En este punto se retira levemente la aguja y se ejerce fracción sobre el embolo, se obtiene

la muestra al volumen necesario y se retira la aguja, se debe tener mucho cuidado con los

hemipenes bilaterales y las glándulas almizcleras ya que estas pueden contaminar la muestra.

Figura 43

Punción Vena Caudal Ventral En Crotalus durissus

Nota. Manipulación de Crotalus durissus


Figura 44

Punción Vena Caudal Ventral en Boa constrictor

Nota. Punción de Crotalus durissus

4.7.2.4 Venopunción en Vena Palatina. Para este procedimiento se debe sujetar al animal

y colocar de cubito dorsal, luego se debe visualizar uno de los dos vasos palatinos prominentes

que se encuentran en la parte superior del paladar de la serpiente (Figura 45).

Figura 45

Vena Palatina en Lachesis muta

Nota. Punción de Lachesis muta


Con la aguja ya montada se debe perforar la vena delicadamente recolectando el volumen

de sangre necesario (Figura 46).

Figura 46

Punción Vena Palatina en Boa constrictor

Nota. Punción de Boa constrictor

Posterior a ello, se procede a retirar la aguja y usando un aplicador con punta de algodón

se presiona el vaso suavemente (Figura 47).

Figura 47

Presión vena palatina en boa constrictor

Nota. Presión vena palatina de Boa constrictor


De esta técnica cabe el riesgo de mordedura si la serpiente no está anestesiada y la

contaminación de la muestra con flora bucal.

4.7.3 Quelonios (Tortugas)

Frente a la toma e muestra se debe tener en cuenta por ejemplo la aplicación cuidadosa de

la solución desinfectante debido a que a diferencia de los lagartos y las serpientes en las cuales se

debe traspasar la piel en la zona entre dos escamas para poder hacer una desinfección adecuada,

en las tortugas no hay necesidad de hacer esto, entonces la desinfección debe ser muy cuidadosa,

también se debe tener cuidado debido a que estas se pueden retraer en el caparazón y por lo tanto

se debe cambiar la zona de punción o anestesiar en caso de que el temperamento del animal no

permita una adecuada toma de muestra, la zona de punción más indicada es la vena yugular

externa.

4.7.3.1 Equipo de Toma de Muestra en Quelonios. El equipo para la toma de muestras

en quelonios se presenta a continuación.

Soluciones desinfectantes (alcohol, povidona o clorhexidina).

Jeringas de 3 o 5 ml.

Agujas calibre 21-27 G.

Anestesia en algunos casos.

4.7.3.2 Venopunción en Seno occipital. Es común utilizar este método en las tortugas

acuáticas, la dificultad radica la contaminación de la muestra al diluirse con la linfa, debido a que

hay vasos linfáticos alrededor de esta vena que pueden ser puncionados, adquiriendo una muestra

no deseada (Figura 48).


Figura 48

Punción en el Seno Occipital en Chelonoidis carbonaria

Nota. Punción de Chelonoidis carbonaria

Se debe extraer la cabeza de la tortuga con suavidad y sostenerla firmemente para evitar la

retracción de esta, tirar la cabeza hacia afuera y ligeramente hacia abajo para poder visualizar la

base del cráneo que es donde se va a insertar la aguja, se inserta la aguja en un ángulo de 30 grados

y se extrae la muestra (Figura 48); si no se puede acceder por la fuerza del cuello, puede ser

necesaria anestesia, la cual no se recomienda.

4.7.3.3 Venopunción en Vena Yugular Externa. Es la más indicada debido a que se

puede obtener una buena cantidad de muestra y además no hay riesgo de alterar los valores por

dilución por vasos linfáticos, esta es la más comúnmente utilizada tanto en las tortugas acuáticas

como en las terrestres, se debe extraer la cabeza de la tortuga y se sostiene firmemente para evitar

la retracción de la misma, se retira caudalmente la extremidad anterior esto puede ser con la ayuda

de otra persona, se aplica presión en la zona de entrada del caparazón para poder exponer el caudal

de la vena, se flexiona el cuello dorsalmente para poder tener buena visualización, se coloca la


aguja y jeringa paralelas a la vena y se inserta la aguja en una dirección de flujo sanguíneo venoso

(Figura 49); si no se puede acceder por la fuerza puede ser necesaria la anestesia o preferiblemente

cambiar el sitio de extracción de la sangre.

Figura 49

Punción Vena Yugular en Chelonoidis carbonaria


4.7.3.4 Venopunción en Seno Coccígeo Dorsal. Esta zona es de recolección alternativa,

cuando no se han obtenido buenas muestras o no se pudo tener acceso a las anteriormente descritas,

es un vaso pequeño por lo cual no se puede obtener una muestra de gran volumen mayor a 1 ml,

no se requiere de sedación y el tamaño del animal puede ser un limitante debido a que no se puede

tener una adecuada ejecución y no se puede repetir en animales que son muy pequeños (Figura

50). Hay riesgo de que haya una difusión por pinchazo de los vasos linfáticos. El animal se puede

colocar en una superficie con un diámetro menor a la del caparazón ventral, se saca la cola y se

sostiene firmemente con la mano y se inserta la aguja, aquí el calibre es de 25 g o tuberculina.


Figura 50

Punción Seno Coccígeo Dorsal en Chelonoidis carbonaria


4.7.3.5 Ubicaciones poco Comunes. Las ubicaciones poco comunes se muestran a

continuación.

4.7.3.5.1 Vena Braquial. No se usa comúnmente, se encuentra ubicada en la extremidad

anterior, ingresa con un palo ciego, lo cual puede aumentar la contaminación con linfa, debido a

que no es de fácil acceso o visible, la ventaja es que se puede extender la pata del animal mientras

la cabeza está retraída lo cual genera un fácil acceso.

4.7.3.5.2 Vena Axilar. Puede provocar daños si está mal ejecutada, usar un calibre que no

es, se puede perforar el pulmón.

4.7.3.5.3 Punción Cardiaca. Se introduce entre miembros anteriores por debajo del cuello,

el riesgo es la perforación en los pulmones, vena cava anterior, se puede obtener una muestra

contaminada con liquido pericárdico.


4.7.3.5.4 Punción Seno Venoso Retro Orbital. En un capilar de micro hematocrito o aguja

de tuberculina que ingresa por esa zona, es introducida en un ángulo óculo nasal dirigiéndola hacia

adelante y hacia adentro y la sangre va a subir por capilaridad, hay que tener en cuenta que hay

tortugas con peso menor a 50 g, en estos casos lo único que se puede obtener es una gota de sangre

del animal con la cual se debe hacer los estudios pertinentes.

4.7.4 Saurios

4.7.4.1 Generalidades.

El paciente debe ser posicionado dorsoventral, inmovilizado cabeza y torso.

En el momento en que ingresa la aguja en el paciente, en la jeringa debe tener una

suave presión negativa en la jeringa hasta que ingrese la sangre.

4.7.4.2 Volumen de Muestra. Primero, considerar el peso del paciente y multiplicarlo por

una constante que es el porcentaje de volumen total de la sangre que hay en su cuerpo, el cual va

de 5 a 8%, esto nos da el volumen total circulante que está en el cuerpo del paciente. Posteriormente

ese valor debe ser multiplicado por el porcentaje máximo que se le puede extraer al paciente

dependiendo de su estado de salud; si el paciente está enfermo solo se le puede sacar un 5% del

contenido total de sangre y si es sano hasta un 10%. Finalmente, el resultado va a ser el volumen

sanguíneo seguro máximo que se le puede extraer a los pacientes.

4.7.4.3 Posibles Errores. Recolección de líquido linfático al puncionar la vena yugular, lo

cual le va a dar a la sangre un aspecto diluido/transparente.

Un error de cálculo al tomar la constante de 5 a % en animales anémicos, muy enfermos o

con pérdidas importantes de sangre.


Desinfección inadecuada del área de punción puede conllevar una infección en el paciente

debido a que los lagartos acostumbran a sentarse o pisar sus excrementos.

No es un procedimiento ético cortarle una uña al paciente para extraer sangre, le causa

dolor, alto riesgo de infección, los ejes del lagarto están compuestas principalmente por ácido úrico

lo cual afecta el resultado.

4.7.4.4 Posibles Complicaciones.

4.7.4.4.1 Autotomía Caudal. Mecanismo de defensa que tienen algunos lagartos para auto

amputar su cola cuando se sienten amenazados por depredadores o cuando algún depredador los

toma de esta, este mecanismo es realizado por la Iguana verde y todas las especies de gecos, por

lo tanto, no se recomienda inmovilizar a estos pacientes por la cola ni tomarles una muestra de la

vena coccígea central.

4.7.4.4.2 Daño de Hemipenes. Los hemipenes son los órganos sexuales de los lagartos

machos que emergen por la cloaca durante la copula, por lo tanto, no se recomienda hacer la

punción de la vena coccígea cerca a la cloaca en machos sino alejados de esta.

4.7.4.5 Equipo de Toma de Muestra en Saurios. El equipo para la toma de muestras en

saurios se presenta a continuación.

Agujas con calibres (G) de 27-23.

Jeringas de o.3 (Insulina)- 3 ml.

Soluciones antisépticas (alcohol 70%).

Guantes de látex (punción) y de cuero (captura).

Tubos con CaEDTA o Heparina de sodio.

4.7.4.6 Punción en vena yugular. También llamado “Blind stick” o punto ciego, el


tímpano es un punto de referencia para ubicarla (Figura 51).

Figura 51

Tímpano Iguana Iguana

Nota. Localización del Tímpano de iguana

La vena yugular se encuentra justo detrás del tímpano, pero en algunas especies este no

puede ser ubicado; una vez ubicada (Figura 52), se procede a hacer la punción y extracción de

sangre (Figura 53).

Figura 52

Vena Yugular iguana iguana

Nota. Localización de vena yugular de iguana


Figura 53

Punción vena yugular iguana iguana

Nota. Punción de vena yugular de iguana

4.7.4.7 Punción en Vena Ventral Abdominal. El paciente tiene que estar completamente

anestesiado y aun así hay riesgo de perforación de órganos gastrointestinales y de imposibilidad

de control de hemorragias.

Esta vena está situada en la línea media de la pared abdominal (Figura 54). Se corre el riego

de producir hemorragias y hematomas utilizando esta técnica, ya que se dificulta hacer presión y

conseguir una hemostasia completa tras la extracción de sangre (Cerliz Choperena & Ceballos,

2016).


Figura 54

Vena Abdominal Central

Nota. Localización de vena abdominal central de iguana

4.7.4.8 Punción en vena coccígea central. Es la vena de preferencia para una venopunción

sencilla y tiene dos aproximaciones.

a) Aproximación lateral: ubicar la formación del surco lateral, una vez ubicado se

procede a puncionar este surco de forma perpendicular (Figura 55).

Figura 55

Vena Coccígea Central Aproximación Lateral

Nota. Localización de Coccígea Central de iguana


b) Aproximación ventral: se sujeta la cola del paciente y puncionar en cualquier punto

a lo largo de la misma desde la parte inferior, sin embargo, se debe hacer alejado de la cloaca

debido a una posible complicación explicada en la sección de posibles errores.

Se introduce la aguja montada en la jeringa con la cara ventral de la cola, por detrás de la

cloaca y en un Angulo de 90 grados hasta llegar al hueso (Figura 56), se retira lentamente la aguja

y se toma la muestra (Toriano, 2013).

Figura 56

Vena Coccígea Central Aproximación Ventral Iguana Iguana

Nota. Localización de Coccígea Central de iguana

4.7.5 Cocodrilianos

4.7.5.1 Punción de los Senos Venosos Postoccipitales. Se hace la búsqueda de las venas

introduciendo la aguja por el canal vertebral a cada lado de la medula espinal, esta técnica se realiza

cuando el ejemplar este sujetado por el cuello. (Toriano, 2013).


4.7.5.2 Punción cardiaca en animales juveniles. Con el animal en decúbito dorsal, se

introduce la alguna montada en la jeringa, por detrás del esternón (el cual se puede palpar). Para

alcanzar el corazón la aguja se debe introduce hacia adelante y abajo en un ángulo

aproximadamente de 45°. Se puede obtener un volumen de sangre apropiado, pero se debe tener

presente la contaminación con líquido pericárdico (Toriano, 2013).

4.7.5.3 Punción en Vena Abdominal Ventral o Vena Abdominal Media. Esta línea está

situada en la línea media de la pared abdominal (Figura 57). Con esta técnica se pueden producir

problemas de hemorragia y hematoma, ya que es difícil hacer presión y conseguir una hemostasia

completa (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).

Figura 57

Punción de la Vena Abdominal Media RN Caiman crocodilus

Nota. Punción Caiman crocodilus

4.7.5.4 Punción de la Vena Caudal Ventral. Dos personas mantienen al animal en

decúbito dorsal muy bien sujeto. Se monta la guja en la jeringa y se introduce en la cara ventral de

la cola, por detrás de la cloaca y en un ángulo de 90° hasta aproximar el hueso (Figura 58). Se

retira suavemente la aguja y se recoge la muestra. (Toriano, 2013).


Figura 58

Punción de la vena caudal ventral en caiman crocodilus

Nota. Punción Caiman crocodilus

Ciertos autores optan por la punción de los senos venosos postoccipitales o la punción

cardiaca, independientemente del tamaño del animal.

Los riesgos que se corren utilizando la segunda técnica son altos, debido a que se puede

perjudicar estructuras orgánicas muy delicadas ubicadas en las cercanías del corazón, capaces de

generar graves lesiones o la muerte en los animales.

La contaminación con líquidos orgánicos puede ser otra de las desventajas, especialmente

el líquido del saco pericárdico, causando la dilución de la sangre y, por ende, una mala

interpretación de los resultados y parámetros sanguíneos (Toriano, 2013).

En el caso de la punción de los senos post occipitales, permiten una buena recolección de

muestra sanguínea, sin contaminaciones y de buena cantidad de volumen, se corre el riesgo de

lesionar la medula espinal del animal, así como la posibilidad que la persona sufra un accidente,

dada la cercanía de la cavidad bucal de los animales (Toriano, 2013).

La punción de la venta caudal ventral es la mejor técnica para realizar, tanto en juveniles


como adultos.

Este método permite recolectar una adecuada muestra sanguínea en cuanto a rapidez de

ejecución, volumen, escaso a nulo riesgo para el ejemplar, posibilidad de repetición en el mismo

animal y apropiadas condiciones de seguridad para el personal médico (Toriano, 2013).

4.7.6 Aves

4.7.6.1 Generalidades. Se utiliza la venopunción como método de elección, pues si se

realizan otras técnicas como el corte de una uña en un animal, puede que se recolecte un buen

volumen de sangre, pero la muestra obtenida tendrá una gran cantidad de artefactos (Figura 59).

El volumen de sangre de un ave es aproximadamente el 10% del peso corporal, volumen que se

disminuye en las aves enfermas.

Por regla general, es seguro extraer a las aves vivas entre 0,3cc y 0,6cc de sangre por cada

100g de masa corporal. No obstante, se recomienda para el análisis extraer en lo posible la menor

cantidad de sangre.

Si además de llevar a cabo la vigilancia de la enfermedad, tienen que realizar pruebas

hematológicas, se recomienda utilizar aguja de 22g a 25g, ya que una aguja de 27g o una menor

puede provocar que las células se dañen al pasar por un diámetro tan estrecho.

Una vez se haya extraído la sangre, sea en la vena braquial/ulnar, en la vena yugular o la

vena metatarsial media, se cubrirá el punto de venopunción con una compresa y se ejercerá presión

con los dedos hasta que no halla pérdida de sangre (entre 30 y 60 segundos) (Rose, Newman,

Uhart, & Lubroth, 2007).


Figura 59

Puntos habituales para la venopunción y la administración subcutánea de líquidos en aves

Nota. Tomado de “Vigilancia de la influenza aviar altamente patógena en las aves silvestres” de Rose, K., Newman,

S., Uhart, M., & Lubroth, J. (2007). FAO: Organización de las naciones unidas para la agricultura y la alimentación.

4.7.6.2 Equipo de Toma de Muestra en Aves. El equipo para la toma de muestras en aves

se presenta a continuación.

Agujas hipodérmicas o una aguja con aletas de 22g, 23g, 25g o 27g.

Jeringa de 12mk, 10ml, 6ml, 3ml o 1ml dependiendo del tamaño del ave y de la

cantidad de sangre que se deba extraer.

Tubo con tapón rojo o verde.

4.7.6.3 Vena Yugular Derecha. Es la vena que menos extravasación sanguínea produce

tras la punción. Se sitúa a lo largo de una franja natural sin plumas (áptero), por lo que puede

observarse fácilmente en la mayoría de las aves (figura 60). Sin embargo, los anseriformes y los

columbiformes carecen de apterios, disminuyendo su visualización (Malley, 2007).


Figura 60

Puncion Vena Yugular Derecha en Amazona amazónica

Nota. Punción Amazona amazónica

4.7.6.4 Vena Cubital Profunda (Basílica/Alar). A nivel de la cara ventral del codo

atraviesa la superficie ventral de la articulación radio cubital-humeral, inmediatamente debajo de

la piel (Subcutánea) (Figuras 61 y 62) La formación de hematomas representa siempre un

problema, por lo que debe aplicarse cierta presión con los dedos en el punto de la punción al

finalizar ésta (Malley, 2007).

Figura 61

Punción en Vena Cubital Profunda de Ara macao

Nota. Punción Ara macao


Figura 62

Punción en Vena Cubital Profunda de Geranoaetus melanoleucus.

Nota. Punción Geranoaetus melanoleucus

4.7.6.5 Vena Metatarsal Media. Debido a la presencia de escamas en las patas, produce

pocos hematomas. Es muy eficiente en el caso de las anátidas, aunque la gruesa piel y las plumas

de la pata pueden interferir y dificultar el proceso de identificación de este vaso (Figura 63). Es

recomendada para aves con patas largas como grullas, cigüeñas o flamencos y en aves patos,

gansos y crecidos, debido al desarrollo de esta vena en este grupo de aves (Malley, 2007).

Figura 63

Punción en Vena Metatarsial Media de Chauna chavaria

Nota. Punción Chauna chavaria


4.7.7 Mamíferos

4.7.7.1 Generalidades. Los principales vasos sanguíneos utilizados en mamíferos domésticos son

útiles en las especies afines. Las venas yugular, safena, cefálica, radial y coccígea, e incluso la

sublingual y la cordocentesis, son utilizadas con mayor frecuencia en animales anestesiados.

El animal debe estar con una sujeción leve por la persona que lo esté manipulando, la vena

debe localizarse claramente (si tiene dudas, es mejor no hacerlo y buscar ayuda por parte del

personal médico) y la punción debe ser fija sin ningún tipo de riesgo. Puede que el animal muestre

signo de incomodidad en el momento de realizar la actividad, si es un animal que maneja bajos

niveles de estrés, de lo contrario, es recomendable usar anestesia, puede que requiera alguna

presión cerca del lugar de oclusión del retorno venoso con el fin de obtener una mejor cantidad de

volumen sanguíneo. Cuando se genera la gota de sangre puede ser tomada con un tubo capilar o

con una micropipeta con punta de plástico. Después de haber secado la sangre, se debe mantener

la presión suave pero firme sobre el lugar durante unos 30 segundos, lo que detendrá rápidamente

cualquier sangrado (Morton & D Abbot, 1993).

4.7.7.1.1 Posibles Factores Adversos. Existen cuatro efectos adversos: sangrados, trombos,

y estrés causados por una mala captura y manipulación inadecuada. El correcto tratamiento

depende del lugar y de la causa del animal en particular (Morton & D Abbot, 1993).

No es un problema habitual la presencia de hemorragia por una hemostasia pobre, a menos

que el animal tenga un defecto de coagulación y en algunos casos, una presión ligera continua

durante unos minutos (Morton & D Abbot, 1993).

Los hematomas pueden ser causados por el propio animal al ser llevado al recinto o un

sangrado subcutáneo en el momento de la punción venosa. Se debe controlar al animal después de


unos 60 minutos (Morton & D Abbot, 1993). La trombosis y flebitis se producen habitualmente

por técnicas incorrectas o restos de una sustancia irritante alrededor de la vena. Ocasionalmente

pueden ocurrir a consecuencias como una automutilación (Morton & D Abbot, 1993).

4.7.7.1.2 Sujeción. Eventualmente en los pequeños animales la punción venosa se realiza

por medio de la medicación anestésica de corto tiempo con el fin de generar una mejor

manipulación, aun así, se debe tener en cuenta que estos medicamentos alteran los hemogramas y

parámetros bioquímicos. Para las especies de mayor tamaño se realiza la sujeción tomando

físicamente al ejemplar y no es necesario la anestesia. (Morton & D Abbot, 1993).

El tamaño de la aguja y el calibre es muy importante. Las agujas largas son de difícil

manipulación, puede generar la coagulación de la sangre en su interior y laceración de la vena. Por

otro lado, un gran calibre, puede generar hematomas y minimiza la coagulación dañando la vena.

Es importante hacer notar que agujas de gran calibre como las 20G no afectan más, en ratones y

ratas, que cualquier aguja de calibre más pequeño como 25G. esto puede generarse gracias a la

poca duración en la manipulación y una extracción de sangre más rápida asociada con las agujas

mayores (Morton & D Abbot, 1993). Para extraer sangre de la vena yugular en mamíferos de gran

tamaño se lleva a cabo utilizando diferentes agujas con calibre entre 14 y 20 G. Para la colecta

sanguínea de la vena de la cola de una rata o vena de la oreja en el conejo se utiliza una aguja del

orden de 23-26G* 10.20 mm podría ser la más apropiada. Cada vez que se muestre se debe de

utilizar una aguja nueva. En la dirección que va el flujo sanguíneo se coloca la aguja. Esto puede

variar según la accesibilidad del lugar (Morton & D Abbot, 1993).

La vena se obstruye con los dedos de la mano y el vaso se localiza con ligeros corpecitos

con los dedos de la otra mano. Los dedos que intervienen bloqueado el vaso sanguíneo detectaran

las percusiones y un trazo imaginario entre los dos para determinar el curso de la vena. Esto es


muy útil con la yugular (Morton & D Abbot, 1993).

4.7.8 Mamíferos Medianos

En los mamíferos medianos los cuales se incluyen el grupo de primates, felinos y medianos

vertebrados (Figuras 64 y 65), se realizó punción en las siguientes áreas:

Miembros pélvicos: En las venas femorales, siendo estas la continuación de las

venas poplíteas, ubicadas sobre la rodilla, realizando un recorrido sobre la cara interna de

los muslos, paralelo con la arteria y nervios femorales, para primates de menor tamaño.

Vena safena.

Punción lingual.

Punción cardiaca.

Figura 64

Secuencia de Simulación de un Leopardus pardalis con Fines Académicos

Nota. 1) Captura con trampa Tomahawk utilizando carne como cebo. 2) Restricción física con pértiga para posterior

restricción manual. 3) Restricción química con zoletil. 4) obstrucción de de visión. 5) Toma de signos vitales y

ubicación para la punción cardiaca utilizando como herramienta el fonendoscopio. 6) Tricotomía y limpieza en

miembros donde se va a extraer la muestra. 7) Ubicación anatómica y extracción de sangre en vena cefálica. 8)

Ubicación anatómica y extracción de sangre en vena safena. 9) Ubicación anatómica y extracción de sangre en vena

femoral. 10) Ubicación anatómica y extracción de sangre en vena yugular.


Figura 65

Retención y Punción en Vena Femoral, Cardiocentesis y Vena Yugular en Cebus versicolor

Nota. Retención y Punción Cebus versicolor. 2020.

4.7.9 Mustélidos

Se utiliza una aguja de 25 mm de calibre 22 o 24.

Se identifica un lugar plano sobre la cara ventral, en los 5-6 cm proximales que

abarca la concavidad ventral de la vertebras caudales.

La arteria está delimitada por dos venas.

La aguja se introduce en dirección del cuerpo de tal forma que se genere un ángulo

profundo, a una distancia de alrededor de 5-6 cm desde la base de la cola.

La obtención de sangre bajo anestesia con isoflurano se corre el riego de


disminución del volumen eritrocitario concentrado (VEC), el recuento de eritrocitos, y la

concentración de hemoglobina. Además, puede ser útil y necesario centrifugar un 15% más que

en otras especies con el fin de adquirir un volumen de plasmático mucho más aumentado. Esto

puede ocurrir gracias al aumento de la eritropoyesis en el bazo (Malley, 2007).

En la Figura 66 se observa un ejemplo del procedimiento utilizado para realizar la

venopunción de eira barbara.

Figura 66

Captura, Restricción, Manejo y Venopunción de Eeira barbara

Nota. Manipulación de Eeira barbara

4.7.10 Conejos

Vena de las orejas.

Se calienta la oreja con una bombilla previo a la toma de muestra.


Safena medial.

Punción cardiaca: Si el animal muere, se puede recolectar sangre 20 minutos post

mortem directamente del corazón o realizar de inmediato la necropsia y recoger coágulos de la

cavidad torácica (Malley, 2007).

En las Figuras 67 y 68 se presenta un ejemplo del procedimiento utilizado para realizar la

venopunción de un conejo y las zonas donde se puede realizar dicho procedimiento.

Figura 67

Venopunción en conejo

Nota. A) Sujeción. B) Calefacción de la oreja. C) Ubicación de la vena. D) Extracción de sangre.

A B C

D


Figura 68

Sitios de venopunción en conejos

Nota. A) Vena de la oreja. B) Vena yugular. C) Vena safena medial. D) Vena cefálica.

4.7.11 Pequeños Roedores

4.7.11.1 Equipo Toma de Muestra en Pequeños Roedores. Alcohol etílico al 70%;

Algodón o gasa; Jeringa 1 o 5 ml; Aguja 23 G; Tubos eppendorf.

4.7.11.2 Volumen de Sangre Circulante. Rata-60 ml/Kg; Ratón 80 ml/Kg; Cobayo 80

ml/Kg; Hámster 78 ml/Kg

4.7.11.3 Ayuno Preanestésico. Las ratas, ratones y hámsteres no vomitan y poseen una

alta tasa metabólica no estando recomendado su ayuno previo. El cobayo puede ser sometido a

ayunas durante 2-4 horas.

A B

C D


4.7.11.4 Venopunción: Rata, Ratón, Hámster y Cobayo. Se realiza estando el animal

totalmente consiente.

Si es necesario se introduce el animal en un inmovilizador apropiado y se extiende uno de

sus miembros o cuello en caso de recolectar en la yugular cogiendo un pliegue de piel entre el

muslo y la cola.

En caso de realizar extracción sanguínea en la cola, se recomienda calentarla con una

lampara térmica o con agua tibia, sin exceder los límites de temperatura para evitar quemaduras.

Rasurar la zona de la extremidad seleccionada para la punción con el fin de

visualizar la vena.

Aplicar alcohol al 70% y dejar evaporar con el fin de mostrar mejor el vaso

sanguíneo.

Aplicar aceite de coco o vaselina estéril para facilitar la recogida de sangre y

presionar cerca al sitio de punción.

Perforar la vena con una aguja de 20G y tomar la sangre con un capilar.

Se pueden extraer sangre seriadas durante cortos periodos de tiempo retirando la

aguja de la herida.

Un ejemplo de la aplicación de una venopunción en un rata se puede observar en la

Figura 69.


Figura 69

Vena Cefálica y Vena de la Cola en Rata

Nota. A) Vena cefálica. B) Vena de la cola.

4.7.12 Recolección y Envío de la Muestra de Sangre

Se tomará la sangre y será llevada de la jeringa a un tubo colector de suero (tapón rojo) o

a un tubo colector de plasma (tapón verde).

Algunos laboratorios prefieren el plasma y otros el suero dependiendo de las pruebas que

se deban realizar; se verificará antes de realizar el trabajo sobre el terreno. Los tubos de plasma se

deben centrifugar utilizando la refrigeración o sumergir inmediatamente en un baño de agua fría.

Se recomienda que la colecta de suero se deje coagular a temperatura ambiente y

posteriormente mantenerse refrigeradas o sumergidas en agua fría utilizando hielo o geles hasta su

centrifugación. Se debe marcar con la fecha, especie, número de identificación del microchip o

anillo de identificación y tipo de muestra (plasma o suero).

En la figura 70 se presenta un ejemplo de la cadena de frio que se puede utilizar para el

transporte de muestras sanguíneas.


Figura 70

Cadena de frio en Cava Isotérmica con gel refrigerante para transporte de Muestras Sanguíneas

Nota. A) Gel refrigerante. B) Caba de icopor. C) Tubos de muestra dentro de la caba con gel refrigerante. D) Sellado

y marcación de la caba. E) Contenedor para el trasporte de la muestra.

4.8 Muestras Complementarias

4.8.1 Toma, Recolección y Envío de Muestra de Heces

Hay dos formas de recolectar heces en animales:

a) Con una asa o hisopo, en el interior del recto o en la cloaca.

b) Del suelo, tan pronto como defeque el animal.

4.8.1.1 Material.

Asa rectal, hisopo o paleta.

Recipiente recolector de plástico limpio o estéril.

Lubricante.


Equipo de bioseguridad.

4.8.1.2 Técnica.

Un ayudante debe sujetar el animal que deberá estar en posición laterolateral o dorso

ventral sobre la mesa de exploración o una superficie plana. El ayudante sujetará el cuello y la

cabeza del animal con una mano y con la otra la parte caudal del animal evitando su movilidad

durante el procedimiento (Gordillo Cabrera, 2010).

Se lubrica el asa o el hisopo y se introduce en el recto o en la cloaca del paciente,

dando giros para poder extraer la muestra de excremento, se necesitan aproximadamente de 1 a 2

gr, dependiendo del examen que se va a realizar (Figuras 71-77) (Gordillo Cabrera, 2010).

Se coloca la muestra en un recipiente estéril con tapa.

Figura 71

Toma y Recolección de Heces con Isopo

Nota. A) Sujeción y posición dorso ventral. B) Ubicación anatómica de la cloaca. C) Toma de muestra en frasco. D)

Apertura e introducción del hisopo en la cloaca.


Figura 72


Nota. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en iguana

Figura 73


Nota. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en Tortuga

Figura 74


Nota. Toma y recolección de heces con hisopo en cloaca en ofidio


Figura 75

Toma y Recolección de Heces con Paleta enOocelote

Nota. Toma y recolección de heces con Paleta Ocelote

Figura 76

Toma y Recolección de Heces

Nota. Toma y recolección de heces en conejo


Figura 77

Toma y Recolección de Heces en Rata

Nota. Toma y recolección de heces en rata.

4.8.1.3 Conservación. No es recomendado refrigerar la muestra, se debe llevar de manera

rápida al laboratorio con el fin de obtener resultados más seguros y confiables, mantenerse en un

sitio fresco y alejado de la luz (Gordillo Cabrera, 2010).

4.8.2 Raspado Cutáneo

Método de recolecta de muestras de la superficie cutánea que consiste en la recogida

mediante el empleo de una hojilla o cuchilla roma, impregnada en aceite mineral, de una muestra

epidérmica, con el fin de identificar parásitos.

Su ejecución estará indicada en todos los casos de patologías cutáneas que cursen con

alopecia, cuadros pustulares o dermatitis seborreica (Yotti Alvarez, 2014).

4.8.2.1 Materiales.

Cuchilla roma n°19 o cureta con o sin mango.

Aceite mineral.

2 porta objetos.

Esparadrapo.


4.8.2.2 Técnica. La técnica se basa en deslizar la hojilla o cuchilla afilada en sentido del

crecimiento del pelo, realizando movimientos cortos y repetidos hasta obtener el sangrado capilar

(Figuras 78-80).

En el caso de que el veterinario sospeche que nos encontramos ante un caso de sarna

sarcóptica, el raspado deberá ser muy extenso y superficial, con el fin de recolectar la mayor

cantidad de muestra oriunda del estrato corneo epidérmico.

Siendo el lugar de alojamiento de este parásito, ya que la hembra de Sarcoptes scabei

excava galerías en los estratos más superficiales de la epidermis con el fin de depositar

posteriormente allí sus huevos (Yotti Alvarez, 2014).

Cuando se presenta la sospecha de demodicosis, es importante determinar el origen y por

consiguiente intentar realizar un raspado más profundo de la piel, ya que el Demodex es un acaro

que se localiza principalmente en el interior y a lo profundo del folículo piloso.

Para ello puede ser recomendable sujetar la piel y crear una aprensión con fuerza entre los

dedos pulgar e índice previamente a la realización del raspado cutáneo, con el fin de localizar y

extraer los ácaros del interior del folículo y mejorar la respuesta de identificación.

El material obtenido se debe depositar entre dos portaobjetos incluyendo la cuchilla y se

sella con esparadrapo para posterior mente ser enviado al laboratorio (Yotti Alvarez, 2014).


Figura 78

Raspado en iguana

Nota. Raspado. 2020.

Figura 79

Raspado en amazona amazonica


Figura 80

Raspado en cebus versicolor



4.8.3 Técnicas de Recolección con Hisopo de Algodón

Se utilizan en sitios donde no es fácil el acceso para otro tipo de técnicas de colección.

como el canal del oído, en la vagina, prepucio, ano, mucosa conjuntival, mucosa oral o en lesiones

fistulosas (Gordillo Cabrera, 2010).

4.8.3.1 Material.

Hisopos estériles.

Portaobjetos.

Recipientes estériles.

4.8.3.2 Técnica.

Se introduce el hisopo dentro del canal lentamente, en los animales con piel seca,

el hisopo de algodón puede humedecerse con solución salina y frotarlo sobre la superficie de la

piel afectada antes de ser rotada sobre la lámina o depositado en un tubo/recipiente (Gordillo

Cabrera, 2010). Se hace girar utilizando los dedos pulgar e índice, se extrae con cuidado y

precaución para evitar la contaminación con otros tejidos (Figuras 81-84) (Gordillo Cabrera,

2010).

Se efectúa una buena recolecta y toma de muestra si observamos un ligero color

café en el hisopo. Una vez extraída la muestra se introduce el hisopo hasta el final del tubo

utilizando como medio de transporte Cary-Blair el cual debe estar bien tapado o sellado (Gordillo

Cabrera, 2010).


Figura 81

Hisopado traqueal en chauna chavaria

Nota. Isopado. 2020.

Figura 82

Hisopado orofaringe en iguana



Figura 83

Hisopado orofaringe en chelonoidis carbonaria


Figura 84

Toma de muestra de cerumen con hisopo en conejo



5. Objetivos

5.1 Objetivo General

Elaborar un manual práctico y grafico que oriente el manejo y toma de muestras básicas en

los animales silvestres de la Reserva Natural Cabildo Verde.

5.2 Objetivos Específicos

1. Recopilar información relacionada con la restricción física, química y toma de

muestra en animales silvestres.

2. Realizar un reconocimiento de las áreas de manejo y un registro de las diferentes

especies que habitan en cabildo verde.

3. Realizar un registro fotográfico de los equipos utilizados para la restricción física y

química de animales silvestres en Cabildo Verde.

4. Realizar un registro fotográfico de los equipos disponibles para la toma de muestra

de animales silvestres en Cabildo verde.

5. Aplicar los protocolos de manejo, toma, recolección y envío de muestra en los

animales de la Reserva Natural Cabildo Verde.

6. Diseñar de manera práctica y ordenada un manual que oriente el manejo y tomas de

muestras básicas en los mamíferos, aves y reptiles de la Reserva Natural Cabildo Verde.


6. Metodología

6.1 Lugar de Ejecución del Trabajo de Grado

El presente trabajo se llevó a cabo en La Reserva Natural Cabildo Verde, ubicado en la

Carrera 11 No. 14-75 del municipio de Sabana de Torres (Figura 85). En esta reserva natural, se

hace la recepción, rehabilitación y liberación de animales silvestres, los cuales han sido objeto de

entrega voluntaria, aprehensión, decomiso o restitución.

Figura 85

Ubicación de Cabildo Verde

Nota. Tomado de Google. (s.f.) [Ubicación de Cabildo Verde]. Recuperado el 3 de Octubre, 2020, de

https://maps.app.goo.gl/coa39ATJ6885EBoQA.

6.2 Población

Registrar y clasificar las especies

Nombre común.


Nombre científico.

Familia.

Orden.

Nivel de riesgo físico.

6.3 Recolección de Información

Información proporcionada por experiencia propia y brindada por tutores, base de datos

física y digital en Cabildo Verde contando con atención personalizada y revisión de literatura

digital vía web. Con base en ello, se analizó el nivel de riesgo físico en animales silvestres (Tabla

8).

Tabla 8

Nivel de Riesgo Físico en Animales Silvestres

Nivel de riesgo físico Descripción y máximo nivel de

daño Recomendaciones

1. Muy peligroso P Puede causar heridas

discapacitantes

Manipulación por contacto

directo con técnicas de

restricción o anestesia.

2. Poco peligroso PP Puede causar heridas no

discapacitantes



restricción (anestesia en algunos

casos)

3. No peligroso NP No causa heridas físicas (o con

bajo potencial para causarlas)



restricción (anestesia en pocos

casos)

Nota. Riesgo físico al que se exponen los pacientes veterinarios. 2020.


7. Análisis de los Resultados

7.1 Información Recolectada

Se realizó una búsqueda en Google Académico de “Manual veterinario manejo y toma de

muestra en animales silvestres”, el cual arrojó 19.800 resultados de los cuales no acertaban con la

finalidad del manual, dando referencia a la poca base de datos al momento de buscar un protocolo

de manejo y toma de muestra en animales de fauna silvestre.

La mayoría de información utilizadas para la revisión bibliográfica fue principalmente

brindada por libros físicos y digitales proporcionados por Cabildo Verde.

Las bases de datos utilizadas para la revisión bibliográfica fueron:

Google Académico.

Scielo.

Science direct.

Repositorio UCC.

Repositorio UPB.

7.2 Área de Manejo y Población de Animales Silvestres

7.2.1 Áreas de Manejo

El protocolo de manejo se realiza dependiendo del estado y la especie del animal a tratar,

en algunas ocasiones es preferible tomar la muestra en su área de cautiverio sin la necesidad de

transportarlo a recepción o en su defecto al área clínica siendo estas las áreas de preferencia para

realizar la toma de muestra o cualquier procedimiento que requiera retención física o química. En


la Figura 86 se observan áreas de manejo en la reserva natural Cabildo Verde.

Figura 86

Áreas de manejo en Cabildo Verde

Nota. A) Lagos. B) Area de manejo de primates. C) Biometria. D) Clinica. E) Recepción. F) Area de cirugia. G)

Hospitalización. H) Entrada area restringida.

7.2.2 Población

Actualmente Cabildo verde cuenta con 33 especies diferentes (Tabla 9), sin contar que

todos los días está llegando un animal nuevo o inclusive una especie nueva.


Tabla 9

Animales con Nivel de Riesgo Físico en Cabildo Verde

Mamíferos

1 Coati Nasua nasua Carnívoro Procyonidae PP

2 Mono capuchino Sapajus apella Primate Cebidae PP

3 Taira Eira barbara Carnívoro Mustelidae PP

4 Mono cari blanco Cebus versicolor Primate Cebidae PP

5 Mono aullador Alohuatta seniculus

Primate Atelidae PP

6 Ocelote Leopardus pardalis

Carnívoro Felidae PP

7 Titi cabeza de

algodón

Saguinus oedipus Primate Callitrichidae PP

8 Titi gris Saguinos leucopus Primate Callitrichidae PP

9 Kinkajú Potos flavus Carnívoro Procyonidae PP

10 Mono araña Ateles hybridus Primate Atelidae PP

11 Jaguar Panthera onca Carnívoro Felidae P

12 Puma Puma concolor Carnívoro Felidae P

13 Chigüiro Hidrochoerus itsmiu Rodentia Hidrochoerinae NP

14 Zorro perro Cerdocyon thous Carnívoro Canidae PP

Aves

15 Guacamaya

bandera

Ara macao Psittaciformes psittacidae NP

16 Guacamaya azul Ara ararauna Psittaciformes psittacidae NP

17 Guacamaya verde Ara militaris Psittaciformes psittacidae NP

18 Guacamaya loro Ara severus Psittaciformes psittacidae NP

19 Guacamaya roja Ara chloroptera Psittaciformes psittacidae NP

20 Lora común Amazona

ochrocephala

Psittaciformes psittacidae NP


21 Lora ala naranja Amazona amazónica Psittaciformes psittacidae NP

22 Lora cabeza celeste

Amazona ouptumnalis Psittaciformes psittacidae NP

23 Perico verde Brotogeris jugularis Psittaciformes psittacidae NP

24 Perico verde azul Brotogeris syanoptera

Psittaciformes psittacidae NP

25 Perico cari sucio Eupsittula pertinax Psittaciformes psittacidae NP

26 Guacharaca Ortalis columbiana Galliformes cracidae NP

Reptiles

27 Cascabel Crotalus durissus Squamata Viperidae P

28 Verrugosa Lachesis muta Squamata Viperidae P

29 Talla x Bothrops asper Squamata Viperidae P

30 Boa constrictor Boa constrictor Squamata Boidae PP

31 Iguana Iguana iguana Squamata Iguanidae NP

32 Babilla Caiman crocodrilus Crocodilia Alligatoridae PP

33 Morrocoy Chelonoidis

carbonaria

Testudines Testudinidae NP

Nota. Animales con riesgo físico. 2020.

7.3 Registro Fotográfico de los Equipos y Protocolos Realizados en Cabildo Verde Como

Objetivo Específico Para la Realización del Manual

Las fotografías fueron tomadas con el permiso de la Reserva Natural Cabildo Verde con el

fin de proporcionar información gráfica en el manual de Manejo y Toma de muestras en Cabildo

Verde.

Estas fotografías fueron utilizadas también para ambientar y complementar el marco

teórico, al igual de fotografías adicionales cubriendo los protocolos ya descritos.


7.3.1 Equipos de Restricción Física y Química

En la Figura 87 se presentan los equipos de captura y retención con los que cuenta la reserva

natural Cabildo Verde.

Figura 87

Registro Fotográfico Equipos de Captura y Retención en Cabildo Verde

Nota. Equipos para manipular animales. 2020.

7.3.2 Protocolo de Restricción Física y Química

En las Figuras 88-90 se observan los equipos de restricción física y química con los que

cuenta la reserva natural Cabildo Verde.


Figura 88

Registro Fotográfico Retención Física en Cabildo Verde

Nota. Retención física. 2020

Figura 89

Registro fotográfico retención física y química en Cabildo Verde



Figura 90

Registro fotográfico retención física en Cabildo Verde


7.4 Equipo de Toma de Muestra

En las Figuras 91 y 92 se presentan los equipos de toma de muestra con los que cuenta la

reserva natural Cabildo Verde.

Figura 91

Kit Portable Para Toma de Muestra en Cabildo Verde

Nota. Equipo portatil de toma de muestras. 2020


Figura 92

Kit de restricción química y toma de muestras portable en Cabildo Verde

Nota. Equipo portatil de toma de muestras. 2020

7.5 Protocolo Toma de Muestras en Animales Silvestres

En las Figuras 93-101 se observan los protocolos utilizados para la toma de muestras en

diferentes animales silvestres de la reserva natural Cabildo Verde.

Figura 93

Manejo para toma de muestras en área de recepción

Nota. Manejo de toma de muestras. 2020


Figura 94

Manejo para toma de muestra sanguínea

Nota. manejo de toma de muestras. 2020

Figura 95

Manejo para toma de muestra sanguínea en zona de cautiverio y área clínica



Figura 96

Protocolo de restricción, manejo y toma de muestras sanguíneas

Nota. Protocolo manejo de toma de muestras. 2020

Figura 97

Protocolo de toma de muestras sanguíneas en área clínica



Figura 98

Manejo y toma de muestras coprológicas


Figura 99

Recolección de heces para coprológico



Figura 100

Registro fotográfico de protocolo de raspado dérmico

Nota. Protocolo raspado. 2020

Figura 101

Registro de protocolo de muestreo con hisopo

Nota. Protocolo de muestreo con hisopo. 2020


8. Resultados

Con la ayuda y la supervisión de la doctora Jenny Cristina Palencia, quien es la médica

veterinaria encargada en la Reserva Natural Cabildo Verde y el Biólogo Miguel Bacca, se realizó

la respectiva orientación en el manejo, toma, recolección y envío de muestras manejado en Cabildo

Verde, cuya información y junto a la investigación pertinente, dio pie para sentar las bases y

elaboración del manual.

Con base a la tutoría, la práctica y los resultados obtenidos de ella, se puedo desarrollar el

Manual de Manejo y Toma de Muestras en la Reserva Natural Cabildo Verde Sabana de Torres.


9. Discusión

El manejo y toma de muestras en fauna silvestre, es un tema poco concurrido y con un

repertorio de documentos muy reducido, aun así, los protocolos son volátiles y dependen de

muchos factores, como la localización de la región, clima, historia clínica del animal, criterio

médico, etc. Existen muchas prácticas y equipos que han sido descontinuados, como lo es la

mutilación de dedos o colas para realizar una toma de muestra sanguínea, siendo prácticas que

atentan contra la salud y el bienestar de los animales, por lo cual la información difiere

ampliamente con los diferentes manuales de manejo en fauna silvestre colombiana al igual que se

encontró diferentes perspectivas permitiendo complementar el conocimiento al momento de

realizar una actividad de manejo, toma, recolección y envío de muestra en la Reserva Natural

Cabildo Verde.

Las técnicas de restricción física y química, varía mucho, esto dependiendo del criterio

médico, equipos y fármacos disponibles, por lo cual este manual presenta un protocolo básico y

genérico teniendo en cuenta los animales recurrentes en el área de Santander, con el fin orientar a

personal menor capacitado o recién llegado a la reserva de cabildo verde y tener una visión más

amplia al momento de proceder con la práctica.

La elaboración de este documento cuenta con extensas bases literarias, experiencias ajenas,

adquiridas y la tutoría pertinente de la doctora Jenny Cristina Palencia, medica veterinaria de

Cabildo Verde y el biólogo encargado Miguel Bacca.


10. Conclusiones

La importancia de tener un manual para restricción y toma de muestra en animales

de fauna silvestre específico para Cabildo Verde, facilita y promueve la prevención de accidentes

a raíz del conocimiento previo. No es común encontrar información tan precisa debido al

desconocimiento que aún se es presente ante la biodiversidad colombiana, pero realizando este

tipo de trabajos vamos llenando los huecos para un conocimiento colectivo más amplio ante el

debido protocolo de los animales silvestres.

El Manual de Manejo y Toma de Muestras en la Reserva Natural Cabildo Verde

Sabana de Torres brinda una perspectiva más amplia al momento de realizar un procedimiento de

manejo y/o toma de muestra en la Reserva Natural Cabildo Verde.

El manual busca ayudar a los profesionales de la Reserva Natural Cabildo Verde al

momento de realizar un protocolo más acertado según la situación lo requiera.

Este manual podrá servir a estudiantes de diversas universidades a nivel nacional e

internacional que requieran los diferentes protocolos manejados al momento de realizar restricción

física, restricción química, toma, recolección y envío de muestra en fauna silvestre colombiana.

Este manual podrá servir de ayuda en Reservas Naturales o centros de preservación,

rehabilitación y/o liberación de fauna silvestre en Colombia.

El manual puede utilizarse como referencia o consulta en clases de manejo en fauna

silvestre.


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MANEJO Y TOMA DE MUESTRAS EN FAUNA SILVESTRE