Manual Camaron de Agua Dulce

“DESARROLLO LARVARIO DE CAMARÓN DE AGUA DULCE (Macrobrachium rosembergii)”

Elaborado por:

Ing. Lin Ruey-Chyi Técnico Misión Taiwán

El Salvador, Centroamérica, 2008

Publicado por el Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura (CENDEPESCA). Correspondencia relacionada con este documento técnico, favor dirigirla a CENDEPESCA. La información de éste manual ésta disponible para todas las personas. Fondos para el Diseño provienen de la 2ª. Fase del Convenio entre el Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG) y el Ministerio de Medio Ambiente y Recursos Naturales (MARN), en apoyo al Proyecto “Manejo Integral para el Desarrollo Sostenible en el Golfo de Fonseca y su área de influencia, Araucaria XXI”

Diseño y conceptualización: Tels.: 2286-5831, 2516-8196.

Se autoriza la reproducción y difusión del material, para fines educativos y otros fines no comerciales, sin previa autorización escrita de los titulares de derechos de autor, siempre que especifique claramente la fuente. Se prohíbe la reproducción de éste material, para reventa u otros fines comerciales, sin previa autorización de CENDEPESCA. Autorizaciones dirigirlas al Director General de CENDEPESCA, Ministerio de Agricultura y Ganadería de El Salvador (MAG).

Camarón de agua dulce: el desafío de su cultivo desde el desarrollo larvarioAunque en El Salvador, el cultivo de camarón de agua dulce no está tan desarrollado y hasta enero de 2009 se registran 25 granjas camaroneras, de las cuales 12 cultivan camarón de agua salada (Litopenaeus vannamei) y el resto camarón de agua dulce (Macrobrachium rosembergii) 13 granjas.

Sin embargo, el incipiente sector camarinocultor experimenta una constante demanda de postlarvas de camarón y requiere que los laboratorios incrementen su producción mediante el desarrollo y la aplicación de nuevas técnicas de crianza larvaria, además de poner en práctica nuevos protocolos de alimentación.

El objetivo de todo laboratorio, es obtener el mayor número de postlarvas de buena calidad, en el menor tiempo posible, para lo cual se debe optimizar la cantidad de alimento, la calidad del agua y los tratamientos profilácticos a emplearse.

Todas esas condiciones, las cumple el Centro de Desarrollo de la Pesca y la Acuicultura (CENDEPESCA), dependencia del Ministerio de Agricultura y Ganadería (MAG), en la estación de marinocultura ubicada en Los Cóbanos, municipio de Acajutla, Depto. de Sonsonate.

También existen otros 5 laboratorios, de los cuales 3 producen postlarvas de camarón marino y 2 producen postlarvas de camarón de agua dulce. Todos cumplen con los requisitos de operación y están inscritos en el Registro Nacional de Pesca y Acuicultura que maneja CENDEPESCA.

Para los laboratorios que producen postlarvas, el alimento que suministran en

4 Desarrollo larvario de camarón de agua dulce (Macrobrachium rosembergii)

el cultivo larvario, juega un papel primordial en el logro del manejo rentable y sostenible de la producción, pues a través del desarrollo larvario se realiza una serie de modificaciones en los hábitos del futuro camarón que se desarrollará en los estanques de cultivo.

Pero no sólo la alimentación es clave en el cultivo. Para que los laboratorios vendan postlarvas sanas y fuertes a los productores que se dedican al engorde o crianza de camarón, también inciden otras variables como la calidad del agua y el manejo sanitario que evite el contagio de enfermedades.

Postlarvas sanas y fuertes, garantizan sobremanera el cultivo que realizan los marinocultores. Al final, todo es una cadena de impactos y beneficios, para un sector que si bien ejecuta una actividad relativamente reciente en América tropical, maneja una especie ampliamente distribuida en nuestros países, por el éxito de su cultivo en otras partes del mundo.

El desafío del sector privado y del Gobierno, es desarrollar la industria para que sea comercialmente importante, obviamente aplicando una tecnología adecuada para su manejo, que le permita sobrepasar las fases de cultivo experimental o nivel familiar para situarse en un cultivo de manejo altamente rentable.

Las pautas para enrumbarnos a dicho objetivo, se contextualizan en el presente manual.

Atentamente,

Manuel OlivaDirector General CENDEPESCA

5Desarrollo larvario de camarón de agua dulce (Macrobrachium rosembergii)


1. Resumen

El origen del camarón de agua dulce (M. Rosembergii) lo sitúa en Asia, en medio de un clima tropical, siendo la especie más grande en el mundo que se adapta rápidamente al medio ambiente.

Es omnívoro, su crecimiento es rápido y fácil de ser cultivado. En El Salvador, las condiciones climáticas son favorables para cultivarlo durante todo el año, favorecidas por la calidad y disponibilidad de agua dulce, extensiones de tierra aptas para el cultivo y la disponibilidad de mano de obra.

Considerando que la postlarva del camarón no se puede extraer del medio natural, es necesario desarrollarlas en un laboratorio adecuado y controlado para tener la capacidad de abastecer la demanda de postlarvas a los productores interesados en su cultivo.

Este documento, sin duda, enriquecerá los conocimientos sobre el desarrollo larvario de camarón de agua dulce (M. Rosembergii).


2. Condiciones para la obtención de las larvas

2.1 Lugar a seleccionar

1. Buen acceso durante todo el año, es conveniente que el laboratorio se ubique en zonas, calientes o costeras, para utilizar calentadores solo cuando sea necesario.

2. El lugar necesita de energía eléctrica con voltaje 110 a 220, para iluminación y motores.

3. Disponibilidad de agua dulce y agua salada de buena calidad, mucho mejor si se está cerca de la playa, ambas deben ser filtradas y cloradas antes de ser usadas, si una de estas aguas falta, deber transportarse en vehículo hacia el laboratorio.


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4. La temperatura del agua se debe mantener entre 28 - 31 ºC.

5. El agua empleada en el laboratorio perjudica a los cultivos aledaños por su grado de salinidad.

6. Esquema de referencia de un laboratorio (con una producción mensual de 200,000 larvas de M. Rosembergii).

• La altura del laboratorio de 4 m, con ladrillo o bloques de cemento, sin ventanas y techo de asbesto, intercalado por láminas transparentes y

láminas oscuras. (Para que los tanques reciban un promedio de 4,000 lux)

a) Tanque con capacidad de 2,000 litros

b) Tanque con capacidad de 500 litros para reproductoras.

c) Cónico para eclosión de cistos de Artemia salina

d) Pilas

f) Lavadero t) Estantesh) Bodega i) Caseta para compresores

de aireación (Blowers) g) Mesa de trabajop) Pilas para aclimatación

de postlarvas

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Laboratorio

Largo 8m ancho 16m Largo 8m ancho 6m

F


• Los tanques para larvas: pueden ser de ladrillo o fibra de vidrio. El tanque para maduración y eclosion de Artemia s.: puede ser de plástico o

de fibra de vidrio. El tanque para el desarrollo de las larvas puede ser de ladrillo, el piso y el revestimiento de cemento o de fibra de vidrio.

2.2 Materiales y equipo para laboratorio

1. Motores:Bombas o achicadoras de 1/2 HP, se necesitan dos para los recambios

de agua, además se necesitan dos bombas de 2 HP para el suministro de agua dulce y agua salada.

2. Aireación:Dos compresores (Blowers) de 2 HP, en caso de reemplazo por algún desperfecto mecánico.

3. Calentadores:Necesarios de 8 a 10, de 1 kw por termostato, con 2 cajas de control.

4. Tanques para incubación:Se necesitan 4 tanques de fibra de vidrio o de concreto con capacidad de

2 toneladas. Los tanques para reproductores deben ser dos con capacidad de 500 litros. Los cónicos para eclosión deben ser 3 - 4 de 300 litros.

5. Equipo de refrigeración:Una refrigeradora casera.


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6. Varios:Huacales grandes y pequeños, mangueras de 1/2 y 1 pulgada, tamices de 12, 24, 40 y 60 mesh, lumpes (de 5 mesh para extraer hembras, 56 mesh para larvas y 100 mesh para colectar Artemia salina ), una

licuadora, olla para baño maría, beaker, gotero, manómetro, salinómetro, balde, balanza granataria de 200 g y 1 kg, un microscopio, una

manguera de 0.5 cm. y piedras para aireación.

7. Químicos: Formalina, cloro, tiosulfato de sodio, EDTA, alcohol, yodo y verde malaquita.

2.3 Alimento

Para la producción de larvas, la Artemia salina es el único alimento del segundo al noveno día.

Después, en el décimo día, se comienza la adición hacia el alimento artificial (Artemia salina), hasta

terminar el ciclo larval.

2.3.1 Artemia salina

Se deben comprar cistos (huevos) de Artemia salina, un gramo contiene aproximadamente de 150 a

200 mil huevos, su diámetro es de 0.2 mm, y se puede conservar más de un año.

Un gramo de huevo de Artemia salina, se incuba en un litro de agua marina con 32 ppt, luego de

ser decapsulado, con suficiente aireación, a 28 ºC más o menos.


A las 18 horas se inicia la eclosión de los nauplios de Artemia salina de 0.4 mm, el porcentaje de eclosión es de un 65 al 80% o más. Después de 24 horas de realizada la siembra, se puede separar la cáscara de los

nauplios de Artemia salina.

Primero: se retiran las mangueras de aireación y se espera de 5 - 10 minutos hasta que las cáscaras se suspendan en la superficie. Luego se saca el agua del fondo, cosechando los nauplios de Artemia

salina y los huevos eclosionados, con un lumpe de 100 mesh, hasta que salga toda el agua marina de cultivo.

Posteriormente, se coloca un huacal con la mitad de agua dulce. Se remueve suavemente y se deja por 3 minutos. Los nauplios eclosionados quedan en la superficie de los no eclosionados que quedan sedimentados.

El huacal se inclina y con 2 mangueras de 0.5 cm., unidas, se extraen los nauplios. Cuando el agua ha disminuido, solo se extrae con una manguera,

para evitar colectar huevos no eclosionados del fondo.

Si en la cosecha de nauplios de Artemia salina se saca mucho huevo o cáscara, se debe repetir el proceso. Con el nauplio extraído, se puede

alimentar directamente o dejar en el balde con agua marina y aireación.


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2.3.2 Alimento artificial

Se puede formular con varios materiales orgánicos que pueden mezclarse recíprocamente, por ejemplo: lonja o huevo de pescado,

camarón, calamar y mezcla de huevo de gallina.

Todo esto es un buen alimento suplementario y fácil de confeccionar, en el tamaño adecuado a las larvas. Cada material, tiene un elemento

especial para que la larva mude y crezca. El alimento utilizado, es en base a la opinión técnica, utilizando uno o más materiales,

lo que siempre da un buen resultado.

Para pasar el alimento elaborado por el tamiz, debe ser suave, con la idea que se formen partículas pequeñas, una por una, que luego se cuelan en

otro tamiz de menor número y va directamente a las larvas.

Alimento con un solo material:

A. Albóndiga: Sacar lonja de pescado, camarón, calamar, u ostra y se se prepara

bien mezclado y macerado. Luego se hace una albóndiga (bolita) que posteriormente se coloca en una olla, cocinando a vapor o hervida. Tras su

cocción, se obtiene una albóndiga (bolita) de alimento.

B. Huevo de pescado: Se adquieren pescados con huevos, variando la especie según la época del

año. Se le extraen los huevos y luego se lavan bien y se dejan en agua. El huevo maduro se separa y posteriormente se les cambia el agua unas

tres veces, con los que se alimenta directamente a la larva.


Alimento con varios materiales:

Alimentar con varios materiales, es utilizar insumos principales como huevo de gallina y leche, adicionándole varios materiales orgánicos y una pequeña

cantidad de vitamina (calcio, vitamina B y E).

Se prepara mezclándolo en una licuadora que luego se deposita en una olla y se cocina a vapor, llamándolo FLAN.


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Ejemplo:

A. 1 huevo + poca agua + 20 gramos de leche en polvo + 20 gramos de cola de camarón.

B. 2 huevos + poca agua + 1 libra de calamar + 1 cucharita de almidón

2.3.3 ¿Cómo lograr una adecuada alimentación?

Buena parte de la alimentación de las larvas se hace a base de “flanes” preparados, que también se intercalan con el

suministro de Artesamia salina.

Sin embargo, ¿cómo se prepara el flan?. Para elaborarlo se necesita:


3 12 huevos frescos enteros, incluida la cáscara.3 100 gramos de filete de Cichla sp. también conocido como pavón,

pavón tres estrellas, pavón mariposa, tucunaré, sargento, pez cinchado, pez venado o pez pintado. De no encontrarse se usa cualquier otro pez de carne blanca o bien harina de pescado finamente molida.

3 20 gramos de leche entera en polvo. 3 20 gramos de harina de trigo.3 3.3 gramos de levadura de cerveza seca, si es húmeda 10 gramos. 3 3.3 gramos de vitamina C.

Preparación del flan:

Todos los componentes se licúan y se colocan en baño maría durante 20 minutos. El producto se conserva en refrigeración. Antes de alimentar

a los animales, se pesa y se tamiza para obtener tamaños de partícula adecuados a los diferentes estados de desarrollo:

3 De zoea 1 a 3, 200 - 250 micras 3 De zoea 3 a 6, 500 micras3 De zoea 6 a 11, 1000 micras.

La proporción de tamaño de partícula más eficiente es de 1/6 del tamaño de la larva.

La ración que se ofrece es de 10 gramos de flan para 30,000 larvas en tanques con una densidad de 100 larvas/1. Esta se divide en cuatro porciones que se suministran durante el día iniciando a las 08:00 a.m.

En la última alimentación se ofrecen además 2 nauplios de Artemia/ml desde la zoea 1 a la 6. Para la zoea 3 a 8 se añaden 3 nauplios/mililitro

(ml) y para la zoea 9 a 11 se adicionan 2 larvas/ml.


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2.4 Calidad del agua

La calidad del agua en un laboratorio es muy importante, la mala calidad del agua resulta en una sobrevivencia baja, lo que no permite un buen

funcionamiento en el laboratorio.

Se pueden utilizar sustancias químicas para cambiar la calidad del agua. La mala calidad del agua puede ser por varios factores, lo que es muy difícil determinar, porque cambia con los años, por eso, al buscar el lugar donde

deberá estar el laboratorio se necesita conocer la calidad de agua que posee, para tomar la decisión donde se ubicará el laboratorio.

El siguiente cuadro muestra las cantidades máximas en que pueden estar presentes los elementos metálicos y los diferentes pesticidas.

Elementos metálicos:

Hg 0.0025 ppm Cu 0.01 ppm Ag 0.01 ppm

Cd 0.0021 ppm Cr 0.05 ppm Al 0.1 ppm

Zn 0.072 ppm Pb 0.02 ppm Mn 1.0 ppm

Ni 0.05 ppm Fe 1.0 ppm As 1.0 ppm

Mg 50 ppm Ca 50 ppm

Pesticidas:Aldrin 0.003 ppb Heptachlor 0.001 ppb Dieldrin 0.003 ppb

Lindane 0.01 ppb Chlordane 0.01 ppb Malathion 0.1 ppb

D. D. T. 0.001 ppb 0.03 ppb Demeton 0.1 ppb

Mirex 0.001 ppb Endosulfan 0.003 ppb Parathion 0.04 ppb

Endrin 0.004 ppb Toxaphene 0.005 ppb Guthion 0.01 ppb


2.5 Reproductores

Los animales seleccionados se crían de post-larva en los estanques. Si la densidad no es muy alta, y se cuidan bien, la temperatura que debe

conservar es entre 28 a 30 ºC.

Bajo ese ritmo, aproximadamente a los 4 meses en la etapa de engorde, ya existen hembras cargadas con huevos (anaranjados). El tamaño mínimo

de una hembra cargada es de 6 gramos y otras se ven con la masa de huevos en la cabeza.


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Sacar los machos grandes y hembras (con huevos en la cabeza), en una relación de 1:4, es decir, 1 macho por 4 hembras, luego dejar en una pila (1 m * 2 m * 0.5 m con un total de 10 camarones), después de pocos

días la hembra muda y se da la copulación, luego de 3 a 5 horas salen los huevos, después de 24 horas ya no saldrán huevos.

Cuando se ve que las hembras cargan huevos, se sacan y se colocan en otro tanque. Esto evita que se dañen y que los huevos sufran daño. En este momento se pueden alimentar un poco, evitando ensuciar el agua,

manteniendo la temperatura en 28 ºC.

Aproximadamente a los 16 días, comienza la eclosión de los huevos (los que son de color gris).


El largo promedio de la hembra es de 7 - 10 centímetros

(8 gramos - 25 gramos). Las larvas eclosionadas son de

2,000 a 15,000, mientras las

hembras miden de 11 - 14 centímetros y pesan de 35 gramos a 80 gramos, con la capacidad de producir de

20,000 a 50,000 larvas.

Las hembras de mayor tamaño producen más larvas. El ambiente

de las hembras necesita de especial cuidado, es decir la calidad del agua. Si el agua está sucia o la hembra es

atacada, entonces soltará los huevos.

Las larvas que se colectan, deben ser de pocos días de diferencia, es decir, entre 2 a 5 días, necesitándose que la cantidad sea alta,

para comenzar la producción de las larvas.

Si la pila es más grande, deben obtenerse larvas de 1 a 2 días, para lo que se requiere poner un tanque.

Por eso no se recomienda este tipo de reproducción, porque no salen en el tiempo justo, siendo difícil el control.

Este tipo de cría de reproductor solo se usa para observación o investigación.


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Lo ideal es que cuando se necesita larva, se busca un productor, quien avisa al laboratorio sobre la cosecha de camarón.

En ese momento, los técnicos del laboratorio recogen las hembras que están cargadas de huevos grises.

Con javas o bolsas de 50 cm x 50 cm, el nivel del agua es 10 cm, se ponen 20 hasta 40 hembras, la temperatura debe ser de 25 ºC, no

necesita aire, se puede transportar de 2 a 3 horas.

Cuando el transporte es más prolongado, se usan bolsas más gruesas a las que se les pone oxígeno y se reduce el número de hembras, siendo viable

de 5 hasta 7 horas.


Cuando los reproductores (hembras) entran en el laboratorio, quedan en el tanque, al que se le pone aireación alrededor de unos 10 minutos. Después se sacan los reproductores, siendo necesario lavar bien los

tanques y luego colocar los reproductores en otro tanque con agua limpia, al que también necesitan que se le ponga aireación.

Se colocan las hembras en dicho tanque, mismo al que se le aplica 100 ppm de FORMALINA, para que produzca un efecto de

desparasitación, después de 30 minutos.

Posteriormente se sacan los reproductores y se lavan nuevamente con agua limpia, así se pueden poner en el tanque de incubación (500 litros), a una capacidad de 400 litros, con una salinidad 10 ppt. y una densidad

de siembra entre 20 hasta 30 reproductoras.

Se les pone poca aireación y no necesitan alimentarse durante el tiempo de desove.


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3. Desarollo y manejo de la larva

Después que las reproductoras entran en el laboratorio, si los huevos están grises, en la misma noche eclosionarán continuamente, pero si todos los huevos tienen color semejante, todos los huevos eclosionarán no más

de 4 días. Generalmente, los nauplios eclosionan entre las 9:00 p.m. y cesa a las 11:00 p.m.

Como las reproductoras tienden a comerse los nauplios, se saca toda la larva a las 12:00 a.m. Previamente se deja que el agua esté en reposo

por un minuto y con un lumpen de 56 mesh se extraen. Se recomienda no mover el agua, porque en el fondo está el excremento de las reproductoras.

Una vez recolectadas las larvas que se encuentran sobre la superficie del agua, esperar 1 minuto para continuar con el mismo procedimiento. Así, continuamente, se pueden recolectar todas las larvas y se colocan

temporalmente en un tanque pequeño, con la misma capacidad, para que sea fácil contabilizar las larvas.

Con un beaker de 100 cc - centímetro cúbico -, se saca 100 cc de agua del centro del tanque, unas 2 a 3 veces. Después se cuentan las larvas,

cuyo total se divide entre el número de muestras por 10.

Así sabemos cuántas larvas se contabilizan por litro. Luego, por la misma capacidad de agua, así sabemos el total de larvas.


Por ejemplo: la misma capacidad de agua de 50 litros, con 100 centímetros cúbico del beaker, lo que se saca 3 veces. Se cuenta la

cantidad de larvas, 360 larvas, el cálculo es: 360 / 3 veces x 10 x 50 litros = 60.000 (total de larvas)

(100 cc x 10 = 1 litro)

En caso que durante la noche no resulte cómodo trabajar, acondicionar la cubeta donde están las larvas con poca aireación

y más agua. Contar las larvas al día siguiente.

Las larvas se sacan con un lumpe, de una a varias veces, luego se lavan con agua limpia, a una salinidad de 10 ppt a 12 ppt.

Posteriormente, durante 30 segundos, se ponen en otra cubeta con agua limpia y 200 ppm de FORMALINA. Luego se sacan

y se meten en agua limpia por poco tiempo, así se pueden poner en un tanque para comenzar a cultivar.


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El primer día de eclosión de las larvas o 1era. fase, los ojos se observan unidos en un solo pedúnculo, la natación en forma volteada con

los uropódos más altos que el cefalotórax.


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En esta fase no se necesita usar calentador, basta con la temperatura del medio ambiente. No se agrega alimento y con una salinidad de 12 ppt, se logra manejar una densidad de cultivo de 80 larvas/litro, con una aireación

suave para evitar aglomeración de larvas. Después de 30 horas, estas mudan y pasan a la segunda fase:

Aquí los ojos están separados, el rostrum con un solo diente y comienzan a buscar alimento. Se recomienda una temperatura a 30 ºC y una salinidad de 12 ppt, la intensidad máxima sobre el incubador debe ser 4,000 lux.

En este momento se necesita adicionar Artemia salina. La densidad de Artemia s. a usar es de 3 a 5 nauplios por 1 centímetro cúbico. Después de 4 a 5 horas se deberá chequear el residuo para saber si es necesario

agregar más Artemia salina.


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Del segundo al cuarto día, no se necesita cambio de agua, solo sifonear el fondo. Al 5to día, que se alcanza la cuarta fase de metamorfosis, se debe

observar la pigmentación de las larvas.

Las de color rojo están sanas y si aparecen negras, hay mala calidad del agua. Observe en el microscopio toda la superficie del cuerpo y los uropódos, para detectar presencia de larva mudada a la cuarta fase.

Entrada la cuarta fase se debe tener mucho cuidado, ya que se determina

la diferencia en tamaños. Las siguientes fases son un tanto difíciles

para continuar el ciclo.

El cambio de la 4ª. a la 5ª. fase, es más o menos de 3 días. Al séptimo día se necesita bajar la densidad de larvas para lo cual se divide el

tanque, reduciendo a 40 larvas/litro, logrando que la larva crezca más

rápido.

Al décimo día se alcanza la 6ª. fase. Para el caso de la alimentación se sugiere probar adicionando poco alimento artificial (flan) y aplicar,

de forma alterna, Artemia s., más alimento artificial y así sucesivamente

hasta completar 4 alimentaciones diarias.


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El tamaño del alimento artificial, debe ser la mitad con relación al tamaño del cuerpo de la larva. La aireación debe ser más intensa y calcular la

cantidad de alimento artificial (flan) observando la forma de alimentación de las larvas. Así se determina si es suficiente o insuficiente.

Si esto no se observa, no se debe seguir aplicando hasta después de 2 días o cambiar el tipo de alimento. De esta fase en adelante, se debe

limpiar el exceso de alimento del fondo, vía sifonado y cambiar el agua de acuerdo a la calidad del agua de 10% hasta 50%.

El agua del cultivo no debe ser tan clara, sino un poco oscura. El fondo debe limpiarse todos los días, para evitar acumulación de sedimentos. En

estas condiciones, la larva se desarrolla bien.

La cantidad de Artemia s., se va disminuyendo paulatinamente y el alimento artificial se va aumentando, cuidando de mantener 3 nauplios de Artemia

salina por centímetro cúbico de agua.

Al día 15 (fase 8), por efecto de la luz y circulación de agua o choques entre larvas, éstas tienen hábitos de saltar fuera del agua, sea al atardecer o al iniciar el día, lo que ocasiona una adhesión de las larvas a la pared del

tanque, a los calentadores, mangueras u otros sitios.

Esta tendencia no se puede eliminar totalmente, pero sí se puede disminuir a través de la observación constante de las paredes. Se recomienda

rociarlas con agua o utilizar papel fluorescente que se pega arriba del nivel del agua, para disminuir las perdidas por mortalidad de larvas.

Si se observa que la larva tiene buen color y se alimenta bien, solo se necesita cambiar el agua según el color de la misma. El agua para el

recambio debe estar a 30 ºC.


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La temperatura se mantendrá a 30 ºC y una salinidad de 12 ppt, siendo la cantidad de alimento suficiente, evitando los excesos. De esta manera se

evita el ataque de enfermedades.

Al día 20 se comienzan a observar las primeras postlarvas, reconociéndolas por la forma de nadar, es decir, en forma normal hacia

adelante y por su hábito de colocarse en los refugios de PVC, mallas de luz amplias o paneles de PVC

Los paneles se hacen con PVC de una pulgada, a 10 centímetros (cm.) de ancho, por una longitud de 20 cm. y una altura de 30 cm., colocándose al fondo del tanque, todos los días, entre 5 hasta 6 horas de una vez. La

recolección de postlarvas se realiza con un lumpe.


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Cuando la cantidad de post-larva es mayor que la de larvas, se podrá efectuar cosecha total y cambiar de tanque. Para la cosecha manual,

primero se aplica aireación durante 1 a 2 minutos y con un lumpe de 56 mesh se saca la larva de la superficie, lo que implica que no se puede

seleccionar solo larva porque siempre se junta con la postlarva.

En ese caso, se tiene que efectuar otra selección de post-larva, y si no se quiere seleccionar, se puede juntar con larvas de fases

semejantes en otro tanque.

Al final, en el fondo se tendrá casi post-larvas con muy pocas larvas, siendo este momento propicio para cosechar con un lumpe y

sacar todas las postlarvas.

Éstas se colocan en un pequeño tanque y se escogen las pocas larvas, añadiendo un volumen de agua para efectuar el conteo, del mismo modo como se contó la larva al inicio. Luego de contada la postlarva, se traslada

hacia las pilas del exterior para la posterior aclimatación.


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Con el laboratorio operando normalmente y si no hay enfermedades, el ciclo dura aproximadamente 30 días,

ocurriendo la metamorfosis de larva a post-larva.

Si después de 35 días queda poca larva y no hay muda para que pase a postlarva, se pueden trasladar todas a las pilas exteriores. La larva tendrá

la metamorfosis final en las pilas.

Si el desarrollo de la larva no es adecuado o si hay enfermedades, el cultivo tardara más tiempo porque la larva no pasará a postlarva. Al final del ciclo,

poco a poco toda la larva morirá. En este caso, en el cultivo se debe observar el color y la fase de las larvas, para saber si es necesario aplicar productos químicos con los que se traten

las posibles enfermedades.

Cuando comienza la aparición de postlarvas, las pilas exteriores necesitan ser preparadas con agua. No necesitan calefacción y la salinidad se reduce más o menos en 8 ppt, mientras la profundidad del agua debe ser mayor a

30 centrímetros (cms.), por cada 2 metros (mts.).


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Se deben colocar piedras de aireación. La pila debe ser cubierta con cedazo de ½ de grosor, en toda su extensión. Se debe evitar la incidencia

directa de luz solar a mediodía, ya que hace que la temperatura del agua se incremente muy rápido.

Con estas condiciones se puede cosechar la postlarva y colocarla directamente en las pilas exteriores.

Se debe controlar la temperatura de los tanques de incubación, de tal manera que no haya mucha diferencia de temperatura con las pilas.

Si el termómetro indica diferencias mayores que 2 grados, se debe acondicionar la temperatura de los tanques. Cuando se igualen las

temperaturas, se puede trasladar hacia las pilas.


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En un metro cuadrado, con una profundidad de 50 cm., se pueden colocar 3,000 postlarvas y si se quiere aumentar esa cantidad, se pueden

colocar ramas, cestas plásticas ranuradas, ladrillos, bambú, para dar más espacio a las postlarvas y disminuir el estrés.

Cuando se llena la capacidad de la pila, se comienza a cambiar agua dulce, una vez por día, - en la mañana o en la tarde -, en una cantidad equivalente

al 50% del volumen total de agua, bajando el nivel hasta la mitad.

Después, poco a poco, se abastece de agua dulce. Transcurridos 5 días, la postlarva estará acondicionada en agua, a cero grados de salinidad.

Se recomienda un mínimo de 10 días, en las pilas, antes de distribuir las postlarvas a los estanques. Así se tienen postlarvas sanas y fuertes, totalmente adaptadas a las condiciones de estanques, reduciéndose la

mortalidad.

La alimentación de las postlarvas en las pilas, se hace con Artemia salina y alimento concentrado, finamente molido. La proteína del concentrado puede

ser del 30%; y se puede usar el concentrado preparado para camarón grande, con la condición que hay que molerlo.

La cantidad de concentrado a aplicar diariamente, debe ser equivalente al 50% del peso total de las postlarvas. El peso inicial de la postlarva es de

0.001 gramos.


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La frecuencia de alimentación es de 3 veces diarias. Una en la mañana, otra al medio día y la última por la tarde. Después de cada alimentación, se debe observar si hay alimento sobrante en el fondo. Si ese es el caso, se

debe reducir la cantidad de alimento.

Cuando el agua ya está a cero grados de salinidad, las postlarvas no se alimentan con Artemia salina, sino que con alimento concentrado molido,

hasta que se distribuyan a los estanques.


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4. Desarrollo y tratamiento de enfermedades

Durante el cultivo de larvas, las causas de mortalidad o de animales enfermos puede ser por:

1. Manejo inadecuado del cultivo2. Alimento y alimentación descontrolada

3. Mala calidad de agua4. Condiciones climáticas


Las causas de las enfermedades no están en la larva misma, como origen particular, sino que proviene de una causa o de la interacción de varias causas mencionadas arriba, como las responsables de facilitar la

proliferación de enfermedades.

4.1 Manejo inadecuado del cultivo

Sin dudas, el manejo y la dirección del cultivo, requieren de técnicos con experiencia.

El uso preventivo de productos químicos y de tecnología, puede aumentar la sobrevivencia de larvas y los ingresos, pero requiere de la experiencia y

la atención de todo lo que ocurre en el laboratorio.

a). El equipo, herramientas y los tanques de cultivo, deben mantenerse limpios. Cuando se usan, debe asignarse para algo específico, de tal modo

que se evite su uso en varias actividades, con el objetivo de prevenir la contaminación.

Al terminar el manejo de la larva, el equipo, herramientas y tanques de cultivo, deben ser desinfectados y expuestos al sol.

Se puede usar CLORO (5 ppm) para desinfección, o un baño de 100 ppm de formalina. Todo esto es necesario antes, durante

y después de cada ciclo.


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b). Cuando ingresan los reproductores o las larvas, se colocan en los tanques.

La desinfección requiere de atención y cuidado especial, porque los desechos fecales de los reproductores y los huevos, dan origen al ingreso de Vorticela en el laboratorio.

c). Cuando se cultiva la larva, se debe hacer por fases. Del primer al 7º. día, la densidad de larvas es de 80-90 / litro. Del 7º. al 15º. día, la densidad debe ser de 40 - 50/litro. Desde el 15º. Día, hasta la fase de post-larva, es de 20 - 25/litro.

Si la densidad es muy alta, la larva está muy aglomerada, lo que afecta la alimentación y la muda normal. Por el contrario, con densidades bajas, el control del alimento es muy difícil, lo que facilita la contaminación del agua y la larva no se alimenta adecuadamente.

d). Aunque la larva tiene un rango de temperatura de 20 - 35ºC y la salinidad de 5 ppt - 20 ppt, los cambios bruscos causan estrés. Por eso, al

manejar el agua en el cultivo, se debe hacer con recambios lentos.


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e). La aparición y crecimiento de Vorticella tiene su origen

en el alimento, reproductores, productos químicos o fuentes de agua. Al 5º. día, la cantidad de

Vorticella aumenta.

Con el microscopio se puede observar la presencia de vorticella, y el grado de

contagio. La larva infectada pierde el apetito y no muda.

El proceso de muerte es muy lento y es devorada por las otras larvas, por efecto del

canibalismo natural.

Después se observan mortalidades fuertes. Cuando hay larvas infectadas, puede usarse azul de metileno (0.5 ppm) o formalina

(20 ppm), durante 24 horas.

Después se cambia el agua en 80 - 100%. Si el problema continua, se puede repetir el tratamiento hasta controlar la infección.


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Otra forma de tratar, es cosechar toda la larva, misma que se coloca en una solución de agua con formalina a 200 ppm., durante 30 segundos.

Después, se coloca en un tanque con agua nueva, para que genere el efecto de inhibir el nacimiento y crecimiento de epibiontes de Vorticela.

De esta manera, la larva muda y se eliminan los organismos patógenos y pasa a ser una larva sana.

f). Cuando se usa alimento artificial en las últimas fases, los residuos fecales y la materia orgánica se adhieren a los paredes

laterales y del fondo del tanque.

Por eso se recomienda que diariamente, se efectúe una buena limpieza de las paredes y se extraigan

los residuos del tanque - por medio del recambio de agua -, para prevenir niveles tóxicos de amoniaco.


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4.2 Proceso no balanceado de alimento y alimentación

La Artemia salina es el alimento más importante en el cultivo de las larvas, principalmente durante las primera fases de cultivo, porque proporciona

nutrientes esenciales para el desarrollo de estas.

Al tener nauplios de Artemia salina se debe considerar que hasta 24 horas de nacidas aportarán la mayor cantidad de nutrientes. Después, cambian

los niveles de ácidos grasos y omega 18:3:3 por el propio desarrollo fisiológico de la Artemia.

Si se alimenta con Artemia de mayor edad, la larva no podrá tomar los nutrientes necesarios, lo que afecta la muda. En cuanto al alimento artificial,

este se usa en las fases intermedias, lo que permite el uso de diferentes ingredientes, dependiendo del criterio técnico.

Si no se identifica el aporte nutritivo del alimento, se desconoce la deficiencia que podría haber en la ración, misma que puede ser balanceada

para los requerimientos de la larva.

Además, en la última fase, cuando ocurre la metamorfosis final, la falta de aminoácido lecitina -que es esencial en los tejidos nerviosos y en la síntesis

de calcio-, afectará a que la larva no pase a postlarva.


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4.3 Mala calidad de agua

a). Como en el cultivo se usa agua dulce y agua salada, los cambios de estación seca y lluviosa afectan la cantidad y calidad del agua que no es

constante.

Si la fuente de agua está cerca de ríos, desembocaduras, cultivos o fábricas, durante el invierno, el agua de lluvia acarrean desechos que al

filtrarse en la tierra, llegan al manto freático y después llegan al laboratorio por medio del bombeo.

En el cultivo de larvas, los niveles tóxicos se alcanzan con cantidades mínimas de elementos o compuestos.

Los síntomas de la larva que es afectada por la calidad del agua son: movimiento lento, natación de arriba hacia abajo, lo que provoca en poco

tiempo mortalidad.

Cuando el agua se almacena en la cisterna, para evitar que el efecto de metales o minerales sea muy alto, se da tratamiento de EDTA, en 10

ppm y cloro 5 ppm. Después de 24 horas, el agua tratada se puede usar. Obviamente que los pesticidas no se pueden eliminar.

b). Durante la última fase de la larva, se debe cambiar bastante agua, para eliminar los desechos. Sin embargo, al cambiar demasiada agua, el color

del agua es muy claro, lo que afecta la muda.


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Es probable que la calidad de agua, no tenga la misma concentración de minerales, lo que afecta el equilibrio osmótico. También es probable que la

concentración de amonio (NH4-N) afecte la muda.

Si se colocan algas en el agua de cultivo, la transparencia es menor y el agua conservará un color oscuro, lo que tendrá un efecto positivo

en la muda.

4.4 Cambios estacionales y de medio ambiente

El ingreso de enfermedades en las larvas, como la Vorticella y el Leucotrix, tiene varias vías de acceso al laboratorio.

Cuando está presente en el ambiente y se usan químicos para desinfectar, se debe considerar que difícilmente se podría eliminar totalmente. Además, hay que considerar que en cualquier lugar, estos organismos pueden vivir si

el ambiente es adecuado - tanto en los tanques como en el equipo -.

Al cambiar de estación, siempre ocurren corrientes cálidas de viento. Hay variaciones de iluminación y temperatura y la interacción de los diferentes

factores favorecen el crecimiento de los organismos ya existentes en forma mínima, lo que afecta el cultivo de larvas. Para evitar este crecimiento, hay

que extraerlos poco a poco.

Usar químicos para su control, ayudará a prevenir el crecimiento de los microorganismos y evitará daños en el cultivo.


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5. Características de estadios larvarios

N.FASE DIAS LONGITUD CEFALOTÓRAX N. ESPINAS

TELSON OTROS

1. 1 1.8

ojos unidos en un sólo

pedúnculo

7+7

2. 2-3 1.86 ojos separados 7+7

3. 3-6 2.07 1/0 (fórmula rostral) 6,8+8,6

4. 5-9 2.55 2/0 12,8,1+6+6+1,8,12

5. 8-11 2.98

de una a dos espinas

rostrales delante del

diente anterior

17,12,2+5+5+2,12,17

6. 9-13 3.73 de tres espinas 23,19,2+5+5+2,19,23 inicio de

apéndices natatorios

7. 11-14 4.23 de cuatro espinas 27,24,2+4+4+2,24,27

apéndices natatorios con

dos segmentos


Car

act

erís

tic

as

de

est

ad

ios

lar

va

rio

s

8. 14-20 5.42

2+2/0 segunda

antena con 7 segmentos

35,33,2+4+4+2,33,35

apéndices natatorios con

setas, salta en la superficie

9. 16-22 6.66 6+2/2 con 9

segmentos38,36,2+4+4+2,36,38

apéndices con abundantes

setas

10. 18-24 7.2

8+2/2 con 11

segmentos y en los 2

dientes pequeños superiores del rostrum

tienen espinas entre

ellos

42,42,2+4+4+2,42,42

11. 19-28 7.64

9+2/3 con 34

segmentos, todos los dientes

superiores del rostrum

tienen espinas

43,43,2+5+5+2,43,431919

12. 20-33 7.56 11/948,47,2+3+3+2,47,48

1717

natación hacia adelante



Documents

Manual Camaron de Agua Dulce