MIC

1

SISTEMA METRICO DECIMAL

LONGITUDES

KILÓMETRO ( Km ) 1.000 m

HECTÓMETRO ( Hm ) 100 m

DECÁMETRO ( Dm ) 10 mMETRO ( m ) 1 m

DECÍMETRO ( dm ) 0,1 mCENTÍMETRO ( cm ) 0,01 m

MILÍMETRO ( mm ) 0,001 m

SUPERFICIES

Km² = 10 m²

6

6

Hm² = 10 m²4

Dm² = 10² m²

METRO² = 1 m²

dm² = 1/10² m²cm² = 1/10 m²

4

mm² = 1/10 m²6

VOLÚMENES

Km³ = 10 m³9

Hm³ = 10 m³6

Dm³ = 10 m³3

METRO³ = 1 m³dm³ = 1/10³ m³cm³ = 1/10 m³6

mm³ = 1/10 m³9

PESO

Kg = 1.000 gHg = 100 gDg = 10 g

GRAMO ( g ) = 1 gdg = 0,1 gcg = 0,01 g

mg = 0,001 g

Tonelada (Tm) = 1.000 Kg

CAPACIDAD

Kl = 1.000 lHl = 100 lDl = 10 l

LITRO ( l ) = 1 ldl = 0,1 lcl = 0,01 l

ml = 0,001 l

DEFINICIÓN DE METRO: Es la diezmillonésimaparte de un cuadrante del Meridiano Terrestre.

Otra más moderna: Es la longitud de onda iguala 1650763,73 longitudes de onda en el vacío dela radiación correspondiente a la transición entre los niveles 2p10 y 5d5 del átomo de Kripton-86.

EQUIVALENCIAS 1 Kg = 1 l = 1 dm³ ; 1 cm³ = 1 ml

MIC

MICRA ( ) 0,000001 m

(Expresado en agua pura)

MICMATERIAL

Dibujar y poner el nombre al material de uso más frecuente en el Laboratorio.(Utiliza esta hoja).

ADVERTENCIAS: EN EL LABORATORIO ES FUNDAMENTAL EL ORDEN Y LA LIMPIEZA. TAMBIÉN ES FUNDAMENTAL Y DEBE PRESTARSE MUCHA ATENCIÓN EN EL MANEJO TANTO DE SUSTANCIAS PELIGROSAS COMO DEL FUEGO.

2

MIC

MICROSCOPIO

Observa y dibuja el Microscopio óptico poniendo los nombres a las partes más importantes.(Utiliza esta hoja).Aprendizaje del manejo del Microscopio.

¿Para qué sirve cada parte del microscopio?.

3

LENTE OCULAR

TUBO

REVOLVER

LENTES OBJETIVO TORNILLOMICROMÉTRICO

TORNILLOMACROMÉTRICO

PLATINA

CONDENSADOR Y DIAFRAGMA

TORNILLOS PARA MOVER LA PLATINA

SISTEMA DE ILUMINACIÓN

PIE

MICIDENTIFICACIÓN DE HIDRATOS DE CARBONO

A).-IDENTIFICACIÓN DEL ALMIDÓN El Almidón es un polisacárido constituido por numerosas moléculas de Glucosa.Carece de carácter reductor, pero podemos identificarlo mediante la tinción con Lugol.

MATERIAL BIOLÓGICO: Una patata cruda, arroz, garbanzos, etc.

MATERIAL DE LABORATORIO: Mortero. Probetas. Tubos de ensayo. Gradilla. Espátula. Portaobjetos. Cubreobjetos. Microscopio.Navaja (Cutex).

REACTIVOS QUÍMICOS: Solución de LUGOL (Solución acuosa de Yodo en Yoduro potásico); puede sustituirse por Tintura de Yodo. Almidón soluble.

MODO DE HACERLO: Se corta en trocitos la patata una vez pelada y se tritura en el mortero, o bien, se raspa con algo cortante (p.e. un cutex) su superficie sin piel. Se toma una parte pequeña y se deposita en un tubo de ensayo con agua, agitándola. Se añade solución de Lugol (probar con varias disoluciones cada vez más diluidas), y si hay almidón se teñirá de color azul oscuro (dependiendo de lo diluido que esté la solución de Lugol). En un portaobjetos limpio, se pone un poco del contenido del mortero con unas gotas de agua. Cubrir con un cubreobjetos y observar al Microscopio (dibujar lo que se ve). Hacer lo mismo, pero añadiendo unas gotas de Lugol (probar con varias disoluciones). (Dibujar lo que se ve).

B).- IDENTIFICACIÓN DE LA GLUCOSA La Glucosa es un monosacárido que posee carácter reductor. Es capaz de reducir al Licor de Fehling que contiene una sal cúprica soluble (de color azul) a óxido cuproso dando un precipitado rojo, realizándose la reacción en medio alcalino y en caliente.

MATERIAL DE LABORATORIO. Tubos de ensayo. Gradilla. Pipetas. Pinzas de madera. Espátula. Mechero de laboratorio.

REACTIVOS QUÍMICOS Solución de Fehling A. Solución de Fehling B. Glucosa.

MODO DE HACERLO Disolver un poco de Glucosa en unos 3 ml de agua en un tubo de ensayo. Añadir 1 ml de Fehling A y 1 ml de Fehling B (coger las soluciones con pipetas distintas), (Se pondrá azul). Calienta el tubo de ensayo a la llama del mechero ( con cuidado). Al poco tiempo, el líquido del tubo cambia de azul a rojo, formándose un precipitado.

Puede realizar esta prueba en zumo de uva.

C).- IDENTIFICACIÓN DE LA SACAROSA La Sacarosa es un Disacárido no reductor y, por tanto, la reacción con la solución de Fehling es negativa. Pero si rompemos su molécula (hacemos una hidrólisis) en presencia de ácido Clorhídrico y en caliente, da lugar a los monosacáridos, glucosa y fructosa, y entonces aparece el carácter reductor.

MATERIAL BILÓGICO Un sobrecito de azúcar (el de los bares).MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Pipetas. Pinzas de madera. Probeta o matraz pequeño. Mechero de laboratorio.

4

MIC

REACTIVOS QUÍMICOS Solución de Fehling A. Solución de Fehling B. Ácido Clorhídrico.

MODO DE HACERLO 1º).- Pon 5 ml de agua en un tubo de ensayo y disuelve un poco del sobrecito de azúcar. Realiza la prueba B anterior; debe salir negativa. 2º),- Pon 5 ml de agua en un tubo de ensayo y disuelve un poco de azúcar del sobrecito. Añade 1 ml de ácido Clorhídrico diluido al 10% y calienta el tubo a la llama del mechero durante unos tres minutos. Deja enfriar el tubo y añade 1 ml de Fehling A y 1 ml de Fehling B; vuelve a calentar el tubo y observa lo que ocurre.

Anota en esta hoja las notas y resultados de las identificaciones de Hidratos de Carbono.

5

MIC

IDENTIFICACIÓN DE LÍPIDOS

Bajo la denominación de Lípidos se acoge un conjunto de sustancias, (biomoléculas), cuyo denominador común es ser insoluble en el agua y soluble en disolventes orgánicos.

SOLUBILIDAD Y EMULSIONES Los Lípidos son insolubles en agua y cuando se agitan en ella, se dividen en pequeñas gotitas formando una emulsión transitoria, pues desaparece al dejarlos en reposo.

MATERIAL BIOLÓGICO Aceite de Oliva.

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Pipetas.

REACTIVOS QUÍMICOS Éter (u otro disolvente orgánico). Detergente líquido.

MODO DE HACERLO Coge tres tubos de ensayo y pon en el primero 3 ml de Éter, en el segundo 3 ml de agua y en el tercero 3 ml de agua con un poco de detergente. Añade en cada tubo 1 ml de aceite. Agita los tubos y luego déjalos en reposo. Observa lo que ocurre y anótalo.

TINCIÓN DE LÍPIDOS

MATERIAL BIOLÓGICO Aceite de Oliva.

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Pipetas.

REACTIVOS QUÍMICOS Colorante Sudán III. Tinta roja (o Tempera rojo, mercurocromo o cualquier otro colorante sólo soluble en agua).

MODO DE HACERLO Poner en un tubo de ensayo 2 ml de aceite y 2 ml de agua. Añade unas gotas de Sudán III y agita. Deja el tubo en reposo y observa, anotando, lo que ocurre. En otro tubo, repetir lo mismo pero con Tinta roja.

Anota en esta hoja los resultados y anotaciones sobre los experimentos realizados en los Lípidos.

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MICSAPONIFICACIÓN

Uno de los grupos que se acogen bajo la denominación de Lípidos es el de los Triglicéridos, o sea , el de los aceites y grasas animales. Los Triglicéridos están compuestos por Glicerina esterificada por tres ácidos grasos. Podemos romper esta unión de tipo éster mediante la presencia de un álcali (NaOH, por ejemplo) dando como resultado Glicerina y sales de estos ácidos grasos que se conocen con el nombre de jabones.

SAPONIFICACIÓN PROPIAMENTE DICHA

MATERIAL BIOLÓGICO Aceite de oliva, (U otro aceite vegetal).

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Pinzas de madera. Pipetas. Mechero de laboratorio.

REACTIVOS QUÍMICOS Solución de NaOH al 50%.

MODO DE HACERLO A 5 ml de aceite de oliva colocados en un tubo de ensayo, se añade 1 ml de solución de NaOH (Sosa) al 50%. Calentamos a la llama del mechero mientras se agita suavemente. Al cabo de un rato se observará que se forman tres capas: la inferior es de glicerina (por ser mayor su densidad), la segunda de jabón (densidad intermedia), con aspecto de espuma gruesa y la superior es el aceite no utilizado (menor densidad). La capa superior y la inferior pondrán de manifiesto que la hidrólisis ha tenido lugar, y la presencia de jabon indica que el aceite de oliva tiene lípidos saponificables. Observar y anotar los resultados.

OBTENCIÓN DE UNA PASTILLA DE JABÓN

MATERIAL BIOLÓGICO Aceite de oliva, (U otro aceite vegetal).

MATERIAL DE LABORATORIO Vaso de precipitado grande (500 ml). Pipetas. Soporte y rejilla para calentar. Varilla de vidrio. Tubos de ensayo. Mechero de laboratorio. Balanza. Matraces. Embudo grande. Papel de filtro o lienzo blanco. Moldes hechos por nosotros para dar forma a la pastilla de jabón.

REACTIVOS QUÍMICOS NaOH en lentejas, o bien solución de NaOH al 50%. Cloruro sódico (ClNa). Agua destilada.

MODO DE HACERLO Calentar suavemente hasta ebullición, en un vaso de precipitados grande, 100 ml de aceite de oliva, 20 g de NaOH y 60 ml de agua. Remover de forma constante la mezcla. En una primera fase la grasa tiende a emulsionarse, pero al cabo de aproximadamente una hora de ebullición, se habrá conseguido una buena saponificación; lo cual puede comprobarse tomando con una pipeta una muestra y viendo si se disuelve al verterlo gota a gota en un vaso con agua. Cuando esto suceda, añadir una solución de 25 g de ClNa en 75 ml de agua, removiendo durante algún tiempo. Déjese enfriar. Sepárese el sólido por filtración. Si se coloca, después del filtrado, en un molde, podrá recogerse al cabo de unas horas el jabón (oleato y palmitato sódicos) en forma de pastilla.

Anotar en esta hoja los resultados obtenidos.

7

MIC

IDENTIFICACIÓN DE PROTEINAS Las Proteínas forman parte de las biomoléculas orgánicas y pueden ser reconocidas mediante los siguientes métodos:

1).-REACCIÓN DEL BIURET Se basa en que las Proteinas con sulfato cúprico en un medio alcalino dan una coloración violeta característica.

MATERIAL BIOLÓGICO La clara de un huevo (saliva, leche, etc.).

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla, Matraces pequeños. Vasos de precipitado pequeños. Pipetas.

REACTIVOS QUÍMICOS Solución de Sulfato cúprico al 1%. Solución de Hidróxido sódico al 20%.

MODO DE HACERLO Poner en un tubo de ensayo 2 ml de clara de huevo diluida. Añadir 2 ml de hidróxido sódico al 20% y a continuación unas gotas de solución de sulfato cúprico al 1%, agitando para que se mezcle bien. Observar lo que ocurre y anotarlo.

2).-REACCIÓN XANTOPROTÉICA Las proteínas en presencia de ácido nítrico concentrado y en caliente forman un compuesto, nitroderivado, de color amarillo, que toma un color anaranjado cuando se alcaliniza la solución.

MATERIAL BIOLÓGICO La clara de un huevo (saliva, leche, etc.).

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Matraces pequeños. Pipetas. Pinzas de madera. Mechero de laboratorio.

REACTIVOS QUÍMICOS Ácido Nítrico concentrado. Amoníaco concentrado.

MODO DE HACERLO Poner en un tubo de ensayo 2 ml de clara de huevo diluida. Añadir 10 gotas de ácido nítrico concentrado. Calentar el tubo durante un minuto, observar lo que ocurre y anotarlo. Dejar enfriar el tubo y añadir 8 gotas de amoníaco concentrado. Observar el cambio producido y anotarlo.

Escribe en esta hoja los resultados y anotaciones de los experimentos realizados con las Proteínas.

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MICINVESTIGACIÓN DE HIDRATOS DE CARBONO,LÍPIDOS Y PROTEINAS

EN LA LECHE

Se dice que un alimento es completo cuando contiene los diferentes nutrientes necesarios para el Hombre, como son los Hidratos de Carbono, Lípidos, Proteínas, Vitaminas y Minerales. De la leche se ha dicho que es el alimento más completo que existe. La etiqueta de un envase de leche entera dice que 100 ml de leche contienen: Proteínas........................... Hidratos de carbono......... Grasas...............................

Comprueba que tal como dice la etiqueta, la leche contiene hidratos de carbono, lípidos y proteínas.

Puedes utilizar las técnicas de análisis bioquímico de las prácticas anteriores.

Escribe en esta hoja las técnicas realizadas, los resultados y anotaciones de este experimento analítico.

INVESTIGACIÓN DE SALES MINERALES EN LA LECHE

Reconoceremos que en la materia viva entran a formar parte las sales minerales. Éstas estarán en forma de aniones (Cloruro, Fosfatos, entre otros) y cationes (Calcio entre otros). Para ello someteremos la leche a un proceso de coagulación para obtener el suero de la leche (fracción líquida) en el que quedan las sales que pretendemos identificar.

Material de laboratorio: Vaso de precipitados, Matraz o probeta, embudo, papel de filtro, tubos de ensayo, gradilla, pinzas de madera, mechero, cuentagotas, rotulador.

Reactivos químicos: Ácido acético, ácido nítrico, solución de molibdato amónico al 1%, solución de nitrato de plata al 1%, solución de oxalato amónico al 1%.

Material biológico: Leche.

Modo de hacerlo: Primero obtendremos el suero de la leche, para lo cual se hace lo siguiente: En un matraz se echan 250 ml de leche; a continuación se añaden unas gotas de ácido acético y se esperan unos minutos, tras los cuales se habrá cuajado la leche. Se separa el cuajado por filtración y el filtrado lo recogemos en una probeta: ese será el suero que contendrá las sales que vamos a investigar.

A continuación se numeran tres tubos de ensayo y se echan en cada uno 3 ml de suero de leche.En el tubo 1 se echa 1 ml de nitrato de plata al 1%.En el tubo 2 se echan 2 ml de molibdato amónico al 1%, tratado con ácido nítrico concentrado en

cantidad suficiente para que el ácido molíbdico que se forma se redisuelva. Calentar el tubo al baño María.

En el tubo número 3 se echan unas 10 gotas de oxalato amónico al 1%.

El tubo número 1 sirve para identificar cloruros. El anión cloruro en presencia de una sal soluble de plata forma un precipitado blanco lechoso de cloruro de plata.

El tubo número 2 sirve para identificar fosfatos. El anión fosfato en presencia de molibdato amónico forma un precipitado amarillo de fosfomolibdato amónico.

El tubo número 3 sirve para identificar el calcio. El catión calcio en presencia de oxalato amónico forma un precipitado blanco cristalino de oxalato cálcico.

Anotar los resultados en esta página.

9

MIC

10

Añade 2 ml de éter

Agita el tuboy déjalo re-posar

Deposita unasgotas sobre pa-pel de filtro

Deja que se eva-pore el éter

Mancha típica de grasa

Hay grasas

TÉCNICAS DE ANÁLISISPARA LA IDENTIFICACIÓN DE:

LÍPIDOS

Añade 2 mlde NaOH 20%

Añade unas go-tas de CuSO4

Azulpálido

Violeta

No hayproteinas

Hayproteinas

PROTEINAS

Añade unasgotas de Lugol

Cambia a azul oscuro

Hay almidón

ALMIDÓN

AZÚCARESREDUCTORES

Añade 1 ml deFehling A y 1 mlde Fehling B

Calienta el tubo

Rojoladrillo

Azul

Hayazúcares

No hayazúcares

AZÚCARES NOREDUCTORES

Añade 1 ml de HCl

Calienta eltubo y déja-lo enfriar

MICVOLUMETRÍA

Hasta ahora hemos determinado cualitativamente la existencia o no de ciertos compuestos. Mediante la Volumetría podremos determinar cuantitativamente la cantidad que hay de un determinado compuesto en una cantidad determinada de producto a examinar. Vamos a basarnos fundamentalmente en la determinación de Glucosa en un líquido determinado (agua, orina, etc.).

DETERMINACIÓN DE LA EQUIVALENCIA DEL FEHLING EN GLUCOSA Al comprar las soluciones (A y B) de Fehling, puede ocurrir que en la etiqueta de los frascos venga indicada su equivalencia en Glucosa. Pero también puede ocurrir que no se indique nada. Entonces debemos valorar dichas soluciones para saber a cuánto equivalen en glucosa, y una vez determinada lo anotaremos en los frascos.

MATERIAL DE LABORATORIO Bureta. Soporte para ésta. Rejilla. Mechero. Vaso de precipitados o matraces. Embudo. Pipetas. Balanza.

REACTIVOS QUÍMICOS Glucosa pura. Agua destilada. Fehling A. Fehling B.

MODO DE HACERLO En una balanza de precisión se pesan exactamente 1 g de glucosa. En un vaso de precipitados se echan exactamente 10 ml de agua destilada. Se echa la glucosa en el agua, agitando para disolver. Tendremos una solución de glucosa al 10%. Se echa esta solución de glucosa, con cuidado, en una bureta limpia, y se anota exactamente la cantidad. En otro vaso de precipitados (o en un matraz) se echan 2ml de Fehling A y otros 2 ml de Fehling B. Encendemos el mechero y poco a poco vamos dejando caer la solución de glucosa en el matraz con el Fehling, hasta que vire de azul a rojo. Anotamos la cantidad de solución de glucosa gastada y hacemos los cálculos correspondientes. Anotamos en los frascos esta equivalencia.

DETERMINACIÓN DE GLUCOSA EN ORINA

MATERIAL BIOLÓGICO Orina (recogida en bote estéril y guardada en frigorífico).

MATERIAL DE LABORATORIO Bureta. Soporte para ésta. Rejilla. Mechero. Vasos de precipitados o matraces. Pipetas.

REACTIVOS QUÍMICOS Soluciones valoradas de Fehling A y Fehling B.

MODO DE HACERLO En un matraz echamos exactamente 2ml de Fehling A y 2 ml de Fehling B. En la bureta echamos exactamente 10 ml de orina ( o la cantidad que sea, pero anotándola exactamente). Calentamos el matraz y vamos echando poco a poco orina de la bureta hasta que el matraz cambie de color azul a rojo. Anotamos exactamente lo gastado de orina y hacemos los cálculos correspondientes.

ADVERTENCIA:No se recomienda pipetear con la boca los líquidos orgánicos, pues pueden contaminar.

Realiza ambas pruebas anotando todos los resultados y cálculos en esta hoja.

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MICOBSERVACIÓN DE LA MITOSIS EN EL ÁPICE DE RAICES

En los tejidos en los que las células se dividen activamente (tejidos embrionarios), se pueden teñir los cromosomas y observar las fases de la Mitosis. Un ejemplo de estos tejidos es el meristemo que se encuentra en el ápice de una raiz en crecimiento.

A).-OBSERVACIÓN DE LA MITOSIS EN EL ÁPICE DE RAICES DE CEBOLLA.

MATERIAL BIOLÓGICO Cebollas.

MATERIAL DE LABORATORIO Vasos de agua. Mondadientes (palillos de diente). Vidrios de reloj. Pinzas de madera. Mechero. Bisturí o tijeras. Pinzas. Portaobjetos. Cubreobjetos. Papel de filtro. Microscopio.

REACTIVOS QUÍMICOS Solución colorante de Orceína A. Solución colorante de Orceína B.

MODO DE HACERLO En un vaso casi lleno de agua, mantener un bulbo de cebolla durante varios días con la parte de las raices en contacto con el agua. Se puede mantener la cebolla erguida con ayuda de unos mondadientes. Se conseguirán nuevas raicillas en crecimiento, en cuyo ápice las células estarán multiplicándose. Cortar los últimos 2 mm de la parte del ápice e introducirlos en un vidrio de reloj, cubriéndolos con Orceína A. Calentar suavemente el vidrio de reloj a la llama de un mechero hasta la emisión de vapores, evitando la ebullición. Mantener las raicillas cubiertas por el colorante durante unos minutos, añadiendo colorante si se evapora del todo. Tomar con unas pinzas las raicillas y depositarlas en un portaobjetos, cubriéndolas con Orceína B. Dejar actuar el colorante al menos durante tres minutos. Cubrir la muestra con un cubreobjetos y golpear suavemente con la contera de un lápiz o bolígrafo hasta aplastar levemente la raicilla. Colocar sobre el cubreobjetos un papel de filtro, doblado varias veces, y presionar con el pulgar suavemente hasta el aplastamiento de la muestra. (El papel de filtro entre la preparación y el dedo debe colocarse para no mancharse de colorante ya que es algo tóxico y conviene no tocarlo y no respirar sus vapores). Retirar el papel de filtro y observar la muestra al microscopio.

B).-OBSERVACIÓN DE LA MITOSIS EN EL ÁPICE DE RAICES DE LENTEJAS

MATERIAL BIOLÓGICO Lentejas.

MATERIAL DE LABORATORIO Placas Petri. Vidrios de reloj. Pinzas de madera. Mechero. Bisturí o tijeras. Portaobjetos. Cubreobjetos. Pinzas. Papel de filtro. Microscopio.

REACTIVOS QUÍMICOS Solución colorante de Orceína A. Solución colorante de Orceína B.

MODO DE HACERLO Poner a germinar las semillas de lentejas en una placa Petri previamente recubierto el fondo con papel de filtro impregnado con agua. En unos días se conseguirán raices en crecimiento (procurar que no seque el papel de filtro). Cuando las raices hayan alcanzado una longitud de un centímetro, ya se pueden utilizar. Cortar los últimos 2 mm de la parte del ápice y continuar igual que en la práctica anteriorAnotar y dibujar en esta hoja lo observado, anotando cada fase de la Mitosis.

12

MIC

DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA (I) Muchas reacciones químicas ocurren muy lentamente a temperatura ambiente. En un laboratorio, una reacción puede acelerarse calentando los reactivos, pero esto no es posible en las células. Por ello, las reacciones celulares son aceleradas mediante las enzimas. Las enzimas son los catalizadores biológicos que facilitan las reacciones químicas que tienen lugar en los seres vivos. Sin ellas las reacciones químicas serían tan lentas que la vida se detendría.

COMPROBACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA DE LA CATALASA La catalasa es una enzima, presente tanto en los tejidos animales como en los vegetales, que actúa sobre el peróxido de hidrógeno (agua oxigenada) formado por el metabolismo celular y tóxico, descomponiéndolo en agua y oxígeno, que se desprende en forma de burbujas.

MATERIAL BIOLÓGICO Hígado, patata, kiwi o cualquier otro material de origen animal o vegetal.

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Pinzas de madera. Mechero de laboratorio.

REACTIVOS QUÍMICOS Agua oxigenada.

MODO DE HACERLO Corta tres porciones pequeñas del material biológico elegido y pon cada una en un tubo de ensayo previamente numerado. Añade 2 ml de agua oxigenada a uno de los tubos de ensayo (el tubo 1, por ejemplo) y otros 2 ml de agua a otro tubo (el tubo 2, por ejemplo).Agita los tubos y observa lo que ocurre en cada uno de ellos, anotándolo. Coge el otro tubo de ensayo que contiene material biológico (el número 3), añádele agua y caliéntalo a la llama del mechero durante unos 5 minutos. Elimina el agua y deja enfriar la muestra hervida. A continuación, añade 2 ml de agua oxigenada, agita y observa lo que ocurre anotándolo.

En esta hoja responde a las siguientes preguntas:

A).- Explica lo que ha ocurrido en cada uno de los tubos.

B).- ¿Cómo afecta la acción de las altas temperaturas sobre la actividad de la enzima catalasa?

C).- Cita otro factor que pueda afectar a la actividad enzimática y describe un experimento para comprobarlo.

D).- ¿Sabrías decir ahora por qué se desprenden burbujas al poner agua oxigenada sobre una herida?.

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METABOLISMO 2H2O2CATALASA

2H2O + O2 Agua Oxigenada

Agua Oxígeno

MICDETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA (II)

DIGESTIÓN “IN VITRO” DEL ALMIDÓN El almidón es un polisacárido presente en muchos alimentos. Se compone de numerosas moléculas de glucosa unidas unas a otras. Para ser absorbido por la mucosa intestinal, ha de ser previamente digerido, es decir rota la macromolécula en moléculas de glucosa más simples y ésto puede hacerlo una enzima llamada amilasa presente en la saliva.

MATERIAL BIOLÓGICO Patata. Saliva humana.

MATERIAL DE LABORATORIO Tubos de ensayo. Gradilla. Vasos de precipitado de 100 y de 500 ml. Soporte y rejilla para calentar. Pipetas. Mechero de laboratorio. Termómetro de laboratorio. Balanza. Mortero.

REACTIVOS QUÍMICOS Almidón soluble. Agua destilada. Solución de Lugol. Licor de Fehling A. Licor de Fehling B. Ácido Clorhídrico (HCl).Cloruro sódico (NaCl).

MODO DE HACERLO Preparar una disolución que contenga almidón al 10% y NaCl al 0.1%. De ésta, poner 5ml en cada uno de dos tubos de ensayo que marcaremos como “1” y “2”. Colocar ambos tubos de ensayo en un vaso de precipitados (de 500 ml) con agua a 37ºC. Prepara en una gradilla una batería de 5 pares de tubos de ensayo, numerándolos por parejas ( A1, B1, A2, B2, etc.). Con una pipeta, tomar 0.5 ml de “1” y “2”, y colocarlos en sendos tubos nuevos (no numerados). Añadir a cada uno de ellos 0.5 ml de Lugol. Observar y anotar lo que ocurre. Recoger unos pocos ml de saliva en un vaso de precipitados y añadir 2 ml de la misma a cada tubo “1” y “2” agitando para que se mezcle bien. (*) Inmediatamente después, tomar 0.5 ml de cada tubo “1” y “2”, pasarlos a los tubos numerados de la batería (A1 y B1, por ejemplo) y realizar en uno (el de la serie A, por ejemplo) la prueba del Lugol, y en el otro (la serie B, por ejemplo) la prueba de Fehling, anotando cuidadosamente el resultado. El tiempo de toma de estas muestras se considera tiempo cero. Repetir el mismo experimento cada 5 minutos, anotando los resultados cuidadosamente. Disponer los resultados obtenidos en una tabla.

DIGESTIÓN "IN VITRO" DEL ALMIDÓN DE LA PATATA

MODO DE HACERLO

Pelar y trocear una patata. Triturar bien en mortero. Pasar un poco a un matraz y añadir solución de ClNa al 0.1%, agitando bien hasta conseguir una buena dispersión. Poner 5 ml de esta dispersión (agitar antes de usar) en el tubo de ensayo "1" y otros 5 ml en el tubo "2", y poner ambos tubos al "baño maría" (37ºC.). Tomar 0.5 ml del tubo "1" y otros 0.5 ml del tubo "2" y realizar en ellos la prueba del Lugol. Anotar los resultados. Añadir 1 ml de solución de ácido clorhídrico al 25% a cada uno de los tubos "1" y "2", y seguir con el "baño maría". (Esta vez sustituimos la acción hidrolítica de la enzima amilasa por la del ácido clorhídrico). Preparar una bateria de 5 pares de tubos de ensayo igual que antes y continuar la práctica como vimos anteriormente. A partir de esta llamada: (*).

Anotar todo lo realizado en esta hoja.

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MICFOTOSÍNTESIS

Las hojas verdes de una planta realizan la fotosíntesis y fabrican glucosa. En dichas hojas, la glucosa formada se utiliza enseguida para formar almidón. Por tanto, la presencia de almidón en una hoja es una prueba de que la fotosíntesis ha tenido lugar.

DETECCIÓN DE ALMIDÓN EN LAS HOJAS DE UNA PLANTA VERDE

MATERIAL BIOLÓGICO Una maceta de geranios, por ejemplo.

MATERIAL DE LABORATORIO Vasos de precipitados de diferentes tamaños. Mechero de laboratorio. Placas Petri. Pinzas.

REACTIVOS QUÍMICOS Solución de Lugol. Alcohol.

MODO DE HACERLO Se calienta agua hasta ebullición en un vaso de precipitado. Se deposita una hoja de la maceta de geranio en el agua hirviendo durante unos 30 segundos. Esto mata a las células, desnaturaliza las enzimas y reblandece la hoja haciéndola más permeable a la solución de Lugol. Poner ahora la hoja en otro vaso de precipitado con alcohol y se deja al “baño maría” durante unos minutos. El alcohol extrae la clorofila de la hoja y la decolora por lo que la tinción con solución de Lugol se verá más fácilmente. Por último, poner la hoja decolorada en una placa Petri y cubrirla con solución de Lugol durante 5 minutos. Las partes que contengan almidón se volverán azules muy oscuras; las partes sin almidón se teñirán de amarillo por el Yodo de la solución de Lugol.

ESTUDIO DE LOS FACTORES QUE CONDICIONAN LA FOTOSÍNTESIS Uno de los principales factores que condicionan la fotosíntesis es la luz, y es concretamente el que vamos a estudiar.

MODO DE HACERLO

SUGERENCIA 1ª Tapar con papel de estaño sólo una parte de una hoja durante varios días (3 ó 4). Aplicar a continuación la prueba de detección de almidón anteriormente descrita. Observar y anotar los resultados.

SUGERENCIA 2ª Hacer lo mismo, pero tapando con un cliché fotográfico ya impresionado.

SUGERENCIA 3ª Realizar la misma experiencia con letras recortadas, poniendo un mensaje.

Anotar todas las pruebas realizadas y sus resultados en esta hoja.

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MICOBSERVACIÓN MICROSCÓPICA

1.- Observación de células de epidermis de bulbo de cebolla.

Material de laboratorio: Microscopio, portaobjetos, cubreobjetos, pinzas, navaja (ó cutex), cuentagotas.

Material biológico: Bulbo de cebolla.

Modo de hacerlo: Se pela una cebolla eliminando la epidermis muerta. Con unas pinzas se toma una muestra de epidermis y se coloca en un portaobjetos con una gota de agua. Se le coloca un cubreobjetos y se mira al microscopio.

Dibujar lo que se ve

2.- Observación de un frotis de sangre.

Material de laboratorio: Microscopio, portaobjetos, lancetas, alcohol y algodón.

Material biológico: Sangre.

Modo de hacerlo: Con una lanceta se pincha la yema del dedo meñique adecuado (si la persona es diestra, el de la mano izquierda y si es zurdo, el de la derecha), previa desinfección.Se coloca una gota de sangre en un portaobjetos, hacia una esquina y con otro porta, la distribuimos haciéndolo deslizar (“frotis”). Se deja secar y se observa al microscopio.

Dibujar lo que se ve.

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MICOBTENCIÓN DE LA ASPIRINA EN EL LABORATORIO:

A continuación vamos a proponer un protocolo de práctica para realizar la síntesis de Aspirina en el laboratorio. (Véase el esquema en la página siguiente).

MATERIAL: Un matraz pequeño (de 20 ml). Un vaso de precipitados grande. Un vaso de precipitados normal. Una pipeta de 10 ml ó más. Una pipeta de 1 ml. Un soporte y rejilla para calentar. Un mechero. Una balanza. Un termómetro de laboratorio. Un embudo. Papel de filtro.

PRODUCTOS QUÍMICOS: Ácido salicílico. Anhídrido acético. Ácido sulfúrico concentrado. Solución de cloruro férrico.

MODO DE HACERLO: 1).- En un matraz pequeño se echan,por el siguiente orden,5 gramos de ácido salicílico, 10 ml de anhídrido acético y 1 ml de ácido sulfúrico concentrado. 2).- Se agita suavemente y se calienta la mezcla en “baño maría” por encima de 70º C. durante unos 5 minutos. 3).- Seguidamente se deja enfriar hasta que precipiten los cristales de aspirina. 4).- Se añade 50 ml de agua fría y se agita bien la suspensión. 5).- Los cristales se recogen por filtración y se secan. 6).- Para purificarlo se lava con agua fría hasta que las aguas de lavado no den color violeta (ó violáceo) al añadirle unas gotas de cloruro férrico. 7).- Se vuelve a filtrar y se seca el precipitado.

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( 1º ) 5 g de Ácido Salicílico( 2º ) 10 ml de Anhídrido Acético( 3º ) 1 ml de Ác. Sulfúrico concentrado

Baño María ( 70º C )

5 MINUTOS

Mechero

SÍNTESIS DE LA ASPIRINA EN LABORATORIO ( ESQUEMA )

AÑADIR AGUA Y FILTRAR

Añadir solución de Cloruro Férrico ( dará color violáceo)

Seguir lavando con agua hasta quecon solución de Cloruro Férrico node color. SECAR

( A )

( B )

ENFRIAR

DEJAR

La ASPIRINA queda en el filtro como polvo blanco

MICReconocimiento de la Vitamina C

La Vitamina C es el ácido L-ascóbico y pertenece a los hidratos de carbono. Es necesario aproximadamente 75 mg diarios para el adulto. Su falta crea deficiencias, siendo la más importante la enfermedad llamada Escorbuto. Abunda en las frutas frescas, entre otros, principalmente en la naranja, el limón, el pomelo, etc.

Material de laboratorioSolución de Indofenol: Disolver 0,5 g de Indofenol en un poco de alcohol etílico.

Diluir hasta 500 ml con agua destilada.Probeta, matraz (500 ml), cuatro tubos de ensayo, cuentagotas, pipeta, balanza

de laboratorio, rotulador, exprimidor de frutas, navaja (cutex).

Material biológicoZumo de manzana, zumo de uva, zumo de limón, zumo de pomelo.

Forma de hacerloVierte 5 ml de solución de indofenol en cada uno de los tubos de ensayo,

previamente rotulados con los números 1, 2, 3 y 4.Añade el zumo de manzana, gota a gota, en el primer tubo de ensayo, hasta que

el indofenol pierda su color. Anota el número de gotas que echaste.Repite la operación anterior con los tres zumos restantes y los tubos 2, 3 y 4.

Anota en cada caso las gotas de zumo que añadiste para que el indofenol perdiera su color.

La solución de indofenol es un líquido azul que pierde su color en presencia de la Vitamina C. Cuanto mayor sea la cantidad de vitamina C contenida en el zumo, menor será la que hay que añadir para que el indofenol se decolore por completo.

Cuestiones: 1.- ¿Varía la cantidad de vitamina C en los zumos de frutas?. 2.- ¿Qué zumo contiene más vitamina C?. 3.- ¿Qué zumo contiene menos cantidad de vitamina C?.

“Tinta invisible”

MaterialUn limón, mondadientes (palillos de dientes), navaja (cutex), mechero de

laboratorio, folios blancos.(Puede hacerse con leche, vinagre,...).

Modo de hacerloCortar el limón por la mitad. Mojar el mondadientes, a manera de plumilla, en el

zumo de limón. Escribir algo sobre un folio en blanco (que no sea muy delgado). Lo escrito se verá mientras el zumo de limón esté líquido, pero al secarse, prácticamente no se verá. Pasar ahora el folio por la llama del mechero varias veces, sin que se queme. Aparecerá lo escrito!!.

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MICPREPARACIÓN DE SOLUCIONES MOLARES

MOL: Se define el MOL como el peso molecular (masa molecular) expresado en gramos.

El peso molecular (masa molecular) es la suma de los pesos atómicos (masa atómicas) de los átomos que componen la molécula.

Una solución 1 Molar es la que contiene 1 MOL de sustancia por litro de disoluciónPreparación de 500 ml, 0,1 molar de Glucosa (C6H12O6)

Material de Laboratorio: Balanza de laboratorio, Espatula, Cucharilla, Matraz aforado de 500 ml, Matraz erlenmeyer de 250 ml, Embudo, Tabla del Sistema Periódico de los elementos.

Reactivos: Glucosa, Agua.

Modo de hacerlo: Calculamos, ayudándonos con la tabla del Sistema Periódico, el peso molecular (masa molecular) de la Glucosa; dicho peso molecular lo expresamos en gramos; como es 500 ml (1/2 litro) lo que tenemos que preparar, lo dividimos por 2. Como es 0,1 molar, lo volvemos a dividir por 10.

En una balanza de laboratorio pesamos la cantidad obtenida de glucosa.Echamos lo pesado en un matraz erlenmeyer y le añadimos agua poco a poco,

hasta llegar a 250 ml, agitando hasta su total disolución.Pasamos todo el contenido del matraz erlenmeyer al matraz aforado y

completamos con agua, teniendo cuidado de no pasarnos.

Preparación de 100 ml, 0,1 molar de Cloruro Sódico (ClNa)

Material de Laboratorio: Balanza de laboratorio, Espátula, Cucharilla, Matraz aforado de 100 ml, Matraz erlenmeyer de 100 ml ( o más pequeño), Probeta graduada, Embudo, Tabla del Sistema Periódico de los elementos.

Reactivos: Cloruro Sódico (sal común), Agua.

Modo de hacerlo: Calculamos el peso molecular del Cloruro Sódico. Lo expresamos en gramos. Como la solución es 0,1 molar, lo dividimos por 10. Además como sólo son 100 ml, lo volvemos a dividir por 10.

Pesamos la cantidad obtenida en una balanza de laboratorio.Echamos lo pesado en el matraz erlenmeyer y le añadimos 50 ml de agua, poco a

poco y agitando hasta su total disolución.Pasamos todo el contenido del matraz erlenmeyer al matraz aforado y

completamos con agua, teniendo cuidado de no pasarnos.

Preparación de 250 ml, 0,75 molar de Hidróxido Sódico (NaOH)

Seguir las instrucciones anteriores.

Preparación de 150 ml, 0,2 molar de Sulfato de Cobre (SO4Cu)Seguir las instrucciones anteriores.

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MICESTUDIO CUALITATIVO DE LA VELOCIDAD

DE UNA REACCIÓN QUÍMICA

1.- Medida de la velocidad media de una reacción

Material de laboratorio: Gradilla, tubos de ensayo, pinzas de madera, balanza de laboratorio, reloj (mejor un cronómetro).

Reactivos: Granalla de cinc (papel de Aluminio), ácido clorhídrico, agua.

Modo de hacerlo: En la balanza de laboratorio pesa un trozo de granalla de cinc y anota su masa (peso), m. Colócalo en un tubo de ensayo que contenga ácido clorhídrico concentrado (de 2 a 5 ml). Pon en marcha el cronómetro (o fíjate en el reloj) y mide el tiempo que tarda en desaparecer el trozo de cinc (cuando ya no se produce efervescencia). Calcula la velocidad media del proceso:

Masa de cincVelocidad = ------------------------------------

Tiempo en que ha desaparecido

Para reducir el error experimental, repite esta operación con la misma cantidad de cinc y calcula el valor medio de la velocidad.

Calcula y anota estos resultados.

2.- Factores que afectan a la velocidad de reacción: Concentración

Material de laboratorio: Gradilla, tubos de ensayo, balanza de laboratorio, cronómetro (o reloj), rotulador negro.

Reactivos: Granalla de cinc (puede sustituirse por papel de Aluminio) ácido clorhídrico, agua.

Modo de hacerlo: Toma dos tubos de ensayo y numéralos; en uno añade 5 ml de ácido clorhídrico concentrado y en el otro, 5 ml de ácido clorhídrico diluido. Pesa dos trozos de cinc idénticos (con el mismo peso) y mide el tiempo desde que añades el cinc hasta que desaparece (deja de provocar efervescencia), en cada tubo. Calcula la velocidad media de la reacciónen los dos casos.

Calcula y anota los resultados. ¿Cuál tarda más?.

3.- Factores que afectan a la velocidad de reacción: Temperatura

Material de laboratorio: Gradilla, tubos de ensayo, balanza de laboratorio, mechero de laboratorio, cronómetro (o reloj), termómetro de laboratorio, rotulador negro.Reactivos: Granalla de cinc,(puede sustituirse por papel de Aluminio, etc.), ácido clorhídrico, agua.

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MICModo de hacerlo: Pon en 3 tubos de ensayo numerados, 5ml de ácidp clorhídrico

diluido en cada uno. Mantén uno a temperatura ambiente; calienta un poco el segundo un poco y algo más el tercero. Pesa tres trozos de cinc idénticos (con el mismo peso) e incorpora en cada tubo un trozo de cinc. Calcula la velocidad media de la reacción de cada tubo.

Calcula y anota los resultados. ¿Cuál tarda más?. ¿Cuál tarda menos?.

4.- Factores que afectan a la velocidad de reacción: Superficie de contacto

Material de laboratorio: Gradilla, tubos de ensayo, cronómetro (o reloj), balanza de laboratorio, mortero (tijeras, etc. o algo para cortar o moler), rotulador negro.

Reactivos; Granalla de cinc(papel de aluminio), ácido clorhídrico.

Modo de hacerlo: Toma dos tubos de ensayo numerados. Pesa la misma cantidad de cinc.Pulveriza una de ellas. Pon 5 ml de ácido clorhídrico en cada tubo y echa en uno el cinc en granalla y en el otro el cinc pulverizado. Calcula la velocidad media de la reacción en cada tubo.

Calcula y anota los resultados. ¿Cuál tarda más?. ¿Cuál tarda menos?.

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MICREACCIONES DE NEUTRALIZACIÓN

Consisten en determinar cuándo se ha neutralizado una base o un ácido en presencia de un indicador.

Material de laboratorio: Un matraz erlenmeyer pequeño (100 ml), cuatro matraces normales (100 ml), una bureta con soporte, tubos de ensayo, gradilla, tiras de papel de pH.

Reactivos químicos: Ácido clorhídrico, Hidróxido sódico, Fenolftaleína (indicador, incoloro en medio ácido y azul-violeta en medio básico), Anaranjado de metilo (indicador, rojo en medio ácido y amarillo en medio básico), Alcohol etílico, Agua.

Modo de hacerlo: Preparar 100 ml de una solución acuosa de ácido clorhídrico al 5 ó 10 %. Preparar lo mismo de hidróxido sódico. Preparar una solución de fenolftaleína de la manera siguiente: disolver en un tubo de ensayo una pizca de fenolftaleína en etanol y completar con agua.

Neutralización de un ácido: Poner en un matraz erlenmeyer 10 ó 20 ml de solución ácida y añadir 0,5 ml de solución de fenolftaleína (el líquido quedará incoloro).

En la bureta echar la solución de NaOH (10 ó 20 ml) y enrasar a cero. Abrir la espita de la bureta y dejar caer poco a poco la solución del álcali en el erlenmeyer con ácido hasta que cambie el color y se ponga violeta. Aquí termina la reacción y el ácido ha sido neutralizado por la base.

Comprobar con tiras de papel de pH (debe dar alrededor de 7).

Neutralización de un álcali o base: En un matraz erlenmeyer poner 10 ó 20 ml de solución del álcali más 0,5 ml de solución de fenolftaleína (el líquido quedará violeta)

En la bureta echar la solución ácida y enrasar a cero.Abrir la espita de la bureta y dejar caer poco a poco el ácido hasta que cambie a

incoloro. Aquí termina la reacción.NOTA: Cuando nos vayamos acercando al punto de neutralización, podemos

parar el goteo de la bureta y seguir neutralizando soplando a través de una pajita inmersa en el matraz erlenmeyer.( El aire exhalado contiene anhídrido carbónico que se convierte en ácido carbónico en la solución acuosa de álcali).

Comprobar con tiras de papel de pH (debe dar alrededor de 7).

Anotar los resultados en esta página

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MIC

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS SANGUÍNEASMATERIAL DE LABORATORIO: Microscopio, Portaobjetos, Mechero de alcohol, Lancetas estériles, Cubetas de tinción, Soportes de tinción, Frasco lavador.REACTIVOS QUÍMICOS: Alcohol absoluto (Metanol ó Etanol), Agua destilada, Tnción 2 (Giemsa) o bien Tinción 1 (Hematoxilina, Eosina).MATERIAL BIOLÓGICO: Sangre fresca (Humana o de cualquier animal).

MODO DE HACERLO: Con una lanceta estéril hacer, previa desinfección con alcohol, una punción en el pulpejo de un dedo (se eligirá el dedo meñique de la mano izquierda en las personas diestras y viceversa en las zurdas).

Colocar una gota de sangre en la parte central de un portaobjetos.Con otro portaobjetos se procede de la manera siguiente: ponerlo delante de la

gota de sangre hasta que su borde toque la gota; deslizarlo sobre toda la superficie del primer portaobjetos de manera que se pueda obtener una fina película de sangre.(Esto se llama “frotis”).

Colocar el frotis sobre el soporte de tinción y éste sobre la cubeta de tinción y añadir unas gotas de alcohol absoluto (Metanol o Etanol) y dejar que el alcohol se evapore para fijar la preparación.

Podemos elegir entre las dos siguientes tinciones:TINCIÓN 1.- Cubrir con unas gotas de Hematoxilina y dejar actuar durante 15

minutos. Evitar la desecación del colorante agregando más. Lavar la preparación y añadir unas gotas de Eosina dejándola actuar 1 minuto.

TINCIÓN 2.- Cubrir con unas gotas de Giemsa y dejar actuar durante 5 minutos evitando la desecación del colorante agregando más.

Lavar la preparación hasta que no queden restos de colorante.Dejar secar el porta al aire (aireando en forma de abanico) o bien al calor muy

lento de la llama del mechero (no debe quemar en el dorso de la mano).

OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA: Al microscopio se verán con un dominio predominante los glóbulos rojos teñidos de color rojo. No tienen núcleo y son más delgados por el centro que por los bordes.Tamaño: De 7 a 8 micras de diámetro y de 1 a 2 micras de grueso.

Los glóbulos blancos se identifican fácilmente por la presencia de núcleo, teñido de morado. Hay varias clases de leucocitos:

1.-Linfocitos: De tamaño aproximado al de los glóbulos rojos (de 8 a 10 micras); tienen un núcleo redondeado que ocupa casi todo el glóbulo.

2.-Monocitos: Son los leucocitos mayores(de 12 a 20 micras); poco frecuentes; núcleo grande y redondo; son los más móviles y su función principal es la fagocitosis.

3.-Polimorfonucleares o granulocitos: De tamaño entre 9 y 12 micras.Con el núcleo fragmentado o arrosariado; tienen abundantes granulaciones en su citoplasma; los Neutrófilos (los más abundantes) tiene sus granulaciones pequeñas y teñidas de azul pálido. Los Basófilos (los menos abundantes) tienen sus granulaciones más grandes y teñidas de color azul. Los Eosinófilos (poco abundantes) tienen sus granulaciones teñidas de rojo.

Las Plaquetas no son visibles ya que precisan una técnica especial de tinción.Asímismo pueden aparecer formas juveniles de los distintos glóbulos.

Dibujar en esta hoja lo que se vé al microscopio.

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MIC

FÓRMULA LEUCOCITARIA

La fórmula leucocitaria, llamada también Recuento diferencial, es la proporción (tanto por ciento) de cada tipo de leucito.

MODO DE HACERLO: Se procede a hacer una tinción igual que en el ejemplo anterior (ver página 24).

Se contabilizan los distintos tipos de leucocitos, usando un “contador de saco” u otro cualquier artilugio que posibilite el contaje. Pueden cogerse varios campos del microscopio (los mejores, sin repetirlos) usando el sistema de conteo de dividir mentalmente el campo del microscopio en una esfera de reloj y ejecutar el contaje sistemáticamente. Lo normal es hacer un recuento de 200 a 300 leucocitos; lo mínimo es 100.

Se realizan los cálculos pertinentes y se pasan a tanto por ciento. Se compara lo obtenido con los valores normales.

VALORES NORMALESLeucocitos: En el hombre (en la mujer un poco menos): De 6.000 a 8.000 por

milímetro cúbico.Neutrófilos...... 60 al 70%Linfocitos........ 25 al 30%

Fórmula Monocitos........ 5 al 10%Leucocitaria Eosinófilos....... 1 al 4%

Basófilos.......... 0,5%

VALORES ANORMALES. El aumento suele indicar una patología, infecciosa o no.

Leucocitos: Aumento entre 10.000 a 20.000 por milímetro cúbico indica una infección aguda (apendicitis, neumonía, etc.). Si el aumento es más de 30.000 a 40.000 indica una probable Leucemia.

Neutrófilos: Su aumento indica una infección aguda bacteriana normalmente, cercana en el tiempo.

Monocitos: Su aumento indica una infección crónica bacteriana como la tuberculosis, fiebres tifoidea, paludismo y otras infecciones crónicas.

Linfocitos: Los linfocitos aumentan en la tos ferina, la anemia perniciosa, por la permanencia a elevadas altitudes o en los trópicos, por las quemaduras solares y en ciertas enfermedades crónicas como la tuberculosis, etc. Aumentan también en las enfermadades agudas poco lejanas en el tiempo. (Primero aumentan los Neutrófilos y luego los Linfocitos).

Eosinófilos: Su aumento indica una parasitosis por tenias, anquilostomas, triquina, etc.

Basófilos: Su número aumenta en los procesos alérgicos, asma, y algunas dermopatías.

También puede alterarse su número en procesos puramente fisiológicos como la regla (menstruación), vivir en grandes alturas, diferentes horas del día, digestión, etc.

Anotar lo observado en esta página

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MICCROMATOGRAFÍA

Separación de pigmentos vegetales por cromatografía sobre papel.

MATERIALES DE LABORATORIO: Mortero, Embudo, Matraz, Papel de filtro, Cajas Petri.

REACTIVOS QUÍMICOS: Alcohol, Carbonato cálcico.

MATERIAL BIOLÓGICO: Hojas de espinacas (u otras hojas verdes)

MODO DE HACERLO: El objetivo de esta práctica es extraer los pigmentos fotosintéticos y separarlos mediante una sencilla técnica de cromatografía en papel.

1.- Lavar las hojas de espinacas, retirar los nervios y ponerlas en un mortero junto con el alcohol y una pequeña cantidad de Carbonato cálcico (que evita la degradación de los pigmentos).

2.- Triturar la mezcla hasta que las hojas se decoloren y el disolvente adquiera un color verde intenso.

3.- Filtrar con un embudo y papel de filtro en un matraz.4.- Colocar parte del filtrado en una caja Petri y sobre ella poner un rectángulo

de unos 15 centímetros de ancho por 10 centímetros de alto doblado en “V” para que se mantenga de pié sobre la placa Petri.

5.- Dejar así el montaje y esperar unas horas. Los pigmentos se irán separando según su adsorción.

6.- Al observar el papel donde hemos hecho la cromatografía, vemos cuatro bandas o zonas que corresponden a los distintos pigmentos fotosintéticos presentes en las hojas de espinaca. Según su grado de solubilidad con el alcohol se reconocen estas bandas y en este orden:

De abajo hacia arriba:1.- Clorofila b2.- Clorofila a3.- Xantofila4.- Carotenos

Ver figura adjunta.

Anota en esta página los resultados obtenidos.

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MIC

ESTUDIO DEL CARIOTIPO HUMANO

Se denomina cariotipo al conjunto de cromosomas de una especie determinada. Su determinación se realiza observando durante la metafase la dotación cromosómica de una célula y la obtención de una fotografía de esta observación permite investigaciones genéticas sobre ese individuo o esa especie.

REALIZACIÓN La lámina 1 representa un cariotipo humano. Recorta cada uno de los cromosomas. Agrúpalos de acuerdo con su tamaño, forma y bandas de tinción. Identifica cada pareja de homólogos ayudándote del cariotipo ordenado de la

lámina 2. Pega cada pareja en la plantilla vacía de la ficha del alumno.

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Lámina 1

MIC

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Lámina 2

MIC

ESTUDIO DEL CARIOTIPO HUMANO

FICHA DEL ALUMNO___________________________________________ CURSO______

CUESTIONES. Responde a estas cuestiones en esta página:1. ¿Cuántos pares de cromosomas tiene la especie humana?2. ¿Cuál es el sexo del individuo cuyo cariotipo has investigado? Razona la respuesta.3. ¿A qué se denominan autosomas?4. ¿Tiene algo que ver el número de cromosomas de una especie con su tamaño? Pon

ejemplos.5. ¿Qué es una anomalía cromosómica

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MICLÍQUIDO RINGER

Líquido fisiológico para bañar los tejidos y evitar que se necrosen rápidamente.

COMPOSICIÓNCloruro Sódico..........................0,6 gCloruro Potásico....................... 0,03 a 0,04 gCloruro Cálcico dihidratado..... 0,02 gAgua destilada.......................... c.s.p. 100 ml

LÍQUIDO RINGER-LACTATOLíquido fisiológico para bañar los tejidos y alimentarlos.

COMPOSICIÓNCloruro Sódico......................... 0,6 gCloruro Potásico...................... 0,03 gCloruro Cálcico dihidratado.... 0,02 gLactato Sódico......................... 0,21 gAdua destilada......................... c.s.p. 100 ml

LÍQUIDO RINGER GLUCOSADOLíquido fisiológico para bañar los tejidos y alimentarlos.

COMPOSICIÓNCloruro Sódico........................ 0,6 gCloruro Potásico..................... 0,03 gCloruro Cálcico dihidratado... 0,02 gGlucosa................................... 0,1 a 0,3 gAgua destilada........................ c.s.p. 100 ml

SOLUCIÓN ISOTÓNICA DE CLORURO SÓDICOLlamado también Suero Fisiológico, es un líquido para bañar los tejidos.

COMPOSICIÓNCloruro Sódico....................... 0,9 gAgua destilada....................... c.s.p. 100 ml

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