Microbiologia tecnicas de siembra

Trabajo Práctico Nº 2. Medios de cultivo – Obtención y preparación de muestras

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TRABAJO PRÁCTICO N° 2

PARTE A: MEDIOS DE CULTIVO.

OBJETIVOS

- Fundamentar la composición de diferentes medios de cultivo conociendo los requerimientos

energéticos, nutricionales y ambientales de los principales grupos de microorganismos.

- Reconocer la presencia de los gérmenes en todos los hábitats naturales y en los seres humanos.

- Conocer los distintos instrumentos, materiales y medios de cultivo que se utilizan más

frecuentemente en el Laboratorio de Microbiología durante la siembra y transplante de

microorganismos.

- Adquirir conocimiento y destreza en el manejo de la técnica aséptica.

INTRODUCCIÓN

Definición: un MEDIO DE CULTIVO es una preparación nutritiva, natural o artificial, sólida,

semisólida o líquida, que suministra al microorganismo cada una de las sustancias fundamentales, una

fuente de energía y las condiciones ambientales adecuadas para su crecimiento y multiplicación,

aproximándose lo más posible a las condiciones de su hábitat natural o nicho ecológico.

COMPOSICIÓN Y FORMA DE PREPARACIÓN DE DISTINTOS MEDIOS DE CULTIVO

1. Caldo nutritivo

Extracto de carne ...............................................................................0.15 g

Peptona ..................................................................................................0.25 g

NaCl ..........................................................................................................0.25 g

Utilizando un erlenmeyer, se disuelve cada uno de los componentes ya pesados, en 50 ml de agua

destilada. Homogeneizar. Ajustar el pH a 7 (6.8-7.2). Envasar todo el volumen en un recipiente

limpio. Tapar con papel. Rotular. Esterilizar en autoclave 15 min a 121°C 1 atm.

2. Agar nutritivo

Extracto de carne ...............................................................................0.45 g

Peptona .................................................................................................0.75 g


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NaCl ..........................................................................................................0.75 g

Agar ............................................................................................................... 3 g

Agua destilada ................................................................................... 150 ml

Esta fórmula nutritiva se proveerá como un polvo con el peso adecuado que se rehidratará en 150

ml de agua destilada utilizando un erlenmeyer. Tapar con papel. Rotular. Fundir a ebullición en

una olla. Retirar y dejar enfriar a 55-60°C. Homogeneizar bien. Ajustar el pH a 7-7.2 empleando

cinta indicadora de pH de uso externo. Neutralizar con ácido o base según corresponda.

Envasar en tubos en cantidades de 15 ml si se desea obtener agar derecho (para volcar en placa de

Petri en prácticos posteriores), o en cantidades de 7 ml si se desea obtener agar inclinado o en pico

de flauta. Luego de tapar con algodón, tapa a rosca o tapón plástico, esterilizar en autoclave bajo

las condiciones anteriormente descritas. Antes de solidificar, los tubos que contienen 7 ml se

inclinan sobre una tabla para que solidifique en pico de flauta. Los que contienen 15 ml se dejan

solidificar en posición vertical.

3. Agar sulfuro-indol-movilidad (SIM)

Peptona de caseína .................................................................................. 1 g

Peptona de carne ................................................................................0.33 g

Citrato de amonio y hierro (III) ...................................................0.01 g

Tiosulfato de sodio ............................................................................0.01 g

Agar .........................................................................................................0.15 g

Agua destilada ..................................................................................... 50 ml

Esta fórmula nutritiva se proveerá como un polvo deshidratado con el peso adecuado que se

rehidratará en 50 ml de agua destilada utilizando un erlenmeyer. Tapar con papel. Rotular. Fundir

a ebullición en una olla. Retirar y dejar enfriar a 55-60°C. Homogeneizar bien. Ajustar el pH a 7-7.2.

Envasar en tubos de hemólisis en cantidad de 3 ml por tubo. Luego de tapar con algodón,

esterilizar en autoclave a bajo las condiciones anteriormente descritas. Dejar solidificar en

posición vertical.


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4. Agar sangre

Material necesario:

-1 tubo de agar nutritivo derecho

-glóbulos rojos de carnero

-1 placa de Petri

Fundir el agar nutritivo en tubo y enfriarlo a 50- 55°C. En cámara de bioseguridad desenvolver una

placa de Petri estéril y colocar 0.5 ml de sangre por cada 10 ml de medio de cultivo, de manera que se

obtenga una concentración final de 5%. Volcar el agar fundido sobre la sangre. Homogeneizar

haciendo movimientos circulares suaves. Secar. Sembrar. Incubar en un recipiente con CO2 (tarro con

vela) a 37°C durante 24-48 h. Observar la hemólisis.

Ajuste de pH para medios preparados en el laboratorio

Se pueden utilizar ácidos tales como chlorídrico, acético, láctico o tartárico, y álcalis como hidróxido

de sodio 1 N.

El pH debe medirse antes de la esterilización de los medios.

Conservación de los medios de cultivo

La estabilidad de los medios de cultivo es limitada. De no utilizarlos inmediatamente, se conservarán a

4-10°C en refrigerador.

EXCEPCION: Los medios con tioglicolato se conservan mejor a temperatura ambiente.

Control de esterilidad

Se realizará para todos los medios recién esterilizados. A tal fin, se colocará un parte de los tubos

conteniendo los medios en estufa de 37°C durante 24 h, y se observará desarrollo o ausencia de

desarrollo de microorganismos sobrevivientes al proceso de esterilización en autoclave.

BIBLIOGRAFÍA

- Escudero M.E. Medios de cultivo (parte 1). 2012. Explicación de Trabajo Práctico. Microbiología General, FQBF,

Universidad Nacional de San Luis.

- Madigan, Martincko. 2009. Brock, Biología de los microorganismos. 10ª. Edición. Pearson-Prentice Hall.

- Manuales de medios de cultivo, ver:

- www.merck.com.ar

- www.britanialab.com.ar


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PARTE B: SIEMBRAS Y REPIQUES

INTRODUCCIÓN

Siembra: se entiende por siembra al acto de transferir o colocar un microorganismo en un medio de

cultivo adecuado. La transferencia se efectúa desde el hábitat natural (nicho ecológico) al medio de

cultivo.

Por ejemplo, se efectúan siembras desde distintos materiales biológicos (esputo, orina, materia fecal,

etc.) cuando existe sospecha de infección y se quiere aislar el agente causal. También se pueden

efectuar siembras desde los más diversos materiales, por ej. agua, tierra, aire, etc. Con esto se

demuestra la universalidad de los gérmenes.

Transplante o repique: es la transferencia de gérmenes desde un medio de cultivo a otro.

Se efectúan repiques cuando se desea obtener un cultivo puro a partir de uno mixto, mantener cepas,

o efectuar estudios químicos, bioquímicos o culturales.

A. ¿Con qué se siembra?

Ansa Recta

En anillo

Pipetas Comunes (de 1, 2, 5, 10 y 25 ml)

Pasteur rectas

Pasteur a bolas

Micropipetas de diferentes volúmenes: 2, 10, 20, 100, 200 y 1000 µl

Espátula de Drigalski y “palo de hockey” para sembrar en superficies grandes (caja de

Petri, botellas de Roux, etc.)

Hisopo ídem anterior.


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B. ¿En qué se siembra?

Medios líquidos

Medios sólidos 1,5 – 2 % de solidificante

Agar inclinado o en pico de flauta

Agar en caja de Petri o botella de Roux

Medios semisólidos agar blando, 0.2-0.3% de solidificante

C. ¿Cómo se siembra?

Medios sólidos

En placa de Petri Extensión espátula de Drigalski

Estrías ansa en anillo

ansa recta

Placa vertida inóculo más agar fundido y enfriado a 45-50°C

En superficie inclinada En estrías

Por contacto

En medio semisólido (agar derecho) por punción

En medios líquidos con ansa recta (preferentemente)

MATERIALES Y MÉTODOS

- Elementos de siembra: un ansa recta y un ansa en anillo, hisopos estériles.

- Material de vidrio preparado y esterilizado: placas de Petri, hisopos, pipetas estériles, ansas.


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- Frascos de descarte con lavandina al 10%

- Medios de cultivo: agar nutritivo derecho, agar nutritivo inclinado, agar sangre, agar Mueller

Hintlton.

- Agua destilada

- Probetas, pipetas

- Alcohol 70% y algodón. Repasador.

- Elementos de protección personal: guaradapolvo, guantes, barbijo.

Algunos elementos de siembra utilizados en Microbiología

Ansas en anillo y un ansa recta Espátula de Drigalski

Micropipeta con tip estéril Pipeta Pasteur


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Técnica aséptica para siembras y repiques

Las operaciones que se describen a continuación están dirigidas a personas diestras. Proceder de

modo similar pero con las manos opuestas en caso de personas zurdas. Observar Figura 5.3 para

entender la técnica.

1. Siembras en agar semisólido o blando por punción o picadura:

Esterilizar a la llama (al rojo) el alambre del ansa. Dejarlo enfriar 5 seg. Tomar el tubo del cual se

va a extraer el inóculo con la mano izquierda, con el meñique de la mano derecha quitar el tapón

del tubo, flamear la boca y mantenerlo oblicuo, casi horizontal, para reducir al mínimo el peligro

de contaminación. Retirar con el ansa esterilizado una pequeña cantidad de cultivo (inóculo),

flamear nuevamente la boca del tubo, taparlo y dejarlo en la gradilla. Tomar el tubo que se va a

sembrar con la mano izquierda, quitarle el tapón con el meñique de la derecha, flamear la boca del

tubo y con el ansa cargado de inóculo picar el medio hasta aproximarse al fondo del tubo. Retirar

con cuidado el ansa, flamear la boca del tubo, taparlo y esterilizar el ansa antes de dejarla sobre la

mesa. El tubo sembrado se marca para identificarlo colocando en el rótulo el medio, lo que se

sembró y la fecha. Luego se lleva a incubar a temperatura adecuada durante el tiempo necesario.


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http://www.microinmuno.qb.fcen.uba.ar/guia.pdf

2. Siembras sobre medios inclinados (en pico de flauta)

Esterilizar a la llama el alambre del ansa. Dejarlo enfriar 5 seg. Tomar el tubo del cual se va a

extraer el inóculo con la mano izquierda, con el meñique de la mano derecha quitar el tapón del

tubo, flamear la boca y mantenerlo oblicuo, introducir el ansa estéril, retirar una pequeña cantidad

de cultivo, flamear la boca del tubo, taparlo y dejarlo en la gradilla. Tomar el tubo que se va a

sembrar con la mano izquierda, quitarle el tapón con el meñique de la derecha, flamear la boca del

tubo, mantenerlo inclinado, introducir el ansa cargada al tubo y extender el inóculo sobre la

superficie del medio trazando estrías a intervalos de pocos mm empezando por abajo, retirar el

ansa, flamear la boca del tubo y taparlo. También esterilizar el ansa antes de dejarla sobre la mesa.

Como en la siembra anterior, rotular el tubo y luego llevarlo a incubar.


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3. Siembra en placa de Petri

Preparación de placa de Petri. Fundir en baño de María hirviente un tubo de agar derecho.

Enfriarlo a 45-50°C en un baño. Secarlo. Destaparlo. Flamear la boca del tubo y volcar el contenido

en una caja de Petri estéril, rotar la caja sobre la mesa de manera que se forme una capa uniforme.

Dejar solidificar. Secar en estufa a 37°C 5 min y luego sembrar.


Siembra por estrías. En estos casos las células son separadas por agotamiento, al realizar estrías

sobre la superficie del agar. El inóculo inicial tiende a diluirse progresivamente con cada estría

sucesiva.


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Procedimiento:

1. Tomar una caja de Petri con el medio de cultivo adecuado ya solidificado y dividir la base de la

caja (con marcador indeleble del lado externo) en 3-4 sectores

2. Sembrar por orden en cada cuadrante en zigzag.

3. Una vez sembradas, las cajas se incuban invertidas


4. Siembra en medios líquidos en general: (caldo, leche, agua peptonada, medio mineral de fosfato,

etc.)

Los medios transparentes se deben sembrar con ansa recta, tratando de transportar poco inóculo. Los

demás se pueden sembrar con ansa, o bien con pipetas estériles.

Siembra en medios líquidos con ansa:

Una vez que el ansa esterilizada fue cargada con el inóculo, tomar con la mano izquierda el tubo con

medio líquido a sembrar, con el meñique de la mano destaparlo, flamear la boca del tubo y

mantenerlo inclinado, introducir el ansa y descargar el inóculo. Retirar el ansa, flamear la boca del

tubo, taparlo, esterilizar el ansa antes de dejarla sobre la mesa, rotular el tubo y llevarlo a incubar.

Siembras de medios líquidos con pipetas:

Tomar la pipeta estéril (puede estar en tambores de aluminio o bien envuelta en papel), pasarla

ligeramente por la llama. En la mano izquierda tenemos el tubo del cual vamos a extraer el inóculo,

con el meñique de la derecha lo destapamos, flameamos y mantenemos inclinado, introducimos la

pipeta, aspiramos el volumen deseado, flameamos el tubo, tapamos y dejamos en la gradilla con la


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mano izquierda. Tomamos el tubo con el medio de cultivo que vamos a sembrar, con el meñique

derecho lo destapamos, flameamos e introduciendo la pipeta sin llegar hasta el líquido sembramos

el volumen deseado (gotas, ml, etc.). Flamear la boca del tubo, taparlo y colocar la pipeta en

recipientes que contengan mezcla sulfocrómica o solución desinfectante. Una vez hecho esto, el

tubo se rotula y se incuba.

Siembras de medios líquidos o sólidos con micropipeta

Colocar el volumen deseado en el visor de la micropipeta (siempre dentro del rango de microlitros

permitidos en cada una de ellas), y colocar un tip estéril en el extremo de la micropipeta. Ante un

roce o toque con elemento extraño, descartar el tip y reemplazarlo por uno estéril. Tomar el tubo

con la muestra líquida en la mano izquierda y sostener la micropipeta con la mano derecha. Acercar

el tubo a la mano que sostiene la micropipeta y con el dedo meñique quitar y sostener el tapón del

tubo y flamear. Con el pulgar de la derecha bajar el pistón de la micropipeta hasta el primer tope e

introducir el tip en el líquido donde está la muestra o inóculo. Soltar suavemente el pistón para que

el líquido ascienda, retirar la micropipeta, y tapar el tubo acercando al dedo que sostiene el tapón.

Llevar la muestra a otro tubo con medio de cultivo, para lo cual, se destapa el tubo con la mano

izquierda y se introduce el tip; con el pulgar de la derecha se baja el pistón suavemente hasta el

2do. tope para descargar la muestra. Soltar el pistón suavemente y tapar tubo.

ACTIVIDADES A REALIZAR

1. Encender un mechero sin limpiar previamente la mesada con desinfectante.

2. Proveerse con un frasco de descarte conteniendo lavandina al 10%.

3. Pasar un hisopo sobre la mesada y sembrar una placa de agar nutritivo.

4. Descontaminar área de trabajo utilizando algodón embebido en alcohol iodado o alcohol al

70%.

5. Pasar nuevamente un hisopo sobre la mesada y sembrar otra placa de agar nutritivo.

6. Sembrar desde las siguientes muestras, 3 placas de Petri con 15 ml de agar nutritivo derecho

cada una.

aire del medio ambiente, en:

placa de Petri (siembra espontánea): se deja abierta durante el TP.

manos

tierra de jardín, en:


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agar nutritivo inclinado con ansa en anillo,

agar en placa de Petri, dividida en cuadrantes en la base, con ansa en anillo. Realizar

aislamiento.

fauces, en:

agar sangre, con hisopo en 1er. cuadrante, descartar hisopo en contenedor con

lavandina, y continuar con ansa en anillo hasta 4to.cuadrante. Incubar en microaerofilia.

6. Incubar todos los medios de cultivo en estufa a 37°C durante 24 h.

7. Al concluir el trabajo, repetir descontaminación de mesada y de manos.

8. Clasificar residuos para desechar (recipiente negro: papel, recipiente rojo: algodón

contaminado, guantes descartables).

BIBLIOGRAFÍA

- Madigan, Martincko. 2009. Brock, Biología de los microorganismos. 10ª. Edición. Pearson-Prentice Hall.

- www.google.com (imágenes)


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PARTE C: OBTENCIÓN Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS CLÍNICAS DESTINADAS AL ANÁLISIS

MICROBIOLÓGICO.

INTRODUCCIÓN:

La actividad que desarrolla el laboratorio de microbiología está orientada esencialmente al

diagnóstico microbiológico de las enfermedades infecciosas. Una parte importante de esa actividad

consiste en el aislamiento, la identificación y la determinación de la sensibilidad a los antimicrobianos

de los microorganismos causales de estas enfermedades. Otra parte importante de la actividad de un

laboratorio de microbiología consiste en la detección de anticuerpos, antígenos y ácidos nucleicos en

diversas muestras (sangre, líquidos estériles, orina, etc.).

El organismo está constituido por áreas colonizables por diferentes tipos de microorganismos que

constituyen la flora normal, y por áreas normalmente estériles. Dentro de las primeras encontramos:

cavidad oral, piel, mucosas, uretra, vagina e intestino. Los sitios normalmente estériles son: sangre,

vejiga, líquido cefalorraquídeo y líquidos de punción (pleural).

Toma de muestra

La muestra debe ser representativa del proceso infeccioso que se pretende diagnosticar.

Es necesario que la toma se efectúe en el sitio exacto de la lesión y lo más pronto posible.

La recogida de la muestra deberá realizarse en condiciones de máxima asepsia, evitando

contaminaciones ambientales del personal y del propio enfermo a la muestra y viceversa.

Se debe recoger una cantidad de muestra adecuada para un análisis completo. En ocasiones

una escasa cantidad de muestra puede ser la causa de falsos negativos.

La muestra se debe recoger, siempre que sea posible, antes de iniciar cualquier terapia

antimicrobiana. Cuando esto no es posible, se obtendrán justo antes de la administración de la

dosis del antimicrobiano, o tras 48 horas de la retirada del mismo.

La muestra debe transportarse en envases adecuados, con cierres a prueba de fugas.

El envío al laboratorio de microbiología debe ser lo más rápido posible con objeto de asegurar

la supervivencia de microorganismos de difícil crecimiento y de evitar el sobrecrecimiento de

la flora normal.


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MUESTRAS

Como reglas generales cabe indicar las siguientes:

1. Antes de recoger la muestra, considerar el riesgo/beneficio de la recogida de la muestra para el

paciente.

2. La muestra debe transportarse en envases adecuados con cierres a prueba de fugas. La recogida

de la muestra deberá realizarse en condiciones de máxima asepsia, evitando contaminaciones

ambientales del personal y del propio enfermo a la muestra y viceversa.

3. La muestra debe etiquetarse con el nombre del paciente, el servicio solicitante, el tipo de

muestra y la fecha de recogida. En determinados casos será importante precisar la hora de

recogida.

4. Se recomienda que cada muestra se introduzca en una bolsa de plástico que a su vez se

introducirá en otra donde se incluya el volante. Así se evita que los posibles derrames de la

muestra invaliden el volante de petición.

5. Se debe recoger una cantidad de muestra adecuada a la petición. En ocasiones una escasa

cantidad de muestra puede ser la causa de falsos negativos.

6. El material destinado a cultivo no debe estar en contacto con sustancias desinfectantes o

anestésicas, siempre que sea posible.

7. La muestra se debe recoger, siempre que sea posible, antes de iniciar cualquier terapia

antimicrobiana.

8. Se debe evitar, siempre que sea posible, el contacto de la muestra con microbiota normal del

paciente, con el objeto de asegurar que la muestra refleje lo mejor posible el lugar de la infección.

9. El envío al laboratorio de microbiología debe ser lo más rápido posible con objeto de asegurar la

supervivencia de microorganismos de difícil crecimiento y de evitar el sobrecrecimiento de la

microbiota normal, acortar el tiempo de contacto con anestésicos locales o con otras sustancias

con acción antimicrobiana utilizadas en la recogida de la muestra.


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HEMOCULTIVO

Obtención de la muestra

Retirar los tapones externos de las botellas.

Desinfectar los tapones de goma con la solución yodada, dejándolos secar al menos un

minuto.

Localizar por palpación la vena que se va a puncionar. Debe utilizarse una vena distinta para

cada extracción.

Desinfectar con alcohol una zona de piel de unos 5 cm de diámetro. Se comenzará por el

centro y se irán haciendo círculos concéntricos hacia el exterior.

Repetir el paso anterior pero con la solución yodada, dejándola secar durante un minuto.

Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario

palpar nuevamente la vena se utilizarán guantes de goma estériles.

Introducir la sangre en las botellas, en primer lugar la anaerobia, evitando que entre aire en

la botella, con la jeringa en posición vertical. Mover las botellas para que la sangre y el medio

de cultivo se mezclen.

Rotular cada botella con el nombre del enfermo, día, hora de la toma y número de muestra

enviada (1 ó 2). No tapar el código de barras de la botella.


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Volumen de la muestra

En adultos, introducir en cada botella no menos de 10 ml de sangre ni más de 20 ml.

En caso de neonatos y niños pequeños, es suficiente una cantidad de 01 a 5 ml, por cultivo.

Relación sangre – caldo de cultivo: 1/5 a 1/10.

Número de muestras

Dos extracciones (dos botellas de hemocultivos por extracción: aerobia y anaerobia) por

paciente, previas al tratamiento antimicrobiano, utilizando lugares de venopunción diferentes.

Cuando comienzan los escalofríos y está subiendo la fiebre, antes del pico febril.

El intervalo entre las extracciones debe ser de 15 minutos, pero si la fiebre es continua, este

intervalo puede acortarse hasta 5 minutos.

ORINA

Muestras aceptadas: Chorro medio

Al acecho

Punción proximal de sonda

Punción suprapúbica

Muestras rechazadas: Bolsa colectora

Punta de sonda vesical

Chorro medio: Adultos ambulatorios hospitalizados sin sonda y niños que controlan esfínteres

Instrucciones a seguir:

1. En caso de ser mujer colocarse tampón vaginal

2. Higienizarse con jabón nuevo no antiséptico ni desinfectante

3. Enjuagarse con agua recién hervida y enfriada

4. No secarse

5. Eliminar el primer chorro de orina para arrastrar la flora uretral

6. Recolectar el chorro medio en frasco estéril de boca ancha y tapa a rosca

7. Una vez obtenida la muestra si no se procesa inmediatamente debe ser conservada en la

heladera no más de 4 hs

8. El paciente debe tener un tiempo de retención mínima de 3 hs

Se deben conocer datos del paciente tales como:


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Edad

Sexo

Enfermedad de base

Uso previo de antibióticos

Instrumentación urológica y/o cirugía previa

Antecedentes de infección urinaria

Al acecho: población pediátrica que no controla esfínteres.

Higienizar al niño como se describió anteriormente y recoger la muestra en frasco estéril de boca

ancha y tapa a rosca

Punción proximal de sonda: pacientes sondados se debe punzar a 10 cm. de la unión sonda-

meato urinario con jeringa estéril y previa limpieza de la sonda con iodo povidona. Recordar el

clampeo (compresión) de la misma durante 1 a 3 hs.

Punción suprapúbica

COPROCULTIVO

Obtención de la muestra

Niños menores de un año:

HISOPADO RECTAL: Se introduce el hisopo estéril en el ano y se rota presionando la ampolla

rectal para favorecer la excreción fecal. El mismo se coloca en un medio de transporte para su

posterior procesamiento.

Muestras rechazadas: pañales.

Niños mayores de un año y adultos: Se recolecta la muestra recién emitida en un recipiente estéril de

boca ancha.

LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

El líquido cefalorraquídeo (LCR) rodea completamente al encéfalo y médula espinal. El mismo se

recoge insertando ascépticamente una aguja a nive3l de las vértebras lumbares. La muestra obtenida

se coloca en 3 o 4 tubos estériles y se rotula con el nombre del paciente.


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ESPUTO

La muestra se obtiene por expectoración espontánea o inducida con vapores de cloruro de sodio. El

paciente debe efectuar un cepillado de dientes y gargarismos con solución de bicarbonato de sodio,

para disminuir la contaminación con flora normal de la boca. Son de elección los primeros esputos de

la mañana, los cuales deben recogerse en un frasco estéril.

LAVADO BRONQUIAL

Se realiza con el broncoscopio y su principal utilidad reside en la búsqueda de microbacterias

responsables de la tuberculosis.

EXUDADO DE FAUCES

Se debe ejercer presión con un baja lenguas e hisopar enérgicamente la zona afectada (placas

purulentas, ulceraciones, zonas de enrojecimiento) evitando tocar con el hisopo la lengua, paredes de

la boca y saliva que contienen flora habitual de la boca. Introducir luego el hisopo en un medio de

transporte y remitirlo al laboratorio dentro de las 10 hs. de realizado.

EXUDADO URETRAL

Uretritis aguda: Debe haber una retención urinaria de aproximadamente 3 hs. Se toma el material con

ansa o hisopo estéril que se introduce unos 2 cm dentro de la uretra y se hacer girar suavemente.

Uretritis crónica: Si no hay exudación, se recoge la orina de forma estéril sin eliminar el primer chorro

de la micción. Si hay exudación, se recolecta el material antes de la primera micción.

EXUDADO VAGINAL

No practicar higiene vaginal durante 12 hs. o más antes del examen. Siempre que sea posible es

conveniente colocar el espéculo. Se toma la muestra a partir del fondo del saco vaginal y cuello de

útero con hisopo estéril.


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OBSERVACIÓN IMPORTANTE

Todas las muestras obtenidas para diagnóstico microbiológico deberán remitirse en forma inmediata al

laboratorio para su procesamiento.

Universalidad de microorganismos: Los microorganismos están ampliamente distribuidos en la

naturaleza, pues se hallan en casi todas partes. Los encontramos en charcos, arroyos, aguas de mar,

residuos cloacales, en el suelo, aire, alimentos, materia orgánica en descomposición, en la superficie y

cavidades de nuestro cuerpo, etc. Esto refleja la diversidad de hábitats dentro de los cuales los

microorganismos pueden desarrollarse y evolucionar afectando de varios modos los ambientes en

que viven, algunos de ellos causando enfermedades y otros desempeñando papeles beneficiosos.

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