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Parasitologische Untersuchungs-
methoden
Dieses Skript ist als kursbegleitende Unterlagefür Studierende der Veterinärmedizin
an der Justus-Liebig-Universität Gießen bestimmt.
Zusammengestellt von D. Wolf & C. Bauer
©C. Bauer - Inst. f. Parasitologie JLU Gießen – Februar 2020
Institut für Parasitologie Justus-Liebig-Universität Gießen
Schubertstraße 8135392 Gießen
1. Allgemeines
1.1. Aufbau eines Durchlichtmikroskops
Informatives zu Aufbau und Funktion eines Mikroskops siehe z.B. folgende Webseite:
http://www.univie.ac.at/mikroskopie/1_grundlagen/mikroskop/einleitung.htm
1.2. Einstellen von Helligkeit und Kontrast
Die Lichtstärke (Helligkeit) wird am Lichtregulator eingestellt.
Der Kontrast des Präparats wird durch Öffnen/Schließen der Aperturblende reguliert:
• Aperturblende „offen“ (linke Hebelstellung) wenig Kontrast
für gefärbte Präparate (Blutausstrich, gefärbtes Gewebspräparat).
• Aperturblende „geschlossen“ (rechte Hebelstellung) viel Kontrast
für ungefärbte Präparate (aus Flotations- oder KOH-Verfahren etc.).
Mikroskopische Diagnostik
1.3. Vergrößerung
Okular (meist 10 x) x Objektiv (2,5 x oder 4 x; 10 x; 40 x; 100 x)
Verwendung:
• 25/40fach („Lupenvergößerung“) Lungenwurm-, Strongylidenlarven, Trematodeneier.
• 100fach Routineuntersuchung (Helmintheneier, Kokzidienoozysten).
• 400fach Größe abschätzen (siehe 2.), Details; Karbolfuchsin-gefärbter Ausstrich.
• 1.000fach (stets mit Immersionsöl) Protozoen in Blutausstrich/Gewebspunktat.
1.4. Mikroskopische Untersuchung eines Präparats
Den ganzen Bereich unter dem Deckglas mit o.g. Vergrößerung mäanderförmig
durchmustern.
ObjektträgerDeckglas
Mikroskopische Diagnostik
2. Mikroskopische Beurteilung von Gebilden aus Kot
Helmintheneier und Protozoenstadien in Kotproben stets nach dem Schema
„G-F-S-I“ beschreiben und diagnostizieren: Größe – Form – Schale – Inhalt
• Größe Beispiele
sehr klein (5 µm) Cryptosporidium-Oozysten
klein (10-50 µm) Giardia-Zysten; Toxoplasma-, Eimeria-Oozysten
mittelgroß (70-100 µm) Strongyliden-, Askariden-, Trichuris-Eier
groß (130-200 µm) Fasciola-, Pansenegel-, Nematodirus-Eier
Abschätzen der Größe
Bei Verwendung der 400fachen Vergrößerung
(Okular 10 x, Objektiv 40 x) beträgt
der Durchmesser des Blickfelds 400 µm.
Bei 400facher Vergrößerung die Größe abschätzen:
Wie oft passt das Gebilde längs ins Blickfeld hinein?
Beispiel: Gebilde passt ca. 5mal ins Blickfeld. 400 : 5 Größe (Länge) ca. 80 µm.
• Form
rund – eiförmig/oval – längsoval/elliptisch - zitronenförmig – polygonal.
symmetrisch – asymmetrisch.
• Schale
dick – dünn; ununterbrochen - unterbrochen (Deckel, Polpfropf, Mikropyle);
glatt – rauh; farblos/grau – farbig (.z.B. gelblich, braun, rötlich).
• Inhalt
Helmintheneier: eine Eizelle – Furchungskugeln (Morula-Stadium) – Embryo (Nematoden: Erstlarve; Zestoden: Onkosphäre; Trematoden: Mirazidium).
Protozoenstadien: Oozyste unsporuliert (mit Sporont) – Ooozyste sporuliert (2 oder 4 Sporozysten jeweils mit Sporozoiten) – Zyste, Trophozoit.
Mikroskopische Diagnostik
3. Makroskopische und mikroskopische Untersuchung von „Gebilden“ aus Kot oder Haarkleid
Zweck
Identifikation von „Gebilden“, die mit dem Kot ausgeschieden (z.B. Proglottiden) oder im Haarkleid (z.B. Milben, Haarlinge) gefunden wurden.
Prinzip
Einfache makroskopische und/oder mikroskopische Untersuchung.
Durchführung
1. „Gebilde“ mit bloßem Auge und/oder unter dem Auflichtmikroskop mit Lupen-vergrößerung untersuchen.
2. Falls notwendig, „Gebilde“ in einen Wassertropfen auf Objektträger legen und Deckglas auflegen. Anschließend unter dem Durchlichtmikroskop mit 40-100facher Vergrößerung untersuchen.
Parasitologische Untersuchungsmethoden
4. Flotationsverfahren
Zweck
Anreicherungsverfahren für Nematodeneier und Kokzidienoozysten.
Prinzip
Parasitenstadien mit geringem spezifischen Gewicht flotieren in Lösungen mit
höherem spezifischen Gewicht.
Durchführung
1. INFEKTIONSGEFAHR! – Schutzhandschuhe anziehen.
2. Kotprobe (ca. 1 gehäufter Esslöffel) mit etwas gesättigter Kochsalz-Lösung
(spezifisches Gewicht = 1,2) in einem Becher zu einer Suspension verrühren.
3. Suspension durch Teesieb in einen anderen Becher gießen; Siebrückstand mit
gesättigter Kochsalz-Lösung (mit Druck) auswaschen bis Becher etwa zur Hälfte
gefüllt ist.
4. Ca. 30 min stehen lassen.
5. Von der Oberfläche der Suspension mit Drahtöse 2-3 Tropfen abnehmen
(Öse nicht eintauchen!), diese auf Objektträger verbringen und Deckglas auflegen.
6. Gesamtes Deckglas mit 100facher Vergrößerung bei geschlossener
Aperturblende (siehe 1.2.) durchmustern; verdächtige Gebilde mit 400facher
Vergrößerung untersuchen und dabei Größe abschätzen (siehe 2.1.).
Parasitologische Untersuchungsmethoden
5. Sedimentationsverfahren (nach Benedek)
Zweck
Anreicherungsverfahren für Trematodeneier (Fasciola-, Paramphistomum-Eier) u.a.
Prinzip
Parasitenstadien mit hohem spezifischen Gewicht sedimentieren in Wasser schneller
als Kotpartikel.
Durchführung
1. INFEKTIONSGEFAHR! – Handschuhe anziehen.
2. Kotprobe (ca. 1 gehäufter Esslöffel) mit etwas Wasser in einem Becher zu einer
Suspension verrühren.
3. Suspension durch Teesieb in einen anderen Becher gießen, Siebrückstand mit
4. Wasser auswaschen bis Becher gefüllt ist.
5. Genau 3 min (Uhr!) zur Sedimentation stehen lassen, danach Überstand abgießen.
6. Becher erneut mit Wasser auffüllen und stehen lassen.
7. Schritte 5 und 6 eventuell noch einmal wiederholen bis die Flüssigkeit wässrig-
klar ist.
8. Sediment in Petrischale überführen und mit Lupenvergrößerung durchmustern.
3 min
Parasitologische Untersuchungsmethoden
6. Trichterauswanderverfahren (nach Baermann)
Zweck
Anreicherungsverfahren für Lungenwurm-/Strongylidenlarven.
Prinzip
Nematodenlarven wandern aus dem Kot ins Wasser aus und sedimentieren
aufgrund ihrer Schwimmunfähigkeit.
Durchführung
1. Kotprobe (1-2 gehäufte Esslöffel) in Gaze einhüllen und auf einem dünnmaschigen
Sieb in einen mit Wasser gefüllten „Baermann-Trichter“ hängen.
2. Mindestens 12 h (über Nacht) bei Raumtemperatur stehen lassen.
3. Danach Schlauchklemme vorsichtig öffnen und die ersten 2-3 Tropfen auf einem
Objektträger auffangen und Deckglas auflegen.
4. Gesamtes Deckglas mit Lupenvergrößerung durchmustern.
Parasitologische Untersuchungsmethoden
7. Karbolfuchsin-gefärbter Kotausstrich (nach Heine)
Zweck
Direktnachweis (keine Anreicherung!) von Cryptosporidium-Oozysten.
Prinzip
Cryptosporidium-Oozysten (ca. 5 µm !) färben sich kaum oder nur langsam an und
heben sich vom rot-violetten Hintergrund als runde, weißlich-funkelnde Strukturen
(bei starker Oozystenausscheidung: „Sternenhimmel“) ab.
Durchführung
1. INFEKTIONSGEFAHR! – Schutzhandschuhe anziehen.
2. Eine sehr geringe Kotmenge (1 kleiner Tropfen = kleiner als Stecknadelkopf) auf
einen entfetteten Objektträger geben.
3. Mit Pasteurpipette gleichgroße Menge Ziehl-Neelsen-Karbolfuchsin-Farblösung
(Merck no. 1.09215.0100), hinzugeben, mit Kot verrühren
und ausstreichen.
.......
Parasitologische Untersuchungsmethoden
Parasitologische Untersuchungsmethoden
.......
4. Präparat liegen lassen bis Oberfläche getrocknet ist („stumpfes Aussehen“).
5. Einen Tropfen Immersionsöl direkt auf den getrockneten (!) Kotausstrich geben.
6. Deckglas direkt auf (!) Öltropfen auflegen.
7. Gesamtes Deckglas mit 400facher Vergößerung (nicht 1.000fach) bei geöffneter
Aperturblende (siehe 1.2.) durchmustern.
8. Kalilauge-Verfahren
Zweck
Anreicherungsverfahren für Räudemilben.
Prinzip
Durch Kalilauge (10 %) werden Schuppen und Hautteile aufgelöst, dagegen bleibt der
Chitinpanzer von Arthropoden erhalten.
Durchführung
1. Hautgeschabsel in feuerfestes (!) Reagenzglas (Duran®-Glas) geben.
2. VERÄTZUNGSGEFAHR! – Schutzbrille aufsetzen, Schutzhandschuhe anziehen!
3. Mit 10%iger Kalilauge vorsichtig kurz aufkochen (Siedeverzug!).
4. 30 min sedimentieren lassen.
5. Überstand dekantieren, Sediment mit Pasteurpipette auf Objektträger
überführen und Deckglas auflegen.
6. Gesamtes Decklgas mit 100facher Vergrößerung bei geschlossener
Aperturblende (siehe 1.2.) durchmustern.
Parasitologische Untersuchungsmethoden
9. Literaturhinweise
Informationen über weitere in der Parasitologie gebräuchliche Untersuchungs-
methoden sowie über die Morphologie parasitärer Gebilde sind u.a. in folgenden
Büchern zu finden:
• Deplazes, Eckert, Samson-Himmelstjerna & Deplazes (2013): Lehrbuch der Parasitologie für die Veterinärmedizin. Enke Stuttgart, 3. Auflage, S. 508-541
• Bauer (2006): Untersuchungsmethoden. In: Schnieder (Hrsg.): Veterinär-medizinische Parasitologie. Parey Stuttgart, 6. Auflage, S. 84-104
• Schmäschke (2014): Die koproskopische Diagnostik von Endoparasiten in der Veterinärmedizin. Schlütersche Hannover, S. 10-50
Von der ESCCAP-Homepage (www.esccap.org/109/Empfehlungen/Deutsch.htm)
kann u.a. folgendes Informationsblatt kostenlos abgerufen werden:
• ESCCAP-Diagnostik-Leitfaden „Helminthen“ Hund und Katze.
Literaturhinweise