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Paula Alexandra Martins Pereira
Outubro de 2011
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Escola de Ciências
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Determinação da anatoxina-a em amostras de água por SPME-GC/MS
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-GC
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Paula Alexandra Martins Pereira
Outubro de 2011
Universidade do Minho
Escola de Ciências
Trabalho realizado sob a orientação da
Doutora Ana Gago - Martínez
e do
Doutor José Manuel Leão Martins
e da
Doutora Dulce Geraldo
Dissertação de Mestrado em Química Área de Especialização em Técnicas de Caracterização e Análise Química
Determinação da anatoxina-a em amostras de água por SPME-GC/MS
É AUTORIZADA A REPRODUÇÃO PARCIAL DESTA DISSERTAÇÃO APENAS PARA EFEITOSDE INVESTIGAÇÃO, MEDIANTE DECLARAÇÃO ESCRITA DO INTERESSADO, QUE A TAL SECOMPROMETE;
Universidade do Minho, ___/___/______
Assinatura: ________________________________________________
Agradecimentos
iii
Agradecimentos
Este trabalho não seria possível sem a ajuda de algumas pessoas, cujo contributo foi
determinante para a execução deste trabalho. Fica o meu muito sincero obrigado:
À Universidade do Minho, e ao Departamento de Química de Ciências da Universidade do
Minho pela oportunidade que me deu de realizar este trabalho.
À Universidade de Vigo e ao grupo de Investigação CI8 do Departamento de Química
Analítica y Alimentaria.
À Doutora Dulce Geraldo, que me orientou durante este trabalho, pelo apoio e dedicação.
Ao Doutor José Leão Martins e Doutora Ana Gago-Martínez pela aceitação e pelas boas
experiências ao longo dos 6 meses de estágio e pelo apoio concedido ao longo deste trabalho.
À Doutora Sandra e restantes elementos do Gabinete de Relações internacionais da
Universidade do Minho, por toda a atenção e apoio concedido na realização do projeto via
Erasmus Placement.
A todas as minhas colegas de laboratório, por todos os momentos de boa disposição e pelo
apoio que me proporcionaram ao longo dos meses.
A todos os meus amigos em especial ao Miguel Ribeiro por estarem sempre presentes nos
bons e maus momentos, e pelo apoio concedido.
Um muito obrigado a todos
Resumo
iv
Resumo
A anatoxina-a é uma neurotoxina produzida por várias espécies de cianobactérias, tais
como, Anabaena, Planktothrix (a anterior Oscillatoria), Aphanizomenon, Cylindrospermum e
Microcystis spp. Esta toxina atua como um inibidor do neurotransmissor de acetilcolina que
irreversivelmente bloqueia o recetor nicotínico de acetilcolina (NAChR), afetando o
funcionamento do sistema nervoso. Estudos experimentais tem demonstrado que em apenas
alguns minutos após o consumo de água contaminada, animais apresentam sintomas típicos de
intoxicação por anatoxina-a, como fasciculação ofegante, convulsões violentas que levam à morte
através de paragens respiratória. A dose estimada como necessária para produzir a morte a 50
% dos ratos expostos (LD50) após administração interperitoneal é de apenas 200 µg/kg. A
anatoxina-a foi pela primeira vez detetada no Canadá (nos anos 1960) e desde então tem sido
responsável por uma serie de mortes de animais e humanos, em diferentes partes do mundo. A
procura de um método analítico eficiente e viável no controlo deste tipo de cianotoxina revela ser
cada vez mais urgente, devido á sua recente descoberta e elevada distribuição mundial. O
presente trabalho, resume o desenvolvimento de um método automatizado combinado com a
microextração em fase sólida (SPME) com a cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de
massa (GC/MS) para a determinação rápida e sensível da anatoxina-a em amostras de água. O
método tem por base a derivatização direta do analito adicionando isobutilcloroformato na
amostra em condições alcalinas. A anatoxina-a derivatizada é extraída por SPME com uma fibra
PDMS num vial âmbar durante 20 minutos sob agitação magnética. A técnica GC/MS é utilizada
na identificação e quantificação do analito em modo SIM recorrendo ao ião quantificador com a
razão m/z 265 e ainda a partir dos fragmentos com m/z de 191e 164. Os parâmetros que
afetam a extração, tais como, concentração de sal, quantidade de derivatizante, tempo de
extração, tempo de reação e velocidade de agitação foram estudados. Realizou-se a validação do
método na análise da anatoxina-a tendo em conta os diversos parâmetros de desempenho,
nomeadamente, linearidade, sensibilidade, limiares analíticos e precisão através da
repetibilidade e reprodutibilidade.
Os resultados obtidos neste estudo permitiram concluir que este método é uma
alternativa rápida e eficiente para o controlo fiável da anatoxina-a presente em águas
contaminadas.
Abstract
v
Abstract
Anatoxin-a is a neurotoxin produced by various species of cyanobacteria such Anabaena,
Planktothrix (formerly Oscillatoria), Aphanizomenon, Cylindrospermum, and Microcystis spp. This
toxin acts as a mimic of the neurotransmitter acetylcholine and irreversibly binds the nicotinic
acetylcholine receptor (NAChR) therefore affecting the functioning of the nervous system.
Experimental studies have shown that in few minutes after drinking contaminated water, animals
presented typical symptoms of anatoxin-a intoxication such as muscle fasciculation, gasping,
violent convulsions, and death due to respiratory arrest. The estimated dosage needed to
produce death in 50% of exposed mice (LD50) after interperitoneal administration of approximately
200 µg/kg. Anatoxin-a was first detected in Canada (1960‘s) and since then has been
responsible for a number of animal and human fatalities, in different parts of the world. The
search for efficient and reliable analytical methods for the control of such cyanotoxins is
becoming more and more urgent due to their recent appearance and worldwide distribution. The
present work, summarizes the development of an automated method combining Solid Phase
MicroExtraction (SPME) with Gas Chromatography coupled with Mass Spectrometry (GC/MS) for
fast and sensitive determination of Anatoxin-a in water samples. This method is based on the
direct derivatization of the analyte by isobutylchoroformate addition to the sample extract in
alkaline conditions. The derivatized anatoxin-a was extracted by SPME procedure, submersing a
PDMS fiber in an amber vial for 20 minutes under magnetic stirring. GC/MS is used to identify
and quantify the analyte in the SIM mode following the quantification ion of m/z 265 and other
fragments of m/z 191 and 164. Parameters affected extraction such as: salt concentration,
amount of derivatized agent, time of extraction, time of reaction and stirring speed, were
evaluated.
Method was validated taking into account various performance parameters, like linearity,
sensibility, detection and quantification limits, precision through repeatability and reproducibility.
From the results obtained in this study, it is possible to conclude that this method is an
efficient and fast alternative for the reliable control of anatoxin-a present in contaminated waters.
Índice Geral
vi
Índice
Agradecimentos .......................................................................................................................... iii
Resumo ..................................................................................................................................... iv
Abstract ...................................................................................................................................... v
Abreviaturas Siglas e Símbolos ................................................................................................... viii
Índice de Figuras ......................................................................................................................... x
Índice de Tabelas ...................................................................................................................... xiii
Capitulo I ................................................................................................................................. xvi
Introdução – Anatoxina-a............................................................................................................ xvi
1.Introdução ............................................................................................................................. 17
1.1.Poluição das águas ....................................................................................................... 17
1.3.Anatoxina-a ................................................................................................................... 21
1.4.Metodologias aplicada à análise da Anatoxina-a ............................................................. 23
1.5.Métodos de extração e de pré-concentração .................................................................. 26
Capitulo II ................................................................................................................................. 30
2.Parte Experimental .......................................................................................................... 31
2.1.Equipamento de análise ................................................................................................ 31
2.2.Reagentes ................................................................................................................... 32
2.3.Preparação das soluções .............................................................................................. 33
2.3.1.Solução mãe ............................................................................................................. 33
2.3.2.Solução padrão ......................................................................................................... 33
2.3.3.Amostras .................................................................................................................. 34
2.3.4.Método de adição externa de padrão ............................................................................ 35
2.1.5.Condições cromatográficas ......................................................................................... 36
Capitulo III ................................................................................................................................ 38
3.1.Apresentação e discussão dos resultados ...................................................................... 39
3.2.Desenvolvimento e otimização do método SPME-GC/MS ............................................... 40
3.2.1.Condições cromatográficas ......................................................................................... 40
3.2.2. Reação de derivatização............................................................................................. 43
3.2.3. Estabilidade do derivado utilizando água como matriz .................................................... 47
3.3. Desenvolvimento e otimização do método SPME-GC/MS .............................................. 48
3.3.1. Seleção do tipo de fibra de SPME na extração da anatoxina-a .......................................... 48
Índice Geral
vii
3.3.2. Otimização das condições de desorção ........................................................................ 49
3.3.3. Otimização da extração da anatoxina-a ......................................................................... 50
3.4. Validação do método SPME-GC/MS ............................................................................. 62
3.4.1. Estudos de repetibilidade e reprodutibilidade ................................................................ 63
3.4.2. Estudos de linearidade e calibração ............................................................................. 65
3.4.3. Determinação dos limites de deteção e quantificação..................................................... 70
3.4.4. Estudo do efeito de matriz .......................................................................................... 73
Capitulo IV ................................................................................................................................ 77
Conclusão .......................................................................................................................... 77
Capitulo V ................................................................................................................................. 81
Bibliografia ......................................................................................................................... 81
Capitulo VI ................................................................................................................................ 90
Anexos ............................................................................................................................... 90
Abreviaturas Siglas e Símbolos
viii
Abreviaturas Siglas e Símbolos
EDC - Electron capture detection: deteção por
captura eletrónica
GC/MS – Gas chromatography / mass
spectrometry: Cromatografia gasosa acoplada a
espectrometria de massa
HPLC - Hight performance Liquid
chromatography: Cromatografia líquida de alta
eficiência
FID – Flame ionization detector: detetor de
ionização por chama
FLD – Florescence detector: detetor por
florescência
FS – Fused silica: sílica fundida
UV –Ultraviolet detection: deteção por
ultravioleta
IBCF - Isobutilcloroformato
LC – Liquid chromatography: Cromatografia
liquida
ESI/MS - Electrospray ionization/ mass
spectrometry: ionização
eletrospray/espetrometria de massa
ESI/MS/MS – Electrospray ionisation tandem
mass spectrometry: ionização
eletrospray/espetrometria de massas-massas
QTOF - Quadruple time of flight: quadrupolo de
tempo de voo
QIT – Quadruple ion trap: quadrupolo de trampa
iónica
LD - Limite de deteção
LLE – Liquid - liquid extraction: Extração
Líquido – Líquido
LQ – Limite de quantificação
MSPD – Matrix solid phase dispersion: dispersão
de matriz em fase sólida
NBD-F – 4-fluoro-7-nitro-2,1,3-benzoxadiazole
ODS – Octadecyl siloxane: octadecil siloxano
PDMS – Polidimetilsiloxano
PP - Polipropileno
RMN – Ressonância Magnética Nuclear
SIM - Single ion monitoring: monitorização seletiva
de iões
SPE – Solid phase extraction: Extração em fase
sólida
SPME - Solid phase microextraction: Microextração
em fase sólida
TLC – Thin layer chromatography: Cromatografia
em camada fina
UV/DAD –UV diode-array detection: deteção UV e
Detector Fotodiodos
WCX-SPE – SPE weak cation-exchange: Extração
em fase sólida com troca catiónica fraca
a – ordenada na origem
b – declive da reta
c - concentração
min – minutos
m/z – Razão massa/carga
n – Número de réplicas
r – coeficiente de correlação
Abreviaturas Siglas e Símbolos
ix
R – Ruido
s – Desvio padrão
Sa - Desvio padrão da ordenada na origem
Sb - Desvio padrão do declive
SC– Altura do pico cromatográfico
Sy/x – Desvio padrão dos pontos
experimentais à reta
tR – Tempo de retenção
V – Volume
Vm - incerteza do volume da micropipeta
Índice de Figuras
x
Índice de Figuras
Capitulo I:Introdução
Figura 1.1. Estrutura química dos diferentes tipos de anatoxinas. 22
Figura 1.2. Dispositivo de microextracção em fase sólida (SPME): (1) fibra
revestida com filme polimérico; (2) agulha de aço; (3) corpo de dispositivo; (4) guia do
êmbolo; (5) êmbolo do dispositivo.
29
Capitulo II: Parte Experimental
Figura 2.1. Ilustração do equipamento de GC-MS (A) e de SPME (B) utilizado. 31
Capitulo III: Apresentação e discussão dos resultados
Figura 3.1. Cromatograma correspondente a análise de uma solução de
anatoxina-a derivatizada com IBCF por SPME-GC/MS (c=1,00 × 102 µg/mL) e respetivos
espectros de massas obtidos em modo SCAN (A) e modo SIM (B).
41
Figura 3.2. Mecanismos de fragmentação da anatoxina-a derivatizada com
IBCF originando os iões de m/z: a) 265, b) 209, c) 191 e d) 164 propostos pelo software
Mass Frontier 1.0.
42
Figura 3.3. Cromatograma correspondente à análise de uma solução de
concentração 160,00 µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com uma mistura
de anidrido acético/piridina (1:1) por GC/MS, no modo SIM (m/z = 207).
45
Figura 3.4. Espetro de massa relativo à análise de uma solução de
concentração 160,00 µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com uma mistura
de anidrido acético/piridina (1:1) por GC/MS, no modo SIM (m/z = 207).
45
Figura 3.5. Representação esquemática das diferentes etapas que constituem
o processo de microextração em fase sólida da anatoxina-a derivatizada com IBCF: A)
processo de adsorção; B) desorção na entrada do injetor e C) Cromatograma obtido pela
análise da anatoxina-a (100,00 µg/ml) derivatizada com 4 µL de IBCF, por SPME-
GC/MS.
46
Figura 3.6. Esquema da reação de derivatização da anatoxina-a com
isobutilcloroformato para a sua posterior análise por SPME-GC/MS.
47
Figura 3.7. Estudo do efeito da adição de NaHCO3 na extração da anatoxina-a
(0,500 ± 0,005 µg/mL) derivatizada com 4 µL de IBCF, tempo de reação entre 16 - 24h,
Índice de Figuras
xi
20 minutos de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), num volume total de
solução de 2 mL.
52
Figura 3.8. Cromatogramas relativos ao estudo do efeito do volume de IBCF na
eficiência da extração da anatoxina-a (0,100 µg/mL) por SPME-GC/MS: a) 5 µL; b) 10
µL; c) 15 µL e d) 20 µL, para tempo de reação entre16 - 24h, 20 minutos de tempo de
extração, nível de agitação constante (1,5), num volume total de solução de 2 mL.
53
Figura 3.9. Estudo do efeito da variação do volume de IBCF na eficiência da
extração da anatoxina-a (0,100 µg/mL) usando uma fibra PDMS de 100 µm, tempo de
reação entre 16 - 24h, 20 minutos de tempo de extração, nível de agitação constante
(1,5), volume total de solução de 2 mL, para um volume de IBCF adicionado: A) Estudo
na gama entre 0 e 20 µL; B) Estudo na gama entre 0 e 8 µL.
54
Figura 3.10. Representação do estudo da variação de concentração de
anatoxina-a derivatizada com 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre
16 - 24h, 20 minutos de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), para um
volume total de solução de 2 mL.
55
Figura 3.11. Estudo do efeito do tempo de reação na eficiência da extração da
anatoxina-a (1,00 µg/mL) usando uma fibra PDMS de 100 µm, 5 µL de IBCF, 200 mg
de NaHCO3, 20 minutos de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), para
um volume total de solução de 2 mL.
56
Figura 3.12. Cromatograma relativo a extração da anatoxina-a (1,00 µg/mL)
por SPME-GC/MS, após 2 horas de reação, 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, 20
minutos de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), para um volume total
de solução de 2 mL.
57
Figura 3.13. Cromatograma relativo a extração da anatoxina-a (1,00 µg/mL)
por SPME-GC/MS, após 8 horas de reação, 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, 20
minutos de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), para um volume total
de solução de 2 mL.
57
Figura 3.14. Estudo do tempo de extração ótimo a aplicar na análise da
anatoxina-a (1,00 µg/ml) derivatizada com IBCF (5 µL), 200 mg de NaHCO3, tempo de
reação entre 16 - 24h, nível de agitação constante (1,5), para um volume total de
solução de 2 mL, usando uma fibra PDMS de 100 µm.
59
Figura 3.15. Estudo do efeito da variação da velocidade de agitação, pela
Índice de Figuras
xii
aplicação de diferentes níveis de agitação, na eficiência da extração da anatoxina-a (1,00
µg/mL) derivatizada com IBCF (5 µL), 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre 16 -
24h, 20 minutos de tempo de extração, para um volume total de solução de 2 mL,
utilizando uma fibra PDMS de 100 µm.
61
Figura 3.16. Curva de calibração obtida por SPME-GC/MS da área de pico de
soluções padrão de anatoxina-a derivatizada, na gama de concentração entre 0,030 –
0,150 µg/mL, com 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre 16 - 24h,
20 minutos de tempo de extração, nível de agitação constante (2), para um volume total
de solução de 2 mL.
66
Figura 3.17. Curva de calibração obtida em matriz de água de rio (rio Minho)
da área do pico em função da concentração da anatoxina-a derivatizada recorrendo ao
método SPME-GC/MS.
67
Figura 3.18. Cromatogramas da anatoxina-a derivatizada em matrizes de água
ultrapura (A) e de água de rio Minho (B) obtidos pelo método SPME-GC/MS. Condições
experimentais idênticas às da figura 3.16.
69
Figura 3.19. Cromatogramas representativos da análise de anatoxina-a (0,050
µg/mL) numa solução com matriz de: a) água ultrapura e b) água do rio Minho pelo
método SPME-GC/MS. Condições experimentais idênticas às da figura 3.16.
70
Figura 3.20. Cromatograma da anatoxina-a derivatizada (0,010 ±
0,003µg/mL) correspondente ao LD do método SPME-GC/MS obtido em matriz de água
ultrapura.
71
Figura 3.21. Cromatogramas relativos ao estudo do efeito de matrizes na
análise da anatoxina-a (0,100 µg/mL) por SPME-GC/MS: a) água ultrapura; b) água do
rio Minho; c) água do rio Lima; d) água do lago Zamanes; e) água do rio Tâmega
contaminada com microcistinas
74
Figura 3.22. Estudo do efeito de matriz das soluções de anatoxina-a de
diferentes concentrações (0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL): a) água ultrapura, b) água do
rio Lima, c) água do rio Minho, d) água do lago Zamanes e e) água do rio Tâmega
contaminada com microcistinas
75
Índice de Tabelas
xiii
Índice de Tabelas
Capitulo I:Introdução
Tabela.1.1. Níveis de concentração máximo aceitável de diferentes tipos de
cianotoxinas em águas para consumo.
20
Capitulo II: Parte Experimental
Tabela 2.1. Apresentação da concentração das soluções mãe, de trabalho e
padrão de fumarato de anatoxina-a preparadas e respetivas incertezas associadas.
34
Tabela 2.2. Concentração de anatoxina-a utilizada na adição de solução padrão
a uma amostra de água não contaminada branco (ctrabalho), volume da solução utilizada na
fortificação (Vm) e concentração obtida após a adição do padrão (cf).
35
Tabela 2.3. Concentração de anatoxina-a utilizada na adição de padrão às
amostras (ctrabalho), volume da solução utilizada na adição do padrão (Vm) e concentração
obtida após a adição do padrão (cf).
36
Tabela 2.4. Condições cromatográficas associadas ao sistema GC-MS, testadas
em soluções com 1,00 × 102 µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com 4 µL
de IBCF, em água ultrapura.
37
Capitulo III: Apresentação e discussão dos resultados
Tabela 3.1. Temperaturas recomendadas e algumas características inerentes
para a utilização dos diferentes tipos de fibras em GC/MS.
49
Tabela 3.2. Resultados obtidos no estudo do efeito da variação da massa de
NaHCO3 na área (A) do pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, de
concentração 0,500 ± 0,005 µg/mL.
51
Tabela 3.3. Resultados obtidos no estudo do efeito da variação de IBCF na área
(A) do pico correspondente à anatoxina-a, para uma concentração final na solução de
0,100 ± 0,001 µg/mL.
55
Tabela 3.4 Resultados obtidos no estudo do efeito da variação do tempo de
reação na área (A) do pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, para
uma concentração final na solução de 1,00 ± 0,01 µg/mL.
56
Tabela 3.5. Resultados obtidos no estudo do efeito da variação do tempo de
extração na área (A) do pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, para
Índice de Tabelas
xiv
uma concentração final na solução de 1,00 ± 0,01 µg/mL. 59
Tabela 3.6. Resultados obtidos no estudo do efeito da agitação na área (A) do
pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, de concentração 1,00 ± 0,01
µg/mL.
61
Tabela 3.7. Condições otimizadas para o método de análise da anatoxina-a por
SPME-GC/MS.
62
Tabela 3.8. Resultados obtidos no estudo da repetibilidade do sistema SPME-
GC-MS na determinação da anatoxina-a utilizando água ultrapura como matriz.
63
Tabela 3.9. Resultados obtidos no estudo da reprodutibilidade do sistema
SPME-GC/MS na determinação da anatoxina-a utilizando água ultrapura como matriz.
64
Tabela 3.10. Concentração das soluções padrão (c) e áreas de pico (A) e
respetivas incertezas associadas obtidas na análise da anatoxina-a por SPME-GC/MS.
65
Tabela 3.11. Apresentação dos parâmetros estatísticos obtidos na calibração
do sistema SPME-GC/MS na análise de soluções padrão na gama de concentração entre
0,030 – 0,150 µg/mL. A equação de reta é apresentada na forma de A = (b ± tSb) c + (a
± tSa)..
66
Tabela 3.12. Concentração das soluções padrão (c) e áreas de pico (A) e
respetivas incertezas associadas obtidas na análise da anatoxina-a por SPME-GC-MS.
67
Tabela 3.13. Apresentação dos parâmetros estatísticos obtidos na calibração
do sistema SPME-GC/MS com água do rio Minho de soluções padrão de anatoxina-a
derivatizada, num intervalo de concentração entre 0,030 – 0,150 ng/mL. A equação de
reta é apresentada na forma de A = (b ± tSb) c + (a ± tSa).
68
Tabela 3.14. Apresentação dos valores dos limites de deteção (LD) e
quantificação (LQ) do sistema de SPME-GC/MS, baseados na relação sinal/ ruído de 3 e
10 respetivamente, estimados injetando 3 réplicas de uma solução de concentração 1,00
± 1,00 µg/mL.
71
Tabela 3.15. Resultados obtidos para a área de pico da anatoxina-a na análise
de 10 réplicas de soluções individuais de concentração 0,050 ± 0,016 µg/mL.
72
Tabela 3.16. Equações das retas e coeficientes de correlação obtidos no estudo
do efeito de matriz na análise da anatoxina-a adicionada (0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL) a
diferentes tipos de matrizes.
75
Índice de Tabelas
xv
Tabela 3.17. Estudo do efeito de matriz: comparação do sinal obtido para uma
concentração de 0,100 µg/mL de anatoxina-a utilizando como matriz: água ultrapura,
água do rio Minho, água do rio Lima, água do lago Zamanes e água do rio Tâmega.
76
xvi
Capitulo I
Introdução – Anatoxina-a
Capitulo I
17
1. Introdução
1.1. Poluição das águas
A água é a molécula de maior importância para todas as formas de vida na terra.
Entretanto, os problemas ambientais relativos à preservação das águas superficiais e
subterrâneas têm-se agravado exponencialmente nas últimas décadas, principalmente, devido ao
crescimento populacional e do consequente aumento da atividade industrial. Atualmente as
florações de cianobactérias atraem cada vez mais a atenção de agências ambientais,
autoridades responsáveis pela gestão de recursos hídricos e organizações ligada à saúde
humana e animal, pois estas podem promover problemas na qualidade da água e no seu
tratamento, bem como riscos para a saúde humana e animal [1]. O problema é especialmente
agudo no mar Báltico, onde florações de cianobactérias ocorrem todos os verões, cobrindo áreas
de mais de 100 000 km2. Presentemente já é possível realizar o mapeamento quantitativo das
cianobactérias utilizando sensores hiperespectrais [2].
A intervenção humana no uso da água afeta a qualidade dos ecossistemas ambientes e
seus recursos. A sua deterioração a nível dos ecossistemas decorre do aumento de:
Agentes patogénicos (protozoários bactérias, vírus, parasitas);
Suspensão de sólidos e turbidez;
Decomposição da matéria orgânica;
Eutrofização (algas, cianobactérias);
Nitratos como um poluente;
Micropoluentes orgânicos (pesticidas, herbicidas, industrial de micropoluentes);
Metais pesados;
Salinização;
Acidificação.
A importância relativa dos tipos de deterioração na qualidade da água depende,
claramente, do uso do corpo de água em particular ou fornecimento em causa. Em termos de
mortes humanas a nível global, a poluição da água potável por agentes patogénicos é
claramente o de maior ameaça.
Capitulo I
18
O aumento crescente da pressão humana sobre os recursos naturais e águas
controladas para o fornecimento de água potável, nomeadamente em áreas como a agricultura,
a aquacultura, industria, etc. Tornam a água uma fonte finita surgindo assim a necessidade de
tornar prioritário o controlo da qualidade da água [3 e 4].
O aumento das atividades urbanas e industriais, assim como a descarga de seus
efluentes acarretam consequências como a acumulação de nutrientes ricos em fósforo e azoto
nos corpos de água. Ao fenómeno causado pelo excesso desses compostos dá-se o nome
eutrofização, que aliado à elevada temperatura tem como uma das consequências, a rápida
proliferação de cianobactérias normalmente conhecida como ―floração‖ ou ―bloom‖ [5, 6].
Para além da acumulação de toxinas tanto em água como em organismos vivos, outra
consequência da eutrofização consiste na redução da diversidade de espécies presentes em
corpos de água [7]. As medidas para reduzir a eutrofização devem ser vistas como uma alta
prioridade, contribuindo para os requisitos estabelecidos para o controlo e qualidade da água.
Para tal, alguns tratamentos (filtração por membrana, desinfeção UV, processos de oxidação,
etc.) são aplicados para eliminação de toxinas e seus produtores e a sua eficiência testada a
nível do laboratório [8].
1.2 Cianobactérias e cianotoxinas
As cianobactérias, os fosseis mais antigos até hoje conhecidos, são microrganismos
aeróbios fotoautotróficos que desempenharam um papel importante na oxigenação da atmosfera
terrestre [9]. Os seus processos vitais requerem somente água, dióxido de carbono, substâncias
inorgânicas e luz. A fotossíntese é seu principal modo de obtenção de energia para o
metabolismo. Entretanto, sua organização celular demonstra que esses microrganismos são
procariontes e, portanto, muito semelhantes bioquimicamente e estruturalmente às bactérias
[10].
A sua capacidade de crescimento em diferentes ecossistemas (águas doces, marinhas e
solos) e resistência a ambientes hostis como desertos, águas quentes e ambientes com o Ártico
e Antártico leva a que sejam microrganismos extremamente adaptáveis. Várias espécies vivem
em solos e rochas onde desempenham um importante papel nos processos funcionais do
ecossistema e na reciclagem de nutrientes. Os fatores ambientais que promovem a proliferação
Capitulo I
19
de cianobactérias em água são principalmente o pH do meio (pH 7,5 e 10), a temperatura entre
15 a 30 °C e alta concentração em nutrientes, principalmente azoto e fósforo [11, 12].
As cianobactérias têm sido estudadas pelo seu possível potencial farmacológico e pela
influência que exercem sobre a fertilidade de solos e águas, uma vez que se encontram em
suplementos dietéticos, peixes, moluscos, etc. [13]. No entanto, algumas espécies de
cianobactérias têm a capacidade de produzir metabolitos secundários que promovem o gosto e
odor desagradáveis à água, para além de serem poderosas toxinas. [14].
Na literatura podem-se encontrar evidências que ligam o aparecimento de determinado
tipo de sintomas em humanos com florações de cianobactérias produtoras de toxinas. Entre os
sintomas mais comuns encontram-se a irritação da pele, resposta alérgica, dores musculares,
dores nas articulações, gastroenterites, consolidação pulmonar, disfunções a nível do fígado, rins
e ainda um conjunto de efeitos neurológicos [15]. Um dos primeiros estudos elaborados na
China comprovou que o aumento da incidência de florações de cianobactérias se relacionava
com a incidência de cancro do fígado nos seres humanos [16]. Por outro lado existem provas do
aparecimento de deficiências respiratórias após a exposição a florações de Trichodesmium e
Lyugbya em águas marinhas e a florações de Anabaena em água doce, devido à inalação destes
microrganismos [6]. Os primeiros relatos em França foram diagnosticados em animais
domésticos [17]. Em Portugal verificou-se a existência de cianobactérias em águas doces desde
1990. O tipo predominante são as microcistinas (microcistima-LR) que afetam diretamente os
ecossistemas e a cadeia alimentar contaminando moluscos, peixes, lagostas, mexilhões e carpas
[18]. Em vários pontos do mundo, foi detetado que o contacto com cianobactérias produtoras de
toxinas pode conduzir a reações alérgicas associadas ao aparecimento de febre, asma,
conjuntivites e irritações a nível da pele e olhos. A inalação, a hemodiálise e a ingestão de água
contaminada ou suplementos dietéticos são consideradas algumas das principais vias de
contaminação por exposição a toxinas [19]. De entre as florações de cianobactérias em água
que causam este tipo de reações encontram-se, por exemplo, as seguintes: Oscillatoria,
Microcistis, Nodularia, Aphanizamenon, Anabaena e Gloeotrichia [6].
Como já foi referido as cianobactérias produtoras de toxinas, denominadas cianotoxinas,
causam graves lesões em animais, terrestres e aquáticos, e humanos, através da ingestão ou
através do contacto direto com água contaminada. As principais e mais perigosas toxinas
produzidas pelos géneros já mencionados de cianobactérias são microcistinas, nodularinas,
Capitulo I
20
anatoxinas, cilindrospermopsinas e saxitoxinas [20]. Algumas das principais cianotoxinas e
algumas das suas características encontram-se enumeradas em anexo (anexo I). As cianotoxinas
são classificadas atendendo ao seu mecanismo de ação como hepatotoxicas, neurotóxicas,
dermatotoxicas ou promotoras da inibição da síntese de proteínas [21]. Com base em estudos
epidemiológicos em animais estabeleceram-se as concentrações máximas aceitáveis em água
para consumo, para os diferentes tipos de cianotoxinas. Os resultados obtidos para esses
estudos encontram-se apresentados na tabela 1.1 [22].
Tabela.1.1. Níveis de concentração máximo aceitável de diferentes tipos de
cianotoxinas em águas para consumo [22].
Cianotoxinas Diretrizes Concentração máxima aceitável
Hepatoxinas
Microcistinas WHO
Austrália
Canada
Nova Zelândia
EUA
1.0 μg/L
1.3 μg/L*
1.5 μg/L†
1.0 μg/L, 0.1 μg/L‡
1.0 μg/g §
Nodulinas Não existem diretrizes definidas para esta toxina, embora a sua presença deva ser
considerada como um risco para a saúde
Cilindrospermopsina Não existem diretrizes oficiais, mas sugeriu na literatura o valor referência de 1,0
mg / L com base em suspeitas de genotoxicidade
Neurotoxinas
Anatoxinas Não existem diretrizes oficiais, mas a anatoxina-a tem um valor de referência
sugerido de 3 mg / L
Saxitoxinas Não existem diretrizes oficiais, mas na Austrália está considerando um valor de3
mg / L com base em dados toxicidade em marisco
Nota: *Toxicidade total para microcistinas-LR, algumas variantes são convertidas em microcistina-LR e somadas;
† Total de microcistina-LR; ‡ inclui o fator promotor de tumores; § produtos á base de algas.
Capitulo I
21
1.3. Anatoxina-a
A anatoxina-a (2-acetil-9-azabiciclo [4.2.1] non-2-eno) foi a primeira cianotoxina a ser
quimicamente e funcionalmente definida, por se tratar de uma amina secundária [23]. Trata-se
de um alcaloide que estruturalmente apresenta um anel heterocíclico nitrogenado de baixo peso
molecular. Atualmente sabe-se que a anatoxina-a é produzida por mais de uma espécie de
cianobactérias como: Anabaena, Aphanizomwnom Microcystis, Planktothrix, Raphidiopsis,
Cylindrospermum, Arthrospira, Phormidium, Nostoc e Oscillatoria [24]. Sabe-se também que
esta toxina é instável em condições naturais, sendo praticamente ou parcialmente degradada em
produtos não tóxicos, como por exemplo, dihidroanatoxina-a e epoxianatoxina-a [25].
Existem três tipos de anatoxinas atualmente descritos na literatura: (1) anatoxina-a, (2)
homoanatoxina-a são aminas secundárias e (3) anatoxina-a (s) um éster de fosfato com uma
estrutura cíclica [8]. As respetivas estruturas químicas destas anatoxinas são apresentadas na
figura 1.1. A (+) -anatoxina-a (enanteómero positivo da anatoxina-a) é um agente bloqueador
neuromuscular pós-sináptico, interfere com a transmissão dos impulsos nervosos e liga-se
fortemente aos recetores nicotínicos [26 - 28]. Contudo, o enanteómero negativo (-) anatoxina-a é
menos potente e nunca foi relatada a sua produção por parte das cianobactérias [29, 30].
Relativamente à homoanatoxina-a foi descoberto, por Aas e colaboradores, que esta aumenta o
fluxo de iões Ca2+ em nervos terminais colinérgicos a nível dos brônquios e cérebro de ratos [31].
Ambas podem causar a morte rápida em mamíferos, aves, moluscos e peixes, através de
paragem respiratória [32, 33]. Relativamente à anatoxina-a (s) pode dizer-se que é uma toxina
mais potente e ao mesmo tempo um inibidor de acetilcolinesterase. Ao contrário de anatoxina-a,
a anatoxina-a (s) induz hipersalivação em mamíferos, assim como outros sintomas mais típicos
de neurotoxicidade, como a diarreia [34]. Embora existam varias vias de intoxicação, tais como
ingestão de suplementos dietéticos, inalação, contacto com a pele ou mesmo pela hemodiálise,
a forma mais comum das toxinas ingressaram no corpo é através do consumo da água
contaminada [35, 36].
Embora o seu mecanismo de ação não seja conhecido em detalhe, esta liga-se e
estimula os recetores de acetilcolina e inibe irreversivelmente a enzima acetilcolinesterase [34].
Este tipo de toxina age muito rapidamente e os sintomas começam a manifestar-se em alguns
minutos após a sua ingestão.
Capitulo I
22
a b c
Figura 1.1 Estrutura química dos diferentes tipos de anatoxinas: a) Anatoxina-a; b)
Anatoxina-a (s) e c) Homoanatoxina-a.
Anatoxina-a também é conhecida como um ―Very Fast Death Factor‖ (VFDF) [34] dado
que as vítimas começam por sofrer de espasmos musculares e paralisia, podendo ocorrer
paragem respiratória [37]. A morte pode ocorrer em minutos ou horas, dependendo da dose
ingerida. As doses letais para animais já foram estudadas em ratos e relatadas na literatura, no
entanto para os humanos esta dose não é conhecida, mas é estimada em menos de 5 mg para
um adulto do sexo masculino [38, 39]. Esta toxina pode ser quimicamente sintetizada e alguns
dos métodos encontram-se evidenciados na literatura com forma de potencializar a sua deteção
e facilitar o reconhecimento e o modo de atuação da anatoxina-a nas cianobactérias e
ecossistemas aquáticos [34, 40, 18]. A homoanatoxina-a é estruturalmente e toxicologicamente
muito semelhante à anatoxina-a. Foi a primeira a ser preparada sinteticamente e mais tarde
encontrada na Noruega em florações de cianobactérias do tipo Oscillatoria [39]
Não existe até ao momento um tratamento específico no caso de intoxicação com
anatoxina-a, no entanto são conhecidos os seus efeitos sobre vertebrados [41]. A deteção e
identificação deste tipo de compostos é difícil e só é possível em laboratórios de análises
devidamente equipados para a sua deteção. Carmichael e Gorham foram os primeiros a
contribuir para o estudo da toxicidade da anatoxina-a, publicando o seu primeiro trabalho em
1964 [34]. Desde ai começaram a surgir um leque de métodos de deteção para a análise desta
toxina, associado com a rapidez dos bioensaios, de modo a avaliar a toxicidade em amostras
naturais. Mais tarde surgiu a investigação da toxicidade da anatoxina-a em ratos e tecidos [42 -
46]. Após alguns anos com o crescimento das ações contra o uso de animais em experiências e
com o aumento de relatos relacionados com a toxicidade desta toxina, como por exemplo,
aparecimento de tumores, lesões e mortes em animais ou seres humanos, levaram à
necessidade de monitorização e identificação rápida de florações de cianobactérias tóxicas em
águas, alimentos, etc. Para este efeito dispõe-se da contribuição de diversos métodos biológicos,
Capitulo I
23
químicos e até bioquímicos que possibilitam a deteção e a quantificação destas toxinas em
vários tipos de matrizes [47].
1.4. Metodologias aplicada à análise da Anatoxina-a
Aparentemente, a maioria das cianotoxinas uma vez sintetizadas na fase de crescimento
são mantidas no interior das células. De acordo com Chorus et al., a libertação de cianotoxinas
para o meio circundante pode decorrer, embora não exclusivamente, durante o período de
envelhecimento celular onde ocorre morte e lise celular [48]. Existem alguns indícios de que a
anatoxina-a seria libertada durante a etapa de crescimento, especialmente em condições de
baixa luminosidade [6].
Os métodos que permitem a determinação qualitativa e quantitativa de algumas
cianotoxinas apenas começaram a estar disponíveis a partir da década de oitenta [49].
Nas primeiras tentativas de detetar a anatoxina-a em amostras ambientais, foram
propostos protocolos de bioensaios testados em ratos. Alguns dos métodos aplicados neste
âmbito classificam-se como bioensaios bacteriológicos, onde se destacam os bioensaios a
invertebrados e bioensaios a vertebrados (bioensaio a ratos e a peixes) ou bioensaios utilizando
culturas de células in vitro. Apesar de serem técnicas de baixo custo, estas apenas permitem
determinar a toxicidade total em misturas complexas e apenas pela exposição durante algumas
horas, sendo pouco sensíveis e específicos. É importante evidenciar que apenas um método não
é suficiente para promover uma informação adequada sobre a toxicidade de todos os tipos de
cianotoxinas. Contudo estes procedimentos não puderam monitorizar níveis sub-letais nem
diferenciar variantes [6, 50]. Araoz, et al, foi o responsável pelo estudo da afinidade elevada da
anatoxina-a e homoanatoxina-a para os recetores ou colinérgicos nicotínicos e a adaptar o ensaio
radioligante vinculativo na deteção em rotina destas toxinas a partir de extratos de células de
cianobactérias. A posterior confirmação destes resultados e identificação da anatoxina-a e
homoanatoxina-a foram obtidos por GC/MS [51].
Para além dos ensaios biológicos na literatura são também evidenciados um conjunto de
métodos bioquímicos, tanto na análise de microcistinas como de neurotoxinas. A avaliação da
toxicidade da anatoxina-a revelou que este alcoide liga-se aos recetores de acetilcolina na rede
neuromuscular e é também capaz de se ligar a recetores nicotínicos de acetilcolina em tecidos
de Torpedo acellata [49]. Apesar de este princípio ser conhecido há bastante tempo, apenas
Capitulo I
24
recentemente foi posto em prática na deteção analítica da anatoxina-a em extratos de
cianobactérias, utilizando ensaios competitivos com inibidores de radiomarcação e não-reativos
de acetilcolina [51 - 53]. Um outro método aplicado na análise da anatoxina-a é o método ELISA,
aplicado essencialmente em amostras de milho com um limite de deteção próximo de 1µg/L
[54].
Os métodos analíticos disponíveis atualmente para a determinação da anatoxina-a em
florações, culturas de cianobactérias, água, entre outros, são baseados principalmente nas suas
propriedades físicas e químicas e usam preferencialmente técnicas cromatográficas para
proceder à sua deteção. Técnicas como a cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC)
acoplada com ultravioleta (LC-UV) ou deteção baseada na fluorescência (LC-FLD) ou ainda
acoplada à espectrometria de massa (LC/MS) e a cromatografia gasosa acoplada à
espectrometria de massa (GC/MS) são exemplos de técnicas aplicadas no estudo e análise da
anatoxina-a.
Uma das primeiras técnicas a ser aplicada na análise da anatoxina-a foi a cromatografia
em camada fina (TLC), utilizada na purificação de toxinas, principalmente por se tratar de um
método de baixo custo. Este método apresenta um limite de deteção de apenas 10 µg/g no que
diz respeito à análise da anatoxina-a a partir de estratos de cianobactérias [55].
Apesar dos problemas relacionados com a rápida degradação desta toxina (tempo de
vida menor que um dia, dependendo das condições de pH, luminosidade, temperatura e
nutrientes), esta toxina pode ser determinada por diversos métodos mesmo a quando se
encontra a baixas concentrações. Uma desvantagem advém da falta de padrões ou materiais de
referência comercialmente disponíveis na análise da anatoxina-a e homoanatoxin-a e os seus
produtos de degradação [56].
Os primeiros estudos sobre a determinação de anatoxina-a em água doce foram
realizados usando LC/UV, no entanto este método demonstrou ter inúmeras limitações no que
toca à sensibilidade e um grande número de interferências inerentes a matrizes complexas.
Além disso, esta técnica não permite a deteção dos produtos de degradação de anatoxina-a. A
sensibilidade e limite de deteção desta técnica melhoraram pela introdução da derivatização com
4-fluoro-7-nitro-2,1,3-benzoxadiazole (NBD-F) e posterior deteção fluorimétrica. Por outro lado o
método de LC/FLD acrescentou também a possibilidade da determinação simultânea de
Capitulo I
25
anatoxina-a (LD <10 ng/L em amostras de água), o seu análogo a homoanatoxin-a e os seus
produtos de degradação, recorrendo também à extração em fase sólida (SPE) com uma resina
de troca catiónica fraca [53, 57, 58]. Uma melhoria deste método foi apresentada por Rawn e
seus colaboradores para a análise de anatoxina-a em algas azuis - verdes recorrendo a técnicas
de pré concentração (C18-SPE) [59]
A técnica de GC é outra das inúmeras técnicas aplicadas na análise da anatoxina-a em
água doce, acoplada a MS ou através da deteção por captura de eletrões (ECD). Neste caso a
derivatização, com base na acetilação e alquilação da anatoxina-a é um dos pré-requisitos para
se atingir uma maior sensibilidade na análise cromatográfica. A aplicação da GC acoplada com
deteção ECD permitiu uma determinação mais sensível (ng) e aplicada com sucesso após uma
extração líquido - líquido (ELL) e derivatização com brometo de pentafluorobenzil ou após C18-
SPE e derivatização com anidrido tricloroacético [60].
A técnica de GC/MS melhorou significativamente a identificação e deteção da anatoxina-
a, homoanatoxina-a e os seus produtos de degradação. Edwards et al. foi o primeiro a aplicar
GC/MS após C18-SPE como técnica confirmativa na análise da anatoxina-a, com acetilação
prévia do grupo amina com piridina e anidrido acético [61]. A sensibilidade atingida por este
método revelou ser similar à obtida por GC/ECD. Na Irlanda a anatoxina-a foi pela primeira vez
detetada em três grandes lagos, a partir de florações de cianobactérias, usando como método de
deteção GC/MS, após acetilação [53].
Tal como a maioria das aplicações, o desenvolvimento de métodos sofisticados como
LC/MS e LC/MS/MS levou a que decorressem avanços importantes quanto à sensibilidade e
rapidez da análise da anatoxina-a, eliminando assim a necessidade da derivatização [62].
Problemas como a baixa resolução cromatográfica foram superados pelo uso de pré-colunas de
derivatização on-line usando o pentafluoropropionico (LD 2,1 ng/L) [63]. A anatoxina-a tal como
algumas hepatoxinas foram ambas determinadas em simultâneo em água usando SPE
suportada e LC/ESI/MS/MS [64]. O limite de quantificação reportado foi de 50 ng/L para a
anatoxina-a e uma recuperação superior 90%. Posteriormente Dell`Aversano e seus
colaboradores adequaram as interações hidrófilas da técnica de LC/ESI/MS na análise de vários
tipos de toxinas, sem recorrer a qualquer tipo de limpeza da amostra ou etapa de pré-
concentração. O método demonstrou ser bastante robusto atingindo limites de deteção na
ordem de 225 pmol de anatoxina-a injetada [65, 66].
Capitulo I
26
No entanto, a análise por LC/MS demonstrou ser insuficiente e limitativa quando
aplicada na área forense [67, 68]. Em 2002 a morte de um jovem nos EUA foi atribuída a
envenenamento por anatoxina-a sobre a prova da identificação desta toxina usando LC/MS com
quadropolo simples. Tal identificação revelou ser incorreta e o erro encontrava-se associado à
incapacidade da técnica de LC/MS em distinguir a fenilalanina da anatoxina-a, uma vez que
estas demonstram as mesmas capacidades de retenção, massa molecular e produzem
fragmentos de iões isobáricos nos seus respetivos espectros [34]. Tal facto refletiu a
necessidade de complementar ou adicionar outros métodos como UV/DAD, dado que cada um
apresenta uma atividade espectral diferente. Recentemente, a intoxicação de cães num lago em
França associada com a presença da anatoxina-a, levou a que se recorrer à técnica referida
anteriormente para apurar quais a verdadeira causa dos incidentes ocorridos [17].
James e seus colaboradores focaram-se as suas atenções na investigação e elucidação
dos mecanismos de fragmentação para a anatoxina-a, homoanatoxina-a e os produtos de
degradação em amostras na área forense. Tendo como apoio ao seu estudo, analisadores de
massa do tipo quadropolo com ―ion trap‖ e quadropolo com tempo de voo. Toda a pesquisa teve
também como objetivo desenvolver metodologias em LC/MS/MS de modo a evitar os problemas
no que toca à identificação da anatoxina-a investigações forenses, relacionadas com intoxicações
agudas neurotóxicas [69].
Mais recentemente, a aplicação da técnica de ressonância nuclear magnética (RMN)
permitiu a quantificação precisa na ordem dos microgramas da anatoxina-a em amostras
diluídas [70].
1.5. Métodos de extração e de pré-concentração
A complexidade das matrizes nas quais a anatoxina-a está presente, causando uma
toxicidade relativa a baixos níveis de concentração, remete a uma etapa de preparação da
amostra relativamente crítica, que deve ser cuidadosamente realizada não apenas para a
aquisição de dados analíticos precisos e confiáveis, mas também para um desempenho
cromatográfico eficiente. Neste caso a limpeza e extração são as etapas mais críticas no
protocolo de pré-tratamento da amostra.
Em certos casos a extração seletiva pode ser recomendada, pois acelera todas as
operações seguintes, simplificando assim a preparação da amostra e em alguns casos permite a
Capitulo I
27
análise cromatográfica direta. No entanto, em muitos casos as interferências presentes em
extratos fazem com que o passo de purificação da amostra passe a ser necessário. A pré-
concentração é um outro dos passos a ser considerado nas situações em que se pretende uma
melhor sensibilidade.
A anatoxina-a pode ser extraída a partir de células de cianobactérias, em matrizes
diferentes (biomassa ou água), com sucesso utilizando diferentes tipos de solventes. Os mais
comummente usados são a água, água acidificada, metanol acidificado [58] ou uma mistura de
metanol/água [61, 71 - 74]. Hadara e seus colaboradores começaram por comparar a eficiência
de quatro tipos de solventes diferentes (água, ácido acético 0,05 M em água, metanol e ácido
acético em metanol 0,05 M). Verificou que a extração com ácido acético aquoso é a mais
eficiente [75]. Mais tarde foi avaliada a eficiência de diferentes tipos de solventes para executar a
extração da anatoxina-a em cianobactérias liofilizadas. Neste caso específico a água provou ser o
solvente mais eficaz, porém a mistura de água/metanol (50/50) demonstrou reduzir a
quantidade de picos interferentes e proporcionou uma eficiência de extração elevada (87%). Por
outro lado o metanol tem como vantagem adicional de permitir a concentração rápida apenas
através de evaporação [76].
A extração da anatoxina-a e da homoanatoxina-a do interior das cianobactérias é difícil
sem que seja quebrada a parede celular das células. Para este efeito, diversas metodologias
como a liofilização combinado com secagem, centrifugação e/ou ultrassonicação com extração
prévia com metanol, metanol acidificado, ácido acético ou solução de Tirode são aplicadas na
análise de vários tipos de toxinas [77]. Contudo com a evolução científica, surgiu a extração com
líquido pressurizado como uma alternativa à ultrassonicação, no entanto a anatoxina-a
demonstrou-se instável às condições experimentais, onde a recuperação obtida foi de apenas
50% [78].
No caso de misturas complexas, como é o caso de amostras de moluscos, a extração é
efetuada com uma mistura de metanol, água e acetona. No caso de ser realizada a purificação
com SPE é adicionado ao resíduo aquoso uma mistura de etanol e água. A gama de
recuperações obtidas para a anatoxina-a ronda os 70-73% [79]. Em estudos aplicados a
suplementos alimentares contendo Spirulina foi aplicada a extração por sonificação com metanol
num banho ultrassónico, para posterior análise da anatoxina-a por LC/MS [80]. De entre as
técnicas aplicadas na extração da anatoxina-a encontra-se também a extração líquido-líquido
Capitulo I
28
(ELL) usando diclorometano, recorrendo ao aumento do pH dos extratos (pH=11) [72, 81].
Contudo o inconveniente relacionado com a necessidade do uso de elevadas quantidades de
solventes orgânicos tóxicos torna esta técnica pouco viável em laboratório.
É importante evidenciar que para além dos métodos de extração já referidos, a SPE é o
mais utilizado na purificação e concentração da anatoxina-a. Recorre-se ao ajuste do pH, utiliza-
se um cartuxo de sílica gel octadecil siloxano (ODS) para a uma eluição eficiente com metanol,
antes da análise por LC/UV e LC/MS [74]. Uma outra possibilidade de limpeza das amostras de
água ou extratos de cianobactérias remete o uso de SPE com um material de troca catiónica
fraca (WCX), ajuste do pH=7 e eluição com metanol contendo 0,2% de ácido trifluoroacético.
Neste caso específico as recuperações atingem os 83-85% [58]. Este procedimento teve como
base um método aplicado por Hadara et al., onde extraiu simultaneamente a anatoxina-a,
homoanatoxina-a e os seus produtos de degradação, para posterior análise por LC/FL [82]
Mais recentemente, a microextração em fase sólida (SPME), desenvolvida em 1990 por
Pawliszyn e Lord, foi aplicada simultaneamente na extração, purificação e concentração da
anatoxina-a [83, 84]. Com esta técnica foi possível introduzir também a automatização da
extração e análise on-line das amostras. O dispositivo básico de SPME, apresentado
esquematicamente na figura 1.2, consiste de um bastão de fibra óptica, de sílica fundida (FS),
com 10 mm de uma extremidade recoberto com um filme fino de um polímero [85, 86]. O
método de SPME possui várias vantagens sobre os métodos tradicionais de extração. É rápido,
simples, livre de solventes, sensível, compatível com a separação e deteção do analito por
diferentes sistemas, fornece resultados lineares para uma ampla gama de concentração do
analito e conveniente para a conceção de dispositivos portáteis aplicados na análise de campo.
Proporciona resultados quantificáveis de concentrações muito baixas de analitos e evita perdas
que possam ocorrer durante a extração, concentração e etapas de limpeza dos métodos de
extração tradicionais. Por outro lado, uma das principais desvantagens da técnica é o número
limitado de fases estacionárias que se encontram comercialmente disponíveis. Algumas das
fibras atualmente disponíveis são as seguintes: PDMS (polidimetilsiloxano), PA (poliacrilato), CW
/ DVB (Carbowax divinilbenzeno), PDMS / DVB, PDMS / CAR (Carboxen), CW / TR (resinas
templated) ou DVB / CAR / PDM. Outra desvantagem está relacionada com o uso limitado da
fibra devido à exposição a solventes orgânicos e ao número limitado de utilização para a mesma
fibra [87].
Capitulo I
29
Figura 1.2 Dispositivo de microextracção em fase sólida (SPME): (1) fibra revestida
com filme polimérico; (2) agulha de aço; (3) corpo de dispositivo; (4) guia do êmbolo; (5) êmbolo
do dispositivo.
Trata-se de uma técnica que pode ser acoplada com várias técnicas de forma muito
eficiente, como por exemplo, LC/FL (LD 20 ng/mL) [88], tendo surgido algumas melhorias
obtidas nesta análise em diferentes amostras (LD 0,47 ng) [89]. O método de SPME, acoplado
ao GC/MS foi também aplicado à análise da anatoxina-a, em que o passo fulcral foi a
derivatização [90]. A utilização comum da derivatização em aplicações SPME é o tratamento de
compostos polares ou termicamente instáveis, a fim de aumentar as taxas de recuperação. Esta
permite a sua conversão em formas facilmente extraíveis, termicamente estáveis, mais voláteis e
com melhor comportamento cromatográfico [88]. Em comparação com a SPME direta, a SPME
com derivatização permite baixar muito os limites de deteção. Para além de possibilitar o
aperfeiçoamento da separação, seletividade e / ou sensibilidade dos métodos analíticos [87,
91].
Aspetos como o tipo de fibra a usar e a natureza do seu revestimento, condições ideais
adsorção e desorção, foram estudados e melhorados ao longo dos anos por diversos analistas
[92]. O uso de revestimento de polianilina foi relatado por Rodrígues et al e demonstrou ser uma
estratégia viável na análise da anatoxina-a por GC/MS em amostras de água (LD 2 ng/mL) [93].
O método de dispersão de matriz em fase sólida (MSPD) é mais um dos métodos
aplicados na extração da anatoxina-a a partir de tecido muscular de peixes. Embora o seu uso
não seja muito amplo, este novo procedimento oferece vantagens como simplicidade, redução
do uso de solventes tóxicos e elimina a possibilidade de formação de emulsões [24].
O anexo II, apresenta resumidamente os métodos mais relevantes desenvolvidos para a
determinação da anatoxina-a.
30
Capitulo II
Parte Experimental
Capítulo II
31
2. Parte Experimental
Neste trabalho otimizou-se um método de cromatografia de gases acoplado a
espetrometria de massa, utilizando a microextração em fase sólida (SPME-GC/MS) com uma
técnica de pré-tratamento na a análise da anatoxina-a em amostras de águas. O método
desenvolvido foi aplicado na análise de diferentes amostras de águas recolhidas em diferentes
locais nomeadamente, rio Minho, rio Lima, lago Zamanes e rio Tâmega.
Neste capítulo serão descritos os equipamentos e reagentes utilizados, assim como os
procedimentos de preparação das amostras de água e das soluções padrão.
2.1. Equipamento de análise
Neste trabalho, foi utilizado um equipamento de cromatografia gasosa acoplada a
espectrometria de massa cuja ilustração é apresentada na figura 2.1, juntamente com o
equipamento para a microextração em fase sólida. As instruções de funcionamento do
equipamento encontram-se apresentadas em anexo (anexo III).
Figura 2.1. Ilustração do equipamento para SPME (A) e de GC/MS (B) utilizados.
Sistema de cromatografia de gases acoplada a espectrometria de massa
(GC/MS)
a) Sistema GC, HP 6890,equipado com:
Coluna cromatográfica 30 m × 0,25 mm HP-5MS
Gás hélio comprimido para cromatografia gasosa, Alphagaz, 200 Bar
Injetor manual
Sistema de aquisição e tratamento de dados: Chemstation para GC/MS,
Hewlett Packard
A B
Capítulo II
32
b) Espectrómetro de massa de quadrupolo simples: HP 5973 Mass Selective Detector,
equipado com:
Fonte de ionização por impacto eletrónico
Microextração em fase sólida (SPME)
Agitadores magnéticos
Dispositivo portador da fibra para análise por SPME-GC/MS (―manual holder‖).
Supelco, Bellefonte, PA, USA;
Fibra para SPME: 100 µm polidimetilsiloxano (PDMS), adquirida em Supelco,
Bellefonte, USA;
Placa magnética, RTC Basic, IKA® Werke;
Sistema de amostragem fixo para SPME
Viais âmbar, 1,5 e 4 mL, Supelco;
Lacradores de viais, Agilent, USA;
Cronómetro
Outro material e equipamento
Balança analítica, Salter HA – 120 M (± 0,00001 g);
Micropipetas com volumes reguláveis: 2 a 20 µL (± 0,06 µL), Ecopipette; 10 –
100 µL (± 0,44 µL), Wito Pet, Witeg Germany; 1000 µL (± 3,05 µL) Eppendorf
Research;
Banho de ultrassons, Soltec®, 3200 MH;
Purificador de água – Millipore, Milli-Q® (18 MΩcm)
Azoto comprimido, Alphagaz;
Material volumétrico de vidro diverso, de classe A
2.2. Reagentes
Foram utilizados reagentes de pureza analítica (p.a) sem qualquer tratamento prévio. As
características e respetivas frases de risco e segurança encontram-se em anexo (anexo IV).
Metanol, grau HPLC, Merck;
Fumarato de anatoxina-a, Trocris (Bristol, UK);
Acetato de etilo, qualidade PA, Panreac;
Capítulo II
33
Anidrido acético, para GC, Fulka;
Piridina, para GC, Fulka;
Água ultrapura, Milli-Q (18 MΩcm);
Hidrogeno carbonato de sódio, qualidade PA, Panreac;
Isobutilcloroformato, 98%, Sigma Aldrich.
2.3. Preparação das soluções
As soluções padrão utilizadas foram obtidas por diluição da solução mãe devidamente
preparada e armazenada. A apresentação das incertezas é efetuada com dois dígitos e o número
de algarismo significativo da grandeza é dependente da incerteza determinada.
2.3.1. Solução mãe
A solução mãe (1,00 ± 0,01 mg/ml) de Fumarato de anatoxina-a, Trocris (Bristol, UK) foi
preparada em água Milli-Q e armazenada em duas aliquotas distintas em viais de vidro âmbar a -
20 °C na ausência de luz. A partir destas foram preparadas as soluções de trabalho mediante
diluição em água ultrapura e armazenadas em viais âmbar a 4 °C na ausência de luz. Os restos
de solução obtidos ao longo do trabalho experimental foram descartados para um bidão em
plástico devidamente rotulado.
2.3.2. Solução padrão
Foram preparadas várias soluções padrão de fumarato de anatoxina-a com
concentrações compreendidas entre 1,00 × 10 -2 e 1,00 × 102 µg/mL. As soluções foram
preparadas no dia anterior à análise, devido ao tempo necessário para que se estabeleça o
equilíbrio da reação. Preparam-se soluções padrão por diluição direta da solução mãe, no
entanto as mais diluídas foram obtidas por diluição de uma solução padrão mais concentrada,
chamada de soluções de trabalho de 1,00 × 102 µg/mL. Na tabela 2.1 são apresentadas as
concentrações das soluções padrão, assim como as concentrações (c diluição) utilizadas para
preparar as soluções para análise.
Capítulo II
34
Tabela 2.1. Apresentação da concentração das soluções mãe, de trabalho e padrão de
fumarato de anatoxina-a preparadas e respetivas incertezas associadas.
2.3.3. Amostras
As amostras de água doce foram recolhidas em diferentes pontos do Norte de Portugal e
a sul da Galiza (rio Minho, rio Lima e lago Zamanes) onde normalmente são utilizadas para
consumo direto ou indireto pelo ser humano. As amostras foram recolhidas segundo um
processo de amostragem simples, tendo sido tomados 90 mL de amostra diretamente da
superfície. O armazenamento foi conduzido no frio e na ausência de luz. Cada amostra foi
conservada a -4 º C até ser analisada num período curto de tempo após a sua recolha.
A amostra de água do rio Tâmega foi recolhida em Marco Canaveses, Portugal, em
1999. Esta amostra de água, existente no laboratório de investigação onde decorreu este
trabalho, estava contaminada com microcistinas. Foi armazenada no frio a -22 °C e na ausência
Solução c ± c
(µg/mL)
Solução mãe 1000,00 ± 10,00
Solução de trabalho 100,00 ± 1,13
Soluções padrão
160,00 ± 1,60
100,00 ± 1,09
1,00 ± 0,01
0,500 ± 0,007
0,150 ± 0,003
0,100 ± 0,001
0,0800 ± 0,0012
0,0500 ± 0,0007
0,030 ± 0,0005
0,025 ± 0,0004
0,010 ± 0,0002
Capítulo II
35
de luz até à realização das análises por SPME-GC/MS. Não sofreu qualquer tratamento prévio
antes da sua utilização.
2.3.4 Método de adição externa de padrão
a) Branco fortificado com anatoxina-a
Para se proceder à determinação dos parâmetros de desempenho do método SPME-
GC/MS, nomeadamente dos limiares analíticos foi necessário adicionar uma quantidade de
padrão a uma amostra de água não contaminada (branco). Realizou-se a adição de anatoxina-a
obtendo-se uma concentração de 0,0500 µg/mL na amostra de água não contaminada, (tabela
2.2).
Tabela 2.2. Concentração de anatoxina-a utilizada na adição de padrão à amostra de
água não contaminada, branco (ctrabalho), volume da solução utilizada na adição do padrão (Vm) e
concentração obtida após a adição do padrão (cf)
ctrabalho± c
(µg/mL)
V m ± Vm
(µL)
cf ± c
(µg/mL)
1,00 ± 0,01 100,00 ± 0,44 0,0500 ± 0,0007
b) Amostras de água com adição de padrão
Para proceder ao estudo do efeito de matriz e aos ensaios de recuperação e assim
avaliar a exatidão do método, foram adicionadas diferentes quantidades de padrão às amostras
de água do rio Minho, rio Lima, lago Zamanes e rio Tâmega, a partir de soluções padrão de
anatoxina-a de concentrações 1,00 e 0,10 µg/mL, preparadas por diluições sucessivas com
água ultrapura (1:10) da solução de trabalho de 100,00 µg/mL. Obtiveram-se concentrações
finais de 0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL (tabela 2.3).
Capítulo II
36
Tabela 2.3. Concentração de anatoxina-a utilizada na adição de padrão das amostras
(c trabalho), volume da solução utilizada na adição de padrão (Vm) e concentração obtida após a
adição de padrão (cf),.
c trabalho± c
(µg/mL)
V m ± Vm
(µL)
cf ± c
(µg/mL)
1,00 ± 0,01 200,00 ± 0,75 0,10 ± 0,001
1,00 ± 0,01 100,00 ± 0,44 0,050 ± 0,0007
0,100 ± 0,001 600,00 ± 3,05 0,030 ± 0,0005
2.1.5. Condições cromatográficas
Neste trabalho foram estudadas as condições desenvolvidas por Rellán et al. [35] para a
análise da anatoxina-a por GC/MS As quais por sua vez resultam da otimização prévia das
mesmas, proposta por Himberg [72] e Edwadrs [61].
Num estudo inicial estas condições foram testadas de forma a comprovar a sua
aplicabilidade, neste estudo específico. Uma vez finalizada a verificação das condições
experimentais, tanto para o método cromatográfico como para a espectrometria de massa,
consideram-se estas as condições ótimas na aplicação do método SPME-GC/MS na análise da
anatoxina-a derivatizada com IBCF em matriz de água ultrapura.
As condições ótimas para proceder às análises da anatoxina-a estão apresentadas na
tabela 2.4.
Capítulo II
37
Tabela 2.4. Condições cromatográficas associadas ao sistema GC/MS, testadas em
soluções com 1,00 × 102 µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com 4 µL de IBCF, em
água ultrapura.
Parâmetros Condições
Programa de temperatura do forno
Temperatura inicial: 80 °C
Gradiente de temperatura: 15 °C/min
Temperatura final: 275 °C
Injeção 5 min Splitless; 250 °C
Intervalo de massas (SCAN) 100-300 u.m.a
Ionização Impacto eletrónico (70 eV)
Temperatura da interface 280 °C
Fonte de ionização: 230 °C
Quadrupolo: 150°C
Iões selecionados em modo SIM m/z 265, 209, 191, 164, 150, 136, 122
Voltagem do electro fotomultiplicador
SIM: 800 volts
SCAN: 400 volts
Fluxo da fase móvel 0,9 mL/min
Resolução espectroscópica Baixa (0,8 u.m.a.)
Capítulo III
38
Capitulo III
Microextração em fase Sólida e Cromatografia
Gasosa acoplada a Espectrometria de Massa
aplicada na análise da anatoxina-a
Capítulo III Capítulo III
39
3.1. Apresentação e discussão dos resultados
A importância do estudo de diferentes tipos de toxinas, com especial atenção para a
anatoxina-a, como contaminantes naturais do meio aquático e de organismos vivos (peixes,
moluscos, cães, aves, algas e o homem), encontra-se evidenciada na Introdução deste trabalho.
De entre os diversos tipos de toxinas de cianobactérias as anatoxinas são as responsáveis pelos
efeitos nocivos a nível neurológico e foi com base nessa toxicidade que surgiu o interesse no seu
estudo. A sua crescente incidência, distribuição e os estudos limitados nesta área, levaram a que
na atualidade se estudem como mais frequência esta toxina em todo mundo. Com isto justifica-
se o objetivo deste trabalho que aqui se apresenta, o qual se centra em aspetos relacionados
com o desenvolvimento e otimização de metodologias analíticas para levar a cabo o controlo da
anatoxina-a, com um elevado nível de fiabilidade, assim como as condições mais adequadas
especialmente no que toca à sensibilidade e seletividade ao analito.
Quando se pretende abordar estudos analíticos deve se dar especial atenção à natureza
do analito, ao tipo de matriz onde este se encontra e ainda os níveis de concentração em que ele
existe para selecionar a técnica analítica de extração e a forma de deteção mais eficazes. A
matriz de água ultrapura será utilizada na otimização da etapa de preparação de amostra e na
validação do método de forma a testar a aplicabilidade do acoplamento das técnicas (SPME-
GC/MS), sem que a presença de componentes endógenos possam interferir nas análises.
Contudo num trabalho posterior poderá testar-se a aplicabilidade do método SPME-GC/MS na
análise da anatoxina-a presente em matrizes complexas, principalmente a nível dos vestígios.
De um modo geral os objetivos destacados e que estruturam sequencialmente o
presente trabalho são os seguintes:
1. Verificação das condições cromatográficas ótimas a utilizar na análise da
anatoxina-a pelo método SPME-GC/MS, tendo como ponto de partida as condições propostas
por Rellán et al [35]. Esta etapa inclui a verificação da eficiência da reação de derivatização, as
condições cromatográficas e a deteção mediante Espectrometria de Massa
2. Avaliação dos parâmetros experimentais que afetam diretamente a extração da
anatoxina-a por SPME-GC/MS.
Capítulo III Capítulo III
40
3. Estudo da eficiência do sistema SPME-GC/MS na análise da anatoxina-a em
água, derivatizada com IBCF, em termos de precisão, limites de deteção e quantificação e
linearidade.
4. Aplicação do método SPME-GC/MS na análise de diferentes matrizes de água de
rios.
A execução dos objetivos anteriormente descritos permitirá dispor de dados suficientes
para avaliar a eficiência na determinação da anatoxina-a pela metodologia analítica proposta.
3.2. Desenvolvimento e otimização do método SPME-GC/MS
3.2.1. Condições cromatográficas
As condições cromatográficas foram otimizadas utilizando uma solução contendo
anatoxina-a derivatizada com IBCF de concentração 100,00 µg/mL. Em função dos resultados
obtidos estudou-se a eficiência deste tipo de derivatização, bem como a aplicação das mesmas
na análise da anatoxina-a por SPME-GC/MS.
Na figura 3.1 apresenta-se um cromatograma correspondente à análise da solução de
concentração de 100,00 ± 1,00 µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com IBCF por
SPME-GC/MS assim como os seus respetivos espectros de massas, obtidos em modo SCAN e
modo SIM.
Capítulo III Capítulo III
41
Tempo (min)
Abundância
Anatoxina-a
Figura 3.1. Cromatograma correspondente a análise de uma solução de anatoxina-a
derivatizada com IBCF por SPME-GC/MS (c =1,00 × 102 µg/mL) e respetivos espectros de
massas obtidos em modo SCAN (A) e modo SIM (B).
No cromatograma apresentado na figura 3.1, o pico mais intenso (pico base)
corresponde ao ião com razão massa/carga de 265 cuja formação pode ser explicada pelo
mecanismo de fragmentação da anatoxina-a derivatizada com IBCF, apresentado na figura 3.2 A.
O espectro de massa da figura 3.2 A foi obtido pelo método SCAN, no intervalo de massas de
100 a 300.
A análise pelo modo SIM tem como vantagem, analisar apenas os iões que apresentam
uma massa/carga que está compreendida numo intervalo fixado, aumentando assim a
seletividade e sensibilidade do método. Neste trabalho foram selecionados para a identificação
da anatoxina-a os iões resultantes da fragmentação do ião molecular nomeadamente os que
apresentam m/z = 265, 209, 191 e 164 (ver figura 3.1B). Na figura 3.2 encontram-se os
mecanismos de fragmentação para os iões (164, 191, 209 e 265) selecionados para a análise
no modo SIM.
A B
Capítulo III Capítulo III
42
Figura 3.2. Mecanismos de fragmentação da anatoxina-a derivatizada com IBCF
originando os iões de m/z: A) 265, B) 209, C) 191 e D) 164 propostos pelo software Mass
Frontier 1.0.
A
B
.
C
.
D
.
Capítulo III Capítulo III
43
Ao proceder à análise da anatoxina-a por SPME-GC/MS recorrendo à ionização positiva
no detetor de massas, pelo método SIM, obtém-se o pico mais intenso de razão massa/carga de
265 cuja formação se explica pelo mecanismo apresentado na figura 3.2A. A análise do
mecanismo da figura 3.2B, indica que ocorreu a perda de um grupo •CH2CH2CHCH2 pela
abertura do anel, devido à deslocalização eletrónica no mesmo. Neste mecanismo ocorre a
formação do ião de menor intensidade de m/z 209. A figura 3.2C demonstra a formação o
segundo componente de maior intensidade (m/z 191), onde decorre apenas a perda de
•OCH2CH(CH3)2. Por último, o aparecimento do ião de m/z 164 deve-se simplesmente à perda
do grupo isobutilcloroformato. Este último pertence à forma ionizada da anatoxina-a.
3.2.2. Reação de derivatização
A aplicação da técnica SPME-GC/MS na análise e determinação da anatoxina-a em água
é relativamente recente e requer a otimização de um conjunto de etapas sequenciais para a sua
elaboração correta. A primeira a considerar é a reação de derivatização do analito. Esta etapa,
elaborada antes ou durante a extração da anatoxina-a possibilita uma maior sensibilidade e
seletividade, tanto no passo de extração como na deteção da neurotoxina. Torna a reação mais
seletiva, acompanhada pela produção do análogo específico e torna a reação mais livre de
interferências na quantificação. É com base nestes pressupostos que se baseiam as vantagens
do uso da derivatização na determinação de uma variedade de analitos em matrizes complexas
[94].
A reação de derivatização é o procedimento analítico que consome o período de tempo
mais extenso desta análise. Apesar de não passar de um tratamento químico da amostra, onde
se estabelece a substituição dos átomos de hidrogénio ativos da estrutura química (ou apenas
de alguns dos grupos mais reativos) por grupos funcionais que tornam o analito com
características mais adequadas. Na generalidade é importante e desejável que esta substituição
se estabeleça de forma rápida, com o menor número de reagentes e passos de reação. É
fundamental que ao escolher o agente derivatizante se reúnam as condições físico - químicas
para a análise por GC/MS, tanto em termos de volatilidade e estabilidade térmica do produto
final. No caso da anatoxina-a, a sua polaridade intermédia faz com que seja necessária a etapa
de derivatização de modo a torna-la mais hidrofóbica e volátil. Alem disso, vista a diferença de
polaridades entre a fibra PDMS e a anatoxina-a é fundamental utilizar o tratamento prévio da
mesma, para que esta se converta numa forma apolar e seja adsorvida à superfície da fibra. Tal
Capítulo III Capítulo III
44
facto foi comprovado com alguns testes, onde não se obteve qualquer sinal cromatográfico, na
ausência do agente derivatizante.
Existem diferentes protocolos que permitem levar a cabo a derivatização da anatoxina-a
em meio aquoso e neste trabalho foram analisados dois deles: i) derivatização com anidrido
acético e piridina [61] e ii) derivatização com IBCF em meio aquoso tamponado [93]. Iniciou-se o
trabalho testando a derivatização utilizada anteriormente por Sandra Rellán, 2009, na
determinação da anatoxina-a por SPME-GC/MS. Esta reação é mais sensível e é utilizada na
maioria dos métodos descritos na bibliografia [95] e consiste na acetilação da anatoxina-a
formando um produto mais volátil, a n-acetilanatoxina-a. A derivatização foi efetuada com 200 µL
de solução padrão de fumarato de anatoxina-a (1000 ppm) que foram levados à secura com
corrente de azoto. O resíduo foi redissolvido em 200 µL de uma mistura de anidrido
acético/piridina (1:1) e deixou-se a reação decorrer durante 12 horas à temperatura ambiente e
na ausência de luz [61]. Contudo, devido à instabilidade da n-acetilanatoxina-a na presença da
piridina, removeu-se o excesso com uma corrente suave de azoto e por fim redissolveu-se a n-
acetilanatoxin-a em 400 µL de acetato de etilo [35].
Os primeiros ensaios foram aplicados diretamente às soluções derivatizadas (80 µg/mL
de fumarato de anatoxina-a) por injeções diretas no GC/MS. Os primeiros resultados obtidos,
utilizando este método de derivatização, demonstraram que a resposta obtida não era
satisfatória, mesmo após a tentativa de otimização da resolução cromatográfica alterando os
diferentes parâmetros cromatográficos. Da análise do cromatograma da figura 3.3, obtido pelo
método SIM (m/z=207), pode observar-se que ocorreu o fenómeno de adsorção da n-
acetilanatoxina-a à coluna e que o pico apresenta uma baixa resolução.
Na figura 3.4 encontra-se o espetro de massa referente à análise em modo SIM (m/z =
207) para a anatoxina-a derivatizada com uma mistura de anidrido acético piridina. E através
deste pode comprovar-se a presença do ião que caracteriza o derivado n-acetilanatoxina-a em
solução bem como dos fragmentos que constituem a molécula após a análise no modo SIM,
selecionando os iões de m/z = 207, 165, 150, 136 e 122. Neste caso foram selecionados para
a identificação da anatoxina-a derivatizada com anidrido acético e piridina os iões resultantes da
fragmentação do ião molecular nomeadamente os que apresentam m/z = 207, 165, 150 e 136
e 122.
Capítulo III Capítulo III
45
Tempo (min)
Figura 3.3. Cromatograma correspondente à análise de uma solução de concentração
160 µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com uma mistura de anidrido
acético/piridina (1:1) por GC/MS, no modo SIM (m/z = 207).
Figura 3.4. Espetro de massa relativo à análise de uma solução de concentração 160
µg/mL de fumarato de anatoxina-a derivatizada com uma mistura de anidrido acético/piridina
(1:1) por GC/MS, no modo SIM (m/z = 207).
Tendo em conta o espetro de massa da anatoxina-a derivatizada da figura 3.4,
juntamente com o cromatograma da figura 3.3 conclui-se que este tipo de derivatização não foi
eficiente na extração da anatoxina-a. Para suportar esta ideia verificou-se com o auxílio do
software do equipamento do GC/MS, a pureza do respetivo pico e comprovou-se que a pureza
do pico correspondente ao pico molecular (m/z = 207) era baixa.
A partir das conclusões tiradas do estudo anterior, alteram-se alguns parâmetros
experimentais para permitir melhorar tanto a resolução do pico como a estabilidade do derivado.
Para o efeito começou-se pela alteração do agente derivatizante e na introdução da técnica de
8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 00
1 0 0 0 0
2 0 0 0 0
3 0 0 0 0
4 0 0 0 0
5 0 0 0 0
6 0 0 0 0
7 0 0 0 0
8 0 0 0 0
9 0 0 0 0
1 0 0 0 0 0
1 1 0 0 0 0
T im e - - >
A b u n d a n c e
I o n 2 0 7 . 0 0 ( 2 0 6 . 7 0 t o 2 0 7 . 7 0 ) : A N A - 2 S I M . DAbundância
Abundância
m/z
207
Capítulo III Capítulo III
46
purificação da amostra de água (SPME). Optou-se em primeiro lugar pela seleção de um método
de derivatização alternativo que fosse mais simples e rápido para a análise da anatoxina-a. Nesta
abordagem considerou-se a aplicabilidade dos alquilcloroformatos como agentes derivatizantes e
a sua capacidade de reagir com aminas à temperatura ambiente, podendo ser convertidas
facilmente a carbamatos em meio aquoso [95].
Figura 3.5. Representação esquemática das diferentes etapas que constituem o
processo de microextração em fase sólida da anatoxina-a derivatizada com IBCF: A) processo de
adsorção; B) desorção na entrada do injetor e C) Cromatograma obtido pela análise da
anatoxina-a (100,00 µg/ml) derivatizada com 4 µL de IBCF, por SPME-GC/MS.
O procedimento adotado por Rodriguez et al, aplicado neste trabalho, consistiu na
introdução de 200 mg de hidrogenocarbonato de sódio (cf = 100 mg/ml), 4 µL de
isobutilcloroformato (IBCF) de concentração final de 1950 µg/mL e adição de água ultrapura
perfazendo um volume total de 2 mL de solução, dentro de um vial de 4 mL. O vial selado é
colocado no ultrassons durante 10 minutos e armazenado à temperatura ambiente e na
ausência de luz até ao dia seguinte. A microextração em fase sólida é efetuada por imersão
direta da fibra PDMS de 100 µm na solução, com um tempo de extração de 20 min sob agitação
magnética constante. Após a extração o dispositivo é diretamente inserido na entrada do injetor
(250 °C), com um tempo de desorção de 20 min [93]. A figura 3.5 ilustra de forma sucinta o
8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 00
5 0 0 0 0 0
1 0 0 0 0 0 0
1 5 0 0 0 0 0
2 0 0 0 0 0 0
2 5 0 0 0 0 0
3 0 0 0 0 0 0
3 5 0 0 0 0 0
T im e - - >
A b u n d a n c e
I o n 2 6 5 . 0 0 ( 2 6 4 . 7 0 t o 2 6 5 . 7 0 ) : S P M E B A N 1 . D
A B
C
Abundância
Tempo (min)
Capítulo III Capítulo III
47
Ponto de derivatização
processo adotado, como também o cromatograma obtido pela derivatização da anatoxina-a com
IBCF.
Como se pode observar no cromatograma da figura 3.5 a cinética da reação é favorecida
pela utilização do IBCF apresentando várias vantagens face ao primeiro processo de
derivatização estudado. Uma vantagem consiste na melhor resposta quer em termos de
resolução e quer em termos de intensidade de pico obtida. Outra vantagem reside no facto deste
método de derivatização ser mais simples e evitar etapas como a evaporação inicial do solvente
e a evaporação intermédia destinada a eliminar a piridina em excesso do meio, etapa que
interfere negativamente na reprodutibilidade final dos resultados no primeiro método de
derivatização.
Uma vez selecionado o método adequado de derivatização, cuja reação está
esquematizada na figura 3.6, testaram-se vários parâmetros experimentais para otimizar a
extração. Um dos parâmetros analisados foi a quantidade necessária de reagente a utilizar de
forma a garantir que a anatoxina-a presente em amostras de água reagisse de forma completa.
Anatoxina-a + Isobutilcloroformato, 5µL Carbamato
O
H
H
H
HN
•C4H4O4
CH3
H3CO
Cl
O
O
H
H
H
N
O
O
CH3
H3C
Figura 3.6. Esquema da reação de derivatização da anatoxina-a com
isobutilcloroformato para a sua posterior análise por SPME-GC/MS.
3.2.3. Estabilidade do derivado utilizando água como matriz
A maior parte das reações de derivatização utilizam reagentes apolares que não são
diretamente compatíveis com a água. Contudo os cloroformatos têm sido aplicados como
Solução Padrão
de Fumarato de
anatoxina-a
16 – 24 h
T. Ambiente
Ausência de luz
+
Capítulo III Capítulo III
48
agentes derivatizantes na conversão de aminas em carbamatos em meio aquoso tamponado.
Estas reações procedem de forma rápida à temperatura ambiente e aplicam-se frequentemente
na análise de aminas por vários tipos de métodos. De entre vários tipos de agentes de
derivatização, o isobutilcloroformato (IBCF) revelou ser o reagente de eleição no que toca à
derivatização de aminas, tendo em conta o compromisso entre o facto de ser um derivatizante
de massa elevada e por conferir uma elevada estabilidade [96].
Apesar de apresentar estas características, este agente derivatizante quando aplicado na
derivatização de aminas necessita de um período de estabilização antes que seja atingido o
equilíbrio da reação. Ao iniciar a aplicação deste derivatizante, observou-se uma instabilidade do
mesmo que impedia a execução imediata da análise das soluções. Tal instabilidade derivava
apenas da incompatibilidade entre o agente e a matriz. Este problema foi resolvido levando cada
solução preparada ao banho de ultrassons durante 10 min e deixando reagir num período de
tempo entre 8 e 24 h. Posteriormente foi estudado o tempo de reação ideal para atingir o
equilíbrio da reação.
3.3. Desenvolvimento e otimização do método SPME-GC/MS
O desenvolvimento do método de SPME-GC/MS para a análise da anatoxina-a requer a
otimização de uma serie de parâmetros que afetam tanto a etapa de extração, como a
derivatização sobre a fibra ou na posterior desorção da anatoxina-a.
A otimização foi conduzida utilizando água ultrapura à qual se adiciona a solução padrão
de fumarato de anatoxina-a e o agente derivatizante. Para a extração, a fibra foi submersa
manualmente (imersão direta) no vial da solução para análise. O processo de transferência de
massa foi otimizado introduzindo um agitador magnético (agitação constante) dentro do vial
selado com papel de alumínio. Por fim, a fibra com a anatoxina-a derivatizada foi colocada na
interface de SPME-GC/MS durante um tempo determinado para decorrer a desorção.
3.3.1. Seleção do tipo de fibra de SPME na extração da anatoxina-a
Um dos componentes principais constituintes da fibra é a fase estacionária, sendo
determinante que exista afinidade entre o analito e a fibra de extração. Neste âmbito é
importante a seleção da fase estacionária mais apropriada, já que este fator afeta a eficiência da
extração, bem como a sensibilidade do método.
Capítulo III Capítulo III
49
Para este estudo foi escolhida a fibra de PDMS (100 µm), por ser a que se encontrava
disponível no laboratório, mas também por ser aquela que satisfaz os requisitos necessários
para uma extração eficiente da anatoxina-a. Uma outra possibilidade consistia na utilização da
fibra mista de PDMS/DVB, pois permitia a extração de componentes voláteis e não voláteis, de
baixa e elevada polaridade. A mistura de filmes poliméricos aumenta a capacidade de retenção à
fase estacionária, principalmente para analitos de baixo peso molecular.
3.3.2. Otimização das condições de desorção
A otimização do processo de desorção é uma etapa importante na qual se deve
assegurar a completa desorção dos analitos e evitar o possível efeito de ―carry-over‖, que pode
afetar extrações posteriores [97, 98]. O principal responsável pelo processo é o revestimento
polimérico que deve inicialmente ser ativado a uma temperatura constante num tempo
determinado (1 hora a 250 °C no caso da fibra PDMS). Por outro lado, a temperatura máxima
de desorção é limitada pela estabilidade do revestimento polimérico (reportado pelo fabricante).
Deste modo, a desorção é otimizada assumindo um compromisso para a temperatura do injetor
que deve considerar a temperatura permitida pela fibra e a volatilidade dos analitos. As
temperaturas recomendadas e atualmente utilizadas para os vários tipos de fibras encontram-se
apresentadas na tabela 3.1
Tabela 3.1. Temperaturas recomendadas e algumas características inerentes para a
utilização dos diferentes tipos de fibras em GC/MS [86].
Tipo Composição
química
Espessura do
filme (µm)
ΔT
(°C)
Aplicação
Não-
polares
PDMS 100;
30;
7
200 – 270 °C
220 – 320 °C
Compostos apolares e
polares.
Polares PA
CW-DVB
85
65
220 – 310 °C
200 – 260 °C
Média ou elevada
polaridade. Voláteis de
média a alta polaridade.
Bi-polares PDMS-DVB
Carboxen-
PDMS
65
75
200 – 270 °C
—
Voláteis e não voláteis de
baixa e alta polaridade.
Voláteis.
Capítulo III Capítulo III
50
As condições de desorção foram estipuladas considerando o tempo de desorção de 20
min, tempo suficiente para que ocorra a deteção da anatoxina-a (aproximadamente aos 11 min),
uma temperatura de 250 °C na entrada do injetor e uma temperatura máxima de análise de
275 °C.
3.3.3. Otimização da extração da anatoxina-a
No que diz respeito à microextração em fase sólida, a quantidade de analito extraída
pela fibra não depende apenas da polaridade e da espessura da fase estacionária, mas também
do tempo de extração e da concentração de analito presente na solução. Essa extração é
também melhorada pela agitação, adição de sal, alteração do pH e em determinados casos pela
temperatura. O tempo de extração encontra-se principalmente afetado pela velocidade de
agitação e pelo coeficiente de partição do analito entre o revestimento da fibra e a matriz
aquosa. Na SPME a sensibilidade máxima é obtida quando se atinge o equilíbrio da transferência
de massa. No entanto para que seja atingido o equilíbrio e de modo a obter análises com maior
fiabilidade e precisão, é necessário o auxílio de agitação e a adição de sal, acelerando ambos o
processo de transferência de massa [99]. Como se tratam de variáveis que afetam diretamente
a extração, devem ser estudadas de forma a serem bem controladas. Como forma de otimizar a
SPME, foram avaliadas todas as variáveis que possam afetar direta ou indiretamente a sua
eficiência, tais como: i) força iónica; ii) quantidade de derivatizante; iii) tempo de reação; iv)
tempo de extração e v) velocidade de agitação.
3.3.3.1.Estudo do efeito da força iónica
O efeito da adição de sal de modo a aumentar a quantidade máxima de analito a extrair
por SPME foi estudado em detalhe por diversos autores [97, 98]. A adição de sal a soluções
para posterior análise por SPME é bem conhecida como a forma de melhorar a extração de
componentes orgânicos a partir de soluções aquosas, sendo portanto difíceis de extrair. Quando
os analitos se encontram na sua forma dissociada pode observar-se uma diminuição da
quantidade extraída, é portanto importante converter o analito na sua forma neutra antes de
proceder á extração. Tendo em conta que a anatoxina-a possui um pka de 9,6, a extração deve
ser desenvolvida a pH 10 para que se obtenha assim a sua forma neutra, ou seja, tornar a
solução alcalina para que se possa extrair a forma básica em que se encontra a anatoxina-a.
Capítulo III Capítulo III
51
Teoricamente, quanto maior a concentração de sal, maior a constante de equilíbrio
fibra/água (KFW) e a quantidade extraída [98]. Deste modo, o efeito da força iónica sob a extração
da anatoxina-a foi estudado preparando várias aliquotas de 2 mL de água ultrapura com
concentração 0,500 µg/mL de anatoxina-a. É seguindo um procedimento padrão [93], variando
a quantidade de hidrogenocarbonato de sódio adicionada: 100, 200 e 300 mg (concentração
final de sal na solução para análise: 50, 100 e 150 mg/mL, respetivamente). Os valores das
áreas do pico obtidos por GC/MS estão apresentados na tabela 3.2. Cada amostra foi analisada
em triplicados.
Tabela 3.2. Resultados obtidos no estudo do efeito da variação da massa de NaHCO3
na área (A) do pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, de concentração 0,500
± 0,007 µg/mL.
Massa NaHCO3
(mg ± 0,01 mg)
A ± A
0 0
100,00 (14,6 ± 5,5) × 104
200,00 (28,0 ± 4,0) × 104
300,00 (27,7 ± 7,5) × 104
Como o objetivo era determinar a quantidade de sal que permita extrair uma elevada
quantidade de anatoxina-a sem comprometer significativamente o tempo de vida da fibra PDMS,
iniciou-se a análise de soluções por ordem crescente em concentração de sal. A figura 3.7
apresenta o efeito da variação da concentração de NaHCO3 (efeito salting out), na extração da
anatoxina-a derivatizada com IBCF por SPME-GC/MS.
O perfil de extração apresentado na figura 3.7 é o esperado, uma vez que existe uma
proporcionalidade entre a quantidade de NaHCO3 adicionada e a área de pico obtida para a
anatoxina-a, até atingir o ponto de saturação da solução quando se adiciona uma elevada
concentração de sal (superior a 200 mg/mL). Deste estudo verifica-se ainda que 200 mg de
NaHCO3 é a quantidade necessária para que ocorra a transferência máxima da anatoxina-a, da
matriz aquosa para a superfície da fibra de PDMS. É importante referir que quantidades
superiores a 200 mg de NaHCO3 apenas vão dificultar o contacto da anatoxina-a com a fibra,
Capítulo III Capítulo III
52
para além de causar a deterioração prematura da fase estacionária. Por esta razão, após a
desorção, a fibra deve ser cuidadosamente lavada com água ultrapura para retirar restos de sal
e aumentar assim o seu tempo de vida útil.
Figura 3.7. Estudo do efeito da adição de NaHCO3 na extração da anatoxina-a (0,500 ±
0,007 µg/mL) derivatizada com 4 µL de IBCF, tempo de reação entre 16 - 24h, 20 min de
tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), num volume total de solução de 2 mL.
3.3.3.2. Otimização da quantidade de derivatizante
Num procedimento de derivatização transformam-se componentes polares numa forma
mais volátil e hidrofóbica, antes de proceder à análise por SPME-GC/MS, melhorando também a
eficiência da extração pela fibra PDMS. De facto, em estudo iniciais com a anatoxina-a verificou-
se que esta praticamente não se adsorvia à superfície da fibra de PDMS mesmo para elevadas
concentrações de analito. Foi necessário derivatizar a anatoxina-a com o IBCF convertendo-a
num carbamato em meio básico à temperatura ambiente.
Nos primeiros estudos com a anatoxina-a por SPME-GC/MS, pretendeu-se determinar o
volume ótimo para derivatizar a anatoxina-a e foi utilizada uma quantidade de IBCF de 4 µL,
tempo de extração de 20 min sob agitação constante, para assegurar o processo de
derivatização e extração. A reação de derivatização foi realizada preparando as soluções (c =
0,100 µg/mL) num volume total de 2 mL de água ultrapura num vial de 4 mL, adicionando 200
mg de NaHCO3 e variando o volume de IBCF: 5, 10, 15 e 20 µL (cf = 2633, 5265, 7898 e
10530 µg/mL). Na figura 3.8 apresenta-se os cromatogramas relativos ao primeiro estudo da
variação do volume de IBCF adicionado à solução padrão de 0,100 µg/mL de anatoxina-a.
0,00E+00
5,00E+04
1,00E+05
1,50E+05
2,00E+05
2,50E+05
3,00E+05
3,50E+05
0 100 200 300
Áre
a d
o p
ico
Massa de NaHCO3 (mg)
Capítulo III Capítulo III
53
Tempo (min)
Tempo (min)
Abundância
Tempo (min)
Figura 3.8. Cromatogramas relativos ao estudo do efeito do volume de IBCF na
eficiência da extração da anatoxina-a (0,100 µg/mL) por SPME-GC/MS: a) 5; b) 10; c) 15 e d)
20 µL, para tempo de reação entre 16 - 24h, 20 min de tempo de extração, nível de agitação
constante (1,5), num volume total de solução de 2 mL.
Na figura 3.9A apresenta-se o efeito do volume do agente derivatizante na extração da
anatoxina para uma gama de volume mais reduzida. Como a extração aumentou com o volume
de IBCF até 5 µL, decrescendo para valores superiores e aumentando mais abruptamente a
partir de 15 µL, optou-se por reduzir o volume de IBCF para analisar esse efeito na extração. Os
valores selecionados foram: 2, 5, 8 µL (cf = 1053, 2633, 4212 µg/mL) e os resultados estão
apresentados na figura 3.9B. Os valores das áreas do pico determinados por SPME-GC/MS
estão apresentados na tabela 3.3. Cada um dos volumes foi analisado em triplicado.
8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0
5 0 0 0
1 0 0 0 0
1 5 0 0 0
2 0 0 0 0
2 5 0 0 0
3 0 0 0 0
3 5 0 0 0
4 0 0 0 0
4 5 0 0 0
5 0 0 0 0
5 5 0 0 0
T im e - - >
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T I C : S P M E 0 5 _ 1 . D
8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0
5 0 0 0
1 0 0 0 0
1 5 0 0 0
2 0 0 0 0
2 5 0 0 0
3 0 0 0 0
3 5 0 0 0
4 0 0 0 0
4 5 0 0 0
5 0 0 0 0
5 5 0 0 0
T im e - - >
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8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0
2 0 0 0
3 0 0 0
4 0 0 0
5 0 0 0
6 0 0 0
7 0 0 0
8 0 0 0
9 0 0 0
1 0 0 0 0
1 1 0 0 0
1 2 0 0 0
1 3 0 0 0
1 4 0 0 0
1 5 0 0 0
1 6 0 0 0
T im e - ->
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8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0
5 0 0 0
1 0 0 0 0
1 5 0 0 0
2 0 0 0 0
2 5 0 0 0
3 0 0 0 0
3 5 0 0 0
4 0 0 0 0
4 5 0 0 0
5 0 0 0 0
5 5 0 0 0
6 0 0 0 0
6 5 0 0 0
T im e - ->
A b u n d a n c e
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Tempo (min)
Abundância
a) b)
c) d)
Anatoxina-a
Abundância Abundância
Capítulo III Capítulo III
54
Figura 3.9. Estudo do efeito da variação do volume de IBCF na eficiência da extração
da anatoxina-a (0,100 µg/mL) usando uma fibra PDMS de 100 µm, tempo de reação entre 16 -
24h, 20 min de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), volume total de solução de
2 mL, para um volume de IBCF adicionado: A) Estudo na gama entre 0 e 20 µL; B) Estudo na
gama entre 0 e 8 µL.
No geral para volumes mais elevados (superior a 15 µL) ocorre uma forte interação do
agente com a fase estacionária de PDMS. A resposta acaba por se tornar instável (maior
variabilidade dos valores obtidos para as áreas de pico) para concentrações de IBCF elevadas
em solução, devido ao excesso de cloreto dissolvido na matriz. Tal comportamento promove o
ataque do suporte epóxido que mantém aderido o polímero de polidimetilsiloxano ao suporte
interior de sílica, fazendo com que o seu tempo de vida diminua drasticamente. Nos
cromatogramas obtidos, figura 3.8, verifica-se o fenómeno do ataque do IBCF, pelo
aparecimento de uma elevada densidade de picos á medida que se aumenta o volume
adicionado. Analisando a figura 3.9B conclui-se que a utilização de 5 µL de IBCF (2653 µg/ml)
garante a existência de reagente suficiente para a derivatização da anatoxina-a (0,100 µg/mL),
sem que o ligeiro excesso, afete a fibra. É importante evidenciar que para volumes de IBCF
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
0 5 10 15 20 25
Áre
a d
o p
ico
Volume de IBCF (µL)
0,00E+00
1,00E+06
2,00E+06
3,00E+06
4,00E+06
5,00E+06
6,00E+06
7,00E+06
8,00E+06
9,00E+06
1,00E+07
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Áre
a d
o p
ico
Volume de IBCF (µL)
A
B
Capítulo III Capítulo III
55
superiores a 5 µL existe uma maior variação para a quantidade extraída entre diferentes
análises, o que induz o aumento do desvio associado.
Tabela 3.3. Resultados obtidos no estudo do efeito da variação de IBCF na área (A) do
pico correspondente à anatoxina-a, para uma concentração final na solução de 0,100 ± 0,001
µg/mL.
V IBCF
(µL ±0,06 µL)
A ± A
0 0
2,00 (39 ± 25) × 105
5,00 (88 ± 76) × 105
8,00 (90 ± 82) × 105
10,00 (45 ± 33) × 105
15,00 (53 ± 14) × 105
20,00 (46 ± 55) × 106
De seguida pretendeu-se determinação da gama de concentração de anatoxina-a que
podia ser derivatizada com 5 µL de IBCF. Como demonstra a figura 3.10, a área de pico máxima
foi obtida para uma concentração próxima de 5,00 µg/mL. É importante evidenciar que para a
derivatização de concentrações muito baixas de anatoxina-a o volume deve ser reduzido.
Figura 3.10. Representação do estudo da variação de concentração de anatoxina-a
derivatizada com 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre 16 - 24h, 20 min de
tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), para um volume total de solução de 2 mL.
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
6,00E+07
7,00E+07
8,00E+07
9,00E+07
0 2 4 6 8 10 12
Áre
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ico
Concentração anatoxina-a (µg/ml)
Capítulo III Capítulo III
56
3.3.3.3. Otimização do tempo de reação
O tempo de reação é um dos parâmetros que, apesar de não influenciar diretamente a
extração, é um complemento para a melhoria da eficiência. Como já foi mencionado
anteriormente uma das características do agente derivatizante é a insolubilidade em água, sendo
essencial determinar se o agente derivatizante atua de forma imediata ou se necessita de um
determinado tempo de estabilização antes de proceder á análise. Assim, é fundamental
determinar o intervalo de tempo em que as soluções preparadas se mantêm estáveis até ser
analisadas.
Para o estudo da influência do tempo de desenvolvimento da reação de derivatização
prepararam-se simultaneamente várias soluções com concentração de 1,0 µg/mL, efetuando
apenas uma análise para diferentes tempos de reação: 2, 4, 6, 8, 16 e 24 horas. As soluções
foram armazenadas à temperatura ambiente e na ausência de luz até serem analisadas por
SPME-GC/MS. Os valores das áreas do pico obtidos na análise por SPME-GC/MS estão
apresentados na tabela 3.4. Cada um dos volumes foi analisado apenas uma vez. Os resultados
do estudo encontram-se apresentados na figura 3.11.
Tabela 3.4 Resultados obtidos no estudo do efeito da variação do tempo de reação na
área (A) do pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, para uma concentração
final na solução de 1,00 ± 0,01 µg/mL.
Tempo
(horas)
A
2 54 × 106
4 48 × 106
6 26 × 105
8 75 × 105
16 68 × 105
24 81 × 105
Capítulo III Capítulo III
57
Figura 3.11. Estudo do efeito do tempo de reação na eficiência da extração da
anatoxina-a (1,00 µg/mL) usando uma fibra PDMS de 100 µm, 5 µL de IBCF, 200 mg de
NaHCO3, 20 min de tempo de extração, nível de agitação constante (1,5), para um volume total
de solução de 2 mL.
Como se pode observar na figura 3.11 e com auxílio da tabela 3.4, a quantidade de
derivado formado é máxima nas primeiras horas de reação, no entanto o cromatograma
apresenta uma dispersão elevada de picos indicando o ataque por parte do IBCF á fibra PDMS.
A partir de 8 h de reação começa a existir uma concordância entre os valores de área de pico
obtida para a anatoxina-a derivatizada, indicativo da estabilidade e equilíbrio da reação. O
equilíbrio da reação de derivatização da anatoxina-a é apenas atingido após várias horas de
reação, principalmente devido à baixa solubilidade do IBCF em água. Como tal é necessário um
maior período de tempo de contacto entre derivatizante o meio aquoso alcalino e a anatoxina-a.
É importante frisar que apesar de ser ter obtido uma área de pico elevada após 2 h de
reação, a pureza da anatoxina-a derivatizada ainda é baixa (ou seja o analito não é apenas
extraído na forma derivatizada). Este facto foi avaliado pelo aparecimento de picos relativos á
extração do IBCF no cromatograma apresentado na figura 3.12. Foi concluído que o período de
tempo de estabilização a considerar fosse superior a 8 horas, a fim de minimizar o ataque do
IBCF, como se pode constatar pelas figuras 3.12 e 3.13. Outro aspeto importante está no
aumento substancial da eficiência da extração se forem feitas análises em amostras quando
estas não excedam as 16 a 24 horas de reação.
0,00E+00
1,00E+07
2,00E+07
3,00E+07
4,00E+07
5,00E+07
6,00E+07
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26
Áre
a d
o p
ico
Tempo de reacção (horas)
Capítulo III Capítulo III
58
Anatoxina-a
Tempo (min)
Tempo (min)
Abundância
Figura 3.12. Cromatograma relativo a extração da anatoxina-a (1,00 µg/mL) por
SPME-GC/MS, após 2 horas de reação, 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, 20 min de tempo de
extração, nível de agitação constante (1,5), para um volume total de solução de 2 mL.
Figura 3.13. Cromatograma relativo a extração da anatoxina-a (1,0 µg/mL) por SPME-
GC/MS, após 8 horas de reação, 5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, 20 min de tempo de
extração, nível de agitação constante (1,5), para um volume total de solução de 2 mL.
3.3.3.4. Otimização do tempo de extração
A dependência da quantidade extraída de analito com o tempo de extração promove
uma informação valiosa no desenvolvimento do método de SPME-GC/MS e permite a
determinação experimental do tempo de equilíbrio. Uma vez avaliados alguns dos parâmetros
relacionados com a extração, desorção e derivatização, do modo a garantir a máxima eficiência,
avalia-se agora o tempo de extração com o fim de alcançar a máxima sensibilidade mediante
SPME-GC/MS.
8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0
4 0 0 0
6 0 0 0
8 0 0 0
1 0 0 0 0
1 2 0 0 0
1 4 0 0 0
1 6 0 0 0
1 8 0 0 0
2 0 0 0 0
2 2 0 0 0
2 4 0 0 0
2 6 0 0 0
2 8 0 0 0
3 0 0 0 0
T im e -->
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8 . 0 0 1 0 . 0 0 1 2 . 0 0 1 4 . 0 0 1 6 . 0 0 1 8 . 0 0 2 0 . 0 0 2 2 . 0 0 2 4 . 0 0 2 6 . 0 0 2 8 . 0 0
1 0 0 0 0
2 0 0 0 0
3 0 0 0 0
4 0 0 0 0
5 0 0 0 0
6 0 0 0 0
7 0 0 0 0
8 0 0 0 0
9 0 0 0 0
1 0 0 0 0 0
1 1 0 0 0 0
1 2 0 0 0 0
1 3 0 0 0 0
1 4 0 0 0 0
1 5 0 0 0 0
1 6 0 0 0 0
1 7 0 0 0 0
1 8 0 0 0 0
1 9 0 0 0 0
2 0 0 0 0 0
T i m e - - >
A b u n d a n c e
T I C : S P M E R E 8 H . D
Abundância
Capítulo III Capítulo III
59
O efeito do tempo de extração sobre a eficiência foi avaliado com a fibra PDMS (100
µm), aplicando as condições otimizadas para a extração, reação de derivatização e desorção, em
soluções padrão de concentração 1,00 µg/mL para diferentes tempos de extração na gama
entre os 10 e os 25 minutos. Os valores das áreas do pico obtidos na análise por SPME-GC/MS
estão apresentados na tabela 3.5. Cada um dos volumes foi analisado em duplicado. Os
resultados do estudo encontram-se na figura 3.14 que apresentam o efeito da variação do tempo
da extração.
Tabela 3.5. Resultados obtidos no estudo do efeito da variação do tempo de extração
na área (A) do pico correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, para uma concentração
final na solução de 1,00 ± 0,01 µg/mL.
Tempo
(min)
A ± A
0 0
10 (9,4 ± 11) × 105
15 (45 ± 42) × 105
20 (43 ± 36) × 105
25 (46 ± 40) × 105
Figura 3.14. Estudo do tempo de extração ótimo a aplicar na análise da anatoxina-a
(1,00 µg/ml) derivatizada com IBCF (5 µL), 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre 16 -
24h, nível de agitação constante (1,5), para um volume total de solução de 2 mL, usando uma
fibra PDMS de 100 µm.
0,00E+00
1,00E+06
2,00E+06
3,00E+06
4,00E+06
5,00E+06
0 5 10 15 20 25 30
Áre
a d
o p
ico
Tempo de extracção (min)
Capítulo III Capítulo III
60
Um tempo de extração de 20 minutos é suficiente para que a anatoxina-a atinja o
equilíbrio entre a matriz de água ultrapura e a fase estacionária da fibra. O tempo necessário
para atingir o equilíbrio, está limitado pela velocidade do processo de transferência de massa da
anatoxina-a através da interface estabelecida entre a solução e a fibra. Os analitos com valores
baixos de constante de distribuição (K), geralmente apresentam tempos de equilíbrio mais curtos
e portanto são também necessários tempos de extração mais reduzidos. Tendo em conta os
resultados obtidos, pode constar-se que a anatoxina-a apresenta uma afinidade razoável para a
fase estacionária da fibra, que a leva a ser extraída num período de equilíbrio relativamente
pequeno de 20 minutos. Este facto deve-se provavelmente as características como o seu
tamanho reduzido, a elevada afinidade pela fase aquosa associada ao seu valor de solubilidade
em água (15 mg/mL) [100].
3.3.3.5. Otimização da velocidade de agitação
A agitação mecânica é aplicada na maior parte dos casos como forma de facilitar o
processo de transferência de massa da matriz aquosa para a fibra. A agitação magnética é o
processo geralmente aplicado nos casos em que se utiliza a SPME manual. No entanto, devem-
se considerar um conjunto de cuidados, como por exemplo, assegurar que a velocidade
rotacional seja constante assim como a temperatura da placa magnética. Para evitar que tal
aconteça deve-se utilizar placas de agitação digitais.
Geralmente, a agitação com barras magnéticas é eficiente quando são aplicadas
velocidades elevadas. No entanto, para este tipo de estudos a agitação constante tem como
vantagem a diminuição do tempo de equilíbrio na extração e consequentemente a obtenção de
resultados mais precisos. De acordo com o modo de funcionamento da placa magnética,
apresenta-se o efeito do aumento da velocidade de agitação com os diferentes níveis de agitação
descritos como 1, 2 e 3. A partir da análise da tabela 3.6 e da figura 3.15, pode-se concluir
deste estudo que o equilíbrio da extração decresce progressivamente com a aplicação de um
nível de agitação mais elevado (superior 3). A utilização de um nível de agitação superior a 3
promove o descontrolo do processo, nomeadamente, mudanças no tempo de equilíbrio, na
quantidade de anatoxina-a extraída e na aquisição de medições com baixa precisão.
O nível de agitação 2 juntamente com o conjunto de todos os outros parâmetros
otimizados é aquele que permite obter uma maior quantidade de anatoxina-a extraída da matriz
Capítulo III Capítulo III
61
de água ultrapura. A análise para cada uma das velocidades de agitação foi levada a cabo em
triplicado.
Tabela 3.6. Resultados obtidos no estudo do efeito da agitação na área (A) do pico
correspondente à anatoxina-a derivatizada com IBCF, de concentração 1,00 ± 0,01 µg/mL.
Nível de agitação A ± A
0 0
1 (9,4 ± 11) × 105
2 (45 ± 42) × 105
3 (43 ± 36) × 105
Figura 3.15. Estudo do efeito da variação da velocidade de agitação, pela aplicação de
diferentes níveis de agitação, na eficiência da extração da anatoxina-a (1,00 µg/mL) derivatizada
com IBCF (5 µL), 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre 16 - 24h, 20 min de tempo de
extração, para um volume total de solução de 2 mL, utilizando uma fibra PDMS de 100 µm.
Uma vez estabelecidas as condições otimizadas para efetuar a análise por SPME-GC/MS
da anatoxina-a, apresentadas na tabela 3.7, foram iniciados os estudos para a validação do
método.
0,00E+00
5,00E+05
1,00E+06
1,50E+06
2,00E+06
2,50E+06
3,00E+06
3,50E+06
4,00E+06
4,50E+06
5,00E+06
0 1 2 3 4
Áre
a d
o p
ico
Nivel de agitação
Capítulo III Capítulo III
62
Tabela 3.7. Condições otimizadas para o método de análise da anatoxina-a por SPME-
GC/MS.
Extração Derivatização Desorção no sistema
GC/MS
Fibra PDMS, 100 µm Tempo de reação: 8 a 24h Tempo: 20 min
Modo: Imersão direta;
Temperatura ambiente
Temperatura ambiente Temperatura na entrada
do injetor: 250 °C
Nível de Agitação 2 5 µL de IBCF (1,00 µg/mL de
anatoxina-a) *
200 mg de NaHCO3
Tempo: 20 min
*Para a derivatização de concentrações baixas em anatoxina-a reduz-se a quantidade de IBCF para 2 µL.
3.4. Validação do método SPME-GC/MS
A validação de um método analítico é um aspeto crucial da garantia da qualidade
analítica pelo que tem recebido uma atenção considerável por parte da comunidade científica,
comités industriais e entidades reguladoras. Isso decorre da necessidade de uniformizar os
critérios utilizados com o fim de demonstrar que um método de ensaio, nas condições em que é
praticado apresenta as características necessárias para assegurar a obtenção de resultados com
a qualidade requerida.
Um método de ensaio é um processo que envolve manipulações suscetíveis de
acumularem erros (sistemáticos e/ou aleatórios), o que, em algumas situações, pode alterar de
forma significativa o resultado final.
A validação de um método deve ser efetuada quando é desenvolvido um novo método,
como foi o caso deste trabalho. Inclui o cálculo dos limiares analíticos (LD e LQ), realização de
ensaios de recuperação, o estudo da precisão e posterior calibração de modo a efetuar análises
da anatoxina-a em matrizes de água de cromatografia. Numa última etapa são estudadas
diferentes tipos de matrizes, como água de diferentes rios, lago e de uma matriz contaminada,
como forma de estudar a influência da matriz na deteção da anatoxina-a em matrizes de água.
Capítulo III Capítulo III
63
3.4.1. Estudos de repetibilidade e reprodutibilidade
i. Repetibilidade
Para efetuar o estudo de repetibilidade do sistema realizaram-se uma serie de análises
em soluções com matriz de água ultrapura com diferentes níveis de concentração: baixo, médio
e alto (0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL), no mesmo dia. Para cada nível de concentração foram
realizadas 5 réplicas. Os valores de coeficiente de variação (RDSs) obtidos no estudo de
repetibilidade ou precisão em termos de área e de tempo de retenção, para cada nível de
concentração encontram-se apresentados na tabela 3.8.
Tabela 3.8. Resultados obtidos no estudo da repetibilidade do sistema SPME-GC/MS
na determinação da anatoxina-a utilizando água ultrapura como matriz.
Nível de concentração
(µg/mL)
Parâmetro Área tR (min)
0,0300 ± 0,0005
Média Desvio padrão
32 ×103 ± 59×102
11,19 ± 0,083
% RDS 18 0,75 Média ± σt (n=3, P = 95%)
(32 ± 19)×103 11,19 ± 0,27
0,0500± 0,0007
Média Desvio padrão
74 × 103 ± 76×102
11,14 ± 0,010
% RDS 10 0,090 Média ± σt (n=3, P = 95%)
(74± 24) ×103 11,14 ± 0,032
0,100 ±0,001
Média Desvio padrão
13,4 × 104 ± 17×103
11,14 ± 0,020
% RDS 13 0,18 Média ± σt (n=3, P = 95%)
(13,4± 5,4)×104 11,14 ± 0,062
Estes valores foram considerados satisfatórios tal como a variabilidade completa
associada ao método, incluindo a eficiência da etapa de derivatização, da SPME e análises
cromatográficas. A principal forma de manter a repetibilidade dos resultados centra-se em
reproduzir todas as condições experimentais de forma constante, para todas as etapas do
processo: a preparação da amostra, tratamento e análise da anatoxina-a.
Capítulo III Capítulo III
64
ii. Reprodutibilidade
De forma semelhante, teve-se em conta o estudo da reprodutibilidade do sistema. Foram
realizadas uma serie de 5 injeções para cada nível de concentração (0,030, 0,050 e 0,100
µg/mL) em 3 dias diferentes não consecutivos. Calculados os valores médios para cada dia, os
resultados estatísticos de reprodutibilidade ou fidelidade do sistema para a anatoxina-a em
termos de tempo de retenção e áreas de pico estão apresentados na tabela 3.9.
Tabela 3.9. Resultados obtidos no estudo da reprodutibilidade do sistema SPME-
GC/MS na determinação da anatoxina-a utilizando água ultrapura como matriz.
Nível de
concentração
(µg/mL)
Parâmetro Áreas tR
(min)
0,0300 ± 0,0005
Média
Desvio padrão
17,6 × 104
± 27×103
11,09
± 0,024
% RDS 16 0,22
Média ± σt
(n=3, P = 95%)
(17,6 ± 8,6)×104 11,09 ± 0,08
0,050 ± 0,0007
Média
Desvio padrão
40,1 × 104
± 28×103
11,04
± 0,024
% RDS 6,9 0,21
Média ± σt
(n=3, P = 95%)
(40,1 ± 8,9)×104 11,04 ± 0,08
0,100 ± 0,001
Média
Desvio padrão
10,9 × 105
± 14×104
10,99
± 0,0078
% RDS 13 0,071
Média ± σt
(n=3, P = 95%)
(10,9 ± 6,1)×105 10,99 ± 0,02
Os valores obtidos de desvio padrão e coeficientes de variação relativos ao tempo de
retenção são satisfatórios ao longo deste estudo. No que diz respeito aos valores obtidos para as
áreas de pico da anatoxina-a, revelaram ser superiores. No entanto, estes valores de % de RDS
para todos os níveis de concentração, encontram-se numa gama aceitável no caso da aplicação
da SPME (<15%) [101].
Capítulo III Capítulo III
65
3.4.2. Estudos de linearidade e calibração
Calibração do método com água ultrapura
Os estudos de linearidade e calibração do sistema SPME-GC/MS realizaram-se
preparando soluções de 2 mL de água ultrapura às quais foram adicionadas diferentes
quantidades de solução padrão de anatoxina-a, retiradas a partir da solução mãe de fumarato de
anatoxina-a, numa gama de concentração entre 0,030 – 0,150 µg/mL. As soluções foram
extraídas e analisadas em triplicado.
Na tabela 3.10 encontram-se apresentadas as áreas obtidas para cada nível de
concentração estudado e respetivas incertezas associadas. O gráfico apresentado na figura 3.16
corresponde à representação da resposta do detetor para o ião quantificador (m/z 265) em
função da concentração da anatoxina-a. O ajuste da relação linear foi realizado recorrendo ao
método dos mínimos quadrados.
Tabela 3.10. Concentração das soluções padrão (c) e áreas de pico (A) e respetivas
incertezas associadas obtidas na análise da anatoxina-a por SPME-GC/MS.
c ± c
(µg/mL)
A ± A
0,0300 ± 0,0005 (34 ± 17) × 103
0,0500 ± 0,0007 (84 ± 16) × 103
0,0800 ± 0,0012 (13,2 ± 4,4) × 104
0,100 ± 0,001 (18,0 ± 2,6) × 104
0,150 ± 0,003 (28,1± 2,1) × 104
Capítulo III Capítulo III
66
Figura 3.16. Curva de calibração obtida por SPME-GC/MS da área de pico de soluções
padrão de anatoxina-a derivatizada, na gama de concentração entre 0,030 – 0,150 µg/mL, com
5 µL de IBCF, 200 mg de NaHCO3, tempo de reação entre 16 - 24h, 20 min de tempo de
extração, nível de agitação constante (2), para um volume total de solução de 2 mL.
Os parâmetros estatísticos correspondentes a regressão linear encontram-se descritos
na tabela 3.11.
Tabela 3.11. Apresentação dos parâmetros estatísticos obtidos na calibração do
sistema SPME-GC/MS na análise de soluções padrão na gama de concentração entre 0,030 –
0,150 µg/mL. A equação de reta é apresentada na forma de A = (b ± tSb) c + (a ± tSa).
Parâmetro b a r Sy/x tSa tSb LD
(µg/mL)
LQ
(µg/mL)
Valores 18,5×105 7,8×103 0,994 3,3×108 24,2×103 2,9×105 1,6×10-2 4,9×10-2
Equação da reta: A = (18,5 ± 2,9) × 105 c (µg/mL) - (7,8 ± 24,2) × 103
A partir dos resultados obtidos verifica-se que existe uma relação linear no intervalo
considerado para a calibração, podendo portanto quantificar anatoxina-a nas amostras de água
contaminadas com esta toxina. A incerteza associada ao declive é um pouco elevada dado que o
seu erro relativo associado é de cerca de 15%. Por outro lado a incerteza associada à ordenada
na origem reflete a inclusão do ponto 0,0.
-2,00E+04
3,00E+04
8,00E+04
1,30E+05
1,80E+05
2,30E+05
2,80E+05
3,30E+05
0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 0,1 0,11 0,12 0,13 0,14 0,15 0,16
Áre
a d
o p
ico
Concentração de fumarato de anatonina-a derivatizada (µg/ml)
Capítulo III Capítulo III
67
Calibração do método usando como matriz água de rio
Para efetuar a calibração com matriz de água de rio, preparam-se soluções às quais se
adicionaram quantidades distintas de anatoxina-a, numa gama entre 0,030 – 0,150 µg/mL.
Neste caso foi realizada uma calibração com apenas três pontos (0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL),
uma vez que já foi determinada a respetiva linearidade do método. Simultaneamente foram
também preparadas soluções com matriz de água ultrapura e os respetivos brancos. As soluções
resultantes foram extraídas e cada nível de concentração foi analisado em triplicado.
Tabela 3.12. Concentração das soluções padrão (c) e áreas de pico (A) e respetivas
incertezas associadas obtidas na análise da anatoxina-a por SPME-GC/MS.
c ± c
(µg/mL)
A ± A
0,030 ± 0,0005 (34 ± 17) × 103
0,050 ± 0,0007 (84 ± 16) × 103
0,100 ± 0,001 (18,0 ± 2,6) × 104
Figura 3.17. Curva de calibração obtida em matriz de água de rio (rio Minho) da área
do pico em função da concentração da anatoxina-a derivatizada recorrendo ao método SPME-
GC/MS
Na tabela 3.12 encontram-se apresentadas as áreas obtidas para cada nível de
concentração estudado e respetivas incertezas associadas e na figura 3.17 apresenta-se a reta
-1,00E+04
9,00E+04
1,90E+05
2,90E+05
3,90E+05
4,90E+05
5,90E+05
6,90E+05
7,90E+05
0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 0,1 0,11
Áre
a d
o p
ico
Concentração de fumarato de anatonina-a derivatizada (µg/ml)
Capítulo III Capítulo III
68
de calibração obtida. Na tabela 3.13 apresentam-se os parâmetros estatísticos associados aos
cálculos da regressão linear obtida recorrendo ao método de mínimos quadrados.
Tabela 3.13. Apresentação dos parâmetros estatísticos obtidos na calibração do
sistema SPME-GC/MS com água do rio Minho de soluções padrão de anatoxina-a derivatizada,
na gama de concentração entre 0,030 – 0,150 ng/mL. A equação de reta é apresentada na
forma de A = (b ± tSb) c + (a ± tSa).
Parâmetro b a r Sy/x tSa tSb LD
(µg/mL)
LQ
(µg/mL)
Valores 71,9×105 8,1×103 0,999 15,0×103 43,5×103 7,5×105 6,9×10-3 2,1×10-2
Equação da reta: A = (71,9 ± 7,5) × 105 c (µg/mL) - (8,1 ± 43,5) × 103
Os resultados apresentados na tabela 3.13 demonstram que se obteve um elevado
coeficiente de correlação e um declive muito elevado indicativo da elevada sensibilidade do
método. Para o declive verifica-se um erro relativo aceitável de 10% atendendo a que só se
utilizaram três soluções padrão. Os limites de deteção e quantificação são relativamente mais
baixos utilizando a matriz de água de rio, com apenas três níveis de concentração. Na figura
3.18 comparam-se alguns cromatogramas obtidos no estudo da linearidade do método, em que
as soluções foram preparadas em matrizes diferentes: (A) água ultrapura e (B) água do rio
Minho.
Os critérios para avaliar a linearidade seguem normas estabelecidas por guias de
validação publicados por agências reguladoras oficiais. De acordo com as normas atualmente
em vigor, aceita-se um coeficiente de variação menor ou igual a 20% em relação à concentração
nominal para o LQ e menor ou igual a 15% para as demais concentrações [102, 103] Além
disso, o coeficiente de correlação linear deve ser igual ou superior a 0,98, tal como acontece
neste caso.
Capítulo III Capítulo III
69
Figura 3.18. Cromatogramas da anatoxina-a derivatizada obtidos com diferentes
concentrações em matrizes de água ultrapura (A) e de água de rio Minho (B) obtidos pelo
método SPME-GC/MS. Condições experimentais idênticas às da figura 3.16.
1000
6000
11000
16000
21000
26000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
2800
4800
6800
8800
10800
12800
14800
16800
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
1800
3800
5800
7800
9800
11800
13800
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
Anatoxina-a
2500
7500
12500
17500
22500
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
1100
3100
5100
7100
9100
11100
13100
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
7000
12000
17000
22000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
1200
6200
11200
16200
21200
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
4000
9000
14000
19000
24000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
A B
Branco Branco
0,030 µg/mL
0,030 µg/mL
0,050 µg/mL 0,050 µg/mL
0,100 µg/mL
0,100 µg/mL
Capítulo III Capítulo III
70
De forma geral pode dizer-se que se obtiveram bons coeficientes de correlação para
ambas as curvas de calibração, apresentando um comportamento linear dentro da gama de
concentrações estudadas. No entanto, quando se comparam as curvas obtidas, encontram-se
diferenças significativas nos declives, demonstrando à partida que a microextração em fase
sólida com a fibra PDMS (100 µm) aplicada na análise da anatoxina-a pelo método SPME-
GC/MS é dependente da matriz e consequentemente, para a análise da anatoxina-a será então
indicado considerar esse efeito. O possível efeito de matriz encontra-se justificado na figura 3.19,
onde se analisa uma solução de anatoxina-a de 0,050 µg/mL, com matriz de água ultrapura e
com matriz de água do rio Minho.
Figura 3.19. Cromatogramas representativos da análise de anatoxina-a (0,050 µg/mL)
numa solução com matriz de: a) água ultrapura e b) água do rio Minho pelo método SPME-
GC/MS. Condições experimentais idênticas às da figura 3.16.
3.4.3. Determinação dos limites de deteção e quantificação
Geralmente, a aplicação de métodos que incluem a SPME na análise de água conduz a
obtenção de bons limites de deteção, quando utilizados detetores como o detetor de massa. Os
valores para os limites de deteção (LD) e quantificação (LQ) do sistema de SPME-GC/MS,
baseados na relação sinal/ruído de 3 e 10 respetivamente, foram estimados injetando 3 réplicas
de uma solução de concentração 1,00 µg/mL. A partir do sinal obtido para a análise desta
solução, obteve-se a respetiva relação sinal/ruido. Em função desta foi então obtida a estimativa
do valor do limite de deteção e quantificação (tabela 3.14) Estes limites foram posteriormente
confirmados analisando soluções padrão de concentrações decrescentes de 0,100, 0,050,
0,025 e 0,010 µg/mL. Os limites de deteção e quantificação determinados a partir de uma
1000
6000
11000
16000
21000
26000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (minutos)
a)
b)
Capítulo III Capítulo III
71
solução de 1,00 µg/mL, em termos de concentração e massa de anatoxina-a injetada em coluna
estão apresentados na tabela 3.14, de acordo com o critério utilizado.
Tabela 3.14. Apresentação dos valores dos limites de deteção (LD) e quantificação
(LQ) do sistema de SPME-GC/MS, baseados na relação sinal/ ruído de 3 e 10 respetivamente,
estimados injetando 3 réplicas de uma solução de concentração 1,00 ± 1,00 µg/mL.
A ± A
SC
R
LD LQ
Concentração
(µg/mL)
Massa
(µg)
Concentração
(µg/mL)
Massa
(µg)
(4,5±3,9) × 106 52,7 × 103 112,9 6,4 × 10-3 6,4 21,4 × 10-3 21,4
* As equações utilizadas na determinação dos limiares analíticos encontram-se no anexo V.
Comparando os valores de limite de deteção obtidos por Rodrigues et al na análise da
anatoxina pelo mesmo método de 0,002 µg/mL e os aqui apresentados, pode dizer-se não foi
atingida uma melhoria dos limites de deteção [93].
Na figura 3.20 encontra-se apresentado o cromatograma relativo à análise da solução de
menor concentração possível a ser analisado por SPME-GC/MS. A baixo deste nível de
concentração não se obtém qualquer pico cromatográfico para a anatoxina-a derivatiza com
IBCF.
Figura 3.20. Cromatograma da anatoxina-a derivatizada (0,010 ± 0,003µg/mL)
correspondente ao LD do método SPME-GC/MS obtido em matriz de água ultrapura.
O
H
H
H
N
O
O
CH3
H3C
Abundância
Tempo (min)
Capítulo III Capítulo III
72
Como para as análises da anatoxina-a o valor medido para o branco foi nulo, uma forma
alternativa para determinar os limiares analíticos de um método centra-se na análise de 10
réplicas independentes fortificadas com um nível de concentração baixo. O LD é obtido a partir
do valor de três vezes o desvio padrão das áreas de pico enquanto o LQ é determinado a partir
de dez vezes o valor do desvio padrão.
Na tabela 3.15, encontram-se os resultados obtidos para a área de pico na análise de 10
réplicas de soluções individuais de concentração 0,050 ± 0,016 µg/mL.
Tabela 3.15. Resultados obtidos para a área de pico da anatoxina-a na análise de 10
réplicas de soluções individuais de concentração 0,050 ± 0,016 µg/mL e limiares analíticos.
c ± c
(µg/mL)
A ± A LD
(µg/mL)
LQ
(µg/mL)
0,050 ± 0,0007 (30,0 ± 8,0) × 104 1,5 × 10-1 4,3 × 10-1
Verifica-se por comparação dos dados da tabela 3.14 e 3.15 que quando se avaliam as
10 réplicas de uma solução de 0,050 µg/mL de anatoxina-a estas conduzem a valores de limite
de deteção e quantificação muito mais altos do que o esperado. A possível causa relaciona-se
com a elevada variabilidade das áreas de pico obtidas entre análises o que levou ao aumento do
desvio padrão e consequentemente ao aumento do valor obtido para LD e LQ. Por outro lado
quando se utilizam as equações do anexo A 5.16 e 5.17 obtém-se valores de limite de deteção
mais adequados para este método, pois se analisa um intervalo de concentração restrito e para
valores de concentração menores.
Considerando que usualmente as concentrações encontradas de anatoxina-a em água
estão acima de 0,002 µg/mL e tendo em conta, que até aos dias de hoje não existe legislação
oficial aplicada às anatoxinas, conclui-se que os limites obtidos indicam que o método proposto
poderia ser aplicado na monitorização da anatoxina-a em água. Contudo é importante referir que
existe uma proposta provisória de 1 µg/L de anatoxina-a em água [38], como um limite de
segurança, obtido a partir de um estudo da toxicologia da anatoxina-a em ratos.
Capítulo III Capítulo III
73
3.4.4. Estudo do efeito de matriz
A investigação do efeito de matriz durante a quantificação da anatoxina-a é um
parâmetro importante a ser avaliado durante o desenvolvimento e validação de um método
analítico. Este efeito ocorre quando substâncias inerentes à matriz aquosa são arrastadas pelo
gás de arraste juntamente com o composto de interesse. Este fenómeno, em virtude da elevada
seletividade e especificidade quando na presença de matrizes aquosas, apresenta-se propício a
erros, uma vez que a presença de substâncias não monitorizadas na matriz podem afetar a
deteção da anatoxina-a comprometendo a eficiência de ionização da mesma, caracterizando
assim o efeito de matriz. Neste caso especifico o mecanismo exato do efeito de matriz é
desconhecido, mas é provavelmente originado pela competição entre um analito e de um
componente interferente presente na matriz que não está a ser monitorizado.
Partindo do pressuposto que o efeito de matriz pode ter interferência na intensidade do
sinal obtido para a anatoxina-a, resolveu-se testar esse efeito de matriz. Para o estudo foram
preparadas várias soluções com matrizes de água de diferentes proveniências e com soluções
de concentrações de anatoxina-a adicionadas preparadas a partir da solução stock de fumarato
de anatoxina-a. Foram assim testadas soluções para diferentes níveis de concentração (0,030,
0,050 e 0,100 µg/mL) e com matrizes distintas: água ultrapura, água do rio Lima, água do rio
Minho, água do lago Zamanes e água do rio Tâmega contaminada com microcistinas. As
soluções foram derivatizadas e injetadas em duplicado para cada nível de concentração
estudado. O efeito de matriz é analisado verificando se existe alteração da sensibilidade, medida
pelo declive de cada reta, obtida para os diferentes tipos de matrizes.
Na figura 3.21 apresentam-se os cromatogramas da anatoxina-a onde se pode visualizar
o respetivo efeito de matriz, obtidos por SPME-GC/MS.
Capítulo III Capítulo III
74
Figura 3.21. Cromatogramas relativos ao estudo do efeito de matrizes na análise da
anatoxina-a (0,100 µg/mL) por SPME-GC/MS: a) água ultrapura; b) água do rio Minho; c) água
do rio Lima; d) água do lago Zamanes; e) água do rio Tâmega contaminada com microcistinas.
Na figura 3.22 encontram-se apresentadas as diferentes curvas de calibração obtidas no
estudo do efeito de matriz na determinação da anatoxina-a. Posteriormente é discutida a
diferença entre os declives e respetivos coeficientes de correlação obtidos para os diferentes
tipos de matriz de água.
1200
6200
11200
16200
21200
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
Anatoxina-a
4000
9000
14000
19000
24000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
3000
8000
13000
18000
23000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
4000
9000
14000
19000
24000
29000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
5000
25000
45000
65000
85000
105000
125000
145000
6 8 10 12 14 16 18 20
Abundância
Tempo (min)
a) b)
c) d)
e) Anatoxina-a
Capítulo III Capítulo III
75
Figura 3.22. Estudo do efeito de matriz das soluções de anatoxina-a de diferentes
concentrações (0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL): a) água ultrapura, b) água do rio Lima, c) água
do rio Minho, d) água do lago Zamanes e e) água do rio Tâmega contaminada com
microcistinas.
Na tabela 3.16 apresentam-se os parâmetros correspondentes a cada reta na análise
dos diferentes tipos de matrizes. Posteriormente são discutidos os valores de área obtido para as
diferentes matrizes, a diferença entre os declives das retas, bem como os coeficientes de
correlação obtidos para as diferentes matrizes de água.
Tabela 3.16. Equações das retas e coeficientes de correlação obtidos no estudo do
efeito de matriz na análise da anatoxina-a adicionada (0,030, 0,050 e 0,100 µg/mL) a diferentes
tipos de matrizes.
Água Equação da reta
A = (b ± tsb) c(µg/mL) + (a ± tsa)
r cdeterminada
(µg/mL)
Ultrapura A = (71,1 ± 18,4) × 105 c- (1,8 ± 10,6) × 103 0,996 2,5 × 10-3
Rio Minho A = (71,9 ± 7,5) × 105 c - (8,1 ± 43,5) × 103 0,999 1,1 × 10-3
Rio Lima A = (74,0 ± 6,4) × 105 c - (6,5 ± 37,2) × 103 0,999 8,8 × 10-4
Lago Zamanes A = (52,4 ± 19,5) × 105 c - (2,1 ± 11,3) × 103 0,992 4,0× 10-3
Rio Tâmega A = (18,7 ± 1,6) × 106 c - (0,8 ± 9,4) × 104 0,999 4,4× 10-4
-5,00E+04
4,50E+05
9,50E+05
1,45E+06
1,95E+06
2,45E+06
0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 0,1 0,11
Áre
a d
o p
ico
Concentração de anatoxina-a (µg/mL)
e)
d)
a) b) c)
Capítulo III Capítulo III
76
Os resultados obtidos para o sinal da anatoxina-a a diferentes níveis de concentração
(figura 3.22), nas matrizes de água dos rios Lima e Minho apresentam bons coeficientes de
correlação e não diferem significativamente dos obtidos na matriz de água purificada, portanto
considera-se que não existe um efeito de matriz importante. Por outro lado, o sinal da anatoxina-
a em matriz de água do rio Tâmega contaminada com microcistinas é significativamente
diferente do obtido na matriz de água purificada, verificando-se um aumento do mesmo.
Estabelecendo um termo comparativo entre a figura 3.21a e 3.21e juntamente com os dados da
tabela 3.16, com a análise das respetivas retas (figura 3.22), confirma-se a presença de um
efeito de matriz, que de alguma forma contribui de positivamente para o enriquecimento do sinal
da anatoxina-a. No estudo da matriz do lago Zamanes decorre o processo inverso, já que a
quantidade extraída diminui, embora não se considere que exista um efeito de matriz
significativo. No geral todas as retas obtidas apresentam uma baixa incerteza associada ao
declive, relativamente à ordenada na origem, observa-se que a equação da reta engloba o ponto
(0,0).
Tabela 3.17. Estudo do efeito de matriz: comparação do sinal obtido para uma
concentração de 0,100 µg/mL de anatoxina-a utilizando como matriz: água ultrapura, água do
rio Minho, água do rio Lima, água do lago Zamanes e água do rio Tâmega.
Água Ultrapura Rio Minho Rio Lima Lago Zamanes Rio Tâmega
Área média
(n=2)
(71 ± 23)×104 (72 ± 62)×104 (74 ± 30)×104 (53 ± 15)×104 (19 ± 12)×104
Fazendo a leitura da tabela 3.16 comprova-se a variação para as áreas do pico da
anatoxina-a analisada nas diferentes matrizes de água. Para o caso da área obtida para o sinal
da anatoxina-a na matriz de água do rio Minho é importante referir que o valor do erro associado
á área é elevado, pois para as duas réplicas efetuadas se obtiveram dois valores de área que
diferiam bastante entre si.
77
Capitulo IV
Conclusão
Capítulo IV
78
IV. Conclusão
Um método simples e eficiente é aqui proposto para a determinação da anatoxina-a em
água por SPME-GC/MS. Este projeto centra-se no desenvolvimento, otimização e aplicação de
um protocolo analítico, incluindo a etapa da preparação de amostra (SPME) na análise deste
contaminante natural neurotóxico.
Algumas investigações recentes efetuadas por vários grupos de investigação sobre a
SPME, aplicada na análise de águas diretamente no local, demonstram que esta é uma
ferramenta eficaz e prática na determinação qualitativa e quantitativa da anatoxina-a. Para além
disto, a SPME possui um conjunto de outras vantagens quando comparada com outras técnicas
como LLE e SPE e que se constataram ao longo do desenvolvimento deste trabalho. Trata-se de
um método robusto, fácil de manipular, económico e não requer o uso de solventes tóxicos.
Torna-se útil mesmo para análise de pequenas quantidades de amostra. A resposta é linear para
várias ordens de grandeza e os valores obtidos para a precisão e limites de deteção são
usualmente satisfatórios. No que toca à seletividade e sensibilidade, pode dizer-se que são
parâmetros analíticos que se encontram em constante melhoria á medida que surgem mais
tipos de revestimentos. Todas as características reunidas contribuem para a sustentação da
ideia de implementar um procedimento padrão para a análise da anatoxina-a em água por
SPME-GC/MS.
As conclusões gerais que se podem tirar do presente trabalho são as seguintes:
1. Numa primeira fase foram testadas as condições para a GC/MS, nomeadamente
no diz respeito aos parâmetros cromatográficos, bem como os relacionados com a
espectrometria de massa. As condições estudadas foram baseadas no estudo efetuado por
Rellán et al. [35] e revelaram ser aplicáveis a este trabalho. Nomeadamente os parâmetros
relacionados com a injeção da amostra, com grande importância com a finalidade de conseguir
uma sensibilidade e eficiência máximas. Na otimização do caudal da fase móvel, verificou-se que
efetivamente 0,9 mL/min é o mais indicado. No que se refere à espectrometria de massa,
selecionou-se o modo SIM para a análise por SPME-GC/MS, por apresentar uma maior
sensibilidade que o modo SCAN.
Capítulo IV
79
2. O método SPME-GC/MS resultou ser uma técnica simples e de fácil aplicação na
análise da anatoxina-a derivatizada com IBCF em diferentes tipos de matrizes. A derivatização,
apesar de bastante simples é bastante demorada até ser atingido o equilíbrio da reação (8 a 16
h). O excesso de tempo despendido entre análises tem como consequência uma limitação no
número de réplicas a poderem ser aplicadas num determinado estudo. Ao longo da realização
do trabalho constou-se que o máximo de injeções a serem realizadas num dia útil, seriam
apenas 15 no total.
3. A técnica de microextração em fase sólida (SPME) é apresentada neste trabalho
como uma alternativa para a preparação da amostra antes da sua análise por GC/MS, de forma
a minimizar interferências e aumentar a deteção da anatoxina-a. Para tal testaram-se e
otimizaram-se todos os parâmetros que promovem a melhoria da eficiência da extração, como a
seleção da fibra, o tipo de derivatização e a respetiva quantidade de IBCF, a concentração de sal
em solução, o tempo de reação, o tempo de extração, a velocidade de agitação e as condições
de desorção. Após a otimização das condições de extração foi então possível realizar a validação
do método SPME-GC/MS na análise da anatoxina-a derivatizada com IBCF em água.
4. Como parâmetros de validação do método analisou-se a linearidade na gama de
concentração estudada (0,030 – 0,150 µg/mL) e verificou-se que a correlação apresentava um
coeficiente elevado (r = 0,994). O processo de validação confirmou que se trata de um método
viável na análise da anatoxina-a e apropriado no controlo e qualidade da água detetando a
anatoxina-a a baixos níveis de concentração (0,010 µg/mL). A sensibilidade do método SPME-
GC/MS não é muito elevada, mas é suficiente para realizar a determinação da anatoxina-a em
águas para consumo humano, tendo em conta também os limites provisórios propostos na
literatura (1 µg/L de anatoxina-a em água) [38]. A complexidade da matriz comprovou ser um
fator responsável pela perda de sensibilidade e apesar de serem controlados todos os
parâmetros de forma constante, a alteração do tipo de matriz promove interferência na análise
desta toxina. É desconhecido o tipo de interferência, mas no caso da utilização da matriz do rio
Tâmega é de prever que a concentração de microcistinas presente na amostra interfira de forma
positiva para o sinal e no tempo de retenção obtido para a anatoxina-a.
Capítulo IV
80
5. É importante destacar as desvantagens relacionadas com a manutenção do
sistema, como o aparecimento de sujidade prematura no sistema de injeção, assim como na
fonte de ionização, possivelmente proveniente da complexidade da natureza dos derivados. É
importante dar uma especial atenção a frequência com que se efetua a manutenção para que
não ocorra a diminuição da eficiência do método em certas ocasiões.
81
Capitulo V
Bibliografia
Capítulo V
82
V. Bibliografia
[1] Júnior, J.S., Legislação relativa à conservação da água e do solo. Consultoria
Legislativa, 2003.
[2] Kutser, T., et al., Monitoring cyanobacterial blooms by satellite remote sensing.
Estuarine, Coastal and Shelf Science, 2006, 67, 303-312.
[3] Cheng, H., An expert system for decision support of municipal water pollution control.
Engineering Applications of Artificial Intelligence, 2003, 16, 159–166.
[4] Bartram, J., et al., Water Quality Monitoring. A practical guide to the design and
implementation of freshwater quality studies and monitoring programmes. United Nations
Environment Programme, 1996.
[5] Babica, P., Environmental and ecotoxicological aspects of cyanobacterial toxins –
microcystins. Bruno, 2006.
[6] Whitton, B.A., et al., The Ecology of Cyanobacteria. Kluwer Academic Publishers,
2002.
[7] Brock, T.D., et al., Biology of Microorganisms, Prentice Hall International, Inc, 2003.
[8] Westrick, J.A., et al., A review of cyanobacteria and cyanotoxins removal/ inactivation
in drinking water treatment. Analytical Bioanalytical Chemestry, 2010, 397, 1705–1714.
[9] Rasmussen, B., et al., Reassessing the first appearance of eukaryotes and
Cyanobacteria. Nature, 2008, 455, 1101-1104.
[10] Talaro, K.P., Foundations in Microbiology. The McGraw−Hill Companies, 2002.
[11] Fernandes, V.O, et al., Ecologia de cianobactérias: fatores promotores e
consequências das florações. Oecol. Bras., 2009, 13, 247-258.
[12] Msagati, T.A.M., et al., Evaluation of methods for the isolation, detection and
quantification of cyanobacterial hepatotoxins. Aquatic Toxicology, 2006, 78, 382–397.
[13] Ibelings, B.W., et al., Accumulation of cyanobacterial toxins in freshwater ‗‗seafood‘‘
and its consequences for public health: A review. Environmental Pollution, 2007, 150, 177-192.
[14] Codd, G.A., Cyanobacterial toxins, the perception of water quality, and the
prioritisation of eutrophication control. Ecological Engineering, 2000, 16, 51–60.
[15] Carmichael, W.W., et al., Human Fatalities from Cyanobacteria: Chemical and
Biological Evidence for Cyanotoxins. Environmental Health Perspectives, 2001, 7, 663-668.
Capítulo V
83
[16] Codd, G.A., et al., Cyanobacterial toxins: risk management for health protection.
Toxicology and Applied Pharmacology, 2005, 203, 264–272.
[17] Gugger, M., et al., First report in a river in France of the benthic cyanobacterium
Phormidium favosum producing anatoxin-a associated with dog neurotoxicosis. Toxicon, 2005,
1–10.
[18] Vasconcelos, V.M., et al., Cyanobacterial toxins in Portugal: effects on aquatic
animals and risk for human health, Brazilin Journal of Medical and Biological Research, 1999,
32, 249-254.
[19] Codd, G.A., et al., Cyanobacterial toxins, exposure routes and human health, Eur. J.
Phycol, 1999, 34, 405-415.
[20] Williams, P.L., et al., Principles of Toxicology. John Wiley & Sons, 2000.
[21] Mankiewicz, J., et al., Natural toxins from cyanobacteria. Series Botanica, 2003,
45, 9–20.
[22] Svrcek, C., et al., Cyanobacteria toxins and the current state of knowledge on water
treatment options: a review. Journal Environmental Engineering Science, 2004, 3, 155–185.
[23] Hawkins, B., et al., Toxicological Reviews of Cyanobacterial Toxins: Anatoxin-A.
National Center for Environmental Assessment, 2006.
[24] Osswald, J., et al., Toxicology and detection methods of the alkaloid neurotoxin
produced by cyanobacteria, anatoxin-a. Environment International, 2007, 33, 1070–1089.
[25] Smith, R.A., et al., A rapid analysis of water for anatoxin-a, the unstable toxic
alkaloid from Anabaena flos-aquae, the stable non-toxic alkaloids left after bioreduction and a
related amine which may be nature's precursor to anatoxin-a. Vet Human Toxicon, 1987, 29, 4-
153.
[26] Carmichael, W.W., et al., Toxicology and pharmacological action of anabaena flos-
aquae toxin. Science, 1975, 187, 542-544.
[27] Carmichael, W.W., et al., Pharmacology of Anatoxin-a, produced by the freshwater
cyanophyte Anabaena flos-aquae NRC-44-1. Toxicon, 1979, 3, 229-236.
[28] Thompsom, P.E., et al., Conformational studies on (+)-anatoxin-a and derivatives.
Journal of Computer- Aided Molecular Design, 1992, 6, 287-298.
[29] Koskinen, A.M.P., et al., Synthetic and conformational studies on anatoxin-a: a
potent acetylcholine agonist. Journal of Medical Chemistry, 1985, 28, 9- 1301.
Capítulo V
84
[30] Swanson, K.L., et al., Molecular mechanisms of the potent and stereospecific
nicotinic receptor agonist (+)-anatoxin-a. Molecular Pharmacology, 1986, 29, 7-250.
[31] Aas, P., et al., Enhancement of acetylcholine release by homoanatoxin-a from
Oscillatoria formosa. Environmental Toxicology Pharmacology, 1996, 2, 223–32.
[32] Codd, G.A., Cyanobacterial toxins: occurrence, properties and biological
significance. Water Science and Technology, 1995, 4, 149–156.
[33] Osswald, J., et al., Acute effects of an anatoxin-a producing cyanobacterium on
juvenile fish—Cyprinus carpio L. Toxicon, 2007, 49, 693–698.
[34] Botana, L.M., Phycotoxins Chemistry and Biochemistry. Blackwell Publishing, 2007.
[35] Rellán, S., et al., First detection of anatoxin-a in human and animal dietary
supplements containing cyanobacteria. Food and Chemical Toxicology, 2009, 47, 2189–2195.
[36] Dittmann, E., et al., Review: Cyanobacterial toxins – occurrence, biosynthesis and
impact on human affairs. Mol. Nutr. Food Res., 2006, 50, 7 – 17.
[37] Rogers, E.H., et al., Potential developmental toxicity of anatoxin-a, a cyanobacterial
toxin. J. Appl. Toxicol. 2005; 25: 527–534.
[38] Fawell, J.K., et al., The toxicity of cyanobacterial toxins in the mouse: Anatoxin-a. J.
Appl. Toxicol. 2005; 25: 527–534.
[39] Patockaa, J., et al., Brief review of natural nionprotein. Applied science and Analysis,
2002, 88 , 02-1.
[40] Campbell, H.F., et al., Synthesis of nor-anatoxin- a and anatoxin-a. Can. J. Chem.,
1977, 55, 1372-1379.
[41] Carmichael, W.W., Cyanobacteria secondary metabolites- the cyanotoxins. Journal of
Applied Bacteriology, 1992, 72, 445-459.
[42] Carmichael, W.W., et al., Muscle sensitivity differences in two avian species to
anatoxin-a produced by the freshwater cyanophyte Anabaena flos-aquae NRC-44-1. Can. J. Zool.,
1978, 56, 2-510.
[43] Carmichael, W.W., et al., Anatoxins from clones of Anabaena flos-aquae isolated
from lakes of western Canada. Mitt. Internat. Verein. Limnol, 1978, 21, 285—295.
[44] Spivak, C.E., et al., Anatoxin-a: a novel, potent agonist ate the nicotinic receptor.
Molecular Pharmacology, 1980, 18, 384-394.
[45] Astrachan, N.B., et al., Evaluation of the subacute toxicity and teratogenicity of
anatoxin-a. Toxicon, 1980, 18, 8-684.
Capítulo V
85
[46] Aronstam, R.S., et al., Anatoxin-a interactions with cholinergic synaptic molecules.
Proc. Natl. Acad. Sci., 1981, 78, 43-4639.
[47] Bláha, L., et al., Methods for detection and quantification of cyanobacterial toxins –
a review. Algological Studies, 2000, 99, 1-22.
[48] Chorus, I., et al., Toxic Cyanobacteria in Water: A guide to their public health
consequences, monitoring and management. E & FN Spon, 1999.
[49] Gault, P.M., Handboock on Cyanobacteria: Biochemistry, Biotechnology and
Applications. Bacteriolagy Research Developments Series, 2009.
[50] Marsalek, B., et al., Methods for detection and quantification of cyanobacterial toxins
– a review. Algological Studies, 2000, 99, 1-22.
[51] Aráoz, R., et al., Neurotoxins in axenic oscillatorian cyanobacteria: coexistence of
anatoxin-a and homoanatoxin-a determined by ligand-binding assay and GC/MS. Microbiology,
2005, 151, 1263–1273.
[52] Aráoz, R., et al., MALDI-TOF-MS detection of the low molecular weight neurotoxins
anatoxin-a and homoanatoxin-a on lyophilized and fresh filaments of axenic Oscillatoria strains.
Toxicon, 2008, 51, 1308–1315.
[53] James, K.J., et al., "Anatoxin-a in Irish freshwater and cyanobacteria, determined
using a new fluorimetric liquid chromatographic method." Toxicon, 1997, 35, 963-971.
[54] Apeldoorn, M.E., et al., Toxins of cyanobacteria. Mol. Nutr. Food Res., 2007, 51, 7
– 60.
[55] Ojanpera, I., et al., Facile Detection of Anatoxin-a in Algal Material by Thin-layer
Chromatography With Fast Black K Salt. ANALYST, MARCH, 1991, 116, 265-267.
[56] Codd, G.A., et al., Analysis of Cyanobacterial Toxins by Physicochemical and
Biochemical Methods. Journal of AOAC International, 2001, 5, 1626-1635.
[57] James, K.J., et al., Determination of the cyanobacterial neurotoxin, anatoxin-a, by
derivatisation using 7-fluoro-4-nitro-2,1,3-benzoxadiazole (NBD-F) and HPLC analysis with
fluorimetric detection. Biomedical Chromatography, 1996, 1, 46–47.
[58] James, K.J., et al., Sensitive determination of anatoxin-a, homoanatoxin-a and their
degradation products by liquid chromatography with fluorimetric detection. Journal of
Chromatography A, 1998, 798, 147–157.
Capítulo V
86
[59] Rawn, D.F.K., et al., Improved Method for the Determination of Anatoxin-a and Two
of Its Metabolites in Blue-Green Algae Using Liquid Chromatography with Fluorescence Detection.
Jornal of AOAC International, 2005, 6, 2245-2252.
[60] Vogt, C.B., et al., A highly sensitive analytical method for the neurotoxin anatoxin-a,
using GC-ECD, and first application to laboratory cultures. Toxicon, 1986, 12, 1289-1296.
[61] Edwards, C., et al., Identification of anatoxin-A in benthic cyanobacteria (blue-green
algae) and in associated dog poisonings at Loch Insh, Scotland .Toxicon, 1992, 10, 1165-1175.
[62] Zwiener, C., et al., LC-MS analysis in the aquatic environment and in water
treatment – a critical review. Analytical Bioanalytical Chemistry, 2004, 378, 862–874.
[63] Takino, M., Analysis of Anatoxin-a in Drinking Water by Automated On-line
Derivatization Electrospray LC/MS. Agilent Technologies, 2000, 1-4.
[64] Pietsch, J., et al., Simultaneous determination of cyanobacterial hepato-and
neurotoxins in water samples by ion-pair supported enrichment and HPLC-ESI-MS-MS. 2001, 54,
339-344.
[65] Dell‘Aversano, C., et al., Analysis of Cyanobacterial Toxins by Hydrophilic Interaction
Liquid Chromatography-Mass Spectrometry. Journal of Chromatography A, 2004, 1028, 155–
164.
[66] Dell‘Aversano, C., et al., Hydrophilic interaction liquid chromatography–mass
spectrometry for the analysis of paralytic shellfish poisoning (PSP) toxins. Journal of
Chromatography A, 2005, 1081, 190–201.
[67] Furey, A., et al., Strategies to avoid the mis-identification of anatoxin-a using mass
spectrometry in the forensic investigation of acute neurotoxic poisoning. Journal of
Chromatography A, 2005, 1082, 91–97.
[68] Dimitrakopoulos, I.K., et al., Development of a fast and selective method for the
sensitive determination of anatoxin-a in lake waters using liquid chromatography–tandem mass
spectrometry and phenylalanine-d5 as internal standard. Anal Bioanal Chem, 2010, 397, 2245–
2252.
[69] James, K.J., et al., Anatoxins and degradation products, determined using hybrid
quadrupole time-of-flight and quadrupole ion-trap mass spectrometry: forensic investigations of
cyanobacterial neurotoxin poisoning. Rapid Commun. Mass Spectrom, 2005, 19, 1167–1175.
[70] Dagnino, D., H NMR quantification in very dilute toxin solutions: application to
anatoxin-a analysis. Toxicon, 2005, 46, 236–240.
Capítulo V
87
[71] Stevens, D.K., et al., Analysis of anatoxin-a by GC/ECD. Journal Analytical Toxicol.
1988, 12, 126–31.
[72] Bruno, M., et al., Anatoxin-a and a previously unknown toxin in Anabaena
planktonica from blooms found in Lake Mulargia (Italy). Toxicon, 1994, 32, 369–73.
[73] Himberg, K., Determination of anatoxin-a, the neurotoxin of Anabaena flosaquae
cyanobacterium, in algae and water by gas chromatography-mass spectrometry. Journal
Chromatography, 1989, 481, 358–62.
[74] Namikoshi, et al., Simultaneous production of homoanatoxin-a, anatoxin-a, and a
new non-toxic 4-hydroxyhomoanatoxin-a by the cyanobacterium Raphidiopsis mediterranea Skuja.
Toxicon, 2003, 42, 533 - 8.
[75] Harada, K. et al., A newprocedure for the analysis and purification of naturally
occurring anatoxina from the blue-green alga Anabaena flos-aquae. Toxicon, 1989, 7, 1289 –
96.
[76] Rapala, J., et al., Anatoxin-a concentration in Anabaena and Aphanizomenon under
different environmental conditions and comparison of growth by toxic and non-toxic Anabaena-
strains — a laboratory study. Journal Appl. Phycol., 1993, 5, 581–91.
[77] Sieroslawska, A., et al., Toxicity of cyanobacterial bloom in the eutrophic dam
reservoir (Southcast Poland), Environmental Toxicology and Chemistry, 2009, 3, 556-560.
[78] Rodrigues, A., et al., Pressurized Liquid Extraction of Toxins from Cyanobacterial
Cells. Wiley Periodicals, 2005, 390-396.
[79] Hormazábal, V., et al., Simultaneous Determination of the cyanotoxins anatoxin-a,
microcystin Desmethy-3-RR, LR, RR and YR in water using liquid chromatography-mass
spectrometry. Journal of Liquid Chromatography & Related Technologies, 2000, 23, 3155–
3164.
[80] Draisci, R., et al., Identification of anatoxins in blue-green algae food supplements
using liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Food Addit. Contam., 2001,18, 525–
31.
[81] Bumke-Vogt, C., et al., A highly sensitive analytical method for the neurotoxin
anatoxin-a, using GC-ECD, and first application to laboratory cultures. Phycologia, 1996, 35, 51–
6.
[82] Harada K., et al., Liquid chromatography/mass spectrometric detection of anatoxin-
a, a neurotoxin from cyanobacteria. Tetrahedron, 1993, 49, 9251–60.
Capítulo V
88
[83] Lord, H., et al., Evolution of solid-phase microextraction technology. Journal of
Chromatography A, 2000, 885, 153–193.
[84] Dietz, C., et al., Recent developments in solid-phase microextraction coatings and
related techniques. Journal of Chromatography A, 2006, 1103, 183–192.
[85] Pawliszyn, J., et al., Solid Phase Microextraction with Thermal Desorption Using
Fused Silica Optical Fibers. Anal. Chem., 1990, 62, 2145-2148.
[86] Valente, A., et al., Microextração por fase sólida. Química Nova, 2000, 23, 523-
530.
[87] Nerín. C., et al., Critical review on recent developments in solventless techniques for
extraction of analytes. Analytical Bioanalytical Chemistry, 2009, 393, 809–833.
[88] Namera, A., et al., Analysis of anatoxin-a in aqueous samples by solid-phase
microextraction coupled to high-performance liquid chromatography with fluorescence detection
and on-fiber derivatization. Journal of Chromatography A, 2002, 963, 295–302.
[89] Rellán, S., et al., Analysis of anatoxin-a in biological samples using liquid
chromatography with fluorescence detection after solid phase extraction and solid phase
microextraction. Journal of Chromatography A, 2007, 1156, 134–140.
[90] Ghassempour, A., et al., Analysis of anatoxin-a using polyaniline as a sorbent in
solid-phase microextraction coupled to gas chromatography–mass spectrometry. Journal of
Chromatography A, 2005, 1078, 120–127.
[91] Rosenfeld, J.M., et al., Derivatization in the current practice of analytical chemistry.
Trends in Analytical Chemistry, 2003, 11, 785-798.
[92] Kataoka, H., et al., Applications of solid-phase microextraction in food analysis.
Journal of Chromatography A, 2000, 880, 35–62.
[93] Rodríguez, V., et al., Determination of anatoxin-a in environmental water samples by
solid-phase microextraction and gas chromatography-mass spectrometry. J. Sep. Sci., 2006, 29,
2085 – 2090.
[94] Stashenko, E.E., et al., Derivatization and solid – phase microextraction,. Trends in
Analytical Chemistry, 2004, 8, 553-561.
[95] Husek, P., et al., Chloroformates in gas chromatography as general purpose
derivatizing agents, Journal of Chromatography B, 1998, 717, 57-91.
[96] Kim, K.R, et al, Rapid gas chromatography profiling and screening of biologically
active amines, Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 1997, 15, 1309-1318.
Capítulo V
89
[97] Bicking, M.K.L., Extraction/Analytical extractions, Encyclopedia of Separation
Science, 1371-1382.
[98] Muller, L., et al., Determination of aromatic amines by solid phase microextraction
and gas chromatography – mass spectrometry in water samples, Journal of Chromatography A,
1997, 791, 221-230.
[99] Dewulf, J., et al, Solid phase Microextraction of volatile organic compounds, Journal
of Chromatography A, 1997, 761, 205-217.
[100] Catálogo sigma Aldrich: http://www.sigmaaldrich.com/etc/medialib/docs/
Sigma/Datasheet/6/a224dat.Par.0001.File.tmp/a224dat.pdf
[101] Catálogo da Supelco: http://www.sigmaaldrich.com/etc/medialib/docs/
Supelco/Bulletin/4547.Par.0001.File.tmp/4547.pdf
[102] United States Food and Drug Administration (US-FDA); Guidance for Industry,
Bioanalytical Method Validation, 2001.
[103] Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA); Guia para Validação de Métodos
Analíticos e Bioanalíticos, Resolução RE no 899 de 29/05/2003.
[104] Aguete, E.C., et al, HPLC and HPCE analysis of microcystins RR, LR and YR
present in cyanobacteria and water by using immunoaffinity extraction. Talanta, 2003, 59, 697–
705.
[105] Beasley, V. R., et al., Diagnostic and clinically important aspects of cyanobacterial
(blue-green algae) toxicoses. J Vet Diagn Invest, 1989, 1, 359-365.
[106] Stewart, I., et al., Recreational and occupational field exposure to freshwater
cyanobacteria – a review of anecdotal and case reports, epidemiological studies and the
challenges for epidemiologic assessment. Environmental Health: A Global Access Science Source
2006, 5, 1-13.
[107] Takino, M., et al., Analysis of anatoxin-a in freshwaters by automated on-line
derivatization–liquid chromatography–electrospray mass spectrometry. Journal of
Chromatography A, 1999, 862, 191–197.
[108] Bogialli, S., et al., Simple and rapid determination of anatoxin-a in lake water and
fish muscle tissue by liquid-chromatography–tandem mass spectrometry. Journal of
Chromatography, 2006, 1122, 180–185.
90
Capitulo VI
Anexos
Anexo I
91
Anexo 1. Estrutura química das principais cianotoxinas [19, 54, 104 - 106].
Nome Estrutura Química Fontes Mecanismo de ação
HE
PA
TO
XIN
AS
Microsistina-LR
Microcystis,
Nostoc,
Anabaena,
Oscillatoria
Hepatotóxico, promotor de
tumor, inibidor de fosfatases
Nodularina-R
Nodularia
Hepatotóxico, promotor de
tumores, inibidor de
fosfatases
Cilindrospermopsina
Aphanizomenon,
Cylindrospermopsis
Hepatotóxico, inibidora de
síntese de proteínas
Anexo I
92
Anexo 1. Estrutura química das principais cianotoxinas [19, 54, 104 - 106] (continuação).
Nome Estrutura Química Fontes Mecanismo de ação
NE
UR
OT
OX
INA
S
Saxitoxina
Aphanizomenon
Neurotóxico, bloqueador de
canais de sódio
Anatoxina-(s)
Anabaena flos-aquae
Neurotóxico e inibidor de
colinesterase
Anatoxina-a
Anabaena, Aphanizomenon,
Plaktothrix
Neurotóxico depolarisador e
bloqueador de junção
neuromuscular
DE
RM
AT
OX
INA
S
´
Debromoaplisiatoxina
Lyngbya,
Schizothrix,
Planktothrix
Inflamação na pele, promotor de
formação de tumor
Lingbiatoxina
Lyngbya
Inflamação na pele e
gastrointestinal
Anexo II
93
Anexo II. Métodos desenvolvidos utilizados no pré-tratamento e análise da anatoxina-a e respetivos limites de deteção.
Método Matriz Pré-tratamento da amostra LD Comentários Referência
TLC Cianobactérias Tratamento por ultrassons da amostra com água acidificada (pH = 2,5) e LLE com CH2Cl2
10µg/g Método barato e semi-quantitativo [55]
HPLC/UV Cianobactérias Extração com 0,05 M em ácido acético, fase reversa ODS e purificação com troca iónica (COOH)
Não especificado Consumo de tempo excessivo no pré-tratamento. Baixa sensibilidade. Não é útil para amostras complexas e análise dos produtos de degradação.
[75]
HPLC/FID Água e cianobactérias
Extração com metanol (pH 4), purificação com troca catiónica fraca SPE
10 ng/L Uso da derivatização. Alta sensibilidade. Determinação da anatoxina-a, homoanatoxina-a e produtos de degradação.
[58]
HPLC/FID Água SPME 20 ng/mL Baixa sensibilidade. Derivatização em fibra. Design experimental complexo.
[88]
HPLC/FID Cianobactérias Extração com metanol-0,2 M HCl e SPE-C18 10-50 µg/kg Elevada sensibilidade. [59]
HPLC/FL Água e cianobactérias
Tratamento por ultrassons aplicado à extração intracelular e purificação com SPE de troca catiónica fraca
SPE->24 ng/L
SPME-> 290 ng/L
Derivatização com 4-fluoro-7-nitro-2,1,3-benzodiazole (NBD-F). E levada eficiência na extração.
[89]
GC/ECD Água e cianobactérias
Tratamento por ultrassons. Dois passos na limpeza das amostras com SPE-C18
5 ng injetadas Derivatização com anidrido tricloroacético. Consumo de tempo no pré-tratamento da amostra.
[71]
GC/MS Água e cianobactérias
Extração das cianobactérias com metanol acídico e limpeza com cartuxos de sílica. LLE para as amostras de água
0,1 ng injetadas Derivatização a N-acetil anatoxina-a. Tempo de derivação longo (16 h).
[73]
Anexo II
94
Anexo II. Métodos desenvolvidos utilizados no pré-tratamento e análise da anatoxina-a e respetivos limites de deteção (Continuação).
Método Matriz Pré-tratamento da amostra LD Comentários Referência GC/MS Água e
cianobactérias Extração com metanol, pré-concentração com SPME usando polianilina como sorvente
11,2 ng/mL Bons resultados usando os filmes de polianilina em SPME; bons resultados na análise dependem de um maior tempo de extração (30 min).
[90]
GC/MS Água SPME com fibras PDMS (polidimetilsiloxano) 2 ng/mL Uso da norcocaina como padrão interno; derivatização com hezilcloroformato em solução alcalina (pH=9.0)
[93]
LC-ESI-MS Água Extração usando discos de SPE apos o ajuste do pH=10
2 ng/L Pré-coluna de derivatização com fluoril metilcloroformato para aumentar a retenção da anatoxina-a na coluna de LC.
[107]
LC-QTOF/QIT-MS
Água e cianobactérias
Extração com metanol (pH=4), purificação com SPE de troca catiónica fraca
2 µg/L Fragmentação detalhada da anatoxina-a, homoanatoxina-a e produtos de degradação. Baixa sensibilidade.
[108]
LC-ESI-MS/MS
Água e tecido de peixes
Filtração da água. Extração das amostras de peixe por MSPD usando areia como matriz dispersa em água
8 ng/L; 0,2 ng/g Elevada sensibilidade. Equipamento caro [69]
Anexo III
95
Anexo III. Instruções de funcionamento do GC/MS.
a) Ligar o equipamento
1. Verificar a pressão de entrada e de saída;
2. Ligar o sistema de cromatografia no botão (ON – OK);
3. Ligar o detetor de massa no botão (ON – OK);
4. Ligar o computador;
5. Arrancar com o programa Instrument #1;
6. Para o software do sistema de gases pressionar a tecla Oven, após aparecerem as
condições para ligar o forno, pressiona-se a tecla ON;
7. Deixar estabilizar o sistema GC/MS entre 2-3 horas;
8. No menu ―HRCHEMISTATION‖ selecionar ―view‖, para diagnosticar o vácuo;
9. Dentro do menu anterior selecionar ―Pump Down‖ e deixar o sistema a estabilizar
durante 2 horas;
b) Obter cromatogramas
1. Em ―Enhanced Data Analysis‖ seguido de ―Load Data File‖ podem abrir-se os
cromatogramas se a análise tiver terminado;
2. Ao selecionar ―Tools‖ seguido de ―Overlay Cromatograms‖ para sobrepor os
cromatogramas;
3. Para se realizar uma nova análise deve se esperar que o equipamento esteja OK,
esperar que apareça a luz verde no equipamento.
c) Autotune
1. Para efetuar o autotune do programa Instrument #1 que controla o funcionamento do
GC/MS, abrir o menu ―Instrument‖ e selecionar ―Perform MS Autotune‖
Anexo IV
96
Anexo IV. Características e frases de risco e segurança.
a) Características inerentes aos reagentes utilizados neste trabalho:
Reagente Formula química Massa Molecular
(g/mol)
Pureza
(%)
Metanol CH3OH 32,04 99,9
Acetato de etilo CH3COOC2H5 88,11 99,0
Fumarato de anatoxina-a C10H15NO.C4H4O4 281,31 99,9
Anidrido acético C4H6O3 102,09 99,0
Piridina C5H5N 79,10 99,9
Hidrogeno carbonato de
sódio
NaHCO3 84,01 99,7
Isobutilcloroformato C5H9ClO2 136,58 99,8
b) Frases de risco e segurança.
1. Metanol
R 11: Facilmente inflamável.
R 23/24/25: Tóxico por inalação, em contacto com a pele e por ingestão.
R 39: Perigo de efeitos irreversíveis muito graves.
S 7: Manter o recipiente bem fechado.
S 16: Conservar longe de fontes de ignição – Não fumar.
S 36/37: Usar luvas e vestuário de proteção adequados.
S 45: Em caso de acidente ou indisposição consultar imediatamente um médico (se
possível mostrar-lhe o rótulo do produto).
Anexo IV
97
2. Acetato de etilo
R 11: Facilmente inflamável.
R 36: Irritante para os olhos.
R 66: Exposição contínua pode causar a secagem da pele ou formação de fissuras.
R 67: Vapores podem causar sonolência e tonturas.
S 16: Conservar longe de fontes de ignição – Não fumar.
S 26: Em caso de contato com os olhos, lavar imediata e abundantemente em água e
chamar um especialista.
S 33: Tomar as devidas precauções contra descargas estáticas.
3. Anidrido Acético
R 10: Inflamável.
R 20/22: Perigoso por inalação e por ingestão.
R 34: Causa queimaduras.
S 26: Em caso de contato com os olhos, lavar imediata e abundantemente em água e
chamar um especialista.
S 36/37/39: Usar luvas e vestuário de proteção adequados bem como proteção para
os olhos/cara.
S 45: Em caso de acidente ou indisposição consultar imediatamente um médico (se
possível mostrar-lhe o rótulo do produto).
4. Piridina
R 11: Facilmente inflamável.
R 20/21/22: Perigoso por inalação em contato com a pele e por ingestão.
S 26: Em caso de contato com os olhos, lavar imediata e abundantemente em água e
chamar um especialista.
Anexo IV
98
S 28: Após o contato com a pele lavar abundantemente com água.
5. Isobutilcloroformato
R 10: Inflamável.
R 22: Perigoso se ingerido.
R 23: Perigoso se inalado.
R 34: Causa queimaduras.
S 26: Em caso de contato com os olhos, lavar imediata e abundantemente em água e
chamar um especialista.
S 36/37/39: Usar luvas e vestuário de proteção adequados bem como proteção para
os olhos/cara.
S 45: Em caso de acidente ou indisposição consultar imediatamente um médico (se
possível mostrar-lhe o rótulo do produto).
6. Fumarato de anatoxina-a
R 20/21/22: Perigoso por inalação em contato com a pele e por ingestão.
R 62: Possível risco de diminuição da infertilidade
R 63: Possível risco para grávidas.
S 22: Não respirar o resíduo na forma de pó.
S 24/25: Evitar o contato com a pele e olhos.
S 36/37/39: Usar luvas e vestuário de proteção adequados bem como proteção para
os olhos/cara.
S 45: Em caso de acidente ou indisposição consultar imediatamente um médico (se
possível mostrar-lhe o rótulo do produto).
Anexo V
99
Anexo V. Tratamento de resultados
A reta de calibração é apresentada se acordo com a seguinte expressão:
y = bx + a
onde b é o declive e a ordenada na origem.
As incertezas associadas ao declive (Sb) e à ordenada na origem (Sa) são determinadas
a partir das seguintes expressões:
em que s x/y representa o desvio padrão dos pontos experimentais à reta
Os intervalos de confiança na ordenada na origem e do declive são apresentados sob a
seguinte forma:
a ± tSa
b ± tSb
A partir da reta de calibração pode ser determinado o erro associado à concentração
obtida por extrapolação:
onde m é o número de réplicas cujo valor médio das leituras é y0, e x0 o valor da concentração
correspondente a yo.
O intervalo de confiança correspondente à concentração determinada (x0) é dado pela
expressão seguinte:
x0 ± t x0
(A 5.1)
(A 5.2)
(A 5.3)
(A 5.4)
(A 5.5)
(A 5.6)
(A 5.7)
(A 5.8)
Anexo V
100
em que o valor de t corresponde ao nível de confiança desejado (P =95%), para n = 2
graus de liberdade.
A qualidade do ajuste linear foi avaliado a partir do coeficiente de correlação dado por:
Os limites de deteção (LD) e de quantificação podem ser avaliados a partir dos
parâmetros estatísticos da reta, recorrendo às seguintes expressões:
Outra forma de determinar os limiares analíticos do sistema de SPME-GC/MS, baseia-se
na relação sinal/ ruído de 3 e 10 respetivamente, as expressões utilizadas são as seguintes:
onde R é a altura média do ruido (para as três réplicas efetuadas) e S a altura do pico
cromatográfico caraterizado por ser três vezes a altura do ruido no caso da determinação do LD
e 10 vezes a altura do ruido no caso do LQ.
Uma outra alternativa para determinar os limiares analíticos do método SPME-GC/MS
centra-se na análise de 10 réplicas independentes fortificadas com um nível baixo de
concentração e aplicando as seguintes expressões:
LD = 0 + 3,3s
LQ = 0 + 10s
onde s representa o valor do desvio padrão .
A concentração (c) de uma solução preparada a partir da massa de anatoxina-a é dada
por:
c = m/V
(A 5.9)
(A 5.10)
(A 5.11)
(A 5.12)
(A 5.13)
(A 5.16)
(A 5.17)
(A 5.18)
Anexo V
101
Considerando que a massa da anatoxina-a fornecida é de 1,00 mg, estima-se para a
incerteza da concentração da solução mãe o valor de 1,00 ± 0,01 mg/mL obtido recorrendo a
expressão:
Quanto às concentrações das soluções padrão preparadas por diluição são calculadas
recorrendo à seguinte expressão:
Ci × Vi= cf × Vf
onde, ci é a concentração inicial, Vi o volume inicial, cf a concentração final e Vf o volume final.
A incerteza associada à concentração das soluções padrão é dada por:
(A 5.19)
(A 5.20)
(A 5.21)
![Paula Alexandra Ribeiro Faria - … Oxidação-Redução no Laboratório ... a partir de informação selecionada, e identificar as suas aplicações. _ [1]. Assim, nesta](https://img.pdfslide.tips/doc/110x75/5ae2513e7f8b9a0d7d8c2fca/paula-alexandra-ribeiro-faria-oxidao-reduo-no-laboratrio-a-partir-de-informao.jpg)
