PRIMER PREMIO MICROBIOLOGÍA 2012-Carlos Vicente García

MÁSTER INTERUNIVERSITARIO EN INGENIERÍA AMBIENTALMÁSTER INTERUNIVERSITARIO EN INGENIERÍA AMBIENTALMÁSTER INTERUNIVERSITARIO EN INGENIERÍA AMBIENTALMÁSTER INTERUNIVERSITARIO EN INGENIERÍA AMBIENTAL

ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS ESPECIALIDAD EN DIRECCION DE ESTACIONES DEPURADORAS DE AGUAS

RESIDUALESRESIDUALESRESIDUALESRESIDUALES

TRABAJO FINAL DE MÁTRABAJO FINAL DE MÁTRABAJO FINAL DE MÁTRABAJO FINAL DE MÁSTERSTERSTERSTER::::

Realizado por: CARLOS CARLOS CARLOS CARLOS VICENTE GARCÍAVICENTE GARCÍAVICENTE GARCÍAVICENTE GARCÍA

GRUPO AGUAS DE VALENCIA GRUPO AGUAS DE VALENCIA GRUPO AGUAS DE VALENCIA GRUPO AGUAS DE VALENCIA

EDAR QUARTEDAR QUARTEDAR QUARTEDAR QUART----BENABENABENABENAGERGERGERGER

Directores: DANIEL AGUADO GARCÍA

JOAQUÍN SERRALTA SEVILLA

Valencia, 2011

DATOSDATOSDATOSDATOS

Autor: Carlos Vicente GarcíaAutor: Carlos Vicente GarcíaAutor: Carlos Vicente GarcíaAutor: Carlos Vicente García Dirección: Ronda del Parque nº 14 Dirección: Ronda del Parque nº 14 Dirección: Ronda del Parque nº 14 Dirección: Ronda del Parque nº 14 5ªE5ªE5ªE5ªE CP CP CP CP 44002 TERUEL44002 TERUEL44002 TERUEL44002 TERUEL eeee----mail: mail: mail: mail: [email protected]@[email protected]@hotmail.com Teléfono: 600317795Teléfono: 600317795Teléfono: 600317795Teléfono: 600317795 Empresa: Empresa: Empresa: Empresa: Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19Grupo Aguas de Valencia, Gran Vía Marqués del Turia, 19 CP46005 CP46005 CP46005 CP46005 ValenciValenciValenciValenciaaaa

Resumen

RESUMENRESUMENRESUMENRESUMEN __________________________________________________________________________________________________________

Resumen

Resumen

RRRRESUMENESUMENESUMENESUMEN

El problema de la eutrofización causa deterioros de los ecosistemas acuáticos. La solución a este problema pasa por la minimización de los vertidos y del exceso de nutrientes, principalmente nitrógeno y fósforo, en las aguas vertidas a cauces naturales (ríos, lagos, mares). Las estaciones de tratamiento de aguas residuales son las encargadas de eliminar gran cantidad de estos nutrientes, reduciendo considerablemente su volumen en los vertidos a los ecosistemas acuáticos.

La implantación de esquemas de tratamiento para la eliminación biológica de

nitrógeno, es necesaria para abordar la minimización del problema de la eutrofización. Sin embargo, el diseño de muchas estaciones depuradoras de aguas residuales (EDAR), realizadas cuando la legislación no exigía la eliminación de nutrientes, no permite la eliminación biológica de nitrógeno mediante el proceso nitrificación/desnitrificación.

Actualmente, la normativa vigente obliga a muchas de estas EDAR a buscar soluciones con el fin de cumplir los requisitos de vertido. Las soluciones pasan por la construcción de un nuevo reactor o la construcción de una cámara anóxica, y la instalación de una corriente de recirculación interna, soluciones todas ellas que suponen una elevada inversión económica, además de un largo tiempo de ejecución.

El objetivo principal de este trabajo es estudiar la eliminación biológica de

nitrógeno en plantas que no hayan sido diseñadas para ello (sin zona anóxica y/o sin recirculación interna). Para ello se ha realizado un estudio en planta piloto en el que se pretende mediante aireación intermitente alcanzar concentraciones de nitrógeno admisibles por la legislación con un consumo energético mínimo, es decir, trabajando con un tiempo de retención celular (TRC) aerobio bajo y concentraciones de oxígeno disuelto bajas.

En este estudio se muestra la utilidad de integrar diversas técnicas, como son las

técnicas microscópicas moleculares (hibridación in situ FISH), técnicas respirométricas, y técnicas microscópicas simples (contraste de fases, tinciones) a los sistemas de eliminación biológica de nitrógeno, mostrando la utilidad de dichas técnicas para el seguimiento y control de los procesos biológicos. Complementado además con resultados analíticos y operacionales demostrando con todo ello que la aireación intermitente es un sistema perfectamente válido para la eliminación biológica de nitrógeno y la optimización energética.

Además, se utilizará el software DESASS para la simulación de la planta piloto,

ajustando los parámetros cinéticos para reproducir los resultados experimentales obtenidos mediante las técnicas mencionadas anteriormente.

Resumen

El trabajo desarrollado en el presente estudio supone un conocimiento más profundo de los sistemas de eliminación de nitrógeno, además de dar solución a otro de los principales problemas que actualmente tiene lugar en las estaciones depuradoras de agua residual como es la optimización energética y ahorro económico.

Índice

ÍNDICEÍNDICEÍNDICEÍNDICE

__________________________________________________________________________________________________________

Índice

Índice

ÍNDICEÍNDICEÍNDICEÍNDICE

1- INTRODUCCIÓN ................................................................................. 3

1.1- La eutrofización ................................................................................................ 3

1.2- El nitrógeno en sistemas acuáticos ................................................................... 5

1.3- El nitrógeno en las aguas residuales ................................................................. 6

1.4- El fósforo en las aguas residuales ..................................................................... 8

1.5- Legislación ......................................................................................................... 8

1.6- Eliminación biológica de nitrógeno en aguas residuales .............................. 10

1.6.1- Nitrificación y sus factores ................................................................................. 10

1.6.2- Metabolismo implicado en el proceso de nitrificación ..................................... 11

1.6.3- Proceso de desnitrificación ................................................................................ 12

1.6.4- Metabolismo implicado en el proceso de desnitrificación ............................... 13

1.6.5- Esquemas del proceso de eliminación biológica de nitrógeno ......................... 14

1.6.6- Esquemas de eliminación biológica conjunta de nitrógeno y fósforo. ........... 15

1.7- Eliminación físico-química de nitrógeno en aguas residuales ...................... 18

1.8- Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante aireación intermitente. .............................................................................................................. 19

1.9- Técnicas microscópicas ................................................................................... 20

1.10- Hibridación in situ (FISH) .......................................................................... 22

1.10.1- Organismos responsables de la nitrificación y sondas FISH utilizadas para su identificación. .................................................................................................................... 23

1.10.2- Organismos responsables de la desnitrificación y sondas FISH utilizadas para su identificación. ....................................................................................................... 25

1.11- Respirometría .............................................................................................. 26

1.11.1- Análisis de los diferentes tipos de respirómetros. ......................................... 26

1.12- Software de simulación de EDAR: DESASS .............................................. 28

1.12.1- Características del software ........................................................................... 28

1.12.2- Modelos utilizados .......................................................................................... 29

1.12.3- Aplicaciones .................................................................................................... 29

2- OBJETIVO ........................................................................................... 33

3- MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................. 37

3.1- Descripción de la planta piloto ....................................................................... 37

3.2- Antecedentes: Prediseño, montaje y puesta en marcha de la planta piloto. 39

Índice

3.3- Condiciones de operación .............................................................................. 41

3.4- Fases del estudio .............................................................................................. 42

3.5- Método de identificación y cuantificación de las poblaciones bacterianas . 43

3.5.1- Condiciones de hibridación ............................................................................... 43

3.5.2- Hibridación de las muestras ............................................................................... 44

3.5.3- Cuantificación de las poblaciones bacterianas .................................................. 46

3.6- Tinciones para la detección de bacterias PAO .............................................. 47

3.6.1- Tinción de poli-fosfatos (Azul de metileno) ..................................................... 47

3.6.2- Tinción de PHB (Sudan Black) .......................................................................... 48

3.7- Caracterización química ................................................................................. 49

3.7.1- Determinación de la concentración de sólidos en suspensión, SST y SSV. ..... 49

3.7.2- Determinación de la Demanda Química de Oxígeno, DQO ............................ 49

3.7.3- Determinación de Nitrógeno Total, NT. ............................................................ 49

3.7.4- Determinación de nitrato, NO3-. ........................................................................ 49

3.7.5- Determinación de nitrito, NO2-. ........................................................................ 50

3.7.6- Determinación de amonio, NH4+. ...................................................................... 50

3.7.7- Determinación de fósforo total, PT. ................................................................... 50

3.8- Respirometría .................................................................................................. 51

3.8.1- Respirómetro BM-T ........................................................................................... 51

3.8.2- Modos de ensayo del respirómetro BM-T ......................................................... 53

3.8.3- Parámetros respirométricos determinados ........................................................ 54

4- RESULTADOS ..................................................................................... 60

4.1- Resultados analíticos y de operación ............................................................. 60

4.2- Resultados de la identificación y cuantificación de bacterias nitrificantes mediante la técnica FISH. ......................................................................................... 65

4.2.1- Bacterias amonioxidantes (AOB) ....................................................................... 65

4.2.2- Bacterias nitritoxidantes (NOB) ........................................................................ 67

4.3- Visualización al microscopio óptico .............................................................. 69

4.3.1- Bioindicación del fango activo. .......................................................................... 69

4.3.2- Tinción de poli-fosfatos (Azul de metileno) ..................................................... 71

4.3.3- Tinción de polihidroxibutiratos, PHB (Sudan Black) ....................................... 72

4.4- Determinación de parámetros cinéticos mediante técnicas respirométricas73

4.4.1- Ensayos respirométricos biomasa autótrofa. ..................................................... 73

4.4.1.1- Determinación de YA .................................................................................................. 73

Índice

4.4.1.2- Determinación de la tasa máxima de respiración de las autótrofas (Rsmáx auto) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rspmáx auto) ................................... 75

4.4.1.3- Determinación de la tasa máxima de consumo de amonio (RN). .............................. 75

4.4.1.4- Determinación de la tasa específica global de consumo de amonio (AUR). ........... 76

4.4.1.5- Determinación de la biomasa autótrofa (XA) ............................................................. 76

4.4.1.6- Determinación de la tasa específica de nitrificación máxima (qN) ........................... 77

4.4.1.7- Determinación de la tasa máxima de crecimiento de la biomasa autótrofa (μa,max) . 77

4.4.1.8- Determinación de la tasa de crecimiento específico de la biomasa autótrofa (μa) ... 77

4.4.1.9- Determinación del tiempo de retención mínimo para la nitrificación (TRCnitrificación) 78

4.4.2- Ensayos respirométricos biomasa heterótrofa. ................................................. 78

4.4.2.1- Determinación de YH.................................................................................................. 78

4.4.2.1- Determinación de la tasa máxima de respiración de las heterótrofas (Rsmáx hetero) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rspmáx hetero) ............................ 80

4.4.3- Análisis e interpretación de los resultados de respirometría ........................... 81

4.5- Diseño y simulación de la planta piloto mediante el software DESASS. ..... 82

4.5.1- Simulación de la planta piloto con nitrificación en una etapa. ........................ 84

4.5.2- Simulación de la planta piloto con nitrificación en dos etapas. ....................... 89

5- CONCLUSIONES ................................................................................ 98

6- BIBLIOGRAFÍA ................................................................................ 102

Índice de Figuras

Índice de Figuras

INDICE DE FIGURASINDICE DE FIGURASINDICE DE FIGURASINDICE DE FIGURAS

Figura 1- Origen de los vertidos causantes de la eutrofización ..................................... 4

Figura 2- Ciclo del nitrógeno en la naturaleza. ............................................................. 5

Figura 3- Fracciones del nitrógeno en el agua residual ................................................. 7

Figura 4- Fracciones del fósforo en el agua residual ...................................................... 8

Figura 5- Esquema del proceso Ludzack-Ettinger modificado ................................... 14

Figura 6- Esquema BARDENPHO ................................................................................ 14

Figura 7- Esquema A2/O ............................................................................................... 15

Figura 8- Esquema UCT ................................................................................................ 16

Figura 9- Esquema UCT modificado ............................................................................. 16

Figura 10- Esquema JHB ............................................................................................... 17

Figura 11- Esquema ISAH ............................................................................................. 17

Figura 12- Foto Planta Piloto ........................................................................................ 38

Figura 13- Foto equipo de bombeo planta piloto ........................................................ 40

Figura 14- Respirómetro BM-T .................................................................................... 51

Figura 15- Esquema respirómetro ................................................................................ 52

Figura 16- Elementos vaso reactor del respirómetro ................................................... 53

Figura 17- Gráfica de determinaciones de amonio, nitrato y nitrito durante el periodo de estudio ......................................................................................................... 61

Figura 18- Porcentaje de eliminación de DQO, NT y PT de la planta piloto ........... 62

Figura 19- Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta piloto. ........................................................................................ 63

Figura 20- Evolución de los sólidos suspendidos volátiles del reactor biológico ....... 64

Figura 21- Fotos con las sondas Nso1225 amonioxidantes de la clase β-proteobacteria 600x (Figura 21A) y EUBmix 338 (Figura 21B) ........................................................... 65

Figura 22- Fotos con las sondas Nso1225 amonioxidantes de la clase β-proteobacteria 600x (Figura 22A) y EUBmix 338 (Figura 22B) ........................................................... 66

Figura 23- Porcentaje Hibridación AOB ...................................................................... 66

Figura 24- Fotos con la sonda Ntspa662, nitritoxidantes flecha blanca 600x (Figura 24A) y Eubacterias flecha blanca 600x (Figura 24B) sondas EUBmix 338, 600x ..... 67

Figura 25- Fotos con la sonda Ntspa662, nitritoxidantes flecha blanca 600x (Figura 25A) y Eubacterias flecha blanca 600x (Figura 25B) sondas EUBmix 338, 600x ..... 67

Figura 26- Porcentaje Hibridación NOB ...................................................................... 68

Figura 27- Foto del flóculo de una muestra tomada el 09/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x ................................................................................................................... 69

Figura 28- Foto de Rotaria sp. de una muestra tomada el 30/08/11 de la planta piloto. Objetivo 10x ................................................................................................................... 70

Figura 29- Foto del flóculo de una muestra tomada el 27/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x ................................................................................................................... 70

Figura 30- Fotos tinción poli-fosfatos objetivo 100x .................................................. 72

Figura 31- Foto tinción Sudan Black objetivo 100x .................................................... 72

Figura 32- Gráfica obtención de YA mediante respirometría ...................................... 73

Índice de Figuras

Figura 33- Obtención de la pendiente de YA .............................................................. 74

Figura 34- Gráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias autótrofas ................... 75

Figura 35- Gráfica de obtención de YH mediante respirometría ................................. 78

Figura 36- Obtención de la pendiente YH .................................................................. 79

Figura 37- Gráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias heterótrofas ............... 80

Figura 38- Esquema planta piloto para la simulación en DESASS ............................. 82

Figura 39- Caudales y cargas de entrada a la planta piloto......................................... 83

Figura 40- Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa. ....................................................................................................................... 85

Figura 41- Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa. ....................................................................................................................... 85

Figura 42- Cinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitrificación en una etapa. .............................................................................................................................. 86

Figura 43- Resultados del efluente en la simulación de la nitrificación en una etapa. ........................................................................................................................................ 87

Figura 44- Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa. ....................................................... 88

Figura 45- Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa. ................................................................ 88

Figura 46- Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa. ....................................................................................................................... 89

Figura 47- Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ...................................................................................................................... 90

Figura 48- Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ...................................................................................................................... 91

Figura 49- Cinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ............................................................................................................................. 91

Figura 50- Resultados del efluente en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ........................................................................................................................................ 92

Figura 51- Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ....................................................... 93

Figura 52- Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ................................................................ 93

Figura 53- Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas. ...................................................................................................................... 94

Índice de Tablas

INDICE DE TABLASINDICE DE TABLASINDICE DE TABLASINDICE DE TABLAS

Tabla 1- Grado de eutrofia en sistemas lénticos OCDE, 1982. ...................................... 4

Tabla 2- Requisitos de vertido de EDAR (Directiva 91/271/CEE) .............................. 10

Tabla 3- Requisitos de vertido de EDAR en zonas sensibles (Directiva 91/271/CEE) 10

Tabla 4- Sondas FISH bacterias nitrificantes ............................................................... 24

Tabla 5- Sondas FISH bacterias desnitrificantes .......................................................... 25

Tabla 6- Composición agua residual sintética .............................................................. 37

Tabla 7- Parámetros de diseño iniciales ....................................................................... 39

Tabla 8- Condiciones de operación de la planta piloto ............................................... 42

Tabla 9- Volúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de la solución tampón de hibridación en la técnica FISH ...................... 45

Tabla 10- Volúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de la solución tampón de lavado en la técnica FISH .............................. 45

Tabla 11- Sondas FISH de bacterias nitrificantes utilizadas para la identificación y cuantificación................................................................................................................. 45

Tabla 12- Parámetros de la biomasa autótrofa y heterótrofa obtenidos mediante respirometría .................................................................................................................. 55

Tabla 13- Fórmulas y fuentes bibliográficas de la biomasa autótrofa ......................... 56

Tabla 14- Tabla resumen caracterizaciones físico-químicas de la planta piloto ....... 64

Tabla 15- Valores para el cálculo del rendimiento biomasa autótrofa ....................... 73

Tabla 16- Valores para el cálculo del rendimiento biomasa heterótrofa .................... 79

Tabla 17- Tabla resumen parámetros respirométrico .................................................. 81

Índice de Tablas

Introducción

1111---- INTRODUCCIÓNINTRODUCCIÓNINTRODUCCIÓNINTRODUCCIÓN

Introducción

2

Introducción

3

1111---- INTRODUCCIÓNINTRODUCCIÓNINTRODUCCIÓNINTRODUCCIÓN

1.11.11.11.1---- La eutrofizaciónLa eutrofizaciónLa eutrofizaciónLa eutrofización El origen de las aguas residuales hace referencia a toda combinación de líquidos o

aguas que transportan residuos y que producen una contaminación al agua de carácter físico, químico o biológico. Así pues, la producción de aguas residuales se ha visto incrementada de forma exponencial en las últimas décadas, de igual forma que la industrialización y explotación de los recursos en nuestra sociedad.

El agua residual puede llegar eventualmente a formar parte del agua subterránea,

superficial o pluvial, con la consiguiente contaminación de estos flujos hidrológicos. Gracias al tratamiento de las aguas residuales en Estaciones Depuradoras de Aguas Residuales (EDAR), la incorporación de agua residual al medio se ha visto reducida. Si bien es cierto, que el tratamiento de las aguas residuales tiene años de historia, es en la actualidad, cuando la concienciación y principalmente la legislación de los estados, ha provocado un aumento en los porcentajes de agua residual tratada, así como en la calidad del agua efluente de las EDAR.

A pesar de ello, los vertidos de aguas residuales urbanas constituyen, por su

importancia, la segunda fuente de contaminación de medios acuáticos en forma de eutrofización (Comisión Europea 1998).

La eutrofización consiste en un desarrollo excesivo de algas en una masa de agua

superficial estancada, que origina una alteración de sus características físico-químicas iniciales. Los responsables de este fenómeno son principalmente los nutrientes que reciben los organismos vegetales y que ven incrementada continuamente su concentración en las aguas continentales como consecuencia de los vertidos de aguas residuales (Villaseñor 2001) (Figura 1).

La eutrofización es un proceso natural, sin embargo puede verse acelerada debido

a la contaminación del agua por agricultura, vertidos de aguas residuales, etc. (Figura 1).

La proliferación exagerada de algas da lugar a problemas como aumento de

turbidez, incremento de pH, descomposición de las algas muertas agotando el oxígeno, generación de sustancias tóxicas por parte de algunos microorganismos. La solución de los problemas de eutrofización pasa, principalmente, por la limitación de la entrada de nutrientes (nitrógeno y fósforo) y la eliminación de los presentes en el sedimento.

Introducción

4

Figura Figura Figura Figura 1111---- Origen Origen Origen Origen de los de los de los de los vertidos causantes de lavertidos causantes de lavertidos causantes de lavertidos causantes de la eutrofizacióneutrofizacióneutrofizacióneutrofización

La clasificación de eutrofia de sistemas lóticos es complicada por lo que la mayoría de clasificaciones eutróficas aparecen en sistemas lénticos, así pues encontramos tres tipos de clasificación: TSI “Trophic State Index” determinado a partir del disco de Secchi, concentración de clorofila y de fósforo (Carlson 1977), modelo basado en los aportes de nutrientes esperados y las condiciones hidrológicas (Vollenweider 1976), o bien en base a los niveles de clorofila, transparencia y fósforo propuesto por la (OCDE 1982). Esta última clasificación es la que se muestra en la Tabla 1.

Tabla Tabla Tabla Tabla 1111---- Grado de eutrofia en sistemas lénticos OCDE, 1982.Grado de eutrofia en sistemas lénticos OCDE, 1982.Grado de eutrofia en sistemas lénticos OCDE, 1982.Grado de eutrofia en sistemas lénticos OCDE, 1982.

Introducción

5

1.21.21.21.2---- El nitrógeno en sistemas acuáticosEl nitrógeno en sistemas acuáticosEl nitrógeno en sistemas acuáticosEl nitrógeno en sistemas acuáticos El nitrógeno es esencial para todos los organismos, es parte fundamental de

moléculas como proteínas y ácidos nucleicos y es un nutriente indispensable en el crecimiento de organismos fotosintéticos.

En la química del agua, los compuestos del nitrógeno, NH4+, NO2-, NO3- y

nitrógeno orgánico, representan un papel muy importante puesto que son ellos los verdaderamente responsables del crecimiento de los organismos animales y vegetales en el medio acuático (Figura 2).

En condiciones normales, los compuestos nitrogenados del agua provienen

fundamentalmente de la degradación de la materia orgánica muerta.

Figura Figura Figura Figura 2222---- CicloCicloCicloCiclo del del del del nitrógenonitrógenonitrógenonitrógeno en la naturaleza.en la naturaleza.en la naturaleza.en la naturaleza.

En condiciones del medio alteradas, los aportes adicionales de nitrógeno

proceden mayoritariamente de los vertidos urbanos y de ciertas instalaciones industriales, así como del uso creciente de fertilizantes y pesticidas en la agricultura. En este sentido, los vertidos de compuestos nitrogenados deben reducirse paulatinamente, tanto en industrias como en la agricultura y ganadería.

En la naturaleza, y en presencia de oxígeno, el nitrógeno amoniacal se transforma

en nitrito y éste, rápidamente, en nitratos, que es la forma más oxidada que se encuentra el nitrógeno en el agua.

Introducción

6

Para conocer la calidad de un agua potable, los mejores indicadores son el

contenido en amoniaco, en materia orgánica, en nitritos y en bacterias. La reglamentación española considera al amoniaco como un componente no deseado en el agua potable y establece como valor orientativo de calidad 0'05 mg/l y como valor limite tolerable 0'5 mg/l. En cuanto a nitratos, la Directiva Comunitaria de 15/7/80 fija un nivel guía de 25 mg/l y una concentración máxima admisible de 50 mg/l.

Los nitritos no son aceptables en las aguas potables. Proceden de la oxidación incompleta del amoniaco y de la reducción bacteriana incompleta de los nitratos. Un agua que contenga nitritos puede considerarse un agua contaminada por materias fecales. La reglamentación española establece como valor orientador de calidad la ausencia de nitritos en un agua de consumo, y como valor máximo tolerable hasta 0'1 mg/l. Todas los valores superiores a estos determinan la contaminación del agua.

Los nitratos se pueden transformar en nitritos en función de reacciones químicas y biológicas del aparato digestivo. Los nitritos pasan rápidamente a la sangre y se fijan a la hemoglobina impidiendo la oxigenación de los tejidos. Esta enfermedad, metahemoglobinemia perjudica principalmente a niños. Los iones nitrito pueden formar compuestos nitrogenados en el organismo, que, en un porcentaje elevado, hay indicios de que sean cancerígenos.

Por otra parte, el nitrógeno puede ser tóxico para los peces. La Directiva Europea de 18/7/78, fija la concentración máxima en nitrito en el agua apta para la vida piscícola en 0,03 mg/l. En forma de nitritos, el nitrógeno es perjudicial para los mamíferos.

El análisis de todos los compuestos nitrogenados citados es imprescindible para la determinación de la calidad de las aguas, tanto destinadas a consumo humano como procedentes de procesos de depuración, siendo necesario el adoptar medidas de tratamiento para su eliminación o reducción de concentración.

1.31.31.31.3---- El nitrógeno en las aguas residualesEl nitrógeno en las aguas residualesEl nitrógeno en las aguas residualesEl nitrógeno en las aguas residuales Siendo más específicos y desde el enfoque de las aguas residuales son tres las

formas en las que se presenta el nitrógeno (Figura 3). Así podemos distinguir: -Nitrógeno orgánico: Se encuentra constituido fundamentalmente por urea y

proteínas. La descomposición bacteriana y la hidrólisis pueden favorecer la conversión de este nitrógeno orgánico en nitrógeno amoniacal antes de que el agua residual llegue a la EDAR estando ligada esta conversión al tiempo de residencia que el agua residual permanece en los colectores de la red de alcantarillado.

Introducción

7

Presenta concentraciones en las aguas residuales urbanas entre los 10 y 20 mg/l. -Nitrógeno amoniacal (NH4+, NH3): El nitrógeno amoniacal se puede presentar en

forma de amonio (NH4+) o en forma de amoniaco (NH3), en función del valor de pH del agua residual.

Se encuentra presente en aguas residuales urbanas en concentraciones entre 30 y

65 mg/l. Esta forma de nitrógeno es oxidada a nitrato en los reactores biológicos en el proceso de nitrificación, siendo vital el funcionamiento de esta etapa para una posterior eliminación biológica de nitrógeno.

-Nitrógeno nítrico (NO2-, NO3-): El nitrógeno nítrico puede presentarse en forma

de nitrito (NO2-) o de nitrato (NO3-). El nitrito es inestable y fácilmente oxidable a nitrato, por lo que su presencia en aguas residuales suele ser despreciable. La presencia de nitratos puede deberse a la contribución de las aguas subterráneas donde sus niveles pueden ser notables, o a la oxidación del amonio en presencia de oxígeno. Esta última vía es poco probable en la entrada a la EDAR, ya que el oxígeno presente en los sistemas de recogida de aguas residuales es muy bajo debido a la gran demanda, además la cantidad de nitrato presente en el influente suele ser baja o nula, debido a que puede usarse como aceptor de electrones en ausencia de oxígeno, situación habitual en los sistemas de alcantarillado.

Esta propiedad de aceptor de electrones hace que el nitrato sea un elemento

importante para el proceso de desnitrificación en la eliminación biológica de nitrógeno en el tratamiento secundario de las EDAR.

Figura Figura Figura Figura 3333---- Fracciones del nitrógeno en el agua residualFracciones del nitrógeno en el agua residualFracciones del nitrógeno en el agua residualFracciones del nitrógeno en el agua residual

La contribución de cada una de estas fracciones puede cambiar sustancialmente

en función del sistema a analizar: agua residual influente, licor mezcla, agua decantada, agua efluente, fango digerido, etc.

Introducción

8

1.41.41.41.4---- El fósforo en las aguas residualesEl fósforo en las aguas residualesEl fósforo en las aguas residualesEl fósforo en las aguas residuales

En las aguas residuales es posible encontrar el fósforo en distintas formas (Figura 4):

- Ortofosfatos (PO43-, HPO42-, H2PO4-, H3PO4): Suelen encontrarse en aguas residuales en unas concentraciones típicas entre 3 y 7 mg/l. En esta forma, el fósforo es fácilmente asimilable por la biomasa. Los ortofosfatos pertenecen a la fracción inorgánica del fósforo presente en las aguas residuales.

- Poli-fosfatos (PO33-)n: Son polímeros formados por monómeros de fosfato. Son almacenados intracelularmente, y degradados a ortofosfatos. No suelen encontrarse en aguas residuales, pero si en los reactores de fangos activos de las estaciones depuradoras de aguas residuales.

- Fósforo precipitado (me-P): Fracción de ortofosfatos que forma precipitados con metales. Esta fracción suele ser importante en el reactor de fangos activos.

- Fósforo orgánico: Es la fracción del fósforo asociada a la materia orgánica. Su concentración típica está en torno a 3 mg/l. Dentro del fósforo orgánico se encuentran especies como los ácidos nucleicos, los fosfolípidos y el ATP.

Figura Figura Figura Figura 4444---- Fracciones del fósforo en el agua residualFracciones del fósforo en el agua residualFracciones del fósforo en el agua residualFracciones del fósforo en el agua residual

1.51.51.51.5---- LegislaciónLegislaciónLegislaciónLegislación

La legislación referente a la protección de las aguas ha tenido una evolución del derecho de aguas en aras de la protección ambiental, teniendo una consideración progresiva del agua como recurso natural. Así ya la ley de aguas de 1985 otorga a la calidad de las aguas un valor sin precedentes, es decir, compatibilizar la gestión del agua con la protección ambiental. Más tarde hay una reforma de la ley de aguas de 1999. Finalmente como legislación más genérica cabe destacar la transposición de la directiva marco 2000, a través del texto refundido de la ley de aguas (TRLA) que se corresponde con el Real Decreto legislativo 1/2001, la cual es una norma de contenido esencialmente ambiental.

Introducción

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Centrando la normativa de protección de aguas en el ámbito de las aguas residuales, encontramos en primer lugar la normativa a nivel europeo. La normativa aplicable es la Directiva 91/271/CEE de saneamiento y depuración de aguas residuales. Esta Directiva tiene como objetivos la construcción de infraestructuras de saneamiento y depuración, así como lograr determinados niveles de emisión de las aguas una vez depuradas. La Directiva 98/15/CE, por la que se modifica la Directiva 91/271/CEE en relación con determinados requisitos establecidos en su anexo I y la Directiva 2000/60/CE más conocida como directiva marco del agua.

A su vez esta Directiva 91/271 marca una serie de obligaciones consistentes en

que las aglomeraciones urbanas deben en determinados plazos, dotarse de sistemas de colectores que recojan las aguas residuales, y además, someter esas aguas residuales a tratamientos de depuración adecuados, exigiendo como regla general en poblaciones de más de 5000 habitantes, plantas de tratamiento secundario.

La normativa vigente en materia de aguas residuales a nivel estatal queda

marcada por el Real decreto-ley 11/1995 de tratamiento de aguas residuales, que a su vez queda desarrollado por el Real Decreto 509/1996.

También de régimen estatal es el Real Decreto 1620/2007 de régimen jurídico de

la reutilización de las aguas depuradas. Así como la Orden de 12 de noviembre de 1987, sobre normas de emisión, objetivos de calidad y métodos de medición de referencia relativos a determinadas sustancias nocivas o peligrosas contenidas en los vertidos de aguas residuales.

Más focalizado en la legislación autonómica valenciana, encontramos como

normativa vigente la Ley 2/1992 reguladora de la evaluación, tratamiento y reutilización de las aguas residuales y el Decreto 266/1994, regulador del canon de saneamiento.

Así pues los aspectos competenciales en materia de aguas residuales han sido

tradicionalmente de carácter local, aunque hay un progresivo desplazamiento a instancias territoriales superiores (interés supramunicipal, normativa autonómica). La autorización de vertido es una competencia local (art 101 TRLA), los valores de emisión vienen fijados en la legislación estatal y autonómica.

En la Directiva 91/271, como en el Real Decreto ley 11/1995, se desarrolla la

aplicación de tratamientos a las aguas residuales antes de su vertido a las aguas continentales o marítimas. También esta normativa define el concepto de “zona sensible”, por lo que los vertidos procedentes de una EDAR deberán cumplir las limitaciones expuestas en la Directiva 91/271/CEE (ver Tablas 2 y 3), en base a la catalogación de la situación local, limitando la concentración o porcentaje de reducción de nutrientes (nitrógeno y fósforo), en caso de tratarse de una “zona sensible”.

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Tabla Tabla Tabla Tabla 2222---- Requisitos de vertido de EDARRequisitos de vertido de EDARRequisitos de vertido de EDARRequisitos de vertido de EDAR (Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)

Tabla Tabla Tabla Tabla 3333---- Requisitos de vertido de EDAR en zonas sensiblesRequisitos de vertido de EDAR en zonas sensiblesRequisitos de vertido de EDAR en zonas sensiblesRequisitos de vertido de EDAR en zonas sensibles (Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)(Directiva 91/271/CEE)

1.61.61.61.6---- Eliminación biológica de nitrógenoEliminación biológica de nitrógenoEliminación biológica de nitrógenoEliminación biológica de nitrógeno en aguas residualesen aguas residualesen aguas residualesen aguas residuales La eliminación biológica de nitrógeno en las aguas residuales necesita que se

lleven a cabo dos procesos: la nitrificación, transformación del nitrógeno amoniacal en nitratos, y la desnitrificación, transformación de nitratos en nitrógeno gas. 1.6.11.6.11.6.11.6.1---- NitrificaciónNitrificaciónNitrificaciónNitrificación y sus factoresy sus factoresy sus factoresy sus factores

El nitrógeno presente en un agua residual se encuentra mayoritariamente en

forma amoniacal. El vertido de un agua residual con alto contenido en amonio a un medio acuático puede producir un agotamiento de los recursos de oxígeno de las aguas receptoras al producirse la oxidación del amoníaco a nitrato. Una forma de evitar este agotamiento de oxígeno en el medio receptor consiste en oxidar el nitrógeno antes de su descarga en una estación depuradora de aguas residuales.

El proceso de nitrificación en EDAR se ve limitado principalmente por tres factores:

- Temperatura: El crecimiento de las bacterias nitrificantes varía con la

temperatura, situándose el valor óptimo en el rango 26-30 ºC. El valor de la temperatura afecta a los valores de las constantes de equilibrio, ácido/base, gas/líquido, a la solubilidad de las sustancias, a los coeficientes de difusión y a la actividad enzimática. La influencia de la temperatura en las diferentes constantes biológicas o físicas se expresa habitualmente mediante una expresión modificada de la ecuación de Arrhenius, aplicable a todos los procesos biológicos.

��

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KT y K20 = Valor del parámetro a las temperaturas T y 20ºC respectivamente. η = Coeficiente que depende del proceso. T = Temperatura en ºC.

- Limitaciones en la transferencia y difusión de oxígeno: En el caso de los

cultivos en suspensión, la transferencia de materia entre fases puede limitar el crecimiento, es decir, el oxígeno se suministra en fase gas y tiene que llegar a la fase líquida para ser consumido.

- pH: El pH óptimo de las bacterias está entre 7.5 y 8.5, aunque la nitrificación biológica se puede llevar a cabo en un rango más amplio (entre 6-10). En la limitación del crecimiento de las bacterias nitrificantes debido al pH se diferencian dos causas. La primera es que el pH afecta a la actividad enzimática. La segunda es que la concentración de protones afecta a los equilibrios ácido/base.

1.6.21.6.21.6.21.6.2---- Metabolismo implicado en el proceso de nitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de nitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de nitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de nitrificación

Los compuestos nitrogenados inorgánicos más comunes usados como donadores

de electrones son el amoníaco (NH3) y el nitrito (NO2-) que se oxidan aeróbicamente por las bacterias nitrificantes. Un grupo de organismos oxida el amoniaco a nitrito y otro oxida el nitrito a nitrato, la oxidación completa implica la pérdida de ocho electrones (8e-).

Los electrones de los compuestos nitrogenados entran en una cadena de

transporte de electrones, y el flujo de electrones establece un potencial de membrana y una fuerza protón-motriz que está ligada a la síntesis de ATP. Sin embargo, debido al potencial de reducción de sus donadores de electrones, las bacterias nitrificantes se enfrentan con problemas bioenergéticos, debido al alto poder de reducción de sus pares NH2OH/NH3 (0V) y NO3-/NO2- (+0,43V). De esta forma las bacterias nitrificantes deben ceder los electrones a sus cadenas de transporte de electrones a nivel de los últimos pasos, lo que limita la producción de ATP por parte de cada par de electrones introducidos.

Hay varias enzimas importantes relacionadas con la oxidación de compuestos

nitrogenados reducidos. En las bacterias oxidadoras de amoniaco, el NH3 se oxida por la amoniaco monooxigenasa que produce NH2OH y H2O. Luego la hidroxalamina oxidoreductasa oxida NH2OH a NO2-, extrayéndose cuatro electrones en el proceso. La amoniaco monooxigenasa es una proteína integral de la membrana, mientras que la hidroxilamina oxidoreductasa es periplásmica. En la reacción llevada a cabo por la amoniaco oxigenasa, se requiere el suministro exógeno de dos electrones para reducir un átomo de oxígeno a agua.

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NH3 + O2 + 2H+ + 2e- � NH2OH + H2O

Así por cada cuatro electrones generados en la oxidación de NH3 a NO2-, sólo dos llegan a la oxidasa terminal.

Las bacterias oxidadoras de nitritos emplean la enzima nitrito oxidasa para oxidar

nitrito a nitrato, a través de una cadena de electrones corta, debido al alto potencial del par NO3-/NO2- hasta la oxidasa terminal. Se obtienen pequeñas cantidades de energía por lo que el crecimiento neto de las bacterias nitrificantes es relativamente bajo.

Las aguas residuales o los fangos suplementados con nitrato para estimular la

desnitrificación, pueden oxidar el amoniaco a nitrógeno gas (N2).

5 NH4+ + 3NO3- � 4 N2 + 9 H2O + H2+

Esta reacción de oxidación anóxica de amoniaco dependiente del nitrato es muy

exotérmica, liberando una gran cantidad de energía que se supone ligada a la conservación de la energía en el microorganismo responsable. Esta reacción no es conocida en metabolismos de bacterias nitrificantes conocidas.

1.6.31.6.31.6.31.6.3---- Proceso de desnitrificaciónProceso de desnitrificaciónProceso de desnitrificaciónProceso de desnitrificación

Normalmente este proceso se lleva a cabo con la finalidad de eliminar nitrógeno

del agua residual. Una vez que se ha oxidado el amonio a nitrato, este último puede ser reducido a nitrógeno gas mediante la desnitrificación biológica.

El proceso de desnitrificación se puede ver afectado principalmente por tres

factores: - Concentración de oxígeno: El oxígeno inhibe el proceso de desnitrificación

ya que es utilizado por los microorganismos como aceptor de electrones antes que el nitrato, por tanto son necesarias condiciones de anoxia en el sistema. En sistemas con elevados tiempos de retención celular y concentraciones bajas de oxígeno disuelto, se puede llevar a cabo la nitrificación y desnitrificación simultáneas, ya que pueden aparecer condiciones de anoxia en una parte del reactor o dentro de los flóculos.

- Relación C/N: Es importante considerar la concentración de sustrato asimilable para tener un proceso desnitrificante eficiente, ya que la materia carbonosa es el dador de electrones en el proceso de desnitrificación.

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Relaciones C/N bajas pueden dar lugar a desnitrificaciones incompletas, mientras que relaciones altas dan lugar a desnitrificaciones completas y materia orgánica residual.

- pH: El intervalo de pH óptimo está entre 7 y 9 aproximadamente situándose

la condición óptima alrededor de 7.5. Valores por debajo de 7 pueden provocar un aumento de óxidos nitrosos, especialmente de N2O como productos finales de la desnitrificación. En el proceso de desnitrificación se consumen protones (H+), por lo que la acidez disminuye y puede dar lugar a un aumento del pH.

1.6.41.6.41.6.41.6.4---- Metabolismo implicado en el proceso de desnitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de desnitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de desnitrificaciónMetabolismo implicado en el proceso de desnitrificación

Los compuestos nitrogenados inorgánicos son muy comunes como aceptores de

electrones en la respiración anaerobia. Uno de los aceptores de electrones alternativos más común es el nitrato NO3-, que se convierte a formas más reducidas de nitrógeno, N2O, NO y N2. Como estos productos de la reducción del nitrato son todos gaseosos se pierden con facilidad del medio, y por ello este proceso se llama desnitrificación.

Dos vías son las existentes para la reducción del nitrato: la reducción asimilatoria del nitrato, donde el nitrato se reduce al nivel de oxidación del amoniaco para su uso como fuente de nitrógeno en el crecimiento o la vía que nos es de interés, y la reducción desasimilatoria del nitrato, por la que el nitrato se usa como un aceptor de electrones alternativo en la generación de energía. El producto final de la reducción desasimilatoria es N2 o N2O. La desnitrificación es beneficiosa en el tratamiento de aguas residuales porque convierte NO3- en N2, decreciendo significativamente la cantidad de nitrógeno disponible.

La enzima responsable del primer paso en la reducción del nitrato, la nitrato

reductasa desasimilatoria, es una proteína unida a membrana y que sólo se sintetiza en condiciones anóxicas. En consecuencia, el proceso de desnitrificación es anóxico y la reducción desasimilatoria se restringe a procariotas.

El primer producto de la reducción de nitratos es el nitrito, NO2-, y otra enzima,

la nitrito reductasa es responsable del siguiente paso. En el proceso desasimilatorio son posibles dos vías, una a amoniaco y otra a N2. La vía a amoniaco no tiene lugar en la práctica del tratamiento de aguas aunque la realizan muchas bacterias. La vía a nitrógeno gas comprende dos formas gaseosas nitrogenadas intermediarias, el óxido nítrico (NO), y el óxido nitroso (N2O).

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1.6.51.6.51.6.51.6.5---- Esquemas del proceso de eEsquemas del proceso de eEsquemas del proceso de eEsquemas del proceso de eliminación biológica de nitrógenoliminación biológica de nitrógenoliminación biológica de nitrógenoliminación biológica de nitrógeno La instalación típica para la eliminación biológica de nitrógeno consiste en dos

tanques en serie, proceso Ludzack-Ettinger modificado (Figura 5). El primer tanque recibe el agua influente a tratar, la recirculación de fangos y el caudal de recirculación interna procedente del segundo tanque, en el cual la mayor parte del nitrógeno se encuentra en forma de nitratos. Aquí se realiza parte de la degradación de la materia orgánica, utilizando para ello los nitratos como aceptores de electrones, que se reducen a nitrógeno gaseoso. Este tanque se mantiene en condiciones anóxicas.

En el segundo tanque que se mantiene en condiciones aerobias, se produce

simultáneamente la degradación de la materia orgánica y la oxidación del nitrógeno amoniacal a nitrato. Desde este mismo tanque se recircula un importante caudal al tanque anóxico. El agua que sale de este tanque, tras su decantación, es el resultado final del tratamiento biológico. Los fangos decantados son recirculados al tanque anóxico.

Figura Figura Figura Figura 5555---- Esquema del proceso Esquema del proceso Esquema del proceso Esquema del proceso LudzackLudzackLudzackLudzack----Ettinger modificadoEttinger modificadoEttinger modificadoEttinger modificado

Existen diversas variantes sobre este esquema. Uno de los primeros esquemas utilizados fue el BARDENPHO (Figura 6). Estos sistemas son resistentes a problemas de bulking y presentan una buena eliminación de nitrógeno cuando la recirculación de nitratos es la adecuada.

Figura Figura Figura Figura 6666---- Esquema BARDENPHOEsquema BARDENPHOEsquema BARDENPHOEsquema BARDENPHO

AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobioAerobioAerobio

Recirculación de nitratos

Recirculación de fangos

AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobioAerobioAerobio AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobioAerobioAerobio



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1.6.61.6.61.6.61.6.6---- Esquemas de eEsquemas de eEsquemas de eEsquemas de eliminación biológica conjunta de liminación biológica conjunta de liminación biológica conjunta de liminación biológica conjunta de nitrógeno y fósforo.nitrógeno y fósforo.nitrógeno y fósforo.nitrógeno y fósforo.

La eliminación biológica de fósforo requiere la alternancia de una fase anaerobia y una aerobia, llevándose a cabo simultáneamente la eliminación de fósforo y de materia orgánica. La eliminación biológica de fósforo también puede combinarse con los procesos de nitrificación-desnitrificación.

La eliminación conjunta de nitrógeno y fósforo necesita de tres reactores:

anaerobio, anóxico y aerobio, situados por este orden. En el reactor anaerobio es muy importante evitar la presencia de nitratos, ya que inhiben la liberación de fósforo, permitiendo a las bacterias heterótrofas desnitrificantes asimilar los ácidos grasos volátiles (AGV), e impidiendo el consumo por parte de las PAO, y por tanto, en la zona aerobia las PAO no podrán ni crecer ni acumular poli-fosfatos, puesto que no disponen de sustrato.

El A2/O (Figura 7), es el esquema más sencillo para la eliminación conjunta de

nitrógeno y fósforo. En el tanque anaerobio tiene lugar la entrada del agua influente, las bacterias captan los ácidos grasos volátiles (AGV) y sueltan fósforo almacenado intracelularmente. En el tanque anóxico las bacterias reducen los nitratos a nitrógeno gas. Posteriormente, en el reactor aerobio, el fósforo es almacenado intracelularmente en forma de poli-fosfatos, consiguiendo la eliminación neta del fósforo.

Figura Figura Figura Figura 7777---- Esquema AEsquema AEsquema AEsquema A2222/O/O/O/O

En el esquema anterior el fango recirculado se introduce en el tanque anaerobio. El esquema UCT (Universidad de Ciudad del Cabo) (Figura 8), introduce el fango recirculado en el tanque anóxico, evitando la entrada de nitratos en el tanque anaerobio a través de la corriente de recirculación de fangos.

AnaerobioAnaerobioAnaerobioAnaerobio AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AerobioAerobioAerobioAerobio



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Figura Figura Figura Figura 8888---- Esquema UCTEsquema UCTEsquema UCTEsquema UCT

En el esquema UCT modificado (Figura 9), se trata de separar las recirculaciones ricas en nitratos, de forma que se asegure la menor concentración posible de nitratos en el reactor anaerobio. Una compartimentación del tanque anóxico permite tratar separadamente la desnitrificación de los fangos recirculados y del licor mezcla procedente del tanque aerobio.

Figura Figura Figura Figura 9999---- Esquema UCT modificadoEsquema UCT modificadoEsquema UCT modificadoEsquema UCT modificado

El esquema JHB (Johanesbourg) (Figura 10), introduce otro reactor anóxico

previo al reactor anaerobio, de forma que se trata separadamente los nitratos del licor mezcla y del fango recirculado. Este esquema es interesante cuando las relaciones DBO5/NKT y DBO5/P-PO4 del influente son desfavorables. De esta forma, la materia orgánica del influente puede ser utilizada por las PAO y el fango recirculado es desnitrificado sin mezclar con el influente, para ello el fango debe tener una elevada concentración permitiendo la desnitrificación por respiración endógena.






AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico

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Figura Figura Figura Figura 10101010---- Esquema JHBEsquema JHBEsquema JHBEsquema JHB

Por último, el esquema ISAH (Institut für Sieldlungswasserwirtschaft und

Abfalltechnikder Univeritat Hannover) (Figura 11), se utiliza cuando es necesario adicionar sustrato en el tanque donde se desnitrifica el fango recirculado, de forma que se aporta parte del efluente del tanque anaerobio.

Figura Figura Figura Figura 11111111---- Esquema ISAHEsquema ISAHEsquema ISAHEsquema ISAH

AnóxicoAnóxicoAnóxicoAnóxico AnaerobioAnaerobioAnaerobioAnaerobio AerobioAerobioAerobioAerobio





AnaerobioAnaerobioAnaerobioAnaerobio AerobioAerobioAerobioAerobio




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1.71.71.71.7---- Eliminación físicoEliminación físicoEliminación físicoEliminación físico----química de química de química de química de nitrógenonitrógenonitrógenonitrógeno en aguas residualesen aguas residualesen aguas residualesen aguas residuales

Aunque en la mayoría de los casos el tratamiento biológico es la tecnología más adecuada para la eliminación de nitrógeno en las aguas residuales, los procesos físico químicos pueden ser técnica y económicamente factibles en ciertas ocasiones. Los principales procesos físico-químicos son:

Cloración al break-point: El proceso consiste en la adición de cloro al agua

residual para oxidar el amonio a nitrógeno gas. La dosificación de cloro debe ser la correcta. Es necesario tener en cuenta que antes de la oxidación del amonio a nitrógeno gas, se oxida la materia orgánica y otros componentes. Además, el cloro residual debe ser eliminado del efluente mediante el uso de SO2 o carbón activado. El utilizar carbón activado supondrá un alto coste económico. Otro inconveniente de este proceso es la necesidad de un minucioso control del pH para evitar la formación de tricloruro de nitrógeno. Además, en la cloración al break-point se han identificado una serie de compuestos clorados perjudiciales para la salud llamados trihalometanos. Estos compuestos se forman fundamentalmente por la presencia de ácidos fúlvicos provenientes de la degradación de las sustancias químicas naturales que actúan como precursores y por la presencia de compuestos acetilénicos de bajo peso molecular.

Air stripping: Este método utiliza el equilibrio NH4+/NH3 para eliminar el nitrógeno de las aguas residuales:

NH3 + H2O ↔ NH4+ + OH-

El proceso consiste en basificar el agua provocando que el equilibrio se desplace

hacia la formación de NH3 como gas disuelto. El siguiente paso consiste en airear la disolución para desplazar el NH3 a la atmósfera. Los problemas asociados con este tratamiento son la baja eficacia del proceso, la formación de carbonato cálcico si se emplea para basificar el Ca(OH)2 y la posible contaminación atmosférica por la producción de amoniaco.

Intercambio iónico: El proceso se basa en hacer pasar el efluente del tratamiento secundario de la planta depuradora por un intercambiador iónico con una alta selectividad por el ión amonio. La resina más utilizada es la zeolita natural clinoptilolita. Existen otras resinas que poseen una mayor selectividad por el ión amonio pero nunca se han utilizado en el tratamiento de las aguas residuales. Los inconvenientes de este tratamiento son la necesidad de la regeneración del intercambiador y de la filtración previa del agua a tratar para prevenir una rápida colmatación.

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1.81.81.81.8---- Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante Control del proceso nitrificación/desnitrificación mediante aireación intermitentaireación intermitentaireación intermitentaireación intermitente.e.e.e.

La construcción de las EDAR años atrás, en un contexto en el que las exigencias legislativas eran más permisivas en cuanto a la eliminación de nitrógeno y fósforo que en la actualidad, supuso en el diseño de muchas de ellas la ausencia de sistemas para la eliminación biológica de dichos nutrientes. En la actualidad esta deficiencia supone un serio problema ya que muchas EDAR deben adaptar sus sistemas de eliminación para cumplir la legislación vigente.

Actualmente una de las principales necesidades de muchas de estas EDAR es la

de conseguir una zona anóxica que permita la desnitrificación. Las soluciones a esa necesidad pasan por la construcción de un nuevo reactor o la construcción de una cámara anóxica y la instalación de una corriente de recirculación interna, soluciones todas ellas que suponen una elevada inversión económica, además de un largo tiempo de ejecución.

Otra solución alternativa, que se va estudiar e intentar optimizar en este

proyecto, consiste en llevar a cabo los procesos de nitrificación/desnitrificación en el mismo reactor mediante la implantación de un sistema de aireación intermitente.

De esta manera el reactor aerobio, sigue siendo aerobio en los ciclos de aireación

llevando a cabo la nitrificación, y una vez comienza el ciclo de parada el reactor pasa a ser un reactor anóxico con la finalidad de reducir los nitratos del efluente mediante la desnitrificación. La intermitencia de estos ciclos bien regulados por tiempo consigue reducir los valores de nitrógeno total en las EDAR entre un 30-50 % (EPSAR, 2010). La alternancia de las etapas puede ser controlada por ciclos de tiempo o a partir de las mediciones de sondas de nutrientes o sondas de potencial red-ox.

Además la desnitrificación permite ahorrar 2,86 gr O2/gr N-NO3- eliminado, lo que energéticamente supone un ahorro de entre un 8-10 % (EPSAR, 2010).

Este sistema también mejora el funcionamiento de los decantadores secundarios,

teniendo lugar menos problemas de levantamiento de fango debidos al proceso de desnitrificación, además de una considerable disminución del manto de fangos en los mismos. Ello a su vez conlleva la disminución de la turbidez en el efluente de la EDAR.

La presencia de condiciones anaerobias, y su alternancia con condiciones

aerobias, da lugar a que los organismos acumuladores de poli-fosfatos (PAO) que son capaces de almacenar fósforo intracelularmente en forma de gránulos de poli-fosfatos, lleven a cabo la eliminación biológica de fósforo. Consiguiendo así un

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significante ahorro en la dosificación de coagulante para la eliminación por vía química. El ahorro de reactivo puede alcanzar entre un 15-20 % (EPSAR, 2010)

1.91.91.91.9---- Técnicas microscópicasTécnicas microscópicasTécnicas microscópicasTécnicas microscópicas

Las técnicas microscópicas más utilizadas en el tratamiento de aguas residuales son el campo claro y el contraste de fases. Estas dos técnicas son con las que suele contar un microscopio óptico del laboratorio de una EDAR. Además de estas técnicas, existen otras técnicas más extendidas en el campo de investigación, como la microscopía de fluorescencia utilizada en este proyecto y que se desarrolla más adelante.

El campo claro: Es la iluminación normal. Los componentes de la muestra se

visualizan gracias a las diferencias de contraste que existen entre ellos y el medio que los rodea. Las diferencias de contraste se producen porque las células o elementos más grandes, como los flóculos del fango activo, absorben o dispersan la luz en diferentes grados. Por esta razón, esta iluminación se emplea con tinciones o muestras en las que los microorganismos son pigmentados, ya que el contraste se incrementará debido al color. El contraste de la preparación también puede controlarse en campo claro con el diafragma del condensador (diafragma de apertura).

El contraste de fases: Es una técnica que se utiliza para estudiar preparaciones de

densidades homogéneas, en las que la baja la capacidad de absorción de luz de sus elementos (las células y el medio), hace que la imagen obtenida no presente diferencias de luminosidad entre ellos. El contraste de fases permite la visualización de células sin necesidad de tinción. Este tipo de óptica se basa en el hecho de que las células poseen índices de refracción distintos al medio y por lo tanto producen un desvío en los rayos de luz que las atraviesan, que son retardados. Este efecto es amplificado por un anillo especial que posee el objetivo de los microscopios de contraste de fases, lo que da lugar a la formación de una imagen oscura con un fondo brillante.

Campo oscuro: Es un tipo de microscopio óptico, en el que se ha modificado el

sistema de iluminación, de manera tal que la luz incide sobre la muestra sólo desde los lados. La única luz que es capaz de entrar en el objetivo es la que, al ser dispersada por la muestra, incide sobre el objetivo; de ahí que los microorganismos se observen brillantes sobre un fondo oscuro, y pueden observarse con ellos objetos de difícil visualización en campo claro o contraste de fases. Se utiliza para preparaciones con muy poco contraste, en las que la muestra se verá como un negativo fotográfico sobre un fondo oscuro.

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Contraste de polarización: En estos microscopios la luz es polarizada y aunque no necesita objetivos especiales, sí de un polarizador situado entre la fuente de luz y el condensador, y de un analizador entre el objetivo y el ocular. Se utilizan para la observación de materiales birrefringentes, tal es el caso de algunas disciplinas como la Mineralogía o la Petrografía.

Contraste interferencial de Normarski: En esta técnica se combina la luz

polarizada con un principio similar al del contraste de fases, dando como resultado una imagen similar a la aportada por un contraste de fases de gran resolución pero con un marcado efecto de relieve y a color. Este tipo de óptica, aunque de resultados muy satisfactorios, requiere un equipamiento caro, constituido por accesorios como un condensador especial y prismas de polarización, que hacen que su uso sea muy restringido.

Microscopía de fluorescencia: La microscopía de fluorescencia se utiliza para visualizar muestras capaces de emitir fluorescencia, es decir, capaces de emitir una determinada longitud de onda cuando previamente ha incidido sobre ellas una luz de menor longitud de onda. La fluorescencia puede ser debida a las características que presentan algunos microorganismos debido a ciertos componentes celulares (autofluorescencia) o mediante la adición de sustancias capaces de teñir la preparación (fluorocromos). En este segundo caso, la muestra estará marcada con colorantes fluorescentes, o bien la fijación del colorante se realiza con un anticuerpo marcado (inmunofluorescencia). En cualquier caso, la fluorescencia se define como la propiedad que poseen algunas sustancias denominadas fluorescentes, las cuales bajo la acción de radiaciones de onda corta (luz ultravioleta), pueden emitir otras radiaciones de longitud de onda más largas denominadas de fluorescencia (radiación visible).

Para que la emisión sea selectiva, los filtros de fluorescencia habrán de ser

adecuados. Normalmente, se emplea un filtro que delimita la banda de excitación y un segundo filtro o filtro de “barrera” que sólo deja pasar la fluorescencia y elimina los restos de luz de excitación. Las técnicas basadas en la microscopía de epifluorescencia están adquiriendo cada vez mayor auge gracias al desarrollo, entre otras, de las técnicas de estimación de la biomasa viva y de determinación de la actividad biológica, de gran utilidad en el campo de los procesos de depuración de aguas residuales.

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1.101.101.101.10---- Hibridación in sHibridación in sHibridación in sHibridación in situ (FISH)itu (FISH)itu (FISH)itu (FISH) La hibridación in situ con sondas u oligonucleótidos 16S rDNA/23S rDNA

marcadas con fluorocromos (FISH) es una técnica que permite identificar microorganismos pertenecientes a un grupo taxonómico específico. Uno de los sistemas estudiados con esta técnica FISH en el campo de la ingeniería ambiental, es la depuración de aguas residuales y más concretamente los tratamientos biológicos, en la que la finalidad es la de tener una mejor identificación, comprensión y entendimiento del estado del licor mezcla.

Esta técnica se basa en la hibridación directa de la bacteria diana con una sonda

complementaria de una región del gen 16S rRNA o 23S rRNA. El elevado número de moléculas de rRNA (103-105) es una ventaja en la aplicación de la técnica de hibridación al aumentar su sensibilidad. Una secuencia de DNA (sonda) puede unirse con la secuencia de ARN complementaria (16S rRNA o 23S rRNA) y se produce un híbrido DNA:RNA. La sonda está marcada de tal forma que los híbridos formados se pueden detectar fácilmente con un microscopio de epifluorescencia. La especificidad de las sondas puede ser ajustada a diferentes niveles taxonómicos, como son dominio, phylum, clase, género, especie para la identificación de bacterias en sus diferentes comunidades naturales.

La parte más crítica de la técnica FISH es el diseño de sondas, que deben ser lo

suficientemente específicas para unirse únicamente a la bacteria que se quiere identificar en presencia de otras bacterias, en muchos casos con moléculas de rRNA muy homólogas. El tamaño de las sondas oscila entre 15 y 30 nucleótidos. Para asegurar la especificidad de las sondas, los dos parámetros determinantes van a ser la temperatura y la concentración de formamida en el tampón de hibridación. En la mayoría de protocolos la temperatura de hibridación se mantiene constante y es la concentración de formamida la que favorecerá las condiciones de especificidad de la sonda. La formamida hace que disminuya la temperatura de unión de las sondas mediante el debilitamiento de los puentes de hidrógeno. Este compuesto disminuye la temperatura de fusión de los híbridos DNA:RNA en 0,72 ºC por cada 1% de formamida utilizada, y permite realizar la hibridación entre 30 y 50 ºC.

El primer paso necesario para llevar a cabo esta técnica es la fijación de las

bacterias. De esta forma se conserva su morfología y se favorece el acceso de las sondas. Para permeabilizar las células se utilizan detergentes como el SDS (sodio dodecil sulfato). En función de la pared celular de la bacteria (Gram+ o Gram-) se utiliza un reactivo para la fijación. Para las bacterias Gram-negativas se emplea el paraformaldehido (PFA) y el etanol para las Gram+positivas.

La sonda que se utiliza en la técnica FISH está formada por una pequeña

secuencia de nucleótidos de cadena sencilla, en cuyo extremo, normalmente el 5´, se marca con un fluorocromo.

Introducción

23

Una vez que se ha realizado la hibridación y se han marcado las bacterias que

interesa identificar, se procede al lavado de la muestra para eliminar el exceso de sonda que no ha hibridado. Después de la hibridación se puede realizar una tinción con un fluorocromo específico del DNA, DAPI, que permitirá teñir todas las células presentes en las muestras hibridadas y no hibridadas. Para observar la muestra hibridada se emplea el microscopio de epifluorescencia.

1.10.11.10.11.10.11.10.1---- Organismos Organismos Organismos Organismos responsablesresponsablesresponsablesresponsables de la nitrificaciónde la nitrificaciónde la nitrificaciónde la nitrificación y sondas FISHy sondas FISHy sondas FISHy sondas FISH utilizadas utilizadas utilizadas utilizadas para su identificación.para su identificación.para su identificación.para su identificación. La nitrificación está catalizada por procariotas aerobios quimilitotrófos: bacterias

oxidadoras de amonio del dominio Bacteria (AOB), bacterias oxidadoras del amonio del dominio Archaea (AOA) y bacterias oxidadoras de nitrito (NOB).

La técnica más adecuada para la identificación de AOB, AOA y NOB es la

hibridación in situ con sondas ADN:RNA marcadas con fluorocromos (FISH). Las bacterias oxidadoras del amonio a nitrito (AOB) de la subclase beta-proteobacteria, comprende los géneros Nitrosomonas y Nitrosospira. En la mayoría de EDAR el amonio es oxidado por bacterias del género Nitrosomonas (incluido Nitrosococcus mobilis). Las especies más comunes de AOB están relacionadas con N. europaea, N. eutropha, N. mobilis y N. oligotropha. Existe otro grupo de oxidadoras de amonio a nitrito que no se detectan con esta sonda, que pertenecen a la subclase alfa-proteobacteria, que incluye el género Nitrosococcus excepto N. mobilis, que pertenece al grupo de beta-proteobacteria oxidadoras de amonio. Las bacterias oxidadoras de nitrito a nitrato (NOB) pertenecen a 4 grupo filogenéticos diferentes: Nitrococcus, Nitrospira, Nitrospina y Nitrobacter. Las alfa-proteobacterias oxidadoras de amonio a nitrito y las oxidadoras de nitrito a nitrato de los géneros Nitrococcus y Nitrospina son bacterias halófilas y, por tanto, no se espera que sean dominantes en sistemas de tratamiento de aguas residuales domésticas.

Bacterias oxidantes del amonio (AOB): Las diferencias locales en las concentraciones de sustratos (micronichos) dentro de los flóculos pueden afectar a la distribución y actividad de las AOB en las EDAR. Bacterias relacionadas con Nitrosococcus mobilis parecen estar presentes en reactores que tratan elevadas concentraciones de amonio y con concentraciones de sales elevadas. En los flóculos de los fangos activos las AOB relacionadas con el género Nitrosomonas forman, en general, agregados celulares compactos de forma esférica. Células individuales dentro de éstos agregados se pueden visualizar sólo con aumentos de 600x y 1000x. El diámetro de la mayoría de estos agregados es de 10-50 μm. También pueden existir agregados menos compactos con más espacios dentro de ellos. Células aisladas de AOB también pueden ser visualizadas ocasionalmente en flóculos, pero pueden ser obviadas cuando existen agregados celulares densos de AOB.

Introducción

24

Bacterias oxidantes del nitrito (NOB): Las células de Nitrobacter están presentes

en muchos reactores y pueden ser aisladas por cultivo, pero normalmente sus densidades no son altas en EDAR. En reactores que temporalmente contienen elevadas concentraciones de nitritos, por ejemplo SBR, las concentraciones de Nitrobacter pueden ser elevadas, probablemente porque estas NOB están mejor adaptadas a concentraciones altas de nitritos, mientras que Nitrospira está adaptada a concentraciones bajas de nitritos y de oxígeno. Nitrobacter pueden formar también agregados celulares densos.

En los flóculos de los fangos activos, las NOB a menudo se encuentran

relacionadas espacialmente con las AOB, lo que refleja la relación simbiótica mutualista de estos dos grupos funcionales.

Las sondas más utilizadas para la identificación de bacterias encargadas de la

nitrificación son las siguientes:

Tabla Tabla Tabla Tabla 4444---- Sondas FISH bacterias nitrificantesSondas FISH bacterias nitrificantesSondas FISH bacterias nitrificantesSondas FISH bacterias nitrificantes

SondaSondaSondaSonda Secuencia (5´Secuencia (5´Secuencia (5´Secuencia (5´----3´)3´)3´)3´) EspecificidadEspecificidadEspecificidadEspecificidad ReferenciaReferenciaReferenciaReferencia Sondas utilizadas para Sondas utilizadas para Sondas utilizadas para Sondas utilizadas para identificar Dominioidentificar Dominioidentificar Dominioidentificar Dominio ARCH917 GTGCTCCCCCGCCAATTC Archaeabacteria Loy et al. (2002) EUK516 ACCAGACTTGCCCTCC Eucaryota Amann et al (1990) Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio BacteriaBacteriaBacteriaBacteria EUB 338 I GCTGCCTCCCGTAGGAGT Bacteria Amann (1990) EUB 338 II GCAGCCACCCGTAGGTGT Planctomycetes Daims et al. (1999) EUB338 III GCTGCCACCCGTAGGTGT Verrumicrobiales Daims et al. (1999) NONEUB ACTCTACGGGAGGCAGC Control EUB338 Wallner et al (1993) Ntspa712 CGCCTTCGCCACCGGCCTTCC Phylum Nitrospira Daims et al. (2001) Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase ProteobacteriaProteobacteriaProteobacteriaProteobacteria ALF1b CGTTCGYTCTGAGCCAG α-Proteobacteria Manz et al (1992) BET42a GCCTTCCCACTTCGTTT β-Proteobacteria Manz et al (1992) GAM42a GCCTTCCCACATCGTTT γ-Proteobacteria Manz et al (1992) NSO1225 CGCGATTGTATTACGTGTGA β-Proteobacteria Mobarry et al (1996) NSO1225* CGCCATTGTATTACGTGTGA β-Proteobacteria Alonso et al (2009) NSO190 CGATCCCCTGCTTTTCTCC β-Proteobacteria Mobarry et al (1996)

Sondas utilizadas para identificar géneros de Sondas utilizadas para identificar géneros de Sondas utilizadas para identificar géneros de Sondas utilizadas para identificar géneros de αααα----ProteobacteriaProteobacteriaProteobacteriaProteobacteria NIT3 CCTGTGCTCCATGCTCCG Nitrobacter sp Wagner et al (1996) CNIT3 CCTGTGCTCCAGGCTCCG Competidora Wagner et al. (1996)

Sondas utilizadas para identificarSondas utilizadas para identificarSondas utilizadas para identificarSondas utilizadas para identificar géneros de géneros de géneros de géneros de ββββ----Proteobacteria Proteobacteria Proteobacteria Proteobacteria amoniooxidantesamoniooxidantesamoniooxidantesamoniooxidantes NSM156 TATTAGCACATCTTTCGAT Nitrosomonas spp Mobarry et al (1996) NEU CCCCTCTGCTGCACTCTA Nitrosomonas Wagner et al. (1995) NSV443 CCTGTGCTCCATGCTCCG Nitrosospira spp Mobarry et al (1996)

Introducción

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Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum NitrospiraNitrospiraNitrospiraNitrospira Ntspa662 GGAATTCCGCGCTCCTCT Nitrospira spp Daims et al. (2001) CNtspa662 GGAATTCCGCTCTCCTCT Competidora Daims et al. (2001) NSR1156 CCCGTTCTCCTGGGCAGT Nitrospira spp Schramm et al (1998 Sondas utilizadas para identificar especies del género Sondas utilizadas para identificar especies del género Sondas utilizadas para identificar especies del género Sondas utilizadas para identificar especies del género NitrosomonasNitrosomonasNitrosomonasNitrosomonas NSE1472 ACCCCAGTCATGACCCC N. europaea Juretschko (1998) NEU23a CCCCTCTGCTGCACTCTA N. halófilos Wagner et al (1996) NmV TCCTCAGAGACTACGCGG N. mobilis Demaneche (2008)

1.10.21.10.21.10.21.10.2---- Organismos Organismos Organismos Organismos responsablesresponsablesresponsablesresponsables de la desnitrificaciónde la desnitrificaciónde la desnitrificaciónde la desnitrificación y sondas FISHy sondas FISHy sondas FISHy sondas FISH utilizadas para su identificaciónutilizadas para su identificaciónutilizadas para su identificaciónutilizadas para su identificación.... La mayoría de las bacterias capaces de reducir el nitrato utilizándolo como

aceptor de electrones son heterótrofas facultativas. También existen algunas bacterias autótrofas capaces de realizar la desnitrificación. Los géneros más comunes capaces de realizar el proceso de desnitrificación son: Pseudomonas, Bacillus, Spirillum, Hyhomicrobium, Acinetobacter, Propionobacterium, Corynebacterium, Cytophaga, Thiobacillus y Alcaligenes.

Los géneros más abundantes son Pseudomonas (P.fluorescens, P. aeruginosa,

P.denitrificans) y Alcaligenes siendo frecuentemente encontrados en aguas residuales (Bitton, 1999).

Las sondas más utilizadas para la identificación de las bacterias responsables de la

desnitrificación son las siguientes:

Tabla Tabla Tabla Tabla 5555---- Sondas FISH bacterias desnitrificantesSondas FISH bacterias desnitrificantesSondas FISH bacterias desnitrificantesSondas FISH bacterias desnitrificantes

SondaSondaSondaSonda

Secuencia (5´Secuencia (5´Secuencia (5´Secuencia (5´----3´)3´)3´)3´)

EspecificidadEspecificidadEspecificidadEspecificidad

ReferenciaReferenciaReferenciaReferencia

Sondas utilizadas para identificar DesnitrificantesSondas utilizadas para identificar DesnitrificantesSondas utilizadas para identificar DesnitrificantesSondas utilizadas para identificar Desnitrificantes RRP1088 GACTTGCATGCCTAATCC Rhodobacter,

Rhodovulum, Roseobacter, Paracoccus

Kim et al (2004)

Introducción

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1.111.111.111.11---- RespirometríaRespirometríaRespirometríaRespirometría

La respirometría es una herramienta ampliamente utilizada para la caracterización del proceso de degradación aeróbica de un agua residual.

La respirometría es la medición e interpretación de la velocidad de consumo de oxígeno por parte de los microorganismos (biomasa) en estudio bajo condiciones definidas y controladas. Las medidas respirométricas están basadas en la determinación de los cambios que se producen en la velocidad de respiración de los microorganismos presentes cuando son expuestos a un pulso de sustrato. La velocidad total de respiración de los microorganismos, puede ser dividida en una velocidad de respiración endógena y una exógena. Cuando no hay ningún tipo de sustrato oxidable, los microorganismos oxidan su propia biomasa con el objeto de generar energía para las funciones de mantenimiento celular. Al agregar un sustrato determinado, los microorganismos lo oxidan observándose un aumento en la velocidad de consumo de oxígeno.

Debido a que la respirometría es una técnica rápida y poco costosa, ha sido aplicada en diferentes campos como por ejemplo, en la determinación de parámetros cinéticos y estequiométricos que caracterizan la biodegradación aeróbica de los compuestos de carbono, nitrógeno y en el estudio de la toxicidad de aguas residuales (Vanrolleghem et al. 1994).

1.11.11.11.11.11.11.11.1---- Análisis de los diferentes tipos de respirómetros.Análisis de los diferentes tipos de respirómetros.Análisis de los diferentes tipos de respirómetros.Análisis de los diferentes tipos de respirómetros. Un respirómetro se define como un reactor biológico destinado a la medida de

velocidades de consumo de oxígeno. El parámetro más usado para cuantificar esta velocidad es la OUR (Oxygen Uptake Rate), que se define como la cantidad de oxígeno consumida por litro de reactor y por unidad de tiempo. Existen muchos tipos de respirómetros de complejidad y funcionamiento muy diverso. Los respirómetros más utilizados se describen a continuación: Respirómetro Continuo

En un respirómetro continuo el aire circula de manera continua en el recipiente

donde se lleva a cabo la determinación. Se mide el caudal y concentración de oxígeno en el aire de entrada y a la salida de forma permanente, para así poder determinar por diferencia el consumo instantáneo de oxígeno. A partir de la curva de consumos instantáneos de oxígeno frente al tiempo se podrán obtener por derivación las velocidades instantáneas de consumo de oxígeno.

Introducción

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Respirómetro Discontinuo (Batch)

En un respirómetro discontinuo el aporte de oxígeno depende de dos valores de consigna, un máximo y un mínimo de concentración de oxígeno dentro del recipiente donde se lleva a cabo la respirometría. Se inyecta aire hasta alcanzar el valor máximo de concentración de oxígeno establecido. Una vez alcanzado se deja de inyectar oxígeno y se espera a que los microorganismos lo consuman, hasta llegar a la consigna mínima. Se mide el tiempo que emplean los microorganismos en consumir el oxígeno, con el que se obtiene la velocidad instantánea de consumo de oxígeno. Respirómetro manométrico o de Warburg

En un respirómetro manométrico el oxígeno utilizado se mide con respecto al tiempo, anotando la disminución de presión en el recipiente donde se está realizando la respirometría, que tiene volumen constante, es hermético y se ha de mantener a una temperatura constante. En el recipiente se introduce la muestra a analizar dejando una cámara de aire y, además, se ha de colocar un vaso con una solución de hidróxido potásico para que absorba el anhídrido carbónico producido, de tal forma que la disminución de la presión sea una medida de la concentración de oxígeno consumido. Respirómetro Volumétrico

De forma análoga al respirómetro de Warburg, el oxígeno consumido se mide en función de la disminución del volumen que se produzca en el recipiente adecuado que mantenga la presión y la temperatura constantes.

Respirómetro electrolítico

El respirómetro electrolítico está formado por un recipiente dotado en su interior de un absorbedor de CO2 (recipiente con sosa), una célula electrolítica y un manómetro. A medida que los microorganismos consumen el oxígeno para la oxidación de la materia orgánica, se produce una disminución de presión en el sistema, que es registrada por el manómetro. Éste, a su vez, a través de un sistema de control, activará la célula electrolítica en función de dicha disminución de presión, tratando así de mantener la presión constante. La cantidad de oxígeno liberado en la electrolisis es proporcional a la cantidad de energía eléctrica que ha sido necesaria suministrar. Registrando esta energía se puede inferir directamente el consumo de oxígeno.

Introducción

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1.121.121.121.12---- Software de simulación de EDAR: DESASSSoftware de simulación de EDAR: DESASSSoftware de simulación de EDAR: DESASSSoftware de simulación de EDAR: DESASS

DESASS (Design and Simulation of Activated Sludge Systems) es un software específico de simulación y diseño de EDAR que tiene implementado una ampliación del modelo de eliminación biológica de nutrientes nº 1 (Biological Nutrient Removal Model, Nº 1, BNRM1. Seco et al., 2004). Se trata de un simulador de estaciones depuradoras configurado bajo windows, diseñado y optimizado para la investigación de procesos de tratamiento de aguas residuales y la evaluación de sistemas de tratamiento existentes.

Es un programa que permite evaluar esquemas completos de tratamiento de aguas residuales, tanto en la línea de agua como en la de fangos. Incluye además la posibilidad de considerar los procesos biológicos que tienen lugar en los decantadores y espesadores junto con los procesos de sedimentación y compresión del fango.

Además, este software posee muchas herramientas que permiten realizar simulaciones utilizando muchas condiciones de operación, y controlar el impacto de las diferentes condiciones en el proceso de depuración. Así como, la comparación de diferentes alternativas como se verá más adelante.

1.12.11.12.11.12.11.12.1---- Características del softwareCaracterísticas del softwareCaracterísticas del softwareCaracterísticas del software

Entre sus principales características se puede destacar su capacidad para simular

una gran variedad de configuraciones de plantas permitiendo fijar los volúmenes, los caudales y las diferentes cargas contaminantes. Asimismo, permite la simulación dinámica de variaciones de cargas diarias y estacionales, y permite la introducción de las condiciones iniciales de los elementos en régimen transitorio. Permite comparar de manera sencilla los resultados para condiciones de verano e invierno, en régimen estacionario.

Por otro lado, permite simular los procesos de sedimentación en los decantadores y espesadores, además de los procesos biológicos que se pueden producir en ellos. Además, permite diseñar los sistemas de aireación, mediante la introducción de tres tipos de maquinarias: difusores, turbinas y venturi. Incluyendo un programa auxiliar para la actualización de la base de datos de la maquinaria utilizada en dicho sistema.

Para una fácil interpretación de los resultados obtenidos, permite representar gráficamente tanto en régimen estacionario como en régimen transitorio, así como la evolución de las variables del modelo en cada elemento.

Introducción

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1.12.21.12.21.12.21.12.2---- Modelos utilizadosModelos utilizadosModelos utilizadosModelos utilizados

El modelo biológico utilizado considera componentes y procesos que incluyen los procesos biológicos de eliminación de materia orgánica, nitrógeno y fósforo del agua residual, junto con los procesos de hidrólisis, fermentación y digestión de los fangos. El modelo también incluye los procesos de precipitación y de intercambio de gases con la atmósfera.

El programa permite representar las situaciones de pH extremas que se suelen producir en los fermentadores y digestores aerobios, utilizando una metodología sistemática para el cálculo del pH en los distintos elementos de un esquema de tratamiento.

Además tiene implementado un modelo de sedimentación con el objeto de representar los procesos de sedimentación y espesado del fango que tiene en cuenta el proceso de compactación que se produce en el fondo de los decantadores y espesadores. El modelo del decantador incluye las zonas de clarificación, sedimentación y compresión del fango, de forma que se pueden obtener no sólo las concentraciones de sólidos en el efluente y en la recirculación de fangos, sino también el perfil de concentraciones, mediante la división del decantador en capas horizontales. De esta manera, es posible conocer la posición del manto de fangos en cada momento y la capacidad de almacenamiento de fangos del decantador. La inclusión de este modelo en DESASS permite la simulación de los procesos de desnitrificación que con frecuencia tienen lugar en los decantadores secundarios.

1.12.31.12.31.12.31.12.3---- AplicacionesAplicacionesAplicacionesAplicaciones

El programa DESASS se ha desarrollado de modo que se permite el cálculo tanto

de las condiciones estacionarias, es decir, el diseño, como de condiciones transitorias, es decir la simulación.

Por lo que respecta al diseño, DESASS permite el cálculo del estado estacionario para las condiciones de invierno y de verano simultáneamente, ofreciendo así una fácil comparación entre cada una de las estaciones. En régimen estacionario el programa desarrolla una solución basándose en las condiciones medias establecidas en planta, tales como la calidad del agua de entrada, los caudales de recirculación interna y de lodos, y las dimensiones de la planta.

En cuanto a la simulación, el programa es capaz de simular la evolución de la planta teniendo en cuenta la variación diaria en la entrada. También se puede realizar una simulación con entrada constante para ver cómo evoluciona el sistema frente a alguna modificación en las condiciones de operación. Además, se puede simular la variación temporal de los caudales de recirculación y de purga del fango de los decantadores.

Introducción

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Algunas posibilidades de optimización en sistemas de fangos activados en funcionamiento son la disminución de la concentración de oxígeno en el reactor biológico y de la recirculación interna en periodos de baja carga para evitar una excesiva concentración de nitratos en el tanque anóxico. Así como, el establecimiento de los valores de purga y de recirculación adecuados para mantener la concentración deseada de sólidos suspendidos en el reactor biológico.

Objetivo

2222---- OBJETIVOOBJETIVOOBJETIVOOBJETIVO

Objetivo

32

Objetivo

33

2222---- OOOOBJETIVOBJETIVOBJETIVOBJETIVO

La mayor exigencia en el tratamiento de aguas residuales tanto urbanas como industriales, junto con el ahorro energético, suponen dos de los retos más importantes que actualmente tienen lugar en las EDAR, es por ello que la investigación se ha dirigido en estos últimos años a nuevos procesos de tratamiento que aumenten la capacidad de los sistemas de fangos activos sin olvidar la optimización energética.

El presente proyecto se sitúa en el problema de la eliminación biológica de

nitrógeno, y de cómo esta puede llevarse a cabo en plantas que no hayan sido diseñadas para ello (sin zona anóxica y/o sin recirculación interna). En este proyecto se pretende operar una planta piloto a escala de laboratorio mediante aireación intermitente para alcanzar concentraciones de nitrógeno admisibles por la legislación con un consumo energético mínimo, es decir, trabajando con un tiempo de retención celular (TRC) aerobio bajo y concentraciones de oxígeno disuelto bajas. Para llevar a cabo dicho objetivo se ha operado la planta piloto con ciclos de aireación intermitente controlados por tiempo, y consigna de oxígeno comandada por un controlador.

La utilización de técnicas microscópicas como la hibridación de fluorescencia in

situ (FISH) va a suponer una herramienta muy potente a la hora de realizar un estudio más exhaustivo de este proceso y por tanto tener un conocimiento más amplio sobre el comportamiento de estos sistemas, mediante la identificación y cuantificación de bacterias nitrificantes en el sistema.

La simulación del proceso con la ayuda del software DESASS, en base a la

composición del agua influente y los resultados analíticos del efluente permitirá obtener los valores de los parámetros de las bacterias con vistas a una posible optimización del proceso.

Así pues con el fin de llevar a cabo el estudio y desarrollo del objetivo principal

de este proyecto, se plantean una serie de objetivos específicos: - Puesta a punto de la planta piloto. - Caracterización del agua influente, efluente y licor mezcla de la planta piloto. - Identificación de poblaciones bacterianas del licor mezcla responsables de la eliminación biológica de nitrógeno, mediante la técnica de hibridación in situ (FISH)

Objetivo

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- Simulación de la planta piloto en DESASS, ajustando los parámetros del modelo para reproducir los resultados analíticos obtenidos en laboratorio.

- Utilización de técnicas respirométricas como herramienta complementaria, para apoyar los resultados analíticos y microscópicos, haciendo especial hincapié en los parámetros referidos a la biomasa autótrofa.

- Realización de un análisis exhaustivo de los resultados que permita extraer las conclusiones pertinentes en este proceso y así profundizar en el conocimiento de los sistemas de eliminación biológica de nitrógeno.

Materiales y Métodos

3333---- MATERIALES Y MÉTODOSMATERIALES Y MÉTODOSMATERIALES Y MÉTODOSMATERIALES Y MÉTODOS


36


37

3333---- MATERIALES Y MÉTODOSMATERIALES Y MÉTODOSMATERIALES Y MÉTODOSMATERIALES Y MÉTODOS

3.13.13.13.1---- Descripción de la planta pilotoDescripción de la planta pilotoDescripción de la planta pilotoDescripción de la planta piloto La planta piloto consiste en un sistema de fangos activados, en el que

diferenciamos las siguientes partes (Figura 12):

- Depósito de agua de entrada - Equipo planta piloto de bombas peristálticas - Reactor biológico - Agitador mecánico - Controlador y sondas de medida - Decantador secundario - Depósito de agua de salida

Depósito de agua de entrada: Se trata de un tanque de alimentación de agua

influente con una capacidad para 50 litros. El agua residual utilizada es sintética porque facilita el control del proceso, ya que no tienen lugar variaciones inesperadas en la composición y concentración, y evita otros posibles problemas como inhibiciones. El depósito se encuentra aislado de la luz solar para evitar la proliferación de algas. La composición del agua residual sintética de entrada (Tabla 6) se prepara tres veces por semana.

Tabla Tabla Tabla Tabla 6666---- Composición agua residual sintéticaComposición agua residual sintéticaComposición agua residual sintéticaComposición agua residual sintética

AGUA RESIDUAL SINTÉTICA AGUA RESIDUAL SINTÉTICA AGUA RESIDUAL SINTÉTICA AGUA RESIDUAL SINTÉTICA Compuesto Compuesto Compuesto Compuesto ConcentraciónConcentraciónConcentraciónConcentración ((((mg/lmg/lmg/lmg/l)))) CH3COONa 250 NH4Cl 150 Na2HPO4•12H2O 37,5 K2PO4 12,5 KCl 8,74 CaCl2•2H2O 8,74 MgSO4•7H2O 7,3 FeSO4•7H2O 1,26 ZnCl2 0,2 CoCl2 0,2

Equipo planta piloto bombas peristálticas: Se trata del equipo piloto “Bio Kontroll

mark 2” (Figura 13), el cual consta de dos bombas peristálticas con posibilidad de funcionar en continuo, o bien, alternando ciclos de operación y espera regulables en diez velocidades cada uno de ellos.


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Este equipo bombea con la bomba A, desde el depósito de agua de entrada hasta

el reactor biológico, y con la bomba B, la recirculación de fangos externa del decantador secundario al reactor biológico.

Figura Figura Figura Figura 12121212---- Foto Planta PilotoFoto Planta PilotoFoto Planta PilotoFoto Planta Piloto

Reactor biológico: El reactor biológico es un tanque de metacrilato de 40 litros de

capacidad el cual, tiene dos entradas de agua por la parte inferior, para la introducción del agua influente y la recirculación, y cuatro salidas a diferentes alturas correspondiendo con 18 litros de volumen la salida utilizada y utilizando el resto de salidas superiores como reboses de seguridad. La aireación del reactor es llevada a cabo por cuatro difusores de pecera, formando ángulos entre sí de 90º en el fondo del reactor. El bombeo de aire se lleva a cabo a través de un aireador de pecera.

Agitador mecánico: El reactor biológico posee también una agitación mecánica a

través de una pala que gira a través de un taladro mecánico con velocidades regulables.

Controlador y sondas de medida: La instrumentación utilizada parte de un

controlador SC200 (Hach Lange) que controla las dos sondas instaladas en el reactor biológico, una de pH y otra de oxígeno. Esta última se encuentra conectada por relé al aireador de pecera para controlar la consigna de oxígeno fijada. El registro de datos de pH, temperatura y oxígeno se almacena cada minuto, obteniendo el valor medio alcanzado en dicho tiempo de cada medida.


39

Además el aireador y la agitación mecánica se encuentran conectados a un reloj

temporizador que marca los ciclos de aireación intermitente. Decantador secundario: El agua de salida del reactor fluye por gravedad al

decantador secundario de metacrilato con una capacidad de volumen de 5 litros. Dicho decantador tiene forma troncocónica y es estático. Posee dos salidas una inferior para la recirculación de fangos al reactor biológico, a través de la bomba B y otra superior para el agua efluente a través de un deflector.

Depósito de agua de salida: Recoge el efluente del decantador secundario que

fluye por gravedad a este depósito. Se trata de un tanque de almacenamiento de agua con una capacidad para 50 litros, que permite tener una muestra de salida integrada.

3.23.23.23.2---- Antecedentes: Prediseño, montaje y puesta en marcha de la planta Antecedentes: Prediseño, montaje y puesta en marcha de la planta Antecedentes: Prediseño, montaje y puesta en marcha de la planta Antecedentes: Prediseño, montaje y puesta en marcha de la planta piloto.piloto.piloto.piloto.

En un primer momento antes de comenzar la realización del proyecto, se llevó a

cabo un prediseño del reactor biológico y sus parámetros operacionales mediante una plantilla Excel, con el objetivo de obtener los parámetros cinéticos resultantes, así como la calidad del agua de salida. Los parámetros de diseño empleados fueron los siguientes:

Tabla Tabla Tabla Tabla 7777---- Parámetros de diseño inicialesParámetros de diseño inicialesParámetros de diseño inicialesParámetros de diseño iniciales

También estos parámetros sirvieron para el diseño del reactor biológico de

metacrilato, el cual, todavía estaba pendiente de construir. Así pues, se diseñó el reactor de metacrilato en función de los volúmenes y caudales previstos, de forma que este volumen coincidiera con una de las salidas, disponiendo también de otras salidas a distintos volúmenes de trabajo, tanto superiores como inferiores por si fuera necesaria su utilización.

Q entrada 40 l/d

Volumen reactor 25 l

TRC 9 días

SS 2500 mg/l DQO entrada 300 mg/l

DQO salida 25 mg/l


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Se trabajó con el equipo piloto de bombas peristálticas “Bio Kontroll mark 2” para llevar a cabo la calibración de los caudales de ambas bombas, ya que el funcionamiento semicontinuo de este equipo presenta 10 posiciones de operación y 10 posiciones de espera, por lo que cada bomba cuenta con 100 posibles caudales. Se calibraron un 40% de los caudales de cada bomba, para tener un amplio margen de posibilidades en los caudales de entrada y recirculación (Figura 13).

Figura Figura Figura Figura 13131313---- Foto equipo de bombeo planta pilotoFoto equipo de bombeo planta pilotoFoto equipo de bombeo planta pilotoFoto equipo de bombeo planta piloto

Una vez construida y probada la planta piloto, la puesta en marcha se llevó a cabo

utilizando como influente agua decantada de la EDAR Quart-Benàger y llenando el reactor biológico con licor mezcla de dicha EDAR. Posteriormente se cambió el agua influente de la planta piloto por un agua residual sintética para evitar problemas de choques de carga, inhibiciones y, para tener una entrada de agua homogénea.

En un principio la aireación se mantuvo continua sin ninguna consigna de

oxígeno, para favorecer el crecimiento de las bacterias autótrofas. Para ir adaptando el fango activo a la aireación intermitente se introdujeron paulatinamente los ciclos de marcha y paro. Comenzando por 15 min/15 min, hasta llegar progresivamente al ciclo de oxigenación intermitente elegido para este estudio que fue de 15 min marcha/75 min paro.

Uno de los problemas observados durante la puesta en marcha de la planta piloto

fue el levantamiento y estancamiento del fango en el decantador secundario. La planta piloto operaba con aireación continua, por lo que en el reactor se llevaba cabo la nitrificación y el licor mezcla rico en nitratos llegaba al decantador secundario, en este, tenía lugar el proceso de desnitrificación causando el levantamiento del fango. Además el decantador secundario es estático y tiene un deflector para el paso del efluente produciendo un estancamiento del fango. Este problema se solucionó con la implantación de los ciclos de marcha y paro, que redujeron la concentración de nitratos considerablemente, con lo que se evitaron problemas de levantamiento del fango por desnitrificación en el decantador secundario.


41

3.33.33.33.3---- Condiciones de operaciónCondiciones de operaciónCondiciones de operaciónCondiciones de operación En el transcurso de la puesta en marcha de la planta piloto, se fijaron los

parámetros con los que se iba a trabajar a lo largo del estudio.

La temperatura de la planta se mantuvo en 25ºC, gracias a la climatización del laboratorio. El caudal de entrada se fijó en 20 l/d con agua residual sintética (cuya composición se muestra en la Tabla 6), con lo que el tiempo de retención hidráulico (TRH) es:

TRH = Volumen reactor / Caudal entrada = 18 l / 20 l/d = 0,9 d-1 Al disponer de un único reactor biológico, como sucede en muchas plantas de

tratamiento, resulta potencialmente interesante la implantación de ciclos de aireación intermitente con el objetivo de poder llevar a cabo la eliminación de nitrógeno mediante el sistema nitrificación/desnitrificación. Para ello el reactor biológico aerobio tiene que trabajar con ciclos de aireación intermitente convirtiéndose en los ciclos de parada en un reactor anóxico.

La aireación intermitente se reguló por tiempo con ciclos alternados de 15

minutos de aireación y 75 minutos de paro. Además durante el periodo de marcha se dispone de agitación mediante pala mecánica a una velocidad de 20 giros/minuto. Durante el periodo anóxico se detuvo la agitación simulando el funcionamiento de una planta industrial durante la parada de las soplantes.

El tiempo de retención (TRC) se fijó en 18 días, por lo que el tiempo de

retención aerobio (TRCaerobio) con el que se ha operado es de 3 días. Para mantener este TRC se purgaba diariamente 1l de licor mezcla del reactor.

TRCaerobio = 15 min/90 min * 18 d = 3 días

Junto a este tiempo de retención celular tan bajo, se llevó a cabo el control de

oxígeno con una consigna de 1 ppm comandada por el controlador SC200 para conseguir unas condiciones de trabajo límites para llevar a cabo la eliminación biológica de nitrógeno y que permitan a su vez un significante ahorro energético. Además mediante estas condiciones límite se pretendía estudiar la posibilidad de llevar a cabo la eliminación biológica de nitrógeno vía nitrito, dando lugar a un lavado de las bacterias nitritoxidantes.

Por último se muestra un cuadro resumen con las condiciones de operación de la

planta piloto (Tabla 8).


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Tabla Tabla Tabla Tabla 8888---- Condiciones de operación de la planta pilotoCondiciones de operación de la planta pilotoCondiciones de operación de la planta pilotoCondiciones de operación de la planta piloto

PARÁMETROS OPERACIONALESPARÁMETROS OPERACIONALESPARÁMETROS OPERACIONALESPARÁMETROS OPERACIONALES Valores y UnidadesValores y UnidadesValores y UnidadesValores y Unidades Q entrada 20 l/d Q salida 20 l/d Q recirculación 64 l/d Temperatura 25 ºC TRH 0,9 d-1 TRC ≈ 18 días Q purga ≈ 1 l/d Consigna de oxígeno 1 ± 0,2 mg/l Ciclos de aireación y agitación mecánica 15 min marcha / 75min paro

3.43.43.43.4---- Fases del estudioFases del estudioFases del estudioFases del estudio

− Fase de crecimiento de la biomasa autótrofaFase de crecimiento de la biomasa autótrofaFase de crecimiento de la biomasa autótrofaFase de crecimiento de la biomasa autótrofa En el inicio de la puesta en marcha de la planta piloto la aireación se mantuvo continua sin ninguna consigna de oxígeno, para favorecer el crecimiento de las bacterias autótrofas.

− Fase de adaptación a la aireación intermitenteFase de adaptación a la aireación intermitenteFase de adaptación a la aireación intermitenteFase de adaptación a la aireación intermitente Para ir adaptando el licor mezcla a la aireación intermitente se introdujeron paulatinamente los ciclos de marcha y paro, así como la consigna de oxígeno. Comenzando por 15 min/15min, hasta llegar progresivamente al ciclo de oxigenación intermitente utilizado durante este estudio que fue de 15min marcha/75 min paro, ya que después de probar varias combinaciones de intermitencia, estas condiciones de trabajo permitían llevar a cabo simultáneamente la eliminación biológica de nitrógeno en valores admisibles, y un significante ahorro energético. Para esta fase fue importante el control y monitorización del pH y oxígeno mediante las sondas presentes en el reactor, así como los resultados analíticos obtenidos para elegir correctamente el ciclo de intermitencia ideal.

− Fase de desarrollo del estudio: Aireación IntermitenteFase de desarrollo del estudio: Aireación IntermitenteFase de desarrollo del estudio: Aireación IntermitenteFase de desarrollo del estudio: Aireación Intermitente Durante esta fase se realizan ensayos físico-químicos (DQO, NH4+, NO3-, NO2-, NT, PO43-, PT, SS, SSV) para obtener resultados del estado de eliminación biológica de nitrógeno, fosfóro y materia orgánica, y conocer si el sistema se encuentra en buenas condiciones. A su vez se identifican y cuantifican las bacterias amonioxidantes (AOB) y nitritoxidantes (NOB) mediante técnicas microscópicas moleculares, para ver si existe una población nitrificante en el sistema que permita llevar a cabo la eliminación biólogica de nitrógeno.


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Se realizan observaciones microscópicas del licor mezcla para realizar una bioindicación del fango activo y tinciones simples para la identificación de organismos acumuladores de polifosfatos. Se determinan parámetros cinéticos de la biomasa autótrofa y heterótrofa, para ver el estado de la biomasa mediante ensayos respirométricos. Durante esta fase también tiene lugar la simulación de la planta piloto, ajustando los parámetros cinéticos para reproducir los resultados experimentales obtenidos.

− Fase de análisis Fase de análisis Fase de análisis Fase de análisis de datosde datosde datosde datos Esta fase está presente durante las tres fases anteriores del proyecto, para ir adaptando y analizando los resultados del proceso. Finalmente se estudian todos los resultados obtenidos y simulados, con el objetivo de obtener las conclusiones pertinentes.

3.53.53.53.5---- Método de identificación y cuantificación de las poblaciones Método de identificación y cuantificación de las poblaciones Método de identificación y cuantificación de las poblaciones Método de identificación y cuantificación de las poblaciones bacterianas bacterianas bacterianas bacterianas

3.5.13.5.13.5.13.5.1---- Condiciones de hibridaciónCondiciones de hibridaciónCondiciones de hibridaciónCondiciones de hibridación

Las condiciones de hibridación son un factor muy importante a tener en cuenta a

la hora de realizar la hibridación. El efecto de la temperatura, así como el medio iónico en el que se encuentra el ADN o el ARN, permite la separación de las cadenas o regiones bicatenarias, en el caso del ADN, o en una sola cadena monocatenaria en el caso del ARN.

Las condiciones de fusión y la renaturalización de los ácidos nucleicos se ven influenciadas básicamente por cuatro factores:

- Temperatura: En condiciones normales, la temperatura de fusión del ADN es bastante alta, superior a 70 ºC, dependiendo de la secuencia primaria del ADN. Sin embargo, la técnica FISH requiere temperaturas de hibridación menores para evitar el estrés térmico y mantener así la integridad de las células.

- pH: Para realizar las pruebas de hibridación se suele emplear un pH próximo

a la neutralidad, sin embargo se puede utilizar un pH elevado para obtener condiciones de elevada restricción. Este último término se refiere a la homología que existe entre el oligonucleótido o sonda que se utiliza en la técnica FISH y la secuencia de ARN a la cual va dirigida esa sonda. Cuanto mayor sea el grado de restricción mayor será la homología entre la sonda y la secuencia “diana”, y por lo tanto mayor grado de unión entre el híbrido ADN-ARN.


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- Concentración de los cationes del medio: Estos cationes interactúan electrostáticamente con los ácidos nucleicos, de forma que cuanta más alta es la concentración, más estable es el híbrido. En la técnica FISH se utiliza el EDTA para complejar los cationes divalentes como el Ca2+.

- Presencia de solventes orgánicos: La desnaturalización de los ácidos nucleicos se produce entre los 80 y los 100 ºC. A esta temperatura de hibridación las muestras biológicas se deteriorarían. Los disolventes orgánicos reducen la estabilidad térmica de los ácidos nucleicos de doble cadena, pudiéndose llevar a cabo la hibridación a temperaturas más bajas. Normalmente se emplea formamida.

3.5.23.5.23.5.23.5.2---- Hibridación de las muestrasHibridación de las muestrasHibridación de las muestrasHibridación de las muestras

Los pasos a seguir son los siguientes:

- Aplicación de las muestras a los portaobjetos FISH 1- Poner un volumen de 3 μl de muestra fijada en el portaobjetos. 2- Secar al aire. 3- Deshidratar en EtOH al 50% durante 3min (por inmersión). 4- Deshidratar en EtOH al 80% durante 3min (por inmersión). 5- Deshidratar en EtOH al 98% durante 3min (por inmersión).

- Hibridación in situ 1- Preparar la solución de hibridación con formamida (Tabla 9) en un eppendorf de 2ml. 2- De la solución de hibridación con formamida, reservar en un eppendorf 6 x (10−n) μl, siendo n el volumen de sonda utilizada en cada pocillo. 3- Añadir al eppendorf reservado 6 μl de sonda (6 pocillos por porta = 6 μl de sonda) 4- Poner un trozo de papel de celulosa dentro de un tubo Sarstedt de 50ml y echar sobre el papel la solución de hibridación sin sonda. 5- Poner 9 μl de la solución de hibridación más 1 μl de sonda en cada pocillo y repartir homogéneamente por todo el campo. 6- Introducir el porta dentro del tubo Sarstedt, manteniendo siempre la posición horizontal. 7- Incubar a 46 ºC durante hora y media. 8- Preparar 50 ml de la solución de lavado (Tabla 10), y atemperar a 48 ºC. 9- Sacar del horno y rápidamente lavar los portas e introducirlos dentro del tubo con la solución de lavado. 10- Incubar en un baño a 48 ºC durante 15 − 20min. 11- Lavar con agua destilada. 12- Secar al aire en la oscuridad. 13- Si no se observa al microscopio inmediatamente, guardar el porta a −20 ºC dentro de un tubo Sarstedt de 50 ml.


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Tabla Tabla Tabla Tabla 9999---- Volúmenes de reactivos en función del porcentajeVolúmenes de reactivos en función del porcentajeVolúmenes de reactivos en función del porcentajeVolúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparacióde formamida para la preparacióde formamida para la preparacióde formamida para la preparación de lan de lan de lan de la solución tampón de hibridación en la tésolución tampón de hibridación en la tésolución tampón de hibridación en la tésolución tampón de hibridación en la técnica FISHcnica FISHcnica FISHcnica FISH

Tabla Tabla Tabla Tabla 10101010---- Volúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de laVolúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de laVolúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de laVolúmenes de reactivos en función del porcentaje de formamida para la preparación de la solución tampón de lavado en la técnica FISHsolución tampón de lavado en la técnica FISHsolución tampón de lavado en la técnica FISHsolución tampón de lavado en la técnica FISH

Las sondas utilizadas en este trabajo son las que se muestran en la Tabla 11, donde se incluye el nombre de la sonda, la secuencia de nucleótidos y la referencia donde ha sido descrita la sonda.

Tabla Tabla Tabla Tabla 11111111---- Sondas FISH de bacterias nitrificantes utilizadas para la identificación y cuantificaciónSondas FISH de bacterias nitrificantes utilizadas para la identificación y cuantificaciónSondas FISH de bacterias nitrificantes utilizadas para la identificación y cuantificaciónSondas FISH de bacterias nitrificantes utilizadas para la identificación y cuantificación

SondaSondaSondaSonda Secuencia (5´Secuencia (5´Secuencia (5´Secuencia (5´----3333´)´)´)´) EspecificidadEspecificidadEspecificidadEspecificidad ReferenciaReferenciaReferenciaReferencia Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio Sondas utilizadas para identificar phyllum y clases del Dominio BacteriaBacteriaBacteriaBacteria EUB 338 I GCTGCCTCCCGTAGGAGT Bacteria Amann (1990) EUB 338 II GCAGCCACCCGTAGGTGT Planctomycetes Daims et al. (1999) EUB 338 III GCTGCCACCCGTAGGTGT Verrumicrobiales Daims et al. (1999) Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase Sondas utilizadas para identificar subclases de la clase ProteobacteriaProteobacteriaProteobacteriaProteobacteria NSO1225 (*) CGCCATTGTATTACGTGTGA β-Proteobacteria Alonso et al (2009)

Sondas utilizadas para identificar géneros de Sondas utilizadas para identificar géneros de Sondas utilizadas para identificar géneros de Sondas utilizadas para identificar géneros de αααα----ProteobacteriaProteobacteriaProteobacteriaProteobacteria NIT3 CCTGTGCTCCATGCTCCG Nitrobacter spp Wagner et al (1996) CNIT3 CCTGTGCTCCAGGCTCCG Competidora Wagner et al. (1996) Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum Sondas utilizadas para identificar géneros del phylum NitrospiraNitrospiraNitrospiraNitrospira Ntspa662 GGAATTCCGCGCTCCTCT Nitrospira spp Daims et al. (2001)


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3.5.33.5.33.5.33.5.3---- Cuantificación de las poblaciones bacterianasCuantificación de las poblaciones bacterianasCuantificación de las poblaciones bacterianasCuantificación de las poblaciones bacterianas

La técnica FISH además de ser empleada para la identificación de los grupos de bacterias, también permite obtener datos cuantitativos de las poblaciones microbianas presentes en el fango mediante un software desarrollado en la Tesis Doctoral de Borras (2008).

Los pasos a seguir a partir de la hibridación de las muestras con las sondas

pertinentes son los siguientes:

- Observación en el microscopio y toma de imágenes: Una vez realizada la hibridación, los portaobjetos deben ser examinados bajo un microscopio de epifluorescencia o un microscopio con focal láser, con los filtros adecuados según los fluorocromos utilizados.

Mediante una cámara digital acoplada al microscopio se toman imágenes de entre 20 y 40 campos representativos de la muestra hibridada. Las imágenes son captadas en color debido al uso de los fluorocromos de la técnica FISH, y por lo general la intensidad no es muy alta. Así que es importante tomar las imágenes con un tiempo de exposición elevado de manera que la intensidad de las mismas sea lo más alta posible, sin llegar a saturar las áreas de interés de la imagen, lo que provocaría la pérdida de la información de intensidad de la señal.

- Cuantificación de los datos mediante software: El procesado y análisis de las imágenes tomadas se realiza con un software desarrollado en MATLAB, que permite el tratamiento de las imágenes no sólo basándose en la apariencia de las imágenes, sino en la información numérica que en ella contiene: la información de cada píxel individual. Las imágenes son introducidas en este software de cuantificación, y el resultado es un informe detallado de los porcentajes de áreas ocupadas por las bacterias presentes en la muestra hibridada.

- Análisis de los resultados: El informe debe ser revisado cuidadosamente con el fin de detectar posibles resultados erróneos o estadísticamente incoherentes. El resultado final es un número que representa el porcentaje en área de una especie bacteriana en la muestra, acompañado de su desviación estándar.


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3.63.63.63.6---- Tinciones para la detección de bacterias PAOTinciones para la detección de bacterias PAOTinciones para la detección de bacterias PAOTinciones para la detección de bacterias PAO 3.6.13.6.13.6.13.6.1---- Tinción de poliTinción de poliTinción de poliTinción de poli----fosfatos (Azul de metileno)fosfatos (Azul de metileno)fosfatos (Azul de metileno)fosfatos (Azul de metileno)

La tinción con Azul de Metileno para la visualización de poli-fosfatos se llevó a

cabo mediante el método descrito por Seviour y Blackall (1999). Reactivos A. Solución 1 (solución de Loeffler): - 0,3 g de azul de metileno - 100 ml de etanol 60% B. Solución 2 - 10 mg hidróxido potásico - 100ml de agua destilada

Mezclar las soluciones 1 y 2 en partes iguales. Procedimiento - Poner unos 20 µl de muestra (1 gota aproximadamente) en un porta, y

extenderla sobre una superficie aproximada a la del cubre. - Se deja secar al aire el mínimo tiempo posible. - Aplicar la mezcla de las soluciones 1 y 2 durante 10-30 segundos. - Lavar con abundante agua destilada. - Secar el porta y examinar con aceite de inmersión, en campo claro y a 1000x

aumentos. Resultados Inclusiones de poli-fosfatos: Puntos color Rosa brillante-Violeta. Citoplasma: ligeramente azulado.


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3.6.23.6.23.6.23.6.2---- Tinción de PHB (Sudan Black)Tinción de PHB (Sudan Black)Tinción de PHB (Sudan Black)Tinción de PHB (Sudan Black) La tinción con Sudan Black se utiliza para la visualización de lípidos en la

muestra, entre ellos el PHA (Gerhardt, 1981). Reactivos A. Solución 1 - 0,3 g de Sudan Black B (IV) - 100 ml de etanol al 60% B. Solución 2 - 0,5 g de safranina O - 100 ml de agua destilada

Procedimiento - Poner unos 20 µl de muestra (1 gota aproximadamente) en un porta, y

extenderla sobre una superficie aproximada a la del cubre. - Se deja secar al aire durante aproximadamente 30 minutos. - Aplicar la solución 1 durante 10 minutos y añadir más solución si se seca el

porta. - Lavar durante 1 segundo con agua. - Aplicar durante 10 segundos la solución 2. - Lavar con abundante agua. - Secar el porta y examinar con aceite de inmersión, en campo claro y a 1000x

aumentos. Resultados Gránulos de PHB: puntos intracelulares de color Negro-Azul oscuro. Citoplasma: Rosa claro-sin teñir.


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3.73.73.73.7---- Caracterización químicaCaracterización químicaCaracterización químicaCaracterización química 3.7.13.7.13.7.13.7.1---- Determinación de la concentración de sólidos en suspensión, SDeterminación de la concentración de sólidos en suspensión, SDeterminación de la concentración de sólidos en suspensión, SDeterminación de la concentración de sólidos en suspensión, SSSSST y T y T y T y SSV.SSV.SSV.SSV.

La concentración de sólidos suspendidos totales (SST) se determina a partir de la

filtración y eliminación de la humedad en estufa a 105ºC durante al menos una hora. El incremento en el peso del filtro representará a los sólidos suspendidos totales. La concentración de los sólidos suspendidos no volátiles (SSNV) se obtiene mediante la calcinación a 550ºC en mufla durante al menos 15 minutos de los sólidos suspendidos totales. Así los sólidos suspendidos volátiles (SSV) se obtienen por diferencia entre los sólidos suspendidos totales, y los sólidos suspendidos no volátiles.

3.7.23.7.23.7.23.7.2---- Determinación de la Demanda Química de Oxígeno, DQODeterminación de la Demanda Química de Oxígeno, DQODeterminación de la Demanda Química de Oxígeno, DQODeterminación de la Demanda Química de Oxígeno, DQO

Para la determinación de la demanda química de oxígeno (DQO) se han utilizado

kits comerciales Hach-Lange, cuyo principio de determinación se basa en que las sustancias oxidables reaccionan con la solución de ácido sulfúrico y dicromato de potasio en presencia del sulfato de plata como catalizador. El cloruro se enmascara con sulfato de mercurio. Es un método colorimétrico que evalúa la coloración verde del Cr3+.

Los rangos utilizados pertenecen a los kits LCK314 (Rango 15-150 mg DQO/l),

LCK 414 (Rango 5-60 mg DQO/l) y LCK514 (Rango 100-2000 mg DQO/l).

3.7.33.7.33.7.33.7.3---- DeterminaciDeterminaciDeterminaciDeterminación de Nitrógeno Total, Nón de Nitrógeno Total, Nón de Nitrógeno Total, Nón de Nitrógeno Total, NTTTT....

Para la determinación de nitrógeno total (NT) se han utilizado los kits comerciales Hach-Lange, cuyo principio está basado en que el nitrógeno ligado inorgánica y orgánicamente se oxida a nitrato mediante digestión con peroxidisulfato. Los iones nitrato reaccionan en una solución de ácido sulfúrico y fosfórico con 2,6-dimetilfenol formando un nitrofenol.

Los rangos utilizados pertenecen a los kits LCK138 (Rango 1-16 mg N/l), LCK238

(Rango 5-40 mg N/l) y LCK338 (Rango 20-100 mg N/l).

3.7.43.7.43.7.43.7.4---- Determinación de nitrato, NODeterminación de nitrato, NODeterminación de nitrato, NODeterminación de nitrato, NO3333----....

Para la determinación de nitrato (NO3-) se han utilizado los kits comerciales Hach-Lange, cuyo principio se basa en soluciones que contienen ácido sulfúrico y fosfórico en los que los iones nitrato reaccionan con 2,6-dimetilfenol formando 4-nitro-2,6-dimetilfenol.

El rango utilizado pertenece al kit LCK339 (Rango 0,23-13,50 mg NO3-N/l).


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3.7.53.7.53.7.53.7.5---- Determinación de nitrito, NODeterminación de nitrito, NODeterminación de nitrito, NODeterminación de nitrito, NO2222----....

Para la determinación del nitrito (NO2-) se han utilizado los kits comerciales Hach-Lange cuyo principio se basa en que en solución ácida los nitritos reaccionan con aminas aromáticas primarias formando sales de diazonio. Estas forman compuestos aromáticos que contienen un grupo amino o un grupo hidroxilo, colorantes azoicos intensamente coloreados.

El rango utilizado pertenece al kit LCK341 (Rango 0,015-0,6 NO2-N/l).

3.7.63.7.63.7.63.7.6---- Determinación de amonio, NHDeterminación de amonio, NHDeterminación de amonio, NHDeterminación de amonio, NH4444++++....

Para la determinación de amonio (NH4+) se han utilizado los kits comerciales Hach-Lange cuyo principio se basa en que los iones amonio reaccionan, a un pH 12,6, con iones hipoclorito e iones salicilato, en presencia de nitroprusiato sódico como catalizador, formando azul de indofenol.

El rango utilizado pertenece a los kits LCK304 (Rango 0,015-2 mg NH4-N),

LCK305 (Rango 1-12 mg NH4-N), LCK303 (Rango 2-47 mg NH4-N).

3.7.73.7.73.7.73.7.7---- Determinación de fósforo total, PDeterminación de fósforo total, PDeterminación de fósforo total, PDeterminación de fósforo total, PTTTT....

Para la determinación de fósforo total (PT) se han utilizado los kits comerciales Hach-Lange cuyo principio se basa en que los iones fosfato reaccionan en solución ácida con iones molibdato y antimonio formando un complejo antimonilfosfomolibdato que, mediante ácido ascórbico, se reduce a azul de fosfomolibdeno.

El rango utilizado pertenece a los kits LCK 349 (Rango 0,05-1,5 mg PO4-P/l),

LCK348 (Rango 0,5-5 mg PO4-P/l), LCK350 (Rango 2-20 mg PO4-P/l).


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3.83.83.83.8---- RespirometríaRespirometríaRespirometríaRespirometría 3.8.13.8.13.8.13.8.1---- Respirómetro BMRespirómetro BMRespirómetro BMRespirómetro BM----TTTT

La respirometría es una técnica que mide el consumo de oxígeno de las bacterias

contenidas en un fango activo por si mismas (endógena) o en su fase de degradación

de un sustrato orgánico (exógena).

Este consumo de oxígeno se mide principalmente bajo dos variantes: - Velocidad de consumo de oxígeno (tasa de respiración) - Oxígeno total o parcial consumido en la degradación de un sustrato. La tecnología BM-T combina la respirometría tradicional con una técnica

diseñada por Surcis, la cual permite la medida y cálculo de parámetros de control y proceso de depuración por fangos activos, si bien no permite calcular todos los parámetros necesarios para llevar a cabo el diseño de un reactor biológico.

Figura Figura Figura Figura 14141414---- Respirómetro BMRespirómetro BMRespirómetro BMRespirómetro BM----TTTT

El analizador BM-T (Figura 14) consta de un vaso reactor en el que se introduce

fango del reactor biológico a estudio, para llevar a cabo los ensayos respirométricos del proceso de depuración.

Se trata de un sistema batch provisto de recirculación, en donde existen tres

modos de ensayo (Estático OUR, Cíclico OUR y Dinámico R).

La bomba de recirculación está provista de tres velocidades y una posición de paro. En el modo estático y cíclico OUR, la recirculación no ejerce influencia en la medida final (batch). En el modo dinámico R la recirculación funciona ininterrumpidamente y por ello el sistema de medida debe calibrarse (batch modificado).


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FiguraFiguraFiguraFigura 15151515---- Esquema Esquema Esquema Esquema respirómetrorespirómetrorespirómetrorespirómetro

En el recinto superior del vaso reactor (Figura 16) se sitúa el difusor de aire proporcionando el nivel de oxígeno adecuado que se transfiere al recinto de medida. Por medio de una placa divisoria, el recinto de medida está protegido de la influencia de posibles burbujas que pudieran producir interferencias en el cabezal del sensor, así como de la aspiración de aire desde la atmósfera por el efecto centrífugo del sistema de agitación. En este recinto, el sensor de oxígeno realiza las medidas instantáneas de oxígeno disuelto resultante de la respiración de los microorganismos a lo largo de los ciclos de medida de cada uno de los modos de ensayo.

El vaso reactor además está dotado de una cámara de termostatización que a modo de camisa rodea sus recintos. Por esta cámara circula agua termostatizada procedente de la unidad termostática (Figura 15).

El sistema de aireación está dotado de un regulador en porcentaje que permite programar un nivel de oxígeno acorde con el objetivo de la aplicación de respirometría. Hay que tener en cuenta, sin embargo, que el modo dinámico R debe calibrarse para cada nivel de caudal de oxígeno.


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Figura Figura Figura Figura 16161616---- Elementos vaso reactor del respirómetroElementos vaso reactor del respirómetroElementos vaso reactor del respirómetroElementos vaso reactor del respirómetro

El oxímetro manda las señales de las medidas de oxígeno en curso al ordenador

en donde, por medio de un programa específico se procesan para llevar a cabo la generación automática de respirogramas y el cálculo de tasas de respiración, consumo de oxígeno y fracción biodegradable de la DQO. Así mismo, por medio del programa se auto-generan archivos exportables con sus correspondientes respirogramas.

3.8.23.8.23.8.23.8.2---- Modos de ensayo del respirómetro BMModos de ensayo del respirómetro BMModos de ensayo del respirómetro BMModos de ensayo del respirómetro BM----TTTT

Como ya se ha mencionado el BM-T está dotado de tres modos distintos de

ensayo: - Modo OUR Estático - Modo OUR Cíclico - Modo R Dinámico El modo utilizado para llevar a cabo los ensayos de este estudio fue el modo R

dinámico que se explica a continuación.


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Modo R Dinámico

En líneas generales, el sistema de medida puede considerarse como un sistema batch con reactor de mezcla completa en donde la aireación y recirculación se mantienen activas durante todo el ensayo. De este modo, en el recinto inferior se crea un oxígeno resultante de las características del conjunto global que el sensor de oxígeno está midiendo de forma continuada.

Para el ensayo R se necesita fango activo sin carga orgánica ni amónica (a ser posible fango en fase endógena) y una cantidad determinada de muestra.

El ciclo del ensayo R transcurre en dos etapas:

1- En la primera etapa se utiliza solamente fango activo libre de carga. En esta

etapa se fija y almacena en la memoria el oxígeno de referencia o línea base “cb”.

2- Una vez determinada la línea base “cb”, el programa nos da la orden para que se añada la muestra a analizar. De este modo el fluido que en un principio era solo fango ahora pasa a estar constituido por fango más muestra (F + M).

Tan pronto empieza a reaccionar la muestra añadida con el fango activo el

oxígeno inicial empezará a descender “cs” como señal de que se está llevando a cabo una oxidación biológica (salvo que no exista materia biodegradable) y automáticamente empezará a generarse un respirograma con los valores de la tasa de respiración por oxidación del sustrato (Rs: respiración exógena). Así mismo, automáticamente se calcula el oxígeno consumido (OC) a lo largo del tiempo y la fracción biodegradable de la DQO (en caso de que esté calibrado para ello).

La ventaja que adquiere el modo R dinámico es que, una vez calibrado, los

ensayos pueden llevarse de forma muy rápida con la utilización de pequeñas cantidades de muestra. Para ello, el programa está dotado de un algoritmo de corrección y extrapolación.

3.8.33.8.33.8.33.8.3---- Parámetros respirométricos determinadosParámetros respirométricos determinadosParámetros respirométricos determinadosParámetros respirométricos determinados

Los ensayos respirométricos mediante el modo dinámico R nos van a permitir obtener los parámetros tanto de la biomasa autótrofa, como heterótrofa que se muestran en la Tabla 12.

Los ensayos R en modo dinámico se van a realizar para obtener dos parámetros

principales tanto en biomasa autótrofa, como en biomasa heterótrofa. En primer lugar la obtención del rendimiento (Y).


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Para determinar el rendimiento (Y) se realizan ensayos con un litro de licor mezcla endógeno al que se añaden diferentes concentraciones de sustrato, cloruro de amonio en el caso de la biomasa autótrofa y acetato de sodio en el caso de la biomasa heterótrofa, ya que es el sustrato que están recibiendo en el agua residual influente. En el ensayo se mide el oxígeno consumido (OC) para degradar las concentraciones de sustrato aportadas (DQODEG) y mediante la fórmula del rendimiento obtenemos el valor de dicho parámetro.

Y = 1 – (OC/ DQODEG)

En segundo lugar, se va a obtener la tasa máxima de respiración tanto de biomasa

autótrofa como heterótrofa. En este ensayo dinámico se introduce también un litro de licor mezcla endógeno y en esta ocasión, se introduce una concentración de sustrato suficiente para conseguir que en ningún momento del ensayo sea el sustrato el factor limitante para conseguir la tasa máxima, el sustrato a añadir es cloruro de amonio en el caso de las biomasa autótrofa y acetato de sodio en el caso de la biomasa heterótrofa, ya que es el sustrato que están recibiendo en el agua residual influente. De esta forma se obtiene la tasa máxima de respiración de cada uno de los tipos de biomasa, que queda determinada por el punto más alto de consumo de oxígeno por parte de la biomasa en el respirograma.

Tabla Tabla Tabla Tabla 12121212---- Parámetros de la biomasa autótrofa y heterótrofa obtenidos mediante respirometríaParámetros de la biomasa autótrofa y heterótrofa obtenidos mediante respirometríaParámetros de la biomasa autótrofa y heterótrofa obtenidos mediante respirometríaParámetros de la biomasa autótrofa y heterótrofa obtenidos mediante respirometría

AUTÓTROFAS

Tasa máxima de respiración de nitrificantes Rsmáx auto mg O2/lh

Tasa máxima de respiración de nitrificantes por SSV Rspmáx auto mg O2/g SSVh

Tasa máxima de consumo de amonio RN mg NH4/lh

Tasa global específica de consumo de amonio AUR mg NH4/g SSVh

Fracción de nitrificantes FN

Concentración de la biomasa autótrofa XA mg SSVXA /l

Rendimiento de la biomasa autótrofa YA mg DQO/mg DQO

Tasa máxima específica de nitrificación qN mg NH4/g SSV d

Tasa máxima de crecimiento de la biomasa autótrofa μa,max d-1

Tasa específica de crecimiento de la biomasa autótrofa μa d-1

Tiempo de retención mínimo para la nitrificación TRCnitrificación d-1

HETERÓTROFAS

Tasa máxima de respiración de heterótrofas Rsmáx het mg O2/lh

Tasa máxima de respiración de heterótrofas Rspmáx het mg O2/g SSV h

Concentración de la biomasa heterótrofa XH mg DQO/mg DQO


56

El resto de parámetros se obtienen a partir de estos parámetros mediante fórmulas bibliográficas (Tabla 13), salvo la fracción de nitrificantes (FN) que se obtiene gracias a la cuantificación realizada de la biomasa nitrificante mediante la técnica FISH.

Tabla Tabla Tabla Tabla 13131313---- Fórmulas y Fórmulas y Fórmulas y Fórmulas y fuentes bibliográficas de la biomasa autótrofafuentes bibliográficas de la biomasa autótrofafuentes bibliográficas de la biomasa autótrofafuentes bibliográficas de la biomasa autótrofa

AUTÓTROFASAUTÓTROFASAUTÓTROFASAUTÓTROFAS Fuente bibliográficaFuente bibliográficaFuente bibliográficaFuente bibliográfica

Respirometría Rsmáx auto mg O2/lh x

Rspmáx auto = Rsmáx auto/ SSV

Rspmáx auto

mg O2/g SSV h x

RN = Rsmáx auto/ 4,57 RN mg NH4/lh Henze et al. - 2000

AUR = RN/ SSV AUR mg NH4/g SSVh Surcis

FISH FN x

XA = FN * SSV XA mg SSVXA/l W.W. Eckenfelder, J.L. Musterman. 1995

Respirometría YA mg DQO/mg DQO x

qN = (RN * 24 )/ XA qN mg NH4/g SSV d Adrianus van Haandel et Jeroen van der

Lubbe. 2007

μa,max = YA * qN μa,max d-1 Adrianus van Haandel et Jeroen van der

Lubbe. 2007

μa = μa,max . [SN /(KN + SN)].[DO / (KDO + DO)]

μa d-1 EPA office. 2000

TRCnitrificación = 1/ μa TRCnitrificación d-1 EPA office. 2000


57

4444---- RESULTARESULTARESULTARESULTADOSDOSDOSDOS

Resultados

59

Resultados

60

4444---- RESULTADOSRESULTADOSRESULTADOSRESULTADOS 4.14.14.14.1---- Resultados analíticosResultados analíticosResultados analíticosResultados analíticos y de operacióny de operacióny de operacióny de operación La operación de la planta piloto se llevó a cabo desde el 12 de Junio de 2011 hasta el 30 de Septiembre de 2011. Las analíticas más repetidas a lo largo del estudio fueron las correspondientes a la concentración de amonio, nitrato y nitrito en el efluente de la planta piloto, parámetros importantes para el control de la eliminación de nitrógeno. En la figura 17 se muestran los valores analíticos obtenidos de amonio, nitrato y nitrito a lo largo de la experimentación. Como se puede observar en la figura, la gráfica aparece dividida en dos partes bien diferenciadas por una línea vertical. El tiempo previo a esta línea se corresponde con la puesta en marcha y adecuación de la planta piloto. Durante este tiempo la planta fue operada con aireación continua por lo que el efluente mostró amonio en concentraciones próximas a cero, y nitratos con una alta concentración. A partir de este estado hay una adaptación progresiva a la aireación intermitente hasta los valores fijados, 15 minutos de aireación y 75 de paro, que quedó implementada a partir del día 7 de Julio de 2011.

Los valores de amonio y nitrato obtenidos analíticamente en el efluente una vez establecidos los ciclos de marcha paro definitivos oscilan entre 4-6 mg/l. Al final de un ciclo de aireación (en el cual tiene lugar la nitrificación), el amonio tiene baja concentración mientras que el nitrato presenta una concentración alta en el rango de valores mencionado. Lo contrario ocurre justo tras finalizar un ciclo de parada (antes del comienzo del siguiente ciclo de aireación): la concentración de amonio en el reactor se incrementa y la concentración de nitrato disminuye debido al proceso de desnitrificación que ha tenido lugar durante la etapa de anoxia.

Las concentraciones reflejadas en la figura 17 se corresponden con muestras integradas durante un día, por lo que las fluctuaciones mencionadas de concentración de amonio y nitrato debidas a los ciclos de aireación intermitente se ven amortiguadas. Así las muestras integradas presentan valores de amonio, nitrato y nitrito más o menos constantes como refleja la figura 17. También cabe destacar que durante todo el estudio el nitrito mantuvo en valores inferiores a 1 mg N-NO2/l, por lo que se deduce que casi todo el nitrito era nitrificado a nitrato por las bacterias nitritoxidantes.

Resultados

61

Figura Figura Figura Figura 17171717---- Gráfica de determinaciones de amonio, nitrato y nitrito durante el periodo de estudioGráfica de determinaciones de amonio, nitrato y nitrito durante el periodo de estudioGráfica de determinaciones de amonio, nitrato y nitrito durante el periodo de estudioGráfica de determinaciones de amonio, nitrato y nitrito durante el periodo de estudio

La demanda química de oxígeno (DQO), nitrógeno total (NT) y fósforo total (PT) se encuentran regulados por legislación (Directiva 91/271/CEE), la cual fija unos requisitos de vertido para estos parámetros que se han de cumplir en el efluente de una EDAR.

- DQO: El límite admisible en DQO se fija en 125 mg/l o un 70% de eliminación. Los valores del efluente de la planta piloto presentan concentraciones muy por debajo del límite admisible (Tabla 14) y presentan porcentajes de eliminación de DQO superiores al 90% (Figura 18). Los valores demuestran la existencia de una población de bacterias heterótrofas bien desarrollada capaz de eliminar la materia orgánica.

- Nitrógeno Total: El nitrógeno total es el parámetro más importante a tener en cuenta en este estudio ya que el objetivo de este estudio es conseguir la eliminación biológica de nitrógeno mediante aireación intermitente. El límite admisible por la legislación es de 15 mg/l o un porcentaje de eliminación de 70-80%. Así pues, pese a las condiciones límite de trabajo debidas al bajo TRC aerobio y a la relativamente baja consigna de oxígeno (1ppm) la concentración de nitrógeno total a la salida se encuentra en torno a los 10 mg/l (Tabla 14), lo que nos indica que se está cumpliendo con el objetivo de eliminar nitrógeno ligado a un consumo energético mínimo.

0.00

5.00

10.00

15.00

20.00

25.00

30.00

35.00

14/06/2011 04/07/2011 24/07/2011 13/08/2011 02/09/2011 22/09/2011

Con

cent

ración

(mg/

l)Con

cent

ración

(mg/

l)Con

cent

ración

(mg/

l)Con

cent

ración

(mg/

l)

Fecha (dd/mm/aaaa)Fecha (dd/mm/aaaa)Fecha (dd/mm/aaaa)Fecha (dd/mm/aaaa)

Valores de Amonio, Nitrato y Nitrito EfluenteValores de Amonio, Nitrato y Nitrito EfluenteValores de Amonio, Nitrato y Nitrito EfluenteValores de Amonio, Nitrato y Nitrito EfluenteNH4 sal

NO3sal

NO2 sal

Resultados

62

Figura Figura Figura Figura 18181818---- Porcentaje de eliminación de DQO, NPorcentaje de eliminación de DQO, NPorcentaje de eliminación de DQO, NPorcentaje de eliminación de DQO, NTTTT y Py Py Py PTTTT de de de de la planta pilotola planta pilotola planta pilotola planta piloto

- Fósforo total: En un principio la planta piloto había sido diseñada para la

eliminación biológica de materia orgánica y nitrógeno, por lo que la determinación de fósforo se realizó para comprobar que éste, no era un factor limitante en el proceso. Al analizar los resultados del fósforo total y de fosfato, aparece una eliminación de fósforo superior a la esperada, ya que los rendimientos de eliminación se sitúan en torno al 40 % (Figura 18). Estos resultados hacen sospechar que no sólo está actuando la toma de nutrientes por parte de las bacterias heterótrofas y autótrofas para su metabolismo sino que puede existir una población de organismos acumuladores de poli-fosfatos (PAO). La proliferación de bacterias PAO en la planta piloto es posible por la alternancia de condiciones aerobias y anaerobias que favorecen la eliminación de fósforo. La presencia de estos organismos acumuladores de poli-fosfatos se confirmó a través de la observación microscópica mediante tinciones (como se explicará posteriormente en el apartado 4.3.2).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

28/08/2011 04/09/2011 11/09/2011 18/09/2011 25/09/2011

% E

lim

inac

ión

%

Elim

inac

ión

%

Elim

inac

ión

%

Elim

inac

ión

Fecha (dd/mm/aaaa)Fecha (dd/mm/aaaa)Fecha (dd/mm/aaaa)Fecha (dd/mm/aaaa)

% de Eliminación DQO, N% de Eliminación DQO, N% de Eliminación DQO, N% de Eliminación DQO, NTTTT y Py Py Py PTTTT

%elim DQO

%elim NT

%elim PT

Figura Figura Figura Figura 19191919---- Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta

Uno de los resultados interesantesy paro de la oxigenación podemos observar a través de la caída del pH en los momentos en los que la airse encuentra funcionando. Tras estosha consumido, el licor mezcla se encuentra en anoxiadesnitrificación, recuperando la alcalinidad perd(Figura 19)

Trabajando con TRC de 18 días, mantenido alrededor de 1000 mg/l (Figura 20). El porcentaje de volatilidad se encuentra en valores de 73volatilidad mayor al recibir un influente sintévolátiles. Sin embargo, se ha mantenido siempre alrededor de los valores mencionados lo cual podría ser debido a: la formación de sales inorgánicas y precipitados, a la existencia de polifosfatos almacenados intracelulbacterias PAO y en menor medida porpor el elevado tiempo de retención celular.

Nitrificación

63

Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta piloto.piloto.piloto.piloto.

Uno de los resultados interesantes obtenidos es la relación de los ciclos de marcha de la oxigenación con el pH. La nitrificación consume alcalinidad, lo que

podemos observar a través de la caída del pH en los momentos en los que la airse encuentra funcionando. Tras estos periodos, cuando ya no se airea y el oxígeno se

el licor mezcla se encuentra en anoxia, teniendo lugar desnitrificación, recuperando la alcalinidad perdida y mostrando una subida de pH.

Trabajando con TRC de 18 días, los sólidos suspendidos volátiles (SSV) se han mantenido alrededor de 1000 mg/l (Figura 20). El porcentaje de volatilidad se encuentra en valores de 73-78 % si bien el licor mezcla se esperaba que tuviera una volatilidad mayor al recibir un influente sintético con menor cantidad de sólidos no volátiles. Sin embargo, se ha mantenido siempre alrededor de los valores mencionados lo cual podría ser debido a: la formación de sales inorgánicas y precipitados, a la existencia de polifosfatos almacenados intracelularmente por las bacterias PAO y en menor medida por la posible mineralización del fango causada por el elevado tiempo de retención celular.

Nitrificación Desnitrificación

Resultados

Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta Evolución del pH y la concentración de oxígeno en varios ciclos de operación de la planta

ación de los ciclos de marcha a nitrificación consume alcalinidad, lo que

podemos observar a través de la caída del pH en los momentos en los que la aireación s, cuando ya no se airea y el oxígeno se

, teniendo lugar el proceso de ida y mostrando una subida de pH.

los sólidos suspendidos volátiles (SSV) se han mantenido alrededor de 1000 mg/l (Figura 20). El porcentaje de volatilidad se

78 % si bien el licor mezcla se esperaba que tuviera una tico con menor cantidad de sólidos no

volátiles. Sin embargo, se ha mantenido siempre alrededor de los valores mencionados lo cual podría ser debido a: la formación de sales inorgánicas y

armente por las la posible mineralización del fango causada

Resultados

64

Figura Figura Figura Figura 20202020---- Evolución de los sólidos suspendidos volátiles del reactor biológicoEvolución de los sólidos suspendidos volátiles del reactor biológicoEvolución de los sólidos suspendidos volátiles del reactor biológicoEvolución de los sólidos suspendidos volátiles del reactor biológico

Los parámetros físico-químicos determinados durante el tiempo de experimentación nos dan información del estado real de la planta piloto, de su rendimiento de eliminación y de su evolución a lo largo del tiempo. En la Tabla 14 quedan recogidos los resultados analíticos de las caracterizaciones completas realizadas en la planta piloto. Del resto de parámetros determinados no mencionados anteriormente cabe destacar la baja turbidez del efluente marcada por la ausencia de flóculos en suspensión y una buena calidad del clarificado, así como valores de pH superiores a 7,5.

Tabla Tabla Tabla Tabla 14141414---- Tabla Tabla Tabla Tabla rerereresumen caracterizaciones físicosumen caracterizaciones físicosumen caracterizaciones físicosumen caracterizaciones físico----químicas de la planta pilotoquímicas de la planta pilotoquímicas de la planta pilotoquímicas de la planta piloto

30/08/1130/08/1130/08/1130/08/11 09/09/1109/09/1109/09/1109/09/11 16/09/1116/09/1116/09/1116/09/11 23/09/1123/09/1123/09/1123/09/11 27/09/1127/09/1127/09/1127/09/11

pHpHpHpH 7,73 7.74 7.92 7.66 7.71

ConductividadConductividadConductividadConductividad (µS/cm)(µS/cm)(µS/cm)(µS/cm) 1190 1160 1160 1170 1160

TurbidezTurbidezTurbidezTurbidez (NTU)(NTU)(NTU)(NTU) 1,56 1.21 1.90 2.13 2.16

DQODQODQODQOENTENTENTENT (mg(mg(mg(mg DQODQODQODQO/l)/l)/l)/l) 225 225 225 225 225

DQODQODQODQOSALSALSALSAL (mg(mg(mg(mg DQODQODQODQO/l)/l)/l)/l) 12.40 12.00 14.10 16.80 11.60

%elim DQO%elim DQO%elim DQO%elim DQO 94.49 94.67 93.73 92.53 94.84

NNNNTENTTENTTENTTENT (mg(mg(mg(mg NNNN/l)/l)/l)/l) 37.50 37.50 37.50 37.50 37.50

NNNNTSALTSALTSALTSAL (mg(mg(mg(mg NNNN/l)/l)/l)/l) 14.00 11.30 11.00 10.13 10.40

%elim N%elim N%elim N%elim NTTTT 62.67 69.87 70.67 72.99 72.27

NHNHNHNH4444++++SAL SAL SAL SAL (mg N(mg N(mg N(mg N----NHNHNHNH4444++++/l)/l)/l)/l) 3,90 5,58 4,98 4.43 4,52

NONONONO3333----SALSALSALSAL (mg(mg(mg(mg NNNN----NONONONO3333----/l)/l)/l)/l) 8,10 4,30 3,66 4.23 4,26

NONONONO2222----SALSALSALSAL (mg(mg(mg(mg NNNN----NONONONO2222----/l)/l)/l)/l) 0,648 0,624 0,664 0.272 0,584

PPPPTENTTENTTENTTENT (mg(mg(mg(mg PPPP/l)/l)/l)/l) 7.50 7.50 7.50 7.50 7.50

PPPPTSALTSALTSALTSAL (mg(mg(mg(mg PPPP/l)/l)/l)/l) 4.90 4.41 4.15 4.68 4.67

%elim PT%elim PT%elim PT%elim PT 34.67 41.20 44.67 37.60 37.73

POPOPOPO44443333----SALSALSALSAL (mg(mg(mg(mg PPPP----POPOPOPO44443333----/l)/l)/l)/l) 4,65 4,22 3,83 4.35 4,57

60606060

65656565

70707070

75757575

80808080

800800800800

1000100010001000

1200120012001200

1400140014001400

31/07/201131/07/201131/07/201131/07/2011 10/08/201110/08/201110/08/201110/08/2011 20/08/201120/08/201120/08/201120/08/2011 30/08/201130/08/201130/08/201130/08/2011 09/09/201109/09/201109/09/201109/09/2011 19/09/201119/09/201119/09/201119/09/2011 29/09/201129/09/201129/09/201129/09/2011

%Vol

átil

%Vol

átil

%Vol

átil

%Vol

átil

SS

(m

g/l)

FechaFechaFechaFecha

Sólidos Suspendidos VolátilesSólidos Suspendidos VolátilesSólidos Suspendidos VolátilesSólidos Suspendidos Volátiles SS %V

Resultados

65

4.24.24.24.2---- Resultados de la identificación y cuantificación de bacterias Resultados de la identificación y cuantificación de bacterias Resultados de la identificación y cuantificación de bacterias Resultados de la identificación y cuantificación de bacterias nitrificantes mediante la técnica FISH.nitrificantes mediante la técnica FISH.nitrificantes mediante la técnica FISH.nitrificantes mediante la técnica FISH.

Los resultados con la sonda EUBmix 338 han resultado positivos al hibridar un porcentaje muy alto de las células del flóculo y filamentosas (Figura 21B, 22B, 24B y 25B). Esto indicó que el área teñida con la sonda EUBmix 338 perteneciente al dominio Eubacteria representa un porcentaje muy alto sobre el total de bacterias presentes en la muestra.

4.2.14.2.14.2.14.2.1---- Bacterias amonioxidantesBacterias amonioxidantesBacterias amonioxidantesBacterias amonioxidantes (AOB)(AOB)(AOB)(AOB)

Con la técnica de hibridación in situ con sondas marcadas con fluorocromos

(FISH) se han identificado comunidades bacterianas oxidantes de amonio a nitrito (amonioxidantes) muy desarrolladas, con las típicas formaciones de agregados celulares densos con forma esférica (Figura 21A y 22A).

- Sonda Nso1225: Amonioxidantes de la clase β-proteobacteria (Nitrosomonas) En las figuras 21A y 22A se visualizó la hibridación de bacterias amonioxidantes

de la clase β-proteobacteria del género Nitrosomonas (color rojo) mediante la sonda de hibridación Nso1225, mientras que las figuras 21B y 22B muestran una imagen del mismo campo en la que se utilizó la sonda EUBmix 338 para detectar bacterias pertenecientes al dominio Eubacteria (color verde).

Figura Figura Figura Figura 21212121---- Fotos con las sondas Nso1225Fotos con las sondas Nso1225Fotos con las sondas Nso1225Fotos con las sondas Nso1225 amonioxidantesamonioxidantesamonioxidantesamonioxidantes de lade lade lade la clase clase clase clase ββββ----proteobacteriaproteobacteriaproteobacteriaproteobacteria 600x (Figura 600x (Figura 600x (Figura 600x (Figura

21A) y EUBmix 338 (Figura 21B21A) y EUBmix 338 (Figura 21B21A) y EUBmix 338 (Figura 21B21A) y EUBmix 338 (Figura 21B))))

Resultados

66

Figura Figura Figura Figura 22222222---- Fotos con las sondasFotos con las sondasFotos con las sondasFotos con las sondas Nso1225 Nso1225 Nso1225 Nso1225 amonioxidantesamonioxidantesamonioxidantesamonioxidantes de lade lade lade la clase clase clase clase ββββ----proteobacteriaproteobacteriaproteobacteriaproteobacteria 600x (Figura 600x (Figura 600x (Figura 600x (Figura

22A) y EUBmix 338 (Figura 22B22A) y EUBmix 338 (Figura 22B22A) y EUBmix 338 (Figura 22B22A) y EUBmix 338 (Figura 22B))))

Los resultados del análisis de imagen con las sondas Nso1225 (color rojo) y

EUBmix 338 (color verde) muestran un porcentaje de hibridación de 4%±0.64%±0.64%±0.64%±0.6 de bacterias amonioxidantes de la clase β-proteobacteria (Figura 23).

Figura Figura Figura Figura 23232323---- Porcentaje Hibridación AOBPorcentaje Hibridación AOBPorcentaje Hibridación AOBPorcentaje Hibridación AOB

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20

% H

YB

Campo

% HYB

Media

Resultados

67

4.2.24.2.24.2.24.2.2---- Bacterias Bacterias Bacterias Bacterias nitritonitritonitritonitritoxidanxidanxidanxidantestestestes (NOB)(NOB)(NOB)(NOB)

Con la técnica de Hibridación in situ con sondas marcadas con fluorocromos (FISH) se han identificado comunidades bacterianas oxidantes de nitrito a nitrato (nitritoxidantes) del género Nitrospira, con las típicas formaciones de agregados celulares densos con forma esférica (Figuras 24A y 25A, color rojo). No se han detectado agregados celulares del género Nitrobacter.

- Sonda Ntspa662 + competidora: Género Nitrospira (Sublinaje 1-IV) - Sonda NIT3 + competidora: Nitrobacter sp.

En las figuras 24A y 25A se visualizó la hibridación de bacterias nitritoxidantes

del género Nitrospira (color rojo) mediante la sonda de hibridación Ntspa662, mientras que en las figuras 24B y 24B muestran una imagen del mismo campo en la que se utilizó la sonda EUBmix 338 para detectar bacterias pertenecientes al dominio Eubacteria (color verde).

Figura Figura Figura Figura 24242424---- Fotos con laFotos con laFotos con laFotos con la sonda Ntspa662, sonda Ntspa662, sonda Ntspa662, sonda Ntspa662, nitritoxidantesnitritoxidantesnitritoxidantesnitritoxidantes flecha blancaflecha blancaflecha blancaflecha blanca 600x 600x 600x 600x (Figura 24A) (Figura 24A) (Figura 24A) (Figura 24A) y y y y

Eubacterias flecha blanca 600x Eubacterias flecha blanca 600x Eubacterias flecha blanca 600x Eubacterias flecha blanca 600x (Figura 2(Figura 2(Figura 2(Figura 24B) sondas EUBmix 3384B) sondas EUBmix 3384B) sondas EUBmix 3384B) sondas EUBmix 338, 600x, 600x, 600x, 600x

Figura Figura Figura Figura 25252525---- Fotos con laFotos con laFotos con laFotos con la sonda Ntspa662, sonda Ntspa662, sonda Ntspa662, sonda Ntspa662, nitritoxidantesnitritoxidantesnitritoxidantesnitritoxidantes flecha blancaflecha blancaflecha blancaflecha blanca 600x 600x 600x 600x (Figura 25A) (Figura 25A) (Figura 25A) (Figura 25A) y y y y

Eubacterias flecha blanca 600x Eubacterias flecha blanca 600x Eubacterias flecha blanca 600x Eubacterias flecha blanca 600x (Figura 25B) sondas EUBmix 338(Figura 25B) sondas EUBmix 338(Figura 25B) sondas EUBmix 338(Figura 25B) sondas EUBmix 338, 600x, 600x, 600x, 600x

Resultados

68

Los resultados del análisis de imagen con las sondas Ntspa662 (color rojo) y EUBmix 338 (color verde) muestran un porcentaje de hibridación de 3%±1,03%±1,03%±1,03%±1,0 de bacterias nitritoxidantes del phylum Nitrospira.

Figura Figura Figura Figura 26262626---- Porcentaje Hibridación NOBPorcentaje Hibridación NOBPorcentaje Hibridación NOBPorcentaje Hibridación NOB

Teniendo en cuenta los resultados obtenidos de los porcentajes de hibridación, se puede afirmar que existe una comunidad bacteriana de amonioxidantes (AOB) bien desarrollada con un porcentaje 4%±0.6 respecto del total de la comunidad de bacterias viables del fango activo. Se ha detectado la presencia de una comunidad bacteriana de nitritoxidantes del género Nitrospira, con un porcentaje del 3%±0,7, respecto del total de la comunidad de bacterias viables del fango activo.

0

2

4

6

8

10

12

14

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20

% H

YB

Campo

% HYB

Media

Resultados

69

4.34.34.34.3---- Visualización al microscopio ópticoVisualización al microscopio ópticoVisualización al microscopio ópticoVisualización al microscopio óptico 4.3.14.3.14.3.14.3.1---- Bioindicación del fango activo.Bioindicación del fango activo.Bioindicación del fango activo.Bioindicación del fango activo.

En base a los parámetros físico-químicos obtenidos y la observación de la

decantabilidad del fango en el reactor biológico, se observa una situación de buena depuración, con un buen clarificado presentando una turbidez baja y ausencia de flóculos en suspensión.

La observación tiene lugar con el microscopio óptico de contraste de fases con el

objetivo 10x, el cual es el normalmente utilizado para las observaciones del flóculo. Se presentan los macroflóculos de un tamaño medio, con una buena

macroestructura del mismo y con un buen equilibrio entre bacterias formadoras de flóculo y bacterias filamentosas (Figura 27).

Figura Figura Figura Figura 27272727---- Foto del flóculo de una muestra tomada el 09/09/11 de la planta piloFoto del flóculo de una muestra tomada el 09/09/11 de la planta piloFoto del flóculo de una muestra tomada el 09/09/11 de la planta piloFoto del flóculo de una muestra tomada el 09/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x to. Objetivo 10x to. Objetivo 10x to. Objetivo 10x

En cuanto a la microscopía del flóculo presenta formas irregulares, tamaño

grande (> 500 µm) la mayor parte de ellos. Se trata de un fango maduro multinucleado, que presenta núcleos con pequeñas zonas anaerobias, el resto del flóculo aparece como grandes zonas aerobias, por lo que se observa que la oxigenación es buena, no hay deficiencia de oxígeno. Buenos ejemplos de la microscopía del flóculo son las Figuras 27 y 29, que cumplen estas características.

En el espacio interflocular se observa también un crecimiento de bacterias

dispersas de pequeño tamaño y morfología cocobacilar.

Resultados

70

En cuanto a la microbiota, en el examen microscópico se observan arcelas, indicadoras de una buena nitrificación. Rotaria sp, bioindicadoras de una buena aireación y una buena calidad del efluente.

La Figura 28 muestra un rotífero del género Rotaria, este organismo se alimenta a

base de detritus y los parámetros bioindicadores asociados son una elevada edad del fango y una buena calidad del agua tratada.

Figura Figura Figura Figura 28282828---- Foto de Foto de Foto de Foto de RotariaRotariaRotariaRotaria sp. de una muestra tomada el 30/08/11 de la planta piloto. Objetivo 10x sp. de una muestra tomada el 30/08/11 de la planta piloto. Objetivo 10x sp. de una muestra tomada el 30/08/11 de la planta piloto. Objetivo 10x sp. de una muestra tomada el 30/08/11 de la planta piloto. Objetivo 10x

En el examen microscópico se observa una población de bacterias filamentosas entre los que cabe destacar tipo 1851, tipo 1853, tipo 021N y Nostocoida.

La Figura 29 muestra un flóculo maduro, multinucleado, con la presencia de

filamentos del tipo 1851 y en el que podemos observar la estabilidad en cuanto a tamaño y características del flóculo a lo largo de la experimentación.

FiFiFiFigura gura gura gura 29292929---- Foto del flóculo de una muestra tomada el 27/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x Foto del flóculo de una muestra tomada el 27/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x Foto del flóculo de una muestra tomada el 27/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x Foto del flóculo de una muestra tomada el 27/09/11 de la planta piloto. Objetivo 10x

Resultados

71

Además se observan abundantes bacterias cocobacilares de tamaño medio candidatas al phyllum β-proteobacteria.

En base a las visualizaciones realizadas con el microscopio óptico de contraste de

fases se puede afirmar que el licor mezcla muestra una buena calidad con un fango maduro, con la presencia de una buena macroestructura a nivel de flóculo que le confiere una buena sedimentabilidad dando lugar a un clarificado con una turbidez baja y presentando, por tanto, síntomas de una buena depuración. Además, no existe una proliferación excesiva de ningún morfotipo de bacterias filamentosas, lo que se traduce en una inexistencia de problemas asociados a estas como bulking o foaming. Además se presenta en la microbiota organismos asociados a una buena nitrificación (arcelas). También la presencia de otro tipo de microfauna (Rotaria sp.) son indicativos de un fango maduro y con buenas condiciones de aireación.

4.3.24.3.24.3.24.3.2---- Tinción de poliTinción de poliTinción de poliTinción de poli----fosfatos (Azul de metileno)fosfatos (Azul de metileno)fosfatos (Azul de metileno)fosfatos (Azul de metileno)

Analizando los resultados analíticos correspondientes al fósforo (Tabla 14), se evidenció un porcentaje de eliminación del mismo superior al correspondiente por la toma por parte de las bacterias para llevar a cabo su crecimiento, lo que hizo sospechar de la presencia de organismos acumuladores de poli-fosfatos (PAO).

Para detectar la presencia de estos organismos se llevó a cabo la tinción de poli-

fosfatos (Azul de metileno). Esta tinción es la más específica para la identificación de gránulos de poli-fosfatos.

La tinción únicamente utiliza un colorante (Azul de metileno), por lo que no

existe un contraste de coloración muy definido en cuanto a resultados positivos (color violeta) y negativos (color azul). A pesar de ello, produce un buen resultado de la tinción de poli-fosfatos, y permite su observación de forma sencilla y rápida.

La figura 30 muestra flóculos de bacterias que han resultado positivos a la tinción

de Azul de Metileno. Dada la forma de agruparse de las bacterias, el tamaño y forma de las mismas, además de su respuesta ante la tinción, se trata de una agrupación de bacterias con fenotipo PAO.

Resultados

72

Figura Figura Figura Figura 30303030---- Fotos tinción poliFotos tinción poliFotos tinción poliFotos tinción poli----fosfatos objetivo 100xfosfatos objetivo 100xfosfatos objetivo 100xfosfatos objetivo 100x

4.3.34.3.34.3.34.3.3---- Tinción de polihidroxibutiratos, PHB (Sudan Black)Tinción de polihidroxibutiratos, PHB (Sudan Black)Tinción de polihidroxibutiratos, PHB (Sudan Black)Tinción de polihidroxibutiratos, PHB (Sudan Black)

La tinción de polihidroxibutiratos (PHB) nos sirvió para confirmar los resultados

de la presencia de PAO en el licor mezcla de la planta piloto que da como resultado la eliminación biológica de fósforo en los valores ya señalados en la Figura 17.

Los colorantes del grupo Sudan se utilizan para la tinción de lípidos. Este

colorante es más soluble en los lípidos que en la solución colorante, por eso se introduce en los lípidos. En particular, Sudan Black se utiliza para detectar la presencia de PHB, aunque hay que tener en cuenta que tiñe todos los lípidos presentes en la muestra y no sólo el PHB.

La Figura 31 muestra flóculos de bacterias con inclusiones de PHB, identificado por el color negro tras la tinción con Sudan Black. La muestra fue obtenida de la fase anóxica/anaerobia de ahí la abundancia de inclusiones de PHB.

Figura Figura Figura Figura 31313131---- Foto tinción Sudan Black objetivo 100xFoto tinción Sudan Black objetivo 100xFoto tinción Sudan Black objetivo 100xFoto tinción Sudan Black objetivo 100x

Resultados

73

4.44.44.44.4---- DeterminaDeterminaDeterminaDeterminación de parámetros cinéticos mediante técnicas ción de parámetros cinéticos mediante técnicas ción de parámetros cinéticos mediante técnicas ción de parámetros cinéticos mediante técnicas respirométricasrespirométricasrespirométricasrespirométricas

4.4.14.4.14.4.14.4.1---- Ensayos respirométricos biomasa autótrofa.Ensayos respirométricos biomasa autótrofa.Ensayos respirométricos biomasa autótrofa.Ensayos respirométricos biomasa autótrofa.

4.4.1.14.4.1.14.4.1.14.4.1.1---- Determinación de YDeterminación de YDeterminación de YDeterminación de YAAAA

Para determinación de la YA realizamos tres ensayos respirométricos dinámicos

con diferentes concentraciones de cloruro de amonio para contrastar que el resultado obtenido es adecuado en un amplio rango de concentraciones. Así los resultados gráficos obtenidos se muestran en la Figura 32.

Figura Figura Figura Figura 32323232---- Gráfica obtención de YGráfica obtención de YGráfica obtención de YGráfica obtención de YAAAA mediante respirometríamediante respirometríamediante respirometríamediante respirometría

En este caso YAC1, YAC2, YAC3 se corresponden con tres concentraciones diferentes de cloruro de amonio. Dichos ensayos dan lugar a los siguientes resultados:

Tabla Tabla Tabla Tabla 15151515---- Valores para el cálculo del rendimiento biomasa autótrofaValores para el cálculo del rendimiento biomasa autótrofaValores para el cálculo del rendimiento biomasa autótrofaValores para el cálculo del rendimiento biomasa autótrofa

NH4+

(mg N-NH4+/l)

OC (mg O2/l)

YA (mg DQO/mg N)

YA (mg DQO/mgDQO)

YA C1 22 89,41 0,024 0,11

YA C2 33 135,67 0,021 0,10

YA C3 44 176,13 0,026 0,12

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0:00:00 0:07:12 0:14:24 0:21:36

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Tiempo (min)Tiempo (min)Tiempo (min)Tiempo (min)

YYYYAAAA

YA C1

YA C2

YA C3

Resultados

74

Para obtener los valores de YA (Rendimiento de las autótrofas) utilizamos la siguiente fórmula:

YA = 1 – �

� �� ,��

�

Finalmente agrupamos estos valores en una gráfica a la que agregamos la línea de tendencia, con el valor de R cuadrado (Figura 33). Obteniendo el valor del rendimiento global de las autótrofas como:

YA = 1 – pendiente = 1- 0,8625 = 0,1375 mg DQO/mg DQO Las unidades de YA se transforman a unidades habituales (mg DQO/ mg N-NH4+).

YA = 0,1357 �# $%

�# $%� 4,57

�# $%

�# �� 0,63 mg DQO

mg N.

Figura Figura Figura Figura 33333333---- Obtención de la pendiente de YObtención de la pendiente de YObtención de la pendiente de YObtención de la pendiente de YAAAA

El valor de la YA se encuentra por encima de los valores esperados, ya que el

rango de valores típicos obtenidos en otras investigaciones son superiores al obtenido, así el ASM2d propone valores para la YA de 0,24 mg DQO/mg N a 20ºC, muy por debajo del valor obtenido.

Este resultado es debido al posible consumo de amonio por parte de la biomasa

tanto autótrofa como heterótrofa para llevar a cabo el crecimiento, sin que este amonio sea nitrificado y por tanto, el consumo de oxígeno no sea de 4,57 mg O2, sino de 1mg O2 dando lugar a un consumo de oxígeno durante el ensayo menor al resultado descrito.

y = 0.862x + 3.666y = 0.862x + 3.666y = 0.862x + 3.666y = 0.862x + 3.666R² = 0.998R² = 0.998R² = 0.998R² = 0.998

020406080

100120140160180200

0 50 100 150 200 250

OC (m

g O

/l)

OC (m

g O

/l)

OC (m

g O

/l)

OC (m

g O

/l)

NHNHNHNH4444++++ (mg DQO/l)(mg DQO/l)(mg DQO/l)(mg DQO/l)

AUTÓTROFASAUTÓTROFASAUTÓTROFASAUTÓTROFASYA Pendiente YA Pendiente YA Pendiente YA Pendiente

Resultados

75

4.4.1.24.4.1.24.4.1.24.4.1.2---- Determinación de la tasa máxima de respiración de las autótrofas Determinación de la tasa máxima de respiración de las autótrofas Determinación de la tasa máxima de respiración de las autótrofas Determinación de la tasa máxima de respiración de las autótrofas (Rsmáx auto) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rsmáx auto) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rsmáx auto) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rsmáx auto) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil (Rspmáx auto)(Rspmáx auto)(Rspmáx auto)(Rspmáx auto)

Para determinar la tasa máxima de respiración se realiza un ensayo

respirométrico dinámico en el que se añade una solución de cloruro de amonio concentrada para conseguir que este sustrato no sea el factor limitante en el ensayo.

Los resultados gráficos obtenidos son los siguientes (Figura 34):

Figura Figura Figura Figura 34343434---- Gráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias autótrofasGráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias autótrofasGráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias autótrofasGráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias autótrofas

Tasa máxima de respiración de nitrificantes (Rsmáx auto) = 35,705 mg O2/lh Tasa máxima de respiración de nitrificantes por SSV (Rspmáx auto):

Rspmáx auto = /��á1 2�3�

445 =

6�,�� # 7/9:

;,�<� #/9 = 28,225mg O�

g SSV h.

Las tasas máximas de respiración nos dan información acerca de la presencia de actividad nitrificante, la cual como vemos existe.

4.4.1.34.4.1.34.4.1.34.4.1.3---- Determinación de la tasa máxima de consumo de amonio (RDeterminación de la tasa máxima de consumo de amonio (RDeterminación de la tasa máxima de consumo de amonio (RDeterminación de la tasa máxima de consumo de amonio (RNNNN).).).).

La tasa máxima de consumo de amonio (RN) es la máxima velocidad con la que la biomasa nitrificante es capaz de llevar a cabo la eliminación de amonio en función del volumen y el tiempo, para ello es necesario que en la tasa de respiración máxima el amonio no sea el factor limitante para tener la máxima actividad.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0:00:00 0:07:12 0:14:24 0:21:36

Rs (m

g O

2/lh

)Rs (m

g O

2/lh

)Rs (m

g O

2/lh

)Rs (m

g O

2/lh

)

Tiempo (hh:mm:ss)Tiempo (hh:mm:ss)Tiempo (hh:mm:ss)Tiempo (hh:mm:ss)

Rsmáx autotrófasRsmáx autotrófasRsmáx autotrófasRsmáx autotrófas Rsmáx autotrófas

Resultados

76

RN = /��á1 2�3�

�,�� # �# �� .

� 6�,�� # /9:

�,�� # �# �� .

= 7,813mg N B NH4lh.

La cantidad de oxígeno que se consume para pasar de 1 mg de amonio a 1 mg de nitrato es de 4,57 mg O/mg N-NH4.

El rango de valores típicos oscila entre 1,5-6 mg N-NH4/lh (Manual aplicaciones V23, Surcis 2010), por tanto la tasa de consumo de amonio máxima es muy alta, por encima de los rangos habituales, esto puede ser debido a la relación DBO5/NKT, ya que la proporción de nitrógeno es más alta de lo habitual en plantas de tratamiento.

4.4.1.44.4.1.44.4.1.44.4.1.4---- Determinación de la tasa específica global de consumo de amonio Determinación de la tasa específica global de consumo de amonio Determinación de la tasa específica global de consumo de amonio Determinación de la tasa específica global de consumo de amonio (AUR).(AUR).(AUR).(AUR).

La tasa específica global de consumo de amonio (AUR) es la velocidad a la cual

se consume el amonio por unidad de biomasa, teniendo en cuenta para ello los sólidos suspendidos volátiles, es decir, nos informa acerca de la cantidad de amonio consumida por gramo de SSV.

AUR = /�

445 =

�,E;6�# �� 9: .

;,�<� # 445 9. = 6,176 mg N B NH4

g SSV h.

El rango de valores típicos oscila entre 2-8 mg N-NH4/g SSV h (Manual

aplicaciones V23, Surcis 2010), por lo que la tasa global específica de consumo de amonio se encuentra entre los valores habituales, teniendo dentro de estos un valor elevado, lo que muestra una buena tasa de consumo de amonio por parte de la biomasa autótrofa que nos va a permitir llevar a cabo una buena nitrificación. Esto puede ser debido a la baja relación existente DBO/N.

4.4.1.54.4.1.54.4.1.54.4.1.5---- Determinación de la biomasa autótrofa (XDeterminación de la biomasa autótrofa (XDeterminación de la biomasa autótrofa (XDeterminación de la biomasa autótrofa (XAAAA))))

La determinación de la biomasa autótrofa se lleva a cabo gracias a la cuantificación de bacterias nitrificantes (FN) llevada a cabo mediante la técnica FISH, y al conocimiento de los SSV de la muestra.

XA = FN � SSV = 0,07 * 1265 mg SSVG. � 88,55 mg SSV

G.

Este resultado muestra la cantidad de biomasa autótrofa por litro. Esta biomasa va a ser la encargada de realizar el consumo de amonio, es decir, llevar a cabo la nitrificación. Además, los resultados obtenidos con la técnica FISH confirmaron que se trata de una población bien desarrollada.

Resultados

77

4.4.1.64.4.1.64.4.1.64.4.1.6---- Determinación de la tasa específica de nitrificación máxima (qDeterminación de la tasa específica de nitrificación máxima (qDeterminación de la tasa específica de nitrificación máxima (qDeterminación de la tasa específica de nitrificación máxima (qNNNN))))

La tasa específica de nitrificación máxima muestra la cantidad de amonio que la biomasa autótrofa con la que contamos va a ser capaz de consumir mediante la nitrificación durante un día.

qN = /� � ��

HI =

�,E;6 �# �� 9: . � �� : �.

EE,�� # HI�4459.

= 2,1176 JK L B LM4JK NO B PPQ R.

4.4.1.74.4.1.74.4.1.74.4.1.7---- Determinación de la tasa máxima de crecimiento de la biomasa Determinación de la tasa máxima de crecimiento de la biomasa Determinación de la tasa máxima de crecimiento de la biomasa Determinación de la tasa máxima de crecimiento de la biomasa autótrofa (autótrofa (autótrofa (autótrofa (μμμμa,maxa,maxa,maxa,max))))

La tasa de crecimiento máximo de la biomasa autótrofa muestra la tasa de

crecimiento que las bacterias nitrificantes tendrían en caso de tener las condiciones óptimas de crecimiento, sin ningún factor limitante. µ2,�21 � YA � q� � 0,1357mg DQO

mg DQO . � 2,1176 mg N B NH4mg SSV d . � 4,57 mg DQO

1 mg N B NH4. �

1mg SSV1,42 mg DQO � 0,937 d�;.

El valor obtenido para la μa,max se encuentra en los valores típicos recogidos en la bibliografía así este valor oscila entre 0,35 y 1 d-1(ASM2d), aunque cabe recordar que este valor es para una temperatura de 20ºC, mientras que el reactor de la planta piloto se encuentra a 25ºC, temperatura a la que se realizan los experimentos.

4.4.1.84.4.1.84.4.1.84.4.1.8---- Determinación de la tasa de crecimiento específico de la biomasa Determinación de la tasa de crecimiento específico de la biomasa Determinación de la tasa de crecimiento específico de la biomasa Determinación de la tasa de crecimiento específico de la biomasa autótrofa (autótrofa (autótrofa (autótrofa (μμμμaaaa))))

La tasa de crecimiento específica de la biomasa autótrofa muestra la tasa de

crecimiento real de las bacterias nitrificantes que se ve afectada por condiciones limitantes como la concentración de oxígeno disuelto.

µ2 � µ2�21 �DO

K$ Z DO� 0,937 d�; �

1 mg O/l

0,5 Z 1 mg O/l � 0,624 d�;

DO: Concentración de oxígeno disuelto KDO: Coeficiente de semisaturación de oxígeno = 0,5 mg O/l a 20ºC (ASM2d) El valor como vemos se reduce prácticamente a la mitad de la máxima, ello es debido a que la consigna de oxígeno, con la que se trabaja es el factor limitante en este caso.

Resultados

78

4.4.1.94.4.1.94.4.1.94.4.1.9---- Determinación del tiempo de retenciónDeterminación del tiempo de retenciónDeterminación del tiempo de retenciónDeterminación del tiempo de retención mínimo para la nitrificación mínimo para la nitrificación mínimo para la nitrificación mínimo para la nitrificación ((((TRCTRCTRCTRCnitrificaciónnitrificaciónnitrificaciónnitrificación))))

Es el tiempo de retención celular mínimo que va a necesitar la biomasa

autótrofa para llevar a cabo la nitrificación.

TRCnitrificación = 1/ μa = 1 / 0,624 d-1 = 1,60 d

El tiempo de retención celular aerobio que se tiene en la planta piloto es de 3 días, por lo que es tiempo suficiente para que se lleve a cabo la nitrificación como se corrobora con los resultados analíticos.

4.4.24.4.24.4.24.4.2---- Ensayos respirométricos biomasa heterótrofa.Ensayos respirométricos biomasa heterótrofa.Ensayos respirométricos biomasa heterótrofa.Ensayos respirométricos biomasa heterótrofa.

4.4.2.14.4.2.14.4.2.14.4.2.1---- Determinación de YDeterminación de YDeterminación de YDeterminación de YHHHH Para la determinación de la YH se realizan tres ensayos respirométricos dinámicos

con diferentes concentraciones de acetato de sodio para contrastar que el resultado obtenido es adecuado en un amplio rango de concentraciones. Los resultados gráficos obtenidos se muestran en la Figura 35.

Figura Figura Figura Figura 35353535---- Gráfica Gráfica Gráfica Gráfica de de de de obtención de Yobtención de Yobtención de Yobtención de YHHHH mediante respirometríamediante respirometríamediante respirometríamediante respirometría

0000

5555

10101010

15151515

20202020

25252525

30303030

0:00:000:00:000:00:000:00:00 0:03:450:03:450:03:450:03:45 0:07:290:07:290:07:290:07:29 0:11:140:11:140:11:140:11:14 0:14:590:14:590:14:590:14:59 0:18:430:18:430:18:430:18:43 0:22:280:22:280:22:280:22:28

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Rsp

(mg O

/gSS

Vh)

Tiempo (min)Tiempo (min)Tiempo (min)Tiempo (min)

YYYYHHHH

YH C1YH C1YH C1YH C1



Resultados

79

En este caso YHC1, YHC2, YHC3 se corresponden con tres concentraciones diferentes de acetato de sodio. Dichos ensayos dan lugar a los siguientes resultados:

Tabla Tabla Tabla Tabla 16161616---- Valores Valores Valores Valores para el cálculo del rendimiento biomasa heterótrofapara el cálculo del rendimiento biomasa heterótrofapara el cálculo del rendimiento biomasa heterótrofapara el cálculo del rendimiento biomasa heterótrofa

DQO (mg/l)

OC (mg/l)

YH (mg DQO/mgDQO)

YH C1 108 41,7 0,61

YH C2 162 63,23 0,61

YH C3 216 83,35 0,61

Para obtener los valores de YH (Rendimiento de las heterótrofas) utilizamos la

siguiente fórmula:

YH = 1 – (OC/ DQODEG) Finalmente agrupamos estos valores en una gráfica a la que agregamos la línea de tendencia, con el valor de R cuadrado (Figura 36). Obteniendo el valor del rendimiento global de las heterótrofas como:

YH = 1 – pendiente = 1- 0,3857 = 0,614 mg DQO/mg DQO

Figura Figura Figura Figura 36363636---- Obtención de la pendiente YHObtención de la pendiente YHObtención de la pendiente YHObtención de la pendiente YH

Este valor de YH se encuentra dentro del rango de valores típicos de rendimiento de la biomasa heterótrofa. Según bibliografía este parámetro oscila en torno a los 0,625 mg DQO/mg DQO a 20ºC (ASM2d).

y = 0.385x + 0.280R² = 0.999

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 50 100 150 200 250

OC

(m

g O

/l)

DQO (mg/l)

HETERÓTROFASYH Pendiente

Resultados

80

4.4.2.14.4.2.14.4.2.14.4.2.1---- Determinación de la tasa máxima de respiración de las heterótrofas Determinación de la tasa máxima de respiración de las heterótrofas Determinación de la tasa máxima de respiración de las heterótrofas Determinación de la tasa máxima de respiración de las heterótrofas (Rsmáx hetero) y tasa máxima de respiración por s(Rsmáx hetero) y tasa máxima de respiración por s(Rsmáx hetero) y tasa máxima de respiración por s(Rsmáx hetero) y tasa máxima de respiración por sólido suspendido volátil ólido suspendido volátil ólido suspendido volátil ólido suspendido volátil (Rspmáx hetero)(Rspmáx hetero)(Rspmáx hetero)(Rspmáx hetero)

Para determinar la tasa máxima de respiración se realiza un ensayo

respirométrico dinámico en el que se añade una solución de acetato de sodio concentrada para conseguir que este sustrato no sea el factor limitante en el ensayo.

Los resultados gráficos obtenidos son los siguientes (Figura 37):

Figura Figura Figura Figura 37373737---- Gráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias heterótrofasGráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias heterótrofasGráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias heterótrofasGráfica de obtención de la Rsmáx de las bacterias heterótrofas

Tasa máxima de respiración de heterótrofas (Rsmáx hetero) = 44,554 mg O2/lh Tasa máxima de respiración de heterótrofas por SSV:

Rspmáx hetero = /��á1 :[3[\�

445 =

��,�� # /9:

;,�<� #/9 = 35,221mg O�

g SSV h.

Estos valores nos indican la presencia de actividad heterótrofa para llevar a cabo

la eliminación de materia orgánica.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

0:00:00 0:01:26 0:02:53 0:04:19 0:05:46 0:07:12 0:08:38 0:10:05 0:11:31

Rs (m

g O

2/lh

)Rs (m

g O

2/lh

)Rs (m

g O

2/lh

)Rs (m

g O

2/lh

)

Tiempo (hh:mm:ss)Tiempo (hh:mm:ss)Tiempo (hh:mm:ss)Tiempo (hh:mm:ss)

Rsmáx heterótrofasRsmáx heterótrofasRsmáx heterótrofasRsmáx heterótrofas Rsmáx hetero

Resultados

81

4.4.34.4.34.4.34.4.3---- Análisis e interpretación de los resultados de respirometríaAnálisis e interpretación de los resultados de respirometríaAnálisis e interpretación de los resultados de respirometríaAnálisis e interpretación de los resultados de respirometría A continuación se muestra una tabla resumen de los parámetros obtenidos de la

biomasa autótrofa y heterótrofa.

Tabla Tabla Tabla Tabla 17171717---- Tabla resumen parámetros Tabla resumen parámetros Tabla resumen parámetros Tabla resumen parámetros respirométricorespirométricorespirométricorespirométrico

AUTÓTROFAS Valor Unidades

SS 1,67 g SS/l

SSV 1,27 g SSV/l

%V 75,75

Rsmáx auto 35,705 mg O2/lh

Rspmáx 28,225 mg O2/g SSV h

RN 7,813 mg NH4/lh

AUR 6,176 mg NH4/g SSVh

DBO5/NKT 5,867

FN 0,0700

XA 88,55 mg SSV/l

YA 0,138 0,63

mg DQO/mg DQO mg DQO/mg N

qN 2,1176 mg NH4/g SSV d

μa,max 0,937 d-1

μa 0,624 d-1

TRCnitrificación 1,60 d-1

HETERÓTROFAS Valor Unidades

Rsmáx hetero 44.554 mg O2/lh

Rspmáx 35.221 mg O2/g SSV h

YH 0.613 mg DQO/mgDQO

Los resultados de los ensayos respirométricos nos dan información acerca del estado del reactor biológico de la planta piloto. La biomasa autótrofa (XA) (Tabla 17) presenta en primer lugar una buena población de las mismas en el reactor biológico, conclusión ya obtenida mediante la técnica FISH (apartado 4.2).

La presencia de actividad nitrificante queda corroborada mediante los ensayos de

las tasas de respiración, ya que “Rsmáx auto” y “Rspmáx auto” presentan buena actividad (Tabla 17). Además presenta valores en las tasas de consumo de amonio, dentro de los valores típicos establecidos bibliográficamente e incluso algo superior lo que muestra la buena capacidad de nitrificación presente en la planta tanto por unidad de volumen como por unidad de biomasa, siendo AUR 6,176 mg N-NH4/g SSVh dentro del rango de valores habituales (2-8, Manual V.23 Surcis) y RN 7,813 mg N-NH4/lh superior al rango establecido (1.5-6, Manual V.23 Surcis). Estos valores pueden deberse a la baja relación DBO/N.

Resultados

82

El rendimiento de la biomasa autótrofa presenta un valor muy elevado, debido al posible consumo de amonio por parte de la biomasa autótrofa y heterótrofa para llevar a cabo el crecimiento, sin que este amonio sea nitrificado y por tanto, el consumo de oxígeno no sea de 4,57 mg O2, sino de 1mg O2 dando lugar a un consumo de oxígeno durante el ensayo menor al resultado descrito.

El tiempo de retención mínimo para que comience a llevarse a cabo la

nitrificación queda fijado en 1,6 días (Tabla 17), por lo que el tiempo de retención celular aerobio con el que se trabaja es adecuado para conseguir una buena eliminación de nitrógeno.

La biomasa heterótrofa presenta una buena actividad de eliminación de materia

orgánica, como se ve a través de las tasas de respiración “Rsmáx hetero” y “Rspmáx hetero” (Tabla 17). Además el valor del rendimiento de la biomasa (YH) se encuentra dentro de los valores típicos de este parámetro al tener un valor de 0,613 mg DQO/mg DQO.

4.54.54.54.5---- Diseño y simulación de la planta piloto mediante el software Diseño y simulación de la planta piloto mediante el software Diseño y simulación de la planta piloto mediante el software Diseño y simulación de la planta piloto mediante el software DDDDESASS.ESASS.ESASS.ESASS.

Se ha llevado a cabo la simulación de la planta piloto mediante el software DESASS sobre dos escenarios. Un primer escenario, considerando la nitrificación como un proceso de una única etapa, y un segundo escenario considerando la nitrificación en dos etapas.

El esquema utilizado para el diseño y simulación de la planta piloto es común a

ambos, se trata de un reactor aerobio típico de fangos activos y un decantador secundario con recirculación externa al reactor biológico y purga (Figura 38).

Figura Figura Figura Figura 38383838---- Esquema planta piloto para la simulación en DESASSEsquema planta piloto para la simulación en DESASSEsquema planta piloto para la simulación en DESASSEsquema planta piloto para la simulación en DESASS

De igual forma la dotación de caudales y cargas van a ser comunes a ambos escenarios (Figura 39). Una consideración llevada a cabo fue la de sustituir el caudal de entrada de la planta piloto de 20 l/d a 20 m3/d, para evitar trabajar con números muy pequeños y que no tengan lugar posibles problemas de redondeo.

Resultados

83

El caudal y la composición del agua residual influente se corresponde con la entrada real del agua residual sintética a la planta piloto. En la Figura 39 se muestran únicamente los valores de la fracción soluble, ya que la fracción particulada es inexistente.

Figura Figura Figura Figura 39393939---- Caudales y cargas de entrada a la planta pilotoCaudales y cargas de entrada a la planta pilotoCaudales y cargas de entrada a la planta pilotoCaudales y cargas de entrada a la planta piloto

Se introducen también las dimensiones y condiciones de operación del reactor

biológico, es decir, oxígeno disuelto de 1 mg/l, temperatura del reactor 25ºC, volumen reactor 18 metros cúbicos y tiempo de retención celular de 18 días.

De igual forma se introducen los datos de partida en el decantador secundario,

desactivando el cálculo con parámetros de sedimentabilidad y fijando los sólidos suspendidos que salen en 7 mg/l y los recirculados en 2400 mg/l.

A continuación se tratará por un lado la nitrificación completa y por otro la

nitrificación en dos etapas, cada una de ellas con sus cinéticas, sus consideraciones y resultados.

Resultados

84

4.5.14.5.14.5.14.5.1---- Simulación de la planta piloto con nitrificación en una etapa.Simulación de la planta piloto con nitrificación en una etapa.Simulación de la planta piloto con nitrificación en una etapa.Simulación de la planta piloto con nitrificación en una etapa.

En primer lugar se trabaja con el software en modo diseño, puesto que se pretende al llegar al estado estacionario cuadrar el caudal de recirculación, e ir ajustando las cinéticas para aproximarnos a los resultados analíticos. Es decir, tener una situación próxima a la real antes de comenzar con la simulación.

En este caso los cálculos de diseño nos permiten aproximarnos al caudal de

recirculación, valores de DQO, pero no permiten aproximarse en las fracciones del nitrógeno, ya que en el diseño la aireación es continua, por lo que solamente tiene lugar la etapa de nitrificación, mostrando valores muy bajos de amonio (<1 mg/l) y muy altos de nitrato (>30 mg/l).

Una vez tenemos las condiciones estacionarias a partir del diseño, se lleva a cabo

la simulación. Para ello en el reactor biológico se introducen las concentraciones de oxígeno de los ciclos de aireación intermitente utilizados en la planta piloto, 15 minutos de marcha y 75 de paro.

En el apartado de cinéticas se han llevado a cabo modificaciones tanto en las

constantes de la biomasa heterótrofa, autótrofa y PAO. Una consideración general a todas ellas ha sido la reducción de la tasa de muerte

(bx), ya que en condiciones anóxicas/anaerobias esta tasa de muerte se reduce aproximadamente en un 80% respecto de tasa de muerte en condiciones aerobias (según investigaciónes realizadas por el grupo de investigación Calagua), por lo que teniendo en cuenta los ciclos de aireación intermitente la tasa de muerte debe reducirse a la tercera parte.

] � 1� Z 0,2] � 5�

6�2]

6�]

3

Otra consideración a tener en cuenta es que para conseguir que la concentración de nitratos en el efluente simulada fuera similar a la experimental ha sido necesaria la disminución del factor de reducción por desnitrificación a partir de nitrato (ηno3) llevada a cabo por las bacterias heterótrofas y PAO, ya que durante la etapa anóxica/anaerobia el licor mezcla no se encuentra agitado, sino que acaba sedimentando en el fondo del reactor, mientras que el programa considera el licor mezcla agitado y por tanto una mayor desnitrificación.

En la cinética de las bacterias heterótrofas también se ha utilizado el rendimiento

(YH) obtenido mediante las técnicas respirométricas en el apartado 4.4.2.1. Por lo que la cinética utilizada para la biomasa heterótrofa es la mostrada en la Figura 40:

Resultados

85

Figura Figura Figura Figura 40404040---- Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.

En la cinética de la biomasa autótrofa, se ha utilizado la tasa de crecimiento

máximo (µa,max) obtenida mediante las técnicas respirométricas en el apartado 4.4.1.7. Sin embargo, no se ha utilizado el rendimiento de la biomasa autótrofa (YA) obtenido mediante respirometría, ya que el valor obtenido es anormalmente bajo y se ha utilizado un valor de 0,26 mg DQO/mg N. Las cinéticas de la biomasa autótrofa son las mostradas en la Figura 41:

Figura Figura Figura Figura 41414141---- Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.Cinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en una etapa.

En las bacterias PAO hay que hacer una nueva consideración, las bacterias PAO

por si solas no crecen al simular, por lo que hay que introducir al comienzo de la simulación XPAO, XPP y XPHA, esta aproximación es real, ya que en la puesta en marcha de la planta piloto se introdujo licor mezcla de la EDAR Quart-Benager que contenía estas bacterias. Los rendimientos de la YPO4 y YPHA, se han ajustado para reproducir los resultados experimentales. Las constantes cinéticas de las bacterias PAO son las recogidas en la Figura 42:

Resultados

86

Figura Figura Figura Figura 42424242---- Cinética de la biomasa PAO en lCinética de la biomasa PAO en lCinética de la biomasa PAO en lCinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitrificación en una etapa.a simulación de la nitrificación en una etapa.a simulación de la nitrificación en una etapa.a simulación de la nitrificación en una etapa.

En la simulación se pretende ajustar los parámetros del modelo para reproducir

los resultados analíticos obtenidos en laboratorio. Tras llevar a cabo la simulación de la planta piloto durante semanas, con las condiciones descritas se han obtenido resultados muy similares en DQO, nitrógeno y fósforo así como en sus fracciones, a los obtenidos en las caracterizaciones realizadas en el laboratorio (Figura 43).

Resultados

87

Figura Figura Figura Figura 43434343---- Resultados dResultados dResultados dResultados del efluente en la simulación de la nitrificación en una etapa.el efluente en la simulación de la nitrificación en una etapa.el efluente en la simulación de la nitrificación en una etapa.el efluente en la simulación de la nitrificación en una etapa.

A la salida del reactor, el nitrógeno total soluble se ha mantenido oscilante en

valores de 9,5 a 10,5 mg N/l (Figura 44), similar al obtenido en la planta (NT ≈10,5 Tabla 14). Mientras que el amonio oscilaba entre 4,5 y 6,25 mg N/l y el nitrato entre 4 y 5 mg N/l (Figura 44), siendo valores también similares a los resultados analíticos obtenidos en el laboratorio (NH4+≈4,0-5,5 y NO3-≈4,3; Tabla 14).

La figura 44 muestra los resultados de las simulaciones, en las que se pueden

observar las variaciones comentadas en las concentraciones de amonio y nitrato debidas a la alternancia de las etapas aerobias y anóxicas.

Resultados

88

Figura Figura Figura Figura 44444444---- Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa.de la nitrificación en una etapa.de la nitrificación en una etapa.de la nitrificación en una etapa.

En cuanto a la fracción soluble del fósforo, el fosfato, también alcanza valores

similares a los resultados analíticos (≈4,5 mg P/l Tabla 14), ya que como vemos oscila entre valores de 4 a 5 mg P/l, la oscilación se debe a la alternancia de las etapas aerobias y anóxicas/anaerobias. (Figura 45)

Figura Figura Figura Figura 45454545---- Resultados del fosfatoResultados del fosfatoResultados del fosfatoResultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa.nitrificación en una etapa.nitrificación en una etapa.nitrificación en una etapa.

Resultados

89

Finalmente podemos observar un gráfico conjunto en el que se muestran las fracciones particuladas y solubles de los componentes de mayor interés del estudio y en el que observamos como todos ellos se encuentran en valores prácticamente constantes con el paso del tiempo (Figura 46). Los sólidos suspendidos se encuentran sobre 1100-1200 mg SS/l próximos a los resultados analíticos

FFFFigura igura igura igura 46464646---- Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa.Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa.Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa.Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en una etapa.

4.5.24.5.24.5.24.5.2---- Simulación de la planta piloto con nitrificación en dos etapas.Simulación de la planta piloto con nitrificación en dos etapas.Simulación de la planta piloto con nitrificación en dos etapas.Simulación de la planta piloto con nitrificación en dos etapas.

En este caso el diseño y simulación se va a llevar a cabo con la nitrificación en

dos etapas, es decir, con la presencia de biomasa amonioxidante y nitritoxidante. Igualmente a la simulación de la nitrificación en una etapa, se va a llevar a cabo

el diseño, con el mismo objetivo y resultados, así como la introducción del oxígeno variable (véase 4.5.1)

En el apartado de cinéticas se han llevado a cabo modificaciones tanto en las

constantes de la biomasa heterótrofa, amonioxidante, nitritoxidante y PAO. Una consideración general a todas ellas ha sido la reducción de la tasa de muerte

(bx), ya que tal y como se explicó anteriormente en condiciones anóxicas/anaerobias esta tasa de muerte se reduce aproximadamente un 80%, por lo que teniendo en cuenta los ciclos de aireación intermitente la tasa de muerte debe reducirse a la tercera parte.

Resultados

90

] � 1� Z 0,2] � 5�

6�2]

6�]

3

Otra consideración a tener en cuenta es la disminución del factor de reducción por desnitrificación a partir de nitrato (ηno3) y nitrito (ηno2) (Figuras 47 y 49) llevada a cabo por las bacterias heterótrofas y PAO, ya que durante la etapa anóxica/anaerobia el licor mezcla no se encuentra agitado, sino sedimentado en el fondo del reactor, mientras que el programa considera el licor mezcla agitado y por tanto una mayor desnitrificación, por lo que se ajustaron estos parámetros para permitir reproducir los resultados experimentales.

En la cinética de las bacterias heterótrofas también se ha utilizado el rendimiento

(YH) obtenido mediante las técnicas respirométricas en el apartado 4.4.2.1. Por lo que la cinética utilizada para la biomasa heterótrofa ha sido la mostrada en la Figura 47:

Figura Figura Figura Figura 47474747---- Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas.Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas.Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas.Cinética de la biomasa heterótrofa en la simulación de la nitrificación en dos etapas.

En las cinéticas de las bacterias amonioxidantes y nitritoxidantes se ha subido el

valor del rendimiento frente a los de referencia para conseguir una población similar a la obtenida mediante la técnica FISH (apartado 4.2). Las constantes de la biomasa amonioxidante y nitritoxidante son las mostradas en la Figura 48:

Resultados

91

Figura Figura Figura Figura 48484848---- Cinética de la biomasa autótrofa en la simulCinética de la biomasa autótrofa en la simulCinética de la biomasa autótrofa en la simulCinética de la biomasa autótrofa en la simulación de la nitrificación en dosación de la nitrificación en dosación de la nitrificación en dosación de la nitrificación en dos etapaetapaetapaetapassss....

En las bacterias PAO hay que hacer una nueva consideración, las bacterias PAO

por si solas no crecen al simular, por lo que hay que introducir al comienzo de la simulación XPAO, XPP y XPHA, esta aproximación es real, ya que en la puesta en marcha de la planta piloto se introdujo licor mezcla de la EDAR Quart-Benager que contenía estas bacterias. Los rendimientos de la YPO4 y YPHA, se han ajustado para conseguir reproducir los resultados experimentales. Las constantes cinéticas de las bacterias PAO son las recogidas en la Figura 49:

Figura Figura Figura Figura 49494949---- Cinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitCinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitCinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitCinética de la biomasa PAO en la simulación de la nitrificación en dos etapas.rificación en dos etapas.rificación en dos etapas.rificación en dos etapas.

Resultados

92

En la simulación se pretende ajustar los parámetros del modelo para reproducir los resultados analíticos obtenidos en laboratorio. Tras llevar a cabo la simulación de la planta piloto, durante semanas con las condiciones descritas se han obtenido resultados muy similares en DQO, nitrógeno y fósforo así como en sus fracciones, a los obtenidos en las caracterizaciones realizadas en el laboratorio (Figura 50).

Figura Figura Figura Figura 50505050---- Resultados del efluente en la Resultados del efluente en la Resultados del efluente en la Resultados del efluente en la simulación de la nitrificación en dos etapas.simulación de la nitrificación en dos etapas.simulación de la nitrificación en dos etapas.simulación de la nitrificación en dos etapas.

A la salida del reactor, el nitrógeno total soluble se ha mantenido oscilante en

valores de 9 a 10 mg N/l. Mientras que el amonio oscilaba entre 3 y 5 mg N/l, el nitrato entre 4 y 5 mg N/l, y el nitrito entre 1 y 2 (Figura 51). Estos resultados son similares a los obtenidos en laboratorio (NT ≈10,5; NH4+≈4,0-5,5; NO3-≈4,3; NO2-≈0,6-1; Tabla 14, Figura 17), pero cabe destacar que debido a la reducción del factor de desnitrificación vía nitrito y vía nitrato, la oscilación del nitrato es menor a la que tiene lugar en la realidad. Por otro lado, la biomasa amonioxidante si se encuentra próxima a los porcentajes cuantificados por FISH (4%±0.6 apartado 4.2), ya que se obtuvo una población amonioxidante en torno a un 3%. Mientras que la biomasa nitritoxidante simulada en torno a 1,5% se encuentra por debajo del valor obtenido mediante la técnica FISH (3%±1,0 apartado 4.2).

Resultados

93

La figura 51 muestra los resultados de las simulaciones, en las que se pueden observar las variaciones comentadas en las concentraciones de amonio, nitrato y nitrito debidas a la alternancia de las etapas aerobias y anóxicas.

Figura Figura Figura Figura 51515151---- Resultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluenResultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluenResultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluenResultados del fraccionamiento del nitrógeno en el efluente del reactor en la simulación te del reactor en la simulación te del reactor en la simulación te del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas.de la nitrificación en dos etapas.de la nitrificación en dos etapas.de la nitrificación en dos etapas.

En cuanto a la fracción soluble del fósforo, el fosfato, también alcanza valores similares a los resultados analíticos (≈4,5 mg P/l), ya que como vemos oscila entre valores de 3 a 5 mg P/l debido a la alternancia de las condiciones aerobias y anóxicas/anaerobias (Figura 52).

Figura Figura Figura Figura 52525252---- Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la Resultados del fosfato y biomasa PAO en el efluente del reactor en la simulación de la nitrificaciónnitrificaciónnitrificaciónnitrificación en dos etapas.en dos etapas.en dos etapas.en dos etapas.

Resultados

94

Finalmente podemos observar un gráfico conjunto en el que se muestran las fracciones particuladas y solubles de los componentes de mayor interés del estudio y en que observamos como todos ellos se encuentran en los valores obtenidos analíticamente (Figura 53). Los sólidos suspendidos en este caso están un poco más elevados que en la nitrificación en una etapa situándose en valores próximos a 1250 mg SS/l, siendo similares a los obtenidos analíticamente.

Figura Figura Figura Figura 53535353---- Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas.Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas.Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas.Resultados de la salida del reactor en la simulación de la nitrificación en dos etapas.

De los resultados de ambas simulaciones podemos destacar la similitud en la

mayor parte de los parámetros obtenidos analíticamente o mediante otras técnicas, si bien, algunos parámetros cinéticos como el de desnitrificación a partir de nitrato (ηno3) y nitrito (ηno2) se han tenido que reducir más de lo habitual debido a la sedimentación durante el ciclo de parada. También hubiera sido interesante contrastar otros parámetros como es el caso de XPAO, XPP y XPHA, en caso de haberse realizado la identificación y cuantificación de las mismas mediante FISH, ya que el único valor con el que se contaba para contrastar la simulación por parte del fósforo es la analítica de fósforo y fósforo total.

Resultados

95

Conclusiones

5555---- CONCLUSIONESCONCLUSIONESCONCLUSIONESCONCLUSIONES

Conclusiones

97

Conclusiones

98

5555---- CONCLUSIONESCONCLUSIONESCONCLUSIONESCONCLUSIONES

Las conclusiones que se han obtenido en el presente trabajo son: - La implantación de un sistema de aireación intermitente es una buena

alternativa para llevar a cabo la eliminación biológica de nitrógeno mediante los procesos de nitrificación/desnitrificación en EDAR que no hayan sido diseñadas para ello (sin zona anóxica y/o sin recirculación interna).

- Se puede llevar a cabo el proceso de nitrificación con un tiempo de retención

celular aerobio bajo (3 días) y concentraciones de oxígeno disuelto bajas (1mg O2/l), que dan lugar a un considerable ahorro energético, y por tanto económico. Aun en estas condiciones se observa la proliferación de las bacterias amonioxidantes y nitritoxidantes.

- La monitorización de la concentración de oxígeno y pH en el reactor biológico, permite hacer un seguimiento de los procesos de nitrificación y desnitrificación, además de poder detectar problemas como exceso de oxigenación, falta de oxigenación o acidificación del reactor.

- Los decantadores secundarios de EDAR que no desnitrifican (por no haber sido diseñadas para ello) mejoran el funcionamiento y tienen menos problemas de levantamiento de fangos con la implantación de sistemas de aireación intermitente, reduciéndose la turbidez en el efluente.

- La aireación intermitente da lugar a la alternancia de condiciones aerobias y

condiciones anóxicas/anaerobias por lo que si la duración de las etapas en las que no se airea es suficientemente larga (y hay ácidos grasos volátiles en el reactor) puede tener lugar la eliminación biológica de fósforo, con el consecuente ahorro de reactivo para su eliminación por vía química. En este estudio en torno a un 40% del fósforo influente fue eliminado por vía biológica. Aunque conviene tener en cuenta que el reactor estaba alimentado con acético.

- La eliminación de materia orgánica (DQO) no se ve afectada por los ciclos de aireación intermitente, ya que los rendimientos de eliminación se encuentran por encima del 90%.

- La técnica de hibridación in situ (FISH) es de gran utilidad para la identificación y cuantificación de bacterias de grupos específicos (amonioxidantes, nitritoxidantes,etc.). En este estudio se detectó la existencia de una comunidad de bacterias amonioxidantes (AOB) bien desarrollada con un porcentaje 4%±0.6, y de una comunidad bacteriana de nitritoxidantes

Conclusiones

99

(NOB) del género Nitrospira, con un porcentaje del 3%±0,7, respecto del total de la comunidad de bacterias viables del fango activo. Cabe destacar la presencia de bacterias nitritoxidantes a pesar del bajo tiempo de retención celular aerobio y de la baja concentración de oxígeno.

- La tinción de poli-fosfatos y Sudan Black puede ser utilizada para la identificación de bacterias con fenotipo PAO presentes en el proceso. En este estudio, se observó la respuesta positiva a estas tinciones con la consecuente identificación de organismos acumuladores de poli-fosfatos presentes en los flóculos del fango activo de la planta piloto.

- La bioindicación de los fangos activos es una herramienta muy útil, la observación microscópica del flóculo, los filamentos y su microbiota nos da mucha información acerca del estado del proceso.

- Las técnicas respirométricas sirven para ver el estado del proceso, detectar la actividad de las poblaciones bacterianas y obtener algunos parámetros cinéticos. Sin embargo, estos deben complementarse con otras técnicas como FISH, para la obtención de parámetros como la XA, o con la simulación de procesos, para corroborar dichos resultados ya que parámetros como el rendimiento de la biomasa autótrofa (YA) en el que intervienen tantos factores son muy difíciles de obtener. En este estudio se obtuvieron resultados reproducibles de parámetros como el rendimiento de las bacterias heterótrofas (YH=0,61 mgDQO/mgDQO) o la tasa máxima de crecimiento de las bacterias autótrofas (µA=0,93 d-1). Además de elevadas tasas de consumo de amonio (AUR=6,176 mg N-NH4/g SSVh) y RN 7,813 mg N-NH4/lh.

- La simulación mediante el software DESASS permite representar los procesos que tienen lugar de una planta a lo largo del tiempo y mediante el ajuste de sus parámetros cinéticos es posible reproducir los resultados analíticos. En este estudio para representar adecuadamente el comportamiento de la planta piloto, fue necesario tener en cuenta que la velocidad de muerte de las bacterias es significativamente menor en condiciones anóxicas que en condiciones aerobias reduciéndose un 80% (bAaer=0,15 d-1; bAanóx=0,03 d-1 por lo que bA= 0,05 d-1). Se modificó el rendimiento de autótrofas, amonioxidantes y nitritoxidantes para mantener la población nitrificante (YAUT= 0,26 mg DQO/mg N; YAMM= 0,20 mg DQO/mg N; YNIT=0,12 mg DQO/mg N), así como otros cambios para reproducir los resultados analíticos.

El trabajo desarrollado en el presente estudio supone un conocimiento más

profundo de los sistemas de eliminación de nitrógeno, además de dar solución a otro de los principales problemas que actualmente tiene lugar en las estaciones depuradoras de agua residual como es la optimización energética y ahorro económico.

Bibliografía

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PRIMER PREMIO MICROBIOLOGÍA 2012-Carlos Vicente García