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APROVECHAMIENTO DE LOS RESIDUOS SÓLIDOS DE CÁSCARA Y
SEMILLA DE BACTRIS GASIPAES Y EUTERPE OLERACEA MEDIANTE EL
ANÁLISIS COMPOSICIONAL Y LA APLICACIÓN DE LOS EXTRACTOS EN LA
FORMULACIÓN DE UN PRODUCTO DE VALOR AGREGADO
Proyecto de Grado por
VALENTINA ORTEGA BERMUDEZ
JUAN JOSÉ VALDERRAMA ARTUNDUAGA
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos de grado de
INGENIERÍA QUÍMICA
Universidad de los Andes
Departamento de Ingeniería Química
Bogotá D.C, Colombia
Julio 2020
APROVECHAMIENTO DE LOS RESIDUOS SÓLIDOS DE CÁSCARA Y
SEMILLA DE BACTRIS GASIPAES Y EUTERPE OLERACEA MEDIANTE EL
ANÁLISIS COMPOSICIONAL Y LA APLICACIÓN DE LOS EXTRACTOS EN LA
FORMULACIÓN DE UN PRODUCTO DE VALOR AGREGADO
Proyecto de Grado por
VALENTINA ORTEGA BERMUDEZ
JUAN JOSE VALDERRAMA ARTUNDUAGA
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos de grado de
INGENIERÍA QUÍMICA
Asesora, Rocío Sierra Ramírez, PhD.
Coasesor, Daniel David Durán Aranguren, M. Eng.
Director del departamento, Andrés Gonzáles Barrios, PhD
Universidad de los Andes
Departamento de Ingeniería Química
Bogotá D.C, Colombia
Julio 2020
iii
RESUMEN
Aprovechamiento de los residuos sólidos de cáscara y semilla de bactris gasipaes y euterpeoleracea mediante el análisis composicional y la aplicación de los extractos en la
formulación de un producto alimenticio de valor agregado (Julio 2020)
Valentina Ortega Bermudez, Juan José Valderrama Artunduaga, Universidad de los Andes,Colombia
Asesora: Rocío Sierra Ramírez, PhD.
Co-asesor: Daniel David Durán Aranguren, M. Eng.
Actualmente, los productos de consumo artesanal y de comercialización elaborados a partir
de las frutas tropicales de chontaduro y açaí generan gran cantidad de residuos de cáscara y
semilla en la región Amazónica colombiana. Según el perfil bioquímico de las frutas, estos
residuos ofrecen alternativas de obtención de productos con alto valor nutricional y funcional.
En primera instancia, se realizó el análisis composicional de la cáscara de chontaduro (CC),
semilla de chontaduro (SC) y semilla de açaí (SA) según el protocolo NREL para biomasa
vegetal. Se cuantificó sólidos totales, cenizas, extractos, proteína, lignina, celulosa,
hemicelulosa y pectina en los residuos. El potencial de extracción de compuestos bioactivos
se evaluó con procesos de lixiviación en frío con una única etapa, etapa cruzada y etapa
invertida. Se utilizó etanol y hexano como solvente, una relación sólido líquido 1:15 y se
calcularon rendimientos en términos de porcentajes de materia extraída y fracción de
recuperación. Posteriormente, se realizó un análisis cualitativo de fitoquímicos basado en
pruebas de colorimetría que obtuvieron resultados positivos para flavonoides,
leucoantocianidinas y taninos en SA, así como saponinas, alcaloides, esteroles y carotenoides
en SC y CC. A continuación, se cuantificó el contenido de fenoles totales y la capacidad
antioxidante que aportan los compuestos bioactivos a partir de los métodos Folin-Ciocalteau
y ABTS respectivamente. Finalmente, se definió el diseño experimental para formular una
iv
crema hidratante y antioxidante usando como principio activo los componentes fitoquímicos
de los residuos en estudio.
Palabras claves: compuestos bioactivos, lixiviación, fenoles totales, capacidad antioxidante,
producto valor agregado.
v
ABSTRACT
The formulation development of a value-added product from the bio-active compounds ofresidues of açaí seed, husk and chontaduro seed. (Julio 2020)
Valentina Ortega Bermúdez, Juan José Valderrama Artunduaga, Universidad de los Andes,Colombia
Adviser: Rocío Sierra Ramírez, PhD.
Co-adviser: Daniel David Durán Aranguren, M. Eng.
Currently, artisanal consumption and marketing products made from the tropical fruits of
chontaduro and açaí generate large amounts of shell and seed residues in the Colombian
Amazon region. According to the biochemical profile of the fruits, these residues offer
alternatives for obtaining products with high nutritional and functional value. In the first
instance, a compositional analysis of the chontaduro shell (CC), chontaduro seed (SC) and
acai seed (SA) was performed according to the NREL protocol for plant biomass. Total
solids, ashes, extracts, protein, lignin, cellulose, hemicellulose and pectin were quantified in
the residues. The extraction potential of bioactive compounds was evaluated through cold
leaching processes with single, crossed and inverted stages. Ethanol and hexane were used
as the solvent with a solid liquid ratio of 1:15 and yields were calculated in terms of
percentages of extracted matter and recovery fraction. Subsequently, a qualitative analysis of
phytochemicals was performed based on colorimetry tests that obtained positive results for
flavonoids, leucoanthocyanidins and tannins in SA, as well as saponins, alkaloids, sterols and
carotenoids in SC and CC. Subsequently, the content of total phenols and the antioxidant
capacity provided by the bioactive compounds were quantified using the Folin-Ciocalteau
and ABTS methods, respectively. Finally, the experimental design was defined to formulate
vi
a moisturizing and antioxidant cream using the phytochemical components of the residues
under study as the active ingredient.
Key words: bioactive compounds, leaching, total phenols, antioxidant capacity, value added
product.
vii
TABLA DE CONTENIDO
RESUMEN .......................................................................................................................iii
ABSTRACT .................................................................................................................. v
TABLA DE CONTENIDO ..................................................................................................vii
LISTA DE TABLAS.............................................................................................................. x
LISTA DE FIGURAS .........................................................................................................xiii
1. INTRODUCCION .......................................................................................... 1
2. OBJETIVOS ................................................................................................... 7
2.1 General..................................................................................................................... 7
2.2 Específicos ............................................................................................................... 7
3. METODOLOGIA........................................................................................... 8
3.1 Análisis composicional ............................................................................................ 8
3.1.1 Obtención de residuos de chontaduro y açaí .................................................... 8
3.1.2 Preparación de muestras ................................................................................... 8
3.1.3 Determinación de sólidos totales y cenizas ...................................................... 8
3.1.4 Determinación de extraíbles de la biomasa ...................................................... 9
3.1.5 Determinación de Proteína ............................................................................... 9
3.1.6 Determinación de lignina y carbohidratos...................................................... 10
3.1.7 Cuantificación de pectina ............................................................................... 11
3.2 Determinación de extractos por Lixiviación.......................................................... 12
viii
3.3 Caracterización cualitativa de fitoquímicos........................................................... 13
3.4 Cuantificación de fitoquímicos. ............................................................................. 15
3.4.1 Contenido de fenoles totales por el método Folin-Ciocalteau........................ 15
3.4.2 Determinación de actividad antioxidante con ensayo de decoloración del
radical ABTS................................................................................................................. 17
3.5 Formulación de producto de valor agregado ......................................................... 18
3.5.1 Extracción de aceite esencial para formulación de producto ......................... 18
3.5.2 Diseño de producto: crema humectante y antioxidante.................................. 20
3.5.3 Formulación de crema humectante y antioxidante ......................................... 21
3.5.4 Diseño experimental Box-Behnken de crema humectante y antioxidante ..... 23
4. RESULTADOS Y ANÁLISIS ..................................................................... 25
4.1 Análisis composicional .......................................................................................... 25
4.1.1 Sólidos Totales ............................................................................................... 25
4.1.2 Análisis composicional................................................................................... 27
4.1.3 Análisis último................................................................................................ 33
4.2 Extracción de fitoquímicos por lixiviación............................................................ 34
4.3 Caracterización cualitativa de fitoquímicos........................................................... 40
4.4 Cuantificación de fitoquímicos .............................................................................. 43
4.4.1 Fenoles Totales ............................................................................................... 43
4.4.2 Capacidad antioxidante................................................................................... 45
ix
4.5 Formulación de crema humectante y antioxidante ................................................ 49
4.5.1 Diseño de producto: crema humectante y antioxidante.................................. 50
4.5.2 Formulación de la crema ................................................................................ 54
4.5.3 Evaluación de la eficacia antioxidante ........................................................... 55
5. CONCLUSIONES ........................................................................................ 56
6. RECOMENDACIONES Y TRABAJO FUTURO....................................... 58
BIBLIOGRAFIA.................................................................................................................. 61
ANEXOS 82
Anexo 1: Mediciones experimentales del análisis composicional.................................... 82
Anexo 2: Curva de calibración de AGA para cuantificación de pectina. ........................ 84
Anexo 3: Mediciones experimentales de los tres métodos de extracción por lixiviación.84
Anexo 4: Análisis estadístico de las mediciones de extracción por lixiviación. .............. 92
Anexo 5: Identificación cualitativa de fitoquímicos ....................................................... 112
Anexo 6: Fenoles totales por Folin-Ciocalteau............................................................... 115
Anexo 7: Actividad antioxidante mediante Trolox......................................................... 116
Anexo 8: Análisis estadístico de cuantificación de fenoles totales................................. 117
Anexo 9: Análisis estadístico mediciones de capacidad antioxidante ............................ 123
Anexo 10: Extracción de aceite esencial ........................................................................ 129
Anexo 11: Evidencia de la experimentación desarrollada .............................................. 130
x
LISTA DE TABLAS
Tabla 1.Factores y niveles del diseño Box-Behnken para la formulación de la crema. ...... 24
Tabla 2. Análisis composicional de los residuos CC, SC y SA........................................... 27
Tabla 3. Análisis último de cáscara de chontaduro (CC), semilla de chontaduro (SC). ..... 33
Tabla 4. Resultados de pruebas cualitativas de fitoquímicos. ............................................. 41
Tabla 5. Fenoles totales promedio en los residuos según Folin-Ciocalteau. ....................... 43
Tabla 6. Actividad antioxidante promedio de los residuos según el ensayo ABTS+.......... 46
Tabla 7. Ingredientes de la crema base comercial REVITALIFT. ...................................... 50
Tabla 8. Mediciones experimentales de los sólidos totales. ................................................ 82
Tabla 9. Cantidad de sólidos totales por réplica en los diferentes tipos de muestra. .......... 82
Tabla 10. Resultados de la determinación de cenizas según el tipo de muestra.................. 82
Tabla 11. Resultados de la determinación de extractos según el tipo de muestra. .............. 83
Tabla 12. Análisis composicional de CC, SC y SA de acuerdo con reportes de literatura. 83
Tabla 13. Porcentaje de materia extraída por lixiviación en una etapa de extracción......... 84
Tabla 14. Porcentaje de materia extraída por lixiviación con etapa cruzada. ..................... 84
Tabla 15. Porcentaje de materia extraída por lixiviación en etapa cruzada invertida. ........ 85
Tabla 16. Mediciones del material extraído en residuos de chontaduro en etapa única...... 85
Tabla 17. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la primera etapa de
extracción cruzada. ............................................................................................................... 86
Tabla 18. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la segunda etapa de
extracción cruzada. ............................................................................................................... 86
Tabla 19. Mediciones totales promedio del material extraído de la semilla de açaí en la
extracción cruzada. ............................................................................................................... 86
xi
Tabla 20. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la primera etapa de
extracción cruzada inversa.................................................................................................... 86
Tabla 21. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la segunda etapa de
extracción cruzada inversa.................................................................................................... 87
Tabla 22. Mediciones totales promedio del material extraído de la semilla de açaí en la
extracción cruzada inversa.................................................................................................... 87
Tabla 23. Mediciones de material extraído de residuos de chontaduro en una única etapa.88
Tabla 24. Mediciones del material extraído de residuos de chontaduro en la primera etapa de
extracción cruzada . .............................................................................................................. 88
Tabla 25. Mediciones del material extraído de residuos de chontaduro en la segunda etapa
de extracción cruzada. .......................................................................................................... 89
Tabla 26. Mediciones promedio del material extraído de residuos de chontaduro en la de
extracción cruzada. ............................................................................................................... 89
Tabla 27. Mediciones del material extraído en la primera etapa de la extracción cruzada
invertida en residuos de chontaduro. .................................................................................... 89
Tabla 28. Mediciones del material extraído en la segunda etapa de la extracción cruzada
invertida en residuos de chontaduro. .................................................................................... 90
Tabla 29.Mediciones promedio del material extraído de la extracción cruzada invertida en
residuos de chontaduro. ........................................................................................................ 90
Tabla 30. Cálculo de fracción de recuperación de extracción única de las extracciones
realizadas. ............................................................................................................................. 91
Tabla 31. Cálculo de fracción de recuperación de extracción cruzada de las extracciones
realizadas. ............................................................................................................................. 91
xii
Tabla 32. Cálculo de fracción de recuperación de extracción invertida de las extracciones
realizadas. ............................................................................................................................. 92
Tabla 33. Análisis de varianza para porcentaje de materia extraída.................................... 93
Tabla 34. Análisis de varianza para fracción de recuperación. ........................................... 94
Tabla 35. Residuos del Modelo para porcentaje de materia extraída. ................................. 94
Tabla 36. Residuos del Modelo para fracción de recuperación........................................... 94
Tabla 37. Tabla de coeficientes del modelo predictivo para % Extracción....................... 110
Tabla 38. Tabla de coeficientes del modelo predictivo para Fracción de recuperación. ... 111
Tabla 39. Pruebas colorimétricas en la identificación cualitativa de fitoquímicos. .......... 112
Tabla 40. Fenoles totales en unidades de residuo fresco. .................................................. 115
Tabla 41. Reporte de fenoles totales en subproductos de frutas colombianas (Contreras-
Calderón et al., 2011). ........................................................................................................ 115
Tabla 42. Capacidad antioxidante en unidades de residuo fresco ..................................... 117
Tabla 43. Reporte de Capacidad antioxidante en subproductos de frutas colombianas
(Contreras-Calderón et al., 2011). ...................................................................................... 117
Tabla 44. Análisis de varianza para respuesta transformada. ............................................ 121
Tabla 45. Agrupación de información utilizando el método de Tukey y una confianza de
95%..................................................................................................................................... 122
Tabla 46. Resumen del modelo para respuesta transformada............................................ 123
Tabla 47. Coeficientes para respuesta transformada. ........................................................ 123
Tabla 48. Análisis de varianza para respuesta transformada. ............................................ 127
Tabla 49. Agrupación de información utilizando el método de Tukey. ............................ 128
Tabla 50. Resumen del modelo para respuesta transformada............................................ 128
Tabla 51. Coeficientes para respuesta transformada. ........................................................ 129
xiii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Metodología de extracción cruzada y cruzada inversa. ...................................... 13
Figura 2. Sólidos totales de los residuos de cáscara de chontaduro (CC), semilla de
chontaduro (SC) y semilla de açaí (SA). .............................................................................. 26
Figura 3. Rendimiento según porcentaje de materia extraída a partir de los tipos de
extracción, residuo y solvente. ............................................................................................. 36
Figura 4. Fracciones de recuperación según los tipos de extracción, solvente y tipo de
muestra. ................................................................................................................................ 39
Figura 5. Curva de calibración de pectina Valderrama-Ortega y Figueroa......................... 84
Figura 6. Gráfica de efectos principales para porcentaje de materia extraída..................... 96
Figura 7. Gráfica de efectos principales para fracción de recuperación.............................. 96
Figura 8. Gráfica de residuos para porcentaje de materia extraída. .................................... 98
Figura 9. Gráfica de residuos para fracción de recuperación. ............................................. 98
Figura 10. Prueba de Anderson Darling para de porcentaje de materia extraída. ............... 99
Figura 11. Gráfica Interacción para porcentaje de materia extraída. ................................ 100
Figura 12. Gráfica Interacción para fracción de recuperación. ......................................... 100
Figura 13. Prueba de Bartlett para porcentaje de materia extraída.................................... 101
Figura 14. Prueba de Bartlett para fracción de recuperación. ........................................... 101
Figura 15. Diagrama de Pareto de efectos estandardizados para porcentaje de materia
extraída. .............................................................................................................................. 102
Figura 16. Diagrama de Pareto para fracción de recuperación. ........................................ 102
Figura 17. Gráfica de optimización para porcentaje de materia extraída.......................... 103
Figura 18. Gráfica de optimización para fracción de recuperación................................... 103
xiv
Figura 19. Prueba de igualdad de varianzas: %Extracción vs tipo de extracción. ............ 104
Figura 20. Prueba de igualdad de varianzas: %Extracción vs tipo de muestra. ................ 104
Figura 21. Prueba de igualdad de varianzas: %Extracción vs tipo de solvente. ............... 105
Figura 22. Igualdad de varianzas: fracción de recuperación vs tipo de muestra. .............. 105
Figura 23. Igualdad de varianzas: fracción de recuperación vs tipo de extracción. .......... 106
Figura 24. Igualdad de varianzas: fracción de recuperación vs tipo de solvente. ............. 106
Figura 25. Gráfica intervalos de tipo de extracción de porcentaje de extracto. ................ 107
Figura 26. Gráfica intervalos de tipo de muestra de porcentaje de extracto. .................... 107
Figura 27. Gráfica intervalos de tipo de solvente de porcentaje de extracto..................... 108
Figura 28. Gráfica intervalos según tipo de muestra en la fracción de recuperación........ 108
Figura 29. Gráfica intervalos según tipo de extracción para la fracción de recuperación. 109
Figura 30. Gráfica intervalos de Tipo de solvente de fracción de recuperación. .............. 109
Figura 31. Curva de calibración de ácido gálico en la cuantificación de fenoles totales. . 115
Figura 32. Curva de calibración de Trolox para la actividad antioxidante. ...................... 116
Figura 33. Transformación Box Cox para mediciones de fenoles totales. ........................ 119
Figura 34. Gráfica de residuos para fenoles totales según transformación Box-Cox. ...... 119
Figura 35. Gráfica de probabilidad normal de las mediciones de fenoles totales. ............ 120
Figura 36. Prueba de Bartlett de igualdad de varianzas. ................................................... 120
Figura 37. Comparación de medias de fenoles totales por tipo de muestra. ..................... 121
Figura 38. Comparación de medias de fenoles totales según prueba Tukey..................... 122
Figura 39. Transformada de Box Cox para mediciones de capacidad antioxidante. ........ 125
Figura 40. Residuos para supuestos del modelo de capacidad antioxidante. .................... 125
Figura 41. Gráfica de probabilidad con prueba de Anderson Darling para capacidad
antioxidante. ....................................................................................................................... 126
xv
Figura 42. Prueba de igualdad de varianzas en mediciones de capacidad antioxidante.... 126
Figura 43. Comparación de medias de capacidad antioxidante por tipo de muestra. ....... 127
Figura 44. Prueba de comparación de medias por Tukey para capacidad antioxidante. ... 128
1
1. INTRODUCCION
La diversidad biológica y geográfica en Colombia garantiza una industria frutícola anual con
una producción de cerca de 10 millones de toneladas de frutas y vegetales (Encuesta nacional
agropecuaria (ENA), 2019). Esta cadena de producción es propensa a la pérdida y
desperdicio de alimento, por lo cual, se reportan desechos de alrededor de 6 millones de
toneladas de frutas y vegetales al año (Pérdida y desperdicio de alimentos en Colombia,
2016).
El cultivo de frutas tropicales es característico en la región Pacífica y Amazónica, cuya oferta
destaca en el mercado nacional e internacional debido a su riqueza nutricional y exótico
sabor. Entre la presente variedad de frutas, el chontaduro (Bactris Gasipaes) es una palma
nativa muy popular por su alto contenido de fibra, grasa, carotenoides y aminoácidos
(Martínez-Girón et al., 2017a, 2019). Según informes del Ministerio de Agricultura para el
2017, el departamento con mayor producción de chontaduro es el Cauca con 15,778
toneladas, seguido por los departamentos de Putumayo y Valle del Cauca, con una
producción promedio de 8,020 toneladas (Anuario Estadístico del Sector Agropecuario,
2017). El fruto de chontaduro tiene un peso promedio entre 20 y 100 g según la especie, del
cual se consume el 81% correspondiente a la pulpa y el restante 19% hace parte de la cáscara
y la semilla (Pinzón-Zárate et al., 2015). Por lo anterior, el consumo y del procesamiento de
la fruta genera un volumen importante de residuos, que en el Valle del Cauca puede alcanzar
un valor de 5,367 toneladas de cáscara al año (Martínez-Girón et al., 2017a). No obstante, el
aprovechamiento de estos residuos se reduce a la elaboración de productos de consumo local
como mermelada, harina o bebidas fermentadas (Martínez-Girón et al., 2017a).
2
Otra de las frutas cultivadas en Colombia y reclamadas en el mercado internacional es el açaí
(Euterpe Oleracea), un fruto reconocido como alimento funcional, es decir, beneficioso para
las funciones biológicas del organismo por sus propiedades antioxidantes, antinflamatorias y
farmacológicas (Rojano et al., 2011). En el país se cuenta con extensas áreas de cultivo que
se caracterizan por un pico de maduración entre los meses de marzo y junio (Castro
Rodríguez et al., 2015). Se destaca el departamento del Amazonas con la mayor oferta de
producción de 353 toneladas en el año 2018 (Reporte: Área, Producción y Rendimiento
Nacional por Cultivo, 2018). El fruto de açaí crece en una palma de hasta 16 m de altura, se
caracteriza por una tonalidad púrpura y negra al madurar y mide entre 1 y 2 cm. El interior
del fruto alberga una semilla color café de aproximadamente 6 mm y que corresponde al 60%
de todo el volumen de la fruta (Plan de negocios Acaí (Euterpe oleracea), 2015). Dentro del
cultivo informal, el uso principal del açaí es la elaboración de jugos o helados con frutos
macerados como una fuente alimenticia para la población (Açaí: El “Súper fruto” al rescate
del Pacífico colombiano, 2017; Plan de negocios Acaí (Euterpe oleracea), 2015).
Conjuntamente, el 40% de las plantaciones se destinan a cubrir la demanda nacional e
internacional, en cuya oferta destaca la pulpa congelada y el polvo liofilizado de pulpa de
açaí (Carvalho et al., 2017).
Por otro lado, en la oferta regional el principal productor de açaí es Brasil con una exportación
de 30.000 ton/año. En consecuencia, genera una cantidad de residuo diario de 1,6 a 2
toneladas de semilla de açaí y cáscara del palmito (Contreras Murillo, 2017; Plan de negocios
Acaí (Euterpe oleracea), 2015). Dentro del aprovechamiento para los desechos del cultivo
se encuentra la producción de alcohol, tinturas y fibras (Plan de negocios Acaí (Euterpe
oleracea), 2015). No obstante, no existe un destino específico para los desechos de la semilla,
3
que representa más de la mitad del fruto de acaí y por tanto se convierten en un residuo
disponible para su aprovechamiento (Sato et al., 2019).
En definitiva, la producción de chontaduro y açaí para consumo y venta de productos
derivados no cuenta con una estrategia de reutilización para los residuos, por lo que es común
su desecho o uso en forma de alimento animal (Martínez-Girón et al., 2017a). A nivel
mundial la generación de residuos alimenticios se considera un problema económico y
ambiental. En primer lugar, la disposición final de los desperdicios tiene costos muy
elevados, es así como en Colombia los métodos de aprovechamiento sostenible son
insuficientes y la eliminación de residuos sólidos se gestiona a través del relleno sanitario en
un 67% (Informe de disposición final de Residuos Sólidos, 2018). Sumado a esto, los residuos
de fruta forman un volumen de materia orgánica con alto contenido de humedad y cargas
microbianas que son amenaza potencial para los recursos naturales (Banerjee et al., 2017).
Por otro lado, existen tecnologías de aprovechamiento sostenible para residuos agrícolas que
se clasifican en valorización química y biológica, obtención de biocombustibles y
valorización térmica. Dentro del primer grupo, se obtienen productos comercializables a
partir la composición bioactiva en los residuos de fruta, que incluye compuestos fenólicos,
alcaloides, gomas, entre otros metabolitos. Asimismo, estos residuos son fuente de obtención
de biocombustibles mediante la fermentación de azúcares, procesos de pirólisis y
transesterificación de ácidos grasos (Banerjee et al., 2017; Vargas Corredor & Pérez Pérez,
2018).
Específicamente, hay varios estudios que confirman la presencia de una amplia variedad de
compuestos bioactivos en los residuos de fruta., los cuales por definición se hallan en la dieta
alimentaria y tienen un efecto positivo en la salud humana (Biesalski et al., 2009).
4
Precisamente, Banerjee propone un modelo de obtención de compuestos bioactivos a partir
de residuos de fruta, donde se resalta a las semillas como portadoras de una mayor cantidad
de lípidos y polifenoles, mientras que las cáscaras son buena fuente de fibra dietética
(Banerjee et al., 2017). Asimismo, basado en un reporte de literatura del año 2016 se
determinó que la valorización química es la principal estrategia de uso de los residuos de
fruta (44%), seguido de la producción de biocombustibles (20%), siendo el sector de salud
y alimentos el de mayor aplicación (Banerjee et al., 2017).
Por lo mismo, en los últimos años se ha incrementado la demanda de productos derivados de
materiales vegetales, en especial de aquellos con compuestos benéficos para la salud y con
un mínimo de impacto ambiental. En este sentido, la industria cosmética se ha interesado en
dar valor agregado a sus artículos a través de compuestos que otorguen propiedades
funcionales en beneficio del cuidado y protección de la salud de la piel. Los cosméticos son
productos de aplicación directa en el cuerpo humano y cuya función es mejorar o proteger la
apariencia sin alterar las funciones del cuerpo (Antonopoulou et al., 2016). Por esto, las
propiedades de mayor demanda en la industria suelen ser la antioxidante, antiinflamatoria,
antienvejecimiento y actividad fotoprotectora. Este sector de la industria cosmética que eleva
el valor de sus productos mediante compuestos bioactivos se conoce como mercado
cosmecéutico, cuyos ingredientes activos son principalmente fitoquímicos, vitaminas,
péptidos, enzimas y aceites esenciales (Global Cosmeceutical Market - Growth, Trends and
Forecasts (2019 - 2024), 2018a).
Ahora bien, la pulpa de las frutas en estudio se caracteriza por registrar un alto contenido de
fitoquímicos con reconocido potencial en la industria cosmética. En particular, el açaí destaca
por un contenido de fenoles significativo, con alta concentración de antocianinas (Carvalho
5
et al., 2017; Kang et al., 2012). De igual forma, el fruto de chontaduro es buena fuente de
carotenoides con concentraciones predominantes de β-caroteno y γ-caroteno. Dichos
compuestos han sido vinculados con la mejora de la respuesta inmune del organismo debido
a su actividad antioxidante (Ordóñez-Santos et al., 2015). A pesar de esto, para los residuos
del procesamiento de la fruta, no se reportan investigaciones enfocada en otras plataformas
de valorización.
En vista de la alta disponibilidad de los residuos de fruta, la falta de soluciones de
aprovechamiento sostenible y la potencial composición bioactiva de dichos residuos, es
importante ampliar la información disponible de una posible fuente de compuestos naturales
para el mercado farmacéutico, alimenticio y cosmético en el país. Específicamente, en
Colombia se identifica una oportunidad de investigación en la composición de los residuos
de fruta, justamente, en torno a la integración de fitoquímicos en la formulación de productos
cosméticos.
Con el propósito de determinar las posibles estrategias de valorización para los residuos de
semilla y cáscara de chontaduro y semilla de açaí, este proyecto pretende estudiar su
composición a partir de la caracterización de biomasa, el potencial de extracción de
compuestos fitoquímicos y la cuantificación de compuestos bioactivos. Inicialmente, la
cuantificación de los componentes estructurales de la biomasa vegetal se desarrolla con
procedimientos estandarizados por el Laboratorio Nacional de Energía Renovable (NREL,
por sus siglas en inglés). A partir del análisis composicional es posible definir que el
aprovechamiento de la fracción de extraíbles permite la obtención de compuestos bioactivos
como una de las mejores alternativas. Por esto, en este trabajo se evaluó la extracción de estos
compuestos por lixiviación y la cuantificación de sus componentes funcionales. Sumado a
6
esto, se realizó una evaluación Benchmarking para identificar las propiedades funcionales de
mayor valor en el mercado. De esta forma, se propuso diseñar la formulación de un producto
cosmético con valor agregado usando la composición bioquímica de los residuos como una
alternativa de aprovechamiento con un impacto positivo a nivel social, económico y
ambiental.
7
2. OBJETIVOS2.1 General
Evaluar el potencial de los compuestos bioactivos de los residuos de cáscara y semilla de
chontaduro y semilla de açaí en formulación de un producto de valor agregado.
2.2 Específicos
Determinar el análisis composicional de los residuos de semilla y cáscara del chontaduro
y semilla de açaí.
Estudiar el rendimiento de extracción por lixiviación y evaluar la composición
fitoquímica en los residuos de SA, SC, CC.
Plantear la formulación de un producto cosmético de valor agregado a partir de un diseño
experimental Box Behnken.
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3. METODOLOGIA
3.1 Análisis composicional
3.1.1 Obtención de residuos de chontaduro y açaí
La materia prima de açaí se recolectó del municipio Puerto Asís del departamento de
Putumayo. Se transportaron las muestras hasta los laboratorios de la Universidad de Los
Andes, donde manualmente se extrajeron los subproductos de semilla y cáscara y se
almacenaron a 5°C hasta su uso. Adicionalmente, los residuos de chontaduro se recolectaron
de puestos de venta ambulante que se encuentran en el centro de la ciudad de Bogotá para
ser almacenados en las mismas condiciones. Es importante resaltar que estos últimos residuos
fueron recolectados luego de un proceso de cocción comúnmente empleado para el consumo
de la fruta.
3.1.2 Preparación de muestras
Los residuos de CC, SC y SA se prepararon para el análisis composicional de acuerdo con el
protocolo NREL. Inicialmente las muestras se secaron a 45°C durante tres días en un horno
de convección, con el fin de alcanzar un peso constante en la muestra y un contenido de
humedad menor al 10%. Posteriormente, se redujo el tamaño de partícula de la muestra con
un molino de cuchillas empleando un tamiz de 1 mm (Hames et al., 2008d). Todas las pruebas
a continuación se realizaron por triplicado.
3.1.3 Determinación de sólidos totales y cenizas
De acuerdo con el protocolo NREL, se determinó la cantidad de sólidos totales en biomasa
ingresando en crisoles muestras de 2,5 g a un horno de convección forzada a 105 ± 3°C. El
proceso de secado se realizó hasta alcanzar un peso constante. Finalmente, se determinó
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gravimétricamente el contenido de sólidos y de humedad de las muestras (Hames et al.,
2008c). Por otro lado, el contenido de ceniza se encontró al someter las muestras a una rampa
de temperatura desde los 20°C hasta los 575°C (Hames et al., 2008a).
3.1.4 Determinación de extraíbles de la biomasa
De acuerdo con el protocolo NREL/TP-510-42619 se realizó el análisis de extraíbles en dos
pasos, con el fin de separar los compuestos solubles en agua y en etanol. En un dedal de
extracción se pesaron 10 g de muestra y este se ubicó en un montaje tipo Soxhlet con 190 ±
5 mL de agua grado HPLC. El proceso se realizó utilizando 5 ciclos por hora, al finalizar se
recuperó la muestra líquida del matraz y se registró su volumen (Hames et al., 2008b).
Seguidamente, usando el mismo dedal, se puso en un nuevo matraz 190 ± 5 mL de etanol
industrial y se dejó el proceso de extracción durante 24 horas. Después de los dos procesos
de extracción, la muestra sólida se secó a 25°C durante 4 horas y fue almacenada para el
análisis posterior de lignina. Por otro lado, el solvente de los balones se eliminó usando un
rotaevaporador, inicialmente con una temperatura de 60°C para remover el etanol y luego
con un incremento hasta 95°C para retirar el agua restante. El contenido de extraíbles fue
determinado gravimétricamente (Hames et al., 2008b).
3.1.5 Determinación de Proteína
El contenido de proteína se determinó mediante un cálculo directo a partir del contenido de
nitrógeno y un factor de conversión de 6.25 reportado para el tipo de muestras analizadas
(Sáez-Plaza et al., 2013). El contenido de nitrógeno se determinó con la prueba de nitrógeno
total Kjeldahl realizada por el Laboratorio de Ingeniería Ambiental.
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3.1.6 Determinación de lignina y carbohidratos
Empleando las muestras libres de extraíbles se siguió el protocolo NREL/TP-510-42618 para
determinar el contenido de lignina y carbohidratos. En primer lugar, los crisoles de filtración
se secaron en una mufla a 575 ± 25°C por 15 horas. Posteriormente, el material se dejó por
30 minutos en el desecador y se registró su peso. Se pesaron muestras de 300 mg en los tubos
de presión. De forma paralela se calentó el baño termostatado circular a 30°C. A los tubos
con muestra se agregaron 3 mL de ácido sulfúrico y se ingresaron al baño termostatado
durante 60 minutos, en donde cada dos minutos se homogenizó el contenido usando un
agitador de vidrio sin retirar la muestra del baño. La agitación fue esencial para garantizar un
contacto uniforme entre el ácido y las partículas y por ende una hidrólisis uniforme.
(Ionización del agua para formar otras sustancias). Luego de 60 min se diluyó el ácido en
cada tubo hasta un 4% agregando 87 mL de agua desionizada (Hames et al., 2012).
Posteriormente, se almacenaron las disoluciones en frascos Schott de 250 mL. Con
anterioridad, deben prepararse los Sugar Recovery Standards (SRS, por sus siglas en inglés)
de los azúcares de interés glucosa y xilosa usando 2,5 mg/mL. Todas las muestras se sellaron
en los frascos Schott, se sometieron a calentamiento en autoclave durante 1 hora a 121 °C,
se dejaron enfriar a temperatura ambiente y se filtraron en los crisoles previamente pesados.
En este punto se recuperó la fases sólida y líquida. En primer lugar, el líquido filtrado se
empleó en la cuantificación de azúcares en el HPLC. Estas muestras fueron neutralizadas con
carbonato de calcio hasta alcanzar un pH entre 5 y 6, luego se pasaron por un filtro de 0,2
µm y finalmente se midieron usando una columna Biorad Aminex HPX-87P. Las
condiciones de medición fueron un volumen de inyección de 20 μL, agua de grado HPLC
como fase móvil, un caudal de 0,6 mL/min, un rango de temperatura de 80-85 ° C y un tiempo
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de ejecución de 35 minutos (Sluiter et al., 2006). Por otro lado, la fase sólida que contiene
lignina insoluble en ácido se secó a 105° C durante un mínimo de 24 h hasta peso constante
y se registró su peso (Hames et al., 2012). El contenido de lignina se determinó
gravimétricamente luego de la incineración de las muestras en una rampa de calentamiento
desde temperatura ambiente hasta 575°C en una mufla. En este estudio no se consideró
significativa la lignina soluble en ácido.
3.1.7 Cuantificación de pectina
La determinación de pectina se realizó por medio de un método colorimétrico empleado en
material vegetal. A partir del proceso de molienda de las muestras de semilla y cáscara, se
lavaron muestras de 1 g con 10 mL etanol industrial al 96%. Después se realizó un proceso
de filtración para recuperar el sólido y este se mezcló con 200 mL de EDTA al 0,5%. Cada
muestra se llevó a un pH de 11,5 con NaOH al 1 M y se dejó la solución en reposo por 30
minutos. Posteriormente, se modificó el pH de la solución entre 5 y 5,5 con ácido acético al
0,25 M y se agregaron 0,05 g de pectinasa (Aspergillus niger 1,0 U/mg). Esta solución se
mantuvo en agitación durante 1 hora y luego se diluyó hasta un volumen de 250 mL.
Tomando 2 mL de la solución se realizó nuevamente una disolución hasta 100 mL (Barazarte
et al., 2010).
De la disolución anterior, muestras de 2 mL se trataron con 12 mL ácido sulfúrico al 98% en
tubos de ensayo, los cuales se mantuvieron a 3°C con baños de hielo y sal. Empleando un
baño de agua a 90°C se ingresan los tubos de ensayo durante 10 minutos y luego se dejaron
enfriar hasta temperatura ambiente. Posteriormente, se agregó a cada tubo de ensayo 1 mL
de una solución de carbazol al 0,15% y se dejó reaccionar por 25 minutos (McCready &
McComb, 1952). Finalmente, usando un espectrofotómetro UV-VIS se midió la absorbancia
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a una longitud de onda de 530 nm, valor que corresponde a la curva de calibración obtenida
para un rango de 5-80 μg/mL (Figueroa Fajardo, 2017).
3.2 Determinación de extractos por Lixiviación
Se propusieron tres métodos de extracción con el fin de evaluar las posibles diferencias en
rendimiento causadas por la cantidad y orden de adición del material sólido y del solvente,
así se obtuvieron extractos de los residuos usando hexano y etanol como solventes (100% y
96% v/v, respectivamente). El proceso de extracción se realizó en una etapa, en etapa cruzada
con adición de solvente y en etapa cruzada invertida con adición de muestra, como se ilustra
en la Figura 1. En cada método de extracción se utilizaron balones de vidrio de fondo plano
de 250 mL, donde se agregaron 8 g de muestra y 120 mL del solvente. La extracción en única
etapa se basó en la adición total de la muestra y el solvente desde el inicio del proceso con
un tiempo de extracción de 4 días. Posteriormente se realizó un proceso de filtración al vacío
para recuperar el solvente rico en extracto y el sólido remanente, este último fue secado y
pesado para cuantificar el rendimiento de materia extraída.
Por otro lado, la extracción en etapa cruzada consistió en realizar dos etapas cada una de dos
días de duración. Inicialmente se agregaron 60 mL de solvente y 8 g de muestra, pasados los
dos primeros días se realizó el proceso de filtración y el sólido remanente se llevó a una
segunda etapa de extracción con la adición del solvente restante. Finalmente, se realizó
extracción en etapa cruzada invertida, en la cual, en la primera etapa se añadió la totalidad
del solvente con los 8 g de muestra, luego pasados dos días de extracción se realizó la
recuperación del sólido por filtración y se agregó al extracto líquido nuevamente 8 gramos
de muestra. Cabe resaltar que en cada etapa de filtración la muestra se secó en el horno de
convección para remover el solvente por 3 horas a 45°C y por gravimetría se calculó el
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extracto obtenido en cada solvente. Además, se cuantificó la fracción de recuperación de
cada extracción en cada tipo de muestra con respecto al contenido de extraíbles reportado en
el análisis composicional.
Figura 1. Metodología de extracción cruzada y cruzada inversa.
3.3 Caracterización cualitativa de fitoquímicos
Inicialmente se realizó una evaluación preliminar con pruebas colorimétricas para identificar
compuestos de interés en los extractos obtenidos por lixiviación. Los ensayos implementados
son utilizados para identificar varios tipos de fitoquímicos presentes en los extractos
vegetales, incluyendo terpenos, compuestos fenólicos y compuestos nitrogenados. En la
Tabla 39 (Anexo 5: Identificación cualitativa de fitoquímicos) se presenta la lista de las
pruebas colorimétricas evaluadas en los tres residuos y las respectivas sustancias de interés.
Cada prueba se aplicó en los extractos obtenidos a partir de lixiviación en única etapa con
los solventes de etanol y hexano.
La identificación de flavonoides se realizó con la prueba Shinoda, en la cual se obtiene un
resultado positivo para la presencia del compuesto con una coloración magenta. Esta prueba
consistió en disolver el extracto de residuo en 5 mL de etanol (95%), luego la solución se
calentó y finalmente se agregaron un poco de magnesio y ácido clorhídrico concentrado en
14
forma de gota a gota (Cs et al., 2014). En el caso de las leucoantocianidinas, la reacción
Rosenheim muestra una coloración desde carmesí hasta rosa pálido para indicar la presencia
del compuesto. Se tomaron 2 mL de la muestra y se disolvieron en 2 mL de HCl (1%). Luego
se agregó 1 mL de HCL concentrado, seguido, la solución se mezcló y se calentó en un baño
de agua durante 10 minutos. Pasado el tiempo la solución se dejó enfriar y por último se
agregó una alícuota de alcohol amílico mientras se agitaba suavemente (Ardoino S.M et al.,
2013).
La prueba de cloruro férrico muestra la presencia de taninos a partir de un precipitado de
color entre azul y negro. Consistió en disolver 3 mL de extracto con 5 mL de agua destilada
y filtrada y añadir el reactivo de cloruro férrico al 5% (M Amin Mir et al., 2016). De forma
conjunta, el compuesto de saponinas se caracterizó tomando 10 mL de extracto, el cual se
disolvió en 5 mL de agua destilada y se agitó intensamente hasta obtener una espuma estable.
Esta espuma se mezcló con 3 gotas de aceite de oliva y se agitó nuevamente, por lo tanto, la
formación de una emulsión evidenció la presencia del compuesto (M Amin Mir et al., 2016).
Siguiendo con la determinación de alcaloides, se preparó el reactivo Wagner disolviendo 2 g
de yoduro de potasio y 1,27 g de yodo en 5 mL de agua destilada. Esta solución se diluyó
hasta 100 mL con agua destilada y se añadió 2 mL a un mismo volumen de extracto, así, una
prueba positiva para el compuesto debe formar un precipitado marrón en la solución (Cs
et al., 2014).
Además, la prueba Liebermann Burchard identifica la presencia de esteroles con un cambio
de coloración de violeta o azul a color verde. A 2 mL de extracto se agregó el mismo volumen
de cloroformo y de ácido acético, luego la solución se mantuvo a 30°C y se adicionó gota a
gota 0,5 mL de ácido sulfúrico concentrado (Cs et al., 2014; NATH, M. C et al., 1946). Los
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compuestos como naftoquinonas y antroquinonas se identificaron con la prueba de
glucósidos. El ensayo consistió en añadir 1 mL de ácido sulfúrico (5%) a 1 mL de extracto
y posteriormente hervir y filtrar la mezcla. Luego, se agitó el filtrado con un volumen igual
de cloroformo y se mantuvo en reposo durante 5 minutos. Seguido, se agitó la capa inferior
de cloroformo con la mitad de su volumen en amoniaco diluido y la formación de un
coloración de rosado a rojo de la capa amónica indicó los glucósidos de antraquinona (Erum
Iqbal et al., 2015). Finalmente se evaluó la presencia de carotenoides en los extractos, para
esto se mezclaron volúmenes iguales (2,5 mL) de cloroformo y de una solución de anhídrido
acético y ácido sulfúrico concentrado. Esta última mezcla debe contener entre 37-40% de
anhídrido acético y 50% de ácido sulfúrico. La prueba es positiva con un color verde en su
mayor intensidad al momento de realizar la mezcla, esta coloración desvanece luego de 2
minutos (Levine & Bien, 1934a).
3.4 Cuantificación de fitoquímicos.
De acuerdo con el potencial presentado en los resultados de la fracción de recuperación y
porcentaje de materia extraída, se planteó la cuantificación de fenoles totales y capacidad
antioxidante en los extractos de etanol obtenidos de la extracción cruzada y cruzada inversa.
Sin embargo, por la disponibilidad del tiempo de experimentación esta evaluación se realizó
únicamente en los extractos obtenidos por extracción cruzada inversa.
3.4.1 Contenido de fenoles totales por el método Folin-Ciocalteau
El contenido de fenoles totales (FT) en las muestras de cáscara y semilla de chontaduro y
semilla de açaí se determinó en mg equivalentes de ácido gálico (EAG) por g de residuo seco
(RS) según el método descrito por Waterhouse (2001). Las muestras de extractos y los puntos
estándares para la curva de calibración se analizaron por triplicado.
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En primer lugar, se elaboró una curva de calibración en un rango de concentración de 20-250
mg/L de ácido gálico. La solución base tuvo una concentración de 5 g/L y se preparó con 0,5
g de ácido gálico en 10 mL de etanol, seguida de una dilución hasta 100 mL con agua.
Respectivamente se elaboraron concentraciones de 20, 40, 50, 100, 150 y 250 mg/L a partir
de la solución base y con un volumen total de 2 mL cada una.
Adicionalmente, se preparó una solución de carbonato de sodio para proporcionar a la
solución el pH básico requerido en la reacción. Se usó 100 g de carbonato de sodio en 400
mL de agua, luego la solución ingresó en el baño termostatado a 90°C durante 5 minutos y
posteriormente se ingresó al baño ultrasonido por 15 minutos. La solución de carbonato de
sodio se dejó en reposo durante 24 horas y posteriormente se filtró y se aforó hasta los 500
mL con agua desionizada (Waterhouse, 2002).
Ahora bien, se prepararon los puntos estándar en tubos eppendorf con una alícuota de 20 µL
de muestra, 1,58 mL de agua desionizada y 100 µL del reactivo Folin-Ciocalteau. A razón
de la sensibilidad a la luz del reactivo Folin, durante el experimento se mantuvo una
exposición mínima a partir de una cobertura de papel aluminio en los tubos eppendorf. Las
muestras se ingresaron en una incubadora con agitación durante 8 minutos a temperatura
ambiente. De forma seguida se agregaron 300 µL de la solución de carbonato de sodio y se
ingresó nuevamente a la incubadora durante 2 horas. Finalmente se realizó la lectura de
absorbancia en el espectrofotómetro UV-VIS a 765 nm empleando 2 mL de la solución
(Garzón et al., 2017; Waterhouse, 2002). De la misma forma se cuantificó el contenido de
fenoles en los extractos de lixiviación, teniendo en cuenta que previamente cada extracto se
diluyó al 10% en agua desionizada.
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3.4.2 Determinación de actividad antioxidante con ensayo de decoloracióndel radical ABTS
La actividad antioxidante se determinó con el ensayo de decoloración propuesto por Roberta
Re (1998) para la evaluación de antioxidantes lipofílicos e hidrofílicos con la captación de
cationes radicales ABTS. Para obtener la solución del catión radical ABTS+, se preparó una
solución de concentración 7,0 mM de ABTS con agua destilada y posteriormente se hizo
reaccionar con persulfato de potasio para obtener una concentración final de 2,45 mM. Esta
mezcla se realizó 1:1 v/v con una solución de persulfato de potasio a 0,45 mM (Olaya Zea &
Restrepo Sánchez, 2012). Esta solución se mantuvo en reposo a temperatura ambiente y en
oscuridad por 16 horas. Posteriormente se tomó un pequeño volumen de la solución ABTS+
y se diluyó con etanol hasta alcanzar una absorbancia de 0,70 ± 0,02 a 734 nm (Re et al.,
1999). Cabe aclarar que la solución fresca de ABTS+ fue preparada para cada análisis, sin
embargo, se reporta una estabilidad de la solución hasta por dos días en condiciones de
oscuridad y temperatura ambiente.
Por otro lado, se preparó una curva de calibración usando Trolox como patrón de
cuantificación en un rango de concentración de 250 a 1500 µM empelando en su preparación
etanol o un buffer fosfato salino (PPB) de pH 7,4 y concentración de 5 mM (Re et al., 1999).
Posteriormente, se tomó 1 mL de la solución del radical libre ABTS+ y se agregó 10 µL del
estándar o extracto a evaluar, luego la solución se ingresó a una incubadora por 30 minutos
a 30°C. Respecto a los extractos de lixiviación de los residuos SA, SC y CC se realizaron
diluciones al 10% en etanol y se empelaron las mismas condiciones y volúmenes vistos
anteriormente, exceptuando el tiempo de incubación que se prolongó por 60 minutos.
Finalmente se midió la absorbancia a 734 nm en un espectrofotómetro UV-VIS. Cabe aclarar
que la muestra control pasó por el mismo proceso descrito anteriormente, pero con adición
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de etanol en lugar del estándar o extracto de la muestra. Los valores de ABTS se expresaron
como equivalentes µM (soluto en moles/L) de Trolox (TE)/g RS (Olaya Zea & Restrepo
Sánchez, 2012; Re et al., 1999).
3.5 Formulación de producto de valor agregado
De acuerdo con la determinación de la fracción de extraíbles disponible, la cuantificación de
fenoles totales y la consecuente capacidad antioxidante, se evaluó el aprovechamiento de los
extractos fitoquímicos de los residuos en la formulación de un producto de valor agregado.
En este sentido, se propone usar los residuos de SA y SC a partir de una estrategia de
valorización química que inicia con la extracción de los compuestos fenólicos y su
incorporación en un producto cosmético, el cual pueda proporcionar como propiedad
funcional la actividad antioxidante. Debido a los resultados de cuantificación en la muestra
de CC se plantea realizar en un trabajo posterior la evaluación cuantitativa del contenido de
carotenoides, dado que las pruebas cualitativas indicaron una mayor presencia de este
compuesto con respecto a los componentes fenólicos. Por lo cual, se realizó la extracción de
los aceites esenciales a partir de los compuestos bioactivos identificados para SA y SC. A
partir de esto, se formuló la metodología experimental para diseñar una crema hidratante y
antioxidante usando las propiedades de los fitoquímicos de los residuos de chontaduro y açaí
como principio activo, entendiendo el principio activo como el componente principal
encargado de llevar a cabo las funciones de diseño del producto (“Principios activos en cremas,
¿cuáles destacan?”, s/f).
3.5.1 Extracción de aceite esencial para formulación de producto
De acuerdo con los resultados de la extracción por lixiviación, se planteó realizar un proceso
de extracción en etapa cruzada (Sección 3.2) en los residuos de SA y SC con el objetivo de
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obtener un mayor volumen de compuestos bioactivos para usar en la formulación del
producto. Se seleccionó la estrategia de etapa cruzada por presentar el mejor rendimiento en
términos de porcentaje de materia extraída y fracción de recuperación en cada uno de los
residuos. De esta forma, se utilizó etanol como solvente, puesto que logra recuperar más del
90% de la fracción de extraíbles disponibles en los residuos de SA y CC, así como el 63%
de la fracción en SC. Si bien el hexano es muy común en la extracción de aceites vegetales,
también es considerado un contaminante peligroso para el aire según la Agencia de
Protección del Ambiente de Estados Unidos (EPA) (Velasco et al., 2007). Por lo tanto, se
usó como solvente el etanol, que además de favorecer temas medioambientales y de salud,
tiene buen rendimiento en la extracción de compuestos fenólicos como se observó
anteriormente en el proceso de lixiviación.
La metodología de extracción sigue el proceso descrito anteriormente en la sección de
lixiviación (Figura 1¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.). Para cada tipo
de muestra se emplearon 5 recipientes de vidrio de 1 L y en cada uno se agregó 66,6 g de
muestra y 500 mL de etanol para la primera etapa. El sólido remanente se recuperó por
filtración para llevarse a una segunda etapa con la segunda adición de solvente. Ahora bien,
para separar el solvente del extracto de interés se utilizó un rotaevaporador en condición de
vacío a 200 rpm y una temperatura a 65°C, teniendo en cuenta que el punto de ebullición del
etanol a 1 atm es de 78.37°C. Cabe resaltar que la degradación de compuestos fenólicos como
antocianinas varía según la temperatura, tiempo y pureza del solvente, no obstante, en la
extracción y concentración convencional se reporta una rápida degradación de dichos
compuestos a temperaturas mayores a 70°C (Ju & Howard, 2003). Este método de
evaporación permite recuperar el solvente para su reutilización pues garantiza llegar a su
20
punto de ebullición y además alcanza un porcentaje alto de concentración de fitoquímicos en
el extracto puro (Bennour et al., 2019). El proceso de rotaevaporación se realizó para cada
líquido de extracción por etapa y además por secciones de 250 mL según la capacidad del
matraz de recuperación. Finalmente, el extracto obtenido se almacenó en la nevera hasta su
aplicación en el producto.
3.5.2 Diseño de producto: crema humectante y antioxidante
Con el fin de determinar la formulación de la crema se siguieron los principios de la
herramienta de evaluación Benchmarking. Esto consistió en reunir información de los
productos más vendidos en el mercado cosmecéutico y las propiedades funcionales más
importantes para el consumidor en los productos de cuidado de la piel (de Cárdenas Cristia,
2006). Es decir, con base en los productos que han dado resultados positivos en la industria
y el estudio de dicha información, se realizó la elección de una crema modelo comercializada
actualmente. Esta crema base se usó con el objetivo de conocer las necesidades del
consumidor mediante las propiedades físicas que la diferencian como marca en el mercado y
que, por lo tanto, proporcionan unos estándares de calidad a seguir en el producto a
desarrollar.
Según lo señalado anteriormente, se propone comparar la crema formulada y la crema
modelo para asegurar las especificaciones del mercado, dicho análisis se basa en la medición
de las propiedades de textura, estabilidad y tamaño de partícula. Inicialmente, deben
realizarse pruebas con el analizador de textura TA. HD plusC de Stable Micro Systems para
medir propiedades de dureza, adhesividad, cohesividad y compresibilidad. De igual forma,
se usa el Formulaction Turbiscan, una herramienta para controlar la estabilidad o la tendencia
a la separación de fases en las emulsiones. El mecanismo de esta prueba se basa en analizar
21
la transmisión de luz y la retrodispersión en las muestras para inferir la cinética de
desestabilización e identificar los fenómenos de floculación, sedimentación y coalescencia
en las emulsiones (Kaombe et al., 2013). De esta forma, se realizaron mediciones cada 25
segundos, durante 30 minutos y a una temperatura de 40°C, dichas condiciones han sido
analizadas en estudios de emulsión a multiescala (Gallo Molina et al., 2017; Kaombe et al.,
2013). Esta prueba permite identificar el índice de estabilidad de Turbiscan (TSI), un
parámetro relativo que compara las variaciones de estabilidad en el tiempo respecto al estado
inicial de la muestra. En caso de que se presente un valor alto del TSI se considera una baja
estabilidad de la emulsión y alta probabilidad de separación de fases, mientras un valor bajo
de TSI indica estabilidad y baja probabilidad de separación de fases (Kaombe et al., 2013).
Por otro lado, debe medirse el tamaño de gota en el analizador de tamaño de partículas
Mastersizer 3000 basado en la dispersión de luz láser. A partir de los parámetros anteriores
se definieron las propiedades requeridas para comparar la formulación a desarrollar a partir
de los extractos de los residuos en estudio.
3.5.3 Formulación de crema humectante y antioxidante
La formulación de la emulsión se basa en determinar los factores de tipo de emulsión, los
ingredientes específicos de principio activo, excipiente, surfactante y emulsificante, así como
la metodología de preparación de la emulsión. A partir de la selección de la crema modelo se
realizó un análisis de la lista de ingredientes teniendo en cuenta la función de cada
componente, sus orígenes y las consecuencias de su uso en la piel. De esta forma se
identificaron los ingredientes principales de la crema modelo para posteriormente realizar
una sustitución de componentes basado en las propiedades y funciones que se desean suplir
con el producto formulado.
22
Por otro lado, debido a la naturaleza termodinámicamente inestable de la emulsión, es decir,
una dispersión de dos líquidos inmiscibles se hace necesario usar agentes tensioactivos para
proporcionar una cinética estable al sistema. En este sentido, el sistema de balance
hidrofílico-lipofílico (HLB) ayuda a evaluar el surfactante o agente tensioactivo según el tipo
de emulsión elegida. El balance hidrofílico-lipofílico consiste en asignar un valor a los
ingredientes o a alguna combinación de ingredientes que se desean emulsionar y
posteriormente se elige el surfactante o mezcla de estos con un valor similar. De tal manera,
el valor numérico HBL es una expresión del equilibrio en tamaño y fuerza de los grupos
polares y no polares del tensioactivo. Así, un tensioactivo de carácter lipofílico tiene un
número de HBL por debajo de 9 y uno hidrofílico por encima de 11 (ICI Americas, 1984).
Puesto que la interacción de los diferentes compuestos en la emulsión puede alterar su
estabilidad, se evaluó el comportamiento del agente excipiente y el surfactante en la
emulsión. De hecho, la dispersión del extracto en un agente excipiente o vehículo se realiza
con el objetivo de facilitar la absorción del principio activo en la piel y acelerar el efecto de
las propiedades agregadas del producto. Se evaluaron los surfactantes Tween 20 y Span 80
por su naturaleza no iónica, alta compatibilidad con los ingredientes, buena estabilidad
química y baja toxicidad (Mahdi et al., 2011). Además, las pruebas se realizaron con aceite
mineral y aceite de oliva como excipientes, dado que son compuestos altamente usados en
los productos cosméticos. A partir de los valores de HLB reportados para los agentes
excipientes, 10 para el aceite mineral y 7 para el aceite de oliva, se determinó los porcentajes
en peso de los surfactantes para que el sistema obtuviera un HLB cercano a los componentes
oleosos de la emulsión. De modo similar, se conoce el HLB para los surfactantes puros
Tween 20 y Span 80 con un valor de 16,7 y 4,3 respectivamente (Hauss, 2007; ICI Americas,
23
1984). Los porcentajes de cada surfactante para obtener un valor determinado de HBL se
obtuvieron a partir de la siguiente ecuación (ICI Americas, 1984):
%Tween = 100(HLB − 4,3)16,7 − 4,3 %Span = 100 −%TweenEn cada excipiente se evaluaron 4 valores de HLB, para el aceite mineral en un rango entre
8 y 12 y para el aceite de oliva entre 5 y 11. De esta forma, se define la proporción entre
principio activo y el aceite excipiente (11,1% y 88,8%), y se mantienen constantes los
porcentajes de aceite, agua y cantidad de emulsión. En la elaboración de la emulsión se usó
una cantidad fija de 30 g, una proporción de 20% de aceite (6 g) que incluye el excipiente y
el porcentaje de surfactante hallado según el valor HLB, la cantidad de principio activo y la
respectiva cantidad de agua para la totalidad de la emulsión. Cabe resaltar que dichas
consideraciones pertenecen a una emulsión de tipo O/W.
El análisis de cada muestra se realiza con pruebas de estabilidad en el Turbiscan y por medio
del factor TSI se determina la emulsión con mayor estabilidad y menor probabilidad de
separación de fases. Cada prueba tiene una duración de 30 minutos y se realiza a temperatura
de 25°C, asimismo se evalúa cualitativamente el estado de la emulsión para analizar la
separación de fases luego de diez minutos de la preparación.
3.5.4 Diseño experimental Box-Behnken de crema humectante yantioxidante
Factores como la homogeneidad y viscosidad de la fase continua también favorecen la
estabilidad de la emulsión. Por lo tanto, a partir de las condiciones determinadas para el
surfactante y excipiente en la formulación, el siguiente paso será evaluar el uso de un agente
estabilizante, el porcentaje de principio activo y la proporción de la fase continua. Por
24
consecuente, se realizó un diseño Box-Behnken para evaluar la formulación de la crema
humectante y antioxidante y así obtener propiedades sensoriales similares a la crema base a
partir de tres factores y utilizando los niveles que se presentan en la Tabla 1.
Tabla 1.Factores y niveles del diseño Box-Behnken para la formulación de la crema.
Factores (% w/w)* Alto Medio Bajo
Cantidad de estabilizante (Goma guar) con respectoal peso total
2 1,25 0,5
Relación de principio activo con respecto al peso total3 2 1
Relación de fase continua respecto al peso total0,78 0,74 0,7
*En relación con el peso total de la emulsión.
El diseño Box-Behnken es un tipo de diseño de superficie de respuesta que puede estimar
eficientemente los coeficientes de primer y segundo orden; sin embargo, no pueden incluir
corridas de un experimento factorial. Además, presenta tres niveles por cada factor
seleccionado donde el nivel medio es la combinación de los niveles extremos (Mugwagwa
& Chimphango, 2019). En primer lugar, se evaluó la goma guar como agente estabilizante
por ser un polímero natural no iónico muy útil en la industria cosmética, se caracteriza
principalmente por tener un amplio rango de resistencia al pH, buena estabilidad y naturaleza
no tóxica (G. Sharma et al., 2018). El nivel de este factor se definió según el rango de
aplicación recomendado entre 0,5% y 2% (Gualdrón Muñoz et al., 2017). En segundo lugar,
se evalúo la cantidad de principio activo, en este caso el extracto de SA y SC respecto al peso
total de la emulsión. En efecto, el nivel medio del factor de principio activo corresponde al
porcentaje evaluado en el HLB, de esta forma el diseño evalúa condiciones alrededor del
punto de estabilidad hallado previamente. De igual forma, se evalúo la relación de la fase
continua con respecto al peso total de la emulsión con el fin de hallar las proporciones que
otorgan propiedades de textura y homogeneidad similares a la crema base.
25
Consecuentemente, se estudió la relación entre estos factores y su contribución en la
modificación de las variables respuesta, específicamente, en los parámetros de textura,
estabilidad, tamaño de partícula y actividad antioxidante. Por lo tanto, por medio del diseño
experimental se halló el valor óptimo de cada factor y la combinación requerida para obtener
las propiedades deseadas y características semejantes a las estimadas en la crema base.
Finalmente, las propiedades antioxidantes de cada emulsión deben evaluarse para validar el
uso del extracto de los residuos como ingrediente activo cosmético. En este sentido, se
propone evaluar la capacidad antioxidante a partir de la eliminación de cationes radicales
con el ensayo ABTS, el cual se ha reportado previamente en la evaluación de emulsiones de
tipo O/W con extracto de pulpa de fruta (Censi et al., 2018).
4. RESULTADOS Y ANÁLISIS
4.1 Análisis composicional
4.1.1 Sólidos Totales
La cantidad de sólidos totales promedio por residuo de fruta se presentan en la Figura 2. En
general, todos los residuos presentan gran cantidad de material sólido disponible pues los
resultados muestran valores mayores al 90%. En primer lugar, los residuos de chontaduro
tienen una mayor cantidad de sólidos totales con 96,8%± 0,052 y 95,5%± 0,12 para cáscara
y semilla, respectivamente. De esta forma, los residuos de chontaduro tienen un porcentaje
de humedad inferior al 5%. De igual forma la semilla de açaí tiene un contenido de sólidos
de 94,8% ± 0,11 y una humedad de 5,2%. Sumado a esto, las mediciones experimentales y
resultados intermedios se encuentran en las Tabla 8 yTabla 9 (Anexo 1: Mediciones
experimentales del análisis composicional.).
26
Figura 2. Sólidos totales de los residuos de cáscara de chontaduro (CC), semilla de chontaduro (SC) y semilla de açaí(SA).
Estos resultados presentan un valor más alto que el 88,5% de sólidos totales y más bajo que
el 11,5% de humedad reportados por Silva en el estudio de tecnologías para la valorización
de los residuos de açaí (Maciel-Silva et al., 2019). Es posible que la variación se deba a las
diferentes especies de la palma de açaí, de las cuales se reportan diferencias en composición
fisicoquímica (Kang et al., 2012). Por otro lado, la cuantificación del contenido de humedad
no es precisa puesto que se altera fácilmente con la exposición de la muestra al ambiente y
según las condiciones de almacenamiento. En cuanto a la CC, el resultado de sólidos totales
es mayor al reportado con valor de 89,3% (Martínez-Girón et al., 2017a). Sin embargo, este
estudio presenta otras condiciones de pretratamiento para la obtención de la harina de CC,
que incluyen desinfección y percolación, por lo que pudo darse remoción de material sólido
de la muestra.
27
De acuerdo con los resultados obtenidos, los residuos en estudio tienen una alta
disponibilidad de materia orgánica y un contenido promedio de humedad bajo que prolonga
la vida útil de los residuos y facilita su implementación en posteriores procesos de extracción
y aprovechamiento. En general, la desviación estándar de las mediciones con valores entre
0,12 y 0,05 demuestran un buen desarrollo del protocolo experimental y garantiza la precisión
en los resultados.
4.1.2 Análisis composicional
En la Tabla 2 se presentan los principales compuestos en peso seco medidos en los residuos
de fruta de Bactris Gasipaes y Euterpe Oleracea, además de la sumatoria de masa
recomendada por el protocolo de NREL (Hames et al., 2008d). En la cuantificación de cada
compuesto y la suma total se presenta una desviación estándar menor al 4%, por lo cual se
garantiza rigurosidad en la experimentación desarrollada según los requerimientos del
protocolo (~5%).
Tabla 2. Análisis composicional de los residuos CC, SC y SA.
Componente CC SC SA
Cenizas 1,47 ± 0,037 2,19 ± 0,017 1,41 ± 0,016
Hemicelulosa 10,9 ± 1,3 25,6 ± 1,3 38,9 ± 1,8
Celulosa 45,1 ± 1,6 22,2 ± 0,49 28,7 ± 0,56
Lignina 1,76 ± 0,16 11,0 ± 0,52 14,4 ± 0,45
Proteína 4,75 ± 0,010 5,62 ± 0,010 5,25 ± 0,00
Pectina 2,49 ± 0,23 1,76 ± 0,19 3,89 ± 0,00
Extractivos 35,4 ± 0,12 32,5 ± 0,033 9,31 ± 0,074
Total 102± 3,5 101 ±2,5 102± 2,9
Con el fin de evaluar las desviaciones de los resultados experimentales, se realizó una
comparación con literatura a partir de los resultados de análisis composicional de CC, SC y
28
SA en diferentes investigaciones. En la Tabla 12 del Anexo 1: Mediciones experimentales
del análisis composicional. se tabulan los resultados comparativos de los reportes
encontrados para el análisis composicional de estos residuos.
De forma específica, el contenido de cenizas es bajo en todos los residuos evaluados, la CC
y SA presentan un contenido de ceniza similar con un 1,4%, mientras que la SC tiene un
2,19%. Estos resultados muestran un alto contenido de sólidos volátiles en la CC y SA, así
como una mayor presencia de minerales inorgánicos en la SC. En particular, para la CC se
reportó un valor de cenizas de 1,95% (Martínez-Girón et al., 2017a) y 1,49% (Oliveira et al.,
2006). Así mismo, para la SA se halló un valor similar de 1,18% (Maciel-Silva et al., 2019),
1,44% (Ferreira et al., 2016) y otro de 3,5% (Rocha de Oliveira, 2014). Según los estudios
en este tipo de residuos, esta diferencia con los datos reportados por Oliveira se explica por
la presencia de un alto contenido de sílice que señala la posible contaminación de tierra en
las muestras (Seye et al., 2003).
Asimismo, el contenido de proteína en las muestras de residuos es de 4,75%, 5,62% y 5,25%
para la CC, SC y SA respectivamente. En general, los tres residuos se encuentran sobre el
5%, siendo valores precisos entre ellos y muy bajos comparados con el contenido de proteína
en algas de entre 10% y 47% (Fleurence, 1999), cuyos residuos son comúnmente usados para
extracción de proteína por su alto contenido. De igual manera, se encontró valores superiores
en CC con 6,18% en el epicarpio y reportes de 5% y 4,23% en el mesocarpio, lo cual
concuerda con el bajo valor hallado y la reducida viabilidad de usarse como buena fuente de
proteína (Martínez-Girón et al., 2017a; Oliveira et al., 2006; Rojas-Garbanzo et al., 2012).
En comparación a las muestras de epicarpio de chontaduro analizadas en este estudio, se
encuentra que el porcentaje es menor dada la naturaleza de la muestra, que corresponde a una
29
mezcla homogénea de residuos de chontaduro recolectados en diferentes puestos de venta en
Bogotá. En consecuencia, aunque la cáscara o epicarpio del chontaduro presenta una
concentración mayor de proteína, no es la suficiente para ser la base de una harina panificable
de acuerdo con la NTC 267 (ICONTEC, 2006) que indica un requerimiento superior al 7%.
No obstante, existe la posibilidad de suplementar entre la CC y SC alguna harina tradicional
para cumplir con este requisito. Por otro lado, con respecto a la SA, se encontraron resultados
similares con un valor de 6,42% (Ferreira et al., 2016), 5,27% (Maciel-Silva et al., 2019) y
4,23% (Rocha de Oliveira, 2014). No obstante, su contenido es menor comparado con otros
materiales lignocelulósicos como el pedúnculo de trigo con 17,01% y algodón con 14,97%,
aunque con la misma proporción que la Jatropha curcas (piñón de tempate) con 4,9%
(Dündar et al., 2010; Jiang et al., 2013).
Por otra parte, respecto al contenido de carbohidratos total de los residuos (celulosa,
hemicelulosa, lignina y pectina), la SA presenta el mayor contenido con 85,9% ± 2,8%
seguido de CC 60,2% ± 3,3% y la SC 60,5% ± 2,5%. Ahora con respecto a literatura, se
encontró para los residuos de CC un valor de 62,81% (Martínez-Girón et al., 2017a) así como
83,8% (Rocha de Oliveira, 2014) y 90,4% para SA (Ferreira et al., 2016), por lo que se
evidencia la similitud de los resultados obtenidos en el trabajo.
Con respecto al contenido de hemicelulosa, la SA posee una cantidad elevada con 38,9%
frente a 25,6% y 10,9% que se encuentra en la SC y CC, respectivamente. En cuanto al
reporte de hemicelulosa, en literatura se encontró 25,9% (Maciel-Silva et al., 2019) y 18,2%
(Rocha de Oliveira, 2014) para SA. Por otra parte, para el chontaduro se reporta un contenido
de 11,8% en el mesocarpio del fruto, un resultado similar al presentado en el trabajo. Además,
un resultado lógico al considerar que la pulpa del chontaduro contiene una mayor cantidad
30
de azúcares y grasas. Conjuntamente para la celulosa, la SA presenta resultados de 28,7%,
mientras que la CC tiene un contenido de 45,1% y la SC de 22,3%. De forma paralela, en
literatura se encontró un alto contenido con respecto a la cuantificación realizada con 43,8%
y 45,3% de hemicelulosa para la SA (Maciel-Silva et al., 2019; Rocha de Oliveira, 2014).
Ahora bien, un aspecto importante a mencionar es que el análisis realizado en cromatografía
liquida para la cuantificación de estos polímeros vegetales se basó en los azúcares de xilosa,
glucosa y arabinosa en la SC y la SA, mientras que el reporte de Oliveira solo considera la
cuantificación de xilosa y glucosa en el residuo de SA. Consecuente a esto, la diferencia en
los valores de celulosa y hemicelulosa para la SA recae también en las diferencias de
composición entre especies del fruto de Brasil y Colombia. En vista de la cantidad de
azúcares presentes en este residuo, este ha sido de gran interés en el estudio de la producción
de etanol de segunda generación (Kim & Holtzapple, 2005). Por otra parte, con respecto a la
CC no se reportan artículos con cuantificaciones comparables.
Por otro lado, el contenido de pectina en los residuos de estudio son 2,49%, 1,76% y 3,89
para CC, SC, y SA, respectivamente. Estos porcentajes se consideran reducidos en
comparación con el rendimiento de pectina en materiales vegetales como cítricos, manzana
y maracuyá, cuyos valores están entre 15% y 30% (Carbarcas Henao et al., 2012). Por lo
tanto, no se recomiendan estrategias de recuperación de pectina, así como procesos de
fermentación. La curva de calibración experimental y la respectiva comparación con la
literatura se encuentra en el
31
Anexo 2: Curva de calibración de AGA para cuantificación de pectina.
Por otro lado, el contenido de extraíbles es de 35,4%, 32,5% y 9,03% para los residuos CC,
SC y SA, los cuales revelan el potencial de la fruta de chontaduro para extraer diferentes
productos fitoquímicos y motiva el estudio de estos. Este contenido de compuestos orgánicos
disponibles corresponde a grasas, resinas, colorantes, polifenoles, entre otros. Se encontró un
reporte de 7,71% (Maciel-Silva et al., 2019) y 9,5% (Rocha de Oliveira, 2014) de extraíbles
para la SA, siendo resultados similares a los obtenidos. En consecuencia, el contenido de
extraíbles garantiza un potencial de recuperación de compuestos bioactivos a partir de los
residuos en estudio. En ese orden, la composición de los residuos de fruta permite la
extracción de fitoquímicos, específicamente de compuestos fenólicos en la SA y un perfil de
ácidos grasos en los residuos de CC y SC (Pacheco-Palencia et al., 2008; Restrepo et al.,
2016). Estos compuestos son de gran aplicación en la industria alimentaria y cosmética,
puesto que proporcionan propiedades funcionales y nutricionales con beneficios a la salud.
Por lo tanto, estos resultados proporcionan evidencia del valor agregado que pueden aportar
los extractos de los residuos a diferentes productos de consumo diario.
Después, dado que el residuo de chontaduro fue recolectado de la fruta previamente cocinada,
el contenido de lignina es mínimo en la CC con 1,76%, mientras que en la semilla se
encuentra un valor de 11,03% y en el residuo de açaí un 15,20%. Esto concuerda con el
reporte del contenido de lignina en el mesocarpio del chontaduro con un porcentaje de 1,27%
a partir del proceso de cocción en un medio saturado de NaCl (Martínez-Girón et al., 2017a).
32
Adicionalmente, no se reporta análisis de cuantificación para estos residuos sin procesos de
cocción, esto se debe a que los residuos se hallan en mayor medida en lugares de consumo
con este tratamiento previo. Ahora, con respecto al açaí, se encuentra porcentajes de lignina
más altos con 22,9% y 20,4%. De acuerdo con Boussarsar, la lignina tiene un papel de
fortalecimiento del material lignocelulósico, influye en la suspensión del material y tiene
carácter hidrofóbico que facilita la hidratación del material (Boussarsar et al., 2009). En
consecuencia, esa diferencia no es significativa con respecto a los resultados obtenidos, sin
embargo, implica ligeras diferencias dentro de frutos de la misma especie Euterpe Oleracea.
Finalmente, el nivel de confiabilidad de los resultados obtenidos se evalúa con un valor de
desviación de alrededor de 5%, que cumple con el margen de error esperado para el protocolo
NREL. Por lo anterior, la cuantificación realizada describe adecuadamente la composición
de los residuos de frutos amazónicos SA, CC y SC. Adicionalmente, el análisis de la biomasa
en la fruta de chontaduro y açaí revela usos potenciales de los residuos en la producción
sostenible de productos energéticos, alimentos, fertilizantes y demás bioproductos.
Específicamente, los residuos analizados presentan un alto contenido de extraíbles a
diferencia de otros materiales lignocelulósicos convencionales o de interés comercial, por lo
cual, los residuos proporcionan una fuente alternativa de posibles aceites, ceras, resinas,
azúcares libres y compuestos antioxidantes. Por otra parte, estos residuos presentan un alto
contenido de polímeros como hemicelulosa y celulosa, lo cuales son aptos para la
degradación por procesos químicos, físicos o biológicos que permitan la obtención azúcares
y su posterior conversión a biocombustible u otras sustancias de valor agregado. No obstante,
previo a los procesos de fermentación debe realizarse la recuperación de compuestos
bioactivos a partir de métodos extractivos, esto con el fin de obtener compuestos de valor
33
agregado y facilitar la posterior extracción de los carbohidratos estructurales. De esta forma,
es posible aprovechar los residuos lignocelulósicos dentro de la industria alimenticia con el
uso de fibra insoluble, dado que los residuos con bajo contenido de lignina facilitan el
pretratamiento para su extracción, así como su aplicación en la industria cosmética, química
y textil (Montes & González, 2018). Con todo lo anterior, el perfil composicional de los
residuos justifica el segundo objetivo de este proyecto enfocado en la evaluación de los
métodos de recuperación de los compuestos bioactivos, así como la elección del método de
valorización propuesto para los residuos en estudio.
4.1.3 Análisis último
Con el objetivo de analizar el perfil de carbohidratos en los residuos se realizó un análisis
último de estos. Los resultados en base seca del análisis último se presentan en la ¡Error! La
autoreferencia al marcador no es válida.. Cabe mencionar que se considera necesario el
análisis elemental de la semilla de açaí para completar el análisis de esta sección.
Tabla 3. Análisis último de cáscara de chontaduro (CC), semilla de chontaduro (SC).
Componente (%) CC SC
Nitrógeno 0,93 0,75
Carbono 40,2 39,5
Azufre 0,31 0,21
Hidrógeno 6,05 6,25
Cenizas 1,47 2,19
Oxígeno 51,04 51,10
Total 100 100
Los residuos presentan mayor porcentaje de carbono y oxígeno al ser materia orgánica
vegetal, como se describió previamente tienen un alto contenido en carbohidratos de celulosa,
hemicelulosa y lignina. La composición de los residuos permite considerar aplicaciones en
34
procesos de biorrefinería como fuente de producción renovable, así como el uso de los
carbohidratos estructurales para la obtención de azúcares útiles en procesos de fermentación.
Estos resultados evidencian el anterior perfil composicional, no obstante, como paso previo
a estas alternativas se considera importante remover todos los compuestos bioactivos
valiosos en extraíbles para aprovechar toda la riqueza de los residuos de frutos amazónicos.
4.2 Extracción de fitoquímicos por lixiviación
En las Tabla 13, Tabla 14, Tabla 15 (Anexo 3: Mediciones experimentales de los tres
métodos de extracción por lixiviación.) se presentan los resultados de material extraído
promedio según las etapas de extracción, tipos de solvente y residuo. Además, de la Tabla
13 a la Tabla 29 se reúnen los resultados intermedios de cada corrida realizada de las
extracciones de lixiviación. Como se expone en los anexos los datos atípicos fueron
descartados para el análisis realizado en estos resultados debido a la manipulación de las
muestras, las partículas pequeñas y la alta volatilidad de los solventes, por tanto, los
resultados presentan una alta desviación.
Ahora, en la ¡Error! No se encuentra el origen de la referencia. se muestran los resultados
promedio de porcentaje de materia extraída para cada estrategia de extracción con respecto
al solvente utilizado y el tipo de muestra. En primer lugar, la cantidad de extraíbles según el
análisis composicional para CC, SC y SA fueron de 35,4%, 32,5% y 9.31%, respectivamente.
Consecuente a esto, la cáscara de chontaduro obtuvo los mayores resultados de rendimiento
en todos los tipos de extracción, lo cual es lógico de acuerdo con la cantidad de materia
35
disponible en el residuo. En contraste, la muestra de açaí obtuvo el porcentaje de extracción
más bajo de todos los residuos dado que la materia disponible era inferior a las demás.
En segundo lugar, a partir del análisis estadístico de los resultados (Anexo 4: Análisis
estadístico de l), se determinó que el etanol fue el mejor solvente para la extracción en etapa
única. No obstante, el hexano obtuvo un mejor resultado en la extracción inversa, mientras
el etanol tuvo un desempeño similar en extracción cruzada. Aunque el etanol presenta buenos
resultados en la extracción cruzada y extracción inversa, se presentan diferencias debido a
que el hexano permite una mayor saturación en la concentración del solvente. Además, se
observó que la relación 1 g:15 mL (muestra-solvente) maximiza el rendimiento obtenido
utilizando etanol. Por otro lado, de acuerdo con análisis estadístico (Figura 11), cuando se
compara el uso de los solventes con respecto al tipo de extracción no existe diferencia
significativa entre ellos. Por el contrario, el tipo de muestra si afecta el rendimiento de la
extracción realizada.
Por otro lado, para las muestras de SA y CC con etanol, un solvente polar maximizó su
rendimiento. En comparación con la SC que obtuvo mayor porcentaje extraído con el hexano,
un solvente de tipo apolar. Los resultados son congruentes con otros estudios que indican
poca eficiencia con el solvente de etanol, debido a la poca afinidad que tiene con moléculas
apolares como ceras y aceites de origen vegetal (Renard, 2018). Se evidenció una diferencia
en la afinidad de los solventes por el tipo de muestra evaluada, esto se debe a la naturaleza
de las sustancias presentes en los residuos de SA y CC, las cuales tuvieron mayor afinidad
con el etanol en el proceso de remoción y que se proponen estudiar en el análisis fitoquímico.
En tercer lugar, se estudió el efecto de los tipos de extracción para cada tipo de muestra y se
encontró que la extracción cruzada maximiza el rendimiento obtenido para todas las
36
muestras, usando para SA y CC el solvente de etanol y para SC el hexano (Figura 6¡Error!
No se encuentra el origen de la referencia.). Adicionalmente, para la semilla de açaí no
existe diferencia significativa con respecto a la extracción en etapa única y cruzada debido a
la baja disponibilidad de extraíbles. Igualmente, las muestras SC y CC mostraron diferencias
entre etapa única y cruzada, como se observa en la discrepancia de alturas en la gráfica,
puesto que el método de extracción cruzada realiza dos etapas de adsorción de los sustratos
disponibles aumentando el rendimiento de la extracción. Ahora, en todas las muestras las
extracciones en etapa única y etapa inversa no presentaron una diferencia mayor a 3% en los
resultados de rendimiento, esto reafirma lo anteriormente comentado con respecto a la
similitud que presentaron estos tipos de extracciones. Esto implica, que por resultados de
rendimiento de extracción no se recomendaría realizar una extracción inversa puesto que sólo
se recupera entre 2% y 3% más que la extracción única.
Por otro lado, se analizó en la segunda etapa de extracción cruzada (Tabla 25, Anexo 3:
Mediciones experimentales de los tres métodos de extracción por lixiviación.) que el aumento
de solvente de etanol favoreció la extracción puesto que se incrementó el doble de lo extraído
para SC y la mitad para CC. Por otro lado, la adición de hexano para la segunda etapa tuvo
un rendimiento menor respecto a la primera con una disminución de hasta 6,07% y 12,8%
para SC y CC, respectivamente. En consecuencia, se puede inferir que agregar una menor
cantidad de hexano permite una extracción más eficiente. Esto implica, que una gran cantidad
de extraíbles presentes en el material agregado en la segunda etapa no fueron recuperados.
37
Hexano Etanol
Extración única (EU)
Extración cruzada (EC)
Extración inversa (ECI)
Figura 3. Rendimiento según porcentaje de materia extraída a partir de los tipos de extracción, residuo y solvente.
En la ¡Error! No se encuentra el origen de la referencia. se presenta un compilado de los
resultados de la fracción de recuperación del material sólido con respecto al material de
extraíbles disponible para cada residuo y según el tipo de extracción y de solvente. En
primera instancia, se observó que la muestra CC obtuvo mayor fracción de recuperación que
las muestras de SC y SA (Figura 6, Anexo 4). Se evidenció que se recupera casi la totalidad
de los extraíbles presentes en SA, si bien el rendimiento de extracción es menor respecto a
los otros residuos debido a la fracción de extraíbles, el proceso de lixiviación fue eficiente.
No obstante, obtuvo una fracción de recuperación significativa y la cantidad de muestra que
se puede recolectar es mayor. Por ende, esta muestra presentó un desempeño ideal con
resultados de mayor rendimiento y fracción de recuperación posibles. Por otro lado, la SC
38
presenta una fracción de recuperación significativa sólo en extracción cruzada y un resultado
bajo con la extracción única e inversa.
En segunda instancia, la fracción de recuperación con etanol para las muestras SA y CC fue
bastante significativa con respecto a lo obtenido en las mismas con el otro tipo solvente; por
otro lado, el hexano maximizó la fracción de recuperación para la SC de acuerdo con el
análisis estadístico de los datos (Figura 12)¡Error! No se encuentra el origen de la
referencia.. No obstante, la CC tuvo una alta fracción de recuperación con ambos solventes
utilizados lo cual es consistente con los resultados de rendimientos. Esta diferencia se
presentó dada la afinidad hidrofóbica del hexano e hidrofílica del etanol, cuya propiedad
permite selectividad en la sustracción de determinados compuestos de interés. En literatura
se han realizado estudios de diferentes ácidos grasos que presenta la semilla de chontaduro,
es así como se ha encontrado en mayor proporción el ácido láurico, mirístico y oleico
(Hammond et al., 2016). De igual forma, para semilla de açaí se evidenció un perfil con
mayor concentración de ácido oleico, palmítico y linoleico (Okada et al., 2011). En
consecuencia, esto implica que las diferentes composiciones de ácidos grasos influyen en la
selectividad de los solventes para extraer los compuestos de los residuos.
En tercera instancia, se identificó que la extracción cruzada maximiza la fracción de
recuperación en las muestras, empleando etanol para SA y CC, y hexano con SC. Además,
este tipo de extracción tuvo el mayor rendimiento para las muestras evaluadas. Ahora,
comparando los resultados del rendimiento para la muestra de SA con etanol entre las
extracciones cruzada e inversa, se presentó una diferencia significativa entre estos dos
métodos, pues se encuentra un pico de 95,1% con respecto a un 84,7%, respectivamente. En
comparación, la SC obtiene una fracción de recuperación un 40% mayor en etapa cruzada
39
respecto a la etapa cruzada inversa a partir de hexano. Por otro lado, se analizó que dentro de
la extracción inversa se obtiene mejores resultados utilizando hexano, por lo cual, se propone
encontrar una relación muestra-solvente que incremente la fracción de recuperación en este
tipo de extracción y con el uso de este solvente.
Hexano Etanol
Extración única (EU)
Extración cruzada (EC)
Extración inversa (ECI)
Figura 4. Fracciones de recuperación según los tipos de extracción, solvente y tipo de muestra.
Por otro lado, en los reportes de investigación acerca de extracción de fitoquímicos con
métodos verdes y de menor impacto ambiental, se destaca el uso asistido de microondas y la
extracción supercrítica. No obstante, estos métodos tienen un mayor consumo energético por
40
condiciones de temperaturas mayores a 40°C y 1 atm, lo que a su vez se nivela con tiempos
de extracción de menores, en comparación con las condiciones evaluadas en el proyecto. A
pesar de que estás técnicas se han desarrollado más frecuentemente en la literatura científica,
aún se presentan retos en la obtención de resultados rentables para la aplicación a escala
industrial. Por lo mismo, la estrategia de extracción simple desarrollada en el proyecto es
conveniente para cubrir los alcances planteados y lograr un análisis y estimación del potencial
extractivo de los residuos que pueda ser usado en zonas productoras de chontaduro y açaí.
En cuanto a reportes de lixiviación, según Hidalgo, la extracción de polifenoles en la pulpa
de açaí se maximiza utilizando solventes diluidos en base de etanol en una concentración
entre 70%-80%, donde se empleó una condición de 58°C y un tiempo de extracción de 4
horas (Hidalgo & Almajano, 2017).
De acuerdo con los porcentajes de recuperación, la extracción con etapa cruzada permite
aprovechar un porcentaje máximo de la fracción de extraíbles disponibles en cada uno de los
residuos. Por otro lado, la extracción en etapa cruzada inversa es una alternativa eficiente
debido a que permite procesar mayor cantidad de residuo con una menor cantidad de solvente
y obtener fracciones de recuperación significativas. En este sentido, se recomienda estudiar
la cuantificación de fenoles y actividad antioxidante presente en los extractos de fase líquida
recuperada de los dos tipos de extracciones. Finalmente, con el objetivo de proponer un
método de valorización de residuos que disminuya el impacto ambiental, el hexano no se
recomienda como solvente de extracción, puesto que es un derivado del petróleo con altos
niveles de toxicidad para los ecosistemas acuáticos, por lo cual, es necesario evaluar otros
solventes no polares.
41
4.3 Caracterización cualitativa de fitoquímicos
La identificación de fitoquímicos se determinó a partir de un cambio de color o precipitación
en las muestras según la prueba evaluada. Por esto las observaciones experimentales se
clasificaron de acuerdo con la siguiente convención: (-) ausente, (+) baja o reducida y (++)
abundante. Aunque las pruebas se realizaron en extractos con diferente tipo de solvente, los
resultados no muestran esta distinción, pues en algunas pruebas ambos solventes fueron
consistentes en los cambios cualitativos esperados. A continuación, la Tabla 4 presenta los
resultados cualitativos para los tres residuos con un color asociado al efecto positivo
observado en las sustancias fitoquímicas evaluadas.
Tabla 4. Resultados de pruebas cualitativas de fitoquímicos.
Fitoquímicos SA SC CC
Flavonoides + - -Leucoantocianidinas ++ - -
Taninos ++ - -Saponinas - + +Alcaloides - + ++Esteroles - + ++
Naftoquinonas y Antroquinonas + - -Carotenoides - - ++
Los fitoquímicos que clasifican dentro de los compuestos fenólicos se identificaron
principalmente en la semilla de açaí. Los flavonoides y naftoquinonas mostraron
cualitativamente una presencia baja en la SA a partir de la coloración magenta y roja
respectivamente. Ahora bien, las leucoantocianidinas y los taninos se presentaron de forma
abundante en la SA, el primer grupo con un color carmesí y el segundo con un precipitado
color negro como se observa en la Imagen 2 y Imagen 3 de Anexo 5: Identificación cualitativa
de fitoquímicos. Los demás fitoquímicos que corresponden a compuestos de tipo terpenos,
nitrogenados y fitoesteroles fueron reconocidos en los residuos de CC y SC. Los compuestos
42
alcaloides, esteroles y carotenoides se evidenciaron de forma abundante en la muestra de CC,
así como las saponinas se presentaron en menor medida. En particular, los carotenoides se
identificaron con una coloración verde intensa y oscura (Imagen 8, Anexo 5: Identificación
cualitativa de fitoquímicos). Estos mismos compuestos a excepción de los carotenoides
fueron perceptibles en la semilla de chontaduro.
Estos fitoquímicos identificados hacen parte de la gama de compuestos bioactivos de fuentes
vegetales que constituyen sustancias beneficiosas para la salud y la prevención de
enfermedades (Chasquibol S et al., 2003). Con base en los tipos de fitoquímicos reconocidos
como abundantes y la fracción de extraíbles previamente cuantificada en los residuos, la
obtención de compuestos bioactivos se define como la estrategia de valorización con mayor
oportunidad de desarrollo. De hecho, los compuestos fenólicos y los carotenoides son las
sustancias de mayor interés, debido a que son los principales componentes del perfil
fitoquímico reportado en los estudios de composición para la pulpa de dichas frutas. De
acuerdo con Kang, los flavonoides son los principales polifenoles identificados en la pulpa
de açaí, entre ellos se encuentran los compuestos orientin, vitexina, luteolina y crisoerisol
(Kang et al., 2010). Asimismo, varios estudios relacionan el color de la cáscara de chontaduro
entre rojo- naranja-amarillo con su concentración total de carotenoides, especialmente de β-
caroteno y δ-caroteno (Jatunov et al., 2010). En ambos casos, los compuestos se asocian con
propiedades antiinflamatorias y una elevada capacidad antioxidante que brinda protección al
organismo contra enfermedades asociadas al estrés oxidativo como el cáncer (Jatunov et al.,
2010; Mortensen A et al., 1997; Schauss et al., 2006). Como se indicó en literatura, la
obtención de compuestos bioactivos de los residuos de fruta es una alternativa de
43
aprovechamiento que puede aportar en los campos médico, farmacéutico, cosmético y
alimenticio.
Por otro lado, la caracterización de estos compuestos bioactivos soporta los porcentajes de
materia extraída y fracción de recuperación, además es una prueba preliminar de la
efectividad de la recuperación de fitoquímicos y compuestos de interés a partir de la
extracción por lixiviación. Sumado a esto, se comprobó que la coloración inicial de los
extractos se debe a la presencia de sustancias de alto valor nutricional y funcional, en el caso
de SC y CC una coloración anaranjada por la presencia de ácidos grasos y carotenoides y en
la SA una tonalidad violeta muy oscura característica de las bayas con alto contenido de
compuestos fenólicos.
4.4 Cuantificación de fitoquímicos
4.4.1 Fenoles Totales
Se obtuvo una correlación lineal con buen ajuste (~ 0,99) en la curva de calibración de ácido
gálico para las concentraciones evaluadas. A partir de regresión lineal (Anexo 6: Fenoles
totales por Folin-Ciocalteau) se determinó la concentración de fenoles totales en cada una de
las muestras de residuo y posteriormente se realizaron correcciones respecto al factor de
dilución, los gramos de peso seco empleados en la extracción y la cantidad de sólidos totales
por muestra.
En la Tabla 5 se resume el contenido de fenoles totales promedio por residuo. El mayor
contenido de FT se encuentra en la semilla de açaí con 63,5 mg EAG/g RS. En cuanto a la
cáscara y semilla de chontaduro la concentración de FT es 30 y 10 veces menor respecto a la
semilla se açaí.
44
Tabla 5. Fenoles totales promedio en los residuos según Folin-Ciocalteau.
Muestra mg EAG/ g RSSC 6,50 ± 0,81CC 1,94 ± 0,050SA 63,5 ± 3,6
La cantidad de fenoles totales hallado en la semilla de açaí es mayor al reportado en pulpa de
açaí de especie colombiana. Según Garzón, el contenido de FT con el método de Folin-
Ciocalteau en la pulpa de açaí es de 47,8 mg EAG/g RS (Garzón et al., 2017). De igual forma,
la diferencia se incrementa respecto a los reportes de las especies de açaí brasileña, con una
concentración de fenoles en pulpa de 32,7 mg EAG/g RS (Rufino et al., 2010). Es decir, el
contenido de FT es aproximadamente 1,5 veces mayor en la semilla que en la pulpa, un
margen que puede atribuirse a una mayor la concentración de fitoquímicos como
antocianinas en el residuo. Esta diferencia es común en estudios de capacidad antioxidante y
fenoles totales en los subproductos (pulpa, cáscara y semilla) de frutas de especie colombiana
(Contreras-Calderón et al., 2011). En la Tabla 41 (Anexo 6: Fenoles totales por Folin-
Ciocalteau) se recopilan datos sobre la concentración de fenoles entre los subproductos de
frutas como arazá, zapote y algarroba, en los cuales se halla un contenido en la semilla desde
2 hasta 10 veces mayor respecto a la pulpa de fruta (Contreras-Calderón et al., 2011).
En este sentido, la CC en unidades de residuo fresco presentó un total de 185 mg EAG/100
g RF (1,94 mg EAG/ g RS), es decir, tiene un contenido fenólico mayor al reportado de 108
mg EAG/100 g RF (Contreras-Calderón et al., 2011). Los resultados de fenoles totales en
unidades de RF se calcularon a partir del porcentaje de humedad en la muestra y se presentan
en la Tabla 42 (Anexo 6: Fenoles totales por Folin-Ciocalteau). De forma paralela, la especie
de chontaduro cultivado en Costa Rica reporta para la cáscara contenidos de 0,65 mg EAG/g
RS, un valor inferior al hallado de 1,94 mg EAG/g RS (Martínez-Girón et al., 2017b).
45
Contrario a la SC, que muestra un contenido de 629 mg EAG/100g RF respecto a un valor
inferior de 61,2 mg EAG/100g RF informado previamente (Contreras-Calderón et al., 2011).
Estas diferencias se deben a la variación en el contenido de fenólico como consecuencia del
tratamiento previo del residuo, en este caso, las muestras tuvieron un proceso previo de
cocción y adición de sal, de ahí que se pueda generar la degradación o extracción de los
compuestos bioactivos de interés. También se reportan diferencias según la especie del fruto
en estudio, ya que puede cambiar la composición según la zona de recolección de la muestra
(Jatunov et al., 2010).
En comparación con una fruta rica en componentes bioactivos como la uva, la SA tiene un
contenido de FT 6 veces mayor, puesto que cuenta con 60 mg EAG/g RF respecto a 10 mg
EAG/g RF reportados en la semilla y cáscara de la variedad de uva Muscat Kyoho (Li et al.,
2019). De acuerdo con lo anterior, la composición de FT en la semilla de açaí es superior a
los demás residuos evaluados y a otros subproductos de frutas, por lo tanto, es una fuente
potencial de sustancias vegetales como flavonoides, en particular de antocianinas (Carvalho
et al., 2017). Dichos compuestos contribuyen a la eliminación de radicales libres y tienen la
capacidad de inhibir las enzimas causantes de inflamación, por lo cual, la valorización de los
extractos del residuo de SA es una alternativa para la recuperación de compuestos de valor
nutricional y funcional (Chasquibol S et al., 2003).
Finalmente, en el Anexo 8: Análisis estadístico de cuantificación de fenoles totales se
presenta el análisis estadístico para la medición de fenoles totales según el tipo de muestra.
De acuerdo con el ANOVA de modelo lineal, la recolección de datos se realizó de forma
aleatoria y los datos cumplen con una distribución normal y de varianza estable. De esta
46
forma, se determinó que la cantidad de fenoles totales es dependiente del tipo de muestra
evaluada y que los resultados tienen buena precisión.
4.4.2 Capacidad antioxidante
La actividad antioxidante de los residuos se determinó a partir de la curva de calibración delantioxidante de referencia Trolox, además, se consideró un factor de dilución por muestra ysu respectiva cantidad de sólidos totales (
Anexo 7: Actividad antioxidante mediante Trolox). En la Tabla 6 se muestra los resultados
promedios obtenidos para cada muestra en unidades de µmol equivalente de Trolox (ET) por
gramo de residuo seco.
Tabla 6. Actividad antioxidante promedio de los residuos según el ensayo ABTS+.
Muestra µmol Trolox/ g RSSC 52,0 ± 1,9CC No detectableSA 233 ± 0,39
La muestra de SA tiene una mayor captación de radicales libres y por tanto una mayor
actividad antioxidante con 233 µmol ET/g RS. Este resultado es alrededor de tres veces
mayor al reporte de capacidad antioxidante para la especie originaria de Pará, Brasil, en el
cual la SA cuenta con 88,5 µmol ET/g RS (Ferreira et al., 2016). Sin embargo, en este estudio
se consideran otras secciones como la piel o cáscara del fruto, cuya capacidad antioxidante
sumada a la semilla tiene un total de 134,4 µmol ET/g RS. Si bien, la piel del açaí solo forma
el 2% del fruto, estos reportes muestran que el subproducto presenta una capacidad
antioxidante significativa (Ferreira et al., 2016). La discrepancia en estudios bajo la misma
especie se debe a la diversidad de los perfiles fenólicos de la fruta en distintas zonas
47
geográficas de cultivo, tal y como ha señalado Garzón et al., la especie de açaí colombiano
tiene un perfil composicional diverso que proporciona una capacidad antioxidante más alta
respecto a la especie de Brasil (Garzón et al., 2017). De igual forma, la SA muestra una
diferencia significativa respecto a la cuantificación en la pulpa de açaí, en la cual especies de
Colombia y Brasil presentan 0,25 y 0,003 µmol ET/g RS respectivamente (Garzón et al.,
2017). Estos reportes también son consistentes en frutas colombianas como arazá, zapote y
algarrobo, en las cuales la capacidad antioxidante de la semilla es significativamente mayor
respecto a la pulpa (Tabla 43,
Anexo 7: Actividad antioxidante mediante Trolox). Cabe resaltar, que la propiedad evaluada
no está determinada por la suma de capacidades antioxidantes individuales de los
fitoquímicos, también varía de acuerdo al ambiente y la interacción con otras sustancias que
puede generar efectos de sinergia o inhibición (Kuskoski et al., 2005). De igual forma, las
condiciones ambientales de cultivo, tales como la intensidad de luz y la disponibilidad de
nutrientes en el suelo pueden alterar la composición fitoquímica y a su vez la actividad
antioxidante del residuo (Garzón et al., 2017). De acuerdo con esto, se puede deducir que la
semilla es el subproducto de açaí con mejor desempeño de la capacidad antioxidante y por
tanto mayor disponibilidad de propiedades funcionales para ser utilizadas en productos de
valor comercial.
Por otro lado, en la SC se halló una capacidad antioxidante cuatro veces menor a la SA (~52,0
µmol ET/g RS), mientras que en la CC no se logró cuantificar la propiedad. Este último
registra una capacidad antioxidante por debajo del rango estimado en la curva de calibración
y por tanto un contenido poco significativo. Es posible que no se haya podido detectar debido
48
a alteraciones en la composición del residuo, en específico, como consecuencia del
tratamiento previo a la recolección o por la preparación de la muestra durante la prueba. Por
lo mismo, se encuentran diferencias respecto a la cuantificación de Contreras en residuos de
especie colombiana, en la que la SC contiene 13,4 µmol ET/g RF respecto al valor hallado
en unidades de residuo fresco de 50,3 µmol ET/g RF (Tabla 42,
Anexo 7: Actividad antioxidante mediante Trolox). De igual forma, es posible que esta
propiedad funcional se haya alterado con el proceso de cocción, el cual puede retirar parte de
los compuestos o degradarlos, además, también varía según la composición fitoquímica, lo
que a su vez depende de la variedad de fruta en estudio y que cambia con la región geográfica
de recolección. Conjuntamente, Contreras et al. reporta para la CC 28,9 µmol ET/g RF como
el mayor contenido respecto a los demás subproductos de semilla y pulpa (Contreras-
Calderón et al., 2011).
Aunque la actividad antioxidante presenta una dependencia respecto al medio de reacción
del compuesto, los resultados señalan una correlación entre la actividad antioxidante y el
contenido de fenoles totales. Con resultados similares en estudios a base de uvas y vino, un
elevado contenido de fenoles totales como indicador de la composición fitoquímica de
antioxidantes, también señala una mayor eliminación de radicales libres (Franco-Bañuelos
et al., 2017; Paixão et al., 2007). Además del efecto antioxidante, estos compuestos volátiles
presentes en las frutas amazónicas tienen propiedades funcionales antimicrobianas,
analgésicas y antiinflamatorias (Avila-Sosa et al., 2019). En definitiva, la mejor estrategia de
aprovechamiento según la actividad antioxidante determinada en la semilla de açaí es la
extracción y recuperación de compuestos bioactivos, teniendo en cuenta su proporción
49
significativa dentro de la composición del residuo y las propiedades que pueden proporcionar
valor agregado a productos de cuidado y protección de la salud. Es importante resaltar, que
se recomienda la extracción de estos compuestos bioactivos como paso previo a los procesos
de aprovechamiento como hidrólisis o fermentación de los residuos, puesto que garantiza el
uso integral de las propiedades funcionales disponibles. De igual forma, como parte de
trabajo futuro es posible evaluar otras variedades del fruto de acuerdo con la región de
producción y establecer si se presentan o no diferencias significativas en su composición
fitoquímica.
En comparación con los resultados de rendimiento de extracción, se identifica una
correlación entre los porcentajes de materia extraída y la cuantificación de fitoquímicos. En
primer lugar, los residuos de CC y SC en la extracción en etapa inversa presentaron un mayor
porcentaje de materia extraída (28% y 21%) y fracción de recuperación (65% y 84%) con el
solvente de hexano. Puesto que la cuantificación de fitoquímicos se realizó en los extractos
de etanol, es posible que no se haya evaluado la totalidad disponible de compuestos de
interés. Según los reportes de literatura, la capacidad antioxidante en la fruta de chontaduro
se debe principalmente a su contenido de carotenoides, un compuesto afín en solventes como
hexano y ciclohexano, de esta forma se explica el resultado mínimo de capacidad
antioxidante en la SC y los rangos no cuantificables en CC (Jatunov et al., 2010; Rubio
Fernández et al., 2017). Por tanto, se propone estudiar la extracción de carotenoides con un
solvente afín, puesto que se espera que este compuesto incremente significativamente la
capacidad antioxidante del residuo. De acuerdo con la identificación cualitativa, los
compuestos fenólicos no son predominantes en los residuos de chontaduro, contrario a los
fitoesteroles y terpenos, por esta razón hay una baja presencia de fenoles totales en dichos
50
residuos. Por el contrario, fitoquímicos como flavonoides, leucoantocianidinas y taninos
están presentes en la SA según las pruebas colorimétricas, además estos son compuestos
fenólicos extraídos normalmente con etanol acidificado debido a su afinidad (Aliaño-
González et al., 2020). Lo anterior se evidencia con la elevada fracción de recuperación de
97% y un porcentaje de materia extraída de 9,1% en los extractos evaluados de extracción
inversa con etanol. En consecuencia, la cantidad de fenoles totales y la capacidad
antioxidante en la SA tiene valores significativos debido al aprovechamiento de la mayor
parte de su fracción de extraíbles disponible.
4.5 Formulación de crema humectante y antioxidante
En esta sección se presentan los avances experimentales de acuerdo con el tiempo disponible
de experimentación, así como la definición de la metodología experimental para desarrollar
la formulación del producto. En este sentido, se realizó la primera etapa de extracción de
aceite esencial hasta la fase de filtración.
4.5.1 Diseño de producto: crema humectante y antioxidante
A partir de la evaluación Benchmarking basada en el reporte de EMIS University, una base
de datos de investigación de mercados emergentes, L’Oreal es una de las empresas más
activas en la industria, tiene el mayor posicionamiento en el mercado y un amplio portafolio
de productos cosmecéuticos, lo anterior en consecuencia a una gran inversión en la obtención
de ingredientes naturales de mayor calidad (Global Cosmeceutical Market - Growth, Trends
and Forecasts (2019 - 2024), 2018b). Con base en lo anterior se tomó como producto modelo
la crema Revitalift Day Cream, con propiedades antiarrugas y reafirmante cuyo principio
activo es el Pro-retinol, un derivado de la vitamina A y reconocido ingrediente anti edad que
51
estimula la regeneración de la piel (Gil, 2019). A continuación, se presenta en la Tabla 7 el
listado de componentes y principales funciones de la crema modelo.
Tabla 7. Ingredientes de la crema base comercial REVITALIFT.
Componente Función Características/origen Referencia
Agua
SolventeEstabilidad de laemulsión, apariencia ytextura del producto.
Purificada y desionizada -
Ciclohexasiloxano
Silicona como fluidotransportador y agenteacondicionador.Sensación sedosa.
Compuesto ligero y volátil,es decir, no se absorbe en lapiel
(Johnson et al., 2011)
Glicerina
Humectante capaz demodular los canales deagua en la piel.OsmorregulaciónProtege contra irritación
Mantiene estadossaludables de lasmembranas celulares ylípidos intracelulares.Subproducto de hidrólisisde grasas y aceites.
(Becker et al., 2019; Draelos,2010)
Parafina líquida (Aceitemineral)
Emoliente e hidratanteOclusividad quepreviene deshidratación
Subproducto de larefinación del petróleo
-
Miristato de miristilo Emoliente cerosoTextura aterciopelada
Alto índice decomedogenicidadEsterificación de ácidomirístico y el alcoholmiristílico en presencia decatalizador ácido.
(“Final Report on the SafetyAssessment of MyristylMyristate and IsopropylMyristate”, 1982)
Butyrospermum Parkii(Manteca de Karité)
Humectante y emolienteSuaviza y protege la pielRica en antioxidantes
Se obtiene de las nueces deKarité con una extraccióncon hexano
-
Ácido esteárico EmolientePropiedad hidratante
Glicérido en grasasanimales y vegetales.
(“Final Report on the SafetyAssessment of Oleic Acid,Lauric Acid, Palmitic Acid,Myristic Acid, and StearicAcid”, 1987)
Ácido palmítico Emoliente yemulsionante
Hidrólisis yfraccionamiento del aceitede palma.aceite de sebo o aceite decoco.
(“Final Report on the SafetyAssessment of Oleic Acid,Lauric Acid, Palmitic Acid,Myristic Acid, and StearicAcid”, 1987)
Estearato de PEG-100,Estearato de PEG-20
Tensioactivo yemulsionanteEmoliente yacondicionador
-
(“Final Report on the SafetyAssessment of PEG-2, 6, 8,-12, 20, 32, 40, 50, 100, and150 Stearates”, 1983)
Cera albaEmoliente y espesanteConsistencia cremosa
Cera y lípidos cuticularesproducido por las abejasmelíferas
(“1 Final Report on the SafetyAssessment of Candelilla Wax,Carnauba Wax, Japan Wax,and Beeswax”, 1984)
Estearato de gliceriloEmoliente,emulsificante yestabilizante
Producto de esterificaciónde glicerol y ácido estérico
(“Final Report on the SafetyAssessment of Glyceryl
52
Regulador del índicetixotrópico y laviscosidad
Stearate and GlycerylStearate/SE”, 1982)
Alcohol estearílico
Emoliente yemulsionante auxiliarAgente antiespumante ytensioactivo
-
(“1 Final Report on the SafetyAssessment of Stearyl Alcohol,Oleyl Alcohol, and OctylDodecanol”, 1985)
Proteína de glicina sojaEmulsionanteAgente acondicionador
- (Burnett, 2015)
TrietanolaminaTensioactivoAjustador de pHAgente acondicionador
Concentración no mayor a5%
(Fiume et al., 2013)
IsohexadecanoSolventeEmoliente, generasensación de suavidad
Hidrocarburo DE cadenaramificada, derivado delpetróleo
(Johnson et al., 2012)
Saliciloil Fitosfingosina
Acondicionador de lapielMediadores deseñalización celularMinimiza signos deenvejecimiento
- (Farwick et al., 2007)
Drometizol trisiloxanoAgente protector solarAbsorción de rayos UV-B
Concentración máximaautorizada 6%
(Sarkar, 2015)
Alcohol fenetílico
Fragancia comocompuesto deenmascaramientoConservanteantimicrobiano
En cremas la concentraciónmáxima es de 0,2%
(“4 Final Report on the SafetyAssessment of PhenethylAlcohol”, 1990)
EDTA sódico Compuesto quelante
Combinado con cationesmetálicos formanestructuras de anillosolubles.
(“Final Report on the SafetyAssessment of EDTA, CalciumDisodium EDTA andTrisodium HEDTA”, 2002)
Proteína de sojahidrolizada
HumectanteAcondicionador
- (Scibisz et al., 2008)
AcetilTrifluorometilfenilValilglicina
Agente acondicionador -(National Center forBiotechnology Information,s/f)
Extracto de levaduraHumectanteAcondicionador
- (INCIDecoder, 2020)
Metoxicinamato deetilhexilo
Protector solar UV-BLongitud de onda deabsorción 280-320 nm
(Provost et al., 2006)
Polisorbato 80EmulsionanteTensioactivo
(Becker, 2015)
Copolímero de acrilatosde sodio
Agente de control deviscosidad y fijaciónOpacificador
En combinación con elisohexadecano ypolisorbato 80 ayuda a creartextura suave y flexible
(EWG Skin Deep, s/f)
Metacrilato de metilo Formadores de película
Microesferas termoplásticasque mejora sensación delproducto en la piel
(Becker et al., 2011)
Alcohol cetílicoEmolienteEstabilizador deemulsión
Previene secado y gritas enla piel
(“5 Final Report on the SafetyAssessment of CetearylAlcohol, Cetyl Alcohol,
53
Agente de acople yviscosidad
Isostearyl Alcohol, MyristylAlcohol, and BehenylAlcohol”, 1988)
Palmito de retinolPrevención ytratamiento delfotoenvejecimiento
Forma de almacenamientode vitamina AConcentración entre 0,1-1%Efectividad cuestionablepor el grado de oxidación
(“2”, 1987; Errico et al., 2012)
Metilparabeno ConservanteConcentración de hasta0,4%
(“Final Amended Report onthe Safety Assessment ofMethylparaben, Ethylparaben,Propylparaben,Isopropylparaben,Butylparaben as used inCosmetic Products”, 2008)
Deshidroacetato desodio
ConservanteConcentración de hasta 1%Acción principal contrahongos.
(“4 Final Report on the SafetyAssessment of SodiumDehydroacetate andDehydroacetic Acid”, 1985)
Digluconato declorhexidina
Efecto bactericidaConservante
-
(“Final Report on the SafetyAssessment ofChlorhexidine/ChlorhexidineDiacetate/ChlorhexidineDihydrochloride/ChlorhexidineDigluconate”, 1993)
ChlorphenesinConservanteActividad bactericida yfungicida
Concentración de hasta0,3%
(Johnson et al., 2014)
Etilparabeno ConservanteConcentración de hasta0,4%
(“Final Amended Report onthe Safety Assessment ofMethylparaben, Ethylparaben,Propylparaben,Isopropylparaben,Butylparaben as used inCosmetic Products”, 2008)
Linalool
Ingrediente de fraganciaPropiedadesantimicrobianas,antiinflamatorias yantioxidante
Destilado de aceites de palode rosa y otras plantas
(Kamatou & Viljoen, 2008;Politano et al., 2008)
Geraniol Ingrediente de fraganciaAl igual que Linalool seoxida con el aire y sevuelve alergénico
(Avonto et al., 2018)
Alfa-ionona Isometil Ingrediente de fragancia Potencial alergénico (Avonto et al., 2018)
Amino cinnamal Ingrediente de fraganciaAroma floral entre losalérgenos regulados porEuropa
(Avonto et al., 2018)
LimonenoFragancia y solventePropiedadesantimicrobianas
- (Erasto & Viljoen, 2008)
Citronelol, Butifenilmetilpropional,Salicilato de bencilo,Hexil cinamal
Ingredientes defragancia
- (Belsito et al., 2007)
Alcohol bencílico Conservante - (Johnson et al., 2017a)
54
Ingrediente de fraganciaControl de viscosidad
Benzoato de benciloIngrediente de fraganciaSolventeAntimicrobiano
- (Johnson et al., 2017b)
Fenoxietanol ConservanteConcentración inferior al1%
(“9 Final Report on the SafetyAssessment ofPhenoxyethanol”, 1990)
De acuerdo con los componentes de la crema modelo la emulsión a desarrollar es de tipo
O/W, la cual se característica por crear una textura más líquida y ligera en la piel. Según la
formulación comercial, los ingredientes más importantes constituyen solventes,
estabilizantes, agentes hidratantes, agentes funcionales, conservantes y fragancias. De
acuerdo con los objetivos planteados no se considera el uso de aromatizantes y conservantes,
puesto que la efectividad de la formulación de la crema se va a evaluar y comparar en
términos de la textura, estabilidad y tamaño de partícula con la crema base del mercado.
Además, se busca reducir el uso de productos alergénicos en la formulación y así mantener
un mínimo de compuestos clave para obtener las propiedades requeridas. Por lo tanto, los
componentes de la formulación serán el principio activo, un aceite facilitador para la
absorción del producto, agua como solvente principal, surfactante y emulsificante. El
principio activo estará compuesto por el extracto de semilla de açaí y semilla de chontaduro
en una relación 80:20. Esto se debe a la proporción de la actividad antioxidante hallada en
los extractos de cada uno de los residuos previamente. Por otro lado, el agente excipiente será
evaluado según el valor HLB (Sección 3.5.3) con aceite mineral y aceite de oliva, que
adicionalmente cualquiera de estos compuestos garantiza la propiedad hidratante del
producto debido a la función que desempeñan en la industria cosmética. Además, de acuerdo
con la definición del HLB y el diseño experimental se fijan las cantidades de surfactante
Tween 20 y Span 80, así como la goma guar para proporcionar mayor estabilidad a la
55
emulsión. Finalmente, según el diseño de producto las medidas de comparación entre la
crema modelo y la crema formulada son los parámetros de textura, estabilidad y tamaño de
partícula.
4.5.2 Formulación de la crema
La preparación de la emulsión debe tomar en cuenta la naturaleza de los componentes y el
tipo de emulsión requerida. De acuerdo con la emulsión O/W, la fase continua constituye el
agua y la fase dispersa los componentes oleosos. Inicialmente se prepara la fase continua con
una mayor proporción de agua, la cantidad correspondiente de Tween 20 y debido a su
afinidad polar, también se agregan el estabilizante y el extracto de polifenoles del residuo.
En el caso de la fase oleosa, deben mezclarse el aceite como agente excipiente y el surfactante
Span 80. Ahora bien, cada fase individual se homogeniza con un agitador magnético a 300
rpm durante 3 minutos. Posteriormente, la fase dispersa se incorpora a la fase continúa
usando una bomba peristáltica a 19 rpm y finalmente, la emulsión se mantiene en agitación
a 1000 rpm durante 15 minutos. Estas condiciones de preparación se emplean en cada una de
las muestras elaboradas para las pruebas de HLB y del diseño experimental Box-Behnken.
4.5.3 Evaluación de la eficacia antioxidante
De acuerdo con los fenoles totales identificados en la semilla de açaí, la principal
característica que pueden aportar los extractos de residuo al producto cosmético es la
capacidad antioxidante, la cual se resume en una serie de mecanismos para inhibir y prevenir
la generación de radicales libres y sus consecuencias adversas en la piel (Coronado H et al.,
2015). En este sentido, la evaluación de esta propiedad como variable de respuesta es
fundamental para determinar la eficacia de la estrategia de aprovechamiento de los residuos
56
de fruta en estudio. En la formulación de un producto cosmético se espera que los compuestos
activos cumplan sus funciones luego de la mezcla con los demás ingredientes de la emulsión.
En este caso, la composición de SA y SC proporcionan compuestos antioxidantes de los
cuales se busca una respuesta positiva al estrés oxidativo de la piel. Al igual que la
cuantificación en extractos, la actividad antioxidante en productos cosméticos como una
crema puede analizarse a partir del ensayo ABTS. Este método es práctico en la industria
cosmética ya que permite determinar antioxidantes tanto hidrofílicos como lipófilos a partir
de un catión reactivo para compuestos fenólicos, cuyo efecto se monitorea a partir del
espectrofotómetro (Ratz-Łyko et al., 2011). La metodología de implementación de la prueba
sigue las mismas condiciones de la sección 3.4.2, de esta forma se puede evaluar la variación
de la propiedad antioxidante en el extracto puro y en la interacción de los demás ingredientes
de la emulsión.
5. CONCLUSIONES
Con el objetivo de determinar una estrategia de aprovechamiento para los residuos en estudio,
se obtuvo el análisis composicional de SA, SC y CC a partir de los protocolos NREL. El
contenido de compuestos estructurales, en específico de celulosa y hemicelulosa son
abundantes en los residuos en estudio. El mayor contenido de carbohidratos se encontró en
la SA, en particular con una cantidad hasta tres veces mayor de hemicelulosa respecto a la
SC y CC. En el caso de la celulosa, se halló un contenido significativo en la CC con un valor
alrededor de dos veces mayor que en los otros dos residuos. Ahora bien, se obtuvo una
cantidad de extractivos valiosa para la obtención de compuestos orgánicos bioactivos
característicos de los residuos de fruta. En la CC y SC se obtuvo un porcentaje de extraíbles
57
mayor al 30%, mientras la SA reportó un 9%. Esto reveló un potencial de recuperación de
compuestos de interés industrial, que de acuerdo con la composición de las frutas son
principalmente compuestos fenólicos y ácidos grasos. Entre otros compuestos, el contenido
de proteína y pectina en los residuos no es significativo, por lo cual no se recomiendan como
fuente de recuperación de dichos compuestos. Se determinó el contenido de extraíbles como
una oportunidad de recuperación de compuestos bioactivos con propiedades funcionales y
nutricionales para proporcionar valor agregado en productos de consumo diario.
En consecuencia, se estudió la recuperación de la fracción de extraíbles con la extracción por
lixiviación a partir de etanol y hexano en tres variaciones del proceso y se hallaron los
rendimientos en términos del porcentaje de materia extraída y fracción de recuperación. En
la extracción en etapa única se maximizó el porcentaje de materia extraída con el solvente de
etanol. Además, en etapa cruzada ambos solventes tuvieron un rendimiento similar y en etapa
cruzada inversa el hexano permitió un mayor porcentaje de materia extraída. Se encontró que
el tipo de muestra tiene un efecto significativo en el rendimiento de extracción debido a la
naturaleza de los compuestos y su afinidad con el solvente empleado. Por lo tanto, la SA y
CC tuvieron un mayor porcentaje de materia extraída y fracción de recuperación a partir del
etanol, mientras que el hexano permitió un mejor rendimiento en la SC. En cada tipo de
residuo la extracción en etapa cruzada generó las fracciones de recuperación más elevadas a
partir de etanol para SA y CC y hexano para SC. Por otro lado, se propone evaluar el uso de
otros solventes no polares, dado que el hexano no se recomienda como solvente debido a su
impacto medioambiental. Adicionalmente, se encontró que la relación muestra-solvente
(1g:15mL) maximiza el rendimiento utilizando etanol como solvente; mientras que una
relación mayor en la muestra como 2g:15mL maximiza el rendimiento en hexano. En este
58
sentido, se determinó que la extracción por lixiviación es un buen primer método de
recuperación de valor agregado para los residuos analizados, teniendo en cuenta la extracción
de fitoquímicos como proceso previo a la recuperación de material lignocelulósico y fibra.
A partir de pruebas colorimétricas se identificaron en los extractos de etapa cruzada inversa
compuestos fenólicos en la SA como flavonoides y leucoantocianidinas. Asimismo, se
obtuvo un efecto positivo para carotenoides, esteroles y alcaloides en CC y en menor medida
saponinas, esteroles y alcaloides en la SC. De acuerdo con el método Folin-Ciocalteau, la
extracción en SA recuperó la mayor cantidad de fenoles totales con un valor de 63,5 mg
EAG/g RS, mientras que en los residuos de CC y SC se halló una concentración hasta 30
veces menor. En conjunto, la SA reportó una capacidad antioxidante de 233 µmol Trolox/ g
RS, una concentración mayor respecto a los residuos en estudio y a subproductos con gran
contenido fenólico como la uva. En los residuos de chontaduro la cantidad de fenoles y
capacidad antioxidante fue significativamente menor debido a la degradación o eliminación
de fitoquímicos generada por el proceso previo de cocción, lo cual permitió identificar
diferencias importantes respecto a informes previos. Por lo tanto, los extractos de SA y SC
como fuentes de compuestos fenólicos característicos por contribuir a la eliminación de
radicales libres se evaluaron en la formulación de un producto cosmético con valor funcional.
Se propuso una metodología experimental para diseñar una crema humectante y antioxidante
a partir del extracto de SA y SC como principio activo. Se seleccionó la crema comercial
Revitalift a partir de un estudio Benchmarking y se definieron pruebas de textura, estabilidad
y tamaño de gota para realizar una comparación de las propiedades deseadas en el producto.
Además, se propuso el desarrollo de un barrido hidrofílico-lipofílico para determinar la
proporción de surfactante Tween 20 y Span 80 en la emulsión, así como el excipiente a
59
utilizar. Finalmente, se propuso un diseño experimental Box Behnken a partir de los factores
de cantidad de estabilizante, principio activo y fase acuosa en relación con el peso total de la
emulsión. A partir de esto se busca determinar los valores y combinación de dichos factores
para obtener como variables de respuesta las propiedades físicas características de una crema
de interés comercial. Sumado a esto, se pretende evaluar la capacidad antioxidante a partir
de un ensayo ABTS como variable de respuesta del diseño experimental, puesto que
conforma la propiedad funcional de mayor interés para determinar la efectividad del
tratamiento de valorización de los residuos.
6. RECOMENDACIONES Y TRABAJO FUTURO
Con el fin de conocer las condiciones del material sólido en estudio y prever posibles
consecuencias en las pruebas experimentales, se recomienda medir los sólidos totales en las
muestras antes y después de su preparación. De esta manera se puede conocer la humedad de
recepción de la semilla, y que puede captar la muestra molida en almacenamiento. Por otro
lado, debe realizarse el análisis elemental del residuo de SA para confirmar el análisis
completo de su composición. Adicionalmente, es posible evaluar el perfil composicional del
residuo de cáscara de chontaduro sin un proceso previo de cocción, esto va a permitir
reconocer el nivel de afectación en la disponibilidad de compuestos de interés como
carbohidratos y la cantidad de extraíbles.
En el protocolo de extracción por lixiviación debe realizarse el proceso de filtración en
centrifugadora para reducir las pérdidas de muestra en los balones, así como usar envases de
vidrio para almacenar los extractos, esto permite tener un error homogéneo en los datos sin
importar el experimentador. Además, se plantea como trabajo futuro la evaluación del
rendimiento de extracción a partir de un diseño experimental usando solventes de diferente
60
afinidad no miscibles en determinado rango de concentraciones, con esto es posible reducir
la cantidad requerida de solvente.
Una alternativa para el estudio de disponibilidad de compuestos bioactivos en los residuos es
evaluar procesos de extracción asistidos, tales como el ultrasonido o la extracción con fluido
supercrítico. Si bien estos métodos tienen una mayor limitación para desarrollarse a gran
escala, permiten evaluar la posibilidad de obtener una mayor proporción de extraíbles y a su
vez determinar si su recuperación es significativa en el aporte del valor funcional al producto
final.
Respecto a la medición de fitoquímicos, es importante realizar una prueba de cuantificación
de carotenoides en los residuos de chontaduro, lo cual debe incluir el uso de un solvente
apolar que permita la mayor recuperación de dichos compuestos. Esto va a permitir obtener
una medida más precisa de la capacidad antioxidante en los residuos de esta fruta, dado que
los carotenoides se han reportado en investigaciones previas como su compuesto de mayor
fuente antioxidante. Ahora bien, se recomienda realizar la medición de fenoles totales y
capacidad antioxidante en los extractos de lixiviación en etapa cruzada para verificar y
comparar las mediciones con los resultados de rendimientos de extracción.
Por otro lado, se recomienda concluir la extracción del aceite esencial en los residuos de SA
y SC para su integración en el producto final, así como realizar una evaluación de capacidad
antioxidante en dicho extracto para posteriormente comparar el desempeño de la propiedad
funcional en la interacción con los demás compuestos de la emulsión.
A partir del barrido hidrofílico-lipofílico se debe revisar la posibilidad de acotar o ampliar
los puntos extremos del Box-Behnken, puesto que esta prueba va a determinar las
61
proporciones de los compuestos que resultan en una emulsión de buena estabilidad.
Adicionalmente, en caso de ampliar los alcances del diseño debe plantearse un nuevo
desarrollo experimental que incluya la evaluación de conservantes y su influencia en la
estabilidad de la emulsión. Finalmente, es posible evaluar estrategias innovadoras en la
integración de compuestos bioactivos para potenciar las propiedades del producto final. Este
es el caso de la microencapsulación, una técnica creciente en la industria cosmética que
permite aislar principios activos como vitaminas o aceites esenciales, esto con el fin de
controlar la liberación del compuesto y evitar su degradación o reacción no deseada con algún
otro ingrediente de la formulación.
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ANEXOS
Anexo 1: Mediciones experimentales del análisis composicional.
Tabla 8. Mediciones experimentales de los sólidos totales.
Muestra SA SC CC
Peso crisol (g)1 20,4064 20,4063 11,62712 21,4191 20,4644 12,16913 20,4648 21,4192 14,5449
Peso crisol conmuestra (g)
1 22,9047 22,9018 14,11932 23,9177 22,965 14,66563 22,9640 23,919 17,0494
Peso muestra (g)1 2,4983 2,4955 2,49222 2,4986 2,5006 2,49653 2,4992 2,4998 2,5045
Peso crisol ymuestra posterior al
horno (g)
1 22,7728 22,793 14,03812 23,7883 22,8524 14,58733 22,8376 23,8026 16,9701
83
Tabla 9. Cantidad de sólidos totales por réplica en los diferentes tipos de muestra.
Muestra % Sólidos Totales %Humedad% Sólidos Totales
promedio% Humedad
promedio
SA1 94,7204 5,280
94,828± 0,11 5,1720±0,112 94,8211 5,1793 94,9424 5,058
SC1 95,6402 4,3598
95,494 ± 0,12 4,5064 ±0,152 95,4971 4,50293 95,3436 4,6564
CC1 96,7418 3,2582
96,813± 0,052 3,1870 ±0,0632 96,8636 3,13643 96,8337 3,1663
Tabla 10. Resultados de la determinación de cenizas según el tipo de muestra.
MuestraPeso crisol y cenizas
(g)% Cenizas
% Cenizaspromedio
SA1 20,4400 1,4199
1,4138± 0,02072 21,4530 1,43093 20,4978 1,3908
SC1 20,4586 2,1947 2,1891 ± 0,01732 20,5171 2,20693 21,4709 2,1658
CC1 11,6613 1,4175
1,4680± 0,03702 12,2049 1,48123 14,5814 1,5054
Tabla 11. Resultados de la determinación de extractos según el tipo de muestra.
Muestra RéplicaPeso
muestra(g)
%OWD
Pesoextracto
(g)
%Extractivos
EtOH
% ExtractivosEtOH
promedio
%Extractivos
H2Ocorregido
% ExtractivosH2O
promedio
SA1 10 9,4828 0,375 3,9545
3.8213± 0,17054,0962
2 10 9,4828 0,3524 3,7162 4,0761 4,0833±0,00913 10 9,4828 0,3597 3,7932 4,0778
SC1 10,01 9,5589 2,9183 30,5296
32,8734± 5,483635,1250
2 10,02 9,5685 3,6007 37,6309 35,0361 35,0778±0,03653 10,01 9,5589 2,9116 30,4595 35,0722
CC1 10 9,6813 3,0914 31,9316
26,9578± 14,211028,8563
2 10,01 9,6910 1,3944 14,3886 28,7793 28,7525±0,13113 10 9,6813 3,3452 34,5532 28,6219
Tabla 12. Análisis composicional de CC, SC y SA de acuerdo con reportes de literatura.
ComponenteCC (Martínez-
Girón et al., 2017a)
CC (Oliveira et al.,
2006)
SA (Maciel-Silva
et al., 2019)
SA (Rocha de
Oliveira, 2014)
SA (Ferreira
et al., 2016)
84
Cenizas 1,95 ± 0,04 1,49 ± 0,06 1,18 ± 0,04 3,5 ± 0,1 1,44 ± 0,01
Hemicelulosa 11,86 ± 0,54 ---- 25,89 ± 1,79 18,2 ± 0,8 ----
Celulosa
Carbohidratos
Fibra dietaría
2,43 ± 0,22
62,81 ± 0,62
15,57± 0,61
----
83,81 ± 1,01
4,59 ± 0,22
43,81 ± 0,56
-----
-----
45,3 ± 1,3-----
-----
----
90,43 ± 0,62
-----
Lignina 1,28 ± 0,29 ---- 22,99 ± 0,45 20,37 ± 0,5 -----
Proteína 6,18 ± 0,17 4,23 ± 0,22 5,27 ± 0,00 4,3 ± 1,1 6,42 ± 0,04
Pectina ---- ---- ---- ---- ----
Extractivos
Lípidos
----
-----
----
5,88±0,11
7,71 ± 0,06
-----
9,5 ± 0,2
-----
-----
1,7± 0,01
Total 105,79 ± 3,47 100±1,62 106,85 ± 6,59 101,17 ± 4,0 99,99 ± 0,68
Anexo 2: Curva de calibración de AGA para cuantificación de pectina.
85
Figura 5. Curva de calibración de pectina Valderrama-Ortega y Figueroa.
Anexo 3: Mediciones experimentales de los tres métodos de extracción por lixiviación.
Tabla 13. Porcentaje de materia extraída por lixiviación en una etapa de extracción.
Solvente Muestra Materia extraída (%)
Etanol
SA 9,11,±0,0
SC 13,1±2,3
CC 29,9±0,64
Hexano
SA 3,01 ±1,3
SC 20,3 ± 3,2
CC 22,9±0,38
Tabla 14. Porcentaje de materia extraída por lixiviación con etapa cruzada.
Etapa Cruzada
Solvente Muestra Materia extraída (%)
Etanol
SA 12,4±0,83
SC 20,6 ±0,72
CC 33,7 ±0,88
HexanoSA 5,58 ± 0,47
SC 30,8 ± 0,0
y = 0,0048x + 0,0169
y = 0,0081x - 0,0139
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0 20 40 60 80 100
Abso
rban
cia (n
m)
Concentración (μg/mL)
Curva de calibración de pectina
Valderrama y Ortega
Figueroa
86
CC 30,2 ± 0,0
Tabla 15. Porcentaje de materia extraída por lixiviación en etapa cruzada invertida.
Etapa cruzada invertidaSolvente Muestra Materia extraída (%)
Etanol
SA 7,88± 1,4
SC 11,3 ±0,26
CC 23,4 ± 1,2
Hexano
SA 7,42 ± 1,1
SC 21,4 ± 5,2
CC 29,9 ± 3,5
Las mediciones que se encuentran en color rojo indica que se presentaron errores en la medición
gravimétrica lo que afectó el cálculo para el porcentaje de materia extraída. En las extracciones de
etapa única, los datos en verde fueron tomados de la etapa cruzada inversa, segunda etapa. Esto con
el objetivo de realizar el análisis estadístico puesto que son datos comparables. En las extracciones
cruzada y cruzada inversa, se realizó la suma de las dos partes de extracción para normalizar los datos
y tener resultados finales de rendimiento. Además, en las tablas de resultados promedios de extracción
existen datos en rojo que fueron descartados porque no eran congruentes con los extraíbles obtenidos
en el análisis composicional.
Extracciones en residuo de fruta açaí.
Tabla 16. Mediciones del material extraído en residuos de chontaduro en etapa única.
Etapa ÚnicaMuestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 8,0010 7,272 9,112 8,0013 7,181 10,263 8,0012 7,142 10,74
Hexano1 8,0013 7,687 3,932 8,0008 7,834 2,083 8,0013 1,918 76,03
87
Tabla 17. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la primera etapa de extracción cruzada.
Etapa cruzada Parte 1
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 8,0013 8,2756 -3,432 8,0004 7,9960 0,0553 8,0012 8,2402 -2,98
Hexano1 8,0010 7,9069 1,182 8,0140 7,9153 1,233 8,0004 7,8440 1,95
Tabla 18. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la segunda etapa de extracción cruzada.
Etapa cruzada Parte 2
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 8,276 7,079 14,452 7,996 6,946 13,133 8,240 7,001 15,04
Hexano1 7,907 7,528 4,802 7,915 7,593 4,073 7,844 12,910 -64,58
Tabla 19. Mediciones totales promedio del material extraído de la semilla de açaí en la extracción cruzada.
Etapa cruzada
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 7,867 7,079 9,512 7,601 6,946 8,183 7,833 7,001 10,09
Hexano1 8,001 7,528 5,922 8,014 7,593 5,253 8,000 12,910 -61,36
Tabla 20. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la primera etapa de extracción cruzada inversa.
Etapa cruzada invertida Parte 1
88
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 8,009 6,997 12,642 8,029 7,297 9,123 8,047 7,461 7,28
Hexano1 8,006 4,462 44,262 8,017 6,369 20,553 8,030 6,302 21,52
Tabla 21. Mediciones del material extraído de la semilla de açaí en la segunda etapa de extracción cruzada inversa.
Etapa cruzada invertida Parte 2
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 8,067 7,313 9,352 8,030 7,341 8,583 8,019 7,493 6,56
Hexano1 8,038 10,591 -31,772 8,007 8,329 -4,023 8,004 8,476 -5,89g
Tabla 22. Mediciones totales promedio del material extraído de la semilla de açaí en la extracción cruzada inversa.
Etapa cruzada invertida
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SA
Etanol1 16,076 14,309 10,99132 16,059 14,638 8,85043 16,066 14,953 6,9258
Hexano1 16,044 15,054 6,17012 16,024 14,698 8,27403 16,034 14,778 7,8357
89
Extracciones en residuo de fruta de chontaduro
Tabla 23. Mediciones de material extraído de residuos de chontaduro en una única etapa.
Etapa Única
Muestra Solvente NúmeroPeso inicial
(g)Peso final
(g)Materiaextraída
% Porcentaje deextracción
SC
Etanol1 8,066 6,957 1,109 13,74912 8,003 6,8 1,203 15,03193 8,094 7,245 0,849 10,4893
Hexano1 8,046 23,68162 8,088 19,85063 8,005 17,4049
CC
Etanol1 8,093 29,48652 8,004 29,58223 8,096 30,6389
Hexano1 8,012 6,15 1,862 23,24012 8,087 6,227 1,86 22,99993 8,054 6,242 1,812 22,4981
Tabla 24. Mediciones del material extraído de residuos de chontaduro en la primera etapa de extracción cruzada.
Muestra Solvente NúmeroPeso inicial
(g)Peso final
(g)Materiaextraída
% Porcentaje deextracción
SC
Etanol
1 8,0522 7,531 0,5212 6,4728%
2 8,0028 7,406 0,5968 7,4574%
3 - - -
Hexano1 8,0072 5,831 2,1762 27,1780%2 8,0053 5,611 2,3943 29,9089%3 - - -
CC
Etanol1 8,0063 6,221 1,7853 22,2987%2 8,0134 6,064 1,9494 24,3268%3 8,0215 6,016 2,0055 25,0016%
Hexano1 8,686 5,856 2,83 32,5812%2 8,745 6,259 2,486 28,4277%3 8,437 6,211 2,226 26,3838%
90
Tabla 25. Mediciones del material extraído de residuos de chontaduro en la segunda etapa de extracción cruzada.
Muestra Solvente NúmeroPeso inicial
(g)Peso final
(g)Materiaextraída
% Porcentaje deextracción
SC
Etanol1 7,531 6,437 1,094 14,526%
2 7,406 6,316 1,09 14,717%3 - - -
Hexano1 5,831 5,536 0,295 5,059%2 5,611 5,213 0,398 7,093%3 - - -
CC
Etanol1 6,221 5,389 0,832 13,374%2 6,064 5,26 0,804 13,256%3 6,016 5,293 0,723 12,018%
Hexano1 5,856 4,89 0,966 16,495%2 6,259 5,215 1,044 16,680%3 6,211 5,887 0,324 5,2166
Tabla 26. Mediciones promedio del material extraído de residuos de chontaduro en la de extracción cruzada.
Muestra Solvente NúmeroPeso inicial
(g)Peso final
(g)Materiaextraída
% Porcentaje deextracción
SC
Etanol1 8,0522 6,437 1,6152 20,05912 8,0028 6,316 1,6868 21,07763 - - - -
Hexano1 8,0072 5,536 2,4712 30,86222 8,0053 5,213 2,7923 34,88063 - - - -
CC
Etanol1 8,0063 5,389 2,6173 32,69052 8,0134 5,26 2,7534 34,35993 8,0215 5,293 2,7285 34,0148
Hexano1 8,686 4,89 3,796 43,70252 8,745 5,215 3,53 40,36593 8,437 5,887 2,55 30,2240
Tabla 27. Mediciones del material extraído en la primera etapa de la extracción cruzada invertida en residuos de chontaduro.
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SC
Etanol
1 8,010 6,863 14,317
2 8,025 6,880 14,274
3 8,094 6,933 14,348
Hexano1 8,007 3,784 52,748
2 8,028 5,599 30,258
91
3 8,019 6,572 18,051
CC
Etanol
1 8,043 5,671 29,487
2 8,019 5,647 29,582
3 8,061 5,591 30,639
Hexano
1 8,053 4,532 43,718
2 8,120 5,152 36,552
3 8,029 5,603 30,214
Tabla 28. Mediciones del material extraído en la segunda etapa de la extracción cruzada invertida en residuos de chontaduro.
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SC
Etanol
1 8,021 7,313 8,822
2 8,030 7,341 8,586
3 8,122 7,493 7,747
Hexano
1 8,044 6,139 23,682
2 8,021 6,429 19,851
3 8,014 6,620 17,405
CC
Etanol
1 8,210 6,613 19,452
2 8,018 6,852 14,546
3 8,592 7,110 17,252
Hexano
1 8,003 7,164 10,473
2 8,027 5,525 31,166
3 8,079 5,850 27,598
Tabla 29.Mediciones promedio del material extraído de la extracción cruzada invertida en residuos de chontaduro.
Muestra Solvente Réplica Peso inicial (g) Peso final (g) % Materia extraída
SC
Etanol
1 16,031 14,176 11,5679
2 16,055 14,220 11,2916
3 16,216 14,426 11,0416
Hexano
1 16,051 9,922 38,1813
2 16,049 12,028 25,0565
3 16,033 13,191 17,7280
CC
Etanol
1 16,253 12,284 24,4176
2 16,037 12,499 22,0646
3 16,653 12,701 23,7321
Hexano
1 16,056 11,697 27,1477
2 16,147 10,677 33,8744
3 16,108 11,453 28,9020
92
Tabla 30. Cálculo de fracción de recuperación de extracción única de las extracciones realizadas.
Muestra Solvente RéplicaFracción de
recuperaciónFracción de
recuperación promedio
SC
Etanol
1 42,30
40,27712 46,25
3 32,27
Hexano
1 72,87
62,49962 61,08
3 53,55
CC
Etanol
1 83,30
84,47052 83,57
3 86,55
Hexano
1 65,65
64,72522 64,97
3 63,55
SA
Etanol
1 97,85
97,85302 110,16
3 115,36
Hexano
1 42,22
32,29942 22,38
3 816,61
Tabla 31. Cálculo de fracción de recuperación de extracción cruzada de las extracciones realizadas.
Muestra Solvente RéplicaFracción de
recuperación
Fracción derecuperación
promedio
SC
Etanol
1 61,72
63,28732 64,85
3 0,00
Hexano1 94,96
94,96072 101,143 0,00
CC
Etanol
1 92,35
95,16512 97,06
3 96,09
Hexano
1 123,45
85,37862 114,033 85,38
SA Etanol1 102,18
95,05982 87,94
93
3 108,46
Hexano
1 63,55
59,99632 56,44
3 -659,14
Tabla 32. Cálculo de fracción de recuperación de extracción invertida de las extracciones realizadas.
Muestra Solvente RéplicaFracción de
recuperaciónFracción de
recuperación promedio
SC
Etanol
1 35,59
34,77042 34,74
3 33,97
Hexano
1 117,48
65,82242 77,10
3 54,55
CC
Etanol
1 68,98
66,11522 62,33
3 67,04
Hexano
1 76,6984,67442 95,69
3 81,64
SA
Etanol
1 118,06
84,72712 95,06
3 74,39
Hexano
1 66,27
79,77002 88,87
3 84,16
Anexo 4: Análisis estadístico de las mediciones de extracción por lixiviación.
Hipótesis de los factores:
H0 = El tipo de solvente, tipo de extracción y tipo de muestra no genera efectos significativos
sobre el porcentaje de extracción.
94
H1 = El tipo de solvente, tipo de extracción y tipo de muestra genera efectos significativos
sobre el porcentaje de extracción.
Se realizó un análisis estadístico para determinar la influencia de factores como el tipo de
extracción, tipo de muestra y tipo de solvente. Observando el análisis de varianza del diseño
factorial mixto/multinivel de 3 factores, donde dos tienes tres niveles y el tercero tiene dos
niveles, con 3 réplicas se concluye con un nivel de confianza de 95% que se recha la hipótesis
nula de las suposiciones, puesto que el P-value es menor a la significancia. Es decir, que el
tipo de muestra, el método utilizado, el tipo de solvente, y las interacciones dobles y triples
entre los factores afectan significativamente el porcentaje de extracción. Para el análisis de
La respuesta % extracción se realizó una transformación de Box-Cox con un valor de λ igual
a 0,548.
Tabla 33. Análisis de varianza para porcentaje de materia extraída.
Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor p
Modelo 17 63,9582 3,7622 65,91 0,000
Lineal 5 46,5201 9,3040 163,00 0,000
Tipo de muestra 2 44,8657 22,4329 393,00 0,000
Tipo de Extracción 2 2,6366 1,3183 23,09 0,000
Tipo de solvente 1 0,1124 0,1124 1,97 0,173
Interacciones de 2 términos 8 8,4813 1,0602 18,57 0,000
Tipo de muestra*Tipo de Extracción 4 1,7551 0,4388 7,69 0,000
Tipo de muestra*Tipo de solvente 2 5,3536 2,6768 46,89 0,000
Tipo de Extracción*Tipo de solvente 2 1,6284 0,8142 14,26 0,000
Interacciones de 3 términos 4 0,4184 0,1046 1,83 0,154
Tipo de muestra*Tipo de Extracción*Tipo desolvente
4 0,4184 0,1046 1,83 0,154
Error 25 1,4270 0,0571
Total 42 65,3852
Para el análisis de los datos de Fracción de recuperación se realizó una transformación
con λ igual a 0,15.
95
Tabla 34. Análisis de varianza para fracción de recuperación.
Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor p
Modelo 17 0,360880 0,021228 13,76 0,000
Lineal 5 0,108352 0,021670 14,05 0,000
Tipo de muestra 2 0,054451 0,027226 17,65 0,000
Tipo de Extracción 2 0,041807 0,020903 13,55 0,000
Tipo de solvente 1 0,001092 0,001092 0,71 0,408
Interacciones de 2 términos 8 0,195774 0,024472 15,87 0,000
Tipo de muestra*Tipo de Extracción 4 0,029802 0,007450 4,83 0,005
Tipo de muestra*Tipo de solvente 2 0,119299 0,059650 38,67 0,000
Tipo de Extracción*Tipo de solvente 2 0,047269 0,023635 15,32 0,000
Interacciones de 3 términos 4 0,016979 0,004245 2,75 0,051
Tipo de muestra*Tipo de Extracción*Tipo desolvente
4 0,016979 0,004245 2,75 0,051
Error 24 0,037017 0,001542
Total 41 0,397898
De igual forma se realizó un modelo estadístico obteniendo los siguientes resultados:
Tabla 35. Residuos del Modelo para porcentaje de materia extraída.
S R-cuad. R-cuad(ajustado)R-
cuad(pred)
0,238916 97,82% 96,33% *
Tabla 36. Residuos del Modelo para fracción de recuperación.
S R-cuad.R-cuad.
(ajustado)R-cuad.(pred)
0,0392733 90,70% 84,11% *
Del modelo, se realizó una predicción de porcentaje de extracción en función del Tipo de
muestra, tipo de extracción y tipo de solvente con un ajuste de 97,8% para porcentaje de
extracción y 90,70% para fracción de recuperación. No obstante, se puede realizar la
96
estimación completa con los coeficientes de las interacciones dobles y triples tabulados
en las Tabla 33Tabla 34 en ambas respuestas. Los modelos obtenidos se muestran a
continuación:
% Extracción =4,0996 + 0,2906 Tipo de Muestra_SC + 1,2107 Tipo de Muestra_SC - 1,5013
Tipo de Muestra_SA - 0,2509 Tipo de Extracción_EU + 0,3841 Tipo deExtracción_EC - 0,1332 Tipo de Extracción_ECI - 0,0543 Tipo de solvente_E
Fracción derecuperación = 1,88534 - 0,05005 Tipo de Muestra_SC + 0,04195 Tipo de Muestra_SC + 0,00810Tipo de Muestra_SA - 0,03989 Tipo de Extracción_EU + 0,04783 Tipo de
Extracción_EC - 0,00794 Tipo de Extracción_ECI + 0,00551 Tipo de solvente_E
A continuación mediante la gráfica de efectos principales se puedo evidenciar las medias de
datos de los múltiples factores. Los puntos de las gráficas son las medias de los datos sin
procesar de la variable de respuesta (porcentaje de extracto) en los diversos niveles de cada
factor, puntos unidos con una línea de tendencia de la media de los datos de respuesta. Donde
se evidenció que la cascara de chontaduro, la extracción cruzada fueron los niveles con mayor
porcentaje de extracción; además, los solventes utilizados presentan una capacidad similar
de extracción.
97
Figura 6. Gráfica de efectos principales para porcentaje de materia extraída.
Figura 7. Gráfica de efectos principales para fracción de recuperación.
Por otra parte, se analizó la gráfica de interacciones entre los tres factores principales: tipo
de muestra, tipo de extracción y tipo de solvente. En primer lugar, se observó el hexano fue
en la mayoría el mejor solvente para la semilla de chontaduro en los diferentes tipos de
extracción; por el contrario, el etanol lo fue para la semilla de açaí. Consecuentemente, los
98
resultados experimentales son congruentes con la literatura y la naturaleza de cada tipo de
solvente. Se esperaba unos resultados superiores con hexano puesto que es un solvente con
propiedades más afines al material orgánicos, con alcoholes y biocompuestos. En segundo
lugar, la forma de extracción cruzada permitió obtener valores más altos de extracción en
todas las muestras utilizando cualquier solvente. Finalmente, se evidenció un alto
rendimiento con la cascara de chontaduro en las extracciones realizadas con ambos solventes.
No obstante, como es un proceso en frío hay que analizar otras variables que podrían afectar
el rendimiento en la extracción como lo son la porosidad, el tamaño de partícula y la afinidad
con cada tipo de materia prima.
Al realizar el análisis estadístico de porcentaje de extracto se puede evidenciar el
cumplimiento de los supuestos según la gráfica de residuos del porcentaje de extracción
(¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.) y Fracción de recuperación ¡Error!
No se encuentra el origen de la referencia.. Inicialmente, se presentan las gráficas de
residuos de porcentaje de extracto, en la cual, en el supuesto de normalidad se cumple pues
al observar las gráficas del lado izquierdo se tiene que la mayoría de los datos se acercan a la
línea recta; además, el histograma presenta forma de campana gaussiana centrada en cero.
De igual forma, se comprueba la normalidad de los datos con la prueba de Anderson Darling,
donde la significancia es menor a la p-valor y por lo tanto se rechaza la hipótesis y se puede
concluir una confianza del 95% que los datos tienen un comportamiento normal (¡Error! No
se encuentra el origen de la referencia.). Por lo tanto se cumple que los datos se comportan
del forma normal. Adicionalmente, el supuesto de homocedasticidad o varianza constante
también se cumple porque al observar la gráfica superior derecha, puesto que no se presenta
un patrón definido. Finalmente, el supuesto de aleatoriedad de residuos se observa en la
99
gráfica inferior derecha ya que no presenta ningún patrón sino un comportamiento totalmente
aleatorio.
Figura 8. Gráfica de residuos para porcentaje de materia extraída.
Figura 9. Gráfica de residuos para fracción de recuperación.
100
Figura 10. Prueba de Anderson Darling para de porcentaje de materia extraída.
Además, en la siguiente gráfica se puede observar la gráfica de interacciones individual para
dos factores. Esta gráfica de interacciones es una gráfica de medias para cada nivel de un
factor. Existe interacción cuando la respuesta a un nivel de factor depende del nivel o los
niveles de otros factores. Las líneas paralelas en una gráfica de interacciones indican que no
existe interacción. Mientras más se alejen las líneas del estado paralelo, mayor será el grado
de interacción.
101
Figura 11. Gráfica Interacción para porcentaje de materia extraída.
Figura 12. Gráfica Interacción para fracción de recuperación.
Igualmente se realiza la prueba de Bartlett para demostrar la igualdad de las varianzas en
cada análisis estadístico. Se encontró que la significancia es menor al p-valor y por lo tanto
102
no hay suficiente información estadística para concluir que las varianzas son diferentes. En
cuanto a la fracción de recuperación, se encontró que la significancia es menor al p-valor y
por lo tanto no hay suficiente información estadística para concluir que las varianzas son
diferentes.
Figura 13. Prueba de Bartlett para porcentaje de materia extraída.
Figura 14. Prueba de Bartlett para fracción de recuperación.
103
Figura 15. Diagrama de Pareto de efectos estandardizados para porcentaje de materia extraída.
Figura 16. Diagrama de Pareto para fracción de recuperación.
104
Figura 17. Gráfica de optimización para porcentaje de materia extraída.
Figura 18. Gráfica de optimización para fracción de recuperación.
Las siguientes son pruebas de varianzas iguales considerando el valor de recuperación de
porcentajde de materia extraída vs cada factor. La varianza y la desviación estándar miden
la variabilidad del conjunto de datos. Si las varianzas son significativamente diferentes,
las desviaciones estándar también son significativamente diferentes, y viceversa.
ActAlto
BajoD: 0,9635Óptima
Predecir
d = 0,96353
Máximoy = 33,6845
% Extrac
E
H
EU
ECI
SC
SATipo de Tipo deTipo de
CC EC E
ActAlto
BajoD: 0,9457Óptima
Predecir
d = 0,94574
Máximoy = 97,850
Fracción
E
H
EU
ECI
SC
SATipo de Tipo deTipo de
SA EU E
105
Figura 19. Prueba de igualdad de varianzas: %Extracción vs tipo de extracción.
Figura 20. Prueba de igualdad de varianzas: %Extracción vs tipo de muestra.
Este comportamiento deja en evidencia que la semilla de açaí se comporta muy diferentes
bajo las extracciones con los solventes de etanol industrial y hexano.
106
Figura 21. Prueba de igualdad de varianzas: %Extracción vs tipo de solvente.
Figura 22. Igualdad de varianzas: fracción de recuperación vs tipo de muestra.
107
Figura 23. Igualdad de varianzas: fracción de recuperación vs tipo de extracción.
Figura 24. Igualdad de varianzas: fracción de recuperación vs tipo de solvente.
Adicionalmente, en las siguientes gráficas de intervalos de recuperación de extracto se puede
evidenciar el intervalo de confianza o barras de error para las variables. Es decir, se ilustra la
medida de tendencia central y la variabilidad de los datos.
108
Figura 25. Gráfica intervalos de tipo de extracción de porcentaje de extracto.
Figura 26. Gráfica intervalos de tipo de muestra de porcentaje de extracto.
109
Figura 27. Gráfica intervalos de tipo de solvente de porcentaje de extracto.
Figura 28. Gráfica intervalos según tipo de muestra en la fracción de recuperación.
110
Figura 29. Gráfica intervalos según tipo de extracción para la fracción de recuperación.
Figura 30. Gráfica intervalos de Tipo de solvente de fracción de recuperación.
111
Tabla 37. Tabla de coeficientes del modelo predictivo para % Extracción.
Término CoefEE delcoef.
Valor T Valor p FIV
Constante 4,0996 0,0387 105,94 0,000
Tipo de muestra
SC 0,2906 0,0531 5,47 0,000 1,32
CC 1,2107 0,0539 22,46 0,000 1,41
Tipo de Extracción
EU -0,2509 0,0547 -4,59 0,000 1,63
EC 0,3841 0,0571 6,73 0,000 1,58
Tipo de solvente
E -0,0543 0,0387 -1,40 0,173 1,13
Tipo de muestra*Tipo de Extracción
SC EU -0,0863 0,0733 -1,18 0,250 1,77
SC EC 0,3585 0,0785 4,57 0,000 1,94
CC EU 0,0680 0,0739 0,92 0,366 1,90
CC EC -0,0437 0,0824 -0,53 0,600 2,25
Tipo de muestra*Tipo de solvente
SC E -0,5011 0,0531 -9,44 0,000 1,32
CC E 0,1136 0,0539 2,11 0,045 1,41
Tipo de Extracción*Tipo de solvente
EU E 0,2371 0,0547 4,33 0,000 1,63
EC E 0,0078 0,0571 0,14 0,893 1,59
Tipo de muestra*Tipo de Extracción*Tipo de solvente
SC EU E -0,1267 0,0733 -1,73 0,096 1,79
SC EC E -0,0503 0,0785 -0,64 0,528 1,93
CC EU E 0,0444 0,0739 0,60 0,554 1,91
CC EC E 0,0860 0,0824 1,04 0,306 2,25
112
Tabla 38. Tabla de coeficientes del modelo predictivo para Fracción de recuperación.
Término CoefEE delcoef.
Valor T Valor p FIV
Constante 1,88534 0,00655 288,03 0,000
Tipo de muestra
SC -0,05005 0,00926 -5,41 0,000 1,44
CC 0,04195 0,00900 4,66 0,000 1,45
Tipo de Extracción
EU -0,03989 0,00913 -4,37 0,000 1,67
EC 0,04783 0,00988 4,84 0,000 1,67
Tipo de solvente
E 0,00551 0,00655 0,84 0,408 1,16
Tipo de muestra*Tipo de Extracción
SC EU 0,0025 0,0124 0,20 0,841 1,88
SC EC 0,0382 0,0143 2,67 0,013 2,25
CC EU 0,0199 0,0122 1,62 0,118 1,94
CC EC -0,0105 0,0139 -0,76 0,457 2,37
Tipo de muestra*Tipo de solvente
SC E -0,07281 0,00926 -7,87 0,000 1,42
CC E 0,00089 0,00900 0,10 0,922 1,45
Tipo de Extracción*Tipo de solvente
EU E 0,03985 0,00913 4,37 0,000 1,67
EC E 0,00233 0,00988 0,24 0,816 1,69
Tipo de muestra*Tipo de Extracción*Tipo de solvente
SC EU E -0,0322 0,0124 -2,59 0,016 1,90
SC EC E 0,0065 0,0143 0,45 0,655 2,25
CC EU E -0,0082 0,0122 -0,67 0,512 1,94
CC EC E 0,0074 0,0139 0,53 0,600 2,37
113
Anexo 5: Identificación cualitativa de fitoquímicos
Tabla 39. Pruebas colorimétricas en la identificación cualitativa de fitoquímicos.
Prueba Compuesto ReferenciaShinoda Flavonoides (Cs et al., 2014)
Ensayo Roseheim Leucoantocianidinas (Ardoino S.M et al., 2013)
Cloruro Férrico Taninos (M Amin Mir et al., 2016)
Espuma Saponinas (M Amin Mir et al., 2016)Reactivo Wagner Alcaloides (Cs et al., 2014)
Liebermann Burchard Esteroles (NATH, M. C et al., 1946)
Brontrager Naftoquinonas y Antroquinonas (Erum Iqbal et al., 2015)
Cloroformo y ácidosulfúrico
Carotenoides(Levine & Bien, 1934b; A. K. Sharma et al.,
2016)
114
Imagen 1. Prueba de FlavonoidesImagen 2. Prueba de Leucoantocianidinas.
Imagen 3. Prueba de Taninos.Imagen 4. Prueba de Naftoquinonas y antroquinonas.
115
Imagen 5. Prueba de Saponinas.Imagen 6. Prueba de Esteroles.
Imagen 7. Prueba de Alcaloides.Imagen 8. Prueba de Carotenoides.
116
Anexo 6: Fenoles totales por Folin-Ciocalteau
Figura 31. Curva de calibración de ácido gálico en la cuantificación de fenoles totales.
Cuantificación de ácido gálico partir de la regresión lineal:Ácido gálico = Absorbancia + 0,01180,0009Tabla 40. Fenoles totales en unidades de residuo fresco.
Muestra Humedad mg EAG/g RF mg EAG/100g RF
SC 0,032 6,30 630
CC 0,045 1,85 185
SA 0,052 60,3 6026
Tabla 41. Reporte de fenoles totales en subproductos de frutas colombianas (Contreras-Calderón et al., 2011).
Fenoles totalesmg EAG/ 100g RF
Semilla Cáscara Pulpa
Arazá 1624± 4,9 - 111± 3,6
Zapote costero 1660± 10,8 1488± 20,1 23,9± 0,09
y = 0,0009x - 0,0118R² = 0,999
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0 50 100 150 200 250 300
Abs
orba
ncia
Concentración de ácido gálico [mg/L]
Curva de calibración de ácido gálico
117
Granadilla gigante 106± 1,3 120± 1,6 70,7± 2,3
Algarroba 2013± 60,3 1712± 42 97,2± 2,6
Borojó 20,4± 2,2 61,5± 2,1 41,8± 1,5
Anexo 7: Actividad antioxidante mediante Trolox
Figura 32. Curva de calibración de Trolox para la actividad antioxidante.
Cuantificación de capacidad antioxidante partir de la regresión lineal:[Trolox] = −Absorbancia + 0,5910,0002
y = -0,0002x + 0,591R² = 0,9889
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0 200 400 600 800 1000 1200 1400 1600
Abs
orba
ncia
Concentración de Trolox [µM]]
Curva de calibración Trolox
118
(a) (b)Imagen 9. (a) Solución del radical ABTS+, (b) Solución ABTS+ diluida con 0,7 de absorbancia.
Tabla 42. Capacidad antioxidante en unidades de residuo fresco
Muestra Humedad mg EAG/ g RF mg EAG/ 100g RF
SC 0,032 50,35 5035
CC 0,045 - -
SA 0,052 220,9 22094
Tabla 43. Reporte de Capacidad antioxidante en subproductos de frutas colombianas (Contreras-Calderón et al., 2011).
µM Trolox/g RF Semilla Cáscara Pulpa
Arazá 440 ± 7,8 - 20,2 ± 2,4
Zapote costero 381 ± 4,4 377± 8,06 8,56 ± 0,07
Granadilla gigante 25,5 ± 1,70 20,3 ± 2,7 16,3 ± 1,4Algarroba 428 ± 9,4 428 ± 9,4 26,7± 1,9
Borojó 4,92 ± 0,16 14,6 ± 1,75 6,24 ± 0,86
Anexo 8: Análisis estadístico de cuantificación de fenoles totales
Las mediciones de fenoles totales se analizaron con un ANOVA de modelo lineal con el fin
de determinar la diferencia o semejanza entre las medias de los tipos de muestra evaluados.
Inicialmente se comprobaron los supuestos de normalidad, homocedasticidad, independencia
del error experimental y aleatoriedad (¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.).
La gráfica de probabilidad normal muestra que los residuos se acercan a la tendencia de la
119
línea recta, la mayoría de los datos se agrupan alrededor de la media de cero y también
presenta algún valor atípico. De acuerdo con la cantidad de datos disponibles no se cumple
con las directrices del tamaño de muestra, por lo cual es importante satisfacer el supuesto de
normalidad para que los resultados sean fiables. Con el fin de garantizar la distribución
normal y una varianza estable en los datos se realizó una transformación de Box-Cox. En la
¡Error! No se encuentra el origen de la referencia. se observa el intervalo de confianza de
95% para λ (-0,66 a 0,32), puesto que no incluye el valor de 1 se determina adecuada la
transformación. A partir del valor λ redondeado (λ=-0,1) se desarrolla el modelo lineal de los
resultados para fenoles totales. En primer lugar, se realizó una gráfica de probabilidad normal
en la cual se halló un valor p (0,064) mayor a la significancia (5%), por lo cual no es posible
concluir que las mediciones no siguen la distribución normal.
La grafica de residuos vs ajustes muestra que los datos se ubican aleatoriamente a ambos
lados del cero, además con base en la transformada de Box Cox se comprueba que los
residuos se distribuyen aleatoriamente y con varianza constante. Basándose en la normalidad
de los datos y con un mínimo de tres réplicas por nivel se usan los intervalos de confianza de
Bonferroni y se aplica la prueba de Bartlett. De acuerdo con el valor p (¡Error! No se
encuentra el origen de la referencia.) mayor a la significancia se cumple con el supuesto
de homocedasticidad y las diferencias entre las desviaciones estándar de los tipos de muestra
no son estadísticamente significativas. Ahora bien, la gráfica de residuos vs. orden muestra
la independencia de los datos puesto que no se presentan tendencias o patrones y se ubican
de forma aleatoria alrededor de la línea central.
120
Figura 33. Transformación Box Cox para mediciones de fenoles totales.
Figura 34. Gráfica de residuos para fenoles totales según transformación Box-Cox.
10-1-2-3
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Estimar -0,02LC inferior -0,66LC superior 0,32Valor redondo 0,00
(utilizando 95,0% confianza)λ
λ
Desv.Est.
LC inferior LC superior
Límite
Gráfica de Box-Cox de Fenoles totales
0,0100,0050,000-0,005-0,010
99
90
50
10
1
Residuo
Porcentaje
-0,7-0,8-0,9
0,010
0,005
0,000
-0,005
Valor ajustado
Residuo
0,0120,0080,0040,000-0,004-0,008
3
2
1
0
Residuo
Frecuencia
987654321
0,010
0,005
0,000
-0,005
Orden de observación
Residuo
Gráfica de probabilidad normal vs. ajustes
Histograma vs. orden
Gráficas de residuos para Fenoles totales
121
Figura 35. Gráfica de probabilidad normal de las mediciones de fenoles totales.
Figura 36. Prueba de Bartlett de igualdad de varianzas.
Del análisis de varianza (Tabla 44) para las mediciones transformadas es posible rechazar la
hipótesis nula según un valor p (0,00) inferior a la significancia. En este sentido, el tipo de
-0,4-0,5-0,6-0,7-0,8-0,9-1,0-1,1-1,2-1,3
99
9590
80706050403020
105
1
Media -0,8086Desv.Est. 0,1205N 9AD 0,639Valor p 0,064
Fenoles Transformada
Porcentaje
Gráfica de probabilidad de Fenoles TransformadaNormal - 95% de IC
SC
SA
CC
0,120,100,080,060,040,020,00
Valor p 0,188Prueba de Bartlett
Muestra
Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para Desv.Est.
Prueba de igualdad de varianzas: Fenoles Transformada vs. Muestra
122
muestra de residuo influye directamente en la cantidad de fenoles totales y por tanto las
diferencias entre las medias de tipos de muestra son estadísticamente significativas. Además,
se observa que la media de fenoles totales se debe en gran parte al tipo de muestra, esto se
confirmó con el valor de cuadrado medio de los tratamientos que es varias veces mayor que
la suma de cuadrado para el error.
Tabla 44. Análisis de varianza para respuesta transformada.
Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor p
Muestra 2 0,115929 0,057965 1440,60 0,000
Error 6 0,000241 0,000040
Total 8 0,116170
A continuación, la gráfica de intervalos presenta la media y el intervalo de confianza de cada
tipo de muestra. El residuo CC y SC tienen una media de fenoles totales relativamente
cercanas mientras que la muestra de SA tiene una media claramente mayor (~63,5).
Figura 37. Comparación de medias de fenoles totales por tipo de muestra.
SCSACC
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Muestra
Fenolestotales
Gráfica de intervalos de Fenoles totales95% IC para la media
Las desviaciones estándar individuales se utilizaron para calcular los intervalos.
123
En paralelo, a partir de la prueba de Tukey se evaluó la significancia estadística de las
diferencias en los intervalos de confianza de las medias de fenoles totales. Según la ¡Error!
No se encuentra el origen de la referencia. y Tabla 45 se concluyó que las medias de
fenoles totales entre los tres tipos de residuo son significativamente diferentes.
Figura 38. Comparación de medias de fenoles totales según prueba Tukey.
Tabla 45. Agrupación de información utilizando el método de Tukey y una confianza de 95%.
Muestra N Media Agrupación
SA 3 63,4644 A
SC 3 6,4683 B
CC 3 1,9394 C
Por otro lado, los estadísticos de bondad obtenidos verifican el buen ajuste del modelo a los
datos. El valor de R-cuadrado indica que el 99,7% de variabilidad de la media de fenoles
totales es explicada por el modelo. Asimismo, el R-cuadrado ajustado verifica que se
mantiene un buen ajuste del modelo en caso de añadir más predictores o datos al modelo.
SC - SA
SC - CC
SA - CC
7550250-25-50
Muestra
diferentes.Si un intervalo no contiene cero, las medias correspondientes son significativamente
ICs simultáneos de 95% de TukeyDiferencias para Fenoles totales
124
Tabla 46. Resumen del modelo para respuesta transformada.
S R-cuad. R-cuad (ajustado) R-cuad. (predicho)
0,0063432 99,79% 99,72% 99,53%
A continuación, se presenta la ecuación de regresión del modelo lineal de ANOVA para las
mediciones de fenoles totales, de igual forma en la tabla 32 se muestran los coeficientes del
modelo en los tres tipos de muestra
-Fenoles totales^-0,1 = -0,80864 - 0,12727 Muestra_CC + 0,14833 Muestra_SA - 0,02106 Muestra_SC
Tabla 47. Coeficientes para respuesta transformada.
Término Coef EE del coef. Valor T Valor p FIV
Constante -0,80864 0,00211 -382,44 0,000
Muestra
CC -0,12727 0,00299 -42,56 0,000 1,33
SA 0,14833 0,00299 49,61 0,000 1,33
Anexo 9: Análisis estadístico mediciones de capacidad antioxidante
De la misma forma, los resultados de capacidad antioxidante se analizaron con un ANOVA
de modelo lineal. Inicialmente se comprobaron los supuestos de normalidad,
homocedasticidad, independencia del error experimental y aleatoriedad (¡Error! No se
encuentra el origen de la referencia.). En este caso la cantidad de datos es muy baja puesto
que para CC no se obtuvo cuantificación, dado que los valores estaban por debajo al rango
evaluado en la curva de calibración. Por esta razón, se realizó una transformación de Box-
Cox para garantizar la distribución normal y una varianza estable en los datos. En la ¡Error!
No se encuentra el origen de la referencia. se observa el intervalo de confianza de 95%
125
para λ (1,32 a 2,91), puesto que no incluye el valor de 1 se determina adecuada la
transformación. A partir del valor λ redondeado (λ=2) se desarrolló el modelo lineal de los
datos recolectados. En primer lugar, la gráfica de residuos para la probabilidad normal
muestra que los datos siguen la tendencia de la línea recta y también presenta varios valores
atípicos. En este caso, no es posible verificarlo a partir de una gráfica de probabilidad normal
con valor de significancia (¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.) debido al
tamaño de la muestra evaluada, sin embargo, la transformación de Box-Cox y la
confirmación de los demás supuestos se usan como soporte para validar los resultados.
La grafica de residuos vs ajustes muestra que los datos se ubican aleatoriamente a ambos
lados del cero, además con base en la transformada de Box Cox se comprueba que los
residuos se distribuyen aleatoriamente y con varianza constante. Basándose en la normalidad
de los datos y con un mínimo de tres réplicas por nivel se usan los intervalos de confianza de
Bonferroni y se aplica la prueba F de acuerdo con el número de datos disponibles. De acuerdo
con el valor p (0,892) mayor a la significancia se cumple con el supuesto de
homocedasticidad y las diferencias entre las desviaciones estándar de los tipos de muestra no
son estadísticamente significativas (¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.).
Ahora bien, la gráfica de residuos vs. orden evidencia la independencia y aleatoriedad de los
datos puesto que no se presentan tendencias o patrones.
126
Figura 39. Transformada de Box Cox para mediciones de capacidad antioxidante.
Figura 40. Residuos para supuestos del modelo de capacidad antioxidante.
543210-1-2
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Estimar 2,08LC inferior 1,27LC superior 2,83Valor redondo 2,00
(utilizando 95,0% confianza)λ
λ
Desv.Est.
LC inferior LC superior
Límite
Gráfica de Box-Cox de CA
5002500-250-500
99
90
50
10
1
Residuo
Porcentaje
600004500030000150000
200
100
0
-100
-200
Valor ajustado
Residuo
2001000-100-200
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
Residuo
Frecuencia
654321
200
100
0
-100
-200
Orden de observación
Residuo
Gráfica de probabilidad normal vs. ajustes
Histograma vs. orden
Gráficas de residuos para CA
127
Figura 41. Gráfica de probabilidad con prueba de Anderson Darling para capacidad antioxidante.
Figura 42. Prueba de igualdad de varianzas en mediciones de capacidad antioxidante.
A partir del análisis de varianza (Tabla 48) para las mediciones transformadas es posible
rechazar la hipótesis nula según un valor p (0,00) inferior a la significancia. Por lo tanto, la
capacidad antioxidante es dependiente del tipo de residuo y las diferencias entre las medias
25002000150010005000-500-1000-1500
99
9590
80706050403020
105
1
Media 457,5Desv.Est. 448,9N 6AD 0,910Valor p 0,008
CP Transformada
Porcentaje
Gráfica de probabilidad de CP TransformadaNormal - 95% de IC
SC
SA
2000150010005000
Valor p 0,892Prueba F
Muestra
Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para Desv.Est.
Prueba de igualdad de varianzas: CA Transformada vs. Muestra
128
de tipos de muestra son estadísticamente significativas. Además, el valor de cuadrado medio
de los tratamientos que es varias veces mayor que la suma de cuadrado para el error, lo que
indica que el error experimental no influye significativamente en las mediciones.
Tabla 48. Análisis de varianza para respuesta transformada.
Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor p
Muestra 1 3990277853 3990277853 104712,57 0,000
Error 4 152428 38107
Total 5 3990430281
A continuación, la gráfica de intervalos presenta la media y el intervalo de confianza de cada
tipo de muestra. El residuo de SA tiene una media significativamente mayor, alrededor de 7
veces más grande respecto a SC.
Figura 43. Comparación de medias de capacidad antioxidante por tipo de muestra.
En paralelo, a partir de la prueba de Tukey determinó que las medias de capacidad
antioxidante entre los dos tipos de residuo son significativamente diferentes.
SCSA
250
200
150
100
50
Muestra
CA
Gráfica de intervalos de CA95% IC para la media
Las desviaciones estándar individuales se utilizaron para calcular los intervalos.
129
Tabla 49. Agrupación de información utilizando el método de Tukey.
Figura 44. Prueba de comparación de medias por Tukey para capacidad antioxidante.
Por otro lado, los estadísticos de bondad obtenidos verifican el buen ajuste del modelo a los
datos. El valor de R-cuadrado indica que el 100% de variabilidad de la media de capacidad
antioxidante es explicada por el modelo. Asimismo, el R-cuadrado ajustado (100%) verifica
que se mantiene un buen ajuste del modelo en caso de añadir más predictores o datos al
modelo.
Tabla 50. Resumen del modelo para respuesta transformada.
S R-cuad. R-cuad (ajustado) R-cuad. (predicho)
0-50-100-150-200
Muestra
diferentes.Si un intervalo no contiene cero, las medias correspondientes son significativamente
ICs simultáneos de 95% de TukeyDiferencias para CA
Muestra N Media Agrupación
SA 3 232,991 A
SC 3 52,036 B
130
3,29826 100,00% 100,00% 99,99%
A continuación, se presenta la ecuación de regresión del modelo lineal de ANOVA para las
mediciones de capacidad antioxidante, de igual forma en la tabla 36 se muestran los
coeficientes del modelo en los dos tipos de muestra
Capacidad antioxidante^2 = 28496,2 + 25788,5 Muestra_SA - 25788,5 Muestra_SC
Tabla 51. Coeficientes para respuesta transformada.
Término Coef EE del coef. Valor T Valor p FIV
Constante 28496,2 79,7 357,57 0,000
Muestra
SA 25788,5 79,7 323,59 0,000 1,00
Anexo 10: Extracción de aceite esencial
(a) (b)
131
(c) (d)Imagen 10. (a) Extracto líquido de etapa I de SA, (b) y (c) Extracto líquido de etapa I de SC, (d) Fase sólida de
extracción recuperada de la etapa I.
Anexo 11: Evidencia de la experimentación desarrollada
Recolección y tratamiento de residuos
(a)
(b)
(b) (d)
Imagen 11. (a) Ramillete de Chontaduro, (b) Diferentes colores en la cáscara de chontaduro, (c) y (d) Proceso de secadode Semilla de Chontaduro y açaí.
132
(a) (b)
(c) (d)
Imagen 12. (a) y (b) Residuos de cascara y semilla de Chontaduro recolectados en el centro de Bogotá a vendedores dechontaduro, (c) y (d) son los residuos después del proceso de secado y molienda.
133
Inicio de Análisis Composicional
(a)(b)
(c)
(d)
(e) (f)
(g)(h)
134
Imagen 13. (a) Prueba de cenizas para semilla y cascara de chontaduro, (b) Extraíbles de Cascara y semilla de Chontaduroutilizando solventes: agua destilada y Etanol industrial, (c), (d), (e), (f), (g) y (h) Aceite recuperado de Extraíbles deCascara y semilla de Chontaduro y semilla de açaí utilizando solventes: agua destilada y Etanol industrial.
Pectina
(a) (b)
Imagen 14. (a) Muestras antes de la medición de pectina por espectrofotometría, (b) Muestras preparadas para cuantificarpectina y muestras con ácido sulfúrico.
Lignina
Imagen 15. Procedimiento de Lignina, crucibles.
135
Extraíbles por lixiviación
(a)(b)
(c)
Imagen 16. (a) y (b) Proceso de Extracción sólido-líquido (Lixiviación) de semilla de Chontaduro/ semilla de Açaí y
cascara de Chontaduro utilizando solventes: Etanol industrial y Hexano, (c) Extracciones por lixiviación de
semilla de açaí, cascara y semilla de chontaduro respectivamente.
136
Cuantificación de fitoquímicos
Imagen 17. Muestras de extractos por cuantificar fitoquímicos.
Equipos
(a) (b)
Imagen 18. (a) y (b) Hornos de convección para el proceso de secado, (c) Cromatógrafo líquido de alta precisión(HPLC).
