SOSTANZE GRASSE - Innovhub SSI

SOSTANZE GRASSERISG

LA RIVISTA ITALIANA DELLE

Autorizzazione del Tribunale di Milano 28.9.1948, N. 591 PUBBLICITÀ INFERIORE al 70%

DIREZIONE E REDAZIONE:Via Giuseppe Colombo, 79 – 20133 Milano – Tel. 02.7064971 – Fax 02.23.63.953E–mail: [email protected] – internet: www.ssog.it

Abbonamenti 2010: annuo Italia € 100 – annuo estero € 200Numero separato € 30 – Numero arretrato € 40Questa rivista Le è stata inviata tramite abbonamento: l’indirizzo sarà utilizzato, oltre che per l’invio della rivista stessa, anche perl’inoltro di proposte di abbonamento o promozioni commerciali.Ai sensi della legge 675/96 è nel suo diritto richiedere la cessazione dell’invio e/o l’aggiornamento dei dati in nostro possesso.

Sommario

M. Del Carlo, L. Cerretani, 3 Evoluzione della composizione in pigmenti di oli

A. Bendini, A. Cichelli, vergini di oliva sottoposti al processo di frittura

D. Compagnone

A.M. Giuffrè, A. Piscopo, 14 The effects of harvesting on phenolic compounds and fatty

V. Sicari, M. Poiana acids content in virgin olive oil (cv Roggianella)

M. Zanetic’ , D. Strucelj, 24 Chemical composition of Dalmatian virgin olive oils from

S. Perica, D. Rade, D. Skevin, autochtonous olive cultivars Oblica, Lastovka and Levantinka

A. Serraiocco, N. Simone

A. Gasparoli, S. Tagliabue, 34 Caratterizzazione dell’olio di jojoba utilizzato nel settore

C. Mariani cosmetico: sua composizione in esteri

P. Fusari, S. Venturini, 53 Gliceroltrieptanoato in sottoprodotti di origine animale.

P. Rovellini Determinazione HPLC-MS/MS

Attibayéba, L. Ngantsoué, 58 Variation des lipides dans les amandes au cours de la

D. Massamba, B. Makoundou* croissance et la maturation des fruits de Grewia

coriacea Mast. (Tiliaceae)

Attività Commissione Tecnica 63 Sottocommissione Grassi Vegetali ed Animali: Burro.

Caratteristiche e metodi di analisi

66 Congressi

Consiglio di Amministrazione

della Stazione Sperimentale Oli e Grassi

Presidente: A. Zoncada

Vice Presidente: C. Ranzani

Membri: A. Argentieri, E. Benelli, A. Firemi, A. Fonda,

A. Lavagnini, A. Manoukian, G. Mennea, A.M. Menotti,

F. Murizzi, G. Nahmias, G. Pecci, G. Riva, U. Sardelli

Collegio dei Revisori

Presidente: I. Russo

Membri: G. Magliacane, A.M. Malandrino

Commissione tecnica per le industrie degli oli

vegetali, grassi vegetali ed animali, delle proteine

vegetali, degli oli minerali, dei colori e vernici, dei

detergenti e tensioattivi, dei prodotti cosmetici e di

igiene personale

Presidente: M. Surdi

Membri: F. Apruzzese, D. Attard–Barbini, B. Barolo,

M. Bernardini, A. M. Cane, D. Capitani, G. Carelli,

G. Carletti, M. Carli, V. Casagrande, G. Ceresa, A. Ceriotti,

A. Collalto, L. Conte, G. D'Agostinis, P. G. Dalzero,

G. De Felici, M. Delise, G. Di Masi, A. Diblasi, G. Donati,

F. Fabietti, P. F. Ferrari, V. Ferrentino, G. Frediani, E. Fuochi,

M. Fusari, L. Gagliardi, R. Gorni, C. Gozzi, D. Grieco,

G. Lercker, F. Lucchi, S. Marazzi, L. Marchesi, F. Marconi,

A. Masci, A. Mattei, D. Misiti, D. Monteleone, L. Novità,

M. Patumi, R. Pedriali, R. Perrone, S. Petriglieri,

P. Pistolese, A. Polito, S. Puliga, M. Renna, A. Rizzi,

P. Salvatori, G. Scarantino, A. Serani, S. Serra, L. Sisti,

F. Stanga, A. Teruggi, M. Zanardo

Segretario: S. Tagliabue coadiuvato da M.G. Fedrigucci

e–mail: [email protected]

EDITORE, ABBONAMENTI, PUBBLICITÀ

S.E.A. – Servizi Editoriali Associati srl

Via Col di Lana 5/a– 22100 Como

Tel. 031.243421

Fax 031.267750

e–mail: [email protected]

STAMPA

S.E.A. – Servizi Editoriali Associati srl

Via Col di Lana 5/a– 22100 Como

DIRETTORE RESPONSABILE: M. SURDI

Segretaria di redazione: F. PAPARELLA

R I V I S TA U F F I C I A L E D E L L A S TA Z I O N E S P E R I M E N TA L E P E R L E I N D U S T R I E D E G L I O L I E D E I G R A S S I

Commissione tecnica per le industrie degli oli vegetali, grassi vegetali ed animali, delle proteine vegetali, degli oli minerali, dei colori e vernici,

dei detergenti e tensioattivi, dei prodotti cosmetici e di igiene personale

COMITATO ITALIANO DEI DERIVATI TENSIOATTIVI

GENNAIO/MARZO 2010 – ANNO LXXXVII

1 d u e m i l a d i e c i

CID – Comitato Italiano dei Derivati TensioattiviPresidenteA. Zatta

VicepresidenteI. Adami

ConsiglieriI. Adami, P. Costanzo, L. Sisti, M. Surdi, A. Zatta

Aziende Associate3V Sigma (Mozzo BG), Allegrini SpA (Grassobbio CO),

Basf Italia SpA (Cesano Maderno MI), Chemiservice Srl (Paderno Dugnano MI),Cisme Italy Snc (Milano), Clariant Distribuzione (Italia) SpA (Palazzolo Milanese MI),

Cognis SpA (Fino Mornasco CO), Coop Italia Scarl (Casalecchio sul Reno BO),Eigenmann & Veronelli SpA (S. Martino T. NO),

Giovanni Bozzetto SpA (Filago BG), Henkel Italia SpA (Milano),Huntsman Surface Sciences Italia Srl (Castiglione delle Stiviere MN),Industria Chimica Olimpia Tensiottivi Srl (Cavenago di Brianza MI),

Novozymes Italia Srl (Monza MI), Pietro Carini SpA (Milano),Reckitt Benckiser SpA (Mira VE), Sasol Italy SpA (Milano),

Solvay Chimica Italia SpA (Milano), Stepan Europe (Voreppe Cedex FR),Temix International Srl (Milano), Tensiochimica Industriale SpA (Brescia),

Univar SpA (Milano)

EspertiA. Arpino, A. Bertini, G. Bressan,

L. Cavalli, C. Divo, C. Pacchetti

SegretarioD. Mariani

Comitato di redazione

P. BONDIOLI settore tecnologico e usi industriali sostanze grasseL. FOLEGATTI settore proteine vegetali e organismi geneticamente modificatiA. GASPAROLI settore cosmetica e termossidazioneG. GASPERINI settore prodotti verniciantiC. MARIANI, P. ROVELLINI settore sostanze grasseD. MARIANI settore detersivi e tensioattiviM. SALA settore lubrificanti

Comitato scientifico di refereeR. APARICIO: Istituto de la Grasa y sus Derivados – Siviglia (E)B. BERRA: Istituto di Fisiologia – Facoltà di Farmacia – Università di MilanoA. CERT: Instituto de la Grasa y sus Derivados – Siviglia (E)E. CHRISTOPOULOU: Hellenic Republic Ministry of Finance – G.S. of Consumer –

Directorate Technical Control – Atene (Gr)G. CONTARINI: Istituto Lattiero Caseario – LodiL. CONTE: Dipartimento di Scienza degli Alimenti – Università di UdineG. DONATI: Istituto Superiore Sanità – RomaH.J. FIEBIG: Federal Research Centre for Nutrition and Food –

Institute for Lipid Research – Münster (D)C. GIGLIOTTI: Dipartimento di Scienze Biomediche e Biotecnologiche –

Università di BresciaK. GROB: Kantonales Laboratorium – Zurigo (CH)F. LACOSTE: Institut des Corps Gras – ITERG – Pessac (F)G. LERCKER: Dipartimento di Scienze Alimentari – Università di BolognaL. MANNINA: Facoltà di Agraria – Università degli Studi di CampobassoR. SACCHI: Dipartimento Scienze Alimenti - Università Federico II - Portici (NA)C. SCESA: Corso di Laurea in Tecniche Erboristiche – Facoltà di Farmacia – Università di

UrbinoM.SERVILI: Dipartimento di Scienze Economico-Estimative e degli Alimenti - Università di

PerugiaL. SISTI: Henkel – Divisione Tensioattivi – Lomazzo (CO)E. TISCORNIA: Genova

Indexed and abstracted in:• Thomson Scientific services: Science Citation Index Expanded

(SciSearch®), Journal Citation Reports/Science Edition, CurrentContents®/Clinical Medicine

• Chemical Abstracts• Elsevier Bibliographic Databases: SCOPUS• FSTA – Food Science and Technology Abstract (IFIS Publishing – UK)

IMPACT FACTOR 2008: 0,263

SEGRETERIA: 20133 MILANO VIA G. COLOMBO 79 TEL. 02.2367216 FAX 02.70608944 E–MAIL: [email protected] – SITO WEB: WWW.CIDITALIA.IT

Evoluzione della composizione inpigmenti di oli vergini di oliva

sottoposti al processo di frittura

MM.. DDEELL CCAARRLLOO11**,, LL.. CCEERRRREETTAANNII22**,,AA.. BBEENNDDIINNII22,, AA.. CCIICCHHEELLLLII33,,DD.. CCOOMMPPAAGGNNOONNEE11

1DIPARTIMENTO DI SCIENZE DEGLI ALIMENTI,UNIVERSITÀ DI TERAMO

MOSCIANO STAZIONE (TE), ITALY2DIPARTIMENTO DI SCIENZE DEGLI ALIMENTI,UNIVERSITÀ DI BOLOGNA CESENA (FC),ITALY

3DASTA, UNIVERSITÀ G. D’ANNUNZIO,CHIETI-PESCARA, ITALY

IL LAVORO DI RICERCA PRENDE IN CONSIDERAZIONE 31 CAMPIONI DI OLI VERGINI DI OLIVAPRODOTTI DURANTE LA CAMPAGNA OLEARIA 2006-2007 PRESSO UN FRANTOIO INDU-STRIALE ABRUZZESE. IN PARTICOLARE, OLTRE AD ALCUNI PARAMETRI QUALITATIVI (ACIDITÀLIBERA E NUMERO DI PEROSSIDI), LO STUDIO È STATO FOCALIZZATO SULLA VALUTAZIONE DIMICROCOMPONENTI, QUALI CLOROFILLE E CAROTENOIDI, RESPONSABILI DEL COLORE DELL’O-LIO E SULLE LORO VARIAZIONI IN DIPENDENZA DA TRATTAMENTI DI FRITTURA (FINO A 60MIN DI TRATTAMENTO TERMICO) A CUI I CAMPIONI ERANO SOTTOPOSTI. CON QUESTA FINALITÀSONO STATE EFFETTUATE DIVERSE DETERMINAZIONI ANALITICHE (ANALISI SPETTROFOTOME-TRICHE E CROMATOGRAFICHE DEL CONTENUTO IN CAROTENOIDI E CLOROFILLE) E COLORIME-TRICHE (CIELAB) E NE SONO STATE EVIDENZIATE LE CORRELAZIONI. IL COLORE DEGLI OLI ÈRISULTATO FORTEMENTE DIPENDENTE DAL CONTENUTO IN PIGMENTI, LA CUI PRESENZA ÈFUNZIONE DELLA VARIETÀ DI OLIVE DA CUI DERIVANO, ED I CAROTENOIDI HANNO MOSTRATOUNA MINORE STABILITÀ TERMICA RISPETTO ALLE CLOROFILLE.PPAARROOLLEE CCHHIIAAVVEE: OLIO VERGINE DI OLIVA, QUALITÀ, PIGMENTI, FRITTURA, DEGRADAZIONE

CCHHAANNGGEESS OOFF PPIIGGMMEENNTT CCOOMMPPOOSSIITTIIOONN OOFF VVIIRRGGIINN OOLLIIVVEE DDUURRIINNGG FFRRYYIINNGG PPRROOCCEESSSSIN THIS WORK 31 VIRGIN OLIVE OIL SAMPLES PRODUCED DURING 2006-2007 OIL SEASONFROM AN INDUSTRIAL OLIVE OIL PLANT IN ABRUZZO REGION WERE ANALYZED. IN PARTICU-LAR, THE STUDY FOCUSED ON THE EVALUATION OF MICROCOMPONENTS, SUCH AS CHLO-ROPHYLL AND CAROTENOIDS, RESPONSIBLE FOR THE COLOR OF THE OIL AND ITS MODIFICA-TION IN DEPENDENCE ON THE FRYING TREATMENTS TO WHICH THE SAMPLES WERE UNDER-GOING (TILL 60 MIN OF HEATING TREATMENT). FOR THIS PURPOSE COLORIMETRIC (CIE-LAB), SPECTROPHOTOMETRIC AND CHROMATOGRAPHIC ANALYSIS WERE CARRIED OUT ANDTHE CORRELATIONS BETWEEN COLOR AND PIGMENT AMOUNTS WERE STUDIED. THE COLOR OFTHE OILS WERE STRONGLY CONNECTED WITH THE AMOUNT OF PIGMENTS THAT DEPENDED ONTHE OLIVE VARIETIES AND THE CAROTENOIDS FRACTION SHOWED A LOWER THERMAL STABI-LITY THAN THE CHLOROPHYLLS.KKEEYY WWOORRDDSS: VIRGIN OLIVE OIL, QUALITY, PIGMENTS, FRYING, DEGRADATION

CORRISPONDENZA: [email protected] [email protected]

L A R I V I S T A I T A L I A N A D E L L E S O S T A N Z E G R A S S E - V O L . L X X X V I I - G E N N A I O / M A R Z O 2 0 1 0

3


4

INTRODUZIONE

Sono numerosi i lavori di caratterizzazione di oliextravergini di oliva prodotti in specifiche aree oprodotti a partire da determinate varietà di oliva [1-8]. In questi lavori, l’attenzione è stata in particolarmodo rivolta allo studio della componente maggiori-taria, per esempio attraverso l’analisi della composi-zione in trigliceridi ed in acidi grassi [1-4], nonchéminoritaria, in particolar modo allo studio dei com-posti fenolici [1-3, 5-7] o volatili [1, 6, 8].

Alcuni lavori di ricerca hanno focalizzato l’attenzio-ne verso l’influenza dei diversi fattori varietali e pedo-climatici sui pigmenti presenti negli oli vergini di oliva[2, 8-9]. Il contenuto in pigmenti dipende peròsoprattutto dal patrimonio genetico, sia in terminiqualitativi che quantitativi [9, 10]. Il frutto dell’olivacontiene due principali classi di pigmenti che duranteil processo di trasformazione vengono trasferiti all’oliovergine di oliva: le clorofille ed i carotenoidi in gradodi impartire tonalità verdi e giallo-arancio rispettiva-mente [11-12]. In alcuni lavori di ricerca è stato inda-gato l’effetto della tecnologia di estrazione sul trasfe-rimento dei pigmenti dal frutto all’olio rimarcando illoro consistente passaggio nei sottoprodotti [13-14].Infine, altri studi hanno valutato l’effetto della conser-vazione dell’olio e del materiale impiegato per il suoconfezionamento sul contenuto in pigmenti [15-16].

Il colore di un olio, che pur non rappresenta unparametro previsto dalla normativa vigente per la clas-sificazione merceologica, è ritenuto di grande impor-tanza dai consumatori [10]. Tale parametro è ancheescluso dall’analisi sensoriale dell’olio extravergine dioliva [17], mentre ha un valore elevato nell’analisi sen-soriale di tanti altri prodotti alimentari come il vino [18],il miele [19] o l’aceto balsamico [20].

Tuttavia, nonostante gli studi approfonditi sui pig-menti dell’olio vergine di oliva in funzione delle varia-bili agronomiche [2, 8-9, 21], tecnologiche di proces-so [13-14], nonché di conservazione [15-16], nonsono presenti in letteratura lavori che valutino il com-portamento dei pigmenti durante trattamenti termicidi cottura dell’olio vergine di oliva. I processi termici ingenerale, e la frittura in particolare, portano a notevolivariazioni della composizione chimica dell’olio; glieffetti di tali trattamenti su altri microcomponenti,come i composti polari a struttura fenolica ed i toco-feroli, sono stati indagati in numerosi lavori presenti inletteratura [22-25]. Per quanto riguarda l’effetto deitrattamenti termici sui pigmenti dell’olio di oliva sono

numerose le variabili che possono influire sulla loropresenza al termine della frittura, quali la composizio-ne dell’olio, altri substrati coinvolti nel processo termi-co, le condizioni adottate in frittura.

L’obiettivo di questa sperimentazione è quello dimonitorare il contenuto in pigmenti di differenti tipolo-gie di oli vergini d’oliva prodotti durante una campa-gna olearia in un impianto industriale operante inun’area della regione Abruzzo, valutarne l’influenzasul colore e successivamente la variazione durantetrattamenti termici di frittura in condizioni casalinghe.

MATERIALI E METODI

Solventi, reattivi, standardI solventi N,N-dimetilformammide, esano, clo-

roformio, acetone, etanolo, metanolo, etere etilico,reagenti tetrabutilammonio, ioduro di potassio,acido acetico glaciale, ammonio acetato, tiosolfatodi sodio, fenolftaleina, idrossido di potassio, amidodi mais (S-4251), gli standard di clorofilla a, clorofillab, feofitina a, feofitina b e β-carotene sono stati tuttiacquistati da Sigma-Aldrich (Milano, Italia).

Campioni31 oli vergini di oliva monovarieali o miscele otte-

nuti da cultivar tipiche della regione Abruzzo sonostati campionati presso un frantoio della provincia diTeramo operante con impianto di estrazione indu-striale (Tab. I). Le olive, raccolte in diversi periodidella stagione olearia 2006-2007, presentavano undiverso grado di maturazione e stato sanitario. Glioli sono stati conservati in bottiglie di vetro scurofino al momento delle analisi che per tutti i campioniè stato entro due mesi dalla data di produzione.

Processo di frittura150 ml di ogni campione di olio sono stati sottopo-

sti a 4 operazioni consecutive di frittura in becker divetro trasparente. Per ogni ciclo di frittura è stato pre-visto: riscaldamento alla temperatura di 180 ± 20°C;sosta (15 min) per lo svolgimento della frittura allatemperatura prestabilita; raffreddamento (15 min).

La frittura è stata condotta con amido di patatapreventivamente gelatinizzato e tagliato in cubetti di1 cm3 circa e del peso di circa 3 g (amido di mais eacqua distillata in rapporto di 1:3).

Dopo ogni operazione di frittura sono state prele-vate aliquote di 20 ml di olio che sono stati analizza-ti entro 24 h relativamente al contenuto in carote-


5

noidi (per i tempi 30 e 60 min di frittura) e clorofille(per i tempi 15, 30, 45 e 60 min di frittura).

Acidità libera e numero di perossidiLa qualità degli oli campionati è stata valutata

misurando l’acidità libera e il numero di perossidisecondo le procedure ufficiali come riportato nelRegolamento CEE 2568/91 [11].

Analisi colorimetricaL’analisi colorimetrica è stata condotta mediante

colorimetro tristimolo Konica Minolta usandocuvette da 1 cm di spessore. Il colore è espressotramite le coordinate cromatiche L* (luminosità,dove è 0 per il nero e 100 per il bianco), a* (dalverde per i valori negativi al rosso per quelli positi-vi), b* (dal blu per i valori negativi al giallo per quellipositivi). È stato misurato anche il valore della tinta(hab) per la valutazione del colore iniziale dell’olio.Inoltre è stato calcolato il rapporto a*/b* per valuta-re la tendenza al verde o al giallo.

Carotenoidi totaliI carotenoidi sono stati estratti tramite una meto-

dica di ripartizione liquido-liquido ed analizzati conmetodo spettrofotometrico come descritto daMinguez Mosquera et al. [26].

5 g di olio sono stati disciolti in 75 ml di N,N-dimetilformammide; alla soluzione sono stati poiaggiunti 25 ml di n-esano e lasciando in agitazioneper 1 min. Dopo decantazione le fasi venivanoseparate e al campione venivano aggiunti ulteriori25 ml di n-esano per un totale di 5 estrazioni. Nellafase esanica erano presenti i lipidi ed i carotenoidi,mentre in N,N-dimetilformammide tutti gli altri costi-tuenti, incluse clorofilla e derivati clorofilliani chesono stati poi analizzati in HPLC-FLD.

La fase esanica è stata passata al rotavapor eportata a volume di 10 ml con n-esano.

Gli estratti sono stati analizzati alla lunghezza d’on-da di 454 nm con spettrofotometro UV/vis LambdaBio 20 Perkin Elmer. La determinazione dei carotenoi-di totali è espressa come concentrazione di β-carote-ne ed è stata calcolata con la seguente formula:

C (mg/kg) = E x 10.000 / 2.592dove C è la concentrazione di β-carotene mg/kg;

E è l’assorbanza dell’estratto; 10.000 è un fattore diconversione a mg/kg e 2.592 è l’ε del β-carotene.

Clorofille totaliIl contenuto totale in clorofille è stato determinato

sull’olio tal quale per via spettrofotometrica utiliz-zando cuvette dello spessore di 1 cm. Le letturesono state effettuate a 630 nm, 670 nm, e a 710nm, utilizzando come cella di riferimento una cuvet-ta vuota. Il contenuto di clorofilla totale è espressocome mg/kg di feofitina a, secondo l’equazione:

C = 345,3 * (A670 – 0,5 * A630 – 0.5 * A710) : Ldove C è il contenuto dei pigmenti di clorofilla

espresso in mg/kg di feofitina a; A è l’assorbanzaalle rispettive lunghezze d’onda; L è lo spessore in

Tabella I - Descrizione degli oli vergini oggetto dello studio: compo-sizione varietale, data di produzione e sigla del campione

Campione Cultivar Data di

produzione

C1 Tortiglione-Carboncella-Dritta 15/11


C3 Dritta (90%)-Leccino (10%) 23/11

C4 Dritta (90%)-Leccino (10%) 26/11

C5 Leccino-Pendolino 26/11

C6 Leccino-Tortiglione- 27/11

Dritta-Carboncella

C7 Leccino 29/11

C8 Leccino 02/12

C9 Dritta (70%)-Frantoio (30%) 02/12

C10 Leccino (50%)-Carboncella (50%) 03/12

C11 Carboncella 03/12

C12 Tortiglione 03/12

C13 Tortiglione 03/12


C15 Leccino 04/12

C16 Leccino (70%)-Ascolana (30%) 04/12

C17 Dritta-Carboncella 04/12

C18 Dritta-Carboncella 04/12

C19 Frantoio 05/12


C21 Dritta 10/12

C22 Dritta 10/12


C24 Leccino-Carboncella-Dritta 13/12

C25 Dritta-Frantoio-Carboncella-Leccino 03/01

C26 Dritta-Carboncella-Tortiglione 05/01


C28 Tortiglione-Dritta-Ascolana 05/01

C29 Leccino 10/01

C30 Leccino 10/01



6

mm della cuvetta. Le misure sono state condottecon uno spettrofotometro UV/vis Lambda Bio 20Perkin Elmer (Monza, Italy).

Analisi HPLC-FLD delle clorofille Gli estratti sono stati analizzati con HPLC Perkin-

Elmer Series 200, equipaggiato con con detector afluorescenza LC240 Perkin Elmer con una λ di ecci-tazione e di emissione rispettivamente di 440 e 660nm. La separazione è stata effettuata, in accordocon il metodo proposto da Cichelli e Pertesana [21]su una colonna Grace Vydac C18 Monomeric 120usando un gradiente tra il solvente A tetrabutilam-monio 0,05M, ammonio acetato 1M, metanolo(1:1:8 v/v) e il sovente B acetone-metanolo (1:1 v/v)impostato come segue: 5 min 75% solvente A, in 7min a 25% solvente A, 3 min a 25% solvente A, poiin 14 min a 100% solvente B, e infine in 10 min allecondizioni iniziali. I singoli pigmenti sono stati quan-tificati rispetto alle rette di calibrazione costruite conlo standard di ciascun composto: clorofi l la a(R2=0,9962), clorofilla b (R2=0,9992), feofitina a(R2=0,9991) e feofitina b (R2=0,9935).

Analisi statisticaLe correlazioni di Pearson (per p<0,001) sono

state calcolate utilizzando il software Statistica 7.0(StatSoft, Tulsa, OK, USA). Inoltre tutti i risultati ana-litici, relativi alle analisi svolte, sono stati elaboraticomplessivamente, attraverso un’analisi multivariataallo scopo di avere una visione completa dei risulta-ti. Come metodo di analisi statistica multivariata èstata utilizzata la funzione per l’analisi dei compo-nenti principali e classificazione presente nel pac-chetto statistico Statistica 7.0.

RISULTATI E DISCUSSIONE

Parametri qualitativi degli oli prodotti durante lastagione olearia

Come evidenziato nella Tabella I i campioni di oliovergine di oliva sottoposti alla sperimentazione sonostati prodotti sia da miscele di diverse varietà diolive che da una sola varietà; le varietà usate rap-presentano quelle più diffuse in Abruzzo ed in parti-colare nell’area Teramana.

I dati relativi alle caratteristiche qualitative (acidità

Figura 1 - Andamento dell’acidità libera e del numero di perossidi nei campioni di olio vergine di oliva prodotti nello stesso impianto di trasfor-mazione tra il 15 novembre e il 10 gennaio

Data di produzione

Num

ero

di p

eros

sid

i (m

eq O

2/kg

)

23/11 26/11 27/11 2/12 3/12 3/12 3/12 4/12 4/12 10/1210/12 13/12 5/1 5/1 10/1


7

libera e numero di perossidi) dei differenti campioni diolio prodotti tra il mese di novembre 2006 e gennaio2007 presso un frantoio situato nella regione Abruzzosono riportati in Figura 1. Quest’ultima figura, mostrauna chiara tendenza all’aumento sia dell’acidità libera,sia del numero di perossidi con il protrarsi della cam-pagna olearia e di conseguenza con l’avanzare delgrado di maturazione delle olive. In particolar modo, ilparametro relativo al numero di perossidi mostrava(Fig. 1) valori comunque sempre inferiori ai limiti stabili-ti dalla normativa vigente [11 e successivi aggiorna-menti] mentre quello relativo all’acidità libera eviden-ziava (Fig. 1), in diversi casi, il superamento dei limiti

Tabella II - Analisi colorimetrica CIELAB per i campioni prodotti nellostesso impianto industriale durante la campagna olearia 2006-2007

Campione L* a* b* a*/b* hab

C1 87,1 -1,7 109,8 -0,015 90,88

C2 90,2 -2,4 107,4 -0,023 91,30

C3 88,3 -2,8 96,2 -0,029 91,64

C4 88,6 -3,3 107,0 -0,031 91,78

C5 88,8 -2,7 95,6 -0,028 91,59

C6 87,6 -3,0 97,0 -0,031 91,76

C7 88,9 -2,9 92,3 -0,031 91,77

C8 89,3 -2,7 96,1 -0,028 91,63

C9 87,4 -1,2 110,5 -0,011 90,63

C10 87,1 0,3 120,8 0,002 89,86

C11 85,3 1,1 121,5 0,009 89,46

C12 92,6 -4,2 78,9 -0,053 93,01

C13 90,1 -4,1 77,4 -0,053 93,06

C14 82,4 2,1 121,8 0,017 89,01

C15 89,6 -3,0 95,9 -0,031 91,76

C16 88,3 -1,4 106,7 -0,013 90,75

C17 85,4 0,2 116,2 0,002 89,91

C18 84,5 -0,5 111,4 -0,004 90,24

C19 87,2 -2,3 97,8 -0,024 91,35

C20 88,3 -2,4 96,5 -0,025 91,41

C21 86,9 -1,8 100,0 -0,017 91,00

C22 84,4 -0,1 115,1 -0,001 90,04

C23 86,6 -2,0 101,1 -0,020 91,14

C24 87,2 -3,6 77,9 -0,046 92,61

C25 88,4 -1,7 101,4 -0,017 90,96

C26 90,7 -2,9 89,2 -0,032 91,83

C27 88,8 -2,4 90,6 -0,027 91,54

C28 90,3 -3,5 69,1 -0,050 92,88

C29 91,3 -3,5 66,2 -0,053 93,05

C30 87,9 -3,2 66,4 -0,049 92,79

C31 88,7 -3,8 67,7 -0,057 93,24

vigenti [11 e successivi aggiornamenti] con aumenti inparticolar modo nel periodo di gennaio.

Caratteristiche colorimetriche degli oli prodotti nello stessoimpianto industriale durante la campagna olearia 2006-2007

I risultati relativi alle caratteristiche colorimetrichemostrano (Tab. II) valori in linea con gli intervalli trovatida Moyano e collaboratori [27] su 1700 campioni diolio vergine spagnolo. Come evidenziato da Moyanoet al. [27] il valore della luminosità (L*) risulta partico-larmente legato alla varietà di olive da cui l’olio è statoprodotto. Come evidenziato in Tabella II i più bassivalori di L*, a cui corrisponde un olio più scuro, eranoriconducibili agli oli ottenuti dalla varietà Carboncellae Dritta sia in purezza che in miscela. D’altra parte, glioli con L* più elevato, ovvero quelli più chiari, eranoprodotti con presenza o prevalenza di olive dellevarietà Leccino e soprattutto Tortiglione. In particola-re, l’olio prodotto da olive della varietà Carboncella inpurezza (C14) presentava L* più basso (82,4) e quin-di è risultato il più scuro, mentre il più chiaro, caratte-rizzato dal valore di L* più elevato (92,6), era quelloprodotto nello stesso giorno (3 dicembre) da olivedella varietà Tortiglione (C12).

Sempre questi ultimi due oli sono risultati gliestremi nella scala dell’indice a* in quanto l’olio pro-dotto dalla varietà Tortiglione faceva registrare ilvalor più basso (-4,2), insieme ad un altro campione(C13) prodotto dalla stessa varietà nello stesso gior-no, mentre quello ottenuto dalla varietà Carboncellaaveva il valore più elevato (2,1), preceduto anchequesto da un altro olio (C11) prodotto sempre inpurezza dalla stessa varietà.

Più in generale, considerando i campioni oggettodello studio, il valore medio di a* (valori positivi di a*corrispondono alla zona del verde) è risultato nega-tivo e pari a -2,1, in linea con quanto evidenziato daaltri autori su oli spagnoli [27] e, per quanto riguardale diverse varietà in studio, si può riportare il se-guente ordine: Carboncella<Leccino<Frantoio<Dritta<Tortiglione.

Sempre la Tabella II mostra come il valore di b*(valori positivi di b* corrispondono alla zona del giallo)si attestasse su un valore medio pari a 96,8 con varia-zioni tra 66,2 relativamente al campione prodotto daolive della varietà Leccino in purezza (C29) e 121,8registrato per l’olio prodotto dalla sola varietàCarboncella (C14). Anche in questo caso si può ripor-tare un ordine crescente per il valore di b* in funzionedella varietà: Leccino<Tortiglione<Frantoio


8

<Dritta<Carboncella. Tali valutazioni colorimetrichemostrano una forte influenza della varietà sui parame-tri colorimetrici L*, a* e b* mentre non è evidente, per icampioni oggetto dello studio, una dipendenza diquesti parametri dall’epoca di raccolta delle olive.Infine, per quanto riguarda il valore di hab, anche que-sto risulta in linea con quanto trovato da altri autori emostra un valore medio pari a 91,4.

Contenuto in pigmenti negli oli prodotti nello stesso impian-to industriale durante la campagna olearia 2006-2007

I risultati dell’analisi spettrofotometrica del contenu-to in carotenoidi totali è riportato in Tabella III ed hamostrato valori compresi tra 1,1 (C20) e 3,7 (C14)mg/kg di olio con una media pari a 2,1 mg/kg; talivalori sono risultati generalmente bassi ma in lineacon le concentrazioni ritrovate da altri autori [9] per oliprodotti da varietà molisane. Il contenuto in carote-noidi mette in luce una certa dipendenza dalla varietàdelle olive da cui gli oli sono prodotti, con una ten-denza che segue quella descritta per i valori di b*ovvero: Leccino<Tortiglione<Frantoio<Dritta

<Carboncella. Infatti, la più elevata correlazione diPearson tra carotenoidi e parametri colorimetrici èstata riscontrata con b* (r=0,73 con p<0,001) inaccordo con quanto evidenziato dall’ampio studiodi Moyano e collaboratori [27].

La Tabella III evidenzia come i principali pigmentipresenti negli oli abruzzesi (valutati spettrofotometri-camente) siano le clorofille con un contenuto mediodi 14,3 mg/kg di olio e una variabilità da 4,5 (C29) a29,5 (C14) mg/kg di olio. Anche per questa categoriadi pigmenti è evidente un legame con l’origine varie-tale delle olive utilizzate nella produzione dell’olio, el’andamento segue quello riportato per b* e per icarotenoidi. In questo caso, anche in considerazionedel set di campioni considerato, la correlazione diPerson tra clorofilla e b* è risultata elevata (r=0,85con p<0,001). Tuttavia, la correlazione più elevata,seppur negativa, tra clorofille e parametri colorimetriciè stata evidenziata con hab (r=-0,87 con p<0,001).

Sempre dalla Tabella III si può osservare unagrande variabilità nel contenuto in pigmenti totalideterminati spettrofotometricamente (somma di clo-

Figura 2 - Analisi dei componenti principali (PCA) dei campioni oggetto dello studio in funzione delle caratteristiche colorimetriche (L*, a*, b*,a*/b* e hab) e del contenuto in pigmenti determinati spettrofotometricamente (clorofilla, carotenoidi e rapporto tra i due gruppi di pigmenti).Sigle delle varietà impiegate per la produzione degli oli vergini: A, Ascolana; C, Carboncella; D, Dritta; F, Frantoio; L, Leccino; P, Pendolino; T,Tortiglione (in grassetto gli oli monovarietale)

PC1: 79,08%

Proiezione dei casi sul piano fattoriale (PC1xPC2)

PC

2: 1

1,54

%


9

rofilla e carotenoidi) con un valore medio pari a 16,4mg/kg di olio ed una variabilità compresa tra 5,8 e33,2 mg/kg di olio.

La Tabella III mostra inoltre il rapporto tra clorofillee carotenoidi Tale valore è correlato positivamente(r=0,6 per p<0,001) con il parametro colorimetricorelativo al rapporto a*/b* (Tabella II) a conferma del-l’influenza del rapporto tra le due classi di pigmenticon la colorazione verde/gialla dell’olio.

Infine, la Figura 3 riporta l’analisi PCA per i cam-pioni oggetto della ricerca ed evidenzia quanto già

sottolineato per la relazione tra varietà e contenutoin pigmenti, nonché le correlazioni tra i vari parame-tri colorimetrici e le valutazioni spettrofotometrichedel contenuto in pigmenti. In particolare, L* e hab

mostrano una relazione opposta rispetto ai parame-tri a* e b* nonché al contenuto in clorofilla e, secon-dariamente, al contenuto in carotenoidi.

Dalla proiezione dei casi si può osservare come icampioni presenti nel I e IV quadrante siano partico-larmente influenzati da elevati valori L* e hab originatida un basso contenuto in pigmenti. Al contrario, l’al-to contenuto in pigmenti ed i valori elevati di a* e b*influenzano i campioni presenti nel II e III quadrante.Di conseguenza, come già riportato precedentemen-te, gli oli ottenuti dalle varietà Leccino e Tortiglione oda miscele di olive che contengano queste duevarietà in alta percentuale sono più povere di pig-menti e quindi più chiari (elevati L* e hab); all’opposto,invece, si posizionano gli oli ottenuti da Carboncella eDritta, mentre la varietà Frantoio risulta caratterizzatada un posizionamento centrale.

Se si considerano singolarmente i campionimonovarietali come Leccino e Carboncella, si evi-denzia un abbassamento del rapportoclorofille/carotenoidi (Tab. III) che corrisponde aduna perdita di intensità del colore verde (clorofille)con l'aumentare del grado di maturazione delle oliveper gli oli prodotti da olive Leccino mentre il valorerimane costante per il monovarietale di Carboncella.Infatti, per i campioni monovarietali di Leccino C7 eC8 (raccolta di novembre) tale rapporto è paririspettivamente a 8,2 e a 7,0 e scende a 6,8 per ilcampione C15 (raccolta di dicembre) e diminuiscenettamente per i campioni prodotti da olive raccoltea gennaio (C29 e C30) con valori pari a 3,7 e 2,7.D’altra parte per i tre campioni monovarietali diCarboncella prodotti tra il 3 dicembre (C11 e C14)ed il 5 gennaio (C27) tale rapporto rimane pratica-mente invariato: 8,4 e 8,0 per i primi due e 8,3 adistanza di un mese.

Trasformazione dei pigmenti durante i processi di fritturadegli oli vergini di oliva

Al fine di valutare l’influenza del processo di frittu-ra sulla degradazione della componente pigmentan-te degli oli in esame, è stata effettuata una fritturautilizzando come substrato amido di mais gelatiniz-zato, in tal modo si è cercato di limitare la potenzia-le influenza di più componenti del substrato sulladegradazione dei costituenti del campione.

Tabella III - Carotenoidi, clorofille e pigmenti totali (somma di cloro-filla e carotenoidi), espressi come mg per kg di olio determinatimediante analisi spettrofotometriche

Carotenoidi Clorofille Clorofille/ Pigmenti totali

(mg/kg) (mg/kg) carotenoidi (mg/kg)

C1 2,7 20,9 7,7 23,6

C2 2,1 6,6 3,1 8,8

C3 2,7 13,0 4,8 15,7

C4 2,6 17,3 6,6 20,0

C5 2,1 12,7 5,9 14,8

C6 1,5 14,5 9,9 16,0

C7 1,6 12,7 8,2 14,3

C8 1,6 11,2 7,0 12,8

C9 2,7 15,5 5,8 18,2

C10 2,8 20,0 7,2 22,7

C11 3,1 26,2 8,4 29,3

C12 1,9 7,5 4,0 9,4

C13 1,9 13,3 7,2 15,1

C14 3,7 29,5 8,0 33,2

C15 2,1 14,4 6,8 16,5

C16 2,9 16,3 5,7 19,1

C17 2,9 21,2 7,2 24,1

C18 2,2 24,0 11,0 26,2

C19 2,3 14,4 6,4 16,7

C20 1,1 10,5 9,5 11,7

C21 1,6 14,3 8,7 15,9

C22 2,8 28,4 10,3 31,1

C23 2,5 17,7 7,0 20,2

C24 1,4 8,3 6,1 9,7

C25 1,3 12,0 9,2 13,4

C26 1,4 9,7 6,8 11,1

C27 1,3 11,0 8,3 12,4

C28 1,4 5,5 3,9 6,9

C29 1,2 4,5 3,7 5,8

C30 1,8 4,8 2,7 6,6

C31 1,7 4,9 3,0 6,6


10

Trattamento termico di frittura

Car

oten

oid

i (m

g/kg

)

Figura 3 - Andamento della degradazione del contenuto in carotenoidi (mg/kg) in 31 campioni durante il processo di frittura (box plot).Confronto tra campioni non trattati (olio fresco) e sottoposti a diverse tipologie di trattamento (30 e 60 min). In alto a ciascun box è riportata lapercentuale media di carotenoidi contenuti rispetto ai campioni non trattati.

La Tabella IV relativa all’analisi HPLC-FLD mostra lacomposizione quali-quantitativa della frazione clorofillia-na da cui emerge come per gli oli non sottoposti al pro-cesso di frittura il componente maggioritario sia rappre-sentato dalla feofitina a (espressa in mg/kg), e questo inaccordo con quanto rilevato da altri autori [9].

Durante il processo di frittura i pigmenti presentinei campioni sono andati incontro ad una riduzioneproporzionale al tempo di esposizione al trattamen-to termico. Gli andamenti delle degradazioni delledue classi di pigmenti appaiono molto diversi traloro, con un comportamento più rapido per quantoconcerne i carotenoidi (Fig. 3 e 4). In particolare,per i carotenoidi si è osservata una rapida diminu-zione con una perdita media del 83% dei carotenoi-di totali dopo 30 min (Fig. 3) di frittura, mentre ladegradazione media delle clorofille è stata del 55%allo stesso tempo (Fig. 4).

In termini quali-quantitativi per la frazione clorofillia-na (Tab. IV) le clorofille a e b e la feofitina b vengono

completamente degradate già dopo i primi 30 min difrittura, mentre solo la feofitina a, particolarmenteabbondante prima del trattamento, risulta presenteseppur in basse concentrazioni tanto dopo 30 comedopo 60 min di frittura. Inoltre, osservando la Figura5, si può notare la comparsa dopo 30 min di riscal-damento di un picco di neoformazione, tentativa-mente identificata come pirofeofitina che, comenoto, è un tracciante dei trattamenti termici [28].

CONCLUSIONI

Il lavoro sperimentale ha confermato una elevatadipendenza tra il contenuto in pigmenti e l’originevarietale delle olive; in particolare gli oli abruzzesioggetto dello studio hanno mostrato un basso con-tenuto in carotenoidi ed un alto contenuto in cloro-fille. Inoltre, il lavoro ha dimostrato elevate correla-zioni tra il contenuto in pigmenti ed alcuni parametricolorimetrici. Per quanto riguarda il comportamento


11

Tabella IV - Analisi HPLC dei pigmenti clorofilliani negli oli prima (0 min) e dopo i processi di frittura (30 e 60 min)

Clorofilla a (µµg/kg) Clorofilla b (µµg/kg) Feofitina a (mg/kg) Feofitina b (µµg/kg)

0 min 30 min 60 min 0 min 30 min 60 min 0 min 30 min 60 min 0 min 30 min 60 min

C1 2,13 - - 70,99 - - 4,98 0,48 0,30 36,18 - -

C2 - - - 55,40 - - 4,64 0,39 0,12 34,95 - -

C3 23,63 - - 10,59 - - 1,12 - - 5,13 - -

C4 0,41 - - 3,11 - - 0,89 0,23 0,09 3,86 - -

C5 1,97 - - 4,35 - - 0,63 0,38 0,06 4,69 - -

C6 6,79 - - 11,50 - - 1,07 0,34 - 5,50 - -

C7 - - - 0,74 - - 0,73 0,16 - 1,28 - -

C8 5,34 - - 4,76 - - 0,73 0,15 - 2,26 - -

C9 7,55 - - 13,70 - - 1,08 0,23 - 4,89 - -

C10 - - - 8,24 - - 0,96 0,28 0,06 3,77 - -

C11 0,79 - - 8,88 - - 1,02 0,73 0,13 2,98 - -

C12 - - - 0,53 - - 0,65 0,14 - 4,29 - -

C13 - - - 3,16 - - 0,76 0,30 - 6,36 - -

C14 - - - 13,40 - - 1,44 0,35 - 8,74 - -

C15 - - - 3,61 - - 0,87 0,71 0,11 4,88 - -

C16 - - - 9,05 - - 1,15 1,09 0,12 6,25 - -

C17 0,85 - - 17,90 - - 1,51 0,97 0,01 8,50 - -

C18 0,40 - - 5,00 - - 1,76 0,84 0,52 0,14 - -

C19 - - - 0,90 - - 1,18 0,84 0,20 8,23 - -

C20 - - - - - - 0,60 0,47 0,01 2,06 - -

C21 0,76 - - 0,32 - - 0,55 0,17 0,09 0,81 - -

C22 - - - 4,46 - - 1,37 0,97 0,17 6,60 - -

C23 - - - 0,70 - - 0,80 0,46 0,20 2,48 - -

C24 - - - 1,06 - - 0,65 0,41 - 2,50 - -

C25 0,27 - - - - - 0,45 0,06 - 0,63 - -

C26 4,29 - - 18,25 - - 2,00 0,27 - 12,94 - -

C27 - - - - - - 0,44 0,40 - 1,15 - -

C28 - - - - - - 0,19 0,23 - 1,20 - -

C29 - - - 2,86 - - 0,60 - - 3,24 - -

C30 - - - - - - 0,18 0,05 - 0,51 - -

C31 - - - - - - 0,11 0,07 - - - -

Nel caso di composto non rilevato è riportato un trattino (-)

dei 31 oli extravergini sottoposti al processo di frit-tura, il lavoro ha mostrato la degradazione progres-siva per tutti i pigmenti durante i 60 min di speri-mentazione con un più rapido decremento per icarotenoidi. Per contro il decremento in clorofille,già più abbondanti dei carotenoidi negli oli primadel processo di frittura, hanno evidenziato undecremento più graduale. In particolare, le analisiHPLC-FLD hanno messo in luce come tra le cloro-fille fosse la feofitina b il pigmento più abbondantenegli oli dopo il processo di frittura tenendo contoche già prima di tale operazione risultava il più rap-presentativo di tale classe di composti.

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Figura 4 - Andamento della degradazione del contenuto in clorofille (mg/kg) in 31 campioni durante il processo di frittura (box plot). Confrontotra campioni non trattati (olio fresco) e sottoposti a diverse tipologie di trattamento (15, 30, 45 e 60 min). In alto a ciascun box è riportata la per-centuale media di clorofille contenute rispetto ai campioni non trattati

Trattamento termico di frittura

Clo

rofil

le (m

g/kg

)

Figura 5 - Cromatogrammi della frazione clorofilliana dell’olio prima (in alto) e dopo i trattamenti di frittura per 30 e 60 min. A) clorofilla b; B) clo-rofilla a; C) feofitina b; D) feofitina a; E) pirofeofitina a


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14


The effects of harvesting on phenoliccompounds and fatty acids content in

virgin olive oil (cv Roggianella)

AA..MM.. GGIIUUFFFFRRÈÈ**,, AA.. PPIISSCCOOPPOO,,VV.. SSIICCAARRII,, MM.. PPOOIIAANNAA

DIPARTIMENTO DI BIOTECNOLOGIE PER

IL MONITORAGGIO AGROALIMENTARE

E AMBIENTALE

UNIVERSITÀ DEGLI STUDI

“MEDITERRANEA” DI REGGIO CALABRIA

THIS WORK IS A STUDY ON CHEMICAL CHANGES THAT OCCURRED IN VIRGIN OLIVE OILS (CV. ROGGIANELLA), PRODUCEDFROM DRUPES HARVESTED AT SEVERAL PHASES, FROM OCTOBER 2006, TO JANUARY 2007. THE RESULTS OF THISRESEARCH HAVE DEMONSTRATED THE TRENDS OF SECOIRIDOID AGLICON CONSTITUENTS OF THE VIRGIN OLIVE OILWHICH RESULTED FROM TWO MAIN PRECURSORS GLYCOSIDE COMPOUNDS: OLEUROPEIN AND LIGSTROSIDE AND THEEVOLUTION OF THE FATTY ACIDS IN SIX STAGES OF RIPENING OF OLIVES. ANALYSES REPORTED AN INCREASE OF ACI-DITY TO A VALUE OF 3.5 G % OF OLEIC ACID IN THE SAMPLE HARVESTED IN JANUARY. PEROXIDE VALUE GENERALLYDECREASED OVER TIME TO ACHIEVE 2.7 MEQ O2/KG AND TOTAL PHENOLIC CONTENT ALSO DECREASED FROM 579 TO111 MG OF GALLIC ACID/KG OF OIL. THE HIGHEST QUALITY OIL WAS THAT OBTAINED FROM DRUPES HARVESTED ONTHE FIRST THREE DATES, WITH 29.3 AND 38.7 HOURS AS RESULTED IN THE RANCIMAT TEST. STUDIES ON THE EVOLU-TION OF PHENOLIC COMPOUNDS IN THE SAMPLES SHOWED MAXIMUM CONTENTS OF DIALDEHYDIC FORM DECARBOXY-METHYL OLEUROPEIN AGLYCON AND DIALDEHYDIC FORM DECARBOXYMETHYL LIGSTROSIDE AGLYCON IN DRUPES HAR-VESTED ON THE SECOND DATE (52.6 AND 13.9 MG/KG RESPECTIVELY). HYDROXYTYROSOL AND TYROSOL ALSOINCREASED DURING RIPENING WHEREAS IDENTIFIED LIGNANS (1-ACETOXYPINORESINOL AND PINORESINOL) DECREA-SED, THE FIRST FROM 24.5 TO 0.8 MG/KG, THE SECOND FROM 52.5 MG/KG TO TRACES IN THE LAST ANALYZED OIL.OTHER STUDIED COMPOUNDS WERE: VANILLIC, P-COUMARIC, 4-HYDROXYBENZOIC, O-COUMARIC, FERULIC AND CINNA-MIC ACIDS, LUTEOLIN AND APIGENIN. WITH REGARDS TO 4-HYDROXYBENZOIC ACID AMOUNTS, THEY DECLINED DURINGOLIVE RIPENING; THERE WAS, INSTEAD, A RISE OF FLAVONOID CONCENTRATION WITH A MAXIMUM OF 5.9 MG/KG. THEEVOLUTION OF FATTY ACID COMPOSITION WAS ALSO STUDIED DURING THE MATURATION PROCESS. IN THE EXTRACTEDOILS A SIGNIFICANT LOSS OF SOME SATURATED FATTY ACID (C16:0, C18:0, C24:0) AMOUNTS WAS OBSERVED BESIDESAN INCREASE OF SOME UNSATURATED FATTY ACIDS (C16:1, C18:1, C18:2). THE RATIO BETWEEN MONOUNSATURATEDFATTY ACIDS AND POLYUNSATURATED ACIDS DECREASED FROM ABOUT 29% IN THE FIRST SAMPLE TO ABOUT 26%IN THE LAST SAMPLED OIL. THE OLEATE DESATURASE ACTIVITY INDUCED THE LOWEST RATIO OLEIC/LINOLEIC ACID INTHE 5TH AND 6TH SAMPLES WITH A VALUE OF ABOUT 32%.

EEFFFFEETTTTOO DDEELLLLAA DDAATTAA DDII RRAACCCCOOLLTTAA SSUULL CCOONNTTEENNUUTTOO FFEENNOOLLIICCOO DDII OOLLII DDII OOLLIIVVAA VVEERRGGIINNEE ((CCVV RROOGGGGIIAANNEELLLLAA))QUESTO LAVORO È UNO STUDIO DELLE MODIFICAZIONI CHIMICHE IN OLI DI OLIVA VERGINI DELLA CV ROGGIANELLAOTTENUTI DA OLIVE RACCOLTE IN DIVERSE FASI, DA OTTOBRE 2006 A GENNAIO 2007. I RISULTATI DI TALE RICERCAHANNO DIMOSTRATO GLI ANDAMENTI DEGLI AGLICONI SECOIRIDOIDI DELL’OLIO VERGINE DI OLIVA CHE RISULTANO DAIDUE PRINCIPALI PRECURSORI: L’OLEUROPEINA E IL LIGSTROSIDE E L’EVOLUZIONE DEGLI ACIDI GRASSI IN SEI FASI DIMATURAZIONE DELLE OLIVE. LE ANALISI CONDOTTE HANNO RIPORTATO UN INCREMENTO DELL’ACIDITÀ ESPRESSA COMEG % DI ACIDO OLEICO FINO AD UN VALORE DI 3,5 PER IL CAMPIONE CORRISPONDENTE AL MESE DI GENNAIO. IL VALO-RE DEI PEROSSIDI È GENERALMENTE DIMINUITO NEL TEMPO, FINO A RAGGIUNGERE UN VALORE MINIMO PARI A 2,7MEQ O2/KG; ANCHE IL CONTENUTO TOTALE IN POLIFENOLI È DIMINUITO DAL VALORE DI 579 A 111 MG DI ACIDO GAL-LICO/KG DI OLIO. UNA MAGGIORE QUALITÀ DELL’OLIO È DA RICONDURRE ALLE DRUPE RACCOLTE NELLE PRIME TREDATE, CON VALORI AL SAGGIO RANCIMAT COMPRESI TRA 29,3 E 38,7 H. STUDI CONDOTTI SULL’EVOLUZIONE DEI COM-POSTI FENOLICI NEI CAMPIONI, HANNO DENOTATO CHE LA FORMA DIALDEIDICA DEL DECARBOSSIMETIL OLEUROPEINAAGLICONE E DEL DECARBOSSIMETIL LIGSTROSIDE AGLICONE HANNO PRESENTATO I PIÙ ALTI CONTENUTI NELL’OLIO PRO-DOTTO DA DRUPE RACCOLTE NELLA SECONDA DATA (52,6 E 13,9 MG/KG RISPETTIVAMENTE). ANCHE IL CONTENUTO DIIDROSSITIROSOLO E DI TIROSOLO HA SUBITO UN INCREMENTO NEL CORSO DELLA MATURAZIONE, MENTRE IL LIVELLO DEILIGNANI IDENTIFICATI (1-ACETOSSIPINORESINOLO E PINORESINOLO) È DIMINUITO, NEL CASO DEL PRIMO DA 24,5 A 0,8MG/KG; PER CIÒ CHE RIGUARDA IL SECONDO DA 52,5 MG/KG A TRACCE NELL’ULTIMO OLIO ANALIZZATO. ALTRI COMPO-STI OGGETTO DI STUDIO SONO STATI: ACIDO VANILLICO, P-CUMARICO, 4-IDROSSIBENZOICO, O-CUMARICO, FERULICO, CIN-NAMICO, LUTEOLINA E APIGENINA. PER CIÒ CHE CONCERNE GLI ACIDI IDROSSIBENZOICI, ESSI HANNO SUBITO UN CALODURANTE LA MATURAZIONE DELLE OLIVE, NEL CASO, INVECE DEI FLAVONOIDI, SI È OSSERVATO UN INCREMENTO DELLALORO CONCENTRAZIONE CON UN MASSIMO DI 5,9 MG/KG DI OLIO. L’EVOLUZIONE DELLA COMPOSIZIONE IN ACIDI GRAS-SI È STATA ALTRESÌ STUDIATA DURANTE IL PROCESSO DI MATURAZIONE. NEGLI OLI ESTRATTI È STATA OSSERVATA UNASIGNIFICATIVA DIMINUZIONE DEI QUANTITATIVI DI ALCUNI ACIDI GRASSI SATURI (C16:0, C18:0, C24:0) CONTRO L’IN-CREMENTO DI ALCUNI ACIDI GRASSI INSATURI (C16:1, C18:1, C18:2). IL RAPPORTO TRA ACIDI GRASSI MONOINSATURIE ACIDI GRASSI POLINSATURI È SCESO DA CIRCA IL 29 % NEL PRIMO CAMPIONE A CIRCA IL 26% NELL’ULTIMO OLIOSTUDIATO. L’ATTIVITÀ DELL’ENZIMA OLEATO DENATURASI HA COMPORTATO IL PIÙ BASSO RAPPORTO OLEICO/LINOLEICONEL 5° E NEL 6° CAMPIONE CON UN VALORE DI CIRCA 32%.

*CORRESPONDING AUTHOR: Angelo Maria Giuffrè,Dipartimento BIO.M.A.A. – Facoltà diAgraria, Università degli Studi Mediterraneadi Reggio Calabria, C.da Melissari,89060 Reggio Calabria, ItalyE mail address: [email protected]: +39-965-814998Fax: +39-965-311092


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INTRODUCTION

The biological properties of extravirgin olive oil havebeen widely recognized in recent years. The oxidativestability, sensory quality and health properties of virginolive oil stem from a prominent and well-balancedchemical composition [1]. Oils which are muchhigher in monounsaturated fatty acids (MUFAs) andlower in saturated fatty acids (SFAs) are preferredby consumers because of the proven beneficialeffect of MUFAs on humane health. The biologicalproperties of olive oil are also related to the presen-ce of minor components, such as antioxidant com-pounds and, particularly, phenols [2].

During ripening, important chemical changes occurinside the drupe which are related to the synthesis oforganic substances, especially triglycerides, and toother enzymatic activities [3] that may affect virgin oliveoil quality [4-5]. Phenolic composition of virgin olive oilresults from biochemical modification and successi-ve transfer of a part of the phenolic compoundsfrom olive drupes to oil during the mechanical oilextraction process. Extravirgin olive oil containsseveral classes of phenolic compounds, such asphenolic acids, phenolic alcohols, lignans, flavo-noids and secoiridoids [6-11]; over all of these,secoridoids and lignans prevail quantitatively,respectively aglicons of oleuropein and ligstrosidewith relative dialdehydic forms and pinoresinol andacetoxypinoresinol [12, 13].

Roggianella is an allochthonous cultivar widely grownin the Calabria region, especially in the olive groves ofthe province of Reggio Calabria.

Agronomical and technological variables conditionphenolic composition of oil, so that its profile and itscontent are different with respect to the original drupes[14-16]. Among the agronomical aspects, cultivar, plantbreeding system, sanitary plant conditions and harve-sting time are the main factors influencing the phenoliccomponents [17-19]. The characteristics and the qua-lity of the olive fruits entering the oil mill are therefore keyfactors, and probably the most important variables,involved in the quality of the final product [20].

The technological factors that affect the olive oil qua-lity are: the type of milling, the kneading operation, theolive oil extraction and the olive oil storage [8, 21, 22,23, 24, 25]. During the olive oil extraction process aconsistent amount of polyphenols is removed becauseof its dilution in olive mill wastewaters. In this work thephenolic evolution and the fatty acid composition of

Roggianella cultivar olive oil was studied in relationto different olive harvesting times taking intoaccount the important role of the chemical compo-nents cited before.

MATERIALS AND METHOD

Plant MaterialOlives cv Roggianella were harvested at six diffe-

rent dates, at biweekly intervals from 18/10/2006until 01/04/2007 at the period in which drupes wereforming. Twelve plants (18-years-old) were randomlyselected in an olive plantation at Rizziconi, ReggioCalabria (Southern Italy). The selected plants werehealthy and uniform in size and the olives, two kilo-grams per plant, were hand picked. The distributionof sampling over different periods gave the opportu-nity to observe the evolution of the harvesting pro-cess of drupes useful to evaluate the phenolic andacidic composition in the extracted olive oil.

Oil extractionThe olive oil was extracted by means of a pressure

system, named “Mini 30” made by Agrimec Valpesana,Calzaiolo, San Casciano (Firenze, Italy), after crushingand malaxing of the olive paste. The process was con-ducted at room temperature. After crushing, the olivepaste was mixed for 30 min, then a pressure of 200atm for 40 min was applied to the tower built, alterningmetal disks with olive paste. The oil was separated bycentrifuge from water, then filtered through paper andstored in dark glass bottles at room temperature. Astream of nitrogen was also used to eliminate the oxy-gen present in the space of the bottle, in order to pre-vent oxidative phenomena. The bottles were stored in arefrigerated chamber, at 14 °C and in darkness until theanalyses were carried out. The samples were namedwith sequential numbers from 1 to 6 depending on har-vesting date, as reported in Table I.

Table I - Samples legend

Samples Harvesting time

1 10/18/2006

2 11/02/2006

3 11/15/2006

4 11/30/2006

5 12/14/2006

6 01/04/2007


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Standards and reagentsAll chemicals were of analytical reagent grade.

Acetonitrile, methanol and acetic acid were of HPLCgrade from Carlo Erba. Gallic acid, p-hydroxyphenylethanol, syringic acid, vanillic acid, caffeic acid, p-coumaric acid, ferulic acid, sinapic acid, o-couma-ric acid and apigenin were purchased from Fluka,oleuropein glucoside was from Extrasynthese.

Analytical methodsAcidity value and peroxide index were determined

following the analytical methods described in ECRegulations [26]. Total free acidity was expressedas % of oleic acid; peroxide value was expressedas milliequivalents of active oxygen per kilogram ofoil (mEq O2/kg). The total phenols were determinedspectrophotometrically at 725 nm using Folin-Ciocalteau’s reagent and expressed as mg/kg ofgallic acid by the calibration plot of pure gallic acidas standard at different concentrations.

The phenolic compounds of the virgin olive oilwere extracted according to the method describedby Pirisi et al. [27]. Qualitative and quantitativedeterminations of phenolic compounds were car-ried out by analyzing the phenolic extracts withliquid chromatography (HPLC) using gallic acid asinternal standard. Two grams of olive oil were wei-ghed in a centrifuge tube and added with 500 µl ofinternal standard, 1 ml of n-hexane and 2 ml ofmethanol/water (60:40, v/v). The mixture was stir-red for 3 min in a Vortex apparatus, then the tubewas centrifuged at 4000 rpm. The methanolic layerwas separated and the extraction repeated twice.

The extracts were combined and washed twicewith 3 ml of n-hexane. The n-hexane solution wasdiscarded while the methanolic solution was evapo-

rated to dryness under vacuum and controlled tem-perature (T < 35°C). The residue was dissolved in 1ml of methanol/water (1:1, v/v), and 10 µl of thissolution were injected into the column for liquidchromatography (HPLC) analysis. Qualitative andquantitative evaluations of phenolic compoundswere conducted on a Knauer HPLC system (AsiAdvanced Scientific Instruments, Berlin, Germany)with a Smartline pump 1000 and a HPLC columnPolymer Laboratories C18 (4.6 mm I.D. x 250 mm,lenght x 5 µm particle size), protected with a preco-lumn (4,6 mm I.D., analyt ical part icle size 5µm).Chromatographic system was equipped withan UV detector Waters and a Rheodyne injectionvalve (20 µl loop). The eluates were detected at 280nm at room temperature. Analysis was performedby using an elution gradient with two mobile pha-ses: (A) acetic acid/water (2:98, vol/vol) and (B)methanol/acetonitrile (1:1, vol/vol) with a flow rate of1 ml/min as described in the Table II.

Table II - Elution gradient of mobile phases in HPLC analysis

Time analysis (min.) A% B%

0 95 5

25 70 30

35 60 40

40 52 48

50 30 70

55 0 100

50 0 100

60 95 5

(A) acetic acid/water (2:98, v/v); (B) methanol/acetonitrile (1:1, v/v)

Table III - Chemical characteristics of olive oil samples†

Samples Acidity (% oleic acid) Peroxide value (mEq O2/kg) Total phenolic compounds (mg gallic acid/kg) Rancimat test (h)

1 0.62±0.01c 3.92±0.05c 579±1.53a 38.74±0.10a

2 0.44±0.02d 4.71±0.01b 369±1.15c 29.32±1.40c

3 0.33±0.02e 2.71±0.02f 402±3.79b 35.07±0.81b

4 0.42±0.02de 2.94±0.04e 330±2.00d 17.71±0.43d

5 1.22±0.03b 3.25±0.03d 152±1.15e 5.93±0.06e

6 3.55±0.09a 5.53±0.08a 111±0.58f 6.53 ±0.02e

Sign. ** ** ** **†Values are means ± S.D. *Significance at P<0.05; **Significance at P<0.01; n.s. not significant. Data followed by different letters are significantly different by Duncan’s

multiple range test.


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The chromatograms were recorded at 280 nm.Phenolic compounds were identified using gallicacid as internal standard and by comparison withrelative retention times of pure compounds. Theresponse factors were similar to those determinedby Mateos et al. [28].

For the determination of fatty acid composition,the analysis followed the analytical methods descri-bed in EC Regulations [26]. The methyl esters wereprepared by vigorously shaking a volume of oiladded of hexane (0.2 g in 3 ml) with 0.4 ml of 2Nmethanolic potash, and analyzed by GC with aPerkin Elmer 8600 model chromatograph equippedwith a FID detector and a injector split-splitless. Afused silica column (30 m length x 0.32 mm i.d.)coated with DB WAX phase (0.30 µm thickness;J&W Scientific, Folsom, CA) was used. Helium wasemployed as carrier gas with a pressure of 1.8 psi.The temperature of the injector and detector wasset at 250°C, while the oven temperature was pro-grammed as following: 150 °C for 10 min, anincrease of 3 °C/min to 175 °C; an increase of 4°C/min to 200 °C and a final isotherm of 15 min.

Statistica Software (SPSS 11.0 version) was usedfor data processing. One-way analysis of variance(ANOVA) was applied to the data to determine thepresence of significant differences (Duncan’s test,significant level P<0.05).

RESULTS AND DISCUSSIONS

The evolution of chemical characteristics of theoils obtained from olives at different harvest times isreported in Table III. The content of total acidic sub-stances was different among samplings: an increa-se of the total acidity content was particularlyobserved after two months respect to the first sam-ple and the higher amounts were in the 5th and the6th samples. The rise in acidity while the fruit remai-ned on the tree was probably caused by the activa-tion of lipolitic enzymes present in the fruit [29].Moreover, the productive area of Rizziconi (ReggioCalabria, Italy) is typical of a highly damp climateproducing a larger number of defects in the fruits atthe last harvesting times. The hydrolytic ranciditygrows more with the consecutive promotion of highorganic acidity, and therefore a decay of the produ-ced oils, as reported in a previous paper [30].

The peroxide value of the samples decreasedduring ripening, except for the second and the last

sample in which an increase of this parameter wasobserved. This was probably due to an enhance-ment of lipoxygenase activity [31]. The oxidativestability of the oils was measured as induction timeusing the Rancimat method. As expected the betterresults were ascribed to the oil extract from drupesthat were harvested in October (about 38 hours). Agood quality was also observed in olive oil samplesfrom the successive harvesting phases. The olive oilquality decreased during ripening, especially inextracts obtained from the last two ripeningperiods. Total phenol content decreased as found inprevious researches [19, 32] and this demolitiongradually continued with ripening. The highestamount of these components was in the 1st sample(579 mg/kg), after about three months it decreasedto 111 mg/kg. The phenolic composition of theexamined olive oils was similar to the virgin olive oilstudied by other authors [33-34].

The study of evolution during different times ofmaturation of olives showed that the most impor-tant identified linked phenols in the olive oil weresecoiridoids and lignans, in particular the dialdehy-dic form of the decarboxymethyl oleuropein aglycon(3,4-DHPEA-EDA) and the pinoresinol (Table IV).

Figures 1 and 2 show the evolution of the secoiri-doid aglycons and the free phenolic hydroxytyrosoland tyrosol. With regard to the first class of com-pounds, the amount of 3,4-DHPEA-EDA and ofp-HPEA-EDA increased from the initial sample tothe successive two and the 2nd sample presentedthe highest level of 3,4-DHPEA-EDA. Except for thefirst and the last samples which were obtained fromdrupes at a not good ripening level, the hydroxyty-rosol and tyrosol concentration increased duringmaturation of olive fruit; this could result fromhydrolytic activities on the secoiridoid derivativeswith more complex molecular structure, as thisresearch previewed [10, 17, 24, 34]. This result isinteresting, as a previous investigation showed thatmain determinants of virgin olive oil antioxidant acti-vity are phenolic compounds that share ortho-diphenolic structures and its derivatives [35]. Thehydroxytyrosol acetate was found in Spanish varie-ties [33] and it was also found in Roggianella oliveoils in remarkable concentration.

The amount of secoiridoid aglycons and thehydroxytyrosol acetate decreased at different matu-ration levels of the fruits. The lignans 1-acetoxypi-noresinol and pinoresinol have been identified in


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olive oil by Brenes et al. since 2000 [13]. In thisstudy the concentrations of 1-acetoxypinoresinoland pinoresinol were more abundant with respectto data reported in literature [12]. Apart from well-known health benefits, these components are veryimportant for the olive oil quality because of theircontent in the oil. In comparison with the other che-mical constituents, lignans did not decrease to con-siderable levels during maturation of fruit, as repor-ted in previous papers [16, 24] (Fig. 3). Other phe-nolic compounds in olive oil, were vanillic, p-cou-maric, 4-hydroxybenzoic, o-coumaric, ferulic andcinnamic acids. These components decreased

generally with harvesting time except for the o-cou-maric and ferulic acid which increased in the ripestdrupes but their amount is low.

The flavonoids identified in this study were luteolinand apigenin; they are formed by hydrolysis of theglycosides present in the olive pulp [36]: for this rea-son they increased during the different phases of har-vesting. These compounds were found at very lowconcentrations not exceeding 6 mg/kg, as observedin other experiments [37]. Good correlations betweenoxidative stability by Rancimat and o-diphenols,secoiridoids and lignans were observed with slightdifferences (data not shown). In particular, the

Table IV - Phenolic compounds in virgin olive oils cv Roggianella

Phenolic compounds† 1 2 3 4 5 6 Sign.

Phenolic acids

Vanillic acid 7.62±0.48a 4.31±0.27b 3.39±0.34c 3.36±0.40c 2.91±0.40c tr.d **

4-hydroxybenzoic acid 0.70±0.24b 1.23±0.19a 0.37±0.07c Tr. d Tr.d tr.d **

p-coumaric acid 7.82±0.61a 3.80±0.25b 1.61±0.34d 1.53±0.09d 1.03±0.13d 2.63±0.93c **

o-coumaric acid 2.53±0.30b 2.65±0.12b 2.38±0.22b 2.54±0.11b 5.35±0.18a 1.02±0.04c **

Ferulic acid 0.49±0.25c 0.96±0.05c 2.46±0.27b 3.50±0.06a 3.01±0.54a 3.54±0.28° **

Cinnamic acid 22.60±1.20a 11.11±0.10b 8.30±0.25c 5.32±0.01d 10.37±1.39b 6.40±0.29d **

Phenolic Alcohols

Hydroxytyrosol 3.61±0.17b 0.99±0.14c 0.90±0.10c 0.99±0.14c 7.93±0.44a 0,50±0.17d **

Tyrosol 10.67±0.20a 3.78±0.20e 4.78±0.33d 5.90±0.06c 6.35±0.24b tr.f **

Lignans

(+) 1-acetoxypinoresinol 24.47±0.07a 16.86±0.51b 14.57±0.14c 13.35±0.43d 12.38±0.55e 0,82±0.14f **

(+) pinoresinol 52.53±2.42a 37.42±0.86c 42.49±1.09b 34.15±1.49d 21.93±1.50e tr.f **

Secoiridoids

Dialdehydic form 47.92±1.78c 52.60±1.46a 50.05±0.06b 42.96±0.36d 2.33±0.96e 1,24±0.27e **

decarboxymethyl oleuropein

aglycon (3,4-DHPEA-EDA)

Dialdehydic form 8.81±0.39b 13.94±0.26a 9.09±0.85b 7.08±0.06c 1.01±0.03d tr.e **

decarboxymethyl ligustroside

aglycon (p-HPEA-EDA)

Hidroxytyrosol acetate 32.16±1.02b 34.35±0.32a 12.57±0.87c 1.81±0.62d 1.09±0.28e tr.e **

Oleuropein aglycon 0.87±0.14a 0.39±0.13b 0.16±0.03c 0.03±±0.00cd 0.03±0.01cd tr.d **

Dialdehydic form oleuropein 20.31±0.71a 12.97±1.48c 4.28±0.21e 6.31±0.09d 18.54±0.25b 0.14±0.03f **

aglycon

Dialdehydic form ligstroside 2.13±0.08c 4.03±0.46b 2.17±0.06c 2.30±0.25c 5.39±0.08a 0.46±0.22d **

aglycon

Flavonoids

Apigenin 2.05±0.52e 2.70±0.23d 4.34±0.20c 5.95±0.09a 5.15±0.91b 0.31f **

Luteolin 2.70±0.10d 4.69±0.23b 4.44±0.08c 4.41±0.45c 4.96±0.06a tr.e **†Data are expressed as mg/kg of olive oil; values are means ± S.D. *Significance at P<0.05;**Significance at P<0.01; n.s. not significant. Data followed by different

letters are significantly different by Duncan’s multiple range test.

tr. means traces


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Figure 1 - Content of tyrosol and dialdehydic form of decarboxymethyl of ligstroside aglycon in samples

Dialdehydic form decarboxymethyl ligstroside aglycon (p-HPEA-EDA)Tyrosol

Dialdehydic form decarboxymethyl oleuropein aglycon (3,4-DHPEA-EDA)Hydroxytyrosol

Figure 2 - Content of hydroxytyrosol and dialdehydic form of decarboxymethyl oleuropein aglycon in samples.

samples

mg/kg

samples

mg/kg


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1-AcetoxypinoresinolPinoresinol

ApigeninLuteolin

Figure 3 - Evolution of the lignan content in olive oil samples

Figure 4 - Evolution of flavonoids in olive oil samples

samples

mg/kg

samples

mg/kg


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second class of phenol compounds demonstratedthe highest R2 value (0.79), followed by o-diphenolsand lignans (0.77 and 0.76, respectively).

With regard to fatty acid composition, Table Vshowed the mean values of palmitic (C16:0), palmi-toleic (C16:1), margaric (C17:0), margaroleic(C17:1), stearic (C18:0), oleic (C18:1), linoleic(C18:2), linolenic (C18:3), arachidic (C20:0), gado-leic (C20:1), behenic (C22:0) and lignoceric (C24:0)acids of the Roggianella olive oil during ripening.Palmitic and oleic were measured as major fattyacids due to their percentages of 14 and 78,respectively. Palmitoleic, stearic, linoleic and linole-nic acids were also determined in small amounts atall periods. Margaric, margaroleic, arachidic, gado-leic, behenic and lignoceric acids were present atless than 0.5%. As expected, palmitic amountsdecreased significatively from the initial value of14.80% to about 13% in the samples obtainedduring the course of fruit ripening, probably due toan effect of dilution [18].

The oleic and linoleic acid content increased,whilst the oleic/linoleic acid ratio tended to decrea-se during the maturity process. These observationscould be related to the continuing biosynthesis oftriglycerides that permitted the oleic acid amount torise, and the contemporary activity of enzyme olea-

te desaturase which promoted the transformationof oleic acid into linoleic acid. For the other fattyacids, significant variations were not found duringripening. The sum of monounsaturated fatty acids(MUFAs) was higher than 80%, while a quantity ofpolyunsatured fatty acids (PUFAs) not more than3.21% was observed. The ratio between monoun-saturated and polyunsaturated fatty acids decrea-sed slightly during the olive maturation process andthis is a positive event because the increase ofPUFAs reveals an oxidative susceptibility of theolive oil [31, 38].

CONCLUSIONS

From the study of the obtained data in this work,it can be noted that Roggianella variety producedhigh quality olive oil. This characteristic was maintai-ned even until the end of November, as demonstra-ted by the analytical parameters (free acidity, peroxi-de index, total phenols). With regard to phenoliccompounds, an increasse of hydroxytyrosol andtyrosol from enzymatic activities was observedduring the maturation process. This olive cultivarhad a high amount of some components such ashydroxytyrosol acetate and lignans in comparisonto the other varieties reported in literature. The

Table V- Amounts of methyl esters of fatty acids of olive oil samples cv Roggianella†

Compounds/ Samples 1 2 3 4 5 6 Sign.

C 16:0 14.80±0.14a 14.05±0.03c 14.54±0.04b 13.93±0.13cd 13.08±0.04e 13.76±0.06d **

C 16:1 1.73±0.06b 1.72±0.03b 1.89±0.06° 1.94±0.12a 1.98±0.06a 2.00±0.02a **

C 17:0 0.14±0.01a 0.09±0.03b 0.08±0.02bc 0.09±0.01b 0.05±0.01c 0.05±0.01bc **

C 17:1 0.22±0.03 0.33±0.04 0.33±0.04 0.28±0.05 0.30±0.01 0.29±0.01 n.s.

C 18:0 1.51±0.04a 1.38±0.03bc 1.39±0.02bc 1.42±0.02b 1.33±0.01c 1.38±0.03bc **

C 18:1 77.93±0.13c 78.70±0.03b 77.96±0.08c 78.95±0.21ab 79.21±0.28a 78.79±0.05b **

C 18:2 2.00±0.02d 2.26±0.06c 2.37±0.02bc 1.98±0.09d 2.50±0.03a 2.47±0.03ab **

C 20:0 0.34±0.04 0.35±0.05 0.34±0.05 0.31±0.02 0.30±0.01 0.25±0.01 n.s

C 18:3 0.75±0.02 0.78±0.05 0.69±0.02 0.75±0.07 0.71±0.02 0.65±0.01 n.s.

C 20:1 0.43±0.04a 0.39±0.04ab 0.33±0.03bc 0.30±0.02c 0.30±0.02c 0.26±0.03c *

C 22:0 0.09±0.01 0.11±0.02 0.10±0.01 0.05±0.01 0.07±0.03 0.09±0.01 n.s.

C 24:0 0.09±0.01a 0.04±0.02b 0.02±0.01b 0.03±0.01b 0.03±0.01b 0.03±0.01b **

MUFA 80.30±008c 81.14±0.02b 80.51±0.15c 81.46±0.36ab 81.79±0.23a 81.33±0.07ab **

PUFA 2.74±0.04b 3.04±0.11a 3.05±0.04a 2.73±0.16b 3.21±0.01a 3.12±0.01a **

MUFAs/ PUFAs 29.31±0.48a 26.75±0.93b 26.40±0.42b 29.95±1.92a 25.52±0.02b 26.07±0.14b *

C 18:1/ C 18:2 39.06±0.48a 34.83±0.88b 32.97±0.33bc 40.02±1.97a 31.69±0.25c 31.90±0.39c **†Data are expressed as Area %; values are means ± S.D. *Significance at P<0.05;**Significance at P<0.01; n.s. not significant.

Data followed by different letters are significantly different by Duncan’s multiple range test.


22

study of the fatty acid evolution also demonstratedthat the harvesting time for Roggianella cv shouldbe no later than the beginning of December in theconsidered growing environment because of thetrends of the single compounds and of theMUFAs/PUFAs ratio.

AKNOWLEDGEMENTS

This work was supported by the Italian Ministerodell’Università e della Ricerca (60% research fund).

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24


Chemical composition of Dalmatianvirgin olive oils from autochtonousolive cultivars Oblica,Lastovka and Levantinka

MM.. ˇZZAANNEETTIICC’’11**,, DD.. ˇSSTTRRUUCCEELLJJ22,,SS.. PPEERRIICCAA11,, DD.. RRAADDEE22,, DD.. ˇSSKKEEVVIINN22,,AA.. SSEERRRRAAIIOOCCCCOO33,, NN.. SSIIMMOONNEE33

1INSTITUTE FOR ADRIATIC CROPS AND

KARST RECLAMATION, DEPT FOR PLANT

PRODUCTION, SPLIT, CROATIA2FACULTY OF FOOD TECHNOLOGY AND

BIOTECHNOLOGY, UNIVERSITY OF ZAGREB,CROATIA

3CRA, CENTRO DI RICERCA PER

L’OLIVICOLTURA E L’INDUSTRIA OLEARIA,CITTÀ S. ANGELO (PE), ITALY

IN THIS PAPER, THE CHEMICAL COMPOSITION OF MONOVARIETAL OLIVE OILS WAS STUDIED, ALONGWITH QUALITY CHANGES DURING DIFFERENT STORAGE CONDITIONS. 20 OLIVE OIL SAMPLES FROMTHREE OF THE MOST COMMON AUTOCHTHONOUS VARIETIES FROM MIDDLE DALMATIA REGION:OBLICA, LEVANTINKA AND LASTOVKA, WERE INVESTIGATED IN ORDER TO DETERMINE THEIR CHE-MICAL PROFILES. OLIVE FRUITS WERE COLLECTED FROM SEVEN LOCATIONS AND PROCESSED INCOMMON OIL MILLS BY HYDRAULIC PRESSING OR CENTRIFUGATION IN TWO OR THREE PHASES.AMONG THE ANALYZED OILS, 52.4 % ACHIEVED THE REQUIREMENTS FOR THE HIGHEST QUALITY(EXTRA VIRGIN OLIVE OIL), WHILE THE OTHERS WERE IN THE CATEGORY OF ''VIRGIN OLIVE OIL''. OBLICA VARIETY OLIVE OILS HAVE A HIGHER CONTENT OF OLEIC AND LINOLEIC ACID THAN OILSFROM LASTOVKA AND LEVANTINKA VARIETY. DIFFERENCES IN TRIOLEIN (OOO) CONTENT WEREDETECTED, DEPENDING ON THE OLIVE CULTIVATION’S LOCATION. ALL OIL SAMPLES HAD LESS STIG-MASTEROL THAN CAMPESTEROL, WHILE β–SITOSTEROL CONTENT WAS > 93% IN ALL SAMPLES,BEING IN ACCORDANCE WITH DOMESTIC AND INTERNATIONAL LAW REGULATIONS. DURING THESTORAGE PERIOD THE INCREASE OF FREE FATTY ACIDS WAS LESS INTENSIVE THAN THE INCREASEOF PEROXIDE VALUE. KKEEYY WWOORRDDSS: VIRGIN OLIVE OIL, AUTOCHTHONOUS VARIETIES, COMPOSITION, FATTY ACIDS, TRIGLY-CERIDES, STEROLS.

CCOOMMPPOOSSIIZZIIOONNEE CCHHIIMMIICCAA DDII OOLLII VVEERRGGIINNII DD’’OOLLIIVVAA DDAALLMMAATTII PPRROODDOOTTTTII DDAALLLLEE VVAARRIIEETTÀÀAAUUTTOOCCTTOONNEE OOBBLLIICCAA,, LLAASSTTOOVVKKAA EE LLEEVVAANNTTIINNKKAAIN QUESTO LAVORO È STATA STUDIATA LA COMPOSIZIONE CHIMICA DI ALCUNI OLI VERGINI DI OLIVAMONOVARIETALI, INSIEME ALLA VARIAZIONE DEI PARAMETRI QUALITATIVI DURANTE LA FASE DICONSERVAZIONE IN DIVERSE CONDIZIONI. 20 CAMPIONI DI OLI VERGINI DI OLIVA DERIVATI DALLE TRE VARIETÀ PRINCIPALI DELLA CROAZIA(OBLICA, LASTOVKA E LEVANTINKA ) SONO STATI ANALIZZATI AL FINE DI DETERMINARNE IL PRO-FILO CHIMICO. LE OLIVE RACCOLTE IN SETTE DIFFERENTI AREE SONO STATI TRASFORMATE IN OLIOMEDIANTE IL SISTEMA TRADIZIONALE DI ESTRAZIONE PER PRESSIONE OPPURE CON I PIÙ MODERNISISTEMI DI CENTRIFUGAZIONE A DUE O TRE FASI. TRA GLI OLI ANALIZZATI IL 52,4% È RISULTATOAPPARTENENTE ALLA CATEGORIA EXTRA VERGINE, MENTRE GLI ALTRI OLI SONO RISULTATI NELLACATEGORIA MERCEOLOGICA OLIO DI OLIVA VERGINE. GLI OLI PRODOTTI A PARTIRE DALLA VARIETÀOBLICA HANNO MOSTRATO UN CONTENUTO IN ACIDO OLEICO E LINOLEICO PIU ALTO RISPETTO AQUELLI OTTENUTI DALLE VARIETÀ LASTOVKA E LEVANTINKA. LE DIFERENZE NEL CONTENUTO DITRIOLEINA (OOO) SONO STATE RICONDOTTE IN PARTICOLAR MODO AL FATTORE AMBIENTALE,DIPENDENDO PIÙ FORTEMENTE DALLA ZONA DI COLTIVAZIONE DELLE OLIVE. TUTTI GLI OLI HANNOMOSTRATO UN CONTENUTO IN STIGMASTEROLO MINORE RISPETTO A QUELLO DEL CAMPESTEROLO,MENTRE IL CONTENUTO DI β–SITOSTEROLO E STATO > 93% IN TUTTI CAMPIONI, IN ACCORDO CONI LIMITI STABILITI DAI REGOLAMENTI NAZIONALI ED INTERNAZIONALI. DURANTE IL PERIODO DISTOCCAGGIO L’AUMENTO DELLA ACIDITÀ LIBERA ERA MENO MARCATO RISPETTO A QUELLO DELNUMERO DEI PEROSSIDI.PPAARROOLLEE CCHHIIAAVVEE: OLIO VERGINE DI OLIVA, VARIETÀ AUTOCTONE, COMPOSIZIONE, ACIDI GRASSI, TRI-GLICERIDI, STEROLI.

*CORRESPONDING AUTHOR:[email protected] Tel. +38521/434-418, 434-444Fax: +38521/316-584


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INTRODUCTION

Virgin olive oil is considered as a natural olive juicesince it is processed directly from olive fruit without anyheat or chemical treatment. It is consumed withoutrefining and it has an important role in Mediterraneandiet. Its particular nutritional and biological characteri-stics, as well as exquisite sensorial properties distingui-sh virgin olive oil from other vegetable oils.

Olive growing and olive oil production has beenknown for centuries in the Adriatic area. Dalmatia, acoastal part of Croatia, has a long tradition in olivecultivation. The olive growing area in Croatia consi-sts of five sub regions: Istria, Kvarner islands, NorthDalmatia, Middle and South Dalmatia, all with atypical Mediterranean climate. The Middle Dalmatiaregion is a central part of the Croatian Adriatic coastand is characterized with Csa “climate type andCsax’’ climate type, both typical olive climates,where drought appeares during the summer period.

Today along the Adriatic coast and on theCroatian islands, there are about 6 millions olivetrees most of which are autochthonous olive varie-ties. Some of them are young olive orchards, someare old and abandoned, and in total about 4.5 mil-lion trees are in full production.

31% of all olive orchards in Croatia are situated in theMiddle Dalmatia region where the soil is mainly rockyso it is difficult to use agronomic equipment. There areabout 40 autochthonous cultivars and many introdu-ced ones, and 75% of the olive trees are of the Oblicavariety, found particularly in Middle Dalmatia. Thisvariety tolerates low temperatures and drought thoughit has a tendency to bearing fruit every other year. It isused both as a table olive and for oil production, itsfruits being characterized by 21% oil content [1].

Other predominant varieties in this region areLevantinka and Lastovka mostly grown on kartsticsoils difficult for mechanical cultivation, howevertheir main use is in oil production.

Nowdays there are more than 120 olive mills inCroatia, most of them equiped with modern centri-fugal systems with two or three phases and with aproduction capacity over 100 t/h. A small numberof oil mills still use the traditional processing systemwith hydraulic pressure. The average annual olive oilproduction is about 4-5 mill. liters.

In the last decade great attention has been focu-sed on characterization of monovarietal virgin oliveoils in order to protect and preserve olive biodiver-

sity in major olive growing countries [2,3,4], as wellas in Croatia [5,6,7,8,9,10,11]. In this paper, themain quality and chemical characteristics of mono-varietal olive oils derived from principal olive culti-vars have been investigated and discussed. Theinfluence of the type of the processing technologyapplied has also been studied, as well as the qualitychanges during storage under different conditions.A comparison with some Istrian oils has been madeand differences have been disscussed.

MATERIALS AND METHODS

Samples A representative number of monovarietal olive oil

samples derived from the most common auto-chthonous olive varieties from the middle Dalmatianregion, was collected, including fruits from severalislands. Olive fruits were collected from several cho-sen locations and processed in traditional oil-millsby hydraulic pressing (still present in some regions)or by modern centrifugation systems.

A total number of 20 olive oil samples from selec-ted varieties (Oblica, Lastovka and Levantinka) werecollected from seven different locations. Harvesttime and type of olive processing were known foreach sample, as well as a possible way of conser-vation of olive fruits between harvesting and pro-cessing. Table I shows data concerning harvestingdate and processing technology for the differentoils, showing that all olive fruits were harvested atthe same time during maturation period. The sameTable shows that 13 monovarietal oils were produ-ced from variety Oblica, 2 oils from Lastovka and 5oil samples from Levantinka. This reflects the factthat Oblica is the most widespread variety in thecoastal area of Croatia, whereas the Lastovka andLevantinka varieties are more common in the midd-le and southern Dalmatian olive orchards, chosenfor this research. The majority of analyzed oils wereobtained by centrifugal extraction (2 or 3 phases),except for 6 samples from Kastela area that wereproduced by traditional hydraulic press.

ChemicalsAll chemicals and reagents used for analyses

were of suitable grade for spectrometric and chro-matographic analyses. Standards and specific che-mical reagents for sterol determination were sup-plied by Sigma Chemical Co. (St. Louis, MO, USA).


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All the other chemicals were obtained from CarloErba Reagenti (Milan, Italy), and used withoutfurther purification.

ApparatusAbsorbance measurements were recorded by a

spectrophotometer UV – Visible DMS 200 (Varian,CA, USA). All gas chromatograph analyses were car-ried out on a Carlo Erba Instruments HRGC MEGA 2series, equipped with split/splitless injector and flameionization detector (FID). For HPLC analyses of trigly-cerides, a high pressure liquid chromatographer(HPLC type SHODEX RI SE-61) was used.

ExperimentalAfter determination of the main chemical quality

parameters, some authenticity parameters of oliveoil were analyzed: fatty acid composition, triglyceri-de composition and sterol composition and contentof erythrodiol and uvaol.

In the second part, quality changes of olive oilsamples during storage under different conditionswere studied. The same quality parameters of theoils (FFA, PV, UV - specific absorption coefficients)were determined at the beginning (just after oil pro-

duction), after 16 month of storage at +4°C andonce more after another six months at room tempe-rature (20°C) in the dark.

Analyses of quality parametersThe analyses of the main chemical quality parame-

ters: free fatty acids – FFA (expressed as % of oleicacid), peroxide value - PV (meqv O2/kg) and specificabsorbance in the UV range commonly indicated byK232 and K270, were determined in accordance with ECRegulation for analytical methods [12].

Fatty acids determination Determination of fatty acid composition was

performed according to the standard method [14].Fatty acids esterification was done in order to pre-pare fatty acid methyl esters (FAME) in compliancewith the standard method [15]. Analyses wereperformed on a gas chromatograph (GC) CarloErba Instruments HRGC MEGA 2 series, equippedwith split/splitless injector (t = 260°C) and flameionization detector (FID) (t = 260°C). A silica capil-lary column DB -23 (30 m x 0.25 mm i.d., 0.20 µmfilm thickness) was used at temperature of 120°C to230°C, with increasing rate of 5°C/min. Helium is

Table I - Sample description

Sample code Cultivar Harvest date Growing area Processing technology

OB1 Oblica 01/11/1999 Kastela Hydraulic press

OB2 Oblica 10/12/1999 Kastela Hydraulic press

OB3 Oblica 01/11/1999 Primosten Centrifugal extraction



OB6 Oblica 03/11/1999 Gradac Centrifugal extraction



OB9 Oblica 25/19/1999 Tribunj Centrifugal extraction



OB12 Oblica 01/11/1999 Brac Centrifugal extraction

OB13 Oblica 28/12/1999 Brac Centrifugal extraction

LA1 Lastovka 11/11/1999 Kastela Hydraulic press

LA2 Lastovka 15/11/1999 Kastela Hydraulic press

LE1 Levantinka 12/11/1999 Kastela Hydraulic press

LE2 Levantinka 18/11/1999 Kastela Hydraulic press

LE3 Levantinka 13/11/1999 Solta Centrifugal extraction

LE4 Levantinka 13/12/1999 Solta Centrifugal extraction

LE5 Levantinka 15/11/1999 Brac Centrifugal extraction


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used as a carrier gas with column flow of 1.5mL/min. Injected volume was 0.5 µL. Total time ofanalysis was 30 min. The results were elaboratedby the normalization method.

Determination of triglyceride composition (in terms of theirequivalent carbon number ECN)

Triacylglycerol theoretical content with equivalentcarbon number ECN 42 was determined based onthe fatty acid composition previously determined byGC. Analytical content of triglycerides with ECN 42was determined by high pressure liquid chromato-graphy (HPLC type SHODEX RI SE-61) in com-pliance with standard method [16].

The apparatus was equipped with column of inoxsteel ChromSpher C18 (25cm x 4.6 mm i.d.), filledwith silica gel particles 5 µm of diameter. Solution ofacetone:acetonitril (50:50, v/v) was used as a mobi-le phase with flow rate of 0.8 mL/min and at theconstant temperature of 20°C. Olive oil sampleswere prepared by dilution in acetone as solvent(5%, w/v) and analyzed in duplicate. The amount of10 µ l of test portion was injected into HPLCsystem. The results are expressed as a relative per-centage of each triglyceride.

Sterol, eritrodiol and uvaol analysisThe sterol fraction was separated from the unsa-

ponifiable matter by thin-layer chromatography andanalyzed by GC, according to standard method[17]. The unsaponifiable fraction was prepared asdescribed in the same standard method and finallymade up in a 5% trichlormetan solution.

Sililatilation was applied with pyridne/hexamethyildi-silazan/trimethylchlorsilan (5:2:1, v/v) as reagents (50µl on each gram of sterols). The gas chromatographused for sterol fractions' analysis was equipped with aDS-5 MS capillary column (30m x 0.25mm x 0.02µm). Column temperature was 265°C. Also, GC hadsplit/splitless with 1/80 split ratio. Hydrogen was usedas gas carrier at a flow rate of 49 cm/s. The injectionvolume was 1 µm. The temperature of injector wasset to 280°C and that of the detector at 290°C.

Statistical analysisStatistical analysis was performed using Microsoft

Excel software. Significant differences between varie-ties according to triglyceride OOO were determinedusing one-way ANOVA followed by “Scheffe’s post-hoc test” carried out on the SPSS program.

RESULTS AND DISCUSSION

Basic qualitative parameters in olive oil samplesVirgin olive oil contains about 98% neutral lipids,

mainly triglycerides (96-97%), a small quantity ofdiglycerides (1-2%) and a variable quantity of free fattyacids which are used as a marker of oil quality [3].

As reported in Table II, free acidity in all 20 olive oilsamples at the beginning had values within the rangeof the virgin olive oil category, according to ECRegulation [12]. In particular, it was possible to confirmthat the lowest free acidity value was obtained forOblica oil (0.3%) from Gradac (OB6, 0.3%) andLevantinka oil samples (0.3%), from Solta (LE3) andBrac island (LE5), whereas slightly higher values forfree acidity were detected in Lastovka oil samples withan average of 0.4%. The reason is the traditional pro-cessing system by hydraulic pressure and somegrowers still keep their olives in water (or sea or saltwater) for several days between harvest and proces-sing. This practice and its influence on olive oil qualityhave been deeply investigated by Koprivnjak and all.[7]. Those oils have a rather high free fatty acid valueand, above all, very negative sensorial attributes.These results are in agreement with a previous studyby Cerretani and co-worker [13].

The peroxide value (PV) is the measure of primaryoxidation, and for all analyzed samples the PV (meqO2/kg) was inside the limits for extra virgin olive oils,according to European regulation [12]. All results forK232, K270 and ∆K were well inside the limits set byEuropean regulation [12] for extra virgin olive oil.This is proof of proper storage conditions whichguarantee the freshness of oil.

Free acidity, peroxide value and UV absorbanceattested to the good quality of the analyzed oils, asshown in Table II. Obtained results for quality parame-ters show that 52.4 % of analyzed oils achieved therequirements for highest quality (“extra virgin olive oil”),while the other were in the category of “virgin olive oil”.

Changes of quality parameters during storageDuring the storage period, changes of basic quality

parameters were detected. Figure 1 shows changesin FFA and PV (mean values) during the storageperiod. After 16 month of storage at +4°C for FFAand PV showed a slight increase in values. All sam-ples still had FFA values inside the limits for virgin oliveoil, except one sample from Oblica cultivar (OB1, FFA= 2.2%) which was the oil produced by hydraulic


28

pressing and the FFA value was rather high from thebeginning. All the other samples had FFA and PVvalues inside the limits for virgin olive oils, as well asUV-indices. After further six months of storage atroom temperature (20°C) in dark conditions a greaterincrease in FFA and PV in all the analyzed oils wasdetected. FFA values increased for all samples sothree samples were classified as lampante oils (OB1,OB2, OB12). Five samples still had FFA values forextra virgin olive oil category (OB3, OB6, OB7, LE3and LE5). The increase of PV for oils from Oblica wasgreater than for oils from Lastovka and Levantinka.Only three oils (LA1, LA2 and LE2) still kept the PVunder 20 meq O2/kg, meaning that all other samplesare in the category of lampante oil after 22 months ofstorage and should be refined before human con-sumption. Changes in UV-indices through the storageperiod were modest and all samples kept the valuesof these parameters inside the limits for virgin olive oil.

Fatty acid composition of monovarietal olive oilsThe fatty acid composition of the analyzed oils

obtained from different cultivars showed some diffe-rences as shown in Table III. Further, in some cases

the values for certain fatty acid exceed the limitsreported in the EC Regulations for olive oils.

It is well known that the classification of virgin oliveoils can be done based on their fatty acid composi-tion, which was studied by various authors [18,19,20,].Almost all the analyzed oil samples had oleic acid con-tent (C18:1) higher than 70%, with the exceptions offour samples from Oblica and one from Levantinka oil.Oils from Oblica variety had a higher content of oleicacid (even up to 84.3%) than those of Lastovka andLevantinka variety (from 63.69% to 76.70%). Themonosaturated fatty acids have great importance dueto their nutritional properties and effect on oxidativestability of the oils. Thus, it could be concluded thatoils from Oblica have significant oxidative stability incomparison to other two cultivars. This will be studiedin depth in future experimental works.

Linoleic acid (C18:2) also had higher values (max.18.00%) in Oblica oils than those of Levantinka(6.40 -11.40%). All cultivars show a stable indexexpressed by the ratio of oleic acid to linoleic acid(C18:1/C18:2) with values near or higher than 7,with some exceptions in oils of Oblica. The ratiobetween oleic/linoleic acid for Oblica oils was from

Table II - Chemical and qualitative parameters found in monovarietal extra virgin olive oil samples at the beginning of experiment

Samples Free acidity PV (meqO2/kg) K232 K270 ∆K

(%)

OB1 1.8 7.60 2.17 0.14 0.00

OB2 1.9 6.30 1.80 0.11 0.00

OB3 0.7 9.10 1.93 0.13 0.00

OB4 1.1 6.70 1.92 0.19 0.00

OB5 0.7 9.10 1.96 0.12 0.00

OB6 0.3 12.50 2.34 0.10 0.00

OB7 0.4 7.50 1.72 0.06 0.00

OB8 1.1 9.70 2.19 0.36 0.00

OB9 0.4 9.50 1.60 0.12 0.00

OB10 0.5 16.10 2.05 0.14 0.00

OB11 0.6 10.50 2.10 0.11 0.00

OB12 1.4 8.80 2.05 0.17 0.00

OB13 1.2 10.70 2.30 0.18 0.00

LA1 1.0 8.80 2.26 0.14 0.00

LA2 0.9 6.30 1.68 0.12 0.00

LE1 0.8 5.60 1.93 0.15 0.00

LE2 0.9 7.30 1.67 0.07 0.00

LE3 0.3 6.90 1.89 0.11 0.00

LE4 0.5 6.00 1.82 0.10 0.00

LE5 0.3 9.90 2.16 0.16 0.00


29

3.19 to 12.97, which is lower than in olive oils fromautochthonous varieties from the north Adriaticcoast [21]. In particular, oils from Levantinka cultivarhad rather high C18:1/C18:2 ratios, with an avera-ge of 9.81, meaning a good stability of those oils.

The palmitic acid content (C16:0) in all oil sampleswas on average 12.45%, the highest value found inthe Oblica oil from Primosten. The oil also had thehighest (1.4%) of palmitoleic acid (C16:1) while thelowest was in Lastovka oil (0.59%). The content ofstearic acid (C18:0) was the same in all cases sothat fact could be used for identification of thisvariety. Furthermore, in all Levantinka samples theamount of 9-heptadecenic acid (C17:1) was con-

stant, thus, this could be considered as a identifica-tion parameter for this oil.

The mean level of C20:0 acid was found to havean ascending character in all three varieties (Oblica,Lastovka, Levantinka) with concentrations of0.42%, 0.45% and 0.56% respectively.

Polyunsaturated fatty acids had quite a high con-tent in olive oils from Oblica and Lastovka (11.40and 11.10% respectively); while in Levantinka oilsthat value was lower (9.21%).

Triglyceride composition of monovarietal olive oilsTriglyceride composition in olive oil is variable and

it changes with the origin of the product. Based on

A

B

FFA

[%]

PV

(m

eq 0

2/kg)

1,7

1,5

1,3

1,1

0,9

0,7

0,5

15,00

13,00

11,00

9,00

7,00

5,00

3,00

0 16 22months

0 16 22months

Lastovka

Oblica

Levantinka

Lastovka

Oblica

Levantinka

Figure 1 - FFA (A) and PV (B) changes (mean values) during storage period of 0, 16 and 22 months.


30

the triglyceride composition it is possible to detectthe precise origin of certain olive oils [22]. The trigly-ceride composition of analyzed olive oil samples isshown in Table IV. The differences in triolein (OOO)content, the main TG in all olive oils, were detected,depending on olive cultivar, Levantinka oils havinghigher OOO content than others. The statistical analy-ses of OOO content was performed, and is presentedin Table V. One-way ANOVA analysis of varianceshows there is a statistically significant main effect ofolive cultivar (F(2,17)=20.887, p<0.001). Scheffe'spost-hoc test shows that oils from Levantinka havestatistically significant higher level of triglyceride OOOthan the oils from other two cultivars (p<0.001 andp=0.001, Lastovka and Oblica, respectively), while nosignificant difference in average OOO levels betweenLastovka and Oblica was found (p=0.816).

Slightly higher levels of SOO were detected inLevantinka oil samples, while the LLL and OLL con-tent were quite low. For all the analyzed samplesthe difference between experimental ECN 42 andtheoretical ECN 42 values was within the limit for

virgin olive oils according to regulations [26]. Thedetermination of triglycerides, total and 2-positionfatty acid composition should be carried out overseveral consecutive crop seasons in order to obtainprecise data for exact olive oil characterization [23].

SterolsGas chromatography with different detectors is the

most common method for sterol determination [2, 17,21, 24, 25]. Total sterol content in virgin olive oils mustbe above 1000 mg/kg, according to EU and Croatianregulations [26]. The principal member of the sterolfraction in olive oil is β-sitosterol. The content of socalled ‘apparent’ β-sitosterol (sum of 6 sterols: β-sito-sterol + ∆5-avenasterol + ∆5,23-stigmastadienol + cle-rosterol + sitostanol + ∆5,24-stigmastadienol) should beat least 93.0%. The sterol content for all analyzedolive oil samples is shown in Tables VI and VII. All theanalyzed samples had β-sitosterol content in accor-dance with the EC regulation. For monovarietal oilsfrom Oblica variety ‚-sitosterol values were from95.2% to 96.1%, while oils from Lastovka and

Table III – Fatty acid composition of olive oil samples

Fatty acid (% of total amount)

Sample

code 14:0 16:0 16:1 17:0 17:1 18:0 18:1 18:2 18:3 20:0 20:1 22:0 24:0 C18:1/ Trans- Trans-

C18:2 18:1 8:2+18:3

OB1 0.05 11.70 0.80 n.d. 0.10 2.40 70.38 13.00 0.70 0.30 0.30 0.10 0.20 5.41 0.04 n.d.

OB2 0.02 12.20 0.90 n.d. 0.10 2.10 70.30 12.60 0.80 0.40 0.40 0.10 n.d. 5.58 0.03 0.01

OB3 0.02 11.10 0.80 n.d. 0.10 2.10 73.40 10.80 0.70 0.40 0.40 0.10 n.d. 6.80 0.03 0.01

OB4 0.01 18.60 1.40 0.20 0.20 3.40 56.50 17.20 1.00 0.70 0.60 0.20 0.10 3.28 0.01 0.01

OB5 0.03 12.60 0.90 n.d. 0.10 2.40 70.50 11.80 0.70 0.40 0.40 0.10 0.10 5.97 0.02 0.02

OB6 0.01 12.80 0.80 n.d. 0.10 2.10 72.10 10.50 0.70 0.40 0.30 0.10 n.d. 6.87 n.d. 0.01

OB7 0.01 8.40 0.60 n.d. 0.10 1.70 80.10 7.80 0.50 0.30 0.30 0.10 n.d. 10.27 0.01 0.01

OB8 0.04 17.00 1.40 0.10 0.20 3.30 57.50 18.00 1.00 0.60 0.60 0.20 n.d. 3.19 0.01 0.02

OB9 0.04 18.20 1.20 0.10 0.10 2.90 58.50 16.70 1.00 0.50 0.40 0.20 0.20 3.50 0.02 0.04

OB10 0.02 12.40 0.90 n.d. 0.10 2.00 73.30 9.70 0.70 0.40 0.40 0.10 n.d. 7.56 0.04 n.d.

OB11 0.01 6.60 0.50 n.d. n.d. 1.20 84.30 6.50 0.40 0.20 0.20 0.10 n.d. 12.97 0.03 0.03

OB12 0.01 11.60 0.80 n.d. 0.10 2.10 72.00 11.80 0.70 0.40 0.30 0.10 n.d. 6.10 0.02 0.02

OB13 0.02 11.00 0.80 n.d. 0.10 2.10 73.90 10.50 0.70 0.40 0.30 0.10 n.d. 7.04 0.02 0.01

LA1 0.01 13.30 1.10 0.10 0.20 2.30 70.70 10.80 0.70 0.40 0.30 0.10 n.d. 5.17 0.02 0.01

LA2 0.02 11.30 0.80 0.10 0.10 2.30 73.60 10.10 0.70 0.50 0.30 0.10 n.d. 5.98 0.02 0.01

LE1 0.01 11..30 0.80 n.d. 0.10 2.90 76.70 6.40 0.70 0.50 0.30 0.10 0.10 11.98 0.01 0.01

LE2 0.03 11.40 0.80 n.d. 0.10 2.60 75.60 7.70 0.70 0.50 0.30 0.20 0.10 9.82 0.02 0.01

LE3 0.01 11.40 0.80 n.d. 0.10 2.70 76.00 7.40 0.70 0.50 0.30 0.10 n.d. 10.27 n.d. n.d.

LE4 0.01 16.50 1.10 0.10 0.10 4.50 63.60 11.40 1.00 0.80 0.50 0.30 0.10 5.58 0.01 0.01

n.d.= not detected


31

Levantinka had lower ‚-sitosterol values. The increase in ∆5-avenasterol has an indirect

connection with the decrease in β-sitosterol [2],which can be noticed in the analyzed oils. This factis due to the existence of desaturase enzyme whichis responsible for the transformation of β-sitosterolinto ∆5-avenasterol during fruit maturation process.High ∆5-avenasterol values were detected in allLevantinka samples (8.1 to 9.3%), while lower meanvalues were found in Oblica and Lastovka oils(6.5% and 6.2%, respectively). Monovarietal oilsfrom Lastovka cultivar showed slightly higher cam-pesterol values, but still within the limits set in the

regulation. All samples had stigmasterol contentlower than that of campesterol, within internationaland Croatian regulation [26].

The triterpenic alcohols erythrodiol and uvaol con-tent in analyzed olive oil samples had values from0.5% (Levantinka oil) to 2.4% (Lastovka oil), which isagain within the limit set in the EC regulation.

CONCLUSIONS

In this study, the chemical composition wasdetermined of monovarietal olive oils from threedomestic cult ivars, Obl ica, Lastovka, and

Table IV - Triglyceride contents in analysed samples

Sample Triglyceride (% of total amount)

code

LLL OLLn PLLn OLL+ PLL POLn OOL+ POL+ PPL OOO POO+ PPO EeOO SOO PSO SSO ECN 42 ECN 42 ∆ECN42

OOLn PoOO PoPO SOL theroretical

OB1 0.26 0.44 n.d. 4.03 2.39 0.56 18.86 9.34 0.91 35.40 20.19 3.17 0.43 3.54 1.03 0.09 0.75 0.70 0.05

OB2 0.29 0.42 0.18 3.75 2.29 0.49 18.17 8.94 0.79 35.90 20.79 2.85 0.57 3.37 0.89 0.25 0.89 0.80 0.09

OB3 0.25 0.35 n.d. 2.99 1.96 0.60 16.83 7.62 0.56 40.67 20.65 2.57 0.35 3.53 0.81 0.27 0.60 0.52 0.08

OB4 0.14 0.19 0.07 2.88 1.97 0.48 16.33 7.22 0.70 41.10 20.92 2.73 0.39 3.70 0.82 0.36 0.40 0.31 0.09

OB5 0.15 0.46 0.10 2.71 1.74 0.44 16.78 7.41 0.67 40.96 20.23 2.24 0.48 3.93 0.94 0.76 0.71 0.66 0.05

OB6 0.12 0.31 n.d. 2.63 1.94 0.52 15.71 8.26 0.76 38.60 22.66 3.19 0.36 3.31 1.18 0.39 0.55 0.43 0.12

OB7 0.11 0.16 0.08 2.49 1.79 0.43 16.55 7.40 0.69 41.29 20.35 2.53 0.55 4.23 0.87 0.52 0.34 0.29 0.05

OB8 0.21 0.26 0.10 3.04 1.90 0.55 17.98 8.08 0.86 39.96 19.65 2.45 0.29 3.73 0.82 0.12 0.57 0.45 0.12

OB9 0.17 0.31 0.07 3.25 2.16 0.51 17.37 8.42 0.79 37.47 21.66 3.11 0.24 3.36 0.72 0.37 0.55 0.39 0.16

OB10 0.13 0.32 n.d. 2.40 1.88 0.48 15.41 7.64 0.48 41.71 21.78 2.71 0.39 3.21 0.71 0.34 0.45 0.35 0.10

OB11 0.14 0.25 0.10 2.04 1.90 0.55 17.98 8.08 0.86 39.96 19.65 2.45 0.29 3.73 0.82 0.12 0.57 0.49 0.08

OB12 0.19 0.38 n.d. 3.30 1.95 0.44 17.80 7.58 0.58 39.89 20.22 2.51 0.51 3.81 0.86 n.d. 0.56 0.42 0.14

OB13 0.17 0.35 0.09 3.10 1.97 0.53 17.14 7.88 0.67 39.00 20.75 2.77 0.48 3.86 0.87 0.40 0.62 0.56 0.06

LA1 0.35 0.48 0.21 2.65 1.95 0.46 15.15 8.62 0.84 36.77 22.82 3.73 0.31 3.73 0.86 0.29 0.71 0.60 0.05

LA2 0.10 0.13 0.08 2.29 1.76 0.47 15.39 7.27 1.62 39.98 20.93 2.24 0.40 4.62 2.37 0.35 0.31 0.25 0.06

LE1 0.07 0.15 n.d. 1.36 1.65 0.49 10.36 5.60 n.d. 46.47 23.21 2.70 0.64 5.58 1.00 0.31 0.22 0.15 0.07

LE2 0.10 0.11 0.08 1.77 1.77 0.52 12.17 6.45 0.53 44.10 22.57 2.84 0.53 4.91 0.97 0.56 0.39 0.31 0.08

LE3 0.04 0.04 n.d. 1.56 1.61 0.43 12.24 6.48 0.10 45.08 22.22 2.68 0.54 4.93 1.01 0.56 0.45 0.36 0.09

LE4 0.04 0.04 0.25 1.58 1.60 0.53 11.90 5.69 0.37 45.27 22.23 2.39 0.52 5.82 1.11 0.63 0.36 0.25 0.09

LE5 0.07 0.07 n.d. 1.48 1.54 0.38 11.68 5.51 0.09 49.62 20.50 1.44 0.59 5.84 0.56 0.58 0.34 0.19 0.15

n.d= not detected

Table V - Statistical analyses of OOO triglyceride content

Mean Std. Deviation 95% Confidence Interval for Mean Minimum Maximum N

Levantinka 46,11 2,14 43,46 48,76 44,10 49,62 5

Oblica 39,38 2,02 38,16 40,60 35,40 41,71 13

Lastovka 38,38 2,27 17,98 58,77 36,77 39,98 2

Total 40,96 3,63 39,26 42,66 35,40 49,62 20


32

Table VI - Sterol composition (% of total) of analyzed olive oil samples from Oblica

Sterols Olive oil samples

(% of total) OB1 OB2 OB3 OB4 OB5 OB6 OB7 OB8 OB9 OB10 OB11 OB12 OB13

Cholesterol 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

Brassicasterol n.d. 0.1 n.d. n.d. n.d. n.d. 0.1 0.1 n.d. n.d. n.d. n.d. n.d.

24-methylencholesterol 0.1 n.d. 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 n.d. 0.1 0.1 0.1 n.d.

Campesterol 2.9 2.9 2.6 2.7 2.7 2.6 2.6 2.7 2.8 2.8 2.8 2.6 2.8

Campestanol n.d. 0.1 0.1 0.1 n.d. 0.1 0.1 n.d. 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

Stigmasterol 1.0 0.9 0.7 0.8 0.7 0.6 0.5 0.5 0.6 0.7 0.7 0.7 0.6

∆7-campesterol n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d.

Clerosterol 1.1 1.0 1.0 0.9 0.8 0.8 0.8 0.7 1.0 0.8 0.8 0.9 1.0

β– sitosterol* 95.4 95.2 95.7 95.5 95.8 95.9 96.1 96.1 95.9 95.5 95.7 95.9 95.9

Sitostanol 0.7 1.8 1.0 0.5 1.0 0.8 0.7 0.6 0.5 1.0 0.7 0.8 0.6

∆5-avenasterol 5.3 5.9 6.5 7.5 7.3 6.9 7.3 8.2 5.3 5.9 5.9 6.6 5.8

∆5,24-stigmastadienol 0.4 0.3 0.4 0.4 0.4 0.4 0.4 0.3 0.3 0.5 0.3 0.3 0.3

∆7-stigmastenol 0.1 0.2 0.2 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.2 0.1

∆7-avenasterol 0.4 0.4 0.5 0.4 0.5 0.6 0.4 0.3 0.5 0.4 0.4 0.5 0.4

Campesterol/stigmasterol 2.8 3.1 3.7 3.3 4.1 4.4 4.9 5.0 4.9 3.9 3.8 3.5 4.5

Erythrodiol + uvaol 0.8 0.8 0.9 0.8 1.1 0.7 0.7 0.6 0.8 0.9 0.6 1.1 1.4

Total sterols (mg/kg) 2233 2186 1902 2054 1823 1603 1865 1882 1958 1903 2135 2028 2175

* The value is sum of 6 sterols: β– sitosterol + ∆5-avenasterol + ∆5,23-stigmastadienol + clerosterol + sitostanol + ∆5,24-stigmastadienol

n.d.: not detected

Table VII - Sterol composition (% of total) of analyzed olive oil samples from Lastovka and Levantinka

Sterols Olive oil samples

(% of total) LA1 LA2 LE1 LE2 LE3 LE4 LE5

Cholesterol 0.1 0.2 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

Brassicasterol n.d. 0.1 n.d. 0.1 n.d. n.d. n.d.

24-methylencholesterol 0.1 0.1 0.2 0.1 0.2 0.1 0.1

Campesterol 3.1 3.1 2.5 2.8 2.5 2.4 2.8

Campestanol 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.2 0.1

Stigmasterol 1.1 1.9 0.7 0.7 0.5 0.5 0.5

∆7-campesterol n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d. n.d.

Clerosterol 1.0 0.8 1.1 0.9 0.8 1.0 1.0

β– sitosterol* 94.8 94.1 95.5 95.5 96.1 96.1 96.1

Sitostanol 0.8 0.9 1.1 1.2 1.6 1.6 1.6

∆5-avenasterol 6.2 6.2 8.2 8.1 8.3 8.8 9.3

∆5,24-stigmastadienol 0.6 0.4 0.6 0.5 0.4 0.4 0.3

∆7-stigmastenol 0.2 0.2 0.3 0.2 0.1 0.1 0.1

∆7-avenasterol 0.6 0.4 0.4 0.4 0.5 0.4 0.3

Campesterol/stigmasterol 2.9 1.6 3.5 4.0 5.0 5.3 5.9

Erythrodiol + uvaol 1.7 2.4 0.9 0.8 0.5 0.7 1.0

Total sterols (mg/kg) 1633 1625 1502 1613 1556 1635 1530

* The value is sum of 6 sterols: β– sitosterol + ∆5-avenasterol + ∆5,23-stigmastadienol + clerosterol + sitostanol + ∆5,24-stigmastadienol

n.d.: not detected


33

Levantinka, cultivated in three different areas ofMidle Dalmatia. The changes of quality parametersunder different conditions show that olive oils fromdifferent cultivars probably have different oxidativestability and shelf life (according to PV changes).Further research is needed, especially regardingphenol content and composition correlated toantioxidant activity and sensory characteristics.This will be the main focus of our future research.

REFERENCES

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Received July1st 2009,accepted September 25th 2009

34


Caratterizzazione dell’olio di jojobautilizzato nel settore cosmetico:sua composizione in esteri

AA.. GGAASSPPAARROOLLII,, SS.. TTAAGGLLIIAABBUUEE,, CC.. MMAARRIIAANNII

STAZIONE SPERIMENTALE PER LE

INDUSTRIE DEGLI OLI E DEI GRASSI

MILANO

È NOTO CHE L’OLIO DI JOJOBA, PUR ESSENDO DEFINITO OLIO, DIFFERISCE NETTAMENTE DAGLIALTRI OLI VEGETALI PER LA SUA COMPOSIZIONE CHIMICA, IN QUANTO È UNA MISCELA DIESTERI DI ALCOLI GRASSI CON ACIDI GRASSI, CON UNA COMPOSIZIONE BEN DEFINITA, IN CUI ÈSEMPRE PRESENTE UN DOPPIO LEGAME SIA NELLA PARTE ALCOLICA CHE IN QUELLA ACIDICA.LA VALUTAZIONE DELLA GENUINITÀ DI QUESTO PRODOTTO È SPESSO AFFIDATA ALLA SOLAVALUTAZIONE DELLA COMPOSIZIONE ACIDICA, ACCANTO A PARAMETRI CHIMICO FISICI CHEPOSSONO TUTTAVIA RISULTARE NON SIGNIFICATIVI NELL’INDIVIDUAZIONE DI ANOMALIE COM-POSITIVE.IN QUESTO LAVORO ABBIAMO VOLUTO AFFRONTARE LA CARATTERIZZAZIONE DI CAMPIONI DIOLIO DI JOJOBA PRESENTI IN COMMERCIO PREVALENTEMENTE NEL SETTORE COSMETICO, UTI-LIZZANDO L’ANALISI GASCROMATOGRAFICA DIRETTA DELL’OLIO IN CONDIZIONI MIRATE, EDIMPIEGANDO LA SPETTROMETRIA DI MASSA COME CONFERMA DEI RISULTATI RILEVATI.

CCHHAARRAACCTTEERRIIZZAATTIIOONN OOFF JJOOJJOOBBAA OOIILL UUSSEEDD IINN TTHHEE CCOOSSMMEETTIICC FFIIEELLDD:: EESSTTEERRSS CCOOMMPPOOSSIITTIIOONNIT IS WELL KNOWN THAT JOJOBA OIL, EVEN IF DEFINED AS AN OIL, IS VERY DIFFERENT FROMOTHER VEGETABLE OILS DUE TO ITS CHEMICAL COMPOSITION, BEING A MIXTURE OF A WELLDEFINED COMPOSITION OF FATTY ALCOHOL ESTERS WITH FATTY ACIDS, WHERE A DOUBLEBOND BOTH IN THE ALCOHOLIC FRACTION AND IN THE ACIDIC FRACTION IS ALWAYS PRESENT.TO DETERMINE WHETHER THIS OIL IS GENUINE, THE EVALUATION OF THE ACIDIC COMPOSITIONIS THE MOST COMMON ANALYSIS TOGETHER WITH THE CHEMICAL PHYSICAL PARAMETERS,WHICH HOWEVER COULD HAVE NO SIGNIFICANT RELEVANCE ON THE IDENTIFICATION OF ANYCOMPOSITIONAL DEFECTS.THE AIM OF THIS WORK WAS TO CHARACTERIZE SOME SAMPLES OF JOJOBA OIL OF THEMARKET, MAINLY IN THE COSMETIC FIELD, USING DIRECT GAS CHROMATOGRAPHIC ANALYSIS,AND MASS SPECTROMETRY TO CONFIRM THE OBTAINED RESULTS.

CORRISPONDENZA: dr.ssa Ada [email protected]


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INTRODUZIONE

È noto che l’olio di jojoba, pur essendo definito“olio”, differisce nettamente dagli oli vegetali per lasua composizione chimica: i componenti predomi-nanti non sono infatti trigliceridi, ma esteri di alcoligrassi con acidi grassi, entrambi prevalentementemonoinsaturi.

La letteratura [1] riporta che il componente predo-minante è l’estere a 42 atomi di carbonio, docose-nileicosenato, seguito dall’eicosenileicosenato edall’eicosenildocosenato.

Tra gli acidi grassi il più rappresentato è l’acidoeicosenoico, seguito dall’acido erucico, dall’acidooleico e dall’acido tetracosenoico; tra gli alcoli imaggiori componenti sono il docosenolo e l’eicose-nolo, seguiti dal tetracosenolo.

La valutazione di entrambe le componenti (acidied alcoli) singolarmente non è semplice, in quanto imetodi di idrolisi o alcolisi impiegati non semprehanno condotto a risultati confrontabili, soprattuttoper quanto riguarda la frazione alcolica. Miwa [2, 3,4] propone un’etanolisi acida, una saponificazione esuccessiva separazione degli alcoli dagli acidi gras-si, seguite da derivatizzazione ed analisi gascroma-tografica delle due frazioni.

Questo metodo implica quindi tempi lunghi di pre-parazione e due corse distinte di analisi. Idrolisialternative per ridurre i tempi di analisi sono statepresentate da Tonnet e Dunstone [5] che impieganoacido cloridrico in etanolo. Pina, Pioch e Graille [6]applicano la reazione di Grignard sulla funzioneestere per convertire i costituenti delle cere in alcoliprimari e terziari, derivati dagli acidi grassi, ed ese-guire una singola analisi gascromatografica.

Anche la valutazione diretta delle cere è stataaffrontata da numerosi autori sia per via gascroma-tografica [2, 3] che per cromatografia liquida [7].

D’altra parte le metodiche previste per valutare l’oliodi jojoba, almeno per quanto riguarda il settorecosmetico, non prevedono l’uso di procedure cosìspecifiche, ma si limitano a indicare valori relativi aparametri chimico fisici tradizionali, quali l’indice dirifrazione, il peso specifico, il numero di saponificazio-ne, il numero di iodio, l’acidità e il titolo in acidi grassi.

Tuttavia anche questo prodotto si presta a sofisti-cazioni e le metodiche tradizionali non sono suffi-cientemente mirate per individuarne la genuinità.

È quindi necessario individuare metodiche piùmirate e più attuali.

In questo lavoro abbiamo voluto dare un contribu-to alla caratterizzazione dell’olio di jojoba, analizzan-do campioni presenti in commercio nel settorecosmetico.

A tale scopo abbiamo effettuato l’analisi gascro-matografica diretta dell’olio, confermando quantorilevato attraverso l’analisi per gascromatografia-spettrometria di massa.

MATERIALI

25 campioni del commercio dichiarati “olio di jojoba”- Piridina silylation grade- Sylon BFT- Isottano p.a.

METODI

Preparazione del campioneCirca 2 mg di campione vengono sottoposti a

silanizzazione con piridina e Sylon BFT. Dopo rea-zione, il prodotto è portato a secchezza sotto blan-da corrente di azoto, opportunamente diluito conisottano e analizzato direttamente per via gascro-matografica.

Analisi gascromatograficaÈ stato utilizzato un gascromatografo Fison’s

Mega 2 HT system, dotato di iniettore on column edi rivelatore a ionizzazione di fiamma, nelle seguenticondizioni operative:

- colonna in silice fusa SE 52, l 8 m, ∅ 0,32 mm,spessore film 0,1 µm;

- temperatura del forno: da 70°C (1’) a 210°C,con incremento di 20°C/min, e successivamen-te a 350°C, con incremento di 7°C/min;

- temperatura del rivelatore: 350°C;- iniezione on column;- gas di trasporto: He, a 50 kPa;- gas ausiliari: idrogeno 30 ml/min e aria cromato-

grafica 310 ml/min.

Gascromatografia - spettrometria di massaÈ stato utilizzato uno spettrometro di massa Fisons

MD 800 interfacciato con un gascromatografo Fisons8000, con temperatura dell’interfaccia a 320°C eionizzazione per impatto elettronico a 70 eV.

La colonna, le temperature del forno e il tipo diiniettore sono le stesse impiegate per l’analisigascromatografica.


36

SaponificazioneSi è proceduto secondo [8], apportando le

seguenti modifiche:- utilizzare, per 1 g di prodotto, 20 ml di soluzione

etanolica di idrossido di potassio 2M, mante-nendo l’ebollizione per circa 4 ore;

- estrarre, con etere etilico, la frazione contenentegli alcoli;

- acidificare le frazioni acquose riunite con HCl diled estrarre gli acidi grassi con etere etilico;

- essiccare entrambi gli estratti su sodio solfatoanidro, e allontanare l’etere etilico con evapora-tore rotante.

Analisi degli acidi grassiMetilare secondo [9] con acido cloridrico metano-

lo e analizzare per via gascromatografica nelle con-dizioni indicate nello stesso metodo.

Analisi degli alcoliDerivatizzare con Sylon BFT e procedere all’analisi

gascromatografica nelle condizioni indicate in [10].

RISULTATI E DISCUSSIONE DEI RISULTATI

I campioni in esame sono stati preliminarmenteanalizzati per via gascromatografica nelle condizioniriportate nella parte metodi.

Analizzando i tracciati ottenuti, si è rilevato pernumerosi campioni un andamento caratteristico,definibile come “finger print”, ben evidenziabile inFigura 1, dove vengono riportati, a titolo esemplifi-cativo, i cromatogrammi relativi a tre campioni.

Sono infatti presenti i componenti a tempo diritenzione degli esteri da 36 a 46 atomi di Carbonioin un rapporto ben definito. Appartengono a questogruppo 19 campioni sui 25 analizzati.

Cinque campioni presentano invece un tracciatogascromatografico diverso, soprattutto nella zonadegli esteri da 34 a 38 atomi di carbonio, dovutoalla presenza di picchi con tempo di ritenzione diquesti esteri, ma con rapporti diversi rispetto ai pre-cedenti campioni. In Figura 2 vengono riportati icromatogrammi ottenuti dall’analisi di tre di questicampioni.

Tabella I - Composizione in cere, espressa come percentuale relativa, dei 24 campioni esaminati

C32 C34 C36 C38 C40 C42 C44 C46 C48

1 1,01 6,51 29,54 50,80 10,66 1,32 0,16

2 1,04 6,27 29,55 51,01 10,76 1,36 0,01

3 1,28 7,12 31,18 48,74 10,33 1,20 0,15

4 1,11 6,81 29,78 50,53 10,32 1,28 0,17

5 1,03 6,50 29,57 50,79 10,62 1,32 0,17

6 1,15 7,86 33,08 47,79 9,07 0,96 0,09

7 1,07 6,31 29,92 50,99 10,35 1,23 0,13

8 1,16 7,29 30,97 49,50 9,79 1,16 0,13

9 1,42 6,81 30,05 47,31 12,40 2,01

10 1,03 5,52 28,12 51,92 11,64 1,59 0,18

11 0,88 4,87 27,36 54,16 11,18 1,41 0,14

12 0,24 1,00 6,41 29,83 50,79 10,35 1,24 0,14

13 0,69 2,51 2,85 7,06 38,89 39,28 7,76 0,87 0,09

14 0,26 1,18 6,77 29,80 50,57 10,02 1,24 0,16

15 0,74 2,44 2,71 7,11 38,11 40,38 7,57 0,85 0,09

16 1,76 5,66 4,06 5,60 37,68 36,90 7,31 0,95 0,08

17 0,23 1,17 7,60 32,86 47,99 9,09 0,97 0,09

18 0,65 2,34 2,73 7,00 38,10 40,65 7,62 0,83 0,08

19 0,19 0,91 5,26 27,23 53,80 11,09 1,38 0,14

20 0,19 1,16 7,64 31,37 49,21 9,40 1,03

21 0,22 1,10 6,98 30,91 49,95 9,68 1,06 0,10

22 0,24 1,24 8,06 33,18 47,85 8,55 0,81 0,07

23 1,05 1,64 6,26 35,80 45,89 8,36 0,90 0,10

24 0,26 0,92 6,46 30,29 50,58 10,22 1,14 0,13


37

Figura 1 - Tracciati gascromatografici caratteristici dell’olio di jojoba1=estere C36, 2= estere C38, 3= estere C40, 4= estere C42, 5= estere C44, 6= estere C46


38

Figura 2 - Tracciati gascromatografici relativi a tre oli di jojoba anomaliA= zona estere C32, B= zona estere C34 1, 2, 3, 4, 5= identificazione come in Figura 1


39

Figura 3 - Tracciato gasccromatografico olio di jojoba anomalo; identificazione come in Figura 2


40

Figura 4 - Zona del tracciato relativo al campione A di Figura 3 e frammentazioni relative ai due principali componenti

Infine un campione presenta un tracciato comple-tamente anomalo (Fig. 3), in quanto sono presentifondamentalmente due componenti, a tempo diritenzione degli esteri C36 e C40.

Per 24 campioni sono state calcolate le percen-tuali relative degli esteri identificabili dai tempi diritenzione, ed i relativi risultati sono riportati inTabella I, dalla quale ben si evidenziano le anomaliecompositive rilevate nei cinque campioni.

Tutti i campioni sono stati successivamente sotto-posti ad analisi per gascromatografia-spettrometriadi massa. Tra i campioni analizzati, abbiamo focaliz-zato i più rappresentativi, e precisamente

- il campione di Figura 3, il cui tracciato si disco-sta nettamente da tutti i campioni analizzati, diseguito indicato come campione A

- un campione il cui tracciato è confrontabile conquelli di Figura 1, e la cui composizione rientranella casistica riportata in letteratura, di seguitoindicato come campione B

- un campione il cui tracciato è confrontabile conquelli di Figura 2, e la cui composizione in esteri

presenta significative anomalie, di seguito indi-cato come campione C

Il campione A risulta di più facile interpretazione,in quanto sono presenti prevalentemente compo-nenti a tempo di ritenzione degli esteri a 36 e 40atomi di carbonio, corrispondenti rispettivamente alpicco a tR 28,39 e al picco a tR 34,89, rispettiva-mente picco 1 e 3 di Figura 3.

La valutazione mediante gascromatografia-spettro-metria di massa di questi componenti consente diottenere una serie di informazioni, di seguito riportate.

Gli spettri di massa relativi a questi due picchi,riportati nella parte inferiore di Figura 4, indicanopresenza di composti a peso molecolare 532 (piccoa tR 28,39) e 588 (picco a tR 34,89).

I frammenti principali, rispettivamente 265/250 e321/250 fanno presupporre si tratti di esteri derivantiprevalentemente dalla sintesi dell’alcol oleilico con l’a-cido oleico (estere C36) e con l’acido erucico (estereC40), rispettivamente oleiloleato e oleilerucato.

La reazione di saponificazione condotta su que-sto campione conferma quanto individuato: i pro-


41

Figura 5 - Spettri di massa dei picchi presenti nella zona iniziale del cromatogramma del campione C

dotti di reazione sono principalmente alcol oleilicoaccanto ad acidi grassi aventi la seguente composi-zione quali-quantitativa: acido palmitico 3%, acidopalmitoleico 0,6%, acido stearico 1,5%, acido olei-co 39%, acido erucico 45 %.

Valutando i campioni B e C, già dalla zona inizialedel cromatogramma si ottengono informazioni inte-ressanti, in quanto in C si rileva la presenza di acidi ealcoli liberi, non rilevabili in B. Gli spettri relativi corri-spondono in particolare ai trimetilsililderivati dell’alcololeilico e dell’acido oleico, come rilevabile da Figura 5.

L’esame dei tracciati relativamente alle zone corri-spondenti ai diversi esteri consente poi di ottenere

altre informazioni. In particolare, se si esamina lazona relativa all’estere C36, (Fig. 6), si rileva che nelcampione B è predominante il picco a tempo di riten-zione 28,08, mentre nel campione C è predominanteil picco a tempo di ritenzione 28,33. Quest’ultimopicco corrisponde, come tempo di ritenzione, alprimo picco dell’estere C36 del campione A.

Le combinazioni acido/alcol che potrebberocostituire questo estere sono:

16:0/20:0 - 16:0/20:1 – 16:1/20:0 – 16:1/20:118:0/18:0 – 18:0/18:1 – 18:1/18:0 – 18:1/18:1 La letteratura [1] riporta che la combinazione pre-

dominante è 16:0/20:1 (eicosenilpalmitato), seguita


42

Figura 6 - Confronto della zona relativa all’ estere C36 nei campioni B (parte superiore) e C (parte inferiore)

Figura 7 - Spettri di massa dei picchi presenti nella zona dell’estere C 36. -a sinistra campione B, picco a tR 28,08. -al centro campione C, picco tR28,08. -a destra campione B, picco tR 28,33

da 16:1/20:0 e 18:0/18:1, e non rileva la combina-zione 18:1/18:1 individuata nel campione A.

Se valutiamo i risultati GC-MS, si evidenzia che ilpicco 28,08 del campione B (Fig. 7) è costituito daacido palmitico (ione 257) e da eicosenolo (ione278), corrispondente alla cera eicosenilpalmitato(combinazione 16:0/20:1).

Questo componente è presente anche nel campio-ne C, ma in concentrazione notevolmente inferiore,mentre prevale il componente a tR 28,33 18:1/18:1oleiloleato (250/265), come rilevabile in figura.

I risultati esposti fanno ipotizzare aggiunta delcampione A, o di un prodotto analogo, al campioneC. L’aggiunta di questo prodotto all’olio di jojoba


43

Figura 8 - Spettri di massa dell’estere C40 nei tre campioni in esame

genuino dovrebbe comportare un incrementoanche della cera C40.

Tale aggiunta è però più difficile da individuare inquanto questa cera è già naturalmente presentenell’olio di jojoba in quantità elevata.

Per valutare ciò, sono stati pertanto presi inesame questi punti:

- il rapporto esteri C40/C42- gli spettri di massa dell’estere C40.Il rapporto C40/C42 varia nei diversi campioni, e

precisamente oscilla tra 0,58 e 0,68 nei campioni chepresentano il caratteristico tracciato gascromatografi-co, mentre si incrementa da 0,8 a 1,0 nei campionicon tracciato gascromatografico anomalo, ad indicare

che può essere avvenuta una commistione tra un pro-dotto genuino ed un prodotto similare al campione A.

La valutazione degli spettri di massa dell’estereC40, riportati in Figura 8, completa questa ipotesi.Nella cera C40 del campione B (parte sinistra dellaf igura) sono infatt i predominanti i frammenti293/278, corrispondenti all’eicosenileicosenoato,componente indicato in letteratura come compo-nente predominante, accanto al docoseniloleato.

Nell’estere C40 del campione C (parte destra dellafigura) coesistono sia i frammenti 293/278 che i fram-menti 321/250, presenti in A (parte centrale dellafigura) e corrispondenti all’oleil erucato, a confermareche il campione in esame è un campione anomalo


44

Figura 9 - Tracciati relativi al campione A ottenuti estraendo ioni specifici


45

Figura 10 - Tracciati relativi al campione B ottenuti estraendo ioni specifici


46

Figura 11 - Tracciati relativi al campione C ottenuti estraendo ioni specifici


47

Figura 12 - Tracciati ottenuti estraendo lo ione 264, relativi a campioni genuini


48

Figura 13 - Tracciati ottenuti estraendo lo ione 264, relativi a campioni anomali


49

Figura 14 - Tracciati ottenuti estraendo lo ione 320, relativi a campioni genuini


50

Figura 15 - Tracciati ottenuti estraendo lo ione 320, relativi a campioni anomali

Figura 16 - Tracciati ottenuti estraendo lo ione 257, relativi ad alcuni campioni


51


52

derivato dall’addizione al campione genuino di unprodotto a tipologia analoga al campione A.

Un’ulteriore significativa informazione è data dallavalutazione dei campioni estraendo ioni specificidegli acidi e degli alcoli sopra individuati.

In Figura 9, 10, 11 sono riportati i tracciati che siottengono sui campioni A, B, C estraendo gli ioni 264(acido oleico), 292 (acido eicosenoico), 320 (acido eru-cico), 278 (eicosenolo), 306 (docosenolo).Confrontando le figure, si rileva la significatività degli ioni264 e 320, relativi all’acido oleico e all’acido erucico.

Come rilevabile in Figura 10, nel campione B,genuino, l’acido oleico si distribuisce negli esteri da38 a 44 atomi di Carbonio, e l’acido erucico negliesteri da 40 a 46 atomi di Carbonio.

Nel campione sospetto, C, l’acido oleico entra a farparte degli esteri da 32 a 44 atomi di Carbonio, esoprattutto degli esteri da 32 a 36 atomi di carbonio,mentre l’acido erucico entra a far parte degli esteri da36 a 44 atomi di Carbonio, come rilevabile in Figura 11.

Valutando con questi due ioni i tracciati ottenuti suidiversi campioni si riescono a confermare i campionisospetti individuati attraverso la valutazione dei tracciatitotali: le Figure 12, 13, 14, 15 riportano a titolo esempli-ficativo, i tracciati ottenuti operando su alcuni campioni,e precisamente le Figure 12 e 14 sono relative a cam-pioni genuini, le Figure 13 e 15 a campioni sospetti.

Estraendo infine lo ione 257, relativo all’acido pal-mitico, nei campioni genuini si rileva presenza diquesto ione nel solo estere C36, mentre in quellisospetti l’acido palmitico si distribuisce anche negliesteri con numero di atomi di Carbonio inferiore,come rilevabile in Figura 16 che riporta i risultatiottenuti operando su alcuni campioni.

CONCLUSIONI

L’analisi mediante gascromatografia consente diottenere informazioni significative nella valutazionedella genuinità dell’olio di jojoba, in quanto il traccia-to che si ottiene è in grado di rilevare una composi-zione caratteristica per i campioni genuini, mentrepresenta anomalie quando si analizzano campioniaddizionati di esteri di sintesi. Si ottiene così unainformazione rapida e specifica del prodotto, senzaricorrere a particolari manipolazioni del campione.

I tracciati gascromatografici risultano perfetta-mente comparabili con quelli ottenuti per gascro-matografia-spettrometria di massa, attraverso laquale si è potuto confermare la composizione in

cere e le anomalie individuate.L’analisi gascromatografica è stata affrontata impie-

gando colonne corte la cui fase stazionaria (Se52) è ingrado di resistere ad elevate temperature, che con-sentono di eluire tutti i composti altobollenti presenti.L’utilizzo dell’iniettore on column ha consentito dieffettuare l’analisi limitando la degradazione dei com-ponenti, in quanto, com’è noto, l’iniezione avviene abassa temperatura, inferiore a quella di ebollizione delsolvente utilizzato per solubilizzare il campione.

Operando in tal modo si ottiene un tracciato globaledei campioni, che consente di rilevare la composizio-ne degli esteri presenti, gli eventuali componenti ano-mali, consentendo nel contempo di dosare anche lafrazione trigliceridica eventualmente presente, indivi-duando in tal modo un’altra possibile frode [11].

BIBLIOGRAFIA

[1] J. Busson-Breysse, M. Farines and J. Soulier,Jojoba wax: its esters and some minor compo-nents. J. Am. Oil Chem. Soc. 71 999-1002(1994)

[2] T. K. Miwa, Jojoba oil wax esters and derived fattyacids and alcohols: gas chromatographic analy-ses. J. Am. Oil Chem. Soc. 48 259-264 (1971)

[3] R. J. Hamilton, M. Y. Raie, T. K. Miwa, Structureof the alcohols derived from wax esters in jojobaoil. Chem. Phys. Lipids 14 92-96 (1975).

[4] T. K. Miwa, Structural determination and usesof jojoba oil. J. Am. Oil Chem. Soc. 61 407-410(1984).

[5] M. L. Tonnet, R. L. Dunston, A rapid micro-method for the quantitative analysis of jojobawax and its components. J. Am. Oil Chem.Soc. 61 1061-1064 (1984).

[6] M. Pina, D. Pioch, J. Graille, Rapid analysis ofjojoba wax fatty acids and alcohols after deriva-tization using Grignard reagents. Lipids 22 358-361 (1987)

[7] G. F. Spencer, R. D. Plattner, T. K. Miwa, Jojobaoil analysis by high pressure liquid chromato-graphy and gas chromatography/mass spectro-metry. J. Am. Oil Chem. Soc. 54 187-189 (1977).

[8] Metodo di analisi NPC Ga IV-4 (2002) (NormeProdotti Cosmetici)

[9] Metodo di analisi NPC Ga IV-3 (2002) (NormeProdotti Cosmetici)

[10] Reg. CE 796/2002[11] Esperienze personali


53

Gliceroltrieptanoato in sottoprodottidi origine animale.Determinazione HPLC-MS/MS

PP.. FFUUSSAARRII,, SS.. VVEENNTTUURRIINNII,, PP.. RROOVVEELLLLIINNII

STAZIONE SPERIMENTALE PER LE INDUSTRIE

DEGLI OLI E DEI GRASSI – MILANO

NEL PRESENTE LAVORO VIENE ILLUSTRATA LA MESSA A PUNTO DI UNA NUOVA METODICAANALITICA PER LA DETERMINAZIONE DI GLICEROLTRIEPTANOATO (GHT) IN SOTTOPRODOTTIDI ORIGINE ANIMALE (ABP ANIMAL BY-PRODUCT) [1,2,3], ATTRAVERSO L’UTILIZZO DELLATECNICA DI CROMATOGRAFIA LIQUIDA ABBINATA ALLA RIVELAZIONE IN SPETTROMETRIA DIMASSA CON ANALIZZATORE A TRAPPOLA IONICA. PER LA IONIZZAZIONE DI TALE COMPOSTO ÈSTATA SELEZIONATA UN’INTERFACCIA DI TIPO APCI CON IONIZZAZIONE IN MODALITÀ POSITI-VA, SU SINGOLA TRANSIZIONE. IL METODO È STATO SOTTOPOSTO A PROCEDURA DI VALIDAZIO-NE CON LA VALUTAZIONE DELLA PRECISIONE IN TERMINI DI RIPETIBILITÀ. I RISULTATI OTTE-NUTI PER UN LIVELLO DI GHT HANNO MOSTRATO PER UN VALORE DI 350 MG/KG, UN LIMI-TE DI RIPETIBILITÀ PARI A 48 MG/KG CON UNA RSD (%) PARI A 4,1%. LA TECNICA ÈRISULTATA QUINDI SELETTIVA, SPECIFICA E ACCURATA PER IL PROPOSITO DI APPLICAZIONE.

GGLLYYCCEERROOLLTTRRIIHHEEPPTTAANNOOAATTEE IINN AANNIIMMAALL BBYY--PPRROODDUUCCTTSS.. DDEETTEERRMMIINNAATTIIOONN BBYY HHPPLLCC--IIOONNTTRRAAPP--MMAASSSS SSPPEECCTTRROOMMEETTRRYYIN THE PRESENT PAPER A NEW ANALYTICAL METHOD FOR GLYCEROLTRIHEPTANOATE (GHT)DETERMINATION WAS EVALUATED IN ABP ANIMAL BY-PRODUCT [1,2,3] UTILIZING LIQUIDCHROMATOGRAPHY MASS SPECTROMETRY TECHNIQUE WITH AN ION TRAP-MS DETECTOR. FORTHE POSITIVE IONIZATION OF THIS COMPOUND AN APCI INTERFACE WAS UTILIZED, BASED ONA SINGLE MASS FRAGMENTATION. THE METHOD WAS SUBMITTED TO VALIDATION PROCEDUREEVALUATING THE PRECISION EXPRESSED AS REPEATABILITY DATA. THE RESULTS OBTAINEDFOR A GHT CONTENT OF 350 MG/KG SHOWED A REPEATABILITY LIMIT OF 48 MG/KG ANDA RSD (%) OF 4.1 %. THE TECHNIQUE RESULTED SELECTIVE, SPECIFIC AND ACCURATE,SUITABLE FOR THE APPLICATIVE PURPOSE.

CORRESPONDENCE:Dr.ssa Pierangela Rovellini

e-mail: [email protected]


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INTRODUZIONE

La necessità di mettere a punto una metodicasemplice e affidabile per la determinazione del glice-roltrieptanoato (GHT) è nata dopo l’approvazionedel Regolamento EC N° 1774/2002 [3] nel qualeviene espressa la necessità di rendere sicuri e quin-di marcare sottoprodotti animali destinati ad usocombustibile e non intesi per il consumo umano.

La scelta di utilizzare il GHT come marcatore per-manente degli ABP (animal by-products) è stataeffettuata dall’IRMM (European Commission’s JointResearch Centre Institute for Research Materialsand Measurements) in accordo con DG-SANCO(DG Health and Consumer Protection) dopo molte-plici valutazioni di altre sostanze [4].

Il regolamento EC N° 1774/2002 stabilisce lanecessità di marcare questi ABP perché di poten-ziale rischio per la salute umana, vietandone l’impie-go nei processi di recupero per l’alimentazione ani-male e quindi tutelando la catena alimentare. GliABP si possono suddividere in 3 categorie, in baseal livello di rischio per la salute umana [1,4].

La categoria 1 include gli ABP ad elevato rischioderivanti da carcasse di animali con accertata infe-zione da TSE (encefalopatia spongiforme trasmissi-bile) o animali selvatici uccisi per la produzione dicarne o parti di essi, che presentano tracce di infe-zione da TSE.

La categoria 2 include gli ABP con rischio inter-medio derivanti da carcasse di animali non appar-tenenti alla categoria 1, che dal controllo sonostate dichiarate non commestibili e che presenta-no tracce di infezione da TSE, o da carcasse dianimali che al controllo risultano contenere residuidi droghe veterinarie.

La categoria 3 include invece gli ABP a bassorischio provenienti da carcasse di animali non appar-tenenti alle categorie 1 e 2, che al controllo delle carnisono state dichiarate commestibili ma non destinatealla produzione di derrate alimentari o, non commesti-bili ma che non presentano segni di infezione da TSE.

La principale motivazione per cui è stato selezionato ilGHT come marker è dovuta al fatto che esso puòessere ben omogeneizzato con tutte le categorie diABP ed è facilmente rivelabile a concentrazioni elevatenei diversi prelievi effettuati in vari stadi del processolavorativo in tutti i campioni marcati [4]. Tale marcatorerispecchia le caratteristiche fondamentali richieste dalDG-SANCO e dall’IRMM che sono quelle di essere

rivelabile olfattivamente, non mostrare tossicità durantela trasformazione tecnologica, essere commercialmen-te disponibile, non essere troppo costoso, essere chi-micamente stabile e facile da analizzare [1,4].

Trattandosi inoltre di un trigliceride non naturale(estere della glicerina con tre molecole di acidoeptanoico), la sua presenza/identificazione eliminal’eventuale rischio di frodi [4]. La scelta di marcaregli ABP e non direttamente l’animale, è dovuta alfatto che il GHT non risulta stabile al primo tratta-mento termico in genere condotto a 133°C al qualevengono sottoposti gli scarti animali, in quantoviene degradato dall’attività enzimatica presente neltratto gastrointestinale dell’animale. Una volta tra-sformato in ABP l’animale subisce un secondo trat-tamento termico a 80°C con il quale viene inattivatal’attività enzimatica e il GHT rimane inalterato [4].

A livello europeo sono stati messi a punto diversiimpianti tecnologici per la produzione di farine di carnee ossa animali (MBM meat and bone meal) e grassoanimale (AF animal fat) e per la produzione di prodotti ditrasformazione con una quantità minima di 250 mg/kgdi GHT e una tolleranza del +/- 20% [1,4,5].

Le tecniche analitiche finora messe a punto per ladeterminazione quantitativa del GHT sui prodotti finali(MBM e AF) prevedono una prima fase di estrazionedel marcatore dal prodotto con solvente, una secondafase di purificazione tramite SPE ed infine la determina-zione quantitativa attraverso l’utilizzo di GC-MS.L’obiettivo del presente lavoro è stato quello di proporreuna metodica semplice e veloce alternativa alla GC-MSper la determinazione del GHT in prodotti finali (MBM eAF) derivanti da sottoprodotti di origine animale (ABP)utilizzando la tecnica cromatografica HPLC-MS.

PARTE SPERIMENTALE

Materiali- Farine di carne- Grassi animali trasformati - Ciccioli proteici- Acetone e isopropanolo grado HPLC (Carlo

Erba, Italia)- Acqua, metanolo e acetonitrile grado LC-MS

(Riedel de Haen, Germania)- Siringa sterile in plastica monouso da 1 ml- Fi l tr i per sir inga in Nylon 0,2 µm 45 mm

(Alltech, Italia)- Bagnomaria- Vasca di estrazione ad ultrasuoni


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- Vetreria da laboratorio- Trieptanoato standard 97% (Larodan Fine

Chemicals – Sweden)

Preparazione delle soluzioni di standard esternoSi prepara una soluzione madre di GHT standard

alla concentrazione di 10 mg/ml in acetone. Si effet-tuano poi le diluizioni necessarie per ottenere 6soluzioni standard con livelli di concentrazione com-presi tra lo 0,002 e 0,120 mg/ml in acetone.

Tali soluzioni vengono utilizzate per costruire lacurva di calibrazione in LC-MS/MS (APCI+) iniettan-do 10 µl di ognuna in tale sistema. Tali soluzionisono poi conservate in frigorifero a +4°C e risultanostabili per almeno 6 mesi.

Preparazione del campioneI campioni di farina animale (MBM) vengono

estratti secondo la Norma NGD B-4 1976 [6], men-tre i campioni di grasso animale (AF) vengono sem-plicemente omogeneizzati mediante riscaldamentosu bagnomaria a 50°C. Viene effettuato un prelievoda 100 mg ciascuno in matracci tarati da 5 ml. Siporta a volume con acetone. Si omogeneizza inbagno ad ultrasuoni per 2 minuti.

Si preleva un’aliquota pari a 1 ml per la filtrazionesu Nylon 0,2 µm 45 mm con l’ausilio di una siringasterile monouso.

10 µl del campione così filtrato vengono iniettati inLC-MS/MS (APCI+). Ciascuna determinazione vieneeseguita su un doppio campionamento.

Analisi HPLC-MS/MS (APCI+)La determinazione quantitativa del GHT in MBM e

AF viene effettuata attraverso l’utilizzo di un sistemadi cromatografia liquida accoppiato ad un rivelatoredi Massa a Trappola Ionica con interfaccia aIonizzazione Chimica a Pressione Atmosferica inpolarità positiva (LCQ System MS-Ion Trap APCI+)collegato ad un sistema di acquisizione e di calcoloExcalibur v. 1.1 (ThermoFinnigan, San Josè-CA).

L’eluizione cromatografica è ottenuta con unacolonna Sphereclone C18 150 mm 3 µm 2 mm ID(Phenomenex, Italia) a temperatura ambiente, congradiente ternario lineare usando acqua – (acetonitri-le/isopropanolo) - metanolo a flusso di 0,25 ml/mincome mostrato in Tabella I. Il GHT eluisce contR=3,50 min (Fig.2) ma è necessario sviluppare tuttoil gradiente per far eluire completamente la frazionetrigliceridica.

Il sistema HPLC è composto da una pompa qua-ternaria P4000, da un autocampionatore AS3000,da un degasatore SCM1000 e da un rivelatore diMassa LCQ a Trappola Ionica con interfaccia APCI(ThermoFinnigan, San Josè-CA). Prima del suo uti-lizzo stabilizzare il sistema per 1h.

I parametri ottimali di ionizzazione e di frammen-tazione per l’interfaccia APCI+ sono stati ottenutiinfondendo una soluzione standard di GHT a con-centrazione di 1,0 mg/10 ml in acetone, con unflusso di 10 µl/min. Le condizioni di acquisizioneutilizzate sono state le seguenti: discharge current5,40 kV, capillary temperature 150°C, vaporizertemperature 400°C.

L’analisi quali-quantitava è stata condotta in modalitàSRM monitorando una singola specifica transizione(Tab. II). Il risultato ottenuto espresso in mg/kg senzacifre decimali è la media delle due determinazioni.

In Tabella II sono riassunti i parametri operativiMS/MS-APCI+.

VALIDAZIONE DEL METODO

La validazione della metodica proposta è stataeseguita valutando i parametri di seguito elencati.

SelettivitàÈ stata valuta misurando l’analita di interesse nel

campione tal quale. Per la rivelazione la scelta è rica-

Tabella II - Parametri di acquisizione MS/MS-APCI+ [m/z 299] = [M-RCO]+, [m/z 113]=[acido eptanoico – OH]+

Ione CE % Ione prodotto Width

parentale (m/z)

GHT 299 30 113 +/- 1

Tabella I – Gradiente di eluizione

Time A B C Flow

min % % % ml/min

0 10 50 40 0,25

8 10 50 40 0,25

10 0 100 0 0,25

30 0 100 0 0,25

35 10 50 40 0,25

55 10 50 40 0,25

Eluenti: A= acqua, B= acetonitrile/isopropanolo 70/30, C= metanolo


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ste matrici sono state analizzate con la metodicaproposta in questo lavoro, effettuando sempre undoppio campionamento e monitorando lo standarddi analisi ad inizio e fine giornata.

In Figura 2 viene riportato il tracciato cromatograficoin modalità SRM relativo ad una delle otto prove con-dotte. Poiché le tecnologie di trasformazione sonomolto differenti e le fasi di addizione dello stesso loca-lizzate in punti diversi a seconda della tipologia del-l’impianto, sono state osservate marcature molto ete-rogenee, alcune ben al di sotto del limite di legge pre-visto (40 mg/kg - farina animale), che risulta pari ad unvalore minimo di 250 mg/kg [1,3], ed altre invecesuperiori, in particolare le matrici definite “cicciolo pro-teico”. L’utilizzo di una tecnica di cromatografia liquidaaccoppiata ad un rivelatore di massa/massa per laquantificazione del GHT è senza dubbio il modomigliore per fornire un dato che sia esente da interfe-renze. Il fatto che il materiale da monitorare non subi-sca alcun trattamento estrattivo prima della quantifi-cazione finale è senza dubbio un’enorme vantaggio,in quanto errori dovuti a perdita dell’analita per estra-zione e purificazione sono praticamente nulli.

CONCLUSIONE

È stato sviluppato un nuovo metodo analitico, alter-nativo alla GC-MS per la determinazione del GHT qualeagente marcatore di sottoprodotti di origine animali.Tale metodo è risultato essere molto semplice, veloce,preciso ed affidale per l’obiettivo proposto. La determi-nazione senza previa purificazione rende molto affidabi-le e ripetibile la metodica e di interesse per la messa apunto della tecnologia di trasformazione di questi pro-dotti destinati ad uso diverso da quello alimentare.

BIBLIOGRAFIA

[1] Ordinanza concernente l’eliminazione dei sot-toprodotti di origina animale n. 916.441.22 del23 giugno 2004 (Stato 1° luglio 2008). AutoritàFederali della Confederazione Svizzera

[2] Regolamento CE N. 1432/2007 del laCommissione del 5 dicembre 2007 pubblicatosu Gazzetta Ufficiale della Comunità EuropeaL 320/13 del 6 dicembre 2007

[3] Regolamento CE N. 1774/2002[4] Implementation study to evaluate glycerol-

triheptanoate (GHT) as a marker for animal by-product in rendering systems. IRMM –

duta sull’utilizzo della HPLC-MS/MS, in quanto,essendo una tecnica specifica per l’identificazione ela conferma di analiti, sfruttando la transizione specifi-ca derivante dalla modalità operativa MS2 ci ha per-messo di eliminare tutte le interferenze di matrice,aumentando il rapporto segnale/rumore e miglioran-do così la rivelazione dell’analita di interesse.

PrecisioneÈ stata valutata analizzando un campione marca-

to ad un livello superiore al limite di legge previsto enelle condizioni sopra descritte. Sono state condot-te 8 prove in condizioni di ripetibilità intragiornalierae acquisite nella modalità descritta nella metodica.Dai risultati ottenuti sono stati estratti i valori relativialla precisione e alla ripetibilità del metodo. InTabella III sono riportati i dati ottenuti.

LinearitàÈ stata valutata nel range di concentrazione com-

preso tra 2 µg/ml e 120 µg/ml di GHT presente insoluzioni standard di calibrazione.

Il valore relativo alla linearità è stato estrapolatodall’equazione della curva di calibrazione nellaforma y=a(b)+c, dove y è l’area ricavata dalla transi-zione specifica, ottenuta iniettando le singole solu-zioni standard preparate come descritto nella sezio-ne materiali. I valori relativi alla curva e la sua R2

sono riportati in Tabella IV.

Un grafico del tipo area/quantità iniettata (µg) relati-vo ad una soluzione standard è riportato in Figura 1.

RISULTATI E DISCUSSIONE

Nel nostro laboratorio sono stati analizzati fino adora circa 100 campioni di MBM e AF comprensivi difarine e grassi animali e ciccioli proteici. Tutte que-

Tabella IV – Parametri di calibrazione

Curva R2

GHT Y = 46700408x - 899940 0,9905

Tabella III – Parametri di precisione e di ripetibilità del metodo

Media (mg/kg) Dev. Std. (mg/kg) r (mg/kg) RSDr %

GHT 355 14,4 48 4,1


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European Commission Joint Research CenterGE/R/FSQ/05/2006

[5] EFPRA Technical Guidance EF-08-047 -Brussels, 23 May 2008. European Fat

Processors and Renderers Association[6] Norma NGD B4-1976. Norme Grassi e

Derivati - Stazione Sperimentale per leIndustrie degli Oli e dei Grassi, Milano

Figura 2 - Tracciato acquisito in modalità SRM relativo alla determinazione del GHT in un campione.

Figura 1 - Grafico relativo alla curva di calibrazione del GHT

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Variation des lipides dans les amandesau cours de la croissance et lamaturation des fruits deGrewia coriacea Mast. (Tiliaceae)

AATTTTIIBBAAYYÉÉBBAA**,, LL.. NNGGAANNTTSSOOUUÉÉ,,DD.. MMAASSSSAAMMBBAA****,, BB.. MMAAKKOOUUNNDDOOUU**

* LABORATOIRE DE PHYSIOLOGIE ET

PRODUCTION VÉGÉTALES, FACULTÉ DES SCIENCES, UNIVERSITÉ

MARIEN NGOUABI, BRAZZAVILLE, CONGO

** LABORATOIRE DE VALORISATION DES

AGRORESSOURCES, ECOLE NORMALE SUPÉRIEURE

POLYTECHNIQUE, UNIVERSITÉ MARIEN NGOUABI,BRAZZAVILLE, CONGO

GREWIA CORIACEA MAST. (TILIACEAE) EST UNE ESPÈCE VÉGÉTALE DE LA FLORE SPONTANÉED’AFRIQUE CENTRALE QUI PRODUIT DES FRUITS COMESTIBLES. C’EST L'UN DES FRUITS DECUEILLETTE LE PLUS COMMERCIALISÉ AU CONGO (BRAZZAVILLE). CEPENDANT, COMME BEAU-COUP D'AUTRES FRUITS DE LA FLORE SPONTANÉE AFRICAINE, G. CORIACEA RESTE MAL ÉTU-DIÉ ET SES POTENTIALITÉS ALIMENTAIRES SONT INCONNUES. LA VALORISATION DES RES-SOURCES VÉGÉTALES TROPICALES, AINSI QUE LA DIVERSIFICATION DES RESSOURCES LIPIDI-QUES POUR L’ALIMENTATION DE L’HOMME ET POUR L’INDUSTRIE COSMÉTIQUE, NOUS ONTCONDUITS À RECHERCHER LES TENEURS EN LIPIDES ET LEUR COMPOSITION DANS LES AMAN-DES DES FRUITS DE G. CORIACEA AU COURS DE LEUR CROISSANCE ET LEUR MATURATION. LACOMPOSITION EN LIPIDES EST DÉTERMINÉE AU MOYEN DU SOXHLET ET PAR CHROMATO-GRAPHIE EN PHASE GAZEUSE. L’ÉTUDE MONTRE QUE L’HUILE DES AMANDES EST ENVIRONTROIS FOIS PLUS RICHES EN ACIDES GRAS INSATURÉS QUE SATURÉS. LA PRÉSENCE DES ACI-DES ARACHIDIQUE, STÉARIQUE ET PALMITIQUE, OFFRE À CETTE HUILE DES POTENTIALITÉSALIMENTAIRES VOIRE COSMÉTIQUES RÉELLES. A NOTRE CONNAISSANCE, CES RÉSULTATS SERAIENT LES PREMIÈRES DONNÉES PUBLIÉES CON-CERNANT L'ÉVOLUTION, EN FONCTION DU TEMPS, DES LIPIDES DANS LES AMANDES G. CORIACEA. MMOOTTSS CCLLÉÉSS: ACIDES GRAS, AMANDE, CONGO-BRAZZAVILLE, FRUITS, GREWIA CORIACEA, LIPI-DES, MATURATION, STADE DE CROISSANCE.

LLIIPPIIDD CCHHAANNGGEESS IINN KKEERRNNEELLSS OOFF TTHHEE FFRRUUIITTSS OOFF GGRREEWWIIAA CCOORRIIAACCEEAA MMAASSTT..((TTIILLIIAACCEEAAEE))DDUURRIINNGG DDEEVVEELLOOPPMMEENNTT AANNDD RRIIPPEENNIINNGGGREWIA CORIACEA IS A WIDESPREAD PLANT SPECIES THAT OCCURS SPONTANEOUSLY IN TROPI-CAL FORESTS OF CENTRAL AFRICA PRODUCING EDIBLE FRUITS. IT IS ONE OF THE MOST IMPOR-TANT COMMERCIAL SPONTANEOUS FRUIT CROPS IN THE REPUBLIC OF CONGO (BRAZZAVILLE).HOWEVER, SIMILAR TO MANY OTHER SPONTANEOUS FRUITS OF THE TROPICAL RAIN FOREST INAFRICA, G. CORIACEA REMAINS POORLY STUDIED AND ITS NUTRITIONAL POTENTIAL IS UNK-NOWN. WITH THE AIM OF THE VALORIZATION OF THE TROPICAL VEGETABLE RESOURCES, AND SOTHE DIVERSIFICATION OF THE LIPID RESOURCES FOR EDIBLE PURPOSES AND FOR THE COSMETICINDUSTRY, WE STUDIED THE EVOLUTION OF THE LIPID CONTENTS AND THEIR COMPOSITION INTHE KERNELS OF THIS FRUIT STARTING FROM THE FRUIT SETTING UNTIL ITS MATURATION. LIPIDCOMPOSITION WAS DETERMINED BY SOXHLET AND BY GAS CHROMATOGRAPHY. THE STUDYSHOWS THAT KERNEL OILS ARE THREE TIME MORE RICH IN UNSATURATED FATTY ACIDS THANSATURATED. THE PRESENCE OF THE ARACHIDIC, STEARIC AND PALMITIC ACIDS GIVE TO THIS OILPOTENTIALITIES FOR HUMAN NUTRITION OR COSMETICS.TO OUR KNOWLEDGE, THESE RESULTS ARE THE FIRST DATA PUBLISHED CONCERNING THETEMPORAL CHANGES OF LIPIDS IN KERNELS OF G. CORIACEA FRUITS IN TROPICAL AFRICA. KKEEYY WWOORRDDSS: CONGO-BRAZZAVILLE, DEVELOPMENTAL STAGES, FATTY ACIDS, FRUITS, GREWIACORIACEA, KERNEL, LIPIDS, MATURATION

CORRESPONDENCE:[email protected]


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I. INTRODUCTION

Grewia coriacea Mast. (Tiliaceae) est un arbre fruitierde la flore spontanée d’Afrique centrale. Il comprend 48genres et 725 espèces à travers le monde. Au Congo,on compte 10 genres dont 29 espèces. C’est un arbreou arbuste de 4 à 25 m de haut et de 12 à 40 cm dediamètre [1] ; l’arbre présente des contreforts [2]. Lesfruits de G. coriacea sont groupés en grappes. Ce sontdes drupes ovoïdes de 2.5 à 4 cm de long et de 1.8 à4 cm de large. Ils sont verts à l’état immature et devien-nent rouge noir brillants ou violacés à maturité. Le fruitcomprend un épicarpe relativement épais; un méso-carpe charnu et spongieux, contenant des fibresimprégnées de jus de couleur rouge; un endocarpeinduré à l’intérieur duquel il y a une amande [1].

Au Congo-Brazzaville, ces fruits sont beaucoupconsommés pour leur jus qui entre dans la fabricationde plusieurs boissons (jus, sirop, liqueur, etc.) commele signale Nkourissa [3]. De plus, ils sont très richesen protéines, en acide ascorbique et en sucre [4].

La valorisation des ressources végétales tropica-les, ainsi que la diversification des ressources lipidi-ques pour l’alimentation de l’homme et pour l’indu-strie cosmétique, nous ont conduits à rechercherles teneurs en lipides et leur composition dans lesamandes des fruits de G. coriacea au cours de leurcroissance et leur maturation.

II. MATERIEL ET METHODES

II-1. Matériel végétalNos travaux sont menés sur les fruits de Grewia

coriacea au cours de leur croissance et leur matu-ration sur l’arbre. Verts à l’état immature, ces fruitssont noir brillants à maturité. Ils proviennent de laforêt du bassin de la Léfini à environ 140 kms aunord de Brazzaville. Ils sont récoltés de façon éche-lonnée chaque année sur les mêmes arbres.

Dix arbres se développant spontanément sontchoisis au hasard dans la forêt. Sur ces arbres,1000 fruits sont cueillis manuellement à chaquestade de développement, de la nouaison à la matu-rité (soit 100 fruits cueillis à chaque stade, sur cha-cun des 10 arbres sélectionnés) comme l’ont indi-qués Attibayéba et al. [4].

Après la cueillette, les fruits sont séchés à l’étuvede marque Thermosi SR 3000 à 80° pendant 72heures pour extraire les lipides totaux contenusdans les amandes.

II-2. Extraction des lipides totauxLes fruits séchés à l’étuve sont débarrassés de

leur épicarpe, leur mésocarpe et leur endocarpepour isoler l’amande. Trois grammes d’amandessèches issus d’environ 50 fruits sont finementbroyés, puis l’extraction est faite selon la méthodede Makoundou [5].

Pour estimer la validité des résultats, 10 extractionsindépendantes sont effectuées à chaque stade decroissance et de maturation. Les lipides ainsi obte-nus sont soumis à l’analyse des acides gras.

II-3. Détermination de la composition en acides gras parchromatographie en phase gazeuse (CPG)

Les triacylglycérols sont transestérifiés afin d’a-nalyser les acides gras correspondant sous formed’esters méthyliques. L’analyse quantitative estmenée par étalonnage interne; la méthylation desacides gras de l’extrait lipidique total se fait en pré-sence d’un standard interne.

La séparation des esters méthyliques d’acidesgras s’effectue sur un chromatographe (Hewlett-Packard HP 5890) muni d’une colonne capillairepolaire (HP-FFAP N° 59436116) de 25 m de long0,20 mm de diamètre intérieur et d’un film de phasestationnaire d’une épaisseur de 0,33 µm. Nousavons utilisé un détecteur à ionisation de flamme(FID). L’injection se fait en mode split. Les analysessont réalisées à température isotherme fixée à235°C. La température de l’injecteur et du détec-teur FID est de 250 °C. Le gaz vecteur utilisé estl’hélium. Sa pression en tête de colonne est de 160Kpa, son débit dans la colonne est de 1ml/min.,celui de fuite de split est maintenu à 48 ml/min et 2ml/min environ de purge du septum. Les estersméthyliques sont identifiés par référence aux tempsde rétention des standards correspondants, obte-nus dans les conditions citées ci-dessus.

III. RESULTATS ET DISCUSSION

Les fruits de Grewia coriacea se développentrapidement pendant les premiers stades de crois-sance du 45ème au 75ème jour. Pendant cette phase,le fruit augmente en volume. Il est de couleur verte,son contenu est liquide et l’amande est absente.L’amande ne se différencie qu’au 105ème jour aprèsla nouaison (Fig.1). Le fruit atteint sa maturité phy-siologique au 155ème jour où il passe de la couleurverte à la couleur pourpre, puis noire. L’intensité de


60

la coloration augmente du 150ème jour au 157ème

jour où il devient noir brillant, et le fruit est prêt àêtre cueilli (Fig. 1). De la nouaison à la maturitécommerciale du fruit, il s’écoule environ 5 à 6 mois.

Au cours de la croissance et la maturation, denombreux événements structuraux et biochimiques

ont lieu dans la pulpe, mais aussi dans les amandesde divers fruits. Parmi ces événements, on peutciter les synthèses des enzymes pectolytiques [6, 7,8]; la synthèse des sucres, des protéines et de l’aci-de ascorbique [4]; celle des lipides [9, 10].

Chez Grewia coriacea, dès la différenciation de

Figure 1 - Les fruits de Grewia coriacea à différents stades de croissance et de maturation. La véraison a lieu au 135ème jour après la nouaison et ilsdeviennent prêts à être cueillis et consommés au 157ème jour. (D : jours après nouaison, d’après Attibayéba et al. 2007).

Figure 2 - Accumulation des lipides dans l’amande de Grewia coriacea Mast au cours de la croissance et la maturation des fruits

Qua

ntité

s d

e lip

ides

en

g/ 1

00g

de

mat

ière

sèc

he

Temps en jours


61

l’amande au 105ème jour, les lipides s’accumulent defaçon importante jusqu’au 135ème jour (Fig. 2). Leursteneurs passent rapidement de 1,37% à 23,85% àun mois de développement de l’amande. Lorsquedébute la maturation du fruit, on note un ralentisse-ment de cette accumulation entre le 135ème et le142ème jour où les teneurs passent de 23,85% à24,70% jusqu’à la récolte des fruits.

Le Tableau I montre que l’huile de G. coriacea con-tient un nombre important d’acides gras. Tous les aci-des gras présents sont synthétisés au cours de lacroissance et la maturation du fruit du 105ème au

168ème jour. Certains acides gras synthétisés au 105ème

jour se maintiennent constant jusqu’à la maturité.C’est le cas des acides palmitique, palmitoléique, oléi-que, linoléique, arachidique, gadoléique, linolénique etheneicosanoïque. D’autres sont dégradés avant lamaturité du fruit, c'est-à-dire les acides érucique, pen-tadécanoïque, caproïque et élaidique.

La plupart des acides gras ne sont présents qu’àde faibles concentrations. Seulement l’acide palmi-tique, stéarique, oléique et linoléique sont présentsà des concentrations appréciables.

L’huile des amandes de G. coriacea contient un

Tableau I - Composition et pourcentage d’acides gras de l’amande de Grewia coriacea Mast au cours de la croissance et la maturation

Jours après nouaison

Acides gras 105 135 142 150 157 168

Teneurs en acides gras en %

1 Caproïque (C 6:0) 0,05

2 Caprylique (C 8:0) 0,26 0,21 0,15 0,10

3 Caprique (C 0:0) 1 1,11 1,29 0,29

4 Undécanoïque 0,15 0,15 0,15 0,12 0,13

5 Laurique (C12:0) 0,11 0,12 0,20 0,20 0,07

6 Myristique (C14:0) 0,13 0,11 0,10 0,09 0,08 0,07

7 Myristoléique (C14:1) 0,14 0,12 0,14 0,03

8 Pentadécanoïque (C15:0) 0,02

9 Palmitique (C16:0) 17,98 16,69 16,12 15,56 14,81 14,45

10 Palmitoléique (C16:1 n-7 cis) 0,096 0,106 0,007 0,003 0,001 0,08

11 Margarique (C 17:0) 0,08 0,12 0,09 0,06 0,06

12 Stéarique (C18:0) 4,61 4,25 5,42 4,95 5,14 5,21

13 13-cis-10 heptacanoïque 0,16 0,05 0,06 0,06

14 Elaïdique (C18:1 n-8 (isomère de l’acide oléique) 0,16

15 Oléïque (C 18:1 n-9 cis) 32,95 32,24 34,14 36,04 33,74 36,26

16 Linoléique (C18:2 n-6) 40,02 41,88 38,26 38,12 38,90 39,79

17 Gamma-linolénique (C18:3 n-6) 0,03 0,27 0,21 0,22 0,32

18 Arachidique (C20:0) 0,79 0,55 0,42 0,43 0,48 0,40

19 Gadoléique (C20:i n-9 cis) 0,13 0,13 0,16 0,15 0,13 0,14

20 Linolénique (C18:3 n-3) 0,33 0,44 0,39 0,38 0,38 0,40

21 Henéicosanoïque (C20:2) 0,18 0,20 0,21 0,11 0,19 0,15

22 Arachidonique 0,03

23 Béhénique (C22:0) 0,16 0,28 0,28 0,39 0,10

24 Lignocérique (C24:0) 0,09 0,09

25 Timmodonique (C20:5 n-3) 0,03 0,04

26 Nervonique (C24:1 n-9) 0,08 0,05

27 Docosahexaénoïque (C22:6 n-3) 0,12 0,57 0,58 0,59 0,67

28 Erucique 0,245

Acides gras saturés 23,72 22,05 24,32 23,27 22,82 20,98

Acides gras insaturés 74,20 76,71 75,56 75,61 75,61 78,75

Somme: 97,91 98,76 99,89 98,88 98,43 99,73


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nombre important de triacylglycérols. On y rencon-tre les mêmes acides gras majeurs que les extraitsdes 5 espèces de Cucurbitacées du Niger (Silou etal. [11]). Il s’agit notamment des acides palmitiques(C16:0), stéarique (C18:0), oléique C18: n-9) etlinoléique C18: n-6). Ces 4 acides gras représen-tent en moyenne 94,5% des acides gras totaux.

Les huiles de G. coriacea sont particulièrementriches en acides linoléique et oléique qui constituenten moyenne 72% des acides gras totaux. Commel’indique le Tableau I, les teneurs en acide gras insa-turés dans l’amande sont environ 3 fois supérieures àcelles des acides gras saturés pendant toute la pério-de de maturation du fruit. Au 168ème jour, pendant queles teneurs en acides gras insaturés sont élevés(78,7%), celles des acides gras saturés sont faibles(20,9%). Le rapport acide gras insaturé acides grassaturé est de 3,7 au 168ème jour, et les teneurs enacides gras essentiels est meilleur pendant le viragede la teinte au 135ème jour, soit 40,2%.

Chez G. coriacea, l’acide oléique (C18:1, n-9), estl’acide gras le plus important quantitativement,après l’acide linoléique (C18:2 n-6), suivi des acidesgras saturés comme les acides palmitique (C16:0)et stéarique (C18:0), qui représentent tous les deux22% des acides gras totaux.

IV. CONCLUSION

Le présent travail ouvre une nouvelle voie dans larecherche de la diversification des ressources lipidi-ques pour l’alimentation de l’homme et pour l’indu-strie cosmétique. L’étude montre que l’huile desamandes de G. coriacea est environ trois fois plusriche en acides gras insaturés que saturés. La pré-sence des acides arachidique, stéarique et palmiti-que, offre à cette huile des potentialités alimentairesvoire cosmétiques réelles.

REFERENCES

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Ngouabi 6, 140–148 (2005).[3] A.C. Nkourissa, Quelques aspects du méta-

bolisme, de la croissance et la maturation surl’arbre du fruit de Grewia coriacea Mast.Brazzaville , Univ. Marien Ngouabi , MémoireCAPES, 2005, 39 p.

[4] Attibayéba, L. Ngantsoué, F. Essamambo,A.C. Nkourissa, Changes in the chemicalcomposition of the fruits of Grewia coriaceaMast. during development and ripening. Fruits62, 369-375 (2007).

[5] J.A.B Makoundou, Evolution et compositionen acides gras des lipides des grains deGrewia coriacea Mast. au cours de la crois-sance et la maturation des fruits sur l’arbre.Brazzaville, Univ. Marien Ngouabi , MémoireCAPES, 2005, 55p.

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[9] Th. Silou, S. Biyoko, S. Heron, M.G. Tchapla,Maloumbi, Caractéristiques physic-chimiqueset potentialités technologiques des amandesde Irvingia gabonensis. Riv.Ital. SostanzeGrasse 81, 141-144 (2004).

[10] M. Mvoula Tsiéri, Th. Silou, A. Trémolières,Nature et composition des classes des lipidesde quatre espèces de Cucurbitacées alimen-taires du Congo-Brazzaville. Riv. Ital. SostanzeGrasse 82, 147-151 (2005).

[11] Th.Silou, D. Mampouya, W.D. Loak Loyange,Composition globale et caractéristiques deshui les extraites de 5 espèces deCurcubitacées du Niger. Riv. Ital. SostanzeGrasse 76, 141–144 (1999).

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CCommissione Tecnica per le Industrie

degli Oli Vegetali, Grassi Vegetali

ed Animali, delle Proteine Vegetali,

degli Oli Minerali, dei Colori e Vernici,

dei Detergenti e Tensioattivi,

dei Prodotti Cosmetici e di Igiene Personale


Presentiamo in inchiesta pubblica la norma elaborata dalla:

Sottocommissione Grassi Vegetali ed Animali Burro. Caratteristiche e metodi di analisi

La presente Norma è sottoposta alla fase di inchiesta pubblica per raccogliere i commenti degli esperti.Il termine dell’inchiesta pubblica è di due mesi dalla data di pubblicazione indicata sulla copertinadella rivista. Solo dopo averlo revisionato in base alle osservazioni raccolte, il documento verràpubblicato come norma definitiva NGD, Norme italiane per il controllo dei Grassi e Derivati.

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Commissione Tecnica SSOG - Norma Italiana

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Commissione Tecnica SSOG - Norma Italiana

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40° Giornate del Comitato Spagnolodella Detergenza - CED

Barcelona 14 – 15 aprile 2010Le Giornate Annuali del CED nacquero nel lontano1968 con lo scopo di creare contatti ed interscambidi idee fra esperti di altri paesi in modo da offrirefonti di informazioni tecniche e scientifiche.Durante le 40° Giornate verranno presentate confe-renze plenarie, letture e poster riguardanti leseguenti tematiche:• Materie prime• Sintesi e analisi• Nuovi sviluppi e applicazioni• Chimica-fisica• Ambiente• Legislazione• Marketing• Consumi / DistribuzioneSede del convegno: Hotel Alimara, Berruguete 126,Barcelona

Per maggiori informazioni:CED – Comité Español

de la Detergencia, Tensioactivos y Afines - BarcelonaTel. 932 040 212, Fax. 932 805 300

e-mail: [email protected] - www.cedmeeting.com

OLIVEX 20108th International Exhibition for OliveOil, Edible Oil &Oil ProcessingTechnology

Damasco, 6-9 Aprile 2010L’esposizione é organizzata da: Ministry ofAgriculture – Directorate of Agriculture MarketingMinistry of Economy – Foreign Trade CenterThe Syrian Federation for Syrian Chambers ofAgricultureGeneral Commission for Scientific AgriculturalResearch

Per informazioni:Jalanbo International

Exhibitions Establishment (JIEE)Tel. +963-11-441 66 46Fax +963-11-441 40 94


OFI Oils & Fats InternationalTurkey 2010

Istanbul, 20-21 aprile 2010L’esposizione internazionale si terrà ad Istanbulpresso il centro congressi dell’Hotel Hilton.Nell’ambito dell’esposizione si terrà una conferenzascientifica con la presentazione dei seguenti lavori:20 aprile 2010Sessione commerciale• Consumer and retail trends in Southwest Asia

and the Middle East• Determinants of world vegetable oil prices and the

price outlook, including sunflower and corn oil• The edible oils and fats market in Turkey• Challenges and opportunities in the Turkish olive

oil marketSessione Tecnica• Overview of developments and future trends in oil

production and refining• Advances in crushing: oilseed preparation, dehul-

ling, and pressing with a special focus on sun-flowerseed and rapeseed

• Extraction, desolventising and new solvent extrac-tion techniques

• Critical considerations in olive oil production• Current advances in sunflower oil and its applica-

tions• Cold press technology for canola, hazelnut, wal-

nut and other speciality oils

21 aprile 2010Sessione commerciale• The Ukrainian sunflowerseed and oils market• The Russian oils and fats market• New export markets in Southwest Asia:

Azerbaijan, Georgia, Kazakhstan, Kyrgyzstan,Tajikistan, Turkmenistan, Uzbekistan

• Focus on the Iranian oils and fats industry andtrade with Turkey

• Bulgaria and Romania: key developments in oilsand fats with a focus on sunflowerseed supply

Sessione tecnica• Oil modification processes: new product trend

and technological developments• Interesterification of oils with enzymes to produce

low-trans products

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zione degli oli vegetali.• C. Veronelli (Alfa Laval S.p.A. - Monza),

Deodorazione semi-continua. Nuovo design inno-vativo per l’incremento del recupero di calore edell’efficienza di strippaggio.

• G. Lercker (Università degli Studi di Bologna),Tecnologia e controllo della qualità degli oli extravergini di oliva.

21 Maggio 2010• C. Mariani (Stazione Sperimentale per le Industrie

degli Oli e dei Grassi, Milano), Individuazione di oli dioliva di categoria inferiore in oli extra vergini di oliva.

• A. Serani (Salov Spa R.S.Q. - Massarosa Lucca),La raffinazione chimica e fisica degli oli vegetali:confronti sull’impatto ambientale e sulla qualità delprodotto finito.

• M. Rossi (Università degli Studi di Milano), Effetto dellediverse fasi della raffinazione chimica e fisica sullacomposizione e conservabilità dei grassi vegetali.

• M. Savarese, R. Sacchi, E. De Marco, C Parisini,S. Falco (Università degli Studi di Napoli FedericoII Portici, Napoli), Evoluzione dei digliceridi e dellefeofitine nel corso della conservazione di oli extravergini di oliva imbottigliati.

• L. Conte , M. Marega, C. Paparusso, G. Cardone(Università degli Studi di Udine), Digliceridi, piro-feofitine, alchilesteri in oli vergini genuini, oli deo-dorati e loro miscele

Per informazioni dettagliate:Segreteria organizzativa SISSG: Dr.ssa A. Mattei

e-mail: [email protected], mobile: 3299543399Tel. e Fax: 0566 80135

COSI 2010 - 6th InternationalConference on Coatings Science Noordwijk, The Netherlands

28 giugno – 2 luglio 2010Dopo i successi ottenuti dalle 5 precedenti edizionisi continua la tradizione nel 2010 di CoatingsScience International Conference (COSI). Il sestoconvegno sarà un insieme di ricerche di tipo acca-demico e industriale.Il programma provvisorio prevede le seguenti confe-renze su invito:• Masahiro Ito (DIC Performance Resins GmbH,

Vienna, Austria) Performance of Innovative HybridWaterborne Resins for Special CoatingApplications

• Fractionation in the production of CBEs andCBRs and the usage of speciality and industrialfats in turkey

• Development of sustainable supply chains

Per informazioni sull’evento visitare il sito:http://www.oilsandfatsinternational.com/

Advanced Biofuels LeadershipConference

Washington, 27-28 aprile 2010La conferenza riunirà i rappresentanti delle associa-zioni leader che guidano lo sviluppo della produzio-ne dei biodiesel, inclusi etanolo da cellulosa, carbu-ranti diesel, benzina e jet fuel da fonti rinnovabili,biobutanolo cosi come materie prime alternativequali alghe, jatropha, camelina e altre. La conferenza verterà su temi che riguardano lacommercializzazione dei biocarburanti, i processitecnologici, gli aspetti economici e politici, e l’ap-provvigionamento. Il programma tecnico prevedenumerose presentazioni.

Per la consultazione del programmae informazioni generali sul congresso:http://advancedbiofuelssummit.com/

Workshop su Evoluzione delletecniche di raffinazione e qualitàdelle sostanze grasse alimentari

Bologna, 20-21 maggio 2010Il corso, organizzato da Società Italiana per loStudio delle Sostanze Grasse in collaborazione conil Dipartimento di Scienze degli Alimentidell’Università di Bologna, si terrà presso la Facoltà di Agraria con il seguente programma:

20 Maggio 2010• A. Mattei, La raffinazione delle sostanze grasse:

aspetti storici• G. Morchio (Technoil Consulting Service), Una

corretta innovazione tecnologica nella tutela dellaqualità degli oli raffinati e rivalutazione dei co-pro-dotti della raffinazione, con ottenimento di com-posti “high tech”.

• M. Bernardini (C.M. Bernardini Srl – Cisterna diLatina LT), Valorizzazione dei sottoprodotti prove-nienti dei moderni impianti di raffinazione.

• J. De Kock (Desmet Ballestra Gruppo N.V. –Zaventem Belgio), Nuovi sviluppi nella deodora-

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• Dirk Mestach (Nuplex Resins BV, TheNetherlands), Synthesis and coating applicationsof alkyd-acrylic hybrid polymer dispersions

• Helmut Möwald (Max Planck Institute of Colloidsand Interfaces, Potsdam-Golm, Germany),Nonplanar interfaces in coatings

• Martin Murray (Akzo Nobel, UK), Cracking of col-loidal coatings upon drying

Sono previste le seguenti presentazioni poster• Nathalie De Geyter (Department of Applied

Physics Faculty of Engineering - Ghent University,Belgium), Plasma-assisted deposition of poly-methyl methacrylate onto TiO2 substrates

• Byung-Koog Jang (Fine Particle ProcessingGroup, Nano Ceramics Center National Institutefor Materials Science (NIMS), Tsukuba, Ibaraki,Japan), Microstructure of nanoporous zirconiacoatings fabricated by EB-PVD

• Marcos Massi (Technological Institute of Aeronautics,Plasma and Processes Laboratory, PhysicsDepartment, S. J. dos Campos, Brazil), Comparisonbetween conventional and hollow cathode magne-tron sputtering systems to deposition of photocataly-tic anatase titanium dioxide thin films

• Marcos Massi (Technological Institute ofAeronautics, Plasma and Processes Laboratory,Physics Department, S. J. dos Campos, Brazil),Effects of microwave excited plasma treatment onadhesion properties of EPDM rubber

• Rino Morent (Department of Applied PhysicsFaculty of Engineering - Ghent University Belgium)Allylamine plasma polymer films for biomedicalapplications

• Haibo Peng (School of Nuclear Science andTechnology, Lanzhou University South Tianshui,China), Study on interaction of highly charged Arions with solid surface

• Hossein Tavakoli (Mining and MetallurgicalDepartment, Amirkabir University of Technology,Tehran, Iran), Nano SiC-nickel composite coatingsfrom a sulfamat bath using direct current andpulse direct current

• Jesus Manual Vega (CENIM/CSIC, Departamentode Ingeniería de Materiales, Degradación yDurabilidad, Madrid, Spain), Corrosion inhibition ofaluminum by alkyd paints formulated with anion-exchange hydrotalcite

• Ernesto Zumelzu (Universidad Austral de Chile,Valdivia, Chile), Vibrational effects on the viscoe-

leastic coating in metal-polymer laminatesPer informazioni dettagliate sul Congresso consul-tare il sito www.coatings-science.com che saràperiodicamente aggiornato.

Segreteria Organizzativa COSI 2010Mrs I. Scholten

Eindhoven University of Technologye-mail: [email protected]

19th International symposium on PlantLipids – ISPL 2010

Cairns (Australia) 11-16 luglio 2010Il congresso è organizzato dalla Sezione australianadi American Oil Chemists Society.Il programma scientifico prevede i seguenti argo-menti:• Lipid biosynthesis and metabolic networks, and

their role in seed development• Storage lipids (TAG synthesis and mobilisation,

sterols, wax esters, isoprenoids)• Surface lipids-structure and function (waxes,

suberin, cutin)• Lower plant lipids (algal/fungal and other micro

organisms)• Structure, function and synthesis of membrane

lipids (glycolipids, sterols and phospholipids)• Oxylipins formation/function and lipid oxidation• Fatty acid desaturation and modification• Lipid trafficking and signalling (membrane dyna-

mics, lipid rafts, PIPs, sphingolipids)• Bioinformatics for the lipidome• Lipid biotechnology and metabolic engineering• Genetically modified plant oils (production challen-

ges, crop platforms, regulatory issues)• Plant lipid feedstocks for industrial chemistry• Plant oil biolubricants• Plant and algal oil biofuels• Increasing plant oil productivity• Metabolic engineering of fatty acid and

oil biosynthetic pathways• Agro-industrial challenges for genetically-modified

industrial plant oils

Per informazioni dettagliate:[email protected]

www.ispl2010.orgAOCS Meetings Department

Tel. +1.217.359.2344 e-mail: [email protected]

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Practical short course on Processingand Products of VegetableOil/Biodiesel

College Station, Texas, 3-7 Ottobre 2010Il corso è diretto al personale che lavora nel settoredella trasformazioni degli oli vegetalie tratterà argomenti che riguardano gli ultimi svilup-pi nei processi di decolorazione, idrogenazione,interesterificazione, deodorazione, produzione dibiodiesel e di grassi non trans. Per la consultazionedel programma:http://foodprotein.tamu.edu/fatsoils/scvegoil.php.

Per informazioni tecniche:Dr. M.S. Alam

Head, Fats and Oils ProgamTel. 979-845-2740 - Fax 979-845-2744

e-mail: msalamamu.eduSegreteria Organizzativa del Corso

Cyndi CasanovaTel. 979 847-8997 - Fax 979 845-2744


7th World conference on detergentsNew strategies in a dynamic globaleconomy

Montreux (CH), 4-7 ottobre 2010La manifestazione si terrà presso il Music andConvention Center di Montreux. L’edizione 2010 delcongresso quadriennale continuerà a trattare temidi alto ed attuale interesse presentati da relatoriesperti provenienti dall’industria dei detergenti e deisettori correlati.Il Congresso è organizzato in collaborazione con:American Oil Chemists’ Society (AOCS),International Association of the Soap, Detergentand Maintenace Products Industry (AISE), Japan OilChemists’ Society (JOCS), Japan Soap &Detergents Association (JSDA), The Soap andDetergent Association (SDA).Per le modalità di presentazione dei lavori e per lapartecipazione all’esposizione tecnica consultare ilsito www.aocs.org/meetings/montreux

Per ogni altra informazione:American Oil Chemists Society, 2710 S. Boulder

Urbana, IL 61802-6996 – USATel. +1.217.359.2344 - Fax +1-217.351.8091

8th Euro Fed Lipid CongressOils, Fats and Lipids: Health &Nutrition, Chemistry & Energy

Monaco (D), 21-24 novembre 2010Il Congresso si terrà presso il The Westin GrandMunchen Arabellapark. Il programma prevede:Conferenze Plenarie• European Lipid Science Award: Bart Staels

(University of Lille, France): Nuclear receptorsconnecting lipid metabolism to the nucleus

• European Lipid Technology Award: FereidoonShahidi (University of Newfoundland, St. John’s,Canada): Novel antioxidants in food quality pre-servation and health promotion

• AFECG Chevreul Medal Lecture: Michel Lagarde(University of Lyon, France): Fatty acid oxygena-ted metabolism and function in human cells

• DGF Normann Medal: Michael Bockisch(Jesteburg, D): Fish oil – from the bad and theugly to the precious and good

Keynote Lectures• Mario Pagliaro (CNR, Palermo): New commercial pro-

ducts from bioglycerol: routes of chemical ingenuity• Richard A. Gross (Brooklyn/NY, USA): Engineered

Lipids Produced by Microbes and their Use inBiobased Materials

• Frank Pudel (PPM Pilot PflanzenoltechnologieMagdeburg, D): From rapeseed processing torapeseed biorefineries challenges and obstacles

• Francisco J. Hidalgo (Instituto de la Grasa, Sevilla,Spain): Maillard reaction meets lipid oxidation

• Diego L. Garcia-Gonzalez (Instituto de la Grasa(CSIC), Sevilla, Spain): Explaining virgin olive qua-lity from the frontiers of research

• Krzystof Krygier (Agricoltural University of Warsaw,Poland): What makes rapeseed oil so interesting for us

• Ronald Mensink (University of Maastricht, NL):Effects of triglyceride structure on risk marker ofthe metabolic syndrome

• Gerd Schmitz (University Hospital of Regensburg,D): “Abnormalities of macrophage and neutrophillipid species processing abnormalities relate toorganelle specific stress response in vascular andmetabolic disease

Per in formazioni dettagliate consultare il sitowww.eurofedlipid.org/meetings/munich/

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CESIO 20118th World Surfactants Congress andBusiness Convention

Vienna, 6-8 June 2011Il tema del congresso sarà “Sustainable and innova-tive surfactants in a highly regulated world”.Le comunicazioni orali, i poster e l’esposizione tec-nica verteranno sugli aspetti scientifici, economici etecnici riguardanti le normative dei tensioattivi, l’ap-plicazione degli stessi nell’industria e i prodotti diconsumo.

Segreteria del convegnoCESIO 2011 c/o MCI

Tel. +33 (0)1 70393554Fax +33 (0)1 53858283

e-mail: [email protected]: http://www.cesio-congress.eu/

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AVVERTENZE PER GLI AUTORI

La collaborazione a La Rivista Italiana delle Sostanze Grasse è aperta a tutti gli studiosi,ricercatori e tecnici, italiani ed esteri, che riferiscano su studi originali a caratteresperimentale, tecnologico o divulgativo, su oli e grassi alimentari ed industriali di originevegetale o animale, detersivi, tensioattivi, prodotti cosmetici, oli minerali, prodottivernicianti e sui loro impieghi nel settore alimentare, mangimistico e dell’industria in genere.Nella rubrica «Comunicazioni brevi» possono essere accolte brevi comunicazioni sui primirisultati di ricerche in corso.Tutti i lavori ricevuti vengono esaminati da un Comitato di referee al cui parere èsubordinata l’accettazione per la pubblicazione.

COMPILAZIONE DEI LAVORI - Gli Autori sono pregati di attenersi strettamente alledisposizioni indicate.I manoscritti debbono essere presentati su fogli dattiloscritti su una sola facciata ed esserecorredati dei rispettivi brevi riassunti in italiano ed inglese e da un ampio sommario,completo di riferimenti a tabelle e figure, in inglese quando il testo del lavoro è in italiano, initaliano se il lavoro è in lingua inglese. Se presentati in inglese i lavori devono essere scrittiin linguaggio corretto, chiaro e conciso. I manoscritti dei lavori pubblicati non sirestituiscono.Le illustrazioni che accompagnano i manoscritti debbono essere in bianco e nero; idisegni o i grafici eseguiti al computer devono presentare linee nitide e marcate; le dicituree le didascalie debbono essere nella stessa lingua dell’articolo. Le figure vanno numerateprogressivamente con numeri arabi, le tabelle con numeri romani.La bibliografia, i cui numeri di riferimento sono inseriti nel testo tra parentesi quadre, vaposta sempre al termine dell’articolo. Per ogni riferimento bibliografico vanno indicatinell’ordine:• nomi degli autori (iniziale del nome, cognome per intero);• nome della rivista (per esteso od opportunamente abbreviato); • numero del volume (in corsivo);• numero della prima ed ultima pagina dell’articolo; • l’anno solare (tra parentesi).

Ad esempio:[1] O. Rossi, A. Bianchi, Riv. ItaI. Sostanze Grasse 70, 520-526 (1993).

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LA RIVISTA ITALIANA DELLE SOSTANZE GRASSEDirezione, redazione: Via Giuseppe Colombo, 79 - 20133 Milano

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