Tarea Numero Cinco

MICOLOGÍA

TAREA NÚMERO CUATRO

UNIVERSIDAD MICHOACANA DE SAN NICOLÁS DE HIDALGO

ESCUELA DE QUÍMICO FARMACOBIOLOGÍA

PROFESOR:

Dr. Juan Manuel Sánchez Yáñez

MATERIA:

Microbiología III (Micología)

ALUMNO:

Zamudio Villasana Cristina 1106899A

SECCIÓN 10 SEMESTRE 7MO

CICLO ESCOLAR 2014- 2015

Morelia, Michoacán a 29 de septiembre de 2014

MICOLOGÍA

TAREA NÚMERO CUATRO

ContenidoActinomicetos...................................................................................................................................1

1.1 Crecimiento en medio de cultivo...................................................................................1

1.2 Tinciones para su diagnostico.............................................................................................1

1.3 Métodos de identificación bioquímica................................................................................1

1.4 Pruebas con animales de laboratorio.................................................................................1

Coccidioides Immitis.......................................................................................................................2


1.2 Tinciones para su diagnostico.............................................................................................2

1.2 Métodos de identificación bioquímica...........................................................................3

1.3 Pruebas con animales de laboratorio...........................................................................3

Microsporidios..................................................................................................................................3


1.2 Tinciones para su diagnostico.......................................................................................4




1.2 Tinciones para su diagnostico.......................................................................................5



Actinomicetos

1.1 Crecimiento en medio de cultivo.Los actinomicetos pueden crecer tanto en medio líquidos como en medio sólidos. No hay un medio de cultivo específico para el aislamiento de estos microorganismos. Se pueden emplear estos medios de cultivo:

Agar BHI en sangre de carnero. Agar Sabourand Agar sangre Lowentein-Jensen

Se incuban a 30°C algunas especies crecen rápidamente como Streptomyces y Nocardia el desarrollo de colonias se observa después de dos a diez días de incubación a 30°C. Otros como Actinomadura spp requiere hasta de tres semanas de incubación para su aislamiento. [1]

1.2 Tinciones para su diagnostico. Tinción Gram Zhiel Neelsen

Los actinomicetos son organismos Gram positivos por que tiene un afinidad tintorial rojo (Figura no. 1), algunas especies como Nocardia y especies de género Rhodococcus son ácidos alcohol resistentes y tienen tendencia a fraccionarse y aparecen al microscopio con morfología cocobacilar cuando se observan con aceite de inmersión Actinomadura y Streptomyces no suelen romperse y se presentan como masas filamentosas que no resisten la decoloración por el ácido-alcohol. [1]

1.3 Métodos de identificación bioquímica. Prueba de ureasa TSI Indol Catalasa

Con base en la fisiología de los actinomicetos se tiene una serie de pruebas bioquímicas para su diferenciación entre géneros y especies (Tabla 1). La descomposición de los aminoácidos tirosina y lisina y de la proteína caseína por algunas especies de actinomicetos permite su diferenciación. Para llevar a cabo estas pruebas se emplean medios sólidos, que contienen cada uno de estos compuestos. La hidrólisis pone de manifiesto por la aparición de una zona clara alrededor de la colonia.

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La mayor parte de los actinomicetos aerobios hidrolizan la gelatina a excepción de N.asteroides y N. otitidiscaviarum; todos los actinomicetos reducen nitratos a excepción del género Streptomyces y las especies de N. brasiliensis y R.aurantiaca

1.4 Pruebas con animales de laboratorio.

Figura 1 Tinción gram de un Actinomicetos. F igura 2 cultivo en agar Sabourand de Actinomicetos.

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Coccidioides Immitis.

1.1 Crecimiento en medio de cultivo.Todas las muestras deberán sembrarse en medio de agar Sabouraud con cicloheximida y clroranfenicol. Estos presentan crecimiento rápido (Figura no.3).

Características macroscópicas: las colonias jóvenes se muestran glabras, brillantes, grises y húmedas. Con la edad se transforman en blancas aterciopeladas, algodonosas y lanosas, que al madurar dan enormes cantidades de artroconidios infecciosos. En ocasiones pueden observarse hirsurtos (agrupaciones en pico formadas por filamentos largos).

Características microscópicas: las hifas son septadas e hialinas y en micelio forma artroconidios en células alterna. Los artroconidios libres presentan forma de barril, de 3x6 µm y pared gruesa, en ocasiones pueden observarse los faldones que representan las reminiscencias de las células adyacentes que les dieron origen.[2]

1.2 Tinciones para su diagnostico.Para las muestras de esputo, se podrá agregar KOH al 15% para aclararlo tolas las muestras podrán observarse al microscopio y la identificación de Coccidioides spp. Se hará por el enfoque de esférulas (20-60 µm) redondas (Figura no1), de pared gruesa con endosporas, estructuras que por su tamaño facilita su caracterización. Podrá agregarse lugol, azul de algodón (Figura no.2) ó inclusive blanco de calcoflúor a la preparación, para evidenciar las estructuras parasitarias.

Debido a la facilidad de diagnosticar la micosis mediante el examen directo el frotis generalmente no se efectúa. En caso de utilizarlo se deberán fijar, al calor con metanol, en el extendido teñir con giemsa, P.A.S o técnicas de tinción argéntica, con las cuales se observan esférulas con endoesporas o endoesporas libres en los tejidos o entre las células del producto examinado. Esa imagen es patognomónica de la enfermedad. [2]

1.2 Métodos de identificación bioquímica.No se encontró referencia bibliográfica que mencione que las pruebas bioquímicas se utilizan para el diagnostico o identificación de los Coccidioides immitis.


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Microsporidios.

1.1 Crecimiento en medio de cultivo.Los cultivos convencionales, quedan descartadas debido a que por el tamaño de las esporas; los microsporidios no pueden ser identificados en un simple y sencillo examen directo y por su carácter de parasitismo obligado, los medios de cultivo in vitro quedan eliminados como herramientas diagnósticas.

1.2 Tinciones para su diagnostico. Tinción Gram Ácido alcohol resistente PAS Giemsa Tinción de Weber

Las son gran positivas, las tinciones ácido alcohol resistente, PAS y giemsa son tinciones para la identificación de esporas en general. La tinción de Weber

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Figura 1 Raspado de nódulo cutáneo esférula redonda de pared gruesa llena de de esporas [2]

Figura 2 cultivo de Coccidioides immitis en agar destroza Sabouraud con ciclohexamina a 25°C [2]

Figura 3 Examen directo con azul de algodón de Coccidioides immitis. [2]

favorece un buen contraste entre las esporas de microsporidios y otros elementos que se pueden encontrar en heces, por ejemplo levaduras, muestras nasofaríngeas, heces y orina pueden ser teñidas con esta técnica. Las esporas se tiñen de color rojo violeta y en algunas es posible ver la zona vacuolar. La visualización es más fácil cuando se encuentran grupos de esporas.

Esta tinción se redujo al ácido fosfotúngstico para una mejor tinción de fondo, además el azul de anilina ha sido sustituido por el verde rápido. Esta tinción no es recomendada para muestras sanguíneas ya que se tiñen perfectamente con el chromotropo 2R.

1.3 Métodos de identificación bioquímica. No se encontró referencia bibliográfica que mencione que las pruebas bioquímicas se utilizan para el diagnostico o identificación de los Microsporidios.


Pneumocystis jirovecii.

1.1 Crecimiento en medio de cultivo.

Ante la ausencia de un sistema de cultivo in vitro para P. jirovecii, la base para el diagnóstico de la PcP es la visualización de los diferentes estadios del ciclo de vida de este patógeno en las muestras respiratorias obtenidas de los pacientes. Se han utilizado diferentes métodos para identificar estos microorganismos en las muestras biológicas.

Para el diagnóstico microscópico de P. jirovecii las muestras clínicas más empleadas son los lavados broncoalveolares (LBA), el esputo espontáneo o inducido y la biopsia pulmonar y transbronquial. Recientemente se han comenzado a estudiar otras muestras biológicas como lavados orofaríngeos, exudados nasales o aspirados nasofaríngeos que aún no se utilizan de forma rutinaria en la clínica para evitar técnicas invasivas como las necesarias para obtener LBA o biopsias.

1.2 Tinciones para su diagnostico.Varios métodos de visualización microscópica para identificar Pneumocystis han sido descritos en la literatura. Para biopsias y autopsias resultan de mucha utilidad las técnicas de tinción convencionales (hematoxilina y eosina), así como las especiales (plata metenanima de Grocott-Gomori, giemsa, azul de toluidina O, Papanicolaou, violeta crisol y blanco de calcoflúor) para todo tipo de muestra clínica (Figura no. ). La plata metanamina de Grocott-Gomori tiñe de color oscuro

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la pared de los quistes de Pneumocystis y permite la cuantificación del patógeno en la muestra. Esta técnica es considerada de referencia para la identificación de P. jirovecii en los LBA. También, el azul de toluidina y el violeta crisol muestran afinidad por los componentes de la pared del quiste. Con este último método, se han obtenido buenos resultados en estudios con animales, sin embargo, en humanos su utilización está poco extendida.

El azul de toluidina por su parte, colorea de violeta rojizo los componentes de la pared y los investigadores lo han empleado como técnica de cribado en los laboratorios al resultar más rápida que la plata metenamina. La giemsa permite identificar tanto los quistes como los trofozoitos, colorea los núcleos de ambas formas de color rosado y contrasta con el azul que adquiere el citoplasma. La prueba de Papanicolaou es una técnica muy empleada por los citohistopatólogos, que puede generar información importante para detectar Pneumocystis. Sun y otros demostraron la efectividad del método al detectar 8 muestras positivas entre 13 casos confirmados de la enfermedad.88 No obstante, debe prestarse especial atención cuando esta metodología es utilizada en muestras donde la carga parasitaria es baja. Por otra parte, el blanco de calcoflúor es una tinción fluorescente, rápida y útil en cualquier tipo de muestras.

Esta técnica contrasta los elementos micóticos con gran claridad, debido a la unión de esta sustancia a la quitina de la pared fúngica. Además, requiere menor entrenamiento para el diagnóstico de PcP que el examen directo en fresco, sin embargo, tiene falsos positivos con fibras vegetales, colágeno o elastina. Procop y otros compararon 4 métodos de tinción para detectar P. jirovecii en muestras respiratorios, ellos mostraron que el blanco de calcoflúor y la plata metenamina tenían valores predictivos positivos y negativos mayores que 90 %. Parámetros suficientes para usarse como métodos de rutina en los laboratorios clínicos

1.3 Métodos de identificación bioquímica.No se encontró referencia bibliográfica que mencione que las pruebas bioquímicas se utilizan para el diagnostico o identificación de los Pneumocystis jirovecii.


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Figura 2Cortes histológicos de pulmón detectado por diferentes tinciones histológicas.

Bibliografia

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