1 [PL]

UriSelect™4 20 63726 100 63727 500 g 64694

Nieselektywne podłoże chromogenne do bezpośredniej izolacji, różnicowania i oznaczania liczby drobnoustrojów obecnych w układzie moczowym.

882044 - 2013/11

Spis treści

1. PRZEZNACZENIE

2. PODSUMOWANIE I OBJAŚNIENIE TESTU

3. PODSTAWY PROCEDURY

4. ODCZYNNIKI

5. OSTRZEŻENIA I ŚRODKI OSTROŻNOŚCI

6. PRÓBKI

7. PROCEDURA

8. OGRANICZENIA TESTU

9. SPODZIEWANE WARTOŚCI

10. CHARAKTERYSTYKA DZIAŁANIA

11. BIBLIOGRAFIA

2 [PL]

1. PRZEZNACZENIE UriSelect™4 to nieselektywne, chromogenne, agarowe podłoże do izolacji, różnicowania i oznaczania liczby drobnoustrojów obecnych w układzie moczowym. UriSelect™4 umożliwia różnicowanie i identyfikację Escherichia coli, Enterococcus spp. i Proteus mirabilis oraz wstępną identyfikację innych drobnoustrojów obecnych w układzie moczowym, zwłaszcza enterobakterii grupy KESC (Klebsiella, Enterobacter, Serratia i Citrobacter) oraz PMP (Proteus-Morganella-Providencia). 2. PODSUMOWANIE I OBJAŚNIENIE TESTU Infekcje układu moczowego (UTI) należą do najczęstszych infekcji bakteryjnych i stanowią jeden z głównych przedmiotów badań w laboratoriach mikrobiologii klinicznej. Do drobnoustrojów często wywołujących infekcje układu moczowego zalicza się bakterie Escherichia coli, Enterococci oraz bakterie z grupy Klebsiella-Enterobacter-Serratia (KES) i Proteus-Morganella-

Providencia. Istnieją również przypadki wyizolowania bakterii Staphylococcus saprophyticus i Streptococcus agalactiae z organizmów kobiet, są one jednak mniej częste. Ze względu na różną wrażliwość drobnoustrojów skuteczne leczenie wymaga identyfikacji ich gatunków(1). Do określenia znaczenia klinicznego izolatu bakteryjnego konieczne jest ilościowe ujęcie wyników posiewów przeprowadzanych w danym laboratorium. UriSelect™4 to nieselektywne, chromogenne podłoże do izolacji i oznaczania liczby wszystkich drobnoustrojów obecnych w układzie moczowym: Bezpośredniej identyfikacji bakterii najczęściej wywołujących infekcje układu moczowego: Escherichia coli, Proteus

mirabilis oraz enterococci poprzez wykazanie aktywności enzymów. Identyfikacji wstępnej innych drobnoustrojów obecnych w układzie moczowymi, szczególnie enetrobakterii grupy

KESC (Klebsiella, Enterobacter, Serratia i Citrobacter) i PMP (Proteus-Morganella-Providencia). 3. PODSTAWY PROCEDURY UriSelect™4 składa się z bazy odżywczej stanowiącej połączenie różnych peptonów i tryptofanu z mieszaniną chromogenną, które umożliwia wykrywanie aktywności charakterystycznych enzymów oraz różnicowanie pewnych gatunków lub grup organizmów za pomocą minimalnej liczby testów potwierdzających. Wysokie stężenie agaru zapobiega wzrostowi rozpełzłemu bakterii Proteus. Zróżnicowanie aktywności enzymów: Badanie bezpośrednie Po 18-24 godzinach inkubacji w temperaturze 35-37°C należy obserwować zabarwienie kolonii:

o ß-galaktozydaza: różowe kolonie, o ß-glukozydaza: turkusowo-niebieskie kolonie, o ß-galaktozydaza i ß-glukozydaza: niebiesko-fioletowe kolonie, o deaminaza tryptofanu (TDA): brązowawa otoczka wokół kolonii o zabarwieniu pomarańczowobrązowym.

Po dodaniu odczynnika W celu wykrycia aktywności tryptofanazy (wytwarzanie indolu) należy upuścić jedną kroplę odczynnika Kovacsa (lub Jamesa/DMACA) bezpośrednio na dobrze wyizolowaną kolonię (zob. część 7., Procedura).

Test indolowy Reakcja pozytywna Reakcja negatywna

Odczynnik Kovacsa Zmiana barwy odczynnika na różową w czasie krótszym niż 15 sekund

Brak zmiany zabarwienia

Odczynnik Jamesa Zmiana zabarwienia kolonii na czerwoną w czasie krótszym niż 15 sekund

Odczynnik DMACA Zmiana zabarwienia kolonii na niebieskofioletowe w czasie krótszym niż 2 minuty

4. ODCZYNNIKI 4.1. OPIS Podłoże UriSelect™4 (URI4) dostępne jest w 3 wersjach:

Oznaczenia na etykiecie Opis Liczba sztuk(ilość)/Przygotowanie

UriSelect™4

63726 Opakowanie płytek agarowych

20 x 90 mm/Gotowe do użycia

63727 Opakowanie płytek agarowych

100 x 90 mm/Gotowe do użycia

64694 Butelka zawierająca 500 g substancji

500 g/W proszku

3 [PL]

Przybliżony skład podłoża (g/l) Mieszanka peptonów 21 Krzemionka 20 Mieszanina chromogenna <1 Tryptofan 1 Agar 16 4.2. PRZECHOWYWANIE I POSTĘPOWANIE Z PRODUKTEM Odczynniki można stosować do terminu ważności umieszczonego na opakowaniu.

Liczba sztuk/ilość Przechowywanie

Płytki agarowe +2-8°C, chronić przed dostępem światła

W proszku +15-25°C, szczelnie zamknięta butelka w suchym miejscu

Termin ważności i numer serii znajdują się na opakowaniu. Przed i po inkubacji należy minimalizować ekspozycję na działanie światła, ponieważ może ono negatywnie oddziaływać na właściwości podłoża. 5. OSTRZEŻENIA I ŚRODKI OSTROŻNOŚCI Do diagnostyki in vitro. Produkt przeznaczony wyłącznie do stosowania przez personel medyczny. 5.1. INSTRUKCJE BHP To podłoże przeznaczone jest wyłącznie do stosowania przez wykwalifikowany personel przeszkolony w zakresie

procedur laboratoryjnych i zaznajomiony z wynikającymi z nich potencjalnymi zagrożeniami. Należy stosować odzież ochronną, rękawiczki, ochronę oczu i twarzy oraz posługiwać się zestawem zgodnie z zasadami dobrej praktyki laboratoryjnej.

We wszystkich procedurach należy stosować techniki aseptyczne i ustalone środki ostrożności na wypadek zagrożeń mikrobiologicznych.

Wszystkie próbki i materiał użyty do przeprowadzenia testu utylizować jak materiał potencjalnie zakaźny. Wszelkie odpady laboratoryjne, chemiczne i odpady stwarzające zagrożenie biologiczne należy przenosić i utylizować zgodnie z wszystkimi przepisami lokalnymi, regionalnymi i krajowymi.

Zalecenia dotyczące zagrożeń i środków ostrożności związanych z substancjami chemicznymi znajdującymi się w tym podłożu można znaleźć na piktogramach zamieszczonych na etykietach oraz w informacjach zamieszczonych na końcu niniejszej instrukcji obsługi. Karta charakterystyki substancji (SDS) dostępna jest na stronie www.bio-rad.com.

Zawartość N, N-dimetyloformamidu (DMF) <0,25%: Szkodliwy wpływ na rozrodczość (1B) NIEBEZPIECZEŃSTWO

5.2. ŚRODKI OSTROŻNOŚCI ZWIĄZANE Z PROCEDURĄ 5.2.1. PRZYGOTOWANIE Przed przystąpieniem do użytkowania doprowadzić gotowe do użycia płytki do temperatury pokojowej (18-30°C). Nie używać przeterminowanych odczynników. Jeśli widoczne są oznaki skażenia, wysuszenia, pęknięcia lub jakiekolwiek inne oznaki pogorszenia jakości, gotowych

płytek nie należy używać. Przedłużająca się ekspozycja podłoża UriSelect™4 na działanie światła może spowodować pogorszenie odzysku i/lub

zabarwienia organizmów kontrolnych oraz izolatów pochodzących od pacjenta. 5.2.2. PROCES Test przeprowadzać w temperaturze pokojowej (18-30°C). Nie wprowadzać zmian w procedurze oznaczania. 6. PRÓBKI Właściwe pobieranie próbek laboratoryjnych ma istotny wpływ na użyteczność wyników posiewu. Należy stosować się do odpowiednich wytycznych lub norm zawierających szczegółowe informacje na temat pobierania i obchodzenia się z próbkami(2).

4 [PL]

7. PROCEDURA 7.1. DOSTARCZANY MATERIAŁ UriSelect™4

7.2. WYMAGANE MATERIAŁY, KTÓRE NIE WCHODZĄ W SKŁAD ZESTAWU Ezy skalibrowane 10 μl Odczynnik do testu indolowego: Kovacsa, Jamesa lub DMACA Inkubator 35-37°C Pojemnik na odpady (zanieczyszczone) Arkusz bibuły Opcjonalne materiały, które nie wchodzą w skład zestawu: organizmy kontrolne

7.3. PRZYGOTOWANIE ODCZYNNIKÓW (JEŚLI DOTYCZY)

Przygotowanie podłoża w proszku (64694): Przed użyciem wstrząsnąć sproszkowane podłoże, aby uzyskać postać zhomogenizowaną. Sporządzić zawiesinę 56,8 g środka w litrze wody destylowanej, ciągle mieszając aż do uzyskania jednolitej masy (około 10 min). Doprowadzić do zagotowania, często mieszając, aż do rozpuszczenia agaru. W razie konieczności doprowadzić poziom pH do 7,3. Wysterylizować w autoklawie w temperaturze 120°C przez 15 minut. Rozlać na płytki Petriego o średnicy 90 mm (około 18-22 ml na każdą płytkę).

7.4. PROCEDURA OZNACZANIA 1) Wykorzystać standardową ezę bakteriologiczną 10 µl. 2) Przytrzymać ezę pionowo i zanurzyć ją w moczu. 3) Nanieść mocz na agar, przeciągając ezę raz wzdłuż promienia płytki (a). 4) Nie napełniając ezy ponownie, rozpoczynając od góry szalki, wykonywać zygzakowate, zagęszczone ruchy po całej

powierzchni agaru, prostopadle do kierunku pierwszego ruchu (b). 5) Płytkę inkubować przez 18-24 godziny w temperaturze 35-37°C.

7.5. KONTROLA JAKOŚCI Kontrolę jakości należy przeprowadzić zgodnie z lokalnymi, regionalnymi i państwowymi przepisami lub wymogami akredytacyjnymi oraz laboratoryjnymi procedurami kontroli jakości. Wyniki uzyskiwane w podłożach UriSelect™4 można kontrolować z wykorzystaniem następujących szczepów (wyniki uzyskane po 18-24 godzinach inkubacji w temperaturze 35-37°C):

SZCZEPY ZABARWIENIE KOLONII NA PODŁOŻU UriSelect™4

CHARAKTERYSTYKA

ß-GALAKTOZYDAZA ß-GLUKOZYDAZA INDOL TDA

Escherichia coli ATCC 25922

RÓŻOWE + - + -

Enterococcus faecalis ATCC 29212

TURKUSOWONIEBIESKIE - + - -

Klebsiella pneumoniae ATCC 13883

NIEBIESKOFIOLETOWE + + - -

Proteus mirabilis ATCC 25933

POMARAŃCZOWOBRĄZOWE z brązowawą otoczką - - - +

Providencia stuartii ATCC 33672

POMARAŃCZOWOBRĄZOWE z brązowawą otoczką - - + +

Staphylococcus aureus ATCC 25923

BIAŁE - - - -

7.6. INTERPRETACJA WYNIKÓW 7.6.1. ZLICZANIE Po inkubacji w temperaturze 35-37°C przez 18-24 godziny należy zinterpretować wynik, uwzględniając historię choroby pacjenta, pochodzenie próbki, objawy kliniczne, liczbę leukocytów w moczu, zidentyfikowane drobnoustroje oraz liczbę kolonii. Liczenie dobrze wyizolowanych kolonii na podłożu UriSelect™4 powinno być możliwe w przypadku wartości nieprzekraczających 104 CFU/ml moczu. Przy stężeniu wyższym obecność połączonych ze sobą kolonii nie pozwala uzyskać dokładnych wyników.

(a) Początkowe położenie i pierwszy ruch ezą.

(b) Wykonywanie zagęszczonych ruchów.

5 [PL]

7.6.2. IDENTYFIKACJA Drobnoustroje rozpoznawane są na podstawie zabarwienia kolonii przedstawionego w poniższym schemacie:

KOLONIE RÓŻOWE Aktywność ß-galaktozydazy sugeruje obecność bakterii E.coli. Przypuszczenie takie należy potwierdzić testem na wytwarzanie indolu. Jedną kroplę odczynnika testu indolowego upuścić na dobrze wyizolowaną kolonię o zabarwieniu różowym i zinterpretować zgodnie z informacjami zamieszczonymi w części 3. W przypadku kultur mieszanych: umieścić 1-3 morfologicznie jednorodne kolonie na arkuszu bibuły. Następnie dodać kroplę odczynnika testu indolowego i zinterpretować wynik dla wytwarzania indolu. Wytwarzanie indolu oznacza, że drobnoustrojem jest E.coli (niewielka część szczepów E. coli nie wytwarza indolu (Θ)). W przypadku niewytwarzania indolu należy zidentyfikować drobnoustrój za pomocą metody konwencjonalnej. Ponad 99% szczepów E.coli produkuje ß-galaktozydazę. Niewielka liczba drobnoustrojów innych niż E.coli produkująca ß-galaktozydazę może doprowadzić do zabarwienia kolonii na podłożu UriSelect™4 na różowo. Niektóre z nich rzadko wywołują choroby układu moczowego (Salmonella, Shigella); inne mogą je powodować, lecz są nie wytwarzają indolu (Θ) (Citrobacter freundii) lub tworzą mniejsze kolonie (S. saprophyticus). KOLONIE TURKUSOWONIEBIESKIE Produkcja ß-glukozydazy: niewielkie, jasne, turkusowo-niebieskie kolonie (0,5 do 1,5 mm średnicy) obserwowanych pod mikroskopem ziarenkowców gram-dodatnich to enterococci. W przypadku braku tych cech drobnoustrój należy zidentyfikować za pomocą metody konwencjonalnej. Spośród bakterii streptococci tylko enterococci produkują ß-glukozydazę, tworząc kolonie o jasnym, turkusowoniebieskim zabarwieniu. Kolonii ziarenkowców o bardzo jasnym odcieniu nie muszą tworzyć enterococci – należy je zbadać za pomocą konwencjonalnej metody identyfikacji (mogą stanowić streptococci grupy A lub B). KOLONIE NIEBIESKOFIOLETOWE Wytwarzanie ß-galaktozydazy i ß-glukozydazy powoduje zabarwianie kolonii na niebieskofioletowo. Duże kolonie (o średnicy od 2,0 do 3,0 mm), zidentyfikowane jako pałeczki Gram-ujemne, wskazują na obecność drobnoustroju należącego prawdopodobnie do grupy KESC (Klebsiella, Enterobacter, Serratia lub Citrobacter). Zidentyfikować drobnoustrój za pomocą metody konwencjonalnej.

6 [PL]

Bakterie z grupy KESC wytwarzają ß-galaktozydazę i ß-glukozydazę oraz tworzą kolonie niebieskofioletowe. Niektóre szczepy tej grupy produkują niewielkie ilości ß-galaktozydazy: kolonie przybierają wtedy barwę pośrednią między niebieskofioletową a turkusowoniebieską. Citrobacter diversus tworzy niebieskofioletowe kolonie wytwarzające indol. KOLONIE POMARAŃCZOWOBRĄZOWE (z brązowawą otoczką) Aktywność deaminazy tryptofanu (TDA) wskazuje na obecność drobnoustroju grupy PMP (Proteus-Providencia-Morganella). Przeprowadzenie testu na wytwarzanie indolu umożliwia odróżnianie Proteus mirabilis od pozostałych gatunków należących do grupy. Upuścić jedną kroplę odczynnika testu indolowego bezpośrednio na dobrze wyizolowaną pomarańczowobrązową kolonię z brązowawą otoczką, jak opisano w części 3., „Podstawy procedury”. W przypadku kultur mieszanych: umieścić 1-3 morfologicznie jednorodne kolonie na arkuszu bibuły. Następnie dodać kroplę odczynnika testu indolowego i przeprowadzić interpretację dla wytwarzania indolu. Wytwarzanie indolu wskazuje na obecność drobnoustrojów Proteus spp. (inne niż P. mirabilis), Providencia spp. lub Morganella spp. Drobnoustrój należy zidentyfikować za pomocą konwencjonalnej metody. Brak indolu wskazuje, że drobnoustrojem jest Proteus mirabilis (rzadko występujący gatunek Proteus penneri również nie wytwarza indolu (Θ) i wytwarza TDA ()). Niektóre Proteus vulgaris i Providencia rettgeri wytwarzające ß-glukozydazę tworzą niebieskozielone lub zielone kolonie z brązowawą otoczką. Do ich identyfikacji prowadzi pozytywny wynik testu indolowego. Kolonie BIAŁE, O INNEJ BARWIE LUB BEZBARWNE Zidentyfikować drobnoustrój za pomocą metody konwencjonalnej. 7.6.3. Komentarze

i. Testy na katalazę, oksydazę i aglutynacji lateksowej można przeprowadzić bezpośrednio na koloniach wyizolowanych na podłożu UriSelect™4.

ii. Konwencjonalne procedury identyfikacji i testy na wrażliwość na antybiotyki można przeprowadzić bezpośrednio na koloniach zebranych z podłoża UriSelect™4.

iii. Podczas rozpuszczania sproszkowanego podłoża jego pozostałości mogą pozostać nierozpuszczone. Ich obecność nie wpływa na właściwości kultur na podłożu.

8. OGRANICZENIA TESTU

Wzrost niewielkiej liczby szczepów staphylococci może nie nastąpić na podłożu UriSelect™4 w ciągu 24 godzin.

Wzrost pewnej liczby szczepów drożdży może nie nastąpić na podłożu UriSelect™4.

Jeżeli zachodzi podejrzenie, że stężenie drobnoustrojów przekracza 107/ml, w celu uzyskania dobrze wyizolowanych kolonii zaleca się inokulowanie dwóch płytek UriSelect™4 bez ponownego napełniania ezy lub rozcieńczenie próbki moczu przed inokulowaniem.

UriSelect™4 w postaci sproszkowanej: jeżeli inkubacja płytek agarowych trwa dłużej niż 24 godziny, na niektórych szczepach Staphylococcus aureus może pojawić się niebieskawy połysk.

9. SPODZIEWANE WARTOŚCI Infekcje układu moczowego należą do najczęstszych infekcji bakteryjnych. Są one również infekcjami najczęściej nabywanymi w szpitalach, stanowiąc 35% zakażeń szpitalnych, oraz drugą najczęstszą przyczynę bakteriemii u hospitalizowanych pacjentów (2, 3). W wielu laboratoriach klinicznych posiew moczu stanowi najczęściej wykonywane badanie tego rodzaju (24-40%), 80% próbek moczu pochodzi od pacjentów niehospitalizowanych. Wykrywane bakterie różnią się w zależności od wielu czynników, jak poprzednie hospitalizacje i/lub powiązane choroby (patrz tabela). Przykładowo w zewnętrznym badaniu klinicznym UriSelect™4 ogólna częstość przypadków chorób układu moczowego wykryta metodami rutynowymi i chromogennymi wynosiła 75,8% (589/777). Pośród izolatów najczęściej występowały szczepy bakterii E.coli (43,3% (351/811)) oraz Enterococcus faecalis (19,2% (156/811)).

7 [PL]

Infekcje pozaszpitalne Szpitalne infekcje układu moczowego*

Escherichia coli (80%) Proteus mirabilis Klebsiella – Enterobacter – Serratia Staphylococcus aureus Enterococcus faecalis Rzadko występujące gatunki bakterii Oligella urethralis Aerococcus urinae Corynebacterium urealyticum Lactobacillus spp

Escherichia coli (50%) Pseudomonas aeruginosa Enterobacteriaceae Enterococcus faecalis Staphylococcus aureus Acinetobacter spp Drożdże *Szczególnie pacjenci z założonymi na stałe cewnikami lub po cewnikowaniu.

10. CHARAKTERYSTYKA DZIAŁANIA 10.1. BADANIE DOKŁADNOŚCI Dziewięć szczepów poddano dwukrotnemu badaniu przeprowadzonemu przez dwóch różnych pracowników. Trzy partie UriSelect™4 przetestowano pod kątem powtarzalności właściwości kultur (wzrost i zabarwienie kolonii). Wyniki wszystkich badań były zgodne z oczekiwaniami. 10.2. DZIAŁANIE KLINICZNE Przeprowadzono kliniczne badanie prospektywne (10) z użyciem 777 próbek moczu, w tym moczu ze środkowego strumienia i cewnika: 405 próbek moczu (52,1%) pochodziło od pacjentów hospitalizowanych, a 372 (47,9%) zostało przekazanych przez lekarzy ogólnych. Wybierano je na podstawie zaobserwowanych drobnoustrojów bądź jeżeli stwierdzona na podstawie badania mikroskopowego liczba białych krwinek przypadająca na mm3 przekraczała 200. Przeprowadzono równocześnie dwa posiewy 1 µl każdej próbki metodą posiewu półilościowego, na podłożach UriSelect™4 i CLED (Cystine Lactose Electrolyte Deficient). Odczytu i interpretacji wyników dokonano zgodnie z wytycznymi producenta. Wszystkie szczepy bakterii wykazujące potencjalnie znaczący wzrost (≥50 kolonii) przebadano pod kątem morfologii i barwy kolonii i zidentyfikowano za pomocą metod biochemicznych. Z 777 przetestowanych próbek moczu 589 wykazało potencjalnie znaczący wzrost przynajmniej jednego szczepu (próbki o wynikach dodatnich). Łącznie na co najmniej jednym z podłoży wyizolowano 811 szczepów. Wyniki można przedstawić następująco: Charakterystyka ogólna

CLED

Dodatnie Ujemne Razem % zgodności w przedziale

ufności 95%

UriSelect™4

Dodatnie 733 64 797

91,6% [89,5% – 93,4%]

Ujemne 4 10 14

Razem 737 74 811

10.3. SPECYFICZNOŚĆ Badanie wykazało, że dzięki lepszemu różnicowaniu kultur mieszanych podłoże UriSelect™4 może służyć do wstępnej identyfikacji drobnoustrojów najczęściej występujących w układzie moczowym.

Gatunek lub grupa Podstawa identyfikacji wstępnej Czułość

wykrywania Specyficzność

zabarwienia Escherichia coli Kolonie czerwone/różowe

Kolonie czerwone/różowe, indol 97,1% 97,1%

98%

100%

Grupa bakterii Enterococci Niewielkie kolonie turkusowoniebieskie 100% 100% Grupa PMP Kolonie pomarańczowobrązowe 82,4% 100%

Grupa KESC Kolonie niebieskofioletowe 100% 92% S. saprophyticus Niewielkie kolonie różowe 100% 88,9%

8 [PL]

Dane wykazują, że podłoża UriSelect™4 umożliwiły:

1) Bezpośrednią identyfikację: Escherichia coli z wysoką specyficznością (98%). W wyniku braku aktywności ß-galaktozydazy w pozostałej części

nastąpiło wytworzenie białych kolonii. Uwzględnienie testu indolowego zwiększyło specyficzność do 100% dla E. coli oraz pozwoliło w pewny sposób odróżnić szczep E.coli od szczepu Citrobacter freundii.

Wszystkie bakterie (100%) utworzyły niewielkie, turkusowoniebieskie kolonie, które można łatwo odróżnić od staphylococci (również tworzących niewielkie kolonie o innym zabarwieniu).

Wszystkie bakterie trybu Proteae wytwarzały rozchodzące się brązowe zabarwienie (100%). W identyfikacji P. mirabilis pomógł również negatywny wynik testu indolowego.

2) Wstępną identyfikację: Wszystkie Enterobacteriaceae z grupy KESC (100%) utworzyły niebiesko-fioletowe kolonie.

Zaobserwowano znaczny wzrost wszystkich S. saprophyticus na podłożu UriSelect™4 (100%), które utworzyły niewielkie kolonie, łatwo odróżniane od innych szczepów staphylococci tworzących kolonie białe. Wykryto tylko jeden szczep Staphylococcus simulans o podobnym kolorze, przez co specyficzność identyfikacji dla S. saprophyticus zmniejszyła się do 88,9%.

10.4. CZUŁOŚĆ Czułość wykrywania drobnoustrojów na podłożach UriSelect™4 i CLED oceniono na podstawie 589 próbek moczu o wynikach dodatnich (wykazujących znaczący wzrost kolonii ≥50). Wyniki przedstawiono poniżej Należy uwzględnić uprzednio wskazane ograniczenia (część 8).

Podłoże do oznaczania łącznej liczby/izolacji organizmów

Łączna liczba szczepów

CLED UriSelect™4

Łączna liczba odzyskanych szczepów (1) 811 z różnych podłoży

737 (90,9%) 797 (98,3%)

Łączna liczba nieodzyskanych szczepów

- 74 (9,1%) 14 (1,7%)

Acinetobacter spp 8 8 8 Aerococcus viridans 1 1 1 Candida spp 6 5 6 Citrobacter diversus 6 6 6 Citrobacter freundii 11 9 10 Enterobacter aerogenes 5 3 5 Enterobacter cloacae 14 14 13 Enterococcus faecalis (2) 156 119 155 Enterococcus faecium 22 20 21 Escherichia coli (3) 351 344 347 Klebsiella oxytoca 24 21 24 Klebsiella pneumoniae 68 61 68 Morganella morganii 12 9 12 Proteus mirabilis 54 49 53 Proteus penneri 1 0 1 Proteus vulgaris 1 1 1 Providencia stuartii 1 1 1 Pseudomonas aeruginosa 20 17 19 Serratia spp 5 5 5 Staphylococcus aureus 8 8 8 Staphylococcus epidermidis (4) 10 10 7 Staphylococcus saprophyticus 8 8 8 Inne koagulazo-ujemne staphylococci 9 8 8 Stenotrophomonas maltophilia 2 2 2 Streptococcus agalactiae 8 8 8

(1) Czułość podłoża UriSelect™4 była wysoka: 98,3%, podczas gdy w przypadku podłoża CLED odzyskano tylko 90,9% szczepów. Podstawową przyczyną niższego wyniku dla podłoża CLED była trudność wykrywania kilku szczepów w kulturach mieszanych. Rozkład wyizolowanych gatunków można scharakteryzować przewagą szczepów Enterobacteriaceae, których przeważającą część stanowiły E. coli (43%). (2) Warto wspomnieć, że największa różnica pomiędzy większością szczepów wyizolowanych na podłożu UriSelect™4 wynikała z wykrycia bakterii enterococci. Podłoże UriSelect™4 wspomagało dodatkowy wzrost 30,3% szczepów enterococci. Na podłożu tym niewielkie turkusowoniebieskie kolonie łatwo odróżniały się w kulturze mieszanej, natomiast na podłożu CLED były przysłaniane przez większe kolonie gatunków Gram-ujemnych (Θ).

9 [PL]

(3) Niezidentyfikowane szczepy E. coli nie wytwarzały ß-galaktozydazy i tworzyły kolonie białe. (4) Na podłożu UriSelect™4 nie odzyskano trzech szczepów Staphylococcus epidermidis. Zaobserwowano natomiast znaczny wzrost wszystkich bakterii S. saprophyticus i S. aureus. Podłoże UriSelect™4 okazało się użyteczne w przypadku wykrywania S. saprophyticus tworzących niewielkie, różowe kolonie (inne gatunki staphylococci, z wyjątkiem S. simulans, tworzą kolonie białe). Jak już wspomniano, zaobserwowano niezadowalającą skuteczność podłoża CLED w wykrywaniu szczepów w kulturach mieszanych: w 168 (28,5%) próbkach moczu wykryto zaledwie 131 szczepów (78%) zawierających mieszankę co najmniej 2 szczepów, natomiast na podłożu UriSelect™4 odzyskano 166 szczepów (99%). Co więcej, spośród 51 próbek wykazujących wzrost co najmniej 3 różnych szczepów na podłożu CLED wykazano występowanie 3 szczepów dla tylko 22 kultur (43%), podczas gdy na podłożu UriSelect™4 wyróżniono po 3 rodzaje szczepów

dla 47 kultur (92%).

Liczba próbek o wynikach dodatnich

CLED UriSelect™4

Liczba wyizolowanych szczepów

1 453 418

2 109 119

3 22 (43%) 47 (92%)

Kultura mieszana 131 (78%) 166 (99%)

10.5. BADANIE ODZYSKU W celu określenia procentowego odzysku dla podłoża UriSelect™4 przeprowadzono testy dla najpowszechniejszych drobnoustrojów wywołujących infekcje układu moczowego: E.coli, Enterococcus, P. mirabilis, S. aureus i K. pneumoniae w różnych stopniach rozcieńczenia. Dla każdego szczepu przygotowano zawiesinę o gęstości 0,5 w skali McFarlanda. Rozcieńczanie w płynie fizjologicznym powtórzono 10 razy i inokulowano na podłoże UriSelect™4. Płytki inkubowano w temperaturze 35-37°C. Wyniki odczytano po 18-24 godzinach. Zarejestrowano kolor i liczbę kolonii. W większości przypadków minimalne stężenie drobnoustrojów wywołujących infekcje układu moczowego zbadane na podłożu UriSelect™4 wynosiło 103 CFU/ml. 10.6. OZNACZANIE LICZBY Testom poddano drobnoustroje będące najczęstszą przyczyną infekcji układu moczowego w stężeniach od 103 do 107 CFU/ml moczu, co odpowiadało możliwym stężeniom występującym w badaniach rutynowych. Dla każdego badanego szczepu przygotowano zawiesinę o gęstości 0,5 w skali McFarlanda. Rozcieńczanie w płynie fizjologicznym powtórzono 10 razy

i inokulowano 10-krotnie na podłoże UriSelect™4. Płytki inkubowano w temperaturze 35-37°C. Wyniki odczytano po 18-24 godzinach. Zarejestrowano kolor i liczbę kolonii. Oznaczenie liczby wyizolowanych kolonii możliwe było do stężenia 104 CFU/ml moczu. Przy stężeniu wyższym obecność połączonych ze sobą kolonii nie pozwala uzyskać dokładnych wyników.

10 [PL]

11. BIBLIOGRAFIA

1 Isenberg, H.D. (ed.). 1992. Clinical microbiology procedures handbook, vol. 1. American Society for Microbiology. Washington, D.C.

2 Miller JM, HT Holmes, K Krisher 2003. General principles of specimen collection and handling. Clinical Microbiology procedures handbook, ASM Washington DC.

3 NCCLS. Quality controls for commercially prepared Microbiological Culture Media; Approved Standard – Third Edition. NCCLS document M22-A3 (ISBN 1-5638-536-4). NCCLS, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, Pennsylvania 19087-1898 USA, January 2012.

4 Stamm WE. Scientific and clinical challenges in the management of urinary tract infections. Am J Med 2002;113:1-4.

5 Weinstein MP, Towns ML, Quartey SM, et al. The clinical significance of positive blood cultures in the 1990s: a prospective comprehensive evaluation of the microbiology, epidemiology, and outcome of bacteremia and fungemia in adults. Clin Infect Dis 1997;24:584-602.

6 Clinical and Laboratory Standards Institute. 2005. Approved Guideline M29-A3. Protection of laboratory workers from occupationally acquired infections, 3rd ed. CLSI, Wayne, PA.

7 Directive 2000/54/EC of the European Parliament and of the Council of 18 September 2000 on the protection of workers from risks related to exposure to biological agents at work (seventh individual directive within the meaning of Article 16(1) of Directive 89/391/EEC). Official Journal L262, 17/10/2000, p. 0021-0045.

8 Basic Laboratory Procedures Clinical Bacteriology. World Health Organization. Geneva. 1991. 1st edition.

9 Procedures/Guidelines for the Microbiology Laboratory, College of Physicians & Surgeons of Saskatchewan. Laboratory Quality Assurance Program, January 2010.

10 J D Perry, L A Butterworth, A Nicholson, M R Appleby, K E Orr. Evaluation of a new chromogenic medium, UriSelect4, for the isolation and identification of urinary tract pathogens. J Clin Pathol 2003; 56:528–53.

11 Ferjani A, Marzouk M, Idriss N, Sammoud S, Hannachi N, Boukadida J. Evaluation du milieu chromogène UriSelect4 au cours des urocultures. Biol Clin 2011; 69 (5):541 doi:10.1684/abs.2011.0615.

12 Kornherr et al. Comparison of Three Chromogenic and Two Standard Urine Culture Media for Detection of Urinary Tract pathogens. Department of Microbiology, Gamma-Dynacare Medical Laboratories Ottawa and Toronto, Ontario Canada. Poster ASM 2011.

13 E. Thomas, S. Anderson, L. Dawson, C. Barth, K. Manickam, Regina Qu’Appelle Health Region, Regina SK Canada. The use of UriSelect4 chromogenic media for the detection of urinary tract pathogens. Poster 2005.

14 James A.L., Yeoman P., Detection of specific bacterial enzymes by high cont rast metal chelate formation. Part I. 8-Hydroxyquinoline- ß-D-Glucoside, an altenative to aesculin in the differentiation of members of the family Enterobacteriaceae-Zbl. Bakt. hyg. A267. 188-193 (1987).

15 Clarridge J.E., Pezzlo M.T., Vosti K.L., Cumitech 2A. Laboratory diagnosis of urinary tract infections. Coordinating ed. Weissfeld A.S., American Society for Microbiology, Washington, D.C.

16 Manafi M., Kneifel W., Fluorogenic and chromogenic substrates - a promising tool in microbiology, Acta Microbiologica Hungarica. 38 (3-4). pp 293-304 (1991).

11 [PL]

12 [PL]

13 [PL]

14 [PL]

Płytki należy chronić przed światłem.

Certyfikaty analiz można pobrać ze strony http://www.bio-rad.com/certificate Dystrybucja w USA: Bio-Rad Laboratories 6565 185th Ave NE, Redmond, WA 98052, USA

Zamówienia od klientów z USA i Pomoc techniczna pod numerem: 1-800-2-BIORAD (1-800-224-6723)

Bio-Rad 3, boulevard Raymond Poincare 92430 Marnes-la-Coquette - France (Francja) Tel.: +33 (0) 1 47 95 60 00 2013/11 Faks: +33 (0) 1 47 41 91 33 882044 www.bio-rad.com