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VARIABILIDAD GENÉTICA DE Chenopodium quinoa Willd “quinua”
DEL PERÚ MEDIANTE MARCADORES AFLP
GARCÍA-GODOS, P. y PRADO I. Universidad Nacional de San Cristóbal de
Huamanga. Ayacucho- Perú. [email protected]
La quinua, es un cultivo originario de los Andes que fue domesticada y en la
actualidad existe una gran variabilidad genética, producto de la intervención del
hombre y del medio ambiente. Las colecciones de recursos fitogenéticos han sido
desarrolladas para ser utilizadas en el mejoramiento genético, y no simplemente
para ser conservadas en los bancos de germoplasma, para la caracterización pueden
utilizarse características morfológicas, fenológicas y de adaptación, además de los
marcadores moleculares o bioquímicos, aunque la caracterización molecular ofrece
ventajas, ésta no sustituye a la realizada con características morfológicas y
agronómicas, ya que los dos tipos de información tienen historias evolutivas
diferentes y pueden estar mostrando facetas diferentes de la diversidad. El estudio
tuvo como objetivo determinar la variabilidad genética de Chenopodium quinoa
Willd. “quinua”, de 23 accesiones de los distritos de Tambillo y Vilcashuamán del
departamento de Ayacucho – Perú, ´estas fueron caracterizadas a nivel molecular
desarrollándose el análisis de la variabilidad genética utilizando marcadores
moleculares AFLP. La calidad del ADN extraído mediante el protocolo Doyle &
Doyle modificado, fue óptima para todas las muestras, obteniéndose
concentraciones en un rango de 100 – 400 ng/μl. En la estandarización de la
técnica AFLP se determinó que concentraciones entre 100 y 200 ng/μl de ADN
digerido fueron adecuadas para continuar de manera eficiente la técnica de
AFLP, además se determinó que los productos de preamplificación que mostraron
perfiles de amplificados mucho más claros e intensos fueron las concentraciones
1:4. Un total de 5 combinaciones de primers generaron 233 bandas de ADN,
siendo 208 loci polimórficos. Los datos moleculares agruparon las accesiones en
seis grupos a una similitud de 0,856 unidades ultramétricas, de los cuales el grupo
I incluye 15 accesiones (cuatro blancas, cuatro blancas Junín, dos rojas, tres negras,
una rosada y una anaranjada); el grupo II comprende cuatro accesiones (blanca
Junín, roja, negra y blanca); el grupo III, IV, V y VI está conformado por una sola
accesión cada uno, siendo estas de roja, blanca, roja y roja respectivamente. Se
realizó el cálculo del índice de heterocigocidad media, siendo esta 0,26, teniendo
en cuenta que el máximo valor que se puede alcanzar es 0,5, podemos indicar que
estos resultados mostraron bajo nivel de polimorfismo genético de las accesiones
de quinua procedentes del distrito de Tambillo y Vilcashuamán- Ayacucho (Perú)
y en el análisis no se observaron accesiones duplicadas o repetidas, todas las
accesiones muestran ser diferentes. La investigación permite conocer las relaciones
entre las accesiones y el grado de influencia del ambiente en la estructura genética,
lo que aporta criterios para la elección de germoplasma en futuros programas de
mejoramiento.
Palabras claves: Variabilidad genética, marcador molecular, AFLP, Accesiones.
INTRODUCCIÓN
La quinua es un grano originario de la zona altiplánica de la Cordillera de los Andes.
Tradicionalmente crece en tierras áridas y semiáridas, con capacidad de
adaptabilidad a las adversidades climáticas y diversos pisos ecológicos. Desde el
punto de Vista nutricional y alimentario la quinua es la fuente natural de proteína
vegetal y tiene un alto valor nutritivo por la combinación de una mayor proporción
de aminoácidos esenciales (Gonzales, 2013).
El conocimiento de la variabilidad genética juega un papel esencial en su mejora y
existen diferentes formas para su evaluación. Durante años se utilizó como
descriptores a los rasgos morfológicos para cuantificar la variabilidad genética de
la especie. La principal limitación es que el ambiente puede afectar la expresión del
fenotipo. Pese a ello es importante considerarlos para poder ver el comportamiento
en campo de la variabilidad. En los últimos años, los marcadores de ADN se han
convertido en una herramienta complementaria importante para estudios de
diversidad y mejoramiento genético de plantas capaz de acelerar el alcance de los
objetivos de mejora (Fuentes et al., 2009). Las técnicas moleculares permiten la
evaluación de la variabilidad genética directamente a nivel de ADN por lo que el
ambiente no afecta su expresión (Jiménez, 2006).
Desde siempre, las diferentes especies vegetales han estado sometidas a una activa
interacción con el ambiente, lo cual ha generado un gran número de genotipos
adaptados a diferentes condiciones locales, ampliando la diversidad genética. Sin
embargo, el conocimiento de la organización genética y la relación existente entre el
material disponible es escaso, lo que restringe su utilización en fitomejoramiento.
Incluso dentro de estos genotipos considerados diferentes resultan ser duplicaciones
del mismo material, lo cual conlleva a una sobreestimación de la diversidad existente.
Los recursos genéticos representan la fuente biológica para desarrollar cultivos más
productivos, resistentes a factores bióticos y abióticos y de mejor calidad (Allende,
2017).
OBJETIVO DE ESTUDIO
La investigación se planteó como objetivos analizar la diversidad genética de las
colecciones de quinua pertenecientes a los distritos de Tambillo y la provincia de
Vilcashuamán del departamento de Ayacucho en base a marcadores moleculares e
identificar posibles accesiones duplicadas en las accesiones estudiadas.
MATERIALES Y MÉTODOS
La investigación se realizó en el laboratorio y en los viveros del área académica de
Biotecnología de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional De
San Cristóbal de Huamanga. La colección de las accesiones se realizó en el distrito
de Tambillo y la provincia de Vilscashuamán del departamento de Ayacucho, el
cual se encuentra a una altura de 3,064 m.s.n.m. y 3,490 m.s.n.m. respectivamente.
Se colectaron semillas de 23 accesiones de Chenopodium quinoa Willd. “quinua”,
las cuales fueron empaquetadas en bolsas de propileno debidamente rotuladas, para
luego ser transportadas al laboratorio.
Extracción de ADN
El procedimiento de extracción de ADN se realizó usando el método CTAB
(Bromuro de hexadecil trimetil amonio) establecido por Doyle & Doyle (Doyle,
1990) modificado por el CIP (2002). Este protocolo fue estandarizado en el
Laboratorio de Biotecnología de la UNSCH La extracción de ADN consistió en los
pasos siguientes:
a) Se procedió a obtener aproximadamente entre 2 a 3 hojas en buen estado y se trituró utilizando 700 μl de buffer CTAB 2X- 2 µl mercaptoetanol. Luego, el
material triturado fue transferido a un tubo eppendorf. Se homogenizaron las
muestras por inversión y se colocaron a 60 - 65 oC en baño maría por 45 minutos,
mezclando ocasionalmente cada 15 minutos.
b) Seguidamente a cada tubo se le agregó 700 µl de cloroformo-alcohol isoamílico
(24:1) se mezclaron por inversión para luego ser centrifugados por 10 minutos a
14000 rpm. Finalizada la centrifugación se apreció la formación de dos fases.
c) El sobrenadante fue removido a un tubo eppendorf estéril. Luego se añadió 50 μl de CTAB 10 % - NaCl 7M, se mezcló suavemente y se incubó a 37 ºC por 15
minutos. Al mismo tubo Eppendorf se añadió 700 μl cloroformo - alcohol
isoamílico (24:1) y se mezcló hasta lograr una disolución total, para centrifugarlo
por 10 minutos a 14000 rpm.
d) Se transfirió el sobrenadante a nuevos tubos y se agregó 200 μl NaCl 5 N, el tubo fue agitado suavemente, y se añadió 500 μl cloroformo-alcohol isoamílico (24:1)
luego se mezcló y centrifugó por 10 minutos a 14000 rpm.
e) El sobrenadante fue transferido a un nuevo tubo al cual se le agregó 500 µl de isopropanol frío. Mezclándolo suavemente hasta que se observó la formación de la
medusa de ADN. Se centrifugó por 10 minutos a 10000 rpm apreciándose la
formación del pellet de ADN.
f) El sobrenadante fue descartado y el pellet de ADN obtenido fue lavado dos veces
con 700 µl de etanol al 70% y centrifugado por 10 minutos a 10000 rpm. Y una
tercera vez con etanol al 90% y centrifugado por 10 minutos a 10000 rpm.
Finalmente se descartó el etanol y se invirtieron los tubos abiertos para secar el
pellet de ADN a temperatura ambiente durante toda la noche.
g) Para diluir el ADN se resuspendió el pellet en 60 - 80 µl de buffer T10E1 (Tris-HCl 10 mM/EDTA 1mM), se trató con y 2 μl de RNAsa y se incubó a 37 ºC durante
3 horas. Las muestras se almacenaron a -20oC.
Calidad y cuantificación de ADN
La calidad y cuantificación del ADN genómico se determinaron en geles de agarosa
al 1%. Para ello, se tomó 1 µl del stock de ADN extraído y 9 µl de tampón de corrida
1X, y la mezcla fue colocada en gel que previamente se trató con bromuro de etidio,
la preparación del gel. También se cargaron 6 µl del marcador de peso molecular λ
ADN digerido con Pst I (representando la primera banda 280 ng/μl que representa
14000 pb). Se realizó la corrida electroforética con el equipo horizontal Electronyx
Maxi Model EH20, Nyxtechnik, a una carga de 90 voltios durante 60 minutos,
usando como tampón de corrida TBE 1X. La cuantificación se realizó comparando
la intensidad de fluorescencia del ADN de cada muestra con la intensidad
fluorescente del marcador λ ADN, lo cual permitió estimar la concentración de
ADN de las muestras.
Análisis de AFLP
El análisis de AFLP, se realizó según el procedimiento descrito por Vos et al.
(1995), en el manual del Kit AFLP de Invitrogen (2003), adaptado por el CIP (2002)
con algunas modificaciones.
Digestión del ADN genómico
El ADN extraído de las muestras de accesiones de quinua se llevó a una
concentración final de 50, 100, 200, 300 y 400 ng/µl para la estandarización de la
técnica, las cuales fueron digeridos con dos enzimas de restricción, una de corte
raro EcoRI y otra de corte frecuente MseI. Se preparó una mezcla de reacción
conteniendo H2O libre de nucleasas (9,5 μl), MseI NEB 5U (0,5μl), EcoRI NEB 10
U (1 μl), buffer 10X (2,0 μl), BSA 1mg/ml (2,0) y ADN (5 μl) obteniéndose un
volumen de 20 μl, luego esta mezcla de reacción de digestión fue incubada a 37 °C
hasta el día siguiente. Finalizado el proceso de digestión del ADN de las muestras
de quinua, se conservaron a -20 °C.
Se verificó la digestión del ADN genómico, realizando electroforesis de 5 μl de
muestra de ADN digerido en geles de agarosa 1%, en el cual se visualizó un barrido
de ADN muy tenue en el transiluminador UV.
Ligación de adaptadores
Preparación de adaptadores
a) Preparación de adaptador EcoRI:
Se mezcló 10 μl de la cadena EcoRI adapter1 y 10 μl de la cadena de EcoRI
adapter2, y se adicionó agua hasta un volumen final de 100 μl. Los adaptadores
EcoRI se prepararon bajo condiciones de PCR. La concentración del adaptador
EcoRI fue de 10 μM. A continuación se muestra la secuencia de las cadenas EcoRI
adapter1 y EcoRI adapter2:
EcoR I adapter1 5'-CTCGTAGACTGCGTACC-3’
EcoR I adapter2 5'-AATTGGTACGCAGTC-3'
b) Preparación de adaptador MseI:
Se mezcló 33,3 μl de la cadena MseI adapter1 y 33,3 μl de la cadena de MseI
adapter2, y se adicionó agua hasta un volumen final de 100 μl. Los adaptadores
MseI se prepararon bajo condiciones de PCR. La concentración del adaptador MseI
fue de 100 μM.
A continuación se muestra la secuencia de las cadenas MseI adapter1 y MseI
adapter2:
Mse I adapter1 5'-GACGATGAGTCCTGAG-3’
Mse I adapter2 5'-TACTCAGGACTCATC-3'
Las condiciones de la PCR para la preparación de adaptadores en termociclador
consistió en programar el termociclador a 95 °C x 2 min, 65 ºC x10min, 37 ºC x 10
min, 25 ºC x 10 min, 4 ºC x 25 min. Luego de la preparación de los adaptadores se
conservaron a –20 ºC.
Ligación
Para realizar la ligación de adaptadores complementarios a los cortes de cada una
de las enzimas de restricción, se prepararon mezclas de reacción de ligación con los
siguientes componentes: ADN genómico digerido (21 μl), H2O libre de nucleasas
(0,2 μl), adaptador EcoRI 10 μM (1 μl), adaptador MseI 100 μM (1 μl), Buffer de
ligasa NEB (2,5 μl) y T4 ADN ligasa (0,3 μl). Una vez obtenido la mezcla de
ligación se agregó a 21 μl de ADN genómico digerido. Luego esta mezcla de
reacción de digestión/ligación (DL) se mezcló, centrifugó y se incubó a 16 ºC por
toda la noche. Finalizada la incubación, se realizó una dilución de 1:3 de la mezcla
digestión/ligación (DL) con solución tampón TE (10Mm, Tris-HCL (pH 8,0), 0,1
nM EDTA).
Preamplificación (00/00)
Para la preamplificación (00/00) se utilizaron strips para PCR y se les adicionaron
los siguientes componentes: 14,05 μl de H2O libre de nucleasas, 2,5 μl de Buffer
10X PCR, 1,25 μl de mezcla de dNTPs 5 mM, 1 μl de iniciador EcoRI+1 (50 ng/μl),
1 μl de iniciador MseI+1 (50 ng/μl), 0,2 μl de Taq polimerasa y 5 μl la dilución 1:3
de ADN digerido/ligado.
Todas las reacciones de amplificación llevadas a cabo en este estudio se realizaron
en un termociclador Applied Biosystems Veriti TM Thermal Cycler (Anexo 9). El
perfil de temperatura utilizado para la PCR 00/00 fue: un ciclo de 72 ºC por 2
minutos, un ciclo de 94 °C por 4 min, veintidós ciclos de 94 °C por 30 segundos,
56ºC por 1 minuto, 72 °C por 1 minuto, y un ciclo de 72 ºC por 5 minutos, luego
fue conservado a 4 ºC.
Finalizada la preamplificación, se realizaron diluciones (1:4, 1:6, 1:10 y 1:20 para
la estandarización de la técnica) del PCR 0/0 con H2O libre de nucleasas.
Amplificación selectiva
Para la amplificación selectiva (+3/+3) se adicionaron los siguientes componentes
a la mezcla de reacción: 0,9 μl de H2O libre de nucleasas, 1,1 μl de Buffer 10X
PCR, 0,6 μl de mezcla de dNTPs 5 mM, 2 μl de iniciador EcoRI +3 (50 ng/μl), 0,3
μl de iniciador MseI+3 (50 ng/μl), 0,1 μl de Taq polimerasa y 5 μl de ADN
preamplificado. La mezcla obtenida se agitó suavemente, centrifugó y se amplificó
en el termociclador.
El programa utilizado para la amplificación selectiva fue el siguiente: un ciclo de
94 °C por 4 minutos, 94 ºC por 20 segundos, 65 ºC por 30 segundos y 72 ºC por 2
minutos. Diez ciclos de 94 ºC por 20 segundos, 65 ºC por 30 segundos y 72 ºC por
2 minutos, veinte ciclos de 94 ºC por 20 segundos, 56 ºC por 30 segundos, 72 ºC
por 2 minutos, por último un ciclo de 60 ºC por 30 minutos y a 4 ºC para su
almacenamiento.
Para este estudio se realizó un tamizado de 12 combinaciones de iniciadores AFLP
en ocho accesiones de quinua escogidos al azar, fueron elegidas las cinco mejores
combinaciones.
Separación de los productos de AFLP en geles de poliacrilamida al 6%
Los productos de la amplificación selectiva fueron separados con un equipo de
electroforesis vertical Cleaver Scientific, model CSQ20 en geles denaturantes de
poliacrilamida al 6%.
Se mezcló el producto de la amplificación selectiva con 5 μl de amortiguador de
carga. Luego se incubó la mezcla a 95 ºC (en el termociclador) durante 5 minutos
y después se enfrió rápidamente en hielo. La preparación de los geles.
Tabla 1. Combinaciones de iniciadores AFLP utilizados en la selección de mejores
combinaciones. Ayacucho 2014
.Combinación de
iniciadores AFLP EcoRI MseI
E32M48 E32 AAC-3 M48 CAC-3
E33M60* E33 AAG-3 M60 CTC-3
E32M61 E32 AAC-3 M61 CTG-3
E38M60 E38 ACT-3 M60 CTC-3
E38M47 E38 ACT-3 M47 CAA-3
E45M61* E45 ATG-3 M61 CTG-3
E38M32 E38 ACT-3 M32 AAC-3
E38M61* E38 ACT-3 M61 CTG-3
E45M32 E45 ATG-3 M32 AAC-3
E32M60 E32 AAC-3 M60 CTC-3
E33M48* E33 AAG-3 M48 CAC-3
E33M61* E33 AAG-3 M61 CTG-3
*Combinaciones de iniciadores seleccionados.
Tinción y revelado de los geles de poliacrilamida
Se realizó el revelado de la corrida electroforética utilizando el método de tinción
en nitrato de plata y el revelado con carbonato de sodio.
Como referencia se utilizó un marcador de peso de 100 bp Plus DNA Ladder
(Genbiotech).
Lectura de geles
La lectura de las bandas de los geles se realizó registrando la presencia o ausencia
de bandas para cada accesión, lo cual se expresó en una matriz binaria como “1”
para indicar presencia y “0” para indicar ausencia de una banda específica. Los
fragmentos del mismo peso molecular se consideraron ser el mismo locus.
Una vez hecha la lectura de las bandas, cada gel fue registrado digitalmente para
almacenar su perfil de bandas de ADN.
Análisis estadístico
Para este análisis, previamente se han elegido como Unidades Taxonómicas
Operativas (OTUs) a las muestras correspondientes a las accesiones de quinua, y
como caracteres, al dato doble-estado (presencia o ausencia del marcador molecular
AFLP).
Determinación del índice de contenido polimórfico (PIC)
El poder discriminatorio de los pares de iniciadores utilizados, se evaluó mediante
el cálculo del contenido de la información polimórfica (CIP o PIC) (Roldon – Ruíz
et al., 2000). PICi = 2fi (1-fi). Donde PICi es el contenido de información
polimórfica del marcador; es la frecuencia de las bandas del marcador que están
presentes y es la frecuencia de las bandas del marcador que están ausentes. En el
caso de los marcadores dominantes como los AFLP, el valor máximo de PIC es de
0,5 cuando la mitad de los individuos tiene la banda y la otra mitad no lo presenta
(De Riek et al., 2000). Los PIC fueron sumados para cada combinación de
iniciadores AFLP, obteniéndose el índice de la combinación de iniciadores AFLP
(Ghislain et al., 1999). Luego se calculó el promedio del contenido de información
polimórfica de la combinación de iniciadores.
Índice de la combinación de iniciadores: ∑ 𝑃𝐼𝐶𝑖
Promedio del contenido de información polimórfica de la combinación de
iniciadores: ∑ 𝑃𝐼𝐶𝑖
𝑁° 𝑑𝑒 𝑚𝑎𝑟𝑐𝑎𝑑𝑜𝑟𝑒𝑠 𝑝𝑜𝑟 𝑐𝑜𝑚𝑏𝑖𝑛𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑑𝑜𝑟𝑒𝑠
Estimación de índices de variabilidad genética y proporción de loci polimórfico
La estimación de la variación genética promedio (Hi), índice de información de
Shannon (I) y la proporción de loci polimórficos (Ps) de las accesiones de quinua,
se realizó mediante el programa GenAlEx 2,5.
Asumiendo Equilibrio de Hardy-Weinberg
q= √(1 − 𝐵𝑎𝑛𝑑 𝑓𝑟𝑒𝑞. )
𝑝 = 1 − 𝑞
Heterocigocidad esperada: 𝐻𝑒 = 2 𝑥 𝑝 𝑥 𝑞
Heterocigocidad esperada promedio: Hi =∑ 𝐻𝑒
𝑛ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑜𝑐𝑖
Índice de información de Shannon: I = −1 𝑥 (𝑝 𝑥 𝐿𝑛(𝑝) + 𝑞𝑥𝐿𝑛 (𝑞))
Proporción de loci polimórfico (95% y 99%): Ps =𝑛𝑟𝑜. 𝐿𝑜𝑐𝑖 𝑝𝑜𝑙𝑖𝑚ó𝑟𝑓𝑖𝑐𝑜
𝑛𝑟𝑜.𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑙𝑜𝑐𝑖
Donde:
Banda freq: frecuencia de bandas de ADN
p= frecuencia de alelos dominantes
q= frecuencia de alelos recesivos
Análisis de similaridad
A partir de las lecturas de las bandas que se obtuvieron con cada combinación de
iniciadores se construyó una matriz de presencia y ausencia de bandas de ADN (1
y 0) con la que se realizó el análisis de similaridad.
La similaridad genética entre todas las accesiones se estimó calculando el
coeficiente de Jaccard.63 Para la obtención de la matriz de similaridad se utilizó el
programa Numerical Taxonomy System (NTSYS) versión 2,2.
Conformación de grupos
Mediante la matriz de similaridad entre las accesiones de quinua, se realizó el
análisis de agrupamiento por el método basado en el ligamiento promedio entre
grupos UPGMA (Unweighted Pair Group Method Using Arithmetic Average),
incluido dentro del módulo SAHN – Clustering del programa NTSYS 2,2, con ello
se generaron dendrogramas y coordenadas principales que permitieron visualizar
las distancias genéticas de las accesiones de quinua.
Análisis cofenético
Luego de conformar los grupos según los procedimientos UPGMA y SAHN-
clustering. Se determinó el coeficiente de correlación cofenético, utilizando el
matriz del coeficiente de similitud, con sus correspondiente matriz cofenético.
Para la construcción de la matriz cofenético y para el cálculo del coeficiente de
correlación, también se utilizó el programa NTSYS 2,2.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
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Figura 1. Gel de agarosa mostrando la calidad de ADN genómico de las
accesiones de Chenopodium quinoa Willd. “quinua” del Distrito de Tambillo –
Ayacucho. Marcador λ (M) digerido con Pst I. Ayacucho 2014.
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Figura 2. Gel de agarosa mostrando la calidad de ADN genómico de las
accesiones de Chenopodium quinoa Willd. “quinua” de la Provincia de
Vilcashuamán – Ayacucho. Marcador λ (M) digerido con Pst I. Ayacucho 2014.
Figura 3. Patrón de bandas AFLP obtenido de cinco combinaciones de
iniciadores en Chenopodium quinoa Willd. “quinua”. Ayacucho 2014.
E38M60 E45M61 E33M48 E38M61 E32M61
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Figura 4. Perfil de amplificación AFLP de Chenopodium quinoa Willd. “quinua”(a) Combinación de iniciadores E33M48 y (b)
Combinación de iniciadores E33M61. “M” representa el marcador de peso molecular. Ayacucho 2014.
b) a)
Tabla 2: Bandas monomórficos y polimórficos obtenidos con cinco combinaciones de
iniciadores en el análisis de AFLPs de quinua. Ayacucho 2015.
Iniciadores Total
de
bandas
Bandas
monomórficos
Bandas
polimórficos
E33M60 79 6 73
E45M61 10 3 7
E33M61 59 4 55
E33M48 41 7 34
E38M61 34 5 29
Total 223 25 198
Promedio 44,6 5,00 39,6
% 100 11,2 88,8
Tabla 3: Porcentaje de bandas polimórficos obtenidos con obtenidos con cinco
combinaciones de iniciadores en el análisis de AFLPs de quinua Ayacucho 2015.
Combinación
de
iniciadores
Bandas
polimórficos
Porcentaje de bandas
polimórficos (%)
E33M60 73 36,87
E45M61 7 3,54
E33M61 55 27,78
E33M48 34 17,17
E38M61 29 14,64
Total 198 100,00
Índices de Variabilidad Genética
En el análisis de quinua de la zona de Tambillo, sSe encontró que la variación genética
promedio fue de 0,276, con un índice de información de Shannon de 0,426. Y para el
análisis de quinua de la zona de Vilcashuamán, se encontró que la variación genética
promedio fue de 0,358, con un índice de información de Shannon de 0,531.Finalmente
para el análisis de quinua de la zona de Tambillo y Vilcashuamán, se encontró que la
variación genética promedio fue de 0,26, con un índice de información de Shannon de
0,410.
Análisis de los clústers de accesiones de quinua de la zona de Tambillo
Figura 5: Dendrograma obtenido mediante coeficiente Simple Matching y agrupado
mediante UPGMA de accesiones de Quinua procedentes del distrito de Tambillo-
Ayacucho.
Tests for association:
Matrix correlation: r = 0.99354
(= normalized Mantel statistic Z)
Approximate Mantel t-test: t = 4.0063
Prob. random Z < obs. Z: p = 1.0000
Coefficient
0.29 0.47 0.65 0.82 1.00
4-Q.BlancaJunin
1-Q.Blanca
4-Q.BlancaJunin
16-Q.BlancaJuni
10-Q.BlancaJuni
7-Q.Roja
17-Q.Blanca
15-Q.Blanca
14-Q.Negra
13-Q.BlancaJuni
2-Q.Negra
9-Q.Anaranjada
6-Q.Negra
18-Q.BlancaJuni
5-Q.Roja
8-Q.Blanca
3-Q.Roja
I
II
III
IV
Coefficient
0.48 0.61 0.74 0.87 1.00
21-Q.Blanca
19-Q.Roja
28-Q.Rosada
30-Q.Blanca
21-Q.Blanca
22-Q.Negra
24-Q.Roja
25-Q.Roja
En la Figura Nº 5, representa el dendrograma del agrupamiento de accesiones de Quinua
procedentes del distrito de Tambillo- Ayacucho, en el agrupamiento se puede observar
un árbol con grados de diferenciación entre las muestras analizadas utilizando el
coeficiente Simple Matching. La correlación cofenética fue de 0. 99354 (sig., p= 1.000)
Indicando una muy buena representación del dendrograma con respecto a la matriz de
distancia. Y a una distancia ultramétrica de 0.752 se distingue cuatro grupos. El grupo I
incluye 13 accesiones de quinua (3 accesiones que codificadas como quinuas de grano
color negro, 3 quinuas Blancas, 5 quinuas Blancas Junín y una quinua roja), y en el grupo
II comprende una accesión (Quinua Roja), así como los grupos III (Quinua Blanca) y IV
(Quinua Roja) con una accesión cada uno. Por lo que en el análisis no se observaron
accesiones duplicadas o repetidas, todas las accesiones muestran ser diferentes.
Análisis de los clústers de accesiones de quinua de la zona de Vilcashuamán
Figura 6: Dendrograma obtenido mediante coeficiente Simple Matching y agrupado
mediante UPGMA de accesiones de Quinua procedentes del distrito de Vilcashuamán-
Ayacucho.
I
II
III
Tests for association:
Matrix correlation: r = 0.80356
(= normalized Mantel statistic Z)
Approximate Mantel t-test: t = 3.1308
Prob. random Z < obs. Z: p = 0.9991
La Figura Nº 6, representa el dendrograma del agrupamiento de accesiones de quinua
procedentes del distrito de Vilcashuamán- Ayacucho. En el agrupamiento se puede
observar un árbol con grados de diferenciación entre las muestras analizadas utilizando
el coeficiente Simple Matching, La correlación cofenética fue de 0.80356 (sig., p= 1.000)
Indicando una buena representación del dendrograma con respecto a la matriz de
distancia. Y a una distancia ultramétrica de 0.662 se distingue tres grupos. El grupo I
incluye 3 accesiones de quinua (Quinua roja, rosada y Blanca), el grupo II comprende
tres accesiones (blanca, negra, roja). Finalmente en el análisis no se observaron
accesiones duplicadas o repetidas, todas las accesiones muestran ser diferentes.
Figura 7: Dendrograma obtenido mediante coeficiente Simple Matching y agrupado
mediante UPGMA de accesiones de Quinua procedentes del distrito de Tambillo y
Vilcashuamán- Ayacucho.
Matrix correlation: r = 0.99056
(= normalized Mantel statistic Z)
Approximate Mantel t-test: t = 4.8528
Prob. random Z < obs. Z: p = 1.0000
La Figura Nº 7, representa el dendrograma del agrupamiento de accesiones de Quinua
procedentes de los distritos de Tambillo y Vilcashuamán- Ayacucho, se puede observar
un árbol con grados de diferenciación entre las muestras analizadas utilizando el
coeficiente Simple Matching, lLa correlación cofenética fue de 0.99056 (sig., p= 1.000)
indicando una muy buena representación del dendrograma con respecto a la matriz de
Coefficient
0.29 0.47 0.65 0.82 1.00
4-Q.BlancaJunin
1-Q.Blanca
4-Q.BlancaJunin
16-Q.BlancaJuni
10-Q.BlancaJuni
30-Q.Blanca
17-Q.Blanca
15-Q.Blanca
7-Q.Roja
19-Q.Roja
14-Q.Negra
13-Q.BlancaJuni
2-Q.Negra
28-Q.Rosada
6-Q.Negra
9-Q.Anaranjada
18-Q.BlancaJuni
22-Q.Negra
24-Q.Roja
21-Q.Blanca
25-Q.Roja
8-Q.Blanca
5-Q.Roja
3-Q.Roja
I
II
III
IV
V
VI
distancia. Y a una distancia ultramétrica de 0.856 se distingue seis grupos. El grupo I
incluye 15 accesiones de quinua, en el grupo II comprende cuatro accesiones (cuatro
blancas, cuatro blancas Junin, dos rojas, tres negras, una rosada y una anaranjada), en el
grupo III, IV, V y VI está conformado por una sola accesión cada uno, siendo estas de
color roja, blanca, roja y roja respectivamente. Finalmente en el análisis no se observaron
accesiones duplicadas o repetidas, todas las accesiones muestran ser diferentes.
Se realizó el cálculo del Índice de heterocigocidad media, siendo esta 0,26; teniendo en
cuenta que el máximo valor que se puede alcanzar es 0,5, podemos indicar que estos
resultados mostraron bajo nivel de polimorfismo genético de las accesiones de quinua
procedentes del distrito de Tambillo y Vilcashuamán- Ayacucho.
CONCLUSIONES
Se logró analizar la diversidad genética de las colecciones de quinua pertenecientes a los
distritos de Tambillo y Provincia de Vilcashuamán del departamento de Ayacucho en
base a marcadores moleculares. De AFLP y no se identificó posibles accesiones
duplicadas en las accesiones estudiadas.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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Gonzáles, A. 2013. La Quinua: “El Grano dorado de los Andes” y su importancia
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http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC307397/.
