1

Přírodovědecká fakulta Univerzity Karlovy v Praze

Katedra parazitologie

Význam hlístic pro přenos parazitických prvoků

na nové hostitele

Bakalářská práce

Jana Choutková

Školitel: Prof. RNDr. Petr Horák, Ph.D.

Konzultant: RNDr. Ivan Čepička, Ph.D.

Praha, letní semestr 2010

2

Prohlašuji, že jsem tuto bakalářskou práci vypracovala samostatně s použitím citované

literatury pod vedením Prof. RNDr. Petra Horáka, Ph.D. a RNDr. Ivana Čepičky, Ph.D.

a souhlasím s jejím zveřejňováním.

V Praze, dne 26. dubna 2008 ........................................................... Jana Choutková

Poděkování

Chtěla bych poděkovat vedoucímu své bakalářské práce Prof. RNDr. Petru Horákovi, Ph.D.

za odbornou pomoc, cenné připomínky a čas, který práci věnoval a RNDr. Ivanu Čepičkovi,

Ph.D. za pomoc při orientaci v tématu. Děkuji mamince a Jakubovi, z jejichž společnosti jsem

čerpala elán pro další práci.

3

Obsah:

1 Úvod................................................................................................................................... 6

2 Heterakis gallinarum a Histomonas meleagridis............................................................. 7 2.1 Histomoniáza.............................................................................................................. 7 2.2 Hostitelé Histomonas meleagridis............................................................................. 8 2.3 Přenos Histomonas meleagridis................................................................................. 9

2.3.1 Přenos pomocí vektora ....................................................................................... 9 2.3.1.1 Heterakis gallinarum...................................................................................... 9 2.3.1.2 Další vektoři ................................................................................................. 11

2.3.2 Parateneze - Annelida....................................................................................... 11 2.3.3 Přímý přenos – bez přítomnosti vektorů .......................................................... 12

2.4 Interakce Histomonas meleagridis s ostatními organismy ve střevě hostitele......... 14

3 Enterobius vermicularis a Dientamoeba fragilis........................................................... 15 3.1 Hostitelé Dientamoeba fragilis................................................................................ 16 3.2 Podobnost prvoků Dientamoeba fragilis a Histomonas meleagridis....................... 16 3.3 Hypotéza o přenosu prvoka Dientamoeba fragilis vajíčky hlístice ......................... 17

3.3.1 Možní vektoři ................................................................................................... 17 3.3.2 Enterobius vermicularis jako možný vektor prvoka Dientamoeba fragilis..... 18

3.3.2.1 Nálezy podporující hypotézu ....................................................................... 19 3.3.2.2 Nálezy svědčící proti hypotéze .................................................................... 20

4 Aspiculuris tetraptera, Syphacia obvelata a Tritrichomonas muris.............................. 21

5 Deropristis inflata a Hexamita........................................................................................ 22

6 Závěr................................................................................................................................ 23

7 Použitá literatura............................................................................................................ 24

8 Přílohy ............................................................................................................................. 29

4

Abstrakt

Pro všechny parazitické organismy je zásadní otázka přenosu na nového hostitele.

Někteří paraziti jsou uzpůsobeni k přenosu jednoduchou cestou díky rezistentnímu životnímu

stadiu, jiní využívají jednoho nebo více mezihostitelů. Extrémním případem je využití jiného

parazita, který obývá stejného hostitele a je schopen přenos zajistit. Jedná se tedy

o hyperparazitismus za účelem přenosu na nového hostitele. Konkrétním příkladem je prvok

Histomonas meleagridis, který ve střevě svého hostitele – hrabavého ptáka – napadá dalšího

parazita z prostředí ptačího střeva, škrkavku Heterakis gallinarum. Prvok, který ve svém

životním cyklu postrádá odolné stadium cysty, vniká do vajíček škrkavky. Ta mu po uvolnění

do vnějšího prostředí poskytují dobrou ochranu před vnějšími vlivy a zajišťují přenos

na dalšího hostitele. Některé důkazy svědčí o tom, že podobného principu by k přenosu

na nové hostitele mohli využívat i další prvoci. Jedním z nich je prvok z lidského střeva,

Dientamoeba fragilis. Přenos tohoto prvoka na nového hostitele by mohl zajišťovat roup

dětský, Enterobius vermicularis. Jiným potenciálním příkladem by mohl být myší parazitický

prvok Tritrichomonas muris v asociaci s hlísticemi Aspiculuris tetraptera a/nebo Syphacia

obvelata.

5

Abstract

A question of transmission to new hosts is fundamental for all parasitic organisms.

Some parasites are adjusted to transmit themselves to new hosts by direct way thanks

to the resistant life stage, some others use one or more intermediate hosts. An extreme case is

transfer by parasitization of another parasite from the same host. Use of another parasite

as a transport vehicle helps to realize transmission and this phenomenon can be termed.

One example is the protozoan Histomonas meleagridis. This protozoan lives in the intestine

of galliform birds where it can attack the roundworm, Heterakis gallinarum, another parasite

of the bird intestine. This protozoan, which does not produce any resistant cyst stage in its

life cycle and migrates into the roundworm eggs. After release of the eggs to the external

environment, the egg provides a protection against external factors and ensures transfer

of the protozoan to the new host. Some data suggests that a similar mode of transmission

to new hosts can also be used by some others protozoans. One of them is a protozoan from

human intestine, Dientamoeba fragilis. Enterobius vermicularis, a pinworm which parasitizes

the same host, could serve as a vector of this protozoan. Another potential example of this

phenomenon could be Tritrichomonas muris from mouse in association with the nematodes

of Aspiculuris tetraptera and/or Syphacia obvelata.

Klí čová slova: hyperparazitismus, přenos, Histomonas meleagridis, Heterakis gallinarum,

Dientamoeba fragilis, Enterobius vermicularis, histomoniáza

Key words: hyperparasitism, transmission, Histomonas meleagridis, Heterakis gallinarum,

Dientamoeba fragilis, Enterobius vermicularis, histomoniasis

6

1 Úvod

Fenomén hyperparazitismu je známý především u parazitoidů z řádu blanokřídlého

hmyzu. Jedná se o jev, kdy parazit je sám hostitelem jiného parazita. Příklady

hyperparazitismu však můžeme nalézt i u několika zástupců z podříše prvoků (Protozoa)

a kmene hlístic (Nematoda), kteří parazitují hlavně ve střevě obratlovců. Některé případy

hyperparazitismu u prvoků a hlístic jsou již definitivně dokázány, u jiných nebyly dosud

definitivně potvrzeny.

Ze skupiny prvoků se v souvislosti s hyperparazitismem uvažuje hlavně o zástupcích řádu

Trichomonadida, kmene Parabasala. Zástupci této skupiny jsou charakterističtí přítomností

parabazálního aparátu a typické je i mimojaderné dělící vřeténko a častá nepřítomnost cysty

v životním cyklu. Zpravidla se jedná o parazity trávicí soustavy obratlovců. Nepřítomnost

odolného životního stadia je těmto prvokům překážkou v přenosu na nové hostitele. Asociací

s hlísticí a inkorporací do jejích vajíček, která zajišťují přenos na nového hostitele, tak prvoci

získávají cenný prostředek pro přenos. Co se týká zástupců hlístic účastnících

se (nebo potenciálně se účastnících) hyperparazitismu, jedná se o řády Oxyurida (roupi)

a Ascarida (škrkavky). Pro tyto zástupce platí, že přenos na nové hostitele probíhá přímo

(bez přítomnosti mezihostitele) a že parazitují ve střevě obratlovců.

Význam zástupců hlístic a prvoků účastnících se (nebo potenciálně se účastnících)

hyperparazitického vztahu spočívá v jejich často patogenním účinku na hostitele nebo jejich

masivním rozšíření ve světě. Například nákazou roupem dětským (Enterobius vermicularis),

který by podle některých hypotéz mohl být využíván prvokem Dientamoeba fragilis

k přenosu na nové hostitele, trpí po celém světě vysoké procento lidí. Výjimkou nejsou ani

vyspělé země, kde zejména u dětí je procento nakažených často překvapivě vysoké (Velká

Británie - 50%; Švédsko – 37%; Dánsko – 29% atd.). U dalších obratlovců, například u krůty

domácí, parazitované často prvokem Histomonas meleagridis, nabývá pro chovatele

patogenní účinek parazita často velkého ekonomického významu.

Cílem této práce je shrnout dosavadní poznatky o fenoménu hyperparazitismu ve smyslu

asociace prvoků s hlísticemi za účelem jejich přenosu na nové hostitele.

7

2 Heterakis gallinarum a Histomonas meleagridis

Heterakis gallinarum je kosmopolitně rozšířený zástupce řádu Ascarida. Parazituje

ve slepých střevech ptactva, zejména u řádu kurovitých, ale i vrubozobých. Dosahuje

velikosti 7-17 mm, přičemž samec je menší než samice. Vývoj jedince trvá 24-30 dní, životní

cyklus tohoto parazita je jednoduchý a nákaza dalšího hostitele probíhá fekálně-orální cestou.

Po pozření vajíčka se ve střevě nového hostitele líhne larva, která se usazuje ve slepém střevě. Vajíčko po uvolnění z hostitele může v půdě vydržet i po několik let. Heterakis gallinarum

je slabým patogenem, ale ve velkém množství může působit hostiteli vážnější potíže v podobě zánětu a ztluštění střevní stěny. Ekonomický význam této hlístice spočívá v její interakci

s parazitickým prvokem Histomonas meleagridis. Heterakis gallinarum slouží jako vektor

prvoka rodu Histomonas, který je původcem histomoniázy, nemoci, která postihuje chovy

ptactva po celém světě. Histomonas meleagridis je parazitický prvok patřící do řádu Trichomonadida. Vyskytuje

se kosmopolitně ve slepém střevě mnoha druhů ptáků, zvláště u hrabavých. Typická velikost

trofozoita se pohybuje mezi 6-12 µm. Za běžných podmínek v lumenu střeva má prvok jeden

bičík a jedno jádro. V životním cyklu prvoka nebylo popsáno stadium cysty nebo jiného

rezistentního stadia, a ve vnějším prostředí nejsou trofozoiti schopni přežít déle než několik

minut (Hu & McDougald, 2003). Přenos na nového hostitele probíhá pomocí vajíček

střevního červa (H. gallinarum) a jako parateničtí hostitelé slouží žížaly mnoha druhů.

U většiny hostitelských druhů je prvok nepatogenní. Avšak za přítomnosti určitých střevních

bakterií, jako Escherichia coli, Clostridium perfringens a Bacillus subtilis (Bradley & Reid,

1966) se mění na invazní améboidní formu, proniká do střevní sliznice a způsobuje

onemocnění histomoniázu (enterohepatitida, "Blackhead disease").

2.1 Histomoniáza

Průběh onemocnění je velmi dobře popsán u chovné drůbeže, zejména u krůt, ale

vyskytuje se i u volně žijícího ptactva. Poté, co prvok pronikne submukózou do krevních cév

(po 4-7 dnech od infekce), je transportován krevním řečištěm do jater, kde působí patologické

změny v podobě makroskopických lézí a nekrózy tkáně (po 10 dnech). Tato ložiska výskytu

bezbičíkaté formy prvoka H. meleagridis mají bílou až žlutou barvu v důsledku fibrózy,

neboli zmnožení vaziva v tkáni. U ptáků se objevuje žlutooranžový průjem, jsou apatičtí, ztrácejí chuť k jídlu. Lumen střeva může být naplněné hemoragickým sekretem vodnaté

8

konzistence a na stěnách střeva se mohou nacházet léze, vedoucí v extrémním případě až k protržení střeva. V submukóze bývá patrná infiltrace buněk imunitního systému, zejména

heterofilních granulocytů, lymfocytů a makrofágů (Norton et al., 1999). Díky koagulaci krve

v cévách ptákům černá hlava. U silně infikovaných jedinců nastává smrt 14-21 dní po infekci.

Mortalita je vyšší u mladých ptáků, u starších kusů probíhá infekce spíše chronicky.

Po vyléčení infekce získává jedinec doživotní imunitu k reinfekci. Léčba je mířena

proti přenašeči infekce, kterým je střevní červ H. gallinarum, a důležitou roli hraje prevence.

Nebezpečí hrozí, jsou-li krůty chovány společně s kurem domácím, který je častým

bezpříznakovým nosičem nákazy (viz 2.1.1.).

2.2 Hostitelé Histomonas meleagridis

Hostitelské spektrum histomonád zahrnuje hlavně hrabavé ptactvo, ale i některé další

druhy. Jednotlivé druhy se liší v náchylnosti k infekci, závažností projevů a schopností infekci

šířit. Některé druhy hrají důležitou roli jako nosiči nákazy - mohou infekci efektivně šířit, přestože projevy onemocnění u těchto druhů jsou velmi mírné nebo žádné.

Mezi druhy, u kterých nákaza prvokem rodu Histomonas často vyústí ve vážné

onemocnění končící vysokou mortalitou, patří krůta domácí a krůta divoká (Meleagris

gallopavo), jeřábek kanadský (Bonasa umbellus), koroptev polní (Perdix perdix) a páv

korunkatý (Pavo cristiatus). U krůty se zpravidla nemoc po zhruba 10 dnech rozvíjí do vážné

formy a během tří týdnů může končit vysokou, až stoprocentní úmrtností. Pitva ptáků ukazuje

typické léze střeva a jater. Páv je k infekci podobně vnímavý, a i když rozvoj onemocnění

je popsán jako pomalejší než u krůty (jaterní léze se objevují 17. den po infekci a úmrtnost

dosahuje vrcholu po čtyřech týdnech), závažnost projevů je srovnatelná (Lund & Chute,

1972a).

Středně vnímavá k onemocnění je perlička kropenatá (Numida meleagris). Nákaza

Histomonas sp. u tohoto druhu způsobuje střevní léze závažného charakteru, nikoliv však

jaterní patologie. V šíření nákazy při simultánní infekci H. gallinarum a H. meleagridis může

hrát perlička poměrně významnou roli (Chute & Lund, 1974). U křepelky viržinské (Colinus

virginianus) byly při nákaze prvokem rodu Histomonas pouze v menšině případů (8,3%)

pozorovány střevní léze; patologie jater a mortalita nebyly zaznamenány vůbec. Křepelka

viržinská je poměrně nevýznamným nosičem nákazy, protože H. gallinarum je schopen

dokončit vývoj u tohoto hostitelského druhu jen ojediněle nebo jsou larvy nalézány pouze

9

v malém počtu a dosahují malého vzrůstu v porovnání s krůtou a kurem (Lund & Chute,

1971).

Kur domácí (Gallus gallus) je velmi dobrým hostitelem škrkavky, a proto je zásadním

rezervoárovým nosičem histomoniázy. Přestože u kura nemoc probíhá obecně mírně (léze

a mortalita byly zaznamenány v menšině případů), nebezpečí pro chovatele spočívá v přenosu

nákazy na krůty, které jsou k onemocnění velmi vnímavé (Lund & Chute, 1971; Lund &

Chute, 1972a). Největší vnímavostí k onemocnění trpí kuřata ve věku jednoho až dvou

měsíců, zatímco jedinci těsně po vyklubání z vajec a ve věku tří měsíců a starší vykazují

určitou rezistenci (Ohara & Reid, 1961). Bezpříznakovým nosičem nákazy je kachna, která

při experimentech nevykazovala vnější příznaky histomoniázy, nicméně u 7,2% nakažených

ptáků byly nalezeny mírné patologické změny střeva (Callait-Cardinal et al., 2006).

Charakteristickou rezistenci k onemocnění má bažant obecný (Phasianus colchicus). Bažant

je také zároveň velmi dobrým hostitelem vektora onemocnění. Je proto nebezpečným

rezervoárem infekce (Lund & Chute, 1972b).

Odlišnosti jednotlivých druhů ve vnímavosti k onemocnění histomoniázou jsou

značné. Jedním z možných vysvětlení může být délka asociace parazitického prvoka s ptačím

hostitelským druhem. Kratší doba adaptace hostitele na přítomnost parazita by pak mohla

zapříčinit jeho současnou vnímavost k onemocnění.

2.3 Přenos Histomonas meleagridis

2.3.1 Přenos pomocí vektora

2.3.1.1 Heterakis gallinarum

Vzhledem k absenci odolného stadia v životním cyklu prvoka H. meleagridis bylo

po jistou dobu nejasné, jak dochází k přenosu prvoka mezi hostiteli. Až po několika

desetiletích po objevení původce histomoniázy se podařilo najít vektora – škrkavku

H. gallinarum. O možné asociaci H. meleagridis a H. gallinarum bylo uvažováno díky

nálezům dokumentujícím jejich vysokou koincidenci a výskyt ve shodné části trávicí soustavy

hostitele (Graybill, 1921; Graybill & Smith, 1920). V pokusech s krůtami se podařilo

podáváním embryonovaných vajíček škrkavky H. gallinarum z ptáků trpících histomoniázou

nakazit zdravé jedince, a tak dokázat způsob přenosu infekce. Dále bylo dokázáno, že nákaza

Histomonas sp. nastává pouze po pozření embryonovaných vajíček střevního červa

10

(Gibbs, 1962), ale nikoliv neembryonovaných vajíček (Springer et al., 1969). Také po orálním

podání samců H. gallinarum z prvokem infikovaných slepic se podařilo vyvolat u zdravých

ptáků asymptomatickou nákazu H. meleagridis, a to u velké části jedinců (73%) (Springer et

al., 1969). Po orálním podání triturovaných červů (červů rozmělněných pomocí hmoždíře

a paličky) se nákaza rozvinula v menší míře (u 15% jedinců). Snížená míra infekčnosti

prvoků z triturovaných samců byla přikládána zničení uvolněných prvoků nízkým pH.

Přesná lokalizace prvoka v těle škrkavky byla popsána díky pozorování řezů samic

a samců škrkavky Heterakis sp. infikovaných prvokem rodu Histomonas (Gibbs, 1962).

U samců se prvoci nacházeli v lumenu a výstelce střeva a v rozmnožovací soustavě. Několik

prvoků bylo pozorováno při průniku z lumenu střeva do střevní stěny. Díky tomu bylo

považováno za pravděpodobné, že vstup prvoka do pohlavních orgánů se děje střevní stěnou.

Skutečnost, že histomonády byly nalezeny ve spermatu, vas deferens a semenném váčku,

nasvědčuje teorii, že prvoci by mohli být přenášeni při kopulaci na samice. Tato teorie však

nebyla definitivně ověřena. U samic byli prvoci nalezeni v rozmnožovací soustavě – ve stěně vaječníku a inkorporováni do vajíček. Jejich morfologie ve vyvíjejících se vajíčkách byla

podobná invaznímu stadiu prvoka v játrech a střevě ptáků. V jednom případě byl prvok

pozorován při penetraci ze stěny vaječníku do vajíčka. Dále byli prvoci nalezeni ve vajíčkách

v děloze. Zde se jejich morfologie lišila, popsáno bylo zvětšené jádro a redukovaná

cytoplazma. Prvoci byli pozorováni v dělících se buňkách, což zajišťuje jejich přenos na další

generaci červů.

Ze zjištění o výskytu prvoka v těle hlístice plyne, že pravděpodobně historicky nejdříve

došlo k parazitaci hlístice prvokem a později k rozšíření prvoka embryonovanými vajíčky

škrkavky z původních hostitelských druhů ptáků na ptačí druhy vnímavé k infekci

histomoniázou. Současné rozdíly ve vnímavosti hostitelů k infekci prvokem rodu Histomonas

by pak mohly vyplývat z délky asociace ptačího hostitelského druhu s tímto prvokem.

Příkladem by mohl být kur domácí, u kterého se díky delší asociaci s prvokem v porovnání

s krůtou domácí vyvinula tolerance k onemocnění (Gibbs, 1962). Podobný vztah můžeme

pozorovat i mezi „rezistentními“ bažanty a koroptvemi „vnímavými“ k onemocnění (Kemp &

Franson, 1975). K potvrzení a upřesnění této hypotézy jsou nicméně zapotřebí další

experimenty.

11

2.3.1.2 Další vektoři

Nejen o škrkavce H. gallinarum se v historii uvažovalo jako o možném přenašeči H. meleagridis. Z četných zpráv vyplývá, že během několika týdnů může ústit nákaza

prvokem rodu Histomonas v chovu v úmrtnost 50-100%, a to zejména u krůty domácí.

Bylo pokládáno za nepravděpodobné, že by za tak masivní šíření nákazy odpovídala pouze

expozice ptáků vajíčkům jediného vektora. Jako další objekt přicházející v úvahu pro přenos

histomonád byl studován červ Heterakis bonasae, blízký příbuzný škrkavky H. gallinarum.

Skupina zdravých křepelek viržinských (Colinus virginianus) byla per os infikována

embryonovanými vajíčky červa H. bonasae, a poté jim byla rektálně inokulována kultura

H. meleagridis (Davidson et al., 1978). Embryonovaná vajíčka z červů získaných z ptáků,

u kterých se rozvinula nákaza Histomonas sp., byla inokulována skupině zdravých ptáků.

Ani u jednoho jedince se neobjevila histomoniáza. Z výsledků byl vyvozen závěr, že Heterakis bonasae není schopen přenášet histomoniázu, nebo alespoň ne snadno.

Jako o vektoru černohlavosti bylo uvažováno i o další ptačí škrkavce, Ascaridia dissimilis,

a to poté, co v chovu krůt s výskytem histomoniázy nebyla u jedinců s nákazou nalezena

škrkavka H. gallinarum, ale pouze tento další střevní červ (Norton et al., 1999). Za účelem

zjištění, zda se infekce Histomonas sp. v chovu rozšířila vajíčky škrkavky Ascaridia sp., byli

na použité stelivo umístěni zdraví ptáci. Všichni ptáci se nakazili škrkavkou Ascaridia sp.,

u žádného z nich však nebyla zjištěna infekce prvokem H. meleagridis. Studie tedy

neprokázala, že by se histomoniáza přenášela i tímto červem.

Ani další vektoři histomoniázy patřící mezi střevní helminty (červy) dosud nebyli

nalezeni.

Při úvahách o přenosu histomoniázy v chovech je třeba zohlednit i možnost čistě mechanického přenosu vajíček škrkavky pracovníky chovů.

2.3.2 Parateneze - Annelida

Důležitou roli v přenosu histomoniázy hraje možnost přenosu škrkavek H. gallinarum

různými druhy žížal, např. Lumbricus terrestris, Allolobophora caliginosa a Eisenia foetida

(Lund et al., 1966). Žížala může být paratenickým hostitelem usnadňujícím přenos škrkavky

na nového hostitele. Jedná se o paratenezi raných vývojových stadií škrkavky. Tato teorie

byla potvrzena v pokusech s kurem domácím (Ackert, 1917). Z výsledků pokusů vyplynulo,

že nejčastější vývojové stadium škrkavky nacházející se v tělech žížal je L1 (Lund et al.,

12

1966). Larvy byly pozorovány hlavně ve střevě žížal, ale také v tkáních a tělní dutině. Vajíčka

nebo larvy červů nakažené H. meleagridis v sobě mohou žížaly uchovávat po dlouhou dobu

a přenášet nákazu orální cestou na další ptáky. Navíc hromadění larev červů v žížale zvyšuje

infekční dávku Histomonas sp., která se po pozření žížaly dostane do ptačího hostitele,

a migrace žížaly v půdě zajišťuje ochranu larev před nepříznivým počasím. Z této asociace

červa H. gallinarum a prvoka H. meleagridis s žížalami plyne nebezpečí pro chovatele.

Z rezervoárových hostitelů prvoka rodu Histomonas se tak může nákaza přenést na chovné

druhy ptáků vnímavější k infekci. Typický příklad této hrozby je zdokumentován v chovech

kura domácího a krůty domácí v oblastech, kde se vyskytují volně žijící bažanti nakažení

Histomonas sp. a Heterakis sp. (Kemp & Franson, 1975). Zvláštní nebezpečí zavlečení

histomoniázy do komerčních chovů hrozí tam, kde chovaní ptáci mohou s divokými ptáky

přicházet do přímého styku, tedy zejména u chovů s volným výběhem. Ze zkušeností

chovatelů také vyplývá, že propuknutí nákazy Histomonas sp. často přímo časově následuje

velké deště, při kterých je zaznamenáván zvýšený výskyt žížal v zastřešených chovech.

Kromě zástupců kmene Annelida bylo zdokumentováno několik dalších případů

bezobratlých živočichů, kteří mohou hrát určitou roli v epidemiologii histomoniázy. Jedná

se o zástupce řádů Diptera (moucha domácí), Isopoda (svinka obecná) a Orthoptera

(McDougald, 2005).

2.3.3 Přímý přenos – bez přítomnosti vektorů

Velmi rapidní rozvoj infekcí histomoniázy v chovech (viz výše) a v některých případech

nemožnost identifikovat vektora infekce vedl k úvahám o dalších cestách přenosu. Infekčnost

morfologické formy H. meleagridis z lumenu střeva získané z trusu krůt byla při orálním

podání zdravým zvířatům zaznamenána poměrně nízká (morbidita 20%, mortalita 2%; oproti

65% respektive 45% u rektální inokulace). Tento výsledek byl přikládán vlivu kyselého

prostředí zažívacího traktu na prvoka po orálním vstupu. Při použití jaterní formy

H. meleagridis k orální i rektální inokulaci zdravých krůt, a to i ve velmi vysokých dávkách,

nebylo dosaženo žádné morbidity ani mortality (Lund, 1956). Objevil se názor, že k navození

vnímavosti hostitele k infekci je zapotřebí omezení přísunu krmiva před orální inokulací,

avšak tato teorie se nepotvrdila (Hu et al., 2004). První více úspěšný pokus přímého přenosu

za nepřítomnosti škrkavky byl zaznamenán až v novém tisíciletí (Hu & McDougald, 2003).

Krůty v pokusu byly rozděleny po 40 kusech do tří skupin. První skupina zůstala

13

neexponována nákaze H. meleagridis, ve druhé a třetí skupině byla inokulována per cloaca

kultura prvoků 10% a 25% jedinců ze sledované skupiny ptáků. Inokulovaní ptáci ve druhé

a třetí skupině zemřeli na histomoniázu 19-31, respektive 16-23 dní po zahájení pokusu

(mortalita 100%). Podobných výsledků bylo dosaženo v sérii dalších pokusů (McDougald &

Fuller, 2005) a potvrdily je i další vědecké týmy (Hess et al., 2006). Z pokusů také vyplynulo,

že procento nově nakažených ptáků závisí na počtu nemocných, se kterými přijdou v kotci

do styku, a na čase, který s nemocnými stráví (McDougald & Fuller, 2005). Další bádání

vyústilo ve spekulaci, že za nákazu by mohl být zodpovědný fenomén kloakálního pití

(„cloacal drinking“ nebo „cloacal drop“). Jedná se o proces, kdy různé částice materiálu, ať už

živého, či neživého, jsou rychle retrográdně transportovány z análního rtu do Fabriciovy

burzy a céka. Tímto způsobem dochází k imunizaci zvířete proti antigenům z vnějšího

prostředí (Sorvari & Sorvari, 1977). Fenomén "cloacal drop" je využíván i jako metoda

inokulace, kdy po dotyku dorzálního okraje řitního otvoru pipetou s kapkou materiálu

(např. kultura prvoků) jsou zahájeny kontrakce a materiál je transportován do kloaky.

Na základě znalostí o tomto fenoménu byla navržena hypotéza o možném významu

kloakálního pití v přenosu histomoniázy (Hu et al., 2004). Pokus ukázal, že po inokulaci krůt

metodou kloakálního pití se u experimentálních zvířat rozvinula infekce s vysokou

morbiditou. Při pitvě 12 dní po infekci byly učiněny nálezy vážných patologických změn

na střevě i játrech ptáků. Výsledky tedy naznačují, že rapidní šíření infekce v chovech

(v některých případech bez zjevné přítomnosti vektora) by mohl vysvětlovat fenomén

kloakálního pití. Pro tuto hypotézu svědčí i nález Histomonas sp. v burze Fabriciově (Cortes

et al., 2004). Nicméně pro potvrzení hypotézy je zapotřebí dalších výzkumů.

Četné výsledky ukazují, že přímý přenos histomoniázy je možný a zajišťuje rychlé šíření

onemocnění z ohniska nákazy, a to zejména v chovech, kde jsou ptáci chováni ve velkých

koncentracích. Z dlouhodobého hlediska však zůstává zásadní přenos vektorem – škrkavkou

H. gallinarum – jejíž vajíčka slouží jako rezervoár infekce.

14

2.4 Interakce Histomonas meleagridis s ostatními organismy ve střevě hostitele

Pro komplexní pohled na studovaný problém je třeba uvést několik popsaných

interakcí mezi H. meleagridis, H. gallinarum a dalšímy organismy ve střevě hostitele. Zaprvé

se jedná o samotnou interakci prvoka rodu Histomonas a jeho vektora H. gallinarum.

Výsledky pozorování ukázaly, že při infekci oběma parazity může docházet k významné

redukci počtu škrkavek ve střevě, pravděpodobně v důsledku změn ve struktuře střevní stěny

způsobených penetrací prvoka z lumenu střeva do mukózy (Ohara & Reid, 1961). Redukce

počtu škrkavek, vektorů histomoniázy, může zakrývat způsob, jakým došlo k zanesení

histomoniázy do chovu, kde nikdy v minulosti diagnostikována nebyla.

Zdokumentována byla i interakce H. meleagridis a kokcidií Eimeria tenella u kuřat

kura domácího. Při simultánní infekci těmito dvěma parazity se zvýšila úmrtnost zapříčiněná

histomoniázou na dvojnásobek, výrazně se zvýšil počet jedinců postižených jaterními lézemi

a závažnost lézí stoupla (McDougald & Hu, 2001). Přítomnost H. meleagridis naopak snižuje

množení kokcidií prostřednictvím ničení vhodného prostředí pro jejich vývoj ve stěně střeva

(Chappel, 1973). Při koinfekci kokcidie E. tenella a škrkavky H. gallinarum byla popsána

(stejně jako za přítomnosti H. meleagridis) redukce počtu škrkavek ve střevě hostitele (Ohara

& Reid, 1961).

McDougald & Fuller (2005) v reakci na předchozí práce o koinfekci Histomonas sp.

s kokcidiemi provedli pokus s H. meleagridis a Eimeria adenoides u krůty domácí. Jedinci

s oběma infekcemi šířili histomoniázu pomaleji než ti, kteří byli infikovaní pouze prvokem

rodu Histomonas. Také závažnost lézí byla nižší. Interakce kokcidií s Histomonas sp. nebyly

dosud detailně osvětleny a tomuto tématu by měly být věnovány další výzkumy.

15

3 Enterobius vermicularis a Dientamoeba fragilis

Enterobius vermicularis, roup dětský, je celosvětově rozšířený zástupce řádu Oxyurida,

parazitující ve slepém a tlustém střevě člověka. Roup dosahuje velikostí mezi 3-12 mm,

přičemž vykazuje pohlavní dimorfismus - samec je oproti samici menšího vzrůstu se stočenou

posteriorní částí těla. Roup dětský je geohelmint, jeho životní cyklus je přímý. Samice klade

během noci velké množství vajíček v okolí análního otvoru, což u hostitele způsobuje

svědění. K vývoji larvy až do L3 stadia dochází ve vaječných obalech. Vajíčka, která jsou

lehká, mohou být přenášena na další hostitele buďto vzduchem nebo při špatné hygieně přímým kontaktem s nositelem nákazy. Velmi efektivně se roup šíří v dětských kolektivech.

V důsledku nedodržování osobní hygieny také snadno může docházet k reinfekcím. Inkubační

doba enterobiózy je přibližně 2 týdny a dospělec ve střevě žije fixován ústním ústrojím

k epitelu. Nákaza může probíhat asymptomaticky, nebo se při masivnější infekci mohou

objevit potíže v podobě poruch trávení, bolestivosti břicha, nechutenství, případně zánětu

slepého střeva. Jako důsledek nočního svědění se objevuje nespavost, následná únava

a podrážděnost. Nejčastěji se nákaza roupem vyskytuje ve věkové skupině 6-10 let, pacienti

starší 16 let bývají převážně ženského pohlaví (Červa et al., 1991), což je přikládáno častému

úzkému kontaktu žen s dětmi. Prokázána byla souvislost mezi nákazou roupem a výskytem

zánětů močových cest u dívek, a to hlavně ve věkové skupině 7-14 let (Ok et al., 1999).

U dívek trpících onemocněním močových cest byl popsán zvýšený výskyt roupa. Roup

po vylíhnutí z vajíček může migrovat z perianálního prostoru, vnikat do močových cest a nést

s sebou bakterie, které mohou zánět močových cest vyvolat.

Dientamoeba fragilis je kosmopolitně rozšířený protozoární parazit tlustého střeva

člověka, který stejně jako H. meleagridis patří do řádu Trichomonadida. Přestože D. fragilis

je podle imunologických a elekronmikroskopických analýz řazena mezi bičíkaté prvoky,

nemá pozorovatelné bičíky, ani přidružený aparát cytoskeletu a axostyl. Morfologicky tedy

připomíná amébu. Dientamoeba sp. běžně dosahuje velikostí mezi 5 a 15 µm a typická je

pro ni velká tvarová rozmanitost panožek. 60-80% trofozoitů má dvě jádra. Tento jev je

důsledkem opoždění cytokineze za karyokinezí, takže jednojaderní prvoci jsou ti, kteří čerstvě podstoupili buněčné dělení. Dlouho byl prvok D. fragilis považován za komenzála, dnes

se však ukazuje, že v určitých případech může působit jako patogen. Popsány byly symptomy

jako průjem, bolesti břicha, nechutenství, nevolnost, ztráta tělesné hmotnosti a únava,

v některých případech i zánět slepého střeva. Infekce může probíhat chronicky i akutně a to

jak u dětí, tak u dospělých. Nejběžněji parazituje Dientamoeba sp. u věkové skupiny 11-15 let

16

a větší část pacientů bývá ženského pohlaví (Červa et al., 1991). V životním cyklu tohoto

parazitického prvoka nebylo popsáno stadium cysty, což vede k zamyšlení nad mechanismem

přenosu z hostitele na hostitele. Díky častým koinfekcím roupa E. vermicularis s prvokem

D. fragilis byla vyslovena hypotéza o přenosu prvoka vajíčky roupa. Podobně jako u dvojice

H. meleagridis a H. gallinarum by vajíčko ochránilo náchylného trofozoita před kyselým

prostředím trávicího traktu člověka. Dosud však nebyl přinesen přímý důkaz.

3.1 Hostitelé Dientamoeba fragilis

Několik prací staršího data hovoří o dalších živočišných druzích kromě člověka, které

jsou schopny hostit prvoka D. fragilis. Jedná se o makaka, paviána a ovci (Stark et al., 2008).

Recentní studie (Crotti et al., 2007) odhalila přítomnost prvoka v téměř 44% vzorků trusu

chovných a výkrmných prasat. Nicméně nejnovější studie hostitelského spektra druhu

D. fragilis (Stark et al., 2008) na 46 druzích ptáků a savců přinesla výsledky odlišné

od předchozích. Gorila nižinná (Gorilla gorilla) byla jediným živočichem z testovaného

souboru druhů, u kterého byla zaznamenána přítomnost prvoka, a to v 3,3% případů (3/10).

Makak a pavián nebyli do studie vůbec zahrnuti, ale u ovcí a prasat nebyl prvok ve vzorcích

trusu nalezen ani v jednom případě (0/50; 0/135). Zdá se tedy, že hostitelské spektrum prvoka

D. fragilis je velmi úzké.

3.2 Podobnost prvoků Dientamoeba fragilis a Histomonas meleagridis

Při studiu prvoka D. fragilis bylo pozorováno množství podobností s H. meleagridis, v té

době již lépe popsaným prvokem (Dobell, 1940). Bylo zdokumentováno, že oba organismy

rostou ve stejném médiu, oba v kultuře požírají červené krvinky, jádra obou při dělení a mezi

dělením vypadají stejně, při dělení jader je navíc u obou patrný „centrodesmus“ (dělící

vřeténko, které se u prvoka Dientamoeba sp. utváří mimo jádro a v redukované formě se objevuje i u Histomonas sp.) a některá životní stadia prvoků Histomonas sp.

a Dientamoeba sp. (odmyslíme-li absenci bičíku u prvoka Dientamoeba sp.) mohou být

vizuálně snadno zaměnitelná (Dobell, 1940). Později k pozorovaným podobnostem přibyly

ještě další - přítomnost silně barvitelné části mezi endoplasmou a ektoplasmou a formace

trubicovitého prodloužení cytoplazmy vycházejícího právě z oblasti mezi endoplasmou

17

a ektoplasmou u některých jedinců (Wenrich, 1944). Vzhledem k množství podobností

a později potvrzenému úzkému příbuzenskému vztahu těchto dvou organismů - nejprve díky

morfologickým analýzám a později díky analýze genu pro malou podjednotku rRNA (Gerbod

et al., 2001) - je logické uvažovat i o podobném způsobu přenosu.

3.3 Hypotéza o přenosu prvoka Dientamoeba fragilis vajíčky hlístice

3.3.1 Možní vektoři

Ve snaze osvětlit způsob přenosu byly provedeny pokusy, kdy kultura prvoka D. fragilis

byla inokulována kuřatům (per anum), makakům - Macaca rhesus (per os) a Macaca sinicus

(per os a per anum) - a člověku (per os). Vyvolat infekci se však ani v jednom případě nepodařilo. V návaznosti na tento výsledek byla vyslovena hypotéza o přenosu prvoka

vajíčky některého lidského nematoda, analogicky ke způsobu přenosu, jaký byl již v té době uvažován u H. meleagridis. Díky několika případům, kdy u lidí infikovaných prvokem

D. fragilis byla nalezena i nákaza červem Trichuris trichiura (řád Enoplida) a v některých

případech i Ascaris lumbricoides (řád Ascarida) (Haughwout & Horrilleno, 1920), byl

za pravděpodobného vektora prvoka považován červ T. trichiura a na druhém místě škrkavka

A. lumbricoides. Proti teorii zahrnující jako vektora červa rodu Trichuris ale svědčí práce,

která dokumentuje vysokou prevalenci prvoka D. fragilis ve Finsku a Švédsku, tedy v zemích,

kde je naopak velmi nízká prevalence infekcí střevním červem Trichuris (Svensson, 1928).

Že by hledaným vektorem prvoka mohla být škrkavka A. lumbricoides ukazuje práce

thajského autora (Sukanahaketu, 1977). Stolice pacienta nakaženého prvokem i škrkavkou

byla zpracována – odstředěna, promyta a odbarvena pomocí roztoku hypochloridu (ClO-) –

a v sedimentu byli pozorováni životaschopní prvoci a vajíčka škrkavky, která byla díky

zpracování vzorku průhledná. Uvnitř vajíček škrkavky byly nalezeny malé kulaté struktury

velmi podobné prvokům pozorovaným vně vajíček. Pozorovaná tělíska měla jedno jádro

s masou karyosomu (složeného z malých granulí chromatinu neurčitého počtu) vizuálně shodného se známým karyosomem prvoka D. fragilis. Tělíska nebyla nalezena ve vzorcích

stolice z pacientů nakažených pouze škrkavkou, nikoliv prvokem. Díky těmto nálezům autor

prohlásil, že se jedná o prvoky rodu Dientamoeba. Způsob, jakým se prvoci do vajíček

dostali, zůstal neobjasněn. Dientamoeba fragilis se běžně (v 60-80%) vyskytuje

ve dvoujaderném stavu, prvoci nalezení ve vajíčkách škrkavky však byli všichni jednojaderní.

18

Jako vysvětlení tohoto faktu autor navrhuje možnost, že prostředí uvnitř vajíčka nesvědčí jadernému dělení améby, nebo může docházet k omezení vývoje prvoka díky silnému

vaječnému obalu. Zajímavý výsledek této studie není doposud potvrzen.

Vývoj smýšlení o problému byl posunut dál, když při vyšetření slepých střev člověka

byla zdokumenována nad očekávání vysoká koincidence parazitů D. fragilis a E. vermicularis

(Burrows & Swerdlow, 1956). Z dat incidence nákaz jednotlivými organismy zvlášť by teoretický společný výskyt měl vycházet 0,04%. Pozorována byla koincidence v 0,79%

případů, tedy 20x vyšší, než teoretické výpočty. Vysoká koincidence je běžná u některých

dalších parazitů, jako A. lumbricoides a T. trichiura, nebo Entamoeba coli a Endolimax nana.

V těchto případech je příčina vysoké koincidence v podobnosti životních cyklů obou druhů

z dvojice. Podobnost životních cyklů však nemůže vysvětlovat vysokou koincidenci u dvojice

parazitů D. fragilis a E. vermicularis. Jako vysvětlení byla navržena hypotéza o přenosu

prvoka vajíčky roupa. Mnohé další výzkumy vysokou koincidenci těchto dvou organismů

potvrzují (Melvin & Brooke, 1962; Preiss et al., 1990). Byla zdokumentována například 9x

vyšší než očekávaná koincidence (Yang & Scholten, 1977), nebo koincidence obou parazitů

v 50% případů, a to častěji u pacientů ženského pohlaví (v 8 z 11 případů) (Červa et al.,

1991). Vyšší frekvence výskytu prvoka rodu Dientamoeba byla též zaznamenána u dětských

pacientů předškolního věku, kteří byli nakaženi roupem, v porovnání s dětmi bez nákazy

roupem (Ockert, 1972). Jednoznačně hovoří výsledky recentní studie (Girginkardesler et al.,

2008). Pacienti byli podle prvotní diagnózy rozděleni do dvou skupin – s nákazou prvokem

a s nákazou roupem – a byla zjišťována přitomnost druhého parazita z dvojice D. fragilis

a E. vermicularis u každého pacienta. Ve skupině s nákazou prvokem byla zaznamenána

přítomnost roupa u 25,4% pacientů, ve skupině s nákazou roupem byla zjištěna přítomnost

prvoka u 9,6% pacientů. Zvlášť vysoké procento nákaz oběma parazity bylo zaznamenáno

ve věkové skupině do 6 let (35%).

3.3.2 Enterobius vermicularis jako možný vektor prvoka Dientamoeba fragilis

V řezech samic roupů získaných z apendixů pacientů infikovaných prvokem rodu

Dientamoeba byla pozorována améboidní tělíska o velikosti 2-3 µm v průměru (Burrows &

Swerdlow, 1956). Tělíska byla ve většině případů jednojaderná, nepravidelného tvaru a často

byly pozorovány panožky. Jádra nalezených tělísek se podobala jádrům morfologické formy

19

prvoka rodu Dientamoeba z lumenu slepého střeva. Tělíska se vyskytovala ve 30% vajíček.

Tělíska nebyla pozorována ve vajíčkách roupů z pacientů bez nákazy prvokem. Vědci proto

pokládali struktury za jednojaderné prvoky D. fragilis. Z pozorování nevyplynulo, zda se

améboidní útvary do vajíček dostaly penetrací přímo z vnějšího prostředí do reprodukční

soustavy roupa nebo zda byli nejdříve roupem pozřeni a poté penetrovali ze střeva

do reprodukční soustavy. Nález byl pokládán za nepřímý důkaz přenosu prvoka D. fragilis

vajíčky roupa, nicméně pozdější pokusy kultivovat prvoka z vajíček roupa nebyly úspěšné

(Burrows & Swerdlow, 1956; Ockert, 1972; Yang & Scholten, 1977).

3.3.2.1 Nálezy podporující hypotézu

Pro hypotézu přenosu prvoka nepřímo svědčí několik případů. Při experimentech

se Burrows (1956) omylem nakazil vajíčky roupa, a to pravděpodobně při zpracování vzorku

stolice některého pacienta. Ačkoli předchozí preventivní vyšetření vyloučila nákazu jak

prvokem D. fragilis., tak červem E. vermicularis, po objevení se střevních potíží byla u autora

zjištěna nákaza prvokem a ve stolici se posléze objevila i vajíčka roupa. V dalším případě se Ockert (1972) experimentálně infikoval dávkou vajíček roupa z dětského pacienta, který

byl zároveň hostitelem prvoka. Po 18 dnech byl autorův perianální stěr na roupa pozitivní

a od 18. do 75. dne po infekci byli ze stolice úspěšně kultivováni i prvoci. I další dva pokusy

s cílem nakazit lidský subjekt prvokem Dientamoeba sp. po pozření vajíček roupa z pacientů

nakažených prvokem byly úspěšné (Ockert, 1975). Prvoci byli u pacientů pozorováni

v prvním případě do 84. dne, v druhém případě do 31. dne po infekci. Přítomnost vajíček

ve stolici byla dokázána 8-10 týdnů po infekci.

Roup dětský je statisticky častěji diagnostikován u mladých lidí a žen. Podobná data platí

i pro prvoka rodu Dientamoeba. Tato shoda by mohla vyplývat ze závislosti prvoka

na přenosu roupem.

Doposud nejpřesvědčivější důkaz vyplývá z výsledků pokusu, ve kterém byl srovnáván

izoelektrický bod vzorků (zpracovaných jako řezy) trofozoitů prvoka D. fragilis v kultuře

a améboidních tělísek uvnitř vajíček roupa (Ockert & Schmidt, 1976). Izoelektrický bod je

hodnota pH, při níž je pro danou látku vyvážen počet kladných a záporných nábojů, takže se

molekula jeví navenek jako elektroneutrální (a neváže ani kyselé, ani zásadité barvivo).

Z výsledků vyplynulo, že elektrostatický náboj (a barvitelnost) cytoplazmy a jader prvoka

20

v kultuře se téměř shoduje s elektrostatickým nábojem cytoplazmy, respektive jader buněk

nalezených ve vajíčkách roupa.

3.3.2.2 Nálezy svědčící proti hypotéze

Souvislost roupa s přenosem prvoka nepotvrdila studie, v níž se s využitím polymerázové

řetězové reakce nepodařilo detekovat DNA prvoka ve vaječných obalech, ani uvnitř vajíčkek

roupů zísakných z pacientů současně nakažených roupem i prvokem (Menghi et al., 2005).

Při vyšetření 100 pacientů s nákazou prvokem rodu Dientamoeba nebyl v celém souboru

nalezen ani jeden roup (Kean & Malloch, 1966). Vajíčka roupa nebyla nalezena ani u 60

australských pacientů nakažených prvokem (Stark et al., 2005).

Částečné vysvětlení výsledků studií, které nepotvrzují hypotézu o přenosu prvoka vajíčky

roupa může spočívat v neadekvátní metodice hledání vajíček roupů. Signifikantně vyšší počty

vajíček červů byly nalezeny při trojitém opakování vyšetření pacientů pomocí otisku lepící

pásky v intervalech 4-5 dnů (u 70,8% pacientů byla nalezena vajíčka roupa), oproti výsledku

při vyšetření, kdy lepící páska byla použita pouze jednou (vajíčka roupa byla nalezena jen

u 50% pacientů) (Kim et al., 1991). V první práci jmenované v odstavci výše (Kean &

Malloch, 1966) autoři neuvádí použité metody při diagnostice nákazy roupem; v druhé práci

(Stark et al., 2005) bylo k vyšetření přítomnosti roupa použito pouze jednoho otisku lepící

pásky.

Dalším faktem, který je třeba při uvažování o problému zohlednit, je možnost remise

infekce roupem, ať už spontánní nebo v důsledku léčby. I po ústupu roupa může přetrvávat

infekce prvokem D. fragilis po časové období v řádu měsíců a roků (Preiss et al., 1990).

Je tedy možné, že pacient v době diagnostikování nákazy prvokem už roupem nakažen není.

Alternativní vysvětlení časté koinfekce prvokem a roupem, a to zejména u dětí a osob

s nízkým socioekonomickým statusem, spočívá ve snížené úrovni osobní hygieny, která je

dobrým předpokladem pro koinfekce jakýmikoli patogeny, střevní parazity nevyjímaje.

Zvýšená míra koincidence nákaz různými druhy střevních parazitů u osob s nízkým

socioekonomickým statusem a sníženou úrovní hygieny byla již zdokumentována (Balcioglu

et al., 2007; Nematian et al., 2004). Nicméně podle mého názoru toto není dostačující

vysvětlení tak vysoké koincidence červa s prvokem, jaká byla popsána (viz výše).

21

4 Aspiculuris tetraptera, Syphacia obvelata a Tritrichomonas muris

Jiný případ, kdy by hlístice mohla hrát roli v přenosu prvoka na nové hostitele, byl

zdokumentován u myši domácí (Mus musculus). Ve střevě myši se běžně vyskytuje řada

parazitů, do nichž patří i prvok Tritrichomonas muris (řád Trichomonadida) a hlístice

Aspiculuris tetraptera a Syphacia obvelata (obě hlístice patří do řádu Oxyurida).

Prvok T. muris byl pozorován jak ve střevě červa A. tetraptera, tak i v menší míře

ve střevě červa S. obvelata (Theiler & Farber, 1936). Výskyt prvoků ve střevě parazitických

červů obývajících v hostiteli stejné prostředí je běžný, nicméně v případě T. muris šlo o nález

prvoka v množství, které obvyklé nálezy převyšovalo. Prvoci se u myší, které hostily i roupa,

vyskytovali někdy výhradně ve střevě červa, v jiných případech i ve střevě myši. U myší, kde

byli prvoci pozorováni pouze ve střevě červa, nebyli autoři schopni říci, zda tyto myši byly

trichomonádami infikované již před infekcí roupem či nikoliv. Buněčné dělení prvoků podle

pozorování probíhalo ve střevě roupa ve stejné míře, jako volně ve střevě myši, což svědčí o dobré adaptaci prvoků na toto prostředí. Prvoci byli nalezeni v samicích i samcích roupa,

ale nebyli pozorováni v larvách, ani v jiných tělních kompartmentech roupů kromě střeva.

Jiná studie však hovoří o nálezu trichomonád přímo ve vajíčkách roupa S. obvelata

(Becker, 1933). Vajíčka obsahující prvoky nejevila žádné známky poškození, kterým

by prvoci vnikli dovnitř. Zdá se tedy pravděpodobné, že vstup prvoků do vajíček se udál již

při jejich formování. Tento nález naznačuje možnost přenosu prvoka vajíčky roupa na nové

hostitele.

22

5 Deropristis inflata a Hexamita

Na závěr práce je možno uvést částečně popsaný příklad hyperparazitismu z třídy

Trematoda. Dokumentuje nález bičíkatých prvoků řádu Diplomonadida, rodu Hexamita

v rozmnožovací soustavě motolice Deropristis inflata, která parazituje v tenkém střevě mořského úhoře Anguilla chryspa (Hunninen & Wichterman, 1938). Životní cyklus motolice

D. inflata probíhá přes dva mezihostitele, prvním je mořský plž Bittium alternatum a druhým

mořský kroužkovec Nereis virens (Hunninen & Cable, 1942). Motolice infikované prvokem

byly nalezeny ve 20 ze 35 úhořů v pokusu. Motolice z jednoho úhoře byly nakažené prvokem

v 33-100%. U prvoků byla pozorována hostitelská specifita – v jiných druzích motolic

ve střevě úhoře nalezeni nebyli. Za nepřítomnosti motolice nebyli ve střevě úhoře nalezeni ani

prvoci, což svědčí o jejich úzké vazbě na motolici. Prvoci byli v motolicích nalezeni výhradně v reprodukční soustavě – ve vajíčkách, děloze a spermatéce (receptaculum seminis, orgán

služící samici k uchování spermatu). Tento fakt v souvislosti s výše popsanými případy

hyperparazitismu může vést k domněnce, že prvok by mohl využívat vajíčka motolice

k přenosu na nového hostitele. Vajíčka s masivní nákazou prvoky rodu Hexamita (20 a více

prvoků ve vajíčku) však obsahovala značně redukované, nebo žádné množství žloutku,

protoplasma byla narušena a vajíčka nepokračovala ve vývoji v miracidia. Prvoci

pravděpodobně vnikli do vajíček při jejich formování a dále využívali jejich obsah ke svým

metabolickým aktivitám. Ve vajíčkách bylo pozorováno buněčné dělení prvoků. Pouze

v jednom případě, kdy napadení vajíčka nebylo masivní, byl popsán vývoj miracidia

ve vajíčku.

Vzhledem k uvedeným faktům, složitému životnímu cyklu motolice a nedostatku studií

věnovaných tomuto tématu je obtížné zhodnotit, jakým způsobem je prvok přenášen na nové

hostitele a objasnit další okolnosti asociace prvoka a motolice.

23

6 Závěr

Tato bakalářská práce shrnuje poznatky o fenoménu hyperparasitizmu u zástupců hlístic

a s nimi asociovaných prvoků, a to s důrazem na roli hlístic v přenosu těchto prvoků na jejich

nové hostitele. Jedná se o unikátní a z pohledu parazitologa velmi zajímavý a málo popsaný

fenomén. Definitivně byl dokázán prozatím jen u prvoka Histomonas meleagridis

parazitujícího na ptačí škrkavce Heterakis gallinarum. U dalších dvojic organismů, jako je

prvok Dientamoeba fragilis a hlístice Enterobius vermicularis a dalších nebylo shromážděno

dostatek dat.

Téma mé diplomové práce bude navazovat na téma zpracované v této bakalářské práci.

Konkrétně se bude týkat částečně zdokumentovaného případu hyperparazitismu u hlístic

a prvoka parazitujících ve střevě myši domácí (Aspiculuris tetraptera, Syphacia obvelata

a Tritrichomonas muris). Cílem bude na myším modelu ověřit, zda jde o asociaci prvoka

s hlísticemi za účelem přenosu na nové hostitele. Mým úkolem bude z myší infikovaných

oběma druhy roupů a prvokem získat roupy, jejich řezy vhodně obarvit a určit přesnou

lokalizaci nalezených prvoků v těle roupů. Pomocí sekvenace DNA by potom bylo možné

přesně určit druh nalezených prvoků.

24

7 Použitá literatura

Ackert, J. E. (1917). A Means of Transmitting the Fowl Nematode, Heterakis papillosa Bloch. Science, 46, 394.

Balcioglu, I. C., Kurt, O., Limoncu, M. E., Dinc, G., Gumus, M., Kilimcioglu, A. A.,

Kayran, E. and Ozbilgin, A. (2007). Rural Life, Lower Socioeconomic Status and Parasitic Infections. Parasitology International, 56, 129-133.

Becker, R. E. (1933). Two Observations on Helminths. Transactions of the American

Microscopical Society, 52, 361-362. Bradley, R. E. and Reid, W. M. (1966). Histomonas meleagridis and Several Bacteria as

Agents of Infectious Enterohepatitis in Gnobiotic Turkeys. Experimental Parasitology, 19, 91.

Burrows, R. B. and Swerdlow, M. A. (1956). Enterobius-vermicularis as a Probable Vector

of Dientamoeba-fragilis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 5, 258-265.

Callait-Cardinal, M. P., Chauve, C., Reynaud, M. C., Alogninouwa, T. and Zenner, L.

(2006). Infectivity of Histomonas meleagridis in Ducks. Avian Pathology, 35, 109-111.

Cerva, L., Schrottenbaum, M. and Kliment, V. (1991). Intestinal Parasites - a Study

of Human Appendixes. Folia Parasitologica, 38, 5-9. Chappel, L. R. (1973). Effect of Histomonas-meleagridis on Development of Eimeria-

tenella. Journal of Parasitology, 59, 637-643. Chute, A. M. and Lund, E. E. (1974). Heterakis-gallinarum in Guinea Fowl, Numida-

meleagris: Survival and Comparative Potential for Transmitting Histomonas-meleagridis. Experimental Parasitology, 35, 102-109.

Cortes, P. L., Chin, R. P., Bland, M. C., Crespo, R. and Shivaprasad, H. L. (2004).

Histomoniasis in the Bursa of Fabricius of Chickens. Avian Diseases, 48, 711-715. Crotti, D., Sensi, M., Crotti, S., Grelloni, V. and Manuali, E. (2007). Dientamoeba fragilis

in Swine Population: A Preliminary Investigation. Veterinary Parasitology, 145, 349-351.

Davidson, W. R., Doster, G. L. and McGhee, M. B. (1978). Failure of Heterakis bonasae

to Transmit Histomonas meleagridis. Avian Diseases, 22, 627-632. Dobell, C. (1940). Researches on the Intestinal Protozoa of Monkeys and Man. Parasitology,

32, 417-461.

25

Gerbod, D., Edgcomb, V. P., Noel, C., Zenner, L., Wintjens, R., Delgado-Viscogliosi, P., Holder, M. E., Sogin, M. L. and Viscogliosi, E. (2001). Phylogenetic Position of the Trichomonad Parasite of Turkeys, Histomonas meleagridis (Smith) Tyzzer, Inferred from Small Subunit rRNA Sequence. Journal of Eukaryotic Microbiology, 48, 498-504.

Gibbs, B. J. (1962). Occurence of Protozoan Parasite Histomonas-meleagridis in Adults

and Eggs of Cecal Worm Heterakis-gallinae. Journal of Protozoology, 9, 288. Girginkardesler, N., Kurt, O., Kilimcioglu, A. A. a nd Ok, U. Z. (2008). Transmission

of Dientamoeba fragilis: Evaluation of the Role of Enterobius vermicularis. Parasitology International, 57, 72-75.

Graybill, H. W. (1921). The Incidence of Blackhead and Occurence of Heterakis papillosa

in a Flock of Artificially Reared Turkeys. Journal of Experimental Medicine, 33, 667-673.

Graybill, H. W. and Smith, T. (1920). Production of Fatal Blackhead in Turkeys by Feeding

Embryonated Eggs of Heterakis papillosa. Journal of Experimental Medicine, 34, 647-662.

Haughwout, F. G. and Horrilleno, F. S. (1920). The Intestinal Animal Parasites Found

in One Hundred Sick Filipino Children. Philippine Journal of Science, 16, 1-73. Hess, M., Grabensteiner, E. and Liebhart, D. (2006). Rapid Transmission of the Protozoan

Parasite Histomonas meleagridis in Turkeys and Specific Pathogen Free Chickens Following Cloacal Infection with a Mono-eukaryotic Culture. Avian Pathology, 35, 280-231.

Hu, J. H., Fuller, L. and McDougald, L. R. (2004). Infection of Turkeys with Histomonas

meleagridis by the Cloacal Drop Method. Avian Diseases, 48, 746-750. Hu, J. H. and McDougald, L. R. (2003). Direct Lateral Transmission of Histomonas

meleagridis in Turkeys. Avian Diseases, 47, 489-492. Hunninen, A. V. and Cable, R. M. (1942). Studies on Deropristis inflata (Molin), its Life

History and Affinities to Trematodes of Family Acanthocolpidae. The Biological Bulletin, 82, 292-312.

Hunninen, A. V. and Wichterman, R. (1938). A Species of Hexamita (Protozoa,

Mastigophora) Found in the Reproductive Systems of Deropristis inflata (Trematoda) from Marine Eels. The Journal of Parasitology, 24, 95-101.

Johnson, E. H., Windsor, J. J. and Clark, C. G. (2004). Emerging from Obscurity:

Biological, Clinical, and Diagnostic Aspects of Dientamoeba fragilis. Clinical Microbiology Reviews, 17, 553.

Kean, B. H. and Malloch, C. L. (1966). Neglected Ameba - Dientamoeba fragilis - a Report

of 100 Pure Infections. American Journal of Digestive Diseases, 11, 735.

26

Kemp, R. L. and Franson, J. C. (1975). Transmission of Histomonas-meleagridis to Domestic Fowl by Means of Earthworms Recovered from Pheasant Yard Soil. Avian Diseases, 19, 741-744.

Kim, J. S., Lee, H. Y. and Ahn, Y. K. (1991). Prevalence of Enterobius vermicularis

Infection and Preventive Effects of Mass Treatment among Children in Rural and Urban Areas, and Children in Orphanages. The Korean journal of parasitology, 29, 235-243.

Lund, E. E. (1956). Oral Transmission of Histomonas in Turkeys. Poultry Science, 35, 900-

904. Lund, E. E. and Chute, A. M. (1971). Bobwhite, Colinus virginianus, as Host for Heterakis

and Histomonas. Journal of Wildlife Diseases, 7, 70-75. Lund, E. E. and Chute, A. M. (1972a). Heterakis and Histomonas Infections in Young

Peafowl, Compared to Such Infections in Pheasants, Chickens, and Turkeys. Journal of Wildlife Diseases, 8, 352-358.

Lund, E. E. and Chute, A. M. (1972b). Ring-Necked Pheasant (Phasianus-colchicus-

torquatus) as a Host for Heterakis-gallinarum and Histomonas-meleagridis. American Midland Naturalist, 87, 1.

Lund, E. E., Wehr, E. E. and Ellis, D. J. (1966). Earthworm Transmission of Heterakis

and Histomonas to Turkeys and Chickens. Journal of Parasitology, 52, 899. McDougald, L. R. (2005). Blackhead Disease (Histomoniasis) in Poultry: A Critical Review.

Avian Diseases, 49, 462-476. McDougald, L. R. and Fuller, L. (2005). Blackhead Disease in Turkeys: Direct

Transmission of Histomonas meleagridis from Bird to Bird in a Laboratory Model. Avian Diseases, 49, 328-331.

Menghi, C. I., Makiya, R., Gatta, C. L. and Mendez, O. C. (2005). Dientamoeba fragilis:

Molecular Biology Techniques for the Elucidation of its Mode of Transmission. Parasitología latinoamericana, 60, 25-31.

Nematian, J., Nematian, E., Gholamrezanezhad, A. and Asgari, A. A. (2004). Prevalence

of Intestinal Parasitic Infections and Their Relation with Socio-economic Factors and Hygienic Habits in Tehran Primary School Students. Acta Tropica, 92, 179-186.

Norton, R. A., Clark, F. D. and Beasley, J. N. (1999). An Outbreak of Histomoniasis

in Turkeys Infected with a Moderate Level of Ascaridia dissimilis but No Heterakis gallinarum. Avian Diseases, 43, 342-348.

Ockert, G. (1972). Epidemiology of Dientamoeba-fragilis Jepps et Dobell 1918.

1. Distribution of Species on Children. Journal of Hygiene Epidemiology Microbiology and Immunology, 16, 213.

27

Ockert, G. (1975). Problem of Epidemiology of Dientamoeba-fragilis Jepps et Dobell, 1918. 3. Further Attempts to Transfer Enterobius vermicularis through Eggs. Journal of Hygiene Epidemiology Microbiology and Immunology, 19, 17-21.

Ockert, G. and Schmidt, T. (1976). Problem of Dientamoeba fragilis Epidemiology Jepps

and Dobell, 1918. 4. Dientamoeba fragilis Proof in Enterobius vermicularis Eggs by Determining Isoelectric Point. Journal of Hygiene Epidemiology Microbiology and Immunology, 20, 76.

Ohara, T. and Reid, W. M. (1961). Histomoniasis in Chickens: Age of Gratest

Susceptibility and Pathogenicity Studies. Avian Diseases, 5, 355-361. Ok, U. Z., Ertan, P., Limoncu, E., Ece, A. and Ozbakkaloglu, B. (1999). Relationship

between Pinworm and Urinary Tract Infections in Young Girls. Acta Pathologica, Microbiologica et Immunologica Scandinavica, 107, 474-476.

Preiss, U., Ockert, G., Bromme, S. and Otto, A. (1990). Dientamoeba-fragilis Infection,

a Cause of Gastrointestinal Symptoms in Childhood. Klinische Padiatrie, 202, 120-123.

Sorvari, R. and Sorvari, T. E. (1977). Bursa Fabricii as a Peripheral Lymphoid Organ.

Transport of Various Materials from Anal Lips to Bursal Lymphoid Follicles with Reference to its Immunological Importance. Immunology, 32, 499-505.

Springer, W. T., Johnson, J. and Reid, W. M. (1969). Transmission of Histomoniasis with

Male Heterakis gallinarum (Nematoda). Parasitology, 59, 401. Stark, D., Beebe, N., Marriott, D., Ellis, J. and Harkness, J. (2005). Prospective Study

of the Prevalence, Genotyping, and Clinical Relevance of Dientamoeba fragilis Infections in an Australian Population. Journal of Clinical Microbiology, 43, 2718-2723.

Stark, D., Phillips, O., Peckett, D., Munro, U., Marriott, D., Harkness, J. and Ellis, J.

(2008). Gorillas are a Host for Dientamoeba fragilis: An Update on the Life Cycle and Host Distribution. Veterinary Parasitology, 151, 21-26.

Sukanahaketu, S. (1977). Presence of Dientamoeba-fragilis in Ascaris-lumbricoides Ova:

the First Report from Thailand. Journal of the Medical Association of Thailand, 60, 256-258.

Svensson, M. R. (1928). A Survey of Human Intestinal Protozoa in Sweden and Finland.

(A Preliminary Report). Parasitology, 20, 237-249. Theiler, H. and Farber, M. S. (1936). Trichomonas muris, Parasitic in the Oxyurid

Nematodes, Aspicularis tetraptera and Syphacia obvelata, from White Mice. Parasitology, 28, 149-160.

Wenrich, D. H. (1944). Studies on Dientamoeba fragilis (Protozoa). IV. Further

Observations, with an Outline of Present Day Knowledge of this Species. Journal of Parasitology, 30, 322-338.

28

Yang, J. and Scholten, T. (1977). Dientamoeba-fragilis - Review with Notes on its

Epidemiology, Pathogenicity, Mode of Transmission, and Diagnosis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 26, 16-22.

Zaragatzki, E., Hess, M., Grabensteiner, E., Abdel-Ghaffar, F., Al-Rasheid, K. A. S. and

Mehlhorn, H. (2010). Light and Transmission Electron Microscopic Studies on the Encystation of Histomonas meleagridis. Parasitology Research, 106, 977-983.

29

8 Přílohy

Obr. 1 Elektronmikroskopický snímek dvoujaderného trofozoita prvoka Dientamoeba fragilis. Zvětšení 25,000x. TV - trávicí vakuola, J - jádro, Š – škrobové zrno. (upraveno podle Johnson et al., 2004)

Obr. 2 Elektronmikroskopický snímek améboidního stadia prvoka Histomonas meleagridis. Zvětšení 10,000x. BP – buněčný povrch, P – panožka, J – jádro, JM – jaderná membrána, GA – Golgiho aparát, H – hydrogenozom, V – vakuola, B – bakterie, GG – granule glykogenu. (upraveno podle Zaragatzki et al., 2010)