WANDERLEY RODRIGUES BASTOS

MÉTODOS DE DIGESTÃO UTILIZANDO MICROONDAS

PARA DETERMINAÇÃO AUTOMATIZADA DE Hg EM

AMOSTRAS AMBIENTAIS E HUMANAS:

IMPLANTAÇÃO DE LABORATÓRIOS E AVALIAÇÃO

DA QUALIDADE ANALÍTICA.

TESE SUBMETIDA À UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO

VISANDO OBTENÇÃO DO GRAU DE MESTRE EM CIÊNCIAS

BIOLÓGICAS (BIOFÍSICA)

UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO

CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE

INSTITUTO DE BIOFÍSICA CARLOS CHAGAS FILHO

1997

ii

Ficha Catalográfica

Bastos, Wanderley R.

Métodos de digestão utilizando microondas para determinação

automatizada de Hg em amostras ambientais e humanas: Implantação

de laboratórios e avaliação da qualidade analítica.

Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho

Universidade Federal do Rio de Janeiro, 1997, xvii, 100 p.

Tese: Mestrado em Ciências Biológicas (Biofísica)

Orientador: Dr. Olaf Malm

1. Mercúrio 2. Microondas

3. Digestão 4. Metodologia

iii

Com quem tomou conselho, para que lhe desse

entendimento, e lhe mostrasse as veredas do juízo, e lhe

ensinasse sabedoria, e lhe fizesse notório o caminho da

ciência?

Levantai ao alto os vossos olhos e vede quem criou estas

coisas?

Aquele que faz sair o seu exército de estrelas, todas bem

contadas, as quais ele chama pelos seus nomes; por ser ele

grande em força e forte em poder, nem uma só venha faltar.

Isaías 40

iv

ÍNDICE

Página

Agradecimentos vii

Apresentação ix

Lista de tabelas x

Lista de figuras xi

Lista de símbolos xiii

Resumo xv

Abstract xvi

Objetivos do trabalho xvii

I. INTRODUÇÃO 01

I.1. O mercúrio 01

I.2. O mercúrio no meio ambiente 02

I.3. O mercúrio na Amazônia 03

I.4. Laboratórios da Amazônia 04

I.5. Métodos analíticos 06

I.5.1. Métodos tradicionais de digestão 06

I.5.2. Digestão por microondas 07

I.5.3. Determinação de mercúrio 08

I.6. Amostras ambientais e humanas de importância para moni-

toração 09

I.6.1. Solo 09

I.6.2. Sedimento 09

I.6.3. Peixe 09

I.6.4. Urina 10

I.6.5. Cabelo 10

I.6.6. Sangue 11

I.7. Controle de qualidade 11

II. MATERIAIS E MÉTODOS 12

v

II.1. Limpeza de materiais 12

II.2. Produção de água ultra-pura 12

II.3. Reagentes e soluções 12

II.3.1. Reagentes 12

II.3.2. Solução de KMnO4 5% 13

II.3.3. Solução de NH2OH.HCl 12% 13

II.3.4. Solução de H2SO4:HNO3 (1:1) 14

II.3.5. Solução analítica para determinação de Hg 14

II.3.6. Solução de HCl 3% 14

II.3.7. Solução de NaBH4 0,2% 14

II.3.8. Solução de EDTA 0,01% 15

II.4. Principais equipamentos 15

II.4.1. Descrição do forno de microondas e sua opera-

ção 15

II.4.2. Descrição do Flow Injection Mercury System (FIMS) 16

II.4.3. Condições de otimização da técnica FIMS 17

II.5. Riscos de contaminação de amostras e reagentes 18

II.6. Amostragens e metodologias de digestão 18

II.6.1. Solo e sedimento 18

II.6.1.1. Descrição da técnica desenvolvida 19

II.6.2. Peixe 20

II.6.3. Urina 22

II.6.3.1. Descrição da técnica desenvolvida 25

II.6.4. Cabelo 26

II.6.4.1. Descrição da técnica desenvolvida 26

II.6.5. Sangue 28

II.7. Controle de qualidade analítico 29

II.7.1. Programa de exercício de intercalibração 29

II.7.2. Amostras de referência certificada e “interna” 30

II.7.3. Amostra de “referência interna” de peixe 31

II.7.4. Amostra de “referência interna” de cabelo 32

II.7.5. Amostra de “referência interna” de sedimento e

solo 32

vi

II. 8. Limite de Detecção das Técnicas (LDT) 32

II. 9. Implantação dos laboratórios na Amazônia 33

III. RESULTADOS E DISCUSSÃO 34

III.1. Técnica de padronização interna 34

III.2. Resultados de solo e sedimento 35

III.3. Resultados de peixe 39

III.4. Resultados de urina 45

III.5. Resultados de cabelo 52

III.6. Resultados de sangue 60

III.7. Limite de detecção das técnicas 62

III.8 Dificuldades e desempenho dos laboratórios implantados 63

IV. CONCLUSÕES 65

V. REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFICAS 67

APÊNDICE 1 - Manual de procedimentos dos laboratórios de Hg 73

APÊNDICE 2 - Tabelas com resultados dos laboratórios 83

vii

AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus por mais esta conquista.

Ao Prof. Wolf pela oportunidade, apoio, orientação e amizade, não só

durante a realização deste trabalho, mas sim pelos 18 anos de convívio sob

sua coordenação no Laboratório de Radioisótopos EPF.

Ao Prof. Olaf Malm pela orientação e companheirismo nas inúmeras

viagens a região Amazônica.

Ao Prof. Penna Franca pelo interesse e questionamentos durante o

desenrolar deste trabalho.

A Profra. Mirian Brugnara pelos incentivos desde a época da

graduação e pelas dicas, sugestões e correções durante a realização deste

trabalho.

Ao Prof. Jean Remy pela cuidadosa correção e pelas sempre

construtivas sugestões.

Ao Prof. Rodolfo Paranhos pelas importantes sugestões oferecidas.

A Cláudia Karez pelas correções da primeira etapa do manuscrito,

com pertinentes sugestões.

Aos Profes. Marlene Fizman, Helena Trindade e Nazyo Lobão, hoje já

aposentados, que influenciaram positivamente na minha formação.

Aos alunos do Laboratório de Radioisótopos: Alexandra, Elcia, Elisa,

Gilberto Amado, Helena, Jane, João Paulo, Leonardo, Luciana Andrade,

Luciana Pará, Mauro, Paulinha, Ricardo Bezerra, Romilda, Rosane Moraes,

que de alguma forma contribuíram para realização deste trabalho.

Ao amigão Ciro Alberto pela amizade e horas de estudos na sala 059.

Aos técnicos do LREPF Álvaro, Fábio, João Carlos, Júnior, Madalena

e Ricardo Tomás pela colaboração.

Aos amigos de sempre Márlon e Fefe pelo companheirismo e

amizade, valeu pela força.

Aos grandes amigos Carlão e Cristal pela força que sempre me

deram.

viii

Ao Dr. David Cleary, coordenador do Projeto Mercúrio na Amazônia,

por ter proporcionado toda a infra-estrutura para a instalação dos laboratórios

na Amazônia.

A Francisco, Guilherme, Ruth, Sandra, Socorro da Fundação

Esperança (FE) em Santarém-PA, pela dedicação aos treinamentos das

metodologias desenvolvidas neste trabalho e a todos os funcionários da

Fundação que de alguma forma contribuíram para o bom funcionamento

deste laboratório.

Um agradecimento especial a competente profissional Doralice Leão

responsável pelo laboratório da Fundação Esperança.

Aos grandes e eternos amigos Ene Glória e Priscila responsáveis pelo

laboratório da UNIR e por toda a infra-estrutura oferecida para as nossas

estadas na cidade de Porto Velho.

Aos professores, técnicos e alunos da UNIR, Prof. Dorisválder, Prof.

Jorge, Fabrício, Bia, Romilsom, Aprígio, Jucicleide e Marcelo.

Não poderia esquecer dos amigos Adauto e Samísia hoje na UFSE,

mas que no início do Projeto foram de suma importância para a implantação

do laboratório da UNIR.

As secretárias da pós-graduação Sandrinha e do departamento Edna

agradeço pela atenção e ajuda.

A Sandra, Marly e Jurema por terem sido de grande importância na

minha vida espiritual.

Ao mais recente amigo e irmão, grande Daniel.

Aos meus filhos Maria Thereza e Davi pelos momentos de

descontração.

Aos meus pais pelo apoio e incentivo em todos os momentos.

Aos amigos Ricardo (vovô), Aílton, André, Camacho, Carlos, Celso,

Serginhos (bundinha e da oficina) e Nilsinho Tagarela, pelos momentos de

descontração nas peladas e pescarias.

Ao CNPq, União Européia, Fundação Esperança, UNIR e UFRJ pelos

apoios logísticos e financeiros.

ix

APRESENTAÇÃO

Este trabalho teve como principal objetivo implantar laboratórios de

ponta na determinação de Hg na Amazônia. Para isso, desenvolveu-se

métodos de preparação de amostras ambientais e humanas utilizando-se de

técnicas mais recentes, propondo também, procedimentos de controle de

qualidade analítico de rotina.

Algumas dificuldades foram encontradas na implantação desses

laboratórios “amazônicos” que estão descritas mais adiante. Porém, o pleno

funcionamento destes valorizou os nossos esforços nestes últimos 3 anos.

x

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 1: Progr. do microondas para digestão de solo e sedimento 19

Tabela 2: Programação do microondas para digestão de peixe 21

Tabela 3: Progr. do microondas para digestão de urina 25

Tabela 4: Progr. do microondas para digestão de cabelo 27

Tabela 5: Progr. do microondas para digestão de sangue 28

Tabela 6: Resultados da padronização interna 34

Tabela 7: Resultados de sedimento de referência certificado 35

Tabela 8: Resultados de solo de “referência interna” 36

Tabela 9: Resultados de peixe de referência certificada 39

Tabela 10: Resultados de peixe de “referência interna” 40

Tabela 11: Resultado da eficiência da técnica de urina 45

Tabela 12: Resultados de urina do CTQ e FE no ano de 1994 46

Tabela 13: Resultados de urina do CTQ e FE no ano de 1995 47

Tabela 14: Resultados de urina do CTQ e FE no ano de 1996 48

Tabela 15: Resultados de urina entre o PICC da Espanha e o LREPF 50

Tabela 16: Resultados da eficiência da técnica de cabelo 53

Tabela 17: Resultados de cabelo entre o OHS-Canadá e o LREPF 53

Tabela 18: Resultados da eficiência da técnica de sangue 60

Tabela 19: Valores dos limites de detecção das técnicas 62

Tabela 20: Produção analítica dos laboratórios da Amazônia 64

xi

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 1: Mapa da região Amazônica 06

Figura 2: Esquema da técnica de solo e sedimento desenvolvida 20

Figura 3: Esquema da técnica de peixe desenvolvida 21

Figura 4: Esquema da técnica dinamarquesa de urina 23

Figura 5: Esquema da técnica de urina tradicional do LREPF 24

Figura 6: Esquema da técnica de urina desenvolvida 26

Figura 7: Esquema da técnica de cabelo desenvolvida 27

Figura 8: Esquema da técnica de sangue desenvolvida 29

Figura 9: Correlação entre as técnicas FIMS e VGA (solo e sedimento) 37

Figura 10: Desempenho do LREPF na amostra de solo APSL-4289 38

Figura 11: Desempenho do LREPF em sedimento APSD-4288 38

Figura 12: Desempenho do LREPF na amostra de solo APSL-4290 39

Figura 13: Desempenho da FE na amostra de peixe APPX-2960 40

Figura 14: Desempenho da UNIR na amostra de peixe APPX-2960 41

Figura 15: Desempenho da UNIR na amostra de peixe APPX-2958 42

Figura 16: Desempenho do LREPF na amostra de peixe APPX-2960 42

Figura 17: Desempenho do LREPF na amostra de peixe APPX-2958 43

Figura 18: Correlação entre FE e UNIR em amostras de peixe 44

Figura 19: Correlação entre LREPF e UNIR em amostras de peixe 44

Figura 20: Correlação entre o CTQ e a FE em amostras de urina 49

Figura 21: Correlação entre o PICC e LREPF em amostras de urina 51

Figura 22: Correlação entre Odense, FE e LREPF em análise de urina 52

Figura 23: Correlação entre OHS-Canadá e LREPF em cabelo 54

Figura 24: Desempenho da FE em cabelo certificado (IAEA-085) 54

Figura 25: Desempenho da FE em cabelo certificado (IEAE086) 55

Figura 26: Desempenho da FE em análise de cabelo (RFCB-5486) 55

Figura 27: Desempenho da FE em análise de cabelo (RFCB-5487) 56

Figura 28: Correlação entre a FE e LREPF em amostras de cabelo 57

Figura 29: Correlação entre Odense e a FE em amostras de cabelo 58

xii

Figura 30: Desempenho do LREPF em cabelo certificado (IAEA-085) 59

Figura 31: Desempenho do LREPF em cabelo certificado (IAEA-086) 59

Figura 32: Desempenho do LREPF em cabelo (RFCB-5487) 60

Figura 33: Correlação entre o CTQ e a FE em amostras de sangue (95) 61

Figura 34: Correlação entre o CTQ e a FE em amostras de sangue (96) 62

xiii

LISTA DE SÍMBOLOS

Ag - Prata

APPX - Amapá Peixe

APSD - Amapá Sedimento

APSL - Amapá Solo

AS - Auto Sampler

Au - Ouro

CENA - Centro de Energia Nuclear para Agricultura

CTQ - Centre de Toxicologie de Québèc

Cu - Cobre

CV-AAS - Cold Vapor - Atomic Absorption Spectrofotometer

D.P. - Desvio Padrão

ECET - European Commission Environmental Institute

FE - Fundação Esperança

FIAS - Flow Injection Automatic System

FIMS - Flow Injection Mercury System

GKSS - GKSS Research

Hg - Mercúrio

HgS - Sulfeto de Mercúrio

IAEA - International Atomic Energy Agency

IBCCF°°°° - Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho

ICP - Inductively Coupled Plasma

IPEN - Instituto de Pesquisas Energéticas

LDT - Limite de Detecção da Técnica

LDV - Lined Digestion Vessel

LREPF - Laboratório de Radioisótopos Eduardo Penna Franca

M - Molar

m - Média

MeHg - Metil Mercúrio

MHz - Megahertz

mm - milímetro

xiv

NIES - National Institute for Environmental Studies

NIST - National Institute of Standards and Technology

nm - nanômetro

OHS - Occupational Health Services

PA - Pará

PICC - Programa Interlaboratórios de Control de Calidad

PVC - Cloreto de Polivinila

RFCB - Referência Cabelo

RO - Rondônia

Sn - Estanho

UFRJ - Universidade Federal do Rio de Janeiro

UNESP - Universidade Estadual Paulista

UNIR - Universidade Federal de Rondônia

VGA - Vapor Generation Acessory

xv

RESUMO

No presente trabalho são apresentados métodos de preparação de

matrizes biológicas e não biológicas para a determinação da concentração

total de Hg, utilizando a digestão de amostras em forno de microondas e a

determinação automatizada de Hg por geração de vapor frio, acoplado a um

espectrofotômetro de absorção atômica.

Foram desenvolvidos métodos de solubilização para a determinação

de Hg total em amostras ambientais (peixe, sedimento e solo) e humanas

(urina, sangue e cabelo). Os métodos consistem basicamente na utilização

de frascos de Teflon hermeticamente fechados, com adição de reagentes

oxidantes agressivos e ação de microondas como fonte de energia.

A mineralização das amostras em sistemas fechados oferece menor

risco de contaminação, com maior rapidez e eficiência. Parte das amostras

foram concomitantemente digeridas e analisadas pelo método tradicional de

digestão em placa quente, já devidamente intercalibrado e estabelecido no

Laboratório de Radioisótopos Eduardo Penna Franca da Universidade

Federal do Rio de Janeiro (LREPF-UFRJ), onde foi realizado este trabalho.

Após esta etapa de comparação dos métodos, amostras de referência

certificadas foram analisadas, e a participação em exercícios de

intercalibração garantiu a confiabilidade analítica.

Durante esta tese, os métodos desenvolvidos e os procedimentos de

avaliação da qualidade analítica, foram também implantados em dois

laboratórios na Amazônia (UNIR, em Porto Velho-RO e FE, em Santarém-

PA).

xvi

ABSTRACT

Methods for microwave digestion of biological and non biological

samples were established for the automated determination of total mercury

(Hg) by cold-vapor atomic absorption spectrophotometer.

Techniques for solubilization of Hg in environmental (fish, sediments

and soils) and human (urine, blood and hair) samples were developed, using

hermetically closed Teflon (PTFE) flasks, under microwave energy and strong

oxidant reagents.

Mineralization in closed systems offers less risk of contamination,

associated with high efficiency and speed. Some samples were also analyzed

by traditional methods already established at Laboratório de Radioisótopos

Eduardo Penna Franca, Universidade Federal do Rio de Janeiro (LREPF-

UFRJ), where this work was performed. After comparison of methods,

reference and certified samples were extensively used, and analytical

interlaboratory exercises were regularly performed to ensure analytical

quality.

The analytical methods and the quality control procedures developed

during this thesis were also implemented in two laboratories in the Amazon

Region (UNIR in Porto Velho city, RO and FE in Santarém city, PA).

xvii

OBJETIVOS

• Estabelecer métodos rápidos e seguros para digestão de amostras

ambientais e humanas utilizando sistemas fechados assistidos por

microondas.

• Otimizar a determinação de Hg em um sistema automatizado por geração

de vapor frio com injeção de fluxo acoplado a um espectrofotômetro de

absorção atômica dedicado.

• Desenvolver procedimento de rotina para avaliação da qualidade analítica

na determinação de Hg em matrizes biológicas e geológicas.

• Implantar laboratórios na Amazônia e promover treinamentos para

capacitação técnica de pesquisadores e técnicos da região.

I. INTRODUÇÃO

I.1.O Mercúrio

O mercúrio (Hg), tem atraído a atenção de filósofos e cientistas por

mais de 3 milênios (Schuller & Egan, 1976). por suas propriedades únicas: é

um metal líquido à temperatura ambiente (ponto de fusão -38,89 °C; ponto de

ebulição 357,25 °C), tem alta densidade (13,5 g.mL-1), alta tensão superficial,

alta condutividade térmica e volatilidade, capacidade de solubilizar vários

metais formando amálgamas e, principalmente, por sua toxicidade. Ocorre na

natureza na forma do minério cinábrio (HgS), extraído principalmente em

minas da Espanha, Iugoslávia, Rússia, Itália, Japão e México (Nriagu, 1979).

Vem sendo utilizado na medicina desde a época dos egípcios como

cicatrizante, anti-séptico e no tratamento de piolhos, sarna, impetico e

coceiras (D’Itri & D’Itri, 1977). Na China e Europa, desde a Idade Média até

meados deste século, o vapor de Hg foi bastante utilizado no tratamento da

sífilis, popularizado por Paracelsus (Almkvist, 1929; Rosen, 1943 apud Ure,

1975).

As propriedades físico-químicas do Hg e de seus compostos são

utilizadas pelo Homem desde longa data, em uma infinidade de aplicações.

O Hg tornou-se de grande importância na nossa vida diária, quase

insubstituível em suas importantes aplicações. Hoje, compostos orgânicos e

inorgânicos deste metal são utilizados como catalisadores na indústria

petroquímica e anti-sépticos na medicina. Alguns de seus compostos foram,

até a década de 70, intensamente utilizados como fungicidas na agricultura,

tendo sido este uso posteriormente proibido. Sua forma metálica tem

utilização universal na fabricação de termômetros, barômetros, manômetros,

baterias e outros componentes elétricos e eletrônicos (Andren & Nriagu,

1979). Por sua característica de amalgamar outros metais, é usado em

restaurações dentárias com Ag, Cu e Sn, na indústria de produção de cloro e

soda e, na mineração, onde é utilizado como base para a extração do ouro

em garimpos artesanais.

2

A relação do Homem com o Hg é antiga, mas nem sempre foi pacífica

ou isenta de riscos. Seus efeitos tóxicos já eram conhecidos por Galeno,

Hipócrates e Plínio (Winship, 1985).

I.2. O Mercúrio no meio ambiente

A presença de Hg no ambiente pode ser proveniente de fontes natural,

como intemperismo, degaseificação da crosta e atividade vulcânica. Cerca

de 230t de Hg/ano são liberadas no meio ambiente através de processos

naturais de lixiviação das rochas (Joensuu, 1971).

A principal fonte antropogênica de Hg provêm da atividade industrial.

As indústrias de cloro-soda, de equipamentos elétricos e de tintas são as

maiores consumidoras, representando mais da metade do consumo total

deste elemento.

Ao ser lançado no meio ambiente o Hg, em suas várias formas

químicas, pode ser transportado pelo vento, poeira, chuva e/ou drenagem

dos rios (Miller, 1979).

Nos ambientes aquáticos, o Hg, em quase todas as suas formas, sofre

transformações físicas, químicas e biológicas, podendo, inclusive, tornar-se

disponível para a biota. A metilação em sedimentos de rios, lagos e outros

cursos d’água constitui-se num meio significativo para a entrada do Hg na

cadeia alimentar, podendo representar um perigo potencial com sua chegada

até o Homem.

Os lançamentos de Hg no meio ambiente já causaram grandes

problemas de contaminação em populações humanas, como o clássico

acidente ocorrido na década de 50 na Baía de Minamata no Japão, onde

cerca de 1200 pessoas morreram e várias outras adquiriram deficiências

físicas ao se alimentarem de peixes e moluscos contaminados por

metilmercúrio proveniente de despejos industriais (Rimoli, 1988).

No Iraque, em meados da década de 60, milhares de pessoas se

intoxicaram ao consumir sementes, destinadas ao plantio, tratadas com

fungicidas organomercuriais (Bakir et al, 1973). Casos semelhantes surgiram

3

nos anos seguintes na Guatemala, Paquistão, USA, Gana e Iugoslávia

(Takizawa, 1979).

I.3. Mercúrio na Amazônia

No Brasil, os garimpos de ouro da Amazônia são as principais fontes

de lançamentos de Hg para o ambiente. Foi a partir de meados da década de

70 que este metal passou a ser utilizado intensivamente na região

Amazônica, representando desde então a principal fonte de Hg no meio

ambiente brasileiro. Segundo estimativas de Ferreira e Appel (1990) a média

anual de Hg consumido na mineração brasileira, na última década, foi de

137 t. Nos garimpos de ouro, o Hg metálico é usado no processo de

amalgamação do ouro em concentrados gravimétricos de solo ou sedimento,

sendo que a quantidade utilizada para amalgamar o ouro depende da técnica

de extração empregada (Pfeiffer & Lacerda, 1988). Neste processo, ocorrem

perdas de Hg metálico para o meio ambiente, tanto na sua fase líquida, para

os corpos d’água e aterros com resíduos de mineração (arroto), como na

fase de vapor para atmosfera, no processo de queima do amálgama, sendo

este último o que representa o maior percentual de Hg (perdido no processo)

emitido para o meio ambiente.

A Amazônia teve seu ápice na atividade garimpeira de ouro nas

décadas de 70 e 80, criando reservas em uma área aproximada de 16,7

milhões de hectares (Câmara & Couto, 1993), sendo as bacias dos rios

Tapajós e Madeira as mais exploradas. Segundo estimativas (Pfeiffer &

Lacerda, 1988), os lançamentos de Hg para a bacia do rio Madeira oscilaram

entre 10 e 50 t por ano durante as duas últimas décadas. Na bacia do rio

Tapajós, estimativas estão na faixa de 80 a 250 t de Hg por ano entre os

anos 80 e 90 (Malm, 1991). O início da exploração de ouro ocorreu no final

da década de 50, na bacia do Rio Tapajós, sendo o "boom" da corrida do

ouro nos anos 70 e 80, com este último período atingindo também a bacia do

rio Madeira.

4

Vários estudos têm sido realizados na região Amazônica para

identificar as áreas mais contaminadas por este metal e, principalmente, sua

acumulação pela biota aquática e sua chegada até o homem (Lacerda et al,

1987; Pfeiffer et al, 1989; Martinelli et al, 1988; Reuther, 1987; Lacerda et al,

1988; Lacerda & Salomons, 1991; Hacon, 1991 e Malm et al, 1990).

Atualmente, a atividade garimpeira na região apresenta uma grande

redução, diminuindo consequentemente os lançamentos de Hg para o

ambiente. Porém, a quantidade total de Hg introduzido na Amazônia nas

últimas décadas, suas diferentes formas de lançamento para atmosfera e

sistemas aquáticos, seus processos de biotransformação química e os de

bioacumulação e biomagnificação, justificam as incessantes investidas de

pesquisadores na região. Todos estes processos ambientais e humanos

relacionados ao ciclo do Hg vêm gerando crescente interesse científico e

sanitário, principalmente em regiões de clima tropical.

O grupo do Laboratório de Radioisótopos Eduardo Penna Franca

(LREPF), do Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho da Universidade

Federal do Rio de Janeiro (IBCCF°°°°-UFRJ), iniciou a avaliação da

contaminação por Hg na Amazônia em 1986, dando início ao

desenvolvimento e adaptações metodológicas para digestão e determinação

de Hg em matrizes biológicas e não biológicas (Malm et al, 1989). Este

envolvimento mostrou que problemas na aquisição, preservação e transporte

das amostras para os laboratórios (que geralmente ficam muito distantes)

podem dificultar ou impossibilitar as análises, limitando a quantidade de

material a ser coletado, ou mesmo a qualidade e abrangência dos estudos.

I.4. Laboratórios da Amazônia

Iniciou-se em 1994 um projeto financiado pela União Européia (Projeto

Mercúrio N° B75041/I/93/15- Contaminação por Hg pela mineração de ouro

nas bacias dos rios Tapajós e Madeira, Amazônia Brasileira) em que uma

das etapas foi implementar dois laboratórios de alto nível para determinação

de Hg na região Amazônica (Figura 1) e capacitar técnica e analiticamente os

pesquisadores locais (Bastos et al, 1996 e Bastos et al, 1997). Dois locais

5

foram selecionados: um na Fundação Esperança (FE) em Santarém-PA e o

outro na Universidade Federal de Rondônia (UNIR) em Porto Velho-RO,

tornando-os de grande importância para a implantação de novos grupos de

estudos da contaminação por Hg na região norte do país.

A figura 1 identifica as duas bacias hidrográficas da Amazônia (rios

Madeira e Tapajós) em questão e, nelas, os locais onde foram instalados os

laboratórios, evidenciando também as áreas mais exploradas pela atividade

garimpeira de ouro. O grupo do LREPF° tem sua participação neste projeto

no suporte técnico e no desenvolvimento de métodos, treinamento de

pessoal e controle de qualidade analítico.

O laboratório de Hg da FE, situa-se na cidade de Santarém, região

central da Amazônia, no estado do Pará. A Fundação Esperança é uma

instituição não governamental que presta assistência médica e social há mais

de 20 anos para a população ribeirinha do rio Tapajós e cidades

circunvizinhas. Santarém foi um importante centro de comércio de ouro e

representa um local estratégico para estudos do Hg. Este laboratório,

inicialmente, teve como principal finalidade analisar amostras de urina,

sangue e cabelo da população exposta ao Hg proveniente dos garimpos e

lojas de comercialização de ouro da região.

Durante aproximadamente 15 anos, uma intensa atividade mineira

ocorreu no rio Madeira, sendo uma das regiões da Amazônia mais estudadas

quanto à contaminação por Hg. O laboratório de Hg da UNIR foi instalado em

meados de 1994, quando se iniciou o treinamento de pessoal para a

utilização das técnicas para a determinação de Hg. Localiza-se no campus

da Universidade Federal de Rondônia na cidade de Porto Velho, às margens

do rio Madeira, sudoeste da Amazônia. Devido à sua localização, poderá

servir de laboratório suporte nas avaliações de outras bacias próximas, uma

vez que, no momento, atua em avaliações de alguns tributários do rio

Madeira, como o rio Jamari e Jaciparaná, em amostras ambientais como

peixes, solos e sedimento.

6

#

#

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#

Alta Floresta (AF)

Santarém

(SA

Brasília Legal (BL)

Jacareacanga

Rio Teles

Itaituba (IT) RioTapajós

RioTapajós

Bacia do

Principais cidadesou vilas ribeirinhas

Brasil

Rio Amazonas

Principais áreas de garimpo

Fronteira InternacionalBolivia

Porto Velho

0 50 100

km

Bacia do

Rio Madeira

Manicoré (MA)

Humaitá (HU)

# Guajara-Mirim

Rio Madeira

Rio Rato (RR)

#

# Ponta de Pedra (PP)

#

Cach.Teotônio (TE)

Reserv. Samuel

Rio Jamari

Figura 1. Mapa da Região Amazônica evidenciando as cidade de Santarém-

PA, Porto Velho-RO e as áreas de maior atividade garimpeira (Malm et al,

1997).

I.5. Métodos analíticos

I.5.1. Métodos tradicionais de digestão

A digestão de alguns tipos de amostras para a determinação de Hg,

pode levar de algumas horas até dias para total solubilização, tornando-se

uma etapa demorada no procedimento analítico. Este processo, na maioria

dos casos, e realizado em sistemas abertos e com controle precário de

temperatura, aumentando assim, os riscos de perdas por volatilização e

contaminação das amostras, além de expor o meio ambiente a vapores

ácidos. Tais métodos utilizam equipamentos como banho-maria, blocos

digestores, placas aquecedoras, bombas de Teflon, entre outros. São

processos eficazes e ainda bastante utilizados, devido ao seu baixo custo.

7

A utilização de becher de vidro em placas aquecedoras é uma das

técnicas mais antigas na digestão de amostras para a determinação de

metais pesados, sendo usada há mais de 100 anos na prática de

solubilização de materiais. O baixo custo dos equipamentos é a principal

vantagem desta técnica. Contudo, os procedimentos de solubilização de

matrizes biológicas e geológicas têm evoluído para o uso de microondas. A

digestão por microondas é considerada uma técnica de alta eficiência para

determinação de elementos traço (Welz et al, 1992).

Além dos riscos mais evidentes de perda ou contaminação, deve-se

considerar a facilidade do Hg em permear materiais plásticos ou de borracha

(Guimarães, 1992), de modo que, os riscos de perdas e/ou contaminações

cruzadas podem ser significativos.

I.5.2. Digestão por Microondas

Microondas são radiações eletromagnéticas com energia abaixo da

região infravermelha e acima das ondas de rádio, com freqüência entre 300 e

300.000 MHz. A sua utilização na digestão ácida de materiais sólidos teve

início nos anos 70 (Abu-Ssamra et al, 1975).

Durante a emissão de microondas a principal troca de energia ocorre

entre o campo elétrico da radiação e as moléculas polares da água (Kingston

& Jassie, 1986). Os compostos polares absorvem a energia das microondas

rapidamente. A energia da radiação absorvida pelo material biológico e pelos

reagentes dentro do frasco hermeticamente fechado transforma-se em

energia cinética molecular promovendo, assim, aumento da temperatura e da

pressão, promovendo então, a digestão da amostra.

Os procedimentos de solubilização por microondas dependem do tipo

de equipamento utilizado, do material a ser digerido, massa da amostra, tipo

e número de frascos no carrossel, concentração e volume dos reagentes

adicionados (Fostier et al, 1995). A utilização de recipientes de Teflon

completamente transparentes às energias de microondas e hermeticamente

fechados, possibilita reter os elementos de interesse analítico, neste caso o

Hg. Já ácidos minerais, como HNO3, HCl, H2SO4 e HF absorvem as energias

8

de microondas muito facilmente, levando à completa solubilização das

amostras (Bastos et al, 1997).

I.5.3. Determinação de Mercúrio

A primeira investigação experimental do fenômeno da absorção

atômica e da fluorescência em vapor de Hg foi realizada por Wood em 1910

(Ure & Shand, 1974). Outras investigações foram feitas por Goss e Meyer

(1926); Hughes e Thomas (1927), Muller (1930) e Muller e Pringsheim

(1930). Woodson e colaboradores (1939) promoveram o primeiro

procedimento analítico utilizando absorção atômica para determinação de Hg

em ar e gases (Ure & Shand, 1974). Somente na década de 60 as técnicas

analíticas para determinação de Hg se tornaram rápidas e sensíveis o

suficiente para detectar traços de Hg em organismos e em diferentes

compartimentos ambientais (Malm, 1993).

A química analítica vem se aperfeiçoando muito nos últimos anos na

capacidade de determinação de Hg em diferentes matrizes: técnicas

analíticas como a espectrofotometria de absorção atômica com geração de

vapor (fluxo contínuo e injeção de fluxo), fluorescência atômica, polarografia,

ativação de neutrons, emissão atômica e outras, vêm evoluindo para

obtenção de maior sensibilidade, menor limite de detecção e melhor

reprodutibilidade. Hoje, existem equipamentos altamente sensíveis, capazes

de determinar concentrações de Hg à nível de ng.L-1 (parte por trilhão).

Atualmente, a espectrofotometria de absorção atômica com geração

de vapor frio (CV-AAS) vem sendo o método mais utilizado para grandes

rotinas analíticas, na determinação de Hg em amostras ambientais e

humanas, devido à evolução do processo de automação, bastante adaptável

a esta técnica. A técnica consiste na geração de Hg atômico por ação de um

redutor, e o carreamento do vapor atômico por aeração da solução reduzida

para uma célula de absorção (Campos e Curtis, 1990).

9

I.6. Amostras ambientais e humanas de importância para

monitoração

I.6.1. Solo

Estudos da distribuição, comportamento e mecanismos de transporte

do Hg no solo necessitam de uma amostragem no perfil vertical, rochas e

águas intersticiais. Inicialmente, necessita-se estabelecer o nível de

concentração natural do elemento no ambiente a ser avaliado. Para isto, a

coleta das amostras deve ocorrer em pontos onde não haja interferência do

Hg proveniente das emissões antropogênicas (Silva, 1993). A determinação

de Hg em solos é de grande importância para uma avaliação da dispersão

atmosférica e deposições úmidas e secas deste metal.

I.6.2. Sedimento

No caso da contaminação por Hg em sistemas aquáticos,

aproximadamente 98% do Hg se encontra nos sedimentos de fundo (Kudo

et al, 1977). Os sedimentos podem apresentar um quadro da dimensão da

contaminação, representando um verdadeiro histórico da contaminação,

através da determinação do teor de Hg nas diversas camadas dos perfis.

I.6.3. Peixe

A principal via de acesso do Hg ao homem, seja qual for a sua

utilização ou forma de liberação no ambiente é, quase exclusivamente,

através de organismos aquáticos, principalmente os peixes, na forma de

metilmercúrio (Malm, 1993). Os teores de Hg em peixes de elevado nível

trófico (carnívoros e piscívoros) são um parâmetro crítico para a monitoração

do nível de contaminação de um corpo d’água, pois são estes peixes que

apresentam as concentrações mais elevadas. Sua ingestão pelo homem

pode ser altamente crítica, principalmente quando rotineira, pois geralmente

mais de 85% do Hg total encontrado em peixes está na forma metilada, a

mais tóxica.

Um problema específico que deve ser considerado para certas

populações indígenas e ribeirinhas na região Amazônica, é que o elevado

10

consumo de peixe faz parte de sua cultura, além de ser a principal fonte

protéica.

1.6.4.Urina

A amostragem de urina deve ser realizada em indivíduos ou

populações expostas ao Hg metálico na fase de vapor como, por exemplo,

em garimpeiros de ouro, que freqüentemente queimam o amálgama Au-Hg;

trabalhadores das lojas de comercialização de ouro, onde ocorre a

volatilização de Hg para a atmosfera, na purificação do ouro e em operários

das indústrias de cloro-soda, onde há emanações de vapores de Hg em uma

das fases de produção. A excreção urinária do Hg é bastante variável ao

longo do dia. Por isto, tanto para os grupos expostos ocupacionalmente ao

metal como para os grupos controle, as coletas devem ser padronizadas,

coletando-se a primeira urina da manhã (desprezando-se o primeiro jato), no

início e no final de uma jornada de trabalho (40h/semana).

I.6.5. Cabelo

O cabelo é considerado de grande valia para a identificação de

contaminação e intoxicação de populações expostas ao metilmercúrio

contido principalmente em peixes. O seu uso como biomonitor já é bem

estabelecido e descrito na literatura (Renzoni, 1989). Tem como vantagens

fácil coleta e preservação e apresenta níveis de concentração mais altos do

que a urina e o sangue, facilitando a análise. Possibilita, ainda, um

levantamento histórico da exposição ao se analisar seqüencialmente ao

longo dos fios, uma vez que a velocidade de crescimento do cabelo é

razoavelmente constante, e a eliminação do Hg para o cabelo é proporcional

à concentração instantânea no sangue.

I.6.6. Sangue

O conteúdo de Hg no sangue relaciona-se com a exposição ao seu

vapor e com a ingestão de seus compostos. A meia-vida de MeHg no sangue

está em torno de 3 dias (Campos & Pivetta, 1993).

11

A amostragem de sangue é indicada quando há o aparecimento de

sintomas de intoxicação por Hg ou ainda em casos de altos níveis

encontrados em amostras de urina e/ou cabelo para confirmação da sua

forma química.

I.7. Controle de Qualidade

Para se trabalhar na determinação do Hg necessita-se de ambientes

limpos e isentos de poeiras e de equipamentos que contenham este metal,

tais como destiladores e termômetros, dentre outros. A união entre a limpeza

do ambiente de trabalho, a ausência de contaminação pelo metal e a pureza

dos reagentes utilizados na digestão é decisiva para um melhor limite de

detecção e maior sensibilidade da técnica. Objetiva-se, desta forma, menores

coeficientes de variação entre as réplicas e a obtenção do verdadeiro valor

da concentração na amostra (exatidão).

Uma forma de controle nas análises é a análise de uma amostra de

referência em cada batelada analítica sofrendo naturalmente, o mesmo

procedimento de digestão e determinação do elemento em questão (Horvat,

1997). Este procedimento é de grande importância mesmo que a amostra

utilizada não seja certificada, pois sendo-a de concentração conhecida, pode-

se ter controle de eventuais erros no referido procedimento.

Além desta forma de controle, a participação em programas de

exercícios de intercalibração entre vários grupos de diferentes países é de

grande importância para uma avaliação do desempenho analítico do

laboratório.

12

II. MATERIAIS E MÉTODOS

II.1. Limpeza do material

Para a descontaminação da vidraria, itens como bechers, balões

volumétricos, ponteiras, frascos de Teflon (lined digestion vessel-LDV) e de

polietileno para coleta de amostras, dentre outros, foram lavados em água

corrente, colocados por um pernoite em solução de detergente neutro 5%,

enxaguados com água ultra-pura e, em seguida, mais um pernoite em

solução de HNO3 5%. Após esta última etapa, foram enxaguados com água

ultra-pura e secos em estufa (±50°C) evitando-se exposição a poeiras. As

soluções de lavagem eram armazenadas em bacias plásticas com volume de

aproximadamente 15 litros, sendo renovadas a cada 30 dias.

Os frascos de Teflon do equipamento de microondas, após a sua

utilização, foram lavados com água corrente e em seguida imersos em

solução de HNO3 10% e fervidos por 2 horas, enxaguados com água ultra-

pura e secos em estufa a 50°C, este procedimento foi desenvolvido para

reduzir o tempo de descontaminação, mantendo-se a eficiência de limpeza.

II.2. Produção de água ultra-pura

A água utilizada inicialmente é filtrada em carvão ativo (Permution).

Em seguida, passa por um destilador (Biomatic-capacidade 5L/h), um

deionizador (Permution) e finalmente por um sistema de purificação milli-Q

(Millipore) com 4 cartuchos de resina trocadora de íons (Q-pak 2) e filtro de

0,22µm de porosidade.

II.3. Reagentes e soluções

II.3.1. Reagentes

HNO3 65% P.A. Merck (ácido nítrico)

HCl 37% P.A. Merck (ácido clorídrico)

13

H2SO4 96% P.A. Merck (ácido sulfúrico)

KMnO4 P.A. Merck (permanganato de potássio)

H2O2 30% P.A. Merck (peróxido de hidrogênio)

NH2OH.HCl P.A. Merck (cloridrato de hidroxilamina)

NaBH4 P.A. Merck (borohidreto de sódio)

(NH4)2C2O4 P.A. Merck (oxalato de amônia)

NaOH P.A. Merck (hidróxido de sódio)

C10H14N2O8Na2.2H2O P.A. Merck (ácido etilenodiamotetracético-EDTA)

K2Cr2O7 P.A. Merck (dicromato de potássio)

Hg(NO3)2 Merck (solução padrão de mercúrio - 1000 mg.L-1)

II.3.2. Solução de KMnO4 5%

Pesar 50 g de KMnO4 em um becher, adicionar aproximadamente 800

mL de água ultra-pura e colocar para agitar em agitador magnético. Pesar

2,75g de (NH4)2C2O4 e acrescentar à solução de KMnO4, para purificar a

solução da contaminação por Hg no sal de permanganato de potássio.

Deixar agitando durante uma noite, protegido da luz envolto em papel de

alumínio ou em frasco escuro. No dia seguinte deixar em repouso por

aproximadamente 2 horas, filtrar em filtro de fibra de vidro (GF/A Whatman) e

aferir o volume a 1000 mL com água ultra-pura. Armazenar a solução em

frasco escuro a temperatura ambiente.

II.3.3. Solução de NH2OH.HCl 12%

Adicionar 120 g de NH2OH.HCl a aproximadamente 800 mL de água

ultra-pura e agitar em agitador magnético até total solubilização do sal,

aferindo-se em seguida a 1000 mL em balão volumétrico, com água ultra-

pura. Esta solução é utilizada na redução do excesso de oxidante das

amostras (pré-redução) imediatamente antes da análise.

II.3.4. Solução de H2SO4:HNO3 (1:1)

Para preparar 1 L de solução adicionam-se lentamente 500 mL de

H2SO4 96% em 500 mL de HNO3 65% em banho de gelo, aguardar o

14

resfriamento para a armazenagem em frasco de vidro. Esta solução foi

utilizada para digestão das matrizes biológicas.

II.3.5. Solução analítica para determinação de Hg

Uma solução padrão contendo de 1000 µg Hg.L-1 em meio de K2Cr2O7

0,01% e HNO3 5% é preparada, partindo-se de um padrão estoque de 1000

mg Hg.L-1 (Hg(NO3)2 Merck), podendo ser estocada por uma semana em

geladeira. Os padrões analíticos para calibração do FIMS têm que ser

preparados no dia da análise partindo-se da solução padrão de 1000

µg.Hg.L-1 nas concentrações de 5, 10, 20, 30 e 40 µg Hg.L-1 em meio de

HNO3 5% com 2 gotas de KMnO4 a 5% para um volume final de 50 mL.

II.3.6. Solução HCl 3%

Adiciona-se 81,0 mL de HCl 37% a cerca de 800 mL de água ultra-

pura em um balão volumétrico de 1000 mL, aferindo-se o seu volume com a

mesma água. Este reagente tem a função de manter as amostras em meio

oxidante até o momento da redução durante o procedimento de

determinação do Hg.

II.3.7. Solução de NaBH4 0,2%

Para o preparo de 1000 mL de solução, pesam-se 0,5g de NaOH e

adicionam-se cerca de 800 mL de água ultra pura. Após agitação e

solubilização, acrescentam-se 2,0 g de NaBH4, agita-se até total

solubilização, aferindo-se, posteriormente, o volume. Tem como função a

redução total das amostras no procedimento da determinação de Hg,

necessitando ser preparada diariamente, pois é um reagente de pouca

estabilidade quando em solução.

II.3.8. Solução de EDTA 0,01%

Para o preparo de 1000 mL de solução pesam-se 100 mg do sal

sódico de EDTA e adiciona-se, sob agitação, água ultra-pura, aferindo-se o

volume final após solubilização. Esta solução é utilizada na lavagem das

amostras de cabelo visando eliminar resíduos adsorvidos externamente.

15

II.4. Principais equipamentos utilizados

• Forno de microondas CEM modelo MDS-2000 (Potência Máxima de

630W±50).

• Espectrofotômetro de absorção atômica FIMS-400 (Flow Injection Mercury

System) da Perkin Elmer, com amostrador automático AS-90.

• Espectrofotômetro de absorção atômica Varian AA-1475, com gerador de

vapor frio VGA-76.

II.4.1. Descrição do forno de microondas e operação

Utilizou-se equipamento de microondas específico para digestão de

amostras, com freqüência de 2450 MHz (comprimento de onda de 12,2 cm) e

com 5 estágios onde programa-se a potência das microondas, controlando-

se, assim, a pressão e a temperatura. Este sistema, fabricado pela CEM-

MDS-2000, foi desenhado para o uso em laboratório na digestão, dissolução,

hidrólise e secagem de matrizes biológicas e geológicas. O equipamento é

utilizado no preparo de amostras para análise em espectrofotometria de

absorção atômica, espectroscopia de emissão, cromatografia gasosa e

líquida e para outros tipos de análises que necessitem da solubilização total

de suas matrizes.

Buscou-se desenvolver metodologias com um mínimo de

manipulações diminuindo os riscos de perdas e contaminações. Inicialmente,

selecionou-se o método utilizado pelo grupo do Department of Environmental

Medicine, Odense University - Dinamarca (Universidade de Odense)

(comunicação pessoal), modificando-o a fim de diminuir etapas e o tempo na

digestão das amostras.

Algumas condições recomendadas pelo fabricante do forno de

microondas foram modificadas no que diz respeito às programações para

digestão, a fim de otimizar a solubilização de algumas matrizes (General

guidelines, 1988). Todas estas mudanças ocorreram dentro das medidas de

segurança recomendadas pelo fabricante do equipamento.

16

O forno de microondas possui sistema de exaustão, computador

digital programável para até 30 programas de 5 estágios, controle em linha

para pressão e 3 carrosséis com 12 frascos de Teflon LDV com capacidade

para 120 mL cada. As membranas de PVC (cloreto de polivinila) na tampa de

cada frasco de Teflon, como segurança, resistem a uma pressão de 250 psi

e, em caso de rompimento, o sistema de microondas é desligado

automaticamente.

Na operação, após a adição de amostras e reagentes, fecham-se os

tubos hermeticamente, certificando-se sempre da presença da membrana de

segurança de PVC na tampa de cada frasco digestor. Colocam-se os frascos

no carrossel (total de 12 frascos por carrossel) e, em seguida, no forno

microondas. Uma das amostras para o controle de pressão servira o sistema

de segurança do equipamento. Após o tempo de digestão no forno de

microondas, aguarda-se o resfriamento, agitando-se cada tubo para total

homogeneização das amostras. Abrem-se os frascos, girando a tampa de

proteção, onde se encontra a membrana de PVC, para retirada da pressão.

II.4.2. Descrição do Sistema FIMS (Flow Injection Mercury System)

O equipamento FIMS-400, fabricado por Perkin-Elmer, consiste em

um espectrofotômetro especificamente desenhado para medidas da

absorção de radiação pelo Hg. Utiliza-se como fonte de radiação uma

lâmpada de Hg e como detetor, uma fotocélula com sensibilidade máxima em

254 nm de comprimento de onda. Uma célula cilíndrica de vidro, de 4 mm de

diâmetro e 260 mm de comprimento fica posicionada entre a lâmpada de Hg

e o detetor, recebendo aquecimento de aproximadamente 50°C para prevenir

a ocorrência de condensação do vapor d’água. Acopla-se ao

espectrofotômetro um sistema automático de injeção em fluxo (FIAS) de

amostras e reagentes, com duas bombas peristálticas e um amostrador

automático, de 108 posições (AS-90) com um desempenho de 180

determinações por hora. O sistema FIMS é quase todo comandado por

computador PC-433DX da DIGITAL e controlado por software Winlab,

sendo exceções a regulagem do gás de arraste (Argônio) e o controle dos

fluxos de reagentes e amostras.

17

O princípio da técnica de injeção de fluxo ocorre através de uma

válvula que injeta volume de amostra definido e reprodutível, que é

transportado pelas bombas peristálticas ocorrendo a mistura com HCl 3%,

que evita a redução prematura da amostra e, em seguida, entra em contato

com o NaBH4 0,2% em NaOH 0,05% para redução do Hg na amostra.

Posteriormente, a mistura é carreada pelo gás (argônio) para o

compartimento de reação (coil) ocorrendo, então, a transformação do Hg+2

(forma iônica) em Hg0 (forma elementar). No separador gás-líquido a mistura

da solução é desprezada (peristalticamente) e o vapor de Hg da reação é

transportado pelo gás de arraste, passando por uma membrana filtro (PTFE)

de 1,0 µm de porosidade e 25mm de diâmetro, evitando a entrada de líquido

até o sistema de detecção.

O espectrofotômetro de absorção atômica (Varian-AA-1475) acoplado

ao gerador de vapor frio (VGA-76) foi utilizado para intercomparação

analítica.

II.4.3. Condições de otimização da técnica FIMS

Elemento: Hg

Comprimento de onda: 253,7 nm

Fluxo do oxidante (HCl 3%): 10,0 mL/minuto

Fluxo do redutor (NaBH4 0,2%:NaOH 0,05%): 6,0 mL/minuto

Volume de amostra injetada: 500 µL

Fluxo de argônio: 40 mL/minuto

Tipo de calibração: interceptando zero, não linear

Concentração dos padrões analíticos de calibração (µg.L-1):5, 10, 20, 30 e 40

Número de réplicas de cada análise: 3 Tipo de medida: altura de pico

II.5. Riscos de contaminação de amostras e reagentes

A contaminação de vidraria, frascos, reagentes, entre outros, é o

principal problema de um laboratório analítico para determinação de Hg.

Poeira no ambiente, procedimentos de lavagem incorretos ou incompletos e

mau acondicionamento ou manuseio de material de laboratório, inclusive de

reagentes, podem requerer dias ou semanas para serem identificados e suas

18

conseqüências sanadas. Papel, tinta, termômetros, etc. são também fontes

importantes de Hg. Portanto todo cuidado deve ser tomado para evitar o

contato destes materiais com amostras ou vidraria. Cuidado também deve

ser tomando na compra dos reagentes, observando-se sempre o grau de

pureza, testando-os previamente ao uso.

II.6. Amostragens e metodologias de digestão

II.6.1. Solo e Sedimento

A localização dos pontos de amostragem necessita de um

conhecimento prévio das fontes e formas de emissão de Hg. As amostragens

de solo podem ser realizadas utilizando sonda a trato manual ou mecânico

para uma avaliação de um perfil longitudinal ou utilizando pás de material

plástico, retirando a camada do primeiro horizonte (litter) para uma avaliação

do solo superficial que representaria a deposição seca e úmida,

considerando-se também a decomposição da matéria orgânica.

Recomenda-se acondicioná-las em sacos plásticos transparentes,

frascos plásticos ou vidros de boca larga, e armazená-los sob refrigeração

(<5°C) o mais rápido possível.

A coleta de amostras de sedimentos superficiais deve ser realizada

com pás ou colheres plásticas em ambientes aquáticos de pequena

profundidade ou com dragas (de diferentes tipos e modelos) para grandes

profundidades (Silva, 1993).

Os perfis de sedimento (material importante na avaliação temporal de

processos de contaminação) podem ser amostrados através da introdução

de um tubo de PVC ou acrílico (7,0cm de diâmetro e aproximadamente 50

cm de comprimento), sendo depois fracionado em segmentos para os

procedimentos analíticos (Silva, 1993).

As amostras de sedimento de superfície e os perfis devem ser

armazenadas em sacos ou frascos plásticos e resfriadas para serem

transportadas até o laboratório.

Em estudos de diagnóstico ambiental pode utilizar-se, para solos, mas

principalmente para sedimentos, a fração granulométrica menor que 200

19

mesh (0,074mm), considerada mais ativa fisicamente em processos de

adsorsão, por possuir maior área superficial. Em seguida são

homogeneizadas, secas a 50°C e acondicionadas em frascos plásticos de

boca larga.

II.6.1.1. Descrição da técnica desenvolvida

Pesam-se cerca de 100 mg de solo ou sedimento, em triplicata com o

mesmo número de brancos colocando-os nos frascos de Teflon (LDV),

acrescenta-se 1,0 mL de água ultra-pura, 3,0 mL de HNO3 concentrado,

2,0 mL de HCL concentrado e 3,0 mL de KMnO4 a 5%. Colocam-se os

frascos no carrossel do forno de microondas, na programação

solo/sedimento Hg (tabela 1). Após esfriar, adicionam-se gotas de

NH2OH.HCL 12%, até a retirada do excesso de oxidante; filtra-se por

gravidade em papel Whatman 44, afere-se o volume a 10,0 mL com água

ultra pura e, finalmente, determina-se a concentração de Hg no equipamento

FIMS. A figura 2 mostra o esquema da análise seguido.

Tabela 1. Programação da digestão de solo e sedimento no forno de

microondas.

Estágios 1 2 3 4 5

Potência (%) 100 100 0 0 0

Pressão (psi) 100 150 0 0 0

Tempo (min) 15 15 0 0 0

Exaustão (%) 100 100 100 100 100

20

100,0 mg de solo ou sedimento

⇓⇓⇓⇓

1,0 mL H2O milli-Q

⇓⇓⇓⇓

3,0 mL HN03 conc.

⇓⇓⇓⇓

2,0 mL HCl conc.

⇓⇓⇓⇓

3,0 mL KMnO4 5%

⇓⇓⇓⇓

Microondas 30 min.

⇓⇓⇓⇓

Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.

⇓⇓⇓⇓

Filtração por gravidade (Whatman 44)

⇓⇓⇓⇓

Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ FIMS

Figura 2 . Esquema da digestão de solo e sedimento em forno de microondas

para determinação de Hg total.

II.6.2. Peixe

No ato da coleta, os peixes devem ser acondicionados em sacos

plásticos transparentes devidamente identificados, medidos, pesados e

armazenados em caixa de isopor com gelo, até a chegada ao laboratório,

onde deverão ser congelados, também podendo ser liofilizados.

Para análise, pesam-se 3 alíquotas de 500 mg do filé (cada),

colocando-as nos frascos de Teflon (LDV), adiciona-se 1,0 mL de H2O2

(30 volumes), 3,0 mL de H2SO4:HNO3 (1:1) e, em seguida 5,0 mL de KMnO4

a 5%. Coloca-se no forno de microondas na programação Peixe Hg (Tabela

21

2) por 35 minutos. Após a etapa de digestão, adicionam-se gotas de

NH2OH.HCL 12% até o ponto de titulação. Em seguida, afere-se o volume

final a 10,0 ml com água ultra-pura (Figura 3). Cada bateria de análise deve

conter brancos controle, também em triplicata.

Tabela 2. Programação da digestão de peixe no forno de microondas.

Estágios 1 2 3 4 5

Potência (%) 60 70 80 100 0

Pressão (psi) 40 50 80 120 0

Tempo (min.) 5 5 10 10 5

Exaustão (%) 100 100 100 100 100

500 mg de peixe (fresco)

⇓⇓⇓⇓

1.0 mL H2O2 conc.

⇓⇓⇓⇓

3.0 mL H2SO4:HN03 (1:1)

⇓⇓⇓⇓

5.0 mL KMnO4 5%

⇓⇓⇓⇓

Microondas 35 min.

⇓⇓⇓⇓

Adiciona-se gotas de NH2OH.HCl 12%.

⇓⇓⇓⇓

Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no

FIMS

Figura 3. Esquema da digestão de peixe em forno de microondas para

22

determinação de Hg total.

II.6.3. Urina

Coleta-se toda a micção matinal (desprezando-se o primeiro jato) em

frascos de polipropileno de boca larga, devidamente lavados, congelando-se

em seguida. Recomenda-se um máximo de 4 semanas de armazenamento

(Campos & Pivetta, 1993).

Inicialmente, utilizou-se a técnica do laboratório da Universidade de

Odense-Dinamarca, onde se utiliza 2,0 mL de urina adicionados no frasco de

Teflon com 3,0 mL de HNO3 (7M) no microondas por 10 minutos na potência

máxima (100%). Em seguida transfere-se 1,0 mL da solução para tubos de

ensaio adicionando-se, 4,0 mL da mistura KMnO4 (saturado):H2SO4

(concentrado) (100:3). As soluções são homogeneizadas e deixadas por 30

minutos em banho-maria a 75°C. Após esfriar, reduz-se o poder oxidante

com 0,5 mL de NH2OH.HCl saturada, aferindo-se o volume final a 10,0 mL e

determinando-se a concentração de Hg no Sistema FIMS (figura 4).

No método tradicional de digestão de urina utilizado no LREPF

(Bastos et al, 1993) tomam-se 5,0 mL de urina em balão volumétrico de 50

mL, adicionam-se, em banho de gelo, 10,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1)

deixa-se por 30 minutos em banho-maria a 60°C. Aguarda-se o esfriamento,

acrescentando-se 10,0 mL de KMnO4 5%, em banho de gelo,

homogeneizando-se lentamente e, em seguida, coloca-se as amostras em

banho-maria a 60°C, retirando-as do banho após 30 minutos. No dia

seguinte, titula-se com gotas de NH2OH.HCl 12%, afere-se o volume a 50,0

mL com adição de água deionizada e determina-se a concentração de Hg

(figura 5) no gerador de vapor frio (VGA-76) acoplado ao espectrofotômetro

de absorção atômica (Varian AA-1475).

23

2,0 mL de urina

⇓⇓⇓⇓

3,0 mL HN03 (7M)

⇓⇓⇓⇓

Microondas por 10 minutos

(100%de potência)

⇓⇓⇓⇓

Retira-se 1,0 mL da solução

⇓⇓⇓⇓

Adiciona-se 4,0 mL KMnO4:H2SO4

(100:3)

⇓⇓⇓⇓

Banho-Maria a 75°°°° C por 30 minutos

⇓⇓⇓⇓

Adiciona-se 0,5 mL NH2OH.HCl

saturada

⇓⇓⇓⇓

Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no

FIMS

Figura 4. Esquema da digestão de urina em forno de microondas para

determinação de Hg total, utilizada na Universidade de Odense.

24

5,0 mL de urina

⇓⇓⇓⇓

10,0 mL H2SO4:HN03 (1:1)

em banho de gelo

⇓⇓⇓⇓

Banho-Maria a 60°°°° C por 30 minutos

⇓⇓⇓⇓

Deixar esfriar

⇓⇓⇓⇓

Adiciona-se 10,0 mL KMnO4 a 5%

em banho de gelo

⇓⇓⇓⇓

Banho-Maria a 60°°°° C por 30 minutos

⇓⇓⇓⇓

Adiciona-se gotas de NH2OH.HCl 12%

⇓⇓⇓⇓

Volume final 50,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no

CV-AAS*

*CV-AAS - Cold Vapor- Atomic Absorption Spectrophotometer

Figura 5. Esquema da digestão de urina em banho-maria para determinação

de Hg total, utilizada no LREPF (Bastos et al, 1993).

Baseando-se em experiências anteriores (Bastos et al, 1993 e

Universidade de Odense) testaram-se adaptações, atacando mais

agressivamente as amostras e retirando-se etapas, ou seja, usando somente

o microondas na digestão. Testes foram feitos com a técnica de adição

padrão e com uso de padrões de urina certificados, obtendo-se ótimos

resultados com estes procedimentos.

25

II.6.3.1. Descrição da técnica desenvolvida para urina

Degela-se a urina até temperatura ambiente e coloca-se 2,0 mL de

urina no frasco digestor do microondas (LDV), adicionando-se suavemente

4,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e 4,0 mL de KMnO4 5% transferindo-se

o frasco para o forno de microondas (tabela 3). Após esfriamento, adicionam-

se gotas de NH2OH.HCl 12%, até a solução passar da cor violeta para

transparente. Transfere-se para frascos volumétricos, aferindo-se o volume

final a 10,0 mL com água ultra-pura, homogeneizando-se a solução e

procedendo a determinação de Hg no FIMS (figura 6).

Todas as amostras são analisadas em triplicata, inclusive os brancos

(controles de impurezas dos reagentes e do ambiente). Em cada bateria de

análises utilizou-se uma amostra de referência certificada (Seronorm) para o

controle de qualidade analítica.

Tabela 3. Programação da digestão de urina no forno de microondas.

Estágios 1 2 3 4 5

Potência (%) 60 60 100 100 0

Pressão (psi) 10 20 40 100 0

Tempo (min.) 5 5 5 5 5

Exaustão (%) 100 100 100 100 100

26

2.0 mL de urina

⇓⇓⇓⇓

4.0 mL HN03:H2SO4 (1:1)

⇓⇓⇓⇓

4,0 mL KMnO4 5%

⇓⇓⇓⇓

Microondas 25 min.

⇓⇓⇓⇓

Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.

⇓⇓⇓⇓

Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no

FIMS

Figura 6. Esquema da digestão de urina em forno de microondas para

determinação de Hg total.

II.6.4. Cabelo

O cabelo deve ser coletado, próximo ao couro cabeludo, com tesoura

de aço-inox em mechas de aproximadamente 500 mg, diferenciando a parte

distal da proximal, para possibilidade de uma avaliação longitudinal, o que

representaria uma retrospectiva histórica de exposição. Em seguida, é

acondicionado em sacos plásticos transparentes, com fecho tipo “zip”,

podendo ser estocado a temperatura ambiente.

II.6.4.1. Descrição da técnica desenvolvida

Lava-se cada amostra com 20,0 mL de uma solução de EDTA 0,01%,

enxaguando com água ultra-pura; secar em estufa a 50°C, e fracioná-las ao

máximo com tesoura de aço-inox para melhor homogeneização da fração de

amostra selecionada e aumento da eficiência dos ácidos na digestão. Pesa-

se cerca de 50 mg, transferindo-se para frascos de Teflon (LDV) e

27

adicionando em seguida 3,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e 6,0 mL de

KMnO4 a 5%. Colocam-se os frascos no forno de microondas na

programação Cabelo Hg (tabela 4). Após esfriamento, titula-se com gotas de

NH2OH.HCl 12 %, até a retirada do excesso de oxidante, aferindo-se o

volume a 10,0 mL com água ultra pura e determina-se a concentração de Hg

no equipamento FIMS (figura 7). Todas as amostras foram analisadas em

triplicata (inclusive os brancos controles), repetindo as análises em que o

coeficiente de variação foi superior a 10%.

Tabela 4. Programação da digestão de cabelo no forno de microondas.

Estágios 1 2 3 4 5

Potência (%) 30 50 80 100 0

Pressão (psi) 20 40 85 130 0

Tempo (min) 10 10 10 10 5

Exaustão (%) 100 100 100 100 100

50 mg de cabelo

(lavados com EDTA 0,01%)

⇓⇓⇓⇓

3.0 mL HN03:H2SO4 (1:1)

⇓⇓⇓⇓

6.0 mL KMnO4 5%

⇓⇓⇓⇓

Microondas 45 min.

⇓⇓⇓⇓

Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.

⇓⇓⇓⇓

Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analises no

FIMS*

Figura 7. Esquema da digestão de cabelo em forno de microondas para

28

determinação de Hg total.

II.6.5. Sangue

As amostras de sangue devem ser coletadas com seringas

descartáveis de 5,0 mL e transferidas para tubos de vidro heparinizados e

congeladas até a análise. Após degelo, pipeta-se 1,0 mL de sangue dentro

do frasco de Teflon, adicionando-se 3,0 mL de HNO3 concentrado e 6,0 mL

KMnO4 5%. Coloca-se no forno de microondas na programação Sangue Hg

(tabela 5), por 65 minutos e, após esfriar, adicionam-se gotas de NH2OH.HCl

12% até o ponto de viragem, aferindo-se em seguida o volume final a 10,0

mL, com água ultra-pura (Figura 8). Todas as amostras devem ser digeridas

em triplicata, inclusive os brancos controle que, neste caso, necessitam

conter a heparina utilizada como anti-coagulante.

Tabela 5. Programação da digestão de sangue no forno de microondas.

Estágios 1 2 3 4 5

Potência (%) 60 60 60 60 0

Pressão (psi) 20 40 85 160 0

Tempo (min.) 15 15 15 15 5

Exaustão (%) 100 100 100 100 100

29

1.0 mL de sangue

⇓⇓⇓⇓

3.0 mL HN03 conc.

⇓⇓⇓⇓

6,0 mL KMnO4 5%

⇓⇓⇓⇓

Microondas 65 min.

⇓⇓⇓⇓

Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.

⇓⇓⇓⇓

Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no

FIMS

Figura 8. Esquema da digestão de sangue em forno de microondas para

determinação de Hg total.

II.7. Controle de Qualidade analítico

Na fase de adaptação dos métodos, foi utilizada a técnica de

padronização interna, em que se adiciona quantidade conhecida de Hg

(padrão de 1000 µg Hg.mL-1) na amostra, procedendo-se o processo

químico, a fim de verificar o percentual de recuperação do Hg adicionado.

Obtendo-se excelentes percentuais de recuperação de Hg (da ordem de

100%), seguia-se para a utilização de amostras de referência certificadas,

estabelecendo-se, assim, um método confiável.

II.7.1. Programa de exercícios de intercalibração

Para garantir a qualidade analítica nas determinações de Hg em urina,

sangue e cabelo, realizou-se programas de intercalibração bimensal com

laboratórios do Canadá, o Centre de Toxicologie du Québèc (CTQ) e o

Occupational & Environmental Health Services (OHS), e Espanha, com o

30

Instituto Nacional de Securidad e Higiene en el Trabajo do Ministério de

Trabajo y Securidad Social.

O Laboratório da Fundação Esperança vem participando, desde a sua

implantação, do programa de exercício de comparação interlaboratórios em

amostras de sangue e urina, promovido pelo Centre de Toxicologie du

Québèc (Canadá), com a participação de mais de 70 laboratórios. Os

resultados do Centre de Toxicologie du Québèc foram emitidos em nmol.L-1;

para uniformizar as unidades deste trabalho foram divididos pelo

Fator 4,9852, transformando-os em µµµµg.L-1.

II.7.2. Amostras de referência certificada e “interna”

Para verificarmos a exatidão analítica de cada método nas matrizes

propostas neste trabalho, inicialmente utilizamos amostras de referência

certificadas para obtenção de confiabilidade nas metodologias

desenvolvidas.

Para desenvolvimento das técnicas de análise de urina e sangue

utilizaram-se amostras certificadas da Seronorm, produzido por Sero A/S-

Nycomed Pharma AS (Noruega). Na técnica para análise de cabelo, utilizou-

se padrões certificados do International Atomic Energy Agency, amostras

IAEA-085 e IAEA-086.

Para solo e sedimento utilizaram-se Pond Sediment no 2 do National

Institute for Environmental Studies (NIES-Japão) e Buffalo River Sediment

no 2704 do National Institute of Standards and Technology (NIST-USA).

Para o estabelecimento da metodologia de peixe utilizou-se a amostra

certificada Tuna Fish da International Atomic Energy Agency (IAEA-350).

Um programa de intercalibração na determinação de Hg em amostras

de urina realizou-se entre a Universidade de Odense (Dinamarca),

Laboratório da FE e o LREPF. Selecionaram-se amostras de urina coletadas

de algumas pessoas expostas ocupacionalmente a vapores de Hg; cada

amostra foi dividida em três alíquotas, congeladas e remetidas a todos os

laboratório participantes.

Para os laboratórios da FE e LREPF realizou-se um programa de

intercomparação laboratorial em amostras de urina liofilizada com o Centre

31

de Toxicologie du Québèc (Canadá) e Instituto Nacional de Seguridad e

Higiene en el Trabajo (Espanha) respectivamente. O laboratório da FE

participa também, com o mesmo grupo de Québèc, de um exercício de

comparação interlaboratorial com amostras de sangue. O mesmo está sendo

realizado entre o LREPF e o Occupational & Environmental Health Services

(OHS-Health Canadá) para amostras de cabelo liofilizadas.

II.7.3. Amostra “referência interna” de Peixe

Para o controle da rotina analítica, foram preparadas no LREPF,

amostras de peixe, cabelo, sedimento e solo, às quais designamos de

“amostras de referência interna”. O teor de Hg nestas amostras de

“referência interna” foi determinado utilizando-se das técnicas, em questão,

ou sejam, a tradicional de digestão e análise no VGA (vapor generation

accessory), e a de digestão por microondas com análise no FIMS (Flow

Injection Mercury System). Paralelamente, estas amostras foram analisadas

pelo IPEN-SP pela técnica de ativação neutrônica e CENA de Piracicaba-SP,

pela técnica de vapor frio. Após a definição da concentração média de Hg e

de seu desvio padrão, nas amostras de “referência interna”, passou-se a

utilizá-las no controle da rotina analítica de cada um dos três laboratórios.

Dois peixes foram coletados na Serra do Navio (AP): uma piranha de

1,816 g e um pirapucu de 2,620 g que, após catalogados, obtiveram os

códigos APPX-2960 e APPX-2958 respectivamente. Toda a parte comestível

do peixe (músculo) foi separada, liofilizada, homogeneizada com o auxílio de

um misturador em copo de Teflon. Alíquotas dos dois peixes foram enviadas

para o Instituto de Pesquisas e Energia Nuclear (IPEN-SP) e para o Centro

de Energia Nuclear para Agricultura (CENA de Piracicaba-SP), onde foram

determinadas as concentrações de Hg por ativação neutrônica e CV-AAS,

respectivamente.

Paralelamente, no LREPF, alíquotas destes mesmos materiais foram

analisadas várias vezes pelo método desenvolvido por Malm et al (1989) e

pelo método aqui padronizado. Após a comparação entre os três grupos

participantes deste programa, determinou-se a faixa de concentração de Hg

de ambas amostras com intervalo de confiança de 95%. Alíquotas dessas

32

duas amostras foram distribuídas para os laboratórios da Amazônia sendo, a

partir dai, utilizadas nas suas rotinas.

II.7.4. Amostras “referência interna” de cabelo

Três amostras de cabelo já previamente analisadas, com valores de

concentração de Hg, baixo (RFCB-5486), médio (RFCB-5487) e alto (RFCB-

5488), foram selecionadas picotadas e homogeneizadas. As amostras de

cabelo também foram analisadas pelo método Malm et al (1989) e pelos

mesmos laboratórios citados no ítem II 7.3, e tiveram determinadas suas

faixas de concentração de Hg, com intervalo de confiança de 95% e

distribuídas para os outros dois laboratórios da Amazônia, para utilização em

rotinas.

II.7.5. Amostras “referência interna” de sedimento e solo

Duas amostras de solo de floresta (APSL-4289 e 4290) e uma de

sedimento de rio (APSD-4288) coletadas na Serra do Navio (AP) foram

selecionadas para serem utilizadas como “referência interna” para

determinação de Hg. Selecionaram-se, por granulometria, as partículas

menores que 200 mesh (<0,074mm), que foram secas, maceradas e

enviadas para o processo de homogeneização em pilhas, através de

progressivas subdivisões por quarteamento no IPEN-SP. A concentrações de

Hg foram determinadas através da técnica adaptada por Malm et al (1989),

pelo IPEN-SP e pela técnica discutida neste trabalho, definindo-se faixas

com intervalo de confiança de 95% para as três amostras de referência.

II.8. Limite de detecção das técnicas (LDT)

Como não existe uma convenção que uniformiza os cálculos para a

determinação do limite de detecção do método utilizado, optamos por uma

superestimação destes valores, uma vez que as concentrações das matrizes

testadas não ocorreram a estes patamares. O limite de detecção foi

calculado através da média dos brancos controle, feitos em triplicatas;

multiplicando-se pelo volume final (10,0 mL para todas as matrizes) dividindo-

33

se pela média das massas (g) ou volume (mL) de toda a bateria de amostras

analisadas conforme a fórmula abaixo.

LDT ==== Média dos brancos x Volume final Média das massas ou volume

II.9. Implantação dos laboratórios na Amazônia

Os laboratórios da Amazônia, após instalação, iniciaram os

treinamentos analíticos em agosto de 94 (Santarém) e em dezembro de 94

(Porto Velho). Os equipamentos básicos recebidos para estas instalações

foram: espectrofotômetro de absorção atômica FIMS-400 com amostrador

AS-90, ambos da Perkin Elmer; um forno de microondas da CEM modelo

MDS-2000, duas balanças analíticas Mettler (de dois e quatro dígitos

decimais), capela com exaustão (Permution) e pipetadores automáticos

(Transferpette).

O laboratório da FE teve seu inicio de treinamentos em amostras de

urina, seguidas das de cabelo e peixe. O laboratório de Porto Velho teve seu

inicio com treinamento nas amostras de peixe, seguido pelas de cabelo, solo

e sedimento. Paralelamente, desenvolveu-se uma apostila (Apêndice I)

detalhando-se todas as etapas e cuidados necessários para um bom

desempenho desses laboratórios, uma vez que seus integrantes não tinham

nenhuma experiência prévia em digestão de amostras e análises de Hg.

34

III. RESULTADOS E DISCUSSÃO

III.1. Técnica de padronização interna

Esta técnica é bastante eficaz na verificação de perdas por

volatilização, uma vez que o Hg++ adicionado está facilmente disponível para

uma possível volatilização durante o processo de digestão.

As metodologias de digestão desenvolvidas, para todas as matrizes

selecionadas para este trabalho, podem ser consideradas eficazes, com

relação a perdas, pois obtivemos percentuais de recuperação de Hg acima

de 90% na técnica de adição padrão (tabela 6).

Tabela 6. Percentuais de eficiência na recuperação de Hg na técnica de

padronização interna.

Amostras

(N=09)

Recuperação (%)

Sedimento/Solo 92,0

Peixe 95,0

Urina 98,0

Cabelo 99,7

Sangue 95,0

35

III.2. Resultados de solo e sedimento

Inicialmente, nos testes de digestão de solo e sedimento utilizou-se,

junto com ácido nítrico (HNO3) e ácido clorídrico (HCl), o ácido fluorídrico

(HF), com o qual era obtida uma total solubilização dessas matrizes. Porém,

a presença deste ácido no processo de redução da solução no momento da

determinação de Hg no FIMS, poderia emitir vapores de HF junto com os

vapores de Hg para o interior da célula de absorção, constituída de vidro

pirex e janelas de quartzo, podendo danificá-la. Resolveu-se então, retirar o

HF, mesmo porque a sua função era a de eliminar a etapa de filtração e não

a de extrair o Hg presente nestas matrizes, uma vez que não era de interesse

determinar a concentração de Hg ocluída na matriz de sílica.

Observa-se, na tabela 7, ótimo desempenho nas determinações da

concentração de Hg em amostras de sedimento de referência certificadas,

utilizando-se a metodologia desenvolvida para sedimento marinho (Pond

sediment do NIES) e de rio (Buffalo river sediment - NIST-2704).

Tabela 7. Resultados da concentração de Hg (µg.g-1) em amostras de

sedimento certificado, utilizando a técnica de microondas.

Amostras

Certificadas

FIMS-LREPF

(m ±±±± d.p.) n=5

Valor Certificado

(m ±±±± d.p.)

Desvio

(%)

Pond sed.

NIES n°°°° 2

1,22 ±±±± 0,13

1,30 ±±±± 0,07

-6%

Buffalo river 1,46 ±±±± 0,02 1,47 ±±±± 0,07 -1%

36

n°°°° 2704

Realizou-se intercomparação utilizando amostras de solos coletados

em diferentes localidades, com as técnicas aqui desenvolvidas e a tradicional

e análises no FIMS e VGA respectivamente (tabela 8). Estas amostras já

foram intercalibradas com o GKSS (Alemanha), e atualmente são utilizadas

no LREPF como amostras de “referência interna” na rotina analítica, devido

às ótimas correlações encontradas.

Tabela 8. Resultados da concentração de Hg (µg.g-1) em amostras de solos

de “referência interna”, utilizando as técnicas de microondas-FIMS e banho-

maria-VGA, realizadas no LREPF, comparadas com um grupo da Alemanha

(GKSS).

Código

Amostra

LREPF-VGA

(m ±±±± d.p.) n=5

LREPF-FIMS

(m ±±±± d.p.) n=5

GKSS

(m ±±±± d.p.)

RASL-1718 0,44 ±±±± 0,04 0,41 ±±±± 0,05 0,44 ±±±± 0,03

GMSL-0167 0,21 ±±±± 0,01 0,24 ±±±± 0,03 0,23 ±±±± 0,05

GMSL-0169 1,70 ±±±± 0,04 1,76 ±±±± 0,08 1,74 ±±±± 0,07

Obteve-se ótimo coeficiente de correlação entre os resultados da

técnica já estabelecida (Malm et al, 1989) e os da técnica em questão, com

amostras de solos e sedimentos de “referência interna” (figura 9).

37

y = 1.0873x - 0.0233

R2 = 0.9998N=09

012345678

0 2 4 6 8

LREPF-VGA (µµµµg.g-1)

LR

EP

F-F

IMS

(µµ µµ

g.g

-1)

Figura 9. Correlação entre as concentrações de Hg obtidas com

determinação no VGA (técnica tradicional) e FIMS (técnica microondas) em

amostras de solos e sedimento.

Utilizaram-se duas amostras de solo (APSL-4289 e 4290) e uma de

sedimento (APSD-4288), ambas utilizadas como amostras de “referência

interna” na rotina da determinação de Hg em solos e sedimentos. A

concentração média dessas amostras de referência foi determinada a partir

das análises realizadas no IPEN-SP, nas determinações realizadas no

LREPF pelas técnicas Malm et al (1989) e a de microondas. Repetiam-se

todas a análises realizadas, na rotina diária, quando a variação destas

amostras de referência era superior a 15%. Conseguiram-se, nestas

amostras, valores médios mensais bastante reprodutivos, demonstrando o

bom desempenho do LREPF durante o ano de 1996 (figuras 10, 11 e 12).

Nestas figuras, cada ponto no gráfico corresponde ao valor médio de no

mínimo 5 determinações em triplicatas.

A concentração média das amostras de “referência interna” de solo e

38

sedimento, utilizadas nos gráficos, foi determinada a partir dos resultados

obtidos entre o IPEN-SP e o LREPF.

0.00

0.02

0.04

0.06

0.08

0.10

0.12

0.14

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

[Hg

] µ µ µ µ

g.g

-1 Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

[Hg] LREPF

Figura 10. Performance do LREPF durante o ano de 1996 na determinação

de Hg, utilizando a amostra de “referência interna” de solo (APSL-4289)

(Apêndice II).

0.00

0.10

0.20

0.30

0.40

0.50

0.60

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Tempo (mês)

[Hg

] µµ µµ

g.g

-1

Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

[Hg] LREPF

Figura 11. Performance do LREPF durante o ano de 1996 na determinação

de Hg, utilizando a amostra de “referência interna” de sedimento (APSD-

39

4288) (Apêndice II).

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

1 2 3 4 5 6 7 8

Tempo (mês)

[Hg

] µµ µµ

g.g

-1 Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

[Hg] LREPF

Figura 12. Performance do LREPF ao longo do ano de 1996 na determinação

de Hg, utilizando a amostra de “referência interna” de solo (APSL-4290)

(Apêndice II).

III 3. Resultados de peixe

Passou-se a utilizar o método de digestão de peixe em questão, após

obter-se boa eficiência de recuperação, com o uso desta técnica na amostra

de referência certificada IAEA-350 (tuna fish) (tabela 9).

Tabela 9. Resultado da concentração de Hg (µg.g-1)em amostra de peixe de

referência certificada utilizando a técnica de microondas.

Amostra

Certificada

FIMS-LREPF

(m ±±±± d.p.) n=5

Valor Certificado

(m ±±±± d.p.)

Desvio

(%)

IAEA-350

(tuna fish)

4,35±±±±0,06

4,68±±±±0,28

-7%

As amostras de “referência interna” APPX-2958 e 2960 foram

40

utilizadas para avaliar o desempenho dos três laboratório em suas rotinas na

determinação da concentração de Hg em amostras de peixe.

O valor médio da concentração de Hg nestas amostras foi

determinado a partir das médias dos resultados do IPEN-SP, CENA-SP e

LREPF (tabela 10).

Tabela 10. Resultados da concentração de Hg (µg.g-1) nas amostras de peixe

de “referência interna” (APPX-2958 e 2960).

Amostra

Código

FIMS-LREPF

(m ±±±± d.p.) n=3

VGA-LREPF

(m ±±±± d.p.) n=3

CENA-SP

(m ±±±± d.p.)

IPEN-SP

(m ±±±± d.p.)

Valor Médio

(m ±±±± d.p.) n=4

APPX-

2958

2,98±±±±0,03

3,06±±±±0,03

2,94±±±±0,07 2,85±±±±0,03 2,96±±±±0,09

APPX-

2960

5,19±±±±0,06

4,96±±±±0,21

4,98±±±±0,01 4,72±±±±0,09 4,96±±±±0,23

Como observa-se na figura 13, o laboratório da FE também teve bom

desempenho nas análises da amostra de “referência interna” APPX-2960

durante o ano de 1996.

2

3

4

5

6

7

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

[Hg

] µµ µµg

.g-1

[Hg] F.E.

Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

Figura 13. Performance do laboratório da FE na determinação de Hg na

amostra de peixe de “referência interna” (APPX-2960) durante o ano de 96

41

(Apêndice II).

O laboratório da UNIR obteve um excelente desempenho na avaliação

da amostra de “referência interna” APPX-2960, pois os desvios padrão das

médias mensais foram baixos, não ocorrendo o mesmo nos desvios padrão

da APPX-2958, onde obtiveram-se maiores variações (figuras 14 e 15). Vale

ressaltar, que o número (N) médio dos resultados plotado no gráfico,

representando a média mensal, é de no mínimo 5 valores.

2

3

4

5

6

7

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

[Hg

] µg

.g-1

Média (LREPF)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

[Hg] UNIR

Figura 14. Performance do laboratório da UNIR na determinação de Hg na

amostra de peixe de “referência interna” (APPX-2960) durante o ano de 96

(Apêndice II).

42

2

2.5

3

3.5

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

[Hg

] µg

.g-1

Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

[Hg] UNIR

Figura 15. Performance do laboratório da UNIR na determinação de Hg na

amostra de peixe de “referência interna” (APPX-2958) durante o ano de 96

(Apêndice II).

Na avaliação do LREPF nas análises de peixe, as amostras

APPX-2960 e 2958 obteve-se desempenho semelhante ao laboratório da

UNIR, ou seja, maiores desvios para a amostra APPX-2958 (figuras 16 e 17).

Suspeita-se, por ser esta uma amostra de referência não certificada, que a

mesma não tenha tido uma boa homogeneização na sua preparação.

2

3

4

5

6

7

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

[Hg

] µ µ µ µ

g.g

-1

Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

[Hg] LREPF

Figura 16. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de

peixe de “referência interna” (APPX-2960) durante o ano de 96 (Apêndice II).

43

2

2.5

3

3.5

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

[Hg

] µ µ µ µ

g.g

-1Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

[Hg] LREPF

Figura 17. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de

peixe de “referência interna” (APPX-2958) durante o ano de 96 (Apêndice II).

Realizou-se uma intercalibração com amostras de peixe fresco,

divididas em duas alíquotas, uma analisada no laboratório da FE e outra no

laboratório da UNIR. Obteve-se uma boa correlação entre os dois grupos,

indicando apenas que o laboratório da UNIR teve uma leve tendência positiva

em relação aos resultados do laboratório da FE (figura 18), mas sem

significado estatístico.

O mesmo procedimento de intercalibração foi realizado entre o LREPF

e o laboratório da UNIR com outras amostras de peixe fresco. A correlação

também foi boa, tendo o laboratório da UNIR uma leve tendência negativa

em relação aos resultados do LREPF (figura 19), mas também sem

significado estatístico.

44

y = 1.0247x + 0.0049R2 = 0.9674

N= 27

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

0 0.05 0.1 0.15 0.2 0.25 0.3

Lab. FE [Hg] µµµµg.g-1

Lab

. UN

IR [

Hg

] µµ µµg

.g-1

Figura 18. Correlação dos resultados nas determinações de Hg obtidos em

amostras de peixes fresco analisados pelos laboratório da FE e da UNIR.

y = 0.9832x + 0.0009R2 = 0.9826

N= 38

0

0.5

1

1.5

0 0.5 1 1.5

LREPF [Hg] µµµµg.g-1

UN

IR [

Hg

] µµ µµg

.g-1

Figura 19. Correlação dos resultados obtidos nas determinações de Hg em

amostras de peixe analisadas pelos LREPF e da UNIR.

45

III.4.Resultados de urina

O procedimento de digestão de urina também mostrou boa eficiência

na determinação da concentração de Hg, quando aplicado a uma amostra de

referência certificada da Seronorm (tabela 11).

Tabela 11. Resultado da determinação de Hg na amostra de urina de

referência certificada, utilizando a técnica de microondas (n=5).

Urina

(Seronorm)

FIMS-LREPF

(µµµµg.L-1)

Valor Certificado

(µµµµg.L-1)

Desvio

(%)

N°°°°009024 46,5±±±±3,04 48,0 -3%

A tabela 12 mostra os primeiros resultados de urina liofilizada obtidos

pelo laboratório da Fundação Esperança, no programa de intercalibração

promovido pelo Centro de Toxicologie du Québèc (CTQ). As três amostras

enviadas em setembro de 94 (H-9413, H-9414 e H-9415) mostraram ótimos

resultados, mas as enviadas em novembro de 94 (H-9416, H-9417 e

H-9418), tiveram os resultados mais elevados que os valores médios,

ultrapassando até a faixa de intervalo aceitável fornecida pelo CTQ.

Suspeitou-se que tenha ocorrido um erro na preparação das soluções

analíticas de calibração do equipamento, pois estas análises foram

realizadas no mesmo dia.

46

Tabela 12. Concentração de Hg (µg.L-1) em amostras de urina do programa

de exercício de intercalibração, entre a FE e o CTQ no ano de 1994.

Código

URINA

FE.

n=3

CTQ Faixa aceitável

CTQ

Desvio

(%)

H-9413 167,70 174,52 139 - 210 -4%

H-9414 282,64 280,83 225 - 337 +1%

H-9415 27,68 26,08 20 - 32 +6%

H-9416 86,66 78,23 62 - 95 +11%

H-9417 179,73 140,42 112 - 169 +28%

H-9418 224,66 182,54 146 - 219 +23%

Embora todos os resultados obtidos no laboratório da FE no ano de 95

tenham sido acima do valores médio do CTQ, apenas 20% das amostras, 3

de um total de 15 amostras, ficaram acima do limite aceitável (tabela 13).

47

Tabela 13. Resultados em µg Hg.L-1 do programa de exercícios de

intercalibração em amostras de urina da FE no ano de 1995 com o CTQ.

Código

URINA

FE

n=3

CTQ Faixa aceitável

CTQ

Desvio

(%)

H-9501 220,25 175,52 140,01 - 211,02 +25%

H-9502 153,25 112,33 89,26 - 135,40 +36%

H-9503 8,83 7,02 4,61 - 9,43 +26%

H-9504 64,19 53,16 41,72 - 64,59 +21%

H-9505 258,16 222,66 177,93 - 267,39 +16%

H-9506 166,69 142,42 113,54 - 171,31 +17%

H-9507 61,38 57,17 44,93 - 69,41 +20%

H-9508 214,63 194,58 155,46 - 233,69 +10%

H-9509 163,48 153,45 122,36 - 184,55 +06%

H-9510 42,33 34,1 26,48 - 41,92 +24%

H-9511 132,59 112,33 89,26 - 135,40 +18%

H-9512 26,48 24,07 18,25 - 29,89 +10%

H-9513 172,71 158,47 126,37 - 190,56 +9%

H-9514 98,29 92,27 73,22 - 111,33 +6%

H-9515 12,44 11,03 7,82 - 14,24 +13%

Observou-se que, a partir do momento que os técnicos treinados no

laboratório da FE foram adquirindo experiência na preparação das amostras,

os resultados do programa de intercalibração passaram a ser mais

satisfatórios. Como observa-se na tabela 14 e figura 20, os resultados do

programa no ano de 96 foram melhores que os anos anteriores, a exceção

foram as amostras H-9610, H-9611 e H-9612 (lote) onde obtiveram-se

variações de até 35%. É possível que esta variação tenha ocorrido por um

erro na preparação das soluções analíticas de calibração do equipamento,

uma vez que este lote foi analisado no mesmo dia com a mesma solução de

calibração.

48

Tabela 14. Resultados do programa de exercícios de intercalibração em

amostras de urina da FE no ano de 1996 com o CTQ.

Código

URINA

Lab. FE.

(µµµµg.L-1)

Lab. CTQ

(µµµµg.L-1)

Desvio

(%)

H-9601 70,21 80,23 -13%

H-9602 20,26 22,06 -8%

H-9603 163,28 164,49 -1%

H-9604 277,82 260,77 +6%

H-9605 80,43 72,21 +11%

H-9606 20,86 19,06 +9%

H-9607 184,14 186,55 -1%

H-9608 38,11 37,11 +3%

H-9609 65,59 65,19 +1%

H-9610 11,03 9,03 +22%

H-9611 407,00 320,95 +27%

H-9612 222,26 164,49 +35%

H-9613 148,84 150,44 -1%

H-9614 65,59 65,19 +1%

H-9615 27,88 29,08 -4%

H-9616 112,53 115,34 -2%

H-9617 153,25 160,47 -4%

H-9618 18,05 19,06 -5%

Na figura 20 pode-se observar a avaliação da correlação entre os

resultados nas amostras de urina da FE e o CTQ nos três anos (94, 95 e 96)

de participação do programa de exercício de intercalibração.

49

y = 1.1357x - 2.9938R2 = 0.967

N=39

0

100

200

300

400

500

0 100 200 300 400

CTQ [Hg] µµµµg.L-1

FE

[H

g]

µµ µµg

.L-1

Figura 20. Correlação entre os resultados da FE e do CTQ em amostras de

urina no programa de exercício de intercalibração dos anos 94, 95 e 96.

Paralelamente, os resultados obtidos nos exercícios de intercalibração

entre o LREPF e Programa interlaboratórios de Control de Calidad

(PICC-HgU) da Espanha foram mais satisfatórios que os obtidos no

programa entre a FE e o CTQ (tabela 15). Obtendo-se ótima correlação na

avaliação realizada desde o início da participação no programa, somando-se

um total de 14 amostras analisadas (figura 21).

50

Tabela 15. Resultados das determinações de Hg (µg.L-1)em amostras de

urina do Programa de exercícios de intercalibração entre os LREPF e o

Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo (PICC-HgU,

Espanha) (n=3).

Código

amostra

LREPF

(m ±±±± d.p.)

PICC-HgU

(m ±±±± d.p.)

Desvio

(%)

163 79,77±±±±5,2 79,8±±±±10,3 0%

164 117,97±±±±3,6 124,8±±±±14,9 -6%

165 243,04±±±±6,4 244,2±±±±33,7 -1%

166 48,56±±±±2,4 48,4±±±±6,7 0%

167 55,51±±±±3,8 57,4±±±±7,8 -3%

168 76,07±±±±4,20 81,0±±±±10,1 -6%

169 74,53±±±±1,97 80,4±±±±9,7 -7%

170 102,22±±±±0,28 100,3±±±±14,9 +2%

171 19,35±±±±0,74 19,7±±±±3,3 -2%

172 85,94±±±±0,74 85,4±±±±9,6 +1%

173 67,56±±±±3,18 67,0±±±±7,5 +1%

174 41,38±±±±1,35 47,3±±±±6,9 -13%

175 171,31±±±±2,45 172,3±±±±26,2 -1%

176 27,93±±±±0,95 30,3±±±±5,1 -8%

51

y = 1.0006x - 1.9901R2 = 0.9977

N=14

0

50

100

150

200

250

0 50 100 150 200 250

PICC [Hg] µµµµg.L-1

LR

EP

F [

Hg

] µµ µµ

g.L

-1

Figura 21. Correlação entre os resultados da concentração de Hg do PICC e

do LREPF em amostras de urina.

Selecionaram-se amostras de urina de pessoas expostas

ocupacionalmente a vapores de Hg na cidade de Santarém-PA, coletadas

pelo grupo de pesquisadores da Universidade de Odense. Após a coleta,

estas amostras foram divididas em três alíquotas, e remetidas para os três

grupos (FE, LREPF e Laboratório de Odense) para a determinação da

concentração de Hg, e posterior correlação entre os resultados obtidos

(figura 22). As variações ocorridas nos resultados podem ser associadas à

pouca estabilidade do Hg nesta matriz, devido a precipitação dos compostos

presentes na urina.

52

y = 0.7671x + 2.1376

R2 = 0.87n = 27 (LFE)

y = 0.7964x + 2.7471R2 = 0.857

n = 27 (LREPF)

0

5

10

15

20

25

30

0 10 20 30

lab. de Odense (µµµµg.L-1)

LR

EP

F e

FE

(µµ µµ

g.L

-1) LREPF

Lab. F.Esperança

Linear (Lab.F.Esperança)

Linear (LREPF)

Figura 22. Correlação dos resultados da concentração de Hg em amostras

de urina do programa de intercomparação entre os laboratórios de Odense,

FE e LREPF

III.5. Resultados de cabelo

Na digestão de cabelo também obteve-se boa eficiência na

determinação da concentração de Hg utilizando-se de duas amostras de

referência certificadas do IAEA (tabela 16).

A tabela 17 mostra o excelente desempenho do LREPF no programa

de exercício de intercalibração promovido pelo OHS-Canadá (Occupational

Health Sciences). Observou-se um bom coeficiente de correlação nos

resultados obtidos no LREPF nos últimos 6 meses na participação no

programa de exercício de intercalibração com o OHS-Canadá (figura 23).

53

Tabela 16. Resultado da determinação de Hg (µg.g-1) na amostra de cabelo

de referência certificada, utilizando a técnica de microondas.

Amostra

Certificada

FIMS-LREPF

(m ±±±± d.p.)

Valor Certificado

(m ±±±± d.p.)

Desvio

(%)

IAEA-085 21,80±±±±2,20

N=05

22,95±±±±3,40 -5%

IAEA-086 0,50±±±±0,02

N=05

0,57±±±±0,15 -13%

Tabela 17. Resultados dos teores de Hg (µg.g-1) do programa de exercício de

intercalibração em amostras de cabelo entre o LREPF e Occupational Health

Sciences (OHS-Canadá) (n=3).

Código

Amostra

LREPF

(m ±±±± d.p.)

OHS-Canadá

(m ±±±± d.p.)

Desvio

(%)

95-2-1 4,6±±±±0,3 4,6±±±±0,3 0%

95-2-2 8,2±±±±0,2 8,2±±±±0,7 0%

95-2-3 20,9±±±±1,1 22,3±±±±1,1 -6%

96-1-1 8,6±±±±0,3 8,3±±±±0,8 +4%

96-1-2 17,4±±±±0,4 16,3±±±±1,3 +7%

96-1-3 3,5±±±±0,1 3,4±±±±0,4 +3%

96-2-1 25,9±±±±0,3 22,3±±±±0,9 +16%

96-2-2 10,4±±±±0,2 10,5±±±±0,8 -1%

96-2-3 6,1±±±±0,1 6,0±±±±0,4 +2%

96-3-1 9,3±±±±0,1 9,0±±±±0,9 +3%

96-3-2 31,4±±±±0,2 30,5±±±±2,8 +3%

96-3-3 8,5±±±±0,1 7,9±±±±0,7 +8%

54

y = 1.0114x + 0.0151R2 = 0.98

N=12

0

5

10

15

20

25

30

35

0 10 20 30 40

Lab. OHS [Hg] µµµµg.g-1

LR

EP

F [

Hg

] µµ µµg

.g-1

Figura 23. Performance do LREPF no programa de exercício de

intercalibração com o OHS-Canadá na determinação de Hg em amostras de

cabelo.

Na rotina analítica do laboratório da FE em amostra de cabelo,

utilizaram-se duas amostras de referência certificadas (IAEA-085 e 086) e

duas de “referência interna” (RFCB-5486 e 5487). As médias mensais destas

amostras foram utilizadas para avaliação da performance deste laboratório

ao longo do ano de 1996 (figuras 24, 25, 26 e 27).

0.00

5.00

10.00

15.00

20.00

25.00

30.00

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tempo (mês)

FE

[H

g]

µµ µµg

.g-1

[Hg] F.E.

Média (IAEA)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

Figura 24. Performance da FE na determinação de Hg na amostra certificada

de cabelo (IAEA-085) durante o ano de 96.

55

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1 2 3 4 5

Tempo (mês)

FE

[H

g]

µµ µµg

.g-1

[Hg] F.E.

Média (IAEA)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

Figura 25. Performance da FE na determinação de Hg na amostra certificada

de cabelo (IAEA-086) durante o ano de 96.

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Tempo (mês)

FE

[H

g]

µµ µµg

.g-1

[Hg] F.E.

Média (LREPF)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

Figura 26. Performance da FE na determinação de Hg na amostra de cabelo

de “referência interna” (RFCB-5486) durante o ano de 96.

56

4.00

5.00

6.00

7.00

8.00

9.00

10.00

3 4 5 6 7 8 9 10

Tempo (mês)

FE

[H

g]

µµ µµg

.g-1

Média (LREPF)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

[Hg] F.E.

Figura 27. Performance da FE na determinação de Hg na amostra de cabelo

de “referência interna” (RFCB-5487) durante o ano de 96.

Algumas amostras de cabelo coletadas na bacia do rio Tapajós nas

proximidades da cidade de Santarém-PA, após os procedimentos de

lavagem, secagem, picotagem e homogeneização, foram divididas em duas

alíquotas, para serem analisadas nos laboratórios da FE e LREPF. A

correlação dos resultados entre os dois laboratórios nesta intercalibração

segue na figura 28.

57

y = 1.2663x - 2.2895R2 = 0.9782

N=18

0

10

20

30

40

50

0 10 20 30 40

LREPF [Hg] µµµµg.g-1

FE

[H

g]

µµ µµg

.g-1

Figura 28. Avaliação dos resultados obtidos em amostras de cabelo

analisados pelos laboratórios da FE e LREPF.

Realizou-se também uma intercalibração entre os laboratórios da

Universidade de Odense (Dinamarca) e o da Fundação Esperança (FE), em

amostras de cabelo coletadas de ribeirinhos do vilarejo de São Luís do

Tapajós-PA. A correlação desses resultados segue na figura 29.

Ambas avaliações (figuras 28 e 29) monstram um excelente

desempenho da FE nas determinações de Hg em amostras de cabelo.

58

y = 1.0711x - 1.6788R2 = 0.9748

N= 17

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 20 40 60 80

Lab. de Odense [Hg] µµµµg.g-1

FE

[H

g]

µµ µµg

.g-1

Figura 29. Avaliação dos resultados obtidos em amostras de cabelo

analisados pelo laboratório da FE e o Laboratório de Odense.

O LREPF também teve sua performance avaliada na rotina de

determinação de Hg em cabelo, utilizando-se as amostras certificadas de

referência IAEA-085 e 086 (figuras 30 e 31) e de “referência interna” RFCB-

5487 (figura 32).

59

0.00

5.00

10.00

15.00

20.00

25.00

30.00

1 2 3 4 5 6 7

Tempo (mês)

LR

EP

F [

Hg

] µµ µµ

g.g

-1

[Hg] LREPF

Média (IAEA)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

Figura 30. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de

cabelo certificada de referência (IAEA-085) durante o ano de 96

(Apêndice II).

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1 2 3 4 5

Tempo (mês)

LR

EP

F [

Hg

] µµ µµ

g.g

-1

[Hg] LREPF

Média (IAEA)

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

Figura 31. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de

cabelo de referência certificada (IAEA-086) durante o ano de 96

(Apêndice II).

60

4.00

5.00

6.00

7.00

8.00

9.00

10.00

1 2 3 4 5 6 7

Tempo (mês)

LR

EP

F [

Hg

] µ µ µ µ

g.g

-1 Média

(+1 D.P.)

(-1 D.P.)

(+2 D.P.)

(-2 D.P.)

[Hg] LREPF

Figura 32. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de

cabelo de “referência interna” (RFCB-5487) durante o ano de 96 (Apêndice).

III.6. Resultados de sangue

Obtiveram-se bons resultados nas determinações de Hg em amostras

de sangue de referência certificada, tanto para as análises realizadas na FE

como no LREPF, comparados com o valores certificados fornecido pela

Seronorm (Seros A/S) (tabela 18).

Tabela 18. Resultados das concentrações de Hg (µg.L-1) em amostras de

sangue certificada, utilizando a técnica de microondas (n=5).

Sangue

(Seronorm)

LREPF

(m ±±±± d.p.)

FE

(m ±±±± d.p.)

Valor Certificado

m (faixa intervalo)

N°°°°205052 3,20±±±±0,04 3,50±±±±0,24 3,00 (2-4)

N°°°°205053 13,23±±±±1,64 14,00±±±±2,22 12,00 (12-14)

N°°°°203056 8,80±±±±0,65 10,60±±±±0,85 9,00 (8-9)

61

As figuras 33 e 34 mostram os resultados do programa de exercícios

de intercalibração em amostras de sangue nos anos de 1995 e 1996,

respectivamente, entre a FE e o Centre de Toxicologie du Québèc-Canadá.

Consideraram-se como boas as correlações nos períodos avaliados, uma vez

que os valores em sangue são muito baixos e, sua determinação é, portanto,

mais difícil e delicada.

y = 0.8322x + 0.6512R2 = 0.943

N=13

0.00

5.00

10.00

15.00

20.00

25.00

30.00

0.00 10.00 20.00 30.00 40.00

CTQ (µµµµg.L-1)

FE

(µµ µµg

.L-1

)

Figura 33. Correlação dos resultados de Hg em sangue entre o laboratório da

FE e o Centre de Toxicologie du Québèc no ano de 1995.

62

y = 0.8521x + 1.0547

R2 = 0.9551N=21

0.00

5.00

10.00

15.00

20.00

25.00

30.00

0.00 5.00 10.00 15.00 20.00 25.00 30.00

CTQ (µµµµg.L-1)

FE

(µµ µµ

g.L

-1)

Figura 34. Correlação dos resultados de Hg em sangue entre o laboratório da

FE e o Centre de Toxicologie du Québèc no ano de 1996/97.

III. 7. Limite de detecção das técnicas

Baseando-se nas médias dos brancos controles, de cada uma das

matrizes em questão, calculou-se o limite de detecção de cada método

(tabela 19).

Tabela 19. Limites de detecção (L.D.) dos procedimentos analíticos totais

relativos as diferentes matrizes avaliadas nas determinações de Hg em

rotina.

Matriz Média brancos

(n=15) (µµµµg.L-1)

Média

massa ou volume

L.D.

Sedimento 0,20 0,50 g 4 µµµµg.Kg-1

Solo 0,20 0,50 g 4 µµµµg.Kg-1

Urina 0,30 2,00 mL 1,5 µµµµg.L-1

Cabelo 0,30 0,085 g 35 µµµµg.Kg-1

Peixe 0,50 0,50 g 10 µµµµg.Kg-1

Sangue 0,30 1,00 mL 3 µµµµg.L-1

63

III. 8. Dificuldades e desempenho dos laboratórios

implantados

Muitas dificuldades foram encontradas para o pleno funcionamento

dos laboratórios da Amazônia. A principal diz respeito ao treinamento, pois

inicialmente a alta rotatividade de pessoal fez com que tivéssemos que nos

deslocar para a região repetidas vezes para mais um treinamento.

No laboratório da FE decidimos por usar pantufas nos pés e dar boa

vedação à porta de entrada do laboratório, pois a rua ao lado não era

asfaltada e com linha circular de ônibus, o que promovia níveis de poeira

elevados. A alta umidade relativa do ar obrigava-nos a manter ligado, por dia

e noite, o aparelho de ar condicionado, para evitar danos aos equipamentos.

Outro fator crítico na região é a falta intermitente de energia, o que,

por várias vezes, nos fez perder séries de amostras; este problema atingia

mais o laboratório da UNIR. Com isso foi necessária a aquisição de

estabilizador “no break” pelo menos para o sistema de determinação de Hg

(FIMS).

Contudo, obteve-se bons resultados nos dois laboratórios implantados

na Amazônia com aproximadamente 2.500 amostras analisadas, que

realizadas em triplicatas são cerca de 7.500 mil determinações, isto só no

ano de 1996 (tabela 20).

Atualmente, o laboratório da FE vêm prestando serviços na

determinação de Hg em peixes para duas tese de mestrado que estão sendo

realizadas no Imperial College (Inglaterra).

O laboratório de Hg da UNIR vêm prestando serviços analíticos para

uma monografia do curso de bacharelado em geografia com determinações

de Hg em peixe e cabelo e, uma tese de doutorado com a Universidade

Estadual Paulista (UNESP), com determinações de Hg em solo e sedimento.

64

Tabela 20. Produção analítica dos laboratórios da Amazônia no ano de 1996.

Amostras FE UNIR Total Amostras

Sedimento/Solo --- 60 60

Peixe 781 820 1601

Urina 030 --- 030

Cabelo 558 080 638

Sangue 132 --- 132

Total 1501 960 2461

65

IV. CONCLUSÕES

Para todas as matrizes em questão conseguiu-se digestões perfeitas

com a utilização de forno de microondas. O uso desta técnica demonstrou

algumas vantagens como; rapidez, boa reprodutibilidade, bastante confiável

e seguro, com redução significativa dos riscos de contaminação e/ou perdas.

Considerou-se como desvantagens o custo do equipamento e de seus

acessórios.

O sistema microondas devido à sua sofisticação e ao alto custo de

seus acessórios deve ter seu uso direcionado para a digestão de matrizes

que apresentam níveis de Hg mais baixos, como urina e principalmente,

sangue.

Os resultados aqui apresentados mostraram uma excelente

performance dos procedimentos adotados para as diferentes matrizes

analisadas e nos três laboratórios avaliados. Por este motivo é que os

valores médios utilizados para as avaliações, no controle de qualidade

analítico de cada laboratório, foram bastante satisfatórios. O uso de

amostras de referência certificada na rotina é muito dispendioso,

principalmente para os laboratórios com grandes rotinas analíticas. As

amostras de referência certificadas são de grande valia para o

estabelecimento de métodos analíticos em desenvolvimento, podendo

inclusive, serem utilizadas para estabelecer a concentração de Hg nas

amostras de “referência interna”. Necessita-se produzir, para uso na rotina,

amostras de referência, a que intitulamos de “referência interna”, pois a

participação em programas de exercício de intercalibração, que normalmente

ocorre de 2 em 2 meses (que é de grande importância) não controla as

variáveis que podem ocorrer no dia a dia analítico de cada laboratório.

A implantação de sistemas automatizados e consequentemente mais

rápidos simplificou e possibilitou o rápido estabelecimento de 2 laboratórios

de elevada qualidade analítica para determinação de Hg na Amazônia.

Os laboratórios de Hg da Amazônia, ou seja o da FE e da UNIR, serão

doados oficialmente no final deste ano (1997) para a Universidade Federal

66

do Pará (UFPA) e Universidade Federal de Rondônia (UNIR)

respectivamente. Este ato faz parte da última cláusula do Projeto Mercúrio

financiado pela União Européia que tem seu término no final deste ano. O

laboratório de Hg da UNIR desde o início deste ano já vem recebendo

manutenção com recursos da Universidade, o mesmo deverá ocorrer com o

laboratório da FE assim que a doação for oficializada com a UFPA.

Os equipamentos adquiridos pelo projeto que, desde o início, foram

utilizados no LREPF também estarão sendo doados para a UFRJ no final

desde ano. Independente do término do Projeto Mercúrio os laboratórios

Amazônicos continuaram recebendo suporte técnico-científico do LREPF-

UFRJ.

67

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72

APÊNDICE 1

Manual de procedimentos no Laboratório de Hg da

Fundação Esperança/UNIR.

(versão VI em 11/02/97)

Olaf Malm & Wanderley Rodrigues Bastos

I. Preparação de soluções:

• Para lavagem de material:

Bacia 1: Detergente neutro: Solução a 5% (50 mL para cada litro de

água destilada)

Bacia 2: Solução ácida: Solução 5% de ácido nítrico. Diluir 75 mL do

ácido (HNO3 65%) para um volume final de 1 litro de água destilada ou

equivalente.

• Para digestão das amostras:

HNO3 65%

H2O2 30 volumes

H2SO4 97%

KMnO4 Saturada (aproximadamente 5%)

KMnO4 saturada : H2SO4 concentrado - (100:3)

NH2OH.HCl (saturada)

• Purificação da solução de KMnO4 5%

Para preparar 1 litro de solução, pesar 55 g de KMnO4 em um becher,

adicionar aproximadamente 800 mL de água milli-Q e colocar para agitar.

Pesar 2,75 g de Oxalato de Amônio e acrescentar ao KMnO4. Deixar

agitando durante uma noite (protegido da luz com papel de alumínio).

73

No dia seguinte deixar em repouso por aproximadamente 2 horas,

desprezando a parte inferior da solução. Guardar em frasco escuro.

• Solução para determinação de Hg nas amostras (FIMS):

NaBH4:NaOH (0,2%:0,05%). Adicionar primeiramente 0,5 g de

hidróxido de sódio (NaOH) em água milli-Q e a seguir adiciona-se 2,0 g de

borohidreto de sódio (NaBH4), completando o volume à 1000 mL com água

milli-Q. A solução tem duração de até 24hs.

HCl 3%. Adiciona-se o ácido a água. Colocar 81 mL de ácido clorídrico

(HCl) em cerca de 500 mL de água milli-Q, completando o volume para 1000

mL.

• Preparo de Padrões analíticos de Calibração para determinação

de Hg:

Inicialmente prepara-se uma solução de 1000 ppb (1 ppm) de Hg em

meio ácido (HNO3 5%) e oxidante (K2Cr2O7, 0,01%). Esta solução é válida

por 2 meses se guardada na geladeira.

Prepara-se então os padrões de 5, 10, 20, 30, 40 ppb em meio de

HNO3 à 5%, acrescentando de 1 a 2 gotas de KMnO4 à 5%.

II. Calibração dos pipetadores automáticos por gravimetria.

Tarar um pequeno recipiente na balança analítica e aferir as pipetas

para um volume conhecido, por exemplo 1000 µL. Pipetar H2O Milli-Q e

colocar no recipiente e verificar se o peso está próximo de 1000 mg (1g).

Obs: Realizar aferição dos pipetadores automáticos com a

balança analítica a cada três meses e anotar no caderno de

protocolo. Cada pipetador deve ter um número.

74

III. Lavagem de Material

Lavar em água de torneira e retirar qualquer resíduo existente (com

escova ou bombril). Deixar os frascos de coleta ou vidraria no banho de

Extran (bacia 1) por 24 horas. Enxaguar com água milli-Q, colocando-os em

banho ácido (bacia 2) por mais 24 horas. Enxaguar com água Milli-Q. Deixar

secar à temperatura ambiente ou por em uma estufa à 50oC.

IV. Produção de água Milli-Q

Abrir a água para o sistema de purificação (Filtro de carvão ativo,

Destilador, Deionizador, Milli-Q). Ligar o disjuntor do destilador. Abrir as

torneiras dos reservatórios de água destilada, deionizador e reservatório de

água deionizada. Verificar quando o nível d'água no reservatório de água

deionizada esta alto e então pode-se ligar o sistema Milli-Q. Com a chave na

posição RECIRCULATION apertar o botão STANDBY para a posição

OPERATE. Após ser indicada a resistividade 18MΩ.cm girar a chave para a

posição PRODUCTION. Após a coleta d′água retornar a chave para a

posição RECIRCULATION e então STANDBY.

V. Preparação de amostras

• Metodologia de digestão de amostras de urina para

determinação de Hg.

Opções:

Técnica Dinamarquesa - Colocaram-se 2,0 mL de urina no frasco de

Teflon com 3,0 mL de HNO3 7M. Coloca-se no forno de microondas por

10 minutos com potência de 100%. Esperar esfriar. Retirar 1000 µL e

adicionar 4,0 mL de uma solução de KMnO4 saturada:H2SO4

concentrado (100:3). Agitar com agitador. Deixar 30 minutos no banho

quente a 75oC. Esfriar. Reduzir o poder oxidante da mistura com com

75

500 µL de solução de cloridrato de hidroxilamina (NH2OH.HCl) saturada.

Ajustar o volume a 10,0 mL e homogeneizar. Proceder a leitura no

sistema FIMS.

• Técnica da UFRJ (tradicional) - Colocam-se 5,0 mL de urina em um

balão volumétrico de 50 mL, adiciona-se 10 mL de HNO3:H2SO4 (1:1)

em banho de gelo. Coloca-se em banho-maria à 60°C por 30 minutos.

Adiciona-se 10 mL de KMnO4 5% em banho de gelo, e a seguir colocar

em banho-maria por 30 minutos a 60°C. Deixar overnight, titular com

gotas de cloridrato de hidroxilamina (NH2OH.HCl) 12%, aferir o volume a

50 mL com água Milli-Q e após 30 minutos proceder a determinação da

concentração de Hg por espectrofotometria de absorção atômica.

• Nova técnica da UFRJ/FE - Degela-se a urina até temperatura

ambiente, colocam-se 2,0 mL de urina no frasco digestor do microondas

(LDV) e adiciona-se suavemente 4,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e

5,0 mL de KMnO4 5%, fecha-se os tubos hermeticamente, certificando-se

sempre a presença da membrana de segurança na tampa de cada frasco.

Coloca-se os tubos no carrossel (total de 12 frascos por carrossel) e em

seguida no forno microondas na programação "URINA HG",

selecionando-se uma das amostras para o controle de pressão, que será

o controle de pressão e o sistema de segurança do microondas. Após o

término no microondas, deixar esfriar e agitar cada tubo para

homogeneizar. Abrir os tubos e adicionar gotas de NH2OH.HCl 12% até a

redução do excesso de KMnO4. Aferir o volume final a 10 mL com H2O

milli-Q. Procedendo-se a leitura no FIMS.

76

• Metodologia de digestão de amostras de cabelo para

determinação de Hg

• Nova técnica da UFRJ

Lavagem: Lavar o cabelo com cerca de 10 mL de uma solução de EDTA

0,01% em um becher de 50 mL durante 1 hora. Em seguida enxaguar

várias vezes com água milli-Q e colocar na estufa a 40°C para secar.

Digestão: Picotar ao máximo a massa de cabelo lavada. Pesa-se entre 20 e

50 mg de cabelo diretamente nos tubos de digestão (LDV). Adiciona-se

3,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e a seguir 6,0 mL de KMnO4 5%

lentamente. Fechar os tubos de digestão, colocar o carrossel no forno de

microondas. Rodar o programa “CABELO Hg”. Após resfriamento agitar

cada tubo para homogeneizar. Abrir os tubos e adicionar gotas de

NH2OH.HCl 12%. Transferir para os tubos do FIMS, aferindo o volume a

10 mL e proceder a análise.

• Metodologia de digestão de amostras de peixe para

determinação de Hg

• Nova técnica da UFRJ - Pesa-se 500 mg de peixe fresco ou 50 mg de

peixe liofilizado diretamente nos LDV e adicionar 1,0 mL de H2O2 30%, a

seguir adicionar 3,0 mL de HNO3:H2SO4 (1:1) lentamente e após 5,0 mL

de KMnO4 5%, também lentamente. Fechar os tubos de digestão e

colocar o carrossel no forno de microondas. Rodar o programa

“PEIXE Hg”. Após resfriamento agitar cada tubo para homogeneizar. Abrir

os tubos, adicionar gotas de NH2OH.HCl 12% e aferir volume a 10 mL

com H2O milli-Q e analisar no FIMS.

77

VI. Controle de Qualidade

• Dois tipos de amostras controle são importantes no processo de

determinação de Hg, os brancos e as amostras de referência. Para cada 5

amostras preparadas deve ser feito uma amostra controle (branco) onde

estão presentes somente os reagentes (sem amostras). As amostras

referência são amostras com concentrações conhecidas, algumas com

valores certificados por laboratórios de referência. Tanto os controles

como as amostras de referência passam por todas as etapas de

tratamento como se fossem amostras.

• Em princípio, foi testada a técnica dinamarquesa para urina que já utiliza o

forno de microondas em parte do seu procedimento. Comparativamente

foi usada a técnica tradicional do LREPF-UFRJ e desenvolvida uma nova

técnica somente se utilizando do forno de microondas com menor número

de manipulações das amostras, e portanto com menores possibilidades de

contaminação.

• É uma meta deste projeto o desenvolvimento e implantação de várias

técnicas (para urina, cabelo, peixe, sangue) em que todo o processo de

digestão de amostras seja realizado no forno de microondas.

• Entretanto este laboratório terá condições de realizar qualquer técnica

tradicional já estabelecida no LREPF-UFRJ ou de outros laboratórios.

VII. Utilização do forno de microondas

• Montagem dos carrosséis no forno e do sistema de controle de

pressão

Passar o tubo controlador de pressão para dentro do forno, encher o

monitor de pressão com água (milli-Q) até o final do tubo com a válvula

externa na posição aberta. Colocar a válvula na posição “neutral”. Colocar o

carrossel com os frascos de reação previamente lavados, com as amostras

devidamente pesadas, assim como os reagentes (de acordo com a

metodologia a ser seguida) dentro do forno. Conectar o tubo controlador da

pressão no frasco mestre. Lembrar sempre de verificar se a membrana de

78

segurança está colocada e o seu suporte bem apertado. Os frascos de

Teflon LDV (Lined Digestion Vessel) suportam a pressão de 200 psi.

Ligar o forno de microondas na parte traseira do equipamento. No

menu principal escolher F3 (Recall method/data), e a seguir F1 (Recall stored

method), para então escolher o método a ser executado e pressionar F1

(Load program). O sistema ainda pede confirmação do tipo de frasco digestor

que está sendo usado (que deve ser o Line Device Vessel - LDV). Carregar

primeiro o programa INICIO para condicionar o sistema e executá-lo.

Carregar o método à ser executado. O método pode ser revisto utilizando-se

F3. Para executá-lo pressiona-se F4 (Start).

Após o término da digestão no microondas deve-se esperar que a

pressão retorne ao valor normal (2 ou 1psi) para que se possa soltar o tubo

sensor de pressão e retirar o carrossel.

IMPORTANTE: "Sempre utilizar o ventilador na potência máxima de

100%"

É aconselhável, entretanto, que todo usuário leia os manuais de

instrução dos sistemas MDS-2000.

VIII. Utilização do equipamento de análise de Mercúrio (Flow

Injection Mercury System - FIMS)

Sistema do Gás: Abrir os reguladores da garrafa de gás Argônio.

Primeiro abrir a válvula do cilindro que permitirá verificar a pressão no

cilindro. Abrindo-se a válvula deste manômetro poderá ser verificada e

controlada no manômetro a pressão que irá para o FIMS, que será de 7

libras. Existe ainda uma última torneira que libera o gás para o equipamento,

que deve ser aberta. O fluxo de Argônio no regulador interno do FIMS deve

ser de 40 a 50 mL por minuto.

Após a montagem dos tubos de reagentes nas bombas peristálticas e

no separador gás-liquido, deve-se regular os fluxos dos reagentes com o

auxílio de provetas volumétricas. Deve-se ter atenção para não se trocar os

tubos dos reagentes que tem cores próprias. Tubo com a marca vermelha

79

para o redutor (NaBH4) e amarelo para o oxidante (HCl). O fluxo do redutor

deve ser entre 5 a 7 mL.min-1, enquanto o de HCl entre 9 e 11 mL.min-1.

Deve-se então ajustar o fluxo do dreno do separador gás-liquido

aumentando-se o fluxo apertando-se o tensor até que inicie a saída de

bolhas por este tubo (preto). Pode-se então conectar o tubo de geração de

vapor com a célula de detecção do equipamento.

O programa WINLAB só pode ser acionado após ter sido ligado o

sistema FIMS, que controla a rotação das bombas, mas principalmente o

sistema ótico do detetor que irá medir a absorção atômica pelos átomos de

Hg que passam pela célula. Entra-se no Windows e, em seguida, no

AAWinlab. Deve-se então estabelecer (FILE, NEW, METHOD) ou carregar

(FILE, OPEN, METHOD) o método analítico (condições de calibração assim

como a ordem de leitura dos padrões, padrões de referência, quality control,

etc...). A seguir estabelece-se (FILE, NEW, SAMPLE INFO) ou carrega-se

(FILE, OPEN, SAMPLE INFO) as informações sobre amostras (Sample

Information) onde ficam registradas a identificação das amostras e brancos

de amostras. A seguir carrega-se o modelo de procedimento de laboratório

(FILE, OPEN, LAB PROCEDURE) como por exemplo auto lab. para

automated analysis. É importante que no SETUP do automated analysis se

coloque o nome do sample information file e de um nome para arquivo em

que sejam salvos os resultados, e para que se permita imprimir um Quick

Report após uma rotina de trabalho. Deve-se também clicar na tabela no

quadrado (que gerará um X) indicando que as amostras serão definidas no

"Defined in Sample Info File". prossegue-se então para o item ANALYZE do

automated analysis onde clicando-se "Analyze all" será possível se calibrar

e analisar todas as amostras e brancos listados.

• Desliga-se o FIMS, fecha-se os gases e solta-se os tensores nos

tubos com as bombas peristálticas.

• Só pode desligar o computador após sair do Windows.

80

IX. Riscos de contaminação de amostras e reagentes

A contaminação de vidraria, frascos e reagentes é o principal

problema de um laboratório. Poeira no ambiente, procedimentos de lavagem

incorretos ou incompletos, mal acondicionamento ou manuseio de material

de laboratório, inclusive de reagentes podem requerer dias ou semanas para

serem identificados e suas conseqüências sanadas. Papel, tinta, são também

fontes importantes de Hg portanto cuidado deve ser tomado para evitar o

contato destes materiais com amostras ou vidraria.

X. Riscos de acidente no laboratório

Deve-se tomar cuidado com os reagentes utilizados nas análises de

Hg que são em sua maioria fortes oxidantes. Assim o risco de queimaduras

ou destruição de materiais ou vestimentas é uma constante. Assim a

preparação de soluções deve ser feita sempre em capelas com exaustão.

Sempre que soluções ácidas estiverem sendo preparadas adiciona-se o

ácido à água, pois o contrário pode levar a reações muito fortes com

explosão e salpicamento de ácidos.

É proibido fumar no laboratório porque na reação de

redução de Hg a Hg°°°° há geração de hidrogênio que é explosivo.

81

Ao sair do Laboratório nunca esquecer:

• Desligar o sistema destilador e fechar a água.

• Colocar o sistema Milli-Q na posição STANDBY.

• Desligar o FIMS, retirar o filtro passar água nos tubos e

relaxar o tensor dos tubos

• Desligar o computador e o NO BREAK (dois interruptores)

• Desligar o forno de microondas

• Desligar a exaustão da capela

• Limpar as balanças analíticas

• Não desligar o ar condicionado

• Retirar todos os plugues das tomadas

82

APÊNDICE 2

1. Resultados de solo e sedimento

Resultados dos teores de Hg em solo e sedimento (amostras referência).

Comparação das técnicas FIMS E VGA. n=03

AMOSTRAS FIMS (µµµµg.g-1) VGA-76 (µµµµg.g-1) Desvio

PO-004B 0,06 0,065 -8%

PO-004A 0,057 0,067 -15%

RRSL-0280 0,15 0,17 -12%

GMSL-0167 0,23 0,21 +10%

RASL-1718 0,30 0,32 -6%

POND-02 1,18 1,16 +2%

GMSL-0169 1,58 1,70 -7%

IAEA-0356 6,01 6,50 -8%

ROSD-0708 6,97 7,58 -8%

83

Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de solo de

“referência interna” (APSL-4289).

Média=0,094 D.P.=0,013 C.V.=13% N =15

Determinado pelas técnicas FIMS, VGA e IPEN-SP

Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

jan-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 6

fev-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 3

mar-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 6

abr-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 9

mai-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 5

jun-96 0,09 0,11 0,08 0,09 0,01 11 3

jul-96 0,09 0,11 0,08 0,11 0,01 9 4

ago-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 5

set-96 0,09 0,11 0,08 0,11 0,01 9 3

out-96 0,09 0,11 0,08 0,09 0,01 11 5

nov-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 4

dez-96 0,09 0,11 0,08 0,08 0,008 10 7

84

Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de sedimento de

“referência interna” (APSD-4288).

Média=0,397 (µµµµg.g-1) D.P.=0,071 C.V.=18% N =15

Determinado pelas técnicas FIMS, VGA e IPEN-SP.

Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

jan-96 0,40 0,47 0,33 0,37 0,03 8 7

fev-96 0,40 0,47 0,33 0,33 0,01 3 6

mar-96 0,40 0,47 0,33 0,39 0,01 3 5

abr-96 0,40 0,47 0,33 0,34 0,01 3 9

mai-96 0,40 0,47 0,33 0,34 0,02 6 8

jun-96 0,40 0,47 0,33 0,37 0,03 8 5

jul-96 0,40 0,47 0,33 0,40 0,03 8 10

ago-96 0,40 0,47 0,33 0,34 0,02 6 8

set-96 0,40 0,47 0,33 0,36 0,01 3 5

out-96 0,40 0,47 0,33 0,36 0,01 3 7

Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de solo de

“referência interna” (APSL-4290)

Média=0,141(µµµµg.g-1) D.P.=0,025 C.V.=18% N =15

Determinado pelas técnicas FIMS, VGA e IPEN-SP.

Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

jan-96 0,14 0,17 0,12 0,16 0,01 6 7

fev-96 0,14 0,17 0,12 0,16 0,02 13 5

mar-96 0,14 0,17 0,12 0,17 0,03 18 9

abr-96 0,14 0,17 0,12 0,14 0,01 7 5

mai-96 0,14 0,17 0,12 0,17 0,01 6 8

jun-96 0,14 0,17 0,12 0,17 0,01 6 4

jul-96 0,14 0,17 0,12 0,16 0,01 6 3

ago-96 0,14 0,17 0,12 0,14 0,02 14 7

85

2. Resultados de peixe

Valores obtidos nos controles de peixe APPX-2960 no laboratório da FE

durante o ano de 1996.

Amostra

Referência

Lab. FE

(µµµµg.g-1)

Vl.Refer.

(µµµµg.g-1)

Faixa Aceitável

(µµµµg.g-1)

Desvio (%)

APPX-2960 5,10 4,96 4,72 - 5,19 +3%

APPX-2960 4,60 4,96 4,72 - 5,19 -7%

APPX-2960 5,30 4,96 4,72 - 5,19 +7%

APPX-2960 4,50 4,96 4,72 - 5,19 -8%

APPX-2960 5,15 4,96 4,72 - 5,19 +4%

APPX-2960 4,55 4,96 4,72 - 5,19 -8%

APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%

APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%

APPX-2960 4,50 4,96 4,72 - 5,19 -9%

APPX-2960 5,15 4,96 4,72 - 5,19 +4%

APPX-2960 4,55 4,96 4,72 - 5,19 -8%

APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%

APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%

APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%

86

Resultados do Lab. da FE em amostra de peixe de

“referência interna” (APPX-2960) (µg.g )

Valor de referência: Média=4,96 (µg.g )

D.P.=0,23 C.V.=5%

Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N

jan-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,1 0,3 5,88 20

fev-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,6 0,28 6,09 18

mar-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,3 0,25 4,72 15

abr-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,5 0,27 6,00 17

mai-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,15 0,5 9,71 23

jun-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,55 0,45 9,89 15

jul-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,2 0,32 7,62 17

ago-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,2 0,39 9,29 35

set-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,5 0,15 3,33 24

out-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,15 0,6 11,65 32

nov-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,55 0,36 7,91 14

dez-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,2 0,28 6,67 17

87

Resultados do Lab. da UNIR em amostra de peixe de

“referência interna” APPX-2960 (µg.g-1)

Valor de referência: Média=4,96 (µg.g-1)

D.P.=0,23 C.V.=5%

Período Média + 1DP - 1DP + 2DP - 2DP [Hg] UNIR D.P. C.V. % N

jan-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,12 0,17 3,32 20

fev-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 4,89 0,16 3,27 25

mar-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 4,97 0,11 2,21 20

abr-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,16 0,08 1,55 15

mai-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 4,92 0,14 2,85 15

jun-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,10 0,11 2,16 20

jul-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,00 0,15 3,00 20

ago-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,10 0,11 2,16 25

set-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,16 0,2 3,88 15

out-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,14 0,22 4,28 20

nov-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,18 0,26 5,02 25

dez-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,07 0,11 2,17 15

88

Resultados do Lab. da UNIR em amostra de peixe de

“referência interna” APPX-2958 (µg.g-1)

Valor de referência: Média=2,96 (µg.g-1)

D.P.=0,09 C.V.=3%

Período Média + 1DP - 1DP + 2DP - 2DP [Hg] UNIR D.P. C.V. % N

jan-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,93 0,19 6,48 25

fev-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,07 0,04 1,30 20

mar-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,98 0,14 4,70 15

abr-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,95 0,18 6,10 25

mai-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,94 0,19 6,46 15

jun-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,92 0,28 9,59 10

jul-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,16 0,18 5,70 15

ago-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,10 0,26 8,39 15

set-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,12 0,16 5,13 20

out-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,13 0,24 7,67 20

nov-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,03 0,24 7,92 15

dez-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,14 0,14 4,46 25

89

Resultados do LREPF em amostra de peixe de

referência interna APPX-2960 (µg.g-1)

Valor de referência: Média=4,96 (µg.g-1)

D.P.=0,23 C.V.=5%

Período Média + 1 DP - 1 DP + 2 DP - 2 DP [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

jan-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,12 0,17 3,32 20

fev-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,89 0,16 3,27 25

mar-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,97 0,11 2,21 20

abr-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,73 0,27 5,71 15

mai-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,92 0,14 2,85 15

jun-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,10 0,11 2,16 20

jul-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,00 0,15 3,00 20

ago-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,11 0,32 6,26 25

set-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,92 0,15 3,05 15

out-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,14 0,22 4,28 20

nov-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,13 0,36 7,02 25

dez-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,07 0,11 2,17 15

90

Resultados do LREPF em amostra de peixe de

referência interna APPX-2958 (µg.g-1)

Valor de referência: Média=2,96 (µg.g-1)

D.P.=0,09 C.V.=3%

Períod

o

Média + 1 DP - 1 DP + 2 DP - 2 DP [Hg] LREPF D.P C.V. % N

jan-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,05 1,63 10

fev-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,07 0,07 2,28 12

mar-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,1 3,27 8

abr-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,8 0,08 2,86 4

mai-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,09 2,94 12

jun-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,07 0,11 3,58 16

jul-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,14 0,11 3,50 12

ago-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,15 4,90 17

set-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,78 0,11 3,96 13

out-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,77 0,14 5,05 9

nov-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,08 0,09 2,92 7

dez-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,05 0,1 3,28 12

91

Resultados das determinações de Hg em amostras de peixe (µg.g-1) nos

laboratórios da FE e UNIR.

CÓDIGO

Amostra

Result.FE

n=3

Result. UNIR

n=3

Desvio %

001 0,005 0,005 0%

003 0,011 0,013 +18%

004 0,210 0,231 +10%

011 0,160 0,190 +19%

012 0,085 0,096 +13%

013 0,082 0,092 +12%

016 0,017 0,017 0%

022 0,284 0,260 -9%

052 0,700 0,807 +15%

055 0,100 0,115 +15%

058 0,100 0,086 -14%

060 0,094 0,109 +16%

061 0,096 0,118 +23%

062 0,099 0,117 +18%

063 0,006 0,006 0%

065 0,145 0,165 +14%

067 0,176 0,218 +24%

068 0,060 0,071 +18%

073 0,033 0,031 -6%

074 0,196 0,214 +9%

076 0,057 0,050 -12%

078 0,015 0,018 +20%

082 0,053 0,058 +9%

083 0,049 0,056 +14%

084 0,014 0,016 +14%

089 0,056 0,044 -21%

092 0,050 0,062 24%

106 0,238 0,227 -5%

92

Resultados das determinações de Hg em amostras de peixe (µg.g-1) nos

laboratórios da UNIR e LREPF.

Código Result. UNIR n=3 Result. LREPF n=3 Desvio %

STMPx06 0,751 0,853 -12%

STMPx08 0,696 0,710 -2%

STMPx09 0,056 0,060 -7%

STMPx10 0,022 0,020 +10%

STMPx12 0,709 0,760 -7%

STMPx13 0,045 0,040 +12%

STMPx14 0,163 0,150 +8%

STMPx15 0,097 0,100 -3%

STMPx16 1,328 1,202 +10%

STMPx20 0,514 0,610 -16%

STMPx21 0,102 0,100 +2%

STMPx22 1,001 1,124 -11%

STMPx23 0,610 0,522 +17%

STMPx25 0,077 0,070 +10%

STMPx26 0,188 0,164 +15%

STMPx31 1,042 1,021 +2%

STMPx32 0,041 0,050 -18%

STMPx33 0,051 0,050 +2%

STMPx34 0,199 0,230 -14%

STMPx35 0,041 0,040 +2%

STMPx36 0,052 0,050 +4%

STMPx37 0,086 0,080 +7%

STMPx38 0,389 0,363 +7%

STMPx40 0,113 0,140 -19%

STMPx41 0,049 0,055 -11%

STMPx42 0,044 0,046 -4%

STMPx45 0,110 0,130 -15%

STMPx46 0,104 0,100 +4%

STMPx47 0,203 0,177 +15%

STMPx50 0,050 0,043 +16%

STMPx51 0,731 0,687 +6%

STMPx53 0,698 0,699 0%

STMPx54 0,078 0,076 +3%

STMPx55 0,105 0,103 +2%

STMPx56 0,522 0,540 -3%

STMPx57 0,090 0,080 +12%

STMPx58 0,476 0,580 -18%

STMPx59 0,708 0,690 +3%

93

4. Resultados de urina

Resultados da concentração de Hg (µg.L-1) nas amostras de urina analisadas

pelos três grupos (laboratórios de Odense, LREPF e FE).

Amostra Odense (n=3) LREPF (n=3) Lab. FE (n=3)

010 28,34 27,15 17,25

015 4,89 6,98 5,75

041 0,55 12,25 3,60

042 1,18 4,10 3,60

043 6,13 8,05 3,60

047 19,21 16,08 21,95

048 21,49 20,00 21,95

049 17,89 18,80 18,80

100 2,14 3,25 3,60

102 1,92 5,20 4,32

103 2,13 1,88 3,60

104 0,67 1,35 1,95

106 2,10 5,35 3,60

109 1,61 4,45 3,60

112 4,25 4,80 7,20

113 9,31 9,20 7,40

114 4,39 5,60 4,00

122 1,67 2,60 2,17

124 1,29 4,90 3,60

125 2,45 1,93 2,17

130 0,81 2,85 2,75

131 2,95 5,85 3,60

135 3,63 4,63 6,10

137 0,90 5,18 3,60

138 3,24 2,73 3,60

139 8,74 6,70 9,60

140 2,87 7,15 5,00

94

5. Resultados de cabelo

Resultados de Hg (µµµµg.g-1) da FE em amostra

certificada de cabelo (IAEA-085)

Valor certificado: 22,95 (µµµµg.g-1)

D.P.:3,.40 C.V.: 15%

Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N

jan-96 22,95 26,35 19,55 26,00 1,56 6 6

fev-96 22,95 26,35 19,55 20,00 1,48 7 8

mar-96 22,95 26,35 19,55 21,70 2,10 10 10

abr-96 22,95 26,35 19,55 23,50 2,55 11 8

mai-96 22,95 26,35 19,55 24,60 3,45 14 8

jun-96 22,95 26,35 19,55 25,70 2,76 11 9

jul-96 22,95 26,35 19,55 23,80 2,67 11 12

ago-96 22,95 26,35 19,55 19,00 1,43 8 14

set-96 22,95 26,35 19,55 18,80 2,13 11 13

out-96 22,95 26,35 19,55 22,00 2,90 13 8

nov-96 22,95 26,35 19,55 21,40 1,32 6 9

dez-96 22,95 26,35 19,55 18,90 2,34 12 5

Resultados da FE. (µ (µ (µ (µg.g-1) em amostra

certificada cabelo (IAEA-086)

Valor certificado: 0,574 (µ(µ(µ(µg.g-1)

D.P.:0,15 C.V.: 26%

Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N

ago-96 0,574 0,724 0,424 0,44 0,05 11 4

set-96 0,574 0,724 0,424 0,43 0,05 12 3

out-96 0,574 0,724 0,424 0,53 0,03 6 5

nov-96 0,574 0,724 0,424 0,56 0,07 13 6

dez-96 0,574 0,724 0,424 0,59 0,08 14 3

95

Resultados do Lab. FE (µ (µ (µ (µg.g-1) em amostra

cabelo de “referência interna” (RFCB-5486)

Média=2,93 (µ(µ(µ(µg.g-1) D.P.=0,12 C.V.=4% N = 06

Determinado pelas técnicas FIMS e VGA

Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N

jan-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,9 0,3 10 8

fev-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,87 0,23 8 4

mar-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,82 0,26 9 3

abr-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,7 0,3 11 4

mai-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,67 0,25 9 7

jun-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,83 0,34 12 9

jul-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 3,2 0,37 12 4

ago-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,81 0,34 12 7

set-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 3,09 0,21 7 5

Resultados do Lab. FE(µµµµg.g-1) em amostras de

cabelo de referência Interna (RFCB-5487)

Média=8,45 (µµµµg.g-1) D.P.=0,36 C.V.=4% N =15

Determinado pelas técnicas FIMS e VGA

Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N

mar-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,18 0,56 7 5

abr-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,87 11 6

mai-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,25 3 8

jun-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8 0,54 7 4

jul-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,2 0,7 9 7

ago-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,9 0,43 5 5

set-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,8 0,45 5 8

out-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,21 0,73 9 9

nov-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,67 8 5

dez-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,45 6 7

96

Concentração de Hg em amostras de cabelo analisadas no laboratório da FE

e no LREPF.

Codigos

(LREPF/FE)

FE (µµµµg.g-1)

N=03

LREPF (µµµµg.g-1)

N=03

Desvio %

SACB 4367/BL045 19,8 18,37 +8%

SACB 4500/BL006 11,6 12,8 -9%

SACB 4504/BL020 13,3 12,92 +3%

SACB 4507/BL027 12 12,31 -3%

SACB 4539/BL123 23,1 18,57 +24%

SACB 4543/BL041 11,4 9,54 +19%

SACB 4599/BL202 20,3 16,45 +23%

SACB 4614/BL228 20 17,25 +16%

SACB 4616/BL231 20,6 16,86 +22%

SACB 4624/BL247 22,1 20,25 +9%

SACB 4589/BL186 19,9 17,08 +16%

SACB 4561/BL101 8,7 10,45 -19%

SACB 4566/BL106 6,8 6,86 -1%

SACB 4372/BL222 12,4 11,97 +4%

SACB 4373/BL230 10,1 10,63 -5%

SACB 4545/BL043 8,3 8,41 -1%

SACB 4556/BL082 4,8 3,85 +25%

SACB 4371/BL214 47 38,72 +21%

97

Resultados da intercalibração em amostras de cabelo entre os laboratórios

da Universidade de Odense e a FE.

Código da

amostra

Lab. de Odense

(µµµµg.g-1)

Lab.FE (µµµµg.g-1)

n=3

Desvio %

SCT-209 10,2 8,7 -15%

SCT-245 6,8 7,4 +9%

SCT-081 18,2 14,7 -19%

SCT-120 37,3 43,1 +15%

SCT-172 34,9 37,3 +7%

SCT-220 17,0 19,1 +12%

SCT-284 23,1 26,3 +14%

SCT-329 19,1 17,9 -6%

SCT-034 40,1 32,7 -19%

SCT-280 20,3 18,9 -7%

SCT-089 20,3 17,5 -14%

SCT-240 14,9 12,2 -18%

SCT-018 67,0 65,4 -2%

SCT-173 4,8 3,9 -19%

SCT-227 0,6 0,6 0%

SCT-111 62,8 71,7 +14%

SCT-136 64,3 68,6 +7%

98

Resultados do LREPF (µ (µ (µ (µg.g-1) em amostra

certificada de cabelo (IAEA-085)

Valor certificado: 22,95 (µ(µ(µ(µg.g-1)

D.P.:3,40 C.V.: 15%

Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

jan-96 22,95 26,35 19,55 23,86 0,90 4 3

fev-96 22,95 26,35 19,55 19,49 0,70 4 5

mar-96 22,95 26,35 19,55 20,48 0,83 4 3

abr-96 22,95 26,35 19,55 19,92 0,55 3 7

mai-96 22,95 26,35 19,55 20,50 0,83 4 5

jun-96 22,95 26,35 19,55 25,01 0,43 2 4

jul-96 22,95 26,35 19,55 23,31 0,70 3 7

Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostra

certificada de cabelo (IAEA-086)

Valor certificado: 0,574 (µµµµg.g-1)

D.P.:0,15 C.V.: 26%

Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

ago-96 0,574 0,724 0,424 0,50 0,05 10 6

set-96 0,574 0,724 0,424 0,51 0,05 10 5

out-96 0,574 0,724 0,424 0,50 0,03 6 6

nov-96 0,574 0,724 0,424 0,49 0,07 14 4

dez-96 0,574 0,724 0,424 0,45 0,05 11 5

99

Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de cabelo

referência interna (RFCB-5487)

Média=8,45 (µµµµg.g-1) D.P.=0,36 C.V.=4% N =15

Determinado pelas técnicas FIMS e VGA

Período Média D.P. + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 [Hg] LREPF D.P. C.V. % N

jan-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 9,31 0,60 6 3

fev-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 9,07 0,13 1 5

mar-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,86 0,43 5 7

abr-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,65 0,36 4 8

mai-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 7,43 0,25 3 4

jun-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,09 0,20 2 5

jul-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,44 0,05 1 7

100

6. Resultados de sangue

Resultados do programa de exercício de intercalibração

entre a FE e o CTQ em amostras de Sangue (1995).

Códigos CTQ (µµµµg.g-1) FE (µµµµg.L-1) n=03 Desvio (%)

M-95-15 4,61 5,22 +13%

M-95-18 6,02 6,42 +7%

M-95-12 7,22 3,41 -53%

M-95-03 9,03 7,82 -13%

M-95-07 9,03 7,42 -18%

M-95-16 10,03 7,42 -26%

M-95-09 11,03 14,24 +29%

M-95-14 13,64 11,43 -16%

M-95-02 16,05 13,84 -14%

M-95-13 16,05 15,25 -5%

M-95-11 26,08 21,66 -17%

M-95-01 27,08 24,27 -10%

M-95-08 32,10 26,48 -17%

101

Resultados do programa de exercício de intercalibração

entre a FE e CTQ em amostras de sangue (96 e 97)

Códigos CTQ (µµµµg.L-1) FE (µµµµg.L-1) n=3 Desvio (%)

M-96-17 3,61 5,62 +56%

M-97-02 4,01 2,81 -30%

M-96-06 4,21 4,01 -5%

M-96-11 4,21 5,01 +19%

M-96-04 6,02 5,01 -17%

M-96-15 7,02 5,42 -23%

M-96-03 7,62 6,82 -11%

M-96-10 9,03 9,83 +9%

M-96-09 10,03 9,23 -8%

M-97-01 11,03 11,03 0%

M-96-16 12,04 11,84 -2%

M-96-05 14,04 14,64 +4%

M-96-01 16,05 13,24 -17%

M-96-08 16,05 14,64 -9%

M-96-12 17,05 19,26 +13%

M-97-03 21,06 19,06 -10%

M-96-18 23,07 23,47 +2%

M-96-02 24,07 20,26 -16

M-96-07 27,08 24,87 -8%

M-96-13 27,08 21,46 -21%

M-96-14 29,09 24,67 -15%