Névmutató

Névmutató

SZERVES KÉMIA III.

ANTUS, SÁNDOR

MÁTYUS, PÉTER

SZERVES KÉMIA III.

ANTUS, SÁNDOR

MÁTYUS, PÉTER

Publication date 2014

Szerzői jog © 2014 Antus Sándor, Mátyus Péter, Nemzedékek Tudása Tankönyvkiadó

Alkotó szerkesztő: ANTUSNÉ dr. ERCSÉNYI ÁGNES

Közreműködők:

BERÉNYI SÁNDOR - egyetemi docens

KRAJSOVSZKY GÁBOR - egyetemi adjunktus

Lektorálták:

BERNÁTH GÁBOR - egyetemi tanár

HERMECZ ISTVÁN - c. egyetemi tanár

A borítón látható GYKI–16084 jelzésű molekula az IVAX Gyógyszerkutató Intézet igéretes fejlesztése a jóindulatú prosztatanagyobbodás kezelésére. Ez a molekulaképlet híven tükrözi a szerzők oxigénheterociklusok, illetve piridazinszármazékok iránti tudományos érdeklődését.

Minden jog fenntartva. A mű egészének vagy bármely részének mechanikus, illetve elektronikus másolása, sokszorosítása, valamint információszolgáltató rendszerben való tárolása és továbbítása a Kiadó előzetes írásbeli engedélyéhez kötött. Nemzedékek Tudása Tankönyvkiadó Zrt. www.ntk.hu Vevőszolgálat: info@ntk.hu Telefon: 06 80 200 788 A kiadásért felel: Kiss János Tamás vezérigazgató Raktári szám: 42574/1/I Felelős szerkesztő: Hernádi Katalin Műszaki igazgató: Babicsné Vasvári Etelka Műszaki szerkesztő: Szabóné Szetey Ildikó Terjedelem: 10,73 (A/5) ív Átdolgozott kiadás, 2014 Nyomdai előkészítés: PGL Grafika Bt. Tipográfia: Görög Istvánné Készült a Gyomai Kner Nyomda Zrt.-ben Felelős vezető: Fazekas Péter vezérigazgató Telefon: 66/887-400

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Tartalom

1. TERMÉSZETES VEGYÜLETEK 0

1. Aminosavak, peptidek, fehérjék 0

1.1. Aminosavak, peptidek, fehérjék csoportosítása és nevezéktana 0

1.2. α-Aminosavak fizikai tulajdonságai 0

1.2.1. Sav-bázis jelleg 0

1.2.2. α-Aminosavak térszerkezete 0

1.3. α-Aminosavak előállítása 0

1.3.1. Halogénezett savak aminálásával 0

1.3.2. Aldehidekből Strecker–Zelinszkij-féle szintézissel 0

1.3.3. Hippursavból Erlenmeyer-féle azlakton-szintézissel 0

1.3.4. α-Aminosavak rezolválása 0

1.4. α-Aminosavak kémiai tulajdonságai 0

1.4.1. Aminocsoport reakciói 0

1.4.2. Karboxilcsoport reakciói 0

1.4.3. Amino- és karboxilcsoport együttes reakciói 0

1.5. Peptidek és fehérjék szerkezete 0

1.6. Peptidek szintézise 0

2. Szénhidrátok 0

2.1. Szénhidrátok előfordulása és csoportosítása 0

3. Monoszacharidok 0

3.1. Monoszacharidok csoportosítása és fizikai tulajdonságai 0

3.2. Monoszacharidok szerkezete 0

3.3. Cukrok mutarotációja 0

3.4. Monoszacharidok kémiai tulajdonságai 0

3.4.1. Oxocsoport reakciói 0

3.4.2. Hidroxilcsoportok reakciói 0

4. Oligoszacharidok 0

4.1. Diszacharidok 0

4.2. Maltóz, cellobióz és laktóz 0

4.3. Ciklodextrinek 0

4.4. Poliszacharidok 0

4.5. Cellulóz, keményítő és glikogén 0

5. Nukleinsavak, nukleotidok, nukleozidok 0

5.1. Nukleinsavak építőkövei 0

5.2. Pentózok szerkezete 0

5.3. Bázisok szerkezete 0

5.4. Nukleozidok 0

5.4.1. Nukleozidok előállítása 0

5.4.2. Nukleozidok fizikai és kémiai tulajdonságai 0

5.5. Nukleotidok 0

5.5.1. Nukleotidok előállítása 0

5.5.2. Nukleotidok fizikai és kémiai tulajdonságai 0

5.6. Nukleinsavak elsődleges szerkezete 0

5.7. DNS másodlagos szerkezete 0

5.8. DNS harmadlagos szerkezete és biológiai funkciója 0

5.9. RNS térszerkezete és biológiai szerepe 0

5.10. Nukleotid koenzimek 0

5.10.1. Adenozin-5ʼ-trifoszfát (ATP) és adenozin-5ʼ-difoszfát (ADP) 0

5.10.2. Nikotinamid-adenin-dinukleotid (NAD+) 0

5.10.3. Koenzim-A (CoA) 0

6. Izoprénvázas vegyületek 0

6.1. Terpenoidok 0

6.1.1. Terpenoidok bioszintézise 0

6.1.2. Terpenoidok előfordulása, elnevezése és fontosabb képviselői 0

6.2. Karotinoidok 0

6.3. Szteroidok 0

6.4. Szteroidok szerkezete 0

6.5. Szteroidok csoportosítása és fontosabb származékai 0

6.5.1. Szterinek 0

7. Flavonoidok 0

7.1. Flavonoidok előfordulása és szerkezete 0

7.2. Kumarin és származékai 0

7.3. Kromon és származékai 0

7.3.1. Flavonszármazékok 0

7.3.2. Izoflavonszármazékok 0

7.4. Flavonoidok biológiai jelentősége és fontosabb származékaik 0

8. Alkaloidok 0

8.1. Alkaloidok csoportosítása és legfontosabb képviselői 0

8.1.1. Ornitinből képződő alkaloidok 0

8.1.2. Lizinből képződő alkaloidok 0

8.1.3. Fenilalaninból és tirozinból képződő alkaloidok 0

8.1.4. Triptofánból képződő alkaloidok 0

9. Antibiotikumok 0

9.1. β-Laktám antibiotikumok 0

9.1.1. Penicillinek 0

9.1.2. A penicillinek előállítása 0

9.1.3. Félszintetikus penicillinek előállítása 0

9.1.4. Kefalosporinok 0

9.1.5. Félszintetikus kefalosporinok 0

9.1.6. Monociklusos β-laktámok (monobaktámok) 0

9.2. Aminosav és peptid típusú antibiotikumok 0

9.3. Glikozid típusú antibiotikumok 0

9.3.1. Aminoglikozidok 0

9.3.2. Nem polién makrolid antibiotikumok 0

9.3.3. Polién makrolid antibiotikumok 0

9.4. Policiklusos antibiotikumok 0

9.5. Spirociklusos antibiotikumok 0

10. Porfinvázas vegyületek 0

10.1. Porfin 0

10.2. Hemoglobin 0

10.3. Epefestékek 0

10.4. Klorofill 0

10.5. B12-vitamin 0

2. FÉMORGANIKUS VEGYÜLETEK 0

1. Magnéziumorganikus vegyületek 0

1.1. Magnéziumorganikus vegyületek előállítása 0

1.1.1. Direkt szintézissel 0

1.1.2. Transzmetallálással 0

1.2. Magnéziumorganikus vegyületek kémiai tulajdonságai 0

1.2.1. Addíciós reakciók 0

1.2.2. Allil-magnézium-halogenidek reakciói 0

2. Lítiumorganikus vegyületek 0

2.1. Lítiumorganikus vegyületek előállítása 0

2.1.1. Direkt szintézissel 0

2.1.2. Szerves halogénvegyületekből Freeman-reagenssel 0

2.1.3. Halogén-fém cserével 0

2.1.4. Transzmetallálással 0

2.1.5. Deprotonálással 0

2.2. Lítiumorganikus vegyületek kémiai tulajdonságai 0

2.2.1. Deprotonálás 0

2.2.2. Helyettesítéses reakciók 0

2.2.3. Addíciós reakciók 0

3. Cinkorganikus vegyületek 0

3.1. Cinkorganikus vegyületek előállítása 0

3.1.1. Direkt szintézissel 0

3.1.2. Transzmetallálással 0

3.2. Cinkorganikus vegyületek kémiai sajátságai 0

3.2.1. Addíciós reakciók 0

4. Bórorganikus vegyületek 0

4.1. Bóroganikus vegyületek előállítása 0

4.1.1. Traszmetallálással 0

4.2. Bórorganikus vegyületek kémiai tulajdonságai 0

4.2.1. Oxidáció 0

4.2.2. Sztereoszelektív redukció 0

4.2.3. Aldolreakció 0

5. Talliumorganikus vegyületek 0

5.1. Fémtalliummal végzett átalakítás 0

5.2. Tallium(I)-vegyületekkel végzett átalakítások 0

5.3. Tallium(III)-vegyületekkel végzett átalakítások 0

6. Szilíciumorganikus vegyületek 0

6.1. Szilánszármazékok előállítása 0

6.1.1. Transzmetallálással 0

6.1.2. Hidroszililezéssel 0

6.2. Szilánszármazékok kémiai tulajdonságai 0

6.2.1. Alkilszilánok reaktivitása 0

6.2.2. Peterson-féle olefinézés 0

6.2.3. Allilszilánok reaktivitása 0

6.2.4. Szilil-enol-éterek reaktivitása 0

6.3. Szilíciumorganikus védőcsoportok alkalmazása a szerves kémiában 0

7. Rézorganikus vegyületek 0

7.1. Rézorganikus vegyületek előállítása 0

7.1.1. Lítiumorganikus vegyülettel 0

7.1.2. Grignard-reagenssel 0

7.1.3. Organocink-reagenssel 0

7.2. Rézorganikus vegyületek kémiai tulajdonságai 0

7.2.1. Addíciós reakciók 0

7.2.2. Szubsztitúciós reakciók 0

8. Titánorganikus vegyületek 0

8.1. Titánorganikus vegyületek előállítása 0

8.1.1. Transzmetallálással 0

8.2. Titánorganikus vegyületek kémiai tulajdonságai 0

8.2.1. Szubsztitúciós reakciók 0

8.2.2. Addíciós reakciók 0

8.2.3. Különleges reaktivitás 0

9. Palládiumorganikus vegyületek 0

9.1. Palládiumkatalízissel lejátszódó keresztkapcsolási reakciók 0

9.1.1. A palládium legfontosabb tulajdonságai 0

9.1.2. Palládiumkatalizátorok típusai 0

9.1.3. Karasch-keresztkapcsolás 0

9.1.4. Suzuki-keresztkapcsolás 0

9.1.5. Stille-keresztkapcsolás 0

9.1.6. Negishi-keresztkapcsolás 0

9.1.7. Sonogashira-keresztkapcsolás 0

9.1.8. Heck-reakció 0

9.1.9. Buchwald-Hartwig-reakció 0

A. SZAKKIFEJEZÉSEK MAGYARÁZATA 0

B. Névmutató 0

SZERVES KÉMIA III.

SZERVES KÉMIA III.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Az ábrák listája

13.1. A természetes anyagok rendszerezése 0

13.2. A β-redőzött réteg vázlatos szerkezete 0

13.3. Az α-hélix vázlatos szerkezete 0

13.4. Osztásos-keveréses dipeptidszintézis folyamatábrája, ahol G = glicin, A = alanin, V = valin 0

13.5. HOMO-LUMO kölcsönhatás 0

13.6. Ciklodextringyűrű 0

13.7. Nukleinsavak szerkezete DNS: R = H, RNS: R = OH 0

13.8. A DNS kettős hélixe 0

13.9. A transzfer RNS szerkezete 0

13.10. Legfontosabb szteroid alapvázak 0

13.11. Fontosabb penicillinszármazékok 0

SZERVES KÉMIA III.

SZERVES KÉMIA III.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

A táblázatok listája

13.1. Természetes aminosavak 0

13.2. Néhány aminosav fizikai állandói 0

13.3. Monoszacharidok felosztása 0

13.4. Terpének csoportosítása 0

13.5. Tokoferolok szerkezete és előfordulása 0

13.6. Néhány természetes izoflavon 0

SZERVES KÉMIA III.

SZERVES KÉMIA III.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

Created by XMLmind XSL-FO Converter.

1. fejezet - TERMÉSZETES VEGYÜLETEK

A zöld növények – asszimilációjuk során – szervetlen vegyületekből, mégpedig szén-dioxidból és vízből klorofillok jelenlétében napfény segítségével szén-, hidrogén és oxigéntartalmú vegyületeket, így szénhidrátokat, karbonsavakat, oxokarbonsavakat szintetizálnak. Ezek a molekulák – kibővülve az oxokarbonsavakból a levegő nitrogénjének beépülésével keletkező nitrogénszármazékokkal, főként aminosavakkal – közvetlenül vagy átalakulva a növények szervezetének építőelemei, energiaszolgáltatói és szabályozói lesznek. Összességükben az élő szervezet szempontjából létfontosságúak, ezért szokás ezeket a vegyületeket elsődleges anyagoknak, a hozzájuk vezető szintéziseket pedig elsődleges anyagcsere-folyamatoknak (primer metabolizmusoknak)nevezni.

Az elsődleges anyagcseretermékek átalakulása másodlagos anyagok keletkezéséhez vezet. A növények különböző szöveteiben felhalmozódó másodlagos anyagok biológiai szerepét ma még kevéssé ismerjük.

A természetes eredetű vegyületek elsődleges és másodlagos anyagokra való felosztása meglehetősen önkényes és inkább hagyományokban gyökerező, mint tudományosan megalapozott. Bizonyos vegyületek nehezen is sorolhatók egyik vagy másik csoportba – de ennek ellenére a szakirodalom ma is gyakran használja ezt a besorolást. A 13.1. ábrán mi is ezt a rendszerezést követjük. A természetes eredetű vegyületek rendszerezésének újabb lehetőségét bioszintézisük kulcsintermedierjének ismerete adhatja meg. Ma már a legtöbb élő szervezetben keletkező vegyület bioszintézise ismert, ami nagyrészt a magyar származású Hevesy Györgynek köszönhető, aki az izotópnyomjelzés széles körben alkalmazható módszerét kidolgozta (1943, kémiai Nobel-díj). Így a legtöbb, bonyolult szerkezetű természetes anyag visszavezethető egyszerűbb építőelemekre, úgymint acetát- (C2) vagy izoprénegységekre (C5). A szerkezeti analógiák alapján megkülönböztethetők acetogeninek, poliketidek, izoprenoidok, fenoloidok stb.

Az elsődleges természetes vegyületek közül a karbonsavak a 9. fejezetben kerültek tárgyalásra. Az alábbiakban – biológiai jelentőségük okán – az elsődleges természetes vegyületek további képviselőit az aminosavakat, peptideket, fehérjéket, szénhidrátokat és nukleinsavakat, a másodlagos természetes anyagok közül pedig az izoprénvázas vegyületeket, a flavonoidokat, az alkaloidokat, antibiotikumokat és a porfinoidokat tárgyaljuk.

13.1. ábra - A természetes anyagok rendszerezése

1. Aminosavak, peptidek, fehérjék

1.1. Aminosavak, peptidek, fehérjék csoportosítása és nevezéktana

Az aminosavak olyan helyettesített karbonsavak, amelyekben a szénhidrogéncsoportok egy vagy több hidrogénjét aminocsoport helyettesíti. Az aminosavakat a szénhidrogénrész jellege (alifás/aromás), valamint az aminocsoportnak a karboxilcsoporthoz viszonyított helyzete szerint osztályozzuk, és így megkülönböztethetünk α-, β-, γ- stb. aminosavakat, illetve aromás aminosavakat.

A különféle típusú aminosavak közül legjelentősebbek az α-aminosavak, mert ezekből épülnek fel az élő sejt anyagállományának nélkülözhetetlen alkotórészei, a fehérjék. Sokféle fehérjét ismerünk, így a fehérje elnevezés gyűjtőfogalom, hasonlóan a szénhidrogénekhez. A közismert tojásfehérje is sok száz különböző fehérje vizes oldata, melyből körülményes munkával tiszta, egységes fehérjéket lehet elkülöníteni. Ezek teljes hidrolízisénél α-aminosavak, részleges hidrolízisénél pedig peptidek keletkeznek. A peptidek két vagy több α-aminosavból (továbbiakban aminosavból) az ún. peptidkötéssel felépülő molekulák. A peptidkötés olyan savamidkötés, amely az egyik aminosav karboxilcsoportja és a másik aminosav α-aminocsoportja között alakul ki. Minden egyes savamidkötés létrejötte egy molekula víz lehasadásával jár, vagyis a peptidek és a fehérjék az aminosavak polikondenzációs termékei.

A fehérjék kémiai szempontból két csoportba sorolhatók. Az egyszerű fehérek a proteinek (csak aminosavrészekből állnak), az összetett fehérjék a proteidek (az aminosavrészeken kívül még más alkotórészt is tartalmaznak). Az egyszerű fehérjék több száz aminosavrészt tartalmaznak. Általában, ha az aminosavrészek száma kevesebb mint 100, akkor nem fehérjékről, hanem polipeptidekről vagy peptidekről beszélünk. A peptideket az aminosavrészek száma szerint csoportosítva megkülönböztetünk di-, tri-, tetra- stb. peptideket.

A fehérjék és a peptidek peptidláncának egyik végén aminocsoport, a másikon karboxilcsoport van. Az előbbit N-, a másikat C-terminális láncvégnek nevezzük. A peptidlánc szokásos felírása szerint az N-terminális láncvég bal oldalon van és jobbra folytatódik a lánc.

A fehérjék és peptidek teljes hidrolízisével mintegy 20-féle aminosav nyerhető, közöttük monoamino-monokarbonsavak, monoamino-dikarbonsavak, továbbá második bázisos (amino- vagy guanidino-) vagy egyéb (hidroxil-, szulfhidril-) csoportot is tartalmazó aminokarbonsavak, valamint izo- vagy heterociklusos szerkezetű részeket is magukban foglaló aminokarbonsavak. Különleges szerkezetű hidrolízistermékek a prolin és a hidroxiprolin, melyek α-helyzetben gyűrűbe zárt, bázisos jellegű iminocsoportot tartalmaznak (13.1. táblázat).

13.1. táblázat - Természetes aminosavak

Név

Rövidíttett jelzés

Szerkezet

1. Monoamino-monokarbonsavak

Glicin

(glikokoll)

Gly

Alanin

Ala

Valin

Val

Leucin

Leu

Izoleucin

Ile

Szerin

Ser

Treonin

Thr

Cisztein

Cys

Cisztin

(Cys)2

Metionin

Met

Fenilalanin

Phe

Tirozin

Tyr

Triptofán

Trp

Prolin

Pro

Hidroxi-prolin

Hyp

2. Monoamino-dikarbonsavak

Aszparaginsav

Asp

Glutaminsav

Glu

3. Két bázisos csoportot tartalmazó monokarbonsavak

Lizin

Lys

Arginin

Arg

Hisztidin

His

Az aminosavakat a szubsztitúciós nómenklatúra szabályai szerint nevezzük el, de a természetben előforduló aminosavaknak triviális nevük van (13.1. táblázat). Ez utóbbi nevek szimbólumai az angol névváltozat első három betűjéből adódnak – például glycine (Gly), alanine (Ala)stb.

Az aminosavakból levezethető acilcsoport nevét a triviális név in végződésének il-re való cseréjével kapjuk.

A fehérjék, peptidek szisztematikus neve az N-terminális láncvégtől indulva az aminosavrészek összefűzését jelenti. A névben használjuk az aminosavak rövidítéseit. Gyakran meg is számozzuk az aminosavrészeket. A számozás az N-terminálison kezdődik.

A természetben előforduló peptideknek és fehérjéknek is triviális nevük van. Ilyen például az agyban található morfinszerű fájdalomcsillapító hatású pentapeptid, az enkefalin (H–Tyr–Gly–Gly–Phe–Met–OH) vagy a kötőszövet a kollagén, az inak, porcok és csontok fehérjéje [–(Gly–Pro–X)n–, az X különböző aminosavat jelent].

1.2. α-Aminosavak fizikai tulajdonságai

1.2.1. Sav-bázis jelleg

Az α-aminosavak kristályos, magas olvadáspontú vegyületek. Olvadáspontjuk sokkal magasabb, mint azoké a karbonsavaké vagy aminoké, melyekből helyettesítéssel levezethetők. Olvadáspontjuk fölött elbomlanak, gázhalmazállapotban nem létképesek. Oldékonyságuk is a sókra emlékeztet. Szerves oldószerekben, például alkoholban a prolin és a hidroxiprolin kivételével gyakorlatilag oldhatatlanok, míg vízben valamennyi jól oldódik. Oldatban, az oldat pH-jától függően kationként, anionként vagy ún. ikerionos alakban vannak jelen. Minthogy e vegyületek egyidejűleg bázikusak és savasak, a savas csoport (–COOH) átadja a protonját a bázisosnak (–NH2), és így keletkezik az ikerionos forma.

Az aminosavak ikerionos szerkezetű molekuláinak ugyanannyi a pozitív töltése, mint a negatív. A molekulák „bruttó” töltése tehát nulla, azaz vizes oldatban izoelektromos állapotban vannak. Nyilvánvaló, hogy vizes oldatban a következő sav–bázis egyensúlyi rendszer jelenlétével kell számolnunk.

Az egyensúly helyzetét a vizes oldat hidroxóniumion-koncentrációja (pH-értéke) szabja meg. Ha a vizes oldathoz erős savat (pl. sósavat) adunk, akkor a molekula gyengén bázisos – anion jellegű – karboxilátcsoportja is protonálódik és átalakul kationná, azaz az aminosav hidrokloridja (só) keletkezik. Erős bázis (pl. NaOH) hozzáadásakor, a hidroxidionok az aminosav ammóniumcsoportjáról leszakítják a protont, és a molekulát anionná alakítják át, melynek negatív töltését a lúgból visszamaradt nátriumion semlegesíti. Éppen ezért az aminosavak lúgos oldatuk elektrolízisekor mint anionok az anód felé, míg savas oldatuk elektrolízisénél kationként a katód felé vándorolnak. Azt az állapotot, amelyre az jellemző, hogy az oldott aminosav az egyenáram hatására nem mozdul el sem a katód, sem az anód irányába, izoelektromos állapotnak, a hozzá tartozó pH-értéket izoelektromos pontnak (pI) nevezzük. Ez az érték az aminosavra jellemző fizikai állandó.

Az aminosavaknak – mint amfoter tulajdonságú vegyületeknek – meghatározhatjuk mind a savi, mind pedig a bázisos erősségét is. A savi erősséget a karboxilcsoportra vonatkozó disszociációexponenssel (pK1), a bázisos erősséget pedig az ammóniumcsoport disszociációs készségeként egy savi disszociációexponenssel (pK2)jellemezhetjük (13.2. táblázat). A savi, illetve bázisos disszociációexponens közt a pKs = 14–pKbösszefüggés érvényes.

13.2. táblázat - Néhány aminosav fizikai állandói

Név

Op. (°C)

[α]D (*)

pI

pK1

pK2

Glicin

292

–

5,97

2,34

9,60

L–Alanin

297

+14,6

6,00

2,34

9,69

L–Valin

315

+28,3

5,96

2,32

9,62

L–Treonin

253

–15,2

6,16

2,71

9,62

L–Prolin

222

–60,4

6,30

1,99

10,60

*

1.2.2. α-Aminosavak térszerkezete

Az α-aminosavak molekulái – a glicin kivételével – királisak, és ennek megfelelően két tükörképi konfigurációba rendezhetők, melyeket a Fischer-féle jelölést használva L-, illetve D-betűkkel különböztethetünk meg.

A természetben előforduló aminosavak túlnyomó többsége az L-sorba tartozik és (S)-abszolút konfigurációjú, mint azt az R-(+)-glicerinaldehiddel történő kémiai korrelációjuk, valamint röntgenvizsgálataik is igazolták. Az L-cisztein esetén a C.I.P. szabály alapján a prioritási sorrend miatt nem az (S)-, hanem az (R)-konfiguráció adódik.

Érdekes, hogy mikroorganizmusok [Gram (+) és (–) egyaránt] a „nem fehérjealkotó” D-konfigurációjú aminosavakat is képesek felépíteni. A közismert antibiotikum a penicillin egyik jellemző építőköve a β,β-dimetil-D-cisztein (penicillamin).

1.3. α-Aminosavak előállítása

Az α-aminosavak szintézisének több módja ismeretes, ezek közül csak a legfontosabbakat tárgyaljuk.

1.3.1. Halogénezett savak aminálásával

Az α-halogénezett savak ammónium-hidroxiddal aminosavakká alakíthatók át.

A keletkező aminosav aminocsoportja az ikerionos szerkezet miatt kevésbé bázisos, mint más aminokban, így a további alkilezési reakció lassú. Kedvezőbb hozammal tisztább terméket kapunk α-bróm-karbonsavészterből kiindulva, ahol a nitrogénatomot az erősen nukleofil ftálimid-kálium szolgáltatja.

1.3.2. Aldehidekből Strecker–Zelinszkij-féle szintézissel

Aldehidek ammóniumaddícióját kísérő eliminációjában a keletkező aldimin cseppfolyós hidrogén-cianiddal α-aminonitrillé alakítható, melyből hidrolízissel aminosav nyerhető.

A veszélyes hidrogén-cianid alkalmazása ammónium-klorid/nátrium-cianid együttes használatával elkerülhető.

1.3.3. Hippursavból Erlenmeyer-féle azlakton-szintézissel

A hippursav (N-benzoilglicin) ecetsavanhidriddel gyűrűt zár, és a keletkező azlakton nátrium-acetát jelenlétében aldehidekkel könnyen kondenzációs reakcióba lép.

A szintézis következő lépéseként az α,β-telítetlen laktont lúgos oldatban nátrium-amalgámmal redukálják, melynek során a képződött telített azlakton először a kívánt aminosav N-benzoilszármazékának nátriumsójává, majd pedig a megfelelő aminosav és benzoesav nátriumsójának keverékévé hidrolizál, melyből savanyításra az aminosavat kapjuk meg.

1.3.4. α-Aminosavak rezolválása

Az előzőekben ismertetett eljárások az aminosavak racemátjait eredményezik. Az enantiomerek szétválasztását (rezolválását)enzimekkel mint biokatalizátorokkal, vagy diasztereomer sóképzéssel valósítják meg.

Aminosavak N-acetilszármazékainak racemátjai aciláz enzim jelenlétében úgy hidrolizálnak, hogy csak az (S)-konfigurációjú enantiomer szenved hidrolízist, könnyen elválasztható az (R)-N-acetilaminosavtól. Az aciláz enzim sertésveséből nyerhető.

További lehetőség a szétválasztásra a diasztereomer sópárképzés, amely során először az aminosav amfoter jellegét, például benzoilcsoport beépítésével megszüntetik. Az így nyert N-benzoilszármazékból mólekvivalens mennyiségben vett optikailag tiszta bázissal [pl. (+)-brucin vagy (+)-sztrichnin] sót képeznek. Az így nyert diasztereomer sók 1:1 arányú keveréke frakcionált kristályosítással szétválasztható. A diasztereoegységes sókból a megfelelő konfigurációjú N-benzoilaminosav savas kezeléssel szabadítható fel, és végül a benzoilcsoport hidrolízissel hasítható le.

1.4. α-Aminosavak kémiai tulajdonságai

Az aminosavak kémiai tulajdonságait elsősorban a reakcióképes amino- és karboxilcsoport határozza meg. Az alábbiakban csak az α-aminosavak kémiai sajátosságaival foglalkozunk.

1.4.1. Aminocsoport reakciói

Alkilezés

Az aminosavak, hasonlóan az aminokhoz, alkilezőszerekkel (pl. dimetil-szulfáttal) lúgos

közegben negyedrendű ammóniumsókká, ún. betainokká alakíthatók.

Legegyszerűbb képviselőjük a betain (R=H) a cukorrépában (Beta vulgaris) fordul elő, és glicinből nyerhető a fentiek szerint.

Acilezés

Az aminosavak acilezőszerekkel savmegkötő jelenlétében acilezhetők.

A klórhangyasav-benzilészterrel végzett acilezés különösen a peptidszintézisekben jelentős, mivel a keletkező uretán típusú származékokból nemcsak hidrolízissel, hanem hidrogenolízissel is regenerálható az aminosav.

Reakció salétromossavval

A primer alifás aminokhoz hasonlóan az aminosavak salétromossavval már szobahőmérsékleten is pillanatszerűen reagálnak a megfelelő hidroxisav és nitrogén képződése közben.

Érdekes módon az aminosavak észterei hasonló körülmények között nem a megfelelő hidroxisavak észtereivé, hanem a rendkívül reakcióképes α-diazoészterekké alakulnak.

Oxidáció

Az élő szervezetekben fontos szerepet játszik az aminosavak oxidálása (dehidrogéneződése) α-iminosavakká, amelyek vizes közegben α-ketosavakká és ammóniává hidrolizálnak.

A szervezetben ezt az oxidációt enzimek közvetítik, in vitro pedig hidrogén-peroxiddal végezhető.

1.4.2. Karboxilcsoport reakciói

Észteresítés

Az aminosavak legegyszerűbben a Fischer-féle módszerrel észteresíthetők, melynek során az aminosavészter kristályos hidrokloridját kapjuk.

Reakció ammóniával és hidrazinnal

Számított mennyiségű lúggal vagy kálium-karbonáttal hűtött vizes oldatban az aminosavészter sójából a szabad aminocsoportot hordozó észter fel is szabadítható, melyből ammóniával aminosavamidok, hidrazinnal pedig aminosavhidrazidok állíthatók elő.

Preparatív szempontból különösen az aminocsoportjukon védett (pl. acilezett) aminosavak észtereiből elkészíthető hidrazidok értékesek. Ε vegyületekből enyhe körülmények között salétromossavval jó hozammal kristályos azidok képződnek, melyek a peptidszintézisekben nyernek alkalmazást.

Reakció foszfor-pentakloriddal

Peptidkémiai jelentősége van az aminosavból foszfor-pentakloriddal nyerhető savkloridoknak is.

A reakcióban keletkező aminosavklorid hidrokloridja a szén-tetrakloridos oldatból kristályosan kiválik, és a levegő nedvességének gondos kizárása mellett szűrhető, tárolható és felhasználható peptidkötés kialakítására.

1.4.3. Amino- és karboxilcsoport együttes reakciói

Aminosavak nehézfém-ionokkal [pl. réz(II)-vel] vízben nagyon rosszul oldódó komplex sókat képeznek, melyekből savas közegben kén-hidrogénnel szabadítható fel a megfelelő aminosav.

A legelső peptidszintézis Curtius (1888) azon megfigyelésén alapszik, hogy az aminosavészterek alkohol kilépése közben diketopiperazin-származékokká alakulnak át, melyek híg lúggal vagy savval a megfelelő dipeptiddé hidrolizálhatók.

Szintén a peptidszintéziseknél használják fel az aminosavakból klórhangyasav-metilészterrel szulfuril-klorid jelenlétében nyerhető ún. Leuchs-féle anhidrideket.

A molekulában ily módon kialakított karbonilcsoport egyrészt az aminosav aminocsoportját maszkírozza, másrészt a karbonilcsoport reaktivitását anhidridként fokozza.

1.5. Peptidek és fehérjék szerkezete

A különböző fehérjék sósavas hidrolízise – a korábbiak szerint – húszféle aminosavat eredményez, amelyek a fehérjékben peptidkötéssel (amidkötés) kapcsolódnak össze.

Már említettük, hogy a fehérje vagy polipeptid lánczáró részei balról jobbra haladva az N- és C-terminális aminosavegységek (terminus latin szó, határt, valaminek a végét jelenti). Az aminosavak sorrendjét az N-terminálistól a C-terminális felé haladva aminosavszekvenciának nevezzük.

Az N-terminális aminosavat a Sanger-félemódszerrel vagy az Edman-lebontással határozhatjuk meg.

A Sanger-féle módszernél a fehérjét vagy a peptidet 2,4-dinitro-fluorbenzollal (Sanger-félereagens, Nobel-díj, 1958) reagáltatjuk, majd a képződött dinitrofenil-csoporttal (DNP) jelzett vegyületet 6N sósavval 100–120 °C-on melegítve aminosavakká hidrolizáljuk. A hidrolizátumból éteres fázisban átoldódó N-terminális aminosav dinitrofenil-származékát kromatográfiával könnyen azonosíthatjuk.

Az Edman-lebontás során a fehérjét vagy a peptidet fenil-izotiocianáttal reagáltatják, majd a keletkezett fenil-tiokarbamid-származékból (PTC-peptid) vizes sósav hatására 5-helyzetben helyettesített feniltiohidantoin (PTH) hasad le, melynek szerkezetmeghatározásával az N-terminális aminosav azonosítható.

A lebontás n számú ismétlésével az aminosavak kapcsolódási sorrendje is felderíthető.

A C-terminális aminosavrész meghatározása azon alapszik, hogy a peptidet először metanollal észteresítik, majd komplex fémhidriddel (pl. LiAlH4) redukálják és ezt követően savval hidrolizálják.

Ε lépések után a C-terminális aminosavból egy β-aminoalkohol keletkezik, amely a savas hidrolizátumból izolálva könnyen azonosítható.

A C-terminális aminosav lehasítására elterjedten használják a karboxipeptidáz enzimet is, amely csak a C-terminális aminosavat hasítja le az aminosavra jellemző sebességgel. Minthogy a C-terminális aminosav lehasítása után a peptidlánc feldarabolása továbbfolytatódik, így az egymás után megjelenő aminosavakból azok sorrendjére lehet következtetni.

A fehérjékben és a peptidekben előforduló cisztein – a peptidkötés kialakítása mellett oldalláncának SH-csoportja révén – diszulfidkötés létesítésére is képes. Ha a molekula csavarodása folytán két ciszteinrészlet egymás közelébe kerül, akkor közöttük oxidációval diszulfidhíd alakulhat ki.

A diszulfidhíd a sósavas hidrolízis hatására nem hasad szét, csak az alaplánc peptidkötései, ezért a két ciszteinrész cisztindihidrokloridként jelenik meg a hidrolizátumban.

A peptidek aminosavszekvenciájának, azaz a kovalens kötésekkel összekapcsolt aminosavak sorrendjének (primer szerkezet)meghatározása még nem jelenti a peptidek szerkezetének teljes felderítését. A peptidláncot alkotó aminosavak között ugyanis hidrogénkötések, elektrosztatikus és van der Waals-kölcsönhatások is kialakulhatnak, amelyek többé-kevésbé rögzítik az alkotó aminosavak egymáshoz viszonyított térbeli helyzetét, azaz meghatározzák a peptidlánc konformációját.

A hidrogénkötések révén kialakult szerkezetet másodlagos, az egyéb kötések kialakulásával létrejövőt pedig harmadlagos szerkezetnek nevezzük.

A legújabb kutatások további rendeződést (negyedleges szerkezetet) mutattak ki a fehérjemolekulákon belül. Megfigyelték azt, hogy az 50000-nél nagyobb molekulasúlyú globuláris fehérjék, egyes esetekben reverzibilisen, két vagy több polipeptid láncra, protomerre választhatók szét. A protomereket, amelyek lehetnek azonos összetételűek vagy eltérő szerkezetűek, ugyanazon kötéstípusok tartják össze, mint amelyek a harmadlagos szerkezet kialakításában szerepet játszanak.

A polipeptidlánc konformációjának kialakításában nagy szerepet játszanak az amidrészletek konformációs viszonyai is. Ugyanis az amidcsoportban a karbonilszénatom és a nitrogénatom között a konjugáció miatt részleges kettős kötés van, ezért a molekularész a C–N kötés körül nem forog el könnyen, azaz a sík alkatú amidcsoport meglehetősen merev.

Ez a jelenség minden egyes aminocsoportra jellemző, ezért a polipeptidlánc térszerkezete a diamidrészletek egymáshoz viszonyított helyzete alapján két energetikailag kedvező elrendeződést, a lepke konformációt és a csavart konformációt veheti fel.

Jóllehet mindkét konformációban minden olyan atom távol kerül egymástól, melyek között van der Waals-kölcsönhatás léphetne fel, mégis energetikailag a csavart konformáció kedvezőbb elrendeződést jelent.

A diamidrészletek konformációt befolyásoló szerepe a CO- és az NH-csoportok közötti hidrogénkötések által valósul meg, mégpedig úgy, hogy általuk amidcsoportonként mintegy 40 kJ mol–1 energianyereséghez juthat a molekula. A lepke konformációjú amidrészletek között ezáltal az ún. redőzött réteg (β-konformáció) alakulhat ki (13.2. ábra).

13.2. ábra - A β-redőzött réteg vázlatos szerkezete

Az R-csoportok irányultsága az egyes rétegsíkoktól távolodó, lefelé és felfelé, és így térben távol vannak egymástól.

A diamidrészlet másik kedvező elrendeződésekor (csavart konformáció) az L-konfigurációjú aminosavakból felépülő polipeptidlánc a hidrogénkötések révén jobb csavarodású α-hélix szerkezetet vesz fel (13.3. ábra). Az ábra szerint minden amidcsoport karbonilcsoportjának oxigénatomja a láncban az „utána” következő harmadik amidcsoport NH-csoportjával alkot hidrogénkötést. Az α-hélix tehát öt menet után kerül önmagával tökéletesen azonos helyzetbe, vagyis öt menetenként ismétlődik. Az α-hélixben az R-csoportok a képzeletbeli hengerpalástból tüskeszerűen kifelé mutatnak, és így a van der Waals-kölcsönhatás szempontjából kedvező helyzetben vannak.

A polipeptidek és fehérjék molekuláiban tehát az oldalláncok (R-csoportok) befolyásolják azt, hogy a peptidlánc, illetve annak egyes részletei milyen konformációt (α-hélix, β-redőzött réteg vagy rendezetlen szakasz) vesznek fel.

13.3. ábra - Az α-hélix vázlatos szerkezete

1.6. Peptidek szintézise

A peptidszintézisekben az aminosavak közötti amidkötés kialakítása az ún. oldat- és szilárd fázisú technika segítségével valósítható meg. Az oldatfázisú eljárásoknál az N-terminális aminosav aminocsoportját védőcsoporttal látják el, majd a karboxilcsoportot aktiválják, és végül az így nyert védett és aktivált aminosavat reagáltatják a C-terminális aminosavval.

A kapott dipeptid karboxilcsoportjának aktiválását követően a kapcsolás elvileg tetszés szerinti számban megismételhető.

A védőfeladatot leggyakrabban benziloxikarbonil (Cbz)- vagy terc-butoxikarbonil (Boc)-vagy (9-fluorenilmetiloxi)-karbonil (Fmoc)-csoport látja el, mivel ezek eltávolítása racemizáció veszélye nélkül enyhe körülmények között elvégezhető.

A karboxilcsoport aktiválása savklorid-, savazid-, aktív észter- és vegyes anhidridcsoporttá történő átalakításuk útján érhető el.

Aminocsoportjukon védett (pl. Cbz- vagy Boc-csoporttal) aminosavak diciklohexil-karbodiimid (DCC) jelenlétében közvetlenül is kapcsolhatók aminosavészterekkel (pl. benzilészterrel).

A reakció első lépésében az aminocsoportján védett aminosav a DCC-vel reagálva a megfelelő O-acilezett izokarbamidszármazékká alakul, amely a karbonilcsoportján kialakuló csökkent elektronsűrűség miatt készségesen reagál az aminosavészter aminocsoportjával. Az észtercsoportnak karboxilcsoporttá történő alakítása (pl. kat./H2) után a kapcsolás további aminocsoportján védett dipeptiddel megismételhető.

A DCC-t használják a peptidkötés kialakítására a Merrifield (Nobel-díj, 1984) által kidolgozott szilárd fázisú peptidszintézis során is. Ε módszernél a C-terminális aminosavat olyan divinilbenzollal térhálósított polisztirol polimerhez kötik, amelynek körülbelül minden századik fenilcsoportja klórmetilcsoportot tartalmaz. Az így rögzített aminosavhoz DCC-vel, aminocsoportján Boc- vagy Fmoc-csoporttal védett aminosavat kapcsolnak.

A kapcsolási lépés a polimerhez kötött peptiden a védőcsoport eltávolítása után megismételhető.

A módszer előnye, hogy a szennyezések és melléktermékek a polimerből könnyen kimoshatok és az eljárás automatizálható.

A szintézis utolsó lépéseként a peptid a polimerről vízmentes hidrogén-fluoriddal hasítható le.

Nagyszámú peptidkeverék gyors előállítását a Merrified-féleszilárd fázisú módszeren alapuló ún. osztásos-keveréses (portioning-mixing) eljárás (Furka, 1988) teszi lehetővé. A módszer azon az elven alapszik, hogy klórmetilezett finomszemcsés hordozót annyi egyenlő adaggá mérnek szét, ahányféle aminosavat beépíteni szándékoznak a kérdéses kapcsolási pozícióba (ha mind a 20-féle fehérjealkotó aminosavat felhasználják, az adagok száma 20). Ezután minden adag hordozóhoz más-más N-védett aminosavat kapcsolnak (13.4. ábra), majd a kapcsolás és a védőcsoport eltávolítása után a hordozókat alaposan összekeverik, és az így nyert keveréket ismételten a kívánt számú adagra mérik szét. Ezt a műveletet mindaddig folytatják, míg a peptidek el nem érik a kívánt tagszámot. Abban az esetben, ha építőelemként mind a 20 fehérjealkotó aminosavat felhasználják, akkor az adott (n)tagszámú peptidek lehetséges száma (N)az N = 20n képlet alapján könnyen kiszámítható. A ciklusok végén minden egyes reakcióedényben a kapott peptidkeveréket peptidtárnak (angolul: peptide library) nevezik, melyekben a komponensek azonos mólarányban vannak jelen.

13.4. ábra - Osztásos-keveréses dipeptidszintézis folyamatábrája, ahol G = glicin, A = alanin, V = valin

Az így létrehozható peptidtárak (pl. n = 8, peptidszám = 2,56 × 1010, ciklusszám = 160, idő = 8 nap) jelentősége abban áll, hogy új gyógyszerek kutatásához hatékony vegyületforrásként szolgálnak. Gyógyszeripari szempontból ugyanis minden peptidet, amíg az ellenkezőjéről meg nem győződnek, hatásos vegyületnek kell feltételezni.

2. Szénhidrátok

2.1. Szénhidrátok előfordulása és csoportosítása

A szénhidrátok természetben való széles körű elterjedtsége szorosan kapcsolódik a növényvilághoz, mivel a növényi sejtek a Nap sugárzó energiájának felhasználásával – a fotoszintézis útján – szén-dioxidból és vízből szénhidrátokat építenek fel (13.1. ábra). Nem meglepő ezért, hogy a Földünkön legnagyobb mennyiségben előforduló szénvegyület, a növényi rostok alapanyagát alkotó cellulóz is e vegyületcsaládba tartozik. A cellulóz szerkezetét tekintve szőlőcukorrészletekből felépülő biopolimer, s ennek megfelelően molekulái erős savval melegítve szőlőcukorrá (glükózzá, C6H12O6) hidrolizálnak.

Szintén régen ismert a szőlőcukorral izomer gyümölcscukor (fruktóz, C6H12O6), valamint a cukornádból (Saccharum officinarum)vagy a cukorrépából (Beta vulgaris)kinyerhető nád- vagy répacukor, a szacharóz (C12H22O11) is. Ε vegyületek formailag a szén hidrátjainak is tekinthetők és elemi összetételük a Cn(H20)m általános összegképlettel adható meg, melyben n és m azonos vagy különböző egész számokat jelentenek. A vegyületcsalád neve is összegképlete alapján magyarázható. Régebben ugyanis azt gondolták, hogy ezek az anyagok a szénnek vízzel alkotott vegyületei, azaz a szén „hidrátjai”. Ez az elnevezés azonban nem szabatos, mivel ismeretesek olyan természetes vegyületek is (pl. a tejsav: C3H6O3), melyek kémiai viselkedése különbözik a cukrokétól, noha összegképletük alapján szintén a szén „hidrátjai”. Továbbá vannak olyan fontos természetes eredetű cukrok is (pl. dezoxicukrok), melyek összegképlete eltér a fenti általános formulától.

A szénhidrátok szerkezetkutatása elvezetett ahhoz a felismeréshez, hogy a szénhidrát-molekulák polihidroxi-oxovegyületek, azaz az α-hidroxi-oxovegyületekre jellemző szerkezeti részeket tartalmazzák. Felépítésükből fakadó sajátságaik e vegyületcsaládot két nagy csoportra osztják fel. Az első csoportba tartoznak az egyszerű szénhidrátok (röviden cukrok) vagy monoszacharidok. Ε vegyületekre jellemző, hogy savas hidrolízissel már nem bonthatók kisebb molekulatömegű szénhidrátokra. A második csoportot az összetett szénhidrátok képezik. Jellemzőjük, hogy savas hidrolízissel egyszerű cukrokká bonthatók. Az összetett szénhidrátok egy részének fizikai és kémiai tulajdonságai még nagyon hasonlítanak a monoszacharidokéra. Ezeket oligoszacharidoknak nevezzük. Az összetett szénhidrátok másik csoportját, melyek tulajdonságai számottevően eltérnek a mono- és oligoszacharidokétól, poliszacharidoknak hívjuk.

3. Monoszacharidok

3.1. Monoszacharidok csoportosítása és fizikai tulajdonságai

A monoszacharidok mint α-hidroxi-oxovegyületek az oxocsoport jellege szerint aldózokra és ketózokra oszthatók fel, melyek külön-külön tovább csoportosíthatók szénatomszámuk szerint (13.3. táblázat).

13.3. táblázat - Monoszacharidok felosztása

ALDÓZOK

Név

Szerkezet

Összegképlet

Sztereo -izomerek száma

aldotrióz

C3H6O3

2

aldotetróz

C4H8O4

4

aldopentóz

C5H10O5

8

aldohexóz

C6H12O6

16

 

KETÓZOK

Név

Szerkezet

Összegképlet

Sztereó-izomerek száma

ketotrióz

C3H6O3

–

ketotetróz

C4H8O4

2

ketopentóz

C5H10O5

4

ketohexóz

C6H12O6

8

Az azonos összegképletű aldózok és ketózok egymás izomerjei. Általános összegképletük (CH2O)n alakban is felírható. Minthogy n = 1 esetén a képlet a formaldehidnek, n = 2 esetén pedig a glikolaldehidnek felel meg, formai meggondolások alapján a formaldehidet tekinthetjük elemi építőegységnek, aminek azonban kémiai alapja is van. Már Butlerov (1861) is rámutatott, hogy formaldehidből megfelelő körülmények között cukorszerű termékek képződnek. Mai szintetikus ismereteink szerint elméletileg formaldehidből szénhidrát nyerhető.

A 13.3. táblázatban összefoglalt aldózok és ketózok neve gyűjtőnév. Ugyanis a ketotrióz (1,3-dihidroxiaceton) kivételével minden cukorban legalább egy szénatom kiralitáscentrum, a lehetséges sztereoizomerek mind ismertek, és legtöbbjüknek triviális neve van. Az enantiomerpárok tagjainak megkülönböztetésére a d- és l-konfigurációs indexet használjuk, amely az oxocsoporttól legtávolabb lévő kiralitáscentrumnak a glicerinaldehidre vonatkoztatott konfigurációját jelöli, és független az adott cukor forgatóképességének irányától. Utalnunk kell arra is, hogy a gyűrű-lánc tautoméria miatt a sztereoizomerek száma ténylegesen nagyobb a 13.3. táblázatban megadottaknál, mindezekkel részletesebben a cukrok szerkezetének tárgyalásánál foglalkozunk.

A monoszacharidok színtelen, kristályos vegyületek. Legtöbbjük édes ízű. Vízben kitűnően oldódnak és könnyen képeznek túltelített oldatot, melyből csak igen lassan kristályosodnak ki. Piridinben általában eléggé jól, alkoholban rosszul, éterben, valamint hexánban nem oldódnak. A természetes monoszacharidok optikailag aktív vegyületek.

3.2. Monoszacharidok szerkezete

A cukrok szerkezetének, konfigurációjának jelölésére a szakirodalom különböző írásmódokat használ. Az ismertebb és az általunk is használt jelölés szerint a királis szénatomok mindegyikét szubsztituenseikkel együtt feltüntetik (A). Szokás azonban az is, hogy a hidrogénszubsztituenst csupán egy vonallal jelölik és csak a hidroxilcsoportokat írják ki (B). Végül az a jelölésmód is elterjedt, hogy a hidrogénatomokat egyáltalán nem jelzik és a hidroxilcsoportokat vonal szimbolizálja (C). Az utóbbi két esetben a szénlánc a Fischer-féle projekció alapján függőleges vonal, s a szénatomok metszéspontjában a szénatomok helyezkednek el.

Az epimer cukrok egy szénatom konfigurációjában különböznek egymástól. Így például a d-glükóz C-2 epimerje a d-mannóz és a C-4 epimerje pedig a d-galaktóz.

A fenti módon felrajzolt képletből közvetlenül kiolvasható, hogy a szóban forgó cukor a d- vagy az l-sorba tartozik. Azt kell mindössze megvizsgálnunk, hogy az oxocsoporttól legtávolabb lévő kiralitáscentrumon a hidroxilcsoport a jobb (d-sor) vagy a bal oldalon (l-sor) helyezkedik el. A kémiai korreláció ténylegesen pedig úgy végezhető el, hogy a vizsgálandó monoszacharidot ún. láncrövidítő lebontással a konfigurációjától függően d(+)- vagy l(–)-glicerinaldehiddé alakítjuk át.

3.3. Cukrok mutarotációja

A monoszacharidok kristályosításuktól függően kétféle módosulatban léteznek. Ha például D-glükózból tömény vizes oldatot készítünk, az oldatból ecetsav hozzáadására egy fajlagos forgatóképességű izomer (α-anomer) kristályosodik ki. Ezt a terméket vízben oldva és az oldatot rövid ideig tárolva a forgatóképesség csökken és végül +52,7 egyensúlyi értéket vesz fel. Ha viszont a tömény vizes oldatból alkohol hozzáadására kivált kristályos d-glükóz (β-anomer) forgatóképességét mérjük meg, akkor közvetlenül a vizes oldat elkészítésekor az fajlagos forgatóképességet tapasztalunk, mely érték az oldat állásakor állandóan nő, és ez esetben is az értéknél állapodik meg.

A jelenség (mutarotáció) azzal magyarázható, hogy a kristályos d-glükózban nem szabad, hanem ún. rejtett formilcsoport van, azaz a C-4 és C-5 helyzetű alkoholos hidroxil-csoportok kedvező térhelyzete miatt ciklofélacetál szerkezet (laktolgyűrű) alakul ki. A laktolgyűrű öttagú (furanóz)vagy hattagú (piranóz)lehet. A nyílt és gyűrűs forma tautomer elegyében a ciklofélacetál forma a meghatározó.

A laktolgyűrű kialakulásakor a C-l (ketozóknál C-2) szénatom is kiralitáscentrummá válik és az így fellépő két epimert a cukrok körében anomereknek nevezzük, és α-, illetve β-jelzéssel különböztetjük meg egymástól. A mutarotáció jelensége úgy értelmezhető, hogy akármelyik anomerből is indulunk ki, oldatban a ciklofélacetál gyűrű felnyílik és a nyílt láncú alakon keresztül a piranóz és furanóz enantiomerek egymásba átalakulnak adott egyensúlyi állapot eléréséig. A mutarotáció jelensége nemcsak a d-glükóz oldatára jellemző, hanem minden más egyszerű szénhidrátéra is.

A fentiek során a gyűrűs formák (piranóz vagy furanóz) térszerkezetének ábrázolásakor a Haworth–Böeseken-féleperspektivikus képleteket használtuk és a β-anomert úgy jelöltük, hogy a C-l szénatomhoz kapcsolódó hidroxilcsoport (az ún. glükozidos hidroxilcsoport) a gyűrű síkja felett, az α-anomer pedig a gyűrű síkja alatt helyezkedik el. A szénhidrátoknak ez az ábrázolása jóllehet a piranóz-furanóz származékok relatív konfigurációjáról helyes képet ad, de a gyűrű tényleges konformációjáról nem ad felvilágosítást. Minthogy e vegyületekben a C–O–C kötésszög és kötéstávolság csak kissé tér el a C–C–C fragmensétől, ezért konformációs sajátságaik hasonlóak a ciklohexánéhoz, illetve a ciklopentánéhoz. Ezért a piranózok téralkata székalkatú, a két lehetséges székkonformer energiatartalma azonban nem azonos. Így például a D-glükopiranóz β-anomerje kizárólag a 4C1 szimbólummal (a felső és alsó index a C-l és C-4 szénatomok relatív helyzetére utal) jelzett székkonformációban fordul elő, mivel ebben a nagy térkitöltésű hidroximetil- és valamennyi hidroxilcsoport az energetikailag kedvező ekvatoriális helyzetben van.

A másik székkonformáció (4C1) nem létképes, mivel ez esetben a nevezett csoportok mindegyike axiális helyzetbe kerülne, és az így fellépő 1,3-diaxiális kölcsönhatások a molekula számottevő energianövekedését eredményeznék. Az α-anomer esetében is a 4C1 konformáció a kedvezményezett, jóllehet ilyenkor a glikozidos hidroxilcsoport már nem ekvatoriális, hanem axiális állású.

A 4C1 konformációban a glikozidos hidroxilcsoport és a C-3, valamint a C-5 szénatomokhoz kapcsolódó hidrogénatomok közelsége (vagyis az 1,3-diaxiális kölcsönhatás) a molekula energiatartamát növeli. Az energiatartam növekedését az ún. anomer effektus mint energianyereség viszont ellensúlyozza. Az anomer effektus ugyanis azt jelenti, hogy a gyűrű oxigénatomjának axiális térhelyzetű nemkötő elektronpárja (mint HOMO-pálya) kölcsönhatásba lép a vele azonos síkban lévő glikozidos hidroxilcsoport szén-oxigén kötésének lazítópályájával (mint LUMΟ-pályával). A megfelelő előjelű pályarészek átlapolása jelentős energianyereséggel jár (13.5. ábra).

13.5. ábra - HOMO-LUMO kölcsönhatás

A „merev” 4Cj1–konformáció a fenti okok miatt nemcsak a d-glükóz esetében kedvezményezett, hanem a d-altróz és d-idóz kivételével a d-hexapiranózokra általában jellemző, mivel e vegyületek a d-glükóz epimerjei. Közölük a szőlőcukor a legstabilisabb monoszacharid, miként ezt a β-d-mannóz vagy a β-d-galaktóz térszerkezetével történő összehasonlítás is tükrözi.

Minthogy a természet a stabilitás szerint válogat, így érthető, hogy a d-glükóz után a d-mannóz és a d-galaktóz a legelterjedtebb cukor a természetben.

A pentózok (ribóz, arabinóz, xilóz, lixóz) esetében érdekes módon a nyílt láncú formából a gyűrűzáródás során nem a piranóz, hanem a furanóz gyűrű alakul ki. Természetesen a nyílt láncú formára ez esetben is – éppúgy, mint a hexózoknál – a polihidroxi-alkillánc zegzugos konformációja jellemző, amit csak az 1,3-helyzetű hidroxilcsoportok fedő állású konformációja módosíthat.

3.4. Monoszacharidok kémiai tulajdonságai

A monoszacharidok egyrészt az oxo-, illetve rejtett oxocsoport, másrészt a különböző hidroxilcsoportok reakcióit mutatják.

3.4.1. Oxocsoport reakciói

Oxidatív átalakulások

A monoszacharidok könnyen oxidálható vegyületek. Különösen igaz ez az aldozókra, melyek enyhe oxidatív behatásra (pl. Br2/H2O, pH=5) aldonsavakká alakíthatók át. Minthogy az oxidáció az aldozóknak nem a nyílt láncú, hanem a gyűrűs formáján játszódik le, így a reakció primer terméke a megfelelő aldonsav δ-laktonja, amely oldatban hármas egyensúly (aldonsav, γ- és δ-lakton) tagjaként van jelen. A reakciókörülményektől függően az egyensúlyi termékek bármelyikét izolálhatjuk.

A ketózok csak erélyesebb körülmények között oxidálhatók, és ilyenkor láncszakadás folytán kisebb szénatomszámú polihidroxi-karbonsavak keletkeznek.

Az aldózok erélyesebb oxidációja során, nemcsak az aldehidcsoport oxidálódik karboxilcsoporttá, hanem a láncvégi hidroximetil is és így aldársavak nyerhetők.

Az aldársavak az aldonsavakhoz hasonlóan hajlamosak a lakton képzésre, sőt egyeseknél (pl. d-glükársav, d-mannársav)mindkét karboxilcsoport laktonná zárulhat, tehát dilaktonok is képződhetnek.

Biológiai szempontból nagy jelentőségűek az uronsavak, melyek közbülső oxidációs termékek az aldonsavak és aldársavak között. Előállításuk a cukorsav-monolaktonok savanyú közegben nátriumamalgámmal végzett redukciójával történhet.

Az uronsavak, éppúgy mint az aldózok mutarotáló laktolgyűrűs vegyületek és ezért reakciókészségük a cukrokéval analóg.

A glükuronsav foszforilált alakban a szénhidrát-anyagcsere intermedierjeként fontos szerepet tölt be a szervezetünkben. A szervezet számára káros hidroxiltartalmú vegyületekkel ugyanis glikozidokat képez, növeli oldékonyságukat és elősegíti vizelettel való kiürülésüket (méregtelenítés). A glikozilezést a májban lévő uridin-difoszfát(UDP)-glükoronát transzferáz enzim katalizálja.

Az UDP-glükuronsavból enzimatikus hidrolízissel szabad glükuronsav is keletkezik, amely a C-vitamin (l-aszkorbinsav) szintézisének prekurzora növényekben és állatokban (kivétel: ember, majmok és tengerimalac). A glükuronsav először l-gulonsavvá redukálódik, majd laktonáz enzim hatására l-gulonolaktonná alakul, és végül l-aszkorbinsavvá oxidálódik.

Az aszkorbinsav erősen redukáló hatású. A táplálékban lévő mennyiségét a főzés jelentékenyen csökkenti. Az ember számára a minimális igény 20 mg naponként, de a normális funkciók biztosítására ennél jóval nagyobb mennyiség (50-100 mg) szükséges.

Reduktív átalakulások

Az aldózok nátrium-tetrahidroboráttal vagy katalitikusan aktivált hidrogénnel cukoralkoholokká, alditokká redukálhatók. A d-glükóz d-szorbittá történő redukciója iparilag is jelentős, mivel ez a vegyület a C-vitamin szintézisének kiindulási anyaga is.

Ketózokból redukcióval a megfelelő epimer alkoholok keveréke keletkezik, így a d-fruktóz esetében a d-mannit és a d-glucit.

Kondenzációs reakciók

A monoszacharidok (aldózok vagy ketózok) oxoreagensekkel (így pl- fenil-hidrazinnal, hidroxil-aminnal, szemikarbaziddal stb.) az oxovegyületekkel analóg, de a laktolgyűrűs szerkezetük következtében kissé eltérő módon reagálnak.

Reakciók fenil-hidrazinnal. Monoszaharidok gyengén savanyú oldatban mólekvivalens fenil-hidrazinnal fenil-hidrazont képeznek.

Fenilhidrazin feleslege esetén viszont intenzív sárga színű, jól kristályosodó és vizes oldatból könnyen leválasztható vegyületek az oszazonok keletkeznek, melyek a cukrok azonosítására alkalmasak. Képződésük hidrazonképzést, oxidációt és ismételt hidrazonképzést foglal magában.

Az oszazonokban a 2. szénatom már nem kiralitáscentrum. Ebből következik, hogy mindazon hexózok, melyekben a 3., 4. és 5. kiralitáscentrum konfigurációja megegyező, azonos oszazont adnak. Így kémiai korrelációval is bizonyítható, hogy a d-glükóz, d-mannóz és a d-fruktóz 3., 4. és 5. aszimmetriacentrumának abszolút konfigurációja azonos.

Reakció tiolokkal. Az áldozókból hideg tömény sósavas oldatban tiolokkal jól kristályosodó termékek, mégpedig a megfelelő ditioacetálok képződnek.

A ditioacetálok számos szintézis fontos kulcsvegyületei, mivel az oxocsoport Hg(II)-sókkal könnyen regenerálható. A reakció első lépésében tioglikozid keletkezik, ami alkalmas glikozidok előállítására is.

3.4.2. Hidroxilcsoportok reakciói

A monoszacharidoknak három, különböző helyzetű hidroxilcsoportjuk van. Ezek a következők: glikozidos, primer, valamint szekunder hidroxilcsoport. Reakciókészségük a felsorolásnak megfelelő sorrendben csökken.

Észterképzés

A monoszacharidok savanhidridekkel vagy savkloridokkal észtereket képeznek. Így például a d-glükózból ecetsavanhidriddel vízmentes nátrium-acetát jelenlétében acetilezéssel penta-O-acetil-β-d-glükopiranózt kapunk, míg a ZnCl2-dal katalizált reakcióban az α-anomer keletkezik.

Szintetikus jelentőségük a peracetilezett cukrokból nyerhető glükozil-halogenideknek van, melyek O-, S-, N- vagy C-nukleofilekkel a megfelelő glikozidokká alakíthatók. A cukoracetátok átalakítása történhet jégecetes hidrogén-bromiddal hidegen. Az anomereffektus miatt a C-l szénatomon lejátszódó SNtípusú átalakulás mindkét pentaacetát-anomerből α-brómszármazékot eredményez.

Az acetilcsoportnak mint védőcsoportnak az eltávolítása a Zemplén-féledezacetilezéssel történhet.

A vízmentes metilalkoholban katalitikus mennyiségű nátrium-metiláttal gyors átészterezési reakció játszódik le és a metilalkoholból a metoxidion újra képződik. A benzoilszármazékokat benzoil-kloriddal piridinben állítják elő, és eltávolításukra ammonolízist alkalmaznak.

A p-toluol- vagy metán-szulfonsav-észtereket (tozil- és mezilésztereket) nem védőcsoportként, hanem új származékok előállítására lehet sokoldalúan felhasználni. Ezek ugyanis kitűnő távozócsoportok és nukleofil reagensekkel többnyire SN2 mechanizmus szerint inverzióval kicserélhetők.

Ha a szomszédos szénatomon transz-helyzetű szabad hidroxilcsoport van, akkor a bázis hatására SNi reakcióban epoxid képződik, amely változatos módon alakítható tovább.

A szulfonsavészterek lehetőséget adnak dezoxicukrok előállítására is.

A reakció két úton is megvalósítható. Egyik lehetőség szerint a szulfonsavésztert lítium-tetrahidridoalumináttal közvetlenül redukálják. A másik esetben pedig az észtercsoportot jódatommal kicserélik, majd helyére reduktív dehalogénezéssel hidrogénatomot visznek be.

Éterképzés

A cukrok hidroxilcsoportjai éteresíthetők. A kísérleti körülményektől függően az egyes

hidroxilcsoportok éteresítése szelektíven is megvalósítható.

O-glikozidok nyerhetők a glikozidos hidroxilcsoport hidrogénjének alkil- vagy arilcsoporttal történő helyettesítésével. Előállításukkal jelentőségüknél fogva még részletesebben foglalkozunk.

Cukor-metil-étereket kapunk O-glikozidokból kiindulva, például dimetil-szulfáttal lúgos oldatban.

A reakciónak – miként a képlet mutatja – a cukrok laktolgyűrű tagszámának kémiai korrelációval történő meghatározásnál van jelentősége. Napjainkban a kémiai korreláció helyett inkább e származékok gázkromatográfiás elválasztásukat követő tömegspektrometriás (GC-MS) vizsgálatából következtetnek a cukrok szerkezetére.

A primer hidroxilcsoport szelektív éteresítése például a nagy térigényű tritil-kloriddal trietil-amin mint bázis jelenlétében valósítható meg.

A primer hidroxilcsoport éteresítése többnyire szintetikus célú védőcsoport bevitelét szolgálja. Azért alkalmaznak tritilétereket erre a célra, mert az így kialakított védőcsoport híg savval vagy katalitikus hidrogénezéssel könnyen hasítható.

Ugyancsak katalitikus hidrogénezéssel távolíthatók el a benzil- és a p-metoxibenzil védőcsoportok is, bár az utóbbi esetben az éterkötés hasítása cerium(IV)-ammónium-nitráttal (CAN) végzett enyhe oxidációval is könnyen megvalósítható. A védőcsoportokat vízmentes dimetilformamidban kálium-karbonát jelenlétében végzett egyszerű alkilezéssel kapcsolhatjuk a hidroxilcsoportok oxigénatomjaihoz.

Gyűrűs acetálok képzése

Vicinális cisz-helyzetű hidroxilcsoportot tartalmazó cukrokból acetonnal savkatalizált reakcióban gyűrűs izopropilidénszármazékok, ún. acetonidok állíthatók elő. Ha megfelelő számú és térhelyzetű hidroxilcsoport van jelen a molekulában, akkor nemcsak mono-, hanem diizopropilidénszármazék is képződik. Így például, d-glükózból furanóz formán keresztül 1,2:5,6-di-O-izopropilidén-α- d-glükofuranóz (diacetonid)keletkezik.

Ε reakciót a cukrok hidroxilcsoportjainak átmeneti védésére használják. Az acetonidok lúgos közegben stabilak, vizes savas közegben könnyen bomlanak. Például, a d-glükózból nyert diacetonidból az exociklusos helyzetű 1,3-dioxolángyűrű 50%-os ecetsavval szelektíven hasítható.

Benzaldehiddel vízmentes ZnCl2-katalizátor jelenlétében az 1,3-helyzetű hidroxilcsoportok acetálcsoporttá alakulnak.

A benzilidénacetálok savra érzékenyebbek az izopropilidénszármazékoknál. Reduktív (LiAlH4/AlCl3) és oxidatív (NBS) gyűrűnyitásuknak az oligoszacharid-szintézisekhez szükséges részlegesen védett cukorszármazékok előállításában, illetve dezoxi- és dezoxi-aminocukrok szintézisében van jelentősége. Eltávolításuk pedig híg savas kezeléssel vagy katalitikus hidrogénezéssel történhet.

Glikozidok előállítása

A cukrok hidroxilcsoportjai közül az anomer centrumhoz (aldózoknál a C-l, ketózoknál C-2) kapcsolódónak – mint arra az éterképzés tárgyalása során már rámutattunk – fokozott a reakciókészsége. Ez a tulajdonság a cukrok ciklofélacetál szerkezetével van összefüggésben. Ha a cukrokat az acetálok előállítására alkalmas módszer szerint hidrogén-kloridot tartalmazó alkohollal melegítjük, akkor csak az acetálos hidroxilcsoport lép reakcióba és gyűrűs szerkezetű vegyes acetál, az ún. glikozid keletkezik. Ezért nevezik a C-l szénatomhoz kapcsolódó hidroxilcsoportot glikozidos hidroxilcsoportnak.

A glikozid gyűjtőnév, az egyes cukrokból levezethető glikozidok úgy nevesíthetők, hogy a cukor nevéhez az id végződést fűzzük, feltüntetve a laktolgyűrű tagszámát (furanóz vagy piranóz), valamint az anomer centrum konfigurációját (α vagy β), és megnevezzük a molekulában a „nem cukor” részt (aglikont) is.

A glikozidok acetál jellegű vegyületek, és ezért éterkötésük lúggal szemben állandó, de már híg ásványi savval hidrolitikusan bontható. A hidrolízis enzimekkel is megvalósítható. Az élesztőből izolálható α-glikozidáz enzim az α-, a mandulából nyerhető β-glikozidáz pedig a β-glikozidos kötéseket hasítja.

A reakció megfordítható, és mint minden egyensúlyi folyamatra, erre a reakcióra is érvényes a tömeghatás törvénye, azaz a cukor, illetve az aglikon koncentrációjának megfelelő megválasztásával az egyensúly az alsó nyíl irányába eltolható. A növényvilágban igen elterjedt glikozidok is ilyen módon keletkeznek.

A glikozidok szintézise sztereokontrollált módon jó hozammal az acetilezett glikozil-halogenidekből Koenigs–Knorr-féleszintézissel oldható meg. Ε módszer szerint a reakcióképes acetilezett α-glikozil-bromidokat benzolos, kloroformos vagy éteres oldatban a megfelelő aglikonnal reagáltatják, és a felszabaduló hidrogén-bromidot ezüst-oxiddal vagy karbonáttal, illetve kinolinnal kötik meg.

A felírt reakció első lépésében SN1 mechanizmus szerint a megfelelő glikozil-kation keletkezik, amely a szomszédos szénatom cisz-helyzetű acetoxicsoportjával reagálva (szomszédcsoport részvétellel) stabilizálódik. Ennek megfelelően a belépő aglikon nukleofil centrumával csak az ellenkező térfélről (β-oldal) támadhat, és így β-glikozidos kötés épül ki. Ε módszerrel nemcsak O-glikozidok (alkil és arilglikozidok), hanem S-, N- és C-glikozidok is előállíthatók. A kapcsolási reakcióban a megfelelő β-d-glikozid peracetilszármazéka keletkezik, melyből a Zemplén-féle dezacetilezéssel könnyen felszabadítható a glikozid.

A glikozidok előállításához glikozildonorként az α-glikozil-halogenidek mellett számos más glikozilszármazékot (pl. tioglikozidokat, triklóracetimidátokat, ortoésztereket stb.) is széles körben alkalmazzák.

Ε vegyületekből a megfelelő promotort [N-jódszukcinimid/trifluormetánszulfonsavat (NIS-TfOH), trimetilszilil-trifluormetánszulfonátot (TMSOTf)] vízmentes diklórmetánban alkalmazva jó termeléssel O-glikozidok nyerhetők.

A glikozidok rendkívüli jelentőséggel bírnak, mivel a növényvilágban igen elterjedtek. Cukorrészük nemcsak monoszacharid lehet, hanem bizonyos típusú redukáló oligoszacharidok, mégpedig dezoxicukrok és aminocukrok is.

A dezoxicukrok olyan monoszacharidok, amelyekben egy vagy több alkoholos hidroxilcsoportot hidrogénatom helyettesíti. Számos képviselőjük, így például az l-ramnóz és 2-dezoxi-d-ribóz a természetben is megtalálható.

A 2-dezoxi-d-ribóz a DNS felépítésében résztvevő nukleozidok cukorkomponense. Az aminocukrok olyan cukorszármazékok, amelyekben egy alkoholos hidroxilcsoportot aminocsoport helyettesít. A szabatos gyűjtőnevük: dezoxi-aminocukrok. Legismertebb képviselőjük a 2-amino-2-dezoxi-d-glükóz (d-glükózamin vagy kitózamin)és a 2-amino-2-dezoxi-d-galaktóz (d-galaktózamin, kondrózamin), melyek egyes állati vagy bakteriális eredetű poliszacharidok hidrolízistermékei.

A d-galaktózamin a kitin, a heparin és a vércsoport poliszacharidok építőköve. A d-galaktózamin a kondroitin-szulfát és ugyancsak a vércsoport poliszacharidok komponense.

4. Oligoszacharidok

Az oligoszacharidok 2-10 monoszacharidból felépülő olyan glikozid típusú vegyületek, amelyekben az aglikonrész is cukor. Ε vegyületek savas hidrolízisekor egyszerű cukrokká vagy cukorszármazékokká (pl. uronsavvá, aminocukorrá) esnek szét. Az oligoszacharidok csoportosítása a molekulájukat felépítő monoszacharidok száma (n)szerint történik és így biozokról vagy diszacharidokról (n = 2), triozokról vagy triszacharidokról (n = 3), stb. beszélhetünk. Legnagyobb jelentőségük a diszacharidoknak van.

4.1. Diszacharidok

A diszacharidok két molekula monoszacharidból egy molekula víz kilépésével levezethető vegyületek. A két monoszacharid között a kapcsolat kialakulhat a két glikozidos hidroxilcsoport részvételével, vagy egyik monoszacharid glikozidos és a másik komponens valamely alkoholos hidroxilcsoportjának kondenzációjával. Az előbbi esetben a diszacharidokban szabad glikozidos hidroxilcsoport nincs és ennek következtében a Fehling-oldatot nem redukálják, ezért ezeket nemredukáló diszacharidoknak nevezzük. A diszacharidok másik csoportja szabad glikozidos hidroxilcsoporttal rendelkezik, ennek következtében a Fehling-oldatot redukálják és ezért ezeket redukáló diszacharidoknak nevezzük.

A legjelentősebb nemredukáló diszacharid a szacharóz (répa- vagy nádcukor).A szacharóz híg ásványi sav hatására könnyen hidrolizál, miközben szétesik ekvimoláris mennyiségű d-glükózra és d-fruktózra. A hidrolízis során az oldat jobbra forgatása folyamatosan csökken, eléri a 0 értéket, majd az oldat balra forgatóvá válik. A forgatóképesség előjelének megváltozása miatt a szacharóz hidrolízisét invertálásnak, a hidrolízissel keletkező d-glükóz és d-fruktóz 1:1 arányú elegyét pedig invertcukornak nevezzük.

A szacharózt mind az α-glükozidázok, mind pedig a β-d-fruktofuranidáz enzimek hasítják, ezért a glükózrész glikozidos szénatomjának α-, a fruktofuranozidénak pedig β-konfigurációja van. Számos élőlény, így például a méhek olyan enzimet választanak ki, ami katalizálja a szacharóz hidrolízisét. Ez az enzim, az ún. invertáz. Améz szacharóz, d-glükóz és d-fruktóz elegye, amelyből hosszabb állás után az invertáz hidrolizáló hatására feldúsuló d-glükóz kikristályosodik.

4.2. Maltóz, cellobióz és laktóz

A redukáló diszacharidok közül a maltóznak (malátacukor), a cellobióznak és a laktóznak (tejcukor)van gyakorlati jelentősége.

A maltóz [4-O-(α-d-glükopiranozil)-d-glükóz] a keményítő és a glikogén alkotórésze. A természetben szabad állapotban mindig olyan növényi részekben jelenik meg, amelyekben a keményítő enzimes hidrolízise játszódik le (pl. burgonyacsírában, zöld levelekben stb.). Előállítása is a keményítő enzimes hidrolízisével történik. A maltóz két glükózegységet tartalmaz, mégpedig piranóz formában, és a glikozil komponens α-glikozidos kötéssel kapcsolódik a másik d-glükóz (aglikon) C-4-es oxigénatomjához.

A fentiekből következik, hogy a maltóz savas hidrolízisénél csak d-glükóz képződik. Mindkét anomerje (α és β) ismeretes, ezek mutarotálnak és redukáló sajátságúak.

A cellobióz [4-O-(β-d-glükopiranozil)-d-glükóz] a természetben legelterjedtebb szénvegyületnek, a cellulóznak az építőköve; innen származik a neve is. Cellulózból részleges hidrolízissel vagy célszerűbben acetolízissel (Ac2O/H2SO4) oktaacetátjaként állítható elő, melyből a Zemplén-féle dezacetilezéssel igen tiszta cellobióz nyerhető. Savas hidrolízisekor hasonlóan a maltózhoz, kizárólag d-glükóz képződik, ugyanakkor ellentétben a maltózzal a β-glikozidáz enzim bontja. Ε két vegyület szerkezete a glikozidkötés β-konfigurációját kivéve azonos.

Természetben szabad formában nem fordul elő. Kémiai tulajdonságai a maltózéval azonosak, de eltérően a maltóztól csak a β-anomerje ismeretes.

A laktóz [4-O-(β-d-galaktopiranozil)-d-glükóz] az emlősök tejének cukorkomponense; az anyatej 5-8% laktózt (tejcukrot) tartalmaz. Legkönnyebben a tejsavó vákuumbepárlásával nyerhető. Vízből kristályosítható. Hidrolízisekor d-glükóz és d-galaktóz képződik és a β-galaktozidáz enzim is hidrolizálja. Szerkezetileg a cellobiózzal rokon: a d-glükóz C-4 hidroxilcsoportjához ez esetben β-d-galaktozilcsoport kapcsolódik.

Kémiai tulajdonságai hasonlóak a többi redukáló diszacharidéhoz, de ellentétben a szacharózzal élesztővel nem erjeszthető.

4.3. Ciklodextrinek

Az oligoszacharidok különleges csoportját képezik a gyűrűs szerkezetű ciklodextrinek. Ε vegyületek d-glükopiranózból α (1 →4)-kötésekkel épülnek fel. Előállításuk keményítőből ciklodextrin transzglikozidáz enzim segítségével történik.

13.6. ábra - Ciklodextringyűrű

A gyűrű mérete a d-glükózegységek számától függ (13.6. ábra). Ezeknek a molekuláknak a külseje hidrofil, a belsejük pedig hidrofób, így a méretüknek megfelelő nagyságú, elsősorban lipofil tulajdonságú molekulákat képesek zárványként befogadni és ezáltal vízoldhatóvá tenni. A gyógyszer- és illatszeripar a ciklodextrineknek ezt a sajátságát a hatóanyagok kiszerelésénél (molekuláris kapszulák) hasznosítja.

4.4. Poliszacharidok

A poliszacharidok monoszacharidrészekből felépített nagy molekulatömegű vegyületek. Általában 80-10000 monomer egységből állnak. Fizikai tulajdonságaikban jelentősen eltérnek a mono- és oligoszacharidoktól. Nem édes ízűek, vízben nem vagy csak kolloidálisan oldódnak. A poliszacharidok szerkezetfelépítési elve ugyanaz, mint az oligoszacharidoké, ezért érthető, hogy savas hidrolízisük során monoszacharidokra esnek szét. Sok poliszacharid hidrolízisével csak egyetlen monoszacharidféleség keletkezik, de ismerünk olyan poliszacharidokat is, amelyeknek a hidrolitikus lebontása kétféle monoszacharidhoz vagy monoszacharidszármazékhoz (pl. uronsavhoz) vezet.

4.5. Cellulóz, keményítő és glikogén

Kizárólag d-glükózegységekből épül fel három nagyon fontos és elterjedt poliszacharid: a cellulóz, a keményítő és a glikogén.

A cellulóz a Földön a legnagyobb mennyiségben előforduló szénvegyület, a magasabb rendű növények sejtfalának fő alkotórésze. A levelek szárazanyagának 10-20%-át, a fás növényi részek 50%-át alkotja. A cellulóz átlagos polimerizációs foka az eredettől függően 3000 és 8000 között van. Savas hidrolízise (tömény sósav hidegen) csak d-glükózhoz vezet. Az egyik glükózegység β-glikozidos kötéssel kapcsolódik a másik egység C-4 helyzetű hidroxilcsoportjához, és így lineáris szerkezetű fonalstruktúra alakul ki.

A fonalstruktúrájú cellulózmolekulákat az intramolekuláris hidrogénkötések merevítik, ugyanakkor az intermolekuláris hidrogénhidak pedig a hosszú fonalak szoros egymáshoz illeszkedését biztosítják. Ez rendkívüli stabilitást, rugalmasságot, valamint oldhatatlanságot eredményez és ezáltal a cellulóz ideális alapanyaga a növények sejtfalának.

A cellulóz ipari felhasználása rendkívül sokrétű. Nélkülözhetetlen kiindulási anyag például a papír-, a műselyem- (viszkóz) és a füstnélküli lőporgyártásnál.

A keményítő a cellulóz mellett a másik legelterjedtebb poliszacharid a növényvilágban. A keményítő a szén-dioxid-asszimiláció terméke, amely keletkezésének helyén a növényi nedvekben feloldódik, más növényi részekbe (pl. gumóba, gyökérbe) vándorol, és ott mint tartaléktápanyag szemcsés formában raktározódik. A növény csökkent asszimilációja idején a keményítőt tápanyagként hasznosítja.

Kinyerése magas keményítőtartalmú növényi részekből vizes kimosással történik. A burgonya gumója kb. 20%-ban, a gabonamagvak kb. 50-70%-ban tartalmaznak keményítőt. Részleges hidrolízise maltózt, erélyes hidrolízise pedig d-glükózt eredményez. A keményítő polimer szerkezetét tekintve két anyag az amilóz és az amilopektin keveréke. A legtöbb keményítő kb. 10-20% amilózt és 80-90% amilopektint tartalmaz.

Az amilóz mintegy ezer d-glükopiranozid-egységből α (1 →4) glikozidos kötéssel épül fel és ezáltal a hosszú lánc spirális alakú hélixet képez, melyet intramolekuláris hidrogénkötések tartanak össze.

A hélix egy-egy csavarmenete hat glükóz, azaz három maltózegységből áll. Vizes oldata nem gélesedik és jóddal sötétkék színreakciót ad. A jód ugyanis bediffundál a hélixbe és ezáltal a gerjeszthetősége megváltozik. Melegítéssel kiűzhető a hélixből, hűtésre pedig újra visszadiffundál abba. Az amilóz hélixszerkezetét az is bizonyítja, hogy részleges mikrobiológiai hidrolízisével – mint azt már említettük ciklodextrinek képződnek.

Az amilopektin a keményítő másik komponense, ezernél több d-glükóz egységből épül fel. Szerkezete az amilózéhoz nagyon hasonló. Egyetlen, de nagyon lényeges különbség, hogy az α (1 →4) glikozidos kötéssel a d-glükózból felépülő főlánchoz minden 20-25 glükóz egységnél α (1 →6) glikozidos kötéssel újabb „amilózszerű” oldallánc kapcsolódik.

Vizes oldata viszkózus, és gélje dermed.

A glikogén az emberi és állati szervezetben ugyanazt a szerepet tölti be, mint a keményítő a növényi szervezetben. Tartalékszénhidrát szerepe miatt állati keményítőnek is nevezik. A szervezetben a glikogén az izmokban és főleg a májban halmozódik fel és az ún. glikolízis folyamán d-glükozil-foszfáttá való lebontást követően aerob körülmények között széndioxiddá és vízzé ég el, illetve anaerob módon l-(+)-tejsavvá alakul át.

A szerkezete az amilopektinéhez hasonló, azonban a glikogénben – lévén hogy minden 10-12 glükózegységre esik egy-egy láncelágazás – a láncok sokkal elágazóbbak. Nagy molekulatömege miatt a sejtmembránon nem tud átdiffundálni és ez biztosítja a sejtek ideális ozmotikus nyomását. Ha ugyanis a sejtekben a glikogén molekulatömegének megfelelő több százezer glükózmolekula volna jelen, az óriási ozmotikus nyomás a sejteket szétrobbantaná.

5. Nukleinsavak, nukleotidok, nukleozidok

Az élő sejtek legjellemzőbb sajátsága a szaporodás, azaz önmagukkal azonos, reprodukcióra képes utódokat hoznak létre. Ε tekintetben a természetes anyagok körében a legfigyelemreméltóbbak a nukleinsavak, mivel ezek a bonyolult makromolekulák reprodukálják önmagukat, és genetikai információkat örökítenek át egyik nemzedékről a másikra.

A nukleinsavak megismerésének története 1869-ben kezdődött, amikor Miescher sejtmagból egy savas természetű, lúgban oldódó foszfortartalmú anyagot izolált, amit később, eredetére utalva nukleinsavnak neveztek el. Kiderült, hogy a nukleinsavak és különböző származékaik minden sejtben előfordulnak és nélkülözhetetlen feladatokat látnak el. Pontos kémiai felépítésük és biológiai szerepük megismerése a 20. század legnagyobb tudományos felfedezései közé tartozik, különös tekintettel az emberi DNS teljes szekvenciájának feltárására. A közel tíz évig tartó, nemzetközi kutatómunka eredménye, a humán genom felderítése gyökeresen új lehetőségeket ad a biológusok, az orvosok, valamint a gyógyszerkutatók kezébe a betegségek megelőzésére és gyógyítására.

5.1. Nukleinsavak építőkövei

A nukleinsavak nagy molekulatömegű polimer molekulák. A különféle sejtekből nyert nukleinsavak teljes hidrolízisével pentózokat, purin- és pirimidinbázisokat, valamint foszforsavat lehet izolálni. A hidrolízis körülményeinek (savas, lúgos vagy enzimatikus) változtatásával részleges lebontás is megvalósítható. Az így nyerhető összetett építőegységek közül a nukleotidokban a cukormolekulához szerves bázis és foszforsav kapcsolódik, ugyanakkor a nukleozidokban a cukor szerves bázissal képez vegyületet.

5.2. Pentózok szerkezete

A nukleinsavak teljes hidrolízisének egyik komponense cukorszármazék, mégpedig pentóz. Ε szénhidrátkomponens szerkezete alapján kétféle nukleinsavat különböztetünk meg. A d-ribózt tartalmazók a ribonukleinsavak (RNS),és a 2-dezoxi-d-ribózt tartalmazók pedig a dezoxiribonukleinsavak (DNS).

5.3. Bázisok szerkezete

A nukleinsavak teljes hidrolízisének másik komponense szerves bázis. Bázisként pirimidin- és purinvázas vegyületek izolálhatók, mégpedig az előbbiek uracil, timin vagy citozin lehetnek, az utóbbiak adenin vagy guanin. A vegyületek jelölésére gyakran nevük kezdőbetűjét (U, T, C, A, G) használjuk.

A bázisok jelenléte nem teljesen tetszőleges. Az uracil csak az RNS-ben, a timin csak a DNS-ben fordul elő, a további három bázis pedig mindkét nukleinsavban megtalálható.

5.4. Nukleozidok

A nukleinsavak közbenső hidrolízistermékei a nukleozidok, melyek szerkezetüket tekintve purin- és pirimidin-N-glikozidok. Nukleinsavakból erélyes lúgos vagy enzimatikus hidrolízis hatására képződnek. RNS-ből ribonukleozidok, DNS-ből pedig dezoxiribonukleozidok nyerhetők. A nukleozidok nevét a bázisok nevéből képezzük úgy, hogy pirimidinbázis esetén idin végződést, purinbázis esetén pedig ozin végződést illesztünk a bázis nevének első részéhez. A DNS-ből nyert nukleozidok nevéhez dezoxi előtag járul.

Az előbbiekkel összhangban a bázisok közül az uracil csak a ribonukleozidokban, a timin pedig csak a dezoxinukleozidokban fordul elő. A többi három bázis mindkét nukleozid típusban megtalálható.

A pirimidinbázisok az 1-helyzetű nitrogénnel, a purinbázisok pedig a 9-helyzetű nitrogénnel képeznek glikozidos kötést. A pentózok és a bázisok között β-glikozidos kötés alakul ki, amely körül a gyűrűs nitrogén miatt nincs mutarotáció.

5.4.1. Nukleozidok előállítása

A nukleinsavak szerkezetfelderítése szempontjából jelentős a nukleozidok szintetikus úton történő előállítása is. Ennek egyik lehetséges és gyakorlatban alkalmazott módja, amikor acilezett α-d-ribofuranozil-kloridból és a megfelelően védett purin- vagy pirimidinszármazék klórmerkurisójából kiindulva alakítják ki a β-glikozidos kötést. Példaként az adenozin szintézisét mutatjuk be.

A ribonukleozidok fenti szintézise során mindig β-glükozidos kötés keletkezik, mivel a cukor α-helyzetű halogénatomjának cseréje a szomszédos acetoxicsoport jelenléte miatt inverzióval megy végbe. A dezoxinukleotidok szintézise során a szomszédcsoport hiánya miatt az α- és β-anomer glikozid keveréke képződik, amit egymástól el kell választani.

5.4.2. Nukleozidok fizikai és kémiai tulajdonságai

A nukleozidok magas olvadáspontú, vízben jól oldódó színtelen kristályos vegyületek. A glikozidos kötés lúggal szemben ellenálló, míg híg savval könnyen hidrolizálható, miközben pentóz és bázis képződik. A dezoxiribonukleozidok esetében kíméletes körülményeket kell alkalmazni, mivel a képződő 2-dezoxi-d-ribóz savérzékeny.

5.5. Nukleotidok

A nukleotidok a nukleinsavak háromrészes építőegységei. Foszforsavészterek, melyek a nukleinsavakból enyhe lúgos vagy enzimatikus hidrolízis hatására képződnek. A hidrolízistermékek között a ribonukleinsavak esetében 2ʼ-, 3ʼ- és 5ʼ-foszfátok, a dezoxiribonukleinsavak esetében pedig 3ʼ- és 5ʼ-foszfátok fordulnak elő.

A nukleotidok nevét a nukleozidok nevéből képezzük úgy, hogy megjelöljük az észteresített hidroxilcsoport helyét. Szokásos a nukleotidok nevét rövidítve megadni, például uridin-5ʼ-foszfát = 5ʼUMP. Gyakran találkozhatunk a ribonukleotidok régebbi elnevezésével is például: adenilsav, guanilsav, uridilsav, citidilsav.

5.5.1. Nukleotidok előállítása

A nukleotidok szintézise – ugyanúgy, mint a nukleozidoké – a nukleinsavak szerkezetfelderítése szempontjából fontos. Gyakori reakcióút, hogy a cukrok hidroxilcsoportját dibenzil-foszfokloridát reagens segítségével alakítják foszforsavészterré. Így például, a 2ʼ,3ʼ hidroxilcsoportján védett ribonukleozidból 5ʼ-foszfát nyerhető az alábbi módon (az ábrán a purin- vagy pirimidinbázisokat egyszerűsítve ábrázoltuk).

5.5.2. Nukleotidok fizikai és kémiai tulajdonságai

A nukleotidok magas olvadáspontú, vízben oldódó kristályos vegyületek. A dihidrogénfoszfát csoport jelenléte miatt erős savak. A nukleotidok enyhén savas hidrolízise a glikozidos kötés hasadásával bázist és pentózfoszfátot eredményez, lúgos hidrolízissel pedig a foszforsav sója mellett a megfelelő nukleozidot lehet izolálni.

Híg sav (0,01 n HCl) hatására a 3ʼ-foszfátok átizomerizálódhatnak 2ʼ-foszfátokká. Az átalakulás ciklusos köztitermék (2ʼ,3ʼ-ciklofoszfát) képződésén keresztül játszódik le.

Ez a folyamat ad magyarázatot arra, hogy miért található ribonukleozid-2ʼ-foszfát is a ribonukleinsavak hidrolízistermékei között.

5.6. Nukleinsavak elsődleges szerkezete

A nukleinsavak nukleotidokból épülnek fel úgy, hogy a polinukleotid láncban a pentózok 5ʼ és 3ʼ hidroxilcsoportja foszforsavdiészter-kötéssel kapcsolódik össze. Apentózok 2ʼ szénatomján a DNS-ben hidrogén, az RNS-ben pedig szabad hidroxilcsoport található. Tehát a polimer molekula gerincét, primer szerkezetét mind a DNS-ben, mind az RNS-ben a pentóz-foszfát lánc alkotja, melynek változékonyságát a cukorrészhez kapcsolódó bázisok jelentik (13.7. ábra).

13.7. ábra - Nukleinsavak szerkezete DNS: R = H, RNS: R = OH

A nukleinsavakat alkotó nukleotidegységek kapcsolódási módjának felismerését többek között az tette lehetővé, hogy találtak olyan specifikus enzimeket, melyek a polinukleotid-lánc észterkötését csak az 5ʼ-helyzetű vagy csak a 3ʼ-helyzetű hidroxilcsoportnál hasítja el.

Ha a nukleinsav hidrolízisét a marhalépből izolált lép-foszfodiészteráz enzim katalizálja, akkor az 5ʼ-helyen hasítva nukleozid-3ʼ-foszfátokhoz jutunk, amennyiben a kígyóméregből izolált kígyóméreg-foszfodiészteráz enzimmel dolgozunk, úgy a 3ʼ-helyen hasítva nukleozid-5ʼ-foszfátokat kapunk.

A nukleotidok kapcsolódási sorrendjét (szekvenciáját)ugyancsak enzimek segítségével derítették fel. Az ún. restrikciós enzimek meghatározott szekvenciájú kisebb nukleotid-láncokat hasítanak ki a polimerből. A szétszabdalt láncok újra egyesíthetők a DNS ligáz enzim segítségével, a DNS polimeráz enzim pedig a DNS-szintézist katalizálja.

A DNS bázissorrendjének meghatározása Sanger nevéhez fűződik, akit ezért a tudományos tevékenységéért 1979-ben másodszor is Nobel-díjjal tüntettek ki. Az általa kidolgozott szekvenálási eljárás alapelve nem a lebontás, hanem az enzimkatalizált DNS-szintézis irányított megszakítása. A szintézis megszakítására 2ʼ, 3ʼ-didezoxi-ribózt alkalmazott, ami a 3ʼ láncvégen nem tud észteresedni, ezért az eljárás didezoxi módszer néven vált ismertté.

5.7. DNS másodlagos szerkezete

A nukleinsavak építőelemeinek mennyiségi arányai döntő jelentőségűek a nukleinsavak másodlagos szerkezetének (térszerkezetének) kialakításában. A különböző eredetű DNS-molekulák hidrolizátumában a purinbázisok (adenin és guanidin) moláris mennyisége mindig azonos a pirimidinbázisokéval (timin és citozin), sőt további szabályosság, hogy az adenin mennyisége a timinével, valamint a guanin mennyisége a citozinéval azonos (Chargaff-szabályok1950).

A + G = T + C

A = T G = C

Hasonló jelenség az RNS bázisösszetételében nem észlelhető.

A DNS bázisösszetételében fellelhető szabályosság nem véletlen. Ez a feltétele a térszerkezet szempontjából meghatározó, egymáshoz erős hidrogénkötésekkel kapcsolódó bázispárok kialakulásának.

Watson és Crick 1953-ban röntgenkrisztallográfiai mérési adatok alapján meghatározták a DNS térbeli elrendeződését, felismerték a DNS kettős hélix szerkezetét, amely megoldotta a DNS önreprodukciójának kérdését is.

A DNS-t alkotó két polinukleotidlánc kettős helixet alkotva egymás mellé csavarodik. A hélix külső palástját a pentóz-foszfát polimerlánc alkotja, a paláston belül pedig a bázisok páronként hidrogénkötésekkel kapcsolódnak össze. A bázisok mólarányainak megfelelően a bázispárok összekapcsolódása nem lehet tetszőleges. Az adenin csak a timinnel, a guanin csak a citozinnal alkothat bázispárt. Csak ezekben az esetekben illeszkednek pontosan a bázispárok a hengerpalást belsejébe.

Ε szabályos szerkezet kialakulásához az szükséges, hogy a két összecsavarodó lánc szerkezete pontosan megfeleljen egymásnak. A két szál bázissorrendje egymást kiegészítő, azaz komplementer szerkezetű, tehát az egyik szál bázissorrendje szigorúan megszabja a másik szál szekvenciáját (13.8. ábra).

13.8. ábra - A DNS kettős hélixe

A hélixszerkezet rögzítéséhez a bázispárok hidrogénkötésein kívül, a síkban egymás felett elhelyezkedő bázisok heteroaromás gyűrűi közötti erős van der Waals-kölcsönhatások is hozzájárulnak. A DNS külső palástján a poláris pentóz-foszfát láncok vízoldhatóvá teszik a makromolekulát, ugyanakkor megvédik a belső apoláris bázisokat a külső behatástól.

A röntgendiffrakciós vizsgálatok szerint a DNS-nek kétféle alakja lehet. Az A-DNS és a B-DNS, melyek a hidratáltság fokától függően a külső méreteikben mutatnak kismértékű eltérést egymástól.

5.8. DNS harmadlagos szerkezete és biológiai funkciója

A DNS-molekula óriási méretű, a legkisebbek 5000 bázispárból (5 kb; kilobázis) állnak és 1700 nm hosszúak. Az emberi DNS – a teljes humán genom – közel 6 millió kb-ból épül fel és teljes hossza eléri a 2 m-t. A szabályos kettős helix természetesen meghajlik, összetekeredik és ezt tekintjük a harmadlagos szerkezetnek. A DNS-molekula szervezettségének a legmagasabb szintje a kromoszóma, ami már fehérjéket is tartalmaz a DNS mellett.

A teljes DNS-lánc egy-egy rövidebb szakaszát tekintjük géneknek,a gének sorrendjét pedig genetikai térképnek nevezzük.

Az 1990-ben elindított átfogó kutatás, a humán genom (HUGO)program elvezetett mind a 23 emberi kromoszóma csaknem teljes nukleotidsorrendjének fel