BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO

TRƢỜNG ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI

------------------

HOÀNG VĂN PHONG

XỬ LÝ NƢỚC THẢI NUÔI TRỒNG THUỶ SẢN

BẰNG PHƢƠNG PHÁP SINH HỌC

Chuyên ngành: Hoá môi trƣờng

Mã số: 60.44.41

TÓM TẮT LUẬN VĂN THẠC SĨ

HÀ NỘI – 2011

1

ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI

TRƢỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN

------------------

HOÀNG VĂN PHONG

XỬ LÝ NƢỚC THẢI NUÔI TRỒNG THUỶ SẢN

BẰNG PHƢƠNG PHÁP SINH HỌC

Chuyên ngành: Hoá môi trường

Mã số: 60.44.41

Luận văn Thạc sỹ khoa học

Người hướng dẫn khoa học: PGS.TS. Nguyễn Đình Bảng

HÀ NỘI – 2011

i

MỤC LỤC

Lời cam đoan ............................................................................ Error! Bookmark not defined.

Lời cảm ơn! .............................................................................. Error! Bookmark not defined.

DANH MỤC CÁC TỪ VIẾT TẮT .................................................................................... iii

DANH MỤC BẢNG............................................................................................................ iii

DANH MỤC HÌNH .............................................................................................................iv

ĐẶT VẤN ĐỀ .......................................................................... Error! Bookmark not defined.

CHƢƠNG I. TỔNG QUAN TÀI LIỆU .............................................................................. 1

1.1. Hiện trạng và nhu cầu thực tiễn ............................................................... 1

1.2. Một số đặc điểm sinh học cua biển (Scylla serrata) ................................ 2

1.3. Tình hình sản xuất giống cua ................................................................... 4

1.4. Những nghiên cứu về ảnh hƣởng của các yếu tố môi trƣờng đến sinh

trƣởng và tỷ lệ sống của ấu trùng cua ............................................................ 5

1.5. Tình hình sử dụng chế phẩm sinh học trong nuôi trồng thuỷ sản trên

thế giới .............................................................................................................. 10

1.5.1. Khái niệm về chế phẩm vi sinh và cơ chế tác dụng ................................ 10

1.5.2. Tình hình nghiên cứu sử dụng chế phẩm vi sinh trong NTTS ................ 13

CHƢƠNG II. PHƢƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ............................................................. 17

2.1. Đối tƣợng, phạm vi, thời gian và địa điểm nghiên cứu ........................ 17

2.2. Phƣơng pháp nghiên cứu. ....................................................................... 17

2.2.1.Phương pháp tiếp cận .............................................................................. 17

2.2.2. Phương pháp bố trí thí nghiệm ............................................................... 18

2.3. Sơ đồ các nội dung nghiên cứu. .............................................................. 23

2.4. Phƣơng pháp phân tích một số yếu tố môi trƣờng nƣớc: .................... 24

2.4.1. Phương pháp phân tích N-NH4+ ............................................................. 24

2.4.2. Phương pháp phân tích N-NO2- .............................................................. 25

2.4.3. Phương pháp phân tích N-NO3- .............................................................. 25

2.4.4. Phương pháp phân tích tổng Nitơ .......................................................... 26

2.4.5. Phương pháp xác định CODMn ............................................................. 27

2.4.6. Xác định chỉ số BOD .............................................................................. 28

2.4.7. Phương pháp xác định độ kiềm .............................................................. 29

ii

2.5. Phƣơng pháp thu thập, phân tích và xử lý số liệu ................................ 31

CHƢƠNG III. KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU VÀ THẢO LUẬN ....................................... 32

3.1. Đánh giá chất lƣợng nƣớc thải từ các trại sản xuất giống cua xanh tại

Hải Phòng ........................................................................................................ 32

3.2. Kết quả xử lý nƣớc thải bằng chế phẩm vi sinh ................................... 33

3.2.1. Biến động các yếu tố thuỷ lý ................................................................... 33

3.2.2. Kết quả xử lý chất hữu cơ trong nước thải bằng chế phẩm vi sinh ....... 33

3.3. Nghiên cứu sử dụng chế phẩm vi sinh trong trại sản xuất giống cua

xanh (Scylla serata) ........................................................................................ 39

3.3.1. Biến động các yếu tố môi trường thuỷ lý ............................................... 39

3.3.2. Biến động amoni (NH4+) và nitrite (NO2

-), nitrat (NO3-) ....................... 40

3.3.3. Tỷ lệ sống của ấu trùng cua trong thí nghiệm ........................................ 49

3.3.4. Tỷ lệ sống của Megalopa sang Cua bột ................................................. 50

CHƢƠNG IV: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT ...................................................................... 53

4.1.Kết luận...................................................................................................... 53

4.2. Đề xuất ...................................................................................................... 54

CHƢƠNG V. TÀI LIỆU THAM KHẢO .......................................................................... 55

iii

DANH MỤC CÁC TỪ VIẾT TẮT

BOD Biological Oxygen Demand

COD Chemical Oxygen Demand

DO Disovel Oxygen

TAN Total Amoni

VSV Vi sinh vật

Z Zoae

Me Megalope

CT Công thức

TN Thí nghiệm

DANH MỤC BẢNG

Bảng 2.1. Địa điểm thu mẫu nước thải ..................................................................... 18

Bảng 2.2. Thành phần và công dụng chế phẩm Lymnozyme ................................... 19

Bảng 2.3: Bố trí thí nghiệm ....................................................................................... 20

Bảng 2.4. Lập đường chuẩn phân tích tổng Nitơ ...................................................... 27

Bảng 2.5. Lượng ức chế quá trình nitrat hoá ............................................................ 29

Bảng 3.1: Thông số chất lượng nước thải ................................................................. 32

Bảng 3.2: Biến động một số yếu tố môi trường trong bể thí nghiệm ....................... 33

Bảng 3.3: Kết quả phân tích NH4+ (mg/l) ................................................................. 34

Bảng 3.4: Kết quả phân tích NO2- (mg/l) .................................................................. 35

Bảng 3.5: Kết quả phân tích NO3- (mg/l) .................................................................. 36

Bảng 3.6: Kết quả phân tích BOD5 (mgO2/l) ............................................................ 37

Bảng 3.7: Kết quả phân tích COD (mg/l) ................................................................. 38

Bảng 3.8: Kết quả theo dõi biến động NO2- (mg/l) ................................................... 40

Bảng 3.9: Kết quả theo dõi biến động NO3- (mg/l) ................................................... 42

Bảng 3.10: Kết quả theo dõi biến động NH4+ (mg/l) ................................................ 43

Bảng 3.11: Kết quả theo dõi biến động N tổng số (mg/l) ......................................... 44

Bảng 3.12: Kết quả theo dõi biến động BOD5 (mgO2/l) ........................................... 45

Bảng 3.13: Kết quả theo dõi biến động COD (mg/l) ................................................ 47

Bảng 3.14. Môi trường nước hệ thống sản xuất cua giống ....................................... 48

Bảng 3.15: Tỷ lệ sống của ấu trùng trong thí nghiệm ............................................... 49

iv

Bảng 3.16: Thời gian biến thái của ấu trùng cua biển .............................................. 50

Bảng 3.17: Tỷ lệ sống từ ấu trùng Megalopas sang cua bột. .................................... 50

Bảng 3.18. Các thông số sản xuất (1 chu kỳ sản xuất giống) ................................... 51

Bảng 3.19. Chi phí sản xuất ...................................................................................... 51

Bảng 3.20. Tổng thu .................................................................................................. 52

Bảng 3.21. Doanh thu và hiệu quả kinh tế ................................................................ 52

DANH MỤC HÌNH

Hình 2.1: Sơ đồ bề mặt mô hình hệ thống bể lọc ngập nước .................................... 21

Hình 2.2: Sơ đồ mặt đứng mô hình hệ thống bể lọc ngập nước ............................... 21

Hình 2.3: Sơ đồ mặt đứng hệ thống hoàn lưu ........................................................... 21

Hình 2.4: Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu ............................................................... 23

Hình 3.1: Biến động hàm lượng NH4+

trong 5 ngày thử nghiệm .............................. 34

Hình 3.3: Biến động hàm lượng NO2- trong 5 ngày thử nghiệm .............................. 35

Hình 3.4: Biến động hàm lượng NO3- trong 5 ngày thử nghiệm .............................. 36

Hình 3.5: Biến động hàm lượng BOD trong 12 ngày thử nghiệm ............................ 37

Hình 3.6: Biến động hàm lượng COD trong 5 ngày thử nghiệm .............................. 38

Hình 3.7: Biến động các yếu tố môi trường trong bể ương ...................................... 39

Hình 3.8: Biến động hàm lượng NO2- trong bể ương ............................................... 41

Hình 3.9: Biến động hàm lượng NO3- trong bể ương ............................................... 41

Hình 3.10: Biến động hàm lượng NH4+ trong bể ương ............................................. 44

Hình 3.11: Biến động hàm lượng N tổng số trong bể ương ...................................... 45

Hình 3.12: Biến động hàm lượng BOD5 ở các bể thí nghiệm .................................. 46

Hình 3.13: Biến động hàm lượng COD theo tuần nuôi ............................................ 47

Hình 3.14: Tỷ lệ sống qua mỗi giai đoạn của ấu trùng cua biển ............................... 49

Hình 3.15: Tỷ lệ sống qua mỗi giai đoạn của ấu trùng cua biển ............................... 50

1

CHƢƠNG I. TỔNG QUAN TÀI LIỆU

1.1. Hiện trạng và nhu cầu thực tiễn

Khoảng năm ngàn trại nuôi giống thủy sản đang hoạt động cung cấp trên 20

tỉ tôm giống và các loại giống nuôi khác cho nuôi trồng thủy sản hàng năm. Phần

lớn các trạm nuôi giống sử dụng nước mặn hoặc nước lợ trong sản xuất giống (Lê

Văn Cát và ctv, 2008)

Hình thức nuôi phổ biến đang áp dụng hiện nay là thay nước nuôi hàng ngày

với một tỉ lệ nhất định nào đó phụ thuộc vào loài nuôi và chế độ nuôi. Phần lớn

nước nuôi được thải thẳng ra ngoài môi trường, không qua xử lý. Nước thải chứa

thức ăn thừa, chất bài tiết, phân, vi khuẩn gây bệnh, kháng sinh. Các tạp chất trên

có khả năng gây hại cho vực nhận nước: giảm chất lượng nước, gây tổn hại sinh

cảnh, làm suy giảm đa dạng sinh học, nhiễm mặn đất, lan truyền bệnh, biến đổi

gien của vi sinh do kháng sinh và đôi khi gây hiện tượng phú dưỡng cho vực nước

nhận [Woolard, Irvine., 1995; Dahl và ctv., 1997; Furumai và ctv., 1998; Dincer

AR và ctv., 2001]

Vì lợi ích bảo vệ môi trường nói chung và ngành sản xuất nuôi trồng thủy

sản phát triển bền vững thì việc xử lý và tái sử dụng nước thải từ các trại nuôi giống

là một trong những nhu cầu cần thiết. Ngoài ra, tái sử dụng nước nuôi hải sản còn

mang lợi ích kinh tế nếu cơ sở nuôi cách xa nguồn nước cấp và cho các cơ sở bán

đồ hải sản tươi sống tại các thành phố do giảm chi phí vận tải nước nuôi. Tái sử

dụng nước nuôi thủy sản đã được phổ biến ở nhiều nước phát triển trên thế giới

[Colt J. 2006; Timmons và ctv., 2002], trong khi đó phương thức sản xuất trên chưa

được áp dụng rộng rãi tại Việt Nam.

Nước nuôi giống thủy sản nói riêng hoặc nuôi trồng thủy sản nói chung có

mức độ ô nhiễm không quá nặng nề như các ngành sản xuất khác nhưng những chất

ô nhiễm lại là chất gây độc trực tiếp cho loài nuôi với nồng độ rất thấp, điển hình

nhất là amoniac, thành phần phân hủy từ chất thải. Xử lý nước thải vì vậy tập trung

vào xử lý amoni, cụ thể là chuyển hóa chúng thành dạng nitrat thông qua quá trình

nitrat hóa bằng con đường vi sinh vật [Woolard CR, Irvine RL .,1995; World

Bank.. 2001; Vredenbregt và ctv., 1997; Dincer và ctv., 1999] So với các loại nước

thải khác, tính chất đặc thù của nước nuôi thủy sản có nồng độ amoni thấp, độ muối

2

cao, thường chứa các chất ức chế (sử dụng trong khi nuôi, ví dụ kháng sinh) nhưng

yêu cầu mức độ làm sạch rất cao nếu nhằm mục đích tái sử dụng.

Các yếu tố trên ức chế rất mạnh đến hiệu quả hoạt động xử lý của vi sinh vật

tự dưỡng (loại chuyển hóa amoni thành nitrat) vốn đã là chủng loại có tốc độ phát

triển chậm [Hunik và ctv 1993; Catalan-Sakairi và ctv 1997].

Khó khăn khác khi sử dụng công nghệ sinh học trong xử lý nước nuôi là sản

xuất theo thời vụ (vùng miền bắc), qui mô sản xuất nhỏ, chủng loại vật nuôi đa

dạng ngay trong một cơ sở sản xuất.

Những đặc điểm trên đây sẽ tác động đến hiệu quả sử dụng công nghệ xử lý

nước thải, dẫn đến: chi phí xây dựng và vận hành hệ thống xử lý cao, khó ổn định.

1.2. Một số đặc điểm sinh học cua biển (Scylla serrata)

Phân bố: Scylla serrata có sự phân bố rộng rãi nhất và là loài duy nhất cho đến

nay được ghi nhận ở vùng biển Ấn Độ, Tây Thái Bình Dương, biển Đỏ, vịnh

Rachard, Nam Phi, Đông và Tây Úc, biển Arafura, Darwin, Timor, Indonesia, biển

Thái Bình Dương, Fiji, Solomon Island, New Coledonia, Philippines, Okinawa

Japan, Đài Loan, biển Nam Trung Hoa, Singapore, Malaysia, Cambodia, Việt

Nam...(Keenan và ctv. 1998). Scylla serrata phân bố phổ biến ở vùng vĩ độ cao nơi

có nhiệt độ thấp hơn vùng biển nước ta (Hoàng Đức Đạt. 1992).

Tập tính sống của cua biển

Trong giai đoạn ấu trùng Zoae, ấu trùng sống ở biển, đến giai đoạn

Megalops chuyển vào sống ở vùng nước lợ. Ấu trùng trải qua nhiều giai đoạn lột

xác biến thái thành cua con (2 – 3cm). Cua con sống trong những bãi rong ở rừng

ngập mặn thuộc vùng hạ triều cho đến khi lớn hơn (7 – 13cm). Cua di chuyển tới

các vùng quang đãng hơn, cua sống ở tầng đáy và di chuyển tới vùng triều để kiếm

mồi. Khi trưởng thành, cua phát dục và giao vĩ đẻ trứng trong vùng nước lợ. Phôi

phát triển nở ra ấu trùng ở vùng biển sâu (Keenan and A. Blackshaw (Editors),

1999.)

Vòng đời phát triển của cua biển.

Vòng đời cua biển trải qua nhiều giai đoạn khác nhau và mỗi giai đoạn có

tập tính sống, cư trú khác nhau:

3

- Ấu trùng Zoae và Megalops: Sống trôi nổi và nhờ dòng nước đưa vào ven

bờ biến thái thành cua con.

- Cua con: Bắt đầu sống bò trên đáy và đào hang để sống hay chui rúc vào

gốc cây, bụi rậm đồng thời với việc chuyển từ đời sống trong môi trường nước mặn

sang nước lợ ở rừng ngập mặn, vùng cửa sông hay ngay cả vùng nước ngọt trong

quá trình lớn lên.

- Cua đến giai đoạn thành thục: Có tập tính di cư ra vùng nước mặn ven biển

sinh sản. Cua có khả năng bò lên cạn và di chuyển rất xa. Đặc biệt, vào thời kỳ sinh

sản, cua có khả năng vượt cả rào chắn để ra biển sinh sản.

* Về độ muối: Ấu trùng Zoae thích hợp với độ muối từ 25‰ - 30‰, cua con

và cua trưởng thành thích nghi và phát triển tốt trong phạm vi 2‰ - 38‰. Tuy

nhiên, trong thời kỳ đẻ trứng đòi hỏi độ muối từ 22‰ - 32‰.

* Về nhiệt độ, pH: cua biển là loài phân bố rộng, tuy nhiên nhiệt độ thích

hợp nhất từ 250C - 300C. Cua chịu đựng pH từ 7.5 - 9.2 và thích hợp nhất là 8.2 -

8.8. Cua thích sống nơi nước chảy nhẹ, dòng chảy thích hợp nhất trong khoảng

0.06m/s - 1.6m/s (Keenan and A. Blackshaw (Editors), 1999).

* Về sinh cảnh nơi cư trú: cua biển thích sống những nơi có nhiều thực vật

thuỷ sinh, những vùng bán ngập, có bờ để đào hang, tìm nơi trú ẩn, nhất là thời kỳ

lột xác. Vùng rừng ngập mặn cửa sông, ven biển là nơi có nhiều cua biển sinh sống

(Keenan et al. 1999)

Dinh dƣỡng

Cua biển là loài giáp xác ăn tạp, ăn cả thực vật và động vật, động vật tìm

thấy trong đáy bùn và có hiện tượng ăn thịt lẫn nhau khi thiếu thức ăn (Jayamanne,

S. C. and Jinadasa, J., 1991). Tính ăn của cua biển biến đổi theo từng giai đoạn phát

triển nhưng nhu cầu dinh dưỡng của chúng khá lớn. Giai đoạn ấu trùng Zoae, cua

thích ăn thực vật và động vật phù du. Đến giai đoạn Megalops chúng ăn được thức

ăn cỡ to hơn, giai đoạn này chúng có thể ăn thịt tôm, nhuyễn thể nghiền nát. Giai

đoạn cua con chuyển dần sang ăn tạp như rong tảo, giáp xác nhuyễn thể cá hay

ngay cả xác chết động vật. Giai đoạn trưởng thành cua ăn rong, tảo, cá, giáp xác,

4

nhuyễn thể và xác động vật chết. Trước và ngay sau khi lột xác cua ngừng ăn

((Jayamanne, S. C. and Jinadasa, J., 1991))

1.3. Tình hình sản xuất giống cua

Tình hình sản xuất giống cua thế giới

Năm 1983, Heasman, M.P. và Fielder D.R. đã thử nghiệm cho cua đẻ ở

phòng thí nghiệm và nuôi đại trà cua xanh (Scylla serrata) từ giai đoạn Zoea đến

cua bột, kết quả nghiên cứu cho thấy rằng: Cần duy trì chất lượng nước bằng hệ

thống lọc nước tuần hoàn, nhiệt độ nước 270C, độ mặn 30 ± 2‰, mật độ thức ăn từ

3 – 5con/l (Nauplius của Artemia) được coi là các điều kiện thích hợp trong quá

trình ương nuôi ấu trùng. Với điều kiện này thì thời gian chuyển giai đoạn từ Zoea

đến cua bột là 30 ngày, tỷ lệ sống giai đoạn Zoea đạt từ 1- 4% (Nguyễn Cơ Thạch

2000).

Đến năm 2002, quy trình kỹ thuật sản xuất giống thành công nhưng tỷ lệ

sống còn thấp. Tỷ lệ sống cao nhất từ giai đoạn Z1 đến giai đoạn cua đầu tiên (C1)

cao nhất ở các thể tích nuôi nhỏ (<100 lit) là 1% (Ong, 1964), 4% (Duplesis, 1971),

15% (Marichamy và Rajapackiam 1992). Đối với quy mô lớn (0.1 – 1m3), tỷ lệ

sống trung bình từ Z1 đến Megalopas Scylla serrata 3 – 5 ngày tuổi là 3% , và

24.3% đối với loài S. tranquebarica (Yunus,T, L. Ahmad, Rusdi, and D.Makatutu.

1994).

Tình hình sản xuất giống cua ở Việt Nam.

Để giải quyết vấn đề cua giống, Bộ khoa học công nghệ - Môi trường và Bộ

thuỷ sản đã giao nhiệm vụ cho các Viện nghiên cứu triển khai nghiên cứu từ những

năm 1980. Nhưng ở thời điểm đó các tác giả như Nguyễn Văn Chung, Scrome,

Starobogator chủ yếu tập chung nghiên cứu về định loại loài và một số đặc điểm

sinh học làm cơ sở cho những nghiên cứu sau này. Trong những năm đầu của thập

kỷ 90, các tác giả như Hoàng Đức Đạt, Đoàn Văn Đẩu, Nguyễn Cơ Thạch đã tiến

hành nghiên cứu các đặc điểm sinh học, sinh sản và sản xuất giống nhân tạo cua

xanh nhưng kết quả còn hạn chế.

5

Năm 1998, Bộ Khoa Học Công Nghệ - Môi trường đã giao cho Trung tâm

nghiên cứu thuỷ sản III thực hiện đề tài “Nghiên cứu sinh sản nhân tạo và xây dựng

quy trình kỹ thuật sản xuất giống nhân tạo loài cua xanh Scylla serrata”.

Cũng trong thời gian này, Trường Đại Học Cần Thơ cũng nghiên cứu sinh

sản nhân tạo thành công giống cua xanh Scylla serrata và bước đầu thử nghiệm

nuôi cua thương phẩm từ nguồn giống nhân tạo (Trương Quốc Thái - Nguyễn Cơ

Thạch 2000).

Qua nhiều lần thí nghiệm tỷ lệ sống từ 10 – 15% từ Zoea 1 đến Cua 1 trong

các bể composite hình trụ nón 30 – 500l. Ở quy mô sản xuất thử nghiệm trong bể

có thể tích 1 – 4m3 tỷ lệ sống đạt 2 – 5% từ Zoea 1 đến Cua 1 (Trương Trọng Nghĩa

và Trần Ngọc Hải 2002). Đến năm 2003, quy trình đã bước đầu hình thành và

được áp dụng rộng rãi trên cả nước.

1.4. Những nghiên cứu về ảnh hƣởng của các yếu tố môi trƣờng đến sinh

trƣởng và tỷ lệ sống của ấu trùng cua

Ấu trùng cua đòi hỏi chất lượng nước sạch, không có tác nhân gây bệnh (vi

khuẩn, ký sinh trùng...). Nước biển khi đưa vào bể ương phải được lọc qua lưới

kích cỡ 1 micromet và sau đó khử trùng bằng Clo diệt khuẩn và trung hoà bởi

Sodium thiosulphate (Mann et al 1999b; Parado-Estepa và Quinitio năm 1998;

Quinitio et al, 2001; Williams et al, 1998;. Williams et al , 1999b;). Một số nghiên

cứu cho biết nước trong hệ thống ương ấu trùng cua biển được xử lý bằng Ozone và

sau đó tái tuần hoàn thông qua lọc sinh học, có cấy vi khuẩn nitrat (Baylon và

Failaman năm 1999; Williams et al, 2002) hoặc tái sử dụng bằng cách lọc qua than

hoạt tính và khử trùng bằng ánh sáng tia cực tím (Đạt, 1999b). Nước dùng trong bể

ương cần được để ổn định vài ngày trước khi đưa vào ương ấu trùng (Mann et al,

1999b và Parado-Estepa Quinitio, 1998), bổ sung tảo cải thiện chất lượng nước

(Mann, 1999b; Williams et al, 2002).

Nhiệt độ

Cua là nhóm động vật biến nhiệt, nhiệt độ cơ thể của chúng chủ yếu phụ

thuộc vào nhiệt độ của nước (môi trường sống), dù chúng có vận động thường

xuyên thì kết quả vận động sinh nhiệt không đáng kể. Nhiệt độ quá cao hoặc quá

6

thấp đều không thuận lợi cho đời sống của cua. Nếu nhiệt độ vượt quá giới hạn cho

phép có thể dẫn đến ấu trùng chết thậm chí chết hàng loạt. Do đó mỗi loài cua có

ngưỡng nhiệt độ khác nhau. Sự thay đổi đột ngột của nhiệt độ (ngay cả trong phạm

vi thích hợp) cũng có thể khiến cho cua bị sốc (stress) mà chết. Trong quá trình vận

chuyển, nuôi dưỡng cần chú ý sự chênh lệch nhiệt độ và nhất là sự thay đổi nhiệt

độ đột ngột. Nếu nhiệt độ chênh lệch 50C/ngày đêm có thể làm cho ấu trùng bị sốc

và chết, tốt nhất không để nhiệt độ chênh lệch quá 30C, biên độ dao động nhiệt độ

trong ngày không quá 50C.

Scylla serrata có khả năng chịu nhiệt độ thấp hơn 12°C (Hill, 1974). Ấu

trùng phát triển ở 25 - 30°C, nhiệt độ trong phạm vi 29 - 30°C rút ngắn thời gian

phát triển (Đạt, 1999b; Li et al, 1999; Mann et al, 2001; Quinitio et al. , năm 1999;

Quinitio et al, 2001; Djunaidah et al, 1998)... Ấu trùng rất nhạy cảm với những thay

đổi đột ngột về nhiệt độ, đặc biệt là trong giai đoạn đầu dễ bị tổn thương khi biên

độ dao động lớn.

Độ mặn

Độ mặn có ảnh hưởng quan trọng đến tỷ lệ sống và phát triển của ấu trùng

cua biển. Ở giai đoạn Zoae, độ mặn ở mức 28 - 300/00 đảm bảo sinh trưởng và phát

triển tốt nhất cho ấu trùng, giai đoạn Megalope độ mặn giảm dần từ 300/00 đến

200/00 (Baylon và Failaman.,2001; Quinitio et al, 2001.)

Ánh sáng

Giai đoạn Z1 và Z2 ấu trùng tính hướng quang mạnh mẽ và tập trung vào nơi

có ánh sáng. Trong giai đoạn sau của phát triển (Z3 - Me), nhu cầu về cường độ

ánh sáng cao hơn (1800 - 4000 lux) (Mann et al, 2001). Tỷ lệ sống của ấu trùng

thấp khi không có đủ ánh sáng cần thiết, cường độ ánh sáng yếu (50 lux), đặc biệt

sau giai đoạn Z3. Ánh sáng tự nhiên rất cần thiết cho sự phát triển ấu trùng

(Takeuchi và cộng sự, 2000; Williams et al, 1998).

Thời gian cần ánh sáng cho ấu trùng từ 12 đến 18 giờ (Nghia et al., 2001b),

ít nhất 12 giờ (Mann et al, 2001; Quinitio et al, 2001).(Djunaidah, et al, 1998).

7

Oxy hoà tan

Tôm sống trong nước nên hàm lượng oxy hoà tan trong nước rất cần thiết

cho đời sống của cua. Nhu cầu oxy phụ thuộc vào từng loài, từng giai đoạn phát

triển, trạng thái sinh lý, nhiệt độ. Khi nhiệt độ tăng thì lượng tiêu hao oxy của ấu

trùng cua cũng tăng lên. Nhu cầu oxy hoà tan trong nước tối thiểu của cá là 3mg/l,

với tôm, cua là 4mg/l. Trường hợp oxy hoà tan thấp hơn mức gây chết kéo dài làm

cho vật nuôi bị sốc, ảnh hưởng xấu đến tỷ lệ sống, tăng trưởng và phát dục của

chúng.

Độ pH của nước

Độ pH của nước ảnh hưởng rất lớn đến đời sống của động vật thuỷ sinh. Tuy

nhiên phạm vi thích ứng độ pH của cua tương đối rộng. Phần lớn các loài cua là

pH = 6,5- 9,0. Nhưng pH từ 4,0- 6,5 và 9,0- 11 làm cho cua chậm phát triển và thấp

dưới 4 hoặc cao quá 11 là giới hạn gây cho cua chết.

Clo

Trong điều kiện tự nhiên, nước ở các thuỷ vực không có Clo. Clo xuất hiện

do sự nhiễm bẩn, nguồn gốc chính là các chất thải nhà máy, xí nghiệp công nghiệp.

Trong các bể ương giống sử dụng Clorine khử trùng ao liều lượng cao 15- 30 mg/l

(15- 30ppm) do đó có lượng Clo dư thừa. Trong nước Clo thường ở dạng HOCl

hoặc Cl-:

Cl2 + H2O HOCl + Cl- + H+

MT kiềm

HOCl H+ + OCl-

MT axit

OCl- (O) + Cl-

Oxy nguyên tử là chất oxy hoá mạnh, có thể ảnh hưởng đến mang tôm, cua

ngay cả khi hàm lượng Clo thấp.

8

Với pH = 6 thì 96% Clo hoà tan tồn tại dưới dạng HOCl. Với pH=9 thì 97%

HOCl bị hấp thụ. Clo dưới dạng HOCl độc hơn OCl-

Trong hệ thống nuôi và sản xuất giống có nhiều chất hữu cơ sẽ xảy ra phản

ứng kết hợp của Clo dư thừa với NH3, chuyển thành Cloramine:

NH3 + HOCl NH2Cl + H2O monoCloramine

NH2Cl + HOCl NHCl2 + H2O diCloramine

NHCl2 + HOCl NCl3 + H2O triCloramine

Độ độc của Clo tự do và Cloramine phụ thuộc vào nhiệt độ nước, độ pH,

hàm lượng oxy hoà tan. Với hàm lượng Clo trong nước 0,2- 0,3mg/l tôm chết rất

nhanh trong khoảng thời gian dưới 30 phút. Nồng độ 0,01mg/l gây độc cho tảo

(thực vật phù du).

Amoniac - NH3

Amoniac - NH3 được tạo thành trong nước do các chất thải của nhà máy hoá

chất, sự phân giải các chất hữu cơ trong nước và sản phẩm trao đồi chất của sinh

vật nói chung, tôm cua nuôi nói riêng.

Bảng 1: So sánh tỷ lệ % NH3 khác nhau trong nước ngọt và nước lợ nhiệt độ 240C

pH

Tỷ lệ % của ammonia

Nước ngọt Nước lợ có độ mặn (‰)

18-22 23-27 28-31

7,6 2,05 1,86 1,74 1,70

8,0 4,99 4,54 4,25 4,16

8,4 11,65 10,70 10,0 9,83

Sự tồn tại NH3 và NH4+ trong nước phụ thuộc vào nhiệt độ, độ pH và độ mặn

của nước (Xem bảng 1), NH3 rất độc đối với ấu trùng tôm cá. Nước càng mang tính

axit (độ pH thấp) thì NH3 càng có xu hướng chuyển sang NH4+ ít độc, môi trường

càng kiềm NH3 càng bền vững và gây độc cho ấu trùng.

9

Ấu trùng cua xanh (S. Serrata) có thể chịu được mức tương đối cao đối với

nồng độ chất thải có chứa nitơ. Nồng độ gây chết 50% trong 24 giờ (LC50) của

tổng Ammonia (TAN) là 39,7 ± 2,0 mg/l ở pH = 8.2 (Churchill, 2003). Trương

Trọng Nghĩa (2005) cho biết ấu trùng giai đoạn Zoae của cua S. paramamosain có

thể tồn tại ở nồng độ 5 mg/l NH3-N trong hệ thống tuần hoàn TAN cần được duy

trì dưới 1 mg/l trong bể ương ấu trùng Zoae 1 của cua S. serrata (Quinitio và

Parado-Estepa, 2001).

Nitrite-NO2-

Nitrite được sinh ra trong quá trình chuyển hoá từ đạm ammoni nhờ các vi

khuẩn Nitơ (Nitrobacter):

NH4+ + O2 NO2

- + H- + H2O

NO2 + O2 NO3-

Nếu môi trường thiếu oxy thì quá trình chuyển hoá đạm chỉ đến nitrite (NO2-)

khi động vật thuỷ sản hấp thu phản ứng với Hemoglobin tạo thành Methemoglobin:

Hb + NO2- = Met-Hb

Phản ứng này sắt trong nhân Hemoglobin của máu cá bị oxy hoá thành sắt,

kết quả methemoglobin mất khả năng vận chuyển oxy. Nitrite gây độc máu cá và

chuyển thành màu nâu. ở giáp xác cấu tạo hemocyanin là Cu trong nhân thay sắt.

Phản ứng của Nitrite với hemocyanin kém, nhưng Nitrite cũng có thể gây độc cho

giáp xác. Nồng độ gây chết 50% 96h (LC50- 96h) ở tôm cua nước ngọt từ 8,5-

15,4mg/l. Tôm càng xanh chậm phát triển ở nồng độ nitrite 1,8-6,2mg/l (theo

Colt,1981). Nước lợ do có nồng độ canxi và clo cao nên độc tố của nitrite giảm,

postlarvae tôm sú (P.monodon) có LC50-24h là 204mg/l và LC50- 96h là 45mg/l

(Chen và Chin, 1988)

Đối với ấu trùng cua xanh (Scylla serrata), Quinitio và Parado-Estepa, 2001

cho biết mức độ an toàn, nuôi ấu trùng cua bùn được tính toán là 4,16, 6,30, 2,55,

2,99 và 6,99 mg/l Nitrit-N tương ứng với các giai đoạn Zoea 1, 2, 3 , 4 và 5.

10

1.5. Tình hình sử dụng chế phẩm sinh học trong nuôi trồng thuỷ sản trên thế

giới

Trong những năm gần đây, phong trào nuôi thủy sản đang phát triển mạnh

theo hướng thâm canh, để bền vững đòi hỏi phải có giải pháp tốt trong quản lý ao

và sinh vật nuôi. Chế phẩm vi sinh được sử dụng khá nhiều hiện nay trong nghề

nuôi thủy sản, nhất là trong sản xuất giống và nuôi thương phẩm tôm cua dù kết

quả được ghi nhận khá khác nhau. Bên cạnh đó cũng có một số kết quả nghiên cứu

về chế phẩm vi sinh trong thời gian gần đây nhưng phần lớn dựa trên các nghiên

cứu thực nghiệm. Hiện có xu hướng dùng vi sinh vật hay dẫn xuất của chúng trong

nuôi trồng thủy sản để khống chế dịch bệnh, cải thiện dinh dưỡng vật nuôi và cải

thiện chất lượng nước và bùn đáy. Vai trò và cơ chế tác động của chế phẩm vi sinh

và giá trị “thật” của nó cũng chưa được đánh giá đầy đủ, phần lớn cơ chế được suy

diễn dựa trên các nghiên cứu trên người và động vật. Trong nuôi trồng thuỷ sản vì

thế cần rất nhiều nghiên cứu để tìm ra cơ chế tác động đúng đắn.

1.5.1. Khái niệm về chế phẩm vi sinh và cơ chế tác dụng

Các khái niệm về chế phẩm vi sinh: Hiện có nhiều loại chế phẩm vi sinh khác nhau

sử dụng trong nuôi trồng thủy sản và tên gọi của chúng cũng phân loại không hoàn

toàn chính xác. Thuật ngữ ”probiotics” được dùng khá phổ biến nhưng nhiều

trường hợp vẫn chưa chính xác. Các khái niệm và tên gọi về việc các sản phẩm

chứa vi sinh vật được gọi tên khác nhau tùy vào chức năng hoặc là tác dụng của

chúng.

a) Probiotics: Fuller (1989) định nghĩa là thức ăn bổ sung có bản chất vi sinh vật

sống có tác động có lợi đối với vật chủ nhờ cải thiện sự cân bằng hệ vi sinh trong

ruột của chúng.

b) Bio-remediation: Là chế phẩm cải tạo môi trường được dùng như là một giải

pháp công nghệ sinh học để xử lý các sự cố như tràn dầu, chất thải sinh

hoạt,…bằng cách cấy các vi sinh vật từ ngoài vào để giảm các chất hữu cơ. Trong

ao nuôi thủy sản thì “bio-remediation” là chế phẩm có tác dụng làm giảm các chất

thải hữu cơ để không gây ô nhiễm môi trường qua sử dụng các sinh vật kích thước

nhỏ và lớn (Thomas và ctv., 1992).

11

c) Bio-control: Là chế phẩm ức chế tác nhân gây bệnh, là một biện pháp khống chế

sinh học bằng cách dùng các sinh vật này để khống chế các sinh vật khác, hay nói

khác đi là dùng các sinh vật đối kháng trong số các sinh vật (Maeda và ctv., 1997).

Tuy nhiên, khi tạo một sản phẩm mà có nhiều chức năng khác nhau thì dùng một

trong các tên nêu trên, nhất là thuật ngữ “probiotics” là không phù hợp. Boyd

(2005) đề nghị dùng thuật ngữ “microbial products” cho các sản phẩm dùng để cải

thiện nền đáy và chất lượng môi trường nước.

Cơ chế tác động của chế phẩm vi sinh

a/ Tiết ra các hợp chất ức chế: Nhiều nghiên cứu chứng minh rằng có nhiều dòng vi

khuẩn in-vitro kìm hãm được các mầm bệnh trong nuôi trồng thủy sản (Moriatty,

1999;Gibson và ctv., 2002. Những nghiên cứu này cũng chứng minh khả năng kìm

hãm vi khuẩn của những dòng vi khuẩn thông thường dễ tìm thấy trong môi trường

(Fuller, 1989). Những quần thể sinh vật này có thể tiết vào môi trường những chất

có tính sát khuẩn hoặc kìm hãm quần thể vi sinh khác, nhằm gián tiếp cạnh tranh

dinh dưỡng và năng lượng có sẵn trong môi trường. Sự hiện diện những vi khuẩn

này sản sinh chất kìm hãm, có thể tiết trong ruột, trên bề mặt cơ thể vật chủ hay ra

môi trường nước làm rào cản sự nhân lên của vi khuẩn cơ hội gây ức chế các vi

sinh vật gây bệnh. Trong sản xuất những dòng vi khuẩn có khả năng tiết ra chất

kìm hãm mầm bệnh được ứng dụng trong các nghiên cứu về vi sinh vật hữu ích.

Sản phẩm có thể là chất kháng sinh, siderophores, men phân hủy, H2O2, acid hữu

cơ,…(Sugita et al., 1997; Bruno et al., 1993 ). Thành phần chất tiết ra khó có thể

xác định được nên được gọi chung là chất ức chế. Vi khuẩn lactic từ lâu được biết

là loại tiết ra chất kháng vi khuẩn (bacteriocin) chống lại các vi khuẩn Gram (+)

(không chuyên biệt). Phần lớn các vi khuẩn gây bệnh trong thủy sản là nhóm Gram

(-). Vì vậy, tác động ức chế của vi khuẩn lactic trong nuôi trồng thủy sản bị hạn chế

nhưng nó là vi khuẩn không có hại và là đối tượng cạnh tranh chỗ cư trú. Nhiều vi

khuẩn khác cũng tiết ra chất ức chế chống lại các vi khuẩn gây bệnh như

Aeromonas hydrophila và Vibrio parahaemolyticus (Nair et al.,1985).

b) Cạnh tranh dinh dưỡng và năng lượng: Nhiều quần thể vi sinh vật cùng tồn tại

trong cùng một hệ sinh thái thì sẽ có sự cạnh tranh về dinh dưỡng và năng lượng.

12

Cạnh tranh trong giới vi sinh vật chủ yếu là xảy ra ở nhóm dị dưỡng như cạnh tranh

các chất hữu cơ mà chủ yếu là nguồn carbon và năng lượng. Rico-Mora (1998) đã

cho một dòng vi khuẩn được chọn lọc có khả năng phát triển trên môi trường nghèo

hữu cơ. Tác giả cấy vi khuẩn này vào bể nuôi tảo khuê cùng với Vibrio

alginolyticus thì vi khuẩn Vibrio này không phát triển và thử nghiệm in-vitro không

thấy có sự ức chế. Do đó chứng tỏ vi khuẩn được chọn lọc cạnh tranh lấn át Vibrio

trong điều kiện nghèo hữu cơ. Do vậy những dòng vi khuẩn chọn lọc sẽ có ưu thế

trong việc cạnh tranh năng lượng và dinh dưỡng.

c) Cạnh tranh nơi cư trú: Cạnh tranh chỗ bám trong ruột của vật chủ có ảnh hưởng

rất quan trọng đến sức khoẻ của vật chủ. Việc bám dính được vào lớp màng nhầy

của ruột là rất cần thiết để vi khuẩn thiết lập quần thể trong hệ ruột của cá (Olsson

et al., 1992, Westerdahl et al., 1991). Khả năng bám dính lên thành ruột là tiêu

chuẩn lựa chọn đầu tiên của vi khuẩn hữu ích. Sự bám dính trên màng ruột có thể là

chuyên biệt (các điểm hay các phân tử tiếp nhận), không chuyên biệt (dựa trên các

yếu tố hóa lý).

d) Tương tác với thực vật thủy sinh: Theo các nghiên cứu gần đây một số dòng vi

khuẩn có khả năng tiêu diệt một số loài tảo, đặc biệt là tảo gây ra hồng triều

(Fukami et al., 1997). Những dòng vi khuẩn này có thể không tốt đối với ương ấu

trùng bằng nước xanh, tuy nhiên sẽ có lợi khi tảo phát triển quá mức trong ao nuôi.

Nhiều dòng vi khuẩn khác có khả năng kích thích sự phát triển của tảo (Fukami et

al., 1997).

e) Cải thiện chất lượng nước: Cải thiện chất lượng nước là một cơ chế tác động của

“vi sinh vật hữu ích” trong thủy sản khi đưa vi sinh vật hữu ích vào nước giúp cải

thiện chất lượng nước mà không có tác động trực tiếp lên cơ thể vật nuôi, thường

liên quan đến các nhóm Bacillus (Verschuere et al., 2000). Nhóm vi khuẩn Gram

(+) thường phân hủy vật chất hữu cơ thành CO2 tốt hơn nhóm Gram (-) (Stanier et

al., 1963). Duy trì mật độ vi khuẩn Gram (+) trong ao nuôi sẽ hạn chế được sự tích

lũy vật chất hữu cơ trong ao trong suốt quá trình nuôi, ổn định quần thể tảo nhờ sự

sản sinh CO2 từ quá trình phân hủy các vật chất hữu cơ.

13

Ngoài ra, những cơ chế tác động về việc cung cấp chất dinh dưỡng đa lượng và

vi lượng, đóng góp enzym tiêu hoá và một số cơ chế khác đối với men vi sinh chưa

được nghiên cứu đầy đủ (Verschuere et al., 2000).

1.5.2. Tình hình nghiên cứu sử dụng chế phẩm vi sinh trong NTTS

Cơ sở khoa học của việc sử dụng các chế phẩm vi sinh là tạo được sự cân

bằng giữa sức khỏe của động vật nuôi tốt, môi trường được cải thiện và số lượng vi

sinh gây bệnh được khống chế. Nghiên cứu và ứng dụng các vi sinh vật có lợi để

sản xuất các chế phẩm sinh học phục vụ nuôi trồng thủy sản mới chỉ được đề cập

trong những năm cuối của thế kỷ XX, khi nuôi trồng thủy sản trở thành nền kinh tế

mũi nhọn ở nhiều quốc gia. Tuy vậy, đến nay kết quả thu được cũng hết sức khả

quan, ngày càng có nhiều ứng dụng hiệu quả và thiết thực đóng góp vào việc tăng

năng suất và chất lượng thương phẩm của thủy sản thu hoạch (Vaseeharan và

Ramasamy, 2003).

Yasudo và Taga (1980) dự đoán một số vi khuẩn được tìm thấy là hữu ích,

chúng không chỉ làm thực phẩm mà còn như bộ điều khiển sinh học đối với bệnh

và kích hoạt tái tạo chất dinh dưỡng. Cuối những năm 1980 mới có công bố lần đầu

về kiểm soát sinh học trong nuôi trồng thuỷ sản, kể từ đó nỗ lực nghiên cứu đã liên

tục được cải thiện và thành công (Verschuere và ctv., 2000). Năm 1989, Maeda và

Nagami công bố kết quả theo dõi các dòng vi khuẩn có hoạt tính ức chế Vibrio và

cải thiện tốc độ sinh trưởng của ấu trùng tôm, cá. Kết quả cho thấy mật độ vi khuẩn

Vibrio spp. gây ra tổn thất lớn trong sản xuất ấu trùng đã giảm đi nhiều, tỷ lệ sống

của ấu trùng cao hơn so với khi không bổ sung các dòng vi khuẩn trên. Tác giả cho

rằng khi bổ sung các dòng vi khuẩn này sẽ kìm hãm tốc độ sinh trưởng của Vibrio

spp., nấm và các loài sinh vật là tác nhân gây bệnh khác. Từ kết quả nghiên cứu tác

giả cho thấy khả năng sử dụng vi khuẩn và nguyên sinh động vật trong việc kiểm

soát hệ sinh thái ao nuôi để duy trì môi trường ao nuôi tốt hơn và tăng sản lượng

thu hoạch.

Năm 1993, Smith và Davey báo cáo về một loài vi khuẩn Pseudomonas

dòng phát sáng có tác động ức chế cạnh tranh tới tốc độ sinh trưởng của A.

salmonicida - là một tác nhân gây bệnh cá. Các kết quả nghiên cứu cho thấy loại vi

14

khuẩn này còn có khả năng kìm hãm tốc độ sinh trưỏng của A. salmonicida trong

môi trường nuôi. Khi tiến hành thử nghiệm về ngưỡng chịu đựng của cá hồi Đại

Tây Dương đối với loài vi khuẩn trên cho thấy tần xuất lây nhiễm gây ra do stress

đã giảm giữa nhóm cá được tắm trong dung dịch có chứa Pseudomonas phát sáng

so với lô đối chứng,

Austin và ctv. (1995) báo cáo về dòng chế phẩm sinh học của Vibrio

alginolyticus không gây ra bất kỳ tác động có hại nào lên cá hồi. Bằng việc sử dụng

phương pháp cấy chéo, loại chế phẩm này cho thấy khả năng ức chế các tác nhân

gây bệnh cá. Khi bổ sung vi khuẩn đã được làm lạnh khô vào môi trường có một số

loài vi khuẩn gây bệnh như V. ordalii, V. angilarum, A. Samonicida và Y. ruckeri,

cho thấy số lượng các tế bào vi khuẩn nuôi cấy luôn giảm nhanh so với đối chứng.

Hiện nay, việc thử nghiệm chế phẩm sinh học dòng Vibrio đang được khuyến khích

và có tiềm năng lớn trong việc áp dụng vào nuôi trồng thủy sản như một phương

pháp kiểm soát dịch bệnh,

Kennedy và ctv. (1998) sử dụng vi khuẩn probiotic trong ương ấu trùng cá

biển. Kết quả cho thấy các ứng dụng của vi khuẩn probiotic làm tăng tỷ lệ sống, tốc

độ sinh trưởng ấu trùng cá. Carnevali và ctv. (2004) phân lập Lactobacillus

fructivorans từ ruột cá Tráp (Sparus aurata) và sau đó sử dụng như loại chế phẩm

sinh học ương ấu trùng đã làm tăng tỷ lệ sống của cá. Gildberg và ctv. (1997) thí

nghiệm ở cá hương của cá tuyết ăn thức ăn bổ sung vi khuẩn axit lactic

(Carnobacterium divergens), kết quả sau 3 tuần nuôi vi khuẩn axit lactic trong ruột

đã làm tăng sức đề kháng đối với chủng gây độc Vibrio anguillarum.

Lara-Flores và ctv. (2003) sử dụng hai vi khuẩn và nấm men probiotic,

Saccharomyces cerevisiae làm kích thích tăng trưởng cá rô phi (Oreochromis

niloticus). Kết quả của nghiên cứu này chỉ ra rằng bổ sung probiotic làm gia tăng

tốc độ sinh trưởng của cá. Ngoài ra, nghiên cứu cho rằng nấm men là một phụ gia

thích hợp kích thích tăng trưởng cá rô phi. Sakai (1999), Sealay và Gatlin (2001)

tiến hành hoạt hoá các vi sinh vật tự nhiên và các sản phẩm của chúng như

lipolysaccharis và β - glucans để kích thích các tế bào trung gian của hệ thống miễn

dịch ở các loài khác nhau. Khi đưa các sản phẩm vào cơ thể bằng đường miệng

15

không làm suy thoái hệ tiêu hoá, như vậy có thể sử dụng chúng như một chất kích

thích miễn dịch tiềm năng để nâng cao khả năng đề kháng của vật nuôi.

Rengpipat (2000) nghiên cứu sử dụng Bacillus S11 để làm sạch môi trường

ao nuôi thấy rằng hàm lượng NH4+ trong ao nuôi chỉ khoảng 0,5 mg/l trong khi đó

ao không xử lý hàm lượng NH4+ lên tới 1,67 mg/l. Đồng thời khi so sánh sử dụng

thức ăn bổ sung cho tôm sú (Penaeus monodon) ở giai đoạn Post Larvae là chủng

Bacillus S11 và Artemia, tác giả cũng nhận thấy tôm sử dụng chế phẩm Bacillus

S11 có tốc độ sinh trưởng và phát triển nhanh hơn. Sau hai tuần sử dụng Bacillus

S11 làm thức ăn bổ sung cho tôm sú thấy tỷ lệ sống đạt 89%, ao không sử dụng chỉ

đạt 85%. Khi tôm sú (Penaeus monodon) bị nhiễm vi khuẩn Vibrio harveyi, sử

dụng chế phẩm sinh học cho tỷ lệ sống là 40% so với 13% không sử dụng chế

phẩm.

Gullian và ctv. (2002) phân lập được 80 chủng vi khuẩn có trong gan tụy của

tôm tự nhiên khoẻ mạnh (30g/con) ở Manglaralto-Ecuador. Kết quả xác định ba

chủng vi khuẩn Vibrio P62, Vibrio P63 và Bacillus P64 có tác dụng ức chế chống

lại vi khuẩn Vibrio harveyi (S2). Tỷ lệ ức chế chống lại Vibrio harveyi đạt được các

giống P62, P63 và P64 là 54%, 19% và 34%. Wang và ctv. (2005) nghiên cứu xác

định hiệu quả của việc sử dụng chế phẩm sinh học trong các ao nuôi tôm thẻ chân

trắng Penaeus tại Hải Nam, Trung Quốc. Kết quả cho thấy các chế phẩm sinh học

có thể cải thiện mật độ vi khuẩn có lợi, làm giảm nồng độ nitơ và phốt pho, và tăng

sản lượng tôm. Mật độ vi khuẩn Bacillus sp., vi khuẩn nitrat hoá, và vi khuẩn

khoáng hóa protein được tìm thấy là cao hơn đáng kể trong ao được thí nghiệm so

với ao đối chứng (P <0,05). Trong ao đối chứng, mật độ Vibrios trung bình lên đến

2,09 × 103 cfu / ml, trong khi đó chỉ là 4,37 x 102 cfu/mL trong ao thí nghiệm (P

<0,05). Sử dụng chế phẩm sinh học cũng tăng lên đáng kể hàm lượng hòa tan ôxy

(P <0,05) và giảm hàm lượng phốt pho, nitơ vô cơ tổng số và COD (nhu cầu ôxy

hóa học) (P <0,05). Năng suất trung bình 8.215 ± 265 kg / ha thu được trong ao

được thí nghiệm với tỷ lệ chuyển đổi thức ăn (FCR) 1,13 ± 0,05 và tỷ lệ sống của

tôm 81,00 ± 6,25%; trong khi ao đối chứng đạt 4.985 ± 503 kg / ha, FCR 1,35 ±

0,12 và tỷ lệ sống 48,67 ± 3,51%. Kết quả đã chỉ ra rằng việc bổ sung các chế phẩm

16

sinh học thương mại đã một ảnh hưởng đáng kể về chất lượng nước ao nuôi tôm và

năng suất tôm.

Wang (2007) sử dụng chế phẩm sinh học gồm vi khuẩn Bacillus sp. trộn với

thức ăn cho tôm để nghiên cứu tốc độ tăng trưởng và hoạt động của enzyme tiêu

hóa trên tôm thẻ chân trắng Penaeus. Vi khuẩn quang hợp đã được thêm vào chế độ

ăn của tôm như chế phẩm sinh học ở ba nồng độ: T1 - 2 g / kg (1 g / kg vi khuẩn

quang hợp đông khô tế bào (PSB) và 1 g / kg đông khô vi khuẩn Bacillus sp (BS));

T2 - 10 g / kg (5 g / kg PSB và 5 g / kg BS), và T3 - 20 g / kg (10 g / kg PSB và 10

g / kg BS). Sau 28 ngày nuôi, tôm cho ăn với chế độ ăn bổ sung chế phẩm sinh học

cho thấy tăng trưởng tốt hơn đáng kể so với ao đối chứng. Các enzyme tiêu hóa

cũng khác nhau đáng kể (P <0,05) giữa ao thí nghiệm và đối chứng. Các hoạt động

của protease, lipase và xenlulaza đều cao hơn so với đối chứng.

Sử dụng chế phẩm sinh học là việc áp dụng công nghệ sinh học giúp nâng

cao và đảm bảo sản lượng như phương thức phòng bệnh tốt hơn, rẻ hơn và hiệu quả

hơn so với việc sử dụng các kháng sinh. Các sản phẩm sinh học hoạt động như một

phần trong tổng thể quản lý hoạt động sản xuất giống và nuôi thương phẩm bền

vững nhằm chống lại nguồn gây bệnh trong qui trình nuôi.

17

CHƢƠNG II. PHƢƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

2.1. Đối tƣợng, phạm vi, thời gian và địa điểm nghiên cứu

Đối tượng nghiên cứu.

- Nước thải từ trại sản xuất giống nhân tạo cua biển (Scylla serata).

- Chế phẩm sinh học: chế phẩm Lymnozym

Phạm vi nghiên cứu

Các nghiên cứu được triển khai tại Trạm nghiên cứu thuỷ sản nước lợ -

Trung tâm Quốc gia giống Hải sản miền Bắc trong hệ thống sản xuất giống nhân

tạo cua xanh.

Địa điểm nghiên cứu:

Trạm nghiên cứu Thủy sản Nước lợ Hải Thành – Dương Kinh – Hải Phòng.

Thời gian nghiên cứu: Tháng 4/2011 đến 9/2011.

2.2. Phƣơng pháp nghiên cứu.

2.2.1. Phương pháp tiếp cận

Đánh giá chất lượng nước thải từ các trại sản xuất giống hải sản

Thông qua thu mẫu nước thải từ các trại sản xuất giống hải sản khu vực Hải

Phòng, tiến hành phân tích các thông số môi trường để đánh giá chất lượng nước

thải.

Thử nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh xử lý nước thải trại sản xuất giống

cua xanh trên bể kính.

Trên cơ sở phân tích tác dụng của các loại chế phẩm sinh học sử dụng trong

trại sản xuất giống thuỷ sản, lựa chọn loại chế phẩm vi sinh phù hợp để thực

nghiệm trong bể kính. Đánh giá hiệu quả xử lý môi trường của chế phẩm, kết quả

thu được là cơ sở để áp dụng vào sản xuất

Thực nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh trong xử lý nước trại sản xuất giống

cua xanh

Trên cơ sở tác dụng của chế phẩm vi sinh và hướng dẫn sử dụng kết hợp với

quy trình công nghệ sản xuất giống cua, thử nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh

trong từng công đoạn của quy trình sản xuất. Theo dõi diễn biến chất lượng nước,

18

tốc độ sinh trưởng, tỷ lệ sống và chất lượng của ấu trùng và cua giống để đánh giá

tác dụng và hiệu quả của phương pháp sử lý sinh học.

Đánh giá hiệu quả kinh tế của việc xử lý nước trại giống bằng phương pháp

vi sinh.

Phân tích hiệu quả của việc sử lý nước trại sản xuất giống cua bằng phương

pháp vi sinh thông qua hạch toán chi phí sản xuất: tổng thu – tổng chi. So sánh với

một số phương pháp đang áp dụng hiện nay

2.2.2. Phương pháp bố trí thí nghiệm

Đánh giá chất lƣợng nƣớc thải từ các trại sản xuất giống cua biển:

- Địa điểm: Thí nghiệm được triển khai tại Trạm Nghiên cứu Thuỷ sản Nước

lợ - Dương Kinh – Hải Phòng.

- Các bước thực hiện

+ Thu mẫu: Thu mẫu nước thải từ các trang trại sản xuất giống cua biển (Scyla

serata) ở giai đoạn Megalop và cua bột.

Mẫu nước thải được lấy từ 03 trại sản xuất giống tại Hải Phòng có công suất

lớn, hàng năm tạo ra hàng triệu cua giống.

Bảng 2.1. Địa điểm thu mẫu nƣớc thải

Địa điểm thu mẫu Thời gian thu Ký hiệu mẫu

Trại sản xuất giống hải sản Bàng La – Đồ Sơn 18/4/2011 BL

Trại sản xuất giống hải sản Trung Hiếu – Đồ Sơn 18/4/2011 TH

Trại sản xuất giống Thái Thiên – Dương Kinh 18/4/2011 TT

+ Bảo quản mẫu: Mẫu được bảo quản trong chai...

+ Các chỉ tiêu phân tích: pH, S‰, t0, NH4+- N, NO2

-, NO3-, BOD5, COD, Nts, Pts.

Thí nghiệm xử lý nƣớc thải trại sản xuất giống hải sản bằng phƣơng

pháp vi sinh trên quy mô bể kính.

- Địa điểm: Trạm Nghiên cứu nuôi trồng Thuỷ sản Nước lợ - Dương Kinh –

Hải Phòng.

- Thời gian thí nghiệm: 05 ngày.

19

- Nguồn nước thải: từ các trại sản xuất giống cua biển Bàng La – Đồ Sơn. Đây

là cơ sở có quy mô sản xuất giống cua lớn nhất tại khu vực Hải Phòng.

- Chế phẩm vi sinh: Sử dụng chế phẩm vi sinh Lymnozyme có nguồn gốc

nhập khẩu từ Hoa Kỳ, hiện dùng phổ biến ở Mỹ và đang được thử nghiệm tại Việt

Nam (Danh mục hoá chất và chế phẩm sinh học – Bộ Nông nghiệp & phát triển

nông thôn, 11/3/2010).

Bảng 2.2. Thành phần và công dụng chế phẩm Lymnozyme

Thành phần Số lƣợng vi sinh Tác dụng

Bacillus coagulans

Bacillus laterosporus

Bacillus pumilus

1.67.109 CFU/g

1.67.109 CFU/g

1.66.109 CFU/g

Phân huỷ các chất hữu cơ lơ

lửng trong nước, ổn định màu

nước, độ pH trong môi trường

bể ương và ao nuôi tôm, cá.

- Bố trí thí nghiệm:

+ Thí nghiệm trong các bể kính có dung tích 40 lít (40 x 40 x 60) gồm có 04 bể

(03 bể sử dụng chế phẩm vi sinh Lymnozyme và 01 bể đối chứng không sử dụng

chế phẩm vi sinh).

+ Các bể thí nghiệm có hệ thống sục khí bằng đá bọt (01 viên/bể) nhằm duy trì

hàm lượng ôxy hoà tan > 5mg/l

- Quản lý chăm sóc thí nghiệm:

+ Chế phẩm sinh học Lymnozyme được hoà vào nước sạch trong thời gian 24h

trước khi sử dụng.

+ Thu và phân tích mẫu: Định kỳ 24h tiến hành thu mẫu 1 lần. Các chỉ tiêu

phân tích: pH, S0/00, t0, NH4

+- N, NO2-, NO3

-, BOD5, COD, Nts, Pts.

Thực nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh xử lý nƣớc trại sản xuất giống

cua biển quy mô sản xuất.

Bố trí thí nghiệm

- Địa điểm: Trạm Nghiên cứu Thuỷ sản Nước lợ - Dương Kinh – Hải Phòng.

- Quy mô thí nghiệm: Thí nghiệm được triển khai tại Xưởng sản xuất cua giống

thuộc Trạm Nghiên cứu Nuôi trồng thuỷ sản Nước lợ.

20

- Thời gian thực hiện: Thí nghiệm được tiến hành 03 đợt sản xuất (mỗi đợt có thời

gian từ 45 ngày), đợt 1 bắt đầu từ 2/5/2011, đợt cuối cùng 6/9/2011.

Bảng 2.3: Bố trí thí nghiệm

Nội dung Lô thí nghiệm Lô đối chứng

Quy cách bể

ương ấu trùng

06 bể (10 m3/bể)

Bể số 1,2,3,4,5,6

06 bể (10 m3/bể)

Bể 7,8,9,10,11,12

Hệ thống lọc

sinh học 8 m3

Mật độ ấu

trùng Zoae 1 70 con/l 50 con/l

Thức ăn sử

dụng

Artemia, thức ăn công

nghiệp

Artemia, thức ăn công

nghiệp

Chế độ thay

nước

- Nước tuần hoàn qua hệ

lọc sinh học, cấp vào bể

ương.

- Bổ sung lượng nước bốc

hơi vào bể lọc sinh học.

- Thay nước khi nước bị ô

nhiễm

- Định kỳ thay 20%/ngày

ở giai đoạn Megalope và

cua bột

Chế phẩm sinh

học

Cấp định kỳ vào bể lọc

sinh học (5 ngày/lần)

Thời gian thí

nghiệm 45 ngày/đợt 45 ngày/đợt

- Cấu tạo hệ thống bể lọc sinh học: gốm có bể lọc sinh học ngập nước, hệ thống

hoàn lưu

(1) Hệ thống bể lọc sinh học ngập nước

- Cao trình đáy bể lọc thấp hơn bể ương nuôi bể được xây hình chữ nhật kéo dài và

chia làm 4 ngăn (hình 1). Đường đi của nước, nước thải vào từ bề mặt chảy xuống

đáy rồi từ đáy chuyển lên đỉnh bể lọc và sau đó được cấp vào bể nuôi (hình 2).

Ngăn số 1 và 2 có hình vuông, kích thước như nhau, cạnh 1,0 – 1,2m. Nước thải

đầu tiên sẽ được chảy vào 2 ngăn này, ngăn số 3 là ngăn lọc chính, nhiệm vụ loại

trừ triệt để các chất BOD5, NH4+, NO2

-. Ngăn số 4 là bể chứa nước sau lọc có kích

21

thước bằng ½ ngăn 1 và 2. Chiều đầy vật liệu lọc 1,0 – 1,2m, khoảng chống thoát

nước ở đáy 10 – 12cm.

Hình 2.1: Sơ đồ bề mặt mô hình hệ thống bể lọc ngập nƣớc

Hình 2.2: Sơ đồ mặt đứng mô hình hệ thống bể lọc ngập nƣớc

(2) Hệ thống hoàn lưu lọc sinh học

- Hệ thống là sự kết nối giữa bể lọc và bể nuôi tạo thành một khối liên hoàn.

Mục đích là phát huy cao nhất công suất bể lọc sinh học, vận hành tự động an toàn,

chi phí điện năng thấp.

Hình 2.3: Sơ đồ mặt đứng hệ thống hoàn lƣu

- Thu thập số liệu:

+ Thu số liệu môi trường nước bể ương ấu trùng: Định kỳ hàng ngày theo dõi các

chỉ tiêu: pH, Nhiệt độ, Độ muối, Ôxy hoà tan. Định kỳ 03 ngày/lần thu mẫu và

phân tích các chỉ tiêu môi trường: NH4+, NO2

-, NO3-, BOD5, COD

22

+ Đánh giá chất lượng nước trong toàn bộ chu kỳ sản xuất, so sánh với tiêu chuẩn

ngành và các phương pháp khác.

Đánh giá hiệu quả kinh tế của việc xử lý nước trại giống bằng phương pháp

vi sinh.

Chỉ tiêu này liên quan đến lợi nhuận của hai phương thức sản xuất giống cua

sử dụng chế phẩm vi sinh, lọc tuần hoàn và đối chứng sử dụng hoá chất, thay nước

định kỳ. Tổng hợp đầy đủ các khoản chi phí đầu vào gồm chi phí cua mẹ, nước

mặn, nhân công, nguyên vật liệu, thức ăn … Thu nhập qua bán sản phẩm. Tính toán

lợi nhuận mỗi mô hình nuôi.

Lợi nhuận: tổng thu – tổng chi

Tỷ suất lợi nhuận = Lợi nhuận / Tổng chi phí

Lợi nhuận biên = Lợi nhuận / Doanh thu

23

2.3. Sơ đồ các nội dung nghiên cứu.

Hình 2.4: Sơ đồ khối nội dung nghiên cứu

Theo dõi tỷ lệ sống, tốc

độ sinh trƣởng ấu trùng

Thu mẫu, đánh giá chất lƣợng

nƣớc thải trại sản xuất cua

Nghiên cứu sử dụng chế phẩm sinh

học trong sản xuất cua giống

Tổng quan tài liệu

Lựa chọn phƣơng pháp xử

lý sinh học

Thử nghiệm trên quy mô

bể kính

Thực nghiệm trên quy

mô sản xuất

Kết luận và đề xuất

Đánh giá chất lƣợng

môi trƣờng nƣớc bể

ƣơng

Đánh giá hiệu quả

xử lý nƣớc thải

24

2.4. Phƣơng pháp phân tích một số yếu tố môi trƣờng nƣớc:

2.4.1. Phương pháp phân tích N-NH4+

Nguyên tắc: Phản ứng của amoni và hypoclorite tạo ra mono-cloramin, khi có

phenol và xúc tác sodium nitroprusside tạo thành hợp chất indophenol màu xanh

đậm. Đo màu ở bước sóng 640 nm.

(1). Thuốc thử:

2.1. Hypocloride. 15g NaOH khan + 500 ml NaOCl 0,1% sau đó định mức

đến 1000 ml bằng nước cất cất hai lần.

2.2. Dung dịch Phenol-sodium nitroprusside: 5g phenol + 0,025g

nitroprusside (Na2[Fe(CN)5.NO].2H2O) định mức đến 500 ml bằng nước cất hai

lần.

(2). Dung dịch chuẩn.

Dung dịch chuẩn được lấy từ NH4Cl tinh khiết sấy ở 1050C trong 3h để

nguội trong bình hút ẩm

Cân 3,819g NH4Cl, hoà tan và định mức đến 1000 ml bằng nước cất hai lần.

Dung dịch có nồng độ N-NH4+ 1 m/l.

Chuẩn bị dung dịch có nồng độ 2 mg/l (chú ý: không nên tiến hành pha

loãng nồng độ quá 100 lần).

Lập đường chuẩn có các điểm tương ứng với các nồng độ: 0,1; 0,2; 0,3;

...2mg/l.

(3). Cách tiến hành:

Giới hạn đường chuẩn tối đa cho phép xác định < 2mg N-NH4+/l. Lập đường

chuẩn và phân tích mẫu theo các bước sau:

+ Mẫu đưa về nằm trong khoảng đường chuẩn

+ Lấy 5 ml mẫu vào ống thuỷ tinh

+ Thêm 3ml thuốc thử Phenol-sodium nitroprusside

+ Lắc trên máy rung 30 giây

+ Thêm 3 ml dung dịch hypoClorite

+ Lắc trên máy rung 30 giây

+ Điều nhiệt ở 30 - 400C trong 20 - 30 phút

+ Đo ở bước sóng 640 nm

25

2.4.2. Phương pháp phân tích N-NO2-

(1). Nguyên tắc

Phản ứng giữa nitrit và hỗn hợp sunfanilamide với naphtylenediamine tạo ra

phức màu hồng ở pH = 2,0 - 2,5. Đo màu ở bước sóng 540 nm.

(2). Chuẩn bị thuốc thử và dung dịch chuẩn

- Dung dịch sunfanilamide: cân 0,6g NH2C6H4SO2NH2 hoà tan trong 50 ml

nước cất cất hai lần nóng, làm lạnh thêm 40 ml HCl đặc và định mức đến 100 ml

(thuốc thử Griss A)

- Dung dịch naphtylenediamine dihypoCloride: cân 0,1g

C10H7NHCH2NH2.2HCl hoà tan trong 100 ml nước cất cất hai lần (thuốc thử Griss

B). Đựng trong chai màu nâu (Nếu dung dịch chuyển sang màu nâu thì không dùng

nữa).

- Các dung dịch thuốc thử phải được bảo quản trong tủ lạnh

- Chuẩn bị các ống thuỷ tinh có thể tích chứa khoảng 15ml

- Chuẩn bị dung dịch gốc N-NO2- có nồng độ 250mg N-NO2

-/l. Hoà tan

1,23g NaNO2 trong 1000ml nước cất hai lần

- Chuẩn bị dung dịch chuẩn N-NO2- có nồng độ 1mg N-NO2

-/l từ dung dịch

gốc bằng cách pha loãng nồng độ

(3). Cách tiến hành

- Chuẩn bị dung dịch mẫu nằm trong khoảng giới hạn < 0,1 mg/l

- Lấy 10 ml mẫu vào trong ống thuỷ tinh

- Thêm 0,5 ml sunfanilamide

- Trộn đều và giữ yên trong 5 phút

- Thêm 0,5 ml naphtylenediamine dihypoCloride

- Trộn đều và giữ yên trong 10 phút

- Đo ở bước sóng 540 nm

2.4.3. Phương pháp phân tích N-NO3-

(1). Nguyên tắc

Phản ứng giữa nitrat và brucide ở pH = 2-3 tạo thành dung dịch có màu

vàng. Đo màu ở bước sóng 415nm

26

(2). Chuẩn bị thuốc thử

Hoà tan 1g Brucide ((C23H26O4N2)2.H2SO4.7H2O) + 0,1g axit sulfanil

(H2NC6H4SO3H) + 3ml HCl vào 70ml nước cất nóng, làm lạnh tới nhiệt độ phòng

sau đó định mức đến 100ml với nước cất hai lần

(3). Lập đường chuẩn

Chuẩn bị các ống thuỷ tinh có nút, dung tích khoảng 20 ml

Chuẩn bị dung dịch gốc. Hoà tan 6,071g NaNO3 đã sấy khô ở 1050C/3h

trong 100ml nước cất hai lần, định mức đến 1000ml. Dung dịch có nồng độ là 1g

N-NO3-/l

Chuẩn bị dung dịch chuẩn 1mg N-NO3-/l từ dung dịch gốc 1g N-NO3

-/l

(4). Cách tiến hành

1. Chuẩn bị mẫu nằm trong khoảng đường chuẩn < 1 mg/l

2. Lấy 5 ml mẫu vào ống

3. Thêm 1ml dung dịch NaCl

4. Lắc trên máy rung 5 giây

5. Thêm 5ml H2SO4 80%

6. Làm lạnh dưới vòi nước

7. Lắc 30 giây

8. Thêm 0,2 ml Brucide sulfanil

9. Lắc 30 giây

10. Đun sôi ở > 950C

11. Làm lạnh tới nhiệt độ phòng

12. Đo ở bước sóng 415nm

2.4.4. Phương pháp phân tích tổng Nitơ

(1). Xử lý mẫu

1. Lấy 50 ml mẫu vào bình chịu nhiệt 10ml

2. Thêm 10ml dung dịch A (4g NaOH + 3g K2S2O8)/100ml nước cất

3. Nút chặt và đun nóng trong nồi autoclave ở 1200C trong 30 phút

4. Sau đó lấy 30 ml mẫu vào bình định mức 50ml (nếu mẫu có vẩn đục thì

lọc bỏ)

5. Thêm 6,5ml HCl (HCl:H2O = 1:15)

27

6. Lắc và định mức tới 50ml bằng nước cất hai lần

(2). Lập đường chuẩn

- Chuẩn bị đường chuẩn gồm 4 điểm bằng 4 bình định mức 50 ml

- Dung dịch gốc 100mg/l: Hoà tan 0,722g KNO3 bằng nước cất sau đó định

mức lên 1000ml, đựng dung dịch trong chai màu nâu, bảo quản trong tủ lạnh.

- Dung dịch chuẩn 10mg/l: Pha loãng dung dịch gốc ra 10 lần

- Cách tiến hành: Lấy thể tích dung dịch chuẩn theo tỷ lệ vào 4 bình định

mức, sau đó thêm vào mỗi bình 0,5ml HCl, định mức tới 50ml bằng nước cất, lắc

đều. Sau đó đem đo ở bước sóng 220nm trên máy UV-VIS. Cách tiến hành được

tóm tắt trong bảng sau:

Bảng 2.4. Lập đƣờng chuẩn phân tích tổng Nitơ

Nồng độ(mg/l) 0 1 2 3

Vdd chuẩn(ml) 0 5 10 15

VHCl(ml) 0,5 0,5 0,5 0,5

Vbình định mức(ml) 50 50 50 50

Với mẫu phân tích sau khi xử lý xong cũng tiến hành tương tự theo các bước

lập đường chuẩn

2.4.5. Phương pháp xác định CODMn

(1). Nguyên tắc

Dựa trên cơ sở phản ứng oxy hoá giữa KMnO4 dư với các chất hữu cơ có

trong nước (trong môi trường axit nóng)

MnO4- + 5e + 8H+ = Mn2+ + 4H2O

Sau đó chuẩn độ lượng KMnO4 dư theo phương trình sau

2KMnO4 + 3H2SO4 + 5H2C2O4 = K2SO4 + 2MnSO4 + 10CO2 + 8H2O

(2). Dụng cụ hoá chất

1. Pipet, buret, bình nón

2. NaOH 1,36g/ml

3. H2SO4 1,27g/ml

4. Axit oxalic 0,02N

5. KMnO4 0,02N

28

(3). Phương pháp tiến hành

- Lấy 100ml mẫu kiểm nghiệm vào bình nón thêm 0,5ml NaOH 1,36g/ml,

10ml KMnO4 0,02N đun nhẹ hỗn hợp sao cho giữ ở khoảng 800C trong khoảng 10

phút, nhắc ra khỏi bếp thêm 10 ml H2SO41,27g/ml và 20ml Axit oxalic 0,02N. Đem

chuẩn độ bằng dung dịch KMnO4 0,02N đến khi xuất hiện màu hồng nhạt, ghi lại

thể tích KMnO4 0,02N tiêu tốn.

Tương tự làm song song với một mẫu trắng nhưng thay mẫu bằng nước cất 2

lần

(4). Tính toán

COD = V

nba 1000.8.).( (mg O2/l)

Trong đó:

a: Thể tích KMnO4 0,02N tiêu tốn khi chuẩn độ mẫu thực

b: Thể tích KMnO4 0,02N tiêu tốn khi chuẩn độ mẫu trắng

n: Nồng độ KMnO4

V: Thể tích mẫu kiểm định

2.4.6. Xác định chỉ số BOD

Nguyên lý của phép đo: Thiết bị BOD là một hệ kín gồm các bình chứa mẫu

và các sensor. trong bình chứa mẫu phía trên bề mặt dung dịch chứa một thể tích

không khí xác định. Trong thời gian ủ mẫu vi sinh vật sử dụng oxy hoà tan trong

mẫu do vậy mà áp suất trong bình giảm. Sensor đo sự thay đổi áp suất, xác định

được giá trị BOD.

Trong quá trình ủ mẫu khí CO2 thoát ra, nhưng lượng CO2 này không gây

ảnh hưởng đến áp suất trong bình đo vì toàn bộ lượng khí CO2 sinh ra được hấp thụ

hết bởi KOH.

Các bước tiến hành đo BOD

- Điều chỉnh pH của dung dịch về khoảng 6.5 - 7.5 bằng dung dịch axit hoặc

bằng kiềm.

- Lấy một thể tích chính xác mẫu vào bình đo bằng phễu (nếu cần)

- Cho con khuấy từ vào chai chứa mẫu

29

- Thêm vào mẫu phân tích chất ức chế (ankylthioure) theo tỷ lệ trong bảng

dưới đây

Bảng 2.5. Lƣợng ức chế quá trình nitrat hoá

Khoảng đo BOD (mg/l) Thể tích mẫu (ml) Số giọt ankyl Thioure

0-40 428 10

0-80 360 10

0-200 244 5

0-400 157 5

0-800 94 3

0-1000 56 3

0-4000 21,7 1

- Cho 3-4 giọt KOH 45% vào nắp cao su mở miệng chai

- Đặt sensor lên miệng nút chặt

Bắt đầu quá trình đo như sau:

+ Ấn nút Esc để bật hệ thống đo

+ Chọn chai cần đo BOD bằng các phím +/-

+ Đặt các điều kiện đo: ấn nút Start để chọn các điều kiện đo. Khi đó trên

màn hình sẽ hiển thị khoảng giá trị BOD và thể tích mẫu tương ứng, để thay đổi ta

dùng các phím +/-. Chọn giá trị thích hợp sau đó nhấn Enter. Tiếp theo máy tự

động chuyển sang chế độ chọn ngày cũng dùng các phím +/- rồi nhấn Enter. Tắt

máy bằng phím Esc. Trong thời gian ủ mẫu mãy sẽ tự động giữ nhiệt độ ổn định là

200C.

Sau 5 ngày bật máy bằng nút Esc, chọn chai cần đo ấn Enter kết quả BOD5

sẽ hiển thị trên màn hình

2.4.7. Phương pháp xác định độ kiềm

(1). Nguyên tắc

Để xác định độ kiềm tổng của mẫu ta dùng dung dịch chuẩn axit HCl để

chuẩn độ. Lượng dung dịch chuẩn HCl tiêu thụ để đua dung dịch mẫu đạt tới pH =

8,3 gọi là độ kiềm tự do còn đạt tới pH = 4,5 gọi là độ kiềm toàn phần. Độ kiềm

phải xác định ngay sau khi lấy mẫu.

30

(2). Dụng cụ, hoá chất

- Dung dịch chuẩn HCl 0,1N; dùng ống chuẩn HCl 0,1N pha trong 1 lit nước

cất hai lần ta thu được dung dịch chuẩn 0,1N

- Dung dịch phenolphtalin 0,5%

- Dung dịch metyldacam 0,05%

- Bình nón 250ml

- Buret 50ml

(3). Phương pháp tiến hành

a, Độ kiềm tự do (P)

Lấy 100ml nước kiểm nghiệm, thêm 3-4 giọt chỉ thị phenolphtalein và chuẩn

bằng dung dịch HCl 0,1N cho tới khi mất màu hồng

Nếu dùng máy đo pH thì tới pH = 8,3

Chú ý: Nếu độ kiềm lớn thì nên lấy lượng mẫu ít đi rồi pha loãng bằng nước cất

đến 100ml.

b, Độ kiềm toàn phần (F)

Sau khi chuẩn độ tới mất màu hồng cũng mẫu ấy thêm 2-3 giọt chỉ thị metyl

da cam và chuẩn độ tiếp tới khi màu chuyển từ vàng sang da cam.

Nếu dùng máy đo pH thì tới pH = 4,5

c, Tính toán

Độ kiềm tự do (P) P = 0,1x50000xVm

Va(mg CaCO3/lit)

Độ kiềm toàn phần F = 0,1x50000xVm

Vb(mg CaCO3/lit)

Trong đó:

Va: Thể tích HCl tiêu thụ khi chuẩn độ đạt tới pH = 8,3

Vb: Thể tích HCl tiêu thụ khi chuẩn độ đạt tới pH = 4,5 (bao gồm cả

Va)

Vm: Thể tích mẫu kiểm nghiệm

31

2.5. Phƣơng pháp thu thập, phân tích và xử lý số liệu

- Thu thập số liệu thứ cấp: Thu thập qua các báo cáo khoa học, tài liệu lưu trữ ở

thư viện, internet, đài, báo, các phương tiện thông tin đại chúng.

- Thu thập số liệu sơ cấp: Thu thập qua nhật ký thí nghiệm.

- Phương pháp xử lý số liệu:

Sử dụng phương pháp thống kê sinh học và phần mềm MS Excel, SPSS.

- Một số công thức dùng tính toán

Tỷ lệ sống của ấu trùng

Ấu trùng sau mỗi giai đoạn được định lượng để xác định tỷ lệ sống sau mỗi

giai đoạn. Tỷ lệ sống được xác định sau giai đoạn Zoea và cua bột.

100*B

ATs

100*'Z

AT s

Ts: Tỷ lệ sống của ấu trùng qua mỗi giai đoạn (%)

T’s: Tỷ lệ sống của ấu trùng ở mỗi giai đoạn

A: Số lượng ấu trùng ở giai đoạn sau

B: Số lượng ấu trùng ở giai đoạn trước

Z: Số lượng ấu trùng thả lúc đầu

Tỷ lệ sống của ấu trùng được xác định sau mỗi lần ấu trùng chuyển giai đoạn

Xác định thời gian biến thái của ấu trùng

t = t2 - t1

t: Thời gian biến thái của ấu trùng

t1: Thời gian xuất hiện ấu trùng ở giai đoạn trước

t2: Thời gian xuất hiện ấu trùng ở giai đoạn sau

Thời gian biến thái của ấu trùng được xác định sau mỗi lần chuyển giai đoạn.

32

CHƢƠNG III. KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU VÀ THẢO LUẬN

3.1. Đánh giá chất lƣợng nƣớc thải từ các trại sản xuất giống cua xanh tại Hải

Phòng

Hải Phòng là địa phương có phong trào nuôi trồng thuỷ sản phát triển đặc

biệt là cua biển, hàng năm các trại sản xuất giống hải sản ở đây cung ứng cho nghề

nuôi của thành phố và cung cấp giống cho các địa phương ven biển miền Bắc. Tuy

nhiên hoạt động sản xuất cua giống không ổn định, có nhiều nguyên nhân trong đó

khó khăn trong việc quản lý nước bể ương và vấn đề dịch bệnh giai đoạn ấu trùng

chưa giải quyết triệt để. Nước thải từ trại giống không được xử lý và mang theo

nhiều hoá chất, thuốc kháng sinh, bệnh dịch... gây ô nhiễm nguồn nước cấp và là

một trong những nguyên nhân gây lan tràn dịch bệnh và ô nhiễm nguồn nước.

Để đánh giá chất lượng nước thải từ hoạt động sản xuất giống cua biển tại

Hải Phòng, chúng tôi đã tiến hành lấy mẫu nước thải của 03 trại sản xuất giống quy

mô lớn. Tiến hành phân tích các thông số môi trường nhằm đánh giá mức độ ô

nhiễm của nguồn nước thải từ các trại sản xuất giống hải sản trước khi xả ra ngoài

nguồn nước.

Bảng 3.1: Thông số chất lƣợng nƣớc thải

Mẫu nƣớc NH4

+

(mg/l)

NO2-

(mg/l) NO3

-

(mg/l)

BOD5

(mgO2/l)

COD

(mg/l) pH

BL 2,95 1,89 0,923 18,12 25,2 8,0

TH 3,12 1,95 0,998 18,56 27,7 8,0

TT 2,87 1,85 1,108 17,86 29,2 8,0

Quy chuẩn Việt

Nam: 2008/Bộ

TNMT

< 1 < 0,1

< 10 < 20 7,8 –

8,5

Các thông số môi trường cho thấy nước thải từ các trại sản xuất cua giống ở

3 mẫu nghiên cứu đều bị ô nhiễm, các chỉ số môi trường vượt ngưỡng cho phép.

Hàm lượng: NH4+ > 1mg/l, NO2

- >1,5mg/l, BOD5 và COD đều ở mức >10mg/l. Tỷ

số BOD5/COD > 0,5 chứng tỏ trong nước có chứa nhiều chất hữu cơ dễ phân huỷ

sinh học. So sánh với tiêu chuẩn chất lượng nước nuôi trồng thuỷ sản các chỉ tiêu

đều vượt quá ngưỡng cho phép.

33

3.2. Kết quả xử lý nƣớc thải bằng chế phẩm vi sinh

3.2.1. Biến động các yếu tố thuỷ lý

Kết quả thí nghiệm cho thấy sự biến động của các yếu tố môi trường theo

dõi hàng ngày như nhiệt độ, pH, oxy hoà tan, độ mặn trong thời gian thí nghiệm

không có sự biến đổi lớn, sự chênh lệch các giá trị trung bình giữa các công thức thí

nghiệm là không đáng kể. Nhiệt độ nước giữa các lô thí nghiệm không có sự khác

biệt, dao động từ 26,0 – 29,1°C; DO cao nhất là 6,5mg/l, thấp nhất là 6.0mg/l; pH

cao nhất là 8,1, thấp nhất là 7,8; độ mặn luôn ở mức 25‰.

Bảng 3.2: Biến động một số yếu tố môi trƣờng trong bể thí nghiệm

Công

thức Giá trị

Nhiệt độ (0C) pH DO (mg/l) S‰

Sáng Chiều Sáng Chiều Sáng Chiều

TN1

Min 26,5 26,2 7,8 7,8 6,1 6,1 23,5

Max 28,1 29,5 8,1 8,1 6,3 6,4 30,0

TB 27,5 28,2 7,9 8 6,2 6,2 27,5

SD ±0,91 ±0,84 ±0,11 ±0,11 ±0,07 ±0,12 3,5

TN2

Min 26,5 26,5 7,8 7,8 6 6,1 25,5

Max 29,1 29,3 8,1 8,1 6,4 6,5 30,0

TB 27,4 27,8 7,9 8 6,2 6,3 27,2

SD ±0,91 ±0,84 ±0,11 ±0,11 ±0,14 ±0,16 3,2

TN3

Min 26,5 26,3 7,8 7,8 6,1 6,1 25,0

Max 28,1 29,5 8,0 8,2 6,0 6,4 30,0

TB 27,5 28,2 7,9 8 6,2 6,2 27,0

SD ±0,88 ±0,75 ±0,11 ±0,10 ±0,05 ±0,11 3,5

ĐC

Min 26 26,1 7,8 7,8 6 6,2 23,5

Max 29,1 29,3 8 8,1 6,3 6,4 30,0

TB 27,4 27,8 7,9 7,9 6,1 6,3 26,2

SD ±0,91 ±0,84 ±0,11 ±0,11 ±0,12 ±0,11 3,5

3.2.2. Kết quả xử lý chất hữu cơ trong nước thải bằng chế phẩm vi sinh

Trong thuỷ vực luôn diễn ra quá trình chuyển hoá các hợp chất nitơ với sự

tham gia của vi sinh vật: Hợp chất nitơ hữu cơ NH4+ NO2

- NO3-.

Hai nhóm vi khuẩn tham gia vào quá trình này là Nitrosomonas và

Nitrobacter. Muốn quá trình nitrate hoá diễn ra nhanh chúng ta phải tạo điều kiện

cho hai nhóm vi khuẩn này phát triển bằng cách cung cấp đầy đủ oxy.

34

Kết quả phân tích cho thấy ở các lô thí nghiệm sử dụng chế phẩm sinh học

hàm lượng các hợp chất chứa N đều giảm rõ rệt sau 5 ngày thí nghiệm. Sau 72h giá

trị NH4+, NO2

-, NO3- ở ba lô thí nghiệm sử dụng chế phẩm giảm thiểu trên 80%, lô

đối chứng giá trị không thay đổi lớn.

Diễn biến hàm lượng NH4+ trong các thí nghiệm:

Hàm lượng NH4+ trung bình ở thí nghiệm 1 giảm từ 2,95mg/l xuống

0,26mg/l; thí nghiệm 2 từ 2,95mg/l xuống 0,212mg/l; thí nghiệm 3 giảm từ

2,95mg/l xuống còn 0,288mg/l.

Bảng 3.3: Kết quả phân tích NH4+ (mg/l)

Thời gian TN1 TN2 TN3 ĐC

Bắt đầu 2,955 2,953 2,945 2,95

24h 2,105 2,072 2,189 2,713

48h 1,006 1,268 1,142 2,487

72h 0,672 0,715 0,668 2,272

96h 0,408 0,512 0,571 2,066

120h 0,262 0,212 0,288 1,775

Tốc độ giảm đạt trên 90% ở các bể thí nghiệm sử dụng vi sinh, trong khí đó

ở bể đối chứng chỉ xảy ra quá trình làm sạch tự nhiên có sục khí do đó tốc độ giảm

chậm, sau 05 ngày xử lý chỉ giảm 40% so với lượng ban đầu. Như vậy, để quá trình

tự làm sạch nước thải cần đòi hỏi thời gian lâu hơn.

Hình 3.1: Biến động hàm lƣợng NH4+ trong 5 ngày thử nghiệm

Hình 3.2: Biến động hàm lƣợng NH4+(mg/l) trong 5 ngày thử nghiệm

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

3.5

Bắt đầu 24h 48h 72h 96h 120h

Thời gian xử lý (h)

Hà

m l

ƣợ

ng

NH

4+(m

g/l

)

TN1

TN2

TN3

ĐC

35

Diễn biến hàm lượng NO2- trong các thí nghiệm:

Bảng 3.4: Kết quả phân tích NO2- (mg/l)

Thời gian TN1 TN2 TN3 ĐC

Bắt đầu 1,892 1,892 1,892 1,892

24h 1,223 1,148 1,108 1,735

48h 0,742 0,767 0,727 1,602

72h 0,408 0,396 0,406 1,452

96h 0,132 0,147 0,127 1,303

120h 0,065 0,072 0,056 1,289

Đối với NO2-, sau 5 ngày xử lý bằng chế phẩm vi sinh, hàm lượng NO2

- ở bể

thí nghiệm 1 giảm 92%; thí nghiệm 2 giảm 91%; thí nghiệm 3 giảm 90%, Lô đối

chứng giảm 31%. Các chủng vi sinh vật phân giải nitrite thành nitrat trong chế

phẩm đã hoạt động có hiệu quả cao.

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

2

Bắt đầu 24h 48h 72h 96h 120h

Thời gian xử lý (h)

Hàm

lƣ

ợn

g N

O2- (

mg/

l)

TN1

TN2

TN3

ĐC

Hình 3.3: Biến động hàm lƣợng NO2- trong 5 ngày thử nghiệm

36

Diễn biến hàm lượng NO3- trong các thí nghiệm:

Bảng 3.5: Kết quả phân tích NO3- (mg/l)

Thời gian TN1 TN2 TN3 ĐC

Bắt đầu 0,923 0,923 0,923 0,923

24h 1,119 1,244 1,256 1,075

48h 1,532 1,451 1,511 1,113

72h 1,917 1,923 1,989 1,2

96h 2,009 2,125 2,05 1,287

120h 2,188 2,164 2,144 1,31

Quá trình phân giải hợp chất hữu cơ chứa Nitơ bởi vi sinh vật phân huỷ

chuyển về dạng Nitrat (NO3-) trong điều kiện hiếu khí giàu ôxy hoà tan. Kết quả xử

lý cho thấy hàm lượng NO3- tăng dần theo thời gian xử lý ở các bể sử dụng chế

phẩm sinh học, trong khi đó biến đổi hàm lượng NO3- ở bể đối chứng tốc độ Nitrat

hoá chậm hơn.

0

0.5

1

1.5

2

2.5

Bắt đầu 24h 48h 72h 96h 120h

Thời gian xử lý (h)

Hà

m l

ƣợ

ng

NO

3-

TN1

TN2

TN3

ĐC

Hình 3.4: Biến động hàm lƣợng NO3-(mg/l) trong 5 ngày thử nghiệm

Khi phân tích ANOVA với mức ý nghĩa 0,05 thì thấy hàm lượng NO3- đã có

sự sai khác giữa bể thí nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh so với bể đối chứng ở các

lần thu mẫu. Như vậy, sử dụng chế phẩm vi sinh Lymnozyme có tác dụng xử lý

37

phân huỷ các hợp chất hữu cơ trong môi trường nước. So sánh hàm lượng NO2-

trung bình ở các công thức thí nghiệm ta cũng thấy sự chênh lệch có ý nghĩâ thống

kê giữa hai lô thí nghiệm với lô đối chứng ở lần các lần thu phân tích.

Biến động BOD, COD

Sau 5 ngày thí nghiệm giá trị BOD, COD có xu hướng giảm nhanh ở các lô

thí nghiệm và giảm chậm ở lô đối chứng.

Bảng 3.6: Kết quả phân tích BOD5 (mgO2/l)

Thời gian TN1 TN2 TN3 ĐC

Bắt đầu 18,12 18,12 18,12 18,12

Sau 72h 3,54 3,09 3,82 14,66

Sau 120h 2,25 1,52 2,12 12,7

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

Bắt đầu Sau 72h Sau 120h

Thời gian xử lý (h)

hàm

lư

ợn

g B

OD

(m

gO

2/l)

TN1

TN2

TN3

ĐC

Hình 3.5: Biến động hàm lƣợng BOD trong 12 ngày thử nghiệm

Bảng 3.6 và hình 3.5 cho thấy hàm lượng BOD5 đã có sự giảm rõ rệt trong

thời gian thử nghiệm. Hàm lượng BOD5 trung bình ở công thức 1 giảm từ

18,15mg/l xuống 2.25mg/l; công thức 2 giảm từ 18,15mg/l xuống 1,52mg/l; công

thức 3 giảm từ 18,15mg/l xuống còn 2.12mg/l. Trong khi đó ở bể đối chứng BOD

giảm chậm hơn nhiều, sau 120h xử lý giá trị BOD5 giảm từ 18,15mg/l xuống còn

12,7mg/l.

38

Bảng 3.7: Kết quả phân tích COD (mg/l)

Thời gian TN1 TN2 TN3 ĐC

Bắt đầu 25,2 25,2 25,2 25,2

72h 4,44 3,81 5,22 17,22

120h 2,89 2,11 3,07 15,65

0

5

10

15

20

25

30

Bắt đầu 72h 120h

Thời gian xử lý (h)

Hà

m lư

ợn

g C

OD

(m

g/l)

TN1

TN2

TN3

ĐC

Hình 3.6: Biến động hàm lƣợng COD trong 5 ngày thử nghiệm

Hàm lượng COD trung bình ở công thức 1 giảm từ 25,2mg/l xuống

2.89mg/l; công thức 2 giảm từ 25,2mg/l xuống 2,11mg/l; công thức 3 giảm từ 25,2

mg/l xuống 3.07mg/l.

Nhận xét: Sau thời gian sử dụng chế phẩm vi sinh Lymnozyme, chất

lượng nước được cải thiện rõ rệt. Sự có mặt của các chủng vi sinh vật trong chê

phẩm đã thúc đẩy quá trình phân huỷ các hợp chất hữu cơ nhanh hơn so với

quá trình tự làm sạch tự nhiên. Nước thải đã được làm sạch, với các thông số

môi trường sau khi xử lý có thể tái sử dụng trong sản xuất ương nuôi ấu trùng.

39

4.3. Nghiên cứu sử dụng chế phẩm vi sinh trong trại sản xuất giống cua xanh

(Scylla serata)

4.3.1. Biến động các yếu tố môi trường thuỷ lý

Hình 3.7: Biến động các yếu tố môi trƣờng trong bể ƣơng

Hệ thống bể thí nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh, nước được sử dụng tuần

hoàn từ bể ương sang bể lọc (bổ sung chế phẩm sinh học Lymnozyme định kỳ) chất

lượng nước ổn định hơn. Kết quả thí nghiệm cho thấy sự biến động của các yếu tố

môi trường như nhiệt độ, pH, DO, độ mặn (S‰), trong thời gian thí nghiệm không

có sự biến đổi lớn. Nhiệt độ nước nằm trong khoảng thích hợp cho ấu trùng Zoea

cua sinh trưởng, dao động từ 22 – 310C, DO cao nhất là 6,5mg/l và thấp nhất là

5,5mg/l, pH ít dao động trung bình 8,0 – 8,3. Độ mặn giảm dần từ 300/00 xuống

250/00 và tương ứng với các giai đoạn biến thái của ấu trùng cua xanh. Ở giai đoạn

ấu trùng Zoae đòi hỏi độ mặn cao và ổn định ở mức 29 – 300/00, giai đoạn

Megalope và cua bột độ mặn 23 – 250/00 phù hợp cho sinh trưởng của ấu trùng.

Ở bể đối chứng nước được thay định kỳ ở giai đoạn Megalope (sau 18 ngày

nuôi) để đảm bảo chất lượng nước. Tuy nhiên, không có sự sai khác lớn giữa bể thí

nghiệm và bể đối chứng về các chỉ số nhiệt độ, do hệ thống bể ương được thiết kế

trong nhà có mái che biến đổi nhiệt độ không khác nhau nhiều.

40

4.3.2. Biến động ammoni (NH4+) và nitrite (NO2

-), nitrat (NO3-)

Nitrite (NO2-)

Bảng 3.8: Kết quả theo dõi biến động NO2- (mg/l)

Thời gian TN

Trung bình ±SD ĐC

Trung bình ±SD

Bắt đầu 0,022±0,005 0,027±0,006

3 ngày 0,04±0,005a 0,085±0,004b

6 ngày 0,06±0,004a 0,122±0,002b

9 ngày 0,12±0,006a 0,222±0,011b

12 ngày 0,12±0,007a 0,276±0,011b

15 ngày 0,123±0,01a 0,298±0,017b

18 ngày 0,104±0,010a 0,162±0,016b

21 ngày 0,182±0,011 0,205±0,012b

24 ngày 0,194±0,012a 0,278±0,021b

27 ngày 0,138±0,012a 0,356±0,023b

30 ngày 0,141±0,011a 0,414±0,021b

33 ngày 0,174±0,014a 0,412±0,025b

35 ngày 0,162±0,012a 0,299±0,021b

(số liệu trong cùng hàng có số mũ khác nhau là khác nhau mức ý nghĩa α ≤ 0.05)

Kết quả theo dõi cho thấy hàm lượng NO2- trong các ao bể ương ấu trùng có

xu hướng tăng dần trong hệ thống bể có sử dụng chế phẩm vi sinh và bể đổi chứng.

Hàm lượng NO2- ở bể thí nghiệm tăng dần từ 0,022 – 0.194 mg/l, trung bình là

0,122 mg/l, hàm lượng NO2- ở lô đối chứng không sử dụng chế phẩm hàm lượng

NO2- tăng nhanh hơn biến động từ 0,0220 – 0.414 mg/l, trung bình là 0.2732 mg/l.

Trương Trọng Nghĩa (2000) thí nghiệm cải tiến hệ thống công nghệ sản xuất

cua giống tại Việt Nam bằng hệ thống ương sử dụng hệ lọc sinh học (biofilter). Chỉ

số NO2- đạt giá trị trung bình là 0,150mg/l ở bể tuần hoàn và 0,53mg/l ở bể không

tuần hoàn. So sánh với kết quả thí nghiệm của chúng tôi, hàm lượng NO2- đạt giá

trị trung bình là 0,12mg/l là thấp hơn so với kết quả của bể ương sử dụng lọc sinh

học của tác giả Trương Trọng Nghĩa.

41

Hình 3.8: Biến động hàm lƣợng NO2- trong bể ƣơng

Hàm lượng NO2- ở các bể thí nghiệm có giá trị cao nhất vào tuần thứ 5 tương

ứng với giai đoạn ấu trùng chuyển sang cua bột thức ăn tự chế rất dễ gây ô nhiễm

nước (thịt nhuyễn thể + lòng đỏ trứng gà hấp chín). Tuy nhiên, hàm lượng này vẫn

nhỏ hơn rất nhiều so với tiêu chuẩn ngành cho phép (≤0.25 mg/l). Khi phân tích

ANOVA với mức ý nghĩa = 0.05 cho thấy có sự khác biệt về hàm lượng NO2-

giữa các bể thí nghiệm sử dụng chế phẩm và bể đối chứng..

Hàm lƣợng NO3-(mg/l)

Hình 3.9: Biến động hàm lƣợng NO3-(mg/l) trong bể ƣơng

42

Bảng 3.9: Kết quả theo dõi biến động NO3- (mg/l)

Thời gian TN

Trung bình ±SD

ĐC

Trung bình ±SD

Bắt đầu 0,120±0,012 0,120±0,008

3 ngày 0,154±0,008 0,139±0,011

6 ngày 0,245±0,011 0,236±0,009

9 ngày 0,224±0,010a 0,325±0,016b

12 ngày 0,282±0,012 0,2765±0,020

15 ngày 0,393±0,021 0,345±0,025

18 ngày 0,455±0,015 0,427±0,030

21 ngày 0,656±0,012b 0,457±0,020a

24 ngày 0,823±0,010b 0,555±0,016a

27 ngày 0,982±0,110b 0,563±0,017a

30 ngày 1,123±0,030b 0,674±0,032a

33 ngày 1,231±0,020b 0,775±0,020a

35 ngày 1,453±0,020b 0,987±0,014a

(số liệu trong cùng hàng có số mũ khác nhau là khác nhau mức ý nghĩa α ≤ 0.05)

Hàm lượng NO3- ở các bể thí nghiệm có xu hướng tăng dần vào cuối chu kỳ

sản xuất, quá trình tích luỹ NO3- trong hệ thống bể lọc tuần hoàn làm gia tăng

lượng NO3- trong bể ương. Ở lô đối chứng quá trình tích luỹ NO3

- diễn ra chậm, giá

trị NO3- luôn thấp hơn so với bể thí nghiệm.

Hàm lượng NO3- biến động từ 0,120 – 1,453mg/l, trung bình 0,68mg/l ở bể

thí nghiệm và từ 0,120 - 0,987mg/l trung bình là 0,42mg/l. Khi phân tích ANOVA

với mức ý nghĩa = 0.05 cho thấy có sự khác biệt về hàm lượng NO2- giữa các bể

thí nghiệm sử dụng chế phẩm và bể đối chứng.

43

Amoni (NH4+)

Bảng 3.10: Kết quả theo dõi biến động NH4+ (mg/l)

Thời gian TN Trung bình ±SD

ĐC Trung bình ±SD

Bắt đầu 0,052±0,005 0,053±0,011

3 ngày 0,093±0,005a 0,183±0,015b

6 ngày 0,132±0,012a 0,337±0,008b

9 ngày 0,263±0,016a 0,472±0,007b

12 ngày 0,228±0,012a 0,66±0,015b

15 ngày 0,258±0,012a 0,622±0,011b

18 ngày 0,432±0,009a 0,753±0,005b

21 ngày 0,523±0,008a 0,883±0,015b

24 ngày 0,412±0,0102a 0,937±0,012b

27 ngày 0,532±0,0101a 1,172±0,017b

30 ngày 0,542±0,008a 0,986±0,010b

33 ngày 0,528±0,010a 1,07±0,011b

35 ngày 0,492±0,011a 1,153±0,014b

(số liệu trong cùng hàng có số mũ khác nhau là khác nhau mức ý nghĩa α ≤ 0.05)

Hình 4.8 cho thấy hàm lượng NH4+ ở các bể ương có xu hướng tăng dần từ

đầu đến cuối đợt ương. Hàm lượng NH4+ trung bình dao động từ 0,022 – 0,542

mg/l ở bể sử dụng chế phẩm và từ 0,024 – 1,154 mg/l ở bể đối chứng. Từ tuần 1

đến tuần 2, tương ứng với giai đoạn Zoae thức ăn chủ yếu là nauplii artemia và

lượng nhỏ thức ăn công nghiệp Fripark hàm lượng NH4+ tăng chậm từ 0,023 đến

0,356 mg/l ở cả hai lô thí nghiệm. Ở tuần thứ 3 đến tuần thứ 6 ấu trùng cua chuyển

từ giai đoạn Zoae sang Megalope và cua bột lượng thức ăn nhiều hơn, thức ăn tự

chế cũng tăng dần là nguyên nhân dẫn tới hàm lượng NH4+ tăng cao. Ở các bể sử

dụng chế phẩm sinh học giá trị NH4+ tăng chậm hơn và đạt mức cao nhất là

0,678mg/l, nằm trong ngưỡng thích ứng của ấu trùng Megalope và cua bột. Ở bể

đối chứng hàm lượng NH4+ tăng nhanh và đạt mức trên 1mg/l là ngưỡng không phù

hợp cho ấu trùng Megalope và cua bột sinh trưởng bình thường.

44

Khi phân tích ANOVA với mức ý nghĩa = 0,05 cho thấy có sự sai khác về

hàm lượng NH4+ giữa các công thức thí nghiệm.

Hình 3.10: Biến động hàm lƣợng NH4+ trong bể ƣơng

N tổng số

Bảng 3.11: Kết quả theo dõi biến động N tổng số (mg/l)

Thời gian TN

Trung bình ±SD ĐC

Trung bình ±SD

Bắt đầu 0,528±0,011 0,528±0,010

3 ngày 1,074±0,018a 1,514±0,015b

6 ngày 1,228±0,021a 1,873±0,018b

9 ngày 1,606±0,015a 2,032±0,082b

12 ngày 1,906±0,021a 2,626±0,062b

15 ngày 2,256±0,031a 3,026±0,16b

18 ngày 2,446±0,031a 3,473±0,131b

21 ngày 2,858±0,024a 3,245±0,128b

24 ngày 2,625±0,115a 3,542±0,111b

27 ngày 3,192±0,131a 3,844±0,082b

30 ngày 3,134±0,011 3,381±0,124

33 ngày 3,476±0,111 3,635±0,135

35 ngày 3,218±0,056a 3,735±0,123b

(số liệu trong cùng hàng có số mũ khác nhau là khác nhau mức ý nghĩa α ≤ 0.05)

45

Bảng 3.11 và hình 3.10 cho thấy hàm lượng N tổng số ở các bể ương có xu

hướng tăng dần từ đầu đến cuối đợt ương. Hàm lượng N tổng số trung bình dao

động từ 0,528 – 3,476 mg/l ở bể sử dụng chế phẩm và từ 0,528 – 3,844 mg/l ở bể

đối chứng. Phân tích ANOVA cho thấy có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê P<0,05

giữa hàm lượng N tổng số ở bể thí nghiệm và đối chứng

Hình 3.11: Biến động hàm lƣợng N tổng số trong bể ƣơng

Nhu cầu oxy sinh học (BOD5)

Bảng 3.12: Kết quả theo dõi biến động BOD5 (mgO2/l)

Thời gian TN

Trung bình ±SD

ĐC

Trung bình ±SD

Bắt đầu 1,52±0,10a 1,55±0,11a

3 ngày 2,40±0,10a 2,78±0,21a

6 ngày 3,20±0,10a 4,64±0,25b

9 ngày 3,89±0,11a 5,57±0,17

12 ngày 4,25±0,20a 6,22±0,27b

15 ngày 4,57±0,15a 7,52±0,26b

18 ngày 5,22±0,12a 7,55±0,54b

21 ngày 5,60±0,20a 6,78±0,43b

24 ngày 6,00±0,32a 7,65±0,13b

27 ngày 6,50±0,14a 8,58±0,16b

30 ngày 6,70±0,21a 9,23±0,23b

33 ngày 7,00±0,35a 10,53±0,25b

35 ngày 7,70±0,25a 11,55±0,31a

46

Hình 3.12: Biến động hàm lƣợng BOD5 ở các bể thí nghiệm

Hình 3.12 cho thấy hàm lượng BOD5 có sự biến động không đều trong thời

gian nghiên cứu. Hàm lượng BOD5 ở bể thí nghiệm tăng dần từ 1,524 – 7,7mgO2/l,

trung bình là 4,32mgO2/l. Hàm lượng BOD5 ở bể đối chứng tăng dần từ 1,55 –

11,55mgO2/l, trung bình là 6,86mgO2/l. Giá trị BOD tăng dần ở cả hai lô thí

nghiệm nguyên nhân do quá trình tích tụ các hợp chất hữu cơ trong môi trưởng bể

ương, càng về giai đoạn cuối lượng thức ăn càng tăng lên, chất thải cũng tăng dần.

Tuy nhiên kết quả phân tích ANOVA với mức ý nghĩa = 0.05 cho thấy có sự

khác biệt về hàm lượng BOD5 giữa các công thức thí nghiệm. Ở bể đối chứng

không sử dụng chế phẩm giá trị BOD tăng cao và gần vượt ngưỡng giới hạn thích

ứng của ấu trùng cua biển.

Theo Vũ Dũng (1999), BOD phản ánh mức độ gia tăng các chất hữu cơ

trong nước. Hàm lượng BOD5 trong bể ương sử dụng chế phẩm ổn định phản ánh

tác dụng phân huỷ các chất hữu cơ không bền của các chế phẩm vi sinh, việc quản

lý tương đối tốt để hạn chế sự nhiễm bẩn cho bể nuôi.

47

Nhu cầu oxy hoá học(COD)

Bảng 3.13: Kết quả theo dõi biến động COD (mg/l)

Thời gian TN1 ĐC

Bắt đầu 2,8±0,15 2,8±0,12

3 ngày 3,1±0,28a 3,8±0,28a

6 ngày 4,2±0,20a 6,2±0,22b

9 ngày 4,8±0,15a 6,7±0,20b

12 ngày 5,2±0,22a 7,5±0,22b

15 ngày 5,8±0,26a 8,8±0,20b

18 ngày 6±0,15a 8,5±0,28b

21 ngày 6,8±0,25a 8,6±0,42b

24 ngày 7±0,12a 9,4±0,30b

27 ngày 7,5±0,22a 11,2±0,32b

30 ngày 7,5±0,24a 11,6±0,35b

33 ngày 8,2±0,32a 12,6±0,42b

35 ngày 8,5±0,20a 13,6±0,35b

Hình 3.13: Biến động hàm lƣợng COD theo tuần nuôi

Hàm lượng COD ở các bể ương có xu hướng tăng dần từ đầu đến cuối chu

kỳ sản xuất. Hàm lượng COD ở lô thí nghiệm dao động từ 2,8 – 8,5mg/l, trung bình

là 4,64mg/l. Hàm lượng COD ở bể đối chứng từ 2,8 – 13,63mg/l, trung bình là

48

7,73mg/l. Kết quả phân tích ANOVA cho thấy có sự khác biệt giữa lô thí nghiệm

và lô đối chứng (P<0.05).

Theo Nguyễn Trọng Nho (1994), giá trị COD thường cao vào giai đoạn cuối

của chu kỳ nuôi do liên quan đến sự tích luỹ các chất hữu cơ bền vững bao gồm

thức ăn dư thừa và các sản phẩm phân huỷ, xác chết thuỷ sinh vật. Lượng chất hữu

cơ tích luỹ trong hệ thống bể ương ngày càng nhiều làm cho hàm lượng COD ở giai

đoạn sau khá cao. Tuy nhiên, so với tiêu chuẩn ngành 2001 (10 – 20mg/l) thì COD

ở thí nghiệm vẫn nằm trong giới hạn cho phép.

Bảng 3.14. Môi trƣờng nƣớc hệ thống sản xuất cua giống

Thông số Bể thí nghiệm Bể đối chứng Tiêu chuẩn

cho phép

pH 7,7 – 8,2 7,8 – 8,4 7,8 – 8,5

Nhiệt độ (0C) 25 - 30 25 - 30 25 – 32

Độ muối (0/00) 25 - 30 25 - 30 25 – 30

DO (mg/l) 5,6 – 6,5 5,2 – 6,5 >5

NH4+ (mg/l) 0,05 – 0,54 0,05 – 1,15 <1

NO2- (mg/l) 0,002 – 0,104 0,002 – 0,278 <0,25

BOD5(mg O2/l) 1,5 – 7,7 1,5 - 11,5 <10

COD (mg/l) 2,8 – 8,5 2,8 – 13,63 <20

Nhìn chung chỉ số NH4+, NO2

-, NO3

-, COD và BOD5 ở các bể thí nghiệm

có bổ sung chế phẩm sinh học Lymnozyme luôn thấp hơn ao đối chứng và ổn

định, ít biến động lớn so với lô đối chứng.

Nhận xét: Môi trường nước trong các bể thí nghiệm ổn định và sạch hơn so với bể

đối chứng. Trong điều kiện các Trại sản xuất giống không có nước mặn độ muối

cao, việc sử dụng hệ thống lọc sinh học có bổ sung chế phẩm sinh học định kỳ là

giải pháp phù hợp.

49

4.3.3. Tỷ lệ sống của ấu trùng cua trong thí nghiệm

Bảng 3.15: Tỷ lệ sống của ấu trùng trong thí nghiệm

Lô thí

nghiệm

Tỷ lệ sống qua mỗi giai đoạn của ấu trùng từ Zoae - Megalope (%)

Z1-Z2 Z2-Z3 Z3-Z4 Z4-Z5 Z5-Me

TN 75,2±2,34 80±1,23b 76±2,21 80±2,56b 75±3,11b

ĐC 74,5±3,45 70,2±2,45a 67,73±3,43 64,98±3,22a 52,5±3,22a

(Số liệu cùng cột có số mũ giống nhau là giống nhau với mức ý nghĩa = 0.05)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

Z1-Z2 Z2-Z3 Z3-Z4 Z4-Z5 Z5-Me

Giai đoạn

Tỷ l

ệ (

%)

TN

ĐC

Hình 3.14: Tỷ lệ sống qua mỗi giai đoạn của ấu trùng cua biển

Ở các giai đoạn từ Z1 chuyển sang Z2,Z3,Z4 không có sự sai khác lớn về tỷ lệ

sống giữa các bể thí nghiệm. Nguyên nhân do chất lượng nước phù hợp cho ấu

trùng phát triển. Từ giai đoạn Z3 chuyển sang Z4 và giai đoạn Z4 chuyển sang Z5 ở

lô thí nghiệm tỷ lệ sống cao hơn so với lô đối chứng (P<0,05). Ở giai đoạn Z5

chuyển sang Megalope, lô thí nghiệm sử dụng chế phẩm có tỷ lệ sống cao hơn

(13,3%) so với lô đối chứng. Đây cũng là thời điểm chất lượng nước ảnh hưởng tới

quá trình biến thái của ấu trùng. Tác dụng của các chủng vi sinh vật trong chế phẩm

đã có hiệu quả rõ rệt cải thiện chất lượng nước là một trong những nguyên nhân

dẫn tới sự khác biệt về tỷ lệ sống của ấu trùng.

50

Bảng 3.16: Thời gian biến thái của ấu trùng cua biển

Lô thí

nghiệm

THỜI GIAN LỘT XÁC CỦA ẤU TRÙNG CUA TỪ

GIAI ĐOẠN ZOEA – MEGALOPA (h)

Z1-Z2 Z2-Z3 Z3-Z4 Z4-Z5 Z5-Me

TN 83,006,57 80,006,57 72,672,87 86,332,87 85,004,97

ĐC 83,676,25 80,75,17 75,333,79 88,007,45 86,673,79

Các lô thí nghiệm và đối chứng không có sự khác biệt về thời gian biến thái

từ giai đoạn Z1 trung bình sau 83,67 giờ chúng chuyển sang giai đoạn Z2. Sang giai

đoạn chuyển từ Z2 sang Z3 thời gian biến thái 80,25 giờ. Giai đoạn Z3 chuyển sang

Z4, 75,33 giờ từ giai đoạn Z4 chuyển sang Z5 và 80,67 giờ từ Z5 sang Me.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Z1-Z2 Z2-Z3 Z3-Z4 Z4-Z5 Z5-Me

Giai đoạn

Thời

gian

biến

thái

(h) TN

ĐC

Hình 3.15: Tỷ Thời gian biến thái của ấu trùng cua biển

4.3.4. Tỷ lệ sống của Megalopa sang Cua bột

Bảng 3.17: Tỷ lệ sống từ ấu trùng Megalopas sang cua bột.

Lô thí nghiệm Me Cua

TN1 100 80,75b ± 6,51

ĐC 100 64,05a ± 9,01

So sánh kết quả giữa các công thức thí nghiệm thấy: Tỷ lệ chuyển cua bột

của ấu trùng Megalopas ở công thức thí nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh cơ hơn

so với lô đối chứng là 16,7 %. Sự chênh lệch tỷ lệ sống có thể do chất lượng nước ở

bể sử dụng chế phẩm luôn ổn định và tốt hơn so với lô đối chứng.

51

4.5. Hiệu quả kinh tế

Bảng 3.18. Các thông số sản xuất (1 chu kỳ sản xuất giống)

Các thông số sản xuất

Công nghệ sản xuất

Thí nghiệm

Sử dụng chế phẩm sinh

học, lọc tuần hoàn

Đối chứng

Thay nước, xử lý hoá

chất

Diện tích bể 60 60

Lượng nước thay 30% 250%

Số công lao động/đợt 2 2

Mật độ ấu trùng Zoae 1 (con/l) 70 50

Tỷ lệ sống (%) đến cua bột 8,2 5,8

Thời gian nuôi (ngày) 35 ngày 35 ngày

Bảng 3.19. Chi phí sản xuất

Chi phí sản xuất

Lô thí nghiệm

Sử dụng chế phẩm sinh học, lọc

tuần hoàn

Lô đối chứng

Thay nƣớc, xử lý hoá

chất

Số

lượng

Đơn giá

(đồng)

Thành tiền

(đồng)

Số lượng Thành tiền

(đồng)

Khấu hao cơ sở vật

chất 1 vụ (5tháng)

3.000.000

-

1.500.000

Cua mẹ 10kg 1000.000 10.000.000 10.000.000

Hoá chất xử lý nước 2.200.000 3.000.000

Nước mặn 120

m3

80.000

đ/m3

9.600.000 180m3 14.400.000

Chế phẩm sinh học 2.500.000 0

Thuốc phòng trị bệnh 2.000.000 5.000.000

Điện, dầu 2.500.00 2.500.000

Thức ăn ấu trùng 0 0

Artemia 3kg 4.200.000 12.600.000 3kg 12.600.000

Thức ăn công nghiệp 3 1.500.00 4.500.000 3 4.500.000

Lương 2 3.000.000 6.000.000 2 6.000.000

Tổng chi - - 54.900.000 - 59.500.00

52

Bảng 3.20. Tổng thu

Tổng thu Số lƣợng Đơn giá

(đồng)

Thành tiền

(đồng)

Thí nghiệm 217.500 700 152.250.000

Đối chứng 180.600 700 126.420.000

Bảng 3.21. Doanh thu và hiệu quả kinh tế

Chỉ tiêu Sử dụng chế phẩm sinh

học, tuần hoàn nƣớc

Sử dụng hoá

chất, thay nƣớc

Doanh thu (đồng) 152.250.000 132.020.000

Tổng chi 54.900.000 59.500.000

Lợi nhuận (đồng) 97.350.000 66.920.000

Lợi nhuận biên (%)

(Lợi nhuận / doanh thu)

64,94 52,95

Mặc dầu chi phí cho việc mua chế phẩm sinh học và xây dựng bể lọc tuần

hoàn, tuy nhiên đã tiết kiệm đáng kể lượng nước thay trong chu kỳ sản xuất. Đây là

ưu điểm quan trọng và rất có ý nghĩa đối với các trang trại sản xuất giống khó khăn

về nguồn nước mặn.

Lợi nhuận của lô thí nghiệm cao hơn so với lô đối chứng gấp 1,47 lần.

Xét tất cả các chỉ tiêu kinh tế khác thì mô hình thí nghiệm cũng hiệu quả hơn.

Mặt khác, sử dụng công nghệ dùng chế phẩm sinh học trong xử lý và quản lý

môi trường trong hệ thống sản xuất cua giống không chỉ dựa trên các chỉ số kinh

tế tạm thời mà còn xét đến khía cạnh bền vững trong tương lai. Điều này,

phương thức sản xuất hiện tại quá lạm dụng hoá chất và kháng sinh không thể

thực hiện được.

53

CHƢƠNG IV: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT

4.1. Kết luận

Chất lƣợng nƣớc thải từ trại sản xuất giống cua biển.

Các thông số cho thấy nước thải từ các trại sản xuất giống cua biển hầu hết

bị ô nhiễm. Các chỉ tiêu môi trường nước vượt quá tiêu chuẩn cho phép đối với

nước thải ra khu vực nước ven bờ. Các chất ô nhiễm chủ yếu là hữu cơ sản phẩm

của thức ăn thừa, phân thải của vật nuôi.

Khả năng xử lý nƣớc thải bằng chế phẩm vi sinh

Sau 05 ngày thử nghiệm sử dụng chế phẩm vi sinh để xử lý nước thải trại

sản xuất giống cua biển, chất lượng nước môi trường nước thải đã được cải thiện rõ

rệt. Hàm lượng NH4+; NO2

-; NO-3; BOD5; COD ở các lô sử dụng chế phẩm đã giảm

đáng kể so với ban đầu và so với lô đối chứng.

Ở các lô sử dụng chế phẩm, hàm lượng NH4+ giảm 90%, lô đối chứng chỉ

giảm 40%; hàm lượng NO2- giảm 90 – 92%; lô đối chứng chỉ giảm 31%; hàm

lượng BOD5 giảm 92 – 95%, lô đối chứng giảm 25 - 30%; hàm lượng COD giảm

90 – 92%, lô đối chứng giảm 32%.

Hiệu quả của phƣơng pháp xử lý nƣớc thải bằng chế phẩm vi sinh ở quy mô

sản xuất

Về biến động các yếu tố môi trường: Chất lượng nước trong các bể thí

nghiệm sử dụng chế phẩm sinh học ổn định hơn so với các bể đổi chứng. Kết quả

phân tích mẫu nước cho thấy các yếu tố thuỷ hoá như: NH4+, NO2, H2S, BOD5,

COD đều có xu hướng tăng dần từ đầu đến cuối chu kỳ sản xuất, tuy nhiên biến

động nhỏ và dao động trong ngưỡng phù hợp cho ấu trùng cua biển sinh trưởng và

phát triển bình thường. Lô đối chứng tốc độ ô nhiễm tăng nhanh hơn, chất lượng

nước ngày càng xấu đi và một số chỉ tiêu vượt ngưỡng phù hợp của ấu trùng.

Điều này cho thấy chế phẩm vi sinh có vai trò khá quan trọng trong việc

giảm thiểu ô nhiễm môi trường, hạn chế tốc độ gia tăng của các khí độc thúc đẩy

quá trình khoáng hoá diễn ra nhanh hơn.

54

Về hiệu quả sản xuất

- Tỷ lệ sống của ấu trùng ở các bể sử dụng chế phẩm cao hơn so với lô đối chứng

16,7% thời gian chuyển giai đoạn từ Z4 – Z5 và Z5 – Me của ấu trùng trong các bể

thí nghiệm đều nhanh hơn so với lô đối chứng.

- Lợi nhuận của lô thí nghiệm cao hơn so với lô đối chứng gấp 1,47 lần. Các chỉ

số đánh giá về hiệu quả kinh tế của lô thí nghiệm đều cao hơn so với lô đối chứng.

Sử dụng biện pháp xử lý nước bằng phương pháp sinh học sử dụng chế phẩm

sinh học có hiệu quả cao trong việc làm sạch nước thải, phân huỷ chất thải hữu cơ,

duy trì ổn định và cải thiện chất trong bể ương ảnh hưởng tích cực tới tỷ lệ sống và

hiệu quả sản xuất.

4.2. Đề xuất

Sử dụng các chế phẩm vi sinh trong xử lý và cải thiện chất lượng nước trong

sản xuất giống và nuôi thương phẩm là có hiệu quả, cần thiết áp dụng vào hoạt

động thực tế sản xuất.

Hiện nay việc sản xuất chế phẩm vi sinh ở Việt nam còn rất ít chủ yếu nhập

khẩu nước ngoài, do vậy cần thiết nghiên cứu sản xuất chế phẩm vi sinh với các

chủng vi khuẩn bản địa chắc chắn sẽ mang lại hiệu quả cao vừa giảm giá thành và

tăng sức cạnh tranh với thị trường ngoài nước.

55

CHƢƠNG V. TÀI LIỆU THAM KHẢO

Tiếng Việt

1. Nguyễn Đình Bảng. Xử lý ô nhiễm môi trường nước. ĐHKHTN-ĐHQG Hà

Nội

2. Lê Văn Cát, Phạm Thị Hồng Đức, Lê Ngọc Lộc., 2008. Nghiên cứu công

nghệ tái sử dụng nước nuôi giống thuỷ sản nhằm mục đích phát triển sản xuất bền

vững và kiểm soát ô nhiễm môi trường.

3. Hoàng Đức Đạt (1993), Kỹ thuật sản xuất cua giống và nuôi cua thương

phẩm loài cua biển Scylla serrata (Forkall), Tập huấn khuyến ngư khu vực phía

Nam. Cần Thơ 10 – 12/11/1993, Xuất bản Vụ quản lý nghề cá - Bộ Thuỷ sản.

4. Hoàng Đức Đạt (2004), Kỹ thuật nuôi cua biển, Nhà xuất bản Nông nghiệp,

TP Hồ Chí Minh.

5. Đoàn Văn Đẩu (1995), Bước đầu thử nghiệm nuôi vỗ cua mẹ và ương nuôi

ấu trùng cua biển (Scylla serrata), Báo cáo Khoa học Hội nghị Sinh học biển lần

thứ nhất 27 – 28/10/1995. Nha Trang 1995. Tháng 4/1975 – 4/1985.

6. Trần Tứ Hiếu, Nguyễn Văn Nội, Cơ Sở hóa học môi trường. Đại học Khoa

học tự nhiên – Đại học Quốc gia Hà nôi.

7. Khoa Thuỷ sản trường Đại học Cần Thơ (1994), Kỹ thuật nuôi Thuỷ sản

Nước lợ, Nhà xuất bản Nông nghiệp, Hà Nội.

8. Nguyễn Cơ Thạch (1999). "Bước đầu sinh sản nhân tạo loài cua biển Scylla

serrata”. Tuyển tập báo cáo khoa học Viện nghiên cứu Nuôi trồng thuỷ sản III

9. Nguyễn Việt Nam (2003). Giáo trình nuôi và sinh sản giáp xác.

10. Trương Trọng Nghĩa và Trần Ngọc Hải (2002). Kỹ thật nuôi cua biển, Đại

học Cần Thơ, Cần Thơ.

11. Nguyễn Cơ Thạch (2000). Báo cáo khoa học “Nghiên cứu sinh sản nhân tạo

cua biển loài cua Scylla paramanosain Estampador, 1949 ”, Viện nghiên cứu Nuôi

trồng thuỷ sản III.

56

12. Nguyễn Cơ Thạch và Trương Quốc Thái (1949). Báo cáo kết quả nghiên

cứu Ảnh hưởng của độ muối và thức ăn đến sự phát triển của giai đoạn phôi và ấu

trùng cua Scylla serratvar.paramamosain Esstampador.

13. Nguyễn Trung Tạng (2004). Sinh học và sinh thái học biển, Nhà xuất bản

Đại học Quốc gia Hà Nội, Hà Nội.

14. Trương Quốc Thái và Nguyễn Cơ Thạch (2000). Ảnh hưởng của độ muối và

thức ăn đến sự phát triển của giai đoạn phôi và ấu trùng cua Scylla serrata và

Sylla paramamosain Estampador, 1949.

15. Viện nghiên cứu Nuôi trồng thuỷ sản III (2003). "Quy trình sản xuất loài cua

biển Scylla serrata”. Tuyển tập báo cáo khoa học Viện nghiên cứu Nuôi trồng thuỷ

sản III, NXB Khoa học kĩ thuật.

Tiếng Anh

1. Austin, B., Stuckey, L.F., Robertson, P.A.W., Effendi, I. and Griffith,

D.R.W., 1995. A probiotic strain of Vibrio alginolyticus effective in reducing

diseases caused by Aeromonas salminicida, Vibrio anguillarum and Vibrio ordalii.

J. Fish. Dis. 18: 93–96.

2. Baylon, J.C., Failaman, A.N., 1999. Larval rearing of mud crab Scylla

serrata in the Philippines. In: Keenan, C.P., Blackshaw, A. (Eds.).

3. Campos JL, Mosquera-Corral A, Sánchez M, Méndez R, Lema JM (2002)

Nitrification in saline wastewater with high ammonia concentration in an activated

sludge unit. Water Res. 36:2555–2560.

4. Catalan-Sakairi MAB, Wang PC, Matsumura M (1997) Nitrification

performance of marine nitrifiers immobilized in polyester and macro-porous

cellulose carriers. Fermentation and Bioeng. 84:563–571.

5. Catalan-Sakairi MAB, Yasuda K, Matsumura M (1996).Nitrogen removal in

seawater using nitrifying and denitrifying bacteria immobilized in porous cellulose

carrier. Water Sci. Technol. 34:267–274.

6. Churchill, G.J., 2003. An investigation into the captive spawning, egg

characteristics and egg quality of the mud crab (Scylla serrata) in South Africa.

57

MSc thesis. Department of Ichthyology and Fisheries Science. Rhodes University,

Grahamstown, South Africa, 111 pp.

7. Clegg SL, Whitfield M (1995). A chemical model of seawater including

dissolved ammonia and the stoichiometric dissociation constant of ammonia in

estuarine water and seawater from −2 to 40°C. Geochimica et Cosmochimica

Acta. 59:2403–2421.

8. Colt J. (2006). Water quality requirement for reuse systems. Aquacultural

engineering. 34:143-156.

9. crab Scylla serrata from four locations in Southeast Asia. Marine Biology

128, 55- 62.

10. Dahl C, Sund C, Kristensen GH, Vredenbregt L (1997) Combined biological

nitrification and denitrification of high-salinity wastewater. Water Sci. Technol.

36:345–52.

11. Dincer AR, Kargi F (1999) Salt inhibition of nitrification and denitrification

in saline wastewater. Environ. Technol. 29:1147–1153.

12. Dincer AR, Kargi F (2001) Salt inhibition kinetics in nitrification of

synthetic saline wastewater. Enzyme and Microbial Technology 28:661–665.

13. Djunaidah, I. S., Wille, M., Kontara, E. K., Sorgeloos, P., 2003.

Reproductive performance and offspring quality in mud crab (Scylla

paramamosain) broodstock feed different diets. Aquaculture International 11 (1-2),

3-15.

14. Fukami, K., Nishijima, T., Ishida, Y., 1997. Stimulative and inhibitory

effects of bacteria on the growth of microalgae. Hydrobiologia 358, 185–191

15. Fuller R (1992) Probiotics: History and Development of Probiotics.

Chapman & Hall, New York.

16. Gildberg, A., Mikkelsen, H., Sandaker, E. and Ringo, E., 1997. Probiotic

effect of lactic acid bacteria in the feed on growth and survival of fry of Atlantic

cod (Gadus morhua). Hydrobiologia 352: 279–285..

17. Greenfield PF, Eckenfelder WW (2002) The impact of sea water flushing on

biological nitrification-denitrification activated sludge sewage treatment process.

Water Sci.Technol. 46:209–216. Purkhold U.

58

18. Heasman, M.P. and Fielder, D.R. (1983). Laboratory spawning and mass

rearing of the mangrove crab, Scylla serrata (Forskal), from first Zoea to first crab

stage. p. 303- 316 In: Aquaculture, 34, Elsevier Science Publisheries B.V.,

Amsterdam

19. Hunik JH, Meijer HJG, Tramper J (1993). Kinetics of Nitrobacter agilis at

extreme substrate, product and salt concentrations. Appl. Microbiol. Biotechnol.

40:442– 448.

20. Jayamanne, S. C. and Jinadasa, J., 1991. Food and feeding habits of the mud

crab, Scylla serrata Foskal inhabiting the west coats of Sri Lanka.Vidyodaya

journal of science. 3, 61-70.

21. Jones, D. A., Jule, A. B. and Holland, L., 1997. Larval nutrition. IN:

crustacean Nutrition. Advances in World Aquaculture. Volume 6.

22. Keen, C. P. Davie, P. and Mann D. 1998, “A revision of the genus Scylla,

thoughout the Indowest Pacific”, Raffles Bulletin of Zoology 46.

23. Keenan and A. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab aquaculture and

biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin,

Australia, 21-24 April 1997. ACIAR Proceedings No.78, 216 p.

24. Kennedy, S.B., Tucker, J.W.J., Thomersen, M. and Sennett, D.G., 1998.

Current methodology for the use of probiotic bacteria in the culture of marine fish

larvae. Aquaculture '98 Book of Abstracts, 286.

25. Kent E. Carpenter and Volker H. Niem, (1998), “The living marine

resources of the westem cental pacific”, vol 2: Cephalopods, Crustacean,

Holothurians and sharks. Food and Agriculture organization of the United Nations.

26. Lara-Flores, M., Olvera-Novoa, M.A., Guzman-Mendez, B.E. & and Lopez-

Madrid, W., (2003.) Use of the bacteria Streptococcus faecium and Lactobacillus

acidophilus, and the yeast Saccharomyces cerevisiae as growth promoters in Nile

tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture 216: 193–201

27. Li, S., Zeng, C., Tang, H., Wang, G., Lin, Q., 1999. Investigations into the

reproductive and larval culture biology of the mud crab, Scylla paramamosain: A

research overview. In Keenan, C.P.,

59

28. Blackshaw, A. (Eds). Mud crab Aquaculture and Biology. Procedings of an

International Scientific Forum. Darwin, Australia, 21-24 Aprill 1997. ACIAR

Proceeding No. 78, 121-124.

29. M. L. Seneriches-Abiera., F.Parado., G.A. Gonzales., 2007. Acute toxicity of

nitrite to mud crab Scylla serrata (Forsskål) larvae. Aquaculture Research,

Volume 38, Issue 14, 1495–1499, October 2007.

30. Mann, D., Asakawa, T., Blackshaw, A., 1999a. Performance of mud crab

Scylla serrata broodstock held at Bribie Island Aquaculture Research Center. In:

Keenan, C.P., Blackshaw, A. (Eds.).

31. Mann, D., Asakawa, T., Pizzuto, M., 1999b. Development of a hatchery

system for larvae of the mud crab Scylla serrata at the Bribie Island Aquaculture

Research Center. In: Keenan, C.P., Blackshaw, A. (Eds.).

32. Marichamy, R and S. Rajapackiam. 1991. Experiments on larval rearing and

seed production of the mud crab Scylla serrata (Forskal). In Angell, C.A. (ed)

BOBP.

33. Moriarty.D. J. W. , 1999. Disease Control in Shrimp Aquaculture with

Probiotic Bacteria

34. Nair, S., Tsukamota, K., Shimidu, U., 1985. Distribution of bacteriolytic

bacteria in the coastal marine environment of Japan. Bulletin of the Japanese

Society of Scientific Fisheries 51(9), 1469-1473.

35. Nghia T.T., Wille, M. and Sorgeloos, P. 2001. Overview of larval rearing

techniques for the mub crab (Scylla paramamosain), with special attention to the

nutritional, aspects in the Mekong Delta, Vietnam. In 2001 workshop on mud crab

culture, ecology and fisheres, pp. 13-14. University of Cantho.

36. Overton J. L., Macintosh D.J. & Thorpe R.S. (1997) Multivariable analysis

of the mud

37. Quinitio, E.T., Parado-Estepa, F.D., 2001. Simulated transport of Scylla

serrata zoeae at various loading densities. Asian Fisheries Science 14 (2), 225-230.

38. Quinitio, E.T., Parado-Estepa, F.D., 2001. Simulated transport of Scylla

serrata zoeae at various loading densities. Asian Fisheries Science 14 (2), 225-230.

60

39. Rengpirat, S. 1998. Effects of a probiotic bacterium on black tiger shrimp

penaeus monodon survival and growth. Aquaculture 167 (1998); 301-313

40. Rico-Mora, R., Voltolina, D., Villaescusa-Celaya, J.A., 1998. Biological

control of Vibrio alginolyticus in Skeletonema costatum (Bacillariophyceae)

cultures. Aquacultural Engineering 19, 1–6.

41. Sakai, 1999. Current research status of fish immunostimulant. Aquaculture

172: 63 -92.

42. Sugita, H., Matsuo, N., Hirose, Y., Iwato, M., Deguchi, Y., 1997. Vibrio sp.

strain NM 10, isolated from the intestine of a Japanese coastal fish, has an

inhibitory effect against Pasteurella piscicida. Applied and Environmental

Microbiology 63 (12), 4986–4989.

43. Timmons M.B., et al (2002). Recirculating aquaculture systems. 2nd edi.

NRAC Publ. 2002

44. Vaseeharan, B. and Ramasamy, P., 2003. Control of pathogenic Vibrio spp.

by Bacillus subtilis BT23, a possible probiotic treatment for black tiger shrimp

Penaeus monodon. Lett. Appl. Microbiol. 36: 83–87

45. Verschuere, L., Rombaut, G., Sorgeloos, P., Verstraete, W., 2000. Probiotic

bacteria as biological control agents in aquaculture. Microbiology and Molecular

Biology Review 64, 655–671

46. Vredenbregt LHJ, Nielsen K, Potma AA, Kristensen GH, Sund C (1997)

Fluid bed biological nitrification and denitrification in high salinity wastewater.

Water Sci. Technol. 36:93–100.

47. Wang,Y.B., 2007. Effect of probiotics on growth performance and digestive

enzyme activity of the shrimp Penaeus vannamei.

48. Williams, G.R., Ruscoe, I.M., Naylor, R., Moir, C., Shelley, C.C., 2002. The

effects of pre-conditioning culture water on mud crab Scylla serrata larval

survival. In: Book of abstracts of World Aquaculture 2002. International

Aquaculture Conference and Exposition. Beijing, China, 23-27 April 2002, pp. 821.

49. Woolard CR, Irvine RL (1995) Treatment of hypersaline wastewater in the

sequencing batch reactor. Water Res. 29:1159–1168.

50. World Bank. (2001) World Development Indicators.

61

51. Yu SM, Leung WY, Ho KM, Yasuda K & Taga N (1980) A mass culture

method for Artemis salina using bacteria as food. Mer 18: 53–62.

52. Yunus,T, L. Ahmad, Rusdi, and D.Makatutu. 1994a. Experiments on larval

rearing of the mangrove crab, Scylla serrata, at different salinities, Research

Journal on Coastal Aquaculture, 10 (3): 31-38.

62

63

PHỤ LỤC MỘT SỐ HÌNH ẢNH HOẠT ĐỘNG CỦA ĐỀ TÀI

Hệ thống bể ƣơng giống Bể lọc sinh học

Bể ương ấu trùng Nước thải từ bể ương vào bể lọc sinh học

Nước trong ngăn chứa 2 bể lọc sinh học

64

Thí nghiệm xử lý nước thải

Chế phẩm sinh học Lymnozyme

Cua bột 02 ngày tuổi