Informe final práctica microbiología v2.0

INFORME FINAL PRÁCTICA LABORATORIOCURSO MICROBIOLOGÍA.

ADRIANA MARCELA PEÑA QUINAAURA PAOLA ANDRADE

CARLOS MARIO VALENCIA VALENCIA

Directora Curso:

SANDRA PATRICIA MONTENEGRO

UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIAESCUELA DE CIENCIAS AGRARIAS, PECUARIAS Y DEL MEDIO AMBIENTE

ESPECIALIZACIÓN EN BIOTECNOLOGÍA AGRARIACURSO DE MICROBIOLOGIA

MAYO 2015

1. INTRODUCCIÓN.

El curso de Microbiología de la especialización de Biotecnología Agraria, dictado a los estudiantes por la UNAD, contempla en su contenido académico, la realización de una práctica de laboratorio, como medio de reforzar los conocimientos adquiridos durante el curso.

La práctica del laboratorio se realizó los días 16, 17 y 18 de Mayo del 2.015, en los laboratorios, de la sede principal de la UNAD José Celestino Mutis, en la ciudad de Bogotá.

El objetivo fundamental de la práctica de laboratorio, es el de dar a conocer y comprender los procedimientos y técnicas propias para el análisis microbiológico del suelo, a los estudiantes del curso de microbiología., teniendo como elementos fundamentales el de adquirir conocimientos y comprensión de las técnicas de recuento microbiano, los métodos y principios para el manejo de muestras con diluciones, además de la determinación de microorganismos patógenos del suelo y su importancia.

En el laboratorio se revisaron las temáticas: Análisis microbiológico del suelo, recuentos microbianos: Recuentos viables (recuento en placa en superficie y Número más probable) y determinación de microorganismos patógenos del suelo.

Se destaca laboratorio la importancia de la realización de análisis microbiológicos al suelo ya que nos permiten determinar la carga microbiana de grupos específicos de microorganismos cultivables con características comunes (recuentos microbianos) así como el aislamiento y tipificación de sus géneros y especies.

Además de la realización del análisis microbiológico del suelo, es necesario comprender el metabolismo microbiano y la caracterización de los mismos, ya que de este depende su correcta identificación y conocimiento de actividad en el suelo, es necesario entonces conocer sus características morfológicas, fisiológicas, metabólicas, ecológicas y genéticas.

Para llevar a cabo lo propuesto anteriormente, es necesario realizar la identificación los microorganismos, para lo cual es indispensable, previamente cultivarlo y aislarlo. La presencia de crecimiento se establece por la aparición de colonias en medio sólido y de turbidez en medio líquido. Debe tenerse en cuenta la posible identidad del microorganismo por: el origen de la muestra, características morfotintoriales, patrón de crecimiento en medios diferenciales, selectivos y para pruebas bioquímicas, y propiedades hemolíticas, metabólicas y fermentadoras en varios medios ,

2. OBJETIVOS GENERALES

Conocer y comprender los procedimientos y técnicas propias para el análisis microbiológico del suelo.

Conocer y comprender los procedimientos y fundamentación de las pruebas bioquímicas como herramienta útil en los procesos de tipificación bacteriana.

Conocer y comprender las características morfológicas y tintoriales de las baterías y su utilidad en los procesos de tipificación. Adicionalmente conocer la cámara de Neubauer y su utilidad para la realización de recuentos celulares.

2.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS.

Conocer y comprender las técnicas de recuento microbiano. Comprender los métodos y principios para el manejo de muestras con diluciones. Conocer y comprender las técnicas para determinación de microorganismos

patógenos del suelo y su importancia. Conocer y comprender algunos procesos metabólicos bacterianos. Comprender los métodos y principios para los procesos de aislamiento y tipificación

bacteriana. Establecer la clasificación bacteriana de acuerdo a sus características morfológicas. Conocer los procesos adecuados y necesarios para el montaje de extendidos

bacterianos, la técnica y fundamentación de la coloración de Gram y su utilidad. Conocer las características de la cámara de Neubauer. Conocer y comprender los procesos para la realización de los recuentos celulares

en la cámara de NeuBauer

3. MATERIALES Y METODOLOGÍA.

3.1 PRÁCTICA MICROBIOLOGÍA DE SUELOS

Materiales practica 3.1- Erlenmeyer con 99 ml de agua peptonada estéril- Tubos de ensayo con 9 ml de agua peptonada estéril- Pipeteadores- Piperas de 1ml estériles- Gradillas- Cajas de petri con agar nutritivo- Tubos con caldo lactosado bilis verde brillante y tubo de Durham- Cajas de petri con los medios VRBA, Mackonkey , King B, Agar

cetrimide, YDCA y OF- Asas de vidrio para expandir la muestra- Asa bacteriológica- Balanza

Metodología practica 3.1Preparación de la muestra Recuentos microbianos Determinación de patógenos del suelo.

Pesar 1 gr de suelo y adicionarlo en condiciones de asepsia a un Erlenmeyer con 99 m de agua peptonada estéril.

Mezclar y dejar en reposo. (Dilución 10 -2) En una gradilla organizar una serie de 12 tubos con agua peptonada estéril y previamente marcados numerando diluciones sucesivas, tomar 1 ml de la dilución inicial y adicionarla al tubo marcado con la dilución 10-3.

Después de mezclar y con distinta pipeta, realizar sucesivamente y en igual forma diluciones hasta la dilución 10-12.

El recuento de bacterias heterótrofas en placa y el recuento de coliformes por NMP se realizarán en forma sincrónica. Para ello: Se organizará el material así: se seleccionarán tres tubos de

diluciones sucesivas que serán nuestras muestras de trabajo. Para cada dilución se organizarán 2 cajas de agar nutritivo y tres tubos de caldo lactosado bilis verde brillante. El material debe ser marcado adecuadamente con el número de la dilución y grupo correspondiente.

Siembra: adicionar 0.1 ml de la dilución seleccionada en el centro de cada una de las 2 cajas correspondientes para esa dilución, con la misma pipeta, adicionar 1 ml de la misma dilución a cada uno de los 3 tubos con caldo lactosado bilis verde brillante correspondientes. Para cada dilución se realizará el mismo procedimiento.

Tomar cada caja de agar nutritivo con el asa de vidrio previa esterilización se realizará la distribución de la muestra asegurando una distribución homogénea por toda la superficie del medio.

Incubar para su lectura en la siguiente práctica de acuerdo al proceso investigativo realizada para dar el resultado como UFC de bacterias heterótrofas por gr de suelo.PRUEBA CONFIRMATORIA PARA COLIFORMES TOTALES:Después de su incubación, aquellos tubos donde se observe turbidez y producción de gas serán sembrados en medio EMB para su posterior lectura después de incubar 24 horas a 37°C. El establecer las muestras positivas por cada dilución permitirá realizar los cálculos estableciendo en la tabla existente para ello el NMP y realizar los cálculos de acuerdo a la fórmula investigada para que se reporte finalmente como NMP de coliformes totales por gr de suelo.

Para el aislamiento y tipificación de patógenos se partirá de las últimas diluciones obtenidas en la preparación de la muestra inicial. Se utilizarán los siguientes medios: VRBA, Mackonkey , King B, Agar cetrimide, YDCA y OF.

Tomar de cada una de las últimas diluciones y sembrar en una caja de cada uno de los medios anteriormente anotados.

Incubar durante 24 horas y de acuerdo a la lectura realizar nuevas siembras así:

Ante sospecha de presencia de enterobacterias en el medio mackonkey realizar tipificación con pruebas bioquímicas y en caso de crecimiento en el medio YDCA para Xanthomonas, realizar repique en medio OF.

3.2 METABOLISMO MICROBIANO

Materiales practica 3.2- Asa bacteriológica- Medios de cultivo: EMB, Makconkey, SS, TSI, LIA, Simons citrato,

SIM, úrea, MRVP.- Cepas para cultivo en Agar nutritivo.- Incubadora

Metodología practica 3.2 Realice una descripción de los medios de cultivo antes de ser

inoculados. Marque los medios de cultivo con el número de cepa y número de su

grupo. Realice mediante el método de siembra en rejilla la siembra de los

medios EMB, Mackonkey y SS previa esterilización y enfriamiento del asa bacteriológica antes y después de cada siembra.

Siembre el medio de urea y MRVP (líquidos). Para los tubos en agar inclinado (LIA, Simons citrato y TSI), siembre

con asa horizontal, inoculando en profundidad y luego con estría en superficie.

Recuerde esterilizar el asa antes y después de cada siembra. Siembre el medio de sim (semisólido), por punción hasta el fondo

del tubo. Lleve a incubación a 37°C por 24 horas para su lectura.

3.3 MORFOLOGÍA BACTERIANA

Materiales practica 3.3Asa bacteriológicaLáminas portaobjetoSoluciones para la coloración de Gram (violeta de Gram, lugol, alcohol acetona, fuscina de Gram)Cultivos bacterianosTubos de ensayoSolución salinaPipeteadoresPipetasMicroscopiosCámaras de NeubauerGradillas

Metodología practica 3.3Características morfológicas de las bacterias Determinación de patógenos del suelo.

Para el desarrollo de la práctica cada grupo tendrá en su sitio de trabajo los siguientes elementos: asa bacteriológica, láminas portaobjetos, solución salina, mechero, 2 cultivos para estudio uno en medio sólido y uno en medio líquido. Marcar las láminas con el número de la muestra que

se utilizará en cada una Previa esterilización del asa bacteriológica y después

de su enfriamiento se tomará una muestra del cultivo líquido. Esta se extenderá en el portaobjetos del centro a la periferia en forma ovalada y uniforme.

Esterilizar el asa después del procedimiento. Adicionar una gota pequeña de solución salina en el

centro del portaobjeto. Tomar con el asa estéril, una pequeña muestra de

colonia bacteriana y extender del centro a la periferia en forma uniforme.

Con los frotis secos, fijar mediante calor con ayuda del mechero.

Realizar la coloración de Gram para los dos extendidos.

Observar al microscopio mediante objetivo de inmersión.

Determinar las características morfotintoriales de cada una de las cepas estudiadas

Realice a partir del cultivo a estudio, diluciones seriadas hasta obtener una dilución 10-6Se realizarán los recuentos primero utilizando los cuadrantes externos del retículo y finalmente el cuadrante central para conocer como se utiliza cada uno en los procedimientos y como se realizan los cálculos para ello. Montaje de la cámara: tome la cámara y fije sobre ella la laminilla. Observe las

dos cuadrículas de la cámara ubicadas entre los surcos en forma de H. Con pipeta Pasteur tome una muestra de la dilución a examinar y coloque el

líquido al borde de la laminilla. La muestra se extenderá entre la cámara y la laminilla por capilaridad. Proceda igualmente para montar la muestra en el lado contrario de la cámara.

Observe microscópicamente en pequeño aumento ubicando la cuadrícula, realice un recorrido sobre la misma identificando los diferentes cuadrantes para realizar el recuento y cambie a objetivo de 40x.

Ubíquese en uno de los cuadrantes esquineros con área de 1mm 2 y dividido en 16 cuadros. Realice el recuento de los 16 cuadros en forma organizada y haga lo mismo con los otros tres cuadrantes de las esquinas.

Calcule el número de elementos formes de la dilución y de la muestra original. De su informe en mm 3 y por ml. Explique los cálculos realizados. Cálculos: No de células en mm3

= sumatoria de células en los cuatro cuadrantes/4 X FD X 10 Recuento en el cuadrante central: se utiliza para células de inferior tamaño como

bacterias, sin embargo facilita el recuento de elementos de un poco mas de tamaño en forma rápida.

Recorra el campo microscópico y ubique el cuadrante central revisando su distribución, número de cuadros y subdivisiones.

El cuadrante central (1 mm 2 ) está dividido en 25 cuadros cada uno de 0.2mm 2 y subdividido en 16 cuadros.

Realice el recuento en cinco de los 25 cuadros así: los cuatro esquineros y el del centro. De su informe en mm 3 y por ml. Explique los cálculos realizados. Cálculos:No de células/mm 3

= sumatoria de células en los 5 cuadros X 5 X FD X 10

3.4 MORFOFISIOLOGÍA HONGOS Y PARÁSITOS

Materiales practica 3.4 Cultivos de trabajo Cortes histológicos Pipetas de Pasteur Láminas portaobjeto Láminas cubreobjeto Lugol parasitológico Azul de lactofenol Microscopios

Metodología practica 3.4Práctica 2: características morfológicas de mohos y levaduras

Práctica 3: características morfológicas de los parásitos.

Para el desarrollo de esta práctica se contará en el sitio de trabajo de: mechero, láminas, laminillas, cultivo de levaduras, microcultivo, cultivo de mohos en PDA.OBSERVACIÓN DE LEVADURAS: sobre la lámina coloque una gota de azul de lactofenol y transfiera una pequeña cantidad de cultivo de levadura con ayuda del asa bacteriológica. Coloque la laminilla y observe al microscopio. Describa las estructuras.OBSERVACIÓN DE MOHOS: sobre una lámina portaobjeto coloque una gota de azul de lactofenol y con ayuda del asa micológica transfiera una pequeña porción de la colonia a examinar. Sobre el preparado coloque la laminilla y observe al microscopio. Reconozca las estructuras morfológicas (micelio, hifa, estructuras de reproducción etc). Mencione y describa las estructuras observadas y su importancia en el proceso de diagnóstico para su identificación.OBSERVACIÓN DE MOHOS EN MICROCULTIVO: saque de la caja de petri en la cual se encuentra el cultivo el preparado. Coloque la lámina sobre la platina del microscopio y enfoque observando el centro y las zonas periféricas (borde del agar), identifique las diferentes estructuras micóticas y descríbalas. Mencione las características observadas útiles en el proceso de clasificación.

Para el desarrollo de la práctica se contará con: microscopio, gradilla y muestras de análisis, cortes histológicos.OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE LOS CONCENTRADOS: sobre una lámina portaobjetos adicione una gota de la muestra a examinar y coloque el cubreobjetos sobre ella. Realice un segundo preparado en igual forma pero adicionando una pequeña gota de lugol parasitológico. Observe al microscopio el preparado primero

en 10X y luego en 40X. De acuerdo a lo investigado determine la presencia de huevos de helmintos o formas de protozoarios. Respáldese con el atlas de parasitología y el docente.

Realice la descripción de las formas encontradas y caracterícela de acuerdo a sus estructuras específicas.

OBSERVACIÓN MICROSCOPICA DE CORTES HISTOLÓGICOS: bajo la guía del docente se realizara el estudio y revisión de cortes histológicos y preparados coloreados con diferentes formas parasitarias. Realice la descripción de cada uno de los

preparados revisados y las características de los parásitos relacionados.

4. RESULTADOS

4.1 Práctica microbiología de suelos

Fundamento Caldo lactosado Verde bilis brillante

En el medio de cultivo, la peptona aporta los nutrientes necesarios para el adecuado desarrollo bacteriano, la bilis y el verde brillante son los agentes selectivos que inhiben el desarrollo de bacterias Gram positivas y Gram negativas a excepción de coliformes, y la lactosa es el hidrato de carbono fermentable. Es una propiedad del grupo coliforme, la fermentación de la lactosa con producción de ácido y gas.

Composición

Fórmula (en gramos por litro)

Bilis de buey deshidratada 20.0 Lactosa 10.0 Peptona 10.0 Verde brillante 0.0133pH final: 7.2 ± 0.2

Técnica Numero más probable NMP [1]

El método del Número más probable (NMP) (Most probable number - MPN - en inglés), también conocido como el método de los ceros de Poisson, es una forma de obtener datos cuantitativos en concentraciones de elementos discretos a partir de datos de incidencia positiva/negativa. Es una estrategia eficiente para estimar densidades de población que se emplea cuando una evaluación cuantitativa de elementos individuales no es factible.

El método se basa en determinar la presencia o ausencia (positivo o negativo) de atributos específicos de microorganismos en copias obtenidas por diluciones consecutivas a partir de muestras de suelo u otros ambientes. Se basa en el principio de que una única célula viva puede desarrollarse y producir un cultivo turbio. El método requiere la realización de una serie de diluciones en serie de la muestra de cultivo, en un medio líquido adecuado para el crecimiento de dicho organismo de un volumen diez veces mayor. Luego, se incuban las muestras de esos tubos y, pasado un tiempo, se examinan los tubos. Aquellos tubos que recibieron una o más células microbianas procedentes de la muestra, se pondrán turbios, mientras que los tubos que no recibieron ninguna célula permanecerán transparentes.

Tabla de NMP 95% por gramo de muestra

Fuente: STANDARD METHODS 9221 B. STANDARD TOTAL COLIFORM FERMENTATION TECHNIQUE , JUNE 2003

Para el ejercicio académico se trabajó con muestras de suelo del laboratorio de microbiología JCM la muestra de suelo 1 fue inoculada con entero bacterias para que diesen positivas las pruebas y pudiésemos comparar resultados.

Se inoculo 1 mL de las concentraciones 10 -5 - 10 -6 - 10 -7 y se hicieron 3 repeticiones de cada concentración para hallar el NMP. Se llevaron a incubación por 24 horas y se evaluaron las siguientes características:

- Cambio en la coloración inicial (verde traslucido brillante a turbio) y presencia de burbuja de más de ¼ del tubo de durham si tiene las dos características se toma como positiva la prueba y se le asigna el número 1.

- Si es turbio pero no hay burbuja es negativa la prueba se le asigna 0.- Si tiene burbuja pero esta brillante es negativa la prueba se le asigna 0.

Para el presente informe se presentan los datos de los grupos 1, 2 y 3 en la siguiente tabla.

Tabla de resultados grupo 1,2 y 3

GRUPO 10-5 10-6 10-7

1

Dilución

NMP

10 -5 3

10 -6 3

10 -7 3

2

Dilución NMP

10 -5 0

10 -6 0

10 -7 0

3

Dilución NMP10 -5 0

10 -6 0

10 -7 0

Discusión de los resultados recuentos microbianos.

De acuerdo a la tabla anterior se puede observar que el grupo 1 tiene resultados positivos para la presencia de coliformes ya que el caldo lactosado verde bilis brillante reacciona con el grupo coliforme con la fermentación de la lactosa (turbidez) con producción de ácido y gas (Burbuja).

Analizando la tabla de NMP se busca el número 3-3-3 dado que es positivo en las tres diluciones y aparece que es > 1100 lo cual es positivo para la presencia de coliformes dado que la muestra estaba inculada con cepas de E. coli

Lo ideal es esperar 24 horas y hacer siembra en medios selectivos para identificar características del grupo de estudio. Para esta práctica se trabajó con una bacteria específica para poder visualizar resultados. Por lo tanto no se desarrolló la práctica de determinación de patógenos del suelo dado que no se aislaron bacterias de las muestras de suelo analizadas si no de bacterias ya aisladas para lo cual se hará el análisis en la práctica de metabolismo bacteriano.

4.2 Metabolismo microbiano – Determinación de patógenos del suelo.

Esta práctica consiste en aislar microrganismos de las diluciones y someterlas a pruebas bioquímicas para lo cual se evalúa como se comporta determinada bacteria en un sustrato para esta prueba nuestro grupo trabajo con la bacteria Salmonella enteritidis la cual es un importante patógeno de las aves de corral y ha sido aislada en pollos parrilleros, aves reproductoras y parvadas de ponedoras comerciales. La identificación bacteriológica de aves positivas es difícil debido a la excreción intermitente del organismo. La presencia de

anticuerpos no siempre significa infección, pero es indicativa de exposición previa. Otros grupos trabajaron con Escherichia coli la cual es una enterobacteria que se encuentra generalmente en los intestinos animales, y por ende en las aguas negras, pero se lo puede encontrar en todos lados, dado que es un organismo ubicuo. Por lo tanto es indicador de contaminación por heces. Tambien se trabajó con Enterobacter aerogenes bacilo Gram-negativo, anaeróbico facultativo, no esporulante oxidasa negativo, catalasa positivo, citrato positivo, indol negativo. E. aerogenes es una bacteria patógena causante de infecciones oportunistas y nosocomiales.

A continuación solo se hara la descripción de los resultados obtenidos con Salmonella enteritidis.

Medio SIMEs un medio semisólido destinado a verificar la movilidad, producción de indol y de sulfuro de hidrógeno en un mismo tubo. Es útil para diferenciar miembros de la familia Enterobacteriaceae.

SiembraA partir de un cultivo de 18-24 horas en medio sólido, sembrar por punción profunda con aguja de inoculación recta (no usar ansa con anillo). Se debe inocular el centro del tubo, y la punción debe abarcar 2 tercios de profundidad del medio de cultivo desde la superficie. Es importante que la siembra se realice en línea recta.

IncubaciónDurante 24 horas, a 35-37 °C, en aerobiosis.Luego de la incubación, agregar 3-5 gotas de reactivo de Kovac´s o de Erlich.

Resultados Cepas móviles: producen turbidez del medio, que se extiende mas allá de la línea de

siembra. Cepas inmóviles: el crecimiento se observa solamente en la línea de siembra. Cepas SH2 positivas: ennegrecimiento a lo largo de la línea de siembra o en todo el

medio. Cepas SH2 negativas: el medio permanece sin cambio de color. Cepas indol positivas: desarrollo de color rojo luego de agregar el reactivo de Kovac

´s o de Erlich. Cepas indol negativas: sin cambio de color.

GRUPOSIM MUESTRA

INICIALRESULTADO RESULTADO

S I M

1 E. coli - + +

2 Salmonella enteritidis

+ - +

3 E. coli - - -

4 Enterobacter aerogenesis

- - +

SIM Sulfuro – indol - movilidadPara la bacteria Salmonella enteritidis se observa que es SH2 positiva por el ennegrecimiento en todo el medio. Es indol negativa La prueba del indol es una prueba bioquímica realizada en especies bacterianas para determinar la habilidad del organismo de romper el indol del aminoácido triptófano. Esta división molecular es

lograda por una serie de enzimas intracelulares diferentes, un sistema que en conjunto se le llama con frecuencia triptofanasa. La movilidad es positiva porque esta relacionada con la prueba SH2.

Características de Enterobacteriaceae

En la definición clásica de una Enterobacteriaceae se usan siete criterios básicos, adicional a la aparición de nuevos métodos taxonómicos para incluir a ciertos géneros que no cumplen con todos los siguientes criterios, pero que forman parte de esta familia:

1. Son bacterias gram negativas, la mayoría bacilos, otros cocobacilos y otros pleomórficos.

2. No son exigentes, son de fácil cultivo.3. Son oxidasa negativo (excepto Plesiomonas, que es oxidasa positivo), es decir,

carecen de la enzima citocromo oxidasa.4. Son capaces de reducir nitrato en nitrito.5. Son anaeróbicos facultativos.6. Son fermentadores de carbohidratos en condiciones anaeróbicas con o sin la

producción de gas (en especial glucosa y lactosa), y oxidadores de una amplia gama de substratos en condiciones aeróbicas.

7. Muchos géneros tienen un flagelo que sirve para desplazarse, aunque algunos géneros no son móviles.

Adicional a ello, las enterobacterias no forman esporas, algunas producen toxinas y pueden ser encapsuladas y son organismos catalasa positivos. Son quimioheterótrofos, y necesitan para su crecimiento compuestos simples de carbono y nitrógeno, generalmente sólo con D-glucosa, aunque algunas requieren aminoácidos y vitaminas. La temperatura óptima de crecimiento es de entre 22 °C y 37 °C.

Medio LIA - Lisina Hierro Agar.Medio de cultivo utilizado para diferenciar microorganismos, especialmente Salmonella spp., basado en la decarboxilación / desaminación de la lisina y en la producción de ácido sulfhídrico.

SiembraPor punción profunda con aguja de inoculación.

IncubaciónEn aerobiosis, durante 24 horas a 35-37 °C.

Resultados1- Decarboxilación de la lisina:

-Prueba Positiva: Pico violeta/fondo violeta.-Prueba Negativa: Pico violeta/fondo amarillo.

2-Desaminación de la lisina:

Pico rojizo/fondo amarillo. Esto sucede con cepas del género Proteus, Providencia y alguna cepas de Morganella spp.

3-Producción de ácido sulfhídrico:

-Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite del pico y fondo)Microorganismos Color en el pico de flauta Color en la base del tubo Ennegrecimiento del medio

Proteus mirabilis ATCC 43071 Rojo Amarillo NegativoSalmonella typhimurium ATCC 14028 Púrpura Púrpura Positivo

Salmonella enteritidis ATCC 13076 Púrpura Púrpura PositivoProvidencia spp. Rojo Amarillo Negativo

Citrobacter freundii Púrpura Amarillo PositivoMorganella spp.* Rojo Amarillo NegativoEdwarsiella spp. Púrpura Púrpura Positivo

Klebsiella pneumoniae ATCC 700603 Púrpura Púrpura NegativoEscherichia coli ATCC 25922 Púrpura Púrpura Negativo

*Algunas especies de Morganella spp., pueden desaminar la lisina.

GRUPO LIAMUESTRA

INICIALRESULTADO

1 E.coli -

2 Salmonella enteritidis -

3 E. coli -


-

En el medio de cultivo, la peptona y el extracto de levadura aportan los nutrientes para el desarrollo bacteriano. La glucosa es el hidrato de carbono fermentable, y la lisina es el sustrato utilizado para detectar la presencia de las enzimas decarboxilasa y deaminasa. El citrato de hierro y amonio, y el tiosulfato de sodio, son los indicadores de la producción de ácido sulfhídrico. El purpura de bromocresol, es el indicador de pH, el cual es de color amarillo a pH igual o menor a 5.2, y de color violeta a pH igual o mayor a 6.8.

Por decarboxilación de la lisina, se produce la amina cadaverina, que alcaliniza el medio y esto produce el viraje del indicador al color violeta. La decarboxilación de la lisina, tiene lugar en medio ácido, por lo que es necesario que la glucosa sea previamente fermentada.Los microorganismos que no producen lisina decarboxilasa, pero que son fermentadores de la glucosa, producen un viraje de la totalidad del medio de cultivo al amarillo, pero a las 24 hs de incubación se observa el pico de color violeta debido al consumo de las peptonas, y el fondo amarillo.

La producción de sulfuro de hidrógeno, se visualiza por el ennegrecimiento del medio debido a la formación de sulfuro de hierro.

Las cepas de los géneros Proteus, Providencia y algunas cepas de Morganella, desaminan la lisina, esto produce un ácido alfa-ceto-carbónico, el cual, con la sal de hierro y bajo la influencia del oxígeno forma un color rojizo en la superficie del medio.Teroricamente la prueba para Salmonella enteritidis debe tomar tonalidades descritas en la tabla pero en laboratorio la prueba es negativa quizá por la temperatura o porque no se cumplieron las 24 horas completas.

CIT Simmons Citrato AgarMedio utilizado para la diferenciación de enterobacterias, en base a la capacidad de usar citrato como única fuente de carbono y energía.

SiembraA partir de un cultivo puro de 18-24 horas, sembrar en superficie un inóculo ligero , usando

una ansa sin arrastrar el agar.Incubación

A 35-37 ºC, durante 24-48 horas, en aerobiosis.Algunos microorganismos pueden requerir hasta 4 días de incubación.

Resultados-Positivo: crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad.-Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay desarrollo bacteriano y no hay cambio de color.

En el medio de cultivo, el fosfato monoamónico es la única fuente de nitrógeno y el citrato de sodio es la única fuente de carbono. Ambos componentes son necesarios para el desarrollo bacteriano. Las sales de fosfato forman un sistema buffer, el magnesio es cofactor enzimático. El cloruro de sodio mantiene el balance osmótico, y el azul de bromotimol es el indicador de pH, que vira al color azul en medio alcalino. El medio de cultivo es diferencial en base a que los microorganismos capaces de utilizar citrato como única fuente de carbono, usan sales de amonio como única fuente de nitrógeno, con la consiguiente producción de alcalinidad.

El metabolismo del citrato se realiza, en aquellas bacterias poseedoras de citrato permeasa, a través del ciclo del ácido tricarboxílico. El desdoblamiento del citrato da progresivamente, oxalacetato y piruvato. Este último, en presencia de un medio alcalino, da origen a ácidos orgánicos que, al ser utilizados como fuente de carbono, producen carbonatos y bicarbonatos alcalinos. El medio entonces vira al azul y esto es indicativo de la producción de citrato permeasa.

GRUPOSIMMONS CITRATOCIT

MUESTRA INICIAL RESULTADO

1 E. coli -

2 Salmonella enteritidis +

3 E. coli -

4 Enterobacter aerogenesis +

Salmonella enteritidis es positiva para esta prueba dado que se observó crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad.

TSI Agar-hierro-triple azúcarMedio universalmente empleado para la diferenciación de enterobacterias, en base a la fermentación de glucosa, lactosa, sacarosa y a la producción de ácido sulfhídrico.

SiembraA partir de un cultivo puro, sembrar en TSI, picando el fondo y extendiendo sobre la superficie del medio.

IncubaciónA 35-37°C durante 24 horas, en aerobiosis.

Resultados1-Pico alcalino/fondo ácido (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente fermenta la glucosa.2-Pico ácido/fondo ácido (pico amarillo/fondo amarillo): el microorganismo fermenta glucosa, lactosa y/o sacarosa.

3-Pico alcalino/fondo alcalino (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no fermentador de azúcares.4-La presencia de burbujas, o ruptura del medio de cultivo, indica que el microorganismo produce gas.5-El ennegrecimiento del medio indica que el microorganismo produce ácido sulfhídrico.

En el medio de cultivo, el extracto de carne y la pluripeptona, aportan los nutrientes adecuados para el desarrollo bacteriano. La lactosa, sacarosa y glucosa son los hidratos de carbono fermentables. El tiosulfato de sodio es el sustrato necesario para la producción de ácido sulfhídrico, el sulfato de hierro y amonio, es la fuente de iones Fe3+ , los cuales se combinan con el ácido sulfhídrico y producen sulfuro de hierro, de color negro. El rojo de fenol es el indicador de pH, y el cloruro de sodio mantiene el balance osmótico.

Por fermentación de azúcares, se producen ácidos, que se detectan por medio del indicador rojo de fenol, el cual vira al color amarillo en medio ácido. El tiosulfato de sodio se reduce a sulfuro de hidrógeno el que reacciona luego con una sal de hierro proporcionando el típico sulfuro de hierro de color negro.

GRUPOTSI MUESTRA INICIAL RESULTADO

G L S GAS H2S

1 E. coli + + + - -


+ + - + +

3 E. coli - - - - -


+ + + + -

G: glucosa; L: lactosa; S: sacarosaEs positivo para glucosa y lactosa porque hay cambios en la base y el medio del agar y negativo para sacarosa porque el pico de flauta quedo del color inicial. Se observa una burbuja de aire en la base lo cual es positivo para gas y el color negro es positivo para la producción de H2S

Agar OFMedio de cultivo utilizado en las pruebas bioquímicas de identificación bacteriana en base al metabolismo oxidativo-fermentativo de las bacterias Gram negativas, a la movilidad y producción de gas.

SiembraInocular, por cada hidrato de carbono que se use y para cadamicroorganismo en estudio, 2 tubos conteniendo el medio O.F. y el mismo hidrato de carbono. Rotular un tubo con la inscripción: “Abierto” y otro tubo con la inscripción: “Cerrado” (sellado).

A partir de un cultivo puro de 18-24 horas del microorganismo en estudio, preparar un inóculo poco denso y sembrar utilizando aguja de inoculación. Picar hasta aproximadamente 0.6 mm del fondo.

Agregar al tubo “cerrado” (sellado) 1 o 2 ml de vaselina o parafina fundida estéril, para excluir el oxígeno.

Luego, tapar ambos tubos con las tapas apropiadas.Incubación

Durante 48 horas, a 35-37 ºC, en aerobiosis.Algunos microorganismos requieren hasta 4 días, y otros hasta 14 días de incubación.

ResultadosEl uso del hidrato de carbono, ya sea por fermentación u oxidación, produce acidez en el medio, con el consecuente viraje del color verde al amarillo.

a. Microorganismos oxidativos del hidrato de carbono en estudio: producen una reacción ácida solo en el tubo “abierto”. Presentan poco o nulo desarrollo y ausencia de producción de ácido en el tubo “cerrado”.

b. Microorganismos fermentadores del hidrato de carbono en estudio: producen una reacción ácida en ambos tipos de tubos.

c. Microorganismos que no utilizan el hidrato de carbono en estudio: no producen cambios ninguno de los 2 tubos, los cuales permanecen verdes.

Se debe informar: producción de ácido (A), ácido con gas (AG), alcalino (K) o sin cambio (-).También, puede informarse si el organismo es móvil, cuando crece lejos de la línea de inoculación.

GRUPO OFMUESTRA

INICIALRESULTADO

1. E-coli +

2. Salmonella enteritidis +

3. E. coli -

4. Enterobacter aerogenesis +

El medio basal O.F., fue desarrollado por Hugh y Leifson, para evidenciar la importancia del significado taxonómico del metabolismo oxidativo-fermentativo de los hidratos de carbono por las bacterias Gram negativas.

Cuando un microorganismo es inoculado en 2 tubos del medio O.F. conteniendo el mismo hidrato de carbono, y uno de los 2 tubos es sellado con vaselina o parafina antes de la incubación, se puede diferenciar bien el metabolismo oxidativo o fermentativo, así como la no utilización de un hidrato de carbono por la bacteria en estudio.

En el medio de cultivo, el agregado de una alta concentración de un determinado hidrato de carbono, hace que los microorganismos utilicen para su desarrollo dicha sustancia, evitando que bacterias aeróbicas utilicen la tripteína presente con la consecuente producción de reacción alcalina, la que se neutraliza por la ligera acidez producida por un microoganismo oxidativo.

El fosfato dipotásico agrega capacidad reguladora, el cloruro de sodio mantiene el balance osmótico, y el azul de bromotimol es el indicador de pH que vira al color amarillo en medio ácido. El contenido de agar, da la propiedad de ser un medio semisólido, y permite determinar la movilidad y la distribución de los productos ácidos en el medio de cultivo. La glucosa es el hidrato de carbono mas frecuente que se agrega al medio basal O.F., pero también pueden agregarse otros azúcares, como ser, lactosa, sacarosa, maltosa, manitol o xilosa, entre otros.

Por oxidación o fermentación de un determinado hidrato de carbono, se acidifica el medio y el indicador de pH vira del color verde al amarillo.

Agar SS Salmonella Shigella Agar.Medio de cultivo utilizado para el aislamiento de Salmonella spp. y de algunas especies de Shigella spp. a partir de heces, alimentos y otros materiales en los cuales se sospeche su presencia.

SiembraMedio de cultivo utilizado para el aislamiento de Salmonella spp. y de algunas especies de Shigella spp. a partir de heces, alimentos y otros materiales en los cuales se sospeche su presencia.

IncubaciónDurante24-48 horas a 35-37 °C, en aerobiosis.

ResultadosMicroorganismos Colonias

Salmonella typhimurium ATCC 14028 Transparentes, centro negroShigella flexneri IncolorasShigella sonnei Incoloras

Proteus mirabilis ATCC 43071 Transparentes, centro negroEscherichia coli ATCC 25922 Rosadas a rojas

Klebsiella pneumoniae ATCC 700603 Rosadas cremosas y mucosasEnterococcus faecalis ATCC 29212 Incoloras, de muy escaso crecimiento

GRUPO SS MUESTRA INICIAL RESULTADO1 E. coli +

No foto No foto

2 Salmonella enteritidis -

3 E. coli -

4 Enterobacter aerogenesis -

La prueba dio negativa para Salmonella enteritidis aunque teóricamente se reporta como positiva quizá porque no se llevó a cabo la incubación en aerobiosis.

Prueba de UREA.Medio utilizado para la identificación de microorganismos, en base a la actividad ureásica.Es particularmente útil para diferenciar Proteus spp. de otros miembros de la familia Enterobacteriaceae.

SiembraSembrar un inóculo denso a partir de un cultivo puro de 24 horas.

Incubación

A 35-37 ºC, en aerobiosis. Observar las reacciones a las 8, 12,24 y 48 horas de incubación.Para aquellos microorganismos que hidrolizan lentamente la urea, incubar hasta 72 horas.

Resultados

Microorganismo Actividad ureásica Color del medioProteus mirabilis ATCC 43071 Positiva Rojo-rosadoEscherichia coli ATCC 25922 Negativa Amarillo

S. flexneri ATCC 12022 Negativa AmarilloS. typhimurium ATCC 14028 Negativa Amarillo

GRUPO UREAMUESTRA

INICIALRESULTADO

1 E. coli -


-

3 E. coli -


-

La prueba dio negativa para urea al parecer porque las bacterias de estudio son descomponedoras de urea pero lentas ya que teóricamente se recomienda visualizar a las 72 horas y solo se revisó a las 24 horas. Aunque comparado con la muestra inicial se observan cambios en la coloración como turbiedad y otras que se tornan rosadas.

MR-VP MedioMedio utilizado para la realización del ensayo de Rojo de Metilo y Voges Proskauer.Es particularmente útil para la clasificación de enterobacterias.

SiembraPor inoculación directa, a partir del cultivo en estudio.

IncubaciónEn aerobiosis, a 35-37°C por 3 días.

Resultados

a-Prueba del rojo de metilo:

Añadir unas gotas de una solución de rojo de metilo al 0.04%, observar el color del medio.

b-Prueba del Voges Proskauer:

Añadir 0,6 ml de alfa naftol al 5% en alcohol etílico absoluto y 0.2 ml de hidróxido de potasio al 40% a 2.5 ml de cultivo. Agitar vigorosamente el tubo, y dejar a temperatura ambiente durante 10-15 minutos. Observar el color de la superficie del medio.

1-Prueba del rojo de metilo:Positivo: color rojo.Negativo: color amarillo.

2-Prueba de Voges Proskauer:Positivo: desarrollo de un color rojo en pocos minutos después de una completa agitación del tubo.Negativo: ausencia de color rojo.

Microorganismo

Crecimiento RM VP

E. coli ATCC 25922 Bueno + -K. pneumoniae ATCC 700603 Bueno - +P. mirabilis ATCC 43071 Bueno + -S. typhimurium ATCC 14028 Bueno + -Citrobacter freundii Bueno + -Enterobacter aerogenes Bueno - +

GRUPO MRVP MUESTRA INICIAL RESULTADO

1 E-coli -

2 Salmonella enteritidis +

3 E. coli +

4 Enterobacter aerogenesis -

En el medio de cultivo, la pluripeptona aporta los nutrientes necesarios para el desarrollo bacteriano y la glucosa es el hidrato de carbono fermentable.La glucosa puede ser metabolizada por los microorganismos, a través de distintas vías metabólicas. Según la vía utilizada, se originarán productos finales ácidos (ácido láctico, ácido acético, ácido fórmico), o productos finales neutros (acetil metil carbinol).Esta diferencia en el metabolismo bacteriano, podría ser reconocida por la adición de un indicador como rojo de metilo, para revelar la presencia de productos ácidos, y por la adición de alfa naftol e hidróxido de potasio para evidenciar la presencia de productos finales neutros.Voges y Proskauer, describieron una coloración rojiza que aparecía después de adicionar hidróxido de potasio a los cultivos de ciertos microorganismos en medio con glucosa. Esta coloración se debe a la oxidación del acetilmetil carbinol a diacetilo el cual reacciona con la peptona del medio para dar un color rojo.Esta prueba no se pudo caracterizar porque no reacciono con las pruebas de rojo de metilo

Prueba Agar cetrimideMedio utilizado para el aislamiento selectivo de Pseudomonas aeruginosa y de otras especies del género. Su fórmula cumple con los requerimientos de la Armonización de Farmacopeas Europea, Japonesa y de los Estados Unidos de Norteamérica (EP, JP y USP respectivamente).

SiembraEn superficie, por inoculación directa de la muestra estriando o a partir de un caldo de enriquecimiento

Incubación

En aerobiosis, a 35-37 °C durante 24-48 horas.Resultados

Observar el crecimiento microbiano, las características de las colonias y la producción de pigmentos. La presencia de un color verde-azulado corresponde a producción de piocianina, mientras que un color verde corresponde a la producción de pioverdina y un color rosa claro, rojizo o marrón oscuro corresponde a la producción de piorrubina. Examinar las placas bajo luz ultravioneta, ya que la producción de fluoresceína se observa de color amarillo verdoso brillante que difunde en el agar a partir del crecimiento microbiano.

GRUPO AC MUESTRA INICIAL RESULTADO

10 -5 -

10 -5 -

10 -5 -

10 -5 -

Para esta prueba se sembró de la dilución 10-5 del suelo y dio negativo por lo cual se describe la ausencia de Pseudomonas aeruginosa.

Pseudomonas agar F. King BMedio de cultivo utilizado para el aislamiento, la detección y la diferenciación de especies de Pseudomonas spp. en base a la producción de fluoresceína. Conocido también como medio King B.

SiembraA partir de un cultivo puro de 18-24 horas, del cual se sospeche la presencia de Pseudomonas spp., tomar una colonia y estriar la superficie del medio.

IncubaciónDurante 18-24 horas a 35-37 ºC, en aerobiosis. Si no se observa crecimiento, reincubar a 25-30 ºC, o dejar a 22 ºC y observar diariamente hasta 7 días.

ResultadosExaminar las colonias bajo luz ultravioleta, a 260nm.Se considera un resultado positivo la observación de fluoresceína, que es un pigmento de color amarillo, amarillo-verdoso fluorescente que rodea la colonia o que se extiende por todo el medio de cultivo debido a fenómenos de difusión.

GRUPOKING-

BRESULTADO GRUPO 3 RESULTADO GRUPO 2

1 E.coli -


+

3 E. coli +

4 -

Enterobacter aerogenesis

En el medio de cultivo, la tripteína y la peptona de carne aportan los nutrientes necesarios para el desarrollo bacteriano, la glicerina favorece la producción de pigmentos, la concentración de fosfatos estimula la producción de fluoresceína e inhibe la producción de piocianina y piorrubina.

YDCAindican los componentes del medio: Yeast (levadura), ‘calcium carbonate’ (carbonato de calcio), dextrosa y agar.

ResultadosGRUPO VDCA MUESTRA INICIAL RESULTADO

1 E-coli -


-

3 E. coli -


-

Negativo no se encontró en las bases de datos consultadas especificaciones de este medio de cultivo.

Agar EMBEste medio (también denominado E.A.M.) es utilizado para el aislamiento selectivo de bacilos Gram negativos de rápido desarrollo y escasas exigencias nutricionales. Permite el desarrollo de todas las especies de la familia Enterobacteriaceae.

SiembraEn superficie, por estriado a partir de un inóculo poco denso, para obtener colonias aisladas.En profundidad, para favorecer el desarrollo de clamidosporas.

IncubaciónDe 24 a 48 horas a 35-37 °C, en aerobiosis.

ResultadosEste medio combina las fórmulas de Holt-Harris y Teague con la de Levine, para obtener un mejor rendimiento en el aislamiento selectivo de enterobacterias y otras especies de bacilos Gram negativos. La diferenciación entre organismos capaces de utilizar la lactosa y/o

sacarosa, y aquellos que son incapaces de hacerlo, está dada por los indicadores eosina y azul de metileno; éstos ejercen un efecto inhibitorio sobre muchas bacterias Gram positivas. Muchas cepas de Escherichia coli y Citrobacter spp. presentan un característico brillo metálico. Las cepas que utilizan la lactosa poseen centro oscuro con periferia azulada o rosada, mientras que las que no lo hacen son incoloras. Este medio permite el crecimiento de Candida spp. como colonias rosadas y puntiformes; la siembra en profundidad permite el desarrollo de clamidosporas en C. albicans. Enterococcus spp. crece en este medio como colonias puntiformes y transparentes, mientras que Acinetobacter spp. y otras bacterias oxidativas pueden dar colonias de color azul lavanda; esto puede ocurrir aunque las cepas no sean capaces de acidificar a partir de lactosa al 0.5% y ello se debe a la incorporación de azul de metileno a sus membranas. En este medio se obtiene además, un buen desarrollo de especies de Salmonella y Shigella.

GRUPO EMB MUESTRA INICIAL RESULTADO

1 E-coli -


-

3 E. coli -


-

Agar ENDODesarrollado para el recuento de coliformes totales en agua, bebidas y otras muestras por medio de la técnica de filtración por membrana.

SiembraFiltrar la muestra a analizar. El volumen que se filtra depende de la probable contaminación de la muestra.- Embeber la almohadilla con el caldo m-Endo hasta la saturación (la cantidad de medio de cultivo depende del grado de absorción de la misma).- Apoyar la membrana filtrante sobre la almohadilla embebida con el medio de cultivo.

IncubaciónIncubar las placas a 35-37 °C por 24 horas. Ocasionalmente, los microorganismos no coliformes pueden producir brillo metálico. Para confirmar las colonias sospechosas, transferirlas a tubos con caldo verde brillante y bilis al 2%, con campanitas de Durham. Incubar los tubos por 24-48 horas a 35-37 °C. Los coliformes habrán producido gas por fermentación de la lactosa, al cabo de ese período.

ResultadosEl recuento debe realizarse en aquellas placas que contengan entre 20 y 80 colonias y no más de 200, ya que se trata de un medio selectivo.La concentración microbiana debe expresarse como el número de microorganismos presentes en 100 ml de muestra.

Grupo ENDO10 E-5

ENDO Bacteria

ENDO 10-5 ENDO BACTERIA CONOCIDA

Conocida1 E-coli

+ -

2 Salmonella enteritidis - -

3 E. coli- -


- -

4.3 Morfología Bacteriana Resultados

MICROORGANISMO IMAGEN DESCRIPCION

Enterobacter aerogenesis

Bacteria que pertenece al género Enterobacter, de la familia de las Enterobacteriaceae. Es un bacilo Gram-negativo, anaeróbico facultativo, no esporulante oxidasa negativo, catalasa positivo, citrato positivo, indol negativo.

Muestra de suelo

Basilos gram +, Cocos gram -

Resultados Cámara De Neubauer

Instrumento utilizado en medicina y biología para realizar el recuento de esporas y células en un medio líquido, cámara de recuento está adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos que tiene dos zonas ligeramente deprimidas en cuyo fondo se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula de

dimensiones conocidas. Se cubre la cámara con un cubreobjetos que se adhiere por simple tensión superficial (en especial una vez que se haya añadido la muestra líquida).

Luego se introduce, por capilaridad entre la cámara y el cubre, el líquido con las células a contar, generalmente tras una dilución previa; puesto que la cámara tiene dos zonas esto permite hacer dos recuentos simultáneamente. Se observa la retícula al microscopio con el aumento adecuado y se cuentan las células.

A partir del número de células contadas, conociendo el volumen de líquido que admite el campo de la retícula, se calcula la concentración de células en la muestra líquida aplicada.1

El cálculo de la concentración de células se puede expresar así:

Partículas / μl = (partículas contadas) / [ (superficie contada (mm²)∙profundidad de la cámara(mm) ] ∙ dilución

Reticulo Neubauer.jpgEn la retícula central, la cámara de Neubauer tiene un cuadrado primario que contiene nueve cuadrados secundarios, cada uno de ellos dividido a su vez en 16 cuadrados terciarios. El cuadrado secundario central contiene no 16, sino 25 cuadrados, cada uno de ellos dividido a su vez en 16 cuadrados cuaternarios. En los bordes de este cuadrado central se cuentan los hematíes, utilizando sólo los cuadrados de los bordes del terciario central y uno de los centrales. En los secundarios de los bordes superiores e inferiores de la cámara se hace el recuento leucocitario. Grupo 1 Cuadrícula 1

26 2 6 55 10 7 9-- - - -9 15 18 52

Ʃ 40 27 31 66Total 164Cuadrícula 2

4 - - 9- - - -- - - -9 15 18 52


1 15 4 31 - 9 -1 1 11 9- 5 4 1


18 13 10 166 10 7 45 9 26 102 2 4 3

Grupo 2Cuadrícula 1

35 39 35 5340 29 41 4137 42 28 3133 25 40 31

Ʃ

Total 580Cuadrícula 2

39 29 42 3833 32 33 4428 25 31 3027 41 42 28

Ʃ


25 37 35 3332 27 25 2530 30 38 2934 32 30 30

Ʃ


35 36 37 2934 81 29 3029 30 35 3132 34 28 -

Ʃ

Total 513

Ʃ= 580+537+492+513= 2.122Promedio= 530.5UFC/gr= 530.5*6*10= 31.830

Ʃ 31 34 47 34Total 141

Ʃ= 164+81+56+141= 442 Promedio= 110,5UFC/gr= 110,5*6*10= 6.630

4.4 Resultados de observación de hongos

Todos los hongos son organismos eucariotes y poseen al menos nucleo y membrana nuclear, retículo endoplásmico, mitocondrias y aparato secretor. Los hongos crecen en dos formas básicos: levaduras y mohos. Los mohos son hongos filamentosos multicelulares cuya forma y estructura tenida en cuenta a partir de sus características macro y microscópicas permiten su clasificación. Macroscopicamente se tendrán en cuenta las características de las colonias en los medios de cultivo. Microscopicamente lo será la existencia y características de sus estructuras.

MICROORGANISMO

IMAGEN DESCRIPCION

Hongo sp1

Al tomar muestras de hongos filamentosos para observarlos al microscopio, frecuentemente se fragmenta el micelio. Sobre todo en el estudio de los dermatofitos, este inconveniente se obvia obteniendo un microcultivo.

El hongo crece sobre un cubreobjetos que luego se coloca sobre un portaobjetos al que añadimos un transparentador con colorante ( Lactofenol). De este modo se observan las hifas intactas facilitando su correcta identificación.

Hongo sp2

Hongo sp3 Los conidióforos generan esporas solitarias o en cadena. A veces están agrupados en un haz (coremio) o sobre un conjunto de hifas entrelazadas (acérvula, esporodoquio) o dentro de un conidioma (picnidio).

Hongo sp4 HIFA es la unidad vegetativa en la estructura de los hongos.

Su forma es filamentosa y de tipo tubular con paredes celulares, pudiendo presentar tabiques (hifas septadas) o no (hifas aseptadas) y que contienen en su interior citoplasma que viene a ser una sustancia similar a la clara de huevo junto con pequeñas estructuras con morfologías y funciones determinadas denominadas organoides.

CONCLUSIONES

Esta práctica permite un acercamiento a las técnicas bioquímicas para la identificación de microorganismos de diferentes grupos aunque en la actualidad pruebas de ADN ribosomal permiten acercarse mas a la identificación taxonómica de los microorganismos de interés.

Las pruebas bioquímicas sirven para hacer identificación de familias sin embargo la identificación hasta especie es muy compleja.

La tinción de gram permite conocer características de la pared celular de los individuos de estudio y clasificar en grandes grupos de acuerdo a la taxonomía de bergeys.

La actividad permite el acercamiento del estudiante de formación virtual al manejo de herramientas tecnológicas para conocer los métodos y técnicas empleados en la actualidad.

La cámara de neubauer se usa para hallar densidad poblacional pero deben hacerse varia repeticiones para sacar promedios ya que se observaron diferencias significativas en el ejercicio que se hizo.

El video sobre la vida en el suelo es un objeto de aprendizaje que permite acercarnos al universo microbiano y la relevacia para todos los ciclos biogeoquímicos.

El uso de organosclorados tiene efecto sobre la diversidad microbiana como estudiantes de la especialización debemos enfocarnos en las buenas practicas sobre el uso del suelo ya que es un sistema dinamico.

Se ha podido apreciar la importancia de la actividad de los microorganismos en los diferentes aspectos que denotan la fertilidad de un suelo y la sostenibilidad de ecosistemas y agroecosistemas. El manejo de diversas prácticas culturales (establecimiento de leguminosas en rotación de cultivos, abonos verdes, aplicación de materia orgánica) permite que los sistemas agrícolas requieran menos aplicaciones externas de energía; con ello se favorece la conservación del recurso suelo en una condición por demás favorable. Por otra parte, estas prácticas permiten que la actividad microbiana sea favorecida y que se tenga mayor diversidad de microorganismos, de tal forma que se establezcan diversas relaciones tróficas que contribuyan a la sanidad y fertilidad de los suelos manipulados en esta forma.

El conocimiento de la actividad fisiológica de los microorganismos del suelo ha permitido seleccionar aquellos con potencial de uso en la agricultura. De esta manera, el hombre ha utilizado bacterias y hongos que propician mejor crecimiento y desarrollo de las plantas en los agroecosistemas donde se aplican. Con ello, y de acuerdo con un adecuado manejo de los sistemas, es posible incrementar la actividad microbiana del suelo, propiciando así el fortalecimiento de la sostenibilidad de los ecosistemas y agroecosistemas. Sin embargo, el uso de ciertos microorganismos debe contemplar algunos aspectos que permitan definir su potencial benéfico e incluso la factibilidad de utilizarlos, ya que algunos de ellos no son susceptibles de ser aplicados directamente en cultivos básicos (frijol o maíz), como es el caso de los hongos micorrízicos arbusculares, por ejemplo.

BIBLIOGRAFÍA.

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KONEMAN Diagnóstico microbiológico. Sexta edición. Editorial Panamericana. 2008.

MARK C. Microbiología del suelo. Un enfoque exploratorio. Editorial Cengage learning, Argentina. 2000.

PARKER J, MARTINKO J, MADIGAN M. Brock biología de los microorganismos. Décima edición. Prentice Hall. 2003.

WILLEY J, SHERWOOD L, WOOLVERTON CH. Microbiologia de Prescott, Harley y Klein. Séptima edición. Editorial Macgraw Hill, Madrid España. 2009.

Education

Informe final práctica microbiología v2.0