View
680
Download
0
Category
Preview:
DESCRIPTION
VEDCA Laboratory
Citation preview
A. ACARA
Praktikum pengujian kadar karbohidrat dengan metode luff schrool.
B. PRINSIP
Hidrolisis karbohidrat menjadi monosakarida yang dapat mereduksi Cu2+ menjadi Cu+
dan kelebihan Cu2+ dapat dititrasi dengan metode iodometri (tidak langsung).
C. TUJUAN
Menentukan kadar karbohidrat dalam sample
D. DASAR TEORI
Karbohidrat merupakan sumber kalori utama bagi hamper seluruh penduduk di dunia,
khususnya bagi penduduk Negara yang berkembang. Pada tanaman, karbohidrat dibentuk
dari reaksi CO2 dan H2O dengan bantuan sinar matahari melalui proses fotosintesis dalam
sel tanaman yang berklorofil.
Sinar Matahari
CO2 + H2O (C6H12O6)n + O2 (Karbohidrat)
Karbohidrat banyak terdapat dalam bahan nabati, baik berupa gula sederhana, heksosa,
pentosa, maupun karbohidrat dengan berat molekul yang tinggi seperti pati, pectin,
selulosa, dan lignin. Karbohidrat yang terdapat dalam hasil ternak terutama terdiri dari
glikogen.
Pada umumnya karbohidrat dapat dikelompokan menjadi monosakarida, oligosakarida,
serta polisakarida.
1. Monosakarida
Monosakarida mengandung satu gugus aldehida disebut aldosa, sedangkan ketosa
mempunyai satu gugus keton. Monosakarida dengan enam atom C disebut heksosa,
misalnya glukosa (dekstrosa atau gula anggur).
HC = O H2C OH
HC OH C=O
HO C H HO C H
H C OH H C OH
H C OH H C OH
CH2OH CH2OH
D-Glukosa D-Frukrosa
2. Oligosakarida
Oligosakarida adalah polimer derajat polimerisasi 2 sampai 10 dan biasanya bersifat
larut dalam air. Oligosakarida yang terdiri dari 2 molekul disebut disakarida, dan bila
terdiri dari 3 molekul disebut triosa. Bila sukrosa (sakarosa atau gula tebu). Terdiri
dari molekul glukosa dan fruktosa, laktosa terdiri dari molekul glukosa dan galaktosa.
3. Polisakarida
Polisakarida merupakan polimer molekul-molekul monosakarida yang dapat berantai
lurus atau bercabang dan dapat dihidrolisis dengan enzim-enzim yang spesifik
kerjanya.
Kerusakan pada karbohidrat :
1. Pencoklatan (Browning)
Pencoklatan enzimatis terjadi pada buah-buahan yang banyak mengandung substrat
senyawa fenolik, reaksi pencoklatan non enzimatis belum diketahui atau dimengerti
penuh. Umumnya ada 3 macam reaksi pencoklatan non enzimatik yaitu : karamelisasi,
reaksi maillard dan pencoklatan akibat vitamin C.
2. Karamelisasi
Bila gula yang telah mencair tersebut dipanaskan terus hingga suhunya melalui titik
leburnya, misalnya pada suhu 170oC maka mulailah terjadi karamelisasi sukrosa.
3. Reaksi Maillard
Reaksi-reaksi antara karbohidrat, khususnya gula pereduksi dengan gugus amina primer,
disebut reaksi-reaksi maillard. Hasil reaksi tersebut menghasilkan bahan berwarna coklat,
yang sering dikendaki atau kadang-kadang malah menjadi pertanda penurunan mutu.
Banyak cara yang dilakukan atau dapat dipergunakan untuk menentukan banyaknya karbohidrat
dalam suatu bahan yaitu antara lain dengan cara kimiawi, cara fisik, cara enzimatik, atau
biokimia dan cara kromatografi.
E. ALAT & BAHAN
Alat Bahan
Erlenmeyer 500 mL
Gelas ukur 250 mL
Corong butchner
Buret
Statif & Klem
Hot plate
Pendingin tegak
Beaker glass
Batu didih
Pipet volume
Pipet ukur
Sample Cracker Beras
Aquadest
CH3COOH 3%
Luff Schrool
KI 20%
Na2S2O3 0,1 N
Amilum
NaOH 30%
H2SO4 25%
HCl 3%
Es batu
Pipet tetes
Neraca analitik
Spatula
Corong gelas
Labu ukur
Bulp / pipet filler
F. PROSEDUR
1. Sample ditimbang dengan seksama kurang lebih 5 gram kedalam Erlenmeyer 500 mL
2. HCl 3% ditambahkan sebanyak 200 mL dan didihkan selama 3 jam dengan pendingin
tegak
3. Larutan didinginkan dan dinetralkan dengan larutan NaOH 30% (uji kualitatif dengan
kertas lakmus atau Phenolphthalein) dan ditambahkan sedikit CH3COOH 3% agar
suasana larutan agak sedikit asam.
4. Pindahkan isinya kedalam labu ukur 500 mL, dan aquadest ditambahkan sampai
tanda batas, kemudian saring.
5. Filtrate dipipet sebanyak 10 mL kedalam Erlenmeyer 500 mL dan ditambahkan
larutan luff school sebanyak 25 mL, kemudian ditambahkan air suling sebanyak 15
mL dan beberapa batu didih.
6. Campuran tersebut dipanaskan dengan nyala yang tetap. Diusahakan agar larutan
dapat mendidih dalam waktu 3 menit (menggunakan stopwatch) didihkan terus
sampai 10 menit.
7. Dinginkan dengan es batu dalam bak
8. Setelah dingin ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% sebanyak 25
mL perlahan-lahan
9. Titrasi secepatnya dengan larutan Na2S2O3 0,1 N (gunakan indicator amilum 0,5%)
10. Kerjakan blanko
G. DATA PENGAMATAN
1. Standarisasi larutan tiosulfat 0,1 N
Gram KIO3 mL Na2S2O3 N Na2S2O3
0,1006 26,7 0,1056
2. Penentuan kadar karbohidrat
Sample Berat (g) Na2S2O3 (mL) % Kaarbohidrat
Cracker beras I 5,0132 4,3 67,1680
Cracker beras II 5,0132 3,8 69,8032
Blanko - 18,2 -
3. Perhitungan
a. Sample I = Blanko 18,2 mL
Sample 3,2 mL
Mg gula = (0,4 x 2,8) + 35,7
= 36,82 mg
% karbohidrat = 36,82x 0,1056 :0,1 x100 x100 % x 0,9
5013,2
= 69,8032%
b. Sample II = blanko 18,2 mL
Sample 4,2 mL
Mg gula = (0,9 x 2,7) + 33
= 35,43 mg
% karbohidrat = 35,43x 0,1056 :0,1 x100 x100 % x0,9
5013,2
= 67,1680%
H. PEMBAHASAN
Luff schrool merupakan salah satu metode yang dapat digunakan dalam penentuan kadar
karbohidrat secara kimiawi. Sample yang dipergunakan dalam praktikum ini adalah
cracker beras yang banyak beredar dipasaran.
Sample yang dipakai pertama-tama dihaluskan dengan menggunakan blender, sebelum
ditimbang sample dihomogenkan. Sample ditimbang sebanyak 5,0132 g.
Sample yang ditimbang dalam Erlenmeyer kemudian ditambahkan HCl 3% sebanyak 200
mL, penambahan HCl dimaksudkan untuk menghidrolisis karbohidrat, polimer
karbohidrat sulit untuk bereaksi sehingga dengan penambahan asam, polimer akan
terpecah menjadi monomer-monomer yang akan lebih mudah untuk bereaksi dengan
senyawa lain. Hidrolisis pada sample dapat memisahkan karbohidrat dalam sample.
Setelah ditambahkan HCl, campuran sample dan HCl dipanaskan dengan menggunakan
pendingin tegak, selama 3 jam. Hal ini dilakukan supaya jumlah komponen tidak
berkurang karena air dan asam dalam sample tidak menguap (di refluks).
Setelah dipanaskan, sample dalam Erlenmeyer dinetralkan dengan larutan NaOH 30%,
sampai sample dan campuran didalamnya netral, untuk mengetahui apakah larutan sudah
mencapai netral maka diperlukan uji kualitatif dengan menggunakan kertas lakmus biru.
Jika larutan tidak berubah warna maka larutan sudah netral.
Setelah larutan netral, kemudian ditambahkan CH3COOH atau asam lemah, penambahan
asam asetat ini dimaksudkan agar larutan dalam suasana sedikit asam.
Dalam pengujian karbohidrat dengan metode luff schrool ini pH larutan harus
diperhatikan dengan baik, karena pH yang terlalu rendah (terlalu asam) akan
menyebabkan hasil titrasi menjadi lebih tinggi dari sebenarnya, karena terjadi reaksi
oksidasi ion iodide menjadi I2
O2 + 4I- + 4H+ 2I2 + 2H2O
Sedangkan apabila pH terlalu tinggi (terlalu basa), maka hasil titrasi akan menjadi lebih
rendah daripada sebenarnya, karena pada pH tinggi akan terjadi resiko kesalahan, yaitu
terjadinya reaksi I2 yang terbentuk dengan air (hidrolisis).
I2 + H2O HOI + I- + H+
4HOI + S2O3= + H2O 2SO4
= + 4I- + 6H+
Setelah itu larutan dipindahkan dalam labu ukur 500 mL, dan ditambahkan aquadest
sampai tanda batas, dan saring. Proses penyaringan dilakukan dengan saring butchner
vacuum, sehingga proses penyaringan berlangsung cepat. Lalu kocok sampai larutan
homogen. Setelah itu larutan tersebut dipipet 5 mL dengan pipet volume dan dimasukan
dalam Erlenmeyer 500 mL.
Setelah sample dimasukan dalam Erlenmeyer 500 mL, kemudian ditambahkan larutan
luff schrool sebanyak 25 mL, dan 15 mL aquadest. Kemudian panaskan dengan
pendingin tegak.
Larutan luff schrool akan bereaksi dengan sample yang mengandung gula pereduksi
R – COH + CuO Cu2O + R – COOH
Campuran tersebut ditambahkan batu didih untuk mencegah terjadinya letupan
(bumping). Proses pemanasan, diusahakan larutan mendidih dalam waktu 3 menit dan
biarkan mendidih selama 10 menit, hal ini dimaksudkan agar proses reduksi berjalan
sempurna, dan Cu dapat tereduksi dalam waktu kurang lebih 10 menit.
Agar tidak terjadi pengendapan seluruh Cu3+ yang tereduksi menjadi Cu+ sehingga tidak
ada kelebihan Cu2+ yang dititrasi maka larutan harus mendidih atau diusahakan mendidih
dalam waktu 3 menit.
Campuran tersebut kemudian didinginkan dalam bak yang berisi es. Agar pendinginan
berlangsung cepat, maka pendinginan dengan es perlu dilakukan. Setelah campuran
dingin kemudian ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% perlahan-lahan.
Penambahan larutan-larutan ini akan menimbulkan reaksi antara kuprioksida menjadi
CuSO4 dengan H2SO4, dan CuSO4 tersebut bereaksi dengan KI.
Reaksi tersebut ditandai dengan timbulnya buih dan warna larutan menjadi coklat.
Larutan tersebut kemudian dititrasi cepat dengan menggunakan larutan tio sulfat
(Na2S2O3) 0,1 N. titrasi cepat dilakukan untuk menghindari penguapan KI.
Indicator yang dipergunakan adalah amilum. Penambahan indicator amilum dilakukan
setelah campuran mendekati titik akhir, hal ini dilakukan karena apabila dilakukan pada
awal titrasi maka amilum dapat membungkus iod dan mengakibatkan warna titik akhir
menjadi tidak terlihat tajam.
Maka berdasarkan praktikum dan perhitungan, kadar karbohidrat dalam sample cracker
beras adalah : yang pertama 69,8032% dan sample kedua 67,1680%
Tahapan reaksi yang terjadi adalah :
R – COH + CuO CuO2 + R – COOH
H2SO4 + CuO CuSO4 + H2O
CuSO4 + 2KI CuI2 + K2SO4
2CuI2 Cu2I2 + I2
I2 + Na2S2O3 Na2S4O6 + NaI
I. KESIMPULAN
Penentuan kadar karbohidrat dengan metode luff schrool dilakukan dengan
menghidrolisis sample menjadi monosakarida yang dapat mereduksi oksida pada luff
yaitu Cu2+ menjadi Cu+. Berdasarkan praktikum dan perhitungan maka karbohidrat total
yang terkandung dalam sample, yang pertama adalah 69,8032% dan 69,1680%.
J. DAFTAR PUSTAKA
Harjadi, W. 1994. Ilmu Kimia Analitik Dasar. Jakarta : Gramedia.
Sudarmadji, Slamet. 1996. Analisa Bahan Makanan & Pertanian. Yogyakarta :
Liberty
Winarno, FG. 1997. Kimia Pangan dan Gizi. Jakarta : Gramedia
Recommended