A. ACARA

Praktikum pengujian kadar karbohidrat dengan metode luff schrool.

B. PRINSIP

Hidrolisis karbohidrat menjadi monosakarida yang dapat mereduksi Cu2+ menjadi Cu+

dan kelebihan Cu2+ dapat dititrasi dengan metode iodometri (tidak langsung).

C. TUJUAN

Menentukan kadar karbohidrat dalam sample

D. DASAR TEORI

Karbohidrat merupakan sumber kalori utama bagi hamper seluruh penduduk di dunia,

khususnya bagi penduduk Negara yang berkembang. Pada tanaman, karbohidrat dibentuk

dari reaksi CO2 dan H2O dengan bantuan sinar matahari melalui proses fotosintesis dalam

sel tanaman yang berklorofil.

Sinar Matahari

CO2 + H2O (C6H12O6)n + O2 (Karbohidrat)

Karbohidrat banyak terdapat dalam bahan nabati, baik berupa gula sederhana, heksosa,

pentosa, maupun karbohidrat dengan berat molekul yang tinggi seperti pati, pectin,

selulosa, dan lignin. Karbohidrat yang terdapat dalam hasil ternak terutama terdiri dari

glikogen.

Pada umumnya karbohidrat dapat dikelompokan menjadi monosakarida, oligosakarida,

serta polisakarida.

1. Monosakarida

Monosakarida mengandung satu gugus aldehida disebut aldosa, sedangkan ketosa

mempunyai satu gugus keton. Monosakarida dengan enam atom C disebut heksosa,

misalnya glukosa (dekstrosa atau gula anggur).

HC = O H2C OH

HC OH C=O

HO C H HO C H

H C OH H C OH

H C OH H C OH

CH2OH CH2OH

D-Glukosa D-Frukrosa

2. Oligosakarida

Oligosakarida adalah polimer derajat polimerisasi 2 sampai 10 dan biasanya bersifat

larut dalam air. Oligosakarida yang terdiri dari 2 molekul disebut disakarida, dan bila

terdiri dari 3 molekul disebut triosa. Bila sukrosa (sakarosa atau gula tebu). Terdiri

dari molekul glukosa dan fruktosa, laktosa terdiri dari molekul glukosa dan galaktosa.

3. Polisakarida

Polisakarida merupakan polimer molekul-molekul monosakarida yang dapat berantai

lurus atau bercabang dan dapat dihidrolisis dengan enzim-enzim yang spesifik

kerjanya.

Kerusakan pada karbohidrat :

1. Pencoklatan (Browning)

Pencoklatan enzimatis terjadi pada buah-buahan yang banyak mengandung substrat

senyawa fenolik, reaksi pencoklatan non enzimatis belum diketahui atau dimengerti

penuh. Umumnya ada 3 macam reaksi pencoklatan non enzimatik yaitu : karamelisasi,

reaksi maillard dan pencoklatan akibat vitamin C.

2. Karamelisasi

Bila gula yang telah mencair tersebut dipanaskan terus hingga suhunya melalui titik

leburnya, misalnya pada suhu 170oC maka mulailah terjadi karamelisasi sukrosa.

3. Reaksi Maillard

Reaksi-reaksi antara karbohidrat, khususnya gula pereduksi dengan gugus amina primer,

disebut reaksi-reaksi maillard. Hasil reaksi tersebut menghasilkan bahan berwarna coklat,

yang sering dikendaki atau kadang-kadang malah menjadi pertanda penurunan mutu.

Banyak cara yang dilakukan atau dapat dipergunakan untuk menentukan banyaknya karbohidrat

dalam suatu bahan yaitu antara lain dengan cara kimiawi, cara fisik, cara enzimatik, atau

biokimia dan cara kromatografi.

E. ALAT & BAHAN

Alat Bahan

Erlenmeyer 500 mL

Gelas ukur 250 mL

Corong butchner

Buret

Statif & Klem

Hot plate

Pendingin tegak

Beaker glass

Batu didih

Pipet volume

Pipet ukur

Sample Cracker Beras

Aquadest

CH3COOH 3%

Luff Schrool

KI 20%

Na2S2O3 0,1 N

Amilum

NaOH 30%

H2SO4 25%

HCl 3%

Es batu

Pipet tetes

Neraca analitik

Spatula

Corong gelas

Labu ukur

Bulp / pipet filler

F. PROSEDUR

1. Sample ditimbang dengan seksama kurang lebih 5 gram kedalam Erlenmeyer 500 mL

2. HCl 3% ditambahkan sebanyak 200 mL dan didihkan selama 3 jam dengan pendingin

tegak

3. Larutan didinginkan dan dinetralkan dengan larutan NaOH 30% (uji kualitatif dengan

kertas lakmus atau Phenolphthalein) dan ditambahkan sedikit CH3COOH 3% agar

suasana larutan agak sedikit asam.

4. Pindahkan isinya kedalam labu ukur 500 mL, dan aquadest ditambahkan sampai

tanda batas, kemudian saring.

5. Filtrate dipipet sebanyak 10 mL kedalam Erlenmeyer 500 mL dan ditambahkan

larutan luff school sebanyak 25 mL, kemudian ditambahkan air suling sebanyak 15

mL dan beberapa batu didih.

6. Campuran tersebut dipanaskan dengan nyala yang tetap. Diusahakan agar larutan

dapat mendidih dalam waktu 3 menit (menggunakan stopwatch) didihkan terus

sampai 10 menit.

7. Dinginkan dengan es batu dalam bak

8. Setelah dingin ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% sebanyak 25

mL perlahan-lahan

9. Titrasi secepatnya dengan larutan Na2S2O3 0,1 N (gunakan indicator amilum 0,5%)

10. Kerjakan blanko

G. DATA PENGAMATAN

1. Standarisasi larutan tiosulfat 0,1 N

Gram KIO3 mL Na2S2O3 N Na2S2O3

0,1006 26,7 0,1056

2. Penentuan kadar karbohidrat

Sample Berat (g) Na2S2O3 (mL) % Kaarbohidrat

Cracker beras I 5,0132 4,3 67,1680

Cracker beras II 5,0132 3,8 69,8032

Blanko - 18,2 -

3. Perhitungan

a. Sample I = Blanko 18,2 mL

Sample 3,2 mL

Mg gula = (0,4 x 2,8) + 35,7

= 36,82 mg

% karbohidrat = 36,82x 0,1056 :0,1 x100 x100 % x 0,9

5013,2

= 69,8032%

b. Sample II = blanko 18,2 mL

Sample 4,2 mL

Mg gula = (0,9 x 2,7) + 33

= 35,43 mg

% karbohidrat = 35,43x 0,1056 :0,1 x100 x100 % x0,9

5013,2

= 67,1680%

H. PEMBAHASAN

Luff schrool merupakan salah satu metode yang dapat digunakan dalam penentuan kadar

karbohidrat secara kimiawi. Sample yang dipergunakan dalam praktikum ini adalah

cracker beras yang banyak beredar dipasaran.

Sample yang dipakai pertama-tama dihaluskan dengan menggunakan blender, sebelum

ditimbang sample dihomogenkan. Sample ditimbang sebanyak 5,0132 g.

Sample yang ditimbang dalam Erlenmeyer kemudian ditambahkan HCl 3% sebanyak 200

mL, penambahan HCl dimaksudkan untuk menghidrolisis karbohidrat, polimer

karbohidrat sulit untuk bereaksi sehingga dengan penambahan asam, polimer akan

terpecah menjadi monomer-monomer yang akan lebih mudah untuk bereaksi dengan

senyawa lain. Hidrolisis pada sample dapat memisahkan karbohidrat dalam sample.

Setelah ditambahkan HCl, campuran sample dan HCl dipanaskan dengan menggunakan

pendingin tegak, selama 3 jam. Hal ini dilakukan supaya jumlah komponen tidak

berkurang karena air dan asam dalam sample tidak menguap (di refluks).

Setelah dipanaskan, sample dalam Erlenmeyer dinetralkan dengan larutan NaOH 30%,

sampai sample dan campuran didalamnya netral, untuk mengetahui apakah larutan sudah

mencapai netral maka diperlukan uji kualitatif dengan menggunakan kertas lakmus biru.

Jika larutan tidak berubah warna maka larutan sudah netral.

Setelah larutan netral, kemudian ditambahkan CH3COOH atau asam lemah, penambahan

asam asetat ini dimaksudkan agar larutan dalam suasana sedikit asam.

Dalam pengujian karbohidrat dengan metode luff schrool ini pH larutan harus

diperhatikan dengan baik, karena pH yang terlalu rendah (terlalu asam) akan

menyebabkan hasil titrasi menjadi lebih tinggi dari sebenarnya, karena terjadi reaksi

oksidasi ion iodide menjadi I2

O2 + 4I- + 4H+ 2I2 + 2H2O

Sedangkan apabila pH terlalu tinggi (terlalu basa), maka hasil titrasi akan menjadi lebih

rendah daripada sebenarnya, karena pada pH tinggi akan terjadi resiko kesalahan, yaitu

terjadinya reaksi I2 yang terbentuk dengan air (hidrolisis).

I2 + H2O HOI + I- + H+

4HOI + S2O3= + H2O 2SO4

= + 4I- + 6H+

Setelah itu larutan dipindahkan dalam labu ukur 500 mL, dan ditambahkan aquadest

sampai tanda batas, dan saring. Proses penyaringan dilakukan dengan saring butchner

vacuum, sehingga proses penyaringan berlangsung cepat. Lalu kocok sampai larutan

homogen. Setelah itu larutan tersebut dipipet 5 mL dengan pipet volume dan dimasukan

dalam Erlenmeyer 500 mL.

Setelah sample dimasukan dalam Erlenmeyer 500 mL, kemudian ditambahkan larutan

luff schrool sebanyak 25 mL, dan 15 mL aquadest. Kemudian panaskan dengan

pendingin tegak.

Larutan luff schrool akan bereaksi dengan sample yang mengandung gula pereduksi

R – COH + CuO Cu2O + R – COOH

Campuran tersebut ditambahkan batu didih untuk mencegah terjadinya letupan

(bumping). Proses pemanasan, diusahakan larutan mendidih dalam waktu 3 menit dan

biarkan mendidih selama 10 menit, hal ini dimaksudkan agar proses reduksi berjalan

sempurna, dan Cu dapat tereduksi dalam waktu kurang lebih 10 menit.

Agar tidak terjadi pengendapan seluruh Cu3+ yang tereduksi menjadi Cu+ sehingga tidak

ada kelebihan Cu2+ yang dititrasi maka larutan harus mendidih atau diusahakan mendidih

dalam waktu 3 menit.

Campuran tersebut kemudian didinginkan dalam bak yang berisi es. Agar pendinginan

berlangsung cepat, maka pendinginan dengan es perlu dilakukan. Setelah campuran

dingin kemudian ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% perlahan-lahan.

Penambahan larutan-larutan ini akan menimbulkan reaksi antara kuprioksida menjadi

CuSO4 dengan H2SO4, dan CuSO4 tersebut bereaksi dengan KI.

Reaksi tersebut ditandai dengan timbulnya buih dan warna larutan menjadi coklat.

Larutan tersebut kemudian dititrasi cepat dengan menggunakan larutan tio sulfat

(Na2S2O3) 0,1 N. titrasi cepat dilakukan untuk menghindari penguapan KI.

Indicator yang dipergunakan adalah amilum. Penambahan indicator amilum dilakukan

setelah campuran mendekati titik akhir, hal ini dilakukan karena apabila dilakukan pada

awal titrasi maka amilum dapat membungkus iod dan mengakibatkan warna titik akhir

menjadi tidak terlihat tajam.

Maka berdasarkan praktikum dan perhitungan, kadar karbohidrat dalam sample cracker

beras adalah : yang pertama 69,8032% dan sample kedua 67,1680%

Tahapan reaksi yang terjadi adalah :

R – COH + CuO CuO2 + R – COOH

H2SO4 + CuO CuSO4 + H2O

CuSO4 + 2KI CuI2 + K2SO4

2CuI2 Cu2I2 + I2

I2 + Na2S2O3 Na2S4O6 + NaI

I. KESIMPULAN

Penentuan kadar karbohidrat dengan metode luff schrool dilakukan dengan

menghidrolisis sample menjadi monosakarida yang dapat mereduksi oksida pada luff

yaitu Cu2+ menjadi Cu+. Berdasarkan praktikum dan perhitungan maka karbohidrat total

yang terkandung dalam sample, yang pertama adalah 69,8032% dan 69,1680%.

J. DAFTAR PUSTAKA

Harjadi, W. 1994. Ilmu Kimia Analitik Dasar. Jakarta : Gramedia.

Sudarmadji, Slamet. 1996. Analisa Bahan Makanan & Pertanian. Yogyakarta :

Liberty

Winarno, FG. 1997. Kimia Pangan dan Gizi. Jakarta : Gramedia