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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO - MEC
UNIVERSIDADE FEDERAL DO PIAUÍ - UFPI
PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO - PRPPG
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ALIMENTOS E NUTRIÇÃO – PPGAN
MESTRADO
MARIANA DE MORAIS SOUSA
COMPOSTOS BIOATIVOS E ATIVIDADE ANTIOXIDANTE DO FRUTO E DO
LICOR DE JAMELÃO (Syzygium cumini)
Teresina
2012
1
Mariana de Morais Sousa
COMPOSTOS BIOATIVOS E ATIVIDADE ANTIOXIDANTE DO FRUTO E DO
LICOR DE JAMELÃO (Syzygium cumini)
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Alimentos e Nutrição,
da Universidade Federal do Piauí, como
requisito parcial para obtenção do título de
Mestre em Alimentos e Nutrição.
Área: Qualidade de Alimentos
Orientador: Dr. Alessandro de Lima
Teresina
2012
2
Mariana de Morais Sousa
COMPOSTOS BIOATIVOS E ATIVIDADE ANTIOXIDANTE DO FRUTO E DO
LICOR DE JAMELÃO (Syzygium cumini)
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Alimentos e Nutrição,
da Universidade Federal do Piauí, como
requisito parcial para obtenção do título de
Mestre em Alimentos e Nutrição.
Área: Qualidade de Alimentos
Orientador: Dr. Alessandro de Lima
BANCA EXAMINADORA
Prof. Dr. Alessandro de Lima - IFPI
(Orientador/Presidente)
Profª. Dra. Neide Kazue Sakugawa Shinohara - UFRPE
1º Examinador
Prof. Dr. Reginaldo Almeida da Trindade - UFPI
2º Examinador
Teresina
2012
3
DEDICATÓRIA
Dedico esta conquista aos meus irmãos e aos
meus pais pela torcida e incentivo, principalmente
a minha mamãezinha por todo o seu amor,
dedicação e apoio incondicional ao longo de toda
a minha vida.
4
AGRADECIMENTOS
Nesta trajetória, muitas foram as pessoas que acompanharam e contribuíram de forma
inestimável para meu crescimento profissional e pessoal. As palavras de apoio, incentivo e
companheirismo, de grande valia, foram preenchendo os dias que passavam e, cada uma
delas, à sua maneira, contribuiu para a realização desta pesquisa.
Agradeço primeiramente a Deus, meu alicerce e meu guia que esteve sempre ao meu
lado, ajudando-me a concluir este trabalho. Agradeço ainda por ter colocado em meu caminho
pessoas maravilhosas que sempre me ajudaram quando precisei. Por ter me colocado diante
alguns obstáculos para que através deles eu aprendesse e me tornasse mais forte e capaz de
superá-los.
Aos meus pais, Pedro e Raimunda, pelo amor incondicional e pelo sucesso na
educação de seus filhos, diante de todas as adversidades. Aos meus irmãos, Silvanei e
Silvania, pelo carinho e compreensão. Aos meus sobrinhos Suzany e Athos pelos momentos
de descontração. E aos meus cunhados, Adamantino e Juliana, que mesmo de maneira discreta
sei que sempre torceram por mim. Amo vocês!
À todos os professores do Programa de Pós-Graduação em Alimentos e Nutrição que
contribuíram com minha formação e meu crê/scimento intelectual e humano.
Em especial, ao Profº Dr. Alessandro de Lima, por ter conduzido minha orientação,
ouvir com interesse as questões, dúvidas e problemas que surgiram durante o processo desta
pesquisa. Não somente por isso, mas também pelo caráter generoso, inteligência,
competência, simplicidade, humildade e a admirável coragem de ousar com novas ideias e
conceitos. Agradeço a alegria de trabalharmos juntos, os ensinamentos proporcionados e a sua
amizade, principalmente.
Às professoras da banca examinadora da qualificação do projeto, Dra. Regilda Saraiva
e Dra. Regiane Gonçalves, que forneceram sugestões indispensáveis para construção deste
trabalho. E aos professores da banca examinadora da dissertação, Dr. Reginaldo Almeida e
Dra. Neide Shinohara, por aceitarem avaliar este trabalho.
À minha querida amiga e companheira de mestrado Rosália, por partilhar comigo todo
o processo de produção desta pesquisa, fonte de apoio intelectual e afetivo, os quais
imensamente contribuíram para que este trabalho chegasse ao fim. Agradeço o
5
companheirismo, os conselhos e toda a atenção despendida. Trabalhar ao seu lado muito me
acrescentou como pessoa e profissional.
À minha querida amiga Afra, com quem partilhei minhas alegrias, dúvidas, anseios e
sonhos durante esses anos, sempre disposta a ouvir e incentivar-me. Sou grata pelos tão bons
momentos que passamos juntas, pelos conselhos e pela calma que me transmitiu quando
muito precisei. Agradeço eternamente pelo carinho e atenção.
Ao meu amigo Carlos, por se fazer presente em toda essa trajetória, me
proporcionando caminhos mais fáceis para chegar onde eu cheguei. Agradeço pela amizade,
companheirismo e pelo incentivo para que eu nunca desistisse dos meus sonhos.
A todas as amigas de turma, especialmente as “amigas de qualidade”, pelo período em
que estivemos juntas, dividindo momentos de angústias, de alegrias e de muitos sentimentos
que fortaleceram nossa amizade.
Aos meus colegas de trabalho e amigos, Pedro e Marília, pela imensa ajuda na
execução das análises (inclusive Pedro adiou uma viagem sua pra poder me ajudar...muito
obrigada!). Agradeço ainda pelos momentos de descontração e conversas agradáveis tornando
essa caminhada mais branda.
À Edileide por ter trazido para mim uma grande quantidade dos jamelões utilizados
nesta pesquisa, sem eles nada teria saído a contento. Agradeço ainda os esclarecimentos
botânicos tanto do fruto como da planta.
À minha orientanda de iniciação científica, Aline Suluane, pela disposição e auxílio
durante a realização das análises.
À toda equipe de sensorial, pois sem ela parte desse trabalho não seria possível,
principalmente a minha equipe treinada. Agradeço o interesse, a assiduidade e a paciência de
provar vários tipos de bebidas alcoólicas, danificando um pouquinho do seu fígado para fazer
com que esta pesquisa desse certo.
E não poderia deixar de agradecer também a minha amada cadelinha Latika, que
sempre permaneceu ao meu lado até altas horas, durante noites e mais noites de estudos.
Enfim, a todos àqueles que direta ou indiretamente, se fizeram presentes, torceram
pelo meu sucesso e contribuíram para que esta pesquisa se tornasse realidade.
A todos a minha sincera gratidão.
6
"De tudo ficaram três coisas ... A certeza de que estamos
começando ... A certeza de que é preciso continuar ... A certeza de
que podemos ser interrompidos antes de terminar ... Façamos da
interrupção um caminho novo ... Da queda, um passo de dança ...
Do medo, uma escada ... Do sonho, uma ponte ... Da procura, um
encontro!"
(Fernando Sabino)
7
RESUMO
O jamelão (Syzygium cumini) é um fruto de fácil produção em parte do Brasil, entretanto ainda
pouco explorado nutricionalmente e economicamente, apesar de possuir vários compostos que
podem ser benéficos ao organismo animal. Diante disso, essa pesquisa visou avaliar os principais
compostos bioativos e a atividade antioxidante in vitro do fruto e do licor de jamelão, bem como
verificar o efeito do processamento no teor de compostos bioativos do licor preparado a partir do
fruto. Para determinação das características físicas, físico-químicas, composição centesimal, teor
de minerais e ácido ascórbico da parte comestível do fruto foram utilizadas metodologias oficiais;
os compostos bioativos (antocianinas, carotenoides e compostos fenólicos) foram determinados
por espectrofotometria; a atividade antioxidante in vitro foi realizada utilizando os radicais
sintéticos DPPH• e ABTS•+. Foram elaboradas 9 formulações de licores, sendo empregadas 3
concentrações de frutos (C1: 0,775 Kg. L-1; C2: 1 Kg. L-1; C3: 1,225 Kg. L-1) para 3 técnicas
diferentes de processamento: P1 (maceração do jamelão sem tratamento térmico e adição de
xarope preparado à quente), P2 (maceração do jamelão com tratamento térmico e adição de
xarope preparado à quente) e P3 (preparação de xarope por desidratação osmótica e maceração).
A estabilidade dos fenólicos totais, das antocianinas monoméricas, assim como a atividade
antioxidante in vitro de licores pelos métodos DPPH• e ABTS•+ foi verificada nos tempos 0, 30,
60 e 90 dias (período de maturação dos produtos elaborados). A avaliação sensorial dos licores foi
realizada por meio de aplicação de três testes, sendo eles: preferência e aceitação para verificar
quais as melhores formulações e caracterização sensorial por Análise Descritiva Quantitativa das
formulações selecionadas. Os resultados obtidos demonstraram que o fruto apresentou baixo valor
energético (44,28 ± 1,11 Kcal.100 g-1 ), fonte de fibra alimentar total (3,08 ± 0,04 g. 100 g-1) e de
minerais como Ca, Mg, P, K, Fe, Mn, Zn. Em relação aos compostos bioativos, apresentou
quantidades expressivas de antocianinas monoméricas (223,18 ± 7,70 mg de cianidina-3-
glicosídeo.100 g-1) e um bom teor de ácido ascórbico (25,47 ± 2,61 mg de ácido ascórbico.100 g-
1). Quanto a extração dos polifenóis, o extrato aquoso se sobressaiu em relação aos demais,
392,17 ± 43,33 mg EAG.100 g-1, no entanto não apresentou a maior atividade antioxidante. Nos
dados da atividade antioxidante, tanto pelo método DPPH• como pelo ABTS•+, o extrato acetônico
foi o que demonstrou maior capacidade inibitória frente a esses radicais, apresentando EC50: 43,54
± 2,02 μg.mL–1 e valor TEAC: 140,23 ± 8,01 μmol Trolox.g-1. Em relação a estabilidade dos
licores de jamelão constatou-se que houve variação no teor de compostos bioativos e na atividade
antioxidante in vitro, no entanto, os processamentos distintos aplicados e as diferentes
concentrações do fruto dentro do mesmo processamento pouco influenciaram na extração desses
compostos. Fator determinante para verificação dessa estabilidade antioxidante foi o período de
maturação dos licores, pois os compostos antioxidantes analisados, bem como a verificação da
atividade antioxidante in vitro variou significativamente (p < 0,05) no decorrer desse período.
Dentre as 9 formulações elaboradas, as formulações F8 (1 Kg. L-1) e F9 (1,225 Kg. L-1) foram
consideradas as melhores formulações pelos provadores não treinados e a análise de perfil
sensorial demonstrou que estas amostras foram realmente semelhantes quanto aos atributos
analisados. Diante disso, pode-se inferir que o jamelão possui um bom valor nutritivo e esse fruto
in natura assim como seu licor apresentam compostos bioativos com expressiva atividade
antioxidante mesmo após o período de maturação do licor.
Palavras-chave: Syzygium cumini. Compostos bioativos. Licor. Estabilidade antioxidante.
Avaliação sensorial.
8
ABSTRACT
The jambolan (Syzygium cumini) is a fruit of easy production in some regions of Brazil, but it still
is poorly nutritionally and economically explored even with its beneficial physiological activities
in the animal organism. Facing this facts, this research aimed to evaluate the major bioactive
compounds and antioxidant activity in vitro of the jambolan fruit and liqueur, as to verify the
effect of processing in the rate of the bioactive compounds on the liqueur. The determination of
the physical and physicochemical characteristics, centesimal composition, rate of minerals and
ascorbic acid of the fruit was obtained using the official methodologies; the bioactive compounds
(anthocyanins, carotenoids and phenolic compounds) was determined by spectrophotometry; the
antioxidant activity in vitro was realized using the DPPH• and ABTS•+ synthetic radicals. 9
formulations of liqueurs were produced, being 3 different concentration of fruits (C1: 0,775 Kg.
L-1; C2: 1 Kg. L-1; C3: 1,225 Kg. L-1) and for each 3 different techniques of processing were
applied P1 (maceration of jambolan without thermal treatment and adding of hot processed
syrup) P2 (maceration of jambolan with thermal treatment and adding of hot processed
syrup) P3 (syrup processed by osmotic dehydration and maceration). The stability of the total
phenolics, the monomeric anthocyanins, as for the antioxidant activity in vitro of the liqueurs by
the DPPH• e ABTS•+ methods were all verified at the times 0, 30, 60 and 90 days (phase of
maturation for the elaborated liqueurs). The sensory evaluation of the liqueurs were obtained by
the application of three tests: Preference and acceptance to verify which were the best
formulations and a sensory characterization by Quantitative Descriptive Analysis of the selected
formulations in the previous tests. The results obtained were that the fruit presented low energetic
value (44,28 ± 1,11 Kcal.100 g-1 ) being a source for total dietary fibre (3,08 ± 0,04 g. 100 g-1)
and minerals as Ca, Mg, P, K, Fe, Mn, Zn. In the matter of bioactive compounds, it was
discovered expressive amounts of monomeric anthocyanins (223,18 ± 7,70 mg of cyanidin-3-
glycoside.100 g-1) and a good rate of acid ascorbic (25,47 ± 2,61 mg of ascorbic acid.100 g-1)). As
for the extraction of polyhpenols, the aquous extract was the most representative, 392,17 ± 43,33
mg GAE.100 g-1, however it didn´t presented the most antioxidant activity. In the data of
antioxidant activity, as for the DDPH• as for the ABTS•+, the cetonic extract was the sample with
the higher inhibitory capacity facing those radicals, presenting IC50: 43,54 ± 2,02 μg.mL–1and
TEAC: 140,23 ± 8,01 μmol Trolox.g-1. Relating to the stability of the jambolan liqueurs it was
observed that the bioactive compounds and antioxidant activity in vitro had varied, however the
distinct processing and different concentrations of fruit in the same kind of process had little
influence over the extraction of those compounds. The determinant factor for the verification of
antioxidant stability was the maturation time, the antioxidant compounds analyzed as the
antioxidant activity in vitro verified varied significantly (p < 0,05) during the maturation. Within
the 9 formulations produced the F8 (1 Kg. L-1) and F9 (1,225 Kg. L-1) samples were considered
the best ones by the untrained tasters and the sensory profile demonstrated that these samples
were very similar as for the analyzed attributes. Facing these results, it´s possible to conclude that
the jambolan possesses a high nutritive value and this fruit in natura as its liqueur presents
bioactive compounds with expressive antioxidant activity even after the maturation period of the
liqueur.
Keywords: Syzygium cumini. Bioactive compounds. Liqueur. Antioxidant activity. Sensory
evaluation.
9
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 Árvore de jamelão (Syzygium cumini) ..................................................... 19
FIGURA 2 Folhas e flores da árvore de jamelão (Syzygium cumini) ........................ 20
FIGURA 3 Frutos da árvore de jamelão (Syzygium cumini) em diversos estádios de
maturação ................................................................................................
20
FIGURA 4 Fruto e semente da árvore de jamelão (Syzygium cumini) ...................... 20
FIGURA 5 Obtenção dos extratos aquoso, etanólico e acetônico de jamelão ........... 39
FIGURA 6 Curva de calibração de ácido gálico (mg.mL-1
) a 720 nm ...................... 40
FIGURA 7 Curva de calibração-resposta da porcentagem de inibição de Trolox em
etanol (15 a 75 mmol.mL-1
) frente ao radical DPPH• (517 nm) ..............
41
FIGURA 8 Curva de calibração-resposta da porcentagem de inibição de Trolox em
etanol (50 a 800 μmol.mL-1
) frente ao radical ABTS•+
(734 nm) ...........
42
FIGURA 9 Métodos de processamento dos licores ................................................... 44
FIGURA 10 Kit de aromas concentrados .................................................................... 48
FIGURA 11 Curva cinética do potencial antioxidante do extrato aquoso (a),
acetônico (b) e etanólico (c) de jamelão pelo método de sequestro do
radical DPPH• ..........................................................................................
63
FIGURA 12 Curva cinética do potencial antioxidante dos extratos orgânicos de
jamelão pelo método de sequestro do radical ABTS•+
............................
66
FIGURA 13 Licores de jamelão obtidos por três processamentos distintos: (a, b, c)
processo de maceração do fruto sem tratamento térmico e adição de
xarope preparado a quente; (d, e, f) processo de maceração do fruto
com tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; (g, h, i)
xarope elaborado por desidratação osmótica e maceração do fruto ........
67
FIGURA 14 Intenção de compra dos licores de jamelão ............................................. 82
FIGURA 15 Perfil sensorial em gráfico aranha para as amostras de licor ................... 85
10
LISTAS DE TABELAS
TABELA 1 Formulações de licores de jamelão ......................................................... 43
TABELA 2 Concentração das soluções aquosas para identificação dos gostos
básicos .....................................................................................................
48
TABELA 3 Características físicas e físico-químicas de jamelão (Syzygium cumini)
coletados na cidade de Floriano, Piauí – Brasil, 2011 ............................
51
TABELA 4 Composição centesimal (g.100 g-1
de amostra) e valor energético total -
VET (Kcal.100 g-1
de amostra) de jamelão, coletados na cidade de
Floriano, Piauí – Brasil, 2011 .................................................................
53
TABELA 5 Comparação do perfil de minerais (mg.100 g-1
de amostra seca) de
jamelão com as recomendações de ingestão diária para adultos
saudáveis .................................................................................................
54
TABELA 6 Antocianinas monoméricas, carotenoides totais e ácido ascórbico em
jamelão coletados na cidade de Floriano, Piauí – Brasil, 2011 ..............
56
TABELA 7 Polifenóis (mg EAG.100 g-1
) dos extratos orgânicos de jamelão ........... 58
TABELA 8 Atividade antioxidante, expressos pelo percentual de proteção (%) e
EC50 (μg.mL–1
) pelo método de sequestro do radical DPPH• para os
extratos orgânicos de jamelão .................................................................
60
TABELA 9 Valor TEAC (Capacidade antioxidante equivalente ao Trolox) pelo
método de sequestro do radical ABTS•+
para os extratos orgânicos de
jamelão ....................................................................................................
64
TABELA 10 Compostos fenólicos (mg EAG. L-1
) em licores de jamelão durante o
período de maturação ..............................................................................
68
TABELA 11 Antocianinas monoméricas (mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
) em licores
de jamelão durante o período de maturação ............................................
71
TABELA 12 Atividade antioxidante pelo método de sequestro do radical DPPH•
(mmol.100 mL-1
) em licores de jamelão durante o período de
maturação ................................................................................................
74
TABELA 13 Coeficientes de correlação entre as concentrações de compostos
fenólicos, antocianinas monoméricas e a atividade antioxidante dos
licores de jamelão pelo método de sequestro do DPPH• nos tempos de
10 e 30 minutos .......................................................................................
75
11
TABELA 14 Atividade antioxidante pelo método de sequestro do radical ABTS•+
(μmol.100 mL-1
) em licores de jamelão durante o período de maturação
77
TABELA 15 Coeficientes de correlação entre as concentrações de compostos
fenólicos, antocianinas monoméricas e a atividade antioxidante dos
licores de jamelão pelo método de sequestro do ABTS•+
nos tempos de
10 e 30 minutos ......................................................................................
79
TABELA 16 Valores médios da aceitação e intenção de compra para licor de
jamelão ....................................................................................................
80
TABELA 17 Termos descritores, definições e referências levantados pela equipe ..... 83
TABELA 18 Médias da equipe para os termos descritores do licor de jamelão .......... 86
12
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS
% Porcentagem
Abs Absorbância
ABTS•+
2,2-azino-bis-(3-etil-benzotiazolina-6-acido sulfônico
ADQ Análise descritiva quantitativa
ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária
ATT Acidez total titulável
C6–C1 Ligação entre o carbono 6 e o carbono 1
C6–C3 Ligação entre o carbono 6 e o carbono 3
Ca Cálcio
cm Centímetro
Cu Cobre
DCFI Sal sódico 2,6-diclorofenol indofenol
DNA Ácido desoxirribonucleico
DPPH• 2,2-difenil-1- picrilidrazil
DRI Dietary Reference Intakes
EAG Equivalente de ácido gálico
ERO’s Espécies reativas do oxigênio
Fe Ferro
FRAP Poder antioxidante de redução do ferro
g Grama
h Hora
IDR Ingestão diária recomendada
INPM Instituto Nacional de Pesos e Medidas
K Potássio
Kg Quilograma
L Litro
m Massa
Mg Magnésio
mg Miligrama
mL Mililitros
mmol Milimol
13
Mn Manganês
N Normalidade
Na2CO3 Carbonato de sódio
NaOH Hidróxido de sódio
nm Nanômetro
º Graus
ºC Graus Celsius
ºGL Graus Gay Lussac
ORAC capacidade de absorção de radicais oxigênio
P Fósforo
PA Pró-análise (grau analítico)
pH Potencial hidrogeniônico
ppm Parte por milhão
RNA Ácido ribonucleico
Se Selênio
SST Sólidos solúveis totais
TCLE Termo de Consentimento Livre e Esclarecido
TEAC Capacidade antioxidante total equivalente ao Trolox
v Volume
VET Valor energético total
Zn Zinco
μL Microlitros
μmol Micromol
14
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .............................................................................................................. 17
2 REVISÃO DE LITERATURA ..................................................................................... 19
2.1 Jamelão (Syzygium cumini) ........................................................................................... 19
2.2 Composição química e usos do Syzygium cumini ......................................................... 21
2.3 Compostos antioxidantes .............................................................................................. 22
2.4 Ensaios químicos para avaliar a atividade antioxidante in vitro ................................... 23
2.5 Elaboração de Licor ..................................................................................................... 24
2.5.1 Processamento artesanal de licores ............................................................................ 25
2.5.1.1 Maceração ............................................................................................................... 26
2.5.1.2 Preparo do xarope a quente ..................................................................................... 27
2.5.1.3 Preparo do xarope por desidratação osmótica ......................................................... 27
2.5.1.4 Mistura da solução hidroalcoólica ao xarope .......................................................... 27
2.5.1.5 Maturação ................................................................................................................ 28
2.6 Análise sensorial de licor .............................................................................................. 28
3 OBJETIVOS ................................................................................................................... 30
3.1 Objetivo geral ............................................................................................................... 30
3.2 Objetivos específicos .................................................................................................... 30
4 MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................... 31
4.1 Matérias-primas ............................................................................................................. 31
4.2 Local e período de estudo ............................................................................................. 31
4.3 Caracterização física e físico-química ........................................................................... 31
4.3.1 Peso médio, biometria (diâmetro longitudinal e transversal) e rendimento ............... 31
4.3.2 pH ............................................................................................................................... 32
4.3.3 Sólidos solúveis totais (SST) ..................................................................................... 32
4.3.4 Acidez total titulável .................................................................................................. 32
4.3.5 Índice de maturação ................................................................................................... 32
4.4 Caracterização química ................................................................................................. 33
4.4.1 Umidade ..................................................................................................................... 33
4.4.2 Resíduo mineral fixo (Cinzas) ................................................................................... 33
4.4.3 Composição de minerais ............................................................................................ 33
4.4.4 Proteínas ..................................................................................................................... 34
4.4.5 Extrato etéreo (Lipídios) ............................................................................................ 35
15
4.4.6 Fibra alimentar total ................................................................................................... 35
4.4.7 Carboidratos ............................................................................................................... 36
4.5 Compostos bioativos ..................................................................................................... 36
4.5.1 Antocianinas monoméricas ........................................................................................ 36
4.5.2 Carotenoides ............................................................................................................... 37
4.5.3 Ácido ascórbico .......................................................................................................... 38
4.5.4 Compostos fenólicos .................................................................................................. 39
4.5.4.1 Obtenção dos extratos ............................................................................................. 39
4.5.4.2 Quantificação dos compostos fenólicos .................................................................. 39
4.6 Avaliação da atividade antioxidante in vitro ................................................................. 40
4.6.1 Teor de matéria seca do extrato .................................................................................. 40
4.6.2 Método de sequestro do radical livre DPPH• ............................................................ 41
4.6.3 Método de sequestro do radical livre ABTS•+
........................................................... 42
4.7 Processamento dos licores ............................................................................................. 43
4.7.1 Elaboração do xarope a quente e por desidratação osmótica ..................................... 43
4.7.2 Preparação dos licores ................................................................................................ 43
4.7.3 Licor (P1) – Maceração do jamelão sem tratamento térmico e adição de xarope
preparado a quente ..............................................................................................................
45
4.7.4 Licor (P2) – Maceração do jamelão com tratamento térmico e adição de xarope
preparado a quente ..............................................................................................................
45
4.7.5 Licor (P3) – Xarope por desidratação osmótica e maceração do fruto ...................... 45
4.8 Análise da estabilidade antioxidante do licor ............................................................... 45
4.9 Avaliação sensorial ....................................................................................................... 46
4.9.1 Pré-seleção dos provadores ........................................................................................ 47
4.9.2 Desenvolvimento da terminologia descritiva ............................................................. 48
4.9.3 Treinamento e seleção dos provadores ....................................................................... 49
4.9.4 Análise das amostras de licor de jamelão ................................................................... 49
4.10 Análise estatística ........................................................................................................ 49
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................... 51
5.1 Caracterização física e físico-química ........................................................................... 51
5.2 Composição centesimal e de minerais .......................................................................... 53
5.3 Quantificação dos compostos bioativos ........................................................................ 56
5.4 Avaliação da atividade antioxidante in vitro ................................................................. 60
16
5.4.1 Método de sequestro do radical DPPH• ..................................................................... 60
5.4.2 Método de sequestro do radical ABTS•+
.................................................................... 64
5.5 Obtenção e estabilidade dos licores de jamelão ............................................................ 67
5.5.1 Estabilidade dos compostos fenólicos e das antocianinas monoméricas em licores
de jamelão ...........................................................................................................................
68
5.5.2 Estabilidade da atividade antioxidante in vitro em licores de jamelão ...................... 73
5.6 Análise sensorial dos licores de jamelão ....................................................................... 79
5.6.1 Desenvolvimento da terminologia descritiva ............................................................. 82
5.6.2 Perfil sensorial dos licores de jamelão ....................................................................... 85
6 CONCLUSÃO ................................................................................................................ 88
REFERÊNCIAS ................................................................................................................ 90
Apêndice A Termo de consentimento livre e esclarecido
Apêndice B Teste de aceitação, intenção de compra e ordenação de preferência
Apêndice C Questionário para recrutamento de voluntários para a Análise Descritiva
Quantitativa (ADQ)
Apêndice D Teste de reconhecimento de odores
Apêndice E Teste de identificação de gostos básicos
Apêndice F Teste de verificação da capacidade discriminatória
Apêndice G Teste para levantamento de descritores de licor - Método de Rede
Apêndice H Teste para avaliação de desempenho dos provadores
Apêndice I EC50 dos extratos orgânicos de jamelão e dos padrões de ácido gálico e
catequina
Anexo A Submissão ao Comitê de Ética da UFPI
17
1 INTRODUÇÃO
Estudos epidemiológicos têm demonstrado relação direta entre dieta e saúde.
Pesquisadores, cada vez mais, estão centrando-se no papel que os nutrientes desempenham na
manutenção da saúde, e mais especificamente, na redução de doenças crônicas não-
transmissíveis. Os estudos revelam que a produção excessiva de radicais livres durante os
processos metabólicos que leva ao estresse oxidativo, é uma das principais causas para o
surgimento dessas doenças (BIANCHI e ANTUNES, 1999). Dentre os vários compostos com
efeitos benéficos ao organismo, destacam-se os antioxidantes, um grupo de compostos
químicos possuidores de múltiplas funções que permitem ao organismo combater
eficientemente o excesso dos radicais livres, retardando ou prevenindo a oxidação celular
(SUHAJ, 2006).
Tais benefícios à saúde são atribuídos aos alimentos ricos em compostos fenólicos e
outros antioxidantes, tais como o ácido ascórbico, os tocoferóis e os carotenoides. Estudos
recentes relatam que os polifenóis, além de atuarem como antioxidantes diretos, podem ainda
influenciar na atividade protetora do organismo contra danos oxidativos, protegendo as
biomoléculas (proteínas, lipídios e carboidratos), as moléculas do DNA e RNA; estimular a
produção e a atividade das enzimas antioxidantes, elevando dessa forma, a qualidade de vida
do indivíduo (EFRAIM; ALVES e JARDIM, 2011; FLOEGEL et al., 2011). Essas
descobertas têm elevado a procura por novas espécies botânicas, especialmente frutos, que
possuam tais propriedades benéficas ao organismo.
Nesse contexto, destaca-se o jamelão (Syzygium cumini), frutífera exótica da família
Myrtaceae nativa dos trópicos, particularmente da Índia, amplamente cultivada no Brasil
como árvore ornamental e de sombra (RUFINO, 2008). O jamelão se propaga por todas as
regiões tropicais do mundo, é uma fruta pequena, de forma elipsoide, que se torna roxa escura
quando completamente madura, sua pele é fina, lustrosa e aderente. Sua polpa, também roxa,
é carnosa e envolve uma semente única e grande. Possui sabor adstringente, mas mesmo
assim muito agradável ao paladar. Nas épocas de safras, as suas árvores ficam carregadas de
frutos e quando maduros, despencam e se acumulam no solo. Apesar dessa abundância, esses
frutos não são tradicionalmente consumidos por populações urbanas, sendo mais utilizados
para fins medicinais (SÁ, 2008).
Como muitas empresas estão conscientes das tendências de consumo e buscam novos
ingredientes para incorporar aos produtos já existentes e aos que poderão ser desenvolvidos
18
no futuro, uma técnica que pode ser viável é a elaboração do licor a partir desse fruto, que
além de ser um método simples, agrega valor ao produto, minimizando suas perdas.
Pesquisas recentes têm demonstrado que bebidas como vinho, licores e cervejas
apresentam compostos polifenólicos que atuam como antioxidantes (OLIVEIRA et al., 2009),
mostrando que o consumo moderado de bebidas alcoólicas pode proporcionar benefícios à
saúde. Um estudo realizado por Renaud et al. (1992), mostrou que a população francesa
apresentava um índice bem menor de doenças cardiovasculares que a maioria da população
mundial, apesar de consumirem alimentos ricos em gorduras e não praticarem exercícios
físicos regularmente (fenômeno conhecido como “paradoxo francês”). A explicação para tal
constatação advém do hábito alimentar dos franceses em consumirem vinho frequentemente,
uma fonte potencial de compostos fenólicos, no qual são encontrados em concentrações de 1,4
a 4,0 g.L-1
. Dessa forma, a elaboração de licor de jamelão, matéria-prima rica nesses
compostos, pode proporcionar um produto final com apreciável propriedade antioxidante.
Atualmente, são aplicados vários métodos de elaboração de licor (à quente, à frio,
maceração, e outras variações como tempo de contato do álcool com o fruto) e como alguns
constituintes dos alimentos se alteram com facilidade, torna-se fundamental a utilização da
melhor técnica de elaboração para preservar seus nutrientes e compostos antioxidantes, uma
vez que o processamento pode alterar a concentração e combinação da quantidade de
antioxidantes presentes no produto (RAWSON et al., 2011).
Considerando a elevada produção e perda de frutos de jamelão, as diversas
propriedades fitoterapêuticas e ausência de estudos sobre o seu conteúdo orgânico e mineral e
sua aplicação tecnológica, esta pesquisa visou determinar as características físico-químicas,
compostos bioativos e atividade antioxidante das frações comestíveis do fruto. Além disso,
elaborar um licor de jamelão avaliando o efeito do processamento no teor de compostos
bioativos, na atividade antioxidante e atributos sensoriais do produto final.
19
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Jamelão (Syzygium cumini)
O jameleiro é uma frutífera exótica da família Myrtaceae nativa dos trópicos,
particularmente da Índia, amplamente cultivada no Brasil como árvore ornamental e de
sombra (RUFINO, 2008). Foi classificado botanicamente como Eugenia jambolana e
posteriormente, reclassificado como Syzygium cumini (LAGO; GOMES e SILVA, 2006).
Possui várias sinonímias, sendo conhecido também como jambolão, jalão, cereja, azeitona
preta, azeitona roxa, azeitona-doce, jambul, jaman (Ásia), faux pistachier (França), indian
black berry (Inglaterra) e jambal, duhat (Finlândia) (RUFINO, 2008).
É uma árvore perenifólia de copa frondosa e densa, de 15 a 20 metros de altura, com
tronco geralmente tortuoso (Figura 1) (RUFINO, 2008). Prefere o clima quente e úmido,
sendo uma planta bastante rústica, adaptando-se bem em qualquer tipo de solo, inclusive
aqueles impróprios para o cultivo comercial de outras fruteiras (DONADIO, 2007).
Figura 1 - Árvore de jamelão (Syzygium cumini)
As folhas (Figura 2) são simples, coriáceas, glabras, aromáticas, lustrosas, medindo de
8 a 14 cm de comprimento, com a nervura principal destacada e o pecíolo de 1 a 3 cm, e as
flores (Figura 2) são dominadas pelos estames de coloração branca a creme e ficam dispostas
em grandes quantidades em rancemos axilares ramificados (AYYANAR e SUBASH-BABU,
2012).
20
Figura 2 - Folhas e flores da árvore de jamelão (Syzygium cumini)
Os frutos são carnosos do tipo baga, elipsoides, apresentando cerca de 3 a 4 cm de
comprimento e 2 cm de diâmetro, com pericarpo de coloração roxo-escuro intenso quando
maduro (Figura 3), apresentando apenas uma semente (Figura 4) (SÁ, 2008). E o sabor,
apesar de um pouco adstringente, é agradável ao paladar (FARIA; MARQUES e
MERCADANTE, 2011).
Figura 3 – Frutos da árvore de jamelão (Syzygium
cumini) em diversos estádios de maturação
Figura 4 – Fruto e semente da árvore de jamelão
(Syzygium cumini)
A forma de multiplicação da árvore é através da dispersão das sementes, normalmente
realizada por pássaros e pequenos animais (LORENZI et al., 2006). No Brasil geralmente a
árvore floresce nos meses de agosto a novembro, e os frutos são encontrados abundantemente
nos meses de outubro a dezembro, principalmente em alguns estados da região nordeste.
21
2.2 Composição química e usos do Syzygium cumini
Vários componentes fazem parte da composição química de frutas e hortaliças, os
quais conferem as características de cor, sabor e flavor, além dos efeitos nutricionais e
nutracêuticos. Centenas de componentes podem estar presentes nos tecidos vegetais, mas a
grande maioria se apresenta em quantidades muito pequenas quando expressos em peso
(BARCIA, 2009). Dentre os componentes mais importantes presentes no jamelão, incluem-se
a água, pigmentos antociânicos, vitaminas, minerais e outros componentes resultantes do
metabolismo secundário, denominados fitoquímicos (SÁ, 2008).
Estas substâncias são produzidas naturalmente pelas plantas para se protegerem do
ataque de pragas e doenças e também para ajudarem a suportar as condições adversas do
ambiente. Além dessa função protetora da planta, esses compostos são responsáveis por suas
várias propriedades farmacológicas, sendo amplamente utilizado na medicina popular
(VIZZOTO e PEREIRA, 2008), por conferir ação hipoglicemiante, antimicrobiana,
hipotensiva, diurética, cardiotônica, antiinflamatória, antiemética, estimulante do sistema
nervoso central, antipirética, anticonvulsivante, anti-hemorrágica, carminativa e
antiescorbútica (CHAUDHARY e MUKHOPADHYAY, 2012).
Isso tem popularizado o emprego do jamelão no tratamento de várias enfermidades
como constipação, leucorréia, úlcera venérea, purificação de sangue, interrupção de
hemorragia nas fezes, disenteria, dispepsia, asma, bronquite, gengivite, estomatite,
queimaduras, retenção urinária e descamações do couro cabeludo (MIGLIATO et al., 2006).
Esse tratamento é feito de forma empírica, por meio do uso das sementes, cascas, folhas,
frutos e flores do jamelão na forma de chás, infusões, xaropes, extratos, entre outros,
Além do uso medicinal, os frutos e outras partes da planta também são utilizados na
cosmetologia e/ou indústria alimentícia (SÁ, 2008). Na cosmetologia, são empregadas
principalmente as folhas, das quais são extraídos os óleos essenciais, e a fragrância é
adicionada a sabões e/ou misturadas a outras substâncias para produção de perfumes. Na
indústria alimentícia, utiliza-se principalmente o fruto, sendo este empregado como
ingrediente de diversos produtos alimentícios, como doces, geleias, sucos, vinagres, pudins e
bebidas como vinho, e tais produtos encontram-se disponíveis no mercado asiático
(CHAUDHARY e MUKHOPADHYAY, 2012), hábito ainda não incorporado no Brasil.
22
2.3 Compostos antioxidantes
Um antioxidante é uma substância que, em baixas concentrações, retarda ou previne a
oxidação do substrato, e que quando o seu mecanismo de ação for através de reação com o
radical livre, o novo radical formado deve ser estável e incapaz de propagar a reação
(SHAHID; JANITHA e WANASUNDARA, 1992). Esses compostos podem ser de origem
endógena ou exógena. Neste último caso, são obtidos pela dieta, sendo conhecidos também
como antioxidantes naturais, sendo que o seu consumo aumenta a resistência aos danos
provocados pela oxidação, apresentando assim um impacto significativo para a saúde humana
(PRADO, 2009). Além disso, esses compostos podem ajudar na proteção do organismo contra
os danos causados pelas espécies reativas do oxigênio (ERO’s) e doenças degenerativas como
câncer, doenças cardiovasculares, diabetes mellitus, entre outras (SHAHIDI, 1996).
A forma de atuação desses compostos, de modo a proporcionar tais benefícios, ocorre
por vários mecanismos nos organismos vivos, tais como complexação de íons metálicos,
captura de radicais livres, inibição de enzimas responsáveis pela geração de espécies reativas
de oxigênio e nitrogênio e modulação de vias sinalizadoras celulares (VASCONCELOS;
SILVA, e GOULART, 2006).
Como os compostos antioxidantes permitem ao organismo combater o excesso de
radicais livres, vários estudos estão voltados para pesquisa de frutos, como o jamelão que
possui essas propriedades, bem como o desenvolvimento de novos produtos que também
proporcionem essa ação ao organismo humano (AYYANAR e SUBAHS-BABU, 2012).
Dentre os compostos antioxidantes, destacam-se os compostos fenólicos, substâncias
amplamente distribuídas no reino vegetal, em particular nas frutas e em outros vegetais. São
conjuntos heterogêneos que apresentam em sua estrutura vários grupos benzênicos
característicos, substituídos por grupamentos hidroxilas (SOARES et al., 2008). Esses
compostos, apesar de atualmente não serem considerados nutrientes, têm recebido muita
atenção devido a sua atividade biológica, uma vez que estudos sugerem que os alimentos
vegetais contenham compostos metabólicos secundários, que quando ingeridos,
frequentemente através da dieta, apresentam efeitos benéficos à saúde, entre os quais os de
antiinflamatório, antioxidante, antimicrobiana, analgésica e vasodilatadora (EFRAIM;
ALVES e JARDIM, 2011).
23
Os compostos fenólicos podem ser classificados em dois grupos: os flavonóides e os
não flavonóides. Os flavonóides constituem a maior classe de fenólicos vegetais, e sua
estrutura química consiste em dois anéis aromáticos unidos por um heterociclo oxigenado
(BARCIA, 2009). Dependendo do grau de hidrogenação e da substituição do heterociclo,
diferenciam-se em flavanóis, flavonas, flavonois, flavanonas, antocianinas, antocianidinas e
isoflavonoides (KARAKAYA, 2004).
As antocianinas são flavonoides que conferem as várias nuances de cores entre laranja,
vermelho e azul encontradas em frutas, vegetais, flores, folhas e raízes. Essa variedade de
cores se deve a uma forte absorção de luz na região do visível, dependendo do meio em que se
encontre (SÁ, 2008). São compostos naturais capazes de agir como potentes antioxidantes.
Esse potencial é regulado por suas diferenças na estrutura química, uma vez que varia a
posição e os tipos de grupos químicos em seus anéis aromáticos, dessa forma, a capacidade de
aceitar elétrons desemparelhados de moléculas de radicais também varia. Vale ressaltar que
seu potencial antioxidante também é dependente do número e da posição dos grupos
hidroxilas e sua conjugação, assim como da presença de elétrons doadores no anel da
estrutura, devido à capacidade que o grupo aromático possui de suportar o
desemparelhamento de elétrons (VOLP et al., 2008).
O grupo dos não flavonoides consiste em dois subgrupos, os derivados do ácido
hidroxibenzóico e os derivados do ácido hidroxicinâmico. Os ácidos hidroxibenzóicos
incluem os ácidos gálico, p-hidroxibenzóico, protocatecuíco, vanílico e siríngico, que têm
estrutura comum, C6–C1; enquanto os ácidos hidroxicinâmicos, são compostos aromáticos
com três carbonos que formam uma cadeia lateral (C6–C3), como os ácidos caféico, ferúlico e
p-cumárico (ANGELO e JORGE, 2007). Esses componentes, além da vitamina C, E e β-
caroteno, são os responsáveis pela capacidade antioxidante de vários frutos e vegetais (SÁ,
2008).
2.4 Ensaios químicos para avaliar a atividade antioxidante in vitro
O crescente interesse pelos possíveis efeitos benéficos dos antioxidantes à saúde tem
feito com que seja desenvolvida uma grande quantidade de métodos para determinar a
atividade antioxidante dos extratos de alimentos. Diante disso, vários métodos têm sido
criados e empregados nesses substratos, permitindo uma rápida seleção de substâncias e/ou
misturas potencialmente interessantes com relação ao seu potencial em combater os diversos
radicais livres (SAAVEDRA, 2008).
24
No entanto, ainda não há uma metodologia oficial para tal fim, e quando se usa mais
de um método para avaliar esse potencial antioxidante, obtêm-se resultados muitas vezes
conflitantes e não comparáveis (DUARTE-ALMEIDA et al., 2006). Isso ocorre porque em
um mesmo alimento pode haver misturas de diferentes antioxidantes com variados
mecanismos de ação, ocorrendo reações sinérgicas, fazendo-se necessário a diversificação nas
análises para poder considerar os possíveis mecanismos de ação de todos os antioxidantes
presentes no alimento (PÉREZ-JIMÉNEZ, 2007).
Dentre os métodos para se estimar a capacidade antioxidante em frutas e hortaliças
incluem-se o ABTS•+
(2,2-azino-bis-(3-etil-benzotiazolina-6-acido sulfônico), DPPH• (2,2-
difenil-1- picrilidrazil), FRAP (poder antioxidante de redução do ferro), autoxidação do
sistema β-caroteno/ácido linoleico, Rancimat, ORAC (capacidade de absorção de radicais
oxigênio), entre outros (PRADO, 2009).
Para uma escolha prudente dos testes para verificar a atividade antioxidante é
importante tomar como base a resposta de algumas questões que se referem às propriedades
de proteção dos antioxidantes, tais como onde irão se localizar no sistema de ação, os
produtos que serão inibidos, a interação com outros componentes e os seus efeitos. Dessa
forma, medidas da capacidade antioxidante para frutas e outros produtos naturais requerem
uma seleção rigorosa na escolha dos métodos de avaliação, o que vai depender dos tipos de
compostos antioxidantes a serem testados (FRANKEL e MEYER, 2000).
Os mais utilizados são os ensaios de sequestro do radical DPPH• e ABTS
•+. Ambos
apresentam excelente estabilidade em certas condições de análise, mas também mostram
diferenças importantes frente aos antioxidantes e quanto à manipulação. O DPPH• é um
radical livre que é adquirido dessa forma, sem a necessidade de preparo. Ao contrário deste, o
radical ABTS•+
deve ser gerado por reações enzimáticas ou químicas. Outra diferença é que o
ABTS•+
pode ser solubilizado em meios orgânicos e aquosos nos quais a atividade
antioxidante pode ser determinada, dependendo da natureza dos compostos antioxidantes,
enquanto que o DPPH• somente pode ser solubilizado em meios orgânicos (meios alcoólicos,
especificamente) (ARNAO, 2000).
2.5 Elaboração de licor
Segundo o Decreto nº 6.871 de 4 de junho de 2009 que regulamenta a Lei n° 8.918 de
14 de julho de 1994, licor é a bebida com graduação alcoólica de 15% a 54% em volume, a 20
25
ºC, com percentual de açúcar superior a 30 g.L-1
. É elaborado com álcool etílico potável de
origem agrícola, ou destilado alcoólico simples de origem agrícola, ou com bebida alcoólica
ou mistura de um ou mais desses alcoóis. Ao produto é adicionado extratos ou substâncias de
origem vegetal ou animal, substâncias aromatizantes, saborizantes, corantes e outros aditivos
(BRASIL, 2009).
Ainda de acordo com esse decreto, os licores podem ser denominados de seco, fino ou
doce, creme, escarchado ou cristalizado em função do teor de açúcar presente em sua
formulação, sendo o licor seco aquele com mais de 30 g.L-1
e no máximo 100 g.L-1
; o licor
fino ou doce ou suave é aquele com mais de 100 g.L-1
e no máximo 350 g.L-1
; licor creme o
que contém mais de 350 g.L-1
; e licor escarchado ou cristalizado é a bebida saturada de
açúcares parcialmente cristalizados. O licor que contiver por base mais de uma substância
vegetal e, não havendo predominância de alguma delas, poderá ser denominado
genericamente de licor de ervas, licor de frutas ou outras denominações que caracterizem o
produto (BRASIL, 2009).
Conforme Penha (2006), os licores são bebidas muito saborosas, com propriedades
digestivas, estimulantes e reconstituintes, podendo ser servidos como bebida cordial (para
agradar os visitantes), como aperitivo (servido antes da refeição para estimular o apetite) ou
ainda como digestivo, após as refeições.
2.5.1 Processamento artesanal de licores
De acordo com Decreto nº 6.871 de 4 de junho de 2009 que regulamente a Lei n°
8.918 de 14 de julho de 1994, os licores são bebidas alcoólicas fabricados por mistura de
vários ingredientes (BRASIL, 2009). Trata-se de um processo simples, no entanto existem
variações, com registro de algumas patentes que visam, de alguma forma, melhorar a
qualidade do produto final (PENHA et al., 2002). Conforme Teixeira et al. (2005), as etapas
da elaboração de licores de frutas envolvem infusão, preparo do xarope, mistura,
envelhecimento, clarificação, filtração e envase. Sendo que a qualidade do produto depende
de fatores tais como a formulação utilizada, o emprego de boas práticas de fabricação e os
métodos de processamento utilizados.
Segundo Coelho et al. (2007), a proporção de frutas e solventes, a concentração de
etanol e o tempo de maceração podem originar licores com aroma e sabor distintos, podendo
ser a etapa de elaboração do extrato da fruta o ponto mais crítico do processo. Conforme
26
Penha (2004), a melhor proporção a ser empregada é de 1 para 1, ou seja, 1 Kg de fruta para 1
litro de álcool potável a 98° INPM (Instituto Nacional de Pesos e Medidas). Esta proporção
aumenta a extração das substâncias mais importantes da fruta e reduz a degradação da cor e
do teor vitamínico dos sucos de frutas.
Existem basicamente três formas de preparo de licor de frutas (maceração do fruto
sem tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; maceração do fruto com
tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; e preparação de xarope por
desidratação osmótica e maceração do fruto). Tais métodos de processamento podem influir
no teor de fenólicos totais e de antocianinas e consequentemente na sua atividade
antioxidante, sendo fundamental a escolha do melhor método de preparação para se obter uma
maior conservação desses compostos no produto final (GEOCZE, 2007). A seguir são
descritos as principais etapas na elaboração de licor artesanal
2.5.1.1 Maceração
O método de maceração é uma operação unitária que também pode ser designado
como extração sólido-líquido ou lixiviação. Esta consiste em deixar a matéria-prima por um
tempo em contato com uma solução hidroalcoólica, transcorrido o tempo necessário faz-se
uma filtração obtendo-se o extrato alcoólico que contem os princípios aromáticos e corantes
extraídos da matéria-prima. Este procedimento é comum em licores naturais produzidos a
partir de frutas (TEIXEIRA et al., 2012).
No processo de extração das frutas, os componentes solúveis são encontrados no
interior celular e estes são extraídos porque o solvente passa da solução para a superfície da
amostra, difundindo-se no sólido. Nessa etapa muitas vezes a taxa de extração torna-se menor,
pois as paredes celulares são resistentes à difusão, porém não é o fator determinante da
velocidade de lixiviação, pois é a difusão do soluto para o meio que determina como essa
operação irá transcorrer (TEIXEIRA et al., 2012). Para contornar esse problema pode-se
realizar a redução do tamanho da amostra, assim durante a extração, o solvente percorre
distâncias menores e chega ao maior número de células. A seguir, o soluto é dissolvido no
solvente no interior do sólido e difunde-se através da mistura de sólido e solvente até a
superfície da partícula. Por fim os princípios ativos dos frutos e/ou ervas são transferidos
dessa superfície para a solução hidroalcoólica (GEANKOPLIS, 2007).
27
2.5.1.2 Preparo do xarope a quente
Xarope é a solução concentrada de açúcar e água, do qual dependem a consistência e a
suavidade do licor. A quantidade de açúcar no xarope é variável, de acordo com a
consistência desejada, podendo-se usar de uma e meia a cinco partes de açúcar, por partes de
água. Pelo aquecimento ocorrem a solubilidade e a concentração do xarope. Um xarope pouco
concentrado está sujeito à fermentação e quando supersaturado, à cristalização (SOUZA e
BRAGANÇA, 2001).
Durante a fase de preparação do xarope deve-se acrescentar uma pequena quantidade
de ácido cítrico ou tartárico para promover a inversão parcial da sacarose em frutose e glicose,
o que desfavorece sua cristalização (TEIXEIRA et al., 2007).
2.5.1.3 Preparo do xarope por desidratação osmótica
O preparo do xarope pode ocorrer a frio, através do processo de desidratação osmótica
de alimentos. Esta é uma técnica de grande potencial industrial, que consiste na remoção de
água do alimento, quando imerso em material com alta pressão osmótica (soluções
hipertônicas ou moléculas desidratantes) (WALISZEWSKI et al., 1997). A osmose consiste
no movimento do solvente de um meio menos concentrado (hipotônico) para um meio mais
concentrado (hipertônico). A migração do solvente depende da seletividade e da
permeabilidade do alimento, tempo de contato e tamanho do produto. Os solutos mais
comumente usados para essa desidratação osmótica são o cloreto de sódio, sacarose, lactose,
frutose e glicose (BARBOSA-CÁNOVAS e MERCADO, 1995).
Segundo Shi, Fito e Chiralt (1995), a sacarose, sendo uma molécula grande, pode não
difundir através da membrana celular. Assim, a aproximação de equilíbrio é obtida,
primariamente, pela perda de água dos tecidos do fruto, originando um xarope com alto teor
deste açúcar.
2.5.1.4 Mistura da solução hidroalcoólica ao xarope
A mistura da solução hidroalcoólica (macerado ou aguardentes) e da essência ao
xarope deve ser sempre feita a frio, pois a maioria dos aromas é muito volátil. Vale ressaltar
ainda, que o resfriamento do xarope deve acontecer naturalmente para que não ocorra sua
cristalização e que a proporção usada de xarope e infusão são o diferencial que personaliza o
28
licor, determinando o seu teor alcoólico, sua viscosidade e o seu teor de açúcar (GEOCZE,
2007).
2.5.1.5 Maturação
Após a mistura da infusão e do xarope, o licor é armazenado pelo período mínimo de
três meses, tempo necessário para que a bebida adquira paladar, aroma, sabor requintado e
harmonia na sua composição. Esse período é chamado de “maturação” (SOUZA e
BRAGANÇA, 2001). Segundo Geocze (2007), pode-se acelerar o envelhecimento do licor
através do processo de “tranchage” que consiste em submeter a mistura em recipiente fechado
à temperatura abaixo de 78,4 ºC, ponto de ebulição do álcool, e depois resfriá-lo lentamente,
este processo acelera as reações que ocorrem durante o envelhecimento, principalmente a
formação dos ésteres aromáticos responsáveis pelo “bouquet”, tais como o acetato de etila,
além de outros compostos. Com o aquecimento, fornece-se energia de ativação para que tais
reações ocorram. Este aquecimento, porém, não deve atingir temperaturas muito elevadas,
nem ser por tempo muito longo, para não provocar queima dos compostos presentes.
Durante o preparo de um licor à base de frutas é necessário ter o cuidado de preservar
seus atributos sensoriais e substâncias nutritivas, para que assim o consumidor possa associá-
lo à fruta com a qual foi preparado. Além dessas substâncias, os compostos antioxidantes
também devem ser preservados, uma vez que técnicas de preparo podem interferir na sua
biodisponibilidade (PENHA, 2006).
2.6 Análise sensorial de licor
A análise sensorial é uma ferramenta utilizada para medir, analisar e interpretar o
impacto que as características dos alimentos, bebidas e materiais produzem nos órgãos dos
sentidos humanos, e assim, determinar como os produtos são percebidos (LORENZETI,
2009). No estudo de bebidas alcoólicas, a análise sensorial torna-se imprescindível, pois é o
meio empregado para verificar a sua aceitação (CARDELLO e FARIA, 2000),
aprimoramento dos processos de elaboração (ROTA e FARIA, 2009), para a pesquisa de
atributos e o melhoramento da qualidade da bebida (MAÇATELLI, 2006) e ainda para a
análise tempo-intensidade de estímulos sensoriais (CARDELLO e FARIA, 1999).
Análise descritiva quantitativa (ADQ) é um dos testes sensoriais mais aplicados para
avaliação de bebidas alcoólicas, pois descreve e quantifica as características sensoriais de uma
determinada bebida, utilizando terminologias geradas por provadores, o que resulta em uma
29
linguagem próxima à do consumidor (BARNABÉ; VENTURINI FILHO e BOLINI, 2007).
Esta técnica de análise fornece descrições qualitativas e quantitativas das bebidas, baseadas
nas percepções de indivíduos qualificados. Constitui-se numa descrição sensorial completa,
levando em conta todas as sensações percebidas quando a bebida é avaliada: visual, auditiva,
gustativa, olfativa e cinestética (STONE e SIDEL, 1993).
Dentre os estudos com bebidas alcoólicas, destacam-se os com vinho (BIASOTO,
2008; BARNABÉ; VENTURINI FILHO e BOLINI, 2007; BEHRENS e SILVA, 2000), sidra
(CHIQUETO; SIMÕES e WOSIACKI, 2010), licores (LORENZETI, 2009), entre outros.
Vale ressaltar que a análise descritiva, além de caracterizar as propriedades sensoriais, avalia
também o grau de intensidade com que cada atributo está presente no alimento (DUTCOSKY,
2011).
30
3 OBJETIVOS
3.1 Objetivo geral
Avaliar os principais compostos bioativos e a atividade antioxidante in vitro do fruto e
do licor de jamelão (Syzygium cumini) e verificar o efeito do processamento no teor de
compostos bioativos do licor.
3.2 Objetivos específicos
Determinar as características físicas, físico-químicas e a composição centesimal e de
minerais do fruto jamelão.
Quantificar os compostos bioativos (antocianinas monoméricas, carotenoides,
vitamina C e fenólicos totais).
Avaliar a atividade antioxidante in vitro por metodologias distintas (método DPPH• e
ABTS•+
).
Preparar licores de jamelão por três processamentos distintos.
Avaliar o efeito do processamento e o período de maturação no teor de compostos
bioativos e na atividade antioxidante in vitro do licor.
Caracterizar sensorialmente os licores formulados e verificar sua aceitação.
31
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Matérias-primas
Os frutos de jamelão foram colhidos manualmente de árvores adultas localizadas na
cidade de Floriano-PI (6º78’58.19’’ de latitude sul e 43º03’45.06’’ de longitude oeste), no
período de outubro de 2011 a novembro de 2011. Os frutos foram selecionados, de acordo
com o grau de maturação (determinado visualmente, sendo colhidas as frutas de coloração
roxa). Após a colheita, foram higienizados pela imersão em água a 100 ppm de hipoclorito de
sódio.10 min-1
,enxaguados e acondicionados em embalagens plásticas de polietileno e
poliamida, termoselados e armazenados a - 18 ºC. As demais matérias-primas (açúcar
refinado e álcool de cereais) para elaboração dos licores foram adquiridas no comércio local
de Teresina-PI.
4.2 Local e período de estudo
As análises foram realizadas no Laboratório de Análise de Alimentos do Instituto
Federal do Piauí (IFPI), no Laboratório de Experimentação e Análise de Alimentos (LEAAL)
da Universidade Federal de Pernambuco (UFPE) e no Laboratório de Fertilidade do Solo e
Nutrição Vegetal – Campo Análises Agrícolas (Paracatu-MG), no período de janeiro de 2012
a outubro de 2012.
4.3 Caracterização física e físico-química
4.3.1 Peso médio, biometria (diâmetro longitudinal e transversal) e rendimento
Para mensuração do peso dos frutos, foram utilizadas 40 unidades do fruto in natura,
utilizando-se balança analítica. A mesma quantidade de frutos foi utilizada para a
determinação das medidas biométricas (diâmetro longitudinal e transversal) que foram obtidas
com o auxilio de paquímetro digital.
O rendimento do fruto foi determinado pela relação entre o peso líquido (fruto sem
semente) e peso bruto (fruto com a semente) conforme a Equação 1.
R (%) = (PL.PB-1
) x 100 (1)
PL = Peso Líquido
PB = Peso Bruto
32
4.3.2 pH
Para determinação do potencial hidrogeniônico (pH) dos frutos, utilizou-se o método
potenciométrico. Pesaram-se 10 g da amostra, adicionaram-se 100 mL de água destilada a 25
ºC e homogeneizou-se por 30 minutos em agitador magnético. Após 10 minutos de repouso,
para decantação, foi realizada a leitura do pH no sobrenadante. O potenciômetro portátil
estava previamente calibrado com as soluções tampões pH 7,0 e pH 4,0 (IAL,2008).
4.3.3 Sólidos solúveis totais (SST)
Os teores de SST foram determinados por meio de leitura direta em refratômetro
portátil, com valor corrigido a 20 ºC. Adicionaram-se duas gotas da amostra no visor do
aparelho e realizou-se a leitura. Os resultados foram expressos em ºBrix (IAL,2008).
4.3.4 Acidez total titulável
A acidez total titulável foi determinada por titulação potenciométrica. Pesaram-se 2,5
g de amostra, diluíram-se em 25 mL de água destilada, adicionaram-se 3 gotas de solução de
fenolftaleína e titulou-se com solução de NaOH 0,1 N e fator de correção de 0,99, sob
agitação constante, até pH 8,3. O teor da acidez foi calculado, conforme Equação 2,
considerando o volume do álcali que foi gasto na titulação da suspensão e os resultados
expressos em % ácido cítrico (IAL,2008).
ATT = (V x f x N x PM).(10 x P x n)-1
(2)
ATT = acidez total titulável
V= volume em mL da solução de NaOH gasto na titulação
f = fator de correção da solução de NaOH
N = normalidade da solução de NaOH
PM = peso molecular do ácido correspondente em g (PM ácido cítrico = 192 g)
P = peso da amostra em g
n = número de hidrogênios ionizáveis (n ácido cítrico = 3)
4.3.5 Índice de maturação
O índice de maturação foi determinado por meio da relação entre sólidos solúveis
totais e acidez total titulável (IAL,2008).
Índice de maturação = (ºBrix).(acidez total titulável)-1
(3)
33
4.4 Caracterização química
4.4.1 Umidade
Para determinação da umidade, utilizou-se o método gravimétrico descrito pelo IAL
(2008). Pesaram-se 3 g da amostra triturada e homogeneizada em cápsulas de porcelana
previamente aquecidas a 105 ºC e pesadas. Colocaram-se as cápsulas com as amostras em
estufa a 105 ºC por 3 horas, posteriormente foram retiradas da estufa e resfriadas em
dessecador por 30 minutos, e em seguidas foram pesadas. O procedimento foi repetido até
peso constante. O teor de umidade (%) foi obtido pela Equação 4:
U (%) = (100 x N).P-1
(4)
U (%) = teor de umidade por cento
N = nº de gramas de umidade (perda de massa em g)
P = nº de gramas da amostra
4.4.2 Resíduo Mineral fixo (Cinzas)
O resíduo mineral fixo foi obtido pelo método gravimétrico preconizado pelo IAL
(2008). Foram pesados 4 g de amostra em cadinhos previamente secos em mufla a 550 ºC e
pesados. Os cadinhos com as amostras foram colocados em mufla a 250 ºC por 4 horas para
carbonização da amostra, posteriormente a temperatura da mufla foi aumentada a 550 ºC,
gradativamente, até incineração completa da amostra. Em seguida, os cadinhos foram
resfriados em dessecador por 30 minutos e pesados. O procedimento foi repetido até peso
constante. O teor de cinzas foi obtido pela Equação 5:
C (%) = (100 x N).P-1
(5)
C(%) = teor de cinzas por cento
N = nº de gramas de cinzas
P = nº de gramas da amostra
4.4.3 Composição de minerais
Para análise dos minerais (cálcio (Ca), magnésio (Mg), cobre (Cu), manganês (Mn),
ferro (Fe), zinco (Zn), potássio (K), selênio (Se) e fósforo (P)) seguiu-se a metodologia
proposta por Malavolta, Vitti e Oliveira (1997). Os teores de Ca, Mg, Cu, Mn, Fe, Zn, K e Se
foram extraídos por digestão nítrico-perclórica e determinados em espectrofotômetro de
34
absorção atômica de chama ar-acetileno e os comprimentos de onda utilizados foram 422,7;
285,2; 324,8; 279,5; 510; 213,9; 564 e 196 nm, respectivamente. O mineral P foi determinado
por colorimetria e leitura em espectrofotômetro a 660 nm. Os resultados foram expressos em
mg do mineral correspondente.100 g-1
de amostra seca.
4.4.4 Proteínas
A análise de proteína seguiu a metodologia descrita pela IAL (2008), com a utilização
da técnica de Micro-Kjeldhal. Esta técnica foi realizada em 3 etapas: digestão, destilação e
titulação, utilizando fator de conversão de 6,25 para conversão do nitrogênio em proteína.
Foram pesadas 3 g de amostra em papel manteiga e foram colocadas em tubo de
Kjeldhal. Adicionou-se 5 mL de ácido sulfúrico concentrado e 2 g de mistura catalítica (4%
de sulfato de cobre e 96% de sulfato de potássio). Para obter o branco, excluiu-se apenas a
amostra do experimento.
Digestão – tubos de Kjeldhal foram acoplados ao digestor de micro-Kjeldhal que teve
sua temperatura ajustada gradualmente de 50 a 50 ºC até 350 ºC por 4 h, onde ocorreu a
viragem completa da amostra para coloração esverdeada límpida, em sequência foram
resfriados e destilados.
Destilação – À amostra digerida presente nos tubos digestores foram adicionadas
algumas gotas de fenolftaleína a 1%, em seguida os tubos foram acoplados ao destilador e por
meio de um funil, do próprio aparelho, adicionou-se uma solução de 30% de hidróxido de
sódio (NaOH) para neutralização do meio ácido (aparecimento de coloração avermelhada).
Transferiram-se 20 mL de ácido sulfúrico 0,05 mol.L-1
para erlenmeyer de 500 mL e
acrescentaram-se 3 gotas do indicador vermelho de metila (0,2%). Acoplou-se o erlenmeyer
ao destilador para recuperar o nitrogênio destilado até obter um volume de 2/3 do volume
inicial.
Titulação – O excesso de ácido sulfúrico, obtido no item anterior, foi titulado com
solução de NaOH 0,1 mol.L-1
com indicador vermelho de metila. O volume de NaOH
utilizado foi anotado e utilizado para realização dos cálculos.
O teor de proteínas foi obtido pela Equação 6:
Pr (%) = (V x 0,14 x f x 100).P-1
(6)
35
Pr (%) = teor de proteínas por cento
V = volume de ácido sulfúrico utilizado menos volume de NaOH utilizado na titulação.
f = fator de conversão de N para proteína (6,25)
P = nº de gramas de amostra
Obs: A correção das soluções foi efetuada com os seus respectivos fatores.
4.4.5 Extrato etéreo (Lipídios)
A fração lipídica foi determinada em extrator intermitente de Soxhlet, utilizando-se
éter de petróleo como solvente (IAL, 2008). Foram pesados 5 g de amostra em cartuchos de
Soxhlet e estes em aparelho extrator de Soxhlet. O extrator foi acoplado a balões de fundo
chato previamente aquecidos a 105 ºC e pesados. Adicionaram-se 150 mL de éter de petróleo
a estes balões e eles foram mantidos em chapa elétrica aquecida (60 ºC) para extração
contínua por 4 horas. Após o termino da extração, recuperou-se o solvente e os balões com o
resíduo extraído foram transferidos para estufa a 105 ºC durante 1 hora. Resfriaram-se em
dessecador por 30 minutos e foram pesados até peso constantes.
O teor de lipídios (%) foi obtido com a Equação 7:
L(%) = (100 x N).P-1
(7)
L(%) = teor de lipídios por cento
N = nº de gramas de lipídios
P = nº de gramas de amostra
4.4.6 Fibra alimentar total
Para analisar o teor de fibra alimentar, utilizou-se o método oficial de determinação de
fibra alimentar total gravimétrico não-enzimático descrito pela AOAC (2005). Pesaram-se 2
vezes 500 mg de amostra úmida de jamelão em béquer. Adicionaram-se 25 mL de água
destilada e homogeneizou-se até completa dissolução da amostra. Cobriu-se o béquer com
papel alumínio e o deixou sob agitação em banho Maria (37 ºC) por 90 minutos. Em seguida,
adicionaram-se 100 mL de etanol 95% e deixou-se descansar por 60 minutos em temperatura
ambiente (25 ºC). Filtrou-se sob vácuo em cadinho de vidro tipo Gooch (50 mL, com placa
porosa de filtração, 40 micras) contendo 500 mg de celite, previamente secos a 105 ºC em
estufa e pesados. Lavou-se o resíduo 2 vezes como 20 mL de etanol 78%, 2 vezes com 10 mL
de etanol 95% e 1 vez com 10 mL de acetona. Posteriormente, o cadinho com a celite e o
36
resíduo da amostra foi submetido à temperatura de 105 ºC em estufa. Deixou-se esfriar em
dessecador por 2 horas e pesou-se o cadinho para determinação do resíduo total. A partir dos
resíduos foram determinados os teores de cinzas (Mufla a 525 ºC.5 h-1
) e de proteínas
(método de Kjeldahl, usando fator de conversão de N 6,25). O teor de fibra alimentar foi
quantificado de acordo com a Equação 8:
FAT = 100 x {Pr – [(P + C).100-1
] x Pr}.Pa-1
(8)
FAT = fibra alimentar total
Pr = peso do resíduo
P = % proteínas no resíduo
A = % cinzas no resíduo
Pa = peso da amostra
4.4.7 Carboidratos
Os carboidratos totais disponíveis foram obtidos por diferença dos demais
constituintes da composição centesimal mais fibra alimentar (AOAC, 2005), coforme
Equação 9:
CT = 100 - Pr - U - C – FAT (9)
CT = carboidratos totais
Pr = proteínas
U = umidade
C = cinzas
FAT = fibra alimentar total
4.5 Compostos bioativos
4.5.1 Antocianinas monoméricas
Para a extração das antocianinas nos frutos de jamelão, utilizou-se 100 g da fração
comestível imersos em 100 mL de solução extratora composta de metanol, etanol, água
destilada e ácido acético (69:20:10:1, v:v:v:v). A extração foi realizada em 24 horas, sem
agitação e em ambiente escuro. A solução extraída foi concentrada com auxílio de evaporador
rotativo (40 ºC) até um volume final de 30 mL (SÁ, 2008).
37
A quantificação das antocianinas monoméricas foi realizada pelo método
espectrofotométrico de diferença de pH (GIUST e WROLSTAD, 2001). Preparou-se duas
soluções tampões, uma de cloreto de potássio (0,025M; pH 1,0 - ajustado com ácido
clorídrico concentrado), e outra de acetato de sódio (0,4M; pH 4,5 - também ajustado com
ácido clorídrico concentrado). Posteriormente, determinou-se o fator de diluição das amostras,
através da diluição com a solução tampão cloreto de potássio até a absorbância da amostra no
λ vis-max (510 nm). O fator de diluição é determinado de acordo com a Equação 10, dividindo-
se o volume final pelo volume inicial.
FD = (Vfinal).(Vamostra)-1
(10)
FD = fator de diluição
Vfinal = volume do extrato da amostra mais volume da solução tampão
Vamostra = volume inicial do extrato da amostra
O aparelho foi zerado com água destilada em todos os comprimentos de onda que
foram utilizados (510 nm e 700 nm). Foram preparadas duas diluições da amostra, uma com
a solução tampão cloreto de potássio e outra com a solução tampão acetato de sódio, diluindo
cada uma pelo fator de diluição previamente determinado. Deixou-se que essas diluições
equilibrassem por 15 minutos em temperatura ambiente e na ausência de luz. A absorbância
de cada diluição foi medida em 510 e 700nm, utilizando água destilada como branco. As
absorbâncias das diluições foram calculadas através da Equação 11:
A = (Aλvis-max - A700) pH 1,0 – (Aλvis-max - A700) pH 4,5 (11)
A concentração de antocianinas monoméricas (expressas como cianidina-3-glicosídeo)
foi calculada por meio da Equação 12:
Antocianinas monoméricas (mg.L-1
) = (A x PM x FD x 1000).(ε x 1)-1
(12)
A = absorbância
PM = peso molecular (449,2 para cianidina-3-glicosídeo)
FD = fator de diluição
ε = absortividade molar (26900 para cianidina-3-glicosídeo)
4.5.2 Carotenoides
A determinação do teor de carotenoides foi realizada segundo o método descrito por
Rodriguez-Amaya (2001), com adaptações. Pesou-se 5 g de amostra e 2 g de celite.
38
Adicionou-se 20 mL de acetona gelada (5 ºC), homogeneizando-se o conteúdo por 10 minutos
em agitador magnético. O material foi filtrado à vácuo em funil de Büchner com papel filtro,
lavando a amostra com acetona até que o extrato ficasse incolor. O filtrado foi transferido
para um funil de separação, acrescentaram-se 30 mL de éter de petróleo e 100 mL de água
destilada. Descartou-se a fase inferior e repetiu-se o procedimento por 4 vezes para ocorrer a
remoção total da acetona. Transferiu-se o extrato superior para um balão de 100 mL,
completando-o com éter de petróleo. Realizou-se a leitura em espectrofotômetro a 450 nm
(λmax ß-caroteno), usando éter de petróleo como branco.
O conteúdo de carotenoides foi determinado pela Equação 13 e os resultados foram
expressos em μg de ß-caroteno.g-1
de amostra.
μg de carotenoides.g-1
amostra = (A x V x 106).(100 x ε
1% x P)
-1 (13)
A = Absorbância
V = volume obtido da fase superior mais o éter de petróleo (100 mL)
ε1%
= absortividade molar do ß-caroteno (2592)
P = peso da amostra
4.5.3 Ácido ascórbico
O ácido ascórbico (Vitamina C) foi analisado pelo método de Tilmans, que se baseia
na redução do sal sódico 2,6-diclorofenol indofenol (DCFI) pelo ácido ascórbico (IAL, 2008).
Inicialmente, realizou-se a análise da solução padrão de ácido ascórbico pipetando-se 10 mL
em um erlenmeyer contendo 50 mL de solução de ácido oxálico, em seguida a solução final
foi titulada com a solução DCFI até coloração rosa persistente durante 15 segundos.
Posteriormente, foi realizado o mesmo procedimento, substituindo a solução de ácido
ascórbico pela amostra a ser analisada.
Para a obtenção da quantidade de ácido ascórbico utilizou-se a Equação 14:
mg de ác. ascórbico.100 mL-1
de amostra = (5 x A x 100).(P x mL de amostra)
-1 (14)
5 = mg de ácido ascórbico padrão titulado
A = volume da solução de DCFI utilizada para titular a amostra
P = volume da solução de DCFI utilizada para titular o padrão
39
4.5.4 Compostos fenólicos
4.5.4.1 Obtenção dos extratos
Os extratos do fruto de jamelão foram obtidos usando solventes de diferentes
polaridades, segundo metodologia proposta por Sousa, Vieira e Lima (2011). Conforme
observa-se na Figura 5, as extrações foram realizadas na proporção de 1:10 (amostra:solvente,
p.v-1
), utilizando os seguintes solventes de extração: água destilada, álcool etílico PA (95%) e
acetona PA. Para a obtenção dos extratos, as amostras com os solventes foram
homogeneizados em agitador magnético, a temperatura ambiente (25 ºC) por 1 hora.
Posteriormente realizou-se filtração a vácuo em funil Büchner com papel filtro. O
sobrenadante obtido de cada solvente foi armazenado em vidro âmbar sob refrigeração a ± 8
ºC até o momento das análises.
Figura 5 - Obtenção dos extratos aquoso, etanólico e acetônico de jamelão
Fonte: Adaptado de Sousa, Vieira e Lima (2011)
4.5.4.2 Quantificação dos compostos fenólicos
A quantificação dos compostos fenólicos seguiu a metodologia descrita por Swain e
Hills (1959), adaptada por (SOUSA, VIEIRA e LIMA, 2011). Do extrato de cada amostra,
foram medidos 0,5 mL em tubo de ensaio e adicionados 8 mL de água destilada e 0,5 mL do
reagente Folin Dennis. A solução foi homogeneizada e, após 3 minutos, foi acrescentado 1
mL de solução saturada de carbonato de sódio (Na2CO3). Decorrida 1 hora de repouso em
+ acetona
+ 1 h agitação
+ filtração à vácuo
+ álcool etílico
+ 1 h agitação
+ filtração à vácuo
Extrato etanólico Sobrenadante
+ água destilada
+ 1 h agitação
+ filtração à vácuo
Extrato aquoso Sobrenadante
Extrato acetônico Sobrenadante
10 g amostra
40
temperatura ambiente e na ausência de luz, foram realizadas as leituras em triplicata das
absorbâncias em espectrofotômetro a 720 nm.
Utilizou-se como padrão o ácido gálico, nas concentrações de 50, 100, 150, 250, 500 e
750 mg.mL-1
para construir uma curva de calibração (Figura 6). A partir da equação da reta
obtida por regressão linear, efetuou-se o cálculo do teor de fenólicos totais, expresso em mg
de ácido gálico.100 g-1
de amostra de jamelão. O conteúdo de fenólicos totais obtidos em
licores foram expressos em mg de ácido gálico. L-1
de licor.
Figura 6 - Curva de calibração de ácido gálico (mg.mL-1
) a 720 nm
4.6 Avaliação da atividade antioxidante in vitro
4.6.1 Teor de matéria seca do extrato
Essa determinação teve por objetivo quantificar o teor de sólidos totais dos extratos
aquoso, etanólico e acetônico, obtidos no item 4.5.4.1, para o cálculo das concentrações dos
extratos que seriam utilizadas nas análises da atividade antioxidante pelo método DPPH•.
Colocou-se 1 mL de cada extrato em vidros de relógio, previamente secos a 105 ºC e pesados,
e os levou para estufa a 105 ºC por 1 hora para evaporação do solvente. Posteriormente, os
vidros de relógio foram resfriados em dessecador e pesados (IAL, 2008). Os resultados foram
expressos em % de extrato seco, obtidos de acordo com a Equação 15:
% extrato seco = (PF – PI) x 100 (15)
PF = peso final do vidro de relógio com o extrato seco
PI = peso inicial do vidro de relógio
y = 0,0009x + 0,0359 R² = 0,9983
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0 150 300 450 600 750
Ab
sorb
ân
cia
(n
m)
Concentração de ácido gálico (mg.mL-1)
41
4.6.2 Método de sequestro do radical livre DPPH•
A partir dos teores de matéria seca obtidos no item 4.6.1, foram preparadas 5 diluições
de concentrações diferentes de cada extrato para avaliação da atividade antioxidante pelo
método de captura do radical livre DPPH•, descrita por Brand-Wyllians, Cuvelier e Berset
(1995), adaptada por (VIEIRA et al.,2011). Adicionou-se a 1,5 mL da solução etanólica de
DPPH• (6x10
–5M) uma alíquota de 0,5 mL de cada amostra, além dos padrões catequina e
ácido gálico. As leituras foram realizadas em espectrofotômetro a 517 nm, após 2, 5, 10, 20 e
30 minutos do início da reação. Todas as determinações foram realizadas em triplicata e
acompanhadas de um controle (álcool etílico + solução etanólica de DPPH•). O decréscimo na
absorbância das amostras e dos padrões foi medido e a capacidade de sequestrar radicais
livres foi calculada com base na diminuição da absorbância observada. A capacidade
antioxidante foi expressa como o porcentual de proteção conforme Equação 16:
% proteção = [(Abscontrole – Absbranco).(Abscontrole)-1
] x 100 (16)
Além do porcentual de proteção, calcularam-se também os valores de EC50
(concentração do antioxidante necessária para reduzir 50% do radical DPPH•) dos distintos
extratos e dos padrões de catequina e ácido gálico. Esses valores foram calculados por
regressão linear a partir de uma curva linear entre a capacidade antioxidante (calculada
segundo a Equação 16) e a concentração dos extratos e dos padrões. Construiu-se ainda uma
curva de calibração (Figura 7) utilizando como padrão o antioxidante sintético Trolox nas
concentrações de 15, 30, 45, 60 e 75 mmol de Trolox em etanol para analisar a atividade
antioxidante dos licores de jamelão. A partir da equação da reta obtida por regressão linear,
efetuou-se o cálculo para verificar a capacidade antioxidante dos licores. Os resultados foram
expressos em TEAC, em mmol de Trolox.100 mL-1
de licor.
Figura 7 - Curva de calibração-resposta da porcentagem de inibição de Trolox em etanol (15 a 75 mmol.mL-1
)
frente ao radical DPPH• (517 nm)
y = 0,0056x + 0,0258 R² = 0,99
0,000
0,100
0,200
0,300
0,400
0,500
0 20 40 60 80
Va
ria
na
ção
na
ab
sorb
ân
cia
(n
m)
Concentração de trolox (mmol.mL-1)
42
4.6.3 Método de sequestro do radical livre ABTS•+
O método de captura do radical ABTS•+
utilizado foi o descrito por Re et al. (1999),
adaptado por (SOUSA; VIEIRA e LIMA, 2011). Inicialmente formou-se o radical ABTS•+
, a
partir da reação de 7 mmol de ABTS com 2,45 mmol de persulfato de potássio, os quais
foram incubados à temperatura ambiente, na ausência de luz, por 14 horas. Transcorrido esse
tempo, a solução foi diluída em etanol até obter-se uma solução com absorbância de 0,700 ±
0,01 a 734 nm. Foram adicionados 40 μL dos extratos, diluídos em etanol, a 1960 μL do
radical, determinando-se a absorbância em espectrofotômetro a 734 nm, após 2, 5, 10, 20 e 30
minutos do início da reação. A queda na leitura da densidade ótica das amostras foi
correlacionada com o controle (etanol + radical ABTS•+
), estabelecendo-se a porcentagem de
descoloração do radical ABTS•+
. Utilizou-se como padrão o antioxidante sintético Trolox nas
concentrações de 50, 100, 200, 400 e 800 μmol em etanol para construir uma curva de
calibração (Figura 8). A partir da equação da reta obtida por regressão linear, efetuou-se o
cálculo para verificar a atividade antioxidante.
Os resultados da atividade antioxidante dos extratos de jamelão foram expressos em
TEAC (capacidade antioxidante total equivalente ao Trolox), em μmol de Trolox.g-1
de
amostra e os resultados da atividade antioxidante dos licores foram expressos em TEAC, em
μmol de Trolox.100 mL-1
de licor.
Figura 8 - Curva de calibração-resposta da porcentagem de inibição de Trolox em etanol (50 a 800 μmol.mL-1
)
frente ao radical ABTS•+
(734 nm)
y = 0,0006x + 0,0353 R² = 0,9989
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0 200 400 600 800 1000
Va
ria
ção
na
ab
sorb
ân
cia
(n
m)
Concentração de trolox (µmol.mL-1)
43
4.7 Processamento dos licores
4.7.1 Elaboração do xarope a quente e por desidratação osmóstica
O xarope a quente foi elaborado com açúcar refinado e água mineral na proporção de
1:1 (m.v-1
, açúcar refinado:água mineral). O açúcar foi dissolvido em água e submetido a
tratamento térmico brando (60 ºC) até a consistência de calda fina a 35 ºBrix. O xarope por
desidratação osmótica foi obtido pela intercalação de camadas de frutas e açúcar refinado na
proporção de 60 g de açúcar.100 g-1
de jamelão.
4.7.2 Preparação dos licores
O licor elaborado foi o do tipo fino ou suave. Para obtenção desse licor, utilizaram-se
as concentrações do fruto nas formulações determinadas por meio de testes pilotos. Usaram-se
3 concentrações de frutos (Concentração 1: 0,775 Kg de fruto. L-1
de álcool de cereais;
Concentração 2: 1 Kg de fruto. L-1
de álcool de cereais; Concentração 3: 1,225 Kg de fruto.
L-1
de álcool de cereais). Cada concentração foi utilizada na produção de licores por 3
técnicas diferentes de processamento, definidas de acordo com as diferentes formas de
extração dos compostos solúveis das frutas. Os processamentos foram nomeados de
processamento P1 (maceração do jamelão sem tratamento térmico e adição de xarope
preparado à quente), P2 (maceração do jamelão com tratamento térmico e adição de xarope
preparado à quente) e P3 (preparação de xarope por desidratação osmótica e maceração)
(GEOCZE, 2007). Ao término do processamento, obtiveram-se 9 formulações, apresentadas
na Tabela 1. As formulações F1, F2 e F3, fazem parte do processamento P1 nas três
concentrações; as formulações F4, F5 e F6, do processamento P2 nas três concentrações;
assim como F7, F8 e F9, do processamento P3, também nas três concentrações.
Tabela 1 - Formulações de licores de jamelão.
Formulações de
licores
Matérias-primas utilizadas na elaboração dos licores
Polpa de jamelão
(Kg)
Álcool de cereais
(L)
Xarope
(mL)
Açúcar
refinado
(g)
Água
(mL)
F1 0,775 1,000 210 - Ajustável
para
graduação
alcoólica e
ºBrix
P1 F2 1,000 1,000 210 -
F3 1,225 1,000 210 -
F4 0,775 1,000 210 -
P2 F5 1,000 1,000 210 -
F6 1,225 1,000 210 -
F7 0,775 1,000 - 465,00
P3 F8 1,000 1,000 - 600,00
F9 1,225 1,000 - 735,00
44
Para a elaboração de cada licor, os frutos sofreram maceração manual para retirada da
porção comestível sem injúria da semente. Todos os licores foram ajustados para uma
graduação alcoólica de 25% (v.v-1
) e 30 ºBrix.
As etapas do processamento do licor por essas metodologias distintas estão dispostas
na Figura 9.
Figura 9 - Métodos de processamento dos licores
Fonte: Adaptado de Geocze, 2007, p. 39
Trituração da polpa
Jamelão
Obtenção da polpa
Método de preparo
LICOR (P1)
Método de preparo
LICOR (P2)
Método de preparo
LICOR (P3)
Tratamento térmico (70 ºC.3
min-1
) + resfriamento a 25 ºC
Desidratação osmótica
Maceração alcoólica
(10 dias)
Maceração alcoólica
(10 dias) Filtração
Adição do xarope
Filtração
Maturação
Trituração da polpa +
xarope
45
4.7.3 Licor (P1) – Maceração do jamelão sem tratamento térmico e adição de xarope
preparado a quente
As frutas maceradas foram recolhidas em recipientes de vidro âmbar, no qual foi
adicionado 1 L de álcool de cereais. Essa imersão hidroalcoólica ocorreu por 10 dias. Após
esse período, o macerado foi filtrado. Ao filtrado foi acrescentado o xarope, ajustando a
graduação alcoólica e o grau ºBrix. Fez-se uma nova filtração à vácuo em funil de Büchner
com papel filtro e o licor foi armazenado por 90 dias (GEOCZE, 2007).
4.7.4 Licor (P2) – Maceração do jamelão com tratamento térmico e adição de xarope
preparado a quente
As frutas maceradas foram dispostas em recipientes de aço inoxidável, onde foram
acrescentados 20 mL de água.100 g-1
de jamelão. Essa mistura foi aquecida até 70 ºC e foi
mantida por 3 minutos, posteriormente foi submetida a resfriamento rápido em recipientes de
aço inoxidável contendo água com cubos de gelo, até atingir a temperatura de 25 ºC. Em
seguida, essa mistura foi adicionada em recipientes de vidro âmbar nos quais foram
acrescentados 1 L de álcool de cereais. Essa imersão hidroalcoólica ocorreu por 10 dias. Após
esse tempo, o macerado foi filtrado. Ao filtrado foi acrescentado o xarope, ajustando a
graduação alcoólica e o grau Brix. Fez-se uma nova filtração à vácuo em funil de Büchner
com papel filtro e o licor foi armazenado por 90 dias (GEOCZE, 2007).
4.7.5 Licor (P3) – Xarope por desidratação osmótica e maceração do fruto
No preparo desse licor foi utilizada a técnica de desidratação osmótica. As frutas
maceradas foram acondicionadas em recipientes de aço inoxidável, em camadas intercaladas
de açúcar refinado, 60 g de açúcar.100 g-1
de jamelão. Após dez horas, triturou-se os frutos
com o xarope obtido e posteriormente, adicionou-se a essa mistura 1 L de álcool de cereais e a
deixou em repouso por 10 dias. Após esse período, o macerado sofreu uma filtração à vácuo
em funil de Büchner com papel filtro e o teor alcoólico e o grau Brix foram ajustados e o licor
maturado por 90 dias (GEOCZE, 2007).
4.8 Análise da estabilidade antioxidante do licor
A estabilidade dos compostos fenólicos, das antocianinas monoméricas, assim como a
atividade antioxidante in vitro das alíquotas de licores pelo método de sequestro dos radicais
DPPH• e ABTS
•+ foram realizadas conforme descritos nos itens 4.5.4.2; 4.5.1; 4.6.2 e 4.6.3,
46
respectivamente. Essa avaliação ocorreu nos tempos de 0, 30, 60 e 90 dias, correspondentes
ao período de maturação dos produtos elaborados.
4.9 Avaliação sensorial
A avaliação sensorial dos licores de jamelão foi realizada por meio de aplicação de
três testes, sendo eles: preferência, aceitação e caracterização sensorial. Os testes foram
realizados no IFPI, Campus Teresina Zona Sul, no período de agosto a outubro de 2012. Para
os testes de aceitação e preferência utilizou-se um grupo de 103 provadores não treinados com
faixa etária entre 18 e 50 anos, de ambos os sexos, os quais receberam orientações específicas
sobre os testes antes de serem submetidos a eles. Para cada assessor foi entregue duas vias do
Termo de Consentimento Livre e Esclarecido (TCLE) (Apêndice A), uma para ficar com o
mesmo e outra para que fosse assinada e devolvida.
Para verificação da formulação preferida, empregou-se o teste de aceitação, intenção
de compra e ordenação de preferência. No teste de aceitação, foram avaliados os atributos de
aceitação global, cor, aroma, sabor e consistência por meio de Escala Hedônica Estruturada de
nove pontos, onde 1 representa “desgostei muitíssimo” e 9 representa “gostei muitíssimo”. A
intenção de compra foi avaliada por meio de Escala Estruturada de cinco pontos, onde 1
representa “certamente não compraria” e 5 “certamente compraria”, e o teste de ordenação de
preferência em que o assessor irá definir qual a amostra deverá assumir o primeiro, o segundo
ou o terceiro lugar de acordo com a ordem de preferência (Apêndice B) (DUTCOSKY, 2011).
Estas verificações foram realizadas em 4 sessões. Na primeira sessão, ocorreu a avaliação
sensorial das formulações F1, F4 e F7; na segunda sessão, F3, F5 e F8; na terceira, F2, F6 e
F9; e na quarta, a formulação preferida de cada sessão foi avaliada para selecionar a mais
aceita e preferida. Essas formulações foram escolhidas porque apresentavam a mesma
concentração do fruto, embora fossem provenientes de processamentos diferentes. Dutcosky
(2011) ainda define que para um produto ser considerado aceito, o índice de aceitação
(Equação 17) deve ser igual ou superior a 70%.
IA (%) = (A x 100).B-1
(17)
IA (%) = índice de aceitação
A = nota média obtida para o produto
B = nota máxima dada ao produto
47
Nos testes de preferência, as amostras foram dispostas randomicamente, com códigos
de três dígitos aleatorizados e diferentes para cada assessor. Durante a análise sensorial, foi
disponibilizado para os provadores água potável para limpeza do palato, minimizando o efeito
de resíduos entre uma amostra e outra. Os licores de jamelão foram servidos em taças de
acrílico descartáveis e em temperatura ambiente.
A formulação preferida ainda foi submetida ao teste de Análise Descritiva
Quantitativa (ADQ) para identificar os seus termos descritores, permitindo assim a avaliação
completa do licor de jamelão (DUTCOSKY, 2011).
4.9.1 Pré-seleção dos provadores
Nessa primeira etapa, foi distribuído um questionário de recrutamento (Apêndice C) a
funcionários, professores e acadêmicos do curso de Tecnologia em Gastronomia do IFPI,
Campus Teresina Zona Sul. Este questionário avaliou os seguintes itens: interesse em
participar do treinamento, a ingestão de medicamentos, alcoolismo na família, frequência de
consumo de licor e disponibilidade de horários dos voluntários. Com base nas respostas, os
provadores foram selecionados considerando-se a frequência de consumo de licores, interesse
intelectual e disponibilidade de participar dos testes sensoriais. Posteriormente, foram
aplicados testes de memória sensorial – reconhecimento de odores básicos (Apêndice D) e
identificação de gostos básicos (Apêndice E) - e capacidade discriminatória (Apêndice F) aos
provadores pré-selecionados.
A habilidade dos indivíduos em reconhecer odores básicos foi avaliada utilizando-se
16 substâncias aromáticas selecionadas do kit aromas (Figura 10). Os aromas concentrados
(maçã verde, gengibre, avelã, cedro, frutas vermelhas, amêndoa, baunilha, pimenta do reino
preta, terra molhada, limão, couro, café, chocolate amargo, morango, canela e menta) foram
embebidos em algodão, colocados em tubos de ensaio de 30 mL, envoltos e tampados com
folha de alumínio. Os tubos de ensaios contendo os aromas foram codificados com números
de três dígitos, sendo a folha de alumínio perfurada no momento da realização do teste. À
identificação correta do odor foi atribuída nota de 1 ponto, para a associação, 0,5 ponto, e à
falta de resposta nota 0. Foram selecionados os candidatos que atingiram 70% de acertos
(DUTCOSKY, 2011).
48
Figura 10 - Kit de aromas concentrados
A capacidade dos indivíduos em reconhecer gostos básicos foi avaliada utilizando-se
soluções aquosas que permitiram a identificação dos gostos ácido, amargo, doce, salgado e
umami (Tabela 2). A apresentação dos cinco gostos básicos foi feita de forma aleatória. O
critério para aprovação nesse teste foi de 100% de identificação (DUTCOSKY, 2011).
Tabela 2 - Concentração das soluções aquosas para identificação dos gostos básicos.
Gosto básico Substância Concentração (%)
Ácido Ácido cítrico 0,04
Amargo Cafeína 0,02
Doce Açúcar refinado 0,58
Salgado Cloreto de sódio 0,12
Umami Glutamato monossódico 0,06 Fonte: DUTCOSKY, 2011, p. 55
A capacidade discriminatória (Apêndice F) de cada provador foi avaliada utilizando-se
teste triangular (STONE e SIDEL, 1993), nos quais foram servidas amostras de licor comum
de marcas comerciais. Os testes triangulares foram realizados até que os provadores
atingissem índice de acertos significativo a 5%.
4.9.2 Desenvolvimento da terminologia descritiva
Após a seleção dos provadores, o licor de jamelão foi apresentado, sendo solicitado
que o mesmo fosse descrito integralmente quanto aos atributos de cor, sabor, aroma e
consistência, desenvolvendo uma terminologia a partir da qual os provadores seriam treinados
a reconhecer e discriminar as sensações (QUEIROZ e TREPTOW, 2006). Para a
determinação dos descritores, foi utilizado o método de rede (ou grid) (DUTCOSKY, 2011),
no qual as amostras foram apresentadas de forma pareada aos provadores, juntamente com a
49
ficha própria (Apêndice G). Solicitou-se que fossem listadas as diferenças e similaridades
entre elas com relação aos atributos supracitados.
Após a avaliação, sob a supervisão do líder, os provadores discutiram os termos
levantados, eliminando redundâncias, sinônimos e termos poucos citados, e então foram
selecionados os termos que melhor descreviam as semelhanças e diferenças entre as amostras.
Em seguida, elaborou-se uma lista com a definição dos termos descritivos das amostras e
foram propostas referências para exemplificar cada termo descritor (STONE e SIDEL, 1993).
Com isso elaborou-se a ficha de avaliação (Apêndice H) que foi utilizada no treinamento e
seleção dos provadores e na avaliação das amostras.
4.9.3 Treinamento e seleção dos provadores
Nas sessões de treinamento foram apresentadas as soluções de referência,
representando os extremos da escala ancorada para cada um dos termos descritivos
selecionados (Apêndice H). Para a seleção da equipe final, os provadores avaliaram amostras
de licor, em 3 repetições. Foram selecionados os provadores com boa capacidade
discriminatória, reprodutibilidade e julgamento consensual com o restante da equipe,
conforme Dutcosky (2011).
4.9.4 Análise das amostras de licor de jamelão
Os provadores avaliaram as amostras em 3 repetições. Os licores foram servidos em
temperatura ambiente, em taças de vidro próprias para licor. A intensidade dos atributos das
amostras foi avaliada em escala não estruturada de 9 cm, com os termos de intensidade
ancorados em seus extremos (Apêndice H).
4.10 Análise estatística
A análise dos resultados encontrados na caracterização física e físico-química e dos
compostos bioativos (antocianinas monoméricas, carotenoides totais e ácido ascórbico)
presentes no jamelão foi realizada por meio de cálculo de médias e desvio-padrão, análise de
variância e aplicação do teste de Tukey.
Para a análise dos compostos fenólicos e do poder antioxidante in vitro (sequestro dos
radicais DPPH• e ABTS
•+) do fruto e dos licores foram construídas curvas de calibração para
obtenção de equações, correlações e regressões lineares. Os resultados médios encontrados
50
também foram submetidos à análise de variância e aplicação do teste de Tukey. Utilizou-se
para verificação da normalidade dos modelos o teste de Kolmogorov-Smirnov.
A identificação das diferenças significativas ao se correlacionar várias variáveis foi
feita utilizando-se à análise multivariada e o teste de Lambda Wilks,seguida do teste de
Between-subjts Effets para identificar as variáveis significativas em relação à comparação
dessas variáveis. Para finalizar, aplicou-se o teste de Tukey para identificar quais as variáveis
diferiam entre sim.
Também aplicou-se o teste de análise de componentes principais para verificar quais
os componentes explicavam as diferenças entres a amostras de licor de jamelão.
Para todos os testes realizados considerou-se como diferença significativa p < 0,05.
51
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Caracterização física e físico-química
As características físicas e químicas dos frutos são de grande importância para a sua
comercialização e manuseio. Conforme Oliveira et al. (2011), a aparência externa dos frutos,
tais como tamanho, consistência, espessura, forma e coloração da casca são fatores
imprescindíveis para a aceitação pelos consumidores. Os resultados da caracterização física e
físico-química do jamelão estão expressos na Tabela 3.
Tabela 3 - Características físicas e físico-químicas de jamelão (Syzygium cumini) coletados
na cidade de Floriano, Piauí – Brasil, 2011.
Média ± dp CV (%)
Comprimento transversal (cm) 2,44 ± 0,17 6,97
Comprimento longitudinal (cm) 1,69 ± 0,15 8,87
Peso bruto (g) 6,07 ± 1,27 20,92
Peso líquido (g) 4,57 ± 1,19 26, 04
Rendimento (%) 75,28 -
pH 4,11 ± 0,02 0,49
SST (ºBrix) 15,20 ± 0,72 4,74
ATT (ácido cítrico) 0,68 ± 0,001 0,14
SST/ATT 22,35 ± 0,05 0,22
*SST – sólidos solúveis totais; ATT – acidez total titulável expressa em ácido cítrico; CV (%) – coeficiente de
variação.
Os resultados obtidos permitem afirmar que esse fruto é pequeno, pois apresentou
apenas 2,44 ± 0,17 cm de comprimento transversal e 1,69 ± 0,15 cm de comprimento
longitudinal. Esses dados são inferiores aos descritos por Sá (2008) que relatou que o jamelão
apresenta cerca de 3 a 4 cm de comprimento e 2 cm de diâmetro. Em relação ao peso, esse
fruto apresentou peso bruto de 6,07 ± 1,27 g e peso líquido de 4,57 ± 1,19 g, conferindo com
o peso médio encontrado por Benherlal e Arumughan (2007), 6,0 g ± 3,0 g, ao realizar a
caracterização física desse fruto.
Em termos de rendimento porcentual de polpa, o jamelão enquadra-se entre as
espécies de frutas em que a porção casca ou pele é inseparável da polpa, assim como frutas
bastante populares na Amazônia Brasileira como o açaí, a bacabinha e o bacabi
52
(CARVALHO; MULLER e SILVA, 2005). Conforme observado na Tabela 3, o rendimento
do fruto foi de 75,28%, maior que os encontrados por Benherlal e Arumughan (2007) e Lago,
Gomes e Silva (2006), isto é 66,6% e 67,69% respectivamente, sendo viável para
industrialização, embora alguns autores relatem que os frutos de maior peso ou tamanho
sejam os preferidos para o desenvolvimento de novos produtos por apresentarem maior peso
de polpa e casca (SILVA et al., 2001).
Os valores de pH, acidez e sólidos solúveis totais apresentam diferenças entre as frutas
oriundas de diferentes plantas e entre as mesmas plantas em épocas diferentes. Estas variações
podem estar associadas às condições edafoclimáticas (clima, relevo, temperatura, umidade do
ar, composição atmosférica, radiação e precipitação pluvial), as quais influenciam diretamente
na composição química da fruta (CHITARRA e CHITARRA, 1990).
O pH encontrado no jamelão (4,11 ± 0,02) é semelhante aos encontrados por Lago,
Gomes e Silva (2006) e Migliato et al. (2007), os quais relataram valores pH de 4,09 ± 0,02 e
3,90, respectivamente, para esse fruto. Esse valor de pH é característico de frutas tropicais
brasileiras assim como os encontrados por Rufino et al. (2010) para açaí (5,38 ± 0,10), acerola
(3,19 ± 0,02), cajá (3,07 ± 0,06), caju (4,37 ± 0,07), jaboticaba (3,18 ± 0,06) e puçá preto
(4,53 ± 0,07).
Mesmo apresentando baixo valor de pH, o teor de acidez titulável, expresso em ácido
cítrico, foi relativamente baixo (0,68%), o que pode ser explicado, pelo menos em parte,
devido ao elevado valor em °Brix (15,20), pois estes parâmetros são inversamente
proporcionais nos frutos (BARCIA, 2009). Lago, Gomes e Silva (2006) ao analisarem o fruto
jamelão para produção de geleias constataram um valor superior de acidez (5,91% ± 0,01),
expressa em ácido cítrico, e valor inferior para ºBrix (9,0 ± 0,01), divergindo, portanto dos
dados obtidos nesse estudo. Vale ressaltar que o ºBrix encontrado nesta pesquisa apresentou
um valor superior ao utilizado para determinar o ponto ideal de colheita de frutos (8-10 °Brix)
(CHIM, 2008), isso pode ser consequência do clima na época de colheita, o qual pode ter
influenciado na alta síntese de açúcares, o que é decorrente da fotossíntese da planta.
A relação SST/ATT indica o grau de maturação dos frutos, sendo um dos indicadores
mais comuns de avaliação dessa característica em frutas destinadas ao consumo in natura e/ou
ao processamento agroindustrial. Nesta pesquisa, o valor obtido para essa relação foi de
22,35, valor este superior ao encontrado por Rufino et al. (2010) para o mesmo fruto, 13,95 ±
0,55. No entanto, é muito baixo quando comparado a outros frutos tropicais como caju, puçá-
53
preto e carnaúba que apresentaram valores de 107,70 ± 12,49, 75,98 ± 3,63 e 58,79 ± 10,35,
respectivamente (RUFINO et al., 2010).
5.2 Composição centesimal e de minerais
Os resultados da composição centesimal e do valor energético total do jamelão
encontram-se na Tabela 4. Constata-se que a polpa do fruto em estudo apresenta baixo valor
energético (44,28 ± 1,11 Kcal.100 g-1
), além de ser fonte de fibra alimentar total (3,08 ± 0,04
g.100 g-1
) conforme classificação da Portaria Nº 27 de 13 de janeiro de 1998 da ANVISA que
caracteriza um alimento como fonte de fibras alimentares quando ele apresenta no mínimo 3 g
de fibras.100 g-1
(BRASIL, 1998). A partir dos valores de fibra alimentar detectado nesta
pesquisa, percebe-se que o jamelão apresenta teores próximos aos presentes na banana ouro
(3,61%) e no figo (3,60%) e inferiores a fruta do conde (5,62%) e goiaba branca (5,63%)
(TACO, 2011).
Tabela 4 - Composição centesimal (g.100 g-1
de amostra) e valor energético total - VET
(Kcal.100 g-1
de amostra) de jamelão, coletados na cidade de Floriano, Piauí – Brasil, 2011.
Parâmetros Média ± dp CV (%)
Umidade 85,73 ± 0,23 0,27
Cinzas 0,31 ± 0,07 22,02
Proteínas 0,82 ± 0,05 6,74
Lipídios 0,16 ± 0,01 6,30
Fibra alimentar total 3,08 ± 0,04 1,19
Carboidratos totais 9,89 ± 0,31 3,14
VET 44,28 ± 1,11 2,51
*VET – valor energético total; CV (%) – coeficiente de variação.
O valor calórico do Jamelão (44,28 Kcal.100 g-1
) é inferior aos da à goiaba vermelha,
maçã, pêra e uva, as quais apresentam respectivamente, 54,0, 56,0, 53,0 e 53,0 Kcal.100g-1
(TACO, 2011). Observa-se ainda na Tabela 4, que o conjunto dos resultados encontrados na
composição centesimal do jamelão mostra um perfil de composição similar ao que é
normalmente encontrado para frutas pequenas consumidas sem necessidade de descascamento
como, por exemplo, o morango (TACO, 2011). Verifica-se também que o conteúdo de
umidade (83,70 a 85,8%), cinzas (0,32 a 0,40%), proteínas (0,70 a 0,13%), lipídios (0,15 a
54
0,30%) e carboidratos (14%) descritos por Ayyanar e Subash-Babu (2012) ao estudar o
jamelão foram próximos aos obtidos nesta pesquisa.
O resultado do perfil de minerais do jamelão bem como a ingestão diária recomendada
para adultos saudáveis (IDR) estão descritos na Tabela 5. A partir dos dados apresentados,
constata-se que esse fruto é uma excelente fonte de minerais, pois, segundo a Portaria Nº 27
de 13 de janeiro de 1998 da ANVISA, o alimento sólido é considerado fonte de mineral
quando o consumo de 100 g supre no mínimo 15% da IDR (BRASIL, 1998), valor este
alcançado pela maioria dos minerais analisados.
Tabela 5 - Comparação do perfil de minerais (mg.100 g-1
de amostra seca) de jamelão com as
recomendações de ingestão diária para adultos saudáveis.
Minerais Média ± dp IDR* Necessidades diárias
atendidas (%)
Cálcio (Ca) 176,20 ± 0,03 1000 mg.dia-1
17,62
Magnésio (Mg) 74,90 ± 0,02 260 mg.dia-1
28,81
Fósforo (P) 170,57 ± 0,04 700 mg.dia-1
24,37
Potássio (K) 1642,43 ± 0 ,41 4,7 g.dia-1
34,95
Ferro (Fe) 12,70 ± 2,58 14 mg.dia-1
90,71
Cobre (Cu) 0,34 ± 0,16 900 mg.dia-1
0,04
Manganês (Mn) 0,45 ± 0,42 2,3 mg.dia-1
19,56
Zinco (Zn) 1,29 ± 0,28 7 mg.dia-1
18,43
Selênio (Se) < 0,002 6 mg.dia-1
0,03
*IDR: Ingestão Diária Recomendada para adultos normais (BRASIL, 2005; DRI, 2005)
Dentre os minerais analisados (Tabela 5), destaca-se o mineral ferro, pois o consumo
de 100 g de amostra seca de jamelão consegue suprir 90,71% da ingestão diária recomendada.
Sabe-se que esse mineral desempenha papel imprescindível no organismo humano, pois
participa de processos vitais, como no transporte de oxigênio do pulmão aos tecidos, na
reserva muscular de oxigênio, nos sistemas que intervêm no metabolismo energético, na
síntese de proteínas dos ácidos nucleicos e das mitoses celulares (RODRIGUEZ et al., 2011).
Vale ressaltar que a carência de ferro, incluindo a sua forma mais severa, a anemia, é a
deficiência nutricional mais comum em todo o mundo (FERREIRA et al., 2011) e a
55
descoberta de frutos com altos teores desse mineral, bem como elevado conteúdo de vitamina
C (fator de promoção de absorção de ferro não heme) é de grande valia.
Os dados apresentados ainda demonstram que em termos quantitativos o potássio
(1642,43 ± 0,41 mg.100 g-1
), o cálcio (176,20 ± 0,03 mg.100 g-1
) e fósforo (170,57 ± 0,04
mg.100 g-1
) foram os minerais observados em maior abundância no fruto, com concentrações
similares às encontradas por Sá (2008) para o mesmo fruto (1907,80 mg de potássio e 125,30
mg de cálcio em 100 g). Benherlal e Arumughan (2007) ao estudar a composição química do
jamelão, também constataram que esse fruto possuía um bom conteúdo de potássio e cálcio,
no entanto, o valor obtido em sua pesquisa para o potássio (250 mg.100 g-1
) foi bem inferior
ao encontrado nesse estudo.
De acordo com a ingestão diária recomenda (DRI, 2005) são recomendadas para
indivíduos adultos saudáveis 4,7 g de potássio.dia-1
, o que poderia ser 34,95% suprido com o
consumo de 100 g de jamelão e esta mesma quantidade atingiria 17,62% dos valores
referenciados na ingestão adequada para o consumo de cálcio (1000 mg para adultos
saudáveis) (BRASIL, 2005) e 24,37% do consumo de fósforo (700 mg.dia-1
) (BRASIL,
2005).
Quando analisado o conteúdo de macro e microminerais (Tabela 5), a amostra seca de
jamelão também apresentou importante concentração do mineral magnésio, com 74,90 ± 0,02
mg.100 g-1
de amostra seca. Sabe-se que esse mineral desempenha papel fundamental no
organismo humano, atuando no metabolismo dos carboidratos, proteínas e lipídeos (DUTRA-
DE-OLIVEIRA e MARCHINI, 2006). Embora a deficiência de magnésio seja de difícil
ocorrência, recomenda-se a ingestão de cerca de 260 mg por dia (DRI, 1997), e o consumo de
100 g de jamelão supre 28,81% dessa quantidade recomendada.
Observa-se ainda que o jamelão também é fonte do mineral zinco, pois consegue
suprir 18,43% da IDR quando ingerido 100 g de amostra seca. Este mineral atua como um
componente estrutural e/ou funcional de várias metaloenzimas e metaloproteínas,
participando de muitas reações do metabolismo celular, incluindo processos fisiológicos, tais
como função imune, defesa antioxidante, crescimento e desenvolvimento (MAFRA e
COZZOLINO, 2004).
56
5.3 Quantificação dos compostos bioativos
Para identificação e quantificação de compostos bioativos em fontes naturais como
frutas, sementes e especiarias, é necessária a realização da extração com solventes de
polaridades diferentes. As pesquisas enfocam essas extrações com o objetivo de comparar
seus resultados e encontrar a melhor alternativa para sua aplicação em alimentos (ANDREO e
JORGE, 2006). Os resultados para os teores de antocianinas monoméricas, carotenoides totais
e ácido ascórbico estão apresentados na Tabela 6.
Tabela 6 - Antocianinas monoméricas, carotenoides totais e ácido ascórbico em jamelão
coletados na cidade de Floriano, Piauí – Brasil, 2011*.
Média ± dp CV (%)
Antocianinas monoméricas 223,18 ± 7,70 3,45
Carotenoides totais 110,19 ± 0,07 6,23
Ácido ascórbico 25,47 ± 2,61 10,24
* As antocianinas monoméricas foram expressas em mg de cianidina-3-glicosídeo.100 g-1
de amostra; os
carotenoides totais em μg de ß-caroteno.100 g-1
de amostra; e o teor de ácido ascórbico em mg de ácido
ascórbico.100 g-1
de amostra.
Pode-se verificar na Tabela 6 que a extração de antocianinas monoméricas com a
solução extratora contendo metanol:etanol:água:ácido acético (69:20:10:1, v:v:v:v) foi
eficiente, pois quantificou-se 223,18 ± 7,70 mg.100 g-1
, valor superior aos encontrados por
Faria, Marques e Mercadante (2011), que foi de 210 ± 9,1 mg.100 g-1
, Vizzoto e Pereira
(2008), que quantificaram 141,80 ± 50,4 mg.100 g-1
, e por Kuskoski et al. (2006), que
identificaram valores de 108 a 111 mg.100 g-1
. Vale ressaltar que tais autores extraíram esses
pigmentos utilizando uma solução extratora contendo etanol e ácido clorídrico, e como o
etanol é menos eficiente que a solução metanol:água para extração dos compostos
antociânicos (FARIA; MARQUES e MERCADANTE, 2011), obtiveram os resultados
inferiores. Entretanto, Lago, Gomes e Silva (2006), mesmo utilizando o etanol como solvente
extrator, encontraram 276,7 mg.100 g-1
, resultados superiores ao desta pesquisa.
A quantificação das antocianinas foi feita na polpa com pele e, tal como em pitanga e
uva, o pigmento concentra-se em maior proporção na pele. Em pitanga, por exemplo, o teor
de antocianinas na polpa e pele é de 26 e 420 mg.100 g-1
da fruta, respectivamente (LIMA;
MELO e LIMA, 2002). Ao comparar o teor encontrado para o jamelão com os achados em
estudos específicos com outras frutas pequenas como mirtilo (93 a 280 mg.100 g-1
de amostra)
57
(CONNOR et al., 2002), framboesa (até 197,2 mg.100 g-1
de amostra) (WANG e LIN, 2000),
amora-preta (120-171,6 mg.100 g-1
de amostra) (MOTA, 2006), açaí (50,0 mg.100 g-1
de
amostra) (BOBBIO et al., 2000) e morango (40 mg.100 g-1
de amostra) (WANG e LIN,
2000), observa-se que o jamelão é rico em antocianinas. Isso faz com que esse fruto seja
recomendado para consumo in natura ou utilização na indústria de alimentos, pois esses
pigmentos além de suas cores características, também apresentam excelentes propriedades
antioxidantes, participando na inibição da peroxidação lipídica, na desagregação de plaquetas
e na ação antitumoral e antimutagênica (ANGELO e JORGE, 2007).
Da mesma forma que as antocianinas, o conteúdo de carotenoides geralmente é mais
concentrado na película do que na polpa das frutas (BARCIA, 2009). Dessa forma,
quantificou-se esse grupo fitoquímico na polpa com pele, obtendo-se 110,19 ± 0,07 μg de ß-
caroteno.100 g-1
de amostra (Tabela 6), valor superior ao encontrado por outros autores como
Rufino et al. (2010) e Faria, Marques e Mercadante (2011) que encontraram 0,51 ± 0,1 μg de
ß-caroteno.100 g-1
de amostra e 89,2 ± 5,4 μg de ß-caroteno.100 g-1
de amostra,
respectivamente.
Em comparação com outros frutos, considerados fontes desse grupo fitoquímico, o
teor de carotenoides no jamelão foi baixo. Isso era esperado, uma vez que a coloração da
polpa do fruto em estudo não está dentro da faixa de cor dos carotenoides, que varia do
amarelo ao vermelho (MAIA; SOUSA e LIMA, 2007). Sentanin e Rodriguez-Amaya (2007),
avaliando os conteúdos de carotenoides em algumas cultivares de pêssegos, observaram
níveis muito baixos que também estavam correlacionados à coloração, semelhante à do fruto
em estudo.
O teor de ácido ascórbico ou vitamina C quantificado (25,47 ± 2,61 mg de ácido
ascórbico.100 g-1
de amostra) está demonstrado na Tabela 6. Este resultado foi semelhante ao
descrito para o jamelão na TACO (2011), que foi de 27,1 mg de ácido ascórbico.100 g–1
de
amostra, e representa um achado importante, pois o consumo de 100 g desse fruto supre
56,6% das necessidades diárias de vitamina C para adultos (45 mg.dia-1
) (BRASIL, 2005).
O ácido ascórbico é imprescindível para o organismo humano, pois além de atuar
como antioxidante no combate aos radicais livres possui várias funções fisiológicas e
farmacológicas, incluindo funções na formação do colágeno e na absorção intestinal de ferro
(TAI e GOHDA, 2007). Vale lembrar, que o fruto em estudo também apresentou uma
quantidade significativa desse mineral, e que a biodisponibilidade do ferro não hemínico
58
(ferro proveniente de vegetais) é fortemente influenciada pelos componentes da dieta, como o
ácido ascórbico. Assim, a ingestão do fruto proporciona, além de vitamina C, uma maior
biodisponibilidade desse mineral.
Rufino et al. (2010) ao analisar o jamelão obtiveram resultados superiores ao obtido
nesse estudo, 112,3 ± 5,8 mg de ácido ascórbico.100 g-1
de amostra; entretanto, outros
pesquisadores encontraram valores inferiores. Brandão et al. (2011) ao analisar o conteúdo de
ácido ascórbico em diversos estádios de maturação, encontraram para o jamelão maduro um
valor correspondente a 6,61 ± 1,04 mg de ácido ascórbico.100 g-1
de amostra e Faria, Marques
e Mercadante (2011) ao identificar compostos bioativos nesse fruto encontraram apenas
traços. Essa divergência de valores ocorre porque o teor de vitamina C nos alimentos é
variável de acordo com a região de cultivo, clima e época de colheita, mesmo sendo a mesma
variedade (COUTTO e CANNIATTI-BRAZACA, 2010).
Na Tabela 7 encontram-se os teores de polifenóis determinados nos extratos aquoso,
acetônico e etanólico do jamelão, onde se observa que os valores variaram de 87,85 ± 22,61
mg EAG.100 g-1
de amostra (extrato etanólico) a 392,17 ± 43,33 mg EAG.100 g-1
de amostra
(extrato aquoso).
Tabela 7 - Polifenóis (mg EAG.100 g-1
) dos extratos orgânicos de jamelão.
Polifenóis
(mg EAG.100 g-1
amostra)
Extrato aquoso 392,17 ± 43,33ª
Extrato etanólico 87,85 ± 22,61b
Extrato acetônico 116,76 ± 15,49b
*Médias na mesma coluna seguidas de letras diferentes diferem estatisticamente entre si (p < 0,05).
Comparando a eficiência do solvente de extração dos compostos fenólicos, a partir da
Tabela 7, constata-se que o extrato aquoso foi o mais eficiente, seguido pelo acetônico e
etanólico. Como a água pura apresentou o maior poder extrator, evidencia-se, que a maior
parte dos compostos fenólicos dessa fruta apresenta maior polaridade, portanto são mais
hidrossolúveis. Vale ressaltar, que embora o extrato acetônico tenha apresentado uma
capacidade de extração superior ao extrato etanólico, eles não diferiram estaticamente entre si
(p > 0,05).
59
Como não existe uma metodologia oficial para extração dos polifenóis, há uma grande
variação dos conteúdos desses compostos na literatura consultada, isso ocorre devido à
utilização de diversos procedimentos metodológicos com diferentes solventes extratores
(NACZK e SHAHIDI, 2004). Ali (2011), encontrou no extrato aquoso valores
correspondentes a 5,42 mg EAG.g-1
e 6,66 mg EAG.g-1
para duas variedades de jamelão,
Rajamun e Kaatha, respectivamente. Tais valores foram superiores ao dessa pesquisa para o
mesmo extrato.
A extração de compostos fenólicos em meio alcoólico também proporcionou
resultados diversificados entre vários autores. Faria, Marques e Mercadante (2011) analisaram
o teor de fenólicos totais em extrato hidrometanólico de jamelão e quantificaram 148,3 ± 32,4
mg EAG.100 g
-1. Kuskoski et al. (2006) encontraram 229,6 ± 13,6 mg EAG.100
g
-1 para o
extrato hidroetanólico e 194,7 ± 3,5 mg EAG.100 g
-1 para o extrato hidrometanólico. Vieira et
al. (2011), também encontraram um baixo teor de compostos fenólicos nos extratos
hidroalcoólicos de polpas de bacuri (7,23 ± 0,08 mg EAG.100 g
-1), cajá (6,62 ± 0,90 mg
EAG.100 g
-1), goiaba (20,21 ± 1,95 mg EAG.100
g
-1) e tamarindo (23,35 ± 0,21 mg EAG.100
g-1
).
Em relação ao extrato acetônico, Rufino et al. (2010) ao verificar as propriedades
funcionais de frutas tropicais brasileiras não tradicionais, obtiveram um conteúdo de
compostos fenólicos superior ao encontrado nesta pesquisa, que foi de 185,4 ± 3,8 mg
EAG.100
g-1
para o extrato acetônico/metanólico de jamelão. Esses mesmos autores
encontraram 1063,3 ± 53,1 mg EAG.100 g
-1 para acerola, 440,4 ± 9,9 mg EAG.100
g
-1 para
jaboticaba, 90,4 ± 2,2 mg EAG.100 g
-1 para umbu, 72,00 ± 4,4 mg EAG.100
g
-1 para cajá e
117,7 ± 3,7 mg EAG.100 g
-1 para o caju, sendo que este último fruto apresenta um conteúdo
de polifenois semelhante ao fruto em estudo.
Vasco, Ruales e Kamal-Eldin (2008), ao analisar o teor de fenólicos totais de
dezessete frutos provenientes do equador, classificaram os seus frutos em três categorias:
baixo (< 100 mg EAG.100 g
-1, médio (100 a 500 mg EAG.100
g
-1) e alto (> 500 mg EAG.100
g-1
) conteúdo de compostos fenólicos para amostras frescas. Dessa forma, o extrato etanólico
de jamelão é considerado uma fonte pobre de compostos fenólicos, enquanto que os extratos
aquoso e acetônico de jamelão são considerados fontes médias.
Esse resultado para o extrato aquoso de jamelão é bastante promissor, pois a maior
forma de consumo dessa fruta é in natura ou na forma de sucos, o que proporciona uma maior
60
ingestão desses compostos. E sabe-se que os polifenóis possuem vários efeitos benéficos à
saúde, propiciando uma potente atividade antioxidante na prevenção de reações oxidativas e
de formação de radicais livres, bem como na proteção contra danos ao DNA das células
(EFRAIM; ALVES e JARDIM, 2011).
5.4 Avaliação da atividade antioxidante in vitro
5.4.1 Método de sequestro do radical DPPH•
A capacidade antioxidante é definida pela habilidade que alguns compostos redutores,
presentes em alimentos e/ou sistemas biológicos, possuem para sequestrar os radicais livres,
reduzindo o estresse oxidativo e o desenvolvimento de algumas doenças (FLOEGEL et al.,
2011). Atualmente, não existe um método oficial para determinar essa capacidade
antioxidante em alimentos de origem vegetal e seus subprodutos, tendo em vista os vários
mecanismos antioxidantes que podem ocorrer, bem como a diversidade de compostos
bioativos. Entre os ensaios espectrofotométricos mais utilizados, se destacam os que utilizam
os radicais livres sintéticos DPPH• e ABTS
•+, pela facilidade de execução e pela boa
correlação com as demais metodologias para avaliar a atividade antioxidante (SOUSA;
VIEIRA e LIMA, 2011). Os resultados da atividade antioxidante dos extratos orgânicos de
jamelão, além dos padrões ácido gálico e catequina, determinada pelo método de sequestro do
radical DPPH•, encontram-se dispostos na Tabela 8.
Tabela 8 - Atividade antioxidante, expressos pelo percentual de proteção (%) e EC50 (μg.mL–
1) pelo método de sequestro do radical DPPH
• para os extratos orgânicos de jamelão.
Extratos e
Padrões
Concentração (μg.mL-1
)
Porcentual de Proteção (%)
EC50 (μg.mL
–1)
Extrato
Aquoso
50 μg.mL-1 100 μg.mL-1 150 μg.mL-1 200 μg.mL-1 250 μg.mL-1
24,58 ± 2,78c 36,24 ± 1,45
c 43,61 ± 2,32
b 49,83 ± 0,87
ab 56,58 ± 3,83
a 208,86± 6,15
A
Extrato
Etanólico
75 μg.mL-1 100 μg.mL-1 125 μg.mL-1 150 μg.mL-1 175 μg.mL-1
39,81 ± 0,53c 54,46 ± 3,60
c 69,84 ± 1,89
b 77,86 ± 4,60
a 83,34 ± 6,20
a 102,54 ± 2,78
B
Extrato
Acetônico
50 μg.mL-1 75 μg.mL-1 100 μg.mL-1 125 μg.mL-1 150 μg.mL-1
43,85 ± 0,74e 71,99 ± 1,49
d 81,34 ± 1,78
c 86,25 ± 1,44
b 92,57 ± 0,99
a 43,54 ± 2,02
C
Ácido
Gálico
0,125 μg.mL-1
0,25 μg.mL-1
0,50 μg.mL-1
1,0 μg.mL-1
2,5 μg.mL-1
4,83 ± 1,25c 9,27 ± 0,23
c 15,76 ± 1,07
bc 23,68 ± 1,02
b 74,43± 10,18
a 1,74 ± 0,21
D
Catequina 2,5 μg.mL-1
5,0 μg.mL-1
10,0 μg.mL-1
20 μg.mL-1
40 μg.mL-1
9,37 ± 0,25D
19,54 ± 3,20d 32,15 ± 0,77
c 59,88 ± 5,41
b 88,52 ± 0,97
a 91,77± 0,22
a
*Médias na mesma linha seguidas de letras minúsculas diferentes diferem estatisticamente entre si (p < 0,05);
Médias na mesma coluna seguidas de letras maiúsculas diferentes diferem estatisticamente entre si (p < 0,05).
61
De acordo com a Tabela 8, observa-se que os extratos orgânicos de jamelão
apresentaram atividade antioxidante pela redução do radical DPPH• que variaram de 24,58%
± 2,78 (extrato aquoso na concentração de 50 μg.mL-1
) a 92,57% ± 0,99 (extrato acetônico na
concentração de 150 μg.mL-1
). E que na concentração de 100 μg.mL-1
os extratos aquosos,
etanólico e acetônico apresentaram porcentuais de sequestro de 36,24 ± 1,45; 54,46 ± 3,60; e
81, 34 ± 1,78, respectivamente. Segundo a classificação estabelecida por Melo et al. (2008),
que estabelece como forte capacidade de sequestro os extratos de frutos que apresentam
porcentual de proteção acima de 70%, moderada, entre 50 e 70%, e fraca, menor que 50%,
pode-se considerar que na concentração de 100 μg.mL-1
, o extrato aquoso apresenta fraca
capacidade quelante do radical DPPH•, o etanólico, moderada e o acetônico, uma forte
capacidade de sequestrar esses radicais livres. Constata-se ainda que os padrões analisados,
ácido gálico e catequina, apresentaram uma forte capacidade sequestrante mesmo em
concentrações bem inferiores, 2,5 μg.mL-1
e 20 μg.mL-1
respectivamente.
Afify et al. (2011) ao estudar a atividade antioxidante de jamelão obtiveram porcentual
de proteção no solvente etanólico de 81,80% ± 1,4 e no extrato aquoso de 30,86% ± 1,6 na
concentração de 100 μg.mL-1
, corroborando com os resultados obtidos nesse estudo. Ali
(2011) ao avaliar a eficiência dos extratos brutos de duas variedades desse fruto, obtiveram
para o extrato etanólico um porcentual de 67,67% para variedade Rajamun e 81,67% para a
variedade Kaatha; em relação ao extrato aquoso, esse autor verificou um porcentual de
32,11% para a variedade Rajamun e 33% de Kaatha, demonstrando que o extrato etanólico
tem um poder sequestrante do radical DPPH• maior que extrato aquoso.
Melo et al. (2008) ao verificar a capacidade antioxidante de frutas detectaram uma
forte capacidade de sequestrar o radical DPPH•
tanto no extrato acetônico como no extrato
aquoso das frutas acerola e caju (superior a 70%). Esses mesmos autores encontram
resultados diferentes destes ao analisar frutos como abacaxi, laranja pêra, mamão formosa,
mamão havaí e melão japonês, pois nesses frutos há uma maior capacidade sequestrante no
extrato aquoso que o extrato acetônico.
Em concordância com o porcentual de proteção, os resultados do EC50 dos extratos
orgânicos de jamelão na Tabela 8, demonstram que o extrato acetônico foi o mais eficiente
para capturar o radical livre DPPH•
(43,54 ± 2,02 μg.mL–1
), seguido pelo extrato etanólico
(102,54 ± 2,78 μg.mL–1
) e aquoso (208,86 ± 6,15 μg.mL–1
). Constata-se ainda que os três
62
extratos diferenciaram-se estatisticamente entre si (p < 0,05), assim como diferiram dos
padrões ácido gálico (1,74 ± 0,21 μg.mL–1
) e catequina (9,37 ± 0,25 μg.mL–1
).
Benherlal (2010) ao investigar os compostos fitoquímicos bioativos presentes em
jamelão, obteve EC50 para o extrato metanólico da polpa desse fruto de 172 ± 3,7 μg.mL–1
,
valor superior ao encontrado nesse fruto no extrato etanólico. Roesler et al. (2007) avaliando a
atividade antioxidante dos extratos aquoso e etanólico de frutas do cerrado brasileiro, pelo
ensaio DPPH•, encontraram os seguintes valores de EC50: 387,47 ± 8,70 para o extrato
etanólico e 879,3 ±11,70 para o extrato aquoso da polpa de cagaita; 148,82 ± 0,98 para o
extrato etanólico e 1321,93 ± 20,77 para o extrato aquoso de araticum; 298,75 ± 3,80 para o
extrato etanólico e 534,43 ± 7,32 para o extrato aquoso de polpa + semente de pequi. A partir
desses valores, constata-se que os extratos orgânicos de jamelão possuem atividade
antioxidante superior a esses frutos do cerrado.
Essa capacidade de sequestro dos radicais livres é diferenciada entre frutos e entre
extratos do mesmo fruto devido à diversidade dos compostos bioativos extraídos. Wu et al.
(2004), avaliando a ação antioxidante de frutas disponíveis no mercado dos Estados Unidos,
evidenciaram que a fração hidrofílica, na qual os compostos fenólicos predominavam,
apresentou a maior capacidade de sequestrar radical livre pelo método ORAC (capacidade de
absorção do radical oxigênio) do que a fração lipofílica. Estes autores ressaltaram que os
compostos fenólicos da fração hidrofílica são responsáveis por mais de 90% da capacidade
antioxidante total das frutas estudadas.
Esses dados não conferiram com os obtidos nesse estudo, pois o extrato acetônico bem
como o etanólico foram os que apresentaram menor conteúdo de compostos fenólicos, 116,76
± 15,49 mg.EAG.100–1
g e 87,85 ± 22,61 mg.EAG.100–1
g, respectivamente, no entanto
exibiram uma maior capacidade antioxidante, demonstrando que os compostos fenólicos
extraídos por esses solventes possuem uma atividade antioxidante superior aos compostos
extraídos por água para o fruto jamelão.
As curvas cinéticas de degradação do radical DPPH• a 517 nm (perda da coloração
púrpura do radical) pelos antioxidantes presentes nos extratos aquoso, acetônico e etanólico
estão representadas na Figura 11 (a, b e c, respectivamente). Observou-se que para todos os
extratos a reação dos antioxidantes com o radical ocorreu principalmente nos primeiros cinco
minutos da reação, demonstrando que os antioxidantes presentes no fruto possuem ação
63
rápida em combater os radicais livres, o que é uma característica positiva, pois se sabe que os
radicais livres formados no interior do organismo possuem meia vida muito curta.
a)
b)
c)
Figura 11 - Curva cinética do potencial antioxidante do extrato aquoso (a), acetônico (b) e etanólico (c) de
jamelão pelo método de sequestro do radical DPPH•
0,200
0,250
0,300
0,350
0,400
0,450
0,500
0 10 20 30 40
Ab
sorb
ânci
a (n
m)
Tempo (minutos)
BRANCO 50 ug.mL-1 100 ug.mL-1 150 ug.mL-1 200 ug.mL-1 250 ug.mL-1
0,000
0,100
0,200
0,300
0,400
0,500
0 10 20 30 40
Ab
sorb
ânci
a (n
m)
Tempo (minutos)
BRANCO 50 ug.mL-1 75 ug.mL-1 100 ug.mL-1 125 ug.mL-1 150 ug.mL-1
0,020
0,070
0,120
0,170
0,220
0,270
0,320
0,370
0,420
0 10 20 30 40
Ab
sorb
ânci
a (n
m)
Tempo (minutos)
BRANCO
75 ug.mL-1
100 ug.mL-1
125 ug.mL-1
150 ug.mL-1
175 ug.mL-1
64
5.4.2 Método de sequestro do radical ABTS•+
O ensaio espectrofotométrico de captura do radical ABTS•+
também é um dos mais
aplicados na avaliação da atividade antioxidante, considerando sua elevada sensibilidade,
praticidade, rapidez e estabilidade (VIEIRA, 2011). Uma vantagem desse método é a forma
de expressão dos resultados, uma vez que são expressos como valor TEAC (capacidade
antioxidante total equivalente ao Trolox), tornando mais fácil a comparação dos resultados
obtidos por diversos alimentos e distintos estudos (ARTS et al., 2004). Vale ressaltar que o
TEAC é definido como a concentração de Trolox que apresenta o mesmo porcentual de
inibição que uma concentração de 1 mmol do composto de referência; assim, quanto maior o
valor TEAC, mais forte é o potencial antioxidante (SOUSA; VIEIRA e LIMA, 2011).
Esses valores dependem do tempo escolhido para efetuar a medida da capacidade
antioxidante para capturar os radicais ABTS•+
. Alguns pesquisadores indicam o tempo de 4
minutos como o mais apropriado (RE et al., 1999), outros sugerem tempo de 6 minutos para
padrões de referência e de 7 minutos para os compostos puros, extratos de plantas ou
alimentos (SELLAPPAN; AKOH e KREWER, 2002). E outros trabalhos utilizam tempos
mais longos de reação (4 a 60 minutos), pois os antioxidantes alimentares normalmente não
reagem tão prontamente com o radical, subestimando sua atividade antioxidante (LIMA,
2008).
Nesta pesquisa, a capacidade de sequestro do radical ABTS•+
dos extratos orgânicos de
jamelão foi mensurada nos tempos de 2 a 30 minutos, e os resultados obtidos estão dispostos
na Tabela 9. Observou-se nesses extratos um aumento dos valores TEAC nos tempos
supracitados, constatando que os compostos antioxidantes presentes nos extratos continuaram
reagindo com o radical ABTS•+
ao longo do tempo da reação.
Tabela 9 - Valor TEAC (Capacidade antioxidante equivalente ao Trolox) pelo método de
sequestro do radical ABTS•+
para os extratos orgânicos de jamelão.
Valor TEAC (μmol Trolox.g-1
)*
Extratos 2 min 5 min 10 min 20 min 30 min
Extrato aquoso
42,86 ± 10,25aB
62,36 ± 5,77aB
65,53 ± 6,72aB
68,45 ± 9,43aB
70,53 ± 11,19aB
Extrato etanólico
40,45 ± 16,73bB
69,20 ± 4,12abB
72,45 ± 4,71abB
77,45 ± 4,48aB
80,45 ± 4,47aB
Extrato acetônico 101,90 ± 6,6bA
126,90 ± 2,83aA
131,90 ± 5,66aA
138,07 ± 6,83aA
140,23 ± 8,01aA
*Médias na mesma linha seguidas de letras minúsculas diferentes diferem estatisticamente entre si (p < 0,05);
médias na mesma coluna seguidas de letras maiúsculas diferentes diferem estatisticamente entre si (p < 0,05).
65
Conforme se observa na Tabela 9, os extratos aquoso e etanólico não diferiram
estatisticamente entre si (p > 0,05), apresentando comportamentos semelhantes em todos os
tempos de mensuração da capacidade de captura do radical ABTS•+
. O extrato acetônico, por
sua vez diferiu dos demais extratos, apresentando valores superiores de TEAC, 101,90 ± 6,6
μmol Trolox.g-1
no tempo de 2 minutos e 140,23 ± 8,01 μmol Trolox.g-1
no tempo de 30
minutos de reação.
Kuskoski et al. (2006) ao estudar a atividade antioxidante dos frutos tropicais
silvestres, obtiveram para os extratos hidroetanólico de jamelão, valores correspondentes a
13,3 ± 1,9 μmol Trolox.g-1
no tempo de 30 minutos e 20,1 ± 1,1 μmol Trolox.g-1
no tempo de
60 minutos; e para o extrato hidrometanólico, valores correspondentes a 15,0 ± 3,1 μmol
Trolox.g-1
no tempo de 30 minutos e 21,0 ± 2,4 μmol Trolox.g-1
no tempo de 60 minutos.
Valores esses bem inferiores aos encontrados nesse estudo para todos os extratos orgânicos
analisados.
Rufino et al. (2010) ao estudar os compostos bioativos e capacidade antioxidantes de
frutas tropicais não tradicionais brasileiras encontraram valores de 29,7 ± 0,3 μmol Trolox.g-1
para o extrato acetônico/metanólico de jamelão em 6 minutos de reação, valor inferior ao
encontrado neste estudo para aos extratos aquoso, etanólico e acetônico no tempo de 5
minutos. Esses mesmos autores avaliaram ainda outros frutos como açaí, acerola, jaboticaba e
puçá-preto, obtendo valores TEAC de 15,1 ± 4,1 μmol Trolox.g-1
, 96,6 ± 6.1 μmol Trolox.g-1
,
37,4 ± 1,4 μmol Trolox.g-1
e 125 ± 9,7 μmol Trolox.g-1
, o que demonstra que em 6 minutos de
reação, a acerola e o puçá-preto possuem maior capacidade de sequestrar o radical ABTS•+
que os extratos aquoso e etanólico de jamelão.
Batista (2010) ao averiguar os compostos bioativos e a capacidade antioxidante em
frutas produzidas no submédio do vale do São Francisco, obteve valores TEAC para
cultivares de acerola que variaram de 78,27 a 144,77 μmol Trolox.g-1
e para cultivares de
goiaba que variaram de 8,47 a 15,313 μmol Trolox.g-1
. Valores inferiores aos encontrados
para os extratos de jamelão.
As curvas cinéticas de degradação do radical ABTS•+
a 734 nm (perda da coloração
verde-azulada) pelos antioxidantes presentes nos extratos aquoso, etanólico e acetônico estão
representadas na Figura 12. Observou-se que, assim como aconteceu com o radical DPPH•,
para todos os extratos a reação dos antioxidantes com o radical ocorreu principalmente nos
primeiros cinco minutos da reação, demonstrando que os antioxidantes presentes no fruto
66
realmente possuem ação rápida em combater os radicais livres que podem ser formados no
interior do organismo.
Figura 12 - Curva cinética do potencial antioxidante dos extratos orgânicos de jamelão pelo método de
sequestro do radical ABTS•+
Comparando-se as Tabelas 8 e 9, observa-se que os extratos orgânicos avaliados
apresentaram atividade antioxidante pelos dois métodos empregados e que apresentaram
comportamentos semelhantes frente ao radical ABTS•+
e DPPH•, apresentando o extrato
aquoso como o extrato que possui menor capacidade de captura dos radicais livres e o extrato
acetônico como o extrato que possui maior capacidade de sequestro desses radicais.
Alguns estudos também verificaram essas semelhanças. Thaipong et al. (2006), ao
analisarem a atividade antioxidante de extratos metanólicos de goiaba pelos ensaios ABTS•+
e
DPPH•, encontraram correlação positiva significativa (p = 0,85) entre estes dois métodos,
assim como Leong e Shui (2002), que ao correlacionarem a capacidade antioxidante de frutas
comercializadas em Singapura pelos ensaios ABTS•+
e DPPH•, reportaram uma boa
correlação (r = 0.9045) entre a atividade antirradical livre em 11 frutas analisadas. Outros
autores no entanto, não verificaram essas semelhanças. Floegel et al. (2011), ao avaliarem o
potencial antioxidante de 18 frutas, 13 legumes e 19 bebidas consumidas nos Estados Unidos,
constataram que a capacidade antioxidante detectada pelo ABTS•+
foi significativamente
maior para os frutos, legumes e bebidas em comparação com o ensaio DPPH•. Segundo esses
autores, os antioxidantes hifrofílicos e de alta pigmentação foram melhor refletidos pelo
ensaio ABTS•+
, sugerindo que este método pode ser mais útil do que o método de DPPH• para
a detecção da capacidade antioxidante em uma variedade de alimentos.
0,000
0,200
0,400
0,600
0,800
0 10 20 30 40
Ab
sorb
ânci
a (n
m)
Tempo (minutos)
Branco
Trolox
Extrato Acetônico Extrato Etanólico
67
5.5 Obtenção e estabilidade dos licores de jamelão
Nesta pesquisa utilizaram-se três processamentos de elaboração dos licores de jamelão
(Figura 13): maceração do fruto sem tratamento térmico e adição de xarope preparado a
quente; maceração do fruto com tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; e
xarope por desidratação osmótica e maceração. Esses processamentos foram selecionados
devido aos seus usos tradicionais na preparação de licores, sendo o menos usual o que utiliza
o tratamento térmico no processo de maceração. No entanto, ele foi selecionado porque o
aquecimento brando feito no início do processo, 70 ºC por 3 minutos, propicia uma maior
extração dos compostos solúveis, sem o comprometimento das propriedades sensoriais do
produto e suas características físico-químicas (GEOCZE, 2007).
Figura 13 - Licores de jamelão obtidos por três processamentos distintos: (a, b, c) processo de maceração do
fruto sem tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; (d, e, f) processo de maceração do fruto
com tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; (g, h, i) xarope elaborado por desidratação
osmótica e maceração do fruto
Estudos já realizados demonstraram que quanto maior o tempo de contato das frutas
com a solução hidroalcoólica, maior o aroma e o sabor frutais no produto. Portanto, o tempo
de maceração (contato do fruto com álcool), dez dias, foi semelhante ao recomendado por
Geocze (2007), nove dias, e maior que o recomendado por Souza e Bragança (2001), três dias.
A escolha do teor alcoólico e do grau Brix deve-se ao fato que, de acordo com Penha et al.
(2002), o teor entre 18 ºGL e 25 ºGL favorece a percepção de aromas frutais e doces,
enquanto o valor de 30 º Brix diminui a pungência, o aroma e o sabor alcoólicos, aumentando
assim a palatabilidade dos licores. O período de maturação dos licores escolhido foi de três
meses, pois de acordo com Souza e Bragança (2001) esse tempo é o tempo mínimo necessário
para que seja incorporado na bebida os aromas, sabores e para que haja uma harmonia na sua
composição.
Conforme descrito nos subitens 5.3 e 5.4 o jamelão in natura apresentou um conteúdo
(a) (b) (c) (d) (e) (f) (g) (h) (i)
68
representativo de compostos bioativos com atividade antioxidante, principalmente
antocianinas monoméricas e compostos fenólicos. É importante destacar que o consumo in
natura de alimentos fontes desses compostos tem sido apontado como fator de proteção
contra diversas doenças. No entanto, esses alimentos podem ser utilizados como matéria-
prima para elaboração de novos produtos e nesse caso, o conteúdo e a capacidade antioxidante
podem ser alterados. Rawson et al. (2011) apontaram diferentes consequências do
processamento sobre as propriedades antioxidantes de alimentos, como: perda de
antioxidantes, melhora da capacidade antioxidante, formação de novos compostos com
atividade antioxidante ou pró-oxidante ou, ainda, nenhuma mudança na concentração de
antioxidantes naturalmente presentes.
Boa parte dos estudos a respeito da perda de antioxidantes em alimentos processados
refere-se a alimentos industrializados. Poucos são os estudos, até o momento, que avaliaram a
estabilidade de compostos antioxidantes em licores frente ao período de maturação e tipo de
processamento utilizado.
5.5.1 Estabilidade dos compostos fenólicos e das antocianinas monoméricas em licores de
jamelão
Os resultados para o conteúdo de fenólicos totais dos licores de jamelão durante o seu
período de maturação estão expressos da Tabela 10.
Tabela 10 - Compostos fenólicos (mg EAG. L-1
) em licores de jamelão durante o período de
maturação.
Compostos fenólicos (mg EAG. L-1
)
Formulação Período de maturação (dias)
0 30 60 90
F1 227,26 ± 0,55b 261,89 ± 0,39
b 361,33 ± 3,77
a 264,11 ± 0,71
b
P1 F2 238,00 ± 0,80b 282,44 ± 0,63
b 408,00 ± 4,87
a 387,44 ± 1,18
a
F3 295,78 ± 2,82b 309,11 ± 0,16
b 559,11 ± 0,47
a 532,45 ± 2,67
a
F4 215,48 ± 0,61a 256,33 ± 0,08
a 379,12 ± 9,27
a 384,68 ± 1,41
a
P2 F5 223,56 ± 1,39b 303,56 ± 0,47
b 507,43 ± 7,15
a 517,44 ± 0,39
a
F6 254,30 ± 0,84c 418,00 ± 3,46
b 655,21 ± 2,44
a 617,43 ± 1,65
a
F7 345,41 ± 0,13b 356,89 ± 0,16
b 508,02 ± 4,40
a 466,33 ± 2,75
a
P3 F8 371,33 ± 0,67b 397,44 ± 0,86
b 559,67 ± 2,28
a 568,00 ± 4,56
a
F9 390,22 ± 2,33b 418,01 ± 2,36
b 626,35 ± 0,24
a 583,03 ± 3,06
a
*Letras minúsculas diferentes na mesma linha diferem estatisticamente entre si (p < 0,05); P1: Processo de maceração do
fruto sem tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; P2: Processo de maceração do fruto com tratamento
térmico e adição de xarope preparado a quente; P3: Xarope elaborado por desidratação osmótica e maceração do fruto.
69
Conforme os dados demonstrados na Tabela 10, constatou-se que houve variação no
teor de fenólicos totais entre os diferentes tipos de processamentos utilizados para a
elaboração dos licores de jamelão (P1: 227,26 ± 0,55 a 559,11 ± 0,47 mg EAG.L-1
; P2:
215,48 ± 0,61 a 655,21 ± 2,44 mg EAG.L-1
; P3: 345,41 ± 0,13 a 626,35 ± 0,24 mg EAG.L-1
)
e que as diferentes concentrações do fruto dentro do mesmo processamento também
proporcionaram diferença no conteúdo total de fenólicos. Além disso, percebeu-se que o
período de maturação dos licores elaborados também possuiu uma forte influência sobre o
conteúdo desses compostos bioativos.
Neste trabalho foram utilizados três processamentos para a elaboração dos licores de
jamelão e observou-se que após a elaboração desses produtos até o período de 90 dias de
maturação, o Processamento 3 (P3), que utilizou desidratação osmótica para elaboração do
xarope, se sobressaiu em relação aos demais, no entanto, não foi constatado diferença
significativa (p > 0,05) quando comparado aos outros processamentos. Geoczé (2007) ao
estudar a influência do processamento no teor de compostos bioativos no licor de jabuticaba,
também constatou que o processamento que utilizou desidratação osmótica conseguiu extrair
mais compostos fenólicos. Isso ocorre porque o método de desidratação osmótica promove a
extração de água e de compostos solúveis, aumentando assim a concentração dos compostos
fenólicos no produto final.
Ao analisar as três concentrações do fruto dentro do mesmo processamento de licor,
constatou-se que as formulações que continham maior quantidade de fruto (F3, F6 e F9)
foram as que apresentaram maior conteúdo de compostos fenólicos, assim como as
formulações que continham a menor quantidade de fruto (F1, F4 e F7) foram as que
apresentaram o menor teor de fenólicos totais. Entretanto, vale ressaltar que apesar da
diferença numérica, também não foi verificado diferença significativa (p > 0,05) entre as
formulações dentro do mesmo processamento.
Alamprese, Pompei e Scaramuzzi (2005) ao caracterizar e estudar a atividade
antioxidante de 30 Nocinos, licores italianos a base de nozes verdes, detectaram que duas de
suas amostras caseiras analisadas continham níveis mais baixos de fenóis e que isso foi
devido provavelmente à pequena quantidade de nozes utilizada, demonstrando que a
concentração da matéria-prima influencia na quantidade final de fenólicos.
Observando ainda a Tabela 10, verificou-se que durante o período de maturação,
houve um incremento significativo (p < 0,05) no conteúdo de fenólicos totais para todas as
70
formulações nos dois primeiros meses, independente do processamento utilizado para
elaboração do licor. Contudo, a partir dos 90 dias percebeu-se um declínio na quantidade
desses compostos bioativos, exceto nas formulações F4, F5 e F8 que obtiveram um leve
aumento no teor de fenólicos nesse período, mesmo assim não diferiram significativamente (p
> 0,05) dos teores obtidos no período de 60 dias.
As formulações F4 e F5 foram provenientes do processamento P2, processamento no
qual os frutos foram submetidos a aquecimento (70 ºC. 3 minutos-1
) e posteriormente a
resfriamento até a temperatura ambiente. De acordo Fellows (2006), o aquecimento brando
seguido de resfriamento (branqueamento) tem como principal objetivo inativar as enzimas
polifenoloxidases, responsáveis por catalisar a oxidação dos compostos fenólicos. Dessa
forma, o tratamento submetido ao jamelão antes da elaboração do licor, embora tenha
proporcionado uma redução inicial no teor de fenólicos (Tempo 0), auxiliou na manutenção
desses compostos durante o período de maturação, minimizando a sua reação de degradação.
Dado similar foi relatado por Torres (2002) que observou que a temperatura e o tempo de
fermentação interferiam, positivamente, no conteúdo final de compostos fenólicos totais
presentes em vinhos de um mesmo tipo de uva.
Daniel (2009) ao avaliar o período de maturação do licor de amora também detectou
alterações no conteúdo de fenólicos, que diminuíram do primeiro ao segundo mês de 1422,32
± 14,4 a 1315,21 ± 14,3 mg EAG.L-1
de licor, entretanto no terceiro e quarto mês houve um
incremento significativo de 1518,91 ± 25,7 a 1733,26 ± 27,4 mg EAG.L-1
de licor,
respectivamente. Esse autor relata que o aumento do conteúdo de fenólicos deveu-se
possivelmente ao período de maturação em que há liberação de outros fenólicos que se
encontram complexados com outros constituintes do fruto.
Resultados divergentes aos desta pesquisa em relação à variação dos compostos
fenólicos no período de maturação foram obtidos por Alamprese, Pompei e Scaramuzzi
(2005), os quais observaram que de modo geral os fenólicos totais das amostras de nocino
envelhecidas permaneceram estáveis com o período de armazenamento.
Mesmo havendo uma pequena redução no teor de fenólicos após o término da
maturação, as formulações dos licores de jamelão apresentaram conteúdos que variaram de
264,11 ± 0,71 mg EAG.L-1
a 617,43 ± 1,65 mg EAG.L-1
, valores próximos aos reportados por
Daniel (2009), 477,12 ± 5,52 mg EAG.L-1
a 884,98 ± 16,11 mg EAG.L-1
para os licores de
71
amora, e inferiores aos obtidos por Geoczé, 0,52 g EAG.L-1
a 1,20 g EAG.L-1
para licores de
jabuticaba.
Destaca-se ainda que todas as formulações, com exceção da formulação F1, tiveram o
seu teor de fenólicos totais superior ao do vinho branco (0,350 g EAG.L-1
) quando analisados
por Ishimoto et al. (2006) e bem inferiores aos vinhos tintos analisados por Granato,
Katayama e Castro (2010), que obtiveram valores entre 1041,63 e a 1958,78 mg EAG.L-1
.
Mesmo assim os dados obtidos permitem afirmar que o licor de jamelão pode proporcionar
um aporte importante de fenólicos quando comparados a outras bebidas.
Da mesma forma que os compostos fenólicos, o conteúdo de antocianinas
monoméricas presentes no licor de jamelão variou em função dos diferentes tipos de
processamentos utilizados para a elaboração dos licores, das diferentes concentrações do fruto
dentro do mesmo processamento e durante o período de maturação desses produtos, conforme
observado na Tabela 11.
Tabela 11 - Antocianinas monoméricas (mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
) em licores de jamelão
durante o período de maturação.
Antocianinas monoméricas (mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
)
Formulação
Período de maturação (dias)
0 30 60 90
F1 66,80 ± 2,87a 62,59 ± 2,74
a 61,16 ± 6,91
a 37,70 ±3,05
b
P1B F2 85,33 ± 5,14
a 77,92 ±1,31
a 63,68 ± 1,91
b 39,84 ±1,55
c
F3 92,08 ± 6,91a 87,53 ± 1,79
a 73,54 ± 5,60
b 44,81 ± 2,62
c
F4 94,18 ± 8,46a 75,06 ± 2,26
b 71,27 ± 0,48
b 39,93 ±1,19
c
P2A F5 105,05 ± 2,72
a 83,82 ± 2,50
b 75,56 ± 1,55
c 46,75 ± 1,07
d
F6 106,11 ± 0,68a 88,96 ± 0,48
b 77,84 ± 1,67
c 55,60 ± 2,14
d
F7 67,90 ± 3,95a 54,67 ± 0,83
ab 48,02 ± 1,91
b 27,63 ± 3,81
c
P3C F8 71,27 ± 1,03
a 55,01 ± 3,69
b 51,22 ± 0,24
c 35,38 ±0,24
d
F9 71,66 ± 1,18a 53,66 ± 0,36
b 55,26 ± 2,86
b 42,62 ± 0,48
c
*Letras minúsculas diferentes na mesma linha diferem estatisticamente entre si (p < 0,05); Letras maiúsculas
diferentes na mesma coluna diferem estatisticamente entre si (p < 0,05); P1: Processo de maceração do fruto sem
tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; P2: Processo de maceração do fruto com tratamento
térmico e adição de xarope preparado a quente; P3: Xarope elaborado por desidratação osmótica e maceração do
fruto.
Os dados apresentados na Tabela 11 demonstram que o conteúdo de antocianinas
presentes nos 3 processamentos empregados na elaboração dos licores de jamelão diferiram
estatisticamente entre si (p < 0,05), e que o processamento P2 (aquecimento dos frutos a 70
72
ºC. 3 minutos-1
, seguido de resfriamento até a temperatura ambiente) foi o processamento que
mais conseguiu extrair esses pigmentos antociânicos (94,18 ± 8,46 a 106,15 ± 2,72 mg
cianidina-3-glicosídeo.L-1
), seguido pelos processamentos P1 (66,80 ± 2,87 a 92,08 ± 6,91 mg
cianidina-3-glicosídeo.L-1
) e P3 (67,90 ± 3,95 a 71,66 ± 1,18 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
).
Esses resultados divergiram dos encontrados por Geoczé (2007) ao analisar o teor de
antocianinas monoméricas em licores de jabuticaba, que verificou que os licores que foram
submetidos ao tratamento térmico (60 ºC.10 minutos-1
) foram os que apresentaram menor
conteúdo desses compostos bioativos. Maeda et al. (2007), cita que as antocianinas são
compostos termossensíveis e são rapidamente degradadas quando submetidas ao aquecimento
prolongado durante o processamento e/ou armazenamento. Já Malacrida e Motta (2006) e
Alves e Mendonça, 2011 relatam que processos que utilizam baixo tempo em alta temperatura
estão sendo recomendados, uma vez que conseguem reter com maior facilidade esses
pigmentos. Esses autores discutem que o processo de aquecimento favorece a retirada de
oxigênio (desaeração) que é um dos principais reponsáveis pela degradação de corantes e
vitaminas das frutas. Dessa forma, o tempo e temperatura empregados na elaboração das
formulações F4, F5 e F6 foram ideais, pois favoreceu a retenção dos pigmentos antociânicos.
Ao se avaliar as três concentrações do fruto dentro do mesmo processamento de licor,
constatou-se que as formulações que continham maior quantidade de fruto (F3, F6 e F9)
foram as que apresentaram maior conteúdo de antocianinas monoméricas, assim como as
formulações que continham a menor quantidade de fruto (F1, F4 e F7) foram as que
apresentaram o menor teor desses compostos. Todavia, não se verificou diferença
significativa (p > 0,05) entre as formulações dentro do mesmo processamento, assim como
ocorreu com o teor de fenólicos totais.
Analisando o período de maturação, verificou-se que as antocianinas diminuíram de
forma significativa (p < 0,05) após os 90 dias para todas as formulações independente do
processamento utilizado para elaboração dos licores. A taxa de degradação desses compostos
variou de 40,69% (Formulação F7) a 59,53% (Formulação F9). Daniel (2009) ao estudar as
alterações dos pigmentos antociânicos em licores de amora durante o período de maturação,
também observou que o conteúdo de antocianinas monoméricas diminuiu de maneira
significativa de 20,55 ± 0,35 a 14, 03 ± 0,14 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
, o que representou
uma degradação de 68,27%, degradação maior que a obtida nesse estudo.
73
Mesmo com a redução significativa das antocianinas monoméricas após o período de
maturação, constata-se que os licores de jamelão apresentaram teores que variaram de 27,63 ±
3,81 a 55,60 ± 2,14 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
, valores superiores aos obtidos por Geoczé
(2007), 9,70 a 10, 72 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
para os licores de jabuticaba, e
semelhantes aos obtidos por Granato, Katayama e Castro (2010) para vinhos tintos das
variedades Pinot Noir (40,24 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
), Syrah (42,92 mg cianidina-3-
glicosídeo.L-1
), Cabernet Sauvignon (9, 35 a 45,75 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
) e Merlot
(36,32 mg cianidina-3-glicosídeo.L-1
). Esses resultados demonstram que os licores de jamelão
se constituem em uma excelente fonte de antocianinas monoméricas, com valores próximos
aos do vinho tinto.
5.5.2 Estabilidade da atividade antioxidante in vitro em licores de jamelão
A estabilidade da atividade antioxidante in vitro dos licores de jamelão durante o
período de maturação foram avaliadas pelo método de sequestro dos radicais DPPH• e
ABTS•+
após 10 e 30 minutos do início da reação da amostra com esses radicais.
Na Tabela 12, estão expressos os resultados provenientes da atividade antioxidante
pelo método de captura do radical DPPH•. Observa-se nesta tabela que todos os licores
demonstraram comportamento semelhante na atividade antioxidante por esse método,
apresentando uma redução significativa (p < 0,05) no decorrer dos 90 dias de maturação.
Dados semelhantes foram obtidos por Daniel (2009) ao verificar a atividade antioxidante de
licores de amora pelo método de sequestro do radical DPPH•. Este autor percebeu que nos três
primeiros meses de maturação a capacidade antioxidante das amostras de licores também
diminuiu, passando de 94,19 ± 3,43 mmol Trolox.mL-1
para 50,00 ± 0,20 mmol Trolox.mL-1
.
Em relação às outras variáveis (diferentes processamentos empregados na elaboração
dos licores e diferentes concentrações do fruto dentro do mesmo processamento) a análise
estatística dos dados não encontrou variação significativa (p > 0,05). Mesmo assim observa-se
que os licores provenientes do processamento P3 que utilizou o processo de desidratação
osmótica para elaboração do xarope foi o que apresentou maior atividade antioxidante após os
90 dias de maturação (F7: 74,99 ± 1,12 mmol Trolox.100 mL-1
; F8: 70,88 ± 2,23 mmol
Trolox.100 mL-1
; F9: 65,94 ± 0,55 mmol Trolox.100 mL-1
), seguido pelos processamentos P1
(F1: 71,72 ± 1,70 mmol Trolox.100 mL-1
; F2: 62,55 ± 2,09 mmol Trolox.100
mL-1
; F3: 58,92 ±0,47 mmol Trolox.100 mL-1
) e P2 (F4: 62,55 ± 1,34 mmol Trolox.100 mL-
1; F5: 59,63 ± 1,12 mmol Trolox.100 mL
-1; F6: 55,88 ± 2,01 mmol Trolox.100 mL
-1).
74
Tabela 12 - Atividade antioxidante pelo método de sequestro do radical DPPH• (mmol.100 mL
-1) em licores de jamelão durante o período de
maturação.
Formulação Período de maturação (dias)
0 30 60 90
TEAC (mmol.100 mL-1
)a – 10 minutos
F1 141,41 ± 0,71a 119,27 ± 1,29b 104,95 ± 1,09c 70,71 ± 0,36d
P1 F2 123,43 ± 1,97a 106,77 ± 2,23b 84,60 ± 3,12c 61,72 ± 0,98d
F3 116,89 ± 0,55a 96,41 ± 1,29b 78,40 ± 2,43c 58,44 ± 0,27d
F4 115,58 ± 7,55a 99,86 ± 0,55b 65,55 ± 4,23c 57,79 ± 3,77c
P2 F5 112,01 ± 2,30a 97,48 ± 0,62b 65,19 ± 4,88c 56,00 ± 1,15d
F6 107,13 ± 1,29a 92,84 ± 3,05b 60,55 ± 3,65c 53,56 ± 0,64d
F7 145,82 ± 0,55a 122,60 ± 1,09b 109,48 ± 0,21c 72,91 ± 0,27d
P3 F8 137,36 ± 2,09a 118,55 ± 1,89b 97,81 ± 3,60c 68,68 ± 1,05d
F9 130,70 ± 1,24a 112,96 ± 2,06b 89,71 ± 3,41c 65,35 ± 0,62d
TEAC (mmol.100 mL-1
)b
– 30 minutos
F1 143,43 ± 3,39a 121,41 ± 0,71b 107,10 ± 1,49c 71,72 ± 1,70d
P1 F2 125,10 ± 4,17a 108,55 ± 1,29b 87,21 ± 3,62c 62,55 ± 2,09d
F3 117,84 ± 0,94a 102,24 ± 1,76b 83,40 ± 1,83c 58,92 ± 0,47d
F4 125,10 ± 2,68a 102,84 ± 1,29b 75,55 ± 6,72c 62,55 ± 1,34d
P2 F5 119,27 ± 2,23a 99,51 ± 1,76b 67,21 ± 0,36c 59,63 ± 1,12d
F6 111,77 ± 4,02a 95,70 ± 2,50b 69,24 ± 3,12c 55,88 ± 2,01d
F7 149,98 ± 2,23a 123,08 ± 0,55b 114,60 ± 4,54c 74,99 ± 1,12d
P3 F8 141,77 ± 4,46a 118,67 ± 1,44b 108,76 ± 0,74c 70,88 ± 2,23d
F9 131,89 ±1,09a 114,39 ± 1,76b 101,02 ± 1,44c 65,94 ± 0,55d
*TEACa: atividade antioxidante equivalente ao Trolox (mmol TE.100 mL
-1 de licor) em 10 minutos. TEAC
b: atividade antioxidante equivalente ao Trolox (mmol
TE.100 mL-1
de licor) em 30 minutos. *Letras minúsculas diferentes na mesma linha diferem estatisticamente entre si (p < 0,05; P1: Processo de maceração do fruto sem
tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; P2: Processo de maceração do fruto com tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; P3: Xarope
elaborado por desidratação osmótica e maceração do fruto.
75
Geoczé (2007) também verificou que o processo que utilizou a desidratação osmótica
foi o que apresentou a maior atividade antioxidante, o que demonstra que este processamento
é apropriado para extração dos compostos bioativos com atividade antioxidante.
Analisando ainda a Tabela 12, observa-se a redução dos radicais livres ocorreu
principalmente nos primeiros 10 minutos da reação, demonstrando que os antioxidantes
presentes nos licores de jamelão possuem ação rápida frente ao radical DPPH•. Após os 30
minutos de reação, houve ainda um leve incremento nessa atividade, porém não significativo
(p > 0,05). Portanto, sugere-se que estudos que visem avaliação da atividade antioxidante em
bebidas alcoólicas utilizem tempos mais curtos (10 minutos).
Os coeficientes de correlação entre as concentrações médias de fenólicos totais,
antocianinas monoméricas e a atividade antioxidante pelo método de captura do radical
DPPH•, 10 e 30 minutos após a reação, estão indicados na Tabela 13.
Tabela 13 – Coeficientes de correlação entre as concentrações de compostos fenólicos,
antocianinas monoméricas e a atividade antioxidante dos licores de jamelão pelo método de
sequestro do DPPH• nos tempos de 10 e 30 minutos.
Coeficiente de correlação de Pearson (r)
DPPH – 10 minutos DPPH – 30 minutos
Compostos fenólicos -0,5929
p < 0,01
-0,571
P < 0,01
Antocianinas monoméricas 0,4218
p < 0,01
0,4545
p < 0,01
Como pode ser observado, há uma correlação negativa moderada (r = - 0,5929 e r = -
0,571) entre compostos fenólicos e a atividade antioxidante para o método DPPH• nos dois
tempos de análise. Vários autores (KATALINIC et al., 2004; GOMES, 2006) encontraram
coeficientes de correlação positivos entre o conteúdo de fenólicos totais e atividade
antioxidante em vinhos. Entretanto, Melo et al. (2006) relatam que a capacidade antioxidante
de um determinado alimento não pode ser explicada apenas pelo seu teor de compostos
fenólicos, mas também pela sua natureza química, pois a posição e o número de hidroxilas
presentes na molécula dos fenóis é um fator relevante para essa atividade.
76
A correlação existente entre o teor de antocianinas monoméricas e a atividade
antioxidante pelo método DPPH• nos dois tempos de análise foi uma correlação positiva
moderada (r = 0,4218 e r = 0,4545). Daniel (2009) encontrou uma forte correlação positiva (r
= 0,97) entre a atividade antioxidante pelo método DPPH• e o conteúdo de antocianinas
monoméricas em licores de amora, sugerindo que as antocianinas monoméricas são
fundamentais na capacidade antioxidante desses licores. Resultado semelhante foi encontrado
por Katalinic et al. (2004) que obtiveram correlações positivas entre o conteúdo de
antocianinas e porcentagem de inibição de radicais em vinhos tintos, aplicando o método
DPPH•. No entanto, Gomes (2006) não encontrou correlação significativa entre o teor de
antocianinas e a atividade antioxidante ao estudar vinhos tintos.
A capacidade antioxidante dos licores de jamelão pelo método de sequestro do radical
ABTS•+
(Tabela 14), assim como pelo método de sequestro do radical DPPH•, também
diminuiu com o período de maturação. Observa-se na Tabela 14 que a redução da atividade
antioxidante das formulações desses licores pelo método de captura do radical ABTS•+
, nos
primeiros 10 minutos só foi significativa (p < 0,05) com 90 dias de maturação, exceto para as
formulações F3, F4, F5 e F9. As formulações F3 e F5, embora como uma discreta redução na
capacidade antioxidante, mantiveram-se estáveis durante o período de maturação. As
formulações F4 e F9 diminuíram o seu poder antioxidante de forma significativa (p < 0,05)
com 60 e 30 dias, respectivamente.
Após 30 minutos de reação entre as amostras de licores e os radicais ABTS•+
, o
comportamento dessa diminuição da atividade antioxidante durante o período de maturação
foi diferenciado, pois se constatou redução significativa (p < 0,05) com 30 dias de maturação
para as formulações F6, F8 e F9 e com 60 dias para as formulações F1, F2 e F3. As demais
formulações (F4 e F5) mantiveram-se estáveis.
Observou-se na Tabela 14 que com 30 minutos de reação entre os licores de jamelão e
os radicais ABTS•+
os valores TEAC obtiveram um aumento significativo (p < 0,05),
constatando-se que os compostos antioxidantes presentes nos licores continuaram reagindo
com o radical ABTS•+
ao longo do tempo da reação. Segundo Berg et al. (2000), isto ocorre
porque alguns compostos fenólicos precisam de um tempo maior para reagir, dependendo da
quantidade e posição de grupos hidroxilas presentes no anel aromático.
77
Tabela 14 - Atividade antioxidante pelo método de sequestro do radical ABTS•+
(μmol.100 mL-1
) em licores de jamelão durante o período de
maturação.
Formulação Período de maturação (dias)
0 30 60 90
TEAC (μmol.100 mL-1
)a – 10 minutos
F1 2262,08 ± 328,30a 2215,5 ± 211,86
a 1949,67 ± 168,26
ab 1628,56 ± 90,51
b
P1 F2 3010,00 ± 370,90a 2656,53 ± 273,90
ab 2498,56 ± 383,80
ab 1908,56 ± 301,21
b
F3 3146,11 ± 395,31a 3123,19 ± 226,28
a 2903,00 ± 519,66
a 2533,00 ± 264,91
a
F4 2867,64 ± 187,89a 2665,22 ± 421,76
ab 2118,33 ± 180,85
b 2090,78 ± 73,74
b
P2 F5 3300,97 ± 125,37a 2576,33 ± 491,66
a 2568,33 ± 622,05
a 2455,22 ± 226,90
a
F6 3673,89 ± 445,45a 3637,08 ± 101,04
a 3214,11 ± 297,42
ab 2746,33 ± 35,28
b
F7 2840,56 ± 284,35a 2348,19 ± 253,08
ab 2151,89 ± 414,53
ab 1664,11 ± 165,51
b
P3 F8 3298,89 ± 463,26a 2775,97 ± 175,07
ab 2560,78 ± 512,44
ab 2135,22 ± 74,34
b
F9 3710,00 ± 22,05a 2850,97 ± 328,12
b 2414,11 ± 450,20
b 2270,78 ± 156,39
b
TEAC (μmol.100 mL-1
)b
– 30 minutos
F1 3071,11 ± 111,91a 2859,31 ± 335,44
ab 2423,00 ± 187,02
bc 2101,89 ± 96,69
c
P1 F2 3912,78 ± 161,23a 3206,53 ± 325,89
ab 2965,22 ± 349,62
bc 2553,00 ± 67,66
c
F3 4104,44 ± 168,39a 3625,97 ± 197,61
ab 3225,22 ± 284,44
bc 2955,22 ± 225,62
c
F4 3412,08 ± 188,75a 3138,56 ± 430,62
a 3040,56 ± 649,00
a 2515,22 ± 60,49
a
P2 F5 3800,97 ± 89,88a 3362,78 ± 573,75
a 3038,56 ± 437,28
a 2864,11 ± 187,89
a
F6 4268,33 ± 44,10a 3981,53 ± 24,06
b 3445,22 ± 107,77
c 3104,11 ± 21,43
d
F7 3415,56 ± 274,03a 2862,08 ± 306,30
ab 2676,33 ± 567,22
ab 2026,33 ± 184,87
b
P3 F8 4276,67 ± 30,05a 3275,97 ± 184,34
b 2974,11 ± 477,97
bc 2404,11 ± 322,24
c
F9 4218,33 ± 8,33a 3303,75 ± 310,58
b 3118,56 ± 340,22
bc 2679,67 ± 110,15
c
*TEACa: atividade antioxidante equivalente ao Trolox (mmol TE.100 mL
-1 de licor) em 10 minutos. TEAC
b: atividade antioxidante equivalente ao Trolox (mmol
TE.100 mL-1
de licor) em 30 minutos. *Letras minúsculas diferentes na mesma linha diferem estatisticamente entre si (p < 0,05; P1: Processo de maceração do fruto sem
tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; P2: Processo de maceração do fruto com tratamento térmico e adição de xarope preparado a quente; P3: Xarope
elaborado por desidratação osmótica e maceração do fruto.
78
A análise estatística dos dados apresentados na Tabela 14 demonstrou que não houve
diferença significativa (p > 0,05) na atividade antioxidante pelo método ABTS entre os três
tipos de processamentos empregados na elaboração dos licores. Todavia, percebe-se que
após o período de 90 dias de maturação o processamento P2, que empregou aquecimento ao
fruto (70 ºC. 3 minutos-1
), foi o que apresentou maior atividade antioxidante (F4: 2515,22
± 60,49 μmol Trolox.100 mL-1
; F5: 2864,11 ± 187,89 μmol Trolox.100 mL-1
; F6: 3104,11
± 21,43 μmol Trolox.100 mL-1
), seguido pelos processamentos P1 (F1: 2101,89 ± 96,69 μmol
Trolox.100 mL-1
; F2: 2553,00 ± 67,66 μmol Trolox.100 mL-1
; F3: 2955,22 ± 225,62 μmol
Trolox.100 mL-1
) e P2 (F7: 2026,33 ± 184,87 μmol Trolox.100 mL-1
; F8: 2404,11 ± 322,24
μmol Trolox.100 mL-1
; F9: 2679,67 ± 110,15 μmol Trolox.100 mL-1
). Esse resultado condiz
com o comportamento apresentado pelos compostos bioativos presentes nos licores
submetidos a esse processamento, uma vez que ele auxiliou na manutenção dos compostos
fenólicos e conseguiu reter os pigmentos antociânicos.
Esses resultados divergiram dos encontrados por Geoczé (2007) que ao analisar
atividade antioxidante de licores de jabuticaba elaborados por três tipos de processamentos,
obteve maior valor TEAC pelo método de captura do radical ABTS•+
para os licores
provenientes do processamento que utilizou desidratação osmótica (361 μmol Trolox.100 mL-
1), seguido pelos licores que utilizaram aquecimento prévio aos frutos (312 μmol Trolox.100
mL-1
) e pelos os sem aquecimento dos frutos (248 μmol Trolox.100 mL-1
), valores inferiores
aos encontrados nesta pesquisa para todas as formulações. Valores superiores aos obtidos
neste estudo foram reportados por Villaño et al. (2004) que encontraram valor TEAC de 670
μmol Trolox.100 mL-1
para vinhos brancos e de 693 μmol Trolox.100 mL-1
para vinhos tintos.
Ao se verificar as três concentrações do fruto dentro do mesmo processamento de
licor, constatou-se que as formulações que continham maior quantidade de fruto (F3, F6 e F9)
foram as que apresentaram maior atividade antioxidante frente ao radical ABTS•+
, assim
como as formulações que continham a menor quantidade de fruto (F1, F4 e F7) foram as que
apresentaram o menor poder antioxidante. A análise estatística dos dados detectou diferença
significativa (p < 0,05) entre as formulações dentro do mesmo processamento, dessa forma
quanto mais fruto utilizado na elaboração dos licores maior a atividade antioxidante.
Os coeficientes de correlação entre as concentrações médias de fenólicos totais,
antocianinas monoméricas e a atividade antioxidante pelo método de captura do radical
ABTS•+
, 10 e 30 minutos após a reação, estão expressos na Tabela 15.
79
Tabela 15 – Coeficientes de correlação entre as concentrações de compostos fenólicos,
antocianinas monoméricas e a atividade antioxidante dos licores de jamelão pelo método de
sequestro do ABTS•+
nos tempos de 10 e 30 minutos.
Coeficiente de correlação de Pearson (r)
ABTS – 10 minutos ABTS – 30 minutos
Compostos fenólicos -0,0682
p > 0,05
-0,2436
P < 0,01
Antocianinas monoméricas 0,5997
p < 0,01
0,7059
p < 0,01
Como pode ser observado, há uma correlação negativa muito fraca (r = -0,0682 e r = -
0,2436) entre os compostos fenólicos e a atividade antioxidante pelo método de sequestro do
radical ABTS•+
nos dois tempos de análise, assim como ocorreu quando se verificou a
correlação entre os fenólicos totais a atividade antioxidante pelo método DPPH•, o que é
sugestivo de que os compostos fenólicos presentes nos licores de jamelão possuem baixa
atividade antioxidante.
A capacidade antioxidante pelo método de captura do radical ABTS•+
expressa pelos
licores de jamelão pode ser proveniente das antocianinas monoméricas, pois estas
apresentaram uma correlação positiva que variou de moderada (r = 0,5997) a forte (r =
0,7059) nos tempos de 10 e 30 minutos da reação, respectivamente. Isso sugere que as
antocianinas são importantes na atividade antioxidantes dos licores, dessa forma a
manutenção desses compostos é imprescindível tanto durante o processamento como durante
o período de maturação dos licores.
5.6 Análise sensorial dos licores de jamelão
Os resultados obtidos nos testes de aceitação, intenção de compra e ordenação de
preferência nas três sessões iniciais da avaliação sensorial para escolha das amostras
preferidas foram submetidos à análise multivariada e ao teste estatístico Lambda Wilks para
verificar se os licores diferiram significativamente ao se correlacionarem todas as variáveis. E
foi detectado que existiram diferenças significativas (p < 0,05) em todos os licores quando se
correlacionaram todas as variáveis. Posteriormente, os dados foram submetidos ao teste de
Between-subjts Effets para identificar quais variáveis eram significativas em relação a
80
comparação desses licores e observou-se que na primeira sessão, onde foram avaliadas as
formulações F1, F4 e F7 (formulações com 0,775 Kg de fruto. L-1
de álcool de cereais), as
variáveis significativas para diferenciar as amostras foram aceitação global, intenção de
compra, sabor e a amostra preferida; na segunda sessão, em que as formulações analisadas
foram F2, F5 e F8 (formulações com 1 Kg de fruto. L-1
de álcool de cereais), as variáveis para
diferenciar essas amostras foram sabor, intenção de compra e a amostra preferida; e na
terceira sessão, as variáveis significativas para diferenciar as formulações F3, F6 e F9
(formulações com 1,225 Kg de fruto. kg-1
de álcool de cereais) foram aceitação, intenção de
compra e amostra preferida. A essas variáveis foi aplicado o teste de Tukey para identificar
quais variáveis diferiam entre si e escolher o melhor licor de cada sessão. Os resultados
demonstraram que na primeira sessão a melhor formulação foi a F7, na segunda, F8, e na
terceira, F9. Essas formulações também foram submetidas ao teste de aceitação, intenção de
compra e ordenação de preferência. Os resultados obtidos estão dispostos na Tabela 16.
Tabela 16 - Valores médios da aceitação e intenção de compra para licor de jamelão.
Formulação
de licores
Cor Aroma Sabor Consistência Impressão
Global
Intenção
de compra
F7 6,5 ± 1,5a 6,3 ±1,8
a 6,0 ±1,5
a 6,5 ±1,1
a 6,5 ± 1,2
b 3,2 ±1,2
b
F8 6,7 ±1,3a 6,4 ±1,7
a 6,1 ±2,0
a 6,1 ±2,0
a 7,0 ±1,1
ab 4,2 ±1,0
a
F9 6,6 ±1,2a 6,6 ±1,6
a 6,6 ±1,7
a 6,8 ±1,2
a 7,1 ±1,2
a 4,4 ±0,9
a
*Médias seguidas de letras diferentes na mesma coluna, diferem estatisticamente entre si (p < 0,05);
Formulações de licores de jamelão elaboradas com: F7: 0,775 Kg. L-1
; F8: 1 Kg. L-1
; F9: 1,225 Kg. L-1
.
Observa-se na Tabela 16, que as formulações F7, F8 e F9 foram semelhantes
estatisticamente (p > 0,05) quando avaliados os atributos cor, aroma, sabor e consistência. No
entanto, ao se avaliar a impressão global percebeu-se que a formulação F7 foi semelhante
estatisticamente (p > 0,05) a formulação F8 e diferente estatisticamente (p < 0,05) da
formulação F9. Quando analisado a intenção de compra, a formulação F7 obteve a menor
média e diferiu estatisticamente das formulações F8 e F9, ambas semelhantes
estatisticamente. Estas duas formulações também foram estatisticamente semelhantes quando
avaliado a preferência, sendo, portanto consideradas as melhores formulações pelos
provadores.
No estudo de Alves e Mendonça (2011), foram submetidas à avaliação sensorial oito
formulações de licor típico amazônico a base de açaí quanto aos atributos aroma, consistência,
sabor e impressão global. As três amostras preferidas apresentaram notas entre 6,24 e 7,24,
81
equivalentes a “gostei ligeiramente” e “gostei regularmente”, notas semelhantes às obtidas
nesse estudo para as três formulações preferidas (6,0 a 7,1). Já Geocze (2007) ao submeter
amostras de licor de jabuticaba à avaliação sensorial também obteve resultados semelhantes
aos desta pesquisa, obtendo notas em torno de 7,0 (“gostei regularmente”), para os cinco
atributos avaliados (cor, sabor, aroma, consistência e impressão global).
Os resultados encontrados nesse estudo, mostram que o desenvolvimento do licor de
jamelão é bastante favorável, pois mesmo o jamelão não sendo consumido em larga escala na
região de estudo, o licor a base desse fruto foi aceito pelos provadores, pois o índice de
aceitabilidade foi igual ou superior a 70% para todos os atributos analisados conforme
estabelece Dutcosky (2011).
Dias et al. (2011) ao caracterizar sensorialmente o licor de corte de maracujá amarelo
quanto aos atributos sabor, aparência, consistência, cor, aroma e teor alcoólico, observaram
que o mesmo apresentou média menor para o teor alcoólico e sabor, 6,4 e 6,6
respectivamente, correspondente a “gostei ligeiramente”. Teixeira et al. (2005), ao realizar
testes sensoriais com amostras de licor a base de banana submetidas a seis tipos de tratamento
com diferentes proporções de banana, solução extratora e tempo de extração, também
obtiveram resultados semelhantes, 6,7 para sabor alcoólico e 7,2 para impressão global, notas
equivalentes a “gostei ligeiramente” e “gostei regularmente”, respectivamente.
Observa-se ainda na Tabela 16 que há uma forte tendência de intenção de compra das
formulações F8 e F9 por parte dos provadores, 4,2 ± 1,0 e 4,4 ± 0,9 respectivamente, que
corresponde a provavelmente compraria. Dias et al. (2011) também obtiveram uma boa
intenção de compra para o licor de corte de maracujá amarelo, visto que 84% dos provadores
responderam que comprariam o produto. Alves e Mendonça (2011) obtiveram 78,6% de
intenção de compra para licor típico amazônico a base de açaí, sendo que apenas 19,4%
ficaram indecisos e 1,9% não comprariam o produto. Esses valores porcentuais foram
inferiores ao encontrado nesta pesquisa para formulação F8 e F9, pois conforme observado na
Figura 14, a intenção de compra dessas formulações foram acima de 80%, sendo que
aproximadamente 5% não comprariam e 12% a 16% teriam dúvidas em relação a compra do
licor de jamelão.
82
Figura 14 - Intenção de compra dos licores de jamelão
As três formulações consideradas as preferidas pelos provadores (F7, F8 e F9) foram
provenientes do mesmo processamento (maceração do fruto e elaboração do xarope por
desidratação osmótica), um processo que preserva os princípios ativos do fruto, além de
deixar o licor com um sabor mais adocicado, o que favoreceu a sua aceitação. Além disso,
essas formulações apresentaram um conteúdo relevante de compostos bioativos e atividade
antioxidante conforme demonstrados nas Tabelas 10, 11, 12 e 14.
5.6.1 Desenvolvimento da terminologia descritiva
Responderam ao questionário de recrutamento para determinação do perfil sensorial
das duas formulações de licores consideradas preferidas 17 pessoas, sendo 10 mulheres e 7
homens. A faixa etária predominante foi entre 25-35 anos (82,35%), seguida pelas pessoas
com menos de 25 anos (17,65%). A frequência de consumo de licores entre os candidatos
pode ser definida como ocasional (52,94%) a moderada (29,41%). Aqueles que responderam
consumir muito pouco licor representaram 17,65% dos consumidores.
Entre os que foram recrutados (n = 17), 11 foram escolhidos (baseando-se
principalmente na frequência de consumo de licor e disponibilidade de tempo) para participar
dos testes de pré-seleção. No teste de memória sensorial, 10 dos participantes conseguiram
identificar pelo menos 70% dos aromas apresentados, o participante que não atingiu essa
porcentagem foi dispensado. No teste de reconhecimento de gostos básicos 8 provadores
foram capazes de reconhecer pelo menos uma solução de cada gosto, os outros 2 provadores
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
F7 F8 F9
(%)
Formulações dos licores de jamelão
Não compraria
Teria dúvidas
Compraria
83
sentiram dificuldade no reconhecimento do sabor umami e salgado, sendo dispensados do
processo.
A capacidade discriminatória dos provadores pré-selecionados (n = 8) foi verificada
utilizando-se o teste triangular, que foram realizados até que os provadores atingissem índice
de acertos significativos de 5%. Todos os provadores atingiram a quantidade de acertos
suficientes, assim foram selecionados para participar do desenvolvimento da terminologia
descritiva.
Para o levantamento da terminologia descritiva foram realizadas 3 sessões, onde
conduziu-se uma discussão com a equipe para agrupar os termos descritivos mais utilizados.
Foram eliminados os termos sinônimos e os que apareciam em baixa frequência, sendo
escolhidos 16 termos. Foi feito um glossário com esses termos para facilitar o consenso entre
os julgadores, que foi utilizado durante as análises. As definições dos termos descritores, bem
como as referências de intensidade que ancoram os extremos das escalas durante o
treinamento dos julgadores, encontram-se na Tabela 17.
Durante a etapa de treinamento, os julgadores que não apresentaram repetibilidade e
discriminação foram submetidos a novos testes. Os que não atingiram valores significativos
foram eliminados. Do total de 8 julgadores selecionados, um foi excluído em função do baixo
poder de discriminação e repetibilidade. Assim, o perfil sensorial dos licores de jamelão foi
descrito por uma equipe final de 7 provadores.
Tabela 17 - Termos descritores, definições e referências levantados pela equipe
DESCRITOR DEFINIÇÃO REFERÊNCIAS
APARÊNCIA
Corpo
Característica de aderência do filme do licor
na parede da taça.
Pouco: água
Muito: Licor fino de café Tia Maria
(26,5 ºGL)
Cor caramelo Intensidade de cor caramelo do licor de
jamelão.
Fraco: 5 mL de licor fino de café
Tia Maria (26,5 ºGL) diluídos em 25
mL de água
Forte: Licor fino de café Tia Maria
(26,5 ºGL)
Limpidez Característica da bebida não desviar o feixe
de luz incidente; estar isenta de partículas em
suspensão.
Pouco: 5 mL de mel orgânico de
abelha diluídos em 15 mL de
conhaque Dreher (38 ºGL)
Muito: Conhaque Dreher (38 ºGL)
84
AROMA
Alcoólico Aroma característico de etanol.
Fraco: 10 mL de cachaça 51 (39
ºGL) diluídos em 40 mL de água
Forte: 5 mL de água diluídos em 45
mL de cachaça 51 (39 ºGL)
Mel
Aroma característico de mel diluído em
solução hidroalcoólica.
Fraco: 4,5 mL de mel orgânico de
abelha diluídos em 45,5 mL de
solução água/cachaça 51(39 ºGL)
(9:1)
Forte: 23 mL de mel orgânico de
abelha diluídos em 27 mL de
solução água/cachaça 51(39 ºGL)
(2,5:1)
Frutal Aroma associado à presença do fruto. Fraco: 1,75 g de polpa de jamelão
triturada imerso em solução de
cachaça 51 (39 ºGL)/água (3:1)
Forte: 8 g de polpa de jamelão
triturada
Pungente Percepção de ardência nas mucosas nasais.
Fraco: 33,5 mL de vodka Orloff (38
ºGL) diluídos em 16,5 mL de água
Forte: 33,5 mL de cachaça 51 (39
ºGL) diluídos em 16,5 mL de água
SENSAÇÕES BUCAIS
Viscosidade Característica de preenchimento na boca.
Pouco: 33,5 mL de cachaça 51 (39
ºGL) diluídos em 16,5 mL de água
Muito: Licor fino de café Tia Maria
(26,5 ºGL)
Adstringência Percepção de secura na mucosa oral,
semelhante àquela causada por certas frutas
verdes.
Pouco: Nenhum
Muito: solução aquosa de ácido
tânico a 0,15%
Pungência bucal Percepção de ardência nas mucosas bucais.
Fraco: solução aquosa de cachaça
51 (39 ºGL) a 32%
Forte: solução aquosa de cachaça
51 (39 ºGL) a 45%
Ardência residual Percepção de queimação na garganta.
Fraco: 18 mL de vodka Brazlowa
(38,5 ºGL) diluída em 32 mL de
água
Forte: Solução aquosa da cachaça
51 (39 ºGL) a 54%
GOSTO
Amargo Gosto característico de solução aquosa com e
sem substâncias amargas
Fraco: Nenhum
Forte: 16,5 mL de água tônica
diluídos em 33,5 mL de água
85
Ácido Gosto característico de solução aquosa com e
sem ácido cítrico
Fraco: Nenhum
Forte: solução aquosa de ácido
cítrico a 0,08%
SABOR
Alcoólico Sabor característico de solução aquosa de
etanol.
Fraco: solução aquosa de cachaça
51 (39 ºGL) a 32%
Forte: solução aquosa de cachaça
51 (39 ºGL) a 45%
Adocicado Percepção associada à nota de sabor doce,
característico de solução aquosa de mel.
Fraco: água
Forte: 23 mL de mel orgânico de
abelha diluídos em 27 mL de
solução água/cachaça 51 (39 ºGL)
(2,5:1)
Frutal Sabor característico de jamelão
Fraco: 3,2 mL de polpa triturada de
jamelão diluídos em 20 mL de
vodka Orloff (38 ºGL)
Forte: fruto de jamelão triturado
5.6.2 Perfil sensorial dos licores de jamelão
O perfil sensorial das duas formulações de licor de jamelão pode ser observado na
Figura 15, o qual se apresenta em coordenadas polares, com as escalas correspondentes ao
Apêndice H. O valor zero da escala de intensidade situa-se no centro do gráfico e o valor
máximo na periferia. As médias de intensidade de cada atributo levantado pela equipe, para
cada licor, foram posicionadas na escala, obtendo uma representação do perfil sensorial das
duas amostras.
Figura 15 - Perfil sensorial em gráfico aranha para as amostras de licor de jamelão
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Corpo
Cor caramelo
Limpidez
Aroma alcoólico
Aroma de mel
Aroma frutal
Aroma pungente
Viscosidade
Adstringência
Pungência bucal
Ardência residual
Gosto amargo
Gosto ácido
Sabor alcoólico
Sabor adocicado
Sabor frutal
F8 F9
86
Conforme observado na Figura 15, as duas formulações de licores de jamelão
apresentaram características bem similares, isso devido a utilização da mesma técnica de
processamento e das mesmas matérias-primas, diferenciando-se apenas na quantidade de fruto
que foi empregada para elaboração de cada formulação. Embora todos os atributos tenham
sido semelhantes estatisticamente (p > 0,05), constata-se que alguns atributos foram distintos
e marcadamente peculiares, tais como sabor alcoólico e ardência residual.
Para melhor visualização das semelhanças e diferenças existentes entre as duas
formulações de licores, estão apresentados na Tabela 18 os valores médios para cada termo
descritor levantado pela equipe julgadora.
Conforme observado na Figura 15 e na Tabela 18, o licor com maior quantidade de
fruto (F9) foi considerado como o de maior intensidade para a maioria dos atributos, com
exceção do gosto amargo e ácido e dos atributos relacionados à presença de álcool (aroma
alcoólico, aroma pungente, pungência bucal, ardência residual e sabor alcoólico). Isso se
explica pelo fato de que uma maior quantidade do fruto proporciona um sabor adocicado ao
licor, mascarando o sabor e o aroma alcoólicos, diminuindo a pungência e aumentando a
palatabilidade (PENHA et al., 2002).
Tabela 18 - Médias da equipe para os termos descritores do licor de jamelão.
Atributos F8 F9
Corpo 5,28 ± 2,09 5,70 ±1,24
Cor caramelo 4,47 ± 0,78 5,05 ± 1,03
Limpidez 4,39 ± 2,22 5,27 ± 2,28
Aroma alcoólico 5,60 ± 1,07 5,48 ± 1,04
Aroma de mel 4,12 ± 1,80 4,44 ± 1,86
Aroma frutal 3,55 ± 1,45 3,95 ± 1,52
Aroma pungente 4,36 ± 1,96 4,24 ± 1,37
Viscosidade 4,02 ± 1,46 4,65 ±1,47
Adstringência 4,93 ± 1,71 5,19 ± 2,11
Pungência bucal 4,58 ± 1,86 3,98 ± 1,84
Ardência residual 5,66 ±1,92 4,02 ± 1,98
Gosto amargo 3,55 ± 1,79 3,08 ± 1,89
Gosto ácido 2,03 ± 0,93 1,95 ± 1,33
Sabor alcoólico 5,79 ± 1,07 4,60 ± 1,06
Sabor adocicado 4,80 ± 1,29 5,30 ± 2,00
Sabor frutal 4,12 ± 1,65 5,04 ± 1,62 *Formulações de licores de jamelão elaboradas com: F7: 0,775 Kg. L
-1; F8: 1 Kg. L
-1; F9: 1,225 Kg. L
-1.
Behrens e Silva (2000) ao caracterizar o perfil sensorial de vinhos brancos varietais
brasileiros por meio de análise descritiva detectou que as amostras de vinhos que
87
apresentaram maior intensidade de gosto amargo e acidez, foram justamente aquelas com
menor intensidade de sabor doce. Fato semelhante foi observado na caracterização das
amostras de licores de jamelão. Isso pode ser explicado pelos estudos reportados por Berg et
al. (1955) que demonstraram que compostos fenólicos, responsáveis pelo gosto amargo em
vinhos, aumentam o limiar de detecção de açúcares e, portanto, diminuem a percepção de
doçura em vinhos.
Os licores analisados demonstraram características esperadas para um bom licor, tais
como presença de sabor frutal, leve aroma alcoólico e sabor adocicado. Penha (2004) ainda
define como um dos principais atributos de qualidade de um licor a sua aparência que está
intimamente associada à sua cor, turbidez e limpidez, características também bem avaliadas
no licor de jamelão.
A análise de componentes principais confirmou os resultados obtidos na comparação
entre as médias dos descritores sensoriais dos licores de jamelão (Tabela 18) e do perfil
sensorial (Figura 15), demonstrando que realmente não há variação entre as amostras quando
analisados globalmente seus resultados, pois o primeiro componente principal, que incluiu
todos os atributos, explicou 100% das possíveis variações entre as amostras. Dessa forma, não
é possível inferir estatisticamente qual a melhor formulação de licor de jamelão, uma vez que
obtiveram escores iguais (0,3445794). No entanto, percebe-se que a formulação F9 obteve
características mais homogêneas e uma menor presença de atributos relacionados ao álcool, o
que pode favorecer a sua inserção no hábito alimentar dos consumidores.
Para indústria de bebidas, a formulação F8 pode ser a mais indicada, pois a quantidade
de fruto adicionada é menor, diminuindo o custo de produção e aumentando
consequentemente o lucro.
88
6 CONCLUSÃO
A partir dos resultados obtidos, pode-se inferir que:
Os frutos de jamelão possuem baixo valor energético e são considerados fontes de
fibra alimentar total e de vários minerais como cálcio, magnésio, fósforo, potássio,
ferro, manganês e zinco. Esses frutos também são fontes de vitamina C, o que aumenta
a biodisponibilidade do mineral ferro.
O jamelão se constitui em uma boa fonte de compostos fenólicos, principalmente
compostos fenólicos hidrossolúveis e de antocianinas monoméricas, possuindo um
teor de antocianinas mais elevado que o de muitas frutas brasileiras.
Todos os extratos (aquoso, etanólico e acetônico) apresentaram atividade antioxidante
pelas duas metodologias testadas, se destacando o extrato acetônico, pelos dois
métodos avaliados.
Os licores elaborados por três processamentos distintos apresentaram variação no
conteúdo final dos compostos bioativos e na atividade antioxidante in vitro. Em
relação à extração das antocianinas, o processamento que submeteu os frutos a
aquecimento conseguiu reter mais os pigmentos antociânicos, enquanto que o
processamento que utilizou a desidratação osmótica foi o que menos conseguiu extrair
esses compostos bioativos.
Na extração dos compostos fenólicos, o processamento que empregou a desidratação
osmótica foi o que mais extraiu esses compostos, no entanto durante o período de
maturação, o processamento que empregou técnica de aquecimento manteve esses
compostos mais estáveis.
As diferentes concentrações de frutos utilizadas na elaboração dos licores foram
diretamente proporcionais aos compostos bioativos analisados e a atividade
antioxidante pelo método ABTS•+
.
O período de maturação dos licores influenciou no conteúdo de fenólicos totais,
antocianinas monoméricas e na atividade antioxidante in vitro, proporcionando
alterações em seus teores e sua atividade antioxidante com o armazenamento.
A atividade antioxidante dos licores de jamelão está mais associado as antocianinas
monoméricas, pois este estudo demonstrou que os compostos fenólicos presentes
nesses produtos apresentaram correlação negativa com a atividade antioxidante.
89
Dentre as nove formulações elaboradas, as formulações F8 e F9 foram consideradas as
melhores formulações pelos provadores não treinados, apresentando uma média de
aceitação superior a 70%.
A análise do perfil sensorial das formulações demonstrou que o licor de Jamelão
apresentou sabor frutal encorpado, leve aroma alcoólico e adstringente e sabor
adocicado, características esperadas para um licor que se proponha a ser lançado ao
mercado de bebidas alcoólicas.
90
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2004.
100
APÊNDICES
101
APÊNDICE A - Termo de consentimento livre e esclarecido
Título do estudo: Compostos bioativos e atividade antioxidante do fruto e do licor de
jamelão (Syzygium cumini).
Pesquisadores responsáveis: Alessandro de Lima; Mariana de Morais Sousa.
Instituição/Departamento: Universidade Federal do Piauí
Telefone para contato: (86) 9970-6837
Local da coleta de dados: Instituto Federal do Piauí (IFPI)
Prezado(a) Senhor(a):
• Você está sendo convidado(a) a responder às perguntas deste questionário de forma
totalmente voluntária. Antes de concordar em participar desta pesquisa e responder este
questionário, é muito importante que você compreenda as informações e instruções contidas
neste documento. Os pesquisadores deverão responder todas as suas dúvidas antes de você se
decidir a participar. Você tem o direito de desistir de participar da pesquisa a qualquer
momento, sem nenhuma penalidade e sem perder os benefícios aos quais tenha direito.
Objetivo do estudo: esta pesquisa visa elaborar licor de jamelão por três metodologias
distintas e verificar o efeito do processamento no teor de compostos bioativos, na atividade
antioxidante e atributos sensoriais do produto final.
Procedimentos: Sua participação nesta pesquisa consistirá apenas no preenchimento deste
questionário e das fichas de avaliação sensorial para verificar a preferência e aceitação das
amostras de licor de jamelão.
Benefícios: Esta pesquisa trará maior conhecimento sobre o tema abordado, sem benefício
direto para você.
Riscos: O preenchimento deste questionário e das fichas de avaliação sensorial não
representará qualquer risco de ordem física ou psicológica para você.
Sigilo: As informações fornecidas por você terão sua privacidade garantida pelos
pesquisadores responsáveis. Os sujeitos da pesquisa não serão identificados em nenhum
momento, mesmo quando os resultados desta pesquisa forem divulgados em qualquer forma.
Ciente e de acordo com o que foi anteriormente exposto, eu
____________________________________, estou de acordo em participar desta pesquisa,
assinando este consentimento em duas vias, ficando com a posse de uma delas.
Teresina, 08 de agosto de 2012.
___________________________
Pesquisador responsável
102
APÊNDICE B - Teste de aceitação, intenção de compra e ordenação de preferência
Nome: Escolaridade: __________________
Sexo: M ( ) F( ) Faixa etária: ( )18–24 anos ( )25 -34 anos ( )35 – 45 anos ( ) > 45 anos
Você está recebendo 3 amostras codificadas de licor de jamelão. Avalie globalmente as
amostras servidas e anote o valor de acordo com a escala abaixo para descrever o quanto você
gostou ou desgostou do produto.
(1) = Desgostei muitíssimo
(2) = Desgostei muito
(3) = Desgostei regularmente
(4) = Desgostei ligeiramente
(5) = Indiferente
CÓDIGO DA
AMOSTRA
COR AROMA SABOR CONSISTÊNCIA ACEITAÇÃO GLOBAL
Avalie as amostras de acordo com a sua intenção de compra, utilizando a escala abaixo.
(1) = Certamente não compraria
(2) = Provavelmente não compraria
(3) = Tenho dúvidas se compraria
(4) = Provavelmente compraria
(5) = Certamente compraria
CÓDIGO DA
AMOSTRA
INTENÇÃO DE COMPRA
Você está recebendo 3 amostras codificadas de licor de jamelão. Por favor, ordene as
amostras de acordo com sua preferência, colocando em primeiro lugar a que você mais gostou
e por último a que você menos gostou.
1 ______ 2 ______ 3______
Comentários:
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
(6) = Gostei ligeiramente
(7) = Gostei regularmente
(8) = Gostei muito
(9) = Gostei muitíssimo
103
APÊNDICE C - Questionário para recrutamento de voluntários para a Análise
Descritiva Quantitativa (ADQ)
No Instituto Federal do Piauí, realizaremos análises sensoriais para caracterização de licor de jamelão
usando voluntários. Estas análises têm o objetivo de treinar os voluntários para compor uma equipe
capaz de identificar as similaridades e as diferenças desse licor. Para isso, serão necessários encontros
da equipe com a responsável (mestranda), de uma a duas vezes por semana, com duração de 10 a 30
minutos. As datas e horários serão ajustados de acordo com a disponibilidade dos interessados.
Você está recebendo um questionário para o recrutamento de voluntários destinados a participar dessa
equipe de análise sensorial de licor. Por favor, preencha-o com os dados solicitados. Todas as
informações serão mantidas confidenciais.
Nome:__________________________________________ Sexo: ( ) F ( ) M Idade: _______
Telefone: ____________________E-mail: ________________________________________
( ) aluno de graduação ( ) aluno pós-graduação ( ) professor ( ) funcionário
1. Você tem interesse em ser um voluntário da equipe de análise sensorial de licor de jamelão?
( ) Sim ( ) Não
2. Você está tomando alguma medicação?
( ) Não ( ) Sim
3. Você é fumante?
( ) Sim ( ) Não
4. Você tem aversão/ alergia a produtos alcoólicos?
( ) Sim ( ) Não
5. Você tem casos de alcoolismo na família?
( ) Sim ( ) Não
6. Com que frequência você consome licor?
( ) pelo menos uma vez a cada 15 dias
( ) pelo menos uma vez por mês
( ) pelo menos uma vez por bimestre
( ) não consumo
7. Qual seu horário disponível para participar dos testes sensoriais?
Manhã: Dias da semana _________________________________ Horários: _________________
Tarde: Dias da semana __________________________________ Horários: _________________
104
APÊNDICE D - Teste de reconhecimento de odores
Nome_____________________________________________________Data_____________
Aspire a primeira amostra. Identifique o aroma e registre na ficha. Aguarde alguns segundos
para aspirar a próxima, ou realize o branco cheirando seu braço ou mão inodoros. Proceda
desta forma para as amostras restantes.
Amostra Descrição do Aroma Amostra Descrição do Aroma
1 9
2 10
3 11
4 12
5 13
6 14
7 15
8 16
Comentários:
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
105
APÊNDICE E - Teste de identificação de gostos básicos
Nome_____________________________________________________Data_____________
Prove cuidadosamente cada solução e identifique o gosto percebido, preenchendo com um X
no quadro correspondente ao gosto provavelmente identificado.
Amostra Doce Salgado Amargo Ácido Umami
134
245
456
367
129
762
931
484
057
379
Comentários:
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
106
APÊNDICE F - Teste de verificação da capacidade discriminatória
Nome_____________________________________________________Data_____________
Você está recebendo três amostras codificadas de licor, duas iguais e uma diferente. Prove as
amostras da esquerda para a direita e depois circule o código da amostra diferente das
demais.
473 781 526
Comentários:
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
107
APÊNDICE G - Teste para levantamento de descritores de licor - Método de Rede
Nome_____________________________________________________Data_____________
Você está recebendo duas amostras de licores. Avalie as amostras e descreva suas
similaridades e suas diferenças quanto à aparência, aroma, sensações bucais, gosto e sabor
que as caracterizam.
Amostras: 485 e 893
Similaridades Diferenças
Aparência
Aroma
Sensações bucais
Gosto
Sabor
Comentários:
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________
108
APÊNDICE H - Teste para avaliação de desempenho dos provadores
Nome_________________________________________________________________Data_____________
Avalie cuidadosamente as amostras, marcando com um traço vertical a intensidade referente a cada atributo. As
referências estão à disposição ao lado.
APARÊNCIA
Corpo •______________________________________________________•
Pouco Muito
Cor caramelo •______________________________________________________•
Fraco Forte
Limpidez •______________________________________________________•
Pouco Muito
AROMA
Alcoólico •______________________________________________________•
Fraco Forte
Mel •______________________________________________________•
Fraco Forte
Frutal •______________________________________________________•
Fraco Forte
Pungente •______________________________________________________•
Fraco Forte
SENSAÇÕES BUCAIS
Viscosidade •______________________________________________________•
Pouco Muito
Adstringência •______________________________________________________•
Pouco Muito
Pungência bucal •______________________________________________________•
Fraco Forte
Ardência residual •______________________________________________________•
Fraco Forte
GOSTO
Amargo •______________________________________________________•
Fraco Forte
Ácido •______________________________________________________•
Fraco Forte
109
SABOR
Alcoólico •______________________________________________________•
Fraco Forte
Adocicado •______________________________________________________•
Fraco Forte
Frutal •______________________________________________________•
Fraco Forte
Comentários:
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________________
_________________________________________________________________________________________
110
APÊNDICE I - EC50 dos extratos orgânicos de jamelão e dos padrões de ácido gálico e catequina
Gráfico 1 - EC50 do extrato aquoso.
Gráfico 2 - EC50 do extrato acetônico.
y = 0,1657x + 16,408 R² = 0,9705
0
10
20
30
40
50
60
70
0 50 100 150 200 250 300
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,1424x + 19,383 R² = 0,9694
0
10
20
30
40
50
60
0 100 200 300
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,1575x + 20,879 R² = 0,9857
0
10
20
30
40
50
60
70
0 100 200 300
% d
e p
rote
ção
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,4456x + 30,44 R² = 0,83
0
20
40
60
80
100
0 25 50 75 100 125 150 175
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,4305x + 32,187 R² = 0,8404
0
20
40
60
80
100
0 25 50 75 100 125 150 175
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,4643x + 28,933 R² = 0,8933
0
20
40
60
80
100
0 25 50 75 100 125 150 175
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
111
Gráfico 3 - EC50 do extrato etanólico.
Gráfico 4 - EC50 de ácido gálico.
y = 0,4513x + 5,389 R² = 0,9525
0
20
40
60
80
100
0 50 100 150 200 250
% d
e p
ro
teçã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,3769x + 12,026 R² = 0,9337
0
20
40
60
80
100
0 50 100 150 200 250
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 0,5456x - 5,1851 R² = 0,9413
0
20
40
60
80
100
0 100 200
% d
e p
rote
çã
o
Concentração do extrato (μg.mL-1)
y = 29,012x + 0,1308 R² = 0,9883
0
20
40
60
80
0 1 2 3
% d
e p
rote
çã
o
Concentração de ácido gálico (μg.mL-1)
y = 24,17x + 2,6518 R² = 0,989
0
20
40
60
80
0 1 2 3
% d
e p
rote
çã
o
Concentração de ácido gálico (μg.mL-1)
y = 33,688x - 2,0107 R² = 0,9846
0
20
40
60
80
0 1 2 3
% d
e p
rote
çã
o
Concentração de ácido gálico (μg.mL-1)
112
Gráfico 5 - EC50 de catequina.
y = 3,9164x + 13,666 R² = 0,9719
0
20
40
60
80
100
0 5 10 15 20 25
% d
e p
rote
ção
Concentração de catequina (μg.mL-1)
y = 3,7247x + 14,032 R² = 0,995
0
20
40
60
80
100
0 10 20 30
% d
e p
rote
çã
o
Concentração de catequina (μg.mL-1)
y = 4,0953x + 12,333 R² = 0,9367
0
20
40
60
80
100
0 5 10 15 20 25
% d
e p
rote
çã
o
Concentração de catequina (μg.mL-1)
113
ANEXO
114
ANEXO A – Submissão ao Comitê de Ética da UFPI
