1

La méiose et ses mécanismes moléculaires

1. Introduction........................................................................................................................2

2. La méiose et ses mécanismes moléculaires ......................................................................3

3. La recombinaison méiotique ...........................................................................................10

4. Spo11; structure protéique et fonction dans la recombinaison méiotique .................13

5. Conclusions .......................................................................................................................17

6. Bibliographie ....................................................................................................................20

2

1. Introduction

Parmi tous les êtres vivants, même unicellulaires, une très grande partie sont capables de se

reproduire de manière sexuée, ce qui veut dire que les nouveaux organismes sont issus de la

fusion des cellules reproductives ou gamètes, donnant lieu ainsi à une cellule unique appelée

zygote. C’est à partir de cette cellule que le nouvel individu sera formé par division et

différenciation cellulaire successive.

Étant la fusion des noyaux des gamètes l’événement le plus important de la fécondation, la

duplication du nombre de chromosomes pendant ce processus est imminent. Cela veut dire

que si les gamètes contiennent le même nombre de chromosomes que n’importe quelle cellule

de l’organisme qui les produisent, alors sa progéniture doublerais en nombre de chromosomes

de génération en génération.

Cette incohérence entre l’événement de la fécondation et celle du nombre de chromosomes fut

déjà abordée à la fin du 19ème siècle. En effet, en 1887 August Weismann proposa le concept

d’une division cellulaire dite réductionniste dont le nombre de chromosomes est réduit à la

moitié chez les cellules germinales. Basé dans ce concept, le zoologiste Theodor Boveri

proposa en 1892 un modèle où les chromosomes homologues s’appariaient pendant cette

division réductionniste, fait qui fut observé quelques années après par Johanes Rückert. En

1905, Farmer et Moore donnaient le nom de Méiose (du Grec µειωσις qui signifie réduction )

à ce type de division particulière observée pendant la formation des cellules germinales.

Finalement, quand l’appariement des chromosomes homologues et la réduction du nombre de

ceux-ci pendant la méiose furent corrélés avec la théorie Mendélienne de la ségrégation de

caractères, l’ensemble donna origine à la théorie chromosomique de l’hérédité1.

Au début du 20ème siècle, la réduction du nombre de chromosomes pendant la méiose fut

étudiée en détail au niveau cellulaire et du moment que la composition des chromosomes fut

3

identifiée, les mécanismes moléculaires participant à cet événement ont commencé à être

élucidés même si actuellement plusieurs questions restent encore ouvertes à ce sujet.

Dans les lignes qui suivent, une vue d’ensemble de cette division particulière, sera présentée;

en passant par les différentes étapes caractérisées au niveau cellulaire, puis au niveau des

mécanismes moléculaires qui la régulent. Dans la dernière partie, le sujet de la recombinaison

chromosomique pendant la division méiotique sera traitée au niveau moléculaire, pour

finalement présenter un des facteurs protéiques prépondérant de cette étape, à savoir la

protéine Spo11.

2. La méiose et ses mécanismes moléculaires

De la même façon que la mitose ou division cellulaire classique, la méiose peut être divisée

en cinq étapes, à savoir l’interphase, prophase, métaphase, anaphase et télophase (pour un

résumé de la mitose observée par microscopie : référence 2 ). C’est la prophase qui est l’étape

la plus modifiée par rapport à la mitose. En effet, sa durée de temps est nettement prolongée et

il est possible de distinguer des étapes supplémentaires qui la caractérisent3: l’étape leptotène

qui commence le processus est caractérisée par la présence des chromosomes encore longs et

fins mais avec une structure mieux différenciée qu’au début d’une mitose normale. Dans

l’étape suivante, zygotène, la réorganisation des chromosomes vers la conformation dite

« Bouquet » est observée; à la fin de cette étape, la cellule apparaît presque comme haploïde

parce que les paires homologues sont associées. L’étape suivante, pachytène, les

chromosomes apparaissent alors comme des denses structures formées de quatre filaments ou

tétrade. Une observation détaillée de ces tétrades peut déjà mettre en évidence la présence de

sites de contact entre des chromosomes homologues, sites qui seront observés sous forme de

croix dans l’étape suivante, diplotène, et qui seront donc appelés « Chiasmata» ( du Grec

signifiant « forme en croix »). En effet, dans cette dernière étape, où les différentes

chromatides commencent à séparer leur centromère, les tétrades ont disparu et donc les

4

chiasmas sont plus facilement observables. C’est au niveau de ces sites de contact qu’un

échange de matière entre les deux chromatides peut avoir lieu, échange qui est connu comme

la recombinaison méiotique. Les étapes suivantes sont très semblables à celle de la mitose,

cependant, au niveau de cette première anaphase, ce ne sont pas les centromères des

chromatides sœurs qui subissent la séparation, mais plutôt les chromosomes homologues. En

effet, a la fin de cette première division cellulaire, les cellules filles sont encore diploïdes et

leur contenu en chromosomes paternel et maternel est complètement aléatoire. Finalement,

après une courte interphase où la réplication des chromosomes n’a pas lieu comme dans le cas

de la mitose, une deuxième division cellulaire, cette fois-ci, très similaire à la mitose est

réalisée, mais comme la réplication des chromosomes n’a pas eu lieu pendant l’interphase, les

cellules filles présentent la moitié du nombre de chromosomes, étant celle-ci la division

cellulaire réductionniste caractéristique de la méiose.

Image 2.1 : Représentation schématique des différentes étapes de la méiose d’un point de vue cellulaire3.

5

Ces différentes étapes ont commencé à être élucidées au niveau de leur mécanismes

moléculaires. En effet, la réplication de l’ADN ayant lieu pendant l’interphase, l’entrée dans

la prophase (Leptotène) est caractérisée par l’attachement des télomères de façon aléatoire au

niveau de la membrane nucléaire. Ensuite, les télomères sont déplacés pour être agrégés du

coté du centrosome. Ce processus nécessite probablement des protéines motrices;

alternativement il peut être imaginé des mouvements au niveau de la membrane nucléaire

comme responsables de ces déplacements. D’autre part, des ruptures au niveau des doubles

brins d’ADN sont produites pendant cette étape ( voir le chapitre suivant : Recombinaison).

Ces ruptures seront utilisées dans les étapes suivantes pour la création des unions entre les

chromatides paternel et maternel donnant lieu à la recombinaison génétique caractéristique de

la méiose.

A l’entrée de l’étape zygotène, tous les télomères sont agrégés du coté du centrosome,

disposition qui donne cette allure caractéristique dite configuration bouquet, grâce à son

apparence au microscope. Ce mouvement des chromosomes est requis afin de permettre

l’alignement des chromosomes homologues, même si les mécanismes moléculaires de

reconnaissance entre chromosomes n’est pas encore élucidé. En effet, un modèle pour la

rencontre entre chromosomes homologues est basé sur l’observation des mouvements de la

membrane nucléaire chez S. pombe une fois les télomères étant agrégés4. Dans ce modèle, tant

les chromosomes homologues comme hétérologues se trouvent confinés dans un espace étroit

dû à leur attachement à la membrane nucléaire par leurs télomères. Des mouvements

membranaires produisent le mélange des chromosomes permettant ainsi le rapprochement et

donc la recherche des chromosomes homologues.

Au niveau du Pachytène, l’ADN chromosomique est organisé autour d’un axe central

contenant la protéine Red1 ainsi qu’un complexe protéique appelé cohesin5. Le complexe

cohesin est constitué de quatre protéines : Scc1 (connue aussi comme Mcd1 ou Rad21), Scc3

6

( SA1 ou SA2), Smc1 et Smc36. Ce complexe protéique qui est déjà assemblé pendant la

réplication de l’ADN, fut découvert pour la première fois chez S. cerevisiae comme le

complexe responsable de maintenir ensemble les chromatides sœurs pendant la mitose. En

effet, dans le cas de la méiose chez S. cerevisiae, ce complexe varie seulement par le

remplacement de Scc1 pour la variante Rec87, même si chez les mammifères Smc1 est

remplacé par Smc1β , Scc3 par STAG3 et Scc1 par Rec8.

B

A

Image 2.2

(A) Modèle du complexe cohesin chez S. cerevisiae.

Le complexe cohesin est constitué de quatre protéines Smc3, Scm1, Scc1 et Scc3. Le clivage de Scc1 par la separase permet l’ouverture de l’anneau et ainsi la dissociation de ce complexe de la chromatine. (B) Modèle schématique de l’organisation

du complexe synaptomenal (SC). Ce modèle représente l’organisation du SC au stade de pachytène. (C) Une préparation chromosomique provenant des spermatocytes de souris au stade de pachytène sont visualisés par microscopie électronique après traitement au nitrate d’argent. Le SC est observé comme deux lignes parallèles entourées par une masse de chromatine sortant perpendiculairement.

Images adaptées de la référence 6.

separase active

Scc1 clivée par la separase

Chromatide sœurs de l’homologue maternel

Chromatide sœurs de l’homologue paternel

reco

mbi

natio

n

7

Les chromatides sœurs de chaque homologue sont donc maintenues ensemble par ce

complexe protéique, où le brins d’ADN sont organisés en long anneaux disposés de façon

parallèle sortant de l’axe établi par la cohésion de celles-ci ( image 2.2). Pendant le pachytène,

les axes des chromosome homologues sont tellement près que le complexe de cohesin semble

former une seule ligne quand il est observé au microscope par immunofluorescence. En effet,

cette association entre les axes paternel et maternel est connue sous le nom de synapse et est

réalisée par le complexe protéique synaptomenal (SC pour Synaptomeal Complex8). Protéines

comme Zip1 chez les levures8 ou Scp1 chez les mammifères9 constituent le centre de ce

complexe. Dans le cas des mammifères, deux autre protéines, Scp2 et Scp310 participent

activement dans l’association des axes chromatiques.

A la fin du Pachytène, les DHJs sont défaites et donc, l’échange de matériel entre les

chromosomes est produit. Immédiatement, le SC est désassemblé et les chiasmas sont

observables par microscopie (image 2.3). L’étape suivante, diplotène, les chromosomes

attachés avec son homologue par les chiasmas sont alignés afin de démarrer avec la première

métaphase. A différence de ce qui a lieu dans la mitose, pendant la méiose I, les fuseaux de

microtubules provenant du centrosome se lient du même coté au niveau des kinétochores de

chaque chromatide sœur (polarité synthélique, en contraste avec la polarité dite amphytélique

pour le cas d’un attachement provenant des pôles opposés dans la mitose). La polarité

d’attachement des microtubules est de grande importance pour les étapes suivantes, car la

bonne ségrégation des chromatides est dépendante de celle-ci11.

En effet, pendant la mitose les chromatides sœurs, qui sont maintenues entre elles par la

cohesin, risquent de ne pas être séparées dans deux cellules différentes si les microtubules,

qui sont responsables de la traction mécanique, proviennent du même pôle. Alors, le moyen

pour lequel la cellule contrôle ceci est basé sur la tension qui est produite une fois les

microtubules attachés12. Seulement dans le cas où cette tension existe, la sous-unité Scc1 de la

8

cohesin est coupée par une protéine appelée separase, et donc la séparation des chromatides

sœurs a lieu (image 2.2 A)13. Par contre, dans le cas de la méiose I, l’objectif n’est pas de

séparer les chromatides sœurs, mais plutôt de séparer les chromatides maternelles et

paternelles. Donc, la tension requise pour l’activation de l’étape suivante est seulement

produite si les microtubules attachés sur les kinetochores des chromatides sœurs proviennent

du même pôle (image 2.4)14. Quand ceci est produit, les chiasmas qui tenaient ensemble les

chromatides homologues sont coupés, au même temps la protéine separase coupe la sous-

unité Rec8 de la cohesin, mais seulement au niveau des bras chromosomiques, en laissant

intact ce complexe à proximité des centromères.

Complexe cohesin (Rec8)

recombinaison Réplication deschromosomes

Formation du complexe cohesin

Méiose I prophase

Chiasma

Les bras chromosomiques sont maintenus ensemble parle complexe protéique cohesin

chromosome maternel

chromosome partenel

Image 2.3 (A) Mise en évidence du chiasma par microscopie électronique au stade de diplotène. Deux

chiasmas sont observés comme connections entre les chromatide sœurs des chromosomes maternel et paternel.

(B) Représentation schématique des chiasmas présentés en (A). Pendant la réplication de l’ADN le complexe cohesin est formé entre les chromatides sœurs afin de les tenir ensemble. Ensuite, la recombinaison méiotique entre des chromosomes homologues produit des échanges réciproques correspondant aux chiasmas observés par microscopie.

Images adaptées de la référence 6.

9

Cette sélectivité n’étant pas encore bien comprise, même si le rôle de la protéine Spo13 a été

montré comme prépondérant dans ce phénomène15; la présence de la cohesin est d’importance

capital pour la méiose II, où en fait la tension utilisée comme moyen de vérifier le bon sens

d’orientation des microtubules est dépendante de celle-ci.

Finalement, la première méiose ayant lieu, la deuxième division cellulaire a lieu sans

réplication de l’ADN comme indiqué auparavant. Cette fois-ci les chromatides sœurs doivent

être attachées par des microtubules provenant de pôles opposés, pour que la dégradation de

Rec8 déclenche la ségrégation des chromatides sœurs dans des cellules différentes, obtenant

ainsi quatre cellules haploïdes à partir d’une cellule diploïde.

Méiose I

Méiose II

Métaphase I

Métaphase II

Anaphase I

Anaphase II

Complexe cohesin (Rec8)

Clivage de Rec8 au niveau des bras chromosomiques

Separase active

APC/cdc20 securin

separase

(a)

(a)

(b)

(b)

securin

separase

APC/cdc20

Separase active

Clivage de Rec8 au niveau du centromère

Image 2.4 : Segregation de chromosomes et clivage de Rec8 pendant la Méiose chez S. cerevisiae. (Méiose I) Les chromosomes maternel et paternel sont reliés par les chiasmas. La segregation des chromosomes paternel et maternel pendant la méiose I est induite par le clivage de Rec8 au niveau des bras chromosomiques. Noter la préférence de l’attachement synthélique des microtubules ( provenant du même pôle) dans cette étape. (Méiose II) L’attachement amphitélique des microtubules au niveau des centromères des chromatides sœurs ainsi que le clivage de Rec8 au niveau des cohesins restantes (placées près du centromère) permet la ségrégation des chromatides sœurs au niveau de la méiose II.

Images adaptées de la référence 6.

10

3. La recombinaison méiotique

En 1909, Janssens donna le nom de Chiasma aux structures en forme de « X » qu’il observa

au niveau du diplotène de la méiose. Cette observation lui mène à affirmer que les chiasma

étaient résultat d’un échange entre les chromatides d’origine paternel et maternel.

Malheureusement, 20 ans devront s’écouler avant que son modèle si révolutionnaire soit

accepté. En effet, ce modèle ne présente pas seulement une explication pour l’échange des

marqueurs chromosomiques observés par Morgan en 1911, mais il propose aussi le

mécanisme par lequel les chromosome homologues sont liés ensemble avant la première

métaphase.

Les chiasmas sont produits par recombinaison, donnant lieu à des échanges réciproques entre

les chromatides sœurs des chromosomes homologues. Le processus de recombinaison est

initié par la production de ruptures au niveau du double brin d’ADN (DSBs). Ces ruptures

sont produites par l’endonuclease Spo1116 au niveau de plusieurs endroits au long de chacun

des quatre chromatides (deux provenant du père et deux de la mère). Chez Saccharomyces

cerevisiae, ces ruptures ne sont pas produites d’une façon aléatoire, mais plutôt au niveau des

régions intergèniques et préférentiellement dans des domaines riches en séquences GC.

L’extrémité 5’, qui forme une liaison tyrosine phosphodiester avec Spo11 pendant le clivage,

est digérée par une exonucléase possiblement catalysée par la présence des protéines

Mre11/Rad5017, 18, 19, 20; phénomène qui a lieu une fois la liaison 5’-Spo11 cassée21. De cette

façon une extrémité 3’ simple brin est crée au niveau de chaque site de rupture22. A ce

moment, différentes protéines, entre elles les analogues de la protéine bactérienne RecA,

Rad51p et Dmc1p s’associent à cette extrémité simple brin afin de promouvoir les étapes

suivantes de la recombinaison23.

11

Ainsi, cette extrémité simple brin-3’ attaque le brin du chromosome homologue en réalisant

un appariement avec celui-ci ( première attaque). Des études in vitro suggèrent fortement la

participation de différentes protéines pendant ce processus chez S. cerevisiae, à savoir Rad51,

Rad52, Rad54, Rad55, Rad57 ainsi que la protéine de réplication A (RPA)24. Le brin du

chromosome homologue peut donc être utilisé comme matrice pendant la réparation de la

rupture ( figure 3.1). De la même façon, l’extrémité 5’ peut être réparée en utilisant comme

Formation du DSB

Relâchement de Spo11 et dégradation de l’extrémité 5’

Premier attaque d’un des simple brins

Synthèse d’ADN

Formation des double jonctions Holliday (DHJ)

Résolution des DHJ

Image 3.1 : Le modèle de la recombinaison méiotique basé sur la rupture des deux brins d’ADN (DSBs). L’endonuclease Spo11 produit un DSB en une des chromatides parentales. La dégradation de l’extrémité 5’ au niveau des sites clivés permet la formation de simple-brins. Un de ces simple-brins formés peut attaquer l’autre chromosome parental en s’appariant avec un des brins et en déplaçant l’autre. La réparation des brins clivés est produite par la réplication d’ADN. Ceci produit la formation des DHJ donnant lieu aux chiasmas observés par microscopie. Finalement, la résolution des DHJ permet la ségrégation de chromatides ayant subis la recombinaison de certaines régions chromosomiques. Les sites de résolution asymétrique des DHJs sont présentés en vert. Images adaptées de la référence 6.

12

matrice le brin déplacé par l’extrémité 3’ pendant la première attaque (seconde attaque). Ces

attaques produisent l’échange de brins entre chromatides dans une petite région d’ADN,

structure nommée comme double jonctions Hollyday (DHJs).

L’étape finale du processus de recombinaison est bien la disjonction des DHJs, étape

essentielle tant pour la séparation des chromosomes maternels et paternels, comme pour la

production des échanges entre chromosomes avant la première anaphase. Le mécanisme

moléculaire de cette étape est mal connu, tant parce qu’il est possible que des protéines

participant à des étapes antérieures soient les responsables de celle-ci, ce qui rend difficile

leur identification par des criblage génétiques ; mais aussi par la complexité même du

processus. En effet, l’étape de recombinaison est réussite seulement si les clivages des DHJs

sont réalisés un horizontalement et l’autre verticalement, ce qui implique une asymétrie dans

le mécanisme de résolution de cette étape, faite caractéristique de la recombinaison méiotique.

Finalement, indiquer que la formation du chiasma et donc de la recombinaison est

d’importance fondamentale pour la réalisation d’une ségrégation correcte pendant la méiose I.

En effet, l'inactivation de Spo11 chez S. cerevisiae et C. elegans induit la non-formation de

chiasmas et par conséquence un manque de liaison entre chromosome homologues. Ceci fini

par une ségrégation aléatoire de chromosomes pendant la méiose I, et plus tard par une

massive aneuploïdie et une non-viabilité de la progéniture16, 7. De façon analogue, la délétion

de Spo11 chez la souris, induit le manque de production de gamètes fonctionnels tant chez les

males comme chez les femelles25.

13

4. Spo11; structure protéique et fonction dans la recombinaison méiotique

Comme il a été indiqué auparavant, la recombinaison méiotique est initiée par la rupture de

l’ADN au niveau des deux brins complémentaires d’un des chromosomes parentales. La

participation d’au moins dix composants protéiques dans ce processus semble être nécessaire,

parmi lesquels, la protéine Spo11 est considérée comme le composant prépondérant dans la

rupture de l’ADN lui-même. Cette protéine codée par un seul gène chez S. cerevisiae fut

caractérisée d’abord dans ce système modèle comme étant indispensable pour l’initiation du

processus de recombinaison méiotique26. Actuellement des homologues de cette protéine ont

été identifiés dans plusieurs autres organismes, c’est le cas chez Schizosaccharomyces Pombe

( où la protéine est connue sous le nom de Rec12) 27, Caenorhabditis elegans28, Drosophila

melanogaster29, Arabidopsis thaliana30 ainsi que chez la souris31.

Spo11 présente une similarité dans sa séquence avec une des sous-unités de la topo isomérase

archaebactérienne VI, même si sa fonction n’est pas nécessairement la même32. En effet, la

topo isomérase VI est un hétéro tétramère du type A2B2 dont la plus petite sous-unité, connue

comme Top6A, présente seulement 20-30% d’identité de séquence avec Spo11, bien que des

valeurs plus élevées sont trouvées au niveau de certains domaines.

L’identification de la structure cristallographique de la sous-unité Top6A chez

Methanococcus jannaschii a mis en évidence la présence de deux domaines trouvés aussi dans

d’autres topo isomérases33. Le domaine N-terminal est constitué de cinq hélices-α et deux

feuillet-β , similaire à un domaine capable de lier l’ADN chez E. coli (le domaine CAP). Ce

domaine contient le résidu catalytique Tyrosine, nommé le motif 5YCAP, qui est commun

parmi tous les topo isomérases pour la réalisation de la liaison phosphodiester avec

l’extrémité 5’ de l’ADN substrat (Tyr-135 chez S. cerevisiae Spo11). Le second domaine est

constitué de quatre feuillets-β disposés parallèlement et placés entre deux hélices-α. Ce

domaine est appelé Toprim (pour topo isomérases et primases) et seulement 3 résidus, un

14

glutamate et deux aspartates, sont conservés parmi tous les motifs Toprim connus. La fonction

de ces résidus n’est pas connu, mais ils sont responsables de la coordination des ions

métalliques tant dans la sous-unité Top6A ainsi que dans le cas des primases.

Cette étude cristallographique a mis aussi en évidence le caractère dimérique de Top6A

pendant son interaction avec l’ADN. En effet, la dimérisation de cette protéine donne lieu a

une structure présentant un profond canal (~18 °A) positivement chargé capable de loger

l’ADN. A l’intérieur de cette crevasse, le site catalytique 5YCAP est placé afin de pouvoir

former la liaison phosphodiester avec un des brins du substrat ; tandis que le domaine Toprim

ayant coordiné le Mg2+ est fortement responsable pour l’interaction entre l’ADN et le dimère

Top6A.

Basés dans la similarité de séquences entre la sous-unité Top6A et celle de Spo11, il est

possible d’imaginer que le mécanisme pour l’interaction et clivage de l’ADN soient

Image 4.1 : Structure du monomère topo VI-A (A) Diagramme mettant en évidence l’ensemble des structures tertiaires présentes dans le

monomère de la topo VIA. Le domaine N-terminal est présenté en jaune, le domaine C-terminal pour la coordination du métal en vert, d’autres régions du C-terminal sont présentées en bleu. Le linker entre les domaines amino et carboxy-terminal est présenté en rouge.

Images adaptées de la référence 33.

15

comparables. En effet, des mutations au niveau des résidus responsables de la coordination du

Mg2+ au niveau du domaine Toprim de Spo11 induit une diminution, voir une élimination

complète de la capacité de cette protéine pour la création de ruptures au niveau de l’ADN

pendant les étapes précoces de la recombinaison méiotique. D’autre part, des mutations au

niveau du site catalytique 5YCAP ont montré soit une élimination total de l’activité

enzymatique dans le cas où le résidu muté est bien la Tyr-135; ou bien des modifications au

niveau du choix des sites pour la réalisation de la rupture au niveau de l’ADN dans le cas où

les mutations se trouvent aux alentours de ce résidu34.

Image 4.2 : Modèle pour l’interaction entre l’ADN et la topo VI-A. (A) Différentes vues du dimère de la topo VI-A (du haut, du front et du bas).Les couleurs représentent

le potentiel électrique de surface (bleu : positif ; rouge ; négatif). (B) L’interaction entre l’ADN (rouge) et le dimère topo VI-A est représenté. Le motif 5YCAP et Toprim

sont colorés en jaune et bleu-vert respectivement. L’ion Mg2+ainsi que la tyrosine catalytique sont représentés en magenta. Les flèches indiquent la direction d’attaque des sites catalytiques.

Images adaptées de la référence 33.

16

Ces observations permettent de proposer le modèle suivant pour la rupture de l’ADN afin de

déclencher le processus de recombinaison (image 4.3):

L’ADN étant logé au niveau de la crevasse formée par la dimérisation de Spo11 (A), le résidu

catalytique (Tyr-135) attaque ce substrat en produisant une liaison phosphodiester entre la

protéine et l’extrémité 5’ des brins d’ADN (B). Cette rupture peut induire une dissociation du

dimère afin de maintenir la liaison covalente formée (C). Finalement, des extrémités simples

brins sont formées par clivage de la liaison DNA-Spo11 suivi d’une activité exo nucléase au

niveau du brin 5’ (D). Alternativement, une activité endonucléase comme moyen pour la

dégradation du brin 5’ peut aussi être envisagée (E).

Image 4.3 : Modèle pour le clivage de l’ADN par Spo11. La structure cristallographique de la topo VI-A a permis d’établir un modèle pour le mécanisme responsable du clivage de l’ADN par Spo11.

Images adaptées de la référence 37.

17

Comme il a été indiqué auparavant, la réalisation de ces ruptures au niveau de l’ADN n’est

pas effectuée par Spo11 toute seule. En effet, la participation des composants, tel que MEI4,

MER2, REC102, REC104, REC114 juste pour en citer certains est requise pendant ce

processus35. Actuellement, des études au niveau du rôle de ces différents composants ainsi

que leur interaction avec Spo11 sont réalisées afin d’élucider le mécanisme complet de cette

étape prépondérante de la recombinaison méiotique. D’autre part, la participation de Spo11

pendant la division méiotique est en train d’être évaluée, non seulement comme le composant

nécessaire pour le clivage de l’ADN au niveau de l’étape précoce de la recombinaison, mais

aussi dans la formation du complexe synaptoménal (SC) ainsi que dans la formation du fuseau

méiotique au niveau de la première métaphase36.

5. Conclusions

La méiose consiste en deux divisions cellulaires successives, nommées méiose I et méiose II.

Cette dernière est similaire à une division mitotique normale, tandis que la méiose I est

unique. La méiose est un processus responsable pour la formation de quatre cellules haploïdes

à partir d’une unique cellule diploïde. A cet effet, pendant la méiose I les chromosomes

homologues (maternel et paternel) sont ségrégés en deux cellules filles. Afin de réaliser cette

ségrégation réductionniste, chacun des chromosomes homologues doivent d’abord être

appariés, processus qui est dépendant de la participation des télomères pendant la disposition

des chromosomes dans la configuration dite « bouquet ».

L’appariement des chromosomes homologues n’est pas seulement nécessaire pour la

réalisation d’une propre ségrégation chromosomique pendant la méiose I, mais aussi pour la

réalisation du processus connu sous le nom de recombinaison méiotique. La recombinaison

méiotique permet l’échange d’allèles provenant originalement de différents organismes (le

père et la mère), en assurant ainsi que les cellules haploïdes résultantes présentent une

information génétique chimérique. De plus, le processus de recombinaison méiotique ainsi

18

que celui de la ségrégation chromosomique sont interdépendantes. En effet, les associations

covalentes formées pendant la recombinaison à travers les DHJs entre les chromosomes

homologues (chiasmas) semblent être responsables pour l’appariement stable entre ces

chromatides, assurant de cette façon le bon déroulement de la ségrégation.

La recombinaison méiotique est produite à travers la formation et la réparation des ruptures au

niveau de l’ADN (DSBs) à des sites spécifiques du génome. Un des premiers gènes

participant dans ce processus à être identifié fût SPO11. Son produit protéique, qui présente

une homologie avec une des sous-unités (TOP6A) de la topoisomérase archaebactérienne du

type II chez Sulfolobus shibatae, est considéré comme le responsable de catalyser la rupture

de l’ADN (DSBs) à travers de la formation d’une liaison phosphodiester entre l’extrémité 5’

des brins d’ADN et la tyrosine de son site catalytique. Cette liaison covalente fût caractérisée

par purification et microséquençage du complexe ADN-protéine provenant des cellules

mutantes (rad50S) où ces DBSs sont accumulés16. D’autre part, l’absence de Spo11p chez S.

cerevisiae ne permet pas la formation de DSBs, non plus des DHJs37. De plus, il a été montré

récemment que l’orientation de Spo11 vers une région spécifique du génome (à travers de la

construction d’une protéine chimérique avec un domaine protéique pour la liaison à l’ADN)

induit la réalisation du processus de recombinaison au niveau de ce site38. Même si tous ces

observations montrent la participation de Spo11p dans la formation des DSBs, la preuve

finale du clivage de l’ADN par cette protéine reste à être montrée.

Le rôle de Spo11p dans la recombinaison méiotique semble être fortement conservée pendant

l’évolution. En effet, des orthologues de cette protéine ont été identifiés tant dans les

eucaryotes inférieurs, ainsi que chez les eucaryotes supérieures inclus l’homme39.

D’autre part, la nécessité de la participation d’au moins 11 autre composants pendant la

formation des DSBs est largement accepté. Même si l’identification de ces gènes a été réalisée

il y a dix ans, les rôles moléculaires de la majorité d’entre eux restent à être élucidés.

19

Finalement indiquer que ce processus de réduction chromosomique réalisé pendant la

formation des cellules reproductives, ainsi que le brassage de l’information génétique entre

des chromosomes homologues, représentent la base de l’extraordinaire diversité génétique au

sein même d’une espèce vivante, fait caractéristique du monde eucaryote.

« Notre originalité personnelle naît de l’assemblage

jamais encore réalisé d’innombrables pierres (nos gènes),

dont aucune n’est originale en soi, dont chacune a pu

appartenir à des millions d’autres individus du réseau

dont nous sommes un maillon. Nous sommes donc mortels

en tant que personne unique en notre mélange, immortels

par les pièces de ce mélange. Certes la probabilité est

quasiment nulle q’un mélange identique à celui qui nous

avait formé réapparaisse un jour et qu’en quelque sorte

nous renaissions pleinement. »

D’après J. Hamburger, « L’homme et les hommes ».

20

6. Bibliographie

1 Scherthan Harry, A bouquet makes ends meet, Molecular Cell Biology Nature reviews, 2001, Vol. 2, p. 621-

627. 2 Rieder C. and Khodjakov A., Mitosis through the microscope: Advances in seeing inside live dividing cells,

Science, 2003, Vol. 300, p. 91-96. 3 Danchin Antoine, Ordre et dynamique du vivant, Éditions du Seuil, Paris, 1978. 4 Hiraoka Yasushi, Meiotic telomeres: a matchmaker for homologous chromosomes, Genes to Cells, 1998,

Vol.3, p. 405-413. 5 Blat Y, Protacio RU, Hunter N, Kleckner N., Physical and functional interactions among basic chromosome

organizational features govern early steps of meiotic chiasma formation, Cell, 2002, Vol. 111, p. 791-802. 6 Petronczki M, Siomos M and Nasmyth Kim, Un ménage à quatre: The molecular biology of chromosome

segregation in Meiosis, Cell, 2003, Vol. 112, p. 423-440. 7 Klein F., Mahr P., Galova M., Buonomo S., Michaelis C.,Nairz K. andNasmyth K., A central role for cohesins

in sister chromatid cohesion, formation of axial elements and recombination during yeast meiosis, Cell, 1999, Vol. 98, p. 91-103.

8 Sym M.,Engebrecht J., Roeder G., ZIP1 is a synaptonemal complex protein required for meiotic

chromosome synapsis, Cell, Feburary 1993, Vol. 72, p. 365-78. 9 Schmekel K., Meuwissen R., Dietrich A., Vink A., van Marle J., van Veen H. and Heyting C., Organization of

SCP1 protein molecules within synaptonemal complexes of the rat, Exp. Cell Res., 1996, Vol. 226, p. 20-30.

10 Schalk J., Dietrich A., Vink A., Offenberg H., van Aalderen M. and Heyting C., Localization of SCP2 and

SCP3 protein molecules within synaptonemal complexes of the rat, Chromosoma, 1998, Vo l. 107, p. 540-548.

11 Karsenti E. and Vernos I., The mitotic spindle: A self-made machine, Science, 2001, Vol. 294, p. 543-547. 12 Nasmyth Kim, Segregating Sister genome: The molecular biology of chromosome separation, Science,

2002, Vol. 297, p. 559-565. 13 Waizenegger I, Gimenénez-Abian J., Wernic D and Peters J., Regulation of human separase by securin

binding and autocleavage, Current Biology, 2002, Vol. 12, p. 1368-1378. 14 Shonn M. McCarroll R. and Murray A., Requirement of the spindle checkpoint for proper chromosome

segregation in budding yeast meiosis, Science, 2000, Vol. 289, p. 300-303. 15 Lee B., Amon A. and Prinz S., Spo13 regulates cohesin cleavage, Genes & Development, 2002, Vol. 16, p.

1672-1681. 16 Keeney S., Giroux C. andKleckner N., Meiosis-specific DNA double-strand breaks are catalyzed by Spo11,

a member of a widely conserved protein family, Cell, 1997, Vol.88, p. 375-84. 17 Nairz K. and Klein Franz, Mre11s a yeast mutation that blocks double-strand break processing and

permits nonhomologous synapsis in meiosis, Genes & Development, 1997, Vol. 11, p. 2272-2290. 18 Moreau S., Ferguson J. and Symington L., The nuclease Activity of Mre11 is required for meiosis but not

for mating type switching, end joining or telomere maintenance, Molecular and Cell Biology, 1999, p. 556-566.

21

19 Moreau S., Morgan E. and Symington L., Overlapping functions of the Saccharomyces cerevisiae Mre11,

Exo1 and Rad27 nucleases in DNA metabolism, Genetics, 2001, Vol. 159, p. 1423-1433. 20 Merino S., Cummings W., Acharya S. and Zolan M., Replication-dependent earls meiotic requirement for

Spo11 and Rad50, PNAS, 2002, Vol. 97, p. 10477-10482. 21 Neale M., Ramachandran Madhu, Trelles-Sticken E., Scherthan H. and Goldman A., Wild-type levels of

Spo11-induced DSBs are required for normal single-strand resection during meiosis, Molecular Cell, 2002, Vol. 9, p. 835-846.

22 Zervith D., Richler C., Bardhan A., Baudat F., Barzilai C., Wahrman J. and Simchen G., Mamalian meiosis

involves DNA double-strand breaks with 3’ overhangs, Chromosoma, 2003, Vol. 111, p. 369-376. 23 Lichten Michael, Meitoic recombination: Breaking the genome to save it, Current Biology, 2001, Vol. 11,

p. 253-256. 24 Soustelle C., Vedel M., Kolodner R.. and Nicolas A.., Replication protein A is required for meiotic

recombination in saccharomyces cerevisiae, Genetics, 2002, Vol. 161, p. 535-547. 25 Baudat F., Manova K., Yuen J., Jasin M. and Keeney S., Chromosome synapsis defects and sexually

dimorphic meiotic progression in mice lacking Spo11, Molecular Cell, 2000, Vol. 6, p989-998. 26 Klapholz S., Waddell C. and Esposito R., The role of the SPO11 gene in meiotic recombination in yeast,

Genetics, 1985, Vol. 110, p.187-216. 27 Sharif W., Glick G., Davidson M. and Wahls W., Distinct functions of S. Pombe Rec12 (Spo11) protein and

Rec12-dependent crossover recombination (chiasmata) in meiosis I; and a requirement for Rec12 in meiosis II, Cell & Chromosome, 2002, Vol. 1, p. 1.

28 Dernburg A., McDonald K., Moulder G., Barstead R., Dresser M. and Villeneuve A., Meiotic recombination

in C. elegans initiates by a conserved mechanism and is dispensable for homologous chromosome synapsis, Cell, 1998, vol. 94, p.387-398.

29 McKim K. and Hayashi-Hagihara A., mei-W68 in Drosophila melanogaster encodes a Spo11 homolog:

evidence that the mechanism for initiating meiotic recombination is conserved, Genes & Development, 1998, Vol. 12, p. 2932-2942.

30 Hartung F. and Puchta H., Molecular characterisation of two paralogous SPO11 homologues in

Arabidopsis thaliana , Nucleic Acids Research, 2000, Vol. 28, p. 1548-1554. 31 Tokuyama H. and Tokuyama Y., Class switch recombination signals induce lymphocyte-derived Spo11

expression and Spo11 antisense oligonucleotide inhibits class switching, Cellular Immunology, 2001, Vol. 211, p. 123-130.

32 Gadelle D., Filée J., Buhler C. and Forterre P., Phylogenomics of type II DNA topoisomerases, BioEssays,

2003, Vol. 25, p. 232-242. 33 Nichols M., DeAngelis K., Keck J. and Berger J., Structure and function of an archaeal topoisomerase VI

subunit with homology to the meiotic recombination factor Spo11, The EMBO Journal, 1999, Vol. 18, p. 6177-6188.

34 Diaz R., Alcid A., Berger J. and Keeney S., Identification of residues in yeast Spo11p critical for meiotic

DNA double-strand break formation, Molecular and Cell Biology, 2002, p. 1106-1115. 35 Kee K. and Keeney S., Functional interactions between SPO11 and REC102 during initiation of meiotic

recombination in Saccharomyces cerevisiae, Genetics, 2002, Vol. 160, p. 111-122.

22

36 Celerin M., Merino S., Stone J., Menzie A. and Zolan M., Multiple roles of Spo11 in meiotic chromosome

behavior, The EMBO Journal, 2002, Vol. 19, p. 2739-2750. 37 Keeney S., Mechanism and control of meiotic recombination initiation, Curr. Top. Dev. Biol., 2001, Vol.

52, p. 1-53. 38 Pecina A., Smith K., Mezard C., Murakami H., Ohta K. and Nicolas A.,Targeted stimulation of meiotic

recombination, Cell, 2002, Vol. 111, p.173-184. 39 Shannon M., Richardson L., Christian A., Handel M. and Thelen M., Differential gene expression of

mammalian SPO11/TOP6A homologs during meiosis, FEBS Lett., 1999, Vol. 462, p. 329-334.