1.-OBJETIVO 2.- ALCANCE 3.- DESCRIPCIÓN DE LA … · El procesamiento del control de calidad interno Biorad de manera manual, se realiza como muestra sin diferencial según “Guía

Instructivo para el procesamiento de muestras del área de Hematología

Código: I-FQUI-LAC-02 Revisión:16 Página: 1 de 32

Fecha de emisión:5/enero/2009 Fecha de modificación: 9/Mayo/2018

F-DGPLANEI-CC/GA-39/REV:01

1.-OBJETIVO

Realizar de manera correcta las diferentes metodologías para el procesamiento de muestras biológicas; así como brindar información sobre la utilidad de la realización de las mismas.

2.- ALCANCE

Aplica a todas muestras biológicas referenciadas al área de Hematología.

3.- DESCRIPCIÓN DE LA OPERACIÓN

Diariamente se deberá:

Registrar la temperatura del refrigerador R3 en el F-FQUI-LAC-24. Procesar material de control de calidad Biorad en 3 niveles (1-bajo, 2-normal y 3-alto) y posteriormente capturar los resultados en el software UNITY REAL TIME.

Registrar y/o verificar la temperatura del refrigerador F-FQUI-LAC-24 y el congelador F-FQUI-LAC-40 de acuerdo al calendario para el registro de temperatura del refrigerador R6 y el congelador C2 realizado por el reponsable del laboratorio.

Actualizar la bitácora de mantenimiento y uso diario del Sysmex XS-1000i, contadores celulares, rotador de sangre, baño maría, microscopios, balanza analítica y centrífuga. F-FQUI-LAC-54, F-FQUI-LAC-98, F-FQUI-LAC-97, F-FQUI-LAC-108, F-FQUI-LAC-103, F-FQUI-LAC-102, F-FQUI-LAC-110.

Actualizar la hoja estadística de estudios, F-FQUI-LAC-48.

Toda muestra deberá tener escrito con marcador el nombre del usuario y el número asignado según la orden de trabajo. 1.- El procesamiento del control de calidad interno Biorad de manera manual, se realiza como muestra sin diferencial según “Guía rápida” del Sysmex XS-1000i. 2.- Cada una de las muestras biológicas es procesada según el instructivo I-FQUI-LAC-02. 3.- Los resultados son registrados en los formatos F-FQUI-LAC-20 y F-FQUI-LAC-72. 4.- Los resultados registrados en los formatos F-FQUI-LAC-20 y F-FQUI-LAC-72 son transcritos en el programa Software de laboratorio de la siguiente manera: 4.1.- Se enciende la computadora (regulador, CPU y monitor) 4.2.- Se abre el icono de “acceso directo al Software de laboratorio y se procede de la siguiente manera al abrirse las ventanas: 4.2.1.- “Sistema de control para Laboratorios de análisis clínicos” [ACEPTAR]





4.2.2.- “Software de laboratorio” [ACEPTAR] 4.3.- Seleccionar el USUARIO [NOMBRE DEL QUÍMICO] o [ESTUDIANTES] según sea el caso. 4.4.- Ingresar el PASSWORD del USUARIO [CLAVE DEL QUÍMICO] o [HEMATO] respectivamente. Luego [ACEPTAR] para tener acceso directo al programa Software de laboratorio. 4.5.- Seleccionar el ícono [CAPTURA DE ANÁLISIS] 4.6.- Al abrirse la ventana de “Resultados”: 4.6.1.- Seleccionar [Por Depto] 4.6.2.- Seleccionar Departamento [HEMATOLOGÍA] 4.6.3.- Verificar que la fecha corresponda al día del proceso. 4.6.4.- Seleccionar [VER ESTUDIOS] para visualizar los datos del usuario (Nombre, Solicitud, Estudio, Estatus de la prueba, Número de muestra). 4.6.5.- Reporte de resultados: 4.6.6.- Los resultados se capturan directamente al programa Software de laboratorio. 4.6.7.- Después del conteo diferencial de Leucocitos se registran los datos en el formato F-FQUI-LAC-20 y se capturan de forma manual en el programa Software de laboratorio. 4.6.8.- Los datos de los usuarios a quienes les soliciten únicamente Velocidad de Sedimentación Globular, Reticulocitos, Células LE y/o Grupo-Rh deberán ser transcritos en el formato F-FQUI-LAC-72. Los resultados del proceso deberán:

Ser transcritos en los formatos F-FQUI-LAC-18, F-FQUI-LAC-20, F-FQUI-LAC-21, F-FQUI-LAC-72, F-FQUI-LAC-88.

Ser capturados en el sistema software de laboratorio y la validación se realiza verificando nuevamente los datos ingresados de cada paciente.

Ser firmados por el responsable del área de Hematología, o personal asignado a la misma, en los formatos antes mencionados.

Ser entregados al área de recepción debidamente transcritos en los formatos correspondientes.

No se procesarán muestras coaguladas. En caso de ser muestras remitidas, no se aceptarán si han sido recolectadas el día anterior. Las muestras biológicas (sangre total) procedentes del área de toma de muestras son transportadas por el personal del laboratorio hacia el área de Hematología. Las muestras biológicas (sangre total) procesadas serán almacenadas por 24 horas en el refrigerador R6 de 2 a 8 °C y posteriormente serán desechadas como RPBI en bolsa de polietileno de color rojo. Los materiales que se emplean para las diferentes determinaciones en el área de Hematología, las puntas de plástico para pipetas automáticas, pipetas pasteur y aplicadores de madera serán desechadas como RPBI en bolsa de polietileno de color rojo. Los portaobjetos empleados para realizar los extendidos sanguíneos permanecerán por 24 horas en el área después de haber sido empleados para el conteo diferencial y posteriormente desechados como RPBI en recipientes rígidos de polipropileno para objetos punzo-cortantes. En caso de ser necesario (cambio o preparación de reactivos) actualizar el formato de control y preservación de reactivos F-QUI-LAC-52.

MANEJO DEL XS-1000i





¿CÓMO ENCENDER EL EQUIPO SYSMEX XS-1000i? 1. Extensión múltiple y Regulador: Mantener encendidos. 2. Monitor: Encender y esperar que se abra automáticamente el programa IPU, posteriormente

escribir en usuario las letras “xs” y pulsar [ACEPTAR]. NOTAS: No se requiere contraseña. En caso de no abrirse automáticamente el programa dirigirse a [START], luego [ALL PROGRAMS] seguido de [XS] y finalmente [IPU].

3. Impresora. 4. Equipo: Esperar que realice el ciclo de inicialización completo.

Análisis automático 1) Haga clic en el botón [L.Trab.] de la barra de íconos o pulse F6: Se abrirá la siguiente ventana, después hacer clic en el botón [Regist] de la barra de íconos o pulse F9: Se abrirá el siguiente cuadro de diálogo y se ingresarán los siguientes datos:





1. ID Muestra: Número de muestra. 2. Análisis: CBC+DIFF o CBC (en caso de que sólo haya solicitud de Velocidad de

Sedimentación Globular y/o Conteo de Reticulocitos). 3. Id. Pacie.: Número de orden. 4. Nombre: Primer nombre del usuario. 5. Apellidos: Apellidos del usuario. 6. F. nac.: Fecha del día. 7. Sexo: Hombre o mujer. 8. Añadir siguiente: Hacer clic si se va a agregar a más usuarios en la lista de trabajo. 9. Aceptar: Hacer clic si ya se ha finalizado la lista de trabajo.

En el modo de análisis automático la agitación, aspiración y análisis de las muestras se realizan automáticamente. Los volúmenes de muestra necesarios para el análisis se indican a continuación:

Diámetro del tubo de muestras 12 mm 15 mm

Volumen de muestra requerido 1.0 – 5 mL 1.0 – 7 mL

Volumen de muestra aspirado Aprox. 20 μL Aprox. 20 μL

2) Haga clic en el botón [AUTOM] de la barra de íconos o pulse F3:





Se abrirá el siguiente cuadro de diálogo:

3) Introduzca el ID Muestra (número inicial de la muestra o poner 1) 4) Introduzca el número de racks (gradillas) 5) Posición de inicio del análisis: seleccione el cuadro combinando la posición del tubo en la que

debe comenzar el análisis (gradilla (rack) 1 ó 2, posiciones 1-10). 6) Especifique el tipo de análisis: CBC o CBC+DIFF. 7) Abra la tapa del alimentador de muestras. 8) Coloque las muestras en el alimentador e introduzca las gradillas en el alimentador comenzando

por el interior. 9) Cierre la tapa del alimentador de muestras. 10) Pulse el botón de inicio del alimentador de muestras para comenzar el análisis. VI. Ejemplo del impreso de una muestra normal





(1) Datos de análisis (3) Histograma de hematíes (4) Histograma de plaquetas (5)Dispersograma del diferencial (6) Mensajes interpretativos de leucocitos (7) Mensajes interpretativos de hematíes (8) Mensajes interpretativos de plaquetas NOTA: Para conocer los detalles sobre el procesamiento de muestras de volúmenes iguales o menores a 500 uL en el equipo SYSMEX XS-1000i consultar el manual de operación (Instrucciones de uso) y/o guía rápida proporcionada por la compañía SYSMEX.

VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN GLOBULAR (VSG) INTRODUCCIÓN

La velocidad con la cual se produce el descenso de estos hematíes se denomina velocidad de sedimentación globular (VSG). El Método de Westergren se basa la precipitación de los eritrocitos en un tiempo determinado (1 hora)





que se relaciona directamente con la tendencia de los glóbulos rojos hacia la formación de cúmulos (pilas de monedas) así como a la concentración plasmática de proteínas (globulinas y fibrinógeno). La capacidad y la velocidad de formar estos cúmulos dependen de la atracción de la superficie de los glóbulos rojos. La velocidad se eleva si las proteínas del grupo de las globulinas esta elevado con respecto a la albúmina; también una alta proporción de fibrinógeno puede provocar esta elevación. Los principales usos de la medición de la VSG son: para detectar procesos infecciosos e inflamatorios; como control de la evolución de ciertas infecciones crónicas para detectar procesos crónicos inflamatorios ocultos o tumores. La VSG es una prueba inespecífica por lo cual no es una prueba diagnóstica definitiva de ninguna enfermedad o lesión determinada. PROCEDIMIENTO Obtención de sangre por punción venosa y colocarlo en tubos con EDTA. Se coloca la cánula de hematocrito en una jeringa y se aspiran 1.5 mL (aprox) de muestra (Figura 1). Tomar un tubo Wintrobe, previamente lavado, seco y limpio y rotularlo con el número del usuario (Figura 2). Llenar el tubo Wintrobe hasta la marca superior (0, 10), para esto se introduce la cánula de hematocrito hasta el fondo y lentamente se deposita la sangre (a medida que se va llenando el tubo, retirar la cánula lentamente) evitando que la formación de burbujas (Figura3). Se coloca en un portatubos Wintrobe durante una hora. El resultado se obtiene poniendo la mirada al nivel de la gradilla a la altura del menisco y se lee; posteriormente se le hace una corrección según la tabla del Anexo A donde se contrapone el hematocrito con la velocidad observada y se reporta el resultado en milímetros en una hora. Finalizada la determinación, el tubo Wintrobe con la muestra es transportada al área de lavado donde se procede a lavar el tubo y secar apropiadamente para estar disponible para otra determinación.

FIGURA 1.- Cánula para tubos Wintrobe. La cánula se coloca en una

jeringa normal que puede ser de 3 mL o de 5 mL.





Valor de referencia: menor o igual a 8 mm en una hora.

BIBLIOGRAFÍA

Iovine E. y A. A. Selva. Laboratorio en la clínica. 3ª ed. Panamericana, Buenos Aires, Argentina. 1985. William R. Platt. Atlas de Hematológica en color. Editorial JIMS, Barcelona.1972 Turallas, J.M. Métodos de recuento celular sanguíneo. Manual de técnicas de laboratorio en hematología. Salvat, Barcelona, España, 1987. Davidsohn, I., J.B.Henry. Diagnóstico clínico por el laboratorio. 6ª ed., Salvat, Barcelona, España, 1978.

FIGURA 2.- Tubos Wintrobe. Los tubos deben estar lavados, secos y

limpios, y se deben marcar con el número del usuario.

FIGURA 3.- Llenado de tubos Wintrobe. Se introduce la cánula al fondo del

tubo y conforme se deposita la sangre, se va retirando lentamente.





Quintana, G.S.; Martínez, M.C. Fisiología de la hemostasia secundaria. Manual de hemostasia y trombosis. México, Editorial Prado; 1996, pp 23-48.

RECUENTO DE PLAQUETAS (MÉTODO EN PLACA)

INTRODUCCIÓN Las plaquetas son elementos normales de la sangre, muy pequeños, de 2 a 3 micrones, aislados o agrupados entre los hematíes. Son de color azulado o gris azulado y presentan gránulos de color rojizo, azurófilos, redondeados. Las plaquetas se caracterizan por su extrema adhesividad a las superficies íntimas de los vasos sanguíneos lesionados. Asimismo, participan en la formación de tromboplastina y liberan factores necesarios para la coagulación normal y otros de los que depende la retracción del coagulo. La concentración normal de plaquetas en la sangre es de 150,000 a 450,000 por mm3. Hay aumento del número de plaquetas en las pérdidas agudas significativas de sangre, en la leucemia mieloide crónica, en las fracturas óseas, en estados de asfixia, en la policitemia vera, en la convalecencia de infecciones agudas y en la esplenomegalia. Hay disminución en la púrpura trombocitopénica idiopática o en condiciones congénitas, en algunas infecciones virales como la mononucleosis infecciosa y bacterianas como la meningitis meningocócica. Todo proceso infeccioso viral o bacteriano puede afectar el número de plaquetas aumentándolas o disminuyéndolas del rango normal establecido. MATERIAL BIOLOGICO:

Sangre obtenida con EDTA PROCEDIMIENTO

Se cuentan las plaquetas observadas en diez campos del extendido sanguíneo del paciente,

teñido con el colorante de Wright.

Se obtiene el promedio y se multiplica por el factor establecido para este método (18,000).

OBSERVACIONES Actualmente, en muchos laboratorios, los recuentos de plaquetas se realizan en forma automatizada en contadores hematológicos o en contadores específicos, habiéndose logrado un alto nivel de precisión (incluso en trombocitopenias). El recuento manual suele efectuarse para la comprobación de la cifra de plaquetas en trombocitopenias muy graves y en el caso de plaquetas gigantes en las que el recuento automático no es fiable. Valores inferiores a 150,000 plaquetas en el método automatizado, no son confiables y deberán verificarse por éste método. VALORES DE REFERENCIA La concentración normal de plaquetas en la sangre es de 150,000 a 450,000 por mm3.

BIBLIOGRAFÍA Iovine E. y A. A. Selva. Laboratorio en la clínica. 3ª ed. Panamericana, Buenos Aires, Argentina. 1985.





William R. Platt. Atlas de Hematológica en color. Editorial JIMS, Barcelona.1972 Turallas, J.M. Métodos de recuento celular sanguíneo. Manual de técnicas de laboratorio en hematología. Salvat, Barcelona, España, 1987. Davidsohn, I., J.B.Henry. Diagnóstico clínico por el laboratorio. 6ª ed., Salvat, Barcelona, España, 1978. Quintana, G.S.; Martínez, M.C. Fisiología de la hemostasia secundaria. Manual de hemostasia y trombosis. México, Editorial Prado; 1996, pp 23-48. Sonnenwirth, A.C., L. Jarett. Métodos y diagnósticos del laboratorio clínico. 8ª ed., Panamericana, Buenos Aires, Argentina. 1983. Lynch, M.J., S.S. Raphael, L.D. Mellor, P.D. Spare, M.J.H. Inwood. Métodos de laboratorio. 2ª ed., Interamericana, México, D.F. 1987.

RECUENTO DE RETICULOCITOS INTRODUCCIÓN El RNA residual, que ocasiona la basofilia difusa del eritrocito policromático, es precipitado y teñido con una tinción vital como el azul de metileno o azul de cresil brillante, que le da una imagen filamentosa reticular fácilmente visible al microscopio. Para ello, se preparan extensiones delgadas y se cuenta el número de eritrocitos que contiene dicho precipitado teñido, los que se consideran como reticulocitos. Los resultados se informan en porcentaje de reticulocitos (con relación al total de eritrocitos), en cifras absolutas por mm3 de sangre y en índice reticulocitario. MATERIAL BIOLÓGICO

Sangre obtenida con EDTA. EQUIPO

Tubos de ensayo

Pipetas Pasteur

Portaobjetos

Gradilla

Baño María a 37 º C

Microscopio óptico

REACTIVOS

Solución de azul de cresil brillante

Aceite para inmersión. PROCEDIMIENTO 1. Usando la pipeta Pasteur, colocar dos gotas de sangre perfectamente mezclada en un tubo de





ensayo. 2. Agregar dos gotas del colorante azul de cresil brillante (marca hycel) 3. Mezclar suavemente e incubar a 37 º C durante 20 minutos. 4. Resuspender los eritrocitos mediante mezclado suave y hacer extensiones delgadas. 5. Cuando el frotis esté seco, leer al microscopio con objetivo de inmersión en aceite (100x). Contar 1000 eritrocitos, anotando el número de reticulocitos encontrados durante esa cuenta. 6. Obtener el porcentaje de reticulocitos mediante la siguiente fórmula:

7. Para obtener la cantidad de reticulocitos por mm3 de sangre (cifras absolutas), se requiere realizar una cuenta de eritrocitos y posteriormente se calculan usando la siguiente fórmula: Los resultados se reportan en %, cifras absolutas y el Índice Reticulocitario (IR).

VALORES DE REFERENCIA

Porcentual: 0.5 – 2 % Absolutos: 50 000 – 100 000/mm3

COMENTARIOS El recuento de reticulocitos es un excelente método indirecto para evaluar la eritropoyesis, ya que cuando hay respuesta eritropoyética, se incrementan; sin embargo, cuando la médula ósea no responde, los reticulocitos se encontrarán normales o disminuidos. Es de mayor utilidad aún, como un índice de la magnitud de la eritropoyesis, al realizar una “Corrección de la cuenta de reticulocitos”, es decir, obtener “indicereticulocitario” (IR) de la siguiente manera:

Reticulocitos/ mm3 = % de reticulocitos x eritrocitos / mm3

100

% de reticulocitos = reticulocitos x 100

1000

IR = % de reticulocitos x Hto real / Hto ideal

1 + 0.1 (por cada 2 unidades en aumento o disminucióncon respecto al hematocrito ideal)





Hto ideal en Mujeres 38 Hto ideal en Hombres 40

BIBLIOGRAFÍA

Davidsohn, I., J.B.Henry. Diagnóstico clínico por el laboratorio. 6ª ed., Salvat, Barcelona, España, 1978. Hurtado, R., R. Cárdenas, J. Cortes y J. Labardini. Manual de hematología. Instituto Nacional de la Nutrición, México, D.F., 1991. Iovine, E. y A.A.Selva. El laboratorio en la clínica. 3ª ed., Panamericana, Buenos Aires, Argentina, 1985. Leavell, B., O. Thorup. Hematología clínica. 4a ed., Interamericana, México, D.F., 1978. Lynch, M.J., S.S. Raphael, L.D. Mellor, P.D. Spare, M.J.H. Inwood. Métodos de laboratorio. 2ª ed., Interamericana, México, D.F. 1987. Ruiz Arguelles, G.J. Fundamentos de hematología. Panamericana, México, D.F., 1994. Sonnenwirth, A.C., L. Jarett. Métodos y diagnósticos del laboratorio clínico. 8ª ed., Panamericana, Buenos Aires, Argentina. 1983. Williams, M.J., E. Beutler, A.J. Erslev, M.A. Lichtman. Hematology. 4a ed., Mc Graw Hill, New York, USA, 1990. Turallas, J.M. Métodos de recuento celular sanguíneo. Manual de técnicas de laboratorio en hematología. Salvat, Barcelona, España, 1987.

TINCIÓN Y OBSERVACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEOS

INTRODUCCIÓN El examen microscópico de un frotis de sangre periférica, sobre un porta o cubreobjetos de vidrio, nos permite obtener una valiosa información acerca de los elementos formes de la sangre, muchos de los cuales no pueden ser evaluados mediante las mediciones cuantitativas realizadas por otros métodos. En general, en un frotis podemos evaluar lo siguiente:

a) Morfología eritrocitaria. b) Concentración y distribución de la hemoglobina. c) Distribución de los eritrocitos. d) Inclusiones y artificios de los eritrocitos. e) Morfología y recuento diferencial de los leucocitos. f) Inclusiones y artificios de los leucocitos. g) Morfología y apreciación cualitativa del número de plaquetas.





h) Artificios y agrupación de las plaquetas.

Por lo mencionado anteriormente, se considera que la preparación de un frotis de sangre periférica es una técnica fundamental en hematología. El químico o el técnico laboratorista debe ser capaz de realizar preparaciones excelentes sin conformarse con resultados mediocres, ya que para observar adecuadamente la morfología sanguínea se necesita tener preparaciones de calidad. MATERIAL BIOLÓGICO

Sangre recolectada en tubos con EDTA como anticoagulante. EQUIPO

Microscopio óptico

Contador de células

Jeringa

Tubos vacutainer con EDTA

Portaobjetos

Cubreobjetos

Cronómetro REACTIVOS

Colorante de Wright

Buffer para tinción de Wright (agua destilada).

Metanol.

Aceite de inmersión.

PROCEDIMIENTO TECNICA DE FROTIS LONGITUDINAL Y TINCIÓN DE WRIGHT 1 Colocar una gota de sangre de 5 uL aproximadamente a 1 a 2 cm del borde del portaobjetos, colocando éste en posición horizontal sobre la mesa de trabajo (ver figura 1). 2.- Colocar un segundo portaobjetos (extensor) de modo que forme un ángulo de 30° con el portaobjetos horizontal, con su eje mayor paralelo a él. El borde más bajo del portaobjetos extensor, que debe ser liso y regular, se aplica firmemente sobre la superficie del primero, de manera que la gota de sangre esté por debajo de él (ver figura 2) 3.- El segundo portaobjetos se desliza lentamente hacia la sangre hasta que se produzca el contacto, después del cual la sangre se desliza uniformemente entre la superficie de contacto de ambos portaobjetos (ver figura 3). 4.- El portaobjetos extensor es movido rápida y suavemente en dirección opuesta, manteniendo el contacto y el ángulo entre los portaobjetos. La extensión formada debe ser uniforme y de aproximadamente la mitad de la longitud de la laminilla. El grosor de la extensión depende de la





velocidad de movimiento del portaobjetos extensor y del ángulo en que se sitúa éste: a mayor ángulo mayor grosor, a mayor velocidad, menor grosor (ver figura 4) 5.- Una vez que la sangre se ha extendido, se deja secar. Nunca se debe secar soplando con la boca pues el aire húmedo ocasionaría alteraciones morfológicas.

6.- Rotular el frotis con el número de usuario. 7.- Posteriormente se coloca metanol hasta cubrir completamente el extendido por 2 minutos y se decanta. 8.- Se cubre completamente con el colorante de Wright (preparación ANEXO B) por 2 minutos, sin decantar se adiciona agua destilada (como buffer) hasta la formación visible de una película de impresión metálica y se deja por 12 min. 9.- Decantar y lavar con agua destilada hasta eliminar los residuos de colorante y se deja secar para observar al microscopio con el objetivo 100 x.

10.- Se procede hacer el conteo diferencial de leucocitos en el extendido de sangre siguiendo una trayectoria como la figura 5.

NOTA: La distribución de los leucocitos con esta técnica, no es homogénea, debido a que la distribución de las células más grandes, como polimorfonucleares y monocitos, tienden a acumularse cerca de los extremos.

30°30°

Figura 1.- Frotis en portaobjetos (técnica longitudinal). Se coloca una gota de sangre sobre el portaobjeto.

Gota de sangre

del paciente

Figura 2.- Frotis en portaobjetos (técnica longitudinal). El portaobjetos extensor forma un ángulo de 30° con respecto al portaobjetos con la muestra de sangre.





BIBLIOGRAFÍA Fundamentos de interpretación clínica de los exámenes de laboratorio. Ruíz-Reyes G. Ed. Panamericana. 1ª. Edición. México. 2004 Química analítica. Skoog D.A., West D.M., Holler F.J., Crouch S.R. Mcgraw-Hill 7ª edición.

Figura 3.- Frotis en portaobjetos (técnica longitudinal).Deslizamiento del portaobjetos extensor hacia atrás, hasta que toque la gota de sangre.

Figura 4.- Frotis en portaobjetos (técnica longitudinal). Deslizamiento del portaobjetos extensor hacia el frente.

Figura 5.- Frotis en portaobjetos, trayectoria para realizar el conteo diferencial de leucocitos





Interamericana editores. México 2001. Codex del laboratorio clínico. Fuentes X. Castiñeiras M. J. Ferré M. Elseiver. España. 2003.

CÉLULAS DEL LUPUS ERITEMATOSO (LE) PRUEBA DE ZIMMER Y HARGRAVES

INTRODUCCIÓN La célula LE fue descrita en 1948 por Hargraves y colaboradores. Una sustancia presente en la fracción gammaglobulínica del plasma o del suero de pacientes con lupus eritematoso diseminado, el llamado factor LE, reacciona con la nucleoproteína de los núcleos de los leucocitos. El factor LE parece ser un anticuerpo. La nucleoproteína transformada adquiere propiedades quimiotácticas y atrae a los fagocitos, generalmente granulocitos neutrófilos segmentados y a veces monocitos. Rara vez se observa que otros leucocitos actúen como fagocitos. Estos, con el material nuclear ingerido, constituyen las células LE. El fenómeno, y su formación, requiere la presencia en el suero del factor LE, de leucocitos lesionados y de leucocitos activos normales. El factor LE es el agente que actúa en el leucocito lesionado, el substrato, y lo transforman en burbujas redondas homogéneas. Estas últimas adquieren propiedades quimiotácticas a consecuencia de la transformación química. Los leucocitos normales ingieren los núcleos transformados. Morfología. La célula LE contiene dos núcleos. El del fagocito es aplanado y se encuentra en la periferia de la célula, con una cromatina de estructura bien conservada. La mayor parte de la fracción citoplásmica de la célula está invadida por la masa nuclear transformada e ingerida, el substrato, y el citoplasma forma un estrecho margen en la periferia. En la célula LE plenamente desarrollada falta la estructura normal de cromatina del núcleo ingerido y en su lugar hay una masa redonda, amorfa, homogénea y de color púrpura que varía de tamaño, pero que suele ser más grande que los eritrocitos en la misma preparación. Un fagocito puede englobar más de un núcleo. Es posible que, en algunos casos, los múltiples núcleos sean segmentados de un granulocito que todavía no se han unido. La transformación del núcleo es un proceso progresivo y las fases pueden seguirse paso por paso. La acción quimiotáctica precoz del núcleo en transformación o transformado, puede atraer a varios granulocitos neutrófilos que lo rodean formando la llamada “roseta”. Este dato no tiene valor diagnóstico. La nucleofagocitosis es un hallazgo bastante frecuente que se distingue esencialmente del fenómeno de la célula LE, dado que el fagocito más frecuentemente es un monocito, aunque puede ser un granulocito. El núcleo fagocitado conserva normal el dibujo de cromatina. Puede presentar cambios degenerativos, principalmente picnosis difusa o que aparece a lo largo de los bordes, y vacuolas nucleares. A menudo, la inclusión es más pequeña que una verdadera célula LE; éstas son las llamadas “células de tarta”. MATERIAL BIOLÓGICO:

Sangre sin anticoagulante EQUIPO

Tubos de ensayo





Portaobjetos

Aplicadores de madera

Tubo de Wintrobe

Microscopio óptico REACTIVOS

Colorante de Wright

Agua destilada o Buffer para tinción de Wright.

Metanol.

Aceite de inmersión. PROCEDIMIENTO 1. Se recolectan 8 mL de sangre venosa en un tubo de ensayo esterilizado y seco, se deja coagular a temperatura ambiente durante unas 2 horas o a 37 °C durante 30 minutos. 2. Se fragmenta el coágulo con varios aplicadores de madera y se retiran los restos del coágulo del suero sanguíneo. La mezcla restante de suero y células se centrifuga durante 20 minutos a 2500 r.p.m. 3. Se retira la mayor parte del sobrenadante con una pipeta, dejando una columna de 5 mm aproximadamente. 4. Se traslada la capa leucocitaria gris bien visible a un tubo Wintrobe y se centrifuga durante 20 minutos a 2500 r.p.m. 5. Se retira cuidadosamente el suero con una pipeta, dejando un estrato de 1 ó 2 mm por enciman de la capa leucocitaria. Con la ayuda de una cánula se toma cuidadosamente la capa leucocitaria para realizar los extendidos, los cuales se tiñen con el colorante de Wright (ver tinción de frotis sanguíneos, págs. 19 - 21). 6. Se observa la placa en el microscopio con los objetivos de pequeño y de gran aumento (10x y 40x respectivamente) para localizar áreas que sugieran la presencia de células LE. Estas áreas se examinan luego con el objetivo de inmersión en aceite (100x).

BIBLIOGRAFÍA

Fundamentos de interpretación clínica de los exámenes de laboratorio. Ruíz-Reyes G. Ed. Panamericana. 1ª. Edición. México. 2004 Química analítica. Skoog D.A., West D.M., Holler F.J., Crouch S.R. Mcgraw-Hill 7ª edición. Interamericana editores. México 2001. Codex del laboratorio clínico. Fuentes X. Castiñeiras M. J. Ferré M. Elseiver. España. 2003.





Iovine, E. y A.A.Selva. El laboratorio en la clínica. 3ª ed., Panamericana, Buenos Aires, Argentina, 1985.

EOSINÓFILOS EN MOCO NASAL (TINCIÓN DE HANSEL)

INTRODUCCIÓN La dificultad en el diagnóstico diferencial entre el asma bronquial y otros síndromes obstructivos, tanto en el adulto como en el niño, es un problema frecuente y conocido. Desde un punto de vista clínico, a veces es imposible hacer la diferenciación lo que obliga a recurrir a diversos exámenes de laboratorio que permitan comprobar o no la presencia de alergia, requisito indispensable para formular el diagnóstico definitivo de asma bronquial. Uno de los elementos que es posible estudiar en el Laboratorio es la secreción nasal. Eyermann en 1927 hizo notar que la eosinofilia de la secreción nasal era un hecho frecuente en pacientes hipersensibles. Murray y Anderson demostraron que es posible diferenciar las rinitis alérgicas de las vasomotoras e infecciosas mediante una tinción especial para eosinófilos en secreción nasal: en las rinitis alérgicas se encuentra gran cantidad de eosinófilos, los que en cambio están ausentes o en escasa cantidad en los otros tipos de rinitis. En base a estos hechos y considerando que la base patogénica de las rinitis alérgicas y del asma bronquial es semejante, numerosos autores han propuesto usar el estudio de los eosinófilos en la secreción nasal como un método más para probar el carácter alérgico de un cuadro bronquial obstructivo. MATERIAL BIOLOGICO:

Secreción nasal EQUIPO:

Portaobjetos

Hisopos estériles

Microscopio óptico REACTIVOS:

Eosina

Azul de metileno

Agua destilada

Etanol al 95% (listo para usar)

Hipoclorito al 1% (listo para usar)

Aceite de inmersión PROCEDIMIENTO:

1. Se realiza el extendido del moco nasal en un portaobjetos limpio. 2. El extendido se deja secar al aire. 3. Se cubre con eosina (preparación Anexo D) y se deja 1 minuto. 4. Se agrega igual volumen de agua destilada y se deja 1 minuto. 5. Se decanta y se cubre con agua destilada hasta remover el exceso de colorante.





6. Se cubre con etanol y se decanta inmediatamente. 7. Se cubre nuevamente con azul de metileno (preparación Anexo D) durante 1 minuto. 8. Se agrega igual volumen de agua destilada y se deja 2 minutos. 9. Se lava hasta remover el exceso de colorante. 10. Se agrega etanol, se decanta inmediatamente y se deja secar al aire. 11. Se examina al microscopio con lente de inmersión (100x).

OBSERVACIONES: Con esta tinción el moco nasal aparece de aspecto homogéneo y de color azul, las bacterias se tiñen azules y se puede distinguir 3 tipos de células: 1. Células epiteliales nasales, con citoplasma azul pálido abundante y núcleo azul no lobulado. 2. Neutrófilos, que tienen núcleos azul lobulado y citoplasma azul pálido y, 3. Eosinófilos, que tienen núcleo lobulado azul y citoplasma con gránulos intensamente eosinófilos (rojos) que permiten distinguirlos con facilidad. RECOMENDACIONES: Si los neutrófilos no se han teñido bien se debe repetir el método desde el punto N° 7. Si los neutrófilos o el moco se han teñido de un azul demasiado intenso se coloca una solución que contenga una gota de hipoclorito al 1% en 30 cc de agua destilada sobre el extendido y se repiten los pasos desde el punto No. 9 en adelante.

BIBLIOGRAFÍA

Cerutl E. Asma bronquial. En MeneghelloJ. Pediatria. Pag. 63. Intermédica, Buenos Aires, 1972. Dees S. Asthma. EnKendig E, Disorders of the Respiratory Tract in Children. W. B. Sauders Co. Pag. 449. Tujt L., Mueller II. Allergy in Children. W. B. Saunders, Philadelphia, 1970. Rhyne M. Pruebas cutáneas: conceptos y realidades. Clínicas Pediátricas de N. A., Febrero, 1969, pag. 227. Mansmann H. Tratamiento del niño con asma bronquial. Clínicas pediátricas de N. A. Mayo, 1968, pag. 357. Diaz C. Bravo L. Ceruti D. Casar C. Valor del recuento de Eosinofilos en secreción nasal en el diagnóstico diferencial de los cuadros bronquiales obstructivos del niño.Rev. ChilenaPediatria. 44, 1973, 341-343. Murray A. and Anderson D. The epidemiological relationship of clinical nasal allergy to eosinophils and to goblet cells in the nasal smears. The J. of Allergy, 43; 1, 1969. Leeks H. and Kravis L. Alergia y eosinófilos. Clínicas Pediátricas de N. A. Febrero, 1969, pag. 125. Epstein R. Sputum Eosinophilia in Obstructive Lung Disease. Annals of Internal Medicine. 75: 317,





1972. Vallejo Martínez, G. Martín Téllez, R. González Canales, A. Mena Ayala, J Reynoso y Delgado, V. Implicaciones de los eosinófilos en el moco nasal de pacientes con diagnóstico posible de rinitis alérgica. AN. ORL. MEX. 52, 2007, 58-62. Sheldom/., Loweell R., and Mathews E. A Manual of Clinical Allergy. Pag. 72. W. B. Saunders Co., Philadelphia, 1967. Palmero DJ. Neumoníaseosinofílicas. 1ª ed. Buenos Aires: Asociación de Alergia, Asma e Inmunología, 1999; pp:1-4.

CITOLOGÍA DE MOCO NASAL INTRODUCCIÓN Como se ha mencionado, la rinitis es la inflamación de la mucosa nasal de cualquier etiología, expresada clínicamente por congestión, estornudos e hipersecreción serosa o mucosa –como síntomas de respuesta fisiológica normal a la irritación-. Para considerarse patológicos deben aparecer al menos de media hora a una hora al día la mayor parte de los días.

Se manejan diversas clasificaciones sin que ninguna se haya aceptado universalmente, por el solapamiento frecuente entre unos grupos y otros. Esto se debe a la necesidad de agrupar enfermedades de etiologías y patogenias diversas (frecuentemente desconocidas), con un espectro de síntomas limitado y reiterativo. Esta situación en la clasificación de las rinitis se traduce en la dificultad de abordaje en la práctica clínica habitual, debido a que es frecuente que coexistan, por ejemplo, una alteración anatómica, con una enfermedad alérgica y problemas irritativos, facilitando, todo ello, la sobreinfección. Se clasifican en agudas o crónicas si la duración es menor o mayor a 14 días. Según su etiología, se clasifican en infecciosas y no infecciosas. En función de su patogenia se dividen en tres grupos: inflamatorias, no inflamatorias y estructurales MATERIAL BIOLOGICO:

Secreción nasal EQUIPO

Portaobjetos

Hisopos estériles

Microscopio óptico REACTIVOS:

Colorante de Wright

Agua destilada o Buffer de colorante de Wright

Metanol

Aceite de inmersión PROCEDIMIENTO:





1. Se realizan dos extendidos del moco nasal en portaobjetos limpios (uno por cada fosa nasal).

2. El extendido se deja secar al aire.

3. Los extendidos se tiñen con el colorante de Wright (ver tinción de frotis sanguíneos, págs. 19 – 21)

4. Se observa al microscopio a 100x y se realiza conteo diferencial de POLIMORFONUCLEARES, MONONUCLEARES y EOSINÓFILOS para obtener el porcentaje en 100 leucocitos.

RESULTADOS: Se reporta el conteo en: POLIMORFONUCLEARES____________ en % MONONUCLEARES _________________ en % EOSINOFILOS______________________ en % NOTA: Reportar otras estructuras de importancia encontradas como son levaduras, hifas entre otros. Interpretación: Eosinófilos en el moco nasal por encima de 20 por campo corroboran la alergia en la etiología. Neutrófilos elevados relacionado con la presencia de infecciones bacterianas agudas. Mononucleares: sugiere procesos infecciosos de tipo crónico. VALORES DE REFERENCIA: Neutrófilos: 70 - 85 % Mononucleares: 5 - 10 % Eosinófilos: 0 - 5 %

BIBLIOGRAFÍA

Mygind N. Nasal Allergy. Ed by Blactwel Scientific Publications, 2 Ed. Oxford, 1982. Mygind N and Weeke B. Allergic and nonallergic rhinitis. In: Allergy PrincipIes and Practice. Ed by E. Middleton, Ch. E. Reed. and E. F. EIlis. 2 Ed. TheMosby Co. St. Louis, 1983: 1101- II 17.

TIPIFICACIÓN SANGUÍNEA

INTRODUCCIÓN Un grupo sanguíneo es una forma de agrupar ciertas características de la sangre que dependen de los antígenos presentes en la superficie de los glóbulos rojos y en el suero de la sangre. Las dos clasificaciones más importantes para describir grupos sanguíneos en humanos son los antígenos AB y el factor Rh. Las transfusiones de sangre entre grupos incompatibles pueden provocar una reacción inmunológica que puede desembocar en hemólisis, anemia, fallo renal, shock, o muerte. Las personas con sangre del tipo A tienen glóbulos rojos que expresan antígenos de tipo A en su superficie y anticuerpos contra los antígenos B en el suero de su sangre. Las personas con sangre del





tipo B tienen la combinación contraria, glóbulos rojos con antígenos de tipo B en su superficie y anticuerpos contra los antígenos A en el suero de su sangre. Los individuos con sangre del tipo O ó 0 (cero) no expresan ninguno de los dos antígenos (A o B) en la superficie de sus glóbulos rojos pero pueden fabricar anticuerpos contra ambos tipos, mientras que las personas con tipo AB expresan ambos antígenos en su superficie y no fabrican ninguno de los dos anticuerpos. A causa de estas combinaciones, el tipo 0 puede ser transfundido sin ningún problema a cualquier persona con cualquier tipo AB0 y el tipo AB puede recibir de cualquier tipo AB0. La denominación «O» y «cero» es confusa, y ambas están muy extendidas. El austriaco Karl Landsteiner designó los grupos sanguíneos a principios del siglo XX. Algunas fuentes indican que O podría deberse a la preposición Ohne, que es "sin" en alemán (Sin antígeno). Sin embargo allí se dice NullBlutgruppe, y casi nunca la alternativa O Blutgruppe. En alemán «O» se dice /o/ y 0 (cero) se dice Null. En inglés «O» se lee /ou/ y a veces el cero se lee /ou/ (por ejemplo en un nº de teléfono). Sistema ABO y O blood-group es de uso mayoritario en inglés. Otros idiomas de Europa mantienen la designación «null», en sus variantes zero,cero,nula, etc. En Latinoamérica es más común «O positivo», evitando la similitud «cero positivo» con el término «seropositivo» -se llama seropositivo al individuo que presenta en sangre anticuerpos que, cuando se le somete a la prueba diagnóstica apropiada, prueban la presencia de un determinado agente infeccioso- que mucha gente relaciona con el retrovirus VIH, causante del SIDA (síndrome de inmunodeficiencia adquirida). MATERIAL BIOLOGICO:

Sangre con EDTA MATERIAL

Papeleta interna del laboratorio

Portaobjetos

Aplicadores REACTIVOS:

Antisuero Anti-A

Antisuero Anti-B

Antisuero Anti-D PROCEDIMIENTO: 1.- Se toma una papeleta interna del laboratorio para tipificación de grupo-Rh y rotularlo con los datos del paciente. 2.- Se coloca una gota de sangre en cada uno de los espacios destinados para la reacción de aglutinación en la papeleta. 2.- Se adiciona una gota de Anti-A, Anti-B, Anti-D respectivamente. 3.- Se mezclan las gotas con un aplicador y se observa la presencia de aglutinación en cada área. RESULTADOS: Si se observa aglutinación con el Anti-A el paciente es tipo sanguíneo “A” Si se observa aglutinación con el Anti-B el paciente es tipo sanguíneo “B”





Si se observa aglutinación con el Anti-A y Anti-B el paciente es tipo sanguíneo “AB” Si NO se observa aglutinación con el Anti-A ni con el Anti-B el paciente es tipo sanguíneo “O” Si se observa aglutinación con el Anti-D el paciente es factor Rh “POSITIVO” Si NO se observa aglutinación con el Anti-D el paciente es factor Rh “NEGATIVO” y se procede a realizar la variante Du.

MÉTODO DE PRUEBA Du INTRODUCCIÓN Du es una variante del antígeno Rho (D). Se encuentra en el locus de caucásicos: Existen dos tipos de Du a) Producido por supresión del gen C en transposición: CDe/Cde, no hereditaria b) Forma congénita Du: CDue/cde. Anticuerpos Rh. El antígeno al ser tipiado con Anti-D, tipean como Rh negativo o dan reacción débil y tardada. Por lo tanto de rutina, a todo paciente Rho (D) negativo se debe determinar la variante Du. Si la prueba por variante Du es negativa, el paciente es tipiado como Rho (D) negativa y variante (Du) negativo Si es positiva, el paciente es Rho (D) negativo y variante (Du) positivo. Este último es considerado Rho (D) positivo y por lo tanto si se utiliza como donador no debe administrarse a recipientes Rho (D) negativo (Du) negativo puesto que dicho recipiente puede producir Anti-D. Como recipientes son considerados como Rho (D) negativo. El cuidado especial que debe hacerse al tipearse por Du es asegurarse que el paciente tiene Test de Coombs. Directo negativo y que no se trate de un paciente que recientemente ha recibido sangre de diferente tipo Rh. También las madres Rho (D) negativo y variante (Du) negativo con hijos Rho (D) negativo y variante (Du) positivo pueden causar Enfermedad Hemolítica del Recién Nacido por Rh. Es decir madre Rho (D) negativa y (Du) negativo puede producir anti-D y si el niño es Rh' positivo, puede causar Enfermedad Hemolítica del R.N. En cambio madre Rho (D) negativo y variante Du positivo no produce Anti-D, pues es para fines prácticos Rho (D) positivo. Además de los anticuerpos mencionados, existen otros anticuerpos Rh capaces de producir reacciones transfusionales, Ej. Anti-Cw, AntiG (CE), Anti V, etc. MATERIAL BIOLÓGICO:

Sangre con EDTA del usuario

Sangre con EDTA Rh positivo (control) EQUIPO

Tubos de ensayo

Pipetas de transferencia

Gradilla

Baño María a 37°C REACTIVOS:

Anti-Rh0 (Anti-D)

Solución salina

Suero antiglobulina humana (Suero de Coombs). PROCEDIMIENTO:





1. Preparar una suspensión de glóbulos rojos al 2% con solución salina 0.9% (20 μL + 980 μL). 2. Colocar dos gotas de la suspensión celular en un tubo de ensayo. 3. Agregue una gota de Suero ORTHO Anti-Rh0 (Anti-D). 4. Incubar a 37°C por 15 minutos. 5. Sacar el tubo del baño maría y lavar las células tres veces con solución salina (en cada lavado se

centrifuga por 3 minutos a 1500 rev/min). Decantar completamente después del último lavado. 6. Añadir dos gotas de Suero antihumano ORTHO* al tubo. Mezclar y centrifugar por un minuto a

1000 rpm. 7. Resuspender el botón celular mediante ligera agitación del tubo y observar presencia de

aglutinación. 8. Interpretación de los resultados:

a) Ausencia de aglutinación: Rh negativo, es decir, Rh0 (D) negativo. b) Presencia de aglutinación: esto indicará que la célula tiene una débil o modificada forma del

facto Rh0 (D) y deberá identificarse como “Du”. NOTA: Todos estos especímenes de sangre Du positivos deberán verificarse con la Prueba de Coombs Directa sobre la célula para eliminar cualquier posibilidad de que la célula no esté específicamente cubierta. En el caso de una prueba de Coombs positiva directa, que siga del procedimiento Du, deberá tomarse en cuenta, que el espécimen de sangre deberá ser considerado como Rh negativo.

BIBLIOGRAFÍA

Huestis, WD, Bobe Jr. Bush, S. "Practieal Blood Transfusión", 2nd Edition, Little Browin and Co.1976. Owen A. C. Bowe, W.G.N., thompson N.J., "The Diagnosis of Bleeding Desorden" 2nd Edition, Little BrowerandCo. 1978. Race R.R. Sanger R. "Blood Groups in man", 2nd Edition, Blachwellsuetigic Publications, 1975.





ANEXO A





ANEXO B

PREPARACIÓN DEL COLORANTE DE WRIGHT

1. Se pesan 3.0 gramos de colorante de Wright en la balanza analítica.

2. El colorante en polvo pesado se transfiere a un matraz y se afora con metanol hasta un volumen final de 1 litro.

3. Agitar hasta su completa homogenización.

4. Agregarle entre 25-30 perlas de vidrio.

5. Posteriormente se almacena a temperatura ambiente en un frasco ámbar en el área de

Hematología y protegido de la luz

6. El frasco ámbar deberá ser rotulado con: número de lote del colorante y del metanol que se utilizó, la fecha de elaboración y el periodo de vigencia. La caducidad será de seis meses a partir de su preparación.

7. El colorante deberá ser homogenizado y filtrado previo a su uso.

ANEXO C

MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. 2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas. 3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x ó 10x. 4. Para realizar el enfoque:

a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.

b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.





Empleo del objetivo de inmersión: . Bajar totalmente la platina.

a. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.

b. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de x40.

c. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz. d. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión. e. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la

gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.

f. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aún menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.

g. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.

h. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.

i. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel suave. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.

MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.

2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.

3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.

4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio. 5. Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo

con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.

6. No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador).

7. El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo





agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular. 8. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido,

secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en alcohol-acetona.

9. Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión.

ANEXO D

PREPARACIÓN DE REACTIVOS PARA TINCIÓN DE HANSEL

1. Eosina 1/200 pesar 0,30 grs. de eosina en 60 ml. de alcohol metílico.

2. Azul de metileno 1/100 pesar 0,60 grs. de azul de metileno en 60 ml. de alcohol metílico.

3. Agua destilada.

4. Mezclar la eosina y el azul de metileno hasta su completa homogenización.

5. Posteriormente se almacenan tanto la eosina como el azul de metileno en un frasco ámbar, a una temperatura ambiente y protegidos de la luz en el área de Hematología

6. El frasco ámbar deberá ser rotulado con el nombre del colorante, la fecha de elaboración y el

periodo de vigencia de caducidad que es de 6 meses a partir de su de elaboración.

7. Los colorantes deberá ser homogenizado previo a su uso.

4.- DOCUMENTOS DE REFERENCIA

Código

Nombre del documento Lugar de

almacenamiento

N/A NOM-007-SSA3-2011 Para la organización y funcionamiento de los laboratorios clínicos

LACSC

N/A NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002 Protección ambiental - Salud ambiental - Residuos peligrosos biológico infecciosos - Clasificación y especificaciones de manejo.

LACSC

MGC-DGPLANEI-CC-01

Manual de Gestión de la Calidad Página Web del SGC

N/A Guía rápida. Analizador SYSMEX serie XS LACSC

N/A Manual del analizador HEMATOLOGÍA XS-1000i LACSC





5.- CONTROL DE REGISTROS

Identificación

Nombre del registro Lugar de

almacenamiento

Responsable de su

protección

Tiempo de

retención

Disposición de los

registros

F-FQUI-LAC-18

Pruebas de hemostasia primaria Área de trabajo

Responsable de área

1 año Archivo muerto

F-FQUI-LAC-20

Hematología Área de trabajo



F-FQUI-LAC-21

Citología Área de trabajo



F-FQUI-LAC-24

Formato para el registro diario de la temperatura del

refrigerador

Área de trabajo



F-FQUI-LAC-

40 Formato para el registro diario

de temperatura del congelador LACSC

Responsable

de Área el

Área.

1 año Archivo

Muerto

F-FQUI-LAC-48

Hoja estadística de estudios Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC 52

Control y Preservación de Reactivos

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-54

Bitácora de mantenimiento y uso diario del Sysmex XS-1000i

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-72

Parámetros hematológicos Área de trabajo



F-FQUI-LAC-97

Bitácora de mantenimiento y uso diario de rotador de sangre

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-98

Bitácora de mantenimiento y uso diario de contadores

celulares

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-102

Bitácora de mantenimiento y uso diario de la balanza

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-103

Bitácora de mantenimiento y uso diario del microscopio

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-108

Bitácora de mantenimiento y uso diario del baño maría

Área de trabajo


1 año Electrónico

F-FQUI-LAC-110

Bitácora de mantenimiento y uso diario de la centrífuga

Área de trabajo


1 año Electrónico





6.- GLOSARIO

6.1 .- SIGLAS UADY: Universidad Autónoma de Yucatán LACSC: Laboratorio de Análisis Clínicos de Servicio a la Comunidad

6.2 .- DEFINICIONES Muestra biológica. Parte anatómica o fracción órganos o tejido, excreciones o secreciones obtenidas de un ser humano o animal vivo o muerto para su análisis. Usuario. Cualquier persona que acuda al laboratorio para solicitar algún análisis clínico Formato de Trabajo. Término que engloba a todos los formatos utilizados para reportar los resultados de sus análisis.

7.- CONTROL DE REVISIONES

Nivel de revisión

Sección y/o página

Descripción de la modificación y mejora Fecha de

modificación

01 20 Descripción de la tinción de frotis con el colorante de Wright.

18 de Febrero 2009

02 2 y 3 Modificaciones en el diagrama y actividades. 28 de Mayo 2009

03 1, 24 y 38 Modificación del orden de las políticas, cambio en los tiempos de centrifugación en el análisis de células LE y creación del Anexo C.

14 de Octubre de 2009

04

4 9, 19 y 27

8, 15, 24, 26, 29-31 y 34

Adición de la lista de trabajo. Modificación de la técnica. Ortografía.

23 de Abril de 2010

05

2 3 – 8 22

1 – 40

Cambio de responsable de área. Se eliminó Directorio y Prefacio. Cambio en el diagrama de procesamiento. Redacción de actividades y manejo del Sysmex adecuado al nuevo Software del laboratorio (Syslabs). Cambio de figura 5. Ortografía y redacción.

14 de Marzo de 2011

06 1 Cambio de responsable de área.

5 de Septiembre de 2011

07 29 Se agregó técnica para la prueba de Fragilidad osmótica de los eritrocitos. Cambio al nuevo formato para instructivos.

2 de Noviembre de

2012





08 38 Se modificó el nombre del Responsable Sanitario 9 de Julio de 2013

09

1 3

23 – 24 38

Modificación de la descripción de la operación en el apartado referente a los resultados del proceso. Se agregó la descripción detallada del encendido del equipo Sysmex XS-1000i Ortografía y redacción Cambio de Director de la Facultad de Química

15 de Agosto de 2013

10

1

36

38

Se agregan actividades a la “Descripción de la operación”. Se adicionaron la Guía rápida del analizador SYSMEX serie XS y Manual del analizador HEMATOLOGÍA XS-1000i a los documentos de referencia Se modificó el nombre del Responsable Sanitario.

12 de Noviembre de 2013

11 1

12

30

Se agregó una opción de marcado de muestra. Se modificó una marca de material de control de calidad. Se modificó la preparación del reactivo azul de cresil brillante. Se agregó el formato para el reporte de la Fragilidad Osmótica Eritrocitaria, el consumo de reactivos y el control y preservación de reactivos

20 de Agosto de 2014

12

1, 2, 7, 7, 8, 9, 12, 21, 22,

24, 29, 30, 36, 37, 40

Todo el documento

Cambio de responsable de área. Se agregan modificaciones a la “Descripción de la operación”, se modifica la bibliografía, se agregaron anexos (D, E, F, G) Cambio al nuevo formato de la DGPLANEI

25 de Marzo de 2015

13

1, 2, 3

44

Se eliminó la anotación de código de barras y se ordenó la información introductoria. Cambio de Responsable sanitario Cambio de Responsable de área

07 de Septiembre de 2015





14

11

14

23

32-34

36

39

40 1

Adecuación de la técnica del conteo manual de plaquetas. Corrección acerca de la utilización del colorante, azúl de cresil brillante, ya que no se prepara. Se adquiere listo para su uso. Se eliminó de la redacción el Anexo F( preparación del colorante). Se cambia la letra del Anexo E (preparación de reactivos para tinción de hansel). Pasa a ser Anexo D. Se eliminó la prueba de Fragilidad Osmótica de los Eritrocitos. En la preparación del colorante de Wright se modificó de 2.2 a 3.0 g la cantidad que se utiliza del colorante para su preparación. Se eliminó el Anexo D (preparación de oxalato de amonio al 1%). Y la preparación de reactivos para tinción de Hansel cambio de Anexo E a Anexo D. Se eliminaron los Anexos F y G Se integraron los formatos F-FQUI-LAC-98, F-FQUI-LAC-97, F-FQUI-LAC-102, F-FQUI-LAC-103, F-FQUI-LAC-108, a este instructivo. Se modificó el F-FQUI-LAC-54. Se modificó la descripción de la operación.

12 de septiembre de 2016

15 1 Se incluyó el mantenimiento y uso diario de la bitácora de centrífugas F-FQUI-LAC-110

7 de abril de 2017

16 Sección 7 Cambio de responsable sanitario. Sustitución de la palabra SysLabs por Software de laboratorio.

9 de mayo de 2018

Nota: Ésta sección será utilizada a partir de la primera modificación a este documento. La revisión 00, se mantendrá en blanco.

Elaboró

M en C Carmen Josefa Quintero Carrillo Responsable área de Hematología

Revisó

M. en C. Martha L. Mena Reynoso Responsable sanitario

Aprobó

Dra. Zulema Osiris Cantillo Ciau Directora de la Facultad de Química

Las firmas avalan la responsabilidad de las personas que: elaboran el documento, revisan su adecuación y aprueban para su implementación dentro del Sistema de Gestión de la Universidad Autónoma de Yucatán.

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1.-OBJETIVO 2.- ALCANCE 3.- DESCRIPCIÓN DE LA … · El procesamiento del control de calidad interno Biorad de manera manual, se realiza como muestra sin diferencial según “Guía