Pontificia Universidad Católica de Valparaíso Fundación Isabel Caces de Brown Estación Experimental La Palma

Casilla 4-D, Quillota-Chile Teléfonos 56-32-274501- 56-33-310524

Fax 56-32-274570, 56-33-313222 http://www.agronomia.ucv.cl

TALLER DE LICENCIATURA

“EVALUACIÓN DE OCHO CEPAS NATIVAS DE

METARHIZIUM ANISOPLIAE VAR. ANISOPLIAE (METSH.) SOROKIN., PARA EL CONTROL DE ALEUROTHRIXUS

FLOCCOSUS MASKELL”.

Title:

“EVALUATION OF EIGHT NATIVE STRAINS OF METARHIZIUM ANISOPLIAE . VAR. ANISOPLIAE (METSH.) SOROKIN., FOR THE CONTROL OF ALEUROTHRIXUS FLOCCOSUS

MASKELL”.

Alumno: Gonzalo Allendes Lagos. Profesor Guía: Eugenio López L.

Profesor Corrector: Eduardo Gratacós N.

QUILLOTA, JUNIO DEL 2007.

“Buscad primero el reino de Dios y todo os será dado” Mt 6, 33.

Agradecimientos

En primer lugar quiero dar gracias a Dios por darme la vida, esta profesión y proveer para

que este sueño sea una realidad, y a todas las personas que fueron parte de esta

aventura.

A Jorge y Marcela, mis padres, por su amor, oraciones, confianza y apoyo incondicional.

A Marcela y Andrés, gracias por todo. A mis pequeñas motivaciones, mis sobrinos

Andresito, Martín y al bebé que está por nacer. A Paulina y Silvana gracias por su apoyo y

cariño. A mi familia gracias, los amo.

A Carolina, por su amor incondicional, ayuda, paciencia, comprensión y apoyo; eres mi

amiga, mi cómplice, mi otra mitad.

A la 4º comunidad Neocatecumenal de la parroquia San Felipe Neri, a la cual pertenezco,

por sus oraciones, ayuda y amor desinteresado.

También agradezco sinceramente a las personas que hicieron posible esta investigación.

A mi profesor guía Eugenio López, por confiar en esta idea.

A mi profesor corrector Eduardo Gratacós, por los consejos en este escrito.

A los investigadores del INIA Quilamapu, Marcos Gerding y Marta Rodríguez por sus

conocimientos, experiencias, materiales y consejos dados gratuitamente para el desarrollo

de este taller de licenciatura.

A Don Carlos por sus oportunas correcciones y ayuda bibliográfica en este escrito.

A mis compañeros de estudio y a todas las personas que de alguna forma colaboraron en

la realización de este trabajo.

Índice de Materias

Resumen. Summary. 1. Introducción. 11.1. Objetivo general. 21.1.1. Objetivos específicos.

2

2. Revisión bibliográfica. 32.1. Mosquita blanca. 32.1.1. Origen y distribución geográfica. 32.1.2. Posición sistemática. 32.1.3. Hospederos. 32.1.4. Ontogenia y etología de la plaga. 42.1.4.1. Adulto. 42.1.4.2. Huevo. 52.1.4.3. Ninfa. 52.2. Alternativas de control. 62.2.1. Control cultural. 62.2.2. Control químico. 72.2.3. Control biológico. 72.2.3.1. Insectos controladores. 72.2.3.2. Bioinsecticidas. 82.2.3.3. Hongos entomopatógenos. 92.2.3.4. Género Metarhizium. 112.3. Antecedentes.

12

3. Materiales y métodos. 143.1. Lugar del experimento. 143.2. Materiales. 143.3. Metodología y descripción de los ensayos. 143.3.1. Obtención de la solución insecticida. 153.3.2. Evaluación del control sobre Aleurothrixus floccosus. 163.4. Diseño estadístico.

19

4. Presentación y discusión de resultados. 214.1. Efecto de Metarhizium anisopliae sobre ninfas de Aleurothrixus floccosus.

21

5. Conclusiones.

28

6. Literatura citada.

29

Anexos

Resumen

La mosca blanca algodonosa de los cítricos (Aleurothrixus floccosus Maskell.), es una de las tres plagas más importantes de la citricultura en Chile. El control por años con insecticidas sintéticos ha provocado desequilibrios entre las poblaciones de la plaga y sus enemigos naturales, sumado a esto, la aparición de un hiperparasitoide han mermado la capacidad de control por parte de entomófagos. Los entomopatógenos no han sido evaluados sobre esta plaga en Chile y podrían constituir una herramienta adicional de control. El objetivo de este trabajo fue evaluar el control de ocho cepas de Metarhizium anisopliae Var. anisopliae (Metsh.) Sorokin, con el propósito de buscar una alternativa limpia y ecológica, capaz de complementar la acción de insectos controladores. En la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Quillota, Chile; se evaluaron ocho cepas de M. anisopliae. Con concentraciones de 108 conidias.ml-1., y un testigo. Los tratamientos fueron distribuidos en un diseño completamente al azar con diez repeticiones. El efecto de los tratamientos se determinó mediante la mortalidad de ninfas de A. floccosus. Se observó un efecto sobre la mortalidad sólo en tres cepas, llegando a un 44% de mortalidad con la cepa QuM984, a un 20% con la cepa QuM253, un 18,5% con la cepa QuM151b. En los tratamientos QuM430, QuM363, QuM143, QuM558 y QuM82 no se encontró diferencia con el testigo. Al activar la virulencia del hongo en cámaras húmedas, sólo la cepa QuM984 aumentó la mortalidad a un 66%. Los resultados indican la posibilidad de utilizar las cepas significativas como complemento al control biológico ejercido por entomófagos e incluirlas a un plan de manejo integrado.

Summary

Citrus woolly whitefly (Aleurothrixus floccosus Maskell), is one of the three most important pests of the Chilean citrus production. For years the control with synthetic insecticides has caused imbalances between the pest populations and their natural enemies; in addition, the occurrence of a hyperparasitoid has decreased the controlling capacity by entomophagous species. The entomopathogens have not been evaluated on this pest in Chile and might constitute an additional way of control. The aim of this study was to evaluate the control of eight different strains of Metarhizium anisopliae var. anisopliae (Metsh.) Sorokin., in order to search a clean and ecological alternative able to complement the action of controlling insects. In the Faculty of Agronomy of the Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Quillota , Chile, eight M. Anisopliae strains were evaluated; with concentrations of 108 conidia .ml-1., and one control. The treatments were distributed in a completely randomized design with ten repetitions. The effect of the treatments was determined by observation of the mortality of nymphs of A. floccosus. An effect over mortality was seen only in three strains, reaching 44% of mortality with the QuM984 strain, 20% with the QuM253 strain, and 18.5% with the QuM151b strain. In the treatments QuM430, QuM363, QuM143, QuM558 and QuM82 no difference with the witness was detected. When activating the virulence of the fungus in humidity chambers, only the QuM984 strain increased the mortality to 66%. The results indicate the possibility of using the significant strains as a complement to the biological control exerted by entomophagous species and including them to an integrated management plan.

1. Introducción

Aleurothrixus floccosus Maskell o mosquita blanca algodonosa, es una plaga de cítricos

que durante el final de la década de los noventa adquirió gran importancia en huertos de

limoneros debido a las grandes presiones de pesticidas usados en su control (López,

1998). Este insecto causa daños directos a los árboles mediante la succión de savia e

indirectos por la secreción de mielecilla por parte de la plaga, la cual atrae hormigas y

favorece el desarrollo de fumagina (Capnodium sp.), que mancha las hojas y frutos en

ataques severos (Apablaza, 1994; Orozco et al., 2000).

Durante años el uso de insecticidas químicos se convirtió en la única herramienta para su

control, ya que representaba un arma de rápido efecto, bajo costo y de amplio espectro de

acción (Asaff et al., 2002). Si bien los insecticidas químicos han permitido un control

eficaz de las plagas, se ha establecido que estos compuestos son altamente perjudiciales

para la salud humana y los ecosistemas; además, por su persistencia en el medio

ambiente, favorecen la selección de los insectos plaga resistentes a ellos, lo que ha

motivado el uso de dosis cada vez mayores o productos cada vez más tóxicos,

incrementando los costos de producción, generando contaminación ambiental y

desequilibrio de los agroecosistemas (Lucero et al., 2004). Actualmente se trabaja para

limitar la aplicación de los insecticidas químicos y promover el manejo integrado que

incluya otras formas de control, efectivas y menos contaminantes, como trampas y el

control biológico (Asaff et al., 2002).

Los desequilibrios producidos por el uso indiscriminado de pesticidas en los campos de

Chile por largos años (Gerding, 2006)∗, ha mermado la efectividad de los parasitoides

benéficos Amitus spiniferus Bretes. (Hym. Plastygasteridae), introducido en 1965 y 1968

por el Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias y Cales noacki How (Hym.

Aphelinidae) de origen nativo (Prado, 1991; Ripa y Rodríguez, 1999), trayendo consigo un

aumento de la población plaga y por lo tanto de su importancia económica.

Además, desde 1997 se ha detectado en las principales zonas citrícolas del país un ∗ GERDING, M. Ing. Agr. Msc. Investigador Entomología Agrícola. Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias. Centro Regional de investigación Quilamapu. Chillan. Comunicación Personal.

hiperparasitoide (Signiphora sp.), el cual se desarrolla sobre las ninfas ya parasitadas

(Ripa y Rodríguez, 1999), disminuyendo aun más la efectividad de los controladores

biológicos.

Frente a esta situación, se hace necesario la búsqueda de otros mecanismos de control

que conjuguen producción sustentable e inocuidad sanitaria. Uno de ellos es el uso de

biopesticidas, el cual utiliza como ingredientes activos microorganismos o derivados de

éstos, como hongos, bacterias, virus y nematodos patógenos de insectos.

En Chile no existen antecedentes de trabajos con hongos entomopatógeno para el control

de la mosquita blanca algodonosa de los cítricos y considerando la importancia de contar

con alternativas no contaminantes dentro de un manejo integrado de plagas, la evaluación

de biocontroladores es prioritario en la búsqueda de nuevos productos para el combate de

ella (Orozco et al., 2000), motivando la realización de este estudio.

Hipótesis.

La inoculación con esporas de Metarhizium anisopliae Var. anisopliae (Metsh.) Sorokin

controla en forma efectiva poblaciones de mosquita blanca algodonosa.

1.1 Objetivo general.

Determinar el efecto de ocho cepas nativas de hongo entomopatógeno: Metarhizium

anisopliae. Var. anisopliae (Metsh.) Sorokin. en el control de la mosquita blanca

algodonosa de los cítricos (Aleurothrixus floccosus Maskell).

1.1.1 Objetivos específicos.

• Evaluar el control de ninfas de la mosquita blanca algodonosa tratadas con

distintas cepas de M. anisopliae.

• Evaluar la efectividad de las distintas cepas de M. anisopliae.

2. Revisión bibliográfica

2.1 Mosquita blanca.

2.1.1 Origen y distribución geográfica.

La mosquita blanca algodonosa es originaria de la región neotropical (Llorens y Garrido,

1990), recientemente introducida a las zonas mediterráneas. En nuestro país la plaga se

distribuye desde la primera hasta la octava región (González, 1989; Prado, 1991),

asociadas a diez especies de plantas cultivadas (Prado, 1991).

2.1.2 Posición sistemática.

Las mosquitas blancas pertenecen al orden de los Homópteros, suborden Sternorrhyncha,

familia Aleyrodidae (Artigas, 1994).

El orden Homóptera es un grupo heterogéneo de insectos exclusivamente terrestres, de

tamaño y aspecto muy variables. Su régimen alimenticio es exclusivamente fitófago,

especializado en la succión de savia, obtenida de partes de la planta como hojas, tallos,

flores y frutos. (Artigas, 1994). A. floccosus se alimenta principalmente en hojas y brotes

tiernos.

2.1.3 Hospederos.

Esta plaga es de carácter primario afectando a la mayoría de las especies cítricas, siendo

esta A. floccosus una de las tres más importantes (Ripa y Rodríguez, 1999). Entre las

especies que ataca se encuentran limoneros, limas, naranjos, pomelos, mandarinos

(González, 1989) e incluso a otra, como el guayabo (Prado, 1991). En Chile la superficie

estimada de frutales cítricos alcanza las 18.400 ha. (Ciren, 2006), siendo uno de los

grupos más importantes de la producción frutícola nacional.

2.1.4 Ontogenia y etología de la plaga.

Los insectos son pequeños, 2 a 3 mm de largo. Cuerpo y alas cubiertos de una sustancia

cerosa blanca. Poseen dos pares de alas, su cabeza es pequeña, con ojos compuestos

grandes y dos ocelos dorsales, antenas de siete segmentos. (González, 1989)

En condiciones normales el ciclo de vida de la mosquita blanca dura 48 días, separados

de la siguiente manera: huevo ocho-nueve días, ninfa 26 a 27 días y adulto 13 días

(Passos de Carvalho, 1994)

2.1.4.1 Adulto.

Luego de la metamorfosis el adulto mantiene sus alas plegadas, su cuerpo es de color

amarillo limón, con dos pares de alas membranosas, hialinas y pobres nerviaciones. Las

hembras poseen abdomen aperado. El macho es más pequeño que la hembra y posee la

parte terminal del abdomen más alargada. Tanto las alas como el cuerpo se cubren de

secreciones pulverulentas blancas, secretadas por glándulas de cera ventrales y que el

insecto desprende y reparte con ayuda de las tibias de sus patas. Los ojos compuestos,

están formados por dos áreas de ommatidas unidas, la superior de color rojo y la inferior

más oscura (Llorens y Garrido, 1990).

En general la reproducción es sexual. La cópula es de forma lateral, ya que los machos se

sitúan paralelamente a las hembras. En algunas especies, es frecuente ver dos machos,

uno a cada lado de la hembra, o incluso tres machos junto a una misma hembra (Llorens

y Garrido, 1990).

Las hembras, en campo ponen un número variable de huevos, de acuerdo a las

características individuales de fecundidad y del ambiente. En condiciones normales las

hembras ponen como promedio, 100 a 200 huevos repartidos en varias posturas (Passos

de Carvalho, 1994).

Ambos sexos son poco activos, permaneciendo la mayor parte del tiempo posados en la

parte inferior de las hojas, sobretodo las hembras cuando se encuentran realizando la

postura. Efectúan vuelos limitados cuando son perturbados. Este comportamiento normal

a nivel de plantas no significa que los adultos tengan una gran capacidad de dispersión

(Passos de Carvalho, 1994).

2.1.4.2 Huevo.

Es de forma oval, alargada, de color blanco, con la cara ventral más aplanada y la parte

dorsal más convexa. En la parte superior se observa una prolongación llamada “pedicelo”

que sirve para la fijación del huevo en la hoja, el cual es corto en comparación con otras

especies de la misma familia. Los huevos se ubican en forma de semicírculo o círculo

completo. A medida que éste madura cambia a color marrón oscuro, hasta el noveno día

cuando eclosiona (Llorens y Garrido, 1990).

2.1.4.3 Ninfa.

A partir del noveno día, la ninfa eclosiona, es móvil (etapa móvil) posee tres pares de

patas, un par de antenas y un par de sedas caudales, camina lentamente en el envés de

la hoja dejando pequeñas secreciones cerosas pulverulentas alrededor de su cuerpo,

buscando un lugar de fijación. Una vez fijada (etapa N-1), secreta a partir de glándulas

cerígenas, ocho tubérculos de secreción cérea, luego efectúa la primera muda (etapa N-

2), su cuerpo es de color amarillo brillante, las patas y antenas se reducen, desaparecen

algunas glándulas de cera apareciéndoles otras. Efectúa una segunda muda (etapa N-3)

desaparecen las glándulas de cera dorsales y la glándula marginal adquiere mayor

importancia, ya que genera abundante cera para cubrir su cuerpo. La tercera muda es la

definitiva (etapa N–4) su cuerpo se aplana, y las secreciones aumentan. En la última

etapa la ninfa sólo tiene transformaciones internas que darán origen al adulto (Llorens y

Garrido, 1990).

Fuente: Passos de Carvalho, 1994.

Figura 1. Ciclo de vida de A. floccosus.

2.2. Alternativas de control.

2.2.1. Control cultural.

El control cultural tiene como objeto otorgar condiciones adversas a determinadas plagas

reduciendo su incidencia en el cultivo (Ripa y Rodríguez, 1999). Para la mosquita blanca

algodonosa no existen manejos culturales específicos. Algunos manejos que pueden

afectar a la plaga en forma indirecta son:

a.- Eliminar ramas que estén en contacto con el suelo (“levantar faldas”), esto facilita el

control de las hormigas, que se alimentan de las secreciones azucaradas de la plaga.

b.- Favorecer la entrada de luz mediante podas. La luz solar deshidrata y mata a las

ninfas jóvenes que aun no han formado su capa cérea.

c.- Mantener una discreta cantidad de vegetación herbácea con el fin de permitir la

presencia de flores para alimentar y brindar refugio a enemigos naturales.

d.- Limitar la fertilización nitrogenada que incide en el ataque de insectos homópteros.

e.- Eliminar posibles fuentes de inoculo como restos de poda que presenten el hongo

fumagina (Capnodium sp.) (Ripa y Rodríguez, 1999).

2.2.2. Control químico.

Para el control de la mosquita blanca algodonosa se pueden utilizar distintos tipos de

insecticidas, donde destacan los de contacto, ingestión, sistémicos e inhibidores de

quitina:

a.- Los Organofosforados como clorpirifos, diazinon, dimetoato, dichlorvos, los que

desarrollan su acción por contacto, ingestión e inhalación.

b.- El Carbamato como el metomilo que actúa, tanto por contacto como por ingestión y el

N-methylcarbamato como oxamilo que actúa en forma sistémica, por contacto e ingestión.

c.- El Neonicotinoide como thiametoxan que actúa por contacto e ingestión

d.- Los Cloronicotinil como imidacloprid o acetamiprid que actúan por contacto e ingestión,

sistémico y traslaminar.

e.- La Tiadizina como buprofezin que actúa como inhibidor de quitina y sistémico (Afipa,

2006).

2.2.3. Control biológico.

Control biológico es la manipulación intencional de las poblaciones de los enemigos

naturales de los insectos plaga para limitar su población, siendo utilizado como forma de

control actual en A. floccosus. A estos organismos se les llama agentes de control y entre

ellos se encuentran insectos depredadores y parasitoides, así como microorganismos

patógenos de insectos (Asaff et al., 2002). El éxito de estos agentes, dependerá del

conocimiento de su biología, fisiología y genética, del ambiente donde actúan y de la

interacción con los hospedantes o presas (Hokkanen y Pimentel, 1984; Prior, 1992; Hayek

y St. Leger, 1994).

2.2.3.1. Insectos controladores.

Para las mosquitas blancas existen dos formas de control, los parasitoides y los

depredadores. Dentro de los parasitoides encontramos dos especies, Amitus spiniferus

(Brethes), Hymenóptera, Platygasteridae; que parasita en ninfas dando una coloración

oscura, introducido a Chile en 1965 y 1968 por el Instituto Nacional de Investigaciones

Agropecuarias y por Cales noacki How, Hymenóptera, Aphelinidae, nativo, que al

parasitar torna las ninfas de una coloración amarilla (Ripa y Rodríguez, 1999).

Prado (1991), además de estos parasitoides cita la especie Encarsia porteri (Mercet),

Hymenóptera, Aphelinidae.

Dentro de los depredadores encontramos larvas de sírfidos Allograpta pulcra Shannon y

Allograpta hortensis (Phil.) (Ripa y Rodríguez, 1999). Los coleópteros Cryptolaemus

monstruozieri (Muls.), Scymmillus sp., y el neuróptero Chrysopa rufilabris Burm (Artigas,

1994).

2.2.3.2. Bioinsecticidas.

Los biopesticidas son aquellos productos utilizados para controlar plagas que tienen como

ingrediente activo un organismo vivo o una partícula viral (Devotto et al., 2000).

Formulaciones comerciales de microorganismos son conocidas como bioinsecticidas e

incluyen a diferentes géneros y especies de bacterias, hongos, nemátodos y virus. Estos

microorganismos, denominados entomopatógenos, son específicos: afectan sólo a

determinados grupos de insectos (hospedero) y son inofensivos, para insectos benéficos,

humanos y otros organismos superiores (Asaff et al., 2002), ya que, al no tener efectos

colaterales como toxicidad o contaminación ambiental, no representa peligro en su uso

(Lozano et al., 2000).

Ejemplos de estos productos de probada efectividad lo constituyen los bioinsecticidas

Green Guard® a base de Metarhizium anisopliae var. acridum producido para el control

de langostas en cultivos en Australia, Micos Plag® a base de Metarhizium anisopliae,

Beauveria bassiana y Paecilomyces lilacinus, producido para el control de diversas plagas

en Colombia como trips, áfidos, ácaros, broca del café, nemátodos, etc. Otros productos

latinoamericanos son Mycotrol ES®, Naturalis-L®, Mycotech®, Conidia® (Beauveria

bassiana), Tracer® (Saccharopolyspora spinosa), entre otros (Orozco et al., 2000; Ramos

et al., 2000; Valle et al., 2003).

El control biológico mediante biopesticidas, como lo señala Fransen (1990), combinado

con el uso de prácticas culturales y hospedantes menos susceptibles, representan una

alternativa viable para el manejo de plagas y reduce la dependencia a los plaguicidas

sintéticos.

El entendimiento de las relaciones entre patógenos-hospedantes y su integración con el

ambiente son importantes para el desarrollo y la utilización de estos organismos en

condiciones de campo (Alves et al., 1998).

2.2.3.3. Hongos entomopatógenos.

Los hongos son el segundo grupo de organismos más grande del mundo, después de los

insectos. Estos participan en todos los procesos biológicos, adquiriendo un rol vital en la

evolución de la vida terrestre, en la dinámica de los ecosistemas y el mantenimiento de la

biodiversidad (Hawksworth, 1991).

El término entomopatógeno designa a aquellos microorganismos (bacterias, hongos,

nemátodos) y virus que son capaces de matar insectos (Devotto et al., 2000) o mantener

a las plagas en niveles que no causan daño económico a los cultivos (Tanzini et al.,

2001). Son parásitos obligados o facultativos de insectos, con una alta capacidad de

esporulación, sobrevivencia y parasitismo, sus mayores ventajas están en la

manipulación, adaptación a diferentes ambientes, especificidad y capacidad de

penetración directa a través del tegumento (France et al., 2003).

Los hongos generalmente penetran en el insecto a través de su cutícula externa,

actuando como insecticidas de contacto. Esta cualidad única les permite ampliar el

espectro de hospederos y atacar a insectos chupadores que son vectores de bacterias y

virus, entre otros (Cornell University, 2007). Las esporas de los hongos son las que

inician el proceso patogénico, luego de su adhesión a la superficie de los insectos. Una

vez adheridas, las esporas germinan y empiezan a penetrar a través de la cutícula gracias

a una combinación de presión mecánica y acción enzimática que va degradando esta

estructura externa. Dentro del insecto, los hongos empiezan rápidamente a crecer y a

producir toxinas que les permiten evadir la respuesta inmune del insecto (Asaff et al.,

2002; Corral et al., 2006), este modifica su comportamiento, deja de alimentarse, reduce

su movimiento y finalmente muere (Devotto et al., 2000; Corral et al., 2006; Cornell

University, 2007).

Una vez que el hongo ha consumido todos los nutrientes y tejidos del insectos, emerge y

produce esporas, continuando con el ciclo patogénico (Asaff et al., 2002).

Hasta la fecha se han identificado mas de 750 especies de hongos entomopatógenos,

pero sólo unos cuantos se usan comercialmente, entre los que se encuentran Beauveria

bassiana, Metarhizium anisopliae (que son las más estudiadas y utilizadas, debido a su

eficiencia y a la facilidad de multiplicación) (Azevedo y Melo, 1998), Paecilomyces

fumosoroseus y Verticillium lecanii que es la especie más estudiada y utilizada para el

control de la mosca blanca (Ramos et al., 2000; Asaff et al., 2002).

A nivel mundial, las dos especies más frecuentes y estudiadas son Beauveria bassiana y

Metarhizium anisopliae. Estos hongos se conocen comúnmente como “muscardin” blanco

y “muscardin” verde, respectivamente, debido al color que toma el micelio una vez que ha

terminado de producir esporas. El nombre “muscardin” se debe a la semejanza que

adquiere el insectos parasitado con un confite italiano de ese nombre, muy común en el

siglo XIX, cuando se inició su estudio (Devotto et al., 2000). La palabra se aplicó primero a

la conocida enfermedad (muscardina blanca) del gusano de seda, causada por el hongo

Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. También ha sido usada para referirse a la enfermedad

(muscardina verde) del escarabajo gallo del trigo y otros insectos, causada por

Metarhizium anisopliae (Metsh.) Sorokin (De Bach, 1968).

De Bach (1968), destaca que en un comienzo, la mayoría de los estudios de estos hongos

entomopatógenos, fueron realizados en escamas y mosquitas blancas.

Las enfermedades fungosas en los insectos son comunes y frecuentes, muchas veces

logran reducir las poblaciones de insectos por epizootias significativa y virtualmente todos

los insectos son susceptibles a estas enfermedades (Hajek y St. Leger, 1994). Bustillo y

Marín (2002), plantean que la eficacia de estos hongos en campo esta relacionada con la

temperatura ambiental y la humedad relativa.

Rodríguez y Del Pozo (2003), destacan que más de 20 especies de hongos se han citado

infectando moscas blancas.

Una vez que el hongo esporula desde dentro del insecto el rendimiento de esporas esta

determinado por la cepa y por el estado de la misma, varia desde 5 x 103 hasta 2,5 x 1011

conidias.g-1. de polvo. Generalmente, las cepas de B. bassiana tiene mejor rendimiento

que las de M. anisopliae y entre las cepas de una misma especie también existen

diferencias de rendimiento (Monzón, 2001).

Comercialmente el hongo es reproducido en distintos sustratos, siendo el más común el

arroz esterilizado, de donde se extrae las esporas por medio de aspiración. Una vez que

se tiene toda la información de rendimiento (número de conidias/g. y viabilidad), se

determina la cantidad de hongo cosechado (polvo) necesarios para alcanzar la dosis de

campo que es equivalente a 1012 conidias.ha-1. Toda esta información sobre el

rendimiento es fundamental para la formulación del hongo (Monzón, 2001).

2.2.2.4. Género Metarhizium.

Las infecciones con Metarhizium anisopliae, son similares en muchos aspectos a las

causadas por otros hongos entomopatógenos. La muscardina verde fungosa fue

descubierta por Metshnikoff, en 1979, infectando larvas del escarabajo gallo del trigo. Este

científico ruso estudió la enfermedad y vislumbró su uso práctico en el control de los

insectos. También apareció una evidencia de la importancia de las epizootias naturales en

la reducción de las poblaciones de insectos. Desde su descubrimiento se ha encontrado

un gran número de insectos infectados con Metarhizium, hasta 75 especies sólo en

Norteamérica (De Bach, 1968).

Metarhizium anisopliae (Metsh.) Sorokin, pertenece a la subdivisión Deuteromycetes,

clase Hyphomycetes, orden Moniliales, familia Moniliaceae (Tanada y Kaya, 1993; Barnett

y Hunter, 1998). El género Metarhizium es conocido por ser parásito de insectos (su modo

de acción se describe en el punto anterior), aunque en el suelo puede actuar como

saprófito (Barnett y Hunter, 1998; Corral et al., 2006). Puede llegar a atacar naturalmente

a más de 300 especies de insectos de diversos órdenes (Gomes et al., 1997; Monzón,

2001), destacando Coleóptera, Díptera, Hymenóptera, Lepidóptera y Homóptera (Tanada

y Kaya, 1993; Alves et al., 1998; France et al., 1999; Herrera et al., 1999; Rodríguez et al.,

2002). Dentro del orden Homóptera encontramos ensayos realizados en otras especies

de la familia Aleyrodidae como Aleurotrachelus socialis, Bermisia tabaci, Bemisia

argentifolii (Herrera et al., 1999; Orozco et al., 2000; Alean, 2003).

Metarhizium se caracteriza por poseer conidióforos hialinos y ramificados, los que forman

una capa productora de esporas. Sus conidias se encuentran compactadas en columnas,

presentan forma oval alargada a cilíndrica, son hialinas o levemente pigmentadas. El

micelio es de color verde oliváceo (Barnett y Hunter, 1998).

Los insectos muertos por Metarhizium son cubiertos completamente por un micelio de

color blanco, el cual se torna de color verde cuando el hongo esporula (Monzón, 2001;

Corral et al., 2006).

Las ninfas de mosca blanca infectadas por el hongo se caracterizan por la coloración café

rojiza (Orozco et al., 2000), o rosáceo rojiza (Ramos et al., 2000). Rodríguez y Del Pozo,

(2003) describen tonalidades que van desde amarillas a anaranjadas, además destacan

que éstas pierden turgencia tomando formas aplanadas y secas.

2.3. Antecedentes.

Los resultados de experimentos de México con hongos entomopatógenos indican que es

promisorio para el control de mosca blanca de la hoja plateada Bermisia argentifolii

Gennedius, ya que, lograron mortalidades para ninfas que van desde 72,2 a 81,7% y para

adultos de 64,2 a 74,3%, y constituye una alternativa viable para su incorporación en

programa de manejo integrado de esta plaga (Orozco et al., 2000). e incluso en algunos

estados de los Estados Unidos, principalmente en Florida, Dialeurodes citri y Dialeurodes

citrifolii son consideradas, actualmente, plagas totalmente controladas por hongos

entomopatógenos (Rombach y Gillespie, 1988; Gerling, 1990).

Rodríguez y Del Pozo (2002), en Uruguay obtuvieron distintos resultados en la mosca

blanca de los invernaderos Trialeurodes vaporariorum West. mediante la inoculación de

hongos entomopatógenos por medio de inmersión en solución, con concentraciones que

van desde 105 a 1011 conidias.ml-1. Las formulaciones corresponden a mezclas de esporas

con agua destilada más aceite (Tween 20), dando los mejores resultados dosis que van

desde 107-108 conidias.ml-1.

Rodríguez et al. (2002), afirma que las conidias formuladas en aceite (Tween 20)

incrementan su efecto sobre el insecto plaga, posiblemente por que el aceite protege a la

conidia de la desecación y la radiación ultravioleta. Vélez et al. (2001), señalan además,

que mejora la penetración gracias a las propiedades cutinofílicas, permitiendo mayor

adhesión de las esporas a la cutícula del insecto. Esta mezcla emulsiva (conidias, agua y

aceite) cubre mejor al insecto, debido que el aceite funciona como adherente, cumpliendo

una función sinergista, permitiendo la germinación del hongo (Contreras et al., 1997).

Alean (2003), comprobó en Colombia que la inoculación con distintas cepas de hongos

entomopatógenos controla en forma promisoria la mosca blanca de la Yuca,

Aleurotrachelus socialis Bondar., logrando las mayores mortalidades (50 al 66%) con

dosis que varían desde 107 a 108 conidias.ml-1, con formulaciones hechas a base de

esporas, agua destilada y gotas de aceite (Tween 20).

Así mismo Herrera et al. (1999), en Costa Rica, lograron resultados significativos en el

control de Bermisia tabaci por medio de la inoculación por inmersión de distintas cepas

entre la que destaca Metarhizium anisopliae, utilizando dosis que van desde 107 a 108

conidias.ml-1.

Las conclusiones del estudio de Galeano et al. (2003), indican que Verticillium lecanii

(Zimmermann), hongo entomopatógeno, puede ser una alternativa valiosa para el control

de moscas blancas en el sur de España, así como una excelente herramienta en el

manejo de resistencia de la plaga a pesticidas.

Los aislamientos nativos son una alternativa eficaz y económica provocando un beneficio

al sector productivo y al ecosistema en general. Lucero et al. (2004), recomiendan utilizar

este tipo de cepas puesto que existen modificaciones específicas del hongo hacia su

hospedero, variando su acción patogénica hasta por zonas agroecológicas.

3. Materiales y métodos

3.1. Lugar del experimento.

El estudio se realizó en la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de

Valparaíso, ubicada en la comuna de Quillota (32º 53’ Latitud sur, 71º 12’ Longitud oeste),

provincia de Quillota, V región, Chile. Entre los meses de Noviembre del 2006 y Enero del

2007.

3.2. Materiales.

• Plantas de naranjo de vivero.

• Ninfas de Aleurothrixus floccosus.

• Esporas de Metarhizium anisopliae. Var. anisopliae.

• Humectante Tween 20.

• Cámara de recuento Neubauer.

3.3. Metodología y descripción de los ensayos.

Se evaluaron ocho cepas de Metarhizium anisopliae var. anisopliae, pertenecientes a la

colección de cepas del Centro Regional de Investigación, del Instituto Nacional de

Investigación Agropecuaria, Chillan, VIII Región, Chile. Estas fueron traídas en un

contenedor cerrado y mantenidas refrigeradas a 5ºC para la mantención de la viabilidad

de las esporas.

Cuadro 1. Procedencia de cepas nativas de Metarhizium anisopliae.

Cepa Origen biológico Origen geográfico

Qu M 430 ** Osorno

Qu M 363 Pololo café chico Pinto

Qu M 253 Gusano blanco Osorno, Entre Lagos

Qu M 143 ** Futaleufú

Qu M 151b ** Pradera de trébol blanco

degradado

Desembocadura Rio Chamiza

Qu M 558 ** Purranque

Qu M 984 Larva de S. brunnipennis Quillota (prado)

Qu M 82 Larva de burrito El Carmen VIII Región

** Aislamientos obtenidos por el método de cebado desde muestras de suelo utilizando larvas de

Galleria mellotonella L. (Lepidóptera: Pyrellidae) como insecto cebo (Goettel e Inglis, 1997).

3.3.1. Obtención de la solución insecticida.

Para la obtención de 40 ml de una suspensión de 1*108 conidias.ml-1., se utilizó un tubo

de ensayo con 10 ml de agua destilada, agregando una punta de espátula de esporas del

hongo seleccionado agitando para homogenizar la solución. Se extrajo una gota que se

depositó en un hematocímetro o cámara de Neubauer para su conteo en un microscopio

de luz con aumento de (40X).

Se realizó el conteo de las cuatro esquinas (desde los 16 cuadrados en que se subdivide)

para obtener el número de esporas de la concentración.

Nº de esporas = N1+N2+N3+N4

Para calcular la concentración de la suspensión madre se reemplazó en la siguiente

fórmula:

Nº de esporas ----------------- 2.5x10-7

*Z ----------------- 10 ml

Luego para obtener una solución final esperada (J*), se ajustó a la concentración de 1*108

conidias.ml-1:

C1 * V1 = C2 * V2 C1 = concentración inicial (Z*)

C2 = concentración final (1*108)

V2 = volumen final (J*)

V1 es el volumen a extraer desde la solución madre, luego adicionar agua destilada estéril

hasta completar el volumen esperado (J*), que para este ensayo fue de 40 ml. Además

agregar una gota de “Tween 20”, usado para homogenizar la solución, defender a la

conidia de la desecación y protegerla de la radiación ultravioleta.

3.3.2. Evaluación del control sobre Aleurothrixus floccosus.

• Efecto sobre ninfas

El material vegetal utilizado corresponde a plantas de naranjo de dos años de edad,

establecidas en bolsas plásticas de 7 l. Estas plantas se colocaron en un invernadero

rectangular (Figura 2) de estructura metálica y paredes de policarbonato, de 2,5 m de

ancho y 4 m de largo, con doble puerta y ventanas cubiertas con malla antiáfido, para

disminuir la incidencia de agentes bióticos externos. Las plantas se distribuyeron

aleatoriamente dentro del invernadero impidiendo su contacto.

Los adultos se obtuvieron a partir de plantas adultas de naranjo presentes en un

sombreadero ubicado en el área de Control Biológico de la Facultad de Agronomía, de la

Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, comuna de Quillota.

A partir del 2 de noviembre, previo lavado de las hojas de las plantas con agua y

detergente, se procedió a la colonización con adultos, cada tres días se liberaron 100 a

150 adultos, dependiendo de la disponibilidad. Esta operación se repitió por cuatro

semanas logrando postura de huevos y la posterior emergencia de ninfas. El objetivo fue

llegar a un mínimo de diez ninfas en diez hojas por árbol. El procedimiento fue

monitoreado constantemente para evitar la presencia de controladores biológicos en el

lugar del experimento.

Durante la colonización de los hospederos dentro del invernadero, se presentaron

temperaturas diurnas que se elevaron por encima de los 37ºC. (Anexo 1), aún con

ventanas abiertas, lo que imposibilitó en un comienzo el asentamiento de la plaga. En

relación a las temperaturas adecuadas para el desarrollo de la plaga Passos de Carvalho

(1994), señala un umbral de desenvolvimiento de la plaga, desde los 17ºC a los 30ºC, con

una temperatura óptima de 26ºC. Esto obligó a colocar doble techo interno y externo con

malla “raschel” de 50% de sombra y al humedecimiento diario del piso, con ello se

mejoraron ostensiblemente las condiciones, logrando bajar la temperaturas máximas +/-

4ºC. La temperatura fue tomada con un termómetro marca HR Allroundthermo®, modelo

“Termo Precisión”, análogo, de fabricación alemana.

Figura 2. Invernadero utilizado para el ensayo. Facultad de Agronomía. Quillota.

• Tratamientos

Una vez obtenido el número necesario de huevos y el nacimiento de ninfas, se procedió a

la aplicación de los distintos tratamientos (Cuadro 2), por medio de la inmersión de hojas

en la solución, según el tratamiento correspondiente (Herrera et al., 1999; Lozano et al.,

2000; Carballo et al., 2001; Rodríguez y Del Pozo, 2003; Lucero et al., 2004).

Los hongos entomopatógenos correspondían a esporas contenidas en bolsas de

polietileno transparentes y cerradas al vacío.

Cuadro 2. Cepas asignadas a los distintos tratamientos utilizados durante el ensayo.

Tratamiento Cepas

T0 Sólo agua destilada

T1 Qu M 430

T2 Qu M 363

T3 Qu M 253

T4 Qu M 143

T5 Qu M 151b

T6 Qu M 558

T7 Qu M 984

T8 Qu M 82

Las observaciones fueron realizadas cada dos días durante 30 días, utilizando para esto

una lupa (10X) marca “Magnifying Glass” Japan®, que permite observar la mortalidad

causada por el hongo. Los criterios para diferenciar ninfas vivas de ninfas muertas fueron

las características de color, brillo, forma y aspecto del cuerpo, así como crecimiento de

micelio en el cuerpo del insecto.

Herrera et al. (1999), señala que la metodología realizada en el ensayo, tiene como

ventaja la evaluación de un número considerable de cepas en poco tiempo y espacio

simultáneamente.

Para la corrección de mortalidad del testigo se utilizó la fórmula de Abott (Alves et al.,

1998):

MC = %mortalidad - %mortalidad testigo X 100

100 - %mortalidad testigo

% mortalidad = (ninfas iniciales – adultos emergidos) X 100

Ninfas iniciales

Para los ensayos de patogenicidad, se utilizó ocho tratamientos más un testigo, con diez

repeticiones cada uno.

• Verificación de virulencia.

En Placas Petri se colocó un papel absorbente humedecido con agua destilada, sobre el

se colocaron las hojas con las ninfas inoculadas 30 días antes, sacando las ninfas que

presentaron signos visibles del hongo. Para mantener la turgencia y el flujo dentro de las

hojas se envolvió el pecíolo con algodón humedecido con agua destilada, se taparon las

placas y se mantuvieron en el laboratorio del área de Control Biológico de la Facultad de

Agronomía, a temperaturas que oscilaron entre los 24ºC y 26ºC.

El objetivo de la cámara húmeda fue otorgar al hongo las condiciones necesarias para su

desarrollo y esporulación, así como, verificar la virulencia después de 30 días.

3.4. Diseño estadístico.

El ensayo fue conducido por el diseño estadístico completamente al azar con diez

repeticiones. Se aplicó un análisis de varianza y la comparación de medias se realizó a

través de la prueba de Tukey al 5%.

El modelo matemático correspondiente fue:

Yij = µij + τ + ε

Donde :

Yij : Valor observado en cada unidad experimental.

µij : Efecto de la media general sobre cada observación.

τ : Efecto del tratamiento sobre cada observación.

ε : Efecto del error experimental aleatorio sobre cada observación.

La unidad experimental corresponde a las hojas de plantas de naranjo de dos años de

edad, ubicadas en contenedores individuales de polietileno de 7 l. Estas plantas estaban

en un medio inerte.

4. Resultados y discusión

4.1. Efecto de Metarhizium anisopliae sobre ninfas de Aleurothrixus floccosus.

El control ejercido por M. anisopliae sobre A. floccosus presentó diferencias significativas

(P≤0,05), entre tres tratamientos (QuM253, QuM151b y QuM984) y el testigo, lo cual

demuestra la actividad entomopatógena en tres de los ocho tratamientos biológicos

evaluados. Los resultados de mortalidad de las cepas empleadas en el estudio, se

presentan en el Cuadro 3.

Cuadro 3. Porcentaje de mortalidad de ninfas de A. floccosus tratadas con cepas nativas de M. anisopliae.

Tratamientos Mortalidad (%)*

Testigo 0 a

Qu M 430 5.58 a

Qu M 363 3.92 a

Qu M 253 19.91 b

Qu M 143 4.67 a

Qu M 151b 18.44 b

Qu M 558 3.93 a

Qu M 984 44.22 c

Qu M 82 3.61 a

* Mortalidad corregida según formula de Abott.

Valores de una misma letra no presentan diferencias significativas entre los tratamientos al 95% de

confianza.

La presencia de ninfas micosadas por M. anisopliae (Figuras 5 y 6), en cada uno de los

tratamientos, es un reflejo de su actividad biológica como agente de control. A mayor

cantidad de ninfas micosadas se presentó mayor eficacia de la cepa. Los índices de

mortalidad obtenidos por las cepas QuM984, QuM151b, QuM253 pueden tener potencial

como agentes de control, como complemento de insectos parasitoides y depredadores

como lo recomienda Orozco et al. (2000). Su uso debe comenzar desde el comienzo de la

primavera cuando la presencia de lluvias que puedan lavar las esporas haya disminuido y

cuando la población de la plaga comience su actividad reproductiva, al aumentar las

temperaturas, siendo recomendable para zonas templadas.

Los resultados del experimento indican que QuM984 es la cepa más promisoria para el

control de la mosca blanca y constituye una alternativa viable para su incorporación en

programas de manejo integrado de esta plaga, esto coincide con lo señalado por Orozco

et al. (2000), aunque no se puede generalizar la alta virulencia de M. anisopliae, porque

algunos aislamientos de la misma especie (QuM430, QuM363, QuM143, QuM558,

QuM82) no provocaron una mortalidad diferente a la del testigo.

Herrera et al. (1999), destaca que al recolectarse cepas desde el suelo no se puede saber

con exactitud su virulencia, la mitad de los aislamientos de Metarhizium anisopliae usados

en este ensayo fueron recolectados del suelo y no de insectos, y su efecto nunca había

sido evaluado para la mosquita blanca algodonosa de los cítricos, por lo que las bajas

mortalidades encontradas en esta evaluación, pudo deberse a la naturaleza inocua del

hongo o también pueden atribuirse a diversos factores como, el modo de acción, forma y

número de aplicaciones, factores ambientales y resistencias del insecto.

Fargues et al. (1976), citado por Herrera et al. (1999), menciona que el éxito de la

virulencia del hongo está asociado a la adherencia de las esporas en el hospedero.

La metodología por inmersión presenta una desventaja frente a otros métodos como

destaca Rodríguez et al. (2002), ya que por efecto de lavado, se pudo afectar la

adherencia de las esporas y así, su virulencia. Esto se puede mejorar cambiando la

técnica de aplicación por microaspersión y agregando coadyuvantes, como aceites o

protectores solares, entre otros; como lo recomiendan Herrera et al. (1999) al igual que

Devotto y Gerding (2003), para maximizar la adherencia de las esporas.

Otra alternativa mencionada por Herrera et al. (1999), son las aplicaciones periódicas y

repetitivas sobre la misma planta, esto lograría crear un ambiente con una alta presencia

de esporas. Desafortunadamente, la información de formulaciones de esporas con

resultados homogéneos para todos los casos es escasa o casi nula (Rodríguez et al.,

2002).

El control ejercido por el hongo se observa claramente dentro de los 10 primeros días

(Figura 3), con el pasar del tiempo la tasa de mortalidad desciende exponencialmente, lo

que coincide con los estudios realizados por Orozco et al. (2000), y Carballo et al. (2001).

Ramos et al. (2000), señala que en la concentración utilizada puede desarrollarse

rápidamente la enfermedad, alcanzando una mortalidad superior al 90% a las 72h

después de aplicado en condiciones de laboratorio, descendiendo con el pasar de los

días. También cabe destacar que la plaga sigue en aumento gracias a la ovipostura en el

tiempo, ante esto Ferron (1978), señala que en invernadero es necesario renovar las

aplicaciones de entomopatógenos cada 10 o 14 días.

0

50

100

150

200

250

300

10 20 30

Días Post-inoculacion

Mor

talid

ad d

e in

divi

duos

Testigo QuM430 QuM363 QuM253 QuM143 QuM151b QuM558 QuM984 QuM82

Figura 3. Mortalidad acumulada de ninfas de A. floccosus por tratamiento a 30 días post- inoculación. Contreras et al. (1997), señalan que a medida que transcurre el tiempo las esporas que

quedan sobre las hojas pierden viabilidad por la deshidratación, a esto se suma lo

expuesto por Devotto y Gerding (2003), que señalan que la exposición a los rayos

ultravioletas matan a las esporas. Por lo tanto, el éxito de la aplicación dependerá de la

cantidad de ninfas que entren en contacto con las esporas del hongo (Monzón, 2001).

Según Berlanga y Hernández (2003), la temperatura óptima de desarrollo del hongo

fluctúan entre 24 a 27ºC, aunque señalan que la virulencia para algunas especies de

plagas puede alcanzar a los 32ºC. Durante el comienzo del ensayo las temperaturas

superaron ampliamente éste requisito llegando hasta los 38ºC, luego de los manejos para

sobrellevar esta situación, sólo en algunos días se registraron temperaturas que llegaron

como máximo a los 36ºC. (Anexo 1), lo que es detrimental para el desarrollo del hongo.

Onillon (1977), citado por Passos de Carvalho (1994), afirma que las temperaturas

superiores a 30ºC, generan una alta mortalidad de huevos y ninfas de A. floccosus,

imposibilitando su desarrollo.

Las condiciones del estudio favorecen el desarrollo del insecto en detrimento del hongo, al

igual que los ensayos de Herrera et al. (1999), ya que, al ser una plaga móvil en algunos

estadíos puede generar respuestas ante situaciones adversas como el escape, ocupar

posiciones de sombra, mayor succión desde las hojas; lo que permitió hacer una

discriminación de la cepa con mayor potencial en campo, dado por la mortalidad

alcanzada por QuM984 en condiciones desfavorables.

Gonzalez et al. (2001), señala que el integumento de los insectos, formado por la

epidermis y la cutícula, tiene gran importancia en relación con su defensa y protección, al

crear barreras contra la desecación y enfermedades. Las secreciones céreas de las ninfas

de A. floccosus las defienden de la acción de las esporas, ya que estas pueden quedar

atrapadas en la lanosidad. Llorens y Garrido (1990) afirman que la masa algodonosa

producida por la plaga, la protege de la acción de los pesticidas, así como, de la acción de

los enemigos naturales lo que concuerda con Ripa y Rodríguez (1999).

Durante el ensayo se observó la presencia del parasitoide Cales noacki How., tanto

adultos como de ninfas parasitadas por él, pudiendo inferir que no se ve afectado por la

presencia del hongo.

Los resultados obtenidos demuestran que su uso debe estar orientado hacia un manejo

integrado que contemple el uso de dos o más métodos de control (biológico, cultural,

genético, físico y químico), lo que concuerda con lo expuesto por Orozco et al. (2000).

Este mismo autor sugiere que el uso de hongos entomopatógenos deberá estar en

función del nivel de infestación, la época del año y la etapa de desarrollo del huerto. En

caso de una baja infestación puede ser usado sin problemas y de lo contrario en

poblaciones altas, combinarlo con alguna otra alternativa anteriormente mencionada.

Rodríguez y Del Pozo (2003), destacan que para el óptimo desarrollo de los hongos

entomopatógenos en laboratorio es necesario mantener una humedad relativa alta, lo que

puede lograrse a través de cámaras especiales para tal uso.

Ramos et al. (2000), utilizó cámaras húmedas para el desarrollo de la esporulación del

hongo sobre los cadáveres de las ninfas. En los resultados obtenidos en el presente

ensayo, no se observó mayor actividad del hongo en los distintos tratamientos,

confirmando la pérdida de virulencia en el tiempo. No así, en la sepa QuM984 la que

aumentó su efectividad en un 22% llegando a un total de 66% (Figura 4), siendo esta la

cepa más promisoria para el control de A. floccosus.

Los resultados de las cámaras húmedas demuestran que al otorgar mejores condiciones,

el hongo es capaz de seguir su acción infectiva, sólo si se encuentra ante un hospedero

afín y este ha sido colonizado por él.

En la zona central de Chile predominan las temperaturas templadas que favorecen el

desarrollo del hongo, siendo la principal limitante la forma de aplicación de éste, ya que,

se debe garantizar que las esporas lleguen a la plaga, para que comience su acción

patogénica.

0

10

20

30

40

50

60

70

TESTIGO QuM430 QuM363 QuM253 QuM143 QuM151b QuM558 QuM984 QuM82

Tratamientos

% M

orta

lidad

Mort. Campo Mort. cámara húmeda

Figura 4. Porcentaje de mortalidad en campo y cámara húmeda de las distintas cepas de M. anisopliae.

Figura 5. Ninfa parasitada con M. anisopliae en invernadero a 15 días post-inoculación.

Figura 6. Ninfas parasitadas con M. anisopliae observadas en cámaras húmedas a cuatro días de su reactivación (30 días post-inoculación).

5. Conclusiones

• Las cepas de Metarhizium anisopliae mostraron una alta variabilidad en el control

de estados inmaduros de Aleurothrixus floccosus.

• Se observó una mayor eficacia de la cepa QuM984, la que alcanzó un 66% de

mortalidad de ninfas.

• Las cepas QuM253 y QuM151b dieron una mayor mortalidad que el testigo pero

menor que QuM984.

• El resto de las cepas evaluadas (QuM430, QuM363, QuM143, QuM558 y QuM82)

no fueron eficaces en el control de ninfas de Aleurothrixus floccosus.

6. Literatura citada

Alean, I. 2003. Evaluación de la patogenicidad de diferentes hongos entomopatógenos para el control de la Mosca Blanca de la Yuca, Aleurotrachelus socialis Bondar (Homóptera: Aleyrodidae) bajo condiciones de invernadero. 106 p. Tesis de Grado: Licenciatura en Microbiología Agrícola y Veterinaria. Pontificia Universidad Javeriana. Facultad de Ciencias Básicas, Bogotá, D.C., Colombia. Alves, S., J. Lopes, L. Alves, A. Moino Jr. 1998. Controle microbiano de artrópodos associados a doenças de plantas. 264 p. In I.S. Melo and J.L. Azevedo (eds.). Controle Biológico. Jaguariúna, CNPMA – Enbrapa, Brasil. Alves, S., J. Almeida, A. Minor Jr, y L. Alves. 1998. Técnicas de laboratorio. pp. 637-710. In S.B. Alves (ed.) Controle Microbiano de Insetos. FEALQ, Piracicaba, Brasil. Apablaza, J. 2000. Introducción a la Entomología General y Agrícola. 339 p., Ediciones Universidad Católica de Chile, Santiago, Chile. Artigas, J. 1994. Entomología Económica. 1126 p. Ediciones Universidad de Concepción, Concepción, Chile. Asaff, A., Y. Reyes, V. López y López, M. de la Torre. 2002. Guerra entre insectos y microorganismos: una estrategia natural para el control de plagas. Avance y Perspectiva. 21:291-295. Asociación Nacional de Fabricantes e Importadores de Productos Fitosanitarios Agrícolas A.G. 2006. Manual Fitosanitario. 1160 p. Afipa, Santiago, Chile. Azevedo, J., I. Melo. 1998. Controle mocrobiano de insetos – pragas e seu melhoramento genético. Controle Biológico (Brasil). 1:69-93. Barnett, H and B. Hunter.1998. Ilustrated Genera of Imperfect Fungi. 218 p. Aps press, Minnesota, USA. Berlanga, A. y V. Hernández. 2002. Efecto de la temperatura sobre el crecimiento y la virulencia de Metarhizium anisopliae, M. a. Var. acridum y Beauveria bassiana en Schistocerca piceifrons piceifrons. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 63:51-55. Bustillo, A. y P. Marín. 2002. ¿Cómo reactivar la virulencia de Beauveria bassiana para el control de la broca del café?. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 63:i-iv. Carballo, M., L. Rodriguez, J. Duran. 2001. Evaluación de Beauveria bassiana para el control del picudo del chile en laboratorio. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 62:54-59. Centro de Información de Recursos Naturales. 2006. Catastro frutícola, principales resultados, VIII Región. 40 p. CIREN, Santiago, Chile.

Contreras, T., M. Carballo, E. Hidalgo y E. Bustamante. 1997. Evaluación de trampas de pseudotallo y formulaciones de Beauveria bassiana (Bals.) en el combate del picudo del plátano Coasmopolites sordidus en Costa Rica. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 46:44-49. Corral, G., A. Romero, C. Radrigan, T. Zaviezo. 2006. Las virtudes de lo hongos entomopatógenos. Agronomía y forestal. 30:12-15. Cornell University. 2007. Biological control: a guide to natural enemies in North America. Available at en http://www.nysaes.cornell.edu/ent/biocontrol/pathogens/fungi.html. Accessed 1 de marzo del 2007. De Bach, P. 1968. Control Biológico de las Plagas de Insectos y Malas Hierbas. 916 p. Ed. Continental, México D.F, México. Devotto, L., M. Gerding, A. France. 2000. Hongos Entomopatógenos: Una Alternativa para la Obtención de Biopesticidas. Bioleche. 23:30-33. Devotto, L., M. Gerding. 2003. Respuesta de dos aislamientos chilenos de Metarhizium anisopliae (Metschnikoff) Sorokin a la adición de un protector solar. Agric. Téc. (Chile) 63: 339-346. Ferron, P. 1978. Biological control of insect pests by entomogenous fungi. Annual Review Entomology. 23:409-442. France, A., M. Gerding, A. Sandoval, S. Espinosa y E. Vivanco. 1999. Patología de Insectos. 119 p. Serie Quilamapu Nº 122. Ed. INIA Quilamapu, Chillán, Chile. France A., M. Gerding, A. Sandoval. 1999. Control de insectos mediante hongos y nemátodos. Chile Agrícola. 24(238):121-122. Fransen, J. 1990. Natural enemies of whiteflies: Fungi. pp. 187-209. In D. Gerling (ed). Whiteflies: their binomics, pest status and management. Gread Britain. Galeano, M., J. Van Der Blom, M. Lafuente, E. Pérez, A. Urbaneja, R. Van Der Pas y W. Ravensberg. 2003. Eficacia de Verticillium lecanii (Zimmermann) sobre moscas blancas (Hemiptera: Aleyrodidae). p. 332. In Sociedad de Entomología Aplicada III Congreso Nacional de Entomología Aplicada. IX Jornadas Científicas de la Sociedad Española de Entomología Aplicada. Ávila. España. 20-24 de Octubre de 2003. Sociedad Española de Entomología Aplicada. Ávila. España. Gerling, D. 1990. Whiteflies: their bionomics, pest status and managment. 348 p. Andover, UK.

Goettel, M., and D. Inglis. 1997. Fungi: Hyphomycetes. pp. 213-249. In Lacey. L. (ed) Manual of techniques in insect pathology, Academic Press, London. UK.

Gomes, M., N. Tinti and L. Alves. 1997. Characterizaction of new biotypes of P157 strain of Metarhizium anisopliae var. anisopliae, got by treatment with gamma radiation. Boletín Micológico. 12(1-2): 41-48. Gonzalez, M., A. Valencia y A. Bustillo. 2001. Incremento en la patogenicidad de Beauveria bassiana sobre Hypothenemus hampei, utilizando integumento del insecto en el medio de cultivo. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 60:31-35. Gonzalez, R. 1989. Insectos y Ácaros de Importancia Agrícola y Cuarentenaria en Chile. 310 p. Ed. Universidad de Chile, Santiago, Chile. Hajek, A and R. St. Leger. 1994. Interactions between fungal pathogens and insect hosts. Annual Review of Entomology. 39:293-322. Hawksworth, D. 1991. The fungal dimension of biodiversity: magnitude, significance, and conservation. Mycological Research. 95(6):641-655. Herrera, F., M. Carballo, P. Shannon. 1999. Eficacia de cepas nativas de hongos entomopatógenos sobre Bermisia tabaci, en laboratorio. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 54:37-43. Hokkanen, H and D. Pimentel. 1984. New approach for selecting biological control agents. Canadian Entomologist. 116:1109-1121. Llorens, C., A. Garrido. 1990. Homóptera III. Moscas Blancas y su Control Biológico. 203 p. Ed. Pisa, Valencia, España. López, E. 1998. Manejo Integrado de Plagas en Cítricos. pp. 43-60. In Sociedad Gárdiazabal y Magdhal Ltda. Seminario Internacional de Cítricos. Viña del Mar, Chile. 13 al 15 de mayo 1998, Viña del Mar, Chile. Lozano, M., M. Rodríguez, N. Vásquez, G. Gutiérrez. 2000. Efecto de Metarhizium anisopliae sobre plagas rizófagas de arracacha (Arracacia xanthorriza) en Colombia. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 56:58-64. Lucero, A., L. Peña. T. Bacca. 2004. Evaluación de la actividad biocontroladora de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre larvas de Ancogntha scarabaeiodes (Coleóptera: Scarabaeidae). Revista Corpoica (Colombia). 5(1):43-48. Monzón, A. 2001. Producción, uso y control de calidad de hongos entomopatógenos en Nicaragua. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 63:95-103. Orozco, M., J. Farías, J. López, N. Ramírez. 2000. Uso de Beauveria bassiana para el control de Bermisia argentifolii en melón. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 56:45-51. Passos de Carvalho, J. 1994. A mosquinha-branca-dos-citrinos, Aleurothrixus floccosus (Maskell, 1895) (Homóptera – Aleyrodidae). 102 p. Ed. Instituto Nacional de Investigaçâo Agrária, Madeira, Portugal.

Prado, E. 1991. Artrópodos y sus Enemigos Naturales Asociados a Plantas Cultivadas en Chile. 207 p. Ed. Instituto de Investigaciones Agropecuarias, Santiago, Chile. Prior, C. 1992. Discovery and characterization of fungal pathogens for locust and grassopper control. pp. 230-238. In C. Lomer and C. Prior (ed.). Biological Control of Locusts and grasshopers. International Institute of Biological Control. Redwood Press, Melksham, UK. Ramos. E., S. Alves, M. Tanzini, R. Lopes. 2000. Susceptibilidad de Bermisia tabaci a Beauveria bassiana en condiciones de laboratorio. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 56:65-69. Ripa, R. y F. Rodríguez. 1999. Plagas de Cítricos, sus Enemigos Naturales y Manejo. 151 p. Ed. Instituto de Investigación Agropecuarias, Santiago, Chile. Rodríguez, A. y E. Del Pozo, 2003. Aislamiento de Hongos Entomopatógenos en Uruguay y su Virulencia sobre Trialeurodes vaporariorum West. Agrociencia. 7(2):71-78. Rodríguez, S., J. Rodríguez, D. Riestra, J. Villanueva y D. Rodríguez. 2002. Influencia de la luz y de aditivos naturales sobre la germinación de conidias de Metarhizium anisopliae. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología (Costa Rica). 64:34-40. Rombach, M. and A. Gillespie. 1988. Entomogenous hyphomycetes for insect and mite control on greenhouse crops. Biocontrol News and Information. 9(1):7-18. Tanada, K. and H. Kaya. 1993. Insect Pathology. 616 p. Academic Press, New York, USA. Tanzini, M., S. Alves, A. Setten y N. Augusto. 2001. Compatibilidad de agentes tensoactivos con Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 59:15-18. Valle, M., J. Solís, J. Morales, y R. Johansen. 2003. Efectividad biológica de productos no convencionales contra trips en el cultivo de aguacate (Persea americana Mill. CV. Hass) en nuevo San Juan Parangaricutiro, Michoacán, México. p. 735-740. In Consejo Superior de Investigaciones Científicas. Málaga, España. V Congreso Mundial del Aguacate. 19-24 octubre del 2003. Granada, Málaga, España. Vélez, P., M. Estrada, M. González, A. Valderrama y A. Bustillo. 2001. Caracterización de aislamientos de Beauveria bassiana para el control de la broca del café. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica). 62. 38-53.

ANEXO

05

10152025303540

27-10 3-1

110

-1117

-1124

-11 1-12

8-12

15-12

22-12

29-12 5-1 12

-1

Fecha

º C

Temperaturas Máximas

Anexo 1. Temperaturas máximas registradas dentro del invernadero en Quillota, durante el periodo de las mediciones (Noviembre 2006 a Enero 2007).

Postura de malla Raschel.