APLICACIÓN DE MEZCLAS BIOPOLIMÉRICAS EN LA MICROENCAPSULACIÓN DE ACEITE DE SEMILLA DE UVA

Cuevas-Bernardino J.C. a, Aguirre-Mandujano E.a*, Pérez-Alonso C.b, Zavaleta-Mancera H.A.c,

Nieto-Ángel R.a

a Universidad Autónoma Chapingo

Km 38.5 carr. México-Texcoco. Texcoco, Edo. de México, 56230, México. eleagman@yahoo.com

b Facultad de Química, Universidad Autónoma del Estado de México Paseo Colón esq. Paseo Tollocan S/N, Col. Residencial Colón. Toluca, Edo. México, 50120,

México c Colegio de Postgraduados

Km 36.5 carr. México-Texcoco. Montecillo, Texcoco, México, 56230, México

Palabras clave: Aceite de semilla de uva, pectina de tejocote, microcápsulas, secado por aspersión. RESUMEN Emulsiones de aceite de semilla de uva-en-agua fueron secadas por aspersión para obtener microcápsulas con una relación de material de pared y aceite de 2:1 y 3:1. Los biopolímeros utilizados como material de pared fueron: concentrado de proteína de suero (WPC), maltodextrina (MD), pectina citrica (P), pectinas de tejocote de dos diferentes variedades (PT55 y PT100). El aceite de semilla de uva presentó 87 % de ácidos grasos mono y poliinsaturados. El patrón de flujo de todas las emulsiones fue un comportamiento pseudoplástico con adelgazamiento al corte (shear–thinning) con n < 1. La emulsión WPC-PT 3:1 fue la que presentó el mayor valor de viscosidad (0.2160 Pa·s). Los valores del diámetro promedio de las gotas de las emulsiones se encontró de 5.06 a 34.62 μm. Las emulsiones WPC-PT 55 3:1 y WPC-PT100 3:1 fueron las que mostraron los valores más pequeños. Todas las microcápsulas presentaron dos picos exootérmicos que corresponden a temperaturas de procesos de oxidación del aceite superficial y degradación de los biopolímeros. INTRODUCCIÓN Las semillas de uva contienen de 10 a 20% de aceite; rico en ácidos grasos insaturados principalmente de ácido linoleico (58-78%) y ácido oleico (3-15%), por lo que en los últimos años se ha incrementado su aplicación en aspectos culinarios, farmacéuticos, cosméticos y medicinales (Bail et al., 2008; Maier et al., 2009; Passos et al., 2009). La mayoría de los aceites comestibles son químicamente inestables y susceptibles al deterioro por oxidación, especialmente cuando se exponen al oxigeno, luz, humedad y temperatura (Bae y Lee, 2008). La microencapsulación de aceites en una matriz biopolimérica ha sido utilizada como una alternativa para proteger los ácidos grasos insaturados contra la oxidación lipídica, y de esta manera incrementar su vida de anaquel (Tonon et al., 2011). Los carbohidratos más comúnmente usados como agentes microencapsulantes son: lactosa, maltodextrina, ciclodextrina, gomas, celulosa y maltosa, mientras que las proteínas usadas son albumina, caseína, proteína de suero, gelatina y gluten (Nicolai et al., 2011). En el presente trabajo se estudió la microencapsulación de aceite de semilla de uva con mezclas de biopolímeros: concentrado de proteína de suero, pectina cítrica, maltodextrina, pectina de tejocote PT55 y pectina de tejocote PT100, denominadas así en el Banco de Germoplasma de Tejocote de la Universidad Autónoma Chapingo. MATERIAL Y MÉTODOS Materiales El aceite de semilla de uva (Vid®) fue adquirido de la empresa Extractos Naturales Vista al Mar, S.P.R. de R.L. (Ensenada, Baja California, México). La pectina cítrica rápida (P) fue obtenida de CEDROSA, S.A. de C.V. (México, D.F.), la maltodextrina (MD) con un equivalente

de dextrosa DE-10 de Sigma-Aldrich (St. Louis, Missouri, EUA) y el concentrado de proteína de suero (WPC por sus siglas en inglés) de Hilmar Ingredients (California, EUA). La pectina de tejocote de PT55 y PT100 se extrajo en el Laboratorio de Tecnología de Alimentos, del Departamento de Preparatoria Agrícola de la UACh. Métodos Perfil de Ácidos Grasos de Aceite de Semilla de Uva La identificación de los ácidos grasos se llevó a cabo en un cromatógrafo de gases (Agilent 6890, modelo G1530A, California, EUA) equipado con una torreta de inyección automática (modelo 7683B), charola de 100 viales, un detector de ionización de flama y una columna CP-Sil 88 (100 m × 0.25 mm × 0.39 mm). La temperatura inicial de la columna fue de 90 °C con rampa de 20 °C min-1 hasta 165 °C manteniéndola durante 1 min y después aumentándola a 1.5 °C min-1 a 225 °C durante 40 min. El gas acarreador fue Helio con un flujo de 0.7 mL min-1 y como estándar interno se utilizó metil tridecanoato (C13:0). Extracción de la Pectina de Tejocote La extracción de pectina de tejocote de 2 variedades (PT55 y PT100) fue obtenida de acuerdo al método propuesto por Yapo et al., (2007) con algunas modificaciones. Se seleccionaron 100 g de pulpa de tejocote, libres de semillas de cada una de las 2 accesiones. La pulpa fue mezclada con 1000 mL de HCl 0.1 N y licuada en una licuadora industrial durante 15 s en velocidad baja. La mezcla obtenida se calentó en baño María hasta 85 ºC, durante 60 min, después se dejó enfriar a temperatura ambiente y se filtraron las suspensiones. Al filtrado obtenido se le adicionó etanol al 96 % en una relación 1:1 (v/v), dejándose reposar durante 24 h en refrigeración a 4 ± 1 ºC, las pectinas precipitadas se separaron por filtración. El gel obtenido se lavó dos veces con etanol al 70 % relación 1:1 (v/v), posteriormente fue centrifugado a 8000 rpm durante 15 min a 20 ºC en una centrifuga Sorvall RC-5B (GMI Inc., Ramsey, Minnesota, EUA). La pectina fue purificada con membrana de diálisis (Spectra/Por 6 Dialysis Membrane, Spectrum Laboratories Inc., California, EUA) con cambio de agua destilada cada 3 horas durante 3 días. Finalmente el secado se realizó en estufa de secado al vacío Memmert (Wisconsin Oven Distributors, LLC., Wisconsin, EUA) durante 12 h a 30 ºC. Preparación de Emulsiones Se formularon emulsiones simples aceite en agua O/W empleando mezclas biopoliméricas WPC-PT55, WPC-PT100, WPC-P y WPC-MD, variando las relaciones de agente encapsulante con el material encapsulado 2:1 y 3:1, con una φ de 0.10 (Cuadro 1). Las mezclas de biopolímeros proteína-polisacárido fueron dispersadas en una relación 0.98:0.02 (p/p) en agua destilada a temperatura ambiente con agitación vigorosa durante 3 horas y se dejaron en reposo a 4 ºC durante 24 h. Posteriormente, la fase oleosa (O) constituida por el aceite de semilla de uva fue añadida gota a gota a la fase acuosa (W) y emulsionada con un homogeneizador Ultra-Turrax T50 basic (IKA-WERKE Works Inc., Wilmington, NC, EUA) a una velocidad de 5200 rpm durante 5 min, con un baño de hielo para mantener la emulsión a 30 ºC.

Tabla 1. Formulación de los diferentes tratamientos de las emulsiones.

Tratamiento

Fracción volumétrica

Relación biopolímero-aceite

Relación proteína-polisacárido

WPC-PT55 0.10 2:1 0.98:0.02 WPC-PT100 0.10 2:1 0.98:0.02 WPC-P 0.10 2:1 0.98:0.02 WPC-MD 0.10 2:1 0.98:0.02 WPC-PT55 0.10 3:1 0.98:0.02 WPC-PT100 0.10 3:1 0.98:0.02 WPC-P 0.10 3:1 0.98:0.02 WPC-MD 0.10 3:1 0.98:0.02

Distribución y Forma de Gotas La distribución de tamaño de gota de las emulsiones fue determinada por microscopía óptica de acuerdo al método propuesto por Tonon et al. (2011) usando un microscopio óptico Olympus BX41 (Tokio, Japón) y una cámara digital Infinity1-2C (Lumenera, Canada). El

diámetro promedio (D32) fue calculado de 100 gotas usando el software de procesamiento de imagen Motic Images Plus 2.0 (Motic Group Co., China), de acuerdo a la ecuación (1):

(1) donde zi es el numero de gotas con diámetro Di. Viscosidad de Emulsiones Se determinaron las curvas de flujo para las emulsiones sujeto a esfuerzos cortantes variando la tasa de corte de 0 a 103 s-1, midiendo los valores de viscosidad aparente (Lim et al., 2011). Las muestras fueron analizadas en un Reómetro Paar Physica MRC 301 (Anton Paar, Messtechnik, Stuttgart, Germany), con una geometría cono-plato de 50 mm de diámetro y un ángulo de cono de 1º. La temperatura se mantuvo constante mediante un sistema de control y medición de temperatura Physica TEK 150P. Todas las mediciones fueron llevadas a cabo a 25 ºC. Secado por Aspersión Para la obtención de las microcápsulas, se empleó el método descrito por Gharsallaoui et al. (2011) con algunas modificaciones. Las emulsiones se alimentaron a un flujo de 40 mL min-1 a un secador por aspersión Nichols/Niro a nivel planta piloto (Turbo Spray PLA, Nueva York, EUA), a una temperatura de entrada del aire de 170 ± 5 °C y una temperatura de salida del aire de 85 ± 5 °C, inyectando aire comprimido a 3.5 psi. Morfología de las Partículas Para el análisis de la morfología de las microcápsulas se siguió el método propuesto por Guadarrama-Lezama et al. (2012). Se analizaron muestras de microcápsulas por microscopía electrónica de barrido (MEB). Las polvos secos fueron cubiertos de oro en un ionizador de metales JEOL Fine Coat JFC/1100 y posteriormente se observaron en un microscopio electrónico de barrido JEOL JSM-6390/LGS (Joel Ltd., Tokio, Japón) operado a 10 kV, instalado a un sistema de microanálisis AXS con detector de rayos X libre de nitrógeno líquido y finalmente las micrografías se tomaron a varias amplificaciones. Estabilidad Térmica de las Microcápsulas El análisis térmico de las microcápsulas fue de acuerdo al método propuesto por XIE Yan-li et al. (2010). Cada muestra de microcápsulas (~5 mg) fue colocada en una charola de aluminio y sellada herméticamente, como muestra de referencia se usó una charola de aluminio, vacía y sellada. Las muestras se analizaron en un calorímetro DSC 2010 (TA Instruments 2010 con sistema de enfriamiento RCS, New Castle, DE., EUA) usando una rampa de calentamiento de 10 ºC min-1, llevando las muestras de 0 ºC a 350 ºC y posteriormente las muestras se enfriaron a 25 ºC. Nitrógeno fue usado como gas refrigerante a tasa de 50 mL min-1. Los termogramas fueron analizados y procesados con un programa de Análisis Universal (TA Instruments, NC, EUA). Análisis Estadístico El diseño experimental fue un completamente al azar (DCA) y los datos obtenidos de cada uno de los tratamientos, se sometieron a análisis de varianza (ANOVA) y comparación de medias mediante la prueba de Tukey. La significancia fue establecida en p ≤ 0.05. El análisis estadístico se realizó con el paquete estadístico Statgraphics versión plus 5.1 (Statistical Graphics Corp. Manugistics, Inc., Cambridge, MA., EUA). RESULTADOS Y DISCUSIÓN Perfil de ácidos grasos del aceite de semillas de uva El perfil de ácidos grasos presentes en el aceite de semilla de uva mostró que el acido linoleico es el ácido graso más abundante con 64.51 %, seguido por el ácido oleico con 22.52 %, representando más del 87 % del total de ácidos grasos mono y poliinsaturados en el aceite de semilla de uva (Figura 1). Los valores obtenidos fueron similares a los reportados en trabajos realizados con aceite de semilla de uva y otros aceites (Bail et al., 2008; Lutterodt et al., 2011).

Figura 1. Cromatograma del perfil de ácidos grasos del aceite de semilla de uva. Viscosidad de Emulsiones En la Figura (2) se muestran las curvas de viscosidad contra la tasa de corte de las emulsiones. El patrón de flujo de todas las emulsiones fue un comportamiento pseudoplástico con adelgazamiento al corte (shear–thinning). El patrón de todas las emulsiones fue muy similar, presentando curvas típicas de flujo. En el cuadro 2 se presentan los valores de la viscosidad aparente de las emulsiones, como se observar la viscosidad varía según la concentración de biopolímeros y las características propias de cada biopolímero. La emulsión WPC-PT 3:1 presentó los mayores valores de viscosidad en toda la tasa de corte de 0 s-1 a 1000 s-1 (Cuadro 2). Por otra parte la emulsión WPC-MD 2:1 fue la menos viscosa en toda la tasa de corte (Cuadro 2).

Tasa de corte [s-1]

0 200 400 600 800 1000

Vis

cosi

dad

[Pa·

s]

10-2

10-1

100

101

102

103

104

WPC-P 3:1WPC-MD 2:1WPC-MD 3:1WPC-P 2:1WPC-PT55 3:1WPC-PT100 3:1WPC-PT55 2:1WPC-PT100 2:1

Figura2. Comportamiento de la viscosidad aparente de las emulsiones, en función de la tasa de corte a

1 día de almacenamiento a 20 ºC. Las curvas de flujo fueron ajustadas a un modelo matemático, siendo el de Carreau el que mejor ajuste presentó con R2 = 0.99. El parámetro λ (tiempo de relajación) está relacionado

directamente con la ruptura y el tiempo de recuperación de los enlaces del sistema, en este caso las emulsiones WPC-PT100 3:1, WPC-PT100 2:1, WPC-PT55 3:1 y WPC-PT55 2:1 fueron las que presentaron los menores tiempos de relajación. Tabla 2. Valores de los parámetros del modelo de Carreau de las emulsiones después de almacenados a

20 ºC por 1 día.

Emulsión Viscosidad (Pa.s) λ(s) n (adimensional) WPC-MD 2:1 0.0156 ± 0.001f 417.34 0.1508 WPC-MD 3:1 0.0863 ± 0.001d 411.35 0.2047 WPC-P 2:1 0.0427 ± 0.001e 970.53 0.1699 WPC-P 3:1 0.1780 ± 0.011b 268.48 0.2041 WPC-PT55 2:1 0.0362 ± 0.001e 68.17 0.3245 WPC-PT55 3:1 0.2160 ± 0.009a 95.70 0.4215 WPC-PT100 2:1 0.0370 ± 0.001e 69.11 0.2758 WPC-PT100 3:1 0.1437 ± 0.004c 67.42 0.3471

El parámetro n (índice de comportamiento de flujo), dicho valor nos indica que tanto se acerca una emulsión a un comportamiento Newtoniano. Si n < 1 el fluido presenta un comportamiento de adelgazamiento al corte. Todas las emulsiones presentaron comportamiento de adelgazamiento al corte (shear-thinning) (Cuadro 2). Conforme aumenta la tasa corte las gotas se van deformando y se van perdiendo las interacciones que hay entre gota y gota. Según Logaraj et al. (2008) la acción de la tasa de corte durante la medición de las propiedades reológicas afecta las fuerzas débiles o interacciones débiles inter-partículas como son los puentes de hidrógeno y las fuerzas de van der Waals. Distribución y Forma de Gotas En la Figura 3 se presentan las distribuciones del tamaño de gota de las emulsiones. Se puede observar en los histogramas que la mayoría de las gotas se encuentran en el intervalo de 0 a 35 μm. En el cuadro 3 se presentan los valores del diámetro promedio de las gotas de las diferentes emulsiones. Las gotas presentaron un diámetro promedio de entre 5.06 a 34.62 μm. Las emulsiones con mayor contenido de s ólidos totales fueron las que presentaron los menores diámetros, mientras que las emulsiones WPC-PT 55 3:1 y WPC-PT100 3:1 mostraron los valores más pequeños. La emulsión WPC-MD 2:1 tuvo el mayor tamaño de gotas según su diámetro medio calculado.

Tabla 3. Diámetro medio de las gotas de las emulsiones preparadas con diferentes mezclas de biopolímeros.

Emulsión Diámetro de gotas (μm) WPC-MD 2:1 34.62 ± 21.01 WPC-MD 3:1 13.17 ± 7.47 WPC-P 2:1 26.67 ± 9.95 WPC-P 3:1 13.70 ± 9.23 WPC-PT55 2:1 13.36 ± 0.18 WPC-PT55 3:1 5.06 ± 0.85 WPC-PT100 2:1 16.87 ± 1.69 WPC-PT100 3:1 5.68 ± 0.39

El efecto del contenido de sólidos sobre el tamaño de las gotas puede ser visualizado en la figura 4. Investigaciones anteriores reportan que emulsiones con alta viscosidad previenen la incorporación de aire y disminuyen el tamaño de las partículas (Gharsallaoui et al., 2010; Lim et al., 2011).

Diámetro [µm]

0 20 40 60 80 100 120 140

Núm

ero

de g

otas

0

10

20

30

40

50

60

WPC-MD 2:1

(a)

Diámetro (µm)

0 10 20 30 40

Núm

ero

de g

otas

0

5

10

15

20

25

30

WPC-MD 3:1

(b)

Diámetro [µm]

10 20 30 40 50 60 70 80

Núm

ero

de g

otas

0

10

20

30

40

50

WPC-P 2:1

(c)

Diámetro [µm]

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Núm

ero

de g

otas

0

10

20

30

40

WPC-P 3:1

(d)

Diámetro [µm]

0 5 10 15 20 25 30 35

Núm

ero

de g

otas

0

5

10

15

20

25

30

35

WPC-PT55 2:1

(e)

Diámetro [µm]

2 4 6 8 10 12 14

Núm

erod

e go

tas

0

10

20

30

40

50

60

WPC-PT55 3:1

(f)

Diámetro [µm]

5 10 15 20 25 30 35

Núm

ero

de g

otas

0

5

10

15

20

25

WPC-PT100 2:1

(g)

Diámetro [µm]

0 5 10 15 20 25 30 35

Núm

ero

de g

otas

0

20

40

60

80

WPC-PT100 3:1

(h)

Figura 3. Distribución del tamaño de gota de las emulsiones: (a) WPC-MD 2:1; (b) WPC-MD 3:1; (c) WPC-P 2:1; (d) WPC-P 3:1; (e) WPC-PT55 2:1; (f) WPC-PT55 3:1; (g) WPC-PT100 2:1; (h) WPC-PT100

3:1.

Figura 4. Micrografías de emulsiones (O/W) estabilizadas con mezclas biopolimericas después de 1 día de almacenamiento a 20 ºC: (a) WPC-MD 2:1; (b) WPC-MD 3:1; (c) WPC-P 2:1; (d) WPC-P 3:1; (e) WPC-PT55 2:1; (f) WPC-PT55 3:1; (g) WPC-PT100 2:1; (h) WPC-PT100 3:1.

(a) (b)

(c) (d)

(e) (f)

(g) (h)

Morfología de las Partículas En la Figura (5) se muestran las micrografías las microcápsulas obtenidas por secado por aspersión. El polvo de WPC-P fueron de forma completamente esférica y lisa (a), mientras que las micropartículas de WPC-MD (b) presentó las microcápsulas con la superficie externa lisa y forma esférica con abolladuras. No se observó en ningún polvo grietas o agujeros sobre la superficie de las microcápsulas. a b

Figura 5. Morfología de las microcápsulas de aceite de semilla de uva utilizando diferentes materiales de

pared, con magnificación de X1800. (a) WPC-P 3:1 y (b) WPC-MD 3:1. Estabilidad Térmica de las Microcápsulas En la Figura (6) se muestran los termogramas del flujo de calor en función de la temperatura de las microcápsulas con aceite de semilla de uva. En todas las microcápsulas se puede observar que presentan dos picos exotérmicos bien definidos que corresponde a temperaturas de procesos de oxidación y degradación. El primer pico exotérmico corresponde a la oxidación del aceite de semilla de uva superficial de las microcápsulas y el segundo pico exotérmico corresponde a la degradación de las microcápsulas. El pico endotérmico observado en todos los termogramas corresponde a la evaporación del agua presente en las microcápsulas (Cuadro 4). Este comportamiento fue similar al obtenido en trabajos realizados en la determinación de la estabilidad termo-oxidativa de microcáspsulas usando goma de mezquite, goma arábiga, maltodextrina y concentrado de proteína de suero como material de pared (Pérez-Alonso et al., 2008; Pedroza-Islas et al., 2002).

Tabla 4. Temperaturas de procesos de oxidación y degradación

Microcápsulas Tm de oxidación (ºC) Tm de degradación (ºC) WPC-MD 2:1 222.58 286.01 WPC-MD 3:1 229.77 291.23 WPC-P 2:1 228.97 286.34 WPC-P 3:1 229.62 291.19

WPC-PT55 2:1 227.24 288.16 WPC-PT55 3:1 228.13 288.89 WPC-PT100 2:1 224.55 289.72 WPC-PT100 3:1 228.53 291.34

Temperatura [ºC]

0 100 200 300

Fluj

o de

cal

or [W

g-1

]

-1,5

-1,0

-0,5

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

WPC-MD 3:1WPC-MD 2:1WPC-P 3:1WPC-P 2:1WPC-PT55 3:1WPC-PT55 2:1WPC-PT100 3:1WPC-PT100 2:1

Figura 6. Termograma de calorimetría diferencial de barrido de las microcápsulas.

CONCLUSIONES El aceite de semilla de uva es rico en ácidos grasos mono y poliinsaturados más del 87 % lo que lo convierte en un aceite de gran importancia para la industria alimentaria. Todas las emulsiones presentaron comportamiento de adelgazamiento al corte, las emulsiones con mayor contenido de sólidos presentaron los mayores valores de viscosidad y los menores tamaños de gota. La morfología de las diferentes microcápsulas presentó diferencias según el material de pared utilizado. Todos los termogramas de las microcápsulas presentaron dos picos exotérmicos relacionados con la oxidación del aceite superficial y la degradación de las microcápsulas. AGRADECIMIENTOS Los autores agradecen profundamente a la Biologa Greta Hanako Rosas de la Unidad de Microscopía del Colegio de Posgraduados por su apoyo en la obtención de las micrografías. BIBLIOGRAFÍA Bae, E. K., Lee, S. J. (2008). Microencapsulation of avocado oil by spray drying using whey

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