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BEZINA Francisca
APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS L’ELEVAGE S EMI-
INTENSIF DE CREVETTE Penaeus monodon
Thèse pour l’obtention du Diplôme d’État de Docteur en Médecine Vétérinaire
UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
FACULTE DE MEDECINE
DEPARTEMENT D’ENSEIGNEMENT DES SCIENCES ET DE MEDEC INE
VETERINAIRE
Année : 2015 N : 142
APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS L’ELEVAGE S EMI-
INTENSIF DE CREVETTE Penaeus monodon
THESE
Présentée et soutenue publiquement le 18 Novembre 2015
à Antananarivo
Par
Madame BEZINA Francisca
Née le 08 Octobre 1984 à Antalaha
Pour obtenir le grade de
DOCTEUR EN MEDECINE VETERINAIRE (Diplôme d’Etat)
Directeur de Thèse : Professeur RAFATRO Herintsoa
MEMBRES DU JURY
Président : Professeur RAFATRO Herintsoa
Juges : Professeur RASAMBAINARIVO Jhon Henri
: Professeur RAKOTOZANDRINDRAINY Raphaël
Rapporteur : Docteur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules Mbolatianarizao
DEDICACES ET REMERCIEMENTS :
A Dieu tout puissant : Je me confie en Dieu, je ne crains rien (PSAUME 56 : 4b)
A mes parents : pour leur amour, leur soutien, leur patience et surtout leurs sacrifices.
Que ce travail soit le témoignage de mon plus grand amour.
A mon mari : qui m’a toujours soutenu et m’encouragé dans la réalisation de ce travail.
Trouve dans ce modeste travail l’expression de notre amour.
A mon frère et mes sœurs : pour leurs soutiens et en reconnaissance de ces
merveilleux moments partagés.
Toutes mes tendresses et mes meilleurs vœux.
A ma fille et à mon fils, trésors de ma vie:
Qu’ils trouvent ici la récompense pour tant d’années de sacrifice.
A mes beaux-parents et à mes belles sœurs : pour votre accueil si chaleureux durant
mes repos de stage.
Votre aide a été capitale.
A Madame HASSANI Farida, Docteur vétérinaire, auprès de qui tout a commencé,
qui m’a accompagné tout au long du chemin, m’encourageant toujours plus au fur et à
mesure que le but approchait.
Qu’elle soit ici doublement remerciée, à la fois pour ses précieux conseils et pour ses
encouragements si chaleureux et rassurants.
J’adresse mes vifs remerciements à tous les responsables de la société plus
particulièrement à Monsieur le Directeur du site qui m’a accepté au sein de la Société
comme stagiaire.
A tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce travail.
A NOTRE MAITRE DIRECTEUR ET PRESIDENT DE THESE
Monsieur le Docteur RAFATRO Herintsoa
- Professeur Titulaire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en
Pharmacologie à la Faculté de Médecine d’Antananarivo,
- Chef de Département d’Enseignement des Sciences et de Médecine Vétérinaires.
Pour la disponibilité, l’appui et l’encadrement qu’il a fournis.
Veuillez trouver ici l'assurance de nos sentiments reconnaissants et respectueux.
A NOS MAITRES ET HONORABLES JUGES DE THESE
Monsieur le Docteur RASAMBAINARIVO Jhon Henri
- Directeur de recherche,
- Enseignant au Département d’Enseignement des Sciences et de Médecine
Vétérinaires.
Monsieur le Docteur RAKOTOZANDRINDRAINY Raphaël
- Professeur Titulaire, Honoraire d’Enseignement Supérieur et de Recherche en
Microbiologie et Parasitologie à l’Ecole Supérieur des Sciences Agronomiques.
- Enseignant à la Faculté de Médecine d’Antananarivo et au Département
d’Enseignement des Sciences et de Médecine Vétérinaires.
Qui malgré leurs nombreuses occupations ont accepté de siéger parmi les membres de
jury.
Veuillez trouver ici le témoignage de notre vive reconnaissance.
A NOTRE RAPPORTEUR DE THESE
Monsieur le Docteur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules
Mbolatianarizao
- Maître de conférences à l’Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques.
- Docteur en Science Agronomiques et Enseignant Chercheur à l’Ecole
Supérieure des Sciences Agronomiques.
Nous sommes heureux de pouvoir vous exprimer notre profonde reconnaissance et vifs
remerciements.
A NOTRE DOYEN DE LA FACULTE DE MEDECINE D’ANTANANAR IVO
Monsieur le Professeur ANDRIAMANARIVO Mamy Lalatian a
Veuillez recevoir l’expression de notre haute considération.
A NOTRE MAITRE ET CHEF DE DEPARTEMENT D’ENSEIGNEMEN T DES
SCIENCES ET DE MEDECINE VETERINAIRES (DESMV)
Monsieur le Professeur RAFATRO Herintsoa, Chef du DESMV.
Veuillez recevoir nos salutations les plus distinguées.
A TOUS NOS MAITRES ET PROFESSEURS DE LA FACULTE DE
MEDECINE - DEPARTEMENT VETERINAIRE
Qui ont contribué à notre formation pendant les années académiques
Merci mille fois pour tous les conseils, et pour la connaissance qu’ils nous ont
transmise durant toutes ces années
A TOUT LE PERSONNEL ADMINISTRATIF ET TECHNIQUE DU
DÉPARTEMENT VETERINAIRE ET DE LA FACULTE DE MEDECIN E
D’ANTANANARIVO
Nos sincères remerciements
.
SOMMAIRE
Pages
INTRODUCTION ........................................................................................................... 1
PREMIERE PARTIE : RAPPELS ............................................................................... 2
I. GENERALITES SUR LA Penaeus monodon ........................................................... 2
I.1. Taxonomie .......................................................................................................................... 2
I.2. Morphologie externe d'une crevette pénéide ...................................................................... 2
I-3. Anatomie d’une crevette .................................................................................................... 3
I.4. Développement larvaire et post-larvaire ............................................................................. 5
I.4.1. Stade larvaire ............................................................................................................... 5
I.4.1.1. Nauplius ................................................................................................................ 5
I.4.1.2 Zoé ......................................................................................................................... 6
I.4.1.3 Mysis ..................................................................................................................... 7
I.4.2. Post-larves ................................................................................................................... 9
I.4.3. Stade adultes .............................................................................................................. 10
I.4.4. Cycle de mue ............................................................................................................. 10
I.4.5. Maturité sexuelle ....................................................................................................... 11
II.ELEVAGE DE CREVETTE ................................................................................... 11
II.1. Systèmes d’élevage ......................................................................................................... 11
II.1.1. Élevages extensifs .................................................................................................... 11
II.1.2. Élevages semi-intensifs ............................................................................................ 11
II.1.3. Élevages intensifs ..................................................................................................... 12
II.1.4. Élevages super intensifs ........................................................................................... 12
II.2.Préparation des bassins ..................................................................................................... 12
II.3.Ensemencement ................................................................................................................ 13
II.4.Pré- grossissement ............................................................................................................ 13
II.5.Transfert ........................................................................................................................... 13
II.6.Grossissement ................................................................................................................... 14
II.7. Alimentation .................................................................................................................... 14
III. PROBIOTIQUE ..................................................................................................... 16
III.1.Définition du probiotique ................................................................................................ 16
III.2.Pourquoi le probiotique ................................................................................................... 16
III.3.Mode d’action du probiotique ......................................................................................... 16
DEUXIEME PARTIE : METHODES ET RESULTATS ........... .............................. 18
I. METHODES .............................................................................................................. 18
I.1. Cadre d’étude : .................................................................................................................. 18
I.2. Type d’étude : ................................................................................................................... 18
I.3. Durée d’étude et période d’étude : .................................................................................... 18
I.3.1. Durée d’étude : ...................................................................................................... 18
I.3.2. Période d’étude : .................................................................................................... 19
I.4. Population d’étude : .......................................................................................................... 19
I.5. Echantillonnage : .............................................................................................................. 19
I.5.1.Taille ....................................................................................................................... 19
I.5.2.Mode d’échantillonnage ......................................................................................... 20
I.6. Mode de collecte de données : .......................................................................................... 20
I.6.1.Consultation des documents ................................................................................... 22
I.6.2.Observation expérimentale ..................................................................................... 22
I.7. Variables étudiées : ........................................................................................................... 25
I.8. Analyse des données : ....................................................................................................... 26
I.8.1.Hypothèses .................................................................................................................. 26
I.8.2.Tests statistiques utilisés ............................................................................................. 26
I.8.2.1.Test “t” de student ............................................................................................... 27
I.8.2.2. Odds ratio ........................................................................................................... 27
I.8.3.Interprétation .............................................................................................................. 28
I.9. Considération éthiques : ................................................................................................... 28
I.10. Limites de l’étude : ......................................................................................................... 28
II. RESULTATS ............................................................................................................ 29
II.1. Poids des crevettes .......................................................................................................... 29
II.2. Taux de survie des crevettes ............................................................................................ 33
II.3. Croissance des crevettes .................................................................................................. 37
II.4. Effectifs des bassins ayant des branchies sales ............................................................... 40
TROISIEME PARTIE : DISCUSSION ...................................................................... 43
I. Poids moyen des crevettes : ...................................................................................... 43
II. Taux de survie des crevettes: .................................................................................. 43
III. Croissance des crevettes : ...................................................................................... 44
IV. Effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales : ................ 45
CONCLUSION.............................................................................................................. 50
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
LISTE DES TABLEAUX
Pages
Tableau I : Types du probiotique et le temps de distribution ............................. 24
Tableau II : Effectifs des bassins en fonction du poids des crevettes
au premier mois d'élevage ............................................................... 29
Tableau III : Effectifs des bassins en fonction du poids des crevettes
au deuxième mois d'élevage ............................................................ 29
Tableau IV : Effectifs des bassins en fonction du poids des crevettes
au troisième mois d'élevage ............................................................. 30
Tableau V : Propositions pour augmenter le gain du poids ................................. 32
Tableau VI : Effectifs des bassins en fonction du taux de survie
des crevettes ..................................................................................... 33
Tableau VII : Propositions pour augmenter le taux de survie ................................ 36
Tableau VIII : Propositions pour augmenter le gain de poids ................................. 39
Tableau IX : Effectifs des bassins ayant les crevettes qui ont chaque
type des branchies aux trois premiers mois d'élevage ........................ 41
Tableau X : Propositions pour éradiquer les branchies sales .............................. 42
LISTE DES FIGURES
Pages
Figure 1: Anatomie dune crevette ................................................................................................. 3
Figure 2: Stade nauplius ................................................................................................................ 6
Figure 3: Stade zoé ........................................................................................................................ 7
Figure 4: Stade mysis .................................................................................................................... 8
Figure 5: Stade post-larve ............................................................................................................. 9
Figure 6: Stade adulte ................................................................................................................. 10
Figure 7: Moyenne des poids des crevettes ................................................................................ 31
Figure 8: Taux moyens de survie des crevettes .......................................................................... 34
Figure 9: Taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes .................................................... 35
Figure 10: Moyennes des croissances des crevettes ................................................................... 37
Figure 11: Croissance hebdomadaire moyenne des crevettes ..................................................... 38
Figure 12: Effectif des bassins ayant des branchies sales ........................................................... 40
LISTE DES SIGLES ET DES ABREVIATIONS
°C : degré Celsius
FAO : Food and Agriculture Organisation
g : gramme
G : grossissement
Ha : hectare
≤ : inférieur ou égale
J : Jour
Kg : kilogramme
Km : Kilomètre
m2 : mètre carré
O2 : oxygène
OMS : Organisation Mondiale de la Santé
PG : pré-grossissement
pH : potentiel d’hydrogène
% : Pourcent
‰ : Pour mille
PL : post-larve
≥ : supérieure ou égale
T : Tonne
1
INTRODUCTION
Dans le système économique international, les crevettes issues de la pêche et de
l’aquaculture se situent au premier rang des échanges mondiaux des produits aquatiques
[1]. La production aquacole de crustacés, principalement de crevettes marines, a connu
une forte croissance depuis les années 1970 [2]. L’accroissement de la production
mondiale a été respectivement de 400 pourcents (%) entre 1975 et 1985 contre 350%
entre 1985 et 1993[3,4]. La production de Madagascar en 2005 a été de 7000 tonnes (T)
[5].
À Madagascar, la ferme aquacole où cette étude a été réaliée est victime de la
prolifération d’algue depuis plusieurs années. La dominance de certains types de ces
algues peut colmater les branchies des crevettes, entraîner une mauvaise croissance et
pire la mortalité des crevettes [6]. Par conséquent, leur croissance n’est pas satisfaisante,
la survie des crevettes ne cesse de diminuer. Face à ces problèmes observés sur
l’élevage de crevettes, il est important d’adopter ensemble des solutions. Actuellement,
les probiotiques sont largement utilisés en élevage des poissons mais leur utilisation en
aquaculture reste encore une nouveauté. Quel serait son avantage sur l’élevage de
Penaeus monodon dans cette aquaculture en question? En 1989, Fuller [7] a défini les
probiotiques comme des suppléments alimentaires constituaient des micro-organismes
vivants qui ont de l’influence favorable sur l’animal hôte en améliorant l’équilibre de sa
flore intestinale. L’hypothèse de cette recherche est que le probiotique améliore la santé
des crevettes en matière de branchie sale et augmente le taux de survie et la croissance.
Ainsi l’objectif de cette étude est d’observer l’efficacité du probiotique dans
l’élevage de Penaeus monodon. Les objectifs spécifiques qui en découlent sont : de
collecter les données concernant l’utilisation des probiotiques, d’analyser ces données
afin d’apporter des propositions d’amélioration. Pour développer cette étude, la
première partie consiste à faire des rappels. La deuxième partie est consacrée à la
description des méthodes permettant la réalisation de l’étude et la présentation des
résultats du travail de cette étude avec leurs analyses statistiques. Et la discussion
constituera la dernière partie.
2
I. GENERALITES SUR LA Penaeus monodon
I.1. Taxonomie
Selon Fabricius en 1798, le genre Penaeus monodon connu sous l’appellation
crevette tigrée appartient à la famille des Penaeidae et embranchement des Arthropodes
[8] dont la taxonomie est résumée comme suit:
Règne : Animalia
Embranchement : Arthropoda
Classe : Crustacea
Ensemble : Malacostraca
Sous-classe : Eucarida
Ordre : Décapoda
Sous-ordre : Natantia
Super-Famille : Penaeoidea
Famille : Penaeidae
Genre : Penaeus
Une nouvelle taxonomie des crevettes marines a été proposée par [9]. Celle-ci
reconnaît désormais sept familles et 56 genres de crevettes Penaeoidea et Sergestoiea. Il
existe près de 2500 espèces de crevettes dans le Monde, cependant seules 12 d’entre
elles font l’objet d’élevage. Ces dernières appartiennent toutes à la famille des
Penaeidae, et parmi elles, deux espèces représentent 90 à 95 % de la production
crevetticole mondiale: Litopenaeus vannamei et Penaeus monodon. Cela s’explique par
le fait que ces deux espèces, dont la reproduction est bien maîtrisée, présentent un
potentiel de croissance élevé et tolèrent bien des conditions d’élevage intensifiées [10].
I.2. Morphologie externe d'une crevette pénéide
Comme tous les crustacés, les pénéides sont caractérisées par une
métamérisation du corps. Les métamères sont regroupés en trois parties : une tête (ou
acron), un thorax (ou péréion) et un abdomen (ou pléon) terminé par le telson. Chez les
crustacés décapodes, le ségment thoracique est incorporé à la tête formant ainsi le
céphalothorax. Les pénaeïdes sont reconnus par la présence de pinces aux trois
premières paires de pattes thoraciques, ou péréiopodes. Ces crevettes présentent un
3
rostre bien développé, garni d'épines dorsales et ventrales. La partie abdominale est
composée de six (7) métamères portants chacun une paire de pattes nageuses
(pléopodes) sauf sur le dernier segment qui se termine par le telson. [3].
I-3. Anatomie d’une crevette
Figure 1: Anatomie dune crevette
Source : Typic. Anatomie d’une crevette. Paris : Edition CDE ; 2007.
• Bouche
Un orifice permettant à l’animal d’ingérer les aliments ;
• Œsophage
C’est un tube qui relie la bouche à l’estomac. Elle permet de conduire les aliments
de la bouche vers l’estomac pour la digestion ;
• Estomac et glande digestive
L’estomac est un organe en forme de poche permettant d’accueillir les aliments et
d’engager la procédure de digestion grâce aux dents chitineuses (contribution
mécanique) et aux sucs digestifs (contribution chimique). Ces derniers sont fabriqués
par la glande digestive rattachée à l’estomac ;
• Intestin
C’est la portion du tube digestif qui relie l’estomac à l’anus. C’est à ce niveau que la
digestion se poursuit, permettant ainsi l’assimilation des
l’élimination des déchets
• Anus
C’est un orifice qui permet l’évacuation des déchets
• Encéphale
C’est la région principale du système nerveux constituée entre autres du cervea
• Cœur
C’est un organe creux et musculaire qui pompe l’
circulation dans le corps du
péricardique contenant du sang
• Gonades
Ce sont des organes sexuels mâle (testicules qui produisent des
femelle (ovaires qui produisent les ovules)
• Muscle extenseur
C’est le muscle supérieur de l’abdomen permettant à
extension de la queue
• Glande verte
C’est un organe excréteur, proche de la fonction des
vertébrés. Elle permet au
d’ammoniaque. Toutefois, la majorité des déchets azotés sont évacués par les branchies.
L’orifice de la glande verte est situé à la base du
4
C’est la portion du tube digestif qui relie l’estomac à l’anus. C’est à ce niveau que la
digestion se poursuit, permettant ainsi l’assimilation des nutriments
l’élimination des déchets ;
C’est un orifice qui permet l’évacuation des déchets ;
C’est la région principale du système nerveux constituée entre autres du cervea
C’est un organe creux et musculaire qui pompe l’hémolymphe
circulation dans le corps du crustacé. Chez la crevette, le cœur est entouré par la
contenant du sang ;
Ce sont des organes sexuels mâle (testicules qui produisent des
femelle (ovaires qui produisent les ovules) ;
Muscle extenseur
C’est le muscle supérieur de l’abdomen permettant à la crevette
extension de la queue ;
Glande verte
C’est un organe excréteur, proche de la fonction des reins et de la vessie chez les
vertébrés. Elle permet au crustacé d’éliminer les déchets azotés sous forme
d’ammoniaque. Toutefois, la majorité des déchets azotés sont évacués par les branchies.
L’orifice de la glande verte est situé à la base du pédoncule antennaire
C’est la portion du tube digestif qui relie l’estomac à l’anus. C’est à ce niveau que la
nutriments dans le sang et
C’est la région principale du système nerveux constituée entre autres du cerveau ;
hémolymphe et permet sa
, le cœur est entouré par la cavité
Ce sont des organes sexuels mâle (testicules qui produisent des spermatophores ) ou
crevette de réaliser une
reins et de la vessie chez les
d’éliminer les déchets azotés sous forme
d’ammoniaque. Toutefois, la majorité des déchets azotés sont évacués par les branchies.
pédoncule antennaire ;
5
• Branchies
Ce sont les organes internes permettant la respiration sous l’eau par absorption de
l’oxygène dissous ;
• Muscle fléchisseur
C’est un muscle qui se situe en dessous de l’abdomen permettant à la crevette de
fléchir la queue.
I.4. Développement larvaire et post-larvaire
I.4.1. Stade larvaire
Après l’éclosion, les larves vont passer par douze stades larvaires avant
d'atteindre le stade postlarve (PL) [12].
I.4.1.1. Nauplius
L'oeuf donne naissance à un nauplius après l’éclosion, une phase considérée
comme la larve primitive de tous les crustacés. Cette phase est caractérisée par la
possession de trois paires d'appendices : les antennules et les antennes puis les
mandibules et enfin l’oeil unique médian, l'oeil nauplien. Le nauplii possède un corps
non segmenté pourvu de trois paires d’appendices à l’aide des quelles il se déplace par
saccades [13][14]. Les trois appendices du nauplius ont une fonction natatoire. Le
nauplius est dépourvu de bouche. Il ne s'alimente pas mais il se nourrit uniquement des
réserves vitellines contenues dans l'oeuf. Il existe cinq ou six stades naupliens
successifs. Chaque stade dure entre huit à dix heures. Les nauplii ont une taille moyenne
de 200 à 250 micromètres ( µm). Ils s'allongent légèrement au cours des mues
successives.
6
Figure 2: Stade nauplius
A.1 : antennule, A.2 : antenne, B. : bouche, C. Mast : crochet masticateur, Eb. :ébauche
des 4 métamères postmandibulaires et de leurs appendices, Epst. :épistome, Fu. : furca,
Gl.Ant : glande antennaire, Md. : mandibule, O.N : oeilnauplien, S. : soies, T.D. : tube
digestif.
Source: -Beaumont A. et Cassier P., Biologie animale. Des protozoaires aux
métazoaires épithélioneuriens. 3e édition. Paris: DUNOD ; 1983.
-Ramanankantenaina R A E. Etude de l’évolution des écosystèmes
bactériens et détermination du seuil critique de pathogénicité de certains vibrionaceae
dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon [Mémoire]. ESSA : Antananarivo ; 2004.
83p.
I.4.1.2 Zoé
Dans la deuxième phase, le nauplius se métamorphose en une larve appelée zoé
qui est capable de s'alimenter. Le zoé possède une carapace céphalothoracique distincte,
un abdomen terminé par un telson garni de longues soies terminales et un tube digestif
fonctionnel. Il existe trois stades zoé successifs : stade protozoé ou zoé I puis zoé II et
zoé III. Le premier stade se caractérise par le fait que les pédoncules oculaires ne sont
pas encore apparus alors qu’au cours des deux autres stades, les yeux sont pédonculés.
Ces trois stades zoé durent chacun plus de 24 heures. Les larves zoé I et II dont la taille
variant de quelques microns à quelques dizaines de microns de diamètre se nourrissent
7
d'algues tandis que la zoé III a un régime carnivore et se nourri des proies vivantes sous
forme d’Artemia. La Zoé possède une carapace céphalothoracique, un tube digestif et
des appendices qui permettent le déplacement par saccades en position verticale dans
l’eau et la tête s’oriente vers le haut [17].
Figure 3: Stade zoé
A.1 : antennule, A.2 : antenne, Md. : mandibule, Mx.1 : maxillule, Mx.2 : maxille, O.
:Oeil, Pmx.1 - Pmx.3 : maxillipèdes 1 à 3, Pe. : péreiopodes, U. : uropodes
Source:-Beaumont A. et Cassier P., Biologie animale. Des protozoaires aux métazoaires
épithélioneuriens. 3e édition. Paris: DUNOD ; 1983.
-Ramanankantenaina R. A. E. Etude de l’évolution des écosystèmes
bactériens et détermination du seuil critique de pathogénicité de certains vibrionaceae
dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon [Mémoire]. Bactériologie : Antananarivo ;
2004. 83p.
I.4.1.3 Mysis
Cette phase diffère profondément du dernier stade zoé. La larve a grossièrement
l'apparence d'une petite crevette. Mais la distinction est facile car ses pattes thoraciques
est démesurées, dépourvues de pinces, son appendice est caudal, son rostre est en
8
particulier développé. Les pattes thoraciques servent à la nage. Le comportement de la
mysis est très diffèrent car elle se tient la tête en bas avec de brusques mouvements de
montée de temps en temps alors que la zoé se tient verticalement dans l'eau dont la tête
étant orientée vers le haut et elle se déplace par saccade. Il existe trois stades mysis
séparés successivement par des mues qui se distinguent essentiellement par la
complication des appendices. Les mysis ont un régime carnivore assez strict, en
particulier pour les mysis II et III. Les nauplii d'Artémia salina constituent l'essentiel de
la nourriture carnée dans leur élevage.
Figure 4: Stade mysis
A.1 : antennule, A.2 : antenne, Pmx.2 – Pm.3 : maxillipèdes 2 et 3, P1 – P5 : pattes, U :
uropodes
Source: -Beaumont A. et Cassier P., Biologie animale. Des protozoaires aux
métazoaires épithélioneuriens. 3e édition. Paris: DUNOD ; 1983.
-Ramanankantenaina R. A. E. Etude de l’évolution des écosystèmes
bactériens et détermination du seuil critique de pathogénicité de certains vibrionaceae
dans l’élevage larvaire de Penaeus monodon [Mémoire]. Bactériologie : Antananarivo ;
2004. 83p.
9
I.4.2. Post-larves
A la suite d’une métamorphose, la mysis III donne naissance à une jeune
crevette très semblable à l'adulte, dénommée PL. La jeune PL est caractérisée en
particulier par le nombre et la disposition des épines ornant le rostre et les sculptures de
la carapace céphalothoracique. Ceux-ci permettent de distinguer les différents stades
post-larvaires. La présence d'appendices abdominaux utilisés pour la nage est le
principal caractère des PL. La jeune PL mène une vie plutôt pélagique, mais son
comportement se modifie graduellement. Au bout du sixième à huitième jour, elle
commence à acquérir le comportement des adultes. Pour les espèces fouisseuses, le
comportement se scinde en deux phases distinctes. Ces deux phases correspondent à une
phase nocturne d'activité (prise de nourriture, mue, déplacement et migration etc.) et une
phase diurne de repos.
Figure 5: Stade post-larve
Source: Motoh L. Studies on fisheries biologie of the giant tiger prawn, Penaeus
monodon in the Philippines.Tech Aquaculture Departement Southeast Asian Fisheries
development Center. 1981;7, 128 p.
10
I.4.3. Stade adultes
La morphologie définitive est atteinte à partir d’un mois et demi d'éclosion. Les
organes sexuels secondaires visibles à l'oeil nu se développent de manière progressive
au cours de plusieurs mues successives. Ainsi une phase juvénile se reconnaît avant
l’apparition des organes sexuels secondaires. Une phase pré-pubère correspond à
l’apparition et au développement de ces organes. Une phase pubère se reconnaît
lorsqu'ils ont atteint leurs proportions définitives.
Figure 6: Stade adulte
Source : l’auteur
I.4.4. Cycle de mue
Chez les crustacés, la croissance est un phénomène discontinu : elle se fait par
mues successives. L'ancienne cuticule est remplacée par une nouvelle, permettant une
augmentation du poids et de la taille de l'animal [3]. Cette mue permet, en outre, le rejet
des parasites externes, la régénération des appendices ainsi que la reproduction chez
certaines espèces.
11
I.4.5. Maturité sexuelle
La maturité sexuelle peut être atteinte lorsque l’individu a 37 millimètres de
longueur du cephalothorax pour les mâles. Les femelles atteignent cette maturité lorsque
le cephalothorax mesure 47 millimètres [18]. La taille maximale de Penaeus monodon
est de 270 millimètres et le poids maximal est de 260 grammes (g) [19].
II.ELEVAGE DE CREVETTE
II.1. Systèmes d’élevage
Il existe une gamme de différents modes de production classés en fonction de
leur niveau d’intensification et d’apport des intrants. Actuellement dans le monde, il y a
en général quatre méthodes d’élevage industriel pour le grossissement. L’élevage super-
intensif a été développé dans les années 1980 et 1990 [20-22,1].
II.1.1. Élevages extensifs
L’unité de production est un bassin de terre avec une surface de 5 à 100 hectares
(Ha). L’origine des PL est sauvage. L’alimentation des crevettes est naturelle car il n’y a
pas d’apport alimentaire. Le renouvellement d’eau est inférieur à 5% par jour (J), il n’y
a ni de fertilisation ni d’aération mécanique. La densité de PL est de1 à 5 par mètre
carré (m2). L’indice de conversion est de 0,9 à 1,3 alors que le rendement par Ha est de
50 à 500 kilogrammes ( kg) [1].
II.1.2. Élevages semi-intensifs
L’unité de production est un bassin de terre avec une surface de 2 à 30 Ha. Les
PL viennent soit d’origine sauvage soit d’écloserie. L’alimentation est constituée
d’aliments naturels et d’ aliments composés. Le renouvellement d’eau est de cinq à 20%
par jour. Il y a une utilisation de fertilisation et une aération mécanique partielle ou
nulle. La densité est de 5 à 25 PL par m2. L’indice de conversion est de 1,2 à 1,75 alors
que le rendement par Ha est de 500 à 5000 kg [1]. Ce type d’élevage montre le plus de
stabilité et de rentabilité dans le temps [23,24].
12
II.1.3. Élevages intensifs
L’unité de production est un bassin de terre avec une surface de 0,5 à 1 Ha.
L’origine des PL est l’écloserie. L’alimentation est constituée d’aliments naturels et
d’aliments composés. Le renouvellement d’eau est de 5 à 40% par jour. Parfois, il y a
l’utilisation de fertilisation. L’utilisation d’une aération mécanique forte est obligatoire.
La densité est de 25 à 120 PL par m2. L’indice de conversion est de 1,4, à 2,0 et le
rendement par Ha est de 5000 à 20000 kg[1]. Cette méthode est très risquée et présente
systématiquement des échecs économiques si la biosécurité n’est pas parfaitement
maîtrisée [23].
II.1.4. Élevages super intensifs
L’unité de production est un bassin liner avec une surface de 0,1 à 1 ha. Les PL
sont vennant de l’écloserie. L’alimentation est constituée d’une floc bactérien et des
aliments composés. Le renouvellement d’eau est de 2,5% par jour. Il n’y a pas de
fertilisation mais l’aération mécanique est permanente. La densité est de 120 à 1000 PL
par m2. L’indice de conversion est de 1,4 à 3,0. Le rendement par Ha est de 200000 à
100000 kg [1].
Un tel système d’élevage nécessite une forte aération et un faible taux de
renouvellement de l’eau. Ce système est considéré par de nombreux spécialistes comme
l’avenir de la production aquacole mondiale [25]. C’est à Belize que se situe la ferme
super-intensive la plus connue et la plus étudiée [26,27].
II.2.Préparation des bassins
Le secteur élevage est constitué de différentes étapes de production : l’élevage
des PL ou la nursery puis l’élevage des juvéniles ou le pré-grossissement (PG) et enfin,
la phase de grossissement (G). Entre deux cycles successifs d’élevage ou phase
transitoire, chaque bassin de PG ou de G est à vider ou à assec total. Le bassin est
ensuite désinfécté pour éliminer les germes restants. Durant cette phase qui s’avère
bonne pour le déroulement du nouveau cycle d’élevage, un ensemble d’activités
groupées sous le terme «préparation du bassin» est programmé.
13
II.3.Ensemencement
C’est l’ensemble des actions qui sont nécessaires pour favoriser le transfert des
PL de son bac d’expédition jusqu’au bassin de PG. Le transfert peut se faire aussi
directement vers le bassin de G dans le cas d’un ensemencement direct. Après le
déballage, le contrôle du nombre de sacs, du lot livré, de la température, de l’oxygène
(O2), du potentiel d’hydrogène (pH) et de la salinité de l’eau du bassin est
indispensable. Les matériels utilisés pour ce contrôle sont le thermomètre, l’oxymétrie,
le pH mètre et le salinomètre. Il est obligatoire d’accoutumer ou d’adapter
préalablement ces jeunes crevettes aux conditions de leur milieu de réception. La
température doit être plus ou moins 0,2 degré Celsius (°C) de même pour le pH. La
salinité dans les bacs doit être le même que celle de la réception.
Ces actions se déroulent en deux étapes :
• L’acclimatation : elle est nécessaire pour adapter progressivement les PL
aux conditions du milieu du bassin de réception (PG ou G). Ainsi, elle
permet d’éviter le stress ou la détérioration de l’état sanitaire des PL et
réduire le risque de mortalité.
• L’ensemencement proprement dit : il consiste à transférer les PL après
l’acclimatation dans le bassin.
II.4.Pré- grossissement
Après l’ensemencement, les PL restent dans le bassin de PG jusqu’à ce qu’elles
atteignent un poids moyen de 0,5g. Elles sont encore au stade juvénile et sont nourries
avec des aliments en poudre puis des aliments de type «starter». La dimension des
bassins varie de 1 à 2 ha.
II.5.Transfert
Les juvéniles du PG sont transférés dans le bassin de G à partir de 0,5g de poids.
Avant le transfert proprement dit, l’expertise du bassin à transférer est obligatoire. Le
transfert des crevettes se fait selon les conditions suivantes : la présence des crevettes
molle de l’ancien bassin est inférieure ou égale à 5%, la présence du muscle blanc est
14
inférieure à 0,1%, la présence de crevettes crampée est inférieure à 5%. Le démarrage
du transfert ne pourra se faire qu’après le test de comportement positif des crevettes.
Les crevettes sont récoltées dans le bassin de PG à l’aide d’un filet puis mis dans un
bac. Ils sont ensuite pesés et les poids affichés sont enregistrés. Les crevettes sont
trillées pour enlever les animaux indésirables et ceux qui présentent un muscle blanc. Le
triage se fait manuellement. L’oxygène dans le bac de tri et le bac de transfert doit être
mesuré fréquemment pendant toute la manipulation et cette valeur doit être supérieure
ou égale à quatre. De ce fait, il est obligatoire d’avoir une bouteille d’oxygène de
réserve prêt en cas de besoin.
II.6.Grossissement
La méthode d’élevage adoptée par l’aquaculture où cette étude a été effectué est
de type semi-intensif. La surface du bassin de G varie de 5 à 10 ha. La durée d’élevage
en G est environ de 3 à 6 mois en fonction des demandes. Les aliments sont distribués
au moins deux fois par jour avec un intervalle de distribution minimale de trois heures.
La distribution se fait en bateau et manuellement.
II.7. Alimentation
L’alimentation assure la croissance, la survie et les indices de conversion des
crevettes. Il est donc important de bien gérer l’alimentation pour satisfaire les besoins
nutritionnels des animaux selon leur poids moyen et la saison pour obtenir de crevettes
de qualité. Le Penaeus monodon a un régime omnivore lorsqu’il est jeune puis devient
carnivore. La nutrition des crevettes varie en fonction du cycle biologique ou du stade
de développement [28].
Pour les filières crevetticoles semi-intensives l’utilisation d’un aliment composé est
obligatoire pour obtenir des croissances et des survies satisfaisantes [3]. Mais
l’utilisation d’un aliment composé ne suffit pas pour obtenir des résultats corrects en
termes de croissances et de survie : différents facteurs entrent en jeu tels que la
formulation de l’aliment et la qualité des ingrédients ; la méthode de fabrication et les
caractéristiques physiques du granulé ; la méthode et le régime de distribution ;
15
l’environnement aquatique et la production naturelle. Les besoins nutritionnels des
crevettes se caractérisent par :
- des besoins protéiques élevés (comparativement à ceux des mammifères terrestres et
des volailles) qui doivent être couverts par des protéines de haute qualité en particulier
des protéines d’origine animale et marine apportés par les farines de poisson, de calmar
et de crustacés. Les autres protéines sont d’ordre végétal (tourteau de soja, blé),
- des besoins en lipides relativement faibles mais spécifiques en acides gras
polyinsaturés à chaîne longue (qui ne peuvent être apportés que par des huiles marines –
huile de poisson), en phospholipides et en cholestérol,
- des besoins en vitamines et en certains minéraux (en particulier le phosphore).
Les aliments commerciaux destinés aux élevages de crevettes sont donc
composés sommairement d’un mélange de farines animales et végétales, d’huile de
poisson et d’un complément en vitamines et en minéraux. La stabilité à l’eau de
l’aliment est obtenue par un broyage fin des farines et l’ajout de liants spécifiques. Les
farines une fois mélangées subissent un traitement à la vapeur (> 80 °C) avant d’être
agglomérées, le plus souvent par pressage à sec, pour former des granulés cylindriques
de 2mm de diamètre servant au nourrissage des crevettes adultes. La granulométrie de
l'aliment est importante car elle doit être adaptée à la taille des crevettes afin que celles-
ci puissent l'ingérer facilement.
Les animaux juvéniles de poids < 0.5 g sont nourris de granulés concassés (0.5 à 1 mm),
ceux compris entre 0.5 et 5 g avec des granulés de 2 x 2 mm et au-delà de 5 g avec des
granulés de 2x15 mm.
En aquaculture, l’estimation de la ration quotidienne ne consiste pas en un
simple calcul mathématique, c’est un exercice difficile qui repose beaucoup sur le
savoir faire empirique de l’éleveur. La ration exprimée en aliment sec est un
pourcentage de la biomasse des crevettes en élevage. Elle diminue avec la taille des
animaux et passe ainsi de 6 % chez les juvéniles de 2 g de poids moyen à 1.8 % chez les
sub-adultes de 22 g.
Ainsi les éleveurs ont dressé des tables de rationnement avec le poids moyen des
animaux qui est estimé par échantillonnage une fois par semaine, et le pourcentage
correspondant à la ration à distribuer. Cependant la bonne utilisation de ces tables
repose entièrement sur la précision avec laquelle la taille de la population en élevage est
16
estimée. Or, cette information dépend de la mortalité qui ne peut être connue avec
exactitude pendant l'élevage.
III. PROBIOTIQUE
III.1.Définition du probiotique
En 2001, l'Organisation Mondiale de la Santé (OMS) et de la Food and
Agriculture Organisation (FAO) ont donné une définition officielle des probiotiques
qui, selon elles sont des «micro-organismes vivants qui, lorsqu'ils sont ingérés en
quantité suffisante, exercent des effets positifs sur la santé, au-delà des effets
nutritionnels traditionnels». D’après l’OMS en 2001, les probiotiques sont des
microorganismes vivants, bactéries ou levures, qui, ingérés en quantité convenable,
peuvent avoir des effets bénéfiques sur la santé de l'hôte et sa croissance.
III.2.Pourquoi le probiotique
Les rapports successifs de la FAO placent l’essor des maladies comme l’un des
freins majeurs au développement de l’aquaculture. Les pertes annuelles liées à ces
maladies sont estimées à trois milliards de dollars US [29]. C’est pourquoi l’utilisation
des antibiotiques dans l’aquaculture devenait excessive pour traiter les maladies
d’origine bactérienne. Mais outre le fait de rendre ce type de traitement inefficace,
l’utilisation excessive des antibiotiques en aquaculture constitue aussi une menace
directe pour la santé humaine et pour l’environnement [30]. C’est pourquoi dans un
souci de santé publique et afin de résoudre les problèmes de santé en aquaculture, des
efforts sont plus que jamais nécessaires pour promouvoir une utilisation raisonnée des
antibiotiques et proposer de nouvelles stratégies de lutte contre les pathologies d’origine
bactérienne.
III.3.Mode d’action du probiotique
L'effet bénéfique des probiotiques chez les humains, porc, bétail et en nutrition
de volaille a été bien documenté [31-33]. Ils sont généralement employés en tant que
nourritures agissant sur la santé de l’homme et de l’animale [34] aussi bien que des
suppléments de croissance pour l'alimentation des animaux [35]. En ce qui concerne les
17
applications en aquaculture, [36] étaient le premier à proposer que les bactéries agissent
en tant qu'approvisionnements alimentaires et contrôleurs biologiques de la maladie de
poissons.
Cependant, les premières études au sujet de l’utilisation du probiotique aux
poissons ont été éditées vers la fin des années 80 [37,38]. Les composés bactériens
agissent en tant qu'immunostimulants dans les poissons et la crevette [39]. Quelques
bactéries dans le probiotique ont pu contribuer pour stimuler le système immunitaire
non spécifique des poissons, ayant parfois comme conséquence un perfectionnement de
leur résistance à l'infection bactérienne [40,41] [42]. Plusieurs études indiquent que les
bactéries dans le probiotique sont bon candidat pour améliorer la digestion des aliments
et croissance des aquatiques [43-46].
18
I. METHODES
I.1. Cadre d’étude :
Cette étude a été effectuée au sein d’une Société aquacole qui existe ici à Madagascar.
Les conditions climatiques dans le site d’étude sont alternées de deux saisons bien
distinctes : la saison sèche et la saison humide. La température moyenne annuelle est de
27°C. La température peut atteindre jusqu’à 34°C pendant la saison de pluie. La
pluviométrie annuelle est de 1558mm. En général, l’amplitude est assez faible. La
région est balayée par deux vents dominants, la mousson venant de Nord-Ouest
d’octobre en mars et l’alizé du Sud-est pour le reste de l’année. Le site est soumis à un
régime de marées semi- diurnes, deux marées hautes et basses séparées les unes des
autres de 6 h 15 mn environ. Le marnage est compris entre 0,5m en mortes eaux et 4,2m
en vives eaux. La ferme se situe sur la latitude 15°24’00’’S et longitude 47°05’00’’E.
I.2. Type d’étude :
C’est une enquête basée sur des études évaluatives de type à la fois rétrospective
et prospective. Elle vise à comparer la situation de l’aquaculture avant et après
l’utilisation du probiotique. L’utilisation du probiotique a été jugée nécessaire aux vues
des problèmes affectant la culture des crevettes tels que la faiblesse du taux de survie et
la croissance des crevettes ou encore les branchies sales.
Cette étude se divise en deux parties distinctes. L’étude rétrospective consiste à
consulter les dossiers avant l’utilisation du probiotique et l’étude prospective consiste à
faire des observations expérimentales et à consulter les dossiers.
I.3. Durée d’étude et période d’étude :
I.3.1. Durée d’étude :
La rédaction du protocole de recherche a commencé au mois de novembre 2012. Le
document final est restitué au mois de septembre 2015.
19
I.3.2. Période d’étude :
La période d’étude s’est étalée du mois de janvier au mois de décembre 2012 au
cours de laquelle la ferme n’a pas encore utilisé le probiotique et du mois de février au
mois d’octobre 2013 au cours de laquelle la ferme a utilisé le probiotique.
I.4. Population d’étude :
La population étudiée a été représentée par les crevettes Penaeus monodon dans les
bassins de grossissement.
I.5. Echantillonnage :
I.5.1.Taille
Le calcul de la taille des échantillons étudiés a été fait à partir de la proportion
suivante:
n = t² X p (1- p) / e²
Avec:
- n : taille de l’échantillon attendu,
- t: niveau de confiance déduit du taux de confiance (traditionnellement 1,96 pour un
taux de confiance de 95%),
- p : proportion estimative des bassins présentant la caractéristique étudiée,
- e : marge d’erreur (fixée à 5%).
Application numérique :
n =?
t =1,96
p = 0,99 correspondant à 82 bassins sur 83.
e = 5% = 0,05
n = (1,96)² X 0,99 X (1- 0,99) / (0,05)² = 15
20
Calcul du pas de sondage
La raison r ou pas de sondages 5 a été obtenu par le rapport entre le nombre total des
bassins qui est égal à 83 et le nombre d’échantillon qui est égal à 5.
I.5.2.Mode d’échantillonnage
Il s’agit d’un échantillonnage probabiliste. Quinze bassins ont été pris dans le cadre
de cette étude. Par la raison r égal à 5, le numéro pris au hasard entre 1 et 5 est le
numéro 3. Le bassin correspondant au numéro 3 a été le premier échantillon. Le
deuxième échantillon a été le numéro 8 car il a été obtenu par l’addition du numéro
d’échantillon précédent avec la raison r et ainsi de suite jusqu’à l’obtention des 15
échantillons.
I.6. Mode de collecte de données :
Les données qui sont ici étudiées ont été disponibles, au sein de la Société dans
laquelle les études ont été menées sous forme de données non modifiables, ce qui a
occasionné une certaine difficulté de manipulation. Pour avoir des données faciles à
manipuler, elles ont été ensuite exportées vers Excel. A partir du document Excel, les
bassins qui ont répondu aux critères exigés ont été soutirés en supprimant les bassins et
les données inutiles. Les données concernant la branchie sale ont été enregistrées
quotidiennement tandis que le taux de survie des crevettes et la croissance ont été
enregistrés par semaine. Pour mieux exploiter les données, elles ont été classées par
mois. Les données qui ont fait l’objet de cette étude sont les données enregistrées de
façon journalière et hebdomadaire durant le cycle du bassin. Ces bassins ont été soutirés
par échantillonnage.
Expression des résultats:
Les données enregistrées de façon journalière ou hebdomadaire durant le cycle du
bassin
Branchie sale ou BS :
Lors des études, la branchie de crevette a été subdivisée en quatre catégories : A,
B, C et D. Les crevettes classées parmi la branchie de catégorie A et B ont été
21
considérées comme ayant des branchies normales. Celles qui ont une branchie de
catégorie C et D sont les crevettes ayant des branchies sales. Dans chaque bassin, les
pourcentages des crevettes classées dans chaque catégorie de branchie ont été
enregistrés tous les jours.
Un bassin a été en effet considéré comme ayant de la branchie sale quand
pendant sept jours successifs d’enregistrement, le pourcentage de branchie C cumulée
avec les crevettes de branchie D est supérieur ou égal à 10%. L’effectif des bassins
ayant de branchie sale a été enregistré mensuellement durant les trois premiers mois
d’élevage.
Le taux de survie :
Le taux de survie des crevettes a été estimé par semaine. Dans cette étude, le
taux de survie des crevettes a été divisé en deux catégories, à savoir le taux moyen de
survie sur une période de un mois et le taux hebdomadaire moyen mensuel. Le taux
moyen de survie sur une période de un mois a été calculé comme suit :
Taux moyen de survie� ����� ��� �� �� �� ��� ��� �� ��������
Taux de survie hebdomadaire moyen� ∑����� �� ������ �� 1 "#" ���� �� ������ �� 4%4
Le taux de survie en fin du mois a été obtenu à partir de la valeur inscrite après une
période de un mois.
La croissance :
Quelques échantillons des crevettes ont été pesés en grammes par semaine pour
connaître les gains de poids. La croissance moyenne mensuelle des crevettes a été
obtenue en faisant la moyenne des gains de poids obtenus dans une période de un mois.
Moyenne de croissance � ����� �� & ' �����'� ��� �� ��������
Croissance hebdomadaire moyenne� ∑�' �����'� ���� (#(' �����'� ��� )%)
22
I.6.1.Consultation des documents
La société au sein de laquelle les études ont été menées dispose d’une base de
données permettant une analyse rétrospective de la population des crevettes. Les bassins
de grossissement ont été inclus dans cette étude. Les bassins de grossissement ayant de
cycle inférieur à trois mois ont été exclus de cette étude. Enfin, les bassins de pré-
grossissement n’ont pas été inclus dans cette étude.
I.6.2.Observation expérimentale
Les bassins de grossissement qui ont reçu le probiotique dès le début du cycle
jusqu’à la fin de celui-ci et ceux qui ont au moins un cycle pendant la période d’études
ont été inclus dans l’étude. Ce qui n’a pas été le cas des bassins qui n’ont pas respecté la
durée de l’étude et qui, de ce fait, ont été exclus de l’étude. Les bassins qui ont reçu
autre traitement en plus du probiotique ont été également exclus de l’étude. Et les
bassins de pré-grossissement n’ont pas été inclus dans l’étude.
Pour améliorer la conduite d’élevage, l’Aquaculture utilise deux gammes de
probiotique, à savoir l’EPICIN et le BEM’s.
� Probiotique EPICIN
L’EPICIN est composé des bactéries qui se trouvent en état de dormance, il
faudrait passer par une hydratation qui est une préparation avant son utilisation dans les
bassins d’élevage. L’hydratation permet d’activer les bactéries dans l’EPICIN.
L’EPICIN peut être appliqué directement dans les bassins ou cultiver dans un tank afin
que les bactéries puissent se multiplier avant leur application dans le bassin.
� Application directe
Etape 1: L’hydratation d’EPICIN
L’hydratation de l’EPICIN se fait une heure avant sa distribution dans le bassin.
Plusieurs étapes doivent être suivies avant son application :
23
- Traiter l’eau avec un pourcentage de chlore 50 parties pour mille. Cette étape est
obligatoire pour tuer les bactéries présentes dans l’eau.
- Puis laisser agir pendant une heure.
- Dé-chlorer pendant 72 heures avec une aération. En cas de présence de trace de
chlore, il faut utiliser du thiosulfate.
- Pour un bassin de un Ha de surface, il faut mettre 40g d’EPICIN dans 40 litres
d’eau dé-chlorée.
- Il faut s’assurer que les produits soient bien mélangés et remuer le mélange si
possible. Laisser le ensuite se reposer une heure, avant de l’appliquer dans le
bassin.
Etape 2: Distribution du probiotique
- La distribution du probiotique se fait le matin ou en fin de la matinée en même
temps que la distribution d’aliments. Et après, elle se fait toutes les 48heures.
� Culture et production du probiotique
Etape 1: Culture et production de probiotique
- Traiter l’eau avec un pourcentage de chlore 50 parties pour mille
- Laisser agir pendant une heure
- Dé-chlorer pendant 48 heures par le biais d’une aération et/ou ajouter du
thiosulfate.
- Mettre 150g d’EPICIN dans 150 litres d’eau dé-chlorée
- Ajouter:
• 1,5 kg de sucre,
• 15g d’Urée,
• un lait de farine constitué de 750g de farine et d’eau qui a été
préalablement bien mélangé.
- Laisser pousser le probiotique pendant 48 heures. Pendant ce temps, il faut que
l’aération soit en permanence et que les paramètres suivantes soient contrôlés à
chaque une heure : la salinité, l’oxygène et la température.
- Enfin, le probiotique est prêt à être distribué.
24
Etape 2: Distribution du probiotique
- La distribution se fait le matin ou en fin de la matinée en même temps que la
distribution d’aliments. Et après, elle se fait tous les deux jours.
- Distribuer 25 litres par ha par application
� Probiotique BEM’S
Il y a trois types de probiotique BEM’s:
- BEM Sol
-BEM Eau
-BEM Aliment
Tableau I : Types du probiotique et le temps de distribution.
Types du probiotique Distribution Dose
-BEM Sol
-Elle se fait au moment du
remplissage d’eau dans le
bassin et avant
l’ensemencement.
-15 litres par ha pour les pré-
grossissement,
-10 litres par ha pour les
grossissements.
-BEM Eau - Elle se fait cinq fois par
semaine lorsque les crevettes
sont dans le bassin.
Deux litres par ha pour les pré-
grossissement et un litre par ha
pour les grossissements.
-BEM Aliment -Elle se fait à chaque
distribution d’aliment.
200 mililitres pour 25 Kg
d’aliment
� Culture des bactéries
Les bactéries sont cultivées dans des tanks ou réacteurs dont les vannes se
trouvent en bas. La récolte se fait tous les quatre jours. Pour chaque tank, la vanne est
ouverte pour collecter 60% de son contenu mais lorsque le niveau de contenu collecté
est aux environs de 50%, une petite quantité est prise comme échantillon pour pouvoir
mesurer la température, le pH et compter les bactéries présentes. Sur le 40% du contenu
restant qui sert de souche mère pour la prochaine culture, 60 litres de mélasse y sont
ajoutés. Il faut aussi ajouter de l’eau distillée pour que le contenu atteigne de nouveau le
25
niveau 100%. Les nutriments pour les bactéries ne sont ajoutés que tous les 15 jours.
Les nutriments sont composés de 55g de VAB Dry Mix, de 55 millilitres de VAB
liquide, de 155g d’Yeast ou levure et de 55g de farine locale qui sont préalablement
mixés avec de l’eau de-chlorée.
� Activation
Avant la distribution du BEM Sol dans le bassin, l’activation se fait pendant 24
heures tandis que l’activation pour le BEM Eau se fait pendant 24 heures ou 48 heures
ou 72 heures selon la quantité distribuée dans le bassin (pour 2J ou pour 3J).
L’activation permet la culture des bactéries. Le BEM aliment seul est prêt à être utilisé
et ne nécessite pas une activation. L’activation et la culture se font en anaérobiose.
I.7. Variables étudiées :
Les variables étudiées sont:
-le poids des crevettes : regroupé en deux catégories selon leur poids et leur âge. Les
crevettes ayant une croissance faible sont celles qui ont un poids inférieur à 7g à l’âge
d’un mois, 14g à deux mois d’âge et 21g à l’âge de trois mois. Les crevettes qui ont le
poids supérieur ou égal à 7g à l’âge de un mois, 14g à l’âge de deux mois et 21g à l’âge
de trois mois sont considérées comme ayant une croissance normale.
-l’effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales : le nombre des
bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales a été calculé par mois durant
cette étude.
-la croissance des crevettes : c’est le gain de poids en gramme obtenu par les crevettes
par mois.
-le taux de survie : c’est le rapport entre le nombre de crevettes pendant le suivi sur le
nombre de crevette initiale multiplié par cent. La survie élevée marque la performance
d’un élevage. Dans cette étude, la survie a été considérée comme normale lorsqu’elle
atteint un taux supérieur à 80%, acceptable si compris entre 70% à 80% et mauvais si
inférieur à 70%.
26
I.8. Analyse des données :
I.8.1.Hypothèses
Hypothèse nulle ou H0 :
- il n’y a pas de différence entre le poids moyen des crevettes avant et après l’utilisation
du probiotique.
- les taux moyens de survie avant et après l’utilisation du probiotique sont identiques.
- la croissance moyenne avant l’utilisation du probiotiqueest similaire à celle constatée
après l’utilisation du probiotique.
- l’effectif des bassins ayant des branchies sales avant et après l’utilisation du
probiotique est le même.
Hypothèse alternative ou H1 :
- le poids moyen des crevettes avant l’utilisation du probiotique est différent de celui
observé après l’utilisation du probiotique.
- il existe une difference entre les taux moyens de survie avant et après l’utilisation du
probiotique.
- la croissance moyenne avant et après l’utilisation du probiotique est différente.
- l’effectif des bassins ayant des branchies sales avant l’utilisation du probiotique est
différent de l’effectif des bassins les ayant après l’utilisation du probiotique.
I.8.2.Tests statistiques utilisés
Le logiciel Epi info TM 7.1.4.0 et SPSS 22 ont été utilisés pour l’analyse des
données. Le test “t” de Student a été utilisé lors des comparaisons des moyennes des
paramètres et l’odds ratio pour comparer l’effectif des bassins ayant des branchies sales.
27
I.8.2.1.Test “t” de student
Le test t de Student est un test de comparaison de deux moyennes selon les
démarches suivantes:
1- Ranger les valeurs sous forme de tableau. Noter le nombre N1 de données de la
première série et le nombre N2 de données de la deuxième série
2- Calculer les moyennes et les écarts types de chacune des séries à partir des
formules suivantes:
Moyenne� ∑ *�+
Ecart type� ,∑�*�-��.����%²+-�
3- Calculer la variance totale
S2� �+₁01₁²%(�+₂01₂²%�+₁(+₂%-4
4- Calcul du t de Student
t� |��.����₁-��.����₂|�, 6
7₁( 67₂
5- Comparer le t calculé au t de la table, avec un degré de liberté ν=N1+N2-2
I.8.2.2. Odds ratio
Odds(R) = R/(1–R) n’est autre que le quotient entre la probabilité d’un événement et la
probabilité de non-survenue de cet événement. Et l’odds ratio ou rapport des cotes est le
rapport de l’odds de l’évènement dans le groupe traité divisé par l’odds de l’évènement
dans le groupe contrôle.
L’odds ratio est utilisé pour une comparaison des proportions ou des pourcentages. Il
permet de mesurer le risque ou l'effet et s’obtient par :
28
OR � :₁/�1 < :₁%:₀/�1 < :₀%!
I.8.3.Interprétation
Si la valeur de la p est inférieure à un seuil préalablement défini à 0,05,
l'hypothèse nulle est rejetée, et le résultat du test est déclaré statistiquement significatif.
Dans le cas contraire, si la valeur de la p est supérieure au seuil, l’hypothèse nulle n’est
pas rejetée. Et enfin, si la valeur de la p est inférieure à 0,05, il y a une différence
statistiquement significative entre un élevage avec et sans probiotique. Dans le cas
contraire, si la valeur de la p est supérieure à 0,05 la différence statistique n’est pas
significative ce qui veut dire que l’élevage avec ou sans probiotique demeure le même.
I.9. Considération éthiques :
Les données de la Société qui ont été utilisées pour cette étude ont été fermées
dans un lieu sûr afin de conserver leur confidentialité et surtout afin d’éviter l’utilisation
des dites données à d’autres fins pouvant nuire à la Société en question.
I.10. Limite de l’étude :
Biais d’information qui peuvent survenir lors de la saisie et classements des données.
29
II. RESULTATS
II.1. Poids des crevettes
Durant les trois premiers mois d’élevage, les poids des crevettes dans les 15 bassins
sont divisés en deux catégories selon leur âge et leur poids.
Tableau II: Effectif des bassins en fonction du poids des crevettes au premier mois
d'élevage
2012 2013
Poids Effectif(%) Effectif(%)
<7g 13(86,67) 13(86,67)
≥7g 2(13,33) 2(13,33)
TOTAL 15(100) 15(100)
Durant les années 2012et 2013 au premier mois d’élevage 86,67% de bassins ont des
crevettes de poids inférieur à 7g.
Tableau III: Effectif des bassins en fonction du poids des crevettes au deuxième
mois d'élevage
2012 2013
Poids Effectif(%) Effectif(%)
<14g 13(86,67) 15(100)
≥14g 2(13,33) 0(0,00)
TOTAL 15(100) 15(100)
Durant l’année 2012 au deuxième mois d’élevage 86,67% des bassins ont des crevettes
de poids inférieur à 14g, tandis qu’en 2013 durant la même période, 100% des bassins
ont des crevettes de poids inférieur à 14g.
30
Tableau IV: Effectif des bassins en fonction du poids des crevettes au troisième
mois d'élevage
2012 2013
Poids Effectif(%) Effectif(%)
<21g 13(86,67) 15(100)
≥21g 2(13,33) 0(0,00)
TOTAL 15(100) 15(100)
Durant l’année 2012 au troisième mois d’élevage 86,67% des bassins ont des crevettes
de poids inférieur à 21g, tandis qu’en 2013 durant la même période, 100% des bassins
ont des crevettes de poids inférieur à 21g.
31
La figure ci-après montre les moyennes des poids des crevettes élevées sans probiotique
(2012) et élevées avec du probiotique (2013) aux trois premiers mois d’élevage.
Figure 7: Moyenne des poids des crevettes
Interprétation :
Le poids moyen des crevettes au premier, au deuxième et au troisième mois
d’élevage en 2012 est respectivement 5,79±1,75, 11,11±2,38, 16,78±3,58 qui est
supérieur à celle de l’année 2013 qui est respectivement 4,39±2,01 au premier mois,
9,03±2,66 au deuxième mois et 14,07±3,20 au troisième mois d’élevage.
D’après l’analyse statistique, la valeur de la p observée au premier mois d’élevage
est égale à 0,04 qui est inférieure à la p théorique. L’hypothèse alternative est acceptée
32
et l’hypothèse nulle est rejetée, la différence entre les poids moyens des crevettes au
premier mois d’élevage est statistiquement significative.
La valeur de la p observée égale à 0,03. L’hypothèse alternative est acceptée, la
différence est statistiquement significative entre le poids moyen des crevettes élevées
avec du probiotique et celles élevées sans probiotique au deuxième mois d’élevage.
L’hypothèse nulle est rejetée.
D’après l’analyse statistique la p observée est de 0,04. L’hypothèse nulle est rejetée
et l’hypothèse alternative est acceptée, statistiquement, il y a de différence significative
entre le poids moyen des crevettes au troisième mois d’élevage.
Tableau V: Propositions pour augmenter le gain du poids
VARIABLES FAIBLESSE AMÉLIORATIONS
Poids moyen des crevettes Le poids moyen des
crevettes est en baisse
Statistiquement, l’utilisation du
probiotique diminue le poids
moyen des crevettes car p est
égale à 0,04. Il faut continuer
l’utilisation du probiotique :
-mais il est primordial de passer
l’élevage de crevettes par le
bassin de pré-grossissement
avant d’ensemencer dans le
bassin de grossissement.
-et utiliser des aliments de
bonne qualité pour satisfaire
tous les besoins des crevettes.
33
II.2. Taux de survie des crevettes
Les tableaux suivants montrent la situation du taux de survie des crevettes avant et
après l’utilisation du probiotique :
Tableau IIII: Effectif des bassins en fonction du taux de survie des crevettes
Taux de survie Effectif de bassins(%)
l’année 2012
Effectif de bassins(%)
l’année 2013
Normal 6(40,00) 10(66,67)
Acceptable 4(26,67) 2(13,33)
Mauvais 5(33,33) 3(20,00)
TOTAL 15(100) 15(100)
Durant l’année 2012, 40,00% des bassins ont des crevettes ayant un taux de survie
supérieur ou égal à 80%, tandis que pour l’année 2013, 66,67% des bassins ont des
crevettes ayant un taux de survie supérieur ou égal à 80%.
Les taux moyens de survie des crevettes par mois durant les trois premiers mois
d’élevage en 2012 et en 2013 sont illustrés par la figure ci-dessous :
34
Figure 8: Taux moyens de survie des crevettes
Interprétation :
Le taux moyen de survie des crevettes en 2012 au premier, au deuxième et au
troisième mois d’élevage est respectivement 93,20±2,56, 85,47±6,28, 76,17±9,82 contre
90,26±8,88 au premier mois, 85,27±7,89 au deuxième mois, 78,95±8,96 au troisième
mois pour l’année 2013.
La valeur de la p observée est égale à 0,23. L’hypothèse nulle est acceptée, il n’existe
pas une différence statistique significative entre le taux moyen de survie des crevettes
élevé avec du probiotique et celle élevée sans probiotique à l’âge de un mois.
35
D’après l’analyse statistique, la valeur de la p est égale à 0,93. L’hypothèse nulle est
acceptée, la différence entre les taux moyens de survie des crevettes pour les années
2012 et 2013 à l’âge de deux mois n’est pas significative.
La valeur de la p est égale à 0,42. L’hypothèse nulle est acceptée, la différence
statistique n’est pas significative entre le taux moyen de survie à l’âge de trois mois des
crevettes durant les années 2012 et 2013.
Les taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes durant les trois premiers mois
d’élevage en 2012 et en 2013 sont illustrés par la figure ci-dessous.
Figure 9: Taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes
36
Interprétation :
Le taux de survie hebdomadaire moyen au premier, deuxième et troisième mois
d’élevage en 2012 est respectivement 95,37±1,52, 88,70±4,71, 80,33±7,85 qui est
supérieur à celle de l’année 2013 sauf au troisième mois d’élevage.
La valeur de la p est égale à 0,14 au premier mois d’élevage. L’hypothèse nulle est
acceptée, il n’existe pas de différence statistique significative entre le taux de survie
hebdomadaire moyen des crevettes durant le premier mois d’élevage élevées avec ou
sans probiotique.
Durant le deuxième mois d’élevage, la valeur de la probabilité observée qui est de
0,55 est supérieur à 0,05 prouve que l’hypothèse nulle est acceptée. La différence est
statistiquement non significative entre le taux de survie hebdomadaire moyen des
crevettes en 2012 et en 2013.
La valeur de la p est égale à 0,89. L’hypothèse nulle est acceptée, la différence entre
le taux de survie hebdomadaire moyen des crevettes durant troisième mois d’élevage en
2012 et en 2013 n’est pas statistiquement significative.
Tableau IVII: Propositions pour augmenter le taux de survie
VARIABLES FAIBLESSE AMÉLIORATIONS
Survie des crevettes Non satisfaisante
L’utilisation du probiotique n’a pas
augmenté le taux de survie des crevettes
vue que la valeur de p est égale à 0,89
mais il faut :
-continuer son utilisation en bien
respectant sa mode de préparation, la
mode et le temps de distribution ainsi
que la dose appliquée.
-maîtriser tous les paramètres : oxygène,
température, salinité,…
37
II.3. Croissance des crevettes
Les moyennes des croissances des crevettes à la fin du mois durant les trois premiers
mois d’élevage en 2012 et en 2013 sont illustrées par la figure suivante :
Figure 10: Moyennes des croissances des crevettes
Interprétation :
En 2012, la moyenne des croissances est de 3,73±0,74 au premier mois, 5,42±1,46 au
deuxième mois et 5,67±2,23 au troisième mois d’élevage. Et en 2013, la moyenne des
croissances au premier, au deuxième et au troisième mois d’élevage est respectivement
3,06±1,12, 4,48±1,02, 5,47±1,64.
38
L’hypothèse nulle est acceptée car la valeur de la p est égale à 0,06. Aucune différence
statistique significative entre la moyenne des croissances des crevettes à l’âge de un
mois n’est observée.
La valeur de la p est égale à 0,06. L’hypothèse nulle est acceptée, il n’existe pas une
différence statistique significative entre la moyenne des croissances des crevettes à l’âge
de deux mois.
Au troisième mois d’élevage, la valeur de p est égale à 0,78. L’hypothèse nulle est
acceptée, la différence entre la croissance moyenne des crevettes en 2012 et en 2013
n’est pas statistiquement significative.
La croissance hebdomadaire moyenne des crevettes durant les trois premiers mois
d’élevage en 2012 et en 2013 est illustrée par la figure ci-dessous.
Figure 11: Croissance hebdomadaire moyenne des crevettes
39
Interprétation :
La croissance hebdomadaire moyenne au premier, au deuxième et au troisième mois
d’élevage est respectivement 0,99±0,28, 1,25±0,27, 1,34±0,54 contre 0,99±0,33 au
premier mois, 1,05±0,24 au deuxième mois et 1,19±0,30 au troisième mois d’élevage
pour celle de l’anneé 2013.
L’hypothèse nulle est acceptée car la valeur de la p est égale à 0,97. Il n’existe pas
une différence statistiquement significative entre la croissance hebdomadaire moyenne
des crevettes avec ou sans probiotique durant le premier mois d’élevage.
La valeur de la p est égale à 0,06, la différence entre la croissance hebdomadaire
moyenne des crevettes durant le deuxième mois d’élevage que ce soit en 2012 ou en
2013 n’est pas statistiquement significative. L’hypothèse nulle est acceptée
L’hypothèse nulle est acceptée car la valeur de la p est égale à 0,34 durant le
troisième mois d’élevage. La différence n’est pas statistiquement significative entre la
croissance hebdomadaire moyenne pour les crevettes élevées avec ou sans probiotique.
Tableau VII : Propositions pour augmenter le gain de poids
VARIABLES FAIBLESSE AMÉLIORATIONS
Croissance des
crevettes
La croissance des
crevettes est
insuffisante
Avec ou sans probiotique utilisé en
élevage, le gain de poids des crevettes
n’a pas changé car la valeur de la p est
égale à 0,34 qui est supérieur à 0,05.
Pour que le probiotique soit efficace, il
faut prolonger le temps de son
utilisation et utiliser des aliments de
qualité qui répondent aux normes
exigées par les besoins des crevettes à
chaque stade de développement. En plus
bien maîtriser les facteurs physiques
comme la température, la salinité…
40
II.4. Effectif des bassins ayant des branchies sales
Durant les trois mois d’élevage, l’effectif de bassin ayant de branchie sale est à
relever afin de pouvoir le comparer.
Figure 12: Effectif des bassins ayant des branchies sales
En 2012, l’effectif des bassins ayant des branchies sales ne cesse d’augmenter surtout
au troisième mois d’élevage. Par contre en 2013, un seul bassin contenait des crevettes
ayant des branchies sales pendant le premier et le deuxième mois d’élevage. L’effectif
de bassin atteint de branchies sales est passé de un à deux au troisième mois.
0
2
4
6
8
10
12
1 2 3
2012
2013
41
Tableau VIX : Effectif des bassins ayant les crevettes qui ont chaque type des
branchies aux trois premiers mois d'élevage
Premier mois Deuxième mois Troisième mois
2012 2013 2012 2013 2012 2013
Effectif de bassins 15 15 15 15 15 15
Bassins ayant de
branchie sale 2 1 6 1 11 2
Bassin ayant de
branchie normale 13 14 9 14 4 13
Odd’s Ratio 0,46 0,11 0,06
p théorique 0,05 0,05 0,05
p observée 0,54 0,03 0
- Au premier mois d’élevage, la valeur de la p est égale à 0,54. L’hypothèse nulle est
acceptée. La différence entre l’effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des
branchies sales en 2012 et en 2013 n’est pas statistiquement significative
- La valeur de la p est égale à 0,03, la différence est statistiquement significative entre
l’effectif des bassins ayant des crevettes affectées des branchies sales à l’âge de deux
mois. L’hypothèse alternative est acceptée et l’hypothèse nulle est rejetée.
- La valeur de la p est égale à 0,00. L’hypothèse nulle est rejetée et l’hypothèse
alternative est acceptée. La différence entre un élevage avec et sans probiotique en ce
qui concerne les branchies sales est statistiquement significative au bout du troisième
mois d’élevage.
42
Tableau X: Propositions pour éradiquer les branchies sales
VARIABLES FAIBLESSE AMÉLIORATIONS
Branchie sale
La branchie sale ne
disparaît pas
complètement.
Le probiotique utilisé pendant l’étude a
été efficace vue que statistiquement la
diminution du nombre de bassins qui ont
des branchies sales est significative
(p=0,00). Mais pour éradiquer les
branchies sales, il faut :
-continuer l’utilisation du probiotique en
respectant la dose et le mode de
préparation ainsi que de distribution.
-observer l’état des branchies des
crevettes à chaque échantillonnage afin
de prendre des mesures de précaution à
temps.
-bien maîtriser la quantité et la qualité
d'aliment à distribuer pour avoir une
bonne croissance mais sans polluer le
bassin.
Intérêt économique de l’utilisation des probiotiques :
La prolifération des algues indésirables peut entraîner des branchies sales chez
les crevettes qui par conséquent entraînent une mauvaise croissance voir la mortalité des
crevettes. L’utilisation des probiotiques permet de diminuer nettement l’apparition des
branchies sales. Parallèlement à l’amélioration de la croissance des crevettes et à la
diminution de leurs mortalités, l’élevage présente un intérêt économique important. Le
temps d’élevage diminue car les crevettes atteignent des poids commercialisable à un
temps d’occupation des bassins est plus réduit qu’en absence de l’utilisation des
probiotiques. L’augmentation du taux de survie signifie une augmentation des
productions et une bonne rentabilité de l’élevage.
43
DISCUSSION
I. Poids moyen des crevettes :
Avant l’utilisation du probiotique, le poids moyen des crevettes est de
5,79±1,75g au premier mois. Il atteint presque le double de celui du premier mois à
l’âge de deux mois qui est de 11,11±2,38g. Au troisième mois, le poids moyen est
autour de 16,78±3,58g. Après l’utilisation du probiotique, le poids moyen des crevettes
est de 4,39±2,01g au premier mois. Il atteint presque aussi le double de celui du premier
mois à l’âge de deux mois qui est de 9,03±2,66g. Au troisième mois, le poids moyen est
autour de 14,07±3,20g. D’après ces résultats, les poids moyens des crevettes avant
l’utilisation du probiotique pendant les trois premiers mois sont toujours supérieurs à
ceux qui sont après son utilisation. Mais d’après [47], les poids moyens des crevettes
obtenues selon les deux modes d’élevage : avec de l’EPICIN et sans EPICIN sont
statistiquement identiques, comme si les crevettes sont élevées dans les mêmes
conditions d’élevage.
II. Taux de survie des crevettes:
En ce qui concerne le taux de survie des crevettes, il n’y a pas de grande
différence entre le taux moyen de survie des crevettes avant et après l’utilisation du
probiotique. Le taux moyen de survie pour les deux cas au premier mois est autour de
90% car elle est 93,20±2,56% avant l’utilisation du probiotique et 90,26±8,88% après
l’utilisation du probiotique. Elle diminue autour de 85% au deuxième mois dont
85,47±6,28% avant et 85,27±7,89% après son utilisation. A trois mois, le taux de survie
moyen pour les deux cas continue à diminuer. Elle est autour de 75% dont 76,17±9,82
% avant et 75,95±8,96% après son utilisation. Dans ces trois premiers mois d’élevage la
valeur de survie étudiée n’est qu’une valeur théorique et peut ne pas refléter la réalité
car sa valeur finale ne sera obtenue qu’après la pêche. Le taux de survie obtenu avant ou
après l’utilisation du probiotique n’est pas satisfaisant. Une étude menée par [48] sur
l’élevage de crevettes de trois mois intitulée : l’influence de la qualité d’eau sur la
croissance et le taux de survie de Penaeus monodon dans le bassin d’élevage a montré
que le taux de survie dans le bassin de grossissement est de 94%, qui sont relativement
élevés. La survie élevée témoigne un succès de l’élevage. Mais la survie finale dépend
44
de la qualité des PL produites en écloserie, la saison d’ensemencement des PL, de la
densité et l’état du fond de bassin. [49][47]. L’alimentation doive être aussi de qualité et
de quantité.
III. Croissance des crevettes :
La croissance est un paramètre très important dans le cycle d’élevage. Elle
permet d’évaluer la conduite d’élevage. Avant l’utilisation du probiotique, la croissance
moyenne est 3,73±0,74g au premier mois puis 5,42±1,46g au deuxième mois et
5,67±2,23g au troisième mois d’élevage. Après l’utilisation du probiotique, la
croissance moyenne est 3,06±1,12g au premier mois puis 4,48±1,02g au deuxième mois
et 5,47±1,64g au troisième mois d’élevage. Tous ces résultats montrent que l’écart de la
croissance des crevettes avant et après l’utilisation du probiotique est faible. La
croissance des crevettes dans l’aquaculture est faible, que ce soit avant ou après
l’utilisation du probiotique car elle devrait être de 0,26g à 0,31g par jour ce qui donne à
peu près une croissance moyenne et mensuelle de l’ordre de 7,28g à 8,68g [48]. Les
paramètres physico-chimiques des bassins sont dits idéals lorsque les cas de mortalité
sont faibles et que les croissances de Penaeus monodon sont favorables. La croissance
des crevettes dépend de la ration alimentaire. L’alimentation est une source de
nutriment pour assurer le maintien d’un bon fonctionnement de l’organisme. Les
crevettes les utilisent pour leur survie et leur croissance [6]. La croissance dépend aussi
des paramètres physico-chimiques du milieu ambiant. Les paramètres physico-
chimiques des bassins doivent être surveillés. Dans ce cas, avec une alimentation de
bonne qualité, le Penaeus monodon peut atteindre une croissance de plus de 2g par
semaine quand la température et la salinité de l’eau sont dans les conditions optimales.
Ainsi, l’alimentation, les paramètres physico-chimiques de l’eau sont des facteurs de
croissance importants [51] [6]. La salinité a un effet sur la survie des post larves de
pénéides [52] [6]. L’optimale doit être comprise entre 18 et 35 pour mille (‰) pour tous
les genres de Penaeus. Pour le Penaeus monodon qui est une espèce eurihyaline,
possède une large gamme de tolérance en salinité. Mais les fortes croissances
s’observent à des basses salinités avec des valeurs idéales comprises entre 10 et 20 pour
mille [53] [6]. La température favorable à la croissance de Penaeus monodon est
comprise entre 25 à 30°C. Leur croissance est quasi nulle à une température inférieure à
45
22°C. Il croit à une température de 24,5°C mais leur vitesse de croissance est deux fois
plus rapide si la température est de 28° C [48]. Le pH favorable à leur croissance est
compris entre 7 à 8,5. Un pH inférieur à 7 n’entraîne pas la mortalité des crevettes mais
le ralentissement de leur croissance. En général, les crevettes s’arrêtent de s’alimenter
quand le pH est trop élevé (> 9). De ce fait, il y a une augmentation de NH3 (qui est une
base) dans l’eau qui est une forme toxique pour les animaux aquatiques y compris les
crevettes. Dans le bassin, il doit être maintenu entre 7,5 et 8,5 [54] [6]. La
décomposition de la matière organique par les micro-organismes ou les substrats
contenus dans l’eau consomme de l’oxygène. Mais une valeur d’oxygène trop élevée
(>9 ppm) en fin de l’après-midi (phénomène d’eutrophisation) est à déconseiller car elle
peut engendrer une grosse chute de bloom d’algues pouvant donner une très basse
valeur le matin. Ce genre de situation a un impact sur le bien-être des animaux et sur
leur croissance. Elle peut même aboutir à une grosse perte due aux mortalités. La valeur
idéale en oxygène dissous dans l’eau d’élevage de Peneaus monodon est de l’ordre de
3,5 à 6 parties pour mille en début de la matinée. Quand la valeur d’oxygène est trop
basse, généralement inférieure à 3mg par litre, il faut arrêter la nourriture des crevettes
[51] [6].
IV. Effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales :
Avant l’utilisation du probiotique dans la ferme, 13,33% des bassins ont des
branchies sales au premier mois d’élevage. Ce taux augmente, il est respectivement de
33,33% pendant le deuxième mois et 73,33% pendant le troisième mois. Après
l’utilisation du probiotique : 6,66% des bassins ont des crevettes ayant des branchies
sales au premier mois d’élevage. Ce taux se stabilise pendant le deuxième mois. Il est à
13,33% de même qu’avant l’utilisation du probiotique au premier mois d’élevage au
troisième mois d’élevage. L’eau conditionne le succès d’un élevage de crevettes. Les
algues représentent la population phytoplanctonique du bassin. Ces algues sont les
diatomées, cyanophycées et les dinophycées. Ils doivent être en quantité suffisante et les
crevettes les utilisent comme une nourriture naturelle [6]. Mais la dominance de certains
types de ces algues peut colmater les branchies des crevettes, entraîner une mauvaise
croissance et pire la mortalité des crevettes [55] [6]. Par ces résultats, l’utilisation du
46
probiotique a un impact positif sur le taux de bassins ayant les branchies sales car son
utilisation a permis de les reduire plus de 60% de taux de branchie sale.
D’après les résultats, les poids moyens des crevettes avant l’utilisation du
probiotique pendant les trois premiers mois sont toujours supérieurs à ceux qui sont
après son utilisation. Ces résultats sont vérifiés par l’analyse statistique qui donne la
valeur de la probabilité théorique qui est inférieure à 0,05. L’hypothèse nulle est rejetée
et l’hypothèse alternative est acceptée. L’utilisation du probiotique diminue le poids
moyen des crevettes. En ce qui concerne le taux de survie des crevettes, celui qui sont
avant l’utilisation du probiotique est supérieur par rapport à l’année 2013 mais la
différence est minime. D’après l’analyse statistique la valeur de la probabilité théorique
est supérieure à 0,05, cette différence n’est pas significative. L’hypothèse nulle est
acceptée et l’hypothèse alternative est rejetée. L’utilisation du probiotique n’a pas
changé le taux de survie des crevettes, comme si les crevettes sont élevées dans la même
condition. Les résultats montrent aussi que l’écart entre la croissance des crevettes avant
et après l’utilisation du probiotique est faible. D’après l’analyse statistique la valeur de
la probabilité théorique est supérieure à 0,05, la différence n’est pas significative.
L’hypothèse nulle est acceptée et l’hypothèse alternative est rejetée. L’utilisation du
probiotique n’a pas changé la croissance des crevettes, comme si les crevettes sont
élevées dans la même condition. Comme l’utilisation du probiotique n’ont pas d’impact
sur la croissance ou le gain de poids des crevettes, le poids des crevettes diminue car :
- durant l’année 2013, le nombre de bassins qui ne passe pas par le pré-grossissement
est largement supérieur à celui de l’année 2012. Il existe deux modes d’ensemencement
des post larves. L’ensemencement dans le bassin de pré-grossissement : les PL venant
de l’écloserie sont ensemencées dans le bassin de pré-grossissement jusqu’à ce qu’elles
atteignent un poids moyen de 0,5g avant de les transférer dans le bassin de
grossissement. Tandis que l’ensemencement direct ne passe pas par le bassin de
grossissement. Les PL venant de l’écloserie sont ensemencées directement dans le
bassin de grossissement. Quand les juvéniles sont ensemencés en bassin de
grossissement, les augmentations de poids hebdomadaire sont moindres.
Le pré-grossissement c’est une étape de transition entre l’écloserie et la phase de
grossissement. Cette étape n’est pas obligatoire, les post larves peuvent être directement
47
ensemencés en bassin de grossissement. Toutefois, cette phase d’élevage présente
certains avantages lorsqu’elle est pratiquée :
-les post-larves en provenance d’une écloserie sont ensemencées dans un volume
où le contrôle de la survie pourra être fait d’une manière plus rigoureuse car le bassin de
pré-grossissement est de taille réduite,
-l’alimentation est mieux répartie,
-les bassins de grossissement seront ensemencés avec un nombre connu de
juvéniles d’une taille comprise entre 0,5 et 1,5g. A cette taille, la survie est bonne et le
suivi dans le bassin est plus facile.
-la gestion de la ferme est plus efficace car le temps d’occupation des bassins de
grossissement est réduit. Cela signifie une rotation plus rapide des bassins et donc des
rendements à l’hectare et par an qui sera supérieurs.
Par contre, en ce qui concerne l’effectif des bassins qui ont des crevettes ayant des
branchies sales, l’analyse statistique donne une valeur de la probabilité théorique
inférieure à 0,05 qui signifie que la différence est significative. L’hypothèse nulle est
rejetée et l’hypothèse alternative est acceptée. L’utilisation du probiotique diminue le
taux de bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales. D’après ces résultats,
l’utilisation du probiotique seul n’est pas suffisante pour améliorer la croissance et la
survie des crevettes. La réussite de l’élevage de crevettes en matière de santé, croissance
et survie ne sont pas obtenue que lorsqu’ils vivent dans le confort. Plusieurs conditions
sont exigées pour avoir leur confort:
- L’alimentation doit être de bonne qualité et il faut s’assurer qu’elle soit bien
répartie dans le bassin. Cette répartition dépend de la topographie du bassin, de l’état du
fond du bassin, de la direction du vent dominant, de la température de l’eau, de la
turbidité de l’eau et du stade des mues. Pour rentabiliser son alimentation, l’aquaculteur
doit tenir compte de tous ces facteurs et adapter les répartitions des granulés en fonction
de ces facteurs. Plus les granulés sont bien répartis, plus les crevettes ont beaucoup de
chance à les retrouver et moins sont les risques de dégradation du fond par la
décomposition des restes des granulés. Quelleque soit la performance de l’aliment, pour
48
viser une bonne rentabilité de l’élevage, il faut bien maîtriser les techniques
d’alimentation en tenant compte des facteurs physico-chimiques de l’eau (Température ;
Salinité ; Oxygène), des facteurs biologiques (mue ; santé des crevettes) et de
l’estimation de la densité (population) dans le bassin pour utiliser les bons taux de
nutrition en fonction de la biomasse. La quantité d'aliments nécessaire pour avoir une
bonne croissance, sans polluer le bassin, est fonction de la densité et du poids des
crevettes, puis de la production naturelle du bassin, de la qualité de l'aliment et des
facteurs physiques comme la température, la salinité et l’oxygène.
- Les paramètres physico-chimiques doivent être bien maîtrisé.
- Comme par définition, les probiotiques sont des microorganismes vivants,
bactéries ou levures, qui, ingérés en quantité convenable, peuvent avoir des effets
bénéfiques sur la santé de l'hôte et sa croissance, son utilisation renforce l’efficacité de
l’alimentation. Ces trois points doivent être prises en considération pour améliorer la
santé ainsi que la croissance et la survie des crevettes. La bonne conduite de l’élevage
doit être respecté pour avoir une rentabilité.
Les probiotiques sont en général administrés comme un additif alimentaire. Ils
agissent en améliorant les équilibres de la flore intestinale. Une flore intestinale stable
est une aide pour l’hôte à résister aux invasions de pathogènes, particulièrement celles
qui se font par voie gastro-intestinale. Les probiotiques sont largement utilisés en
élevage mais leur utilisation en aquaculture reste encore une nouveauté. Cependant, un
usage croissant est fait pour lutter contre certains germes opportunistes, comme par
exemple le Vibrio harveyi luminescent, et dans certains cas cet usage réduit l’usage des
antibiotiques en écloserie de crevettes. La suppression de la prolifération de bactéries
pathogènes, comme les Vibrio spp, dans les écloseries de crevettes a pu être effective
par l’introduction ou inoculation de souches non pathogènes de souches ou d’espèces de
bactéries, qui sont autant de compétiteurs sur la ressource en métabolites. C’est une
procédure qui est prometteuse pour son efficacité et son faible coût, mais qui demande
encore à être affinée dans les concentrations et les volumes utilisés pour un contrôle
effectif des germes pathogènes. Des probiotiques efficaces et relativement bon marché
demandent également une recherche complémentaire pour une optimisation des souches
utilisées et l’évaluation économique des produits proposés.
49
Les cycles d'élevage sont de courte durée entre 3 et 6 mois. La croissance
s'effectue en bassins avec digues en terre dont les superficies vont de un à quelques
dizaines d'hectares. Malgré des dispositifs de filtration, le remplissage et le
renouvellement de l'eau des bassins conduisent toujours à l'introduction d'oeuf ou de
juvéniles d'espèces locales, qui coexistent avec les animaux élevés et peuvent introduire
des agents pathogènes ou servir d'hôtes réservoirs. D'autre part, quelles que soient les
précautions prises, il est pratiquement impossible de garantir qu'aucune crevette ne
s'échappera dans le milieu naturel. En grossissement, il existe de nombreux cas de
vibriose quand les conditions d'élevage se détériorent. Des microsporidies peuvent
aussi, dans certaines zones, être à l'origine d'une certaine mortalité.
50
CONCLUSION
Cette étude a été effectuée dans le but d’observer l’efficacité du probiotique sur
l’élevage de Penaeus monodon. Les variables étudiés sont le poids moyen, le taux de
survie, la croissance et les effectifs des bassins qui ont des crevettes ayant des branchies
sales. Lors de cette étude, l’analyse statistique montre d’une part qu’ il n’y a pas de
différence significative de la croissance et du taux de survie des crevettes entre l’année
2012 où aucun probiotique n’a été utlisé et l’année 2013 où le probiotique a été utilisé.
D’autre part, l’utilisation du probiotique diminue les nombres des bassins qui ont des
crevettes ayant des branchies sales durant la période de son application.
Cette étude a permis de connaître l’éfficacité du probiotique dans l’élevage des
crevettes Penaeus monodon malgré la durée courte de la recherche. Après l’utilisation
du probiotique, il y a la diminution nette des nombres des bassins qui ont des crevettes
ayant des branchies sales. L’intérêt de cette recherche au niveau du pays surtout en voie
de développement comme Madagascar c’est que la connaissance de l’éfficacité du
probiotique est motivante pour le propriétaire, génératrice d’emploi et une source de
devises pour le pays.
Si l’efficacité de l’utilisation du probiotique dans l’élevage de crevette a été
demontré dans le cadre de cette étude, son usage dans d’autre filière aquacole n’a pas
encore été considéré. Ainsi, des recherches approfondies dans ce sens s’avèreraient
nécessaires.
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Annexe III : Aspect des différents sous-stades Zoé
Annexe IV : Aspect des différents sous-stades mysis
VELIRANO
“Eto anatrehan’i Zanahary, eto anoloan’ireo mpikambana ao amin’ny Holafitra
Nasionalin’ny Dokotera Veterinera Malagasy sy ireo mpampianatra ahy, mianiana aho
fa hitandro lalandava ary hitaiza ny haja amam-boninahitry ny Dokotera Veterinera sy
ny asa. Noho izany dia manome toky ary mianiana aho fa :
a. Hanatanteraka ny asako eo ambany fifehezan’ny fitsipika misy ary hanaja
ny rariny sy ny hitsiny ;
b. Tsy hivadi-belirano amin’ny lalàn’ny voninahitra, ny fahamendrehana, ny
fanajana ny rariny sy ny fitsipim-pitondran-tena eo am-panatanterahana ny
asa maha Dokotera Veterinera ;
c. Hanaja ireo nampianatra ahy, ny fitsipiky ny haikanto. Hampiseho ny
sitraka sy fankatelemana amin’izy ireo ka tsy hivaona amin’ny soa
nampianarin’izy ireo ahy ;
d. Hanaja ny ain’ny biby, hijoro ho toy ny andry iankinan’ny fiarovana ny
fahasalaman’izy ireo sy ho fanatsarana ny fiainany ary hikatsaka ny
fivoaran’ny fahasalaman’ny olombelona sy ny toe-piainany ;
e. Hitazona ho ahy samirery ny tsiambaratelon’ny asako ;
f. Hiasa ho an’ny fiarovana ny tontolo iainana sy hiezaka ho an’ny fisian’ny
fiainana mirindra ho an’ny zava-manan’aina rehetra ary hikatsaka ny
fanatanterahana ny fisian’ny rehetra ilaina eo amin’ny fiaraha-monina tsy
misy raoraon’ny olombelona sy ny biby ;
g. Hiezaka hahafehy ireo fahalalana vaovao sy haitao momba ny fitsaboana
biby ary hampita izany amin’ny hafa ao anatin’ny fitandroana ny
fifanakalozana amin’ny hairaha mifandray amin’izany mba hitondra
fivoarana ho azy ;
h. Na oviana na oviana aho tsy hampiasa ny fahalalako sy ny toerana misy ahy
hitondra ho amin’ny fahalovana sy hitarika fihetsika tsy mendrika.
Ho toavin’ny mpiara-belona amiko anie aho raha mahatanteraka ny velirano nataoko.
Ho rakotry ny henatra sy ho rabirabian’ny mpiray asa amiko kosa aho raha mivadika
amin’izany”
PERMIS D’IMPRIMER
LU ET APPROUVE
Le Directeur de Thèse
Signé : Professeur RAFATRO Herintsoa
VU ET PERMIS D’IMPRIMER
Le Doyen de la Faculté de Médecine d’Antananarivo,
Signé : Professeur ANDRIAMANARIVO Mamy Lalatiana
Name and first name : BEZINA Francisca
Thesis Title : APPLICATION OF A NEW METHOD IN AQUICULTURE
SEMIINTENSIF OF SHRIMP Penaeus monodon
Heading : AQUICULTURE
Number of pages : 50 Number of appendices : 4
Number of tables : 10 Number of references bibliographical : 55
ABSTRACT
Introduction : For several years, the aquiculture where this study was carried out is
victim of the proliferation of the undesirable algae which are at the origin of the
formation of the dirty gills thus inducing the reduction in the growth and the
unsatisfactory survival of shrimps.
Method : It is an investigation based on a evaluative study of type at the same time
retrospective and prospective with a 15 month duration. The period of study is divided
into two parts, the year 2012 during which the farm did not use the probiotic one yet to
compare with that of the 2013 during which this product was used to solve the problems
in the farm. A sample of 15 basins was selected.
Results : After 3 months of use in breeding, the probiotic one does not have an effect
on the growth and survival. On the other hand the probiotic one decreases the numbers
of the basins which have shrimps having dirty gills.
Conclusion : As the use of probiotic in three months decreased the number of basins
which have shrimps having dirty gills, an improvement of survival and the growth is to
be hoped after several cycles of breeding.
Words-keys: . Breedings, enlargement, Madagascar, Penaeus monodon, probiotics.
Director of thesis : Professor RAFATRO Herintsoa
Reporter of Thesis : Doctor RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules
Mbolatianarizao
Author's addres : [email protected]
Nom et Prénom : BEZINA Francisca
Titre de la Thèse : APPLICATION D’UNE NOUVELLE METHODE DANS
L’ELEVAGE SEMI-INTENSIF DE CREVETTE Penaeus
monodon
Rubrique : AQUACULTURE
Nombre de pages : 50 Nombre d'annexes : 4
Nombre de tableaux : 10 Nombre de référence bibliographique : 55
RESUME
Introduction : Depuis plusieurs années, l’aquaculture où cette étude a été réalisée est
victime de la prolifération des algues indésirables qui sont à l’origine de la formation
des branchies sales induisant ainsi la diminution de la croissance et la survie non
satisfaisante des crevettes .
Méthode : C’est une enquête basée sur une étude évaluative de type à la fois
rétrospective et prospective avec une durée de 15 mois. La période d’étude se divise en
deux parties, l’année 2012 au cours de laquelle la ferme n’a pas encore utilisé du
probiotique à comparer avec celle du 2013 pendant laquelle ce produit a été utilisé pour
résoudre les problèmes dans la ferme. Un échantillon de 15 bassins a été sélectionné.
Résultats : Après 3 mois d’utilisation en élevage, le probiotique n’a pas d’effet sur la
croissance et la survie. Par contre le probiotique diminue les nombres des bassins qui
ont des crevettes ayant des branchies sales.
Conclusion : Comme l’utilisation des probiotiques en trois mois a diminué le nombre
de bassins qui ont des crevettes ayant des branchies sales, une amélioration de la survie
et la croissance est à espérer après plusieurs cycles d’élevage.
Mots clés : bassin de grossissement, élevage, Madagascar, Penaeus monodon,
probiotiques.
Directeur de thèse : Professeur RAFATRO Herintsoa
Rapporteur de thèse : Docteur RANDRIANARIVELOSEHENO Arsène Jules
Mbolatianarizao
Adresse de l'auteur : [email protected]