_Arbeitsvorschriften_2013-14

Analytisch Chemisches Praktikum II WS 2013/2014

Analytisch Chemisches

Praktikum II

WS 2013/2014

Allgemeine Unterlagen

und Arbeitsvorschriften

Analytisch Chemisches Praktikum II für TC WS 2013/14

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Bachelor-Arbeiten

Am Institut für Analytische Chemie sind auch in diesem

Semester wieder eine Reihe von Bachelor-Arbeiten zu

vergeben. Arbeitsbeginn ist jederzeit möglich. Einige zur

Auswahl stehende Themen sind unter anderem:

„Neue Extraktionsmethoden für

Polymeradditive“

“Untersuchungen zur Migration von

Kunststoffadditiven ”

“Bestimmung synthetischer Komplexbildner in

Wässern”

Bei Interesse kontaktieren Sie bitte:

o.Univ.Prof. DI Dr. Wolfgang Buchberger

a.o. Univ. Prof. Mag. Dr. Christian Klampfl

DI Dr. Markus Himmelsbach


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Analytisch Chemisches Praktikum II 2013/2014

Erster Praktikumstag: Mo, 02.12.2013

Letzter Praktikumstag: Mi, 22.01.2014

Praktikumszeiten: Mo – Mi, vormittag + nachmittag

Programm:

Aufgabe Angebotener Zeitraum/

Betreuer/in

Ionenselektive

Elektrode

02.12. – 11.12.

Maringer

AAS 02.12. – 11.12.

Beißmann

GC 02.12. - 11.12.

Hölzl

IC 16.12. – 15.01.

Klampfl

HPLC 16.12. – 15.01.

Reisinger/Himmelsbach

GC-MS 07.01. - 22.01.

Kreisberger/Sternbauer

CE 07.01. – 22.01.

Buchberger T

nach Absprache sind auch Termine am Do bzw. Fr möglich. Die Jänner-Termine bei Ionenchromatographie, HPLC sind vorrangig für Studierende der Studienrichtung „Biological Chemistry“ reserviert.


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Allgemeine Richtlinien

1) Der Termin für die praktische Arbeit Termin ist in die auf dem Gang

angebrachte Liste einzutragen. Um eine zeitgerechte Absolvierung des

Praktikums für alle Teilnehmenden zu ermöglichen müssen pro Termin 3

Studierende eingetragen sein.

2) Die Stichwortlisten für die kurze Besprechung direkt vor Absolvierung der

Beispiele befinden sich vor den jeweiligen Arbeitsvorschriften.

3) Das Protokoll der durchgeführten Arbeit ist innerhalb von 2 Wochen dem/der

Betreuer/in vorzulegen. notwendige Korrekturen sind wiederum innerhalb von

maximal 2 Wochen durchzuführen. Bei Nichteinhaltung der Fristen wird ein

Minuspunkt vergeben.

4) Es dürfen maximal 2 Protokolle ausständig sein. Letzter Termin für die

erstmalige Abgabe von Protokollen ist der 31.01.2014. Später abgegebene

Protokolle werden nicht mehr berücksichtigt!

5) Die Abschlußbesprechung (bis dahin müssen auch alle Protokolle bestätigt

und angenommen sein) muss bis 21.03.2014 bei Prof. Buchberger abgelegt

werden. Wird dieser Termin ohne ausreichende Begründung nicht eingehalten

wird das Praktikum nicht beurteilt!

6) Für jede negative Besprechung, negativ beurteilte praktische Arbeit und jedes

negativ bewertete Protokoll wird ein Minuspunkt vergeben. Bei Erreichen von

insgesamt 5 Punkten gilt das Praktikum als negativ bewertet und muss

wiederholt werden.


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Bestimmung von Calcium in Mineralwasser mittels AAS

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel AAS:

- Wellenlängenbereiche UV, vis;

- Prinzip der UV Spektroskopie (gilt auch für AAS);

- Prinzip der AAS;

- AAS Spektrometer, Aufbau;

- Ablauf bis zur Atomisierung in der Flamme;

- Interferenzen (spektrale, nichtspektrale) bei Flammen-AAS;

- Quantifizierung bei Flammen-AAS; Standardadditionsverfahren;


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Bestimmung von Calcium in Mineralwasser mittels AAS

1. Allgemeines

Die quantitative Bestimmung erfolgt durch externe Kalibrierung und durch

Standardaddition.

2. Arbeitsstandards

Standardlösungen der Konzentrationen 1, 2, 3, 4 und 5 mg/l werden durch

Verdünnen der vorhandenen Calciumstammlösung (c = 1000 mg/l) mit 18 MΩ

Wasser hergestellt (in 100ml Messkolben). Jedem Standard werden vor dem

Auffüllen mit Wasser 1ml Puffer (10g/l Cs-chlorid/100g/l La-chlorid-Puffer)

zupipettiert.

3. Probenvorbereitung

Das Mineralwasser wird im Ultraschallbad entgast und mit 18 MΩ Wasser verdünnt.

Die Probelösung wird ebenfalls mit 0.5 ml Cs/la-chlorid-Puffer versetzt und

anschließend mit Wasser auf 50ml aufgefüllt. Zusätzlich wird eine Verdünnung ohne

Zugabe von Puffer hergestellt. Das Verdünnungsverhältnis wird am Arbeitstag vom

Betreuer bekannt gegeben. Diese Probenlösung wird zur Bestimmung verwendet.

4. Herstellen der aufgestockten Probelösungen

Zu 5 ml Probenlösung (Verdünnung ohne Puffer) in einem 10 ml Messkolben werden

1, 2, 3 und 4 ml des 5 mg/l Arbeitsstandards pipettiert und nach Zugabe von 0.1 mL

Cs/la-chlorid-Puffer mit 18 MΩ Wasser aufgefüllt. Zusätzlich wird eine Lösung ohne

Aufstockung hergestellt.

5. Messung der Lösungen

Die Kalibrierlösungen werden mit steigender Konzentration vor der Probelösung

vermessen. Je Konzentration und Probe sollten mindestens 3 Messungen

durchgeführt werden.

Die vorbereiteten aufgestockten Lösungen werden beginnend mit der nicht

aufgestockten Lösung in ansteigender Reihenfolge vermessen. Je Aufstockung

sollten zumindest 3 Messungen durchgeführt werden.

Geräteparameter:


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Ca-Lampe, 20 mA Strom, Wellenlänge 422.7 nm, Spalt 0.7 nm; Integrationszeit 3s

6. Auswertung

Die Auswertung erfolgt über die Berechnung der Ausgleichsgeraden der gemittelten

Absorptionen. Als Ergebnis der Probe ist der Mittelwert und das Vertrauensintervall

(95% Wahrscheinlichkeit) an Ca in mg/l anzugeben (z.B.: 100 ± 3 mg/l (95;3))

7.Protokoll

Im Protokoll sollten folgende Punkte enthalten sein:

eine kurze Beschreibung der durchgeführten Arbeiten (Herstellung der

Kalibrierlösungen)

alle Messwerte (auch Ausreißer)

Mittelwerte und relative Standardabweichungen

Vergleich externe Kalibrierung/Standardadditionsmethode

der Graph der Kalibriergerade (gemittelte Absorptionen gegen Konzentration,

incl. Ausgleichsgerade und Bestimmtheitsmaß)

eine Grafik der Empfindlichkeiten (Absorption pro tatsächlich gemessener

Konzentration gegen Konzentration)

eine Grafik der Residuen (Differenz zwischen gemessener und aus der

Kalibriergeraden berechneten Absorption gegen Konzentration)

Die Protokolle müssen binnen 2 Wochen beim Betreuer abgegeben werden.

Tabelle 1: Studentfaktor t (Freiheitsgrade f; Wahrscheinlichkeit P)

f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03

6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25


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Bestimmung von Terpenen mittels GC

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel GC:

- GC System, Aufbau (Injektor; Säule Detektor…);

- GC Trennsäulen, welche sind für welche Analytklassen geeignet;

- GC Parameter; Bestimmung von Totzeit, Säulenvolumen, Säulenfluss und

Split;

- GC Parameter aus Chromatogramm (Retentionsindex, Bodenzahl…..);

- GC Detektoren; Funktionsprinzip; welcher ist für welche Analytklassen

geeignet;


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Bestimmung von Terpenen mittels GC

1. Allgemeines

Im Rahmen dieses Beispiels sind drei unterschiedliche Aufgabestellungen zu

erledigen:

- Bestimmung von Totzeit, Säulenvolumen, Säulenfluss und Split

- Herstellung einer Kalibrierlösung und Berechnung der relativen

Responsefaktoren

- Gehaltsbestimmung von Terpenen in einer realen Probe (Feststoff, Duftöl) in

Bezug zu einem internen Standard

2. Gaschromatographie

Folgende Geräte/parameter werden für die gaschromatographischen Bestimmungen

eingesetzt/angewandt:

GC: HP 5890 Series II

Säule: HP-5, 30 m x 0,32 mm ID x 0,25 µm Filmdicke

Detektor: FID

Trägergas: Helium

Injektortemperatur: 220 °C

Detektortemperatur: 280 °C

Temperaturprogramm: 65 °C isotherm für 1 min, dann mit 20 °C/min auf 120 °C,

dann mit 40 °C/min auf 280 °C, isotherm für 30 s

Injektionsvolumen: 1 µl

3. Reagentien

Folgende Reagentien werden verwendet:

(1R)-(+)-α-Pinen, 97 % MM: 136,24 g/mol bp: 156 °C

R-(+)-Limonen, purum > 98 % MM: 136,24 g/mol bp: 178 °C

γ-Terpinen, 97 % MM: 136,24 g/mol bp: 183 °C

n-Hexan, p.A. bp: 69 °C


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4. Bestimmung der Totzeit

Für die Bestimmung der Totzeit – dies ist die Zeit in Minuten vom Zeitpunkt der

Injektion bis zum Signal am Detektor für eine nicht mit der stationären Phase in

Wechselwirkung tretende Substanz – wird der erste Peak des Lösungsmittels (n-

Hexan) aus den Chromatogrammen der Kalibrierungen herangezogen.

Aus den Säulenangaben wird das Säulenvolumen mit folgender Formel berechnet:

LrV **2 π= V Säulenvolumen (ml)

r Säulenradius (cm)

L Säulenlänge (cm)

Aus dem Säulenvolumen und der Totzeit wird der Säulenfluss wie folgt ermittelt:

0T

VF = F Säulenfluss (ml/min)

T0 Totzeit (min)

Daraus ergibt sich der Split:

F

SSP = SP Splitverhältnis

S Splitfluss (ml/min)

Angegeben wird der Split in: 1:SP

5. Bestimmung der relativen Responsefaktoren

Jeweils 5 ml der zur Verfügung gestellten Standardlösungen (α-Pinen und Limonen

in n-Hexan) werden mit 5 ml des internen Standards (ISTD) (γ-Terpinen in n-Hexan)

in einen 25 ml Messkolben gegeben und mit n-Hexan bis zur Marke aufgefüllt. Von

dieser Lösung wird 1 µl injiziert und das Temperaturprogramm gestartet. Dieser

Vorgang wird 3 mal wiederholt. Daraus werden mit folgender Formel die

entsprechenden Responsefaktoren ermittelt:

xISTD

ISTDx

xFlächeMenge

FlächeMengeRF

*

*= RFx Responsefaktor der Substanz x


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6. Gehaltsbestimmung von Terpenen in einer realen Probe

Im nächsten Schritt wird die Realprobe vorbereitet. Von festen Proben (Kümmel,

Fenchel, Wacholderbeeren,…) werden 0,5 – 1,0 g in ein verschließbares Gefäß

eingewogen, mit ca. 12 ml n-Hexan versetzt und unter gelegentlichem Schwenken

30 – 40 min stehen gelassen. Die Lösung wird dann über ein Säulchen mit ca. 0,5 g

Florisil gereinigt (Florisil zuerst mit 1 - 2 ml n-Hexan konditionieren) und das Eluat in

einem 25 ml Messkolben aufgefangen. Anschließend wird mit wenigen Millilitern n-

Hexan nachgewaschen und ebenfalls in dem 25 ml Messkolben aufgefangen. Dann

werden noch 5 ml der ISTD-Lösung in den 25 ml Messkolben überführt und mit n-

Hexan bis zur Marke aufgefüllt.

Bei flüssigen Proben (Duftöle) sind die entsprechenden Verdünnungen herzustellen

(50 µl auf 25 ml), mit 5 ml ISTD-Lösung zu versetzen und mit n-Hexan bis zur Marke

aufzufüllen.

Von den so erhaltenen Probelösungen wird je 1 µl injiziert und das

Temperaturprogramm gestartet. Dieser Vorgang wird 3 mal wiederholt. Die in der

Probe enthaltene Menge an Analyten ergibt sich wie folgt:

ISTD

xISTDx

xFläche

RFMengeFlächeMenge

**=

7.Protokoll



Kalibrierlösungen)


Mittelwert (in mg/g für Feststoffe sowie mg/ml für flüssige Proben) und relative

Standardabweichung





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f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03

6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25


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Bestimmung von Pestiziden in Honig mittels GC-MS

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel GC-MS:

- Aufbau eines Massenspektrometers;

- Ionenquellen und Ionisation in der GC-MS (EI, CI)

- Massentrennteile für GC-MS (Quad, Ionenfalle, TOF); Funktionsweise,

Aufbau;

- Detektortypen in der MS

- Definition von Auflösung, Massengenauigkeit;

- Isotopenmuster;


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Bestimmung von Pestiziden in Honig mittels GC-MS

1. Aufgabenstellung

Die Pestizide Amitraz, Thymol, Brompropylat, Tetradifon und N,N-Diethyl-m-toluamid

sind in einer durch Flüssig-Flüssig-Extraktion aufgearbeiteten Honigprobe mittels

GC/MS zu bestimmen.

2. Geräte und Parameter

2.1. Gaschromatograph

Agilent 6890

Säule: Restek Rxi-5ms (30 m x 0,25 mm x 0,25 µm)

Trägergas: Helium

Injektionsvolumen: 1,5 µL; splitless

Injektionstemperatur: 275 °C

Temperaturprogramm:

Tabelle 1: Temperaturprogramm der Analyse

Rate / °C

min-1

Temperatur /

°C

Haltezeit /

min

50 1,0

15 110 0,0

40 240 0,0

4 280 3,0

2.2. Detektor

Agilent 5973Network MSD

Ionisation: EI, +70 eV

Solvent delay: 4,00 min

Modus: SIM


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SIM-Programm:

Tabelle 2: SIM-Programm der Analyse

Analyt Startzeit /

min

m/z

Thymol 6,70 91, 135,

150

N,N-Diethyl-m-toluamid 7,50 91, 119,

190

2,3,4,5,6-Pentabromethylbenzol

(ISTD)

11,00 180, 487,

500

Brompropylat 12,40 157, 183,

341

Tetradifon 13,05 159, 229,

356

Amitraz 13,50 132, 162,

293

3. Chemikalien

• Mischstandard, β(Analyt) = β(ISTD) ≈ 10 µg/mL (genaue Konzentration wird

bekannt gegeben)

• ISTD, β(ISTD) ≈ 10 µg/mL (genaue Konzentration wird bekannt gegeben)

• Natriumcarbonat, p.a.

• n-Hexan, HiPerSolv CHROMANORM für die HPLC

4. Durchführung

4.1. Kalibrierung

Circa 500 µL des Mischstandards werden in ein GC-Vial überführt und mit den

Parametern aus Punkt 2 analysiert.


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4.2. Analyse einer Realprobe

Circa 2 g Honig werden genau in ein 15 mL Kunststoff-Zentrifugenröhrchen

eingewogen und in 6 mL Natriumcarbonatlösung ( c = 0,5 mol/L) durch Schütteln und

Ultraschallbehandlung gelöst.

Nach Zugabe von 100 µL ISTD und 4 mL n-Hexan wird 5 min geschüttelt und

anschließend für 5 min bei 4000 U/min zentrifugiert.

Circa 500 µL der klaren Hexanphase werden in ein GC-Vial überführt und mit den

Parametern aus Punkt 2 analysiert.

5. Auswertung

Der Mischstandard sowie die Probe werden je dreimal injiziert.

Die Quantifizierung der Analyten erfolgt über den aus der Kalibrierung ermittelten

Responsefaktor.

6. Protokoll

Im Protokoll sollen folgende Punkte enthalten sein:

Eine kurze Beschreibung der durchgeführten Arbeiten

Alle Messwerte (auch Ausreisser)

Die Mittelwerte und die relativen Standardabweichungen

Der Gehalt an detektierter Substanz in der Probe in in ppm (mg kg-1).



f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03


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6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25


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Bestimmung von Wirkstoffen in Arzneimitteln mittels HPLC

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel HLPC:

- LC System, Aufbau;

- LC Stationäre Phasen; welche sind für welche Analytklassen geeignet;

- LC Parameter aus Chromatogramm (Retentionsindex, Bodenzahl…..);

- LC Detektoren; Funktionsprinzip; welcher ist für welche Analytklassen

geeignet;


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Bestimmung von Wirkstoffen in Arzneimitteln mittels HPLC

1. Aufgabenstellung

Es sollen die Inhaltsstoffe von Medikamenten mittels HPLC getrennt und der Gehalt

an Paracetamol, Coffein und Acetylsalicylsäure durch externe Kalibrierung bestimmt

werden.

2. Herstellung der Kalibrier- und Probelösungen

Für die Quantifizierung von Paracetamol, Coffein und Acetylsalicylsäure wird ein

Summenstandard mit je 500 mg L-1 der Substanzen hergestellt, wozu die

entsprechenden Mengen in Methanol gelöst werden (250 mL Messkolben

verwenden). Ausgehend von diesem Summenstandard werden Kalibrierlösungen mit

je 10 mg L-1, 50 mg L-1 und 100 mg L-1 der drei Analyte durch entsprechende

Verdünnung mit 18 MΩ-Wasser im 50 mL Messkolben hergestellt.

Die ausgegebene Probe (eine Tablette) wird in 100 mL Methanol gelöst. Diese

Lösung ist vor der Analyse im 50 mL Messkolben mit 18 MΩ-Wasser zu verdünnen

(Verdünnungsverhältnis wird vom Betreuer bekanntgegeben). Vor der Injektion ist die

Probe durch einen Spritzenfilter zu filtrieren.

3. Chromatographie

Die chromatographische Bestimmung wird mit folgenden Geräten/Parametern

durchgeführt:

Agilent HP 1050 Liquid Chromatograph

Trennsäule: L = 100 mm, I.D. = 4,6 mm

Stationäre Phase: Phenomenex Luna, RP-18 endcapped (3 µm)

Mobile Phase: 35 % Methanol / 65 % Wasser (mit 0.2% Eisessig

angesäuert); isokratisch

Fluss: 0,7 mL min-1

Injektion: 20 µL

Detektion: UV (λ = 254 nm)

4. Durchführung der Messungen


vermessen. Von der Probe werden drei Messungen durchgeführt.


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5. Auswertung

Die Auswertung erfolgt über die Berechnung der Ausgleichsgeraden über die

integrierten Peakflächen. Als Ergebnis der Probe ist der Mittelwert und das

Vertrauensintervall (95 % Wahrscheinlichkeit) Wirkstoff / Tablette anzugeben (z.B.:

100 ± 3 mg Paracetamol / Tablette (s;P;n))

6. Protokoll

Folgende Punkte sind im Protokoll anzugeben:

Eine kurze Beschreibung der durchgeführten Arbeiten

Alle Messwerte (auch Ausreißer)

Graphen der Kalibriergeraden (Peakfläche gegen Konzentration, inkl.

Ausgleichsgerade und Bestimmtheitsmaß)

Der Gehalt an detektierter Substanz in der Tablette in mg pro Tablette

Die Protokolle müssen binnen zwei Wochen beim Betreuer abgegeben werden.


f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03

6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25


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Bestimmung von Chlorid, Nitrat, Phosphat und Sulfat mittels IC

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel IC:

- IC System, Aufbau;

- IC Stationäre Phasen;

- IC Detektoren; Funktionsprinzip; Suppressoren;


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Bestimmung von Chlorid, Nitrat, Phosphat und Sulfat mittels IC

1. Allgemeines

Die quantitative Bestimmung erfolgt durch externe Kalibrierung.

2. Arbeitsstandards

Zuerst wird in einem 100 ml Messkolben ein Summenstandard welcher ca. 200 mg/l

jedes Ions enthält (genaue Konzentration angeben!) aus folgenden Salzen

hergestellt: NaCl, NaNO3, Na3PO4, Na2SO4 (genaue stöchiometrische

Zusammensetzung und Molgewicht siehe Packung).

Die Salze werden in 18 MΩ Wasser aufgelöst (Ultraschallbad) und bis zur Marke mit

mit 18 MΩ Wasser aufgefüllt. Aus dieser Lösung werden Standardlösungen mit 100;

25; 10; 1 mg/l je Ion durch Verdünnen hergestellt (in 100 ml Messkolben).

3. Ionenchromatographie

Die ionenchromatographische Bestimmung wird mit folgenden Geräten/Parametern

durchgeführt:

DIONEX DX-120 Ion Chromatograph. Trennsäule: IonPac AS22-5µm, 4 x 250 mm Flussrate: ca. 1 ml/min (genaue Flussrate notieren) Mobile Phase: 4,5 mM Na2CO3/1,5 mM NaHCO3 Injektions Volumen: 25µL

Die mobile Phase ist aus Na2CO3 und NaHCO3 (genaue stöchiometrische

Zusammensetzung und Molgewicht siehe Packung) herzustellen.

4. Messung der Lösungen


vermessen. Von der Probe werden 3 Messungen durchgeführt.

5. Auswertung

Die Auswertung erfolgt über die Berechnung der Ausgleichsgeraden über die

integrierten Peakflächen. Als Ergebnis der Probe ist der Mittelwert und das

Vertrauensintervall (95% Wahrscheinlichkeit) an Ion in mg/l anzugeben (z.B.: 100 ± 3

mg/l (95;3))


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6.Protokoll



Kalibrierlösungen)


Mittelwert und relative Standardabweichung





f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03

6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25


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Bestimmung von Süßstoffen in Getränken und Nahrungsmitteln

mittels CZE

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel CE:

- CE System, Aufbau;

- Elektroosmotischer Fluss;

- Beschreibung möglicher Injektionsmethoden;

- Beschreibung möglicher Detektionsmethoden;

- Einfluss von pH und Ionenstärke;

- Abschätzung der Migrationsreihenfolge;


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Bestimmung von Süßstoffen in Getränken und Nahrungsmitteln

mittels CZE

1. Allgemeines

Die Bestimmung von Aspartam und Saccharin in diversen Lebensmitteln erfolgt

mittels CZE (Capillary Zone Electrophoresis). Es stehen Standardsubstanzen der

beiden Analyte zur Verfügung. Daraus werden die Standardlösungen für die externe

Kalibrierung hergestellt. Zusätzlich wird eine Standardaddition durchgeführt. Zur

Korrektur von eventuell auftretenden Migrationszeitverschiebungen und Unter-

schieden im Injektionsvolumen wird ein interner Standard (ISTD) verwendet. Mit Hilfe

der erhaltenen Kalibrierkurven kann auf den Gehalt der Analyte in der Probe

geschlossen werden.

2. Elektrophorese

Folgende Geräte/Parameter werden für die elektrophoretischen Bestimmungen

eingesetzt/angewandt:

Agilent HPCE 3D Kapillarelektrophorese

Kapillare: 75 µm Innendurchmesser, Lges = 65 cm, Leff = 56,5 cm

Spannung: +30 kV

Injektion: hydrodynamisch, 50 mbar, 5 s

Detektion: UV direkt, 195 nm

Trägerelektrolyt: 20 mM Borsäure pH 9,35

Standards: Aspartam, Saccharin (je 5 mg/Tablette in Assugrin),

interner Standard: 4-Methylsalicylsäure (Sigma Aldrich)

3. Herstellen der Lösungen

Der Trägerelektrolyt wird durch Lösen der entsprechenden Menge Borsäure (100 mL

Becherglas) in 18 MΩ-Wasser, Einstellen des pH auf 9,35 mit wässriger KOH-

Lösung, anschließendes Überführen in einen 100 mL Messkolben und Auffüllen mit

18 MΩ-Wasser hergestellt.


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Für die Herstellung des internen Standards werden 50 mg 4-Methylsalicylsäure in

einen 50 mL Messkolben eingewogen, 20 mL Methanol zupipettiert und mit 18 MΩ-

Wasser zur Marke aufgefüllt. Dann eventuell kurz ins Ultraschallbad stellen.

Anschließend folgt die Herstellung der Stammlösung von Saccharin und Aspartam.

In einem 100 mL Messkolben wird eine Tablette (Assugrin), die je 5 mg Aspartam

und Saccharin enthält, in 18 MΩ-Wasser gelöst, unterstützt durch Behandlung im

Ultraschallbad.

Für die Quantifizierung mittels externer Kalibrierung werden Standardlösungen wie

folgt hergestellt: Um Konzentrationen von 5 / 10 / 20 / 40 mg/L zu erreichen werden

2,5 / 5 / 10 / 20 mL der Stammlösung in einen 25 mL Messkolben pipettiert und

0,5 mL interner Standard zugegeben. Abschließend wird mit 18 MΩ-Wasser bis zur

Marke aufgefüllt.

Im Falle der Proben werden 3 mL des Getränks (Verdünnung wird vom Betreuer

bekannt gegeben) und 200 µL interner Standard in einen 10 mL Messkolben

pipettiert und ebenso mit 18 MΩ-Wasser bis zur Marke aufgefüllt.

Für die Quantifizierung mittels Standardadditionsverfahren werden 3 mL Probe mit

200 µL internem Standard in einen 10 mL Messkolben pipettiert und mit 18 MΩ-

Wasser bis zur Marke aufgefüllt; des Weiteren werden je 3 mL Probe mit je 200 µL

internem Standard sowie je einmal 2 mL der Stammlösung und einmal 4 mL der

Stammlösung in einen 10 mL Messkolben pipettiert und ebenso mit 18 MΩ-Wasser

bis zur Marke aufgefüllt.

4. Messungen

Für die externe Kalibrierung wird jeder Standard einmal sowie die Probe dreimal

gemessen; im Falle der Standardadditionsmethode werden alle 3 Lösungen

(Probe / Aufstockung 1 / Aufstockung 2) je einmal gemessen.


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5. Protokoll



Kalibrierlösungen)


Mittelwert (in mg/kg für Feststoffe sowie mg/L für flüssige Proben) und relative

Standardabweichung


inkl. Ausgleichsgerade und Bestimmtheitsmaß)

Vergleich externe Kalibrierung / Standardadditionsmethode



f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03

6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25


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Bestimmung des Fluoridgehalts einer Zahnpasta mittels

Ionenselektiver Elektrode

Stichwortliste für die kurze Besprechung vor dem Praktikumsbeispiel Ionenselektive

Elektrode:

- Aufbau der Fluoridelektrode;

- Auswertung von Messungen durch Standardaddition;

- Selektivitätskoeffizient; Nikolsky Gleichung


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Bestimmung des Fluoridgehalts einer Zahnpasta mittels

Ionenselektiver Elektrode

1. Allgemeines

Der Fluoridgehalt einer Zahnpasta (Probennummer im Protokoll angeben) soll mittels

ionenselektiver Elektrode (LaF3-Kristallmembranelektrode) bestimmt werden. Die

Konzentrationsmessung erfolgt direktpotentiometrisch nach dem

Standardadditionsverfahren, wobei die Elektrodensteilheit zuvor extern kalibriert wird.

2. Herstellung der Pufferlösungen

Da die Aktivität der Fluoridionen vom pH-Wert abhängig ist, muss zuerst eine

Pufferlösung erstellt werden. Hierzu wird eine 0,16 N Essigsäure hergestellt, indem

2,5 ml Eisessig (die Genauigkeit einer Messpipette ist zur Erstellung eines Puffers

völlig ausreichend) mit 18 MΩ Wasser auf 250 ml aufgefüllt werden. Weiters werden

32,8 g Natriumacetat in einen 2000 ml Messkolben eingewogen, 100 ml der zuvor

erstellten 0,16 N Essigsäure zugegeben und wiederum mit 18 MΩ Wasser aufgefüllt.

3. Herstellung der Standardlösungen

Für die Standardlösungen werden ca. genau (exakte Einwaage genau notieren)

200 mg Natriumfluorid eingewogen und mit Pufferlösung auf 50 ml aufgefüllt. Die so

erhaltene Standardlösung ist etwa 0,1 M und wird im Folgenden weitere drei Mal je

auf ein Zehntel verdünnt (mit Pufferlösung!!!) sodass Standardlösungen mit 10 mM,

1 mM und 0,1 mM resultieren.

4. Probenvorbereitung

Pro Teilnehmer werden drei Parallelbestimmungen der Probe durchgeführt. Hierzu

werden jeweils ca. genau 1 g Zahnpasta mittels Kunststoffspritze in einen 100 ml

Messkolben überführt, wobei darauf zu achten ist dass sich die gesamte Pasta

unterhalb der Markierung (vorzugsweise am Boden) des Messkolbens befindet.

Danach wird mit Pufferlösung aufgefüllt und solange mit Ultraschall behandelt bis

eine homogene Suspension erhalten wird (etwa 1 h).


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5. Messung

Zuerst erfolgt die Messung der Elektrodensteilheit durch die erstellten Fluorid-

Standardlösungen. Hierzu werden ca. 25 ml Standardlösung in ein 100 ml

Becherglas überführt und die ionenselektive Elektrode sowie die Bezugselektrode

(Ag/AgCl/KCl) in diese eingetaucht. Die Elektroden werden mit dem mV-Meter E654

Metrohm verbunden. Die Lösung wird mittels Magnetrührer gerührt, vor dem Ablesen

des EMK-Messwertes wird der Rührer allerdings ausgeschaltet und der erste

konstante EMK-Wert abgelesen. Auf diese Weise kann das oft störende Wechselfeld

des Magnetrührers die Messung nicht beeinflussen. Die Standards werden in

Richtung ansteigender Konzentration vermessen.

Zur Messung der Probelösungen werden exakt 25 ml der Probensuspension mittels

Vollpipette ins 100 ml Becherglas überführt (vor dem Pipettieren nochmals gut

schütteln und keinen Schaum in die Pipette saugen). Die Messung der EMK erfolgt

wie bei den Standardlösungen. Hat man so den ersten Wert der Probelösung

bestimmt → E0, werden 200 µl der höchstkonzentrierten Standardlösung addiert, kurz

gerührt und neuerlich abgelesen → EAdd200. Dieses Verfahren wird weitere zwei Mal

wiederholt, sodass EMK-Werte für 200 µl, 400 µl und 600 µl Standardaddition

resultieren. Welcher der aufgestockten EMK-Werte für die Auswertung verwendet

werden soll wird am Praktikumstag vom Betreuer bekanntgegeben.

6. Auswertung und Protokoll

Zur Bestimmung der Elektrodensteilheit soll im Protokoll eine Tabelle der

Konzentrationen der Standardlösungen mit Logarithmen der Konzentrationen und

den zugehörigen EMK-Werten angegeben werden:

Konz. Std. [mM] Log c EMK [mV]

100 2 -148,3

10 1 -90,9

1 0 -31,7

0,1 -1 30,2


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Weiters ist ein Diagramm mit linearem Ausgleich der erhaltenen Werte darzustellen:

Elektrodensteilheit

y = -59.4700x - 30.4400

R2 = 0.9997

-160

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

40

-1.5 -1 -0.5 0 0.5 1 1.5 2 2.5

log c

EMK [mV]

Die Elektrodensteilheit würde in diesem Fall also -59,47 mV betragen.

Die Konzentration der Probensuspension welche in das Becherglas vorgelegt wurde

kann mit folgender Formel aus der Elektrodensteilheit, aus ΔE = EAdd - E0 sowie

vorgelegtem und addiertem Volumen errechnet werden:

Fluoridkonzentration der Probensuspension

Fluoridkonzentration des zugefügten Standards

Probevolumen = 25 ml

Volumen des zugefügten Standards

Potentialdifferenz (EAdd-E0)

Elektrodensteilheit

Abschließend ist aus der Konzentration der Probensuspension und der Einwaage der

Fluoridgehalt der Zahnpasta für jede der Parallelbestimmungen zu berechnen und in

einer Tabelle wiederzugeben:

Einwaage

[g]

[mV]

[mV]

[mV]

[mol/l]

Fluoridgehalt Probe

[mg/kg]


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Aus den so erhaltenen Werten sind der Mittelwert, die Standardabweichung und der

Vertrauensbereich zu berechnen und das Endergebnis wie folgt anzugeben:

Mittelwert ± Vertrauensbereich (Konfidenzkoeffizient; Zahl der Messungen;

Standardabweichung)

z.B.: 850 ± 67,1 ppm (95%; 3; 27,0)

Standardabweichung

Streubereich (Studentfaktor )

Vertrauensbereich

Im Protokoll sollen folgende Punkte enthalten sein:

• kurze Beschreibung der durchgeführten Arbeiten

• alle Messwerte (auch Ausreißer)

• die Mittelwerte und die relativen Standardabweichungen

• die Graphen der Kalibriergeraden

• der Gehalt an Fluorid in der Zahnpasta in mg/kg

Die Protokolle müssen binnen zwei Wochen beim Betreuer abgegeben werden.

Tabelle 1: Studentfaktor (Freiheitsgrade ; Wahrscheinlichkeit )

f P = 0,90 P = 0,95 P = 0,98 P = 0,99

1 6,31 12,70 31,82 63,70

2 2,92 4,30 6,97 9,92

3 2,35 3,18 4,54 5,84

4 2,13 2,78 3,75 4,60

5 2,01 2,57 3,37 4,03

6 1,94 2,45 3,14 3,71

7 1,89 2,36 3,00 3,50

8 1,86 2,31 2,90 3,36

9 1,83 2,26 2,82 3,25

Documents

_Arbeitsvorschriften_2013-14