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CARACTERIZAÇÃO DE UMA PIROFOSFATASE INORGÂNICA
SOLÚVEL EM EMBRIÕES DO CARRAPATO BOVINO Rhipicephalus
microplus
EVENILTON PESSOA COSTA
UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSE DARCY
RIBEIRO – UENF CAMPOS DOS GOYTACAZES
MARÇO – 2009
ii
iii
CARACTERIZAÇÃO DE UMA PIROFOSFATASE INORGÂNICA
SOLÚVEL EM EMBRIÕES DO CARRAPATO BOVINO Rhipicephalus
microplus
EVENILTON PESSOA COSTA
ORIENTADOR: Prof. Dr. Carlos Logullo
CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ
MARÇO – 2009
“Dissertação apresentada ao Centro
de Biociências e Biotecnologia da
Universidade Estadual do Norte
Fluminense, como parte das
exigências para a obtenção do título
de Mestre em Biociências”.
iv
CARACTERIZAÇÃO DE UMA PIROFOSFATASE INORGÂNICA
SOLÚVEL EM EMBRIÕES DO CARRAPATO BOVINO Rhipicephalus
microplus
EVENILTON PESSOA COSTA
Defendida em 5 de Março de 2009.
Comissão Examinadora:
__________________________
Carlos Logullo (Orientador) – Prof. Associado do Laboratório de Química e Função
de Proteínas e Peptídeos – UENF.
“Dissertação apresentada ao Centro de
Biociências e Biotecnologia da
Universidade Estadual do Norte
Fluminense, como parte das
exigências para a obtenção do título de
Mestre em Biociências”.
v
__________________________
Jorge H. Fernandez (Co-Orientador) – Prof. Associado do Laboratório de Química e
Função de Proteínas e Peptídeos – UENF.
__________________________
Anna Okorokova (Examinadora) – Profª. Associada do Laboratório de Fisiologia e
Biologia de Microorganismos – UENF.
__________________________
Gustavo L. Resende (Examinador) – Pesquisador Visitante do Laboratório de
Fisiologia e Controle de Artrópodes Vetores – Fiocruz.
__________________________
Sergio D. Sasaki (Examinador) – Prof. Adjunto do Centro de Ciências Naturais e
Humanas – UFABC.
vi
Dedico esta dissertação a todos aqueles que amam o que fazem!
vii
AGRADECIMENTOS
Aos meus pais, irmão e namorada por participarem e influenciarem positivamente na
formação do homem que tenho me tornado.
Ao meu orientador, amigo e formador! Pelos conselhos, críticas, incentivos e
oportunidades! Muito obrigado Logullo!
Ao Eldo, agora doutor! Pela orientação, amizade, conselhos, críticas e por ter
aceitado revisar o meu trabalho!
Ao prof. Arnoldo! Pela orientação, amizade, sugestões, discussões, críticas e
incentivos!
Ao prof. Hernandez! Pela orientação, amizade, sugestões, discussões, críticas e
incentivos!
Ao Gustavo L. Rezende! Pelas discussões, idéias, críticas, sugestões e também por
ter aceitado participar da minha banca de dissertação!
Ao prof. Sérgio D. Sasaki! Pelas discussões, idéias, críticas, sugestões e também
por ter aceitado participar da minha banca de dissertação!
A profª. Ana! Pelas discussões, idéias, críticas, sugestões e também por ter aceitado
participar da minha banca de dissertação!
Ao Jorge Moraes (UFRJ-Macaé), Milane (UFRRJ) e ao Hernandez pelas críticas e
sugestões em minha defesa de projeto de mestrado!
A todos os estudantes de IC e de Pós-Graduação do nosso grupo que fazem com
que tenhamos um ótimo ambiente de trabalho!
A todos os estudantes e professores do nosso departamento!
Aos amigos da UENF e minha vida pessoal!
A todos que contribuíram direta ou indiretamente para o bom andamento deste
trabalho!
A CAPES (projeto PROCAD) e a FAPERJ (bolsa)!
A UENF pelo ótimo ensino!
viii
SUMÁRIO
RESUMO ix
ABSTRACT x
1 – INTRODUÇÃO 1
1.1 – O carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus 1 1.2 – O ciclo de vida do R. (B.) microplus 2
1.3 – Ovogênese e embriogênese 3 1.4 – Aspectos estruturais das pirofosfatases inorgânicas 4
1.5 – Aspectos funcionais das pirofosfatases inorgânicas 6 1.6 – Pirofosfatases inorgânicas transmembrana 7 1.7 – Estado da arte 8 2 – OBJETIVO 9
2.1 – Objetivo Geral 9 2.2 – Objetivos Específicos 9
3 – MATERIAL e MÉTODOS 10
3.1 – Animais 10 3.2 – Manutenção dos ovos 10
3.3 – Clonagem e análise da seqüência de cDNA codificante para a RmPPase 10
3.4 – Enriquecimento da amostra 11 3.5 – Dosagem de proteína 11
3.6 – Parâmetros cinéticos 11 3.7 – Análise da transcrição relativa da RmPPase ao longo da embriogênese e em fêmeas partenóginas e teleóginas 12 3.8 – Modelagem por homologia da RmPPase 13
4 – RESULTADOS 14
4.1 – Identificação e clonagem da PPase solúvel do R. (B.) microplus 14 4.2 – Caracterização dos parâmetros cinéticos: atividade
pirofosfatásica presente nos embriões do R. (B.) microplus 17 4.3 – Análise da transcrição relativa da RmPPase durante o
desenvolvimento embrionário e em fêmeas adultas do R. (B.) microplus 24 4.4 – Modelagem por homologia da RmPPase 26 5 – DISCUSSÃO 30
6 – CONCLUSÕES 38
7 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 40
8 – ANEXOS 49
ix
RESUMO
O carrapato bovino Rhipicephalus microplus é um parasita hematófago que
gera prejuízos econômicos da ordem de bilhões de dólares tanto aos
agropecuaristas nacionais quanto aos internacionais. Este trabalho se propôs a
caracterizar uma pirofosfatase inorgânica solúvel (PPase) de embriões do carrapato
bovino utilizando abordagens bioquímicas, moleculares e computacionais. As
PPases são enzimas que catalisam a hidrólise do pirofosfato inorgânico em duas
moléculas de ortofosfato. Esta reação sustenta termodinamicamente muitas vias
biossintéticas (DNA, RNA, proteínas). A seqüência de nucleotídeos da RmPPase foi
confirmada após clonagem, apresentando 100% de identidade com a seqüência
disponibilizada pelo TIGR e homóloga com outros modelos experimentais. A
RmPPase foi caracterizada por comparação através de alinhamentos múltiplos de
sua seqüência de aminoácidos deduzida com outras PPases obtidas no NCBi e no
“Protein Data Bank”, bem como pela análise da árvore filogenética e ensaios
cinéticos. Nestes ensaios comprovou-se que a RmPPase tem sua atividade
crescente durante a 1ª fase da embriogênese, porém no início da 2ª fase diminui,
aumentando em seguida e se mantendo estável até próximo a eclosão do embrião.
Os dados cinéticos sugerem que o cálcio compete com o magnésio pelo sítio ativo
promovendo inibição que pode ser revertida com o aumento da concentração de
magnésio. Identificou-se ainda que a RmPPase foi inibida por EDTA e fluoreto
exceto 12º e 15º dia (EDTA), 6º e 18º dia (fluoreto). O cálcio promoveu inibição
durante toda a 1ª fase da embriogênese, contudo, do início da 2ª fase até o 12º dia a
RmPPase foi insensível e no 15º dia teve sua atividade estimulada fortemente. A
expressão relativa, analisada por PCR em tempo real, mostrou que o seu RNAm está
presente no intestino, corpo gorduroso e ovários das fêmeas parcialmente e
completamente engurgitadas, sendo o ovário o órgão que mais expressa esta
enzima. Quando se analisou a taxa de transcrição em fêmeas vitelogênicas e não
vitelogênicas identificou-se que os ovários de fêmeas vitelogênicas expressam 1,5
vezes mais que as outras. Durante a criação do modelo computacional observou-se
que duas cisteínas (Cis83-Cis284) podem estar fazendo ponte dissulfeto e tal
característica ainda não foi descrita na literatura para esta classe de enzima. Os
dados da modelagem por homologia sugerem ainda que a RmPPase é um membro
incomum da família I das pirofosfatases inorgânicas solúveis.
x
ABSTRACT
The cattle tick Rhipicephalus microplus is a blood sucking ectoparasite that
causes economics impairments of order of billion dollars to national and international
farmers. The present work proposes to characterize a soluble inorganic
pyrophosphatase (PPase) from embryos of the cattle tick using biochemical,
molecular and computational approaches. The PPases are enzymes that catalyze
the hydrolysis of pyrophosphate in two molecules of orthophosphate. This reaction
supports thermodynamically many biosynthetic pathways (DNA, RNA, proteins). The
nucleotides sequence of RmPPase was confirmed after cloning, presenting 100%
identity with the sequence available on TIGR and homologous with other
experimental models. The RmPPase was characterized by comparison through
multiple alignments of its deduced amino acid sequence with other PPases from
NCBi and Protein Data Bank, as well as by analysis of the phylogenetic tree and
kinetic assays. In these assays it was shown that the RmPPase has its activity
increasing during the 1st phase of embryogenesis, however in the 2nd phase the
activity decreased in the first moment, increasing immediately afterwards and staying
stable until close to the hatching of the embryo. The kinetic data suggest that the
calcium vie with magnesium by active site promoting inhibition that can be reverted
with the increase of magnesium concentration. In addition, it was identified that the
RmPPase was inhibited by EDTA and fluoride except 12th and 15th day (EDTA), 6th
and 18th (fluoride). The calcium promoted inhibition during all 1st phase of
embryogenesis, however, at the beginning of 2nd phase until 12th day the RmPPase
was insensitive and in the 15th day its activity was strongly stimulated. The relative
expression, analyzed by real-time PCR, showed that its RNAm is present in the
midgut, fat body and ovaries of partially and completely engorged females, being the
ovary the tissue that most express this enzyme. When the levels of transcription in
vitellogenic and non-vitellogenic females were analyzed, the expression in ovary of
vitellogenic females was 1.5 times higher than the others. During the creation of a
computational model it was observed that two cysteines (Cys83-Cys284) could be
making disulphide bridge, where such characteristic has not yet been described in
literature for this enzyme class. The data of homology modeling still suggest that
RmPPase is an unusual member of family I of the soluble inorganic
pyrophosphatases.
1
1 – Introdução
1.1 – O carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus
O carrapato é um artrópode ectoparasita obrigatório que infesta um grande
número de espécies de vertebrados terrestres. Até o momento foram descritas 866
espécies de carrapatos (Horak et al., 2002). Os carrapatos são vetores mais
versáteis que os mosquitos, pelo fato de poderem transmitir uma maior quantidade
de organismos patogênicos tais como vírus, fungos, rickettsiae, bactéria e
protozoários durante o processo de alimentação (Sonenshine, 1991). O
Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Fig. 1-A) é o ectoparasita do bovino de maior
importância (econômica, médica e etc...) no hemisfério sul.
O R. microplus originou-se provavelmente na Ásia, quando mamíferos e
pássaros substituíram, já no período terciário, os répteis como vertebrados
dominantes (Hoogstraal, 1985; Rocha, 1999). Adaptou-se perfeitamente ao clima
dos países tropicais, onde o calor e a umidade proporcionaram condições favoráveis
à sobrevivência e manutenção da espécie (Powel e Reid, 1982; Rocha 1999). Esses
artrópodes, ectoparasitos hematófagos, são descritos em três famílias sendo duas
principais com o maior número de espécies: a Argasidae e a Ixodidae.
Os argasídeos (carrapatos moles) alimentam-se do sangue dos seus
hospedeiros, repetidas vezes, abandonando-os em seguida (Sonenshine, 1991). As
fêmeas efetuam várias posturas, alternando com a alimentação sangüínea. Cada
postura não ultrapassa 150 ovos, sendo um número pequeno, quando comparado
aos cerca de 3000 ovos (Fig. 1B) dos ixodídeos (carrapatos duros). Nos ixodídeos
(Fig. 1A) a alimentação é prolongada, ingerindo grandes quantidades de sangue,
chegando a atingir em até cem vezes a sua massa corporal inicial, devido à ingestão
de sangue do hospedeiro vertebrado (Sonenshine, 1991). O sangue é utilizado como
única fonte de energia para o desenvolvimento destes carrapatos. Grande parte do
alimento é processada, transferida e armazenada nos ovos que apresentam uma cor
amarronzada. Esta coloração é devida à vitelina, que em carrapatos é classicamente
descrita como uma heme-proteína (Boctor e Kamel, 1976; Rosell e Coons, 1991;
James e Oliver Jr, 1997).
2
Figura 1) Carrapato bovino (R. microplus) parasitando o seu hospedeiro em (A). Uma fêmea em seu momento de postura em (B). Foto “A” retirada de http://icb.usp.br/~marcelcp/Imagens/carr7.jpg (disponível on line em 02/2009) e foto “B” retirada de http://www.ufrgs.br/depbiot/201/images/postura.jpg (disponível on line em 02/2009). 1.2 – O ciclo de vida do Rhipicephalus (Boophilus) microplus
O R. microplus durante todo o seu ciclo de vida parasita um único hospedeiro,
preferencialmente o bovino. Durante sua fase de vida parasitária a teleógina (fêmea
ingurgitada, aquela que completou o estágio de alimentação sangüínea) (Fig. 2) se
desprende do hospedeiro e procura um local adequado nas pastagens para dar
início a postura dos ovos. Ao término da postura a fêmea morre. Os ovos eclodem e
dão origem às larvas. Estas sobem as gramíneas e arbustos e ali ficam aguardando
a passagem do seu hospedeiro. A larva pode sobreviver até quatro meses (em
condições ideais de temperatura e umidade relativa local) sem contato com o
hospedeiro.
Após se fixar no bovino e alimentar-se de seu sangue (Fig. 2) durante alguns
dias, a larva sofre muda da cutícula e se transforma em ninfa, que por sua vez, se
ingurgita, sofre ecdise e se diferencia em macho ou fêmea. Após a cópula a fêmea
passa para a fase de parcialmente ingurgitada (ou partenógena) e, ao final, como
fêmea totalmente ingurgitada desprende-se do hospedeiro. A duração da fase
parasitária no bovino é de aproximadamente 21 dias, com um grande aumento de
sua massa corpórea nas últimas 24 horas do ingurgitamento. No solo, após um
período de descanso, que dura de 1 a 2 dias, a fêmea inicia a postura. Os machos
permanecem mais tempo no hospedeiro e podem fecundar outras fêmeas.
(A) (B)
3
Figura 2) Esquema representativo do ciclo de vida do Rhipicephalus microplus. Se ciclo de vida é divido em duas fases: A primeira fase é chamada de: fase de vida livre; a segunda fase: fase de vida parasitária, já fixado ao hospedeiro (bovino). Figura retirada de Gonzáles (1974).
1.3 – Ovogênese e embriogênese
Durante a ovogênese são armazenadas grandes quantidades de proteínas,
lipídeos e glicídeos para o crescimento dos ovócitos. A principal proteína de reserva
dos ovos de artrópodes é a vitelina, a qual é derivada de um precursor hemolinfático,
a vitelogenina. A vitelogenina é adquirida pelos ovócitos através de endocitose
mediada por receptor (Sappington e Raikhel, 1998) e é acumulada em estruturas
chamadas grânulos de vitelo e recebe o nome de vitelina (Fagotto, 1990; Yamamoto
e Takahashi, 1993; Logullo et al., 1998). Vitelinas de todos os grupos de artrópodes
são lipoglicoproteínas fosforiladas de alta massa molecular. No entanto, a mais
peculiar característica das vitelinas de carrapatos é a presença de heme associada à
proteína, dando aos ovos a sua cor marrom (Boctor e Kamel, 1976; Rosell e Coons,
1991). Assim, além de prover aminoácidos para o embrião, como são classicamente
descritas, as vitelinas provavelmente são proteínas de reserva de heme usada para
o crescimento de carrapatos (Logullo et al., 2002).
O desenvolvimento dos embriões do carrapato bovino se dá de forma
semelhante ao da D. melanogaster. Depois da fertilização e da fusão dos núcleos do
espermatozóide e do óvulo, o núcleo do zigoto passa por uma série de rápidas
divisões mitóticas, ao contrário da maioria dos embriões de animais, não há
clivagem do citoplasma. O resultado é um sincício no qual muitos núcleos estão
4
presentes em um citoplasma comum. O embrião essencialmente permanece como
uma única célula durante o seu desenvolvimento inicial (Wolpert et al., 2000).
Nosso grupo mostrou os momentos morfológicos mais marcantes na
embriogênese do R. microplus, como a formação de um blastoderma sincicial no
terceiro dia (Fig. 3C), do blastoderma celular no quinto dia (Fig. 3D) e a completa
segmentação do embrião no sétimo dia do desenvolvimento (Fig. 3F) (Campos et
al., 2006).
Figura 3) Morfologia dos embriões do R. microplus. Ovos permeabilizados com diferentes dias de ovoposição foram submetidos à microscopia confocal a laser. (A) Sem marcação (somente auto-fluorescência); (B-F) Marcação com laranja de acridina; (E) Marcação com azul de Evans. (A, D, E) 6 dias; (B) 1 dia; (C) 4 dias; (F) embrião de 7 dias. Uma projeção em preto e branco de uma reconstrução tridimensional de um embrião segmentado é mostrado no painel “F”. Note que somente o córion é auto-fluorescente (painel “A”). A marcação com laranja de acridina e azul de Evans mostram: o núcleo e a célula, respectivamente.
1.4 – Aspectos estruturais das pirofosfatases inorgânicas A pirofosfatase inorgânica solúvel (PPase, EC 3.6.1.1) catalisa a hidrólise do
pirofosfato inorgânico (PPi) a ortofosfato (Pi) (Fig. 4). Isso é essencial para a vida
(Chen et al., 1990; Lundin et al., 1991; Sonnewald, 1992), impulsionando
termodinamicamente diversas reações de biossíntese (Kornberg, 1962). Duas
famílias de PPases não-homólogas são conhecidas até o momento. A família I é
comumente encontrada em todos os tipos de organismos e a família II, sendo
encontradas até o momento somente em procariotos (Bacillus subtilis). As duas
famílias compartilham uma pequena identidade seqüencial entre si (Young et al.,
1998; Shintani et al., 1998). As PPases solúveis mais estudadas são a hexamérica
5
de Escherichia coli e a dimérica de Saccharomyces cerevisiae. Estas enzimas tem
sido extensivamente caracterizadas por cristalografia de raios-X (Kankare et al.,
1994; Heikinheimo et al., 1996; Harutyunyan et al., 1996; Harutyunyan et al., 1997),
mutações sítio-dirigido, bem como o seu mecanismo de hidrólise (Salminem et al.,
1995; Pohjanjoki et al., 1998; Käpylä et al., 1995; Volk et al., 1996; Avaeva et al.,
1996a; Avaeva et al., 1996b; Fabrichniy et al., 1997; Oksanen et al., 2007).
Figura 4) A hidrólise do pirofosfato é catalisada pela pirofosfatase inorgânica. Nos animais e em muitos micróbios, as altas quantidades de PPi geradas como um subproduto do anabolismo são imediatamente hidrolisados por um pirofosfatase inorgânica abundante em uma reação altamente exergônica (Taiz e Zeiger, 2006).
Em eubactéria e arqueobactéria, as PPases da família I podem ocorrer como
homohexâmeros (Fig. 5A) ou como homodímero a partir de eucarioto inferior (Fig.
5B). Até o presente momento, todas as PPases da família II caracterizadas ocorrem
como homodímero. As subunidades das PPases hexaméricas possuem em média
uma massa molecular entre 19-22 kDa enquanto que as diméricas podem variar
entre 31-40 kDa por subunidade (Tammenkosky et al., 2005). Por outro lado, todas
as PPases solúveis da família I, tem seu sítio ativo composto pelos mesmos 13
resíduos polares funcionalmente importantes, o qual se reflete na conservação do
mecanismo catalítico (Heikinheimo et al., 1996; Harutyunyan et al., 1996). Apesar
das duas famílias apresentarem uma baixíssima identidade seqüencial e estrutura
global entre si, há uma impressionante similaridade no arranjo espacial de seis
resíduos chaves do sítio ativo, exemplificando um bom exemplo de evolução
convergente de enzimas (Merckel et al., 2001; Ahn et al., 2001).
6
Figura 5) Modelos estruturais de pirofosfatases inorgânicas solúveis. (A) EcPPase (E. coli, homohexâmero; número de acesso: PDB 1OBW). (B) ScPPase (S. cerevisiae, homodímero; número de acesso: PDB 1M38). As esferas em grafite ou preto representam os átomos de magnésio. Em “A” o gradiente de cor faz referência as subunidades. Em “B” o gradiente de cor faz referência à região N-terminal até a região C-terminal.
Todas as PPases da família I estudadas até o momento requerem cátions
metálicos como cofatores. Contudo, as PPases de bactérias, levedura e mamíferos
foram descritas por serem fortemente inibidas por Ca2+ a concentrações fisiológicas
(Felix e Fleisch, 1975; Kurilova et al., 1984; Mitchell e Minnick, 1997; Yang e Wensel,
1991a). Seu mecanismo de inibição foi investigado por Samygina e colaboradores
(2001) onde se concluiu que o Ca2+ impede o ataque nucleofílico da molécula de
água que participa da rede de coordenação ao pirofosfato.
1.5 – Aspectos funcionais das pirofosfatases inorgânicas
Funcionalmente, a família II difere da família I pela sua preferência por Mn2+
ao invés de Mg2+ como cofator. O Mg2+ é o melhor cofator para as PPases da família
I e ele também ativa na mesma proporção as PPases da família II, contudo, o Mn2+
confere uma atividade 20 vezes maior para as PPases da família II do que o Mg2+
(Parfenyev et al., 2001; Zyryanov et al., 2004). Acredita-se que a diferença na
especificidade ao cofator ocorra devido a presença de resíduos de histidina no sítio
ativo das PPases da família II. Há um total de três destes resíduos, dois agindo
como ligantes que coordenam o íon metálico e um terceiro que coordena o
pirofosfato (Merckel et al., 2001; Ahn et al., 2001). Até 2005 nenhum resíduo de
histidina havia sido encontrado no sítio ativo de qualquer uma das seis PPases da
família I, cujas estruturas foram resolvidas por Cristalografia de raios-X (Heikinheimo
(A) (B)
7
et al., 1996; Kankare et al., 1994; Teplyakov et al., 1994; Leppanen et al.,1999; Liu et
al., 2004). Tammenkosky e colaboradores (2005), descreveram estruturalmente uma
PPase de Mycobacterium tuberculosis, a qual mesmo pertencendo a família I,
apresenta dois resíduos de histidina (His21 e His86) em seu sítio ativo. Contudo, sua
principal atividade ainda ocorre na presença de Mg2+ como cofator.
Em eucariotos fotossintéticos (Chlamydomonas reinhardtii) foi descrito por
Gómez-Garcia e colaboradores (2006) as primeiras PPases monoméricas naturais
presentes em plastídios (mitocôndria e cloroplasto). A C. reinhardtii (alga verde)
possui duas PPases dependentes de Mg2+, uma localizada no cloroplasto e outra
localizada na mitocôndria. Neste trabalho foi mostrado que ambas as enzimas
possuem os mesmos resíduos funcionais conservados que já foram descritos nos
demais membros das PPases da família I (Lahti et al., 1990; Cooperman et al., 1992;
Baykov et al., 1999).
As PPases solúveis podem representar até 0,1-0,5 % do total de proteína
celular. As concentrações de pirofosfato citossólico em tecidos vegetais
fotossintéticos são mantidas a concentrações milimolares (0,2-0,5 mM), claramente
superior quando comparado a das leveduras (2,0-5,0 µM), sugerindo que essas
enzimas podem estar compartimentalizadas ou fortemente reguladas. Isso também
sugere que o pirofosfato pode ter um importante papel como um doador de energia
no metabolismo vegetal (Kankare et al., 1996; Heikinheimo et al., 1996). Embora a
existência de PPases em vegetais superiores tenha sido documentada
(Baltscheffsky et al., 1998; Nakanishi e Maeshima, 1998) poucos trabalhos foram
publicados sobre a sua caracterização e papel fisiológico.
1.6 – Pirofosfatases inorgânicas transmembrana
Em plantas, bactérias, protozoários e mais recentemente em células de
artrópodes (Motta et al., 2003 e 2009) tem sido descrito uma pirofosfatase inorgânica
transmembrana (H+-PPase), a qual funciona como uma bomba de prótons
reversível. Essas H+-PPases são muito grandes (quando comparadas com as
PPases solúveis) e não possuem qualquer grau de identidade com qualquer uma
das duas famílias de PPases (Zhen et al., 1997; Baltscheffsky et al., 1998; Nakanishi
e Maeshima, 1998).
8
1.7 – Estado da arte
Muito se tem avançado nos estudos relacionados a esta classe de enzima.
Todavia, pouco se sabe sobre a importância metabólica das PPases em humanos.
Mas já é sabido que sua expressão é aumentada em associação com o
hipertiroidismo (Koike et al., 2006) e em células cancerosas (Chen et al., 2002;
Tomonaga et al., 2004; Lexander et al., 2005). Outra deficiência evidente nesta área
do conhecimento é a falta de relatos sobre a influência destas enzimas em
artrópodes.
Até a presente data, a pirofosfatase inorgânica tem sido mais estudada em
arqueobactéria, procariotos, fungos e alguns mamíferos. Recentemente, dois
trabalhos caracterizaram desordens orgânicas em humanos originadas por PPases
mitocondriais. Em C. elegans, o silenciamento do gene resultou em atraso dos
estágios larvais e danos graves para o verme adulto (Ko et al., 2007). Em nosso
conhecimento, a única descrição de uma PPase de artrópode foi com D.
melanogaster. Neste trabalho foi caracterizado um complexo protéico onde uma das
subunidades (± 38 kDa) apresenta atividade pirofosfatásica (Gdula et al., 1998). A
importância desta enzima em sua descrição clássica, como nas reações de
biossíntese e/ou outras funções ainda a serem descobertas pode fornecer subsídios
para o desenvolvimento de novas estratégias de combate ao carrapato bovino R.
microplus.
9
2 – Objetivos
2.1 – Objetivo geral O presente trabalho visa caracterizar as propriedades bioquímicas e
moleculares da pirofosfatase inorgânica solúvel durante o desenvolvimento
embrionário e em fêmeas de dois diferentes estágios de maturação (partenógina e
teleógina) do carrapato bovino R. microplus.
2.2 – Objetivos específicos
Identificar, clonar e avaliar a seqüência codificante para a RmPPase para
comprovação do nosso modelo experimental.
Analisar com ferramentas computacionais sua seqüência de aminoácidos
deduzida para classificá-la com relação a qual família pertence.
Analisar o perfil de atividade da RmPPase durante a embriogênese, bem como
sua sensibilidade a inibidores.
Analisar o perfil de expressão relativa da RmPPase durante a embriogênese e nos
principais órgãos (intestino, corpo gorduroso e ovário) das fêmeas (partenóginas e
teleóginas) do R. microplus.
Criar um modelo estrutural da RmPPase por homologia.
10
3 – Material e Métodos
3.1 – Animais Foram utilizados nas experiências carrapatos da espécie R. microplus criados
em bovinos na Faculdade de Veterinária do Rio Grande do Sul. Os hospedeiros
foram mantidos isolados em estábulos, ou seja, sem contato com o campo. As larvas
ficam 21 dias no dorso do bovino, período no qual ocorre a queda das teleóginas. O
estábulo foi lavado e as fêmeas adultas coletadas com auxílio de peneiras, sendo,
então, utilizadas para postura dos ovos que, posteriormente, foram usados nos
experimentos.
3.2 – Manutenção dos ovos
Os ovos foram mantidos à temperatura de 28º C e umidade relativa de 80%,
foram coletados a partir de fêmeas adultas engurgitadas, sendo que os dias de
desenvolvimento são contados a partir da ovoposição e o desenvolvimento dos ovos
interrompido por congelamento à – 20o C.
3.3 – Clonagem e análise da seqüência de cDNA codificante para a RmPPase
O RNA total de embriões com 6 dias de desenvolvimento foi extraído usando
o reagente TRIzol® (Invitrogen). Dois microgramas do RNA total foram transcritos
reversamente usando o kit Superscript pre-amplification system (Invitrogen). Para a
amplificação do cDNA codificante (Anexo 8.1) para a PPase solúvel do R. microplus
(RmPPase), foram desenhados os seguintes primers específicos: forward 5'ATGCT-
CTGGCAAGGCGTCATTGGG3' e reverse 5'CTTGAGGCACACGAAGTGCCACTTG-
TC3' e a polimerase usada para tal foi a Elongase (Invitrogen). As condições de
reação foram: desnaturação inicial a 94º C por 3 min, 30 ciclos de 30 seg a 94º C, 30
seg a 66º C para o anelamento, 2 min a 68º C para extensão e 5 min a 68º C para a
extensão final. Ao fragmento amplificado de 1023 pb lhe foi adicionado mais alguns
nucleotídeos de adenina. O vetor de clonagem pGEM-T Easy (Promega) foi clivado
nos sítios de restrição para EcoRI. Posteriormente, o inserto foi clonado no vetor
pGEM-T Easy usando a ligase T4-DNA (Invitrogen) gerando o plasmídeo pGEM-T
Easy-RmPPase. Células competentes do tipo E. coli XL1-Blue foram transformadas
por eletroporação com o plasmídeo resultante e selecionados em meio ágar Luria-
Bertani (LB) contendo ampicilina (100 µg/mL). A integridade da seqüência
11
codificadora para a RmPPase foi confirmada por PCR, clivagem da construção e
análise dos seqüenciamentos.
3.4 – Enriquecimento da amostra
Para cada dia da embriogênese analisado foram homogeneizados 550 mg de
ovos em tampão: Tris-HCl 100 mM pH 8,0, KCl 150 mM, glicerol 10% (v/v),
leupeptina 10 M, pepstatina 1 µM e 1 mM de PMSF. O procedimento foi realizado
em almofariz e mantido resfriado a 4º C. Em seguida, o extrato cru foi centrifugado a
100.000 X g por 40 min a 4º C. O sobrenadante (fração solúvel) foi coletado,
guardado em tubo de vidro e mantido resfriado a 4º C.
3.5 – Dosagem de proteína Foi utilizada a metodologia de Bradford (1976) para a quantificação das
proteínas totais contidas nas frações solúveis. A curva padrão foi obtida usando
albumina do soro bovino (BSA).
3.6 – Parâmetros cinéticos
Para a obtenção destes dados foram utilizados embriões com 6 dias de
desenvolvimento (dia de maior atividade pirofosfatásica). Da mesma forma, este
ensaio foi realizado utilizando a fração solúvel correspondente. O meio reacional tem
volume de 100 µL total, sendo o tampão: MOPS-Tris 50 mM pH 7,0; 600 µM MgCl2,
100 mM KCl e 300 µM Na4PPi. Foram adicionados ao meio reacional 25 µg de
proteína. A atividade pirofosfatásica foi considerada quando as amostras foram
incubadas a 30º C por 15 min. Foi utilizado sal de pirofosfato (Na4PPi - Sigma) como
substrato. A reação foi interrompida com a adição de 100 µL de TCA 50% (w/v).
Foram utilizados também: EDTA, cálcio e fluoreto de sódio para avaliar a
sensibilidade da PPase solúvel presente nas frações enriquecidas. O Pi formado foi
quantificado de acordo com o método de Fiske e Subbarow (1925). O resultado foi
lido em um espectrofotômetro (Shimadzu UV-visível - 1240) a 750 nm.
O pH ótimo de atividade da RmPPase foi avaliado seguindo a mesma
metodologia utilizada por Abreu e colaboradores (2004).
12
3.7 – Análise da transcrição relativa da RmPPase ao longo da embriogênese e em fêmeas partenóginas e teleóginas
Para avaliar a taxa de transcrição do RNAm para a PPase solúvel, o RNA
total foi extraído do intestino, ovário e corpo gorduroso de fêmeas partenóginas e
teleóginas e ovos com 1, 3, 5, 7, 9, 12, 15 e 18 dias de desenvolvimento. Os
carrapatos foram lavados com etanol 70% e rinsados com tampão PBS (NaPO4 100
mM e NaCl 500 mM, pH 7,6) antes da dissecção do intestino, ovário e corpo
gorduroso sob um microscópio. O RNA total foi extraído usando o reagente TRIzol®
(Invitrogen) obedecendo as recomendações do fabricante. A quantidade e a
qualidade do RNA foram estimadas espectrofotometricamente levando em
consideração a relação 260/280 nm. Um micrograma do RNA total foi transcrito
reversamente a 37º C usando o kit High-capacity cDNA Reverse Transcription kit
com primers aleatórios de acordo com as recomendações do fabricante (Applied
Biosystems).
A quantificação do RNAm para a RmPPase foi realizada por PCR quantitativo
(qPCR) usando o kit de amplificação Light Cycler Fast Start DNA master plus SYBR
Green I em capilares de vidro no equipamento Light Cycler (Roche Applied Science).
Para a amplificação da RmPPase (Anexo 8.3), foram desenhados primers
específicos (forward 5' ATGCTCTGGCAAGGCGTCATTGGG 3' e reverse 5'CTTGA-
GGCACACGAA-GTGCCACTTGTC3') para permitir a amplificação de um produto de
PCR de 99 pb. Como controle interno, o cDNA codificante para a proteína
ribossomal 40S (EW679928) foi amplificado com os primers: forward
5′GGACGACCGATGGCT-ACCT3′ e reverse 5′TGAGTTGATTGGCGCACTTCT3'
(amplificando um produto de PCR de 69 pb). As condições de ensaio do PCR em
tempo real foram: 10 min a 95º C para ativação da polimerase seguido por 35 ciclos
de 10 seg a 95º C, 5 seg de anelamento a 54º C para a RmPPase e 47º C para o
40S e extensão a 72º C por 5 seg. Completada a amplificação, a análise da curva de
melting foi executada da seguinte forma: desnaturação a 95º C por 15 seg e
anelamento a 45º C por 30 seg seguido por um aumento gradual de temperatura
(taxa de transição de 0,1º C/seg) até 85º C com aquisição contínua da fluorescência.
A curva padrão para RmPPase e 40S foram determinadas com diluições de cDNA
(1/2, 1/5, 1/10 e 1/20) em triplicata e para as análises foram adicionadas 10 ng de
cDNA para cada reação. Um resultado positivo foi determinado pela identificação do
valor do ponto mínimo de corte (CP) no qual a emissão do fluoróforo reporter pode
13
ser observada acima do background. A quantidade relativa de RmPPase produzida
por unidade de 40S foi calculada para cada amostra. Cada análise foi conduzida em
triplicata. A razão da transcrição relativa do gene da RmPPase de cada experimento
foi calculada de acordo com o modelo matemático descrito por Pfaffl (2001) no
programa Relative Expression Software Tool (REST-MCS V2.0; Pfaffl et al., 2002).
3.8 – Modelagem por homologia da RmPPase O modelo tridimensional da RmPPase foi construído por homologia baseado
em uma PPase solúvel com sua estrutura protéica previamente resolvida por
cristalografia de raios-X e depositada no banco público de proteínas RCSB Protein
Data Bank. Critérios como: maior proximidade filogenética e/ou maior percentual de
identidade (a partir de 50%) em relação à seqüência primária do R. microplus foram
utilizados para a seleção da proteína molde. Os procedimentos de implementação
do modelo tridimensional foram realizados com o programa Modeller9v4 (Eswar et
al., 2006) e visualizados pelo NOC v3.0.7. Todos os modelos gerados foram
enviados para os servidores web Verify3D e ProCheck para avaliação da qualidade
estéreo-química. Todos os procedimentos foram realizados sob supervisão do prof.
Jorge H. Fernandez (LQFPP-UENF).
14
4 – Resultados
4.1 – Identificação e clonagem da PPase solúvel do R. microplus.
Este trabalho foi iniciado com a busca por seqüências de proteínas que
pudessem estar envolvidas com o processo de acidificação de grânulos vitelo em
artrópodes. Checando o banco de dados do R. microplus no TIGR (em 2007) foi
encontrado 1 seqüência de nucleotídeos (Anexo 8.1) que codifica para uma PPase
solúvel. Após uma série de análises, chegou-se à conclusão de que esta está
completa. Após a atualização anual do banco de dados (em 2008), foi encontrado
mais uma seqüência, que também codifica para uma PPase solúvel. Este trabalho
manteve o estudo com a primeira seqüência encontrada. Posteriormente, a
seqüência de nucleotídeos foi inserida em vetor de clonagem (Figs. 6-A e 6-B.II) e
então seqüenciada para a confirmação de nosso modelo experimental. Finalmente,
após uma série de seqüenciamentos, chegou-se à conclusão que a nossa seqüência
compartilha 100% de identidade com à disponibilizada pelo TIGR (Anexo 8.1).
Avaliando sua seqüência primária de aminoácidos (Anexo 8.5) através de
alinhamentos múltiplos (Fig. 7) com seqüências de PPases solúveis de outros
modelos experimentais, utilizando o programa ClustalX v1.81 (Tompson et al., 1997)
identificou-se que o “motif” DxDxxD característico das PPases solúveis da família I
estava conservado, o que nos ajudou em sua classificação e, desta forma, nos
permitiu chamá-la de RmPPase (R. microplus pirofosfatase inorgânica solúvel). A
RmPPase possui 341 aa (Fig. 9; Anexo 8.5), massa molecular teórica de 38,7 KDa
(Fig. 9) e ponto isoelétrico teórico de 5,56 (Prot-Param, www.expasy.org). O
alinhamento múltiplo da seqüência de aa da RmPPase nos revelou a conservação
de aa muito importantes, dentre eles: o motif de assinatura (Fig. 7) das PPases da
família I (já citado anteriormente) que é composto por três resíduos de Asp nas
posições 169, 171 e 174 (PROSITE PDOC00325). Notavelmente, 13 (dados não
mostrados) dos 17 resíduos funcionalmente importantes e presentes no sítio-ativo
da RmPPase também estão conservados. Ainda na busca por domínios
conservados, foram encontrados os 4 resíduos envolvidos com a estabilização do
dímero (Fig. 7 e 16). Além disso, potenciais locais para fosforilação (Caseína cinase
II) e N-miristilação foram preditas pelo programa SCAN PROSITE (ExPASy). Através
de uma análise filogenética (Fig. 8) foi possível identificar que a RmPPase converge
com outras PPases da família I, estando mais próxima de enzimas da mesma classe
15
em outros artrópodes. Primeiramente, foi gerado um alinhamento múltiplo pelo
ClustalX, em seguida este foi usado para construir a árvore filogenética pelo método
Neighbor-joining no programa TreeCon V1.3b (Van de Peer e Wachter, 1994). Os
valores de bootstrap foram obtidos testando a árvore 100 vezes. Foram dadas ao
programa 20 seqüências de PPases da família I e 10 da família II. Por fim, dois
grandes grupos foram criados, um grupo maior contendo somente PPases da família
I (dependentes de Mg) e um grupo menor representando a família II (dependentes
de Mn).
Também foi investigado a composição percentual de todos os aa da
RmPPase (Fig. 9). Através desta comparação de composição identificou-se que o
seu conteúdo varia em torno de 30-50% com relação à similaridade e 50-60% com a
identidade para outras PPases (Tabela 1). Uma característica também conservada
na RmPPase é a baixa ocorrência de resíduos de Cis na proteína (Fig. 9). Outro
aspecto cinético importante que reforça a afirmativa de que esta enzima pertence à
classe das PPases solúveis foi a análise de seu pH ótimo de atividade (Fig. 10). Os
ensaios de atividade pirofosfatásica com as frações ultra-centrifugadas
apresentaram pico de atividade em torno do pH 7,0.
16
Figura 6) Clonagem do cDNA codificante para uma PPase solúvel no vetor de
clonagem pGEM-T Easy (A). Confirmação da clonagem por PCR (B.I) e em seguida
por clivagem do vetor (enzima de restrição EcoRI) e liberação do inserto (B.II).
(B)
(A)
17
Motif de assinatura das PPases família I:
Figura 7) Alinhamento múltiplo da RmPPase com mais 18 seqüências de PPases da família I, sendo 12 de eucariotos e 6 de procariotos. Os resíduos conservados e os funcionalmente importantes para o sítio ativo foram destacados da seguinte forma: resíduos que coordenam o Mg2+ (caixa vermelha), que coordenam o PPi (caixa azul), resíduo envolvido com o ataque nucleofílico da molécula de água (caixa verde), resíduos envolvidos com a estabilização do dímero (caixa amarela). As cisteínas conservadas foram destacadas com caixas pretas arredondadas. Uma cisteína exclusiva do R. microplus localizada no C-terminal foi destacada por uma elipse vermelha. Os números de acesso das seqüências: T. castaneum (XP_967051.1), A. aegypti (ABF18311.1), N. vitripennis (P_001604166.1), D. melanogaster (AAC97112.1), R. microplus (TIGR, TC12266), A. suun (BAC66617.1), C. elegans (NP_001023074.1), D. rerio (NP_001017833.1), T. marmorata (AAD50298.1), X. tropicalis (CAJ83623.1), H. sapiens (AF154065_1), B. taurus (NP_001069864.1), S. cerevisiae (PDB: 1M38), P. furiosos (PDB: 1TWL), P. horikoshii OT3 (PDB: 1UDE), E. coli (PDB: 2EIP), R. prowazekii (PDB: 3D53), S. acidocaldarius (PDB: 1QEZ) e H. pylori (PDB: 2BQX).
18
PPases família II Procariotos
PPases família I Eucariotos
Artrópodes
Figura 8) Árvore filogenética gerada pelo programa Treecon v1.3b após alinhamento no
ClustalX v1.81. Um total de trinta (30) seqüências de PPases da família I (citossólica,
mitocondrial e de cloroplasto) e da família II foram utilizadas. Os números de acesso das
seqüências são: B. taurus cit (NP_001068586.1), H. sapiens mit (AAG36781.1), S.
cerevisiae cit (NP_009565.1), S. cerevisiae mit (NP_013994.1), C. reinhardtii clor
(CAC42762.1), C. reinhardtii cit (XP_001694912.1), L. major acidocalcissoma
(AAQ72355.1), C. incerta clor (ABA01129.1), B. subtilis (PDB: 1K23), S. gordonii (PDB:
1K20), B. anthracis (YP_028894.1), S. saprophyticus (YP_300962.1), V. cholerae
(YP_001217236.1), P. profundum (ZP_01219255.1), L. acidophilus (AAV42969.1), T.
yellowstonii (YP_002248843.1), S. pneumoniae (CAR69279.1), S. aureus (CAG40997.1),
os demais já foram citados na Fig. 7.
19
Figura 9) Análise computacional das seqüências de PPases da família I pelo
programa BioEdit v7.0.9. Composição e massa molecular teórico da RmPPase.
Organismos Identidade Similaridade
C. elegans 41,1 % 53,3 %
H. sapiens 44,3 % 57,6 %
A. suum 45,9 % 60,7 %
T. marmorata 46,9 % 58,6 %
X. tropicalis 48,5 % 60,2 %
B. taurus 49,1 % 61,0 %
D. melanogaster 50,7 % 64,4 %
D. rerio 51,3 % 64,3 %
A. aegypti 51,6 % 65,6 %
N. vitripennis 54,2 % 70,6 %
T. castaneum 54,4 % 64,3 %
Tabela 1) Percentual de identidade e similaridade em relação a seqüência primária
do RmPPase que foram alinhadas na figura 9.
20
4.2 – Análise dos parâmetros cinéticos: atividade pirofosfatásica presente nos embriões do R. microplus.
Durante o processo de fracionamento celular, todas as organelas foram
retiradas de nosso extrato cru. Isto garante que os nossos resultados não estão
sendo influenciados por isoformas mitocondriais. A confirmação que esta enzima
pertence à família I foi obtida pelas análises dos parâmetros cinéticos que, de um
modo geral, nos mostrou que ela é fortemente ativada por magnésio e inibida por
cálcio, fluoreto e EDTA (Fig.11). O perfil de atividade da RmPPase citossólica foi
monitorado nos principais momentos do desenvolvimento do embrião. Pode-se
observar que ela é mantida ativa durante todo o processo (Fig. 11). Com 24 h de
desenvolvimento a atividade quantificada foi de aproximadamente 2/3 em
comparação ao momento de pico (6º dia), estágio este em que o embrião está em
processo de celularização. Uma pequena queda ocorre no 9º dia, momento de
completa segmentação do embrião. Sua sensibilidade ao EDTA a uma concentração
final de 1,0 mM no meio reacional foi o suficiente para reduzir à atividade a zero,
com exceção do 12º e 15º dia. Sua resposta ao cálcio ocorreu de uma forma
diferenciada, dependendo do dia analisado. No 1º, 3º, 6º e 18º dia o cálcio atuou
como um inibidor, semelhante ao descrito na literatura com exceção do 9º e 12º dia.
Contudo, para o 15º dia atuou como um estimulador. O 15º dia apresentou um pico
de aproximadamente 2/3 em comparação ao 6º dia do controle, dia em que
observamos a maior atividade. O fluoreto de sódio é um inibidor clássico da
pirofosfatase inorgânica, observamos que sua atividade foi reduzida fortemente em
comparação ao controle, contudo, o 6º e o 18º dia foram um pouco menos sensíveis
(Fig. 11).
Através de ensaio de competição de íons (Fig. 12) foi possível constatar que o
cálcio é capaz de reverter o efeito ativador do magnésio. Neste sentido, simulamos
uma situação onde com um aumento crescente das concentrações de magnésio, o
seu principal ativador, a RmPPase teria a sua atividade recuperada, após inibição
com 500nM de cálcio. Percebeu-se que ela possui uma afinidade muito maior pelo
cálcio do que pelo magnésio, sendo revertido o efeito inibidor em 50% somente após
a adição de 100nM (Fig.12). Os dados sugerem que este tipo de inibição é do tipo
competitiva e reversível.
21
Figura 10) pH ótimo de atividade da PPase presente na fração citossólica de
embriões com 6 dias de desenvolvimento. Os resultados representam uma média ±
o desvio padrão de três experimentos independentes realizados em triplicata.
2.5 3.5 4.5 5.5 6.5 7.5 8.5 9.5 10.50
25
50
75
100
125
150
pH
Ativ
idad
e(p
mol
de P
i/min
/ g
de p
rote
ína)
22
Figura 11) Perfil de atividade da RmPPase durante a embriogênese e efeito dos
inibidores. Os resultados representam a média ± o desvio padrão de três
experimentos independentes realizados em triplicata.
Ca2+ [500 nM]F
1º d 3º d 6º d 9º d 12º d 15º d 18º d0
50100150200250300350400450500
Controle
1º d 3º d 6º d 9º d 12º d 15º d 18º d0
50100150200250300350400450500
Ativ
idad
epm
ol P
i/min
/ g
de p
rote
ína
EDTA[1,0 mM]F
1º d 3º d 6º d 9º d 12º d 15º d 18º d0
50100150200250300350400450500
Dias de desenvolvimento
Ativ
idad
epm
ol P
i/min
/ g
de p
rote
ína
NaF [1,0 mM]F
1º d 3º d 6º d 9º d 12º d 15º d 18º d0
50100150200250300350400450500
Dias de desenvolvimento
23
Figura 12) Competição dos íons pelo sítio ativo da enzima e tentativa de
recuperação de atividade pirofosfatásica com o aumento gradativo do íon
preferencial (magnésio). Ensaio realizado com fração solúvel de embriões com 6
dias de desenvolvimento. Os resultados representam a média de dois experimentos
independentes realizados em triplicata.
C Ca2+ EDTA Mg2+ Mg2+ Mg2+0
25
50
75
100
% d
e ati
vida
de
Molibidato 200 µM + + + + + +
Ca2+ 500 nM - + - + + +
EDTA 1,0 mM - - + - - -
Mg2+ 100 nM - - - + - -
Mg2+ 500 nM - - - - + -
Mg2+ 1,0 µM - - - - - +
24
4.3 – Análise da transcrição relativa da RmPPase durante o desenvolvimento embrionário e em fêmeas adultas do R. microplus.
Com o objetivo de caracterizar o papel fisiológico da RmPPase, foi analisado
sua transcrição relativa durante a embriogênese. A razão da transcrição relativa da
RmPPase durante a embriogênese do R. microplus se deu de forma relativamente
constante ao longo de todo o processo (Fig. 13). Vale ressaltar que a quantidade de
transcritos do 18º dia de embriogênese e muito próxima a do 1º dia. Isto sugere que
a quantidade de RNAm, do 1º dia de embriogênese, que codificam para a RmPPase
são de origem materna, já que o embrião não teria condições de produzi-lo neste
momento.
Para evidenciar se a RmPPase estaria sendo sintetizada pelas células
ovarianas analisou-se seus transcritos em diferentes órgãos e nos ovos nos
primeiros estágios do desenvolvimento embrionário. Os ovários chegam a ter
aproximadamente 2,0 vezes mais transcritos do que os outros órgãos. Isto pode
estar relacionado ao fato do embrião de 1º dia ter tanto RNAm e estaria então sendo
internalizada pelos ovócitos durante a ovogênese e posteriormente estocada nos
ovos (Fig. 14). Também foi investigado o perfil de expressão da RmPPase nos
órgãos mais importantes da fêmea do carrapato em relação ao estágio de
partenogênese e vitelogênese. Pode-se perceber que a variação na quantidade de
transcritos entre as fêmeas partenóginas e teleóginas é pequena (Fig.14).
25
Figura 13) Transcrição relativa da PPase solúvel durante a embriogênese do R.
microplus. A transcrição relativa da PPase foi determinada de acordo com a
metodologia desenvolvida por Pfaffl (2002) e usando o gene ribossomal 40S como
gene de referência.
Figura 14) Transcrição relativa da PPase solúvel nos órgãos e embriões fêmeas
completamente (teleog) ou parcialmente engurgitadas (part). A transcrição relativa
da PPase foi determinada de acordo com a metodologia desenvolvida por Pfaffl
(2002) e usando o gene ribossomal 40S como gene de referência.
26
4. 4 – Modelagem por homologia da RmPPase. Utilizando o alinhamento de seqüências de aa que já haviam sido
estruturalmente resolvidas e depositadas no Protein Data Bank e buscando
seqüências de organismos dos mais diversos conseguiu-se chegar a um grau de
confiabilidade para dar início a modelagem molecular da RmPPase (Fig. 7). Pode-se
encontrar na seqüência primária da RmPPase que: os 5 aa envolvidos com a
coordenação do magnésio, do pirofosfato, bem como os 4 aa que estão envolvidos
com a estabilização do dímero, todos estão conservados na RmPPase. Outra
investigação realizada foi nas cisteínas. Segundo a literatura, é uma característica
das PPases solúveis possuírem poucos aa de cisteínas e as que existem não se
alinham com as de outros organismos. Em nosso alinhamento múltiplo (Fig. 7) foi
percebido que, diferente do que foi dito na literatura (Lee et al., 2007), algumas
cisteínas se alinharam e o quanto elas se apresentavam conservadas ou não
dependia, exclusivamente, do grupo taxonômico selecionado para as análises. Outro
dado interessante foi perceber que a RmPPase possui uma cisteína na região C-
terminal que não alinha com nenhuma outra seqüência.
Para construir um modelo estrutural teórico da RmPPase necessitava-se de
uma outra PPase com sua estrutura atômica já resolvida para servir de molde.
Buscando por uma estrutura no Protein Data Bank, foram encontradas 65 PPases já
resolvidas estruturalmente. O organismo que apresentou uma estrutura molecular
com um grau de identidade mais próximo do nosso foi a S. cerevisiae. Sua PPase
apresentou 56% de identidade com a seqüência primária do R. microplus. Com o
modelo tridimensional pronto (Fig. 17), pode-se observar como os aa envolvidos
com o sítio ativo estão arranjados espacialmente. Segundo o modelo, os aa que
estão envolvidos com a coordenação do magnésio estão dispostos numa região
superior do sulco do sítio ativo (Fig. 15). Os aa envolvidos com a coordenação do
pirofosfato estão na parte inferior ((Fig. 15)). Quatro aa estão envolvidos com a
estabilização do dímero (Fig. 16) estando dispostos em duas alças logo atrás do
sulco do sítio ativo. Na primeira alça: arginina 51 e triptofano 52. Segunda alça:
arginina 127 e valina 128.
Durante a avaliação do modelo criado por homologia (Fig. 14 e 15) percebeu-
se que duas cisteínas nas posições 83 e 284 estavam arranjadas espacialmente a
uma distância de 3,38 Å, sugerindo uma provável ponte dissulfeto entre esses dois
27
resíduos. O segundo modelo (Fig. 15) foi construído com uma ligação dissulfeto
entre esses resíduos.
Figura 15) Modelo estrutural da RmPPase focado no sítio ativo. Os sítios de ligação
ao pirofosfato e metais estão conservados na RmPPase. As esferas vermelhas
grandes representam os átomos de magnésio, os asteriscos vermelhos representam
as moléculas de água, o pirofosfato (PPi) se encontra clivado, por isso só
visualizamos o ortofosfato (Pi). Os aa que compõem essas características
conservadas estão sendo mostrados. Os resíduos E58, D115, D120, D147 e D152
estão envolvidos com a coordenação dos íons magnésio e os resíduos K56, R78,
Y93, Y192 e K193 estão envolvidos com a coordenação do substrato (pirofosfato).
28
Figura 16) Domínios conservados. Disposição espacial dos 4 aas conservados
envolvidos com a estabilização do dímero. Na primeira alça: 51R (arginina 51) e
52W (triptofano 52). Segunda alça: 127R (arginina 127) e 128V (valina 128). As
cisteínas 83 e 284 a uma distância de 3,38 Å, sugerindo uma ponte dissulfeto entre
os dois resíduos.
29
Figura 17) Alinhamento tridimensional das estruturas das PPases do R. microplus
(RmPPase) e da S. cerevisiae (ScPPase, pdb 1M38). Somente os monômeros das
estruturas são mostrados. A subunidade da RmPPase é mostrado em verde e em
vermelho o da ScPPase.
30
5 – Discussão O desenvolvimento embrionário do R. microplus ocorre de forma semelhante
ao da D. melanogaster, como foi mostrado pelo nosso grupo (Campos et al., 2006).
Do 1º ao 7º dia de ovoposição o embrião passa de um blastoderma sincicial (até o 3º
dia) para um embrião completamente segmentado (7º dia). Deste ponto em diante, o
embrião entra numa 2ª fase de desenvolvimento onde eclode no 21º dia após a
ovoposição. O rápido desenvolvimento deste organismo requer uma sincronia bem
fina da utilização de fontes energéticas como: carboidratos (Moraes et al, 2006),
lipídeos (Campos et al., 2006) e proteínas (vitelina, uma heme-proteína de embriões
ovíparos como no caso do R. microplus como mostrado por Logullo e colaboradores
em 2002).
Com relação ao processamento de proteínas, inicia-se no 4º dia de
ovoposição um processo chamado “acidificação dos grânulos de vitelo” também já
mostrado pelo nosso grupo (Abreu et al., 2004). Este fenômeno é essencial para o
processamento de proteínas de vitelo como duas proteinases aspárticas já
caracterizadas, a BYC e a THAP (Logullo et al., 1998, Sorgine et al., 2000) e
cisteínicas (Renard et al., 2000). Essas proteínas possuem atividade ótima em pH
ácido. Como sugerido por Abreu et al. (2004), essa diminuição do pH em grânulos
de vitelo pode estar correlacionado com o aumento de atividade de uma bomba de
prótons dependente de ATP. O mesmo fenômeno da acidificação dos grânulos do
ovo ocorre em Bombyx mori, também proposto por Yamahama e colaboradores
(2003) o envolvimento de uma H+-ATPase neste processo.
Aprofundando os estudos relacionados a este fenômeno, buscou-se na
literatura outros grupos de enzimas que pudessem acoplar a hidrólise de doadores
de fosfato (ATP e GTP) ao bombeamento de prótons H+ para o interior de vesículas
ou grânulos. Um grupo em especial nos chamou a atenção, pois utiliza pirofosfato,
ao invés de ATP, como doador de fosfato e bombeia prótons para o interior de
organelas. As próton pirofosfatases ou H+-PPases, como também são conhecidas,
apresentam algumas particularidades: ela tem sido encontrada e caracterizada em
vacúolos de plantas, cromatóforos de bactérias fotossintéticas, arqueobactéria,
membrana plasmática e acidocalcissoma de parasitas tais como T. cruzi, P.
falciparum e T. gondii (Baltscheffsky et al., 1999; Rodrigues et al., 2000; Mitsuda et
al., 2001; Docampo e Moreno, 2001; Pérez-Castineira et al., 2002). Interessante
notar que essa enzima coexiste com a H+-ATPase nas plantas e organelas de
31
parasitas (Drozdowicz e Rea, 2001). Não havia qualquer evidência de uma H+-
PPase ocorrer em células animais, até que em 2003 Motta e colaboradores
publicaram um trabalhando onde sugerem que há atividade de uma próton
pirofosfatase em frações membranares de ovário e ovos de Rhodnius prolixus e
estaria evolvida no processo de acidificação de compartimentos ácidos.
A síntese de DNA, RNA, proteínas e polissacarídeos libera moléculas de PPi
ao final da adição de cada unidade monomérica. Conseqüentemente, a taxa de
produção de PPi em células em crescimento são particularmente altas (Klemme,
1976) e assim teriam que ser contrabalanceada por caminhos metabólicos
eficientes, supõem-se. De fato, em todas as células estudas a atividade
pirofosfatásica é capaz in vitro de converter rapidamente PPi em Pi (Josse e Wong,
1971; Cooperman, 1982). A hidrólise do pirofosfato catalisada pela enzima
pirofosfatase inorgânica (PPase, EC 3.6.1.1) foi proposta a muitos anos atrás
(Kornberg, 1962) por estar impulsionando termodinamicamente um grande número
de reações biossintéticas. Essa enzima tem se mostrado essencial para a
viabilidade de bactérias, leveduras e nematódeos (Chen et al., 1990; Lundin et al.,
1991; Ko et al., 2007). Também tem sido proposto que sua atividade pode ser
essencial para assegurar a fidelidade da replicação do DNA (Herbomel e Ninio,
1980).
Atualmente, a família I das PPases encontra-se muito bem estuda com
relação a sua estrutura atômica (bactérias e leveduras) e mecanismo catalítico
(levedura) (Oksanen et al., 2007). Contudo, um único trabalho foi publicado, com
nematódeos, mostrando evidências que o silenciamento deste gene pode gerar
prejuízos sérios ao indivíduo, podendo levá-lo a morte (Ko et al., 2007).
A RmPPase (Fig. 7-17) possui características estruturais e cinéticas similares
a outras PPases de eucariotos já descritas como: D. melanogaster NURF-38 (290
aa; 32,7 kDa; pI 5,43), A. suum (360 aa; 40,6 kDa; pI 7,1), C. elegans (361 aa; 45
kDa), H. sapiens (289 aa; 32,7 kDa; pI 5,54), B. taurus (289 aa; 33 kDa; pI 5,27) e S.
cerevisiae (289 aa; 32,3 kDa; pI 5,36) (Gdula et al., 1998; Islam et al., 2003; Ko et
al., 2007; Fairchild e Patejunas, 1999; Yang e Wensel, 1991b; Kolakowski Jr et al.,
1988).
Os aminoácidos envolvidos com o sítio ativo são conservados em
comparação com outras PPases (Fig. 7, 15 e 16). O alinhamento múltiplo das
seqüências de PPases solúveis nos permite sugerir que, com relação ao sítio ativo,
32
há um mecanismo responsável em garantir que eventos de substituição e deleção
tenham uma freqüência extremamente baixa nessa região da seqüência de DNA, o
que reforça a idéia de que as PPases solúveis são muito importantes para a
manutenção da vida (Kornberg, 1962; Chen et al., 1990; Sonnewald, 1992; Ko et al.,
2007). Verificou-se também que a RmPPase apresentou maior grau de identidade e
similaridade com as PPases de artrópodes (Tabela 1) e a composição percentual
dos aminoácidos (Fig. 9) confirmou a baixa ocorrência de cisteínas como proposto
por Lee et al., 2007.
Após o alinhamento múltiplo da RmPPase, foi gerado uma árvore filogenética
(Fig. 8) para analisar o quanto a RmPPase convergiria ou divergiria das demais, o
que também nos ajudaria em sua classificação. A RmPPase formou um grupo com
as demais PPases de artrópodes e convergiu com as PPases da família I. Segundo
a árvore, as PPases solúveis da família II tiveram origem num ancestral comum que
também gerou as PPases da família I. Dados de cristalografia de raios-X têm
sugerido que essas duas famílias possuem origens distintas, visto que possuem
uma identidade seqüencial baixíssima (S. cerevisiae versus B. subtilis, 12%, matriz
BLOSUM62) e nenhuma similaridade estrutural global (Ahn et al., 2001). Contudo,
as similaridades do sítio ativo, incluindo uma molécula de água coordenada por dois
íons metálicos, sugere que o mecanismo catalítico das PPases da família II é
análogo ao das PPases da família I (Merckel et al., 2001), um exemplo interessante
de evolução convergente de enzimas.
Os trabalhos científicos abordam mais os aspectos: bioquímicos, moleculares
e estruturais das PPases solúveis, tanto da família I quanto da família II. A família I é
a mais bem estudada e tem todos os passos do seu mecanismo de hidrólise do
pirofosfato já muito bem documentado (Oksanen et al., 2007). Contudo, conseguiu-
se identificar apenas um trabalho com artrópodes que foi publicado (Gdula et al.,
1998), mas a descreve como um componente de um complexo protéico (NURF) de
140 kDa envolvido com a remodelagem da cromatina. Três outros relatos descrevem
a importância da PPase nos processos de desenvolvimento e estágios larvais dos
parasitas A. suun (Islam, et al., 2003; Islam, et al., 2005) e C. elegans (Ko et al.,
2007). Até a presente data, nenhum trabalho descreve a pirofosfatase durante todo
desenvolvimento embrionário de qualquer organismo, muito menos de um artrópode.
Neste sentido, realizamos uma varredura de atividade RmPPase e sua sensibilidade
33
aos principais inibidores durante os principais dias da embriogênese do R. microplus
(Fig. 11).
O perfil de atividade apresentou as seguintes características: durante a 1ª
fase da embriogênese (formação do blastoderma celular), quando o embrião está
em rápido processo de divisão celular, percebemos um aumento de atividade no 3º e
6º dia (em comparação com o 1º dia). O que faz sentido e que também é explicado
na literatura científica (Klemme, 1976). No 9º dia de embriogênese (quando o
embrião se encontra completamente segmentado) observamos uma queda na
atividade, a qual se equipara ao 1º dia. Como mostrado pelo grupo (Campos et al.,
2006) o início da embriogênese é um processo completamente dirigido por fatores
maternais que foram depositados no ovócito durante ovogênese. Com o
blastoderma celular formado (6º dia), o embrião assume o controle do seu próprio
desenvolvimento. Este dado é importante, pois sugere uma correlação entre o perfil
de atividade (Fig. 11) com a expressão relativa da RmPPase (Fig. 13). A quantidade
de transcritos do 1º dia é maior do que no 3º, 6º e principalmente 9º dia, sugerindo
que tais transcritos são de origem materna. Comparativamente, a atividade da
RmPPase é um pouco menor, o que também é esperado pois o embrião ainda não
está celularizado (Campos et al., 2006). No 9º dia foi observado uma queda na
expressão relativa (Fig. 13), o que também ocorre com a atividade deste dia (Fig.
11).
Após a completa segmentação do embrião (7º dia), observamos que o 12º e o
15º dia de embriogênese há um aumento tanto na atividade (Fig. 11) quanto na
expressão relativa (Fig. 13). Segundo a expressão relativa durante a embriogênese
(Fig. 13) a quantidade de transcritos do 12º dia até próximo a eclosão (18º dia) não
sofre grandes oscilações. A baixa atividade da RmPPase quantificada no 18º dia se
deve a erros de manipulação e os ensaios referentes a esse dia em especial serão
repetidos.
Sendo os primeiros dias da embriogênese um processo dirigido por fatores
sintetizados pela mãe, investigou-se o perfil de expressão relativa para RmPPase
nos órgãos (intestino, corpo gorduroso e ovário) de fêmeas parcialmente
ingurgitadas (partenóginas) e completamente ingurgitadas (teleóginas) (Fig. 14). De
fato, o ovário é o órgão que mais sintetiza a RmPPase, o que também ocorre com a
THAP (Pohl et al., 2008) e GSK-3β (Logullo et al., 2009) já documentadas pelo
34
nosso grupo. Esses dados sugerem que o aumento do RNAm para a RmPPase é
um processo estimulado pela vitelogênese.
Observou-se que as quantidades de RNAm para RmPPase no intestino das
fêmeas teleóginas eram menores do que em fêmeas partenóginas, o mesmo foi
observado com a GSK-3β (Logullo et al., 2009) e o inverso com a THAP (Pohl et al.,
2008). Isto sugere que em teleóginas, há uma reorientação de recursos energéticos
para os ovários e consecutivamente a produção de novos indivíduos seja garantida.
Com relação ao corpo gorduroso, não se observou oscilações significativas entre
partenóginas e teleóginas, o mesmo foi observado com a GSK-3β (Logullo et al.,
2009) e o inverso com a THAP (Pohl et al., 2008).
Durante os ensaios de inibição (Fig. 11), observamos que o cálcio, um inibidor
clássico para as PPases solúveis, (Felix e Fleisch, 1975; Kurilova et al., 1984; Yang
e Wense, 1992; Mitchell e Minnick, 1997) o qual impede o ataque nucleofílico da
molécula de água que participa da coordenação do pirofosfato (Avaeva et al., 2000;
Samygina et al., 2001), inibiu a atividade da RmPPase em até 100% (6º dia) durante
a primeira fase da embriogênese. Interessante notar que o nono e o décimo
segundo dia (quando o embrião apresenta segmentação completa) não houve
inibição da RmPPase e o 15º dia foi fortemente estimulado, voltando a inibi-la no 18º
dia, fato que nos surpreendeu. Um único trabalho na literatura reporta uma
ocorrência dessas. Como foi mostrado por Gómez-García e colaboradores (2004) a
PPase solúvel de Leishmania major é dependente de cálcio e sua atividade quando
estimulada por magnésio é de somente 20% em comparação ao estímulo por cálcio.
Análises na seqüencia sugerem que a LmsPPase possui uma substituição que é
importante para a coordenação do pirofosfato (Arg78Gly) e que isto pode estar
contribuindo para a troca do metal ativador, sugerindo uma adaptação importante
para a enzima que vive num ambiente com altas concentrações de cálcio.
Investigou-se a seqüência de aminoácidos da RmPPase solúvel em busca de
substituições desse tipo (dados não mostrados). Em nosso alinhamento múltiplo
adicionamos a seqüência da LmsPPase. Não encontramos tais substituições na
seqüência primária da RmPPase. Acreditamos que outros fatores possam estar
influenciando esse estímulo na atividade, por exemplo, uma contaminação de
PPases mitocondriais.
Para os demais inibidores (EDTA e NaF) a sensibilidade ocorreu de forma
clássica (Motta et al., 2003; Gómez-Gárcia et al., 2004; Samygina, et al., 2006; Motta
35
et al., 2008). O meio reacional contendo 1 mM de EDTA foi o suficiente para inibir
em até 100% a sua atividade, demonstrando que a RmPPase é dependente de íons
metálicos para a hidrólise do pirofosfato. O mesmo foi visto com fluoreto de sódio
(Fig. 11). Com relação ao efeito inibidor promovido pelo cálcio, investigamos a
possibilidade de recuperar a atividade da enzima (Fig. 12). Nossa hipótese era: se o
cálcio compete com o magnésio pelos sítios de coordenação de metais da PPase
(Samygina, et al., 2006), o aumento gradativo das concentrações do seu principal
cátion estimulador (magnésio), proporcionaria uma maior competição destes pelos
sítios de coordenação? Por fim, a enzima teria o cálcio expulso de seu sítio ativo e a
atividade seria recuperada. As análises computacionais (ScanProsite) da seqüência
de aminoácidos não sugeriram nenhum domínio com função de controle alostérico
(dados não mostrados). Ao final do experimento, constatamos a recuperação de
100% da atividade da RmPPase, mesmo na presença de 500 nM cálcio que
promoveu até 100% de inibição (Fig. 11).
As PPases eucarióticas possuem alto grau de identidade entre si (Sivula et
al., 1999) e quando comparadas com as procarióticas também é possível observar o
alto grau de conservação dos aminoácidos envolvidos com o sítio ativo (Lahti, et al.,
1990) o que sugere o seu alto grau de importância nas vias de biossíntese
(Kornberg, 1962) e no catabolismo do pirofosfato inorgânico (Chen et al., 1990). A
RmPPase apresenta alto grau de identidade com as PPases eucarióticas (Tabela 1).
Segunda a literatura, é uma característica das PPases solúveis não possuírem
resíduos de cisteínas conservados (Lee et al., 2007). Mimura e colaboradores (2005)
identificaram a formação de uma ponte dissulfeto na H+-PPase de Streptomyces
coelicolor e concluíram que essa enzima é regulada por controle redox. Além de
regular a enzima, resíduos de cisteína e pontes dissulfeto também estão associadas
com a termoestabilidade da proteína (Meyer et al., 2002; Tatara et al., 2005).
Somente um trabalho correlaciona resíduos de cisteína de PPases solúveis com
termoestabilidade (Lee et al., 2007) e a insensibilidade a agentes redutores de
sulfidrilas (Salminen et al., 2002).
De posse dessas informações, iniciou-se a modelagem por homologia da
RmPPase (Figs. 15-17). Primeiramente, foi realizado um alinhamento múltiplo (Fig.
7) da RmPPase com mais 18 seqüências sendo 7 delas referente a PPases com sua
estrutura 3D resolvidas por cristalografia de raios-X. Foi concluído que a RmPPase
possui conservado: os 5 resíduos de aminoácidos que são responsáveis pela
36
coordenação dos íons metálicos (Fig. 7 e 15), os 5 resíduos responsáveis pela
coordenação do pirofosfato (Fig. Fig. 7 e 15) e os 4 resíduos responsáveis pela
estabilização do dímero (Fig. 7 e 16). Com relação a este último domínio (composto
por 2 alças), observamos que a primeira alça composta pelos aminoácidos Arg e Trp
são altamente conservados em eucariotos, mas na segunda alça o primeiro
aminoácido por ser uma Arg ou Lis e o segundo aminoácido Val ou Ile (hidrofílicos
básicos e hidrofóbicos, respectivamente). A confirmação desses dados foi feita
utilizando o programa CDD (Marchler-Bauer et al., 2007) disponível no NCBi.
Com relação à análise das cisteínas observamos que: algumas cisteínas são
conservadas para um mesmo grupo taxonômico (Fig. 7). Por exemplo, o primeiro
grupo de cisteínas conservadas só é encontrado nos artrópodes, dois grandes
grupos de cisteínas são conservados em quase todos os eucariotos, dois grupos em
mamíferos e peixes, um grupo em anfíbio e peixes e dois grupos em mamíferos,
diferente do que foi dito por Lee e colaboradores (2007). Na região C-terminal da
RmPPase foi observado uma cisteína não alinhada (Fig. 7). Durante a análise do
modelo criado por homologia, foi verificado que a cisteína 284 (342 no alinhamento)
e a cisteína 83 (conservada em artrópodes, 137 no alinhamento) estavam
posicionadas espacialmente a uma distância de 3,38 Å sugerindo uma possível
ponte dissulfeto entre esses dois resíduos. Com a re-modelagem da RmPPase
havendo uma ponte dissulfeto entre esses dois resíduos a distância diminuiu para
2,12 Å. Os dois modelos foram enviados para checagem nos servidores web
Verify3D e ProCheck. O modelo com ponte dissulfeto foi eleito o melhor baseado em
suas qualidades estéreo-químicas (dados não mostrados). Finalmente, foi realizado
uma sobreposição tridimensional da RmPPase com a ScPPase (Fig. 17) e assim foi
observado que a RmPPase possui homologia estrutural com a PPase citossólica de
S. cerevisiae (número de acesso no Protein Data Bank:1M38).
Até a presente data, nenhuma das PPases solúveis com sua estrutura
atômica resolvida por cristalografia de raios-X (65) apresentaram uma ponte
dissulfeto. Futuramente, a cristalização e resolução da estrutura atômica da
RmPPase faz parte de nossos projetos, visto que a confirmação dessa característica
coloca a RmPPase como um novo membro da grande família I das PPases solúveis,
abre portas para o desenvolvimento racional de fármacos, além de entendermos a
contribuição que a ponte dissulfeto proporciona para uma pirofosfatase do carrapato
bovino. O presente trabalho contribui para um melhor entendimento do metabolismo
37
de pirofosfato e polifosfato (indiretamente) do carrapato bovino R. microplus e faz
parte de um objetivo maior que é entender o funcionamento do metabolismo
energético do embrião para futuramente selecionar novos candidatos a vacina e/ou
planejamento racional de fármacos.
38
6 – Conclusões
I – A seqüência de nucleotídeos RmPPase clonada e a seqüência de aminoácidos
deduzida apresentou valores de: tamanho, massa molecular e pI teóricos
semelhantes ao de outras PPases de eucariotos já descritas na literatura.
II – A RmPPase é uma pirofosfatase inorgânica citossólica da família I (dependente
de magnésio) possuindo conservado o “motif” de assinatura “DxDxxD” característico
desta família.
III – A RmPPase apresenta um perfil de atividade crescente na 1ª fase de
embriogênese (formação do blastoderma celular) com uma queda no 9º dia do início
da 2ª fase da embriogênese com posterior aumento (12º dia) e estabilização até
próximo a eclosão.
IV – Na embriogênese, a RmPPase é inibida por cálcio durante a 1ª fase de
desenvolvimento. Já na 2ª fase, ela não é inibida e no 15º dia é fortemente
estimulada. EDTA e fluoreto promoveram inibições de até 100%.
V – A RmPPase possui atividade ótima em torno de pH 7,0, característico de sua
classe.
VI – O cálcio compete com o magnésio pelo sítio ativo de forma reversível.
VII – Os dados de expressão relativa sugerem que o ovário é o principal órgão de
síntese para a RmPPase, em ambas as fêmeas partenóginas e teleóginas. O
intestino de fêmeas teleóginas tem sua taxa de transcrição diminuída em
comparação com as partenóginas, sugerindo uma re-orientação metabólica em
fêmeas teleóginas. O ovário de fêmeas teleóginas sintetizam mais RNAm para
RmPPase do que os ovários das partenóginas, sugerindo que este aumento é um
processo estimulado pela vitelogênese.
VIII – A RmPPase possui alto grau de identidade com as PPases eucarióticas,
principalmente com as dos artrópodes.
39
IX – Os dados computacionais propõem que a RmPPase possui conservado os 13
resíduos funcionalmente importantes para o sítio ativo, bem como os 4 resíduos
envolvidos com a estabilização do dímero.
X – Alguns resíduos de cisteínas estão conservados dentro de um mesmo grupo
taxonômico.
XI – O conjunto de dados obtidos pelo modelo computacional da RmPPase criado
por homologia sugere a descoberta de um novo membro da família I das
pirofosfatases inorgânicas citossólicas.
XII – Segundo os dados obtidos da modelagem por homologia, a ponte dissulfeto é
uma particularidade da RmPPase.
40
7 – Referências bibliográficas Abreu, L., Valle, D., Manso, P. P. A., Façanha, A. R., Pelajo-Machado, M., Masuda,
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8 – Anexos 8.1) Mapa da seqüência de nucleotídeos (disponibilizada pelo TIGR, TC12266) para desenho de primers para clonagem de toda a região codificante para pirofosfatase inorgânica solúvel do R. microplus >TC12266 – ESTScan (+): ORF 1–1306; fase de leitura (+) CAAATGGCGGCGCGTCCTTTCGCACAACTCATTTTCACAGAATGAATATTTCCAGCAGTACGATTACATCGTCCAGACCACCAATAATGATAACGGCTGGGCAGTGAAAAGTGCACGCGCCCTGAAAGCATGTTTCTGTTTATCTGGCCCAGCGTGTTTCGGCTACGCTAACTGAACTGGTGTCTTCATACCAAATGTGTGGTGCGCGTAAGGATGCTCTGGCAAGGCGTCATTGGGATAACCGTGCTTTTAATAGCGACACAGGTGCCGCTGGCGTGGGAGCCGGCGCTGGAAATGCTGTCACACGTGGGGAAGATCTTTACAACCGGCCTTCTACGAGGTGCGCCACCGAGATTGGGGTACAATTCAGCAACGATGGCTTTCTCAACAGTCGAGAGAGGTTGTCCCAACACCATGAGCTACCAGATGTACTTTCGAAAGGGCGACAAATACATCTCGCCTTTCCATGATATCCCCATGTTTGCGGATGAGGCCAACAACATTTACAACATGGTTGTCGAAGTGCCTCGCTGGACAAATGCGAAGATGGAGATGAATACCAAGGAACCTCTGAACCCCATCAAGCAGGACATAAAGAAAGGAAAGCTACGCTATGTCCACAACTGCTTTCCTCATCACGGTTACATCTGGAATTATGGTGCCATCCCACAGACTTGGGAGGACCCAAACCACGTAGATGACAAGACCAACTGCAAGGGAGACAACGACCCTATTGATATCTGTGAGATTGGCTATCGGGTGGCTAAGAGAGGCGAGGTGATACAAGTAAAGATCCTTGGCGTCGTGGCACTGGTTGACGAGGGGGAAACTGACTGGAAGCTGCTTGCTATTGATGTCAATGATCCTCTGGCAAAGGACCTAAACGATGTTGGAGATATTGAAAAGCACATGCCCGGTCTTCTCAAGGCAACTACTGAATGGTTTCGCATATATAAGATTCCCGATGGCAAGCCAGAGAACCAGTTTGCATTTAATGGCGAAGCTAAGAACAAGGAGTTTGCAGAGAAAGTCATTGCAGAAACTCATGAGTTTTGGAAGGCGCTGGTGCAACGCTTTGATACTTCTCCATTGAACTGCTTTACTACTGTCCACACTGGATCTCCACACCATATTAGTGATGACGAAGCTACTTCCATAGTCAATTTTACACCAGAGCTTGGTTTTGATGCCGGCAGAGATGATATTGTGGACAAGTGGCACTTCGTGTGCCTCAAGTGAATGCCCTGTGGCCCCGTCAATGTACACTTTGGACACACCTGCATACAATAAATCTGCCTCATGGAAAA 8.2) Primers para amplificação do cDNA codificante para a pirofosfatase inorgânica solúvel do R. microplus Forward: 5’ATGCTCTGGCAAGGCGTCATTGGG3’; Tm = 66,6° C (24 pb)
Reverse: 5’CTTGAGGCACACGAAGTGCCACTTGTC3’; Tm = 65,6° C (27 pb)
Produto: 1023 pb ORF: 214-1237; fase de leitura (+) ATGCTCTGGCAAGGCGTCATTGGGATAACCGTGCTTTTAATAGCGACACAGGTGCCGCTGGC >>>>>>>>>>>>>>>>>>>>>>>> GTGGGAGCCGGCGCTGGAAATGCTGTCACACGTGGGGAAGATCTTTACAACCGGCCTTCTACGAGGTGCGCCACCGAGATTGGGGTACAATTCAGCAACGATGGCTTTCTCAACAGTCGAGAGAGGTTGTCCCAACACCATGAGCTACCAGATGTACTTTCGAAAGGGCGACAAATACATCTCGCCTTTCCATGATATCCCCATGTTTGCGGATGAGGCCAACAACATTTACAACATGGTTGTCGAAGTGCCTCGCTGGACAAATGCGAAGATGGAGATGAATACCAAGGAACCTCTGAACCCCATCAAGCAGGACATAAAGAAAGGAAAGCTACGCTATGTCCACAACTGCTTTCCTCATCACGGTTACATCTGGAATTATGGTGCCATCCCACAGACTTGGGAGGACCCAAACCACGTAGATGACAAGACCAACTGCAAGGGAGACAACGACCCTATTGATATCTGTGAGATTGGCTATCGGGTGGCTAAGAGA
50
GGCGAGGTGATACAAGTAAAGATCCTTGGCGTCGTGGCACTGGTTGACGAGGGGGAAACTGACTGGAAGCTGCTTGCTATTGATGTCAATGATCCTCTGGCAAAGGACCTAAACGATGTTGGAGATATTGAAAAGCACATGCCCGGTCTTCTCAAGGCAACTACTGAATGGTTTCGCATATATAAGATTCCCGATGGCAAGCCAGAGAACCAGTTTGCATTTAATGGCGAAGCTAAGAACAAGGAGTTTGCAGAGAAAGTCATTGCAGAAACTCATGAGTTTTGGAAGGCGCTGGTGCAACGCTTTGATACTTCTCCATTGAACTGCTTTACTACTGTCCACACTGGATCTCCACACCATATTAGTGATGACGAAGCTACTTCCATAGTCAATTTTACACCAGAGCTTGGTTTTGATGCCGGCAGAGATGATAT <<<<<<<<<<<<<<<<<<<<<<<<<<< TGTGGACAAGTGGCACTTCGTGTGCCTCAAGTGA
8.3) Primers para o real-time PCR. Amplificação de uma pequena região do cDNA codificante para a PPase solúvel do R. microplus
Forward: 5’GGATGAGGCCAACAACATTT3’; Tm = 53,6° C (20 pb)
Reverse: 5’TTGATGGGGTTCAGAGGTTC3’; Tm = 54,5° C (20 pb)
Produto: 99 pb
ORF: 376-1239 (859 pb); fase de leitura 1 (+) ATGGCTTTCTCAACAGTCGAGAGAGGTTGTCCCAACACCATGAGCTACCAGATGTACTTTCGAAAGGGCGACAAATACATCTCGCCTTTCCATGATATCCCCATGTTTGCGGATGAGGCCAACA >>>>>>>>>>>>>> ACATTTACAACATGGTTGTCGAAGTGCCTCGCTGGACAAATGCGAAGATGGAGATGAATACC >>>>>> <<<<<<<<<<<<<<<<<<<< AAGGAACCTCTGAACCCCATCAAGCAGGACATAAAGAAAGGAAAGCTACGCTATGTCCACAACTGCTTTCCTCATCACGGTTACATCTGGAATTATGGTGCCATCCCACAGACTTGGGAGGACCCAAACCACGTAGATGACAAGACCAACTGCAAGGGAGACAACGACCCTATTGATATCTGTGAGATTGGCTATCGGGTGGCTAAGAGAGGCGAGGTGATACAAGTAAAGATCCTTGGCGTCGTGGCACTGGTTGACGAGGGGGAAACTGACTGGAAGCTGCTTGCTATTGATGTCAATGATCCTCTGGCAAAGGACCTAAACGATGTTGGAGATATTGAAAAGCACATGCCCGGTCTTCTCAAGGCAACTACTGAATGGTTTCGCATATATAAGATTCCCGATGGCAAGCCAGAGAACCAGTTTGCATTTAATGGCGAAGCTAAGAACAAGGAGTTTGCAGAGAAAGTCATTGCAGAAACTCATGAGTTTTGGAAGGCGCTGGTGCAACGCTTTGATACTTCTCCATTGAACTGCTTTACTACTGTCCACACTGGATCTCCACACCATATTAGTGATGACGAAGCTACTTCCATAGTCAATTTTACACCAGAGCTTGGTTTTGATGCCGGCAGAGATGATATTGTGGACAAGTGGCACTTCGTGTGCCTCA
8.4) Primers para real-time PCR. Amplificação de uma pequena região do cDNA codificante para a proteína ribossomal 40S (controle interno) do R. microplus
Forward: 5’GGACGACCGATGGCTACCT3’; Tm = 47° C (19 pb)
Reverse: 5’TGAGTTGATTGGCGCACTTCT3’; Tm = 47° C (21 pb)
Produto: 69 pb
51
8.5) Seqüência de aminoácidos predita da RmPPase a partir do cDNA clonado MLWQGVIGITVLLIATQVPLAWEPALEMLSHVGKIFTTGLLRGAPPRLGYNSATMAFSTVERGCPNTMSYQMYFRKGDKYISPFHDIPMFADEANNIYNMVVEVPRWTNAKMEMNTKEPLNPIKQDIKKGKLRYVHNCFPHHGYIWNYGAIPQTWEDPNHVDDKTNCKGDNDPIDICEIGYRVAKRGEVIQVKILGVVALVDEGETDWKLLAIDVNDPLAKDLNDVGDIEKHMPGLLKATTEWFRIYKIPDGKPENQFAFNGEAKNKEFAEKVIAETHEFWKALVQRFDTSPLNCFTTVHTGSPHHISDDEATSIVNFTPELGFDAGRDDIVDKWHFVCLK
8.6) Trabalho publicado em colaboração durante o mestrado Campos, E., Façanha, A. R., Costa, E. P., Vaz Jr. I. S., Masuda, A., Logullo, C.
Exopolyphosphatases in nuclear and mitochondrial fractions during embryogenesis
of the hard tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Comparative Biochemistry and
Physiology, Part B 151:311–316. doi:10.1016/j.cbpb.2008.07.013
