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ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO Y MOLECULAR DE PARÁSITOS INTESTINALES EN NIÑOS

MARROQUÍES

TESIS DOCTORAL

CHADIA EL FATNI

Granada, 2014

Editor: Editorial de la Universidad de GranadaAutor: Chadia El FatniD.L.: GR 2342-2014ISBN: 978-84-9083-386-5

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ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO Y MOLECULAR DE PARÁSITOS

INTESTINALES EN NIÑOS MARROQUÍES

TESIS DOCTORAL

Universidad de Granada (España)

Instituto de Biotecnología

Departamento de Parasitología

Chadia El Fatni

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El trabajo de investigación que se expone en la presente memoria, titulado:

"ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO Y MOLECULAR DE PARÁSITOS

INTESTINALES EN NIÑOS MARROQUÍES ", ha sido realizado en el

Departamento de Parasitología Molecular de la Facultad de Ciencias de la

Universidad de Granada, bajo la supervisión de la profesora Dra. Dña. Mª José

Rosales Lombardo.

Granada, octubre de 2014

Tesis Doctoral presentada por Dña. Chadia El Fatni, para optar al Grado de

Doctora por la Universidad de Granada.

La Directora del Trabajo

Fdo. Dra. Dña. Mª José Rosales Lombardo

El licenciada

Fdo.Dña. Chadia El Fatni

___________________________________________________________________

Este trabajo ha sido financiado por la Agencia Española de Cooperación al

Desarrollo (A/028401/09), (A/033147/10).

Beca MAEC-AECID programa II-A de Becas del Ministerio de Asuntos

Exteriores y Cooperación de estudio en España para ciudadanos extranjeros

en el curso 2011/2012

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OBJETIVOS…..............................................................................................

1. INTRODUCCIÓN Y ANTECEDENTES.............................................

1.1 Parasitosis intestinales: un problema de salud pública…........................

1.2 Factores asociados a la parasitosis intestinales……................................

1.3 Los niños y los enteroparásitos……........................................................

1.4 Programas de control frente a los enteroparásitos...................................

1.5 Parasitosis intestinales en Marruecos......................................................

1.6 Giardia, un enteropatógeno muy frecuente…........................................

1.6.1 Algunos datos epidemiológicos…….....................................................

1.6.2 Taxonomía y epidemiología molecular…..............................................

2. MATERIAL Y METODOS.....................................................................

2.1. Introducción…….....................................................................................

2.2. Ubicación del estudio: lugar y población……….....................................

2.2.1. Descripción de la provincia de Tetuán…………..................................

2.2.2. Población estudiada ……………………….........................................

2.3. Fases del estudio…………………………..............................................

2.3.1. Visitas a los colegios……………………….........................................

2.3.2. Fichas identificativas……………………….........................................

2.3.3. Estudio del peso y talla…………………….........................................

2.3.4. Diagnóstico coprológico………………………...................................

2.3.4.1. Recogida de las muestras fecales………………...............................

2.3.4.2. Procesamiento y análisis coprológico de las muestras fecales….......

2.3.5. Estudio nutricional. Indicadores antropométricos……….....................

2.3.5.1. Método empleado y análisis de resultados………….........................

2.3.6. Entrega de resultados y tratamiento de los niños parasitados...............

2.3.7. Comparación cuantitativa de las técnicas de Faust y Ritchie................

2.3.8. Análisis molecular de las muestras con Giardia……...........................

2.3.8.1. Aislamiento y purificación de quistes……………............................

2.3.8.2. Ruptura /digestión de los quistes…………………….......................

2.3.8.3. Extracción de ADN………………………………...........................

2.3.8.4. Purificación de ADN…………………….........................................

2.3.8.5. Cuantificación de ADN.....................................................................

2.3.8.6. Técnica de PCR (Reacción en cadena de la polimerasa)...................

2.3.8.7. Electroforesis………………………………….................................

2.3.8.8. Purificación de los productos obtenidos por PCR….........................

2.3.8.9. Secuenciación………………………................................................

2.3.8.10. Comparación con secuencias publicadas Blast…….......................

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2.4. Análisis estadístico de resultados…………............................................

3. RESULTADOS........................................................................................

3.1. Sobre las características de la población estudiada.................................

3.1.1. Nivel de participación de la población en el estudio............................

3.2. Prevalencia de enteroparásitos................................................................

3.2.1. Estudios de índice se parasitación simple (IPS) y corregido (IPC).....

3.2.1.1. Estudio comparativo de parasitismo según la zona..........................

3.2.2. Estudio del IPS e IPC por edades………………………...................

3.2.2.1. Estudio comparativo del parasitismo según la edad…….................

3.2.2.2. Estudio comparativo del parasitismo según la edad en cada zona...

3.2.3. Estudio del IPS y del IPC por sexos………………............................

3.2.3.1. Estudio comparativo del parasitismo según el sexo……..................

3.2.3.2. Estudio comparativo del parasitismo según el sexo y por zonas..

3.2.4. Estudio del IPS y del IPC según la estación de año…........................

3.2.4.1. Estudio comparativo del parasitismo según la estación del año........

3.3. Estudio cualitativo…………………………………...............................

3.3.1. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos según la zona.................

3.3.2. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos según la estación

del año en cada zona………………………………………………….

3.3.3. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos en cada zona

según la edad…………………………………………………………

3.3.4. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos en cada

distrito según la edad ...........................................................................

3.3.5. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos asociados a diarrea.........

3.4. Estudio de enteropatógenos.....................................................................

3.4.1. Estudios del IPS e IPC por zona...........................................................

3.4.2. Estudio del IPS e IPC por edades.........................................................

3.4.2.1. Estudio comparativo de IPS e IPC según edad.................................

3.4.2.2. Estudio comparativo del parasitismo por enteropatógenos

Según la edad y la zona.....................................................................

3.4.3. Estudio del IPS y del IPC por sexos…………….................................


según el sexo ....................................................................................

3.4.3.2. Estudio comparativo del parasitismo según el sexo y la zona...........

3.4.4. Estudio del IPS y del IPC según la estación del año............................


según la estación del año .................................................................

3.5. Estudio de poliparasitismo………………………...................................

3.6. Estudio del estado nutricional…………………......................................

3.7. Comparación cuantitativa de las técnicas de Faust y Ritchie..................

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3.8. Caracterización molecular de Giardia......................................................

3.8.1. PCR.......................................................................................................

3.8.2. SECUENCIACIÓN………………………...........................................

3.9. Estudio comparativo de proporciones de parásitos intestinales en niños

de Tetuán..................................................................................................

3.9.1. Estudio comparativo de proporciones por zonas……….......................

3.9.2. Estudio comparativo de proporciones por sexos……….......................

3.9.3. Estudio comparativo de proporciones por estaciones del año..............

3.9.4. Estudio comparativo de proporciones según la edad….......................

5. DISCUSIÓN.............................................................................................

5.1. ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO………………..................................

5.2. CARACTERIZACIÓN MOLECULAR DE Giardia….......................

6. CONCLUSIONES………………………...............................................

7. BIBLIOGRAFÍA…………………….....................................................

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Objetivos

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OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL

Concienciar de la importancia actual de los parásitos intestinales en Tetuán

mediante un estudio epidemiológico conducente al tratamiento de los niños

afectados por enteroparásitos.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1. Estudio epidemiológico de parásitos intestinales en escolares de la

provincia de Tetuán (Marruecos).

2. Estudio del estado nutricional de los niños y su posible asociación a

enteroparasitosis.

3. Tratamiento de los niños afectados por parásitos intestinales.

4. Caracterización molecular de Giardia, el principal enteropatógeno de

los niños estudiados.

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Introducción y Antecedentes

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1. Introducción y Antecedentes

1.1. Parasitosis intestinales: un problema de salud pública

Las parasitosis intestinales constituyen un serio problema de salud

pública que afecta a la población mundial, no solamente a la de países en vías

de desarrollo, produciendo morbilidad y mortalidad considerable. Los

enteroparásitos repercuten negativamente en el progreso socioeconómico de

un país y afectan al estado nutricional e intelectual de su población.

Entre los enteroparásitos humanos existen diversidad de protozoos y

helmintos. Sus fases de transmisión o los individuos adultos pueden aparecer

en las heces, al igual que también pueden estar presentes formas de desarrollo

de otros parásitos pulmonares o hépaticos. En la Tabla 1. Se indican los

parásitos más frecuentes, intestinales o no, cuyas fases de transmisión pueden

identificarse en las heces humanas.

Ultimamente debido al rápido incremento de los viajes

intercontinentales, la inmigración y la proliferación de casos de

inmunodepresión, se han convertido es afecciones más difundidas y más

difíciles de controlar. La frecuencia y el tipo de parásito pueden variar de una

región a otra, pero los enteroparásitos no discriminan por raza, sexo, estado

económico, o situación geográfica, aunque presenta mayor impacto en los

países subdesarrollados, donde sus habitantes no cuentan con infraestructura

ni educación sanitaria (Hernandez y cols. 2000). En las áreas rurales de esos

países es donde el problema se acentua. La población infantil es la

principalmente afectada debido a su inmadurez inmunológica y al poco

desarrollo de hábitos higiénicos (Ytalia y cols. 2007).

Las parasitosis intestinales pueden afectar el estado general del

individuo favoreciendo no solo la anemia y la malnutrición sino también

representando una puerta de entrada para otros agentes infecciosos.


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TABLA 1 HELMINTOS

Nematodes Trematodes Cestodes

Ascaris lumbricoides Fasciola hepatica Taenia solium

Trichuris trichiura Fasciolopsis buski Taenia saginata

Ancylostoma duodenale Fasciola gigantica Diphyllobothrium latum

Necator americanus

Clonorchis sinensis

Opisthorchis spp. Diphyllobothrium pacificum

Strongyloides spp. Paragonimus spp. Hymenolepis nana

Trichostrongylus spp. Schistosoma mansoni Hymenolepis diminuta

Capillaria spp. Schistosoma japonicum Dipylidium caninum

Enterobius vermicularis

Trichinella spp. Heterophyes heterophyes

Metagonimus yokogawai

Echinostoma ilocanum

Echinochasmus perfoliatus

Gastrodiscoides hominis

Dicrocoelium dendriticum

Acantocéfalos

Macracanthorhynchus hyrudinaceus

Moniliformis moniliformis

PROTOZOOS

Amebas Flagelados Coccidios

Entamoeba histolytica Giardia duodenalis Isospora belli

Entamoeba dispar Chilomastix mesnili Cryptosporidium spp.

Entamoeba coli Cyclospora cayetanensis

Trichomanos tenax Trichomonas hominis Sarcocystis spp.

Entamoeba hartmanni Enteromonas hominis

Entameba polecki Retortamonas intestinalis

Entamoeba gingivalis

Endolimax nana

Iodamoeba bütschlii

Ciliados Otros

Balantidium coli Blastocystis hominis

Microsporidium spp.


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Entre los síntomas ocasionados, como es lógico, los más

generalizados son los de carácter entérico como malestar general, dolor

abdominal, nauseas, vómitos, diarrea, flatulencia y en ocasiones fiebre. Pero

estos síntomas van más allá, ya que más allá del tracto gastrointestinal van

también algunos de los enteroparásitos tales como Entamoeba histolytica,

Cryptosporidium,Cyclospora,Ascaris,Strongyloides,Ancylostoma/Necator…

Por poner algunos ejemplos. Por ello pueden aparecer patologías

pulmonares, hepáticas, cerebrales, etc…más o menos graves asociadas a

parásitos intestinales.

En realidad, la patogenicidad o virulencia de los parásitos refleja la

interacción dinámica entre estos y el hospedador en una lucha entre el

sistema defensivo del huésped y la capacidad evasiva del parásito (Lujan,

2006). Por ello en pacientes inmunodeprimidos como los oncológicos,

desnutridos, esplenectomizados, VIH y niños con desnutrición severa los

síntomas se exarceban, pudiendo ocasionar la muerte de la persona afectada

por enteroparásitos.

En los niños, principal población de riesgo, los enteroparásitos se ha

visto que también afectan a su desarrollo fisico (talla/peso) y cognitivo, son

causantes de gran ausentismo escolar y se asociacian con anemia y

desnutrición (Schaible y Kaufmann, 2007; Borrego 2009; Gamboa y cols.

2011).

El mecanismo fisiopatogénico del daño es distinto según la naturaleza

del parásito; los protozoos normalmente producen diarreas agudas o crónicas

por lesiones o reducción del número de vellosidades intestinales, lo cual

disminuye la superficie de reabsorción del intestino delgado, o forman

úlceras en el intestino grueso que se manifiestan como diarreas disentéricas

con mucus, pus y sangre.


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Los helmintos suelen producir daños menores en las mucosas pero

compiten con el alimento preformado del intestino delgado sustrayendo del

huésped, aminoácidos, proteínas, vitaminas, oligoelementos y hierro; esta

expoliación de los nutrientes más ricos durante varios años, conduce a la

desnutrición crónica, la disminución de peso y talla, y una disminución

irreversible de la capacidad cognitiva (Al Rumbein y cols. 2005).

Si bien la mortalidad es baja, se estimó hace algunos años que sobre

mil millones de personas en el mundo se encontraban infectadas con al

menos una especie enteroparásita (WHO, 2012). Pero realmente estos datos

se quedarán cortos por la falta de obligatoriedad en su declaración oficial en

la mayoría de los países.

Según informes de la Organización Mundial de la Salud, una sexta

parte de la población mundial se encuentra afectada por helmintos

intestinales, llegando a causar alrededor de seis millones de muertes anuales.

Entre ellos, los datos más recientes resaltan 1.4 billones de personas

afectadas por Áscaris lumbricoides , con uncinarias 1.2 billones y con

Trichuris trichuria 1 billón (WHO, 2012). En el caso de los protozoos,

Entamoeba histolytica afecta a 50 millones de personas y produce 100.000

muertes anuales y Giardia lamblia afecta a 200 millones de personas en todo

el mundo. Todos ellos pueden generar estados patológicos como infecciones

crónicas, afecciones del estado nutricional y por ende el crecimiento y

alteraciones de la actividad física así como en el rendimiento académico de

esta población (Berrocal y cols. 2006; Neves Santos y cols. 2012).

También cabe añadir la relevancia adquirida en los últimos años por

parásitos intestinales patógenos humanos como son los coccidios, cuya

incidencia ha aumentado espectacularmente debido a su carácter oportunista

en pacientes inmunodeprimidos (infectados por VIH, transplantados, etc.) y

en población infantil. Entre ellos destacan, por méritos propios,


7

Cryptosporidium y Cyclospora que son responsable de multitud de epidemias

por vía hídrica y alimentaria en todo el planeta (Chalmers, 2014 a,b; Fariza y

Bahi, 2013; Slapeta, 2013; Chacín-Bonilla, 2010).

No podemos olvidar tampoco, aunque no se considere un protozoo,

que el enteroparásitos más frecuentes a nivel mundial es Blastocystis

hominis, cuya patogenicidad es objeto de controversia, aunque algunos

estudios lo asocian a cuadros abdominales agudos y retraso en el crecimiento

y desarrollo infantil (Clark y cols. 2013).

Todos estos patógenos no solo ocasionan problemas de salud pública,

también ocasionan otros de tipo económico, habiéndose estimado en billones

de dólares los gastos ocasionados en atención sanitaria a enfermos afectados

por enteroparásitos (Chacón y Leal, 2006).

Se evaluaría mejor la importancia que revisten las parasitosis

intestinales para la salud pública si se pudiera evaluar cuantitativamente la

morbilidad que ocasionan. La disposición que muestran las sociedades a

pagar los gastos para controlar o eliminar las enfermedades se podrían

aprovechar con facilidad si a quienes formulan las normas de acción del

gobierno y a los planificadores de los sevicios de salud se les brindar la

oportunidad de comparar análisis de costo-benificio o de eficacia en función

de los costos de los diversos caminos a seguir con estimaciones de las

pérdidas económicas pronosticadas por causas de morbilidad. Con respecto a

las parasitosis intestinales, se podría buscar información cuantitativa acerca

de los años de vida potencial perdidos, del número de días saludables

perdidos, de las tasas de incidencia, prevalencia y letalidad de la enfermedad,

utilizándose a este propósito métodos cuantitativos como los empleados

actualmente en otras enfermedades como el cáncer o las enfermedades

cardiovasculares. Pero, debe procederse cuidadosamente al seleccionar los

parámetros que permitan dilucidar la importancia en salud pública de las


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enteroparasitosis debido a las variaciones regionales del alcance del

problema. Además la letalidad no es un parámetro útil en el caso de estas

afecciones, ya que es escasa, pero los costos para el sistema, los servicios

sanitarios y las personas si se pueden medir en términos de pérdida de

nutrientes y productividad.

Realmente la OMS empezó a ser consciente del efecto económico y

social de las parasitosis intestinales en una reunión celebrada en Beers, Países

Bajos, en 1983 sobre los aspectos económicos de las enfermedades

parasitarias (OMS, 1987), donde se resaltó que enteroparásitos como Ascaris

y las uncinarias constituían un serio problema en la economía y calidad de

vida de algunas comunidades. Esto se refleja claramente en: a) nutrición,

desarrollo y crecimiento, b) trabajo y productividad, c) costos de atención

médica.

Por todo lo dicho, la OMS desde el año 2001, considera a las

parasitosis intestinales como un problema de salud pública mundial y fijó

como meta para el 2010, proporcionar tratamiento masivo a un 75% de la

población escolar en riesgo; incluyendo además educación sanitaria,

interrelación con los programas de salud y saneamiento ambiental apropiado.

Aunque esta finalidad se hubiera cumplido, cosa que es cuestionable, los

parásitos intestinales siguen y seguirán difundiéndose y afectando a millones

de personas en todo el mundo debido a la gran variedad de factores que

habría que controlar para su erradicación.

Es evidente por todo, que determinar los daños a la salud causados

por enteroparásitos, mediante el estudio de causas de morbilidad y

determinantes ambientales de la salud, permite obtener una visión

panorámica e integral de los avances en salud de la población y sirve para.


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establecer con objetividad los programas que es necesario mantener o

eliminar para mejorar el estado de salud de la población frente al riesgo de

enfermar o morir.

1.2. Factores asociados a la parasitosis intestinales

La prevención y control de las enteroparasitosis requiere de la

identificación de factores de riesgo locales, sobre todo entre los grupos de

alto riesgo.

Está claro que los parásitos intestinales, como todos los parásitos,

necesitan de unas condiciones medioambientales que aseguren su desarrollo

y propagación, ya se trate de parásitos monoxenos o heteroxenos. Así,

necesitan de un biotopo, con unas características medioambientales que

permitan su superviviencia. Así los suelos aireados y húmedos, con

vegetación que los proteja de la desecación y de la radiación solar directa,

son los biotopos idóneos, dentro de unos límites de termperatura, para que

maduren los huevos de Ascaris o Trichuris, o las larvas las uncinarias.

Igualmente, también necesitan de una biocenosis formada por la flora y fauna

necesarios para su superviviencia y propagación, ya que deben incluir a los

hospedadores intermediarios y definitivos de los parásitos.

Entre los factores ambientales implicados en la supervivencia de los

parásitos intestinales se encuentra la temperatura que ha de ser

preferentemente cálida y la humedad relativa y pluviometría propia de zonas

tropicales es también beneficiosa.

De otra parte, está claro que la prevalencia de las parasitosis varía

según el riesgo de exposición a ambientes insalubres, y están asociados a

prácticas higiénicas inadecuadas, tales como hábitos y costumbres en la

preparación de los alimentos o problemas en la dotación de agua potable y

alcantarillado en poblaciones que viven en condiciones de pobreza,


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lo que se traduce en que la prevalencia de parasitosis sea mayor

cuando los ingresos económicos de la familia sean menores (Ávila y cols.

2007; Östan y cols. 2007).

En un estudio realizado por la Organización Mundial de la Salud

(OMS) refiere que más del 40% de la morbilidad mundial se origina por

factores ambientales. Las amenazas ambientales más frecuentes se relacionan

con agua, insegura, saneamiento inadecuado de excretas, contaminación del

aire, exposición a productos químicos peligrosos y lesiones no intencionales.

Muchos de estos factores ambientales son modificables.

Tomando en cuenta el contexto global, existen factores que

condicionan la infestación por parásitos, estos tienen que ver

fundamentalmente con el estado de saneamiento ambiental en que viven las

personas, así como con el estilo de vida. Así podemos destacar el inadecuado

o ausente tratamiento del agua de consumo, la ausencia de letrinas y redes de

distribución y tratamiento de excretas, el empleo de viviendas con piso de

tierra, el contacto con animales domésticos y el poco uso de calzado.

Mucho habría que hablar sobre la importancia del agua en la

transmisión de los enteroparásitos y como desencadenante de procesos

diarreicos ya que muchos parásitos intestinales se transmiten a través de agua

de bebida, residual o recreacional, y algunos de ellos han desencadenado

múltiples epidemias, tal es el caso de Giardia y Cryptoporidium (Karanis,

2011). Estas epidemias por vía hídrica no solo han afectado a países en vías

de desarrollo sino a países desarrollados, y a un alto número de individuos

por lo que han creado situaciones de alarma que han llevado al

establecimiento de costosas técnicas de control protozoológico del agua.

Asociados a estos factores medioambientales están los

socioculturales. Muy importante es la escasa cultura de la población por lo

que la formación sanitaria es prácticamente nula. Esto implica no tener unas


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nociones básicas sobre higiene, como el lavado de manos previo a la comida

o después de defecar, la inadecuada manipulación de alimentos, y las dietas

poco balanceadas que inducen a la desnutrición en el caso de los niños. De

otro lado, la precaria capacidad adquisitiva de muchas familias también

llevaría a esta estado de deficiente nutrición. Este problema además se ve

agravado al no tener, en muchos casos, acceso a los servicios sanitarios.

Si bien se ha demostrado que algunos enteroparásitos son causantes

de desnutrición infantil (Stephenson y cols. 1993; Gendrel y cols. 2003;

Hesham Al Mekhlafi y cols. 2005; Casapia y cols. 2006; Botero y cols. 2009;

Inabo y cols. 2011) también sucede lo contrario y los problemas nutricionales

podrían, a su vez, influir sobre el estado de infección parasitaria a través de la

modulación de la respuesta inmune involucrada en los mecanismos de

defensa contra estos parásitos. Es decir, que también existen factores propios

del hospedador, como el estado inmunológico, que condicionan el

enteroparasitismo o la gravedad de la afección por enteroparásitos. Por eso

los niños, con sistema inmunológico inmaduro y más si están malnutridos,

son uno de los principales grupos de riesgo para los parásitos intestinales.

Por poner algún ejemplo; las Ig E están implicadas en la respuesta

inmunológica frente a los helmintos (King y cols. 1993). Se ha demostrado

que factores sociales relacionados con el riesgo nutricional son fuertes

estimuladores de la producción policlonal de IgE (Hagel y cols. 1993), así

como también que en niños parasitados malnutridos los niveles de IgE total

son muy elevados, mientras que la respuesta IgE específica al parásito es

deficiente (Hagel y cols. 2001). Y además, que al contrario de los niños bien

nutridos, después de la aplicación de tratamiento antihelmíntico sostenido y

prolongado no se observan cambios en la relación IgE total/ IgE específica en

niños malnutridos, lo cual indica que la malnutrición podría favorecer

respuestas policlonales de IgE y reducir la capacidad de establecer una


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respuesta específica protectora (Hagel y cols. 2001). Esto contribuiría a las

reinfecciones continuas que son frecuentes sobre todo en niños.

Igualmente pacientes de SIDA, transplantados, tratados con

corticoides o mujeres embarazadas, constituyen importantes grupos de riesgo

también. En ellos, en base a las deficiencias en su sistema inmunológico, los

enteroparásitos se pueden multiplicar más activamente y mejor, e incluso

coloniza localizaciones extraintestinales como es el caso de Cryptosporidium

spp., Cyclospora cayetanensis, Strongyloides spp, etc..

Otros factores asociados a la actividad humana como son el

hacinamiento, o las migraciones, muchas veces forzadas, hacen que se relajen

los hábitos higiénicos o se introduzcan enteroparásitos en países donde no

existían. Además, el fenómeno de la migración de la población potencia las

enteroparasitosis, ya que generalmente se ubica en áreas marginadas con

servicios de saneamiento ambiental insuficientes. (Berrocal y cols., 2006).

1.3. Los niños y los enteroparásitos

La OMS consideró a la salud ambiental infantil como uno de los

principales retos sanitarios del siglo XXI, luego de celebrar en diciembre de

2002 la Cumbre Mundial sobre Desarrollo Sostenible en Johannesburgo,

Sudáfrica. Desde entonces, estimula el desarrollo de estrategias para abordar,

divulgar y resolver los problemas ambientales a partir de centros

especializados. Esta difusión ha dado origen a un nuevo movimiento en la

pediatría, conocido como Pediatría Ambientalista, destinada a diagnosticar,

tratar y prevenir las patologías relacionadas con la contaminación del medio

ambiente (Gil, 2008).

En mayo de 2002, la Asamblea General de las Naciones Unidas sobre

la Infancia emitió el documento titulado “Un mundo apropiado para los

niños”, en el que los líderes mundiales acordaron “reducir la prevalencia de


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las parasitosis intestinales” y reconocieron la estrategia de desparasitación

masiva como una herramienta útil a este propósito.

Las infecciones parasitarias predominan en la población infantil y

constituyen una causa importante de morbilidad y mortalidad a nivel

mundial, la pobreza y las condiciones higiénicas limitadas se asocian a una

alta frecuencia e intensidad de estas infecciones. Entre las causas de

morbilidad infantil a nivel mundial, la producida por parásitos intestinales se

sitúa en el tercer lugar, precedida por las infecciones respiratorias agudas y

las diarreas de otras etiologías, además son unas de las enfermedades

transmisibles más difíciles de controlar, no solo por su gran difusión, sino por

los diversos factores que intervienen en su cadena de propagación (Espinosa-

Morales y cols. 2011).

El conocimiento actual sobre las enfermedades diarreicas, su

prevención y control, ha permitido en los últimos años salvar millones de

vidas en todo el mundo y contribuir a la supervivencia infantil. A pesar de

estos avances, millones de niños y niñas siguen padeciendo estas

enfermedades. El tratamiento de los niños en edad escolar constituye la base

de la prevención de las enteroparasitosis de la población de un área

geográfica (Balcioglu y cols. 2007).

Aproximadamente 1.5 millones de niños mueren al año de diarrea,

muchos de ellos por parásitos intestinales, y el 90% de estos casos se debe a

agua contaminada o falta de higiene (OMS, 2012). Los datos

epidemiológicos más recientes sobre enteroparasitosis en niños reflejan más

del 80% de prevalencia en países en vías de desarrollo, frecuencia de

multiparasitismo del 20% y una de las más importantes causas de mortalidad

(Paz Soldán y cols. 2006; Peréz Cordón y cols. 2008; Gamboa y cols. 2011;

Garbosa, 2013; El-Sherbini y cols. 2013; Bailey y cols. 2013).


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De importancia son las infecciones parasitarias en los niños en edad

preescolar y escolares hasta 7 años, quienes son más susceptibles que otros

grupos de edad a ellas y las cuales puede tener una profunda repercusión

sobre el crecimiento y el desarrollo en los niños. La mayor suceptibilidad de

este grupo etario se debe a la inmadurez del sistema inmunológico y a la

esposición a lo parásitos por sus juegos y poca práctica de hábitos higiénicos

(Londoño, 2009; Alarcón, 2010; Nguyen y cols. 2012).

Muchos niños con parásitos intestinales son asintomáticos pero

aquellos que presentan síntomas los manifiestan básicamente de dos formas:

síntomas gastrointestinales y carenciales. Dentro de los gastrointestinales

sobre todo diarrea acuosa o hemorrágica, dolor abdominal, nauseas, vómitos,

flatulencia o tenesmo. Los síntomas carenciales se manifiestan con debilidad,

palidez e hiporexia entre otros (Gonzalez de la Rosa y cols. 1999). Además,

cuando los menores sufren episodios repetidos de diarrea quedan en estado

de mayor vulnerabilidad ante la desnutrición y otras enfermedades (Unicef,

2005).

La mayoría de los niños en países en vías de desarrollo están

infectados de gusanos intestinales (Paz Soldán y cols. 2006; Peréz Cordón y

cols. 2008; Gamboa y cols. 2011; OMS 2012) y no es extraño ya que 2.000

millones de personas en todo el mundo están afectadas por helmintos

intestinales. Más de 270 millones de niños en edad preescolar y más de 600

millones en edad escolar viven en zonas con intensa transmisión de

geohelmintos y necesitan tratamiento e intervenciones preventivas (OMS,

2013). Estos al igual que los demás enteroparásitos pueden causar

malnutrición en los niños y disminuir las posibilidades de crecer,

desarrollarse y aprender. Asimismo, la OMS (2013) ha señalado que los

niños infectados que reciben tratamiento muestran un aumento espectacular


15

de la memoria a corto y largo plazo, así como de su capacidad de

razonamiento y de comprensión de lectura.

Según la OMS (2013) los niños en edad preescolar y escolar

constituyen, junto con las mujeres embarazadas, los principales grupo de

riesgo de las geohelmintiosis. Y el programa de control frente a helmitos

transmitidos por el suelo, iniciado en 2001, tiene como principal meta

mundial eliminar la morbilidad causada por las helmintiasis transmitidas por

el suelo en los niños de aquí a 2020. Ello se logrará mediante el tratamiento

periódico de al menos el 75% de los niños en las zonas endémicas (según los

cálculos, unos 873 millones).

1.4. Programas de control frente a los enteroparásitos

Los objetivos de los programas de control de las

enteroparasitosis están dirigidos fundamentalmente a reducir la

morbilidad a corto plazo mediante la atención médica individual,

quimioterapia y educación sanitaria. A largo plazo pretenden reducir la

prevalencia a través de la mejora del saneamiento, abastecimiento de

agua potable y promoción de la higiene personal y alimentaria.

En muchos países las infecciones parasitarias intestinales endémicas

guardan una relación estrecha con los procesos de desarrollo económico y

social y, por consiguiente, el control de aquéllas puede ser una cuestión

delicada, tanto social como políticamente. En otros, el control de dichas

infecciones ha resultado ser un punto útil de entrada para el despliegue de

otras actividades de atención primaria de salud, por ejemplo, en la

planificación de la familia, la atención infantil, la educación en materia de

salud y la nutrición.

En el diseño de programas de prevención y control frente a

parasitosis intestinales son esenciales los estudios epidemiológicos más allá


16

de la mera identificación y del recuento de casos. La elaboración de

encuestas exactas de la distribución y del alcance de las enfermedades

parasitarias siempre será esencial en la selección de problemas que han de

atacarse a través de los programas de prevención y control para observar el

progreso y la eficacia de la estrategia elegida.

Los descubrimientos recientes en la investigación epidemiológica

han contribuido, sin embargo, a que comprendamos mejor cómo se transmiten

los parásitos, cómo se regula su número dentro de los huéspedes (tanto

personas como comunidades) y cómo puede perturbarse la dinámica de la

población afectada por una infección parasitaria dada a los efectos del

control. Se han elaborado modelos matemáticos de varias infecciones que

permiten predecir los efectos de la interferencia con un aspecto particular

de la historia de la vida de un parásito, con una intervención dada, en la

prevalencia y la intensidad de la infección en la comunidad. Los modelos

matemáticos para formular estrategias de control, planificar la

secuencia cronológica y la forma de las intervenciones y pronosticar los

resultados serán de poco provecho, a menos que se hayan elaborado

sobre la base de datos exactos acerca de la prevalencia e intensidad de

las infecciones de helmintos en relación con la edad, y sobre la tasa de

incidencia de infecciones protozoarias en relación con la edad. La

recopilación de datos debe fundamentarse en diagnósticos fiables y en el

muestreo correcto de la comunidad, y al efectuarla habrá que tener en

cuenta las variaciones estacionales.

El primer paso consiste en estudiar la epidemiología de las

infecciones parasitarias intestinales y en recopilar la información

existente acerca de la índole y del alcance de aquellas infecciones y otras

enfermedades existentes en la zona sometida a estudio. Esa

información puede ser suficiente para la evaluación del grado de


17

prioridad que debe asignarse a la prevención y al control de las

infecciones parasitarias intestinales. En la mayoría de los casos, sin

embargo, tendrán que obtenerse datos suplementarios mediante

encuestas especiales con objeto de definir y cuantificar los problemas de

salud, de identificar los sectores de la población particularmente

afectados y de evaluar la viabilidad de las medidas de control. Los datos

de las encuestas tienen que suplementarse mediante estudios sobre el

terreno acerca del comportamiento humano, de las prácticas locales en

cuanto a higiene alimentaria, de los métodos de evacuación de heces y de

la calidad y accesibilidad del abastecimiento de agua.

El comportamiento humano reviste importancia considerable en

la transmisión de las infecciones parasitarias intestinales y el éxito de

los programas de control quizá depende en última instancia de la

modificación de las normas de comportamiento. El comportamiento

humano puede ser deliberado o involuntario y puede promover la salud o

contribuir a su deterioro. Por ejemplo, la defecación indiscriminada, el

uso impropio de las letrinas y el empleo de las heces humanas sin

tratar como estiércol son actos deliberados que propician la transmisión

de la infección. La buena higiene personal, el uso habitual de calzado y

la abstención del consumo de ciertos tipos de alimentos asociados con

algunas enfermedades (por ejemplo, la carne de cerdo mal cocinada)

reducen la transmisión y el riesgo de infección.

En las encuestas que se emprendan como parte de un programa

planificado de control debe incluirse la recopilación de información acerca

de los valores y normas de la comunidad, su actitud hacia esas infecciones y

la reacción general a la intervención proyectada. Es importante, en

particular, identificar qué tipos de comportamientos determinados por la

cultura y las prácticas locales son desfavorables para la salud y sería


18

necesario modificar con objeto de reducir el riesgo de infección, cuáles son

beneficiosos y necesitarían reforzarse para realzar el cumplimiento del

programa de control.

Una vez que se han sentado los cimientos epidemiológicos, puede

adoptarse una decisión de principios normativos en cuanto a si ha de

iniciarse o no un programa en gran escala. Si la decisión es afirmativa, es

esencial una formulación clara de los objetivos específicos que se

pretenden alcanzar para la planificación apropiada del programa, la

selección de estrategias y los métodos para ponerlas en práctica, la fijación

de metas, el seguimiento y la evaluación. El objetivo global a largo plazo es

reducir la prevalencia, intensidad y gravedad de las infecciones parasitarias

intestinales a niveles a los que éstas cesen de ser importantes para la salud

pública. En este contexto, la expresión “a corto plazo” abarca la cobertura

de unos pocos años, en tanto que la expresión “a largo plazo” se refiere a

un decenio o más.

El enfoque básico consiste en interrumpir la transmisión mediante: a)

la introducción, el uso y el mantenimiento de medidas de saneamiento

eficaces; b) la promoción de métodos de evacuación inocua; c) el

abastecimiento de agua potable; y d) la promoción de la higiene personal y

alimentaria. Usualmente esas medidas surten efecto con lentitud, exigen una

inversión considerable y necesitan ir acompañadas de actividades de

desarrollo social, económico y educacional. Con los objetivos a corto plazo

se aspira a controlar la enfermedad con rapidez, lo cual es crucial si se

desea obtener el apoyo y la cooperación de la comunidad. Dichas medidas,

por lo tanto, deben dirigirse hacia aquellos sectores de la población que se

encuentran en mayor riesgo. Por ejemplo, en el caso de enfermedades

helmínticas esto quiere decir la aplicación de quimioterapia en masa o


19

selectiva con antihelmínticos y, en el caso de la infección por uncinarias, la

utilización de antihelmínticos suplementados con hierro.

Cuando las infecciones y enfermedades parasitarias intestinales

constituyen un problema de salud importante, el programa de prevención

y control debe incorporar componentes a plazos cortos y largos. Las

medidas a corto plazo se precisan para lograr un efecto temprano y las

medidas amplias a largo plazo se necesitan para reducir la transmisión por

debajo del nivel que se requiere para mantener la infección.

Desde 1987 hasta la actualidad algunos de los objetivos de la OMS

en el control de las parasitosis intestinales son los siguientes:

A) En el caso de la ascariosis el objetivo a corto plazo es

atenuar la intensidad de la infección a niveles a los que los efectos

perniciosos en el estado nutricional y las manifestaciones de

obstrucción intestinal en los niños sean poco comunes. Esto se puede

lograr por medio de la quimioterapia, enfocada hacia los sectores de la

población más acentuadamente infectados (los niños de corta edad) o

los más vulnerables (los niños desnutridos). El control de la ascariasis

pulmonar, biliar y de otros estados relacionados con la migración de

vermes adultos en el cuerpo y la alergia por Ascaris requiere el logro de

una reducción sustancial de la prevalencia general de A. lumbricoides, lo

que representa un objetivo a largo plazo que se puede alcanzar con una

mejora del saneamiento, suplementada por la quimioterapia en gran

escala.

B) En la infección por uncinarias el objetivo a corto plazo debe

consistir en reducir la morbilidad y la mortalidad debidas a la anemia

producida por las uncinarias y, en el logro de este objetivo, los centros

periféricos de salud tienen una función crucial que desempeñar. El

objetivo a largo plazo, la disminución de la prevalencia total, demanda


20

que se mejoren en general el saneamiento y la higiene, y su logro se

puede acelerar mediante la aplicación de medidas específicas sanitarias y

quimioterapéuticas.

C) En lo que se refiere a la estrongiloidiosis el objetivo a corto

plazo es prevenir la infección intensiva o diseminada. Esto se puede

llevar a cabo mediante el examen. El tratamiento si es necesario, de los

que se encuentran en riesgo especial (es decir, las personas con alguna

malignidad o alteración de la inmunidad o los pacientes que están a

punto de recibir medicamentos inmunosupresores para operaciones de

transplante de órganos). En el caso de la infección por «S. fuelleborni»

(por ejemplo, en Papua Nueva Guinea), la quimioterapia profiláctica y el

tratamiento bien organizado de casos corrientes deben contribuir a

salvar las vidas de lactantes a menos que alguna encuesta indique que

se necesitan mejores medidas de control. El mejoramiento del nivel de

vida en general reducirá la prevalencia de la estrongiloidiasis pero no la

erradicará debido a que la infección se transmite con facilidad de una

persona a otra y es de duración sumamente prolongada.

D) En lo atinente a la teniosis por T. solium el objetivo a corto

plazo es reducir la mortalidad y la morbilidad debidas a la

neurocistercercosis, lo cual es probable que se pueda lograr por medio de

la quimioterapia en gran escala en zonas hiperendémicas. El objetivo a

largo plazo debería consistir en la reducción global de la prevalencia de la

teniasis mediante la supervisión apropiada de casos, la detección y el

tratamiento tempranos de la infección, la inspección regular de la carne y la

mejora del saneamiento y la higiene veterinaria. La educación en materia

de salud y la participación de la comunidad revisten importancia particular

en los programas de control de T. solium.


21

E) En la himenolepiosis debe ponerse interés particular en la

prevención y el control de epidemias de H. nana en instituciones infantiles

y hospitales. La reducción a largo plazo de la prevalencia demanda el

mejoramiento de la higiene personal más que medidas sanitarias generales.

F) En lo que se refiere a la amibiosis el objetivo a corto plazo

consiste en reducir la mortalidad y la morbilidad debidas a la disentería

amibiana y a amibiosis extraintestinal. Esto se puede lograr mejorando el

saneamiento, la higiene personal y alimentaria y la calidad del agua y su

abastecimiento, así como mediante el diagnóstico y el tratamiento de casos

individuales. La reducción de las tasas de prevalencia se puede alcanzar

aplicando las medidas higiénicas no específicas mencionadas antes, que en

general son esenciales para la prevención y el control de la mayoría de las

infecciones intestinales y diarrea de origen vírico, bacteriano o parasitario.

G) En el caso de la giardiosis el objetivo a corto plazo es prevenir y

controlar las epidemias en poblaciones que comparten las fuentes de agua o

en instituciones (como centros de atención diurna, orfanatos y hospitales

para tratamiento de enfermedades mentales). En todos aquellos casos en

que la tasa de prevalencia global exceda del 10 % deberá intentarse reducir

el número de casos mediante la aplicación de medidas higiénicas no

específicas.

A continuación hay que establecer las prioridades, costos y

beneficios y la decisión de establecer un programa de control de

enfermedades parasitarias intestinales puede que dependa de la

evaluación de las ventajas del control. En otras palabras, urge decidir si

los beneficios previstos del control pueden justificar plenamente los

costos de las medidas necesarias, en particular cuando hay limitaciones

de recursos y otros problemas de salud.


22

Las razones que justifican el control de las parasitosis intestinales

son claras: a) Cada vez se tienen más pruebas de que dichas infecciones

revisten gran importancia para la salud pública debido al efecto directo

que ejercen en la salud y a que contribuyen a que se produzcan otras

condiciones patológicas. b) La experiencia adquirida en el uso correcto de

los medicamentos modernos ha hecho que el control de esas infecciones

sea a la vez viable y eficaz. c) La aplicación de medidas para combatir

los parásitos intestinales promueve el desarrollo de programas integrados

de salud a nivel de la comunidad. Esas medidas son acogidas con

beneplácito por las comunidades y tienen un efecto psicológico

beneficioso que propicia el mejor cumplimiento de las otras partes de

un programa integrado de salud y desarrollo.

El proceso de planificación debe incluir enfoques analíticos para

estimar los costos y beneficios comparativos de los diferentes

programas de salud. Además, deberán hacerse evaluaciones del efecto

potencial de diferentes estrategias y políticas no sólo en el estado de

salud de la población que se va a cubrir, sino también de los cambios

experimentados en los conocimientos, la actitud y el comportamiento de

la gente. Se deben evaluar, por tanto, los beneficios directos e indirectos.

El costo de la prevención y del control de las parasitosis

intestinales es mínimo cuando el programa está estructurado de tal

manera que sus varios componentes sean parte de la rutina establecida

del trabajo de salud de la comunidad, como la atención de salud

maternoinfantil, la atención de los niños de edad escolar, la educación

en materia de salud y el saneamiento ambiental. Los costos adicionales

corresponden en gran parte a los laboratorios de diagnóstico y a los

antihelmínticos, en tanto que el coste de personal y de transporte es

relativamente menor.


23

Por último hay que aplicar las estrategias adecuadas mediante el

control de las epidemias, el tratamiento de los casos y los proyectos de

orientación comunitaria. La mira de los proyectos de orientación

comunitaria debe de ser doble: a) controlar las propias infecciones

parasitarias intestinales prevalecientes localmente y b) promover la

cooperación de la comunidad en cuestiones de salud utilizando un

programa de control de esa índole como medio de lograr un desarrollo

general.

Además, las actividades relacionadas con la prevención y el

control de infecciones parasitarias intestinales tendrán que llevarse a

cabo en general a través de otros programas importantes de salud, a saber:

abastecimiento de agua y saneamiento, control de las enfermedades

diarreicas, atención de salud maternoinfantil, programas de

alimentación, inocuidad de los alimentos, educación en materia de salud

y salud ocupacional.

La quimioterapia se ha convertido en un instrumento potente

para controlar helmintiasis intestinales graves, aunque su eficacia para

controlar las infecciones protozoarias intestinales es menos evidente.

Aun cuando la quimioterapia orientada hacia la comunidad proporciona

resultados inmediatos el efecto puede ser pasajero si el tratamiento no se

repite a intervalos apropiados por espacio de algún tiempo o si no es

apoyado por medidas sanitarias y programas de educación en materia de

salud. La quimioterapia se utiliza tanto en la atención médica de

particulares como en proyectos basados en la población. Toda decisión

en cuanto a utilizar la quimioterapia en gran escala debe fundamentarse en

los resultados de una encuesta de la distribución y transmisión de parásitos

intestinales en una zona dada y en objetivos claramente definidos. La

tecnología aplicada al saneamiento también es fundamental Las


24

infecciones parasitarias intestinales mantendrán su prevalencia en tanto que

la gente no tenga acceso fácil y cómodo al abastecimiento de agua potable

y a las instalaciones higiénicas para la eva- cuación de las excretas humanas.

El abastecimiento de agua potable y la provisión de mejores servicios de

saneamiento y su utilización contribuirían en escala importante a la

prevención y al control de enteroparasitosis.

Por último es necesario valorar la eficacia del programa

aplicado. En la práctica, la prevención y el control de infecciones

parasitarias intestinales dependen de encuestas iniciales exactas y

fiables y de la observación apropiada de la evolución de los programas

de intervención. Debe prestarse atención particular a los instrumentos de

diagnóstico, a la entrega y al uso de los medicamentos, a la elección de

la tecnología sanitaria y a la educación en materia de salud para

particulares y la comunidad. El trabajo epidemiológico, efectuado a través

de la vigilancia de la población, constituye un componente esencial de

todo programa de prevención y control. La vigilancia permite a los

funcionarios de salud observar la evolución de los programas de control y

modificarlos, según sea necesario. Por último, la vigilancia epidemiológica

actúa como un sistema para el seguimiento a largo plazo de la prevalencia

de las infecciones en relación con las medidas de control establecidas. En

el trabajo de vigilancia deben verificarse con todo detenimiento los factores

que determinan la incidencia y distribución de una infección parasitaria

intestinal. Es importante recopilar y analizar datos sobre la prevalencia e

intensidad de la infección por edad, sexo, situación socioeconómica de la

población, ubicación geográfica de la zona cubierta y variaciones

estacionales en la zona. Los principales elementos de una estrategia de

vigilancia pueden ser: a) las encuestas epidemiológicas de la población

para determinar la prevalencia distribución e intensidad de la infección,


25

donde fuere el caso: b) el registro de la mortalidad y c) la notificación de

la morbilidad. Los datos demográficos son necesarios toda vez que

contribuyen a la interpretación de los resultados de las encuestas

epidemiológicas y permiten hacer estimaciones de los suministros que se

precisan para llevar a cabo los programas de prevención y control.

La OMS (2001) hace incapie entre las parasitosis intestinales a las

helmintiosis transmitidas por el suelo y la esquitosomiosis, incluidas dentro

de las llamadas “enfermedades desatendidas”.

Las enfermedades “desatendidas” son un grupo de enfermedades

parasitarias y otras enfermedades infecciosas que se caracterizan por la

inversión destacablemente baja del sector farmacéutico en ellas y porque

principalmente afectan a los grupos más desfavorecidos de la sociedad. Entre

estas enfermedades se incluyen las parasitosis intestinales, principalmente las

geohelmintiosis por Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, Ancylostoma

duodenale y Necator americanus y la esquistomiosis.

En mayo de 2001, los miembros de la Organización Mundial de la

Salud (OMS) se reunieron para implementar e integrar una estrategia de

prevención y control para la esquistosomiasis y las helmintiasis a través de la

resolución 19 de la 54th World Health Assembly (WHA54.19). La Asamblea

reconoció el abastecimiento sanitario y de agua segura (agua potable) como

elementos esenciales. Se subrayó que la medida más adecuada para lograr

disminuir la morbilidad y mortalidad, para mejorar la salud y el desarrollo de

las comunidades infectadas es el tratamiento de los grupos de alto riesgo,

especialmente niños en edad escolar, y el acceso a fármacos desde los

servicios de atención primaria.

En el documento final del período extraordinario de sesiones de la

Asamblea General de las Naciones Unidas sobre la infancia (mayo de 2002),

titulado «Un mundo apropiado para los niños», los líderes mundiales


26

acordaron «reducir la incidencia de los parásitos intestinales» y «reducir en

un tercio la prevalencia de la anemia, incluida la anemia ferropénica, para

el año 2010».

La declaración conjunta OMS-UNICEF (2004) que lleva por título

“Prevención y control de la esquistosomiosis y las helimintiosis transmitidas

por el suelo” ya indicaba que “Las estrategias globales e integradas de

prevención y control de las infecciones por helmintos, incluido el tratamiento

vermífugo regular de las personas en riesgo, puede tener importantes

repercusiones en la salud, el crecimiento y el desarrollo cognitivo de los

niños”. “A fin de promover y proteger los derechos de los niños, entre ellos el

«el derecho del niño al disfrute del más alto nivel posible de salud y a

servicios para el tratamiento de las enfermedades y la rehabilitación de la

salud» (Convención sobre los Derechos del Niño), hay que hacer frente de

forma eficaz a las enfermedades que suponen una carga excesiva para su

salud y desarrollo. Además, la creación de un entorno educativo seguro,

saludable, inclusivo y con una distribución equitativa de los recursos que

fomente la excelencia del aprendizaje, es una condición importante para que

se cumpla el derecho de todos los estudiantes a tener una educación de buena

calidad”. En esta misma declaración se indica el ejemplo de “Sudáfrica:

tratamiento vermífugo de los escolares para mejorar el aprendizaje” en que en

un poblado rural de Ciudad del Cabo, Sudáfrica, los profesores y los padres

observaron que los niños que se quedaban dormidos en la escuela eliminaban

gran número de gusanos en las heces o los vómitos. Una amplia encuesta

realizada en las 12 escuelas primarias de la zona reveló que más del 95% de

los niños estaban infectados por gusanos. Estos resultados alarmantes

llevaron a la formación de un grupo de trabajo cuyo objetivo fue obtener de

las empresas privadas recursos para administrar tratamiento vermífugo a los

niños. Cada 6 meses, los profesores y las enfermeras escolares administraron


27

tratamiento vermífugo a más de 11 000 niños, con lo que la proporción de

niños infectados se redujo a menos del 20%. Aprovechando el éxito de este

programa de tratamiento vermífugo, el grupo de trabajo prosiguió su labor

con las comunidades escolares. El resultado ha sido que todas las escuelas

han establecido planes de acción para mejorar el entorno escolar y han

integrado en sus programas la educación sobre la higiene; a la hora de asignar

recursos para el saneamiento, el gobierno local ha comenzado a darle

prioridad a las escuelas. Igualmente incentivadas por la OMS se han

desarrollado muchos Proyectos de Escuelas Saludables en Latinoamérica en

base a la definición ““Un espacio para la transformación social, con el

compromiso de formar ciudadanas y ciudadanos plenos de derechos,

fundamentado en los principios de igualdad, equidad, libertad, solidaridad y

justicia social, donde niños, niñas y adolescentes logran un armonioso

desarrollo biológico, emocional y social, con estilos de vida saludables, en

un ambiente de bienestar, compartido con sus familias, docentes, personal de

la escuela y comunidad, bajo un enfoque integral, integrador y participativo.

Todos trabajando por un fin común, formar generaciones futuras con cultura

de salud integral y desarrollo humano”

Es importante también recordar (OMS-UNICEF, 2004) que “para

poner en práctica cualquier programa de control de las helmintiosis y

conseguir que llegue a las mujeres y a los niños será necesario vincularlo con

los programas esenciales de los países que ya estén en marcha y colaborar

con las actividades regionales, nacionales y locales ya existentes. Esto podría

incluir: la estrategia de AIEPI (Atención Integrada de las Enfermedades

Prevalentes de la Infancia), incluida la AIEPI comunitaria; los programas

basados en las escuelas, como Saneamiento e Higiene y FRESH

(Concentración de Recursos en la Sanidad Escolar); programas de

suplementación de vitamina A; salud maternoinfantil; salud reproductiva,


28

incluida la iniciativa Reducir los Riesgos del Embarazo; hacer Retroceder el

Paludismo; programa Ampliado de Inmunización; agua y saneamiento

ambiental”.

Se concluye que “El tratamiento vermífugo mejora la salud, la

nutrición y el desarrollo físico, hace que el embarazo sea más seguro y

mejora su desenlace. Además, es barato; un programa escolar de tratamiento

vermífugo suele costar entre US$ 0,25 y US$ 0,50 por niño y año. El

tratamiento es seguro, incluso cuando se administra durante el embarazo o a

niños no infectados. Por último, el tratamiento vermífugo puede añadirse

fácilmente a actividades y programas ya existentes en los servicios de salud,

a los programas de salud escolar y a campañas sanitarias especiales. Cuando

se acompaña de actividades de saneamiento e higiénicas apropiadas,

destinadas a prevenir la reinfección, el tratamiento vermífugo regular puede

tener impacto a largo plazo”.

La administración coordinada y masiva de medicamentos para tratar

varios tipos de parásitos intestinales se convirtió en una norma internacional

a partir de este punto. Poco después, el secretariado de la Organización

Mundial de la Salud empezó a fortalecer las alianzas a fin de hacer que los

parásitos intestinales tuvieran una mayor prioridad entre los defensores y

practicantes de la salud pública. Estas alianzas convergieron para determinar

los métodos más efectivos para aunar los compromisos políticos mostrados

por los Estados Miembros y los enfoques técnicos respaldados por la

Asamblea Mundial de la Salud. La publicación de la Organización Mundial

de la Salud del año 2006 titulada “Quimioterapia Preventiva para las

Helmintiasis Humanas: Uso Coordinado de Medicamentos Antihelmínticos

en las Intervenciones de Control”, fue el primer manual para los

profesionales de la salud sobre la manera de tratar los parásitos intestinales, y

les ha ofrecido a los médicos y planificadores de la salud una orientación en


29

riesgo y reducir el reservorio de la infección”. También resalta que son

esenciales alianzas entre las instituciones gubernamentales (incluyendo las

escuelas), la sociedad civil y el sector privado para las campañas exitosas de

desparasitación (OPS, 2011). El control integral de las helmintiasis

intestinales necesita de la participación activa de la comunidad y de esfuerzos

coordinados multidisciplinarios e interinstitucionales para el desarrollo de

estrategias apropiadas.

Se indica también que las geohelmintiosis, en particular, requieren de

la integración de acciones para el saneamiento y otras intervenciones

ambientales necesarias, la provisión de agua potable, la mejora de la

vivienda y de las condiciones de vida, la promoción de hábitos apropiados de

higiene personal y colectiva y la introducción de normas para la producción,

manejo y consumo de alimentos en el ámbito familiar y comunitario. El

médico y el equipo de salud directamente vinculado a la comunidad, juegan

un rol fundamental como efectores de acciones específicas, en la educación,

la consejería permanente y el estímulo para la incorporación de hábitos

adecuados por parte de la comunidad, que sirvan de base para la prevención y

el control efectivo de estas y otras enfermedades transmisibles (OPS, 2003).

Recientemente, en 2012 la OMS publicó “Eliminación de helmintiosis

transmitidas por el suelo como un problema de salud pública en niños.

Progresos desde 2001-2010 y plan estratégico 2011-2020” y volvió a analizar

las estrategias de control de las helmintiosis transmitidas por el suelo

consistente en controlar la morbilidad tratando periódicamente a las personas

en situación de riesgo que viven en zonas endémicas.

Las personas en riesgo son las siguientes: niños en edad preescolar,

niños en edad escolar, mujeres en edad fecunda (en particular las

embarazadas durante el segundo y tercer trimestres de la gestación y las


30

mujeres lactantes), y adultos con algunas ocupaciones de alto riesgo, como

recolectores de té o mineros.

La OMS recomienda el tratamiento farmacológico (vermífugo)

periódico sin diagnóstico individual previo para todas las personas en

situación de riesgo que vivan en zonas endémicas. El tratamiento debe

administrarse una vez al año si la prevalencia de helmintiasis transmitidas por

el suelo en la comunidad supera el 20%, y dos veces al año si la prevalencia

supera el 50%. Esta intervención reduce la morbilidad porque hace disminuir

la carga de gusanos.

Además, la educación sobre salud e higiene reduce los casos de

transmisión y reinfección porque fomenta la adopción de conductas

saludables; también es importante que haya unos sistemas adecuados de

saneamiento, pero ello no siempre es posible en los entornos con pocos

recursos.

Las actividades de control se centran en la morbilidad. El tratamiento

periódico de las poblaciones en riesgo reducirá la intensidad de la infección y

la morbilidad de las personas infectadas.

El tratamiento vermífugo periódico se puede integrar fácilmente en

los días de salud infantil o los programas de suplementación entre los niños

en edad preescolar, o bien en los programas de salud escolar. En 2011, más

de 300 millones de preescolares y escolares recibieron tratamiento con

antihelmínticos en los países donde estas parasitosis son endémicas, cifra que

corresponde a un 30% de los niños en riesgo.

Las escuelas constituyen un punto de entrada especialmente idóneo

para las actividades de desparasitación, ya que permiten aplicar fácilmente el

componente de educación en salud e higiene, insistiendo por ejemplo en el

lavado de las manos y la mejora del saneamiento.


31

La OMS actualmente indica que el 24% de la población mundial están

afectados por enteroparásitos. Las ascariosis afecta a cerca de 1 billón de

personas, la trichuriosis 795 millones y las uncinariosis 740 millones; de ellos

270 millones son niños en edad preescolar y 600 en edad escolar. Por ello

estas enfermedades siguen preocupando.

La meta mundial (OMS 2012, OMS 2013), de este programa de

control, iniciado en 2001, consiste en eliminar la morbilidad causada por las

helmintiosis transmitidas por el suelo en los niños de aquí a 2020. Ello se

logrará mediante el tratamiento periódico de al menos el 75% de los niños en

las zonas endémicas (según los cálculos, unos 873 millones).

Los estados miembros de la Organización Panamerica de la Salud, en

Latinoamérica apoyando esta iniciativa se han comprometido a reducir antes

del 2015 la prevalencia de geohelmintiosis a menos del 20% en niños en edad

escolar viviendo en áreas de alto riesgo de infección.

En Africa se estiman en 400 millones las personas afectadas por

geohelmintiosis y 200 millones por esquistosomiosis por lo que OMS/AFRO

está llevando a cabo los correspondientes programas de control también en

África y que en el caso de la esquistosomiosis, al igual que en el resto de los

países, se basan en: tratamiento preventivo, control de caracoles, saneamiento

y educación sanitaria. Podemos decir que el 90% de las personas que están

recibiendo tratamiento frente a la esquistosomiosis viven en África.

La Fundación Bill and Melinda Gates está financiando programas de

control nacionales para la esquistomiosis y las infecciones por helmintos en

varios países de África (Uganda, Tanzania y Zambia). Esta fundación

mediante la Iniciativa para el Control de la Esquistosomiosis puso en marcha

en 2003 programas de control en Burkina Faso, Mali y Níger que priorizaban

el uso de los propios recursos, e identificaban zonas endémicas de alto riesgo

donde existía un acuerdo político para el control de la esquistosomiosis.


32

Se seleccionó para cada país la estrategia de control más adecuada y se

aportó evidencia sobre el impacto positivo de los programas de control sobre

la prevalencia e intensidad de la infección y de la morbilidad.

En América 4 países son endémicos de esquistosomiosis: Brasil,

Venezuela, Suriname y Santa Lucía, y la OPS en Resolución su resolución

CD49.R19 de 2009 se propuso como meta para el 2015 reducir la prevalencia

en aquellos países donde la transmisión fuera de al menos el 10%. Posterior a

esta fue la Resolución WHA 65.21 de la Asamblea de Salud Mundial en la

que se hace un llamamiento a los países endémicos para que se reduzca la

transmisión y se acelere la eliminación de la enfermedad antes del 2020.

OPS/OMS colaboran unidas en países endémicos de esquitosomiosis para

obtener la donación de medicamentos, monitorizar y luchar para interrumpir

la transmisión y eliminar la esquisomiosis.

En la Región del Pacífico Occidental 4 países son endémicos de

esquistomiosis: Camboya, China, Laos y Filipinas. Desde 2010 se han tratado

a más de 3.370.000 personas. La experiencia de China y Egipto demuestra

que la quimioterapia preventiva y el tratamiento masivo con praziquantel

pueden dar significativos resultados en los índices de infección y que el

tratamiento durante la niñez es probable que evite la enfermedad en la edad

adulta.n

1.5 Parasitosis intestinales en Marruecos

Históricamente, los parasitismos intestinales ya eran conocidos en

Marruecos por los antiguos médicos árabes. La disentería amebiana aparece

en libros como “Kitab arrahma” y “Talhil al manafi” descrita por Averrhoes

y en “Cannon de la Medicine” por Avicenna, donde le da diferentes

denominaciones como Zahir y Sahj (Bouceta, 1952).


33

La palabra Sahj deriva de una raíz de la lengua árabe clásica

significando la “erosion”. Su uso ha desaparecido, siendo sustituido por los

términos “Zehma” en Fes, “Tekdia” en Marrakech y “Ujaa el Kalb” en las

tribus del norte de Marruecos.

El médico del XII Avenzohair describe la disentería en su libro Taysir

como enfermedad de origen hídrico (Faraj, 1952).

Realmente los datos sobre enteroparasitosis son confusos, pero

haciendo una breve reseña histórica, podemos observar que estos parásitos

persisten casi con prevalencia similar a la reflejada en la escasa bibliografía

existente al respecto.

Así podemos encontrar referencias de estudios llevados a cabo en

Marruecos sobre enteroparásitos durante los años del protectorado. M. Grall

y Hornus (1908) en un estudio realizado en el Hospital Militar de

Casablanca, con un total de 379 enfermos diagnosticaron Entamoeba

histolytica en 104 de ellos, lo que supone un índice de parasitación simple

(IPS) de 0,27.

En 1911, un médico de una misión militar francesa diagnosticó diez

casos de abscesos amebianos que fueron intervenidos quirúrgicamente en

1911 y 1912.

En Fez en el Hospital Auvert, en 1913 Hornus realizó exámenes de

muestras fecales de 200 individuos, entre el 20 de agosto y el 20 de

noviembre de 1913, encontrando 11 positivos a amebiasis, es decir un índice

de parasitación simple de 0,05.

En 1921 Jausion y Dekster, en Fes examinaron 2.614 muestras

fecales, siendo 392 positivas a E.histolytica, IPS=0,14.

También en Fez, y un año después, Jausion y Dekester sobre 1.620

enfermos hospitalizados por enteropatías encuentran en 714 de ellos

parasitosis intestinales, IPS 0,44.


34

En 1922 M. Jausion en Fez llevo a cabo 1.385 exámenes

coprológicos encontrando una tasa de infestación por Giardia intestinalis de

un 46%.

En 1923 Jausion y Dekester detectan un 10% de portadores de

Giardia, entre 1.620 enfermos hospitalizados por perturbaciones digestivas, y

tan solo cuatro entre 100 sujetos sanos.

En 1925 en Fez, Deschiens, durante el mes de octubre, sobre 959

enfermos afectados de perturbaciones digestivas, detecta un IPS de 0,07

relativo a flagelados intestinales, un 0,18 para amebas y un 0, 037para ambos

grupos de protozoos.

En 1932 Eduardo Ortiz de Landazuri, en el hospital militar de Tetuán

detecta un índice de parasitación simple de 0,61. Sobre 75 exámenes

coprológicos de los individuos sanos, habitantes de la Kabila de Ben Bousra,

detecta 35 positivos, es decir un índice de parasitación de 0,466.

Deschien y Melnotte (1933) en Fez, practican exámenes coprológicos

(de octubre de 1923 a marzo de 1924), en el laboratorio de los hospitales

Cocard y Auvert. Sobre un total de 665 muestras, detectan 90 individuos con

parasitación intestinal, IPS=0,13.

En 1936 Flye Ste Maria en Fez encuentra en pacientes que

padecían de enteropatías agudas o crónicas. 61casos fueron positivos de

amebiasis disentérica entre 346 muestras fecales examinadas. En otros

exámenes en el mismo hospital de 236 de materias fecales, detectaron formas

vegetativas o quistes en un 0,28% de los casos.

En 1936 el mismo autor lleva a cabo una encuesta en Fez sobre 236

adultos, encontrando un 0, 22% positivos a Chilomastix mesnili y un 0,45% a

Pentatrichomonas y a Enteromonas.


35

En los años 1938 al 1942, Benlinger y Bailly hallaron 112 casos

positivos a protozoos y helmintos en un total de 501 exámenes coprológicos

efectuados en Tánger. El índice de parasitación simple 0,223.

Flye Ste Marie en 1943 en 348 muestras de niños detecta un IPS de

0,052 para

Chilomastix mesnili y de 0,115 para Pentatrichomonas y Enteromonas.

Jourencel (1945) en Casablanca halla una tasa de infestación del 20%

para Giardia intestinalis en enfermos que presentaban perturbaciones

digestivas. Estos exámenes se efectuaron en el Instituto Pasteur.

En 1951 Gand y Chedecal en Berguent sobre 457 exámenes

coprológicos encontraron un 18% positivos para Chilomastix mesnili, un 19%

para Pentatrichomonas y un 23% para Enteromonas.

En 1952 Al Fasi examino 402 muestras coprológicos de niños

escolarizados. El índice de la parasitación simple IPS fue 0,41.

Los mismos autores publican en 1955 para la zona Noroeste que la

tasa de infestación por Giardia intestinales en 1943 era 10% para 399 niños

escolarizados en Fez y del 20% para 300 niños escolarizados en Immouzer du

Kander.En 1951 era 33% en 457 niños escolarizados en Berguem y 17% en

1955 en 280 niños escolarizados en Tahla.

Entre 1949 y 1956 el número de casos de amebiasis en Marruecos

ascendió anualmente en unos 3.000. Este número podría extrapolarse a unos

6.000 para la totalidad del país, lo que supondría un 5% de la población.

En 1962 Deschiens ofreció los datos estadísticos del laboratorio

provincial de Fez, hospital Ibn Khatib. Fruto del examen de 1.414 muestras

coprológicos, había encontrado una frecuencia de infestación por Entamoeba

histolytica de 0,161 43 casos de los 88 estudiados manifestaron un síndrome

disentérico. Por otra parte, Deschiens llevo a cabo análisis coprologicos

durante el mes de febrero de 1963 en Fez detectando que un 20%de los casos


36

presentaban síndromes cólicos agudos o subagudos, en los cuales aparecían

las formas vegetativas de tipo histolytica o minuta de la amebiasis

disentérica.

En 1967 Tinta Renau detectan formas atípicas de los quistes de

Giardia intestinalis aproximadamente en un 16% de los portadores de los

parásitos, constatando que los periodos negativos superan a veces 25 días y

en un 10%de los exámenes la densidad de los quistes es muy débil. En una

investigación sobre la forma parasitaria de medio rural entre 1188 individuos

examinados encontraron un 0,11(IPS) portadores de los quistes de Giardia

intestinalis y 0,037IPS eran portadores de quistes que ellos denominaban

azules.

Entre 1968-1971 Belkhayat en Tánger señala una tasa global de

infestación por protozoos de 0,0075(IPS), y para helmintos de 0, 1709 (IPS)

sobre un total de 1737 exámenes coprológicos.

En 1970 Cadi Soussil en Rabat en 6.026 enfermos de afecciones

digestivas encuentra 0,22 (IPS) portadores de protozoos y 0,024(IPS)

portadores de helmintos.

En 1974 Sequat Mohamed realizo un trabajo sobre el parasitismo

intestinal y examino 29.580 muestras coprológicos de las cuales 27.435

procedían de los hospitales Ibn Sina y Sidi Talha, ambos en Rabat. Por otra

parte, el mismo autor examino 2.145 muestras coprológicas en un hospital de

Fez (Mohamed V) y en el Hospital El Ghasani detectando un índice de

parasitación simple IPS para la ciudad de Rabat y su región de 0,32 y para

Fez de 0,46.

En 1976 Hajfani Noradine realizó un examen coprológico de 16.041

muestras entre los años 1973 al 1975 en el hospital de CHU de Rabat

encontrando 0,271 (IPS) de protozoos y 0,017 (IPS) de helmintos, con un

índice de parasitación total de 0,2582.


37

En 1983 Hajhouj Ahmend realizó una encuesta sobre el parasitismo

intestinal en Alhocima. Examinó 830 muestras fecales de niños

escolarizados, encontró un índice de parasitación simple (IPS) 0,6036 para

protozoos, (Entamoeba coli y Entamoeba histolytica-0,2951; Giardia-

0,1831), y un 0,0602 IPS para helmintos (Enterobius e Hymenolepis nana) y

un 0,365 para poliparasitismo.

En 1980 Lahlou Nor El Yakin realizó una encuesta epidemiológica de

parasitosis intestinales en 768 individuos de edades comprendidas entre 1

mes y 14 años, en el centro de Sanidad del Yousofia, Rabat. EL índice de

parasitación simple fue de 0,6484, siendo los parásitos más frecuentes

Enterobius (0,3512), Entamoeba histolytica (0,226), Giardia intestinales

(0,2018) y Entamoeba coli (0,1132).

En 1984 Guessous Idrissi N y cols. Realizaron exámenes

coprológicos en 240 personas del hospital CHU de Casablanca, encontrando

que un 0,417 IPS de ellas estaban parasitados, la mitad de ellos por especie

reconocidas como patógenas. El poliparasitismo afectaba asi a un 0, 213%de

los examinados.

En 1984 Garcia-Fernandez y cols. Estudiaron muestras de 187

alumnos de Ceuta de los colegios nacionales de zona socioeconómicas

deprimidas en las que frecuente los alumnos musulmanes, encontrando

índices de parasitación intestinal por protozoos y helmintos. En los 86

alumnos parasitados identificaron las siguientes especies: Trichuris

trichiura 0,261, Entamoeba coli 0,118, Giardia 0,081, Iodamoeba buschilii 0,

048, Endolimax nana 0,043, Hymenolepis nana 0,011, Ascaris lumbricodes

0,011.

Jimenez-Albarran y cols. (1986), realizando un estudio

epidemiológico de trichiurosis en muestras procedentes del norte de

Marruecos, hallaron casualmente huevos de T .vulpis en las heces de dos


38

personas, constatando las diferencias en razón longitud-anchura, y forma y

aspecto de mamelones polares.

En 1988 Mahmoudi A realizo exámenes coprológicos en un Hospital

infantil de Rabat durante un periodo 3 años. En el examen de 4909 muestras

encontraron 1.270 casos positivos (índice de parasitación simple 25,87) los

protozoos más frecuentes fueron Entamoeba histolytica (0,1057), Giardia

intestinalis (01047) y Entamoeba coli, 0,0613. Los helmintos estaban

presentes en una muestra de cada diez, siendo H.nana el más hallado

(0.0107), y el poliparasitismo de 0.0678.

También en 1988 Ghilan M examinó 1.328 muestras en el Instituto

Pasteur de Tanger constatando un IPS de 0.3725 de niños con

poliparasitismo. Los protozoos eran más frecuentes que los helmintos en los

recién nacidos (0,4723) frente a un 0,1456 en niños mayores), y para

helmintos 0.2017 en mayores frente a un 0.0568 en niños recién nacidos.

Massoudi M efectuo 5947 examino coprológicos entre el premiro de

marzo1985 al 29 de febrero 1988 en el laboratorio provincial de Fez

(Hospital Ghasani), el índice de la parasitación simple fue 0,0938, las tasas

de infestación por protozoos y helmintos fueron respectivamente 0,455y

0,059.

Más tarde Jimenez-Albarran y Odda (1994), en un trabajo efectuado

en este Departamento de Parasitologia de la Universidad de Granada,

estudiaron un total de 4643 muestras fecales, encontrando parásitos en 2,637

de ellas, con un IPS de 56.79% y un índice comparativo de parasitismo (ICP)

de 1.38. Entre los protozoos prevalecían E.coli, E.nana G.lamblia y

Iodamoeba. Entre los helmintos T.trichiura, seguido de A.lumbricoides,

E.vermicularis e H.nana. La prevalencia global de parasitismos intestinales

fue mayor en Tetuán y Larache que en Tánger.


39

En 1993 El Abdeloui D efectuó un examen coprológico de 710

muestras en el laboratorio Provincial del Jadida durante un periodo de 2 años.

La tasa de parasitación fue 0,1940 para protozoos y de 0,1518 para

helmintos. El índice de parasitación simple IPS fue 0,3412.

Bouhoum y Schwartzbrod en 1998 compararon los datos obtenidos

en 253 niños control no expuestos. El primer grupo de niños estaba más

parasitado por nematodes, con un índice de poliparasitismo (IPP) del 13%

frente a un 2% del control.

En 1999, Laamrani el Idrissi A y cols, llevaron a cabo un estudio en

las provincias de Taounate, Beni Mellal y Tizinit, en un total de 1682

individuos escogidos tanto en población urbana como rural. Los dos tercios

de los habitantes en zona rural estaban parasitados y un 50% de los que

vivian en zona urbana. Las amebas eran los parásitos

más frecuentes, seguidos por flagelados y helmintos.

Habbari K y cols (2000) en la provincia de Beni-Mellal estudiaron a

1343 niños, 740 de ellos de zonas donde se riega con residuales, el resto

controles no expuestos. La prevalencia global de parasitosis intestinales fue

del 50,8% en el primer grupo, frente a un 8,2% en el control. Los parásitos

hallados en orden de mayor a menor prevalencia fueron: E.histolytica,

G.intestinalis, A.lumbricoides, T.trichiura, E.vermicularis, H.nana y

T.saginata. Se encontró una prevalencia de ascariosis aproximadamente

cinco veces mayor entre los niños de las regiones de aguas residuales

afectadas en comparación con las regiones control. Las tasas de trichiurosis

no mostraron una diferencia estadísticamente significativa entre las aguas

impactadas y las regiones de control.

En 2001 El Fatni Hoummad realizó un estudio de 1003 muestras

coprológicas procedentes de tres provincias: Tetuan, Rabat y Marrakech. El

índice de parasitación simple en las tres provincias fue 56 en Tetúan, 40 en


40

Rabat y 47 en Marrakech, expresado en tanto por ciento. Se estudiaron las

tasas de parasitación comparativas entre áreas rurales y urbanas, por edades,

sexo, estación del año, etc. La parasitación intestinal globalmente resultó más

elevada en zonas rurales que en las urbanas, las personas de edad

comprendida entre 6 y 15 años fueron las más parasitadas. La parasitación

resultó más elevada en la población masculina y el verano fue la estación del

año con más parasitismos. Tetuan fue la provincia con tasa de infección por

helmintos más elevada, destacando un 21% de Trichuris que normalmente

apareció asociado a Ascaris. Es importante resaltar también la presencia de

Ancylostoma duodenale en 6 muestras en la provincia de Rabat.

En 2002 Amahmid O y cols analizaron muestras de una planta piloto

de estabilización de agua en Marrakech para detectar la presencia de quistes

de Giardia y los huevos de Ascaris. Se aislaron 2,8 x 10 3

quistes de

Giardia/l, a continuación 1,7 huevos de Ascaris/l. Los datos también indican

que las diferencias estacionales en las concentraciones de quistes de Giardia y

los huevos de Ascaris en las aguas negras, siendo más elevadas en los meses

de primavera y verano. En las aguas tratadas para consumo público no se

encontraron ni quistes de Giardia ni huevos de Ascaris. Al estudiar lo lechos

sedimentados y secos se encontraron a razón 1,3 x 10 3 quistes/g y 29,6

huevos /g.

En 2006 Tligui y Agoumi presentaron los resultados de un estudio

realizado de octubre a diciembre de 2004. Un total de 170 niños fueron

seleccionados al azar de una escuela primaria. Las muestras de heces de cada

niño fueron examinados para detectar la presencia de parásitos. Las edades de

los niños estaban entre 7 y 15 años, con una edad media de 10,3 ± 5, la

proporción de sexos fue de 0, 7. De las 170 muestras examinadas,

encontramos 97 positivo para la presencia de parásitos (prevalencia de

57,1%). Prevalencia de protozoos no patógenos fue de 46% mientras que la


41

de protozoos patógenos de 25,8%. Blastocystis hominis estuvo presente en 38

niños. Enterobius vermicularis e Hymenolepis nana se detectaron en el 4,1%

de las muestras examinadas. 14% asociaciones protozoo-protozoo se

encontraron y 2.9% asociaciones gusano-helminto. La edad de 10 a 12 años

fue la más afectada, (84,1%). 20 niños tenían síntomas clínicos.

También en el mismo año El Kettani S y cols. (2006) estudiaron el

riesgo de regar con aguas residuales no tratadas en Marruecos asociado a la

prevalencia de Giardia intestinalis. El trabajo se realizó sobre 214 personas

de edades comprendidas entre 28-19 años que vivían en zonas que riegan con

residuales los cultivos y 119 de edades entre 31-19 años de zonas no

expuestas a estos riegos. En la población expuesta la prevalencia de G.

intestinalis fue 11.7% comparado con el 2.5% en la población control. El

riesgo relativo fue de 4,6. Esta diferencia es estadísticamente significativa.

Los más afectados eran principalmente los niños de entre 3 y 14 años. El

contacto entre los miembros afectados fue evidente ya que el 50% eran

familias. Ascaris lumbricoides fue el helminto más frecuentemente

observado, con una prevalencia del 4,2%.

En 2009 El Guamri y cols. hicieron un estudio epidemiológico

restrospectivo de enteroparásitos en el Hospital Provincial Central El Idrissi

de Kenitra (Marruecos). Se analizaron 4.285 muestras de heces recogidas

entre 1996-2005 mediante examen coprológico. De las personas encuestadas,

606 de ellos fueron parasitados por una o más especies, un índice de

infección, de 14,15%. La amebas fueron las más frecuentes (47,04%), con

una prevalencia de E. histolytica fue de (23,74%). Siguieron flagelados

(28,79%), representados por Giardia intestinalis (22,71%), Trichomonas

intestinalis (5,49%) y Chilomastix mesnili (0,60%). Los helmintos se

encontraron menos. Ascaris lumbricoides fue común entre los helmintos

(11,87%), seguido de Trichuris trichiura (5,64%), Hymenolepis nana

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0399077X06000746

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=El%20Guamri%20Y%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=19297294




42

(2,68%), Enterobius vermicularis (2,08%), Taenia saginata (0,75%) y

Stronyloides stercoralis (0,45%).

En 2009 Elqaj M y cols. analizaron la prevalencia de parásitos

intestinales en una población infantil de zonas rurales pobres y escasa

higiene. El estudio transversal se llevó a cabo en una escuela primaria situada

en Douar Ouled Berjal, entre abril y junio 96 de 2007. Participaron 163

escolares (proporción de sexos hombre / mujer = 1,29 y edad media de 9,7

años). Cada niño se sometió a un examen de heces, incluyendo una revisión

El examen de heces fue macroscópico y microscópico en fresco y después

otro tras concentración. Los resultados mostraron una prevalencia global de

parásitos intestinales de 68,1%, con 36,94% de poliparasitismo. Se

identificaron los parásitos: Blastocystis hominis (56,44%), Giardia lamblia

(19%), Entamoeba coli (9,2%), Enterobius vermicularis (5,52%), Trichuris

trichiura (3,07%), Hymenolepis nana (2,45%), Entamoeba histolytica /

dispar (1,84%), Iodamoeba butschlii (1,84%), Ascaris lumbricoides (1,23%)

e Hymenolepis diminuta (0,61).

En 2010 Rahmouni H estudió enteroparásitos en 123 de escolares de

Rabat. El estudio se realizó durante un periodo de 4 meses. La tasa de

parasitación fue del 61,7% y el grupo más afectado el de edad comprendida

entre 12-14. No se observó diferencia estadística entre sexos. Los protozoos

aparecienron en el 57, 7% (n = 71) de los niños examinados. Los helmintos

estaban presentes en el 26% (n = 32) de los escolares. 36,4% de los niños

estaban multiparasitados.

En 2011 El Kouraibi S estudio los enteroparásitos de 70 mujeres

embarazadas en colaboración con el laboratorio de Parasitología y

ginecología del Hospital Mohammed V de Rabat. 46 mujeres estaban

parasitadas, por tanto una tasa de parasitación de 65,7% en comparación con

48,7% en mujeres no embarazadas. No se encontraron helmintos.


43

Las mujeres embarazadas afectadas de parásitos patógenos fueron 4.3%. 23

de las mujeres estaban multiparasitadas, 32.8% del total.

En 2012 Tagajdid R y cols. realizaron un estudio de incidencia y

prevalencia de parásitos intestinales durante un período de cinco meses en

escolares de la ciudad de Salé (Marruecos). La recolección de las muestras

fecales se realizó durante tres días. Durante el período de estudio, se

incluyeron 123 escolares. Setenta y seis niños (61,7%) estaban infectados con

parásitos intestinales. El grupo de edad 12-14 años fue el más afectado. Los

protozoos se encontraron en 57,7% (N = 71) de los niños examinados. Las

amebas fueron predominantes. Los helmintos estaban presentes en el 26% (N

= 32) de los escolares. Cuarenta y cinco (36,6%) de los niños estaban

multiparasitados. Este trabajo indica la importancia de los enteroparásitos en

la salud de los niños y su asociación a desnutrición, por lo que se hace

imprescindible su prevención y control.

1.3. Giardia, un enteropatógeno muy frecuente

1.3.1. Algunos datos epidemiológicos

Giardia es uno de los parásitos intestinales más comunes en humanos.

Aproximadamente 200 millones de personas en Asia, África y Latino

América manifiestan afección sintomática, pero la giardiosis asintomática es

mucho más frecuente, especialmente en países en vías de desarrollo (Feng y

Xiao, 2011). Giardia es también un enteroparásito común en animales

domésticos (perros, gastos, ovejas, vacas, cerdos, caballos, cabras) y en

multitud de animales salvajes, incluidos pájaros y mamíferos marinos

(Plutzer y cols. 2010).

La giardiosis constituye un problema de salud pública mundial, por

ser Giardia uno de los parásitos intestinales más prevalentes, por su

capacidad para desencadenar brotes epidémicos y por los graves trastornos

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=Tagajdid%20R%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21336652


44

físicos y cognitivos que ocasiona en niños. Tampoco podemos olvidar su

importancia en veterinaria.

En Europa los datos más recientes de prevalencia de giadiosis en

seres humanos oscilan entre el 1% y el 17% (De Wit y cols. 2001; Almeida y

cols. 2006; Karanis y Ey, 1998; Horman y cols. 2004; Bajer, 2008; Davies y

cols. 2009; Berrilli y cols. 2006; Spinelli, 2006, y Geurden y cols. 2009). En

Estados Unidos y Canadá está considerado como el parásito entérico más

prevalente (Mandell G, 2002; Church y cols. 2010) y alrededor del 15% de la

población rural de América Latina presenta dicha afección (Atías y Neghme,

1996; Acuña y cols. 1999). En Australia y Nueva Zelanda se estima en 7.6%

la prevalencia en los últimos estudios epidemiológicos realizados (Learmonth

y cols. 2003; Read y cols. 2002).

Giardia no se considera un parásitos oportunista, así en pacientes

inmunodeprimidos como los afectados por HIV se han publicado

prevalencias similares a las de personas normales, por ejemplo de 3.5%-6.2%

en Italia (Giangaspero y cols. 2007), 3.1% en Irán (Daryani y cols. 2009),

6.6% en Arabia Saudí (Al-Megrin, 2010) y 13.9% en Francia (Oksenhendler,

2008). Solo de forma ocasional en zonas pobres de países en vías de

desarrollo o de países desarrollados. Así se han indicado alta prevalencia

(42.9%) en Italia en la pequeña comunidad pobre de Rom (Marangi y cols.

2010).

Es evidente que la giardiosis es más frecuente en países en vías de

desarrollo, donde las condiciones higienico sanitarias son más deficientes. En

países asiáticos (Banglades, Camboya, China, Laos, Indonesia, India, Nepal,

Malasia, Filipinas, Tailandia, Vietnan), norte de América (Cuba, México y

Nicaragua), Sudamérica (Argentina, Brasil, Colombia o Perú), y África la

prevalencia de Giardia oscila entre 4-73% (Feng y Xiao, 2011; Madhumita y

cols. 2014; Puebla JL, 2014). Lo normal en estos países es que esté por


45

encima del 30%. Los datos más elevado, 73.4%, se han reportado en Nepal

(Easow y cols. 2005). La mayoría de estos datos corresponden a estudios

realizados en niños, siendo la población infantil la más afectada por Giardia,

especialmente los niños de guarderías y escuelas en los primeros años. No

solo son más suceptibles a la infección por sus actividades y juegos sino

también por la inmadurez de su sistema inmunológico, por lo que se reifectan

continuamente. Un cierto grado de inmunodepresión también afecta a las

mujeres embarazadas y en este caso hay un estudio específico sobre el tema

realizado en México en que se estiman 25.1% de mujeres infectadas por

Giardia spp. (Rodriguez-García y cols. 2002).

Los quistes de Giardia se transmiten por vía fecal-oral, tanto directa

como indirectamente. La giardiosis puede transmitirse como antroponosis o

como zoonosis. El agua de bebida, residual o recreacional puede consituir

una vía de infección al igual que los alimientos contaminados con quistes;

productos normalmente de consumo en crudo como vegetales, fruta,

moluscos bivalvos u otros alimentos que se han contaminado a través de

agua, artrópodos o manipuladores de alimentos (Plutzer y cols. 2010).

Aunque la mayoría de los casos de giardiosis ocurren de forma

esporádica, también se han producido múltiples brotes epidémicos por este

parásito. Al menos se han producido 132 brotes por Giardia a través del

agua desde 1954 en todo el mundo (Karanis y cols. 2011). De ellos 104 se

han relacionado con agua de bebida, 18 con aguas recreacionales y 10 con

viajeros al extranjero. El número de casos en cada brote varió hasta un

número máximo de 50.000 personas. La mayoría de los brotes publicados se

han producido en Norteamérica y Europa posiblemente porque disponen de

mejores sistemas de vigilancia y presentación de informes que en otros

lugares. También se producido algunos brotes por alimentos contaminados

asociados con hielo, vegetales o alimentos contaminados por manipuladores


46

(Yoder y cols. 2010). Brotes persona a persona se han producido también en

niños en guarderías (Ang L, 2000). Pocos brotes se han identificado de

animales a personas, solo dos. Uno de ellos por consumo de punding

contaminado con heces de roedores y otro por consumo de sopa hecha con

tripas de oveja afectada de giardiosis (Smith y cols. 2006).

1.3.2. Taxonomía y epidemiología molecular

Giardia es un protozoo perteneciente al Phylum Sarcomastigophora,

Subphylum Mastigophora, Clase Zoomastigophorea, Orden Diplomonadida y

Familia Hexamitidae (Morrison y cols. 2007).


47

Tabla 2. Especies y ensamblajes de Giardia

a Nombres de especies recientemente propuestas (Thompson y Monis, 2004;

Thompson y cols. 2008; Monis y cols. 2009)

Especies

Hospedadores

G. agilis (Kunstler, 1882) Anfibios

G. ardeae (Noller, 1920) Aves

G. microti (Benson, 1908) Roedores

G. muris (Benson, 1908) Ratas y topos

G. psittaci (Erlandsen y Bemrick,

1987)

Aves

G. varani (Lavier, 1923) Reptiles

G. duodenalis (Davaine, 1875):

Ensamblajes A-H

Ensamblage A (=G. duodenalis sensu

strictoa)

- Subensamblajes AI-AIV

Humanos, primates no humanos,

rumiantes domésticos y salvajes,

alpacas, cerdos, caballos, cánidos

domésticos y salvajes, gatos,

roedores, marsupiales, hurones y

otros mamíferos (incluso marinos)

Ensamblage B (=G. entéricaa)

- Subensamblages BI-BIV

Humanos, primates no humanos,

vacas, perros, caballos, conejos,

ratas, castores y mamíferos marinos

Ensamblaje C (=G. canisa) Cánidos domésticos y salvajes

Ensamblaje D (=G. canisa) Cánidos domésticos y salvajes

Ensamblaje E (= G. bovisa) Rumiantes domésticos y cerdos

Ensamblaje F (=G. catia) Gatos

Ensamblaje G (=G. simondia) Ratones y ratas

Ensamblaje H Animales marinos


48

Actualmente se aceptan 6 especies de Giardia: G. agilis, G. ardeae, G.

microti, G. muris, G. psittaci y G. duodenalis (G. intestinalis, G. lamblia). La

Tabla 2 muestra las especies y ensamblajes de Giardia. De todas las especies

de Giardia solamente G. duodenalis (G. intestinalis o G. lamblia) parasita a

seres humanos. Aunque a nivel médico se ha empleado durante mucho

tiempo el término G. lamblia para designar a la especie que afecta al hombre,

numerosos estudios genéticos han demostrado que la misma especie está

presente en el hombre y un amplio rango de mamíferos y que no existen

bases taxonómicas para el uso del término G. lamblia en humanos. De igual

forma el Código Internacional de Nomenclatura Zoológica no indica esto

tampoco, por lo que pueden emplearse indistintamente los términos G.

lamblia, G. duodenalis y G. intestinalis (Feng and Xiao, 2011).

G. duodenalis es la única especie que parasita al hombre pero también

se ha encontrado en muchos animales, tanto domésticos como salvajes, que

actúan como reservorios. Actualmente, y gracias a una considerable cantidad

de datos, G. duodenalis se considera como una especie compleja dividida en

8 grupos genéticos o ensamblajes, A-H, (Tabla 2). Esta subdivisión tiene

bases genéticas esencialmente. Gracias a una variedad de técnicas

moleculares tales como la PCR-RFLP, PCR múltiple o PCR a tiempo real se

ha realizado el análisis filogenético de la secuencia de nucleótidos de

diferentes genes tales como la glutamato deshidrogenasa (gdh), triosafosfato

isomerasa (tpi), β–giardina (bg), SSUrRNA, 18SrDNA y factor de elongación

1 α (ef 1 α), (Elegio y cols. 2008; Babaei y cols. 2008; Almeida y cols. 2010).

Los ensamblajes A y B se han encontrado en humanos, animales domésticos

(ovejas, cabras, cerdos, caballos, vacas, perros y gatos) y ciertas especies de

animales salvajes, incluyendo mamíferos marinos (Plutzer y cols. 2010). Los

ensamblajes A y B se dividen a su vez en subensamblajes en bases a los

mismos análisis filogenéticos. De tal forma que el ensamblaje A se divide en


49

AI, AII, AIII y AIV y el ensamblaje B en BI, BII, BIII y BIV (Ryan y

Caccio, 2013). El resto de los ensamblajes C-H se han aislado de animales,

(Tabla 2).

Un análisis por PCR de 4.000 aislados Giardia duodenalis de heces

humanas, de diferentes localizaciones geográficas, demostró que casi de

forma exclusiva los ensamblajes A y B son los que está asociados con

giardiosis humana (Feng y Xiao, 2011). La distribución de estos dos

ensamblages varía incluso dentro del mismo país, pero el ensamblaje B

parece ser más común que el A tanto en países desarrollados como en los que

están en vías de desarrollo (Ryan y Caccio. 2013). También parece ser que

los subensamblajes AI y AII así como los BIII y BIV son habituales en

personas mientras que los demás se encuentran fundamentalmente en

animales (Monis y cols. 2009; Ryan y Caccio. 2013). De todos ello el AI

parece ser que es el que tiene mayor carácter zoonótico (Thompson, 2004).

En cualquier caso, hay también algunas publicaciones que indican la

existencia de los ensamblajes considerados de animales en personas. Así los

ensamblajes específicos de cánidos (C y D) se han encontrado en humanos en

Tailandia (Traub y cols. 2009), ensamblaje F en Etiopía (Giangaspero y cols.

2007), ensamblaje E en Egipto (Foronda y cols. 2008) y ensamblajes C, D y

F en Europa (Sprong y cols. 2009). De todas formas, estos trabajos son

puntuales y se ponen en duda las técnicas empleadas en algunos de ellos

(Feng y Xiao, 2011). También es interesante considerar que las infecciones

mixtas con varios ensamblajes son habituales, sobre todo en los países en

vías de desarrollo (Ryan y Caccio. 2013).

Aunque actualmente se sigue esta nomenclatura taxonómica existe

una gran controversia al respecto, con la idea de modificarla. Esto se debe a

la gran distancia genética que existe entre unos ensamblajes y otros, y a que

esta coincide con la especificidad de hospedador. Por eso se está proponiendo


50

adoptar los nombres de G. duodenalis para el ensamblage A, G. enterica para

el ensamblaje B, G. canis para los ensamblajes C y D, G. bovis para el

ensamblaje E, G. cati para el ensamblaje F y G. simondi para el ensamblaje

G. No se ha propuesto ningún nombre para el ensamblaje H (Feng and Xiao,

2011; Ryan y Caccio, 2013). En cualquier caso estas especies necesitarían ser

redescritas y sus nombres validados de acuerdo a datos biológicos y

moleculares de acuerdo al Código de Nomenclatura Zoológica antes de poder

ser aceptadas como especies.

Material y Métodos

51

2. MATERIAL Y MÉTODOS

2. 1. Introducción

Hemos realizado un estudio epidemiológico en escolares de la provincia

de Tetuán (Marruecos) tanto en zonas rurales como urbanas. La mayoría de

las muestras corresponden a los barrios situados dentro de la ciudad y los

pueblos de los alrededores. El objetivo de este estudio es conocer la

prevalencia de los enteroparásitos, especialmente los patógenos, de esta

población para que a los niños enfermos se les prescriba el tratamiento

adecuado en vías a adoptar medidas de prevención y control.

Al diagnosticar a Giardia como el patógeno más frecuente en los

niños analizados, hemos querido contribuir al conocimiento de la

epidemiología molecular de la giardiosis, llevando a cabo el primer estudio

de caracterización molecular de Giardia realizado en Marruecos

2.2. Ubicación del estudio: lugar y población

Este estudio se ha llevado muestreando niños de Tetuán (Marruecos)

por lo que vamos a describir brevemente esta provincia

2.2.1. Descripción de la provincia de Tetuán

Tetuán es una ciudad del norte de Marruecos, ubicada en las

proximidades del mar Mediterráneo, limita al sur por la provincia de Larache,

al este por la provincia de Chefchauen y al oeste por la Wilaya de Tanger.

Esta provincia se extiende sobre un área geográfica caracterizada por paisajes

montañosos, el lado oeste de la cadena rifeña tiene topografía muy

accidentada, a excepción de ciertas zonas que tienen un relieve poco elevado

y algunas llanuras mediterráneas: Martil, Anjra, Ouedlou, Mallallin, Smir y

Negro .

http://es.wikipedia.org/wiki/Marruecos

http://es.wikipedia.org/wiki/Mar_Mediterr%C3%A1neo

Material y Métodos

52

Se superficie es de 3.242 km, o sea el 31.25% de la superficie total de

la Wilaya de Tetuán, su clima se caracteriza por la existencia de dos

estaciones diferentes una estación lluviosa y húmeda del mes de octubre

hasta el mes de abril, y otra seca del mes de mayo al mes de septiembre. Las

precipitaciones son variables y la temperatura está influenciada por la acción

del mar Mediterráneo y el Océano Atlántico.

Es una zona de clima mediterráneo y las temperaturas dan un clima

bastante dulce con períodos muy cálidos durante los meses de julio y agosto

(28.3ºC a 32.9ºC) y también periodos muy fríos durante los meses de enero y

febrero (5.3ºC a 8.6 ºC).

La provincia de Tetuán está atravesada por muchos ríos, entre los

principales el de Martil y Ouedlaou cuyo caudal varia de 15 a 70 l /s. Existen

tres embalses de agua de grandes dimensiones y más de 1.306 fuentes de

agua, 70 importantes, que permiten la irrigación de una superficie del orden

de 8.630 ha.

La provincia o Wilaya de Tetuán tiene 725.000 habitantes (2006), el

75% de las aguas residuales urbanas se recogen en el río de Martil llegando

al mar a unos 8 km al este de la ciudad. El resto se descarga en pozos u otros

sistemas autónomos.

El río es el depositario principal de las aguas residuales domésticas de

Tetuán. Estas aguas no son tratadas. Sin embargo, en el contexto del derecho

al saneamiento en la ciudad de Tetuán, ha entrado una empresa francesa

llamada Amendis que está construyendo una planta de tratamiento de aguas

residuales cerca del largo río.

En el centro de la ciudad de Tetuán la población presenta un nivel

socioeconómico medio, con buenas condiciones higiénicas, agua potable y

todo el material necesario para vivir, además el sistema sanitario es adecuado

Material y Métodos

53

con la presencia de hospitales privados y un hospital civil grande que se

llama Hospital Saniate Armal.

En las infraestructuras de la ciudad, encontramos canales de

alcantarillado, contenedores de basura, máquinas de limpieza de calles y

están reguladas carreteras y aceras. Todas estas mejoras se están realizando

por la empresa francesa de agua y luz Amendis, asociada con el gobierno de

Marruecos, aunque se ha producido un gran aumento en las tasas de luz y

agua.

Los barrios urbanos donde hemos muestreado son Boujarah, El

Barrios, Ajbal Darsa, Jamaa El Mazouak y Kuelma. En ellos se han

muestreado los colegios 18 Novembre, Ahmed al Bakal, Ahmed Zaouak,

Mouhamed Ben Abdelkarim El Khattabi, Maghrrib El Arrabi y El Fakih

Tanji. Estos colegios están situados en las zonas más o menos altas,

montañosas, menos la zona de Kuelma.

En estos colegios no tienen comedores pero hay algunas ayudas para

los niños que las necesitan. La mayoría de los padres son más o menos

analfabetos.

El nivel de la vida es medio-bajo, con falta de condiciones higiénicas,

en algunas zonas faltan los servicios en las casas y el agua potable. Las aguas

residuales contaminan los acuíferos o las fuentes de agua de consumo. En

estos barrios el sistema sanitario es escaso. Están alejados del centro de

Tetuán y en algunos existen centros de salud pero están alejados de los

hospitales. Existen mayormente bloques de edificios y las mascotas

conviven con las familias dentro o fuera de las casas, ya que poseen perros,

gatos, ovejas, vacas, cerdos, cabras, burros etc…

En los barrios rurales (Ben Karrich, El Mellalyène, Azla, Souk el

Kadim) los colegios muestreados son Ben Karrich, El Mellalyène, Azla y

Material y Métodos

54

Bounazal. La mayoría son zonas montañosas menos la zona de Azla que está

situada en el mar.

Estos barrios, están formados por casas que han sido construidas por

sus propietarios con cemento, adobe o ladrillo, y están más o menos dispersas

unas respecto de las otras.

En algunos de estos colegios hay comedores que preparan la comida

para repartirla a los niños. Estos comedores hacen una gran labor social para

los niños más pobres y para los que viven lejos de sus casas. La mayoría de

los padres son analfabetos o tienen escasísima cultura. El nivel de vida es

bajo, con ausencia de condiciones higiénicas, agua no potable, beben agua

del pozo no tratada o agua del grifo pero está contaminado con los acuíferos,

y el hacinamiento en las viviendas es frecuente. La mayoría de la población

rural no tiene sanitarios y defecan en áreas próximas a sus viviendas. Al no

existir cultura higiénica la contaminación de los alimentos es elevada por

moscas, manipulación inadecuada, riego de verduras con aguas negras y

consumo de aguas no tratadas, etc.. En definitiva, la sanidad no está a la

altura deseada. Los hospitales en la zona son escasos solo hay algún centro

de salud bastante deficiente. Las personas que viven en la zona rural no

tienen un acceso fácil al agua potable y algunas personas lavan sus platos y

ropa, en canales o ríos que se contaminan fácilmente. El contacto con

animales domésticos es frecuente y las condiciones de vida de los niños en

estas zonas son higiénicamente muy deficientes.

Material y Métodos

55

Fig. 1. Mapa de Marruecos

2.2.2. Población estudiada

En zonas urbanas de Tetuán se realizó el estudio de parásitos

intestinales en los escolares de los colegios ya mencionados que cuentan con

el siguiente número de alumnos:

Material y Métodos

56

Barrio Boujarah

- Colegio 18 de Novembre: 1205 alumnos

El Barrios

- Ahmed Al Zaouk: 560 alumnos

Barrio Ajbal Darsa

- Ahmad Al Bakal: 1382 alumnos

Barrio Jamaa El Mazouak

- Maghrrib El Arrabi: 1000 alumnos

- Mouhamed Ben Abdelkarim El Khattabi: 1293 alumnos

Barrio Kuelma

- El Fakih Tanji: 964 alumnos

En la zonas rurales los colegios estudiados han sido:

Barrio Mellalyéne

- Mellalyéne: 212 alumnos

Barrio Ben Karrich

- Ben Karrich: 463 alumnos

Barrio Azla

- Azla: 247 alumnos

Barrio Souk el Kadim

- Bounzal: 168 alumnos

Material y Métodos

57

Fig. 2. Mapa de Tetúan con sus barrios

Material y Métodos

58

2.3. Fases del estudio

2.3.1. Visitas a los colegios

Previo al muestreo se concertaron citas con los responsables de los

colegios, profesores y director de cada colegio con el objetivo fundamental

de conocer las zonas de estudio y a las personas que colaborarían en el

mismo.

Gracias a esta primera toma de contacto se pudieron conocer las

características de la población de cada barrio y la realidad de cada colegio.

Así se obtuvo información lo más detallada posible sobre la población:

actividades profesionales, nivel socioeconómico, sanitario y cultural, así

como de las principales enfermedades que afectan habitualmente a niños y

adultos. También fue interesante conocer detalles imprescindibles como la

fuente de obtención de agua potable, la existencia o inexistencia de redes de

distribución de agua y alcantarillado, el tipo de alimentación, los hábitos

higiénicos, el contacto con animales, el tipo y condiciones de las viviendas y

de los colegios etc..

Como es lógico, uno de los puntos más importantes fue adquirir

información sobre las enfermedades más frecuentes en la población de estos

distritos tanto a nivel general como en los niños. Consultamos todos los

aspectos relacionados con el sistema sanitario y el grado de familiarización

de la población con los parásitos intestinales y el control de los mismos.

2.3.2. Fichas identificativas.

Se diseñaron unas fichas identificativas que a la vez contenían una

pequeña encuesta socioeconómica para ser cumplimentadas por los niños o

sus padres (Fig. 1) con los siguientes datos: nombre, edad, sexo, peso, talla,

enfermedades padecidas, forma de abastecimiento de agua y eliminación de

desechos humanos y presencia de animales en casa. El peso y la talla se

rellenaron en el colegio, ya que cada niño al entregar la muestra fecal fue

Material y Métodos

59

pesado y medido. Al final la ficha quedaba cumplimentada con el diagnóstico

parasitológico y el tratamiento recomendado, (con indicación del principio

activo). Las fichas de los niños parasitados se remitieron directamente del

colegio al centro de salud para que los médicos les proporcionaran el

tratamiento o les dijeran cual era para comprarlo.

Fig. 3. Ficha identificativa personal

2.3.3. Estudio del peso y talla.

Todos los niños fueron pesados y medidos mediante báscula portátil (±

100 g), con tallímetro adaptado (± 0.1 cm). Las medidas se llevaron a cabo

con el niño en posición erecta de manera que su espalda, nalgas y talones,

Ficha identificativa del alumno/a

Nombre:_______________________________________________Edad

:___________

Sexo:_______________Peso:_______________Talla:____________

____________

Enfermedades (en

curso/padecidas):____________________________________

Tipo de

vivienda__________________________________________________

____

Indique de donde toma el agua para

beber:_____________________________

Indique si tiene servicios

sanitarios:________________________________

¿Tiene animales en

casa?______________________________________________

Diagnóstico

parasitológico:___________________________________________

__________________________________________________________

____________

Tratamiento (principio

activo):_______________________________________

Material y Métodos

60

permanecieran en contacto con el tallímetro y que la cabeza estuviera

siguiendo el plano horizontal, con el objeto de lograr una correcta posición

cefálica durante las mediciones.

2.3.4. Diagnóstico coprológico

2.3.4.1. Recogida de las muestras fecales

A cada niño se le hizo entrega de un contenedor estéril de plástico de 50

ml de capacidad etiquetado para indicar nombre, edad y curso escolar.

Simultáneamente se le dieron las fichas identificativas para que rellenaran los

datos correspondientes. La entrega de los contenedores se centralizó en los

colegios. Se indicó la necesidad de la entrega de la muestra fecal a la mayor

brevedad posible y se fijó una fecha máxima de entrega. A la entrega de la

muestra fecal se solicitó la ficha identificativa para que pudiera terminar de

rellenarse. A la recogida de las muestras se les fue adicionando a cada una de

ellas dicromato potásico al 2.5% y se conservaron a 4ºC hasta su traslado al

Departamento de Parasitología de la Facultad de Ciencias de la Universidad

de Granada, donde fueron analizadas. El muestreo de heces se llevó a cabo

desde octubre de 2009 a julio de 2012. Se realizó un muestreo estacional para

poder analizar las posibles variaciones que podían manifestar algunos

parásitos.

2.3.4.2. Procesamiento y análisis coprológico de las muestras fecales

A) Examen macroscópico de las muestras

Se realizó a simple vista, observando y registrando los caracteres

organolépticos que pudieran dar pistas de posibles patologías: consistencia,

color, presencia de mucus, grasa, sangre, restos alimenticios mal digeridos e

incluso la eventual presencia de helmintos (enteros o partes de ellos).

Material y Métodos

61

B) Examen microscópico de las muestras

Tras la observación macroscópica todas las muestras se observaron al

microscopio óptico a la mayor brevedad posible. En primer lugar mediante

un examen directo y posteriormente tras concentración.

B.1. Examen directo

El fundamento del examen directo microscópico, es buscar la presencia

de formas evolutivas de parásitos de tamaño microscópico: trofozoítos y

quistes de protozoos, así como larvas o huevos de helmintos.

Para ello se colocamos en una lámina portaobjetos una porción de heces

de 2 a 3 mm. de diámetro de la muestra fecal, que se diluyó con solución

yodo-yodurada de lugol, con lo que simultáneamente se efectuó una tinción

con yodo que ayudó a diferenciar caracteres. Se cubrió con una laminilla

cubreobjetos y se observó al microscopio óptico a 10, 40 y 100x. Otra

porción de la muestra, conservada en dicromato potásico al 2.5%, fue

observada directamente con el mismo microscopio con idénticos aumentos.

B.2. Examen tras concentración

Pasamos a exponer las técnicas de concentración más

frecuentes empleadas.

Para realizar cualquiera de estas técnicas previamente se la

lavaron las muestras fecales varias veces con agua mediante

centrifugación a 3.000 r.p.m durante 10 minutos al objeto de eliminar

el dicromato potásico, y por último se filtraron por una gasa doble.

Material y Métodos

62

B.2.1. Métodos de concentración por sedimentación

Método de sedimentación rápida.

Esta técnica se base en la gravidez de los huevos. Por su tamaño y

peso sedimentan rápidamente cuando se suspenden en agua.

Se realiza en base al siguiente procedimiento: homogeneizar bien 10 a

20 ml de muestra fecal. Colocar un colador y dos capas de gasa en la abertura

del vaso y a través de ella, filtrar la muestra.

Se retira el colador y se llena la copa con agua filtrada hasta 1 cm debajo

del borde y se deja sedimentar la muestra durante 30 minutos. Decantar las

2/3 partes del contenido de la copa o vaso y agregar nuevamente agua.

Repetir los pasos anteriores cada 5 a 10 minutos por 3 ó 4 veces, hasta

que el sobrenadante quede limpio. Transferir el sedimento a una placa Petri y

observar al microscopio.

B.2.2. Métodos de concentración por flotación.

Método de Fülleborn

Esta técnica se base en la flotación de quistes, ooquistes y huevos de

parásitos en una solución saturada de NaCl que posee mayor densidad que

ellos.

Para ello hay que: mezclar la muestra a analizar con 50 ml de solución

de Fülleborn. Filtrar por doble capa de gasa en colador y a través de embudo

recoger el filtrado en el tubo de ensayo llenando hasta formar un menisco. Se

deja reposar 30 minutos y con la ayuda del asa de platino, tomar una muestra

de la superficie del menisco y colocarla en una lámina portaobjeto, agregar

lugol, cubrir con laminilla y observar al microscopio a 10, 40 y 100x.

El inconveniente que tiene esta técnica es que si las heces tienen gran

cantidad de grasa, esta flota en la superficie y cubre la capa acuosa donde

Material y Métodos

63

pueden estar los huevos o quistes. Tampoco se obtienen buenos resultados

con los huevos operculados o los huevos infértiles de Ascaris lumbricoides

que pueden deformarse e impedir su identificación.

Método de flotación de Willis

Se basa en la flotación de quistes, ooquistes y huevos de parásitos en una

solución saturada de NaCl que posee mayor densidad que ellos, pero en este

caso para la toma de muestra tras la concentración no se usa asa de platino,

en su lugar, se aplica una laminilla cubreobjetos.

El procedimiento es similar al método de Fülleborn explicado

anteriormente, salvo que en lugar de usar asa de platino para tomar una

muestra de la superficie del menisco; se coloca sobre éste, una lámina

cubreobjetos dejándolo reposar de 10 a 15 minutos.

Pasado este tiempo, se levanta con cuidado el cubreobjetos y se coloca

sobre un portaobjetos. Observar al microscopio inmediatamente a 10, 40 y

100x, ya que la preparación se seca rápidamente.

B.2.3. Método mixto o de centrifugación-flotación

Método de Faust

Consiste en concentrar huevos y quistes mediante el empleo de sulfato

de zinc. Para ello la técnica consiste en preparar una solución de sulfato de

zinc al 33% en agua. Después se centrifuga la muestra en agua solo una vez a

2.500 r.m.p durante 10 minutos, decantar el sobrenadante y tomar el

sedimento. A continuación hay que coger 1,5 ml de muestra y añadir 5 ml de

sulfato de zinc y agitar hasta resuspender, luego centrifugar la muestra a

1.500 r.m.p durante 5 minutos. Recoger la parte superior del sobrenadante

donde están los parásitos, montarla entre porta y cubre y llevarla a

observación al microscopio.

Material y Métodos

64

Método de Ritchie (centrifugación con formol-éter)

El fundamento de esta técnica se base en la concentración de quistes y

huevos por sedimentación mediante centrifugación y flotación con la ayuda

de formol y éter para separar y visualizar los parásitos.

Para realizar esta técnica el filtrado obtenido de la muestra fecal

pasada por la gasa se centrifuga 2 minutos a 3.000 r.m.p, luego se decanta el

sobrenadante y si el líquido obtenido es muy turbio hay que volver a lavar el

sedimento con agua destilada. Una vez hecho esto al sedimento obtenido se

le añaden dos partes de formol al 10% y una parte de éter, luego tapamos el

tubo y mesclamos vigorosamente hasta obtener un solución homogénea que

dejamos reposar en poco. A continuación se centrifuga a 2000 r.m.p durante

3 minutos. Se observan cuatro capas en el tubo, una del éter, la segunda de

restos, la tercera del formol y la última es un sedimento donde se encuentran

los parásitos. Hay que desechar el sobrenadante procurando no arrastrar el

sedimento del fondo que contendrá el concentrado de párasitos. Añadimos

una gota del lugol y mezclamos, colocamos un cubreobjetos y observamos en

el microscopio 10x y 40x .

Método de Telemann

El fundamento de esta técnica se base en la concentración de quistes y

huevos por sedimentación mediante centrifugación y flotación con la ayuda

de xilol y éter.

Para realizarlas se toma 2-3 ml de la dilución fecal realizada

previamente y se colocan en un tubo de centrífuga. A cada tubo se añade un

volumen de éter igual a la suspensión fecal colocada. Se cierra con tapón de

caucho y se agita vigorosamente para poner en contacto la fase acuosa y la

fase etérea. En esta agitación se forman gases, por lo que a intervalos de

Material y Métodos

65

tiempo se ha de destapar el tubo con cuidado para liberarlos. Después se

centrifugar a 1.500/ 2.000 rpm durante unos 3 minutos. Despegamos el

coágulo de las paredes del tubo mediante la varilla de vídrio y decantar

rápidamente todo el sobrenadante, procurando no arrastrar el sedimento.

Añadir al sedimento una gota de solución 0.1 N de NaOH y mezclar bien

para tomar con la pipeta una muestra del sedimento y colocarla entre porta y

cubre para ser observada al microscopio.

B.2.4. Método Kato o método de concentración por

tamizado

Consiste en el aclaramiento de las heces con el uso de glicerina, que

permite preparar una capa transparente y observar las formas parasitarias.

Se realiza tamizando 1g de la muestra de heces a través de gasa, nylon o

malla metálica. Se extiende el tamizado sobre el portaobjetos y se cubre con

la laminilla impregnada en glicerina. Comprimimos la muestra durante 30

min. y secamos el exceso de glicerina. Así ya queda lista para su observación

al microscopio

B.2.5. Método de Baermann (Método de concentración por

migración)

Se trata de un método de enriquecimiento específico para las larvas de

primér estadio de nematodes broncopulmonares, larvas de tercer estadio de

nematodes gastrointestinales y nematodes del suelo (no patógenos). Se basa

en el hidrotropismo de las larvas vivas, que abandonan las materias fecales si

existe agua alrededor, y se concentran por sedimentación.

La técnica consiste en llenar el embudo con agua previamente

calentada a 40ºC de tal manera que la malla y la gasa se mojen. Colocar la

materia fecal sobre la malla y la gasa, dejar reposar durante 2 horas para que

Material y Métodos

66

las larvas pasen al agua del embudo. Pasadas las 2 horas se abre la pinza, se

deja salir el agua y se recibe en 2 tubos de ensayo y se centrifuga el líquido

durante 1 min a 2000 r.p.m. Tomar una muestra del sedimento y colocarla

entre porta y cubreobjetos. Examinar al microscopio con 10x y

posteriormente con 40 x.

B. 3. Examen microscópico tras tinción permanente

En muchas ocasiones sin la ayuda de tinciones, se vuelve muy

complicado hacer un diagnóstico acertado de los parásitos presentes en la

muestra y, más aun, diferenciar algunas estructuras de los mismos que nos

permitan identificarlos. Para tal fin, se hace uso de colorantes a través de

distintos métodos de coloración que según el parásito y la forma evolutiva del

mismo, será de un tipo u otro. En nuestro estudio, los métodos de coloración

aplicados han sido tres: Método de Ziehl-Neelsen modificado o Kinyoun,

hematoxilina férrica y tinción con Giemsa.

Preparación del frotis fecal

Previamente a la aplicación de los colorantes, se hace necesario realizar

un frotis fecal. Para ello, las heces se lavan varias veces con agua, y sin

contener dicromato potásico se diluyen en un poco de solución salina

fisiológica. Sobre una lámina portaobjetos desengrasado, con ayuda de una

pipeta Pasteur se coloca una gota de la suspensión de heces y se hace una

extensión. Para la fijación del frotis, éste se deja secar a temperatura

ambiente y se aplica fijador. En nuestro caso el fijador aplicado fue metanol

absoluto, cuyo tiempo de aplicación varió según el método de coloración

aplicado.

Material y Métodos

67

Métodos de Ziehl-Neelsen modificado o Kinyoun

Se basa en el comportamiento ácido-alcohol-resistente de la cubierta

de algunos parásitos como Isospora y Cryptosporidium, los cuales se tiñen de

rojo y destacan sobre un fondo verde o azul, dependiendo del colorante de

contraste usado.

Para realizar esta tinción se prepara el frotis fecal y se fija con metanol

durante 5 minutos, tras lo cual se deja secar. Una vez seca se cubre la

preparación con fucsina fenicada durante 15 minutos, mejor en estufa a

37ºC. Se lava con agua y se cubre con azul de metileno por 5 minutos, se

vuelve a lavar con agua y dejar secar, se procede a observar al microscopio

con objetivo de inmersión.

Tinción con hematoxilina férrica de Heidenhain

Método clásico para colorear e identificar estadios de protozoos

principalmente amebas y flagelados comunes en heces del humano, sobre

todo cuando sólo hay trofozoítos y las infecciones son mixtas.

Se prepara un set de placas Petri con los reactivos correspondientes. Una

vez realizado el frotis con la muestra fecal y secado, éste se pasa por solución

de Schaudinn durante 3 a 5 minutos. Seguidamente se pasa por alcohol al

70% más 1 a 2 gotas de tintura de yodo durante 5 minutos; posteriormente

por alcohol al 50% por 5 minutos y pasar por agua corriente de 5 a 10

minutos. Se somete a la solución mordiente al 2% de 5 a 10 minutos y se

enjuaga con agua corriente. Tras someter el frotis al mordiente se aplica el

colorante durante 5 a 10 minutos. Lavar con agua corriente y pasar por una

segunda solución mordiente para decolorar. Se lava con agua corriente

durante 10 minutos y posteriormente se deshidrata pasando por alcohol al

70%, 85%, 95% y absoluto, de 10 a 15 minutos cada uno. Aclarar con xilol,

montar con bálsamo de Canadá y observar la microscopio a 100x. El

Material y Métodos

68

citoplasma de los parásitos se observan de color azul oscuro y los núcleos de

color morado intenso a negruzco.

Debido a la laboriosidad del método y a la cantidad de reactivos

empleados, sólo se aplicó dicho método cuando la identificación de

determinada amebas fue dudosa mediante el examen directo con lugol.

Tinción con Giemsa

Se basa en la capacidad del colorante Giemsa para teñir de color

fucsia los componentes ácidos de los parásitos y de color azul los que tienen

carácter básico. Esto se debe a que este colorante está formado por eosina

(tiñe los componentes ácidos) y azul de metileno (tiñe los componentes

básicos).

La técnica se realiza tiñendo un frotis fecal previamente fijado con

metanol y seco. El colorante Giemsa se diluye al 10 o 20% con agua

destilada y se aplica cubriendo el frotis fijado. Tras esperar 20 minutos se

retira el colorante y se lava suavemente la preparación. Se deja secar y se

observa al microscopio óptico.

B.4. Recuento de parásitos

Cámara de Neubauer

Es un instrumento utilizado en medicina y biología para realizar el

recuento de células en un medio líquido, que puede ser un cultivo celular,

sangre, orina, líquido cefalorraquídeo, líquido sinovial, etc. En nuestro caso,

es igualmente en el recuento de formas parasitarias.

http://es.wikipedia.org/wiki/Medicina

http://es.wikipedia.org/wiki/Biolog%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/C%C3%A9lulas

http://es.wikipedia.org/wiki/Cultivo_celular

http://es.wikipedia.org/wiki/Sangre

http://es.wikipedia.org/wiki/Orina

http://es.wikipedia.org/wiki/L%C3%ADquido_cefalorraqu%C3%ADdeo

http://es.wikipedia.org/wiki/L%C3%ADquido_sinovial

Material y Métodos

69

Esta cámara de recuento está adaptada al microscopio de campo claro

o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos que tiene dos zonas

ligeramente deprimidas en cuyo fondo se ha marcado con la ayuda de un

diamante una cuadrícula de dimensiones conocidas. Se cubre la cámara con

un cubreobjetos que se adhiere por simple tensión superficial (en especial una

vez que se haya añadido la muestra líquida). Luego se introduce, por

capilaridad entre la cámara y el cubre, la muestra fecal con las parásitos a

contar, generalmente ya procesada previamente a través de alguna de las

técnicas de concentración descritas o diluida si se trata de la muestra inicial.

Se observa la retícula al microscopio con el aumento adecuado y se cuentan

los parásitos.

A partir del número de parásitos contados, conociendo el volumen de

líquido que admite el campo de la retícula, se calcula la concentración de

células en la muestra líquida aplicada.

El cálculo de la concentración de parásitos se puede expresar así:

Parásitos / μl = (parásitos contados) / [ (superficie contada

(mm²)∙profundidad de la cámara(mm) ] ∙ dilución

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Camara_Neubauer.jpg

Material y Métodos

70

En la retícula central, la cámara de Neubauer tiene un cuadrado

primario que contiene nueve cuadrados secundarios, cada uno de ellos

dividido a su vez en 16 cuadrados terciarios. El cuadrado secundario central

contiene no 16, sino 25 cuadrados, cada uno de ellos dividido a su vez en 16

cuadrados cuaternarios.

Esta técnica es útil para el recuento de cualquier forma parasitaria

microscópica, ya sean trofozoitos, quistes, larvas, huevos, etc…

Cámara de McMaster

Permite determinar el número de huevos y larvas de helmintos, así

como de ooquistes de coccidios por gramo de heces.

La lámina Mc Master tiene 4 cámaras de 0,3 ml cada una. Cada

cámara está subdividida en dos áreas de recuento de 0.15 ml, cada una de las

cuales tiene líneas guía para ayudar al recuento.

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Reticulo_Neubauer.jpg

Material y Métodos

71

Cálculo de recuento:

Huevo por gramo= Recuento total x 100/Nº de cámaras contadas

Multiplicando por 100, obtendremos el número de huevos por gramo de

heces (los retículos de la cámara tienen 1 cm por lado y la altura entre el

portaobjetos y el cubreobjetos es de 1,5 mm. El volumen de cada cámara

será, por tanto, de 0.15 ml).

2.3.5. Estudio nutricional. Indicadores antropométricos.

La malnutrición es uno de los problemas que más afecta a la población

infantil de los países en vías de desarrollo.

Como ya hemos indicado previamente la antropometría es la técnica más

usada en la evaluación nutricional, siendo las mediciones más utilizadas el

peso y la talla. La Organización Mundial de la Salud recomienda el uso de las

curvas de crecimiento elaboradas por el National Center for Health Statistics

(NCHS), ya que los pesos y tallas de niños provenientes de grupos

socioeconómicos de nivel alto y medio de países subdesarrollados son

similares a los de niños de países desarrollados con antecedentes

comparables.

Material y Métodos

72

El peso como parámetro aislado no tiene validez y debe expresarse en

función de la edad o de la talla.

2.3.5.1. Método empleado y análisis de resultados.

En nuestro estudio se han utilizado las tablas para cada sexo en

percentiles del Indice de Masa Corporal (IMC), por edades elaboradas por el

National Center for Health Statistics (NCHS) del CDC (Figs. 4 - 7). Se

calculó el IMC de cada niño y dentro de cada grupo de edad, los límites de

los percentiles 5 y 95; se calculó la media de dichos valores entre las edades

límites de los grupos de edad. Según los resultados, se clasificaron a todos los

niños en tres categorías según su estado nutricional: desnutrición, normal o

sobrepeso.

Material y Métodos

73

Fig. 4

Material y Métodos

74

Fig 5

Material y Métodos

75

Fig. 6

Material y Métodos

76

Fig. 7

Material y Métodos

77

2.3.6. Entrega de resultados y tratamiento de los niños parasitados.

Una vez obtenidos los resultados se transmitieron a los colegios. De

forma inmediata, en el momento del diagnóstico, se notificaron los niños que

padecían algún enteropatógeno para que estos niños fueran tratados a la

mayor brevedad posible.

2.3.7. Comparación cuantitativa de las técnicas de Faust y Ritchie

Dado que las técnicas de concentración que mejores resultados

ofrecieron en la recuperación de formas parasitarias fueron las técnicas de

Faust (1939) y Ritchie (1948), decidimos realizar un estudio cuantitativo para

ver cuál de las dos técnicas es más efectiva.

Para ello tomamos 100 muestras fecales al azar de los niños objetos

de este estudio.

Las muestras fecales se lavaron varias veces mediante centrifugación

a 3.000 r.p.m durante 15 minutos descartando el sobrenadante tras cada

centrifugación. De esta forma se eliminó el dicromato potásico en que

estaban preservadas.

Una fracción de la muestra se destinó a la realización de la técnica de

Faust y otra fracción a la de la técnica de Ritchie, tal como se ha expuesto en

apartados anteriores.

La muestra de parásitos obtenida tras la realización de cada una de las

técnicas fue recogida y se procedió a la cuantificación de formas parasitarias

empleando las cámaras de Neubauer y McMaster. De esta forma se

determinaron los parásitos/ml en el primer caso y por gramo en el segundo,

para ambas técnicas.

Material y Métodos

78

2.3.8. Análisis molecular de las muestras con Giardia

Giardia duodenalis fue el enteroparásito patógeno más frecuente.

Dada nuestra experiencia previa sobre caracterización molecular de Giardia

(Peréz Cordón y cols. 2008) decidimos realizar un breve estudio molecular

para identificar los principales ensamblajes que estaban presentes en las

muestras fecales de los niños estudiados.

Este ha sido el primer estudio de caracterización molecular de Giardia

realizado en Marruecos hasta la fecha.

La dificultad y laboriosidad de este trabajo estriba en varios puntos

que pasamos a exponer:

- La pequeña cantidad de quistes que presentaban la mayoría de las

muestras

- La pérdida de quistes en los procesos de concentración empleados

- La dificultad para conseguir romper los quistes de Giardia

- La pequeña cantidad de ADN obtenida que en la mayoría de los casos

era insuficiente para continuar con el proceso de PCR

A continuación pasamos a explicar la metodología ensayada para

mejorar el rendimiento en la cantidad de ADN obtenido de los quistes de

Giardia.

2.3.8.1. Aislamiento y purificación de quistes

Los quistes de Giardia lamblia se purificaron a partir de las muestras

de heces de los niños estudiados mediante de la técnica de Faust previamente

ya que otras técnicas pueden impedir el posterior procesado para realizar

PCR.

Material y Métodos

79

2.3.8.2. Ruptura/digestión de los quistes

Se ensayaron varias técnicas para intentar incrementar el número de

quistes abiertos para la posterior extracción de ADN.

A) Choque térmico: Los quistes se sometieron a 10 ciclos de

congelación-descongelación. La congelación se realizó a

(-80ºC durante 30 minutos) y descongelación brusca en

baño a 100ºC

B) Acción enzimática y choque térmico:

B.1. De acuerdo a las técnicas descritas previamente

(Coggins y Schaefer, 1986; Polverino y cols. 2004). La técnica

es la siguiente:

A 0.5 ml de las heces, con los quistes, previamente

lavadas se les incorpora 5 ml de una solución ácida de

pepsina (0.1 M NaHCO3, 12 mM KCl, 40 mM NaCl,

0.5% de pepsina. Ajustar el pH final de la solución a

2.0), y se incuban a 37ºC durante 1h con agitación.

Centrifugar a 4.000 r.p.m durante 10 minutos.

Descartar el sobrenadante.

Lavar por centrifugación 2 veces con PBS caliente

(37ºC)

Resuspender el potón con los quistes en 10 ml de

solución tripsina-Tyrode (0.5% p/v, pH 8) e incubar a

37ºC durante 30 minutos.

Observar si los quistes se han abierto y si no lo han

hecho someter a 6 ciclos de congelación (-80ºC, 30

minutos) y descongelación (80ºC, 30 minutos) y

posterior ebullición.

Material y Métodos

80

B.2. De acuerdo a la metodología descrita por Renton

y cols. 1986).

La muestra fecal o los quistes purificados se someten

a 6 ciclos de congelación (-80ºC, 30 minutos) y

descongelación (80ºC, 30 minutos) y posterior

ebullición a 100ºC durante 15 minutos.

Centrifugar a 4.000 r.p.m durante 10 minutos

Resuspender el botón en solución Hank con 1% de

tripsina (pH 2.7) e incubar durante 1h a 37ºC.

Centrifugar y lavar 2 veces con PBS

Resuspender el botón en solución Hank (pH 7) con 1%

de bilis bovina y 0.06% de bicarbonato sódico durante

15-30 minutos a 37ºC. Mirar si se han desenquistado.

Si no se han digerido aún centrifugar y lavar 4 veces.

El botón final ponerlo en tampón de lisis 24h a 37ºC.

C) Sonicación en tampón de lisis:

- Partir de muestras fecales previamente lavadas varias veces por

centrifugación a 3.000 r.p.m y concentradas mediante la técnica de

Faust.

- Añadir al botón final 1.5 ml de tampón de lisis con inhibidores de

proteasas

- Homogenizar bien la muestra

- Introducir la muestra en hielo

- Realizar 6 ciclos de sonicación con 1.5 minutos cada vez.

Material y Métodos

81

2.3.8.3. Extracción de ADN

La extracción del ADN genómico de Giardia, se efectuó mediante

mini kit QIAamp (QIAGEN, USA) de acuerdo a las instrucciones del

fabricante. El kit comercial, corresponde a un método de extracción por

columna de intercambio iónico que permite la purificación de ADN de

muestras frescas o congeladas que presentan gran concentración de

inhibidores de PCR. EL ADN liga específicamente a la membrana de sílica

gel del QIAamp y los contaminantes la atraviesan. Los inhibidores de PCR

son removidos por la acción combinada de una resina de adsorción

(InhibitEX) y un tampón. La lisis con proteinasa K asegura un alto

rendimiento de todos los tipos de ADN en las muestras, incluso de patógenos

gastrointestinales. Las impurezas son eficientemente removidas por dos

lavados con diferentes tampones (AW1 y AW2), obteniéndose un ADN puro

el que debe ser eluído en tampón salino para su uso directo en reacciones de

amplificación.

El proceso de extracción de ADN fue el siguiente (Fig. 8)

- Las muestras estaban previamente sonicadas en 1.5 ml de tampón de

lisis (Buffer ASL) proporcionado por el kit QIAamp.

- Las muestras se agitaron durante 1 min para su total homogenización.

- Para la lisis se calentaron las muestras a 95°C por 5 min, se agitaron

por 15 seg. y centrifugaron a máxima velocidad por 1 min hasta

obtener un botón de la muestra.

- Del sobrenadante, 1,2 ml se trasladaron a un nuevo tubo de

microcentrífuga de 2 ml y se desechó el pellet.

- Se adicionó una tableta de Inhibitex a cada muestra y se agitó

inmediata durante 1 min.

Material y Métodos

82

- A continuación se incubó la suspensión por 1 minuto a temperatura

ambiente para permitir que los inhibidores se adsorbieran a la matriz

InhibitEX.

- Se centrifugó la muestra a máxima velocidad por 3 min para que el

botón de inhibidores se unieran al InhibitEX.

- Todo el sobrenadante se depositó en un nuevo tubo de centrífuga y se

eliminó el botón, centrífugándose la muestra a máxima velocidad por

3 min.

- Se colocaron 15 l de proteinasa K dentro de un nuevo tubo de

microcentrifuga de 1,5 ml y 200 l de sobrenadante, se adicionó 200

l de tampón AL y se aplicó vortex por 15 seg.

- Se incubó a 70°C durante 10 min. Se adicionaron 200 l de etanol

(100%) al lisado y se mezcló mediante vortex.

- En una nueva columna QIAamp situada en un tubo de colección de 2

ml, se aplicó el lisado y se centrifugó a máxima velocidad por 1 min.

- La columna QIAamp se situó en un nuevo tubo de colección y se

desechó el tubo que contenía el filtrado, se adicionaron 500 l de

tampón AW1, se centrifugó a máxima velocidad por 1 min.

- La columna QIAamp fue situada en un nuevo tubo de colección de 2

ml y se desechó el tubo de colección que contenía el filtrado.

- Se adicionaron 500 l de tampón AW2, se centrifugó a máxima

velocidad por 3 min y se desechó el tubo de colección que contenía el

filtrado.

- La columna QIAamp se transfirió a un nuevo tubo de microcentrífuga

de 1,5 ml y se adicionó 200 l de tampón AE directamente dentro de

la membrana QIAamp.

- Se incubó por 1 min. a temperatura ambiente y se centrifugó a

máxima velocidad por 1 min para obtener el ADN eluido.

Material y Métodos

83

- Las muestras de ADN extraído se conservaron a -20ºC hasta su uso.

Fig 8 . Esquema de extracción de ADN mediante QIAamp

Material y Métodos

84

2.3.8.4. Purificación de ADN

Dado que aún seleccionando las muestras con mayor cantidad de

quistes, la concentración obtenida de ADN era pequeña procedimos a

purificar el ADN mediante un kit de purificación de ADN (Wizard®

Genomic, Promega), de acuerdo a la siguiente técnica

- Añadir 200 µl de isopropanol a los 200 µl de ADN extraído mediante

el kit

- Agitar por volteo suavemente

- Centrifugar a 4.500 r.p.m durante 4 minutos

- Descartar el sobrenadante

- Añadir 400 µl de etanol de 70º

- Centrifugar a 4.500 r.p.m durante 4 minutos

- Eliminar el sobrenadante y mantener en la estufa hasta secar (15

minutos)

- Añadir 70 µl de solución de rehidratación de ADN (10mM Tris, 1mM

EDTA). Mantener 1 h a 65ºC

2.3.8.5. Cuantificación de ADN

Tras la obtención del ADN purificado por el kit, se procede a su

cuantificación y medida del grado de pureza, para esto último se mide la

absorbancia a 260 y 280 nm.

El cociente λ260/λ280 nos da una medida de pureza del ADN, donde:

< 1,5 exceso de proteínas

> 2 exceso de ácidos nucleicos (RNA)

Mientras que para medir la concentración del ADN tenemos en

cuenta la absorbancia medida a 260 nm, la dilución empleada y un factor de

corrección para la cuantificación utilizando cubetas de cuarzo.

Material y Métodos

85

La dilución empleada es la 1/50 (490 µl de tampón TE + 10 µl

muestra = 500 µl total). [ADN] (µg/µl) = A260 × 50 × 0,05

2.3.8.6. Técnica de PCR (Reacción en Cadena de la Polimerasa)

Este técnica permite identificar los genotipos de Giardia duodenalis

en las muestras fecales de los niños estudiados Hemos seleccionado dos

técnicas para confirmar los resultados.

Ensayo de PCR 1

Realizamos una PCR semi-anidada, (nested-PCR), con los cebadores

y las condiciones publicados por Read y cols. (2004) para amplificar un

fragmento de 432 pb del gen de la glutamato deshidrogenasa (gdh) de

Giardia.

El gen gdh ha sido previamente utilizado, mostrando un alto grado

de polimorfismo en G. duodenalis, lo que permite la diferenciación tanto en

el genotipo (ensamblajes) como a nivel intragenotípico (subensamblajes).

Los cebadores empleados (Thermo Fisher Scientific) fueron: GDHeF:

5'-TCA ACG TYA AYC GYG GYT TCC GT-3 ', GDHiF: 5'-CAG TAC

AAC TCY GCT CTC GG-3', GDHiR: 5'-GTT RTC CTT GCA CAT CTC C-

3’.

La reacción de amplificación se realizó en un volumen final de 50 µl,

con 200 nmol de cada cebador, Biomex formado por 200 µM de dNTP, 1,5

mM de MgCl2, 2,5 U de taq ADN polimerasa (Qiagen GmbH, Hilden,

Alemania), 2 µl DMSO (Dimetilsulfóxido 10 mg /ml) (Promega, (Promega,

Biotech Ibérica S.L ) y 20 µl de ADN.

Las condiciones de amplificación consistieron en, un paso previo, un

ciclo de 94°C durante 2 min, 56°C durante 1 min, 72°C durante 2 min y 55

Material y Métodos

86

ciclos de amplificación (94°C durante 30 s, 56°C durante 20 s, 72°C durante

45 s), seguido de un ciclo de 7 min a 72ºC.

Ensayo de PCR 2

Realizamos una PCR anidada (nested PCR) empleando la técnica

previamente descrita por (Appelbee y cols. 2003), para amplificar un

fragmento de 292 pb del gen 18S rRNA de Giardia (Appelbee et al., 2003).

Los cebadores empleados son los siguientes: GiaF: 5'-AAG TGT

GGT ACG GAC GGA CTC-3 ', GiaR: 5'-CTG CTG CCG TCC TTG GAT

GT-3', RH11: 5’- CAT CCG GTC GAT CCT GCC-3 ' y RH4: 5'-AGT CGA

ACC CTG TCA CTC CGC CAG G-3’.

La reacción de amplificación se realizó en un volumen final de 50 µl,

con 200 nmol de cada cebador, Biomex compuesto de 200 µM de dNTP, 1,5

mM de MgCl2, 2,5 U de taq ADN polimerasa (Qiagen GmbH, Hilden,

Alemania), 2 µl DMSO (Dimetilsulfoxido 10 mg /ml) (Promega, Biotech

Ibérica S.L) y 20 µl de ADN.

Las condiciones de amplificación consistieron a 35 ciclos (96ºC

durante 45 s, 55°C durante 30 s, 72°C durante 45 s) seguido por un ciclo de 4

min a 72°C a la PCR primaria. A continuación, 35 ciclos de amplificación

(96°C durante 45 s, 59°C durante 30 s, 72°C durante 30 s) seguido por un

ciclo de 4 min a 72°.

Como control positivo se usó Giardia duodenalis (ATCC 30888).

2.3.8.7. Electroforesis

Los productos obtenidos de las PCR1 y PCR2 se separaron

mediante electroforesis en gel de agarosa. Se usaron alícuotas de 5 l

mezcladas con 1 l del buffer de corrida constituido por glicerol 30%, azul de

bromofenol 0,25%, xileno-cianol 0,25% y H2O destilada autoclavada en csp

Material y Métodos

87

100 ml. La electroforesis se realizó en un gel de agarosa al 2% en buffer TBE

1x a 100 Volts por 1:45 hrs, usando además un marcador de peso molecular,

1000 pb Ladder (Promega, (Promega, Biotech Ibérica S.L).

Para revelar las bandas, el gel de corrida se tiñó con bromuro de

etidio (10mg/ml) durante 15 min, se lavó en H2O bidestilada durante 15

minutos, se observó en transiluminador de LUV (UVP, Cambridge UK) y se

procedió a fotografiar con cámara (OLYMPUS C-4000 Zoom, New York

USA)

2.3.8.8. Purificacion de los productos obtenidos por PCR

Para ello se empleó el kit Wizard® SV gel y purificación de

productos de PCR (Promega, USA) siguiendo el siguiente protocolo:

- Partiendo del gel de agarosa recortar las bandas de 432 y 292 bp

obtenidas en la PCR1 y PCR2 con un escarpelo.

- Introducir las bandas recortadas en un tubo de microcentrífuga de 1.5

ml.

- Añadir 10 µl de solución de unión a membrana (Membrane Binding

Solution) por 10 mg del gel de agarosa.

- Mezclar agitando e incubar a 50ºC- 65ºC hasta que el gel de agarosa

se disuelva

- Insertar una columna (SV) en un tubo de colección

- Transferir el gel disuelto a la columna e incubar a temperatura

ambiente durante 1 minuto

- Centrifugar a máxima velocidad durante 1 minuto. Descartar el

sobrenadante y reinsertar la columna dentro de otro tubo de

colección.

- Añadir 700 µl de solución de lavado de membrana (etanol absoluto) y

centrifugar a máxima velocidad durante 5 minutos. Descartar el

Material y Métodos

88

sobrenadante y reinsertar la columna dentro de un nuevo tubo de

colección.

- Añadir 500 µl de solución de lavado de membrana. Centrifugar a

máxima velocidad durante 5 minutos.

- Vaciar el tubo de colección y centrifugar la columna durante 1

minuto, abrir la tapa de microcentrífuga para permitir la evaporación

del etanol residual.

- Transferir cuidadosamente la columna a un nuevo tubo de

microcentrífuga

de 1,5 ml.

- Añadir 50 µl de agua libre de nucleasas en la columna. Incubar en una

temperatura ambiente durante 1 minuto. Centrigugar a máxima velocidad

durante 1 minuto.

- Descartar la columna y conservar el ADN a 4ºC o -20ºC.

2.3.8.9. Secuenciación

La cantidad de ADN para una reacción de secuencia de los

productos de PCR, fue calculada de acuerdo a la siguiente fórmula:

Tamaño del fragmento x 0,1 = ng DNA para una

reacción de secuencia

Debido a que el volumen máximo de reacción de secuencia es de 10

µl, la mínima concentración del producto debe ser de 5 ng/µl.

Para realizar la secuenciación se empleó un ABI PRISM 310 (Applied

Biosystems).

Material y Métodos

89

2.3.8.10. Comparación con secuencias publicadas Blast

La secuencia obtenida se comparó efectuando un alineamiento local

mediante la introducción de la secuencia parcial en el programa

bioinformático del Centro Nacional de Información para Biotecnología

(NCBI) empleando Blast para nucleótidos.

A través del programa Blast se puede conocer la homología existente

entre la secuencia problema y las recogidas en GenBank.

2.4. Análisis estadístico de resultados

Se llevó a cabo un estudio cuantitativo de los resultados obtenidos

mediante el cálculo de los Índices de Parasitación Simple e Índice de

Parasitación Corregido, según la edad, sexo y distrito de procedencia de los

alumnos.

El Índice de Parasitación Simple (IPS) se define como la relación de

personas parasitadas (NPP) y el tamaño muestral (TM).

IPS = NPP/TM

El Índice de Parasitación Corregido (IPC) se define como la relación

entre el número total de parásitos (NTP) y el tamaño muestral (TM).

IPC = NTP/TM

Material y Métodos

90

Por otra parte, se aplicó el test de comparación de proporciones.

Supongamos que una cierta característica, expresada porcentualmente,

quiere compararse entre dos poblaciones, y que para ello, se toman sendas

muestras de tamaños N1 y N2 respectivamente, obteniéndose a partir de

ellas unos porcentajes muestrales de P1 y P2 .

El test de significación consiste en evaluar el estadístico:

Que se distribuye según una ley normal N (0,1). Como para un nivel α =

0.05 es Z α / 2 = 1.96 la diferencia porcentual entre ambas poblaciones

será significativa. En nuestro trabajo llevamos a cabo los estudios

siguientes:

- Estudio comparativo de proporciones de parásitos en los

colegios de la zonas urbanas y rurales por grupo de

edades, por sexo y por estaciones.

- Estudio comparativo de proporciones de parásitos entre

los distintos sexos: por zonas, por grupo de edades y zona,

por estación más grupos de edades y zonas.

- Estudio comparativo de proporciones de parásitos según

la estación del año.

Material y Métodos

91

- Estudio comparativo de proporciones de enteropatógenos

en zonas rurales y urbanas y por grupos de edades, sexo y

por estaciones.

- Estudio comparativo de proporicones de multiparasitismo

- Estudio comparativo de desnutrición asociada a

enteroparásitos

También se ha calculado la prevalencia de los parásitos encontrados

en función de los parámetros analizados.

Número de sujetos parasitados Prevalencia = ------------------------------------------------------------------------- x 100 Número de sujetos del grupo estudiado

92

Resultados

93

3. RESULTADOS

3.1. Sobre las características de la población estudiada

3.1.1. Nivel de participación de la población en el estudio

Tabla 1. Nivel de participación en cada zona

Nº alumnos participantes en el muestreo/Nº total de alumnos de los colegios

de las diferentes zonas

Tabla 2. Distribución de la población según zona

Zona N/N total % N

Rural 470/1.117 42%

Urbana 935/6.404 14.6%

Total 1.405/7.521 56.6%

Zona N % N

Rural 470 33,5%

Urbana 935 66,5%

Total 1405 100,0%

Resultados

94

Tabla 3. Distribución de la población según la estación del año

Tabla 4. Distribución de la población según el sexo

Rural Urbana

N % N N % N

Primavera 271 19,3% 284 20,2%

Verano 125 8,9% 228 16,2%

Otoño 74 5,3% 118 8,4%

Invierno 0 0% 305 21,7%

Total 470 33,5% 935 66,5%

Niñas Niños

N % N N % N

Rural 238 16,9% 232 16,5%

Urbana 470 33,5% 465 33,1%

Total 708 50,4% 697 49,6%

Resultados

95

Tabla 5. Distribución de la población por estaciones del año según sexo y

zona

Tabla 6. Distribución de la población por edades

Rural Urbana

N % N N % N

[5,8) 140 10,0% 361 25,7%

[8,11) 221 15,7% 454 32,3%

[11,15) 109 7,8% 120 8,5%

Total 470 33,5% 935 66,5%

Rural Urbana

Niñas Niños Niñas Niños

N % N N % N N % N N % N

Primavera 127 9,0% 144 10,2% 148 10,5% 136 9,7%

Verano 69 4,9% 56 4,0% 108 7,7% 120 8,5%

Otoño 42 3,0% 32 2,3% 58 4,1% 60 4,3%

Invierno 0 0% 0 0% 156 11,1% 149 10,6%

Total 238 16,9% 232 16,5% 470 33,5% 465 33,1%

Resultados

96

Tabla 7. Distribución de la población por grupos de edades y estaciones del

año en cada zona

Rural Urbana

N % N N % N

[5,8) Primavera 68 4,8% 103 7,3%

Verano 51 3,6% 102 7,3%

Otoño 21 1,5% 20 1,4%

Invierno 0 0% 136 9,7%

[8,11) Primavera 135 9,6% 138 9,8%

Verano 51 3,6% 120 8,5%

Otoño 35 2,5% 58 4,1%

Invierno 0 0% 138 9,8%

[11,15) Primavera 68 4,8% 43 3,1%

Verano 23 1,6% 6 0,4%

Otoño 18 1,3% 40 2,8%

Invierno 0 0% 31 2,2%

Resultados

97

Tabla 8. Distribución de la población por grupos de edades, estaciones del

año, y sexo en cada zona

Rural Urbana


N % N N % N N % N N % N

[5,8) Primavera 27 1,9% 41 2,9% 55 3,9% 48 3,4%

Verano 26 1,9% 25 1,8% 34 2,4% 68 4,8%

Otoño 12 0,9% 9 0,6% 14 1,0% 6 0,4%

Invierno 0 0% 0 0% 70 5,0% 66 4,7%

[8,11) Primavera 71 5,1% 64 4,6% 73 5,2% 65 4,6%

Verano 29 2,1% 22 1,6% 70 5,0% 50 3,6%

Otoño 20 1,4% 15 1,1% 25 1,8% 33 2,3%

Invierno 0 0% 0 0% 70 5,0% 68 4,8%

[11,15) Primavera 29 2,1% 39 2,8% 20 1,4% 23 1,6%

Verano 14 1,0% 9 0,6% 4 0,3% 2 0,1%

Otoño 10 0,7% 8 0,6% 19 1,4% 21 1,5%

Invierno 0 0% 0 0% 16 1,1% 15 1,1%

Resultados

98

3.2. Prevalencia de enteroparásitos

3.2.1. Estudios de índice se parasitación simple (IPS) y corregido (IPC)

3.2.1.1. Estudio comparativo de parasitismo según la zona

Tabla 9. Distribución del tamaño muestral, número de personas parasitadas

(NPP) y número total de parásitos observados (NTP)

TM: Tamaño muestral

NPP: Número de personas parasitadas

NTP: Número total de especies de parásitos

Tabla 10. Distribución del IPS y del IPC por zonas

IPS: Índice de Parasitación Simple

IPC: Índice de Parasitación Corregido

Rural Urbana

TM 470 935

NPP 312 566

NTP 443 719

Índices Rural Urbana

IPS 0,66 0,61

IPC 0,94 0,77

Resultados

99

0,660,61

0,94

0,77

00,10,20,30,40,50,60,70,80,9

1

Rural Urbana

IPSIPC

Gráfico 1. Representación gráfica del IPS y del IPC según la zona

3.2.2. Estudio del IPS e IPC por edades

3.2.2.1. Estudio comparativo del parasitismo según la edad

Tabla 11. Distribución del tamaño muestral, número de personas parasitadas

(NPP), y número total de parásitos encontrados (NTP), según la edad.

[5,8) [8,11) [11,15)

TM 501 675 229

NPP 311 417 150

NTP 390 569 203

Resultados

100

Tabla 12. Distribución del IPS y del IPC según la edad

Gráfico 2. Representación gráfica del IPS y IPC según la edad

0,62 0,62 0,66

0,780,84

0,89

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

[5,8) [8,11) [11,15)

IPS

IPC

[5,8) [8,11) [11,15)

IPS 0,62 0,62 0,66 IPC 0,78 0,84 0,89

Resultados

101

3.2.2.2. Estudio comparativo del parasitismo según la edad en cada zona

Tabla 13. Distribución del tamaño muestral (TM), del número de personas

parasitadas (NPP), y del número total de parásitos encontrados (NTP), según

la edad y la zona

Tabla 14. Distribución del IPS y del IPC según la edad y la zona

Rural Urbana

[5,8) IPS 0,64 0,61

IPC 0,86 0,75

[8,11) IPS 0,65 0,60

IPC 0,98 0,78

[11,15) IPS 0,72 0,59

IPC 0,97 0,81

Rural Urbana

[5,8) TM 140 361

NPP 89 222

NTP 121 269

[8,11) TM 221 454

NPP 144 273

NTP 216 353

[11,15) TM 109 120

NPP 79 71

NTP 106 97

Resultados

102

IPS

0,64 0,610,65 0,600,72

0,59

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

[5,8)

[8,11)

[11,15)

IPC

0,860,75

0,98

0,78

0,97

0,81

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

[5,8)

[8,11)

[11,15)

Gráfico 3. Representación gráfica del IPS según la edad y la zona

Gráfico 4. Representación gráfica del IPC según la edad y la zona

Resultados

103

3.2.3. Estudio del IPS y del IPC por sexos

3.2.3.1. Estudio comparativo del parasitismo según el sexo

Tabla 15. Distribución del tamaño muestral (TM), número de personas

parasitadas (NPP), y número total de parásitos encontrados (NTP), según el

sexo

Tabla 16. Distribución del IPS y del IPC según el sexo

Niños Niñas

TM 697 708

NPP 432 446

NTP 564 598

Niños Niñas

IPS 0,62 0,63

IPC 0,81 0,84

Resultados

104

Gráfico 5. Representación gráfica del IPS y del IPC según el sexo

3.2.3.2. Estudio comparativo del parasitismo según el sexo y por zonas

Tabla 17. Distribución del tamaño muestral (TM), del número de niños

parasitados (NPP), y del número total de parásitos encontrados (NTP), según

el sexo y en cada zona

0,62 0,63

0,81 0,84

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Niños Niñas

IPS

IPC

Rural Urbana

Niños TM 232 465

NPP 157 275

NTP 215 349

Niñas TM 238 470

NPP 155 291

NTP 228 370

Resultados

105

IPS

0,680,59

0,65 0,62

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

Niños

Niñas

Tabla 18. Distribución del IPS y del IPC según el sexo en cada zona

Gráfico 6. Representación gráfica del IPS según el sexo en cada zona

Rural Urbana

Niños

IPS 0,68 0,59

IPC

0,93

0,75

Niñas

IPS

0,65

0,62

IPC 0,96 0,79

Resultados

106

Gráfico 7. Representación gráfica del IPC según el sexo en cada zona

Tabla 19. Distribución del tamaño muestral (TM), del número de personas

parasitadas (NPP), y del número total de parásitos encontrados (NTP), según

el sexo y la edad en cada zona

IPC

0,93

0,75

0,96

0,79

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

Niños

Niñas

Rural Urbana


[5,8)

TM 65 75 173 188

NPP 39 50 108 114

NTP 52 69 131 138

[8,11)

TM 120 101 238 216

NPP 78 66 145 128

NTP 127 89 188 165

[11,15)

TM 53 56 59 61

NPP 38 41 38 33

NTP 49 57 51 46

Resultados

107

IPS

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural_Niñas Rural_Niños Urbana_Niñas Urbana_Niños

[5,7][8,10][10,14]

Tabla 20. Distribución del IPS y del IPC según el sexo y la edad en cada

zona

Gráfico 8. Representación gráfica del IPS según sexo y edad en cada zona

Rural Urbana


[5,8)

IPS 0,60 0,67 0,62 0,61

IPC

0,80 0,92 0,76 0,73

[8,11)

IPS 0,65 0,65 0,61 0,59

IPC

1,06 0,88 0,79 0,76

[11,15)

IPS 0,72 0,73 0,64 0,54

IPC

0,92 1,02 0,86 0,75

Resultados

108

3.2.4. Estudio del IPS y del IPC según la estación de año

3.2.4.1. Estudio comparativo del parasitismo según la estación del año


parasitadas (NPP), y número total de parásitos encontrados (NTP), según la

estación del año

Tabla 22. Distribución del IPS y del IPC según la estación del año

Primavera Verano Otoño Invierno

TM 555 353 192 305

NPP 363 218 123 174

NTP 469 282 205 206


IPS 0,65 0,62 0,64 0,57 IPC 0,85 0,80 1,07 0,68

Resultados

109

0,65 0,62 0,640,57

0,850,80

1,07

0,68

-0,10

0,10

0,30

0,50

0,70

0,90

1,10


IPS

IPC

Gráfico 9. Representación gráfica del IPS y del IPC según la estación de año


parasitadas (NPP), y número total de parásitos (NTP), según la estación del

año y distrito.

Rural Urbana

Primavera TM 271 284

NPP 176 187

NTP 235 234

Verano TM 125 228

NPP 82 136

NTP 110 172

Otoño TM 74 118

NPP 54 69

NTP 98 107

Invierno TM 0 305

NPP 0 174

NTP 0 206

Resultados

110

Tabla 24. Distribución del IPS y del IPC según la estación del año y distrito

Gráfico 10. Representación gráfica del IPS según la zona y la estación del

año

IPS

0,65 0,660,66 0,600,73

0,58 0,57

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

Rural Urbana

Primavera

Verano

Otoño

Invierno

Rural Urbana

Primavera IPS 0,65 0,66

IPC 0,87 0,82

Verano IPS 0,66 0,60

IPC 0,88 0,75

Otoño IPS 0,73 0,58

IPC 1,32 0,91

Invierno IPS 0 0,57

IPC 0 0,68

Resultados

111

Gráfico 11. Representación gráfica del IPC según el distrito y la estación del


parasitadas (NPP), y número total de parásitos (NTP), según la zona, edad y

estación del año

P=Primavera, V=Verano, 0=Otoño, I=Invierno

IPC

0,87 0,820,880,75

1,32

0,91

0,68

0,000,200,400,600,801,001,201,40

Rural Urbana

Primavera

Verano

Otoño

Invierno

Rural Urbana

P V O I P V O I

[5,8) TM 68 51 21 0 103 102 20 136

NPP 43 33 13 0 74 61 10 77

NTP 54 45 22 0 86 76 17 90

[8,11) TM 135 51 35 0 138 120 58 138

NPP 85 32 27 0 86 71 36 80

NTP 120 43 53 0 113 92 54 94

[11,15) TM 68 23 18 0 43 6 40 31

NPP 48 17 14 0 27 4 23 17

NTP 61 22 23 0 35 4 36 22

Resultados

112

Tabla 26. Distribución del IPS y del IPC según la edad y estación del año

P=Primavera, V=Verano, 0=Otoño, I=Invierno

Gráfico 12. Representación gráfica del IPS según zona, edad y estación del

año

IPS

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

Rural_P Rural_V Rural_O Rural_I Urbana_P Urbana_V Urbana_O Urbana_I

[5,8)[8,11)

[11,15)

Rural Urbana

P V O I P V O I

[5,8) IPS 0,63 0,65 0,62 0 0,72 0,60 0,50 0,57

IPC 0,79 0,88 1,05 0 0,83 0,75 0,85 0,66

[8,11) IPS 0,63 0,63 0,77 0 0,62 0,59 0,62 0,58

IPC 0,89 0,84 1,51 0 0,82 0,77 0,93 0,68

[11,15) IPS 0,71 0,74 0,78 0 0,63 0,67 0,58 0,55

IPC 0,90 0,96 1,28 0 0,81 0,67 0,90 0,71

Resultados

113

Gráfico 13. Representación gráfica del IPC según zona, edad y estación del

año

IPC

0,000,200,400,600,801,001,201,401,60


[5,8)[8,11)

[11,15)

Resultados

114

Tabla 27. Distribución del tamaño muestral (TM), número de personas parasitadas (NPP), y número total de parásitos

(NTP), según el sexo, estación del año, edad y zona

Rural Urbana


P V O I P V O I P V O I P V O I

[5,8) TM 27 26 12 0 41 25 9 0 55 34 14 70 48 68 6 66

NPP 16 15 8 0 27 18 5 0 44 16 8 40 30 45 2 37

NTP 18 20 14 0 36 25 8 0 52 16 14 49 34 60 3 41

[8,11) TM 71 29 20 0 64 22 15 0 73 70 25 70 65 50 33 68

NPP 40 19 19 0 45 13 8 0 49 41 16 39 37 30 20 41

NTP 56 28 43 0 64 15 10 0 63 55 27 43 50 37 27 51

[11,15) TM 29 14 10 0 39 9 8 0 20 4 19 16 23 2 21 15

NPP 19 11 8 0 29 6 6 0 15 2 11 10 12 2 12 7

NTP 21 14 14 0 40 8 9 0 18 2 16 15 17 2 20 7

Resultados

115

Tabla 28. Distribución del IPS y del IPC según la estación del año, edad y sexo en cada zona

Rural Urbana



[5,8) IPS 0,59 0,58 0,67 0 0,66 0,72 0,56 0 0,80 0,47 0,57 0,57 0,63 0,66 0,33 0,56

IPC 0,67 0,77 1,17 0 0,88 1,00 0,89 0 0,95 0,47 1,00 0,70 0,71 0,88 0,50 0,62

[8,11) IPS 0,56 0,66 0,95 0 0,70 0,59 0,53 0 0,67 0,59 0,64 0,56 0,57 0,60 0,61 0,60

IPC 0,79 0,97 2,15 0 1,00 0,68 0,67 0 0,86 0,79 1,08 0,61 0,77 0,74 0,82 0,75

[11,15) IPS 0,66 0,79 0,80 0 0,74 0,67 0,75 0 0,75 0,50 0,58 0,63 0,52 1,00 0,57 0,47

IPC 0,72 1,00 1,40 0 1,03 0,89 1,13 0 0,90 0,50 0,84 0,94 0,74 1,00 0,95 0,47

Resultados

116

3.3. Estudio cualitativo

3.3.1. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos según la zona

Tabla 29. Distribución de la prevalencia de las distintas especies de protozoos y

helmintos según la zona

Rural Urbana Total

N % N N % N N % N

Protozoos Giardia duodenalis 88 19,9 127 17,7 215 18,5

Cyclospora cayetanensis 40 9,0 56 7,8 96 8,3

Entamoeba coli 17 3,8 21 2,9 38 3,3

Chilomastix mesnili 7 1,6 11 1,5 18 1,5

Entamoeba histolytica 8 1,8 3 0,4 11 0,9

Endolimax nana 6 1,4 3 0,4 9 0,8

Iodamoeba bütschlii 2 0,5 3 0,4 5 0,4

Cryptosporidium spp. 0 0,0 1 0,1 1 0,1

Isospora belli 1 0,2 0 0,0 1 0,1

Helmintos Hymenolepis nana 6 1,4 6 0,8 12 1,0

Enterobius vermicularis 3 0,7 8 1,1 11 0,9

Trichuris trichiura 2 0,5 7 1,0 9 0,8

Ascaris lumbricoides 0 0,0 8 1,1 8 0,7

Hymenolepis diminuta 3 0,7 4 0,6 7 0,6

Fasciola hepatica 0 0,0 2 0,3 2 0,2

Ancylostoma duodenales 0 0,0 1 0,1 1 0,1

Dicrocoelium dentriticum 1 0,2 0 0,0 1 0,1

Taenia saginata 1 0,2 0 0,0 1 0,1

Otros Blastocystis hominis 258 58,2 458 63,7 716 61,6

Resultados

117

Gráfico 14. Representación del número de parásitos: protozoos, helmintos y B.

hominis en cada zona

Gráfico 15. Representación gráfica de la prevalencia de parásitos en cada zona

258

458

716

169225

394

16 36 520

100200300400500600700800

Rural Urbana Total

Otros Protozoos Helmintos

58,2 63,7 61,6

38,1 31,3 33,9

3,6 5,0 4,5

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Rural Urbana Total

Otros Protozoos Helmintos

Resultados

118

Gráfico 16. Representación gráfica de la prevalencia (%) de las distintas

especies de parásitos en cada zona

Resultados

119

3.3.2. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos según la estación del año en cada zona

Tabla 30. Prevalencia de parásitos intestinales en cada zona según la estación del año

Rural No. (%)

Urbana No. (%)

P V O P V O I Protozoos Giardia duodenalis 46 (19,6) 34(30,9) 8 (8,2) 47 (20,1) 33 (19,2) 19 (17,8) 28 (13,6)

Cyclospora cayetanensis 15 (6,4) 7 (6,4) 18 (18,4) 11 (4,7) 15 (8,7) 13 (12,1) 17 (8,3)

Entamoeba coli 3 (1,3) 2 (1,8) 12 (12,2) 4 (1,7) 6 (3,5) 5 (4,7) 6 (2,9)

Chilomastix mesnili 5 (2,1) 1 (0,9) 1 (1) 5 (2,1) 1 (0,6) 1 (0,9) 4 (1,9)

Entamoeba histolytica 0 0 8 (8,2) 1 (0,4) 0 2 (1,9) 0

Endolimax nana 5 (2,1) 0 1 (1) 0 2 (1,2) 0 1 (0,5)

Iodamoeba bütschlii 1 (0,4) 1 (0,9) 0 1 (0,4) 1 (0,6) 0 1 (0,5)

Cryptosporidium spp. 0 0 0 0 0 1 (0,9) 0

Isospora belli 1 (0,4) 0 0 0 0 0 0

Helmintos Hymenolepis nana 3 (1,3) 3 (2,7) 0 1 (0,4) 0 3 (2,8) 2 (1)

Enterobius vermicularis 0 3 (2,7) 0 0 4 (2,3) 2 (1,9) 2 (1)

Trichuris trichiura 2 (0,9) 0 0 3 (1,3) 1 (0,6) 1 (0,9) 2 (1)

Ascaris lumbricoides 0 0 0 3 (1,3) 1 (0,6) 2 (1,9) 2 (1)

Hymenolepis diminuta 3 (1,3) 0 0 1 (0,4) 0 3 (2,8) 0

Fasciola hepatica 0 0 0 2 (0,9) 0 0 0

Ancylostoma duodenales 1 (0,4) 0 0 0 0 0 0

Dicrocoelium dentriticum 0 0 0 0 0 0 1 (0,5)

Taenia saginata 1 (0,4) 0 0 0 0 0 0

Otros Blastocystis hominis 149 (63,4) 59 (53,6) 50 (51) 155 (66,2) 108 (62,8) 55 (51,4) 140 (68)

Resultados

120

3.3.3. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos en cada zona según la edad

Tabla 31. Prevalencia de parásitos intestinales según la edad y la zona

Rural

No. (%) Urbana No. (%)

[5,8) [8,11) [11,15) [5,8) [8,11) [11,15)

Protozoos Giardia duodenalis 32 (26,4) 41 (19) 15 (14,2) 56 (20,8) 60 (17) 11 (11,3)

Cyclospora cayetanensis 10 (8,3) 25 (11,6) 5 (4,7) 10 (3,7) 36 (10,2) 10 (10,3)

Entamoeba coli 3 (2,5) 7 (3,2) 7 (6,6) 6 (2,2) 9 (2,5) 6 (6,2)

Chilomastix mesnili 2 (1,7) 3 (1,4) 2 (1,9) 4 (1,5) 6 (1,7) 1 (1)

Entamoeba histolytica 2 (1,7) 5 (2,3) 1 (0,9) 1 (0,4) 0 2 (2,1)

Endolimax nana 1 (0,8) 3 (1,4) 2(1,9) 1 (0,4) 2 (0,6) 0

Iodamoeba bütschlii 0 2 (0,9) 0 1 (0,4) 2 (0,6) 0

Cryptosporidium spp. 0 0 0 0 1 (0,3) 0

Isospora belli 0 1 (0,5) 0 0 0 0

Helmintos Hymenolepis nana 4 (3,3) 1 (0,5) 1 (0,9) 1 (0,4) 3 (0,8) 2 (2,1)

Enterobius vermicularis 2 (1,7) 0 1 (0,9) 2 (0,7) 4 (1,1) 2 (2,1)

Trichuris trichiura 1 (0,8) 1 (0,5) 0 1 (0,4) 4 (1,1) 2 (2,1)

Ascaris lumbricoides 0 0 0 2 (0,7) 5 (1,4) 1 (1)

Hymenolepis diminuta 0 3 (1,4) 0 0 2 (0,6) 2 (2,1)

Fasciola hepatica 0 0 0 0 1 (0,3) 1 (1)

Ancylostoma duodenales 0 1 (0,5) 0 0 0 0

Dicrocoelium dentriticum 0 0 0 1 (0,4) 0 0

Taenia saginata 0 1 (0,5) 0 0 0 0

Otros Blastocystis hominis 64 (62,9) 122 (56,5) 72 (67,9) 183 (68) 218 (61,8) 57 (58,8)

Resultados

121

3.3.4. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos en cada distrito según la

edad

Tabla 32. Prevalencia de parásitos intestinales según sexo y zona

Rural

No. (%) Urbana No. (%)

Niños Niñas Niños Niñas

Protozoos Giardia duodenalis 43 (20) 45 (19,7) 66 (18,9) 61 (16,5)

Cyclospora cayetanensis 15 (7) 25 (11) 26 (7,4) 30 (8,1)

Entamoeba coli 5 (2,3) 12 (5,3) 8 (2,3) 13 (3,5)

Chilomastix mesnili 4 (1,9) 3 (1,3) 8 (2,3) 3 (0,8)

Entamoeba histolytica 2 (0,9) 6 (2,6) 1 (0,3) 2 (0,5)

Endolimax nana 4 (1,9) 2 (0,9) 1 (0,3) 2 (0,5)

Iodamoeba bütschlii 2 (0,9) 0 1 (0,3) 2 (0,5)

Cryptosporidium spp. 0 0 0 1 (0,3)

Isospora belli 0 1 (0,4) 0 0

Helmintos Hymenolepis nana 5 (2,3) 1 (0,4) 2 (0,6) 4 (1,1)

Enterobius vermicularis 2 (0,9) 1 (0,4) 4 (1,1) 4 (1,1)

Trichuris trichiura 1 (0,5) 1 (0,4) 2 (0,6) 5 (1,4)

Ascaris lumbricoides 0 0 4 (1,1) 4 (1,1)

Hymenolepis diminuta 3 (1,4) 0 1 (0,3) 3 (0,8)

Fasciola hepatica 0 0 0 2 (0,5)

Ancylostoma duodenales 1 (0,5) 0 0 0

Dicrocoelium dentriticum 0 0 0 1 (0,3)

Taenia saginata 1 (0,5) 0 0 0

Otros Blastocystis hominis 127 (59,1) 131 (57,5) 225 (64,5) 233 (63)

Resultados

122

3.3.5. Estudio de la prevalencia de enteroparásitos asociados a diarrea

Tabla 33. Prevalencia de las distintas especies de parásitos en niños con y sin

diarrea

Parásitos

Diarrea nº (%) No Diarrea nº (%) Prevalencia %

Blastocystis hominis

137 (87,2)

464 (80) 80

Giardia duodenalis

44 (28)

139 (23,3) 24,3

Cyclospora caytanensis

11 (7)

54 ( 9) 8,6

Chilomastix mesnili

4 (2,5) 11 ( 2,2 ) 2

Entamoeba coli

3 ( 2 ) 16 ( 3,4) 2,5

Endolimax nana

4 ( 2,5 ) 5 ( 1 ) 1,1

Iodamoeba bustchlii

1 ( 0,6 ) 3 ( 0,6 ) 0,5

Isospora belli

0 1 ( 0,2) 0,1


0 11(2,2) 1,4

Ascaris lumbricoides

0 5 ( 1 ) 0,6

Trichuris trichiura

1 (0,6 ) 5 ( 1 ) 0,9

Ancylostoma duodenalis

0 1 ( 0,2) 0,1

Fasciola hepática

0 1 (0,2 ) 0,1

Dicrocoelium dentriticum

0 1 (0,2 ) 0,1

Teania saginata

1 (0,6 ) 0 0,1

Hymenolepis nana

1(0,6 ) 5 (1 ) 0,8

Hymenolepis diminuta

1(0,6 ) 2 (0,4 ) 0,4

Resultados

123

3.4. Estudio de enteropatógenos

3.4.1. Estudios del IPS e IPC por zona


parasitadas (NPP), y número total de parásitos enteropatógenos observados

(NTP)

Tabla 35. Distribución del IPS y del IPC por zona

Índice Rural Urbana

IPS 0,28 0,21

IPC 0,33 0,24

Rural Urbana

TM 470 935

NPP

131

197

NTP

155

226

Resultados

124

Gráfico 18. Representación gráfica del IPS y del IPC de enteropatógenos por

zona

3.4.2. Estudio del IPS e IPC por edades

3.4.2.1. Estudio comparativo de IPS e IPC según edad



(NTP), según la edad.

0,280,21

0,330,24

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

IPS

IPC

[5,8) [8,11) [11,15]

TM 501 675 229

NPP

111

166

51

NTP

126

199

56

Resultados

125

Tabla 37. Distribución del IPS y del IPC según la edad

Gráfico 19. Representación gráfica del IPS y del IPC de enteropatógenos según

la edad

0,22 0,25 0,220,250,29

0,24

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

[5,8) [8,11) [11,15)

IPS

IPC

Índice [5,8) [8,11) [11,15)

IPS

0,22

0,25

0,22

IPC

0,25

0,29

0,24

Resultados

126

3.4.2.2. Estudio comparativo del parasitismo por enteropatógenos según la

edad y la zona



(NTP), según la edad y la zona

Tabla 39. Distribución del IPS y del IPC según la edad y la zona

Rural Urbana

[5,8) TM 140 361

NPP 44 67

NTP 51 75

[8,11) TM 221 454

NPP 64 102

NTP 81 118

[11,15) TM 109 120

NPP 23 28

NTP 23 33

Rural Urbana

[5,8) IPS 0,31 0,19

IPC 0,36 0,21

[8,11) IPS 0,29 0,22

IPC 0,37 0,26

[11,15) IPS 0,21 0,23

IPC 0,21 0,28

Resultados

127

Gráfico 20. Representación gráfica del IPS de enteropatógenos según edad y

zona

Gráfico 21. Representación gráfica del IPC de enteropatógenos según edad y

zona

IPS

0,310,19

0,290,220,21 0,23

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

[5,8)

[8,11)

[11,15)

IPC

0,36

0,21

0,370,26

0,210,28

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

[5,8)

[8,11)

[11,15)

Resultados

128

3.4.3. Estudio del IPS y del IPC por sexos

3.4.3.1. Estudio comparativo del parasitismo por enteropatógenos según el

sexo



Tabla 41. Distribución del IPS y del IPC según el sexo

Índice Niños Niñas

IPS

0,23

0,24

IPC

0,26

0,28

Niños Niñas

TM 697 708

NPP 158 170

NTP 182 199

Resultados

129

Gráfico 22. Representación gráfica del IPS y del IPC de

enteropatógenos según el sexo

0,23 0,240,26 0,28

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Niños Niñas

IPS

IPC

Resultados

130

3.4.3.2. Estudio comparativo del parasitismo según el sexo y la zona



(NTP), según el sexo y la zona

Rural Urbana

Niños TM

232

465

NPP

66

92

NTP

75

107

Niñas TM

238

470

NPP

65

105

NTP

80

119

Resultados

131

Tabla 43. Distribución del IPS y del IPC según el sexo y la zona

Gráfico 23. Representación gráfica del IPS de enteropatógenos según el sexo

y la zona

IPS

0,280,20

0,270,22

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

Niños

Niñas

Rural Urbana

Niños IPS

0,28

0,20

IPC

0,32

0,23

Niñas IPS

0,27

0,22

IPC

0,34

0,25

Resultados

132

Gráfico 24. Representación gráfica del IPC de enteropatógenos según el sexo

y la zona



(NTP), según el sexo y la edad por zona

IPC

0,320,23

0,340,25

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00

Rural Urbana

Niños

Niñas

Rural Urbana


[5,8)

TM 65 75 173 188

NPP 18 26 28 39

NTP 20 31 21 43

[8,11)

TM 120 101 238 216

NPP 38 26 60 42

NTP 51 30 68 50

[11,15)

TM 53 56 59 61

NPP 9 14 17 11

NTP 9 14 19 14

Resultados

133

Tabla 45. Distribución del IPS y del IPC según sexo y edad por zona

Gráfico 25. Representación gráfica del IPS de enteropatógenos según es sexo y

edad por zonas

IPS

0,000,100,200,300,400,500,600,700,800,901,00


[5,8)

[8,11)

[11,15)

Rural Urbana


[5,8)

IPS 0,28 0,35 0,16 0,21

IPC 0,31 0,41 0,12 0,23

[8,11)

IPS 0,32 0,26 0,25 0,19

IPC 0,43 0,30 0,29 0,23

[11,15)

IPS 0,17 0,25 0,29 0,18

IPC 0,17 0,25 0,32 0,23

Resultados

134

Gráfico 26. Representación gráfica del IPC de enteropatógenos según es sexo y

edad por zonas

3.4.4. Estudio del IPS y del IPC según la estación del año

3.4.4.1. Estudio comparativo del parasitismo por enteropatógenos según la

estación del año



(NTP), según la estación del año


TM 555 353 192 305 NPP 127 89 62 50 NTP 143 103 80 55

IPC

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00


[5,8)

[8,11)

[11,15)

Resultados

135

Tabla 47. Distribución del IPS y del IPC según la estación del año

Gráfico 27. Representación gráfica del IPS y del IPC de enteropatógenos

según la estación del año

0,23 0,250,32

0,160,26 0,29

0,42

0,18

-0,10

0,10

0,30

0,50

0,70

0,90

1,10


IPS

IPC

Índice Primavera Verano Otoño Invierno

IPS 0,23 0,25 0,32 0,16

IPC 0,26 0,29 0,42 0,18

Resultados

136



(NTP), según la estación del año y la zona.

Rural Urbana

Primavera TM 271 284

NPP 65 62

NTP 73 70

Verano TM 125 228

NPP 41 48

NTP 48 55

Otoño TM 74 118

NPP 25 37

NTP 34 46

Invierno TM 0 305

NPP 0 50

NTP 0 55

Resultados

137

Tabla 49. Distribución del IPS y del IPC según la estación del año y la zona

Gráfico 28. Representación gráfica del IPS según la estación del año en cada

zona

IPS

0,24 0,220,33

0,210,34 0,31

0,16

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

Rural Urbana

Primavera

Verano

Otoño

Invierno

Rural Urbana

Primavera IPS 0,24 0,22

IPC 0,27 0,25

Verano IPS 0,33 0,21

IPC 0,38 0,24

Otoño IPS 0,34 0,31

IPC 0,46 0,39

Invierno IPS 0 0,16

IPC 0 0,18

Resultados

138

Gráfico 29. Representación gráfica del IPC según la estación del año en cada

zona



(NTP), según la estación del año y edad por zona.

IPC

0,87 0,820,880,75

1,32

0,91

0,68

0,000,200,400,600,801,001,201,40

Rural Urbana

Primavera

Verano

Otoño

Invierno

Rural Urbana

P V O I P V O I

[5,8)

TM 68 51 21 0 103 102

20

136

NPP 16 22 6 0 19 20

6

22

NTP 17 27 7 0 20 23

7

25

[8,11)

TM 135 51 35 0 138 120

58

138

NPP 36 13 15 0 32 27

21

22

NTP 43 15 23 0 38 31

25

24

[11,15)

TM 68 23 18 0 43 6

40

31

NPP 13 6 4 0 11

1

10

6

NTP 13 6 4 0 12 1

14

6

Resultados

139

Tabla 51. Distribución del IPS y del IPC según la edad y estación del año por

zona .

Gráfico 30. Representación gráfica del IPS de enteropatógenos según edad y

estación del año por zona

IPS

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00


[5,8)[8,11)

[11,15)

Rural Urbana

P V O I P V O I

[5,8)

IPS 0,24 0,43 0,29 0 0,18 0,20 0,30 0,16

IPC 0,25 0,53 0,33 0 0,19 0,23 0,35 0,18

[8,11)

IPS 0,27 0,25 0,43 0 0,23 0,23 0,36 0,16

IPC 0,32 0,29 0,66 0 0,28 0,26 0,43 0,17

[11,15)

IPS 0,19 0,26 0,22 0 0,26 0,17 0,25 0,19

IPC 0,19 0,26 0,22 0 0,28 0,17 0,35 0,19

Resultados

140

Gráfico 30. Representación gráfica del IPC de enteropatógenos según edad y

estación del año por zona

IPC

0,000,200,400,600,801,001,201,401,60


[5,8)[8,11)

[11,15)

Resultados

141

Tabla 52. Distribución del tamaño muestral (TM), número de personas parasitadas (NPP), y número total de parásitos

enteropatógenos observados (NTP), según la estación del año, sexo y edad por zona.

Rural Urbana



[5,8) TM 27 26 12 0 41 25 9 0 55 34 14 70 48 68 6 66

NPP 5 9 4 0 11 13 2 0 10 1 5 15 9 19 1 10

NTP 5 10 5 0 12 17 2 0 11 1 5 12 9 22 2 10

[8,11) TM 71 29 20 0 64 22 15 0 73 70 25 70 65 50 33 68

NPP 17 8 13 0 19 5 2 0 22 17 11 10 10 10 10 12

NTP 21 9 21 0 22 6 2 0 25 19 14 10 13 12 11 14

[11,15) TM 29 14 10 0 39 9 8 0 20 4 19 16 23 2 21 15

NPP 4 3 2 0 9 3 2 0 5 1 5 6 6 0 5 0

NTP 4 3 2 0 9 3 2 0 5 1 7 6 7 0 7 0

Resultados

142

Tabla 53. Distribución del IPS y del IPC según la estación del año, sexo y edad por zona

Rural Urbana



[5,8)

IPS 0,19 0,35 0,33 0 0,27 0,52 0,22 0 0,18 0,03 0,36 0,21 0,19 0,28 0,17 0,15

IPC 0,19 0,38 0,42 0 0,29 0,68 0,22 0 0,20 0,03 0,36 0,17 0,19 0,32 0,33 0,15

[8,11)

IPS 0,24 0,28 0,65 0 0,30 0,23 0,13 0 0,30 0,24 0,44 0,14 0,15 0,20 0,30 0,18

IPC 0,30 0,31 1,05 0 0,34 0,27 0,13 0 0,34 0,27 0,56 0,14 0,20 0,24 0,33 0,21

[11,15)

IPS 0,14 0,21 0,20 0 0,23 0,33 0,25 0 0,25 0,25 0,26 0,38 0,26 0 0,24 0

IPC 0,14 0,21 0,20 0 0,23 0,33 0,25 0 0,25 0,25 0,37 0,38 0,30 0 0,33 0

Resultados

143

3.5. Estudio de poliparasitismo Tabla 54. Distribución de casos de poliparasitismo en los niños

estudiados

No.

de

casos

2 Parásitos

G. duodenalis + B. hominis

B. hominis + C. cayetanensis

B. hominis + C. mesnili

G. duodenalis + C. cayetanensis

G. duodenalis+ H. nana

G. duodenalis + C. mesnili

G. duodenalis+ E. coli

B. hominis + T. trichiura

B. hominis + E. nana

G.duodenalis + I. bütschlii

E. coli + C. cayetanensis

B. hominis + E. coli

B. hominis + E. vermicularis

B. hominis + T. saginata

C. cayetanensis + T. trichiura

C. cayetanensis + I. bütschlii

C. cayetanensis + I. belli

E. coli + E. histolytica

E. nana + C. mesnili

G. duodenalis + E. vermicularis

G. duodenalis + A. lumbricoides

H. nana + H. diminuta

3 Parásitos

G. duodenalis + B. hominis + C. cayetanensis

B. hominis + E. coli + C. cayetanensis

B. hominis + E. coli + E. histolytica

G. duodenalis + B. hominis + E. coli

B. hominis + H. nana + H. diminuta

G. duodenalis + B. hominis + E. vermicularis

B. hominis + C. cayetanensis + I. bütschlii

B. hominis + C. mesnilis + E. nana

B. hominis + C. mesnilis + C. cayetanensis

89

33

7

5

4

2

2

2

2

2

2

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

11

8

6

5

4

2

2

2

2

Resultados

144

B. hominis + C. cayetanensis + E. vermicularis

B. hominis + H. diminuta + D. dentriticum

G. duodenalis + B. hominis + F. hepática

G. duodenalis + Cryptosporidium spp. +

A. lumbricoide

B. hominis + H. nana + A. lumbricoides

B. hominis + E. nana + C. cayetanensis

G. duodenalis + B. hominis + E. nana

B. hominis + C. mesnili + E. coli

4 Parásitos

B. hominis + E. coli + E. histolytica + C. cayetanensis

G. duodenalis + C. cayetanensis + E. coli + E. histolytica

G. duodenalis + B. hominis + E. coli + E. histolytica

G. duodenalis + B. hominis + E. coli + C. cayetanensis

G. duodenalis+ B. hominis + C. cayetanensis + T. trichiura

5 Parásitos

B. hominis + E. coli + T. trichiura + H. nana +A. duodenale

2

1

1

1

1

1

1

1

2

1

1

1

1

1

Resultados

145

Tabla 55. Distribución de casos de poliparasitismo en zona rural

Rural No. de

casos

2 Parásitos



G. duodenalis + H. nana


G. duodenalis + E. coli


G. duodenalis + I. bütschlii






E. nana + C. mesnili


3 Parásitos

G. duodenalis + B. hominis +C. cayetanensis










4 Parásitos




38

16

4

3

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

8

5

3

2

1

1

1

1

1

1

2

1

1

Resultados

146

Tabla 56. Distribución de casos de poliparasitismo en zona urbana

Urbana

No.

de

casos

2 Parásitos










G. duodenalis + I. bütschlii





3 Parásitos






G. duodenalis + B. hominis + E. vermicularis

B. hominis + C. mesnili + C. cayetanensis



G. duodenalis + Cryptosporidium spp. + A. lumbricoides



G. duodenalis + B. hominis + F. hepatica

4 Parásitos


G. intestinales + B. hominis + C. cayetanensis + T. trichiura

5 Parásitos

B. hominis + E. coli + T. trichiura + H. nana + A. duodenale

51

17

5

4

2

2

2

1

1

1

1

1

1

1

4

4

3

3

3

2

2

1

1

1

1

1

1

1

1

1

Resultados

147

Tabla 57. Distribución del poliparasitismo en la estación de primavera

Primavera

No. de

casos

2 Parásitos








E. nana + C. mesnilis






G. duodenalis + H. nana

3 Parásitos




G. duodenalis + B. hominis + F. hepática




B. hominis + C. mesnili + E. nana


B. hominis + C. mesnili + C. cayetanensis


4 Parásitos


G. duodenalis + B. hominis + C. cayetanensis + T. trichiura

48

8

5

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

3

2

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

Resultados

148

Tabla 58. Distribución del poliparasitismo en la estación de verano

Verano No. de

casos

2 Parásitos

G. intestinales + B. hominis


G. intestinalis + C. cayetanensis

G. intestinalis + H. nana

B. hominis + C. mesnilis



G. intestinalis + I. bütschlii




3 Parásitos

G. intestinales + B. hominis +C.cayetanensis

G. intestinales + B. hominis + E. vermicularis





G. intestinales + B. hominis + E. coli

24

4

3

3

2

1

1

1

1

1

1

3

2

2

1

1

1

1

Resultados

149

Tabla 59. Distribución de casos de poliparasitismo en otoño

Otoño No. de

casos

2 Parásitos


G. duodenalis+B. hominis




3 Parásitos

G. duodenalis + B. hominis +C.cayetanensis




G. duodenalis + Cryptosporidium spp. + A. lumbricoides



B. hominis + C. mesnilis + C. cayetanensis


4 Parásitos




13

8

1

1

1

5

5

5

3

1

1

1

1

1

2

1

1

Resultados

150

Tabla 60. Distribución de casos de poliparasitismo en invierno

Invierno No.

de casos

2 Parásitos




G. intestinalis + I. bütschlii




3 Parásitos




5 Parásitos

B. hominis + E. coli + T. trichiura + H. nana + A. duodenale

9

8

2

1

1

1

1

1

1

1

1

Resultados

151

3.6. Estudio del estado nutricional


parasitadas (NPP), y número total de parásitos observados (NTP), en

niños desnutridos, normales o con sobrepeso

Tabla 62. Distribución del IPS y del IPC en base al estado nutricional

Desnutrición Normal Sobrepeso

N %N N %N N %N

TM 395 28,11 % 987 70,25 % 23 1,64 %

NPP 246 28,02 % 620 70,62 % 12 1,37 %

NTP 314 27,02 % 834 71,77 % 14 1,20 %


IPS

0,62

0,63

0,52

IPC

0,79

0,84

0,61

Resultados

152

Tabla 63. Evaluación nutricional antropométrica de los escolares según

el sexo mediante el Índice de Masa Corporal (IM)

Gráfico 32. Representación gráfica de la prevalencia de desnutrición,

estado normal y sobrepeso en las zonas estudiadas

31,91 26,20

67,2371,76

0,85 2,03

Rural Urbana

SobrepesoNormalDesnutrición


N % N N % N N % N

Rural Niño 74 5,27 % 161 11,46 % 3 0,21 %

Niña 76 5,41 % 155 11,03 % 1 0,07 %

Total 150 10,68 % 316 22,49 % 4 0,28 %

Urbana Niño 131 9,32 % 327 23,27 % 12 0,85 %

Niña 114 8,11 % 344 24,48 % 7 0,50 %

Total 245 17,44 % 671 47,76 % 19 1,35 %

Total Niño 205 14,59 % 488 34,73 % 15 1,07 %

Niña 190 13,52 % 499 35,52 % 8 0,57 %

Total 395 28,11 % 987 70,25 % 23 1,64 %

Resultados

153

Gráfico 33. Representación gráfica de la prevalencia de desnutrición,

estado normal y sobrepeso según el sexo

28,95 27,26

68,93 71,59

2,12 1,15

Niño Niña

SobrepesoNormalDesnutrición

Resultados

154

Tabla 64. Relación entre desnutrición y enteroparásitos


N %N N %N N %N

Protozoos Giardia lamblia 63 29,30 % 148 68,84 % 4 1,86 %

Cyclospora cayetanensis

20 20,83 % 76 79,17 % 0 0 %

Entamoeba coli 13 34,21 % 25 65,79 % 0 0 %

Chilomastix mesnili

3 16,67 % 15 83,33 % 0 0 %

Entamoeba histolytica

3 27,27 % 8 72,73 % 0 0 %

Endolimax nana 2 22,22 % 7 77,78 % 0 0 %

Iodamoeba bütschlii

1 20 % 4 80 % 0 0 %

Cryptosporidium spp.

0 0 % 1 100 % 0 0 %

Isospora belli 0 0 % 1 100 % 0 0 %

Helmintos Hymenolepis nana

0 0 % 12 100 % 0 0 %


4 36,36 % 7 63,64 % 0 0 %

Trichuris trichiura 2 22,22 % 7 77,78 % 0 0 %

Ascaris lumbricoides

4 50 % 4 50 % 0 0 %

Hymenolepis diminuta

1 14,29 % 6 85,71 % 0 0 %

Fasciola hepatica 0 0 % 2 100 % 0 0 %

Ancylostoma duodenales

0 0 % 1 100 % 0 0 %

Dicrocoelium dentriticum

1 100 % 0 0 % 0 0 %

Taenia saginata 0 0 % 1 100 % 0 0 %

Otros Blastocystis hominis

197 27,51 % 509 71,09 % 10 1,40 %

Resultados

155

3.7. Comparación cuantitativa de las técnicas de Faust y

Ritchie

Tabla 65. Recuento de enteroparásitos recuperados de las muestras

fecales mediante las técnicas de Faust y Ritchie

N: número de parásitos contados con cámara de Neubauer x 104/ml

Mc: número de parásitos contados con cámara de McMaster/g

Mediante el test estadístico Mann-Whitney (W) el rango medio fue de

93.4167 para la técnica de Ritchie y 63.5933 para la técnica de Faust.

W= 1878.5

p-value=0.0000185924

Parasites Ritchie Faust

N/Mc

N/Mc

Giardia lamblia 1027 503

Blastocystis hominis 956 478

Hymenolepis spp. 35/47 12/20

Cyclospora

cayetanensis

10 7

Chilomastix mesnili 9 2

Entamoeba coli 8 0

Ascaris

lumbricoides

5/8 5/6

Taenia saginata 4/6 2/3

Endolimax nana 3 3

Iodamoeba bustchlii 3 1

Enterobius

vermicularis

1/3 1/2

Dicrocoelium

dendriticum

1/2 0/0

2062/2082

1014/1025

Resultados

156

3.8. Caracterización molecular de Giardia

3.8.1. PCR

Entre las técnicas de ruptura/digestión de los quistes la técnica

que figura en el apartado de Material y Métodos con el título de

sonicación en tampón de lisis fue la que ofreció mejores resultados,

pudiendo conseguir aproximadamente la ruptura del 90% de los

quistes. Mediante las otras dos técnicas ensayadas no se consiguieron

romper ni siquiera el 50% de los quistes, por lo que fueron descartadas.

La mayoría de las muestras fecales tenían pequeña cantidad de

quistes y solo de 11 pudimos obtener la cantidad de ADN suficiente

para realizar PCR.

Las técnicas de caracterización molecular fueron seleccionadas

en base a su reconocida capacidad para identificar ensamblajes y

subensamblajes de Giardia. Estas dos técnicas son la descrita por Read

y cols. (2004) para amplificar un fragmento de 432 pb del gen de la

glutamato deshidrogenasa (gdh) de Giardia y la técnica para amplificar

un fragmento de 292 pb del gen 18S rRNA de Giardia descrita por

Appelbee y cols. 2003. Al utilizar dos técnicas distintas si una muestra

no quedaba identificada por una de ellas podía ser identificada por la

otra y obtener la máxima información posible.

En todas las muestras se pudo amplificar el fragmento de 432 bp

del gen de la gdh pero el fragmento de 292 pb del gen 18S rRNA solo

se observó en 9 muestras.

Las Figs. 1 y 2 muestran las imágenes de los geles de agarosa

tras la correspondiente electroforesis.

Resultados

157

Fig. 1. Amplificación por PCR del gen de la glutamato

deshidrogenasa (gdh) de Giardia duodenalis en gel de agarosa al 2% y

teñido con Bromuro de Etidio.

Lane 1: marcador de peso molecular (1.000 bp)

Lane 2: control positive of Giardia duodenalis (ATCC 30888)

Lanes 3-13: productos de PCR de las muestras problema

Resultados

158

Fig. 2. Amplificación por PCR del gen 18S rRNA Giardia duodenalis

en gel de agarosa al 2% y teñido con Bromuro de Etidio.

Línea 1: marcador de peso molecular (1.000 bp)

Líneas 2-12: productos de PCR de las muestras problema

Línea 13: control positive de Giardia duodenalis (ATCC 30888).

Resultados

159

3.8.2. SECUENCIACIÓN

Gdh

-MUESTRA 1

FASTA

>GRHeF

TCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGA

TGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACG

AGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCT

GACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCT

GTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAG

AACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTG

TCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGA

>GDHiF

TCTCGATCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGC

TTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGA

CAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCG

GGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGG

TTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGG

GCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCAGAGGCCACAGGGTATG

GAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGACA

>GDHiR

CCCGCCCCACTTGATGTTCTTGCCCGTGAGGACGCCCGTGAACTCGTTCCTGAGGC

GCTTGTACTGTCCAAACAGATAACCGATCTCGCGACCGCCGACGCCAATATCGCCA

GCAGGAACGTCGGTGTCAGCCCCGACGTGCCTTTGGAGTTCGGTCATAAAGGACT

GGCAAAAGCGCATGACCTCGTTGTCCGACTTGCCCTTAGGATCGAAGTCGGAGCC

GCCCTTACCACCGCCCATCGGAAGCGTGGTAAGGGAGTTCTTCAGGATCTGCTCAA

AGCCGAGGAACTTAAGGATCGAGAGGTTGACAGAGGGGTGGAAGCGGAGACCAC

CCTTGTAGGGCCCGAGAGCAGAGTTGTAC

Resultados

160

RESULTADO

- Identidad del 99% con el aislado H22.

- Nº de acceso a GenBank EF507665.1.

- Giardia duodenalis ensamblaje BIV

COMPARACIÓN DE SECUENCIA PROBLEMA CON EL

AISLADO H22 (Blast. NCBI)

CDS: Putative 1 1 L K F L G F E Q I L K N S L T T L P M

Query 1 TCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGG 60

Sbjct 140 ............................................................ 199

CDS:glutamate dehydr 47 I L K F L G F E Q I L K N S L T T L P M

CDS: Putative 1 20 G G G K G G S D F D P K G K S D N E V M

Query 61 GCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGC 120

Sbjct 200 ............................................................ 259

CDS:glutamate dehydr 67 G G G K G G S D F D P K G K S D N E V M

CDS: Putative 1 40 R F C Q S F M T E L Q R H V G A D T D V

Query 121 GCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTC 180

Sbjct 260 ....C....................G.....G..G......................... 319

CDS:glutamate dehydr 87 R F C Q S F M T E L Q R H V G A D T D V

CDS: Putative 1 60 P A G D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K

Query 181 CTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGC 240

Sbjct 320 .......................................................T.... 379

CDS:glutamate dehydr 107 P A G D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K

CDS: Putative 1 80 R L R N E F T G V L T G K N I K W G G S

Query 241 GCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTC 300

Sbjct 380 ............................................................ 439

CDS:glutamate dehydr 127 R L R N E F T G V L T G K N I K W G G S

CDS: Putative 1 100 L I R P E A T G Y G A V Y F L E E M C K

Query 301 TCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGG 360

Sbjct 440 ............................................................ 499

CDS:glutamate dehydr 147 L I R P E A T G Y G A V Y F L E E M C K

Query 361 A 361

Sbjct 500 . 500

CDS:glutamate dehydr 167 D

Resultados

161

-MUESTRA 2

FASTA

>GRHeF CCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCT >GDHiF GATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCA >GDHiR TGCCCGTGAACTCGTTCCTGAGGCGCTTGTACTGTCCAAACAGATAACCGATCTCG

CGACCGCCGACGCCAATATCGCCAGCAGGAACGTCGGTGTCAGCCCCGACGTGCC

TTTGGAGTTCGGTCATAAAGGACTGGCAAAAGCGCATGACCTCGTTGTCCGACTTG

CCCTTAGGATCGAAGTCGGAGCCGCCCTTACCACCGCCCATCGGAAGCGTGGTAA

GGGAGTTCTTCAGG

RESULTADO


- Nº de acceso a GenBank EF507665.1



AISLADO H22 (BLAST. NCBI)

CDS: Putative 1 1 Q S F M T E L Q R H V G A D T D V P A G

Query 1 CCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGG 60

Sbjct 267 ..................G.....G..G................................ 326

CDS:glutamate dehydr 90 Q S F M T E L Q R H V G A D T D V P A G

CDS: Putative 1 21 D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K R L R

Query 61 CGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAG 120

Sbjct 327 ............................................................ 386

CDS:glutamate dehydr 110 D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K R L R

Resultados

162

CDS: Putative 1 41 N E F T G V L T G K N I K W G G S L I R

Query 121 GAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAG 180

Sbjct 387 ............................................................ 446

CDS:glutamate dehydr 130 N E F T G V L T G K N I K W G G S L I R

CDS: Putative 1 61 P E A T G Y G A V Y F L

Query 181 ACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCT 216

Sbjct 447 .................................... 482

CDS:glutamate dehydr 150 P E A T G Y G A V Y F L

-MUESTRA 3

FASTA

>GRHeF ACTCCGCTCTCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAACCTCTCGATCCTTAAGTT CCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGACCGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGTGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTATAAGCGCCTCAGGAACGAGTTTACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGG >GDHiF GACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGACCGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTATAAGCGCCTCAGGAACGAGTTTACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGG >GDHiR CCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGACCGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTATAAGCGCCTCAGGAACGAGTTTACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGATAACAACACCGTAATCAGGGGCAAGAACGTCCTCCTCTCTGGCTCTGGCAACGTTGCTCAGTACGCGTG

Resultados

163

RESULTADO


- Nº de acceso a GenBank EF507671.1.



AISLADO H30. (BLAST. NCBI)

CDS: Putative 1 1 S A L G P Y K G G L R F H P S V N L S

Query 1 ACTCCGCTCTCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAACCTCTCGA 60

Sbjct 74 ............................................................ 133

CDS:glutamate dehydr 25 N S A L G P Y K G G L R F H P S V N L S

CDS: Putative 1 20 I L K F L G F E Q I L K N S L T T L P M

Query 61 TCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGG 120

Sbjct 134 ............................................................ 193

CDS:glutamate dehydr 45 I L K F L G F E Q I L K N S L T T L P M

CDS: Putative 1 40 G G G K G G S D F D P K G K S D N E V M

Query 121 GCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGC 180

Sbjct 194 ............................................................ 253

CDS:glutamate dehydr 65 G G G K G G S D F D P K G K S D N E V M

CDS: Putative 1 60 R F C Q S F M T E L Q R H V G A D T D V

Query 181 GCTTCTGCCAGTCCTTTATGACCGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGT-- 238

Sbjct 254 ..........................................................TC 313

CDS:glutamate dehydr 85 R F C Q S F M T E L Q R H V G A D T D V

CDS: Putative 1 80 R Y W R R R S R D R L S V W T V * A

Query 239 ------GCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTATAAGC 292

Sbjct 314 CTGCTG...................................................... 373

CDS:glutamate dehydr 105 P A G D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K

CDS: Putative 1 97 P Q E R V Y G R P H G Q E H Q V

Query 293 GCCTCAGGAACGAGTTTACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGG 342

Sbjct 374 .................................................. 423

CDS:glutamate dehydr 125 R L R N E F T G V L T G K N I K W

Resultados

164

MUESTRA 4

FASTA

>GRHeF CCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGG >GDHiF TCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCAGAGGCCACAGGGTA >GDHiR TGCCCGTGAGGACGCCCGTGAACTCGTTCCTGAGGCGCTTGTACTGTCCAAACAGA

TAACCGATCTCGCGACCGCCGACGCCAATATCGCCAGCAGGAACGTCGGTGTCAG

CCCCGACGTGCCTTTGGAGTTCGGTCATAAAGGACTGGCAAAAGCGCATGACCTC

GTTGTCCGACTTGCCCTTAGGATCGAAGTCGGAGCCGCCCTTACCACCGCCCATCG

GAAGCGTGGTAAGGGAGTTCTTCAGGATCTGCTC

RESULTADO

- Identidad del 99% con el aislado H22



Resultados

165



CDS: Putative 1 1 L K N S L T T L P M G G G K G G S D F D

Query 1 CCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGA 60

Sbjct 168 ............................................................ 227

CDS:glutamate dehydr 57 L K N S L T T L P M G G G K G G S D F D

CDS: Putative 1 21 P K G K S D N E V M R F C Q S F M T E L

Query 61 TCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACT 120

Sbjct 228 ....................................C....................G.. 287

CDS:glutamate dehydr 77 P K G K S D N E V M R F C Q S F M T E L

CDS: Putative 1 41 Q R H V G A D T D V P A G D I G V G G R

Query 121 CCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCG 180

Sbjct 288 ...G..G..................................................... 347

CDS:glutamate dehydr 97 Q R H V G A D T D V P A G D I G V G G R

CDS: Putative 1 61 E I G Y L F G Q Y K R L R N E F T G V L

Query 181 CGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCT 240

Sbjct 348 ............................................................ 407

CDS:glutamate dehydr 117 E I G Y L F G Q Y K R L R N E F T G V L

CDS: Putative 1 81 T G K N I K W G G S L I R P E A T G Y G

Query 241 CACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGG 300

Sbjct 408 ............................................................ 467

CDS:glutamate dehydr 137 T G K N I K W G G S L I R P E A T G Y G

CDS: Putative 1 101 A V Y F L E

Query 301 AGCTGTCTACTTCCTGGAGG 320

Sbjct 468 .................... 487

CDS:glutamate dehydr 157 A V Y F L E

MUESTRA 5

FASTA

>GRHeF

CCGCGGCTTCCGTATCCAGTACAACTCCGCTCTCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAACCTCTCGATCCTCAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACTGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTAT >GDHiF

CACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACTGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGT >GDHiR

Resultados

166

CACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGATAACAACACCGTAATCAGGGGCAAGAACGTCCTTCTCTCTGGCTCTGGCAACGTTGCCCAGTACGCGTGCGAGAAGCTCCTCCAGCTCGGTGCGAAGGTCCTCACCTTCTCGGACTCCAACGGGACTATCGTCGATA

RESULTADO

- Identidad del 100% con el aislado BAH-12.

- Nº de acceso a GenBank AF069059.1).

- Giardia duodenalis ensamblaje BIII


AISLADO BAH-12. (BLAST. NCBI)

CDS: Putative 1 1 R G F R I Q Y N S A L G P Y K G G L R F

Query 1 CCGCGGCTTCCGTATCCAGTACAACTCCGCTCTCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTT 60

Sbjct 12 ............................................................ 71

CDS:glutamate dehydr 5 R G F R I Q Y N S A L G P Y K G G L R F

CDS: Putative 1 21 H P S V N L S I L K F L G F E Q I L K N

Query 61 CCACCCCTCTGTCAACCTCTCGATCCTCAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAA 120

Sbjct 72 ............................................................ 131

CDS:glutamate dehydr 25 H P S V N L S I L K F L G F E Q I L K N

CDS: Putative 1 41 S L T T L P M G G G K G G S D F D P K G

Query 121 CTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGG 180

Sbjct 132 ............................................................ 191

CDS:glutamate dehydr 45 S L T T L P M G G G K G G S D F D P K G

CDS: Putative 1 61 K S D N E V M R F C Q S F M T E L Q R H

Query 181 CAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACTGAGCTCCAGAGGCA 240

Sbjct 192 ............................................................ 251

CDS:glutamate dehydr 65 K S D N E V M R F C Q S F M T E L Q R H

CDS: Putative 1 81 V G A D T D V P A G D I G V G G R E I G

Query 241 CGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGG 300

Sbjct 252 ............................................................ 311

CDS:glutamate dehydr 85 V G A D T D V P A G D I G V G G R E I G

CDS: Putative 1 101 Y

Query 301 TTAT 304

Sbjct 312 .... 315

CDS:glutamate dehydr 105 Y

Resultados

167

MUESTRA 6

>GRHeF CAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGA >GDHiF TTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGACA >GDHiR TGAGGACGCCCGTGAACTCGTTCCTGAGGCGCTTGTACTGTCCAAACAGATAACCG

ATCTCGCGACCGCCGACGCCAATATCGCCAGCAGGAACGTCGGTGTCAGCCCCGA

CGTGCCTTTGGAGTTCGGTCATAAAGGACTGGCAAAAGCGCATGACCTCGTTGTCC

GACTTGCCCTTAGGATCGAAGTCGGAGCCGCCCTTACCACCGCCCATCGGAAGCGT

GGTAAGGGAGTTCTTCAGGATCTGCTCAAAGCCGAGGAACTTAAGGATCGAGAGG

TTGACAGAGGGGTGGAAGCGGAGACCACCCTTGTAGGGCCCG

RESULTADO


- Nº de acceso a GenBank EF507665.1)


Resultados

168



CDS: Putative 1 1 Q S F M T E L Q R H V G A D T D V P A G

Query 1 CAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGC 60

Sbjct 268 .................G.....G..G................................. 327

CDS:glutamate dehydr 90 Q S F M T E L Q R H V G A D T D V P A G

CDS: Putative 1 21 D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K R L R

Query 61 GATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGG 120

Sbjct 328 ............................................................ 387

CDS:glutamate dehydr 110 D I G V G G R E I G Y L F G Q Y K R L R

CDS: Putative 1 41 N E F T G V L T G K N I K W G G S L I R

Query 121 AACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGA 180

Sbjct 388 ............................................................ 447

CDS:glutamate dehydr 130 N E F T G V L T G K N I K W G G S L I R

CDS: Putative 1 61 P E A T G Y G A V Y F L E E M C K

Query 181 CCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGA 233

Sbjct 448 ..................................................... 500

CDS:glutamate dehydr 150 P E A T G Y G A V Y F L E E M C K D

MUESTRA 7

FASTA

>GRHeF

CAGTACAACTCTGCTCCCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCCTCTGTC

AACCTCTCGATCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACC

ACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGT

CGGACAACGAGGTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGACC >GDHiF

CCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTG

GTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCG

CTTCTGCCAGTCCTTTATGACCGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACG

TTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGA

>GDHiR

TCGGTTATCTGTTTGGACAGTATAAGCGCCTCAGGAACGAGTTTACGGGCGTCCTC

ACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCAGAGGCCACAGGG

TATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGACAAC

RESULTADO

- Identidad del 100% con el aislado NQG143.

Resultados

169

- Nº de acceso a GenBank JQ70043.1).



AISLADO NQG143. (BLAST. NCBI)

CDS: Putative 1 1 Q Y N S A P G P Y K G G L R F H P S V N

Query 1 CAGTACAACTCTGCTCCCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAAC 60

Sbjct 1 ............................................................ 60

CDS:NADP-dependent g 1 Q Y N S A P G P Y K G G L R F H P S V N

CDS: Putative 1 21 L S I L K F L G F E Q I L K N S L T T L

Query 61 CTCTCGATCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTT 120

Sbjct 61 ............................................................ 120

CDS:NADP-dependent g 21 L S I L K F L G F E Q I L K N S L T T L

CDS: Putative 1 41 P M G G G K G G S D F D P K G K S D N E

Query 121 CCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAG 180

Sbjct 121 ............................................................ 180

CDS:NADP-dependent g 41 P M G G G K G G S D F D P K G K S D N E

CDS: Putative 1 61 V M R F C Q S F M T

Query 181 GTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGACC 210

Sbjct 181 .............................. 210

CDS:NADP-dependent g 61 V M R F C Q S F M T

MUESTRA 8

FASTA

>GRHeF GTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGA >GDHiF AGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTTTGCCAGTCCTTTATGACCGAACTCCAAAGACACGTCGGGGCTGACACCGACGTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGGCCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGACA >GDHiR CGACGCCAATATCGCCAGCAGGAACGTCGGTGTCAGCCCCGACGTGCCTTTGGAG

TTCGGTCATAAAGGACTGGCAAAAGCGCATGACCTCGTTGTCCGACTTGCCCTTAG

Resultados

170

GATCGAAGTCGGAGCCGCCCTTACCACCGCCCATCGGAAGCGTGGTAAGGGAGTT

CTTCAGGATCTGCTCAAAGCCGAGGAACTTAAGGATCGAGAGGTTGACAGAGGG

GTGGAAGCGGAGACCACCCTTGTAGGGCCCG

RESULTADO


- Nº de acceso a GenBank EF507665.1)




CDS: Putative 1 1 V G A D T D V P A G D I G V G G R E I G

Query 1 GTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGCGTCGGCGGTCGCGAGATCGGT 60

Sbjct 298 ............................................................ 357

CDS:glutamate dehydr 100 V G A D T D V P A G D I G V G G R E I G

CDS: Putative 1 21 Y L F G Q Y K R L R N E F T G V L T G K

Query 61 TATCTGTTTGGACAGTACAAGCGCCTCAGGAACGAGTTCACGGGCGTCCTCACGGGCAAG 120

Sbjct 358 ............................................................ 417

CDS:glutamate dehydr 120 Y L F G Q Y K R L R N E F T G V L T G K

CDS: Putative 1 41 N I K W G G S L I R P E A T G Y G A V Y

Query 121 AACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAGACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTAC 180

Sbjct 418 ............................................................ 477

CDS:glutamate dehydr 140 N I K W G G S L I R P E A T G Y G A V Y

CDS: Putative 1 61 F L E E M C K

Query 181 TTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGA 203

Sbjct 478 ....................... 500

CDS:glutamate dehydr 160 F L E E M C K D

MUESTRA 9

FASTA

>GRHeF

TGTTCCGTGTCCCCTGGATGGACGACGCCGGACGCATCAACGTCAACCGCGGCTTC

CGTATCCAGTACAACTCCGCTCTCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCC

TCTGTCAACCTCTCGATCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCC

Resultados

171

CTTACCACGCTTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGG

GCAAGTCGGACAACGAGGTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGAC >GDHiF

CGAGCTCCAGAGGCACGTCGGGGCTGACACCGACGTTCCTGCTGGCGATATTGGC

GTCGGCGGTCGCGAGATCGGTTATCTGTTTGGACAGTATAAGCGCCTCAGGAACG

AGTTTACGGGCGTCCTCACGGGCAAGAACATCAAGTGGGGCGGGTCTCTCATCAG

ACCAGAGGCCACAGGGTATGGAGCTGTCTACTTCCTGGAGGAGATGTGCAAGGAT

AACAACACCGTAATCAGGGGCAAGAACGTCCTCCTCTCTGGCTCTGGCAACGTTGC

TCAGTACGCGTGCGAGAAGCTCCTCCAGCTCGGTGCGAAGGTCCTCACCTTCTCGG

ACTCCAACGGGACTATCG >GDHiR

TCGATAAGGATGGCTTCAACGAGGAGAAGCTGGCCCACCTCATGCACCTCAAGAA

TGAGAAGCGCGGGCGCATCGCTGAGTTCAAGGAGAAGTATCCCAGCGTCGTGTAT

CACGAGAACAAGAAACCCTGGGAGTGCTTCGACGGGCAGGTGGATTGCATCATGC

CCTGCGCCACCCAGAACGAGGTCACTGGCGATGACGCGACGCGCCTTGTTGGCCT

TGGCCTCAAGTTCGTGGCCGAGGGTGCGAATATGCCCTCTACGGCGGAGGCCGTC

CATGTCTACCATGCCAAGGGCGTCATGTACGGGCCCGCCAAGGCCGCCAACGCCG

GTGGTGTTTCCGTCTCCGGT

RESULTADO






CDS: Putative 1 1 F R V P W M D D A G R I N V N R G F R

Query 1 TGTTCCGTGTCCCCTGGATGGACGACGCCGGACGCATCAACGTCAACCGCGGCTTCCGTA 60

Sbjct 5 ............................................................ 64

CDS:glutamate dehydr 2 M F R V P W M D D A G R I N V N R G F R

CDS: Putative 1 20 I Q Y N S A L G P Y K G G L R F H P S V

Query 61 TCCAGTACAACTCCGCTCTCGGGCCCTACAAGGGTGGTCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCA 120

Sbjct 65 ............................................................ 124

CDS:glutamate dehydr 22 I Q Y N S A L G P Y K G G L R F H P S V

CDS: Putative 1 40 N L S I L K F L G F E Q I L K N S L T T

Query 121 ACCTCTCGATCCTTAAGTTCCTCGGCTTTGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTTACCACGC 180

Sbjct 125 ............................................................ 184

CDS:glutamate dehydr 42 N L S I L K F L G F E Q I L K N S L T T

CDS: Putative 1 60 L P M G G G K G G S D F D P K G K S D N

Resultados

172

Query 181 TTCCGATGGGCGGTGGTAAGGGCGGCTCCGACTTCGATCCTAAGGGCAAGTCGGACAACG 240

Sbjct 185 ............................................................ 244

CDS:glutamate dehydr 62 L P M G G G K G G S D F D P K G K S D N

CDS: Putative 1 80 E V M R F C Q S F M T

Query 241 AGGTCATGCGCTTCTGCCAGTCCTTTATGAC 271

Sbjct 245 ............................... 275

CDS:glutamate dehydr 82 E V M R F C Q S F M T

MUESTRA 10

FASTA

>GRHeF CGCGTGCCCTGGATGGATGACGCTGGACGCATCAACGTCAACCGCGGCTTCCGTGTCCAGTACAACTCTGCTCTCGGCCCCTACAAGGGTGGCCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAATCTTTCGATTCTCA >GDHiF AAGAACTCCCTCACCACGCTCCCGATGGGCGGCGGCAAGGGCGGCTCCAGAGGCACGTCGGCGCCGACACTGACGTTCCTGCCGGCGACATCGGCGTCGGCGCCCGCGAGATCGGGTACCTGTACGGACAGTACAAGCGCCTGAGGAACGAGTTCACAGGCGTCCTCACAGGCAAGAACGTCAAGTGG >GDHiR GGTCCTTCATCAGGCCGGAGGCTACGGGCTATGGCGCTGTCTACTTCCTGGAGGA

GATGTGCAAGGACAACAACACTGTGATCAGGGGTAAGAACGTCCTCCTTTCTGGCT

CCGGCAACGTTGCCCAGTTTGCTTGCGAGAAGCTCATTCAGCTTGGCGCAAAGGTC

CTCACCTTCTCAGA

RESULTADO

- Identidad del 100% IndA2

- Nª de acceso a GenBank AB569385

- Giardia duodenalis ensamblaje AII


AISLADO IndA2 (BLAST. NCBI)

CDS: Putative 1 1 R V P W M D D A G R I N V N R G F R V Q

Query 1 CGCGTGCCCTGGATGGATGACGCTGGACGCATCAACGTCAACCGCGGCTTCCGTGTCCAG 60

Sbjct 22 ............................................................ 81

CDS:glutamate dehydr 8 R V P W M D D A G R I N V N R G F R V Q

CDS: Putative 1 21 Y N S A L G P Y K G G L R F H P S V N L

Query 61 TACAACTCTGCTCTCGGCCCCTACAAGGGTGGCCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAATCTT 120

Sbjct 82 ............................................................ 141

CDS:glutamate dehydr 28 Y N S A L G P Y K G G L R F H P S V N L

Resultados

173

CDS: Putative 1 41 S I L

Query 121 TCGATTCTCA 130

Sbjct 142 .......... 151

CDS:glutamate dehydr 48 S I L

MUESTRA 11

FASTA

>GRHeF ATCTTCCGCGTGCCCTGGATGGATGACGCTGGACGCATCAACGTCAACCGCGGCTTCCGTGTCCAGTACAACTCTGCTCTCGGCCCCTACAAGGGTGGCCTCCGCTTCCACCCCTCTGTCAATCTTTCGATTCTCAAGTT >GDHiF CCTCGGTTTCGAGCAGATCCTGAAGAACTCCCTCACCACGCTCCCGATGGGCGGCGGCAAGGGCGGCTCCAGAGGCACGTCGGCGCCGACACTGACGTTCCTGCCGGCGACATCGGCGTCGGCGCCCGCGAGATCGGGTACCTGTACGGACAGTACAAGCGCCTGAGGAACGAGTTCACAGGCGTCCTCACAGGCAAGAACGTCAAGTGG >GDHiR GGCGGGTCCTTCATCAGGCCGGAGGCTACGGGCTATGGCGCTGTCTACTTCCTGG

AGGAGATGTGCAAGGACAACAACACTGTGATCAGGGGTAAGAACGTCCTCCTTTC

TGGCTCCGGCAACGTTGCCCAGTTTGCTTGCGAGAAGCTCATTCAGCTTGGCGCAA

AGGTCCTCACCTTCTCAGACTCCAACGGGACCATTGTCGACAAG

RESULTADO

- Identidad del 100% con el aislado IndA2.

- Nª de acceso a GenBank AB569385

- Giardia duodenalis ensamblaje AII


AISLADO IndA2 (BLAST. NCBI)

CDS: Putative 1 1 I F R V P W M D D A G R I N V N R G F R

Query 1 ATCTTCCGCGTGCCCTGGATGGATGACGCTGGACGCATCAACGTCAACCGCGGCTTCCGT 60

Sbjct 16 ............................................................ 75

CDS:glutamate dehydr 6 I F R V P W M D D A G R I N V N R G F R

CDS: Putative 1 21 V Q Y N S A L G P Y K G G L R F H P S V

Resultados

174

Query 61 GTCCAGTACAACTCTGCTCTCGGCCCCTACAAGGGTGGCCTCCGCTTCCACCCCTCTGTC 120

Sbjct 76 ............................................................ 135

CDS:glutamate dehydr 26 V Q Y N S A L G P Y K G G L R F H P S V

CDS: Putative 1 41 N L S I L K

Query 121 AATCTTTCGATTCTCAAGTT 140

Sbjct 136 .................... 155

CDS:glutamate dehydr 46 N L S I L K F

3.9. Estudio comparativo de proporciones de parásitos

intestinales en niños de Tetuán

3.9.1. Estudio comparativo de proporiciones por zonas

Comparación entre las zonas rurales y urbanas de Tetuán

- Zexp= 2,13631

- p-valor=0,0326541

La diferencia porcentual entre ambas poblaciones es significativa. El

intervalo de confianza, al nivel de confianza del 95%, para la

diferencia de proporciones es (0,00551524; 0,111449) de lo que se

puede concluir que, en base a estos datos y con un nivel de confianza

del 95%, la proporción de parásitos entre los niños/as de las zonas

rurales es superior a la de las zonas urbanas.

Por grupos de Edades:

a) [5,8): Comparación entre la zonas rurales y urbanas de Tetuán

- Zexp=0,428505

- p-valor=0,66828

La diferencia porcentual entre ambas poblaciones no es significativa.

b) [8,11): Comparación entre la zonas rurales y urbanas de Tetuán

- Zexp=1,26201

- p-valor=0,206943

Resultados

175


c) [11,15): Comparación entre las zonas rurales y urbanas de

Tetuán

- Zexp=2,06396

- p-valor=0,0390209




puede concluir que, en base a estos datos y con un nivel de confianza

del 95%, la proporción de parásitos entre los niños/as de 11 a 14 años

de las zonas rurales es superior a la de las zonas urbana.

Por Sexo:

a) Niños: Comparación entre las zonas rurales y urbanas de

Tetuán

- Zexp=2,1861

- p-valor=0,0288083




puede deducir que, en base a estos datos y con un nivel de confianza

del 95%, la proporción de parásitos en niños de las zonas rurales es

superior a la de las zonas urbanas.

b) Niñas: Comparación entre la zonas rurales y urbanas de Tetuán

- Zexp=0,838276

- p-valor=0,401874


Por Estación:

Resultados

176

a) Primavera: Comparación entre las zonas rurales y urbanas de

Tetuán

- Zexp=-0,225283

- p-valor=0,821755


b) Verano: Comparación entre las zonas rurales y urbanas de

Tetuán

- Zexp=1,1001

- p-valor=0,271287


c) Otoño: Comparación entre la zonas rurales y urbanas de Tetuán

- Zexp=2,03792

- p-valor=0,0415573



diferencia de proporciones es (0,0102998; 0,2797) de lo que se puede

deducir que, en base a estos dato y con nivel de confianza del 95%, la

proporción de parásitos en niños/as en la estación de otoño de las

zonas rurales es superior a la de las zonas urbanas.

Nota: este test usa una aproximación normal. Debido al pequeño

tamaño de alguna de las muestras, la aproximación puede no ser

válida.

d) Invierno: Comparación entre la zonas rurales y urbanas de

Tetuán

Esta comparación no puede realizarse debido a que no se tienen datos

de la zona rural durante la estación de invierno.

Resultados

177

3.9.2. Estudio comparativo de proporciones por sexos

Comparación entre niños y niñas:

- Zexp=-0,390962

- p-valor=0,695821

La diferencia porcentual entre ambos sexos no es significativa.

Por Zonas:

a) Rural: Comparación entre niños y niñas

- Zexp=0,58279

- p-valor=0,560032


b) Urbana: Comparación entre niños y niñas

- Zexp=-0.866433

- p-valor=0,386251


Por Grupos de Edad:

a) [5,8): Comparación entre niños y niñas

- Zexp=0,136543

- p-valor=0,891387


b) [8,11): Comparación entre niños y niñas

- Zexp=-0,291323

- p-valor=0,770801

Resultados

178


c) [11,15): Comparación entre niños y niñas

- Zexp=-0,733489

- p-valor=0,463258


Por Estación:

a) Primavera: Comparación entre niños y niñas

- Zexp=0,55956

- p-valor=0,575777


b) Verano: Comparación entre niños y niñas

- Zexp=-1,16284

- p-valor=0,244895


c) Otoño: Comparación entre niños y niñas

- Zexp=1,78766

- p-valor=0,07383

La diferencia porcentual entre ambos sexos no es significativa. Debido

a que el p-valor está entre 0,05 y 0,1 y que uno de los tamaños de

muestra es inferior a 100, con lo que la aproximación normal no es

apropiada para dicha muestra, se debería repetir el estudio con una

muestra mayor para confirmar los resultados.

d) Invierno: Comparación entre niños y niñas

- Zexp=0,000758727

- p-valor=0,999389

Resultados

179


3.9.3. Estudio comparativo de proporciones por estaciones del año

Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno. Para dicha

comparación múltiple de proporciones se aplica un test no paramétrico

2 (chi-cuadrado) con un nivel de significación de 0,05:

- 2exp=5,62

- p-valor=0,1316

La diferencia porcentual entre las estaciones no es significativa.

Por Zonas:

a) Rural: Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno

- 2exp=1,69

- p-valor=0,4292


b) Urbana: Comparación entre primavera, verano, otoño e

invierno

- 2exp=5,49

- p-valor=0,1391


Por Grupos de Edad:

a) [5,8): Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno

- 2exp=5,29

- p-valor=0,1515


b) [8,11): Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno

- 2exp=2,51

- p-valor=0,4742

Resultados

180


c) [11,15): Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno

- 2exp=2,46

- p-valor=0,483


Por Sexo:

a) Niños: Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno

- 2exp=3,5

- p-valor=0,3209


b) Niñas: Comparación entre primavera, verano, otoño e invierno

- 2exp=20,22

- p-valor=0,0002

La diferencia porcentual entre las estaciones es significativa dentro del

grupo de las niñas. En base al gráfico de Análisis de Medias (ANOM),

las estaciones que muestran diferencias en sus porcentuales son el

verano y el invierno.

Resultados

181

3.9.4. Estudio comparativo de proporciones según la edad

Comparación entre los grupos de edad [5,8), [8,11) y [11,15). Para

dicha comparación múltiple de proporciones se aplica un test no

paramétrico 2 (chi-cuadrado) con un nivel de significación de 0,05:

- 2exp=1,07

- p-valor=0,5859

La diferencia porcentual entre los grupos de edad no es significativa.

Por Zonas:

d) Rural: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=2,46

- p-valor=0,2925


Gráfico de Análisis de Medias para NiñasCon 95% Límites de Decisión

Prop

orci

ónUDL=0,76

CL=0,68

LDL=0,60

Primavera Verano Otoño Inv ierno0,57

0,62

0,67

0,72

0,77

0,82

Resultados

182

a) Urbana: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=0,26

- p-valor=0,8762


Por Estación:

a) Primavera: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=0,136543

- p-valor=0,891387


b) Verano: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=-0,291323

- p-valor=0,770801


c) Otoño: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=-0,733489

- p-valor=0,463258

La diferencia porcentual entre los grupos de edad s no es significativa.

d) Invierno: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=-0,733489

- p-valor=0,463258

Resultados

183


Por Sexo:

a) Niños: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y

[11,15)

- 2exp=0,18

- p-valor=0,9149


b) Niñas: Comparación entre grupos de edad [5,8), [8,11) y [11,15)

- 2exp=1,37

- p-valor=0,505


Conclusiones: Prácticamente en todas las comparaciones realizadas el

p-valor es superior a 0,05, por lo que no podemos rechazar la hipótesis

de igualdad entre las proporciones comparadas, con un nivel de

confianza del 95%. Caben destacar dos casos: El primero es al

comparar el IPS de las zonas rurales y las zonas urbanas donde

podemos rechazar la igualdad entre las proporciones con el mismo

nivel de confianza y, de forma más precisa, las diferencias son

significativas dentro del grupo de edad comprendido entre los 11 y los

15 años, dentro del grupo de los niños y en el mes de otoño. En este

caso, analizando el intervalo de confianza para la diferencia de

proporciones, en base a los datos obtenidos, podemos concluir que el

IPS en las zonas rurales es superior al de las zonas urbanas, a un nivel

Resultados

184

de confianza del 95%. El segundo caso donde aparecen diferencias

significativas en el IPS es, dentro del grupo de las niñas, entre las

estaciones, y más específicamente en las de verano e invierno.

En algún caso el tamaño muestral es insuficiente para que los

resultados del contraste puedan ser del todo fiables.

Discusión

185

5. DISCUSIÓN

5.1 ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO

"Si planificas para un año, siembra trigo. Si planificas para una década,

planta árboles. Si planificas para una vida, educa personas" (Kwan

Tzu)”.

"Cuando educas a tu hijo educas también a tu nieto" (El Talmud).

"Educad a los niños y no será necesario castigar a los hombres"

(Pitágoras)

Nada existe más gratificante ni más importante que educar, y

especialmente a los niños, que como material ávido de aprendizaje son

también más moldeables. Miles de frases como las anteriormente

expuestas lo ponen de manifiesto. Pero nuestra propia experiencia, de

varios años al respecto, también lo corrobora.

Con el presente trabajo hemos intentado realizar un estudio

epidemiológico sobre parásitos intestinales en niños de Tetuán al objeto

de conocer el estado actual sobre este tema, que según pensábamos y

hemos constado, sigue afectando a la población igual que hace décadas.

Estos trabajos de carácter epidemiológico con personas, en este

caso con niños, llevan aparejados un contacto directo con la población

de una determinado zona y de forma espontánea, aún sin querer, e

independientemente de las pautas planificadas, surgen la “educación” y

la “concienciación” como valores innatos que vamos inculcando a lo

largo del estudio. Por tanto, no son solo estudios con resultados en

forma de interminables cifras y datos, sino que aparte de esto, los frutos

del trabajo quedan a modo de pequeñas semillas en la mente de las

personas, esperemos que ayudándoles en sus hábitos de vida diarios

para prevenir y controlar las afecciones por enteroparásitos.

Discusión

186

Lo bueno sería regar estas semillas con cierta asiduidad, para

evitar que con el olvido se sequen, pero esto, de momento, es

imprevisible. Realmente en la actualidad no existen programas de

prevención, control o tratamiento de parásitos intestinales en

Marruecos. Aunque la OMS está llevando a cabo, desde el año 2001,

un programa destinado a la eliminación de helmintos transmitidos por

el suelo en niños, mediante la administración de tratamiento a los

escolares, este no afecta a Marruecos.

Nuestros resultados demandan la necesidad de estos programas

ya que de las 1405 muestras que hemos analizado 878 contenían uno o

más enteroparásitos, es decir, que la prevalencia de parásitos

intestinales en los escolares ha sido del 62.5%. Vaya este dato por

delante de todo para indicar la importancia que en nuestra época tienen

los parásitos intestinales en Marruecos y más si consideramos que

aparte de las patologías propias de cada uno, se pueden asociar con

desnutrición, anemia o trastornos en el desarrollo cognitivo de los

escolares.

La única forma para poder realizar nuestro estudio es a través de

los colegios y en conexión con los centros de salud de diferentes zonas

de Tetuán. La selección de los colegios se ha realizado considerando,

en gran parte, la capacidad e interés para participar en el estudio que

mostraron los profesionales de los mismos, y teniendo en cuenta

también los barrios en que había mayores posibilidades de recolectar

muestras fecales. No todos los colegios estuvieron interesados en

cooperar en este trabajo y además, como es lógico, hay determinados

barrios que pueden ser más cerrados o problemáticos y estos, de

entrada, ya fueron descartados.

Discusión

187

Los colegios de zonas rurales que participaron pertenecían a

barrios interiores de Tetuán a excepción del de Azla que es una zona

costera. Participaron 4 colegios: Mellalyéne (212 alumnos), Ben

Karrich (463 alumnos), Azla (247 alumnos) y Bounzal (168 alumnos).

Estos colegios son más pequeños y tienen, por tanto, muchos menos

alumnos que los de las zonas urbanas estudiadas, en las que se

muestrearon los colegios: 18 de Novembre (1205 alumnos), Ahmed Al

Zaouk (560 alumnos), Ahmad Al Bakal (1382 alumnos), Maghrrib El

Arrabi (1000 alumnos), Mouhamed Ben Abdelkarim El Khattabi (1293

alumnos) y El Fakih Tanji (964 alumnos). En cambio la participación

en el estudio (Tabla 1) fue muy superior en los colegios de zonas

rurales (42%) que en los de zonas urbanas (14.6%), con notable

diferencia. Esto puede indicar una mayor preocupación de la población

de zonas rurales por los parásitos, porque tienen más frecuentes

afecciones intestinales asociados con diarrea, y esto puede estar unido a

una mayor implicación e insistencia de los maestros para que los

alumnos entregaran las muestras. Estos colegios de zonas rurales, al ser

más pequeños, favorecen una relación más personalizada de los

maestros con los alumnos y sus padres, y por ello también una mayor

implicación de los profesionales en la problemática de sus alumnos.

Independientemente de este dato y dado que el número de alumnos es

casi 6 veces mayor en los colegios de zonas urbanas que en los de

zonas rurales, hemos analizado más muestras de niños de zonas urbanas

(66.5%) que de niños de zonas rurales (33.5%), casi el doble (Tabla 2).

Esto solamente vuelve a demostrar que en los estudios epidemiológicos

los muestreos no se pueden realizar metódicamente y los resultados

están también sujetos a este hecho.

Discusión

188

En cualquier caso, una vez que cada colegio decidió participar

en nuestro estudio se concertó la correspondiente cita para el muestreo

y una breve explicación a los niños y sus padres de la finalidad de

tomar estas muestras. Es evidente que todo se planteó de una manera

sencilla y fácil de entender para que tomaran conciencia de que a través

de este chequeo podríamos obtener información sobre los parásitos

intestinales que afectaban a los escolares.

En este primer contacto simultáneamente al reparto de

contenedores para la toma de muestras, se repartieron unas fichas

identificativas con una brevísima encuesta sobre algunos datos

relacionados con el estudio para conocer las condiciones de vida de los

niños: sus enfermedades, tipo de vivienda, forma de obtener agua,

eliminación de desechos y presencia de animales en las casas. En estas

mismas fichas en los casos en que el diagnóstico fue positivo se indicó

el mismo y se recomendó la asistencia al centro de salud de la zona

para el establecimiento del tratamiento adecuado. Todas las fichas de

los niños parasitados se remitieron de los colegios a los centros de

salud de la zona. Para aquellos niños pertenecientes a familias sin poder

adquisitivo, previa acreditación, los medicamentos fueron gratuitos. Al

resto se les indicó para que los compraran.

Otro dato de la ficha fue la talla y el peso de cada niño, que se

rellenaron sobre la marcha para cada escolar.

La pequeña encuesta incluida en la ficha identificativa fue

rellenada por muy pocas familias, por no decir casi ninguna. Está claro

que el índice de analfabetismo o el desinterés en cumplimentarla fue la

pauta general, tanto en las zonas rurales como en las urbanas.

El sistema educativo marroquí está en una fase de

modernización impulsada muy especialmente por Mohamed VI y

Discusión

189

realizada por el gobierno actual. Su principal objetivo es “universalizar

la escolarización abarcando a la totalidad de la población infantil”.

Las estadísticas arrojan unos datos preocupantes. De los 28

millones de habitantes (según datos de la UNESCO del 2000) que tiene

el país, el 55 % son analfabetos. Una acción educativa decisiva, que

incida particularmente sobre las zonas rurales contribuirá, en gran

medida, a rebajar este índice.

El llamado programa de educación no formal consiste en la

educación de los niños de 8 a 16 años de edad que no han sido

escolarizados o desescolarizados. Este programa propone su inserción

en la enseñanza general o la formación profesional o bien, su

preparación para la vida activa.

Según los datos estadísticos de la Dirección de Estrategia,

Estudios y Planificación durante el curso escolar 2000/2001, el

conjunto de niños y niñas no escolarizados (9 a 15 años) ascendía a

1.463.154, de los que 348.000 tenían entre 9 y 11 años, edades

consideradas prioritarias por el programa por la posibilidad de integrar

a estos alumnos en un ciclo de primaria tras la etapa de educación no

formal.

La tasa de analfabetismo en Marruecos se reparte de esta forma.

En mujeres que viven en medio rural: 89%, en medio urbano: 49%, en

conjunto: 67%. En hombres que viven en medio rural: 61%, en medio

urbano: 25%, en conjunto: 41%. El objetivo de la generalización de la

enseñanza no se ha logrado, sobre todo en el medio rural.

Según el censo de 1994 y los datos estadísticos del año escolar

1996-1997 entre los jóvenes de 8 a 16 años, dos millones y medio no

habían ido nunca a la escuela o la habían dejado antes del final de la

escolarización obligatoria. Representaban el 42% del conjunto de la

población de esta franja de edad. Por otra parte, esos jóvenes no

escolarizados o desescolarizados aumentan el número de analfabetos ya

Discusión

190

que diversos estudios han mostrado que los desescolarizados olvidan

con el tiempo lo que aprendieron en su momento.

Los maestros que ejercen en estas zonas se quejan de la gran

distancia que separa las escuelas de los domicilios. Muchos padres

necesitan que sus hijos comiencen a trabajar lo antes posible para

contribuir económicamente a los ingresos de la familia y abandonan la

escuela antes de los 15 años. Los niños que desean recibir instrucción

deben recorrer largas distancias, a menudo atravesar montañas.

El gobierno se ha decidido a aplicar medidas que tiendan a

paliar estas deficiencias. De igual modo, intenta consolidar la

investigación científica, así como el cambio de los programas de

estudio en la primaria y secundaria. Dichos cambios se sustentarán

económicamente en la instauración de un sistema de pago para las

clases favorecidas de la sociedad, que deberán de hacerse cargo de los

gastos que ocasiona la educación secundaria e universitaria.

Según un estudio llevado a cabo por el exministro de educación,

Rachid Belmokthar, la clase alta se ha beneficiado de la gratuidad de la

enseñanza secundaria e universitaria en un 65 por ciento, mientras que

las clases desfavorecidas en un 5,5 por ciento.

Si bien la encuesta de la ficha identificativa no sirvió de nada

porque no fue rellenada por la gente, la visita a los barrios, el contacto

directo con las personas y la información que nos aportaron los

maestros, nos permitió saber acerca de la mayoría de los datos que

pedíamos en la ficha. Podemos constatar que en las zonas rurales la

mayoría viven en casas que ellos mismos han fabricado con adobe

mientras que en los barrios urbanos predominan los edificios de varias

plantas. La excepción es el barrio de Jamaa el Mazouak donde hay

también muchas casas de construcción personal y sin servicios

higiénicos. Realmente el 100% de las casas de los barrios urbanos

estudiados tenían servicios incorporados en el interior de los pisos,

Discusión

191

menos en Jamaa el Mozouak, como hemos indicado. En las casas de los

barrios rurales también, dentro o fuera de las viviendas, existían letrinas

o pozos ciegos, sin ser normal la defecación al ras. El agua corriente

dentro de las casas fue poco habitual en zonas rurales, no más del 20%

contaban con red de distribución de agua. Sin embargo en los barrios

urbanos podemos decir que no más de un 10% de la población carecen

de agua potable.

Los animales domésticos, de compañía o granja, fueron

habituales en todos los barrios rurales, pudiendo verse burros, cabras,

pollos, gatos, perros….De igual forma también en los barrios urbanos

los animales de compañía como gatos y perros estaban presentes en la

mayoría de las viviendas.

En todos los colegios en que se ha realizado este estudio se

imparte primaria, secundaria y bachillerato. Nuestro estudio se ha

realizado en los niños de primaria cuyas edades oscilan entre 5-14 años

(Tabla 6), puesto que son los más pequeños del colegio y por ello los

que pueden constituir una población de riesgo, ya sea por sus hábitos y

juegos como por su sistema inmunológico algo más inmaduro que el de

los alumnos de edades superiores. Los que aportaron menos muestras

fueron, justamente, los más mayores entre 11-14 años, ya sea porque

ellos mismos no quisieron traerlas o/y porque tampoco sus padres a esta

edad se preocupan ya tanto de ellos.

Por zonas se han muestreado prácticamente el mismo número de

niños que de niñas (Tabla 4) y se ha realizado también un breve análisis

de acuerdo a las estaciones del año (Tabla 3). El clima es mediterráneo

con períodos muy cálidos durante los meses de julio y agosto (28.3ºC a

32.9ºC) y otros fríos durante los meses de enero y febrero

Discusión

192

(5.3ºC a 8.6 ºC). Por eso hemos considerado interesante ver la variación

estacional de los parásitos intestinales.

Al analizar detenidamente la distribución de enteroparásitos en

la población infantil estudiada y hacer un estudio del índice se

parasitación simple (IPS) y corregido (IPC) en los barrios rurales y

urbanos (Tablas 9 y 10. Gráfico 1) nos damos cuenta que los IPS en

ambas zonas son muy parecidos, es decir que hay una proporción

similar de niños parasitados. En cambio el IPC si fue mayor en zonas

rurales ya que los niños de estos barrios normalmente presentaban más

de un parásito en sus muestras fecales y esto ocurrió en menor

proporción en las zonas urbanas estudiadas. Un estudio similar

realizado por Hoummad El Fatni en 2001 analizando 1003 muestras

fecales de población de diferentes edades de Tetuán, Rabat y

Marrakech indicaba resultados similares en Tetuán, aunque las

diferencias entre los IPC en zonas urbanas y rurales estaban menos

acentuados que en nuestro estudio. Esto se puede deber al hecho de que

nuestro trabajo se ha realizado con una población de riesgo, como es la

población infantil, y por ello las diferencias son más marcadas.

Al estudiar la distribución de parásitos intestinales por edades

(Tablas 11 y 12. Gráficos 3 y 4), seguimos encontrando IPS casi

idénticos en los 3 grupos de edades que hemos establecido. En cambio

llama la atención que los IPC son mayores en niños de 8-14 años. Esto

puede ser debido, como ya hemos comentado, a un menor control de su

alimentación y hábitos por parte de las madres que en los niños más

pequeños; comen también más cosas de la calle lo que puede contribuir

a que muchos niños estén multiparasitados. Esto mismo se acentúa,

como el lógico, en las zonas rurales respecto a las urbanas (Tabla

13.Gráficos 3 y 4). Trabajos parecidos realizados en Marruecos, como

Discusión

193

el ya mencionado de Hoummad El Fatni (2001) o el que realizaron

Tligui y Agoumi en Tiflet (2006) demostraron que en niños desde

recién nacidos a 15 años, también se iban incrementado los IPS e IPC

con la edad. Otros estudios también confirman nuestros datos y así en

Trujillo (Perú), (Tesis Doctoral de Gregorio Pérez Cordón), igualmente

se observó que en niños de edades comprendidas entre 10 meses y 14

años la parasitación se incrementaba con la edad, posiblemente por las

mismas causas que hemos expuesto.

En cuanto al sexo, nuestros resultados reflejan IPS e IPC

similares en niños en niñas (Tablas 13 y 14. Gráfico 5). Es lógico

pensar que tanto los niños como las niñas reciben una alimentación

similar en sus casas y fuera de ellas. Logicamente también han

recibido las mismas escasas nociones sobre higiene, juegan con

mascotas en igual proporción y sus viviendas son idénticas.

Desde hace años se ha constatado que la variación estacional

puede afectar a la transmisión de los parásitos intestinales cuyas formas

de resistencia han de madurar o permanecer en condiciones óptimas de

temperatura y humedad para mantenerse viables. Este hecho está

perfectamente constatado tanto en protozoos como en helmintos

(Rodríguez y cols. 1996; Fryauff y cols. 2000; Noordeen y cols. 2001;

Hoummand El Fatni 2001; Cifuentes y cols. 2004; Calvo y cols. 2004;

Ponce-Macotela y cols. 2005). En nuestro estudio esto se confirma y de

acuerdo a la estación del año, (Tablas 21 y 22. Gráfico 10), los IPS e

IPC más bajos se produjeron en invierno, ya que la baja temperatura

perjudica la transmisión de los enteroparásitos; en cambio en otoño y

primavera se encontraron los IPC más altos.

La prevalencia de enteroparásitos en escolares de Tetuán fue de

62.5%, este dato es muy similar al del más reciente trabajo, anterior al

Discusión

194

nuestro, realizado en niños de la ciudad de Sale que indicaba un 61.7%

de prevalencia (Tagajdid y cols. 2012). Realmente son prevalencias

muy altas, incluso superiores a las que aparecen en trabajos más

antiguos en que oscilaban entre en 14 y 57% (Jimenez Albarran y cols.

1994; Laamrani El Idrissi 1999; El Guamri 2009). Los datos pueden

variar según las diferentes variables del estudio, zona, población,

estación del año y metodología empleada para la identificación de los

parásitos. Pero, en cualquier caso, está claro que independientemente

de estas variables, las condiciones de vida en Marruecos no han variado

todo lo que sería de desear a lo largo de los años y que los

enteroparásitos siguen siendo compañeros vitales en la población

marroquí.

La importancia del uso de técnicas idóneas para la identificación

y concentración de los enteroparásitos es clara y pueden hacer variar

considerablemente los datos epidemiológicos que resultan del estudio.

En nuestra experiencia previa así como la de otros autores, (Navone y

cols. 2005; Cordova Paz Soldan y cols. 2006; Pérez Cordón y cols.

2008; Xavier de Carvalho y cols. 2012) dos de las mejores técnicas

para concentración de parásitos de muestras fecales son las de Ritchie

(1948) y Faust (1939).

Al objeto de concentrar todas las muestras fecales para un

diagnóstico más exacto, se realizó un breve estudio cuantitativo

comparando las técnicas de Ritchie y de Faust, para seleccionar la que

nos permitiera la obtención de un mayor número de parásitos. El

método de Ritchie ofreció un rendimiento mucho mejor y

prácticamente se recuperaron el doble de parásitos por esta técnica

respecto a la de Faust (Tabla 65), por ello se adoptó como técnica de

concentración de nuestro estudio, aunque se pudiera complementar con

Discusión

195

otras. Esto se reflejó también en el caso de enteropatógenos tales como

G. duodenalis, C. cayetanensis o Taenia spp. La elección de la

metodología influye a veces en que un diagnóstico sea positivo o

negativo, es decir sea certero o no, con la importancia que esto tiene en

el establecimiento de un tratamiento para la curación de los niños

afectados. El rendimiento del método elegido cobra aún más

importancia en el caso de que el número de parásitos en las muestras

fecales sea escaso, porque con técnicas menos productivas el resultado

va a ser posiblemente negativo, como consecuencia no se establecerá

tratamiento alguno y los parásitos podrán multiplicarse activamente en

esta población de riesgo infantil.

También la elección de una técnica u otra en los estudios

epidemiologícos puede tener relevancia en el hecho de que se descarte

la presencia de un parásito en una zona o se modifiquen

considerablemente los valores de prevalencia, incidencia, etc.. En

nuestro estudio la prevalencia de parásitos intestinales ha sido, como ya

hemos indicado, bastante alta, superando a las de la mayoría de los

trabajos previos. Esto se puede deber también al hecho de haber

escogido una metodología adecuada de trabajo que permite la

recuperación, para su posterior identificación, de una gran proporción

de parásitos. Además nuestro trabajo refleja que mediante la técnica de

Ritchie se pueden perfectamente concentrar formas de B. hominis, al

contrario que se había pensado desde hacía tiempo y fue refutado por

Navone y cols. (2005).

En nuestro estudio B. hominis es el parásito más frecuente,

61.6% de prevalencia global (Tabla 29). La alta prevalencia de este

parásito en Marruecos empieza a ponerse de manifiesto en un trabajo

realizado en Tiflet (Tligui y Agoumi, 2006), en el que resaltó

Discusión

196

conjuntamente con E. vermicularis e H. nana. Este protista

perteneciente al grupo de los Stramenopiles (Silberman y cols. 1996) se

ha considerado como apatógeno por mucho tiempo, hasta que varios

estudios han demostrado su potencial patogenicidad en condiciones de

alteración de la flora intestinal o inmunodepresión, ocasionando

diferentes síntomas como diarrea, dolor abdominal, flatulencia y

vómitos (O’Gorman y cols. 1993; Sinniah y cols. 1994; Michelli y

Donato, 2001). Es más la presencia en una muestra fecal de 5 o más

formas de B. hominis por campo, al microscopio óptico, se asocia a

síntomas y a la necesidad de establecer tratamiento (Koneman y cols.

1992). En nuestro estudio muchas muestras con B. hominis eran

diarreicas, prácticamente el porcentaje es el mismo de las muestras de

niños con B. hominis diarreicas y no diarreicas (Tabla 33). Muchas de

estas muestras diarreicas solo presentaban B. hominis, por lo que

podemos pensar en su patogenicidad, y también frecuentemente estuvo

asociado con otros enteropatógenos en cuyo caso las muestras siempre

fueron diarreicas.

En nuestro estudio la prevalencia de protozoos fue muy superior

a la de los helmintos (33.9% frente a 4.5%), tal como ocurría en otros

trabajos previamente publicados y realizados en Marruecos (Laholu y

El Yakine, 1980; Hoummad El Fatni, 2001; Tligui y Agoumi, 2006; El

Guamri y cols. 2009; Tagajdid y cols. 2012). Los protozoos

identificados fueron G. duodenalis, C. cayetanensis, C. mesnili, E. coli,

E. histolytica/dispar, E. nana, I. butschilii, Cryptosporidium spp. e I.

belli (Tabla 29).

G. duodenalis ha sido el protozoo enteropatógeno más frecuente

en los niños de nuestro estudio, 18.5% de prevalencia (Tabla 29).

Desde que apareció en la bibliografía el primer trabajo sobre parásitos

Discusión

197

intestinales en Marruecos, Gand y Chedical (1956), ya aparece G.

duodenalis como el parásito más prevalente (10%). A partir de aquí, no

existe ningún estudio en que no aparezca en un lugar prioritario

(Laholou y El Yakire, 1980; Mahmoudi, 1988; Jimenez Albarran y

cols. 1994; Laamrani el Idrissi, 1999; Tligui y Agoumi, 2006; El

Kettani y cols. 2006; Lamghari y Assobhei, 2007; El Guamri y cols.

2009, Tagajdid y cols. 2012). Dependiendo de la población, zona y

técnica de análisis su prevalencia ha variado ligeramente a lo largo de

los años entre el 10-22% y, como es lógico, G. duodenalis se ha

identificado en aguas fecales de riego agrícola y plantas de depuración

de residuales de zonas urbanas en Marruecos (Habbari y cols. 2000;

Amahmid y cols. 2002).

Si analizamos los resultados obtenidos, podemos apreciar

escasas diferencias en la distribución de los parásitos en entre los niños

de zonas rurales y urbanas (Tabla 29). Normalmente la prevalencia de

enteroparásitos fue algo superior en zonas rurales que en zonas urbanas.

Esto mismo ocurrió con G. duodenalis que apareció con una

prevalencia de 19.9% en zonas rurales y 17.7% en zonas urbanas,

aunque hay que resaltar que en muchas muestras de niños de zonas

rurales la cantidad de quistes/ml fue mayor que en los niños de zonas

urbanas, en que pudimos encontrar muy pocos quistes. En cualquier

caso la prevalencia de Giardia en niños de Tetuán sigue siendo tan alta

como siempre, porque las condiciones socioeconómicas y sanitarias no

han mejorado demasiado desde que aparecen los primeros estudios de

parásitos intestinales en la bibliografía. Además, como hemos indicado,

este parásito está presente tanto en zonas urbanas como rurales con

similar frecuencia, tal vez por la influencia que puede tener la

transmisión zoonótica de G. duodenalis que está perfectamente

Discusión

198

constatada (Thompson, 2004; Rashid y cols. 2011; Ryan y Caccio,

2013). En ambas zonas rurales y urbanas abundaban los animales de

compañía; en los barrios de zonas rurales también los animales de

granja, y todos ellos pueden estar parasitados por G. duodenalis, que es

frecuente en perros, gatos, vacas, ovejas, caballos, cabras…y también

en animales salvajes, incluso en mamíferos marinos (Ryan y Caccio,

2013). Otro factor a tener en cuenta es el sociocultural, ya que la

educación infantil en medidas de higiene es escasa en Tetuán en

general, lo que aproxima unas zonas a otras en cuanto a parásitos

intestinales se refiere.

En este trabajo los niños más pequeños fueron los más afectados

por G. duodenalis (Tabla 31). Así el grupo de niños de 5-7 años

presentaron un 26.4% de prevalencia en zona rural y 20.8% en zona

urbana respecto a los más mayores con 14.1% y 11.3%

respectivamente. No se encontraron marcadas diferencias respecto al

sexo, como en los demás parásitos (Tabla 32) y el número de niños

parasitados fue ligeramente mayor en los meses de primavera y verano

(Tabla 30).

Es un hecho demostrado que los niños en países en vías de

desarrollo se reinfectan fácilmente por G. duodenalis tras el

tratamiento, y muchos autores cuestionan la efectividad del tratamiento

en países hiperendémicos, ya que los niños están continuamente

expuestos al flagelado y además no desarrollan inmunidad. Otro factor

que puede influir en que la giardiosis se siga manteniendo y los niños

se reinfecten fácilmente es el hecho de que G. duodenalis apareciera en

casi igual proporción en niños con y sin diarrea (Tabla 33). De hecho

muchas muestras fecales no diarreicas tenían gran cantidad de quistes.

Volvemos a poner de manifiesto, como en trabajos anteriores

Discusión

199

realizados por nosotros, (Cordova y cols. 2006; Pérez Cordon y cols.

2008), el importante papel de la población asintomática en la

transmisión de la giardiosis, especialmente en el caso de los niños, que

por su menor preocupación por la higiene y por sus hábitos y juegos,

son más propensos a parasitarse. Algunos trabajos también han

demostrado que los quistes aislados de niños asintomáticos son más

infectivos en gerbiles que los de niños sintomáticos (Astiezaran y cols.

2000).

Entre los coccidios destaca por encima de los demás C.

cayetanensis (Tabla 29), con prevalencia de global de 8.3% (9% en

zonas rurales y 7.8% en zonas urbanas), ya que Cryptosporidium spp. e

Isospora belli solo han aparecido en una muestra cada uno. Si

volvemos a analizar los trabajos publicados hasta la fecha, de estudios

realizados en Marruecos, no encontramos referencia a ningún coccidio.

Tampoco en el trabajo de tesis doctoral realizado en nuestro laboratorio

por Hoummad El Fatni (2000) se identificaron coccidios, que parecen

ser infrecuentes en Marruecos. La transmisión de C. cayetanensis es

antroponótica exclusivamente, por lo que pudo contraerse entre los

niños por su falta de higiene o a través de alimentos o agua. De nuevo

podemos indicar que apareció en un porcentaje similar de heces

diarreicas (7%) y no diarreicas (9%), (Tabla 33), lo que sugiere, al igual

que en caso de G. duodenalis, la importancia de los portadores sanos en

la transmisión de este enteropatógeno.

Entre los helmintos hemos podido observar: Trichuris trichiura,

Hymenolepis nana, H. diminuta, Enterobius vermicularis, Taenia

saginata, Ascaris lumbricoides and Fasciola hepática, Dicrocoelium

dendriticum y Taenia spp. El más frecuente fue Hymenolepis spp. pero

su prevalencia fue baja (1.6%). Hymenolepis spp. es habitual en

Discusión

200

Marruecos al igual que E. vermicularis, T. trichiura y A. lumbricoides,

pero sus prevalencias no suelen ser muy altas. Los mayores valores se

han encontrado en la ciudad de Kenitra (El Guamri y cols. 2009) y son

de 11.8% para A. lumbricoides, 5.64% para T. trichiura, 2.68% para H.

nana y 2.08% para E. vermicularis. Los estudios comparativos por

sexo, edad y estación del año no fueron relevantes (Tablas 30- 32) en el

caso global de los helmintos.

Todos estos helmintos se consideran patógenos. Hemos tenido

también la curiosidad de analizar la distribución por zonas, edad y sexo

de los principales enteropatógenos, incluyendo además de a estos

helmintos a los protozoos que hemos identificado y que son más

patógenos: G. duodenalis, C. cayetanensis e I. belli. Los datos de IPS e

IPC son superiores en zonas rurales respecto a las urbanas (Tabla 35.

Gráfico 18), siendo esto algo más acentuado que cuando nos referíamos

al cómputo global de enteroparásitos. Por edades las diferencias fueron

mínimas siendo los IPS e IPC mayores en niños de edades

comprendidas entre 8-10 años (Tabla 37. Gráfico 19). En cuanto al

sexo no son significativas las diferencias (Tabla 41. Gráfico 22). En

cambio al analizar la variación estacional de los enteropatógenos (Tabla

47. Gráfico 27), se aprecia una mayor variación que al estudiar todos

los enteroparásitos globales, y podemos indicar que claramente los

valores de IPS e IPC fueron menores en invierno (0.16 y 0.18

respectivamente) y los mayores en otoño (0.32 y 0.42).

El multiparasitismo no fue demasiado habitual y solo 14% de

las muestras fecales contenían 2,3, 4 o 5 parásitos (Tabla 54). Hay que

resaltar la asociación de B. hominis con G. duodenalis y C.

cayetanensis, en muestras con 2 parásitos y con los 3, todas ellas

diarreicas al igual que las heces de 2 niños con 4 parásitos intestinales,

Discusión

201

B. hominis + E. coli + E. histolytica/dispar + C. cayetanensis, en

colegios de Ben Karrich y Bouk El Kadim. Solo un caso de

multiparasitismo por 5 parásitos (B. hominis, E. coli, H. nana y A.

duodenale) fue diagnosticado en el barrio urbano de Jamaa El

Mozouak, que ya hemos indicado que presenta características

diferentes al resto de los de zonas urbanas. De acuerdo a la estación del

año (Tablas 57-60) el mayor número de casos de poliparasitismo se

produjo en primavera (88 casos) y el menor en invierno (27), como es

de esperar en base a la buena temperatura y humedad del clima

mediterráneo en primavera, que favorecen la superviviencia de los

parásitos.

Los análisis de las tendencias a lo largo de los últimos 40 años

muestran una disminución constante y notable en la prevalencia de la

desnutrición en Marruecos (Barouaca, 2012). A pesar de esta mejora, la

desnutrición constituye un problema importante de salud pública para

las zonas rurales y urbanas. Sin embargo, el problema más grave es la

elevada prevalencia de retraso del crecimiento y la alta mortalidad en

menores de cinco años, por lo que las mejoras en seguridad alimentaria,

nutrición y medicina han sido insuficientes para alcanzar los Objetivos

de Desarrollo del Milenio. Esta alta prevalencia de desnutrición en la

infancia conduce a un alto riesgo de obesidad y enfermedades crónicas

en la edad adulta ilustrando así el fracaso de las políticas para combatir

la desnutrición en Marruecos.

Las estadísticas recopiladas en los últimos cuatro decenios han

demostrado que el estado de desnutrición, entendido como bajo peso

para la edad (<-2 desviaciones estándar del Centro Nacional para

Estadísticas de Salud y la Organización Mundial de la Salud

Internacional de la población de referencia) ha disminuido a la cuarta

Discusión

202

parte pasando del 41,78% en 1971 al 10,2% en 2004. Las diferencias

entre población rural y urbana también son evidentes. Debido a que la

primera está más expuesta al problema de la desnutrición, esta solo se

ha reducido al 14% mientras que en medio urbano se observa una

reducción al 10,2% durante el mismo periodo (Barouaca, 2012).

El análisis de la tendencia de la prevalencia del retraso del

crecimiento (baja talla para la edad o <-2 desviaciones estandar del

CNES-OMS) entre 1971 y 2004 muestra que esta sigue siendo muy alta

(18,1% en 2004). Esta tendencia se muestra también para la mortalidad

infantil que ha pasando del 203 ‰ en 1962 al 43 ‰ en 2004, un valor

aún muy elevado (Barouaca, 2012).

La antropometría es la técnica más usada en la evaluación

nutricional, siendo las mediciones más utilizadas el peso y la talla. La

Organización Mundial de la Salud recomienda el uso de las curvas de

Índice de Masa Corporal (IMS), elaboradas por el National Center for

Health Statistics, (figuras 5 y 6; Material y Métodos), ya que los pesos

y tallas de niños provenientes de grupos socioeconómicos de nivel alto

y medio de países subdesarrollados son similares a los de niños de

países desarrollados con antecedentes comparables. La talla en

particular parece ser un buen indicador de malnutrición (WHO, 1986),

e indica que niños bajos serán adultos bajos. Además los efectos de la

malnutrición pueden ser multigeneracionales, afectando a la salud y

capacidad cognitiva.

Existen estudios que demuestran la asociación entre

encanijamiento e infección por helmintos tales como Ascaris y

Trichuris (Stephenson y cols. 1993, 2000; Hadju y cols. 1997; Stoltzfus

y cols. 1997; Beach y cols. 1999; Hagel y cols. 1999; O’Lorcain y

Holland, 2000; Casapía y cols. 2006), esto se puede deber a varios

Discusión

203

factores tales como disminución del apetito y a la mala absorción de

nutrientes (Stephenson y cols. 1993).

Todo ello es extensible a otras enteroparasitosis. En Iquitos, en la

región de la amazonía peruana, se realizó un estudio al respecto en

niños de 3 meses a 16 años, analizando los factores que podían influir

en el bajo tallaje, entre ellos la afectación por parásitos como Necator

americanus, Ascaris y Trichuris (Casapía y cols. 2006). Este trabajo

demuestra la asociación entre baja talla y desnutrición, en casos de

coinfección por Trichuris y Ascaris para altas parasitemias.

En nuestro estudio 28.1% de los niños presentaban desnutrición

(Tabla 63). Esta desnutrición no estuvo asociada al sexo, ni tampoco

hubo relevantes variaciones entre las zonas urbanas y rurales (Tabla 63.

Gráficos 32 y 33). Si analizamos la asociación de desnutrición y

enteroparásitos (Tabla 64) podemos observar que 29.3% de los niños

con G. duodenalis estaban desnutridos y 20.8% de los parasitados por

C. cayetanensis. La giardiosis se ha asociado con malnutrición y

deficiencia de micronutrientes, especialmente la vitamina A y hierro

(Gendrel y cols. 2003; Hesham Al Mekhlafi y cols. 2005; Botero y

cols. 2009; Inabo y cols. 2011), pero en muchas ocasiones la

problemáticas no es solo que Giardia pueda conducir a desnutrición en

niños sino que en muchos niños desnutridos la giardiosis puede ser

drástica e incluso mortal En el caso de los helmintos destacan A.

lumbricoides (50% de desnutridos), E. vermicularis (36.3%) y T.

trichura (22.2%). En realidad los datos relacionados con helmintos no

son concluyentes dado el pequeño número de casos encontrados.

Finalmente decir que en la fecha actual no podemos olvidar que

hay países en que los parásitos intestinales son compañeros de vida de

la gente desde muy temprana edad. Con este trabajo hemos querido

Discusión

204

hacer, de nuevo, un llamamiento sobre ellos. No solo hemos pretendido

la realización de un estudio epidemiológico actual, sino también una

labor de concienciación de la población y profesionales de la educación

y la sanidad de Tetuán. Y tampoco no hemos conformado con esto,

sino que hemos conseguido que todos los niños que necesitaban

tratamiento lo recibieran, en la mayoría de los casos de forma gratuita.

Por eso nos sentimos satisfechos de haber aportado nuestro pequeño

“granito de arena” a esa tan promulgada labor de la Asamblea General

de las Naciones Unidas de crear «Un mundo apropiado para los

niños».

5.2. CARACTERIZACIÓN MOLECULAR DE Giardia

Giardia ha sido después de Blastocystis hominis el parásito más

frecuente en nuestro estudio y ha sido, con diferencia, el

enteropatógeno más prevalente.

Por este motivo, y dada la ausencia total de datos sobre la

epidemiología molecular de la giardiosis en Marruecos, hemos iniciado

un breve estudio para conocer las especies, genotipos (ensamblajes) y

subgenotipos (subemsamblajes) de Giardia en los niños de los

diferentes colegios de Tetuán que hemos estudiado a lo largo de casi 3

años.

Como hemos podido constatar la prevalencia de Giardia ha sido

del 20% en colegios rurales y del 18% en colegios urbanos. A pesar de

que la prevalencia en nuestro estudio ha sido alta, como lo ha sido en

trabajos publicados previamente, las muestras analizadas contenían

muy pocos quistes y en la mayoría de los casos solo pudieron

observarse tras concentración y no en la observación directa a

microscopio óptico. Por ello dada nuestra experiencia previa sobre

Discusión

205

caracterización molecular de Giardia (Peréz Cordón y cols. 2008)

seleccionamos aquellas muestras que contenían una mayor

concentración de quistes e intentamos mejorar la técnica de

ruptura/digestión de los mismos empleada anteriormente. Esta técnica

consistía en emplear 5 ciclos de congelación-descongelación

empleando temperaturas de -80ºC y 65ºC, pero la cantidad de ADN

obtenida era muy baja, lo que dificultaba bastante el proceso posterior

de PCR. Con el mismo objetivo también ensayamos otras técnicas

previamente descritas (Coggins y Schaefer, 1986; Polverino y cols.

2004; Renton y cols. 1986), tal como se indica en el apartado 2.3.8.2 de

Material y Métodos. Una vez ensayadas las diferentes técnicas se

cuantificaban los quistes intactos y en la mayoría de los casos solo se

rompían una pequeña proporción. La técnica que mejores resultados

ofreció y gracias a la cual conseguimos romper aproximadamente el

80% de los quistes fue la de sonicación en tampón de lisis,

requiriéndose al menos 6 ciclos para conseguir este porcentaje de

quistes rotos.

Durante este proceso de selección se perdieron gran cantidad de

muestras, para las que no se consiguió una concentración óptima de

ADN tras su extracción mediante el mini kit QIAamp (QIAGEN,

USA). Por ello finalmente realizamos en proceso de caracterización

molecular de 11 muestras, con la intención de empezar un estudio

molecular que tal vez en el futuro pueda ser continuado.

Existen 6 especies aceptadas de Giardia: G. agilis, G. ardeae,

G. microti, G. muris, G. psittaci y G. duodenalis (G. intestinalis, G.

lamblia). La única que parasita a seres humanos es G. duodenalis

considerándose los otros dos términos, G. intestinalis y G. lamblia,

Discusión

206

sinónimos de la misma especie tras múltiples estudios genéticos (Feng

and Xiao, 2011).

A su vez G. duodenalis está considerada como una especie

sumamente compleja y aunque existe poca variabilidad morfológica si

existe una gran variabilidad genética intraespecífica, por lo que se ha

subdividida la especie en 8 genotipos o ensamblajes, A-H (Ryan y

Caccio, 2013). La distancia genética que separa estos ensamblajes es

bastante grande y comparaciones relativamente recientes están

reforzando la idea de que los ensamblajes A, B y E representan

especies distintas (Franzen y cols. 2009; Jeristrom-Hultqvist y cols.

2010). Además existen subestructuraciones dentro de los ensamblajes.

Evidentemente los más estudiados son los que afectan a humanos

donde los ensamblajes A y B se han subdividido en subemsablaje AI,

AII, AIII, AIV, BI, BII, BIII y BIV (Ryan y Caccio, 2013). Realmente

existe una gran controversia al respecto y todos los trabajos

moleculares pueden aportar nuevos datos al conocimiento de la

taxonomía de G. duodenalis y su carácter zoonótico.

De entre las técnicas más habituales de caracterización

molecular de Giardia, que incluyen PCR-RFLP, PCR múltiple o PCR

a tiempo real para realizar el análisis filogenético de la secuencia de

nucleótidos de diferentes genes, hemos seleccionado dos técnicas con

la idea de que se complementen y no se pierda información sobre las

muestras seleccionadas. Estas técnicas han sido la descrita por

Appelbee y cols. 2003 que amplifica un fragmento de 293 bp del gen

18S rRNA (=SSUrRNA) de Giardia y la técnica de Read y cols. 2004

para amplificar un fragmento de 432 bp del gen de la glutamato

deshidrogenasa (gdh) de Giardia. La primera de ellas siempre ha sido

considerada como sensible y utilizada para la detección de Giardia

Discusión

207

tanto de heces como de agua. Es útil a nivel de ensamblajes pero no

tanto para identificar subensamblajes, para lo cual una de las mejores

técnicas es la del gen (gdh) en la que ya contamos con experiencia

previa en niños peruanos (Pérez Cordón y cols. 2008).

En nuestro estudio sometimos el ADN de las muestras de

Giardia a las dos técnicas de PCR indicadas y pudimos constatar que

mediante el estudio del gen de la glutamato deshidrogenasa (gdh) todas

las muestras pudieron ser caracterizadas mientras que por el locus 18S

rRNA solamente 9 ofrecieron resultados aceptables, ya que al realizar

la PCR en solo 9 muestras apareció la banda de 292 bp (Figs. 1 y 2 de

Resultados). Las muestras 10 y 11 (líneas 11 y 12 del gel de

electroforesis) no pudieron observarse, mientras que empleando la

técnica de la (gdh) si se apreciaron. Estas muestras eran justamente las

que presentaban menor concentración de ADN, por lo que podemos

indicar una mayor sensibilidad en la técnica de Read y cols. (2004)

empleando en gen de la (gdh) que en la de Appelbee y cols. 2003. Estos

resultados concuerdan con los ya indicados en trabajos previos en que

también comparando ambas técnicas para la detección y caracterización

de Giardia en muestras de aguas o fecales, ofreció siempre un mayor

rendimiento y sensibilidad la técnica de Read y cols. (2004) de

amplificación del gen de la (gdh), (Plutzer y cols. 2008; Feng y Xiao

2011).

Por ello a continuación realizamos la secuenciación de los

productos obtenidos por la (gdh) y pudimos caracterizar completamente

todas las muestras.

Las secuencias obtenidas se compararon efectuando un

alineamiento local mediante la introducción de la secuencia parcial en

el programa bioinformático del Centro Nacional de Información para

Discusión

208

Biotecnología (NCBI) empleando Blast para nucleótidos. Blast también

nos permitió conocer la homología existente entre la secuencia

problema y las recogidas en GenBank.

Nuestros resultados mostraron que 9 muestras correspondían a

G. duodenalis subensamblaje B, concretamente 8 al subensamblaje IV

(72.7%) y una al subensamblaje BIII (9.08%), y las otras dos al

ensamblaje A, concretamente al subensamblaje AII (18.1%).

Las personas, al parecer, solo se infectan con los ensamblajes A

y B de G. duodenalis, aunque existen unos pocos estudios,

anteriormente mencionados, que indican lo contrario (Giangaspero y

cols. 2007; Foronda y cols. 2008; Sprong y cols. 2009; Traub y cols.

2009). En cualquier caso, trabajos posteriores ponen en duda las

técnicas de identificación empleadas (Feng y Xiao, 2011), pero esto

sigue creando controversia al respecto y por eso se siguen realizando

continuos estudios moleculares. En nuestro estudio solamente hemos

podido identificar los ensamblajes A y B, en concordancia con casi la

totalidad de los trabajos de epidemiología molecular de Giardia

realizados en humanos.

La transmisión zoonótica de Giardia duodenalis es un hecho

suficientemente constatado (Plutzer y cols. 2010; Feng and Xiao, 2011;

Ryan y Caccio, 2013). Ambos ensamblajes A y B tienen carácter

zoonótico y pueden transmitirse entre las personas y los animales tanto

domésticos como salvajes. Al parecer el genotipo más implicado en la

transmisión zoonótica tanto de personas-animales como de animales-

personas es el ensamblaje A y en mucha menor proporción el

ensamblajes B (Thompson, 2000; Plutzer y cols. 2010; Ryan y Caccio,

2013)

Discusión

209

A nivel de animales de granja tales como vacas, ovejas o cerdos

el genotipo predominante es el E (Feng y Xiao, 2011; Fayer y cols.

2012; Muhid y cols. 2012), pero una revisión reciente sobre el tema

(Ryan y cols. 2013) demuestra que el ensamblaje A también es muy

frecuente en bovinos, y en menor proporción el ensamblaje B. Por

ejemplo, en un estudio de Giardia en bovinos de Alemania, Gran

Bretaña, Italia y Francia, se determinó una prevalencia del 45.4% de

Giardia con un 43% de ensamblaje A de Giardia duodenalis (Geurden

y cols. 2012). De los pocos estudios que han tipificado el ensamblaje A

de G. duodenalis en vacas, se ha deducido que el subensamblaje AI es

el más habitual. Así en un estudio realizado en Europa, de las 113

muestras con G. duodenalis analizadas, 62% eran subensamblaje AI,

39% subensamblaje AII y 4% subensamblaje AIII (Sprong y cols.

2009). La transmisión zoonótica de Giardia duodenalis entre vacas y

humanos se ha propuesto en varios estudios. Así en un reciente estudio

en la India (Khan y cols. 2011) el subensamblage A1 se identificó

mediante el locus bg en vacas y granjeros de la misma granja. Ambos

subensamblajes AI y AII son los más habituales en humanos, aunque el

más frecuente es el AII (Xiao y Fayer, 2008), pero este trabajo de Khan

y cols. 2011 sugirió la transmisión zoonótica en granjeros, un factor de

suma importancia si se considera que esto no solo implica una

transmisión directa de las vacas a las personas sino también la

contaminación de aguas posteriormente usadas para el riego de

alimentos o para bebida (Feng y Xiao, 2011).

Al igual que el ganado bovino, cabras, ovejas y cerdos se

infectan sobre todo con ensamblaje E (Robertson, 2009; Feng y Xiao,

2011) pero el ensamblaje A también se ha identificado en varios países,

con prevalencia más alta del subensamblaje AI (Sprong y cols. 2009).

Discusión

210

Algún estudio también indica la presencia del ensamblaje B (Farzan y

cols. 2011). En cualquier caso, la posibilidad de transmisión zoonótica

de G. duodenalis a granjeros se estima en todos estos trabajos como

muy probable, así como la contaminación de agua o alimentos.

Los perros y los gatos, como los más frecuentes animales de

compañía, son también potenciales transmisores de Giardia a sus

propietarios (Esch y Petersen, 2012; Ryan y Caccio, 2013). Giardia se

encuentra normalmente en heces de perros tanto sintomáticos como

asintomáticos tanto en países desarrollados como en los que están en

vías de desarrollo. En la mayoría de los estudios los ensamblajes que se

consideran más frecuentes son el C y el D (Feng y Xiao 2011; Beck y

cols. 2012; Ryan y Caccio, 2013), sin embargo también se han

identificado los ensamblajes A y B siendo el más común el

subensamblaje AI, al igual que en el resto de los animales (Ryan y

Caccio, 2013). En base a los estudios realizados se sugiere que tanto en

entorno urbano como rural coexisten dos ciclos de transmisión; el que

se desarrolla entre los perros con los ensamblajes más específicos C y

D y el ciclo entre perros y humanos con predominancia del ensamblaje

AI (Ryan y Caccio, 2013).

Los gatos se infectan con el ensamblaje A y F, siendo el más

frecuente el F (Feng y Xiao, 2011). Los estudios más recientes revelan

dentro del ensamblaje A los subensamblajes AII y AIII como los más

frecuentes (Sprong y cols. 2009; Lebblad y cols. 2010; Suziki y cols.

2011).

Otros animales tales como los caballos presentan tanto

ensamblaje A (AI y AII) como B y E pero no existen evidencias de que

jueguen un papel importante como reservorios de G. duodenalis para el

hombre (Feng y Xiao, 2011; Ryan y Caccio, 2013).

Discusión

211

En nuestro estudio la mayoría de los niños tanto de zonas

urbanas o rurales tienen mascotas o conviven con animales, por tanto la

transmisión zoonótica no resultaría sorprendente, pero si analizamos los

resultados de nuestro breve análisis molecular el genotipo

predominante es el B con bastante diferencia respecto al A (82% frente

a 18%). Teniendo en cuenta que el genotipo predominante en animales

es el A y que el B aparece más raramente, podríamos presuponer que,

tal vez, la principal vía de infección de estos niños haya sido la vía

antroponótica. Es decir, que estos niños se están infectando con G.

duodenalis entre ellos o con quistes de personas adultas, ya sea por sus

deficientes hábitos higiénicos, o por la transmisión indirecta a través de

alimentos o agua contaminados. Como ya se ha comentado

anteriormente las deficientes condiciones sanitarias que abarcan varios

factores tales como: la falta de formación de la población, la escasa

educación sanitaria entre madres e hijos, la ausencia de normas en

manipuladores de alimentos, el mal estado de las redes de distribución

de aguas, el abastecimiento directo de aguas de pozos no tratados, la

falta de letrinas y la defecación al ras, la deficiencia en la recogida de

basuras etc…

Coincidiendo con nuestro estudio, podemos decir que aunque la

predominancia de un ensamblaje de G. duodenalis u otro varía en cada

país, e incluso dentro de cada país, el ensamblaje más frecuente en

personas es el B. En una revisión reciente (Ryan y Caccio, 2013) sobre

epidemiología molecular de la giardiosis humana, haciendo el cómputo

total de 2.800 muestras con G. duodenalis recolectadas en países de

todo el mundo, se concluye que el ensambaje B (58%) es más

prevalente que el A (37%). Analizando un poco estos resultados

podemos resaltar que en América varían mucho la distribución de

Discusión

212

ensamblajes; estudios realizados en México, Brasil y Colombia indican

una mayor frecuencia del ensamblaje A, mientras que estudios de

Nicaragua, Argentina y Cuba muestran el B como predominante

(Elegio-García y cols. 2008; Lebbad y cols. 2008; Minvielle y cols.

2008; Peréz Cordón y cols. 2008; Puebla y cols. 2014). El ensamblaje

B es más frecuente en estudios del sur y sudeste asiático incluyendo la

India y también en Europa (Bertrand y cols. 2005; Ajjampur y cols.

2009; Geurden y cols. 2009). En Africa muestran predominancia del

ensamblaje A en Egipto y Etiopía (Gelanew y cols. 2007; Al-

Mohammed y cols. 2011). Al parecer, por tanto no existe gran

diferencia en la distribución de los ensamblajes entre los países

desarrollados o en vías de desarrollo, pero si se nota una prevalencia

mayor de infecciones mixtas, (por varios ensamblajes), en países en

vías de desarrollo (5.2%) que en países desarrollados (3.2%), aunque

como vemos esta tampoco es demasiado notable (Ryan y Caccio,

2013).

Los estudios realizados en niños muestran, obviamente,

resultados similares, con mayoría del ensamblaje B sobre el A. Entre

los más recientes podemos indicar algunos tales como: en Brasil Kholi

y cols. (2008) identifican 74.1% de ensamblaje B y 5% del A en 47

niños estudiados. En Nepal 74% de B y 20% de A con 6% de mezcla

de ambos (Singh y cols. 2009). En Irán 66.7% de BIV y 33.3% de AII

(Hatam y cols. 2011) y en un trabajo posterior 10% de AII, 16% de B y

74% de mezcla de AII y B (Roointan y cols. 2013). En Argentina

Molina y cols. identificaron 65.7% de muestras con ensamblaje B y

31.4% con A, 2.8% con mezcla. También en Argentina Lebbad y cols.

(2011) encontraron en 207 muestras de niños 73 infectados con G.

duodenalis ensamblaje A, 128 con B y 6 con mezcla de ambos. En

Discusión

213

Cuba la prevalencia de ensamblajes A y B fue respectivamente de 40%

y 42% en el análisis de 103 muestras de niños.

Pocos estudios han investigado la relación entre los ensamblajes

de G. duodenalis y la edad de los pacientes. Un solo trabajo

epidemiológico realizado con 321 personas de edades comprendidas

entre 2 y 76 años demostró que los niños de menos de 12 años eran los

que presentaban un mayor riesgo de infección por el subensamblaje

BIV de G. duodenalis (Mahdy y cols. 2009). Estos resultados también

concuerdan plenamente con los obtenidos en nuestro estudio en el que

participaron niños menores de 14 años y predominó ampliamente el

subensamblaje BIV (72.7%). Por otro lado también se ha visto que en

niños dentro del ensamblaje A predomina el subensamblaje AII

(Minvielle y cols. 2008) y este dato también se corresponde con nuestro

estudio en que solo aparecieron dos casos de ensamblaje A y

correspondían con AII.

Varios estudios moleculares llevados a cabo en Etiopía y

Filipinas han mostrado que no existe diferencia alguna en la

distribución de los genotipos de G. duodenalis y el sexo (Gelanew y

cols. 2007). Sin embargo un estudio posterior realizado en Malasia

(Mazardo y cols. 2008) demostró que en las mujeres del estudio el

riesgo de contraer en ensamblaje B fue el doble que en los hombres.

Dando también por constatado el predominio del genotipo B en niños,

en este mismo trabajo se sugiere que esto puede ser debido al mayor

contacto de las mujeres con niños que pudieran están infectados,

especialmente en el caso de niñeras, maestras o madres, y con mayor

facilidad si cuidan niños de corta de edad a los que hay que cambiar

pañales.

Discusión

214

En nuestro trabajo hemos podido constatar que los niños

afectados por el ensamblaje B de G. duodenalis presentaban más

quistes en sus heces que los infectados por el A. Así las muestras de las

líneas 11 y 12 (Fig. 2) corresponden al ensamblaje AII y tenían menos

quistes/ml por lo que no aparecen bandas al amplificar el fragmento

de 293 bp del gen 18S rRNA (=SSUrRNA) de Giardia, técnica que

como ya hemos comentado anteriormente parece ser menos sensible

que la del gen de la gdh en que si aparecen (Fig. 1). Este dato ya se

indicaba en trabajos previos (Kholi y cols. 2008; Pérez Cordón y cols.

2008). Puede ser que justamente este sea un motivo adicional para que

predomine el ensamblaje B en la mayoría de los análisis moleculares,

ya que cuanto mayor número de quistes existan en las muestras fecales

también hay más posibilidad de que las técnicas moleculares funcionen

correctamente y permitan la identificación del genotipo de G.

duodenalis.

Al contrario de lo que cabía pensar, y aunque en las muestras

fecales son genotipo B aparezcan más quistes, esto no implica que estas

muestras sean diarreicas. Por el contrario las muestras con genotipo A

frecuentemente suelen ser diarreicas mientras que las que corresponden

a genotipo B no lo son. Por ello varios estudios relacionan ensamblaje

A con proceso sintomático incluyendo diarrea y ensamblaje B con

proceso asintomático (Read y cols. 2002; Haque y cols. 2005; Pérez

Cordón y cols. 2008; Goñi y cols. 2010; Feng y Xiao. 2011). Esto se

traduce en que el genotipo A de G. duodenalis parece ser más virulento

que el B. Algunos estudios profundizan aún más e indican que el

subensamblaje AII es el que se ha identificado en los casos más

sintomáticos de giardiosis (Haque y cols. 2005; Hussein y cols. 2009;

Breathnach y cols. 2010). Estos datos conceden sumo interés, en la

Discusión

215

transmisión de G. duodenalis, a los portadores asintomáticos, puesto

que mayormente las personas que mayor número de quistes presentan

en sus heces no tienen diarrea y en la mayoría de los casos carecen de

síntomas, estando parasitados por el genotipo B.

En nuestro caso de las 11 muestras fecales para las que se

realizó la caracterización molecular, solo 4 eran diarreicas, de las cuales

2 eran muestran con el subensamblaje AII y las otras II

correspondientes al BIV y BIII. Con ello corroboramos la importancia

de los niños asintomáticos, ya que tampoco manifestaron ningún otro

síntoma, y la asociación del ensamblaje B con la ausencia de síntomas,

en la mayoría de los casos. Esta importancia también estriba en el

hecho de que estas muestras sean justamente las que más cantidad de

quistes contienen y por tanto su potencial transmisor está también

incrementado.

Los datos moleculares de los brotes epidemiológicos de Giardia

son muy escasos, pero en aquellos que se han estudiado el genotipo

predominante es también el B. Así en el caso del único brote epidémico

de giardiosis por alimentos en que realizó el análisis molecular, que se

produjo en San Francisco en 2001, se encontró el ensamblaje B.

Posteriores brotes producidos a través del agua en Bergen en 2004

(Robertson y cols. 2006), California en 2007 (Karon y cols. in press) y

New Hampshire en 2007 (Daly y cols. 2010) también se identificó el

genotipo B. Solo un brote de Giardia directo persona-persona ha sido

estudiado molecularmente y se produjo en Inglaterra desde una

profesional de una guardería, donde niños y otros compañeros también

se contaminaron con el genotipo B de G. duodenalis. El único brote en

que ha estado implicado el genotipo A ha sido el que se produjo en

Discusión

216

Ontario en 1994, donde de las 10 personas analizadas 6 tenían genotipo

A (Van Keulen y cols. 2002).

Todo lo descrito hasta la fecha sobre caracterización molecular

de Giardia, incluidos nuestros propios datos, aporta algunas pinceladas

al complejo conocimiento de este tema; a la distribución geográfica de

los genotipos de Giardia, su carácter zoonótico o antroponótico y su

virulencia…pero estos estudios aún están “en pañales” si se quiere

dilucidar por completo la compleja epidemiología molecular de

giardiosis tanto humana como animal.

217

Conclusiones

218

6. CONCLUSIONES

1. Los parásitos intestinales constituyen actualmente un problema

de salud pública en la población infantil de Tetuán. La

prevalencia de enteroparásitos encontrada en este estudio ha

sido de 62.5%.

2. La técnica de Ritchie es más efectiva que la técnica de Faust,

recuperándose el doble de parásitos de las muestras fecales.

3. Los IPS fueron similares en zonas urbanas y rurales, pero los

IPC fueron superiores en zonas rurales. En el caso de

enteropatógenos ambos IPS e IPC son superiores en zonas

rurales.

4. No se observaron diferencias en la distribución de

enteroparásitos por sexo, pero si por edad, siendo los niños de

8-14 años los más parasitados y entre ellos los de 8-10 años los

más parasitados por enteropatógenos. En cuanto a la variación

estacional, se aprecia un claro descenso de parásitos en

invierno.

5. El multiparasitismo no es muy frecuente en la población infantil

de Tetuán y solo 14% de las muestras contenían 2,3,4 o 5

parásitos.

6. Blastocystis hominis fue el enteroparásito más frecuente con

diferencia (61.6%). La prevalencia de protozoos fue muy

superior a la de helmintos (33.9% frente a 4.5%). Los protozoos

enteroparásitos con mayor prevalencia fueron Giardia

duodenalis (18.5%) y Cyclospora cayetanensis (8.3%).

7. La desnutrición afectó a 28.1% de los niños y fue similar en

niños de zonas urbanas y rurales, pudiendo apreciarse una

Conclusiones

219

posible asociación con patógenos como G. duodenalis y C.

cayetanensis.

8. Hemos realizado el primer estudio de caracterización molecular

de Giardia en Marruecos.

9. Para el estudio de genotipos y subgenotipos de Giardia

recomendamos, por su mayor sensibilidad, la técnica de Read y

cols. 2004 que amplifica un fragmento de 432 bp del gen de la

glutamato deshidrogenasa (gdh).

10. En la población infantil estudiada en Tetuán predomina el

ensamblaje B (81.7%) frente al A (18.1%). Suponemos, por

tanto, que la transmisión ha sido antroponótica y subrayamos la

importancia de los portadores asintomáticos en la transmisión

de G. duodenalis, ya que muy pocos niños presentaron

síntomas.

11. Todos los niños afectados por enteroparásitos patógenos han

sido tratados siguiendo la posología indicada por los médicos de

los correspondientes centros de salud.

Bibliografía

220

7. BIBLIOGRAFÍA

Acuña AM, Da Rosa D, Colombo H, Salomón S, Alfonso A, Combo

A, Custelló R & Zunettu E (1999). Parasitosis intestinales en guarderías

comunitarias de Montevideo. Revista Médica Uruguay 24-33.

Ajjampur SS, Sankaran P, Kannan A, Sathyakumar K, Sakar R,

Gladstone B, Kang G (2009). Giardia duodenalis assemblages

associated with diarrhea in children in South India identified by PCR-

RFLP. Am J Trop Med Hyg 80: 16-19.

Al-Megrin WA (2010). Intestinal parasites infection among

immunocompromised patients in Riyadh, Saudi Arabia. Park J Biol Sci

13(8): 390-4.

Almeida AA, Delgado ML, Soares SC, Castro AO, Moreira MJ,

Mendonça CM, Canada NB, Da Costa JM (2006). Genotype analysis of

Giardia isolated from asymptomatic children in northern Portugal. J

Eukaryot Microbiol 53 (1): 177-8.

Almeida A, Pozio E, Cacciò SM (2010). Genotyping of Giardia

duodenalis cysts by new real-time PCR assays for detection of mixed

infections in human samples. Applied Environmetal Microbiology 76:

1895-901.

Al-Mohammed HI (2011). Assemblages of Giardia intestinalis clinical

isolates of gastrointestinal symptomatic and asymptomatic Saudi

children. Parasitol Res 108: 1375-1381.

Bibliografía

221

Al Rumbein F, Sánchez J, Requena I, BlancoY, Devera R (2005).

Parasitosis intestinales en escolares. Relación entre su prevalencia en

heces y en el lecho subungueal. Revista Biomédica 16:227-237.

Alarcón M, Iannacone J y Espinoza Y (2010). Parasitosis intestinal,

factores de riesgo y seroprevalencia de Toxocariosis en pobladores del

Parque Industrial de Huaycan, Lima, Perú.Neotropical Helminthology

17-36.

Amahmid O, Asmama S, Bouhoum K (2002). Urban wastewater

treatment in stabilization ponds: occurrence and removal of pathogens.

Urban Water 4: 255-262.

Ang L (2000).Outbreak of giardiasis in a daycare nursery.Commun Dis

Public Health 3: 212–213.

Appelbee AJ, Frederick LM, Heitman TL, Olson ME (2003).

Prevalence and genotyping of Giardia duodenalis from beef calves in

Alberta, Canada. Veterinary Parasitology 112: 289-294.

Astiezarán-García H, Espinosa Castellano M, Catañon, G, Chávez

Munguia B, Martínez Palomo A (2000). Giardia lamblia: effect of

infection with symptomatic and asyntomatic isolates on the growth of

Gerbils (Meriones unguiculatus). Exp. Parasitol. 95(2):128-135.

Atías A & Neghme A (1996). Parasitología Clínica. 3ra. Ed. Técnicas

Mediterráneo. Santiago de Chile 618.

Bibliografía

222

Ávila-Rodriguez EH, Ávila-Rodríguez A, Araujo-Contreras JM,

Villarreal-Martínez A Douglas T (2007). Factores asociados a

parasitosis intestinal en niños de la consulta ambulatoria de un hospital

asistencial. México. Rev. Mex Pediatría 74 (1):5-8.

Babaei Z , Oormazdi H , Akhlaghi L , Rezaie S , Razmjou E, Soltani-

Arabshahi SK, Meamar AR, Hadighi R (2008). Molecular

characterization of the Iranian isolates of Giardia lamblia application

of the glutamate dehydrogenase gene. Iran Journal Public Health 37:

75-82.

Bailey C, Lopez S, Camero A, Taiquiri C, Arhuay Y, Moore DA

(2013). Factors associated with parasitic infection amongst street

children inorphanages across Lima, Peru Pathog Glob Health

107(2):52-7.

Balcioglu IC, Kurt O, Limoncu ME, Dinç G, Gümüş M, Kilimcioglu

AA, Kayran E, Ozbilgin A (2007). Rural life, lower socioeconomic

status and parasitic infections.Parasitology International 56: 129–133.

Bajer A (2008). Cryptosporidium and Giardia spp. infections in

humans, animals and the environment in Poland. Parasitol Res 104(1):

1-17.

Beck R, Sprong H, Bata I, Lucinger S, Pozio E, Caccio SM (2012).

Genotyping Giardia duodenalis isolates from dogs: lessons from a

multilocus sequences typing study. Vector Borne Zoonotic Dis 12:206-

213.

Bibliografía

223

Belkhayat Z (1972). Importance du peril fecal dans la Povince de

Tánger. These en Medcine nº 2 Rabat.

Benlinger y Baill (1938 al 1942). Enquête sur les parasites . Eddition

de coprologie parasitaire.

Berrilli F, Di Cave D, D'Orazi C, Orecchia P, Xhelilaj L, Bejko D,

Caça P, Bebeci D, Cenko F, Donia D, Divizia M (2006). Prevalence

and genotyping of human isolates of Giardia duodenalis from Albania.

Parasitol Int 295–297.

Berrocal N, Gracia L y Sánchez P (2006). “Parasitosis Intestinal y su

relación con la calidad del agua y otros factores de riesgo en niños

desplazados menores de 7 años en el Municipio de Montería estado de

Córdoba”. Parasitología Latinoamericana 61: 54 – 62.

Bertrand I, Albertini I, Schawartzbrod J (2010). Prevalence and clinical

correlations of genetic subtypes of Giardia lamblia in an urban setting.

Epidemiol Infect 138: 1459-1467.

Borrego Ponce BA (2009). Influencia de factores ambientales y

desnutrición en parasitosis intestinales en preescolares de centros

municipales de bienestar infantil en Ciudad Juarez en 2009. Tesis

doctoral.

Botero-Garces JH, Garcia-Montoya GM, Grisales-Patino D, Aguirre-

Acevedo DC, Alvarez-Uribe MC (2009). Giardia intestinalis and

nutritional status in children participating in the complementary

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19551290


Bibliografía

224

nutrition program, Antioquia, Colombia, May to October 2006. Rev

Inst Med Trop Sao Paulo 51(3):155-62.

Bouceta O, Faraj (1952). La dysenterie chez les Anciens Medecins

Arabe Maroc Medical 324:457-460.

Bouhoum K, Schwartzbrod J (1998). Epidemiological study of

intestinal helminthiasis in a Marrakech raw sewage spreading zone.

Zentralbl Hyg Umweltme 200 (5-6):553-61.

Breathnach AS, McHugh TD, Butcher PD (2010). Prevalence and

clinical correlation of genetic subtypes of Giardia lamblia in an urban

setting. Epidemiol Infect 138: 1459-1467.

Cadi –Soussi M, Alaoui AH (1970). Resultats de trois annees d

examens coprologique efectúes dans le laboratoire de parasitologie du

chu de Rabat. Ann. Med. dÁvicenne.

Chacón, JM, Leal MT (2006). Impacto Socio-económico por las

Enfermedades Hidrotransmisibles en el Estado de Morelos, México.

Chacín-Bonilla L (2010). Epidemiology of Cyclospora cayetanensis: A

review focusing in endemic areas Review Article. Acta Tropica 181-

193.


http://www.cdc.gov/Other/disclaimer.html

Bibliografía

225

Chalmers MR (2014a). Chapter Sixteen – Cryptosporidium.

Microbiology of Waterborne Diseases (Second Edition), 287-326.

Chalmers MR (2014b). Chapter Seventeen - Cyclospora cayetanensis.

Microbiology of Waterborne Diseases (Second Edition), 327-353.

Church C, Neill A, Schotthoefer A (2010). Seasonality of parasitic

gutinfections in humans in the Rocky Mountain region, United States. J

Parasitol 96:104–106.

Clark CG, Giezen MV, Alfellani MA, Stensvold CR (2013).Chapter

One - Recent Developments in Blastocystis Research. Advances in

Parasitology 1-32.

Coggins JR, Schaefer FW (1986). Giardia muris: ultraestructural

analysis of in vitro excystation. Exper Parasitol 61:219-228.

Cordova Paz Soldan O, Vargas Vásquez F, Gonzalez Varas F, Peréz

Cordón G, Velasco Soto JR, Sánchez-Moreno M, Rodríguez Gonzalez

I, Rosales Lombardo MJ (2006) Intestinal parasitism in peruvian

children and molecular characterization of Cryptosporidium species.

Parasitology Research 98: 576-581.

Bibliografía

226

Daly ER, Roy SJ, Blaney DD, Manning JS, Hill VR, Xiao L, Stull JW

(2010). Outbreak of giardiasis associated with a community drinking-

water source. Epidemiol Infect 138: 491-500.

Daryani A, Sharif M, Meigouni M, Mahmoudi A, Fafiel A, Gholami S,

Khalilian A, Gobardehi S, Mirabi AM (2009). Prevalence of intestinal

parasites and profile of CD4+ counts in HIV+/AIDS people in north of

Iran, 2007-2008. Pak J Biol Sci 12: 1277-1281.

Davies AP, Campbell B, Evans MR, Bone A, Roche A, Chalmers RM

(2009). Asymptomatic carriage of protozoan parasites in children in

day care centers in the United Kingdom .Pediatr Infect 838–840.

De Wit MA, Koopmans MP, Kortbeek LM, van Leeuwen NJ, Bartelds

AI, van Duynhoven YT (2001). Gastroenteritis in sentinel general

practices, The Netherlands. Emerg Infect Dis 7(1): 82-91.

Deschiens R, Neel R , Flye Sainte Marie (1933). Le Probleme sanitaire

des entero-infection a fes.Marroc Medical 457:433-441.

Easow JM, Mukhopadhyay C,Wilson G, Guha S, Jalan BY,Shivananda

PG ( 2005) Emerging opportunistic protozoa and intestinal pathogenic

protozoal infestation profile in children of western Nepal.Nepal Med

Coll J 7: 134–137.

Bibliografía

227

Eligio-García L, Cortés-Campos A, Jiménez-Cardoso E (2008).

Classification of Giardia intestinalis isolates by multiple polymerase

chain reaction. Parasitology Research 103:797-800.

El Abdelloui D (1993). Parasitoses intestinales chez lénfant a

jadida.These en Medecine nº 210.

El Fasi F (1952). Porteur sains dámibes au Maroc.Medical 325:428.

El Fatni Hoummad (2001). Estudio epidemiologico de los parasitos

intestinales en marrueco (Tetuan, Rabat y Marrakech) .Universidad de

granada facultad de ciencias departamento de parasitología. Tesis

doctoral .

El Guamri Y, Belghyti D, Achicha A, Tiabi M, Aujjar N, Barkia A, El

Kharrim K, Barkia H, El-Fellaki E, Mousahel R, Bouachra H, Lakhal A

(2009). Epidemiological retrospective survey intestinal parasitism in

the Provincial Hospital Center (Kenitra, Morocco): review of 10 years

(1996-2005). Ann Biol Clin (Paris) 67(2):191-202.

El Kettani S, Azzouzi E, Maata A (2006). Prévalence de Giardia

intestinalis chez une population rurale utilisant les eaux usées à des fins

agricoles à Settat, Maroc. Medecine et Maladies Infectieuses 36:322-3.

El Kouraibi S (2011). Portage parasitaire intestinal chez la famme

enceite. Universite Mouhammed V Faculte de Medecine et Pharmacie

-Rabat- .These n°48.

Bibliografía

228

Elqaj M, Belghyti D, Ahami A, Loutfi H, El kharram k, Taboz Y

(2009). Prévalence des parasitoses intestinales chez les écoliers en

milieu rural Kenitra – Maroc World Journal of Biological Research

002: 1.

El-Sherbini GT, Abosdera MM (2013). Risk factors associated with

intestinal parasitic infections among children. J Egypt Soc Parasitol

43(1): 287-94.

Esch KJ, Petersen CA (2012). Transmission and epidemiology of

zoonotic protozoal diseases of companion animals. Clin Microbiol Rev

26: 58-85.

Espinosa-Morales M, Alazales-Javiqué CM, García –Socarrás AM

(2011). Parasitosis intestinal, su relación con factores ambientales en

niños del sector "Altos de Milagro", Maracaibo. Cubana Med Gen

Integr vol.27 no.3 Ciudad de La Habana.

Fariza-Rossle N, Latif B (2013) .Cryptosporidiosis as threatening

health problem: A review. Asian Pac J Trop Biomed 3(11): 916–924.

Farzan A, Parrington I, Coklin T, Cook A, Pintar K, Pollari F,

Friendship R, Farber J, Dixon B (2011). Detection and characterization

of Giardia duodenalis and Cryptosporidium spp. on swine farms in

Ontario, Canada. Foodborne Pathog Dis 8: 1207-1213.

Bibliografía

229

Faust EC, Sawitz W, Tobie J, Odom V, Peres C, Lincicome DR (1939).

Comparative efficiency of various techniques for the diagnosis of

protozoa and helminths in feces. J Parasitol 25: 241–262.

Fayer R, Santin M, Macarisin D (2012) Detection of concurrent

infection of dairy cattle with Blastocystis, Cryptosporidium y Giardia

spp. in beavers (Castor Canadensis) in Massachusets. Parasitol Res

111:1349-1355.

Feng Y, Xiao (2011). Zoonotic potential and molecular epidemiology

of Giardia species and giardiasis. Clin Microbiol Rev 24:110-40.

Flye Saine Marie (1936).Lámibiase en milieu indigene Marocaine.

Etude epidemiologique et observations parasitologiques.Maroc Medical

166:149-152.

Foronda P, Bargues MD, Abreu-Acosta N, Periago MV, Valero MA,

Valladares B, Mas-Coma S (2008). Identification of genotypes of

Giardia intestinalis of human isolates in Egypt. Parasitology Research

103: 1177-1181.

Franzen O, Jeristrom-Hultqvist J, Castro E, Sherwood E, Ankarkiev J,

Reiner DS, Palm D, Anderson JO, Anderson B, Svard SG (2009). Draft

genome sequencing of Giardia intestinalis assemblage B isolate GS: is

human giardiasis caused by two different species? PloS Pathog

5:e1000560.

Gamboa MI, Navone GT, Orden AB, Torres MF, Castro LE, Oyhenart

EE (2011). Socio-environmental conditions, intestinal parasitic

Bibliografía

230

infections and nutritional Status in children from a suburban

neighborhood of La Plata, Argentina. Acta Tropica 118: 184–189.

Gand J, Chedical M (1956). Les parasites intestinaux au Morocco.

Moroccan Medical 379: 1058-1063.

Garbossa G, Pía Buyayisqui M, Geffner L, López Arias L, de la

Fournière S, Haedo AS, Marconi AE, Frid JC, Nesse AB, Bordoni N

(2013).Social and environmental health determinants and their

relationship with parasitic diseases in asymptomatic children from a

shantytown in Buenos Aires, Argentina. Pathog Salud Glob 107 (3):

141-52.

Garcia-Fernández P,Gutierrez Florido A y Hueli LE (1984). Estudio

epidemiológico en colegios nacionales de zonas socioeconómica

deprimidas (ceuta). Revista Ibérica de Parasitologia.

Gelanew T, Lalle M, Hailu A, Pozio E, Caccio SM (2007). Molecular

characterization of human isolates of Giardia duodenalis from

Ethiopia. Acta Trop 102:92-99.

Gendrel D, Treluyer JM, Richard-Lenoble D (2003). Parasitic diarrhoea

in normal and malnourished children. Fundam. Clin. Pharmacol.

17:189-198.

Geurden T, Levecke B, Cacció SM, Visser A, De Groote G, Casaert S,

Vercruysse J, Claerebout E (2009). Multilocus genotyping of

Bibliografía

231

Cryptosporidium and Giardia in non-outbreak related cases of

diarrhoea in human patients in Belgium. Parasitology 1161–1168.

Geurden T, Vanderstichel R, Pohle H, Ehsan A, Von Samson-

Himmelstjerna G, Morgan ER, Camuset P, Capelli G, Vercruysse J,

Claerebout E (2012). A multicenter prevalence study in Europe on

Giardia duodenalis in calves, with molecular identification and risk

factor analysis. Vet Parasitol 190:383-390.

Giangaspero A, Berrilli F, Brandonisio O (2007). Giardia and

Cryptosporidium and public helath: the epidemiological scenario from

the Italian perspective. Parasitol Res 110: 1169-1182.

Gil SM (2008). Salud ambiental infantil: un nuevo desafío para el

pediatra. Archivos Argentinos de Pediatría 458-461.

Golzalez de la Rosa J, Barbadillo-Izquierdo F, Merino-Arribas JM,

Sánchez-Martín J (1999). Parásitos intestinales. Protocolo diagnóstico-

terapeútico. Bol Pediatrico 39:106-11.

Goñi P, Aldan DE, Clavel A, Seral C, Remacha MA, Castillo FJ

(2010). Prevalencia de Giardia duodenalis genotipo B en humanos de

Zaragoza y León, España. Enfermedades Infecciosas y Microbiología

Clínica 28: 1-3.

Grall et Hornus (1908). Enquête parasitaire chez des malades

diarrhéique hospitalisé. Revue Maroc Médicale.

Bibliografía

232

Guessous Idrissi N, Tazi-lakhsassi, L et Sedjari M (1984).La

Contamination Hospitaliere par des parasites. Enquete sur parasitisme

intestinale du personnel de chu de Casablanca. Rev Maroc Med Sante

3-4.

Habbari K, Tifnouti A, Bitton G, Mandil A (2000). Geohelminthic

infections associated with raw wastewater reuse for agricultural

purposes in Beni-Mellal, Morocco. Parasitol Int 48(3): 249-54.

Hafjani N (1956). Bilan des activites du laboratoire de parasitologie

chu Rabat. These en Medecine n° 92 Rabat.

Hagel I, Lynch NR, Pérez M, Di Prisco MC, López R, Rojas E (1993).

Modulation of the allergic reactivity of slum children by helminthic

infection. Parasite Immunol 15(6): 311-5.

Hagel I, Salgado A, Rodríguez O, Ortiz D, Hurtado M, Puccio F, Di

Prisco MC, Lattouf JJ, Palenque M, Guillén M, Salom V, Lynch N

(2001). Factores que influyen en la prevalencia e intensidad de las

parasitosis intestinales en Venezuela. Gac Méd Caracas 109(1): 82-90.

Hajhouji A (1983). Parasitoses intestinales chez lénfant scolaire au

cours reparatoire dans les ecoles de la ville dÁlhociema .These en

Medecine n°201.

Bibliografía

233

Haque R, Roy S, Kabir M, Stroup SE, Mondal D, Houpt ER (2005).

Giardia assemblage A infection and diarrhea in Bangladesh. J Infect

Dis 192: 2171-2173.

Hatam NK, Fallah E, Asgharzadeh M, Mirsamadi N, Mahdavipour, B

(2011). Glutamate dehydrogenase and triose-phosphate-isomerase

coding genes for detection and genetic characterization of Giardia

lamblia in human feces by PCR and PCR RFLP. Turkey Journal

Medical Sciences 41(2): 283-289.

Hernández F, Rodríguez Z, Ferrer I, Trufero N (2000). Enfermedades

diarreicas crónicas y parasitismo intestinal en el niño: comportamiento

de algunos factores de riesgo. Rev. Cubana Med. Gen. Integr 16:

129 – 33.

Hesham Al-Mekhlafia MS, Azlina M, Nor Aini U, Shaikc A, Sa’iahd

A, Fatmaha MS,Ismail MG, Ahmad Firdausa MS, Aisaha MY,

Rozlidaa AR, Norhayati M (2005). Giardiasis as a predictor of

childhood malnutrition in Orang Asli children in Malaysia.

Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene

99: 686-691.

Holder ME, Huse SM, Kim UU, Lasek-Nesselquist E, Manning G,

Nigam A, Nixon JE, Palm D, Passamaneck NE, Prabhu A, Reich CI,

Reiner DS, Samuelson J, Svard SG, Hussein AI, Tamaguichi T,

Nakamoto K, Iseki M, Tokoro M (2009). Multiple-subgenotype

infections of Giardia intestinalis detected in Palestinian clinical cases

using a subcloning approach. Parasitol Int 58: 258-262.

Bibliografía

234

Hörman A, Korpela H, Sutinen J, Wedel H, Hänninen ML (2004).

Meta-analysis in assessment of the prevalence and annual incidence of

Giardia spp. and Cryptosporidium spp. infections in humans in the

Nordic countries. Int J Parasitol 34 (12): 1337-46.

Hornus (1913) .Enquête sur les parasites intestinaux. Revue Maroc

Médicale .

Inabo H, Ya’u Binta, Yakubu Sabo E (2011). Asymptomatic Giardiasis

and Nutritional Status of Children in Two Local Government Areas in

Kaduna State, Nigeria. Sierra Leone Journal of Biomedical Research

3(3): 157-162.

Isaac-Renton J, Proctor EM, Prameya R, Wong Q (1986). A method of

excystation and culture of Giardia lamblia. Transact Roy Soc Trop

Med Hyg 80:989-90.

Jausion, Dekster (1922). Lámibiase a fes .CR des Seances Congres

Santé Publique et Preventive Soc Marselle :174-188.

Jeristrom-Hultqvist J, Franzén O, Ankarkiev J, Xu F, Nohynkova E,

Andersson JO, Svard SG, Andersson B (2010). Genome analysis and

comparative genomics of a Giardia intestinalis assemblage E siolate.

BMC Genomics 11:543.

Jimenez-Albarran M, Odda R, Gonzalez-Castro J (1986). Existencia de

huevos de Trichuris vulpis en heces humanas procedentes del norte de

Marrueco. Ras pharmaceutica 27:79-83.

Bibliografía

235

Jimenez-Albarran M, Odda R (1994). A coprological study of intestinal

infections in Northern Maroc (Provincia of Tanger, Tetuan and

Larrache). Tesis Doctoral.Universidad de Granada.

Karanis P (2011). Giardia and Cryptosporidium: Occurrence in Water

Supplies Reference Module in Earth Systems and Environmental

Sciences, from Encyclopedia of Environmental Health 946-954.

Karanis P, Ey PL (1998). Characterization of axenic isolates of

Giardia intestinalis established from humans and animals in Germany.

Parasitol Res 84(6): 442-9.

Karon AE, Hanni KD, Mohle-Boetani RA, Beretti VR, Hill M,

Arrowood S, Johnston P, Xiao L (in press). Giardiasis outbreak at a

camp after installation of a slow-sand filtration water treatment system.

Epidemiol Infect.

Khan SM, Debnath C, Pramanik AK, Xiao L, Nozaki T, Gauguly S

(2011). Molecular evidence for zoonotic transmission of Giardia

duodenalis among dairy farm workers in West Bengal, India. Vet

Parasitol 178: 342-345.

King CL, Low CC, Nutman TB (1993). IgE production in human

helminth infection. J Immunol 150:1873-1880.

Kohli A, Oluma Y, Bushen R, Pinkerton E, Houpt R, Newman C, Sears

A, Lima A, Guerrant R (2008). Giardia duodenalis assemblage, clinical

Bibliografía

236

presentation and markers of intestinal inflammation in Brazilian

children. Trans Society Tropical Medicine and Hygiene 102: 718-725.

Koneman WE, Allen SD, Janda VM (1992). Color atlas and textbook

of diagnostic microbiology. Philadelphia7 Lippincott: pp. 908- 9.

Laamrani El Idrissi A, Lyagoubi M, Barkia A, Ayoujil M, Mahjour J

(1999). Prévalence des parasitoses intestinales au niveau de trois

provinces au Maroc. Eastern Mediterranean health journal (Revue de

santé de la Méditerranée orientale 5(1): 86-102).

Lahlou NE (1980). Enquete sur le parasitisme intestinale dans une

consultation pediatrique au centre de sante yousofia a Rabat. Thes en

Medecine n°6 (Rabat).

Learmonth JJ, Inas G, Pita AB, Cowei RS (2003). Identification and

genetic characterization of Giardia and Cryptosporidium strains in

humans and dairy cattle in the Waikato Region of New Zealand. Water

Sci Technol 47: 21-26.

Lebbad M, Mattsson JG, Christensson B, Ljungstrom B, Backhans A,

Andersson JO, Svard SG (2010). From mouse to moose: multilocus

genotyping of giardia isolates from various animal species. Vet

Parasitol 168:231-239.

Bibliografía

237

Londoño ÁL, Mejía S y Gómez-Marín JE (2009).Prevalencia y

Factores de Riesgo Asociados a Parasitismo Intestinal en Preescolares

de Zona Urbana en Calarcá, Colombia Rev Salud pública 11 (1): 72-81.

Lujan H (2006). Giardia y Giardiasis. Instituto de Investigaciones

medicas Mercedes y Martín Ferreira. Buenos Aires Argentina 70-74.

Madhumita R, Roychoudhury S, Singha B (2014). A review on

prevalence of diarrhea causing parasite Giardia intestinalis. Int J Rec

Scien Res 5(1):27-30.

Mahdy AK, Surin A, Mohd-Adnan KI, Lim YA (2009). Molecular

characterization of Giardia duodenalis isolated from Scmai Pahang

Orang Asli (Peninsular Malaysia aboriginics). Parasitology 136: 1237-

1241.

Mahmoudi A (1988). Parasitisme intestinal a l hospital d enfant de

Rabat entre 1984-1986. These en Medecine n°78.

Mandell G, Benett J, Dolin R (2002). Enfermedades Infecciosas,

Principios y Practica 5 ed. Mexico: Ed. Panamericana 1: 3491.

Manzardo C, Trevino B, Gomez J, Prat J, Cabezos E, Mongui I,

Claveria J, Del Val L, Zabaleta E, Zarzuela F, Navarro R (2008).

Communicable discascs in the inmigrant population atended to in a

tropical medicine unit: epidemiological aspects and public health

issues. Travel Med Infect Dis 6: 4-11.

Bibliografía

238

Marangi M, Berrilli F, Otranto D, Giangaspero A (2010). Genotyping

of Giardia duodenalis among children and dogs in a closed socially

deprived community from Italy. Zoonoses Public Health 57: 7-8.

Massoudi M (1989). Profil Epidemiologique des Parasitoses

intestinales a Fes 1985-1988. These en Medecine n°120 Rabat.

Michelli E, De Donato M (2001). Prevalencia de Blastocystis hominis

en habitantes de rio Caribe, Estado de Sucre, Venezuela.

Saber 13:105-12.

Ministère de l’intérieur wilaya de Tétouan (Maroc)

Minvielle MC, Molina NB, Polverino D, Basualdo JA (2008). First

genotyping of Giardia lamblia from human and animal feces in

Argentina, South America. Mem Inst Oswaldo Cruz 3:98-103

Monographie de la province de Tétouan Mai 1997

Monis PT, Caccio SM, Thompson RC (2009). Variation in Giardia:

towards a taxonomic revision of the genus. Trends Parasitol 25: 93–

100.

Morrison HG, McArthur AG, Gillin FD, Aley SB, Adam RD, Olsen

GJ, Best AA, Cande WZ, Chen F, Cipriano MJ, Davids BJ, Dawson

SC, Elmendorf HG, Hehl AB, Holder ME, Huse SM, Kim UU, Lasek-

Nesselquist E, Manning G, Nigam A, Nixon JE, Palm D, Passamaneck

NE, Prabhu A, Reich CI, Reiner DS, Samuelson J, Svard SG, Sogin

Bibliografía

239

ML (2007). Genomic minimalism in the early diverging intestinal

parasite Giardia lamblia. Science 317:1921–1926.

Muhid A, Robertson I, Ng J, Yang R, Ryan U (2012). Prevelence of

Giardia spp. infection in pre-weaned and weaned calves in relation to

management factors. Vet J 191:135-137.

Navone GT, Gamboa MI, Kozubsky LE, Costas ME, Cardozo MS,

Sisliauskas MN, González M (2005) Estudio comparativo de

recuperación de formas parasitarias por tres diferentes métodos de

enriquecimiento coproparasitológico. Parasitol Latinoam 60: 178-181.

Neves-Santos FL, de Souza-Goncalves M, Matos-Soares N

(2012).Validation and utilization of PCR for differential diagnosis and

prevalence determination of Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar

in Salvador City, Brazil. Braz J Infect Dis. 15(2):119-125

Nguyen NL, Gelaye B, Aboset N, Kumie A, Williams MA, Berhane Y

(2012). Intestinal parasitic infection and nutritional status among school

children in Angolela, Ethiopia. J Prev Med Hyg 53(3): 157-64.

O’Gorman MA, Orenstein SR, Proujansky R (1993). Prevalence and

characteristics of Blastocystis hominis infection in children. Clin

Pediatr (Phila) 32: 91- 6.

Bibliografía

240

Oksenhendler E, Gerard L,Fieschi C, Malphettes M, Moullot G,

Jaussaud R, Viallard F, Gardembas M, Galicier I, Schleinitz N, Suarez

F, Soulas-Sprauel, Hachulla E, Jaccard A, Gardeur A, Theodorou I,

Rabian C, Debre P (2008). Infections in 252 patients with common

variable immunodeficiency. Clin Infect Dis 46:1547-1554.

OPS (2003). Helmintiasis intestinales manejo de la geohelmintiosis.

OPS (2011).Un Llamado a la Acción: Hacer frente a helmintos

transmitidos por el suelo en América Latina y el Caribe.

Ortiz E (1932). Enquête sur les parasites chez les patients hospitalisé a

l'hôpital militaire de Tétouan. Revue Maroc Médicale

Östan I, Kilimcioğlu AA, Girginkardeşler N, Ozyurt BC, Limoncu ME,

Ok UZ (2007). Health inequities: lower socio-economic conditions and

higher incidences of intestinal parasites. Revista Biomédica de Salud

pública 342: 1-8.

Paz Soldan OC, Vargas-Vásquez F, Gonzalez-Varas A, Peréz-Cordón

G, Velasco-Soto JR, Sánchez-Moreno M, Rodríguez-Gonzalez I,

Rosales-Lombardo MJ (2006). Intestinal parasites in peruvian children

and molecular characterization of Cryptosporidium species. Parasitol

Res 98: 576-581.

Peréz-Cordón G, Paz Soldan OC, Vargas-Vásquez F, Velasco-Soto JR,

Sempere- Bordes L, Sánchez-Moreno M, Rosales MJ (2008).

Bibliografía

241

Prevalence of enteroparasites and genotyping of Giardia lamblia in

peruvian children. Parasitology Research 103: 459-465.

Plutzer J, Karanis P, Domokos K, Torokné A, Marialigeti K (2008).

Detection and characterization of Giardia and Cryptosporidium in

Hungarian raw, surface and sewage water samples by IFT, PCR and

sequence analysis of the SSUrRNA and GDH genes. Int J Hyg Environ

Health 211:524-533.

Plutzer J, Ongerth J, Karanis P (2010). Giardia taxonomy, phylogeny

and epidemiology: Facts and open questions. Inter J Hgy Environ

Health 213: 32

Polverino D, Molina NB, Minvielle MC, Lozano ME, Basualdo JA

(2004). Técnica de purificación y ruptura de quistes de Giardia spp.

Revis Argentina Microbiol 36:97-100.

Puebla LJ, Núñez FA, Fernández YA, Fraga J, Rivero LR, Millán IA,

Valdés LA, Silva IM (2014) Correlation of Giardia duodenalis

assemblages with clinicaland epidemiological data in Cuban children.

Infection, Genetics and Evolution

23: 7–12.

Rahmouni H (2010). Portage parasitaire intestinal chez lénfant

scolarise dans la wilaya de Rabat sale. Universite mouhammed v

faculte de medecine et de pharmacie -Rabat- .

These n°31.

Bibliografía

242

Rashid MK, Joshi M, Joshi HS, Fatemi K (2011). Prevalence of

intestinal parasites among school going children in Bareilly District.

NJIRM 2(1): 35-38.

Read CM, Walters J, Robertson ID, Thompson RCA (2002).

Correlation between genotype of Giardia duodenalis and diarrhea. Int J

Parasitol 32:229-231.

Read CM, Monis PT, Thompson RC (2004). Discrimination of all

genotypes of Giardia duodenalis at the glutamate dehydrogenase locus

using PCR-RFLP. Infection Genetic and Evolution 4: 125-130.

Ritchie LS (1948). An ether sedimentation technique for routine stool

examination. Bull of the United States Army Medical Department

8: 326.

Robertson LJ (2009). Giardia and Cryptosporidium infections in sheep

and goats: a review of the potential for transmission to humans via

environmental contamination. Epidemiol Infect. 137: 913-921.

Robertson LJ, Hermansen I, Gjaerde BK, Strand E, Alvsvag JO,

Langeland N (2006). Application of genotyping during an extensive

outbreak of waterborne giardiasis in Bergen, Norway, during autumn

and winter 2004. Appl Environ Microbiol 72: 2212-2217.

http://ns2.scopemed.com/?jid=18

http://ns2.scopemed.com/?jid=18&iid=2011-2-1.000

Bibliografía

243

Rodriguez-Garcia R, Rodriguez-Guzman LM, Sanchez-Maldonado MI,

Gomez-Delgado A, and Rivera-Cedillo R (2002). Prevalence and risk

factors associated with intestinal parasitoses in pregnant women and

their relation to the infant’s birth weight.Ginecol Obstet Mex 70:

338–343.

Roointan ES, Rafiei A, Samarbaf-Zadeh AR, Shayesteh AA,

Shamsizadeh A, Borujeni MP (2013). Genotype analysis of Giardia

lamblia isolated from children in Ahvaz, South-west of Iran.

Jundishapur Journal of Microbiology 6(3): 280-283.

Ryan U, Cacciò SM (2013). Zoonotic potential of Giardia.

International Journal for Parasitology 43: 943–956.

Schaible U, Kaufmann S (2007). Malnutrition and Infection: Complex

Mechanisms And Global Impacts. American Journal of Clinical

Nutrition 5: 115-120.

Sequat M (1974). Enquet sur le parasitoses intestinales a Rabat et Fes.

These de Medecine n°8 Rabat.

Singh A, Janaki L, Petri W, Houpt E (2009). Giardia intestinalis

Assemblages A and B infections in Nepal. American Journal of

Tropical Medicine and Hygiene 81(3): 531-539.

Silberman JD, Sogin ML, Leipe DD, Graham CC (1996). Human

parasite finds taxonomic home. Nature 380:398.

Bibliografía

244

Sinniah B, Rajeswari B (1994). Blastocystis hominis infection, a cause

of human diarrhea. Southeast Asian Journal Tropical Medicine Public

Health 25: 490- 493.

Šlapeta J (2013). Cryptosporidiosis and Cryptosporidium species in

animals and humans: A thirty colour rainbow? International Journal for

Parasitology 957-970.

Smith HV, Caccio SM, Tait A, McLauchlin J, Thompson

RC(2006).Tools for investigating the environmental transmission of

Cryptosporidium and Giardia infections in humans.Trends Parasitol

22: 160–167.

Sogin ML (2007). Genomic minimalism in the early diverging

intestinal parasite Giardia lamblia. Science 317: 1921–1926.

Spinelli R, Brandonisio O, Serio G, Trerotoli P, Ghezzani F, Carito V,

Dajçi N, Doçi A, Picaku F, Dentico P (2006). Intestinal parasites in

healthy subjects in Albania Eur. J. Epidemiol 161–166.

Sprong H, Cacciò SM, van der Giessen JW (2009). Identification of

zoonotic genotypes of Giardia duodenalis. Plos Negl. Trop. Dis 3:558.

Bibliografía

245

Suzuki J, Murata R, Kobayashi S, Sadamasu K, Kai A, Takeuchi T

(2011). Risk of human infection with Giardia duodenalis from cats in

Japan and genotyping of the isolates to assess the route of infection in

cats. Parasitology 138: 493-500.

Tagajdid R, Lemkhente Z, Errami M, El Mellouki W (2012).

[Prevalence of intestinal parasitic infections in moroccan urban primary

school students ]. Bull Soc Pathol Exot 105 (1):40-5.

Thompson RCA (2004). The zoonotic significance and molecular

epidemiology of Giardia and giardiasis. Vet Parasitol 126:15–35.

Thompson RC, Monis PT (2004). Variation in Giardia: implications

for taxonomy and epidemiology. Adv Parasitol 58: 69–137.

Thompson RC, Palmer CS, O'Handley R (2008). The public health and

clinical significance of Giardia and Cryptosporidium in domestic

animals.Vet J 177: 18–25.

Tligui H, Agoumi A (2006). Prevalence du portage parasitaire intestinal

chez len fant scolarisé à Tiflet (Maroc). Revue Francophone des

Laboratoires 386: 65-68.

Traub RJ, Inpankaew T, Reid SA, Sutthikornchai C, Sukthana Y,

Robertson ID, Thompson RC (2009). Transmission cycles of Giardia

duodenalis in dogs and humans in Temple communities in Bangkok--a

critical evaluation of its prevalence using three diagnostic tests in the

field in the absence of a gold standard. Acta Trop 111:125–132.

Bibliografía

246

UNICEF (2005). Enfermedades comunes relacionadas con el Agua y

el saneamiento.

Van Keulen H, Macechko PT, Wade S, Schaaf S, Wallis PM, Elandsen

SI (2002). Presence of human Giardia in domestic, farm and wild

animals, and environmental samples suggests a zoonotic potential for

giardiasis. Vet Parasitol 108: 97-107.

WHO (2001). Esquistosomiasis y helmintiasis transmitidas por el

suelo. 54 Asanblea sobre salud mundial.

WHO (2012).Weekly epidemiological record Relevé épidémiologique

hebdomadaire.87:225–232.

WHO-UNICEF (2004). Prevención y control de la esquistomiasis y las

helmintiasis transmiticas por el suelo.

Xavier de Carvalho GL, Moreira LE, Pena JL, Marinho CC, Bahia MT,

Lins GL (2012) A comparative study of the TF-Test, Kato-Katz,

Hoffman-Pons-Janer, Willis and Baermann-Moraes coprologic

methods for the detection of human parasitosis. Mem Inst Oswaldo

Cruz 107:80-84.

Xiao L, Fayer R (2008). Molecular characterisation of species and

genotypes of Cryptosporidium and Giardia and assessment of zoonotic

transmission. Int J Parasitol 38: 1239-1255.

Yoder JS, Harral C, and Beach MJ (2010).Giardiasis surveillance

States, 2006-2008. MMWR Surveill Summ 59: 15–25.

Bibliografía

247

Ytalia B, Lindarling G, Luisana H, Ivan A, Rodolfo D (2007).

Parásitos intestinales en inmigrantes de la República Popular China

residentes en Ciudad Bolívar, Venezuela Parasitol Latinoam

62: 42 – 48.

248

Documents

ESTUDIO EPIDEMIOLÓGICO Y MOLECULAR DE PARÁSITOS ...hera.ugr.es/tesisugr/24468921.pdf · Entre los enteroparásitos humanos existen diversidad de protozoos y helmintos. Sus fases