Hortofruticultura y jardinería Trabajo Técnico - Experimental

Hortofruticultura y jardinería

Trabajo Técnico - Experimental

UNIVERSIDAD DE ALMERÍA

ESCUELA SUPERIOR DE INGENIERÍA

INGENIERÍA AGRÍCOLA

ESPECIALIDAD HORTOFRUTICULTURA Y JARDINERÍA

OPTIMIZACIÓN DE LA APLICACIÓN DE MICROALGAS EN

PETUNIA X HYBRIDA. EFECTO DE LA APLICACIÓN

FOLIAR DE HIDROLIZADO DE MICROALGAS

(ARTHROSPIRA PLATENSIS Y BIORIZON SC) EN EL

CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE PETUNIA X HYBRIDA

BAJO CONDICIONES SALINAS.

El Alumno:

Pedro José Bayona Morcillo

Almería, Septiembre de 2019

Directores:

Dª. Silvia Jiménez Becker

Agradecimientos

En primer lugar quiero expresar mi agradecimiento a la directora de este Trabajo Fin de

Grado, Doña Silvia Jiménez, por la dedicación y ayuda brindada.

Así mismo, agradezco al profesorado, las enseñanzas y virtudes aportadas durante esta etapa

académica. A mis amigos, el apoyo y animo ofrecido en este periodo universitario.

Por último, agradecer a mis padres, hermanos y abuelos por el apoyo, por los consejos y por

las vivencias compartidas, sin ellos esto no hubiese sido posible.

Gracias a todos por las aportaciones en mi vida que han hecho ser quien soy y llegar donde he

llegado.

Índice

4 Optimización de la aplicación de microalgas en Petunia x hybrida. Efecto de la aplicación foliar de hidrolizado de microalgas

(Arthrospira platensis y Biorizon Sc) en el crecimiento y desarrollo de Petunia x hybrida bajo condiciones salinas.

Índice

1. Memoria ............................................................................................................................ 13

1.1. Interés y objetivos ...................................................................................................... 13

1.2. Descripción Petunia ................................................................................................... 14

1.2.1. Comercialización .................................................................................................... 14

1.2.2. Taxonomía y origen ................................................................................................ 15

1.2.3. Morfología .............................................................................................................. 16

1.2.4. Especies y variedades ............................................................................................. 17

1.2.5. Manejo del cultivo .................................................................................................. 18

1.2.6. Condiciones ambientales ........................................................................................ 21

1.2.7. Enfermedades, fisiopatías y plagas del cultivo de petunia ..................................... 21

1.3. Descripción general de microalgas ................................................................................ 26

1.3.1. Introducción. ........................................................................................................... 26

1.3.2. Producción de microalgas. ...................................................................................... 27

1.3.3. Extractos de microalgas .......................................................................................... 28

1.3.4. Composición química de bioestimulantes y biofertilizantes de microalgas ........... 29

1.3.5. Aplicaciones como Bioestimulantes ....................................................................... 29

1.3.6. Aplicaciones como biofertilizante .......................................................................... 30

1.4. Competencias integradas en el proyecto técnico-experimental .................................... 31

2. Fases de la realización y cronograma ................................................................................... 33

2.1. Fases de la realización ................................................................................................... 33

2.2. Cronograma ................................................................................................................... 33

3. Especificaciones y requerimientos técnicos ......................................................................... 37

3.1. Ubicación ....................................................................................................................... 37

3.2. Instalaciones y equipos .................................................................................................. 37

3.2.1. Instalaciones usadas. ............................................................................................... 37

3.2.2. Sistema de ventilación ............................................................................................ 38

3.2.3. Materiales usados del invernadero .......................................................................... 39

3.2.4. Equipos de fertirriego empleados ........................................................................... 40

3.3. Material vegetal y manejo del cultivo ........................................................................... 41

3.3.1. Material vegetal ...................................................................................................... 41

3.3.2. Medio de cultivo ..................................................................................................... 41



3.3.3. Dosis y frecuencia de riego ..................................................................................... 42

3.3.4. Tratamientos de deficiencias foliares ...................................................................... 42

3.3.5. Tratamientos fitosanitarios ...................................................................................... 43

3.4. Tratamientos .................................................................................................................. 44

3.4.1. Fertilizantes empleados y preparación de la solución de fertirriego ....................... 44

3.4.2. Hidrolizados de microalgas ..................................................................................... 45

3.4.3. Tratamientos ........................................................................................................... 46

4. Mediciones ........................................................................................................................... 48

4.1. Parámetros de ambientales del ensayo .......................................................................... 48

4.2. Parámetros de crecimiento de la planta ......................................................................... 49

4.3. Parámetros nutricionales de la planta ........................................................................... 50

4.4. Tratamiento estadístico de diferencias significativas .................................................... 50

5. Resultados y discusión. ........................................................................................................ 53

5.1 Efecto de la aplicación de microalgas para control del estrés salino .............................. 53

5.1.1. Efecto de la aplicación de microalgas en la longitud del tallo ................................ 53

5.1.2. Efecto de la aplicación de microalgas en el número de hojas de la planta ............. 56

5.1.3. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el número de brotes producidos. ....... 57

5.1.4. Efecto de la aplicación de microalgas sobre la anchura de la hoja ......................... 59

5.1.5. Efecto de la aplicación de microalgas sobre la longitud de la hoja ........................ 60

5.1.6. Efecto de la aplicación de microalgas en la longitud del entrenudo de la planta. .. 62

5.1.7. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el color de la planta. ......................... 63

5.1.8. Efecto de la aplicación de microalgas sobre peso fresco de la planta .................... 64

5.1.9. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el peso seco de la planta ................... 65

5.1.10. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el área foliar de la planta. ............... 66

5.1.12. Efecto de la aplicación de microalgas sobre concentración de nutrientes en hoja.67

5.2. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas ......................................... 69

5.2.1 Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas en la longitud del tallo.69

5.2.2. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas en el número de hojas

de la planta. ....................................................................................................................... 71

5.2.3. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el número de

brotes producidos. ............................................................................................................. 71

5.2.4. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre la anchura de la

hoja .................................................................................................................................... 72



5.2.5. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre la longitud de la

hoja. ................................................................................................................................... 73

5.2.6. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas en la longitud del

entrenudo de la planta. ...................................................................................................... 74

5.2.7. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el color de la

planta. ................................................................................................................................ 75

5.2.8. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el peso fresco de

la planta. ............................................................................................................................ 76

5.2.9. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas el peso seco de la

planta. ................................................................................................................................ 77

5.2.10. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el área foliar de

la planta. ............................................................................................................................ 78

6. Conclusiones. ....................................................................................................................... 80

7. Bibliografía. .......................................................................................................................... 82

8. Anexos. ................................................................................................................................. 93

8.1. Producto Algafert de la empresa Biorizon Biotech. ...................................................... 93

8.2. Producto Microtech Ferro de la empresa Biorizon Biotech. ......................................... 95



Índice de gráficas

Gráfica 1: Desarrollo de la longitud del tallo a lo largo del ensayo…………….............53

Gráfica 2: Longitud del tallo al final del ensayo………………………………..............54

Gráfica 3: Número de hojas de la planta a lo largo del ensayo…………………............56

Gráfica 4: Número de hojas de la planta al final del ensayo……………………………56

Gráfica 5: Número de brotes de la planta a lo largo del ensayo………………...............57

Gráfica 6: Número de brotes de la planta al final del ensayo…………………………...58

Gráfica 7: Anchura de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del

ensayo……………………………………………………………………………….…...59

Gráfica 8: Anchura de la última hoja desarrollada de la planta a los 63 días de

ensayo……………………………………………………………………………............59

Gráfica 9: Longitud de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del

ensayo……………………………………………………………………………............60

Gráfica 10: Longitud de la última hoja desarrollada de la planta a los 63 días de

ensayo……………………………………………………………………………............61

Gráfica 11: Longitud del último entrenudo de la planta al final del ensayo……………62

Gráfica 12: Valores de luminosidad del color según las tablas Munsell………………..63

Gráfica 13: Valores de saturación del color según las tablas Munsell………….............63

Gráfica 14: Pesos frescos de los tallos, raíces, hojas y el peso total de las

plantas……………………………………………………………………………............64

Gráfica 15: Pesos secos de los tallos, raíces y hojas de las plantas……………………..65

Gráfica 16: Área foliar media de la planta al final del ensayo……………….................66

Gráfica 17: Concentración de N, P y K (%) en hoja……………………………............67

Gráfica 18: Contenido de calcio, magnesio, sodio y cloro en las hojas (%)……............67

Gráfica 19: Desarrollo de la longitud del tallo a lo largo del ensayo…………………...69

Gráfica 20: Número de hojas de la planta a lo largo del ensayo………………………..71

Gráfica 21: Número de brotes de la planta……………………………………………...71

Gráfica 22: Anchura de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del

ensayo……………………………………………………………………………............72

Gráfica 23: Longitud de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del

ensayo……………………………………………………………………………............73

Gráfica 24: Desarrollo de la longitud del entrenudo a lo largo del ensayo……………..74

Gráfica 25: Valores de luminosidad del color según las tablas Munsell………………..75

Gráfica 26: Valores de saturación del color según las tablas Munsell………….............75



Gráfica 27: Pesos frescos de los tallos, raíces y hojas de las plantas…………………...76

Gráfica 28: Pesos secos de los tallos, raíces y hojas de las plantas…………………......77

Gráfica 29: Área foliar media de la planta al final del ensayo………………….............78



Índice de tablas

Tabla 1: Número de riegos durante el ensayo…………………………………….…….42

Tabla 2: Datos de análisis de agua y solución ideal para el cultivo…………….............44

Tabla 3: Características principales de los fertilizantes empleados…………….............44

Tabla 4: pH y CE de las soluciones nutritivas empleadas. ……………………….…….45

Tabla 5. Temperatura y humedad relativa media………………………………….……48

Tabla 6. Radiación global y del cultivo en cada mes…………………………………....48



Índice de imágenes

Imagen 1: Petunia violacea (MacArthur y Park, 1865)……………………………...….15

Imagen 2: Alternaria (Fuente: Universidad Politécnica Estatal de California en San Luis

Obispo)…………………………………………………………………………………..22

Imagen 3: Presencia de Botrytis cinérea sobre flor de petunia (Fuente: Marin Máster

Gardeners)………………………………………………………………………………..22

Imagen 4: Damping-off (Fuente: Universidad Estatal de Carolina del Norte)….............22

Imagen 5: Oídio sobre plantas de petunia (Fuente: Instituto Politécnico de Virginia y

Universidad Estatal)……………………………………………………………………...23

Imagen 6: Rhizoctonia causando pudrición de plántulas de petunia (Fuente: Nursery

Production Plant Health & Biosecurity Project) ………………………………………...23

Imagen 7: Larva de lepidóptero (Fuente: Hogarmanía)………………………...............24

Imagen 8: Mosca blanca (Fuente: Farmagro)…………………………………………...24

Imagen 9: Minas y túneles en las hojas. (Fuente: Syngenta)…………………………....25

Imagen 10: Pulgón verde. (Fuente: Universidad de California)………………………...25

Imagen 11: Síntomás y presencia de trips. (Fuente: Universidad de

California)……………………………………...………………………………...………25

Imagen 12: Sistema abierto y sistemas cerrados: placa delgada,

tubular inclinado y continuo horizontal (Fuente: Bitog et al., 2009)………….………...27

Imagen 13: Cronograma diario de realización del TFG ………………………………..34

Imagen 14: Localización del invernadero (Fuente: Google Earth)……………………..37

Imagen 15: Mesa de cultivo utilizada en el invernadero………………………………..37

Imagen 16: Panel controlador climático y de fertirriego…………………...…………...38

Imagen 17: Cubierta del invernadero con sistema de nebulización…………...………..38

Imagen 18: Ventilador…………………………………………………………………..38

Imagen 19: Ventana lateral ……………………………………………………..............39

Imagen 20: Distribución del invernadero……………………………………….............39

Imagen 21: Sistema de fertirriego…………………………………………...….............40

Imagen 22: Emisores de riego ……………………………………………………….…40

Imagen 23: Plántulas de petunia……………………………………………………..….41

Imagen 24: Paso para la elaboración del sustrato…………………………...………..…42

Imagen 25: Aplicación “Microtech Ferro”………………………………….………..…43

Imagen 26: Pesado del nitrato magnésico hexahidratado……………………..…...……43

Imagen 27: Hoja afectada por trips…………………………………………...………....44



Imagen 28: Producto de Arthrospira (fuente: Biorizon)………………………..............45

Imagen 29: Hidrolizados de microalgas y materiales de laboratorio para la elaboración

de los tratamientos………………………………………………...……………….…….46

Imagen 30: Hobo Shuttle …………………………………………………………….....48

Imagen 31: Estufa ubicada en el laboratorio 2.11……………………………...….……50

Imagen 32: Balanza de precisión usada para la toma de datos de pesos secos de raíz,

tallo y hojas de las muestras, localizadas en el laboratorio 0.81………….......................50

Imagen 33: Picado de las muestras de hoja con un molinillo de café…………….…….50

Imagen 34: Plantas de petunia en los distintos tratamientos: Co2,0- aplicación foliar de

agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g

L-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,0- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS

m-1

, Co2,6- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,6 dS m-1

, Ar2,6- aplicación foliar

semanal de Arthrospira sp (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Sc2,6- aplicación foliar semanal de

Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación foliar de agua semanal, CE 3,0

dS m-1

, Ar3,0- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-1

y

Sc3,0- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-

1…………………….…………………………………………………………………….55

Imagen 35: Plantas de los distintos tratamientos: : C - aplicación foliar de agua

semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar5 - aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE

2,0 dS m-1

, Sc5 - aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,5

- aplicación foliar cada 3 días de Biorizon Sc (2,5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1

y ArSc5 -

aplicación de mezcla microalgas (5 gL-1

de Arthrospira sp y 5 gL-1

Biorizon Sc), CE 2,0

dS m-1

. …………………………………………………………………………………...70

Memoria descriptiva



1. Memoria

1.1. Interés y objetivos

La industria de las plantas de temporada tiene cada día más importancia. Las causas

fundamentales de este incremento han sido el cambio de estilo de vida, el desarrollo de

técnicas de semilleros mecanizadas con un control eficaz de las condiciones ambientales y la

obtención de nuevas variedades para planta en maceta, de gran calidad y adaptación a

distintos ambientes.

En el 2018, se produjo un aumento de exportación de flores y plantas de interés ornamental en

España con respecto a años anteriores, siendo Andalucía la comunidad que mayor cantidad de

plantas vivas exporto a destinos como Francia; Países Bajos, Alemania, Portugal e Italia,

además también se produjo un aumento del 3% en importación de plantas y flores (Fepex,

2019). La petunia es hoy día una de las plantas más importantes a nivel ornamental, debido a

que es una planta fácil de cultivar y tiene una amplia gama de colores y formas en sus flores

(Ando, 2001; Donboklang et al., 2016). Es una planta herbácea que tiene un amplio periodo

de floración en sustratos o suelos con buen drenaje y con suficiente humedad, además es una

especie bastante tolerante a la salinidad (Fornes et al., 2007). Petunia es una planta perenne,

pero es cultivada generalmente como planta anual (Donboklang et al., 2016).

El consumo excesivo de agua, ha provocado el uso de aguas residuales en riego (Skaggs et

al., 2006) y problemas de intrusión marina que afectan a los acuíferos cercarnos a la costa

(Lerner, 2001), estos hechos han generado la necesidad de desarrollar nuevos sistemas de

gestión del agua tanto a nivel agrícola como de consumo humano, innovando en prácticas de

riego más sostenibles (Skaggs et al., 2006). En las zonas mediterráneas, debido a la intrusión

del agua del mar en los acuíferos, que provoca el uso de aguas salobres para riego de los

cultivos, se está produciendo efectos graves de estrés salino, (Rana y Katerji, 2000). Es por lo

tanto fundamental estudiar la tolerancia o resistencia de las plantas a la salinidad (Villarino y

Mattson, 2011).

Un problema grave de la salinidad es que afecta limitando la productividad de los cultivos

provocando consecuencias sobre la germinación, el vigor y el rendimiento de la planta. Este

problema se acentúa debido al uso en muchas áreas de aguas salobres (Munns y Tester, 2008).

Este factor afecta a las plantas de varias formas, provocando estrés hídrico, alteraciones en los

procesos metabólicos, trastornos nutricionales de la planta, ya sea por deficiencia o toxicidad

y alterando las células, provocando desorganización, expansión celular y disminución de la

división celular (Hasegawa et al., 2000; Munns, 2002; Zhu, 2007). Otras consecuencias de la

salinidad es la alteración de los procesos de fotosíntesis, síntesis de proteínas y energía

además de afectar a los metabolismos lipídicos, también produce disminución del

crecimiento, desarrollo y supervivencia del cultivo (Parida y Das, 2005).

En la actualidad la búsqueda de estrategias sostenibles con altos rendimientos y menos daños

ambientales en los cultivos, implican disminuir o sustituir el uso de insumos químicos,

fertilizantes y pesticidas, por sustancias naturales o biológicas. Por ello, el desarrollo de



sustancias ecológicas capaces de provocar el crecimiento de las plantas, llamadas

bioestimulantes, están siendo investigadas con gran atención e importancia (El Arroussi et al.,

2016). En este sentido, las microalgas representan una alternativa potencial sostenible para la

mejora y la protección de los cultivos agrícolas (García-González y Sommerfeld, 2016) Los

componentes bioactivos presentes en los extractos de algas marinas pueden mejorar la

respuesta de las plantas al estrés (Mancuso et al., 2006). El uso de estos compuestos como

bioestimulantes y biofertilizantes ya se encuentran disponibles a nivel comercial, como

productos prometedores e innovadores con el fin de sustentar una agricultura sostenible y

ecología sin tener pérdida de rendimiento en los cultivos (Coppens et al., 2015). En este

sentido, ensayos realizados en césped (Poa pratensisL. cv. Plush) muestra que bajo

condiciones de salinidad, el uso de bioestimulantes puede mejorar el crecimiento tanto de

raíces como de la parte aérea (Nabati et al., 1994). Uno de los mecanismos que se activan es

la reducción significativa de la acumulación de iones Na+ en las plantas (Yan, 1993). Los

extractos de las microalgas, D.salina y Phaeodactylumtricornutum, afectan positivamente al

crecimiento de la raíz en pimiento durante la germinación en condiciones salinas (de hasta 50

mM de NaCl) y reducen de forma significativa la producción de radicales superóxido, así

como la peroxidación lipídica, mientras que se incrementan las enzimas antioxidantes

(Guzmán -Murillo et al., 2013). Además, se demostró que los extractos de algas contienen

fitohormonas, como pueden ser citoquininas, auxinas, etileno, ácido abscísico y auxinas que

afectan al desarrollo y el crecimiento de las plantas (Karthikeyan et al., 2007; Stirk et al.,

2013).

Hoy día, aun se requieren proyectos de carácter agronómico, bioquímico, molecular y

fisiológico para comprender y entender el efecto de los cambios producidos por los

bioestimulantes y biofertilizantes sobre los cultivos, y de esta manera permitir una detallada

descripción para mejorar las dosis, los formulados y el uso con el fin de ayudar a los

agricultores y a las industrias agroquímicas (Ronga et al., 2019). Por ello el objetivo principal

de este ensayo ha sido estudiar el efecto protector de la aplicación foliar de los extractos de

microalgas frente al empleo de aguas de mala calidad (alta salinidad), teniendo en cuenta los

diferentes aspectos en la producción, como son la biomasa y la calidad de la planta. Además,

como objetivo secundario ha sido estudiado como optimizar la dosis y la frecuencia de la

aplicación de microalgas en el cultivo (Petunia x hybrida), y valorar el efecto de la

aplicación conjunta de dos microalgas.

1.2. Descripción Petunia

1.2.1. Comercialización

En el 2018, la exportación de plantas ornamentales y flores creció un total de un 9% más que

en el año anterior, generando un total de 247,7 millones de euros hasta el mes de junio de ese

año. La Comunidad de Valencia y Andalucía fueron las dos principales exportadores del

2018, siendo la provincia de Almería la mayor productora de plantas (Fepex, 2019).

La comercialización de petunia ocurre en el periodo de primavera – verano. En el mercado en

plantas en maceta tienen que superar 10 flores abiertas y plantas colgantes de 100 flores como



mínimo. Se cultivan en macetas de 9 cm o alveolos cuando se destinan a plantación a jardines

y de 11cm para comercialización (Nuez y Llácer, 2001; Espinoza et al., 2011).

1.2.2. Taxonomía y origen

Petunia es una planta ornamental originaria de América del Sur, en concreto su localización

geográfica se centra en regiones de climás templados y subtropicales de Uruguay, Paraguay,

Argentina, Brasil y Bolivia.

Durante el siglo XIX, se incluyeron en el mismo grupo taxonómico al tabaco (Nicotiana

tabacum) y a la petunia (Petunia nyctaginiflora) y no fueron separadas hasta que estudios

filogenéticos presentaron diferencias entre ambas especies (Stehman et al., 2009).

La inmensa mayoría de los cultivos de petunia son de Petunia hybrida, que es un híbrido

obtenido por primera vez mediante hibridación en 1834 por Atkins de Northampton, en un

vivero de Gran Bretaña y se extendió rápidamente a los jardines europeos (Sink, 1984). Hoy

en día se cultiva en todo el mundo y es una de las plantas de temporada más importantes a

nivel mundial. Estudios, sobre los genes en Petunia hybrida han demostrado la presencia de

especies ancestrales P.axillaris y P.violacea, aunque aparecen variaciones genéticas debido a

la gran cantidad de cultivares de petunia que han dado lugar a cambio genético y mutaciones

(Wisjman, 1982).

Imagen 1: Petunia violacea (MacArthur y Park, 1865)



Clasificación taxonómica:

Reino: Plantae

División: Magnoliophyta

Clase: Magnoliopsida

Orden: Solanales

Familia: Solanaceae

Especie: Petunia

Género: Petunia hybrida

Las petunias, en cuanto a sus características botánicas, se tratan de plantas herbáceas o

arbustivas, que pueden ser de ciclo anual o perenne, no poseen espinas, tienen hojas enteras y

simples, en general sésiles. Presentan inflorescencias monocasial y flores que pueden dar

lugar a fruto en cápsula. Las inflorescencias son racimos de pequeño tamaño formadas por un

par de brácteas, las flores tiene un cáliz tubular o acampanado formado por cinco lóbulos bien

definidos, la corola tiene forma de embudo o campana y al igual que el cáliz esta formado por

cinco lóbulos. El androceo de la flor está formado por cinco estambres, cuyos filamentos

surgen por debajo de la mitad del tubo de la corola y las anteras pueden ser de color amarillo,

violeta o azulado. El fruto, que contiene pequeñas semillas subglobosas, tiene forma cónica y

dehiscente (Sánchez de Lorenzo, 2001; Stehmann et al., 2009; Gallego et al., 2012).

1.2.3. Morfología

1.2.3.1. Raíz

El sistema radicular de la planta depende del método de propagación, en el caso de ser por

origen seminal se caracterizan por tener una raíz pivotante de las que surgen númerosas raíces

secundarias y terciarias. La petunia presenta un gran número de ramificaciones para una

buena absorción de nutrientes y un buen anclaje al suelo o sustrato, su sistema radical es

robusto y fibroso (Gutiérrez, 2008).

En cuanto a la propagación asexual, el sistema radicular es fasciculado teniendo un mayor

número de raíces secundarias y terciarias que mediante propagación sexual.

1.2.3.2. Tallo

El tallo es herbáceo, alcanzando una longitud aproximada de 25 a 40 centímetros en función

de la variedad, aunque existen especies con mayor longitud (Brickell, 1996).

1.2.3.3. Hojas

Las hojas que constituyen a la planta son alargadas, redondas, ovaladas o elepticas, raramente

lineales, son víscidas y presentan ligera vellosidad. Tienen un color verde franco y oscuro

(Vidalie, 1992; Stehmann et al., 2009).



Sánchez de Lorenzo, (2001) en su estudio sobre petunia argumenta que las hojas son enteras,

simples y por lo general sésiles.

1.2.3.4. Flores

Las flores de petunia son características por su forma atrompetada, cuya composición de flor

pueden ser simple o compuesta, presentando los bordes del pétalo de forma ondulada o lisa,

existen de diversos colores e incluso en una misma flor puede haber distintos. El tamaño

promedio de la flor se encuentra entre los ocho y diez centímetros de diámetro (Gutiérrez,

2008), existiendo especies con mayor diámetro como las petunias grandifloras y de menor

tamaño como petunias multifloras.

Sánchez de Lorenzo (2001) y Gallego et al. (2012), en sus estudios observaron que las flores

poseen un cáliz tubular o acampanado (9 -18 mm) compuesto por cinco lóbulos y poseen una

corola infundibuliforme (42 – 60 mm) compuesta también por cinco lóbulos pequeños y

anchos. Las flores presentan cinco estambres desiguales y un estigma bilobado.

1.2.4. Especies y variedades

Los distintos híbridos de petunia se pueden dividir según la forma de crecimiento de la planta

y en función de su flor: multiflora, grandiflora, colgantes o rastreras y milliflora (Kessler,

1998).

Petunias multifloras se caracterizan por tener flores pequeñas, pero con un gran número de

flores, con diámetro que oscila entre 3,5 a 5 cm. Además, es una planta resistente a

condiciones climáticas adversas. Generalmente son plantas compactas que se desarrollan

rápidamente y cuya gama de colores es muy amplia, existen tanto plantas con floración

simple como compuesta. Las más comercializadas son ‘Carpet’, ‘Celebrity’, ‘Horizon’,

‘Primetime’, Madness’, ‘Merlin’, ‘Hurrah’ y ‘Summertime Blues’ (Kessler, 1998; Anderson,

2006; Espinoza et al., 2011).

Las petunias grandifloras tienen grandes flores con un diámetro entre 9 y 13 cm y muy

llamativas, existen muchos colores de flor en esta especie aunque menos que en las

multifloras, además presentan flores con bordes lisos u ondulados. Mediante diversos estudios

se han obtenido nuevas plantas que presentan pétalos con venas de diversos colores. Las más

comercializadas son ‘Aladdin’, ‘California Gir’, ‘Cloud’, ‘Daddy’, ‘Dream’, ‘Eagle’,

‘Falcon’, ‘Frost’, ‘Hulahoop’, ‘Picotee’, ‘Prisco Sunshine’, ‘Store’, ‘Supercascade’,

‘Supermagic’, ‘Titan’ , ‘Ultra’, ‘Yellow Magic’, ‘Flash’ y ‘ EZ Rider’ (Kessler, 1998;

Anderson, 2006; Espinoza et al., 2011). Esta variedad es la más demanda por el consumidor

y, por tanto, las más vendidas.

Las petunias rastreras o colgantes, tienen origen más tropical que las demás especies, son

plantas muy vigorosas, rastreras, cubriendo la superficie del suelo y presentan buenas

características como planta colgante. Son plantas resistentes al calor y al sol. Las variedades

más usadas son: ‘Wave’, ‘Avalanche’, ‘Cascadia’, ‘Easy wave’, ‘Kahuna’, ‘Rambling’,

‘Trailblazer’, ‘Supertunia’, ‘Sanguna’, ‘Potunia’, ‘Surfinia’ y ‘Tidal Wave’ (Kessler, 1998;

Anderson, 2006; Espinoza et al., 2011).



Para terminar la clasificación, las petunias millifloras fueron creadas a partir de mutaciones

genéticas de Petunia hybrida, dando lugar a una especie de planta en miniatura, se

caracterizan por florecer rápido y ser plantas compactas. Son usadas igual que las anteriores

como plantas colgantes. Las variedades más cultivadas son: ‘Fantasy’ y ‘Picobella’ (Kessler,

1998; Anderson, 2006; Espinoza et al., 2011).

Espinoza et al., (2011), dividen además otra división más, que agrupa a las especies con flores

dobles, cuyas variedades más comercializadas son ‘Madness’ y ‘Ball all’.

1.2.5. Manejo del cultivo

La producción de plantas madre es fundamental para cualquier forma de reproducción, y sea

sexual o asexual. En el cultivo de plantas con el fin de reproducción vegetativa se distinguen

dos fases: la primera fase de preparación de planta madre para obtención de material vegetal y

la segunda, trasplante de esquejes para la obtención de plantas comerciales, en el caso de

petunia, la etapa de cultivo de plantas será en el periodo de septiembre-febrero (Jiménez y

Caballero, 1990). Los esquejes de petunia forman el callo típico de esta propagación entre 5 a

7 días y comienzan a enraizar a de los 9 a 14 días (Dole y Gibson, 2006).

El cultivo de petunia, según el destino en el mercado, se iniciará de noviembre a enero si es

para planta colgante, pero si su destino es producir planta de maceta se cultiva de enero a

marzo. El éxito del cultivo dependerá de la calidad del material vegetal y del cuidado en el

trascurso de la producción. Esta planta ornamental llega al consumidor final en un periodo

que transcurre desde marzo a junio (Roig, 2006). Es decir, el ciclo de cultivo de petunia se

lleva a cabo entre un tiempo aproximado de 10 a 14 semanas (Nuez y Llácer, 2001).

1.2.5.1. Sustrato

Para el desarrollo adecuado de las plántulas hay que tener en cuenta la utilización de un

sustrato con buenas características para la realización del cultivo, que se puede obtener

mediante la mezcla de dos o más materiales, mejorando así, el volumen de poros del sustrato,

la capacidad de retención de agua, la disponibilidad de nutrientes y otras características

importantes del medio en el que se desarrolla el cultivo (Jiménez y Caballero, 1990; Espinoza

et al., 2011). Uno de los sustratos más empleados en es el compuesto por 80% de turba rubia

y un 20% de perlita, mejorando la aireación y drenaje, evitando encharcamientos, que podrían

provocar pudrición de raíces. Además, esta mezcla tiene buena retención de agua y una

estructura uniforme para el cultivo. Es de gran importancia que el medio de cultivo esté

exento de la presencia de patógenos.

1.2.5.2. Trasplante

La calidad del esqueje o plántula van a ser determinantes en el cultivo, deben de ser plantados

o trasplantados lo más brevemente posible en un medio ideal para el desarrollo de raíces. En

el caso de plántulas, es recomendable tener el sustrato preparado con contenido de humedad

para intentar minimizar el estrés causado en la adaptación al medio y los contenedores usados

deben de estar debidamente desinfectados y en su defecto usar material nuevo. El cepellón de

la planta a de quedar al ras del sustrato, mejorando la ramificación radicular e iniciándose de

esta forma rápidamente el crecimiento vegetativo.



Los primeros riegos deben ser abundantes y al ser posible localizarse en la zona próxima al

cepellón de la planta, para mejorar las condiciones de desarrollo. Posteriormente la forma de

riego es por goteo mejorando el aporte de nutrientes y riegos con mayor uniformidad (Roig,

2006).

1.2.5.3. Pinzamiento de la planta

El pinzamiento de la planta es una práctica cultural que consiste en quitar la dominancia

apical de forma mecánica, es aconsejable cortar la planta a unos 3 cm de altura, con esta

práctica se pretende obtener brotación secundaria, en ocasiones es necesario realizar otro

pinzamiento para obtener brotes terciarios y obtener plantas con aspecto más compacto. Esta

técnica presenta el inconveniente de que la planta sufre un estrés y además al producir heridas

en la planta se aumenta la probabilidad de entrada de virus y otros patógenos. En el caso de

ser necesaria esta práctica debe realizarse a la semana de realizar el trasplante. Espinoza et al.,

(2011) recomienda realizar el despunte de las plantas cuando tienen entre 7 y 10, para así

fomentar la ramificación.

En el caso de cultivos tardíos es necesario el uso de productos enanizantes en vez de realizar

el pinzamiento. Cuando la planta llega al inicio de la floración, no es necesaria la aplicación

de productos enanizantes ni de pinzamientos, ya que la planta se vuelve autoramificante

(Roig, 2006)

Algunos agricultores intentan disminuir el crecimiento de las plantas reduciendo el aporte de

nutrientes o de agua, maximizando la intensidad luminosa, controlando el fotoperiodo, usando

filtros de luz, provocando estrés mecánico o disminuyendo la temperatura. Además, el cultivo

de petunia responde con buenas características cuando se aplica el regulador de crecimiento

B-Nine (Ball, 1991).

Uno de los métodos más usados es “Cool Morning”, esta práctica consiste en bajar la

temperatura a 8ºC durante una hora y así reducir la necesidad de aplicar retardantes del

crecimiento. Esta técnica puede ser usada cuando los tallos alcanzan una longitud de 3

centímetros (Selecta, 2019)

Currey y López, (2013), demostraron que el uso de lámparas LED en comparación con

lámparas de sodio en la producción de esquejes, permite obtener plantas más pequeñas.

1.2.5.4. Riego y fertilización

La utilización masiva del agua y la aparición de problemas ambientales como la

contaminación de aguas por nitratos, son problemas que preocupan a la población, la

utilización de sistemas de riego cerrado pueden disminuir los problemas anteriormente

mencionados (Selecta, 2015).

En lo referente a las diversas formas de riego para el cultivo de petunia debe diferenciarse

entre dos fases distintas del cultivo, la que ocurre antes y la que ocurre después del espaciado

entre plantas. En la primera etapa, el riego pueden ser de forma aérea y en la segunda, el riego

debe ser por goteo, inmersión, etc, siempre con métodos que no dejen agua sobre la superficie

foliar o floral y así evitar manchas, que provoquen pérdida de valor comercial (Selecta, 2015).



En casos de aplicación foliar de los tratamientos es recomendable el usó de sistema de riego

por goteo, permitiendo un riego más uniforme, corto y preciso. El sustrato y el agua son

elementos importantes, que deben ser analizados y estudiados con anterioridad al cultivo,

determinando el contenido en nutrientes, para calcular el tipo y la cantidad de abono a utilizar

en la fertilización. Otro factor importante en el cultivo es la calidad y el contenido de

nutrientes de los esquejes.

Los esquejes deben tener unos tratamientos que permitan que sin tener raíces, la planta tenga

reservas de nutrientes necesarios para comenzar a enraizar (Santos et al., 2011).

La nutrición de la planta a partir de la fertilización es un parámetro que determinará la calidad

comercial y el valor ornamental de las plantas que son cultivadas en maceta. Durante el ciclo

vegetativo las plantas acumulan los nutrientes en los tallos y hojas de las plantas, pero cuando

llega el periodo de floración algunos elementos se trasladan de lugar. Las necesidades de

nutrientes en el cultivo de petunia pueden estimarse de forma indirecta por la acumulación de

materia seca, ya que se ha demostrado una relación positiva entre los nutrientes y la cantidad

de materia seca existente en la planta.

Frett et al. (1985) incluyó a petunia dentro de las especies con grandes requerimientos de

nitrógeno. Por ello, las dosis nutritivas son calculadas en función de los requerimientos de

nitrógeno del cultivo de a lo largo de su ciclo (Röber y Schacht, 2008).

Hay que tener en cuenta que petunia es una planta exigente en fertilización, no debe de estar

más de dos semanas sin fertilizar después de la siembra. Además, es importante la

fertilización de hierro ya que el cultivo de petunia exige este elemento para su buen

desarrollo. Una fertilización completa en petunia es de 18 – 10 - 18 – 2 (Selecta, 2019)

Zhang et al. (2012) recomendó una fertilización para las distintas etapas del cultivo de

petunia: 40% N – 80%P – 60%K como fertilizante fundamental, 30%N – 20%P – 40%K en la

etapa de floración y en el periodo de brotación un aporte del 30%N.

Durante el ciclo de cultivo es importante la aplicación de riegos con quelato de hierro, ya que

petunia es una planta ornamental que tiene deficiencias de este elemento (Selecta, 2015).

El uso de fertilizantes de liberación lenta puede tener problemas, ya que el aumento de

temperatura puede acelerar o llevar a una descontrolada liberación de nutrientes (Selecta,

2015). En este sentido, Everris (2014) explico la existencia en la actualidad de abonos con

formulados que permiten una menor influencia de la temperatura sobre la liberación y que dan

lugar a un buen desarrollo de la planta.

En cuento a la conductividad eléctrica, Kang y Van Lersel (2009) sugieren que fertilizar con

1,24 dSm-1

de CE permite un buen manejo y crecimiento de petunia.



1.2.6. Condiciones ambientales

1.2.6.1. Luz

Petunia es una planta que requiere exposición soleada, con requerimientos de fotoperiodo

superiores a 13 horas, pueden producirse plantas compactas y de buena calidad pero sin

floración cuando las plantas son expuestas a la luz con tan solo 9 horas (Ball, 1991). El uso de

sombreo solo se recomienda cuando se aplican tratamientos químicos o retardantes del

crecimiento (Selecta, 2019).

Aplicaciones de luz roja en el periodo nocturno promueve la floración de plantas de día largo

mientras que la luz azul no afecta al crecimiento o desarrollo de petunia (Meng y Runkle,

2015).

1.2.6.2. Temperatura

Petunia es una planta de origen americano con climatología templada-subtropical, adaptada al

clima mediterráneo, caracterizado por primaveras y otoños suaves, inviernos con pocas

heladas y veranos secos con altas temperaturas. (Roig, 2006)

Temperaturas durante el día de entre 21 a 24ºC y nocturnas entre 16-18ºC producen plantas

con buena calidad ornamental. Las temperaturas extremas soportas por esta planta tienen un

máximo de 30ºC y mínima de 1ºC, produciéndose disminución del desarrollo de la planta

(Nuez y Llácer, 2001).

Selecta, (2015) recomienda ventilar el invernadero cuando llega a los 22ºC manteniendo una

temperatura de 18ºC las tres primeras semanas de cultivo y después mantener el cultivo a

14ºC y ventilar con temperaturas entre 16 y 18ºC.

1.2.6.3. Humedad Relativa

Durante el cultivo debe evitarse una humedad relativa excesiva ya que puede provocar la

aparición de enfermedades, dificultar la absorción de los nutrientes, producir crecimientos

deformes, disminución de la transpiración del cultivo y crea un gran riego de podredumbre.

Para disminuir la humedad es recomendable una ventilación automática, por ventiladores o

manual, evitándose la aparición de condensación de agua sobre la superficie foliar o floral del

cultivo (Roig, 2006).

En el periodo de verano se recomienda asperjar agua a las hojas pero evitando regar

directamente a las flores y así tener cuidado de que no haiga presencia de enfermedades

(Nuez y Llácer, 2001).

1.2.7. Enfermedades, fisiopatías y plagas del cultivo de petunia

1.2.7.1. Enfermedades

Alternaria spp.

La sintomatología aparece en hojas y tallos, en un comienzo son pequeñas manchas de

color púrpura y van evolucionando provocando hundidas en el centro y bordes en las

manchas de color violáceo (Dreistadt, 2001).



Imagen 2: Alternaria (Fuente: Universidad Politécnica Estatal de California en San

Luis Obispo)

Botrytis cinérea

Aparece en condiciones de humedad elevada, ventilación escasa y temporal cálida. La

sintomatología aparece tanto en hojas, tallo y flores con una textura de moho de color

gris y provoca atrofia en los tejidos (Dreistadt, 2001; Espinoza et al., 2011).

Imagen 3: Presencia de Botrytis cinérea sobre flor de petunia (Fuente: Marin Máster

Gardeners)

Damping-off

Es una enfermedad es caudada por diversos agentes: Alternaria, Botrytis, Pythium,

Rhizoctonia, Fusarium y en ocasiones Sclerotinia. Afecta principalmente en las etapas

iniciales de cultivo, favoreciendo su aparición en situaciones de humedad

descontrolada o cuando el material usado esta contaminado (Dreistadt, 2001).

Imagen 4: Damping-off (Fuente: Universidad Estatal de Carolina del Norte).



Oidium spp.

Son un grupo fúngico que aparecen como una estructura fibrosa sobre las hojas y en

ocasiones sobre otros tejidos. Se ve favorecido su desarrollo en caso de lluvias, alta

humedad, calor o/y riego por aspersión (Dreistadt, 2001; Levente et al., 2008).

Imagen 5: Oídio sobre plantas de petunia (Fuente: Instituto Politécnico de Virginia y

Universidad Estatal)

Rhizctonia solani

Esta enfermedad causa podredumbre de la raíz, plántulas o corona y marchitez del

tallo y las hojas (Botanic, 2001).

Imagen 6: Rhizoctonia causando pudrición de plántulas de petunia (Fuente: Nursery

Production Plant Health & Biosecurity Project)

Virosis

Las plantas de petunia son muy susceptibles a diversos virus, por lo que es esencial el uso

de material desinfectado, ya se trate de sustrato, herramientas, esquejes o agua de riego

(Espinoza et al., 2011).

En 2000, un estudio realizado por Albouy y Devergne, demostraron la sensibilidad del

cultivo de petunia al virus del mosaico del tabaco (TMV) y al virus del mosaico del

pepino (CMV).

1.2.7.2. Fisiopatías

En las plantas ocurren desórdenes fisiológicos producidos por distintos parámetros como el

exceso de agua, produciendo plantas cloróticas, por eso es de gran importancia el correcto

aporte del riego (Klingaman et al., 1986).



En el cultivo de petunia es de gran importancia las aplicaciones férricas, ya que es muy usual

la deficiencia de este elemento debido a sus grandes requerimientos por la planta. La carencia

de nitrógeno se manifiesta en coloración pálida de las hojas jóvenes, que dan lugar a clorosis

e incluso en el caso más extremo a necrosis del tejido (Selecta, 2015).

1.2.7.3. Plagas

Lepidópteros

Incluye a las mariposas y palomillas que ovipositan en el envés de las hojas. Al

eclosionar, las larva provocan daños sobre las flores, frutos, brotes y hojas (Daughtrey

et al., 2001; Dreistadt, 2001).

Imagen 7: Larva de lepidóptero (Fuente: Hogarmanía)

Mosca blanca

En los inverndaros de plantas ornamentales la especie más común es Trialeurodes

vaporariorum. Estos insectos provocan tanto daños directos como indirectos sobres

las plantas, provocando el debilitamiento de la planta y transmisión de virus, además

de secretar melaza excretada por las ninfas que provoca la instalación de parásitos

fúngicos.

Imagen 8: Mosca blanca (Fuente: Farmagro)

Mosca minadora

Son moscas pequeñas cuyas oviposiciones producen daños en la hoja y en algunos

casos en los pétalos de la flor. Las larvas al eclosionar se alimentan del tejido vegetal,

creando minas o túneles en el interior (Daughtrey et al., 2001; Dreistadt, 2001).



Imagen 9: Minas y túneles en las hojas. (Fuente: Syngenta)

Afidios

Son parásitos de pequeño tamaño que se alimentan de la savia de las plantas,

principalmente del tallo, hojas o raíces (Botanic, 2001).

Imagen 10: Pulgón verde. (Fuente: Universidad de California)

Trips

Frankliniella occidentalis, es un insecto que provoca daños directos, sobre hojas,

pétalos, flores, yemas y/o botones florales y de forma indirecta puede provocar la

transmisión del virus del bronceado del tomate y daños sobre el tejido (Dreistadt et

al.,2001).

Imagen 11: Síntomás y presencia de trips. (Fuente: Universidad de California)



1.3. Descripción general de microalgas

1.3.1. Introducción.

En la actualidad uno de los problemas agrícolas más importantes es satisfacer la demanda de

alimentos debido al creciente incremento de la población mundial, obteniendo mayor

producción y sostenibilidad del medio (Godfray et al., 2010;Odegard y Van der Voet, 2014).

Por ello, los agricultores e investigadores intentan aumentar la producción de alimentos

aplicando tecnología y nuevos productos innovadores capaces de incrementar el rendimiento

y la calidad de los cultivos, mientras se reduce el impacto sobre el cambio climático (Tilman

et al., 2002; Foley et al., 2011; Dias et al., 2016).

El gran número de especies existentes de microalgas, podría proporcionar una amplia campo

de usos, en concreto es posible seleccionar cepas que tienen diferentes composiciones

bioquímicas y se desarrollan en ambientes diferentes. Los biólogos clasifican a las algas en

cuatro categorías en función del tamaño y de las características morfologías: coloniales,

filamentosas, unicelulares y algas multicelulares, siguiendo la clasificación las algas se

dividen en: Macroalgas, que son organismos macroscópicas y multicelulares; y en

Microalgas, organismos microscópicos que pueden ser unicelulares o filamentosas

(Kurniawati et al., 2014; Nabti et al., 2017).

Las microalgas son organismos fotosintéticos capaces de desarrollarse en agua salada o dulce,

y también en aguas residuales, permitiendo la reducción del costo de producción

(Priyadarshani y Rath, 2012; Acien et al., 2016).

A nivel comercial y de producción, las especies de microalgas dominantes son Arthospira sp

y Chlorella sp (Schmitz et al., 2012). Las microalgas son organismos capaces de producir

biomasa que puede ser utilizada en diversos sectores como: combustible, producto

farmacéutico, alimento, pienso y cultivos (Metting et al., 1990). Respecto a su aplicación en

la producción de cultivos, es conocido que las microalgas tienen un alto contenido de

macronutrientes y micronutrientes esenciales en el crecimiento y desarrollo de las plantas, por

ello, se ha demostrado que tienen potencial como biofertilizante y bioestimulante (Shaaban,

2001; Khan et al., 2009; García-González y Sommerfeld, 2016).

Los bioestimulantes y los biofertilizantes obtenidos a partir de las microalgas se consideran

ecológicos y rentables, siendo una alternativa a productos de origen sintético, como

fitosanitarios, fertilizantes o reguladores del crecimiento (Zhang y Schmidt, 1997). Los

bioestimulantes intervienen sobre la fisiología de la planta mediante diferentes vías,

mejorando el crecimiento, los rendimientos, la absorción de nutrientes, la calidad, la vida útil

del producto y la tolerancia al estrés abiótico (Du Jardin, 2015; Rouphael y Colla, 2018).

Actualmente, el interés sobre la aplicación de bioestimulantes y biofertilizantes en la

producción de cultivos, principalmente en agricultura ecológica, esta aumentando (Toscano et

al., 2018). Han sido realizados varios estudios para determinar la influencia de la aplicación

de estos productos sobre la respiración celular la síntesis de ácidos nucleicos, la captación de

iones y la fotosíntesis (Crouch y Van Staden, 1993; Blunden et al., 1996; Craigie, 2010).

Además también se sabe que puede mejorar la disponibilidad de nutrientes en el suelo,



mejorando el crecimiento del cultivo, aumentando la retención de agua, incrementando el

contenido en antioxidantes en la planta, mejorando el metabolismo celular e incrementando la

clorofila de la hoja (Zhang y Schmidt, 1997; Khan et al., 2009).

Los productos de microalgas que pueden ser adecuados para la producción de cultivos

agrícolas se encuentran en gran medida sin conocer, aunque existen gran número de

investigaciones actuales y algunos productos comerciales centrados en la actividad biológica

de los componentes de las microalgas y estudios que apoyan su aplicación como

bioestimulantes y biofertilizantes para el manejo de la producción agrícola y los estrés

abióticos.

1.3.2. Producción de microalgas.

La producción de microalgas es un proceso emergente debido a su gran potencial y cantidad

de oportunidades a nivel mundial (Hultberg et al., 2013). Pueden ser utilizadas en aguas

residuales, recuperación de nutrientes y conservación de agua, además de secuestro de

dióxido de carbono y oxido nitroso, reduciendo así la emisión de gases efecto invernadero

(Brennan y Owende, 2010).

Existen diversos sistemas de producción de biomasa:

Sistemas abiertos, consisten en estanques de 10 a 50 cm de profundidad, que permiten

una correcta iluminación y tienen una rueda para mezclar los gases con el medio

permitiendo la circulación del aire, además al estar expuesto a la atmosfera, permite la

evaporación que regula la temperatura de cultivo (Jiménez, 2003; Radmann y

Reinehr, 2007).

Sistemas cerrados, conocidos comúnmente como fotobioreactor, pueden diseñarse en

diversas configuraciones, por ejemplo, en forma de placas o tubulares. Tienen mayor

volumetría productiva que los sistemas abiertos a causa de tener una mejor captura de

luz y un uso más eficientes de la superficie de cultivo (Pulz, 2001; Richmond, 2004)

Imagen 12: Sistema abierto (a) y sistemas cerrados: placa delgada (b),

tubular inclinado (c) y continuo horizontal (d) (Fuente: Bitog et al., 2009).



En un principio se ha mostrado que la producción de microalgas tienen un alto costo de

cultivo y para su utilización debería de superar varios problema para ser más viables desde el

punto de vista económico (Brennan y Owende, 2010; Borowitzka, 2013) y de sostenibilidad

ambiental. Para la optimización de la producción teniendo bajos costes, se ha propuesto el uso

de aguas residuales, subproductos agrícolas y fertilizantes de coste bajo y efectivos (Lee,

2001). Una característica importante de las microalgas es la capacidad de absorción de

metales pesados, mediante mecanismos de complejidad y microprecipitación (Kumar et al.,

2015).

Para suplir los gastos de producción de algas Barone et al. (2017) sugirió la coproducción de

plantas y microalgas (Scenedesmus quadricauda o Chlorella vulgaris) mediante un medio de

cultivo en recipientes trasparentes y cubiertos de malla de alambre para fijar la microalga, este

autor obtuvo un aumento de brotes de la planta conforme aumento la biomasa de

Scenedesmus quadricauda. La doble producción del cultivo de planta y microalga podría

sugerir un nuevo enfoque para obtener los productos de forma más viable desde el punto de

vista ecológico y económico.

Existen diversos factores que influyen en el crecimiento y en la composición bioquímica de

las microalgas, como son: los nutrientes, el pH, la conductividad eléctrica y la intensidad

luminosa. También ejerce gran influencia características del medio de cultivo y la fuente de

obtención del nitrógeno, que es fundamental para la composición química y el crecimiento del

microalga (Levasseur et al., 1993).

Un estudio realizado por Coppens et al. (2015), reveló que la producción de biomasa

microalgal como biofertlizante no era económicamente rentable en comparación con los

productos fertilizantes comerciales, pero este estudio no tuvo en cuenta posibles medidas para

abaratar la producción, como por ejemplo, el uso de aguas residuales, de donde las microalgas

podrían extraer nutrientes para incorporarlos a su biomasa y permitir reutilizar el agua.

El establecimiento de coproducciones de cultivos hidropónicos y microalgas, permitiendo el

reciclaje de agua reduciendo los costos (Zhang et al., 2017; Barone et al., 2019).

Por todo ello, la producción de biomasa de microalgas en cultivo de aguas residuales puede

revalorizar los residuos en biofertilizantes innovadores y sostenibles con una gran

oportunidad comercial en el manejo de los cultivos (Coppens et al., 2015).

1.3.3. Extractos de microalgas

Las microalgas producen biomasa, de la cual se pueden obtener diferentes tipos de extractos

que pueden ser usados con fin comercial (Molina-Grima et al., 2003). Uno de los métodos

más usuales para preservar la biomasa es la pasteurización, deshidratación a 70ºC durante 14

horas y molienda y almacenamiento posterior (Shaaban et al., 2010).

En las microalgas, los compuestos activos se encuentren dentro de las paredes celulares o

unidos a diversas estructuras (Craigie, 2010). La liberación de estos compuestos puede ser por

diversos métodos, incluyendo secado, procesamiento criogénico, ruptura celular con métodos



de alta presión e incluso pueden necesitar el uso de enzimas para ser liberados (Oancea et al.,

2013; Sharma et al., 2014).

Hay varias formas para extraer compuestos de las microalgas: extracciones de microondas y

asistidas por ultrasonidos, extracción presurizada-liquida y extracción liquido-liquido o solido

–liquido (Michalak y Chojnacka, 2014; Michalak et al., 2016). Uno de los métodos más

usados es la homogeneización a altas presiones que causa la ruptura de las células, inducida

por la incidencia de variaciones de presión y forzar al paso por una válvula con cuchillas para

la separación de los estratos y las paredes celulares (Oancea et al., 2013).

1.3.4. Composición química de bioestimulantes y biofertilizantes de microalgas

La composición de biofertilizantes y bioestimulantes son uno de los aspectos más

importantes del uso de las microalgas y el proceso de producción. En este sentido, las

etiquetas de los productos comerciales reflejan información sobre las composiciones,

incluyendo elementos minerales, contenidos de fitohormonas y de aminoácidos (Shaaban.,

2001). Pero en ocasiones la concentración de los compuestos es muy baja y puede estar por

debajo de los umbrales que seria estadísticamente significativos (Toscano et al., 2018).

En la biomasa de las microalgas se ha mostrado que contienen un alto contenido en macro y

microelementos, especialmente de nitrógeno, fósforo y potasio, un ejemplo es Arthrospira sp

que revelo tener 6,70% (N) – 2,47%(P) – 1,14%(K) en materia seca. Además, se ha

determinado que el contenido en calcio de las microalgas es relativamente más bajo en

relación con los demás elementos primarios (Hayashi et al., 1996).

Los extractos de microalgas contienen algunas sustancias que pueden promover el

crecimiento y desarrollo de las plantas como son las citoquininas, las auxinas, betainas,

vitaminas, aminoácidos y poliaminas (Spolaore et al., 2006; Stirk et al., 2013). Estas

sustancias tiene un papel crucial en el crecimiento y desarrollo de la planta, entre otros

pueden mitigar daños causados por estrés abiótico (Kowalczyk et al., 2008) y contienen

polisacáridos que mejoran el crecimiento vegetal (El Arroussi et al., 2016).

1.3.5. Aplicaciones como Bioestimulantes

Los componentes activos de las microalgas poseen sustancias denominadas fitohormonas,

que incluyen auxinas, citoquininas, etileno, giberelinas y acido abscísico (Karthikeyan et al.,

2007; Stirk et al., 2013). Las fitohormonas son moléculas de peuqeño tamaño que actúan

como mensajeros químicos para regular los metabolimos y la actividad de la planta (Tarraf et

al., 2015). Las auxinas están implicadas en el gravitropismo y fototropismo, desarrollo y

crecimiento de raíces. (Woodward, 2005). La citoquinianas afectan al desarrollo del tallo y las

raíces movilización de nutrientes, senescecia de hojas, fin del periodo de latencia en yemas,

germinación y división celular (Haberer y Kieber, 2002). El ácido abscísico establece un

papel esencial en la maduración de las semillas y en las respuestas de las plantas al estrés (Tan

et al., 1997). Las giberelinas afecta a la elongación del tallo, a la germinación y desarrollo de

la semilla y a la expansión foliar y floral (Bose et al., 2013).

El estrés abiótico es uno de los principales problemas en la producción de cultivos. En la

actualidad, tener rendimientos potenciales es difícil debido a la deficiencia del agua, los



cambios de temperatura, salinización de suelos, etc. (Biancardi et al., 2010; Ronga et al.,

2018).

El uso de bioestimulantes puede generar efectos positivos en el rendimiento de producción

cuando están sometidos a estrés abióticos (Van Oosten et al., 2017). La eficiencia de estos

productos depende del momento de aplicación y de la dosis de tratamiento, ya que puede

tener según la cantidad efectos positivos o negativos sobre el cultivo (Vernieri et al., 2005).

Oancea et al., (2013) determinaron que en plantas de tomate el uso de bioestimulantes mejoro

el desarrollo de la raíz, mayor cantidad y longitud de hoja y un aumento del área foliar en

comparación con el tratamiento control en condiciones de estrés abiótico.

1.3.6. Aplicaciones como biofertilizante

Los productos bioestimulantes muestran efectos intermedios entre fitosanitarios y abonos, y

por ello están regulados por las leyes nacionales (La Torre et al., 2016).

El uso de fertilizantes es una práctica agrícola muy común, el uso de microalgas como

producto de fertilización es considerado orgánico y con gran potencial de prevenir la perdida

de nutrientes debido a la lenta liberación de macroelementos primarios (Coppens et al., 2015;

Mulbry et al., 2007). También, las microalgas son capaces de regenerar el nitrógeno y el

fósforo en aguas residuales incluyendo estos elementos en su biomasa (Coppens et al., 2015;

Schreiber et al., 2018). Priyadarshani y Rath, (2012) determinaron que el uso de Arthrospira

sp podría ser un buen biofertilizante debido a su contenido en compuestos inorgánicos y

orgánicos.

En producción intensiva se puede producir agotamiento de nutrientes, provocando suelos

desfavorables para el cultivo debido a su pH, contenido de sales o carbonato cálcico y el

antagonismo entre los diversos elementos minerales (Shaaban et al., 2008).

Barone et al., (2017) realizaron un estudio sobre la aplicación de C.vulgaris y S.quadricauda

al cultivo de remolacha azucarera (Beta vulgaris L.ssp. vulagris), determinando a nivel

morfológico, raíces de mayor longitud y mayor cantidad. Y a nivel molecular, el uso de

productos con microalgas tenía influencia en los genes involucrados en los procesos

biológicos.

En cuanto a la forma de fertilizar los cultivos mediante microalgas existen dos formas

distintas:

Aplicación al suelo o sustrato, las propiedades beneficiosas de la aplicación de

biomasa de microalga ya ha sido demostrada, ya que los compuestos activos que están

poseen , promueven el crecimiento de los cultivos (Tripathi et al., 2008)

Faheed y Fattah, (2008) demostró que aplicaciones de 2 y 3 g de microalga por kg de

suelo mejoró el peso fresco y seco de las plantas. En este mismo sentido, García-

Gonzalez y Sommerfeld, (2016) estudiaron el efecto como biofertilizante de un

microalga con contenidos de 50 y 100 g por maceta de 28 cm, obteniendo un

incremento en el crecimiento del cultivo, mayor brotación y contenido de flores en

comparación con el tratamiento control.



Aplicación foliar, en la actualidad es conocido que las microalgas permiten recuperar

de forma eficiente los micronutrientes del medio y acumularlo en su biomasa (Tripathi

et al., 2008) y además, también se sabe que la aplicación de micronutrientes al suelo

tiene problemas físicos y químicos, por ello la aplicación foliar es una alternativa para

resolver el inconveniente (Arif et al., 2006). Las aplicaciones de microalgas pueden

suministrar tanto macro como micronutrientes esenciales para las plantas (Shaaban,

2001).

El proyecto realizado por Battacharyya et al., (2015) revelo que los extractos de

microalgas son fácilmente asimilados por los estomas y poros de la cutícula,

mostrándose más efectivos cuando las aplicaciones son realizadas por las mañanas,

momento en el cual los estomas están completamente abiertos. Existen diversos

estudios de aplicación foliar de microalgas sobre cultivos ornamentales y hortícolas

con resultados positivos (Oancea et al., 2013; García-González y Sommerfeld, 2016;

Shalaby y El-Ramady, 2014; Plaza et al., 2018). Además, los extractos de microalgas

contienen enzimas, vitaminas y fitohormonas que ayudan a mejorar la translocación y

asimilación de nutrientes (Shaaban, 2001).

1.4. Competencias integradas en el proyecto técnico-experimental

Las competencias sintetizadas e integradas en el grado de ingeniria agrícola de plan de

estudios de 2015 de la universidad de Almería, incorpora módulos de formación básica y

común, a la vez que módulos de la rama de tecnología específica de hortofruticultura y

jardinería.

E-CB01– Capacidad para la resolución de los problemas matemáticos que puedan plantearse

en la ingeniería. Aptitud para aplicar los conocimientos sobre: álgebra lineal; geometría;

geometría diferencial; cálculo diferencial e integral; ecuaciones diferenciales y en derivadas

parciales; métodos numéricos, algorítmica numérica; estadística y optimización

E-CB06– Conocimientos básicos de geología y morfología del terreno y su aplicación en

problemas relacionados con la ingeniería. Climatología

E-CA02– Capacidad para conocer, comprender y utilizar los principios de: Las bases de la

producción vegetal, los sistemas de producción, de protección y de explotación.

CTH01 – Capacidad para conocer, comprender y utilizar los principios de Tecnología de la

Producción Hortofrutícola: Bases y tecnología de la propagación y producción hortícola,

frutícola y ornamental. Control de calidad de productos hortofrutícolas. Comercialización.

Genética y mejora vegetal.

CTH05 – Capacidad para conocer, comprender y utilizar los principios de Material vegetal:

producción, uso y mantenimiento.

Fases de la realización y cronograma



2. Fases de la realización y cronograma

2.1. Fases de la realización

El trabajo experimental fue elaborado en las instalaciones de cultivos ornamentales

pertenecientes a la Universidad de Almería, bajo la supervisión de Silvia Jiménez Becker,

profesora de la universidad y Antonio Jesús Pérez Sáez, trabajador de la empresa Biorizon

Biotech.

La empresa suministro los productos de microalgas para la elaboración del ensayo, para

determinar la incidencia del producto sobre el cultivo y los posibles efectos adversos sobre las

plantas de petunia. Además, la importancia de este ensayo se basa en el avance creciente de la

agricultura ecológica y la importancia de un medio de cultivo sostenible, entre otros factores

descritos en la memoria del proyecto.

Debido a la incidencia de los productos químicos de síntesis sobre el medio se esta buscando

la posibilidad del uso de productos orgánicos extraídos de microalgas con el fin de suprimir

los daños causados al medio sin provocar perdida de producción y calidad en los cultivos,

como por ejemplo el cultivo de petunia . La empresa Biorizon Biotech, en la actualidad, ya

comercializa productos obtenidos de microalgas que mejoran el crecimiento y desarrollo de

las plantaciones, por ejemplo el producto comercial Algafert.

2.2. Cronograma

En la siguiente figura se detallan las tareas realizadas diariamente desde la recepción del

cultivo hasta el final del ensayo, describiendo brevemente la actividad realizada y

acompañada de un texto descriptivo de la realización del ensayo.



Imagen 13: Cronograma diario de realización del TFG

Antes del comienzo del ensayo experimental se comprobó las condiciones de la instalación

para el cultivo y se realizo una búsqueda de referencias bibliográficas sobre ambos objetivos

llevados a cabo, se examinó la incidencia de la salinidad sobre el cultivo de petunia y las

posibles mejoras con la aplicación de bioestimulantes, a partir de extractos de microalgas.

Además, antes de la recepción del cultivo se preparo la mesa de cultivo y el sustrato con

contenido en humedad para evitar posibles problemas de estrés en el trasplante.

La plantación se llevo a cabo, inmediatamente a la recepción de las plántulas el día 29 de

octubre de 2018.

Pasados unos días del trasplante se procedió al pinzamiento de la planta el día 2 de noviembre

de 2018, reduciendo así la dominancia apical y favoreciendo la ramificación. Esta técnica se

aplicó cortando el brote principal unos 3 o 4 centímetros por encima del sustrato, o dicho de

otra forma dejando de 6 a 8 hojas por planta.

Debido a los tratamientos de concentración salina se realizaran soluciones nutritivas en

garrafas de 20 litros y soluciones en tanques madre, aplicándose unos de forma manual y

otros de forma automática mediante riego por goteo, siendo ambas cantidades iguales.

Además el riego se aplicara en función de las necesidades hídricas del cultivo y cuando no se

aplique tratamientos para corregir las deficiencias de la planta como son la aplicación de

Microtech Ferro para la deficiencia de hierro y aplicación de Nitrato magnésico hexahidratado

para la deficiencia de magnesio.

La aplicación de tratamientos de extractos de microalgas se realizó semanalmente, a

excepción del tratamiento con menor dosis y mayor frecuencia de tratamiento. En los semanas

se que apreciaba efecto posiblemente negativo sobre el cultivo fue espaciado más tiempo el

tratamiento, incluso suprimiéndose algunas semanas.



Durante la realización del ensayo las plantas fueron cambiadas de posición en la mesa de

cultivo cada semana y además fueron tomados los datos de calidad y crecimiento del cultivo

para determinar la influencia de los tratamientos.

Al final del ensayo se procedió a la retirada del cultivo y a la toma de datos finales donde se

recogieron datos de área foliar, cantidad de biomasa y humedad de las plantas. Todos los

datos obtenidos durante el trascurso del ensayo fueron tabulados en hojas de Microsoft Excel,

de donde se obtuvieron los valores promedios, desviaciones típicas y las gráficas del proyecto

y para el análisis ANOVA de los factores estudiados se llevo a cabo en el programa

informativo IBM SPSS Statistics.

Especificaciones y requerimientos

técnicos



3. Especificaciones y requerimientos técnicos

3.1. Ubicación

El ensayo se llevo a cabo en el invernadero de ornamentales, ubicado en las instalaciones

destinadas a prácticas de la Universidad de Almería localizadas en la Cañada de San Urbano

(Almería). Los análisis se realizaron en el laboratorio 0.81 del Edificio Central, instalación

perteneciente al grupo de investigación AGR-242 (Sostenibilidad de sistemas protegidos

hortícolas y ornamentales).

Imagen 14: Localización del invernadero (Fuente: Google Earth).

3.2. Instalaciones y equipos

3.2.1. Instalaciones usadas.

El invernadero usado para el proyecto es tipo monotúnel con una cabida de 170 m2 de

superficie. El punto más alto de la estructura se encuentra a 4,3 m, posee unas paredes de

chapa metálica opaca y una cubierta de policarbonato estratificado con fibra de vidrio

trasparente. Posee un sistema de sombreo de malla aluminizada de color gris de 80 galgas y

un sistema de nebulización formado por una tubería de polietileno de diámetro de 16mm,

partiendo de la toma de agua y ramificándose en tres ramales distintos y paralelos entre si.

Las tuberías, poseen boquillas distanciadas entre si 0,5m y están destinados a distribuir el

agua sobre una superficie en forma de pequeñas gotas, este sistema de nebulización esta

manejado por un controlador automático. Durante este ensayo el sistema de nebulización no

se uso para evitar el lavado de las sales aplicadas en los diversos tratamientos.

Imagen 15: Mesa de cultivo utilizada en el invernadero



Imagen 16: Panel controlador climático y de fertirriego

Imagen 17: Cubierta del invernadero con sistema de nebulización

3.2.2. Sistema de ventilación

EL sistema de ventilación está formado por una ventilación forzada a partir de una ventana

lateral de área 1 m2 y un ventilador extractor de tipo helicoidal y un motor de 500 r.p.m.

Imagen 18: Ventilador



Imagen 19: Ventana lateral

3.2.3. Materiales usados del invernadero

Las plantas se colocaron en las mesas de cultivo situadas en la zona norte del invernadero.

Las plantas se trasplantaron en macetas de 17cm con un volumen aproximado de 2,5L y el

sustrato empleado fue una mezcla, 80% turba rubia y 20% perlita, favoreciéndose así un buen

drenaje del cultivo. Se uso el equipo instalado de fertirriego y diversas garrafas para realizar

la solución nutritiva de tratamientos salinos. Además, en los días que se aplicó foliarmente se

utilizo una balanza de precisión, un matraz aforado de 1L, varios vasos de precipitado y un

pulverizador. Para la toma de datos ambientales se coloco en la mesa de cultivo un Data

logger HOBO SHUTTLE.

Imagen 20: Distribución del invernadero



3.2.4. Equipos de fertirriego empleados

El sistema para riego empleado, está formado por tres bidones de 180L, una tubería primaria

encargada de conducir el agua desde los tanques hasta cada sector de riego y tres tuberías

portagoteros sobre las que se insertaban los goteros con un caudal de 2 L h-1

. Mediante este

sistema se aportó la solución nutritiva ideal a los tratamientos con una CE 2dS m-1

. Los

bidones son llenados con una tubería de PVC con un diámetro de 25 mm.

Imagen 21: Sistema de fertirriego

Para que la solución nutritiva se disuelva correctamente, una vez aportado los abonos y el

sistema tiene instalada una bomba de impulsión de aire que se encuentra conectada a un tramo

de tubería que llega hasta los bidones provocando la agitación del agua. Esta bomba es

monofásica de 220 V. El riego, se acciono de forma manual durante el ensayo.

El agua fertilizada es distribuida a las mesas de cultivo mediante un conjunto de seis tuberías

conectadas a los portarramales que van a los tanques mediante una tubería principal. En cada

tubería portarrameles encontramos una llave de paso, esta permite cerrar o abrir las líneas de

riego.

Imagen 22: Emisores de riego



3.3. Material vegetal y manejo del cultivo

3.3.1. Material vegetal

Para llevar a cabo el ensayo se utilizaron plantas de Petunia x hibrida var. ‘Surfinia Purple’.

Las plántulas fueron adquiridas de la empresa de producción de esquejes “Plantas de

Andalucía, S.L.” situado su centro de producción en La Mojonera (Almería).

Imagen 23: Plántulas de petunia

3.3.2. Medio de cultivo

Para el medio de cultivo se elaboró un sustrato compuesto en una proporción 80% turba rubia

y 20% perlita y se coloco en macetas de 17cm y volumen 2,5 L de capacidad. La

composición de este sustrato proporciona un buen drenaje, una buena retención de agua,

buena aireación y estructura estable para el cultivo de petunia.

La turba rubia usada pertenece a la marca comercial Brill, cuyas características son:

Turba con baja a media descomposición con agente mojante.

pH: 5,5 – 6,5

Porosidad total del 90% (v/v)

En cuanto a la perlita, que se uso como agente para aumentar porosidad, sus características

son:

Granulometría: 3-6 mm

Porosidad total: 92 - 98 %



Imagen 24: Paso para la elaboración del sustrato.

3.3.3. Dosis y frecuencia de riego

El riego se aplicó en función de las necesidades del cultivo. El tiempo de riego fue de dos

minutos con un promedio de dosis de riego de 58 ml por planta, en cuanto a la frecuencia de

riego promedio fue de cada dos días, a excepción de días muy caluros o cuando el contenido

de lixiviación del cultivo era demasiado alto. En la tabla 1 se muestra el número de riegos

durante el ensayo, teniendo en cuenta que el comienzo del ensayo fue el día 29 de octubre de

2018 y acabo el 8 de enero de 2019:

Tabla 1: Número de riegos durante el ensayo

Mes Nº de riegos

Octubre 1

Noviembre 17

Diciembre 11

Enero 3

3.3.4. Tratamientos de deficiencias foliares

Durante el trascurso del ensayo, se presentaron deficiencias de magnesio y hierro, que fueron

tratadas.

Para la deficiencia de hierro se aplicó “Microtech Ferro”, producto perteneciente a la empresa

Biorizon. Aplicando foliarmente 50 ml por planta de la disolución de 2 ml de producto en 1L

de agua. Se realizaron dos aplicaciones, una el día 5 de diciembre y otra el día 12 de

diciembre de 2018.



Imagen 25: Aplicación “Microtech Ferro”

En el caso de la deficiencia de magnesio, se aplicó nitrato magnésico hexahidratado,

perteneciente a la marca comercial “Panreac”, se añadieron 0,4 gL-1

, a la solución nutritiva de

cada tratamiento. En el caso del magnesio se realizaron varias aplicaciones: el 19, 21, 24, 26 y

31 de diciembre de 2018 y el 2 y 4 de enero del 2019.

Imagen 26: Pesado del nitrato magnésico hexahidratado

3.3.5. Tratamientos fitosanitarios

Al final del ensayo se detectaron incidencias de trips sobre algunas plantas, dividiendo dichas

plantas según la gravedad en leve, moderada y severa. Tan solo tres plantas del ensayo

presentaron incidencias severas, otras tres moderadas y dos leves, estando el resto de las

plantas completamente sano. Debido a la proximidad de la fecha de fin del ensayo se decidió

no tratar las plantas.



Imagen 27: Hoja afectada por trips

3.4. Tratamientos

3.4.1. Fertilizantes empleados y preparación de la solución de fertirriego

Para el correcto cálculo de la fertirrigación empleada en el ensayo se tuvieron en cuenta la

solución nutritiva ideal para el cultivo de petunia y el análisis de agua utilizada.

Tabla 2: Datos de análisis de agua y solución ideal para el cultivo

NO3- H2PO4

- SO4

= HCO3

- NH4

+ K

+ Ca

2+ Mg

2+ pH

Agua 0,00 0,00 1,00 2,00 0,00 0,00 0,50 1,00 7,7

S. Ideal 7,00 0,52 1,71 0,50 0,71 2,99 2,49 1,00 6,5

Los fertilizantes empleados para la realización de la solución nutritiva se muestran en la tabla

3.

Tabla 3: Características principales de los fertilizantes empleados.

Fertilizantes líquidos:

Ácido Nítrico (HNO3) 56% de concentración

12,6% p/p de Nítrico

Densidad: 1,35 g cm-3

Ácido Fosfórico (H3PO4) 72% de concentración

51% de Óxido de fósforo

Densidad: 1,6 g cm-3

Fertilizantes sólidos:

Nitrato Cálcico (Ca(NO3)2)

15,5% de Nitrógeno total

14,4% de Nítrico

1,1% de Amoniaco

26,5% de Óxido de calcio

Nitrato Potásico (KNO3) 13% de Nitrógeno total

13% de Nítrico

46% de Óxido de potasio

Nitrato Amónico (NH4NO3) 34,5% de Nitrógeno total

17,4% de Nítrico

17,1% de Amoniaco



Sulfato Potásico (K2SO4) 53% de Óxido de potasio

46% de Trióxido de azufre

Microelementos (Nutrex soil B) 0,3% de Molibdeno

0,5% de Magnesio

7% de Hierro (EDDHA 0,75%, EDTA

6,25%)

0,2% de Cobre

0,2% de Zinc

0,2% de Boro

Para asegurarnos de los correctos aportes de fertilizantes, se midió la CE y pH de los tanques

y garrafas que contenían la solución nutritiva ya realizada (tabla 4):

Tabla 4: pH y CE de las soluciones nutritivas empleadas.

Tanque 1 Tanque 2 Tanque 3 Garrafa 1 Garrafa 2 Garrafa 3

pH 6,55 6,56 6,7 6,51 6,48 6,3

C.E.

(dS m-1

)

1,97

1,94

1,98

2,61

2,63

3,02

3.4.2. Hidrolizados de microalgas

Durante el ensayo se aplicaron hidrolizados de Biorizon Sc. y Arthrospira sp.

En el caso de la Arthrospira sp se usó el producto comercial “Algafert” perteneciente a la

empresa Biorizon biotech.

Algafert, es un producto fertilizante natural producido por hidrolisis enzimática de

microalgas, Arthrospira es un alga que contiene una elevada concentración de proteínas,

oligoelementos, polisacáridos y antioxidantes. Este producto además es enriquecido con

aminoácidos. Su contenido de NPK es de 1-7-3.

Imagen 28: Producto de Arthrospira (fuente: Biorizon)



La microalga (Biorizon Sc.) fue suministrada por la misma empresa. Al ser un producto en

investigación de la empresa Biorizon Biotech, esta pendiente la identificación del microalga

que lo compone.

3.4.3. Tratamientos

Los tratamientos llevados a cabo con el fin del estudio de la influencia de las microalgas en la

salinidad y su influencia en distintas frecuencias y por separado o mezcladas, fueron:

Tratamientos: Co2,0 ó C- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

(Control),

Co2,6 - aplicación foliar de agua semanal, CE 2,6 dS m-1

(Control), Co3,0- aplicación foliar

de agua semanal, CE 3,0 dS m-1

(Control), Ar2,0 ó Ar5- aplicación foliar semanal de

Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,0 ó Sc5- aplicación foliar semanal de Biorizon

Sc.(5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Ar2,6- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 gL-1

), CE

2,6 dS m-1

, Sc2,6- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc. (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Ar3,0 -

aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 gL-1

), CE 3,0 dS m-1

, Sc3,0 - aplicación foliar

semanal de Biorizon Sc. (5 gL-1

), CE 3,0 dS m-1

, Sc2,5 - aplicación foliar cada 3 días de

Biorizon Sc. (2,5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

y ArSc5 - aplicación de mezcla microalgas (5 gL-1

de

Arthrospira sp y 5 gL-1

Biorizon Sc.), CE 2,0 dS m-1

.

Imagen 29: Hidrolizados de microalgas y materiales de laboratorio para la elaboración de

los tratamientos

Mediciones



4. Mediciones

4.1. Parámetros de ambientales del ensayo

Para la toma de datos de los parámetros ambientales se instalo en la mesa de cultivo un Data

loggger HOBO SHUTTLE, modelo H8 RH/Temp/Light/External H08-004-02, que registraba

cada 15 minutos la humedad relativa ambiental y temperatura del ambiente y sustrato.

Imagen 30: Hobo Shuttle

El HOBO se ubicó en la zona central de la mesa de cultivo donde estaba ubicado el ensayo.

Recogiendo temperaturas ambientales con un valor mínimo de 9,8 ºC y un máximo de 25,9º

C. En cuanto a la humedad relativa del invernadero se registraron máximos de 69,0% y

mínimos de 49,2%.

En cuanto a los datos de radiación PAR, fueron recogidos a partir de la estación

meteorológica de Almería y con el coeficiente de transmisión de cubierta calculamos la

radiación PAR que recibe el cultivo. Para la determinación del coeficiente de cubierta se usa

un luxómetro modelo Bremi BRi 5029.

Tabla 5. Temperatura y humedad relativa media

Tabla 6. Radiación global y del cultivo en cada mes.

Radiación global sobre el cultivo

(MJ/m2)

Máxima Mínima Media

Octubre

(desde el

29)

12,61

3,92

9,38

Noviembre 12,09 2,37 8,35

Diciembre 9,14 2,28 7,60

Enero

(hasta el

10)

9,04

8,32

8,81



4.2. Parámetros de crecimiento de la planta

Los parámetros de calidad y crecimiento de la planta se midieron semanalmente durante el

trascurso del ensayo.

Los parámetros que fueron medidos son: altura de la planta, número de hojas y brotes,

anchura y longitud de la ultima hoja, color de hoja (usándose tablas Munsell) y longitud del

ultimo entrenudo desarrollado de la planta.

Para el cálculo del área foliar se tuvo en cuanta la fórmula LA = a + bLW, donde b es el

coeficiente ajustado (0,992), a es valores constantes de los modelos utilizados para estimar el

área foliar de las plantas, L es la longitud de la hoja y W es el ancho da la hoja (Giufrida et

al., 2011).

Para la recogida de datos se utiliza aparatos de medida de longitud tanto regla como metro y

en el caso de las medidas más pequeñas y para la obtención de mayor precisión un pie de rey.

La producción de materia fresca y seca y contenido de humedad se determino al final del

cultivo. Se llevaron las muestras formados por raíces, tallos y hojas en sobres de papel de

filtro al laboratorio, se pesaron y se introdujeron en la estufa durante tres días a una

temperatura de 65ºC, retirándose así el contenido de humedad del material vegetal. Se pesaron

raíces tallos y hojas secas en una balanza marca COBOS serie CB-MAX, modelo M5-1000.

Imagen 31: Estufa ubicada en el laboratorio 2.11



Imagen 32: Balanza de precisión usada para la toma de datos de pesos secos de raíz, tallo y

hojas de las muestras, localizadas en el laboratorio 0.81.

4.3. Parámetros nutricionales de la planta

Tras el secado de las muestras y el pesado se llevo a cabo el picado de las muestras de hoja

para llevar a analizar el contenido de los macroelementos, las muestra fueron trasladadas al

edificio de Servicios Centrales de Instrumentación de la Universidad de Almería.

Imagen 33: Picado de las muestras de hoja con un molinillo de café.

4.4. Tratamiento estadístico de diferencias significativas

Los datos recogidos durante la realización del proyecto se analizaron mediante un análisis de

comparación de medias, ANOVA, a través del programa informático IBM SPSS Statistics. Se

realizo el análisis de datos mediante la comparación de un factor entre los tratamientos con un

nivel mínimo de diferencia significativa de 0,05. En el análisis de datos se uso las varianzas

iguales al método Tukey-b. Mediante dicho método se evalúan las hipótesis, separando en

columnas, las que presentan desviaciones estándares iguales y separando las que tienen

diferencias estadísticamente significativas entre las desviaciones menores entre si del 0,05,

existiendo un nivel de confianza del 95%.



Los datos fueron manejados mediante el programa Microsoft Excel, para el cálculo de las

desviaciones típicas y las medias de los tratamientos, además para la realización de las

gráficas.

Resultados y discusión



5. Resultados y discusión.

5.1 Efecto de la aplicación de microalgas para control del estrés salino

La salinidad es uno de los principales factores abióticos que causan estrés y limita el

desarrollo y productividad de los cultivos, este problema ya esta generalizado en muchas

zonas y se prevé que cause mayor incidencia en un futuro. Aproximadamente el 50% de las

tierras cultivables se verán afectadas en el año 2050 (Vinocur y Altman 2005). La tolerancia a

la salinidad se evalúa generalmente con la producción de biomasa a lo largo del tiempo y en

términos de supervivencia de la planta (Munns, 2002). Se ha estimado que los estreses

abióticos disminuyen la productividad hasta alrededor del 50%.

Las microalgas contienen muchos compuestos bioactivos (Scodelaro et al. 2016; Assunção et

al. 2016; Wells et al. 2017) que pueden mejorar la respuesta de las plantas al estrés (Mancuso

et al., 2006).

En este apartado se estudiará el efecto de microalgas sobre la tolerancia de Petunia al riego

con aguas de mala calidad (NaCl).

5.1.1. Efecto de la aplicación de microalgas en la longitud del tallo

Gráfica 1: Desarrollo de la longitud del tallo a lo largo del ensayo, siendo los tratamientos:

Co2,0- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0- aplicación foliar semanal

de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,0- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5

gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1

, Sc2,6- aplicación foliar

semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación foliar de agua semanal,

CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

7 14 21 28 35 42 49 56 63 70

Lon

gitu

d d

el t

allo

(cm

)

Días después del trasplante

Longitud del tallo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0



Gráfica 2: Longitud del tallo al final del ensayo, siendo los tratamientos: Co2,0- aplicación

foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp

(5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1


), CE 2,0 dS

m-1


, Ar2,6- aplicación foliar

semanal de Arthrospira sp (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación foliar de agua semanal, CE 3,0 dS m-

1, Ar3,0- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L

-1), CE 3,0 dS m

-1 y Sc3,0-

aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas expresan

diferencias significativas (p≤0.05).

En la gráfica 1 se presenta la longitud del tallo a lo largo del ensayo, se observa que este

parámetro aumenta a lo largo del tiempo. Una alta CE (3,0 dS m-1

) no afecta a la longitud del

tallo. En cuanto a la diferencia estadísticamente significativas entre tratamientos, tan solo a

los 35 y 70 días se dan cambios significativos en la longitud siendo en la quinta semana, el

tratamiento Co3,0 el de menor con 11 cm y el Sc2,6 el mayor con 16,3 cm. Al final del

ensayo, representado en la gráfica 2, se observa que el menor resultado se obtiene del

tratamiento Sc3,0, con un valor de 31,5 cm, y la mayor altura se aprecia en el tratamiento

Sc2,6, teniendo una altura de 41,2 cm, ambos tratamientos pertenecientes a la aplicación de

Biorizon Sc la aplicación de microalgas no afecta a la longitud del tallo.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

Lon

gitu

d d

el t

allo

(cm

) Longitud del tallo al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

ab ab ab

a

ab

ab ab

ab b



Co 2,0 Ar 2,0 Sc 2,0

Co 2,6 Ar 2,6 Sc 2,6

Co 3,0 Ar 3,0 Sc 3,0

Imagen 34: Plantas de petunia en los distintos tratamientos: Co2,0- aplicación foliar de agua



), CE 2,0

dS m-1


), CE 2,0 dS m-1

, Co2,6-

aplicación foliar de agua semanal, CE 2,6 dS m-1

, Ar2,6- aplicación foliar semanal de

Arthrospira sp (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1


gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación foliar de agua semanal, CE 3,0 dS m-1

, Ar3,0-

aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-1

y Sc3,0- aplicación

foliar semanal de Biorizon Sc (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-1

.



5.1.2. Efecto de la aplicación de microalgas en el número de hojas de la planta

Gráfica 3: Número de hojas de la planta a lo largo del ensayo, siendo los tratamientos: Co2,0-




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

.

Gráfica 4: Número de hojas de la planta al final del ensayo, siendo los tratamientos: Co2,0-



0

10

20

30

40

50

60

7 14 21 28 35 42 49 56 63 70

Nú

me

ro d

e h

oja

s


Número de hojas por planta

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

0

10

20

30

40

50

60

Nú

me

ro d

e h

oja

s

Número de hojas al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

a

ab ab ab ab

ab

ab

b

ab




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas

expresan diferencias significativas (p≤0.05).

En las gráficas 3 y 4 se representa el número de hojas por tratamiento a lo largo del ensayo y

al final del cultivo. Un aumento de la salinidad afecta el número de hojas por planta, se

observa una reducción de este parámetro con la CE. Mohammad et al., 1998 determinaron

que el número de hojas, la longitud de la raíz y el área de superficie foliar se ven afectadas por

la salinidad. Un aumento del nivel de cloruro sódico produce una disminución del crecimiento

de las raíces, hojas y brotes (Meloni et al., 2001).

La aplicación de las microalgas especialmente Biorizon Sc y en tratamientos salinos,

incrementa significativamente este parámetro con respecto al control. Siendo el mayor valor

para el tratamiento Sc3,0 con 55 hojas de media por planta y un valor mínimo de 44,25

perteneciente al tratamiento Co3,0 de aplicación de riego con mayor salinidad.

5.1.3. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el número de brotes producidos.

Gráfica 5: Número de brotes de la planta a lo largo del ensayo, siendo los tratamientos:




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

.

0

2

4

6

8

10

12

14 21 28 35 42 49 56 63 70

Nú

me

ro d

e b

rote

s


Número de brotes en el trascurso del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0



Gráfica 6: Número de brotes de la planta al final del ensayo, siendo los tratamientos: Co2,0-




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas


En la gráfica 5 se presenta el número de brotes durante el ensayo. La primera semana no se

tuvo en cuenta, ya que en esa semana se realizo el pinzamiento, para favorecer el desarrollo

de brotes laterales.

Durante el trascurso del ensayo el número de brotes se incremento ligeramente. En la última

semana se observó un mayor aumento debido a la brotación producida en los brotes

secundarios de la planta. La salinidad debida al NaCl no afecto significativamente a este

parámetro. Sin embargo, si hubo influencia de la aplicación foliar de microalgas,

especialmente en el caso de Artrhospira sp que produjo el mayor número de brotes, una

media de 10 tallos. Estos mismos resultados están en concordancia con los obtenidos por

(Cortés-Jiménez et al. 2014). Estos autores aplicando extractos de algas obtuvieron un

incremento de la brotación de plantas de tomate bajo estrés salino.

0

2

4

6

8

10

12N

úm

ero

de

bro

tes

Número de brotes al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

a

b b b ab ab ab

ab

ab



5.1.4. Efecto de la aplicación de microalgas sobre la anchura de la hoja

Gráfica 7: Anchura de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del ensayo, siendo los

tratamientos: Co2,0- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0- aplicación

foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Co2,6- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,6 dS m-

1, Ar2,6- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 gL

-1), CE 2,6 dS m

-1, Sc2,6-

aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación foliar de



),

CE 3,0 dS m-1

y Sc3,0- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-1

.

Gráfica 8: Anchura de la última hoja desarrollada de la planta a los 63 días de ensayo, siendo

los tratamientos: Co2,0- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0-


), CE 2,0 dS m-1



), CE 2,0 dS m-1

, Co2,6- aplicación foliar de agua semanal,

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

21 28 35 42 49 56 63 70

An

chu

ra d

e h

oja

(cm

)


Anchura de la última hoja desarollada

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

An

chu

ra h

oja

(cm

)

Anchura de la última hoja desarrollada al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

a ab abc

ab

bc ab ab

c

abc



CE 2,6 dS m-1


), CE 2,6 dS m-1

,

Sc2,6- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación


, Ar3,0- aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5

g L-1

), CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS

m-1

. Letras distintas expresan diferencias significativas (p≤0.05).

En la gráfica 7 se observa un aumento de la anchura de la hoja a lo largo del periodo del

ensayo. Un amento de la CE del agua de riego no afecta a este parámetro. Sin embargo, la

aplicación de microalgas especialmente Biorizon Sc favorece el crecimiento de la anchura de

la hoja con respecto al tratamiento control. Los valores máximos los encontramos en los

tratamientos Sc3,0 y Sc2,0 con un valor de 3,8 cm y un mínimo de 2,9 cm para el tratamiento

Co3,0.

5.1.5. Efecto de la aplicación de microalgas sobre la longitud de la hoja

Gráfica 9: Longitud de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del ensayo, siendo

los tratamientos: Co2,0- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0-


), CE 2,0 dS m-1



), CE 2,0 dS m-1


CE 2,6 dS m-1


), CE 2,6 dS m-1

,


), CE 2,6 dS m-1




g L-1

), CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS

m-1

.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

21 28 35 42 49 56 63 70

Lon

gitu

d d

e h

oja

(cm

)


Longitud de la última hoja desarollada

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0



Gráfica 10: Longitud de la última hoja desarrollada de la planta a los 63 días de ensayo,

siendo los tratamientos: Co2,0- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0-


), CE 2,0 dS m-1



), CE 2,0 dS m-1


CE 2,6 dS m-1


), CE 2,6 dS m-1

,


), CE 2,6 dS m-1




g L-1

), CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS

m-1


Al inicio del ensayo no se observaron diferencias estadísticamente significativas (gráfica 9),

pero a partir de la séptima semana hasta el final del ensayo se observaron diferencias. Un

aumento de la salinidad reduce este parámetro, aunque no se observan diferencias

estadísticamente significativas. La aplicación de microalgas incrementa la longitud de la hoja,

siendo el tratamiento Sc2,0 de aplicación foliar de Biorizon Sc el valor máximo de 5,4 cm y

en el tratamiento con menor desarrollo el Co3,0, con un valor final de 4,5 cm.

Las altas concentraciones de cloruro sódico ejercen un efecto negativo sobre la fotosíntesis,

por lo que se causa una reducción del crecimiento tanto de la planta como de sus hojas

(Netondo et al., 2004). Los extractos celulares y el medio de crecimiento de varias especies

de microalgas contienen fitohormonas, como ácido abscísico (ABA) (Tarakhovskaya et al.,

2007). La biosíntesis de ABA se incrementa con el estrés hídrico para inducir respuestas

adaptativas (Agehara y Leskovar, 2017)

0

1

2

3

4

5

6

7Lo

ngi

tud

de

ho

ja (

cm)

Longitud de la última hoja desarrollada

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

a ab abcd

abcd abcd abcd

bcd d bcd



5.1.6. Efecto de la aplicación de microalgas en la longitud del entrenudo de la planta.

Gráfica 11: Longitud del último entrenudo de la planta al final del ensayo, siendo los




), CE 2,0 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1



-1), CE 2,6 dS m

-1, Sc2,6-


), CE 2,6 dS m-1




),

CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

.

Letras distintas expresan diferencias significativas (p≤0.05).

La longitud del entrenudo es un parámetro estudio interesante a nivel ornamental, en la

gráfica se presentan los valores promedios de la longitud del entrenudo al final del ensayo.

No se observa diferencia estadísticamente entre los tratamientos. Es de destacar que en los

tratamientos con alta salinidad, Artrhospira sp tenia valores mayores y Biorizon Sc presenta

valores iguales o menores al testigo.

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

Lon

gitu

d d

e e

ntr

en

ud

o (

cm)

Longitud del entrenudo al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0



5.1.7. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el color de la planta.

Gráfica 12: Valores de luminosidad del color según las tablas Munsell al final del ensayo,

siendo los tratamientos Co2,0- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar2,0-


), CE 2,0 dS m-1



), CE 2,0 dS m-1


CE 2,6 dS m-1


), CE 2,6 dS m-1

,


), CE 2,6 dS m-1




g L-1

), CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS

m-1


0

1

2

3

4

5

6

Luminosidad de la planta al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Saturación de la planta al final del ensayo

Co 2,0

Ar 2,0

Sc 2,0

Co 2,6

Ar 2,6

Sc 2,6

Co 3,0

Ar 3,0

Sc 3,0



Gráfica 13: Valores de saturación del color según las tablas Munsell, siendo los tratamientos:




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas


En cultivos ornamentales, el color de la hoja es uno de los carácteres más importantes para

determinar la calidad de la planta y sus condiciones sanitarias. Para determinar este parámetro

se han usado las tablas Munsell, que es un sistema de ordenación de los colores en función de

tres parámetros distintos: tono, luminosidad y saturación.

En este proyecto, las hojas de las plantas de Petunia hybrida tenían un tono verde-amarillo

(5GY), oscilando tan solo los parámetros de saturación y luminosidad a lo largo del ensayo.

En el caso de la luminosidad los valores cambiaron o se mantuvieron entre los valores de 5 y

6. En la saturación los valores durante el ensayo estuvieron comprendidos entre 10 y 6. No se

observa efecto de la salinidad ni con aplicación de microalgas en este parámetro.

5.1.8. Efecto de la aplicación de microalgas sobre peso fresco de la planta

Gráfica 14: Pesos frescos de los tallos, raíces, hojas y el peso total de las plantas, siendo los




), CE 2,0 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1



-1), CE 2,6 dS m

-1, Sc2,6-


), CE 2,6 dS m-1




),

CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

.


En la gráfica 14 se representa los pesos frescos tanto de la parte área, hojas y tallos como

parte radical, observándose diferencias significativas en el peso fresco del tallo, siendo el

0

5

10

15

20

Co 2,0 Ar 2,0 Sc 2,0 Co 2,6 Ar 2,6 Sc 2,6 Co 3,0 Ar 3,0 Sc 3,0

Pe

so f

resc

o (

g)

Peso fresco (g)

Tallo

Raiz

Hojas

Peso FrescoTotal

ab ab b ab a ab ab ab b



tratamiento Ar2,6 el de mayor valor (4,98 g) y el Sc3,0 el de menor (3,12 g). Un aumento de

la concentración salina en agua de riego, reduce el peso fresco radical, aunque no se observa

diferencias estadísticamente significativas. En el caso de las hojas tenemos un valor máximo

de 11,2 g para el tratamiento Ar2,6 y un mínimo de 8,88g para el tratamiento Sc3,0, en el caso

de las raíces tenemos un valor máximo de 1,8 g para el tratamiento Ar3,0 y un mínimo

de1,15g para el tratamiento Co3,0. Sin embargo, (Zaki y Yokoi, 2016, El Arroussi et al.,

2016) observaron que el peso fresco de los cultivares de S. lycopersicum se redujeron con el

estrés salino. En este ensayo no se observa diferencias, debido posiblemente a los

mecanismos que tiene Petunia hybrida para adaptarse a la salinidad y su gran capacidad de

tolerar el estrés salino (Fornes et al., 2007).

5.1.9. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el peso seco de la planta

Gráfica 15: Pesos secos de los tallos, raíces y hojas de las plantas, siendo los tratamientos:




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas


Las altas concentraciones de cloruro sódico ejercen un efecto negativo sobre el peso seco tallo

y hoja (gráfica 15). El crecimiento de las plantas se ve afectado con un retraso del

crecimiento, debido al estrés provocado por la salinidad (Hernández et al., 1995; Cherian et

al., 1999; Takemura et al., 2000). En este sentido, Hernández et al., (1995); AliDinar et al.,

(1999); Chartzoulakis y Klapaki, (2000) encontraron que el estrés salino provoca una

disminución considerable de los pesos secos de hojas, tallos y raíces. La aplicación de

Arthrospira sp mejora la repuesta de petunia a la salinidad. En el caso del tallo el tratamiento

Ar2,6, tiene el valor máximo (0,37g) y el tratamiento Co3,0, el mínimo (0,24 g). En el caso

de las raíces el valor máximo es de 0,19 g para el tratamiento Ar3,0 y el valor mínimo para el

tratamiento Co3,0 de 0,12 g. Los tratamientos con mayor peso seco total, es el tratamiento

con una CE de 2,6 dSm-1

y aplicación de microalgas. Los componentes bioactivos presentes

0,0

0,5

1,0

1,5


Pe

so s

eco

(g)

Peso seco (g)

Tallo

Raiz

Hojas

Peso SecoTotal

ab ab ab ab a a

b ab b

ab ab ab ab ab a c ab bc

ab ab ab ab ab ab a b ab



en los extractos de algas marinas pueden mejorar la respuesta de las plantas al estrés

(Mancuso et al., 2006). En este sentido, incrementan la supervivencia del césped Poa

pratensis L. cv. Plush bajo condiciones de salinidad, al favorecer el crecimiento tanto de

raíces como de la parte aérea (Nabati et al., 1994). Los exopolisacáridos de los extractos de

Dunaliella salina mejoran el porcentaje de germinación de las semillas de trigo expuestas a

estrés salino y aumentan la longitud del sistema radicular aumenta y la longitud de los

coleóptilos, por lo que estos extractos podrían ayudar a las plantas a tolerar este tipo de estrés

(El Arroussi et al., 2016).

5.1.10. Efecto de la aplicación de microalgas sobre el área foliar de la planta.

Gráfica 16: Área foliar media de la planta al final del ensayo, siendo los tratamientos: Co2,0-




), CE 2,0 dS m-1


gL-1

), CE 2,0 dS m-1


, Ar2,6-


), CE 2,6 dS m-1



), CE 2,6 dS m-1


CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

y


), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas


En la gráfica 16 se representa el área foliar para los diversos tratamientos del ensayo, donde se

observa que el mayor valor es para el tratamiento Ar2,6 de aplicación foliar de Artrhospira sp

con el valor numérico de 811,72 cm2

y el menor valor concuerda con el Co3,0 siendo

aplicación foliar de agua con la mayor concentración salina, con el valor de 605,32 cm2. Con

el aumento de la concentración de cloruro sódico, las plantas experimentan un decrecimiento

del área foliar (Abdul, 2010), los resultados obtenidos en los controles son similares a los

obtenidos por Taffou et al. (2009), que investigaron el efecto del estrés salino en plantas de

frijol (Vigna unguiculata L.).También los investigadores Zhao et al. (2007) y Yilmaz y Kina

(2008) encontraron que las plantas expuestas a cloruro sódico reducían el follaje y, por tanto,

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900


Áre

a Fo

liar

Me

dia

(cm

2 )

Área Foliar Media (cm2)



el área foliar de la planta. El uso de microalgas aumenta la superficie foliar, aunque esta no es

estadísticamente significativa.

5.1.12. Efecto de la aplicación de microalgas sobre concentración de nutrientes en hoja.

Gráfica 17: Concentración de N, P y K (%) en hoja. Donde Co2,0- aplicación foliar de agua



), CE 2,0

dS m-1


), CE 2,0 dS m-1

, Co2,6-



Arthrospira sp (5 gL-1

), CE 2,6 dS m-1


gL-1

), CE 2,6 dS m-1

, Co 3,0 - aplicación foliar de agua semanal, CE 3,0 dS m-1

, Ar3,0-


), CE 3,0 dS m-1

y Sc3,0- aplicación

foliar semanal de Biorizon Sc (5 g L-1

), CE 3,0 dS m-1

. Letras distintas expresan diferencias

significativas (p≤0.05).

0

1

2

3

4

5

6


Co

nce

ntr

ació

n N

, P, K

e

n h

oja

(%

)

Concentración N, P, K en hoja (%)

N

P

K

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0


Co

nce

ntr

ació

n C

a, M

g, N

a y

Cl

en

ho

ja (

%)

Concentración de Ca, Mg, Na y Cl en hoja

Ca

Mg

Na

Cl

abcd a abc bcd d a abc ab

cd

c c bc a c ab ab c c

c bc bc bc

a a a b

c

a a a

bc bc bc c

b b

ab a a c bc c c c bc

a

d d d

c bc

c

a ab

a a ab

cde bc bcd

cde de e



Gráfica 18: Contenido de calcio, magnesio, sodio y cloro en las hojas (%), siendo los




), CE 2,0 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Co2,6- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,6 dS

m-1


), CE 2,6 dS m-1

, Sc2,6-


), CE 2,6 dS m-1




),

CE 3,0 dS m-1


), CE 3,0 dS m-1

.


En la gráfica nº 17 se presenta el contenido de N, P y K en hoja al final del ensayo, donde se

puede observar que existen diferencias estadísticamente significativas entre tratamientos.

No se observa un efecto de la salinidad por cloruro sódico sobre el contenido de N y P en

hoja. La aplicación de Arthrospira sp incremente el contenido de P en hoja. El menor

contenido de fósforo en hoja se encuentra en el tratamiento Co2,0 y el mayor en el

tratamiento Ar2,6, que es tratamiento con la aplicación de Arthrospira sp con una

conductividad eléctrica de 2,6 dS m-1

, registrando un valor de 0,30%. Las microalgas ayudan

a tener una mejor nutrición de las plantas, por lo que se mejora todas las reacciones

fisiológicas y de desarrollo de la planta mejorando el crecimiento de la planta (Faheed y

Fattah 2008). Priyadarshani y Rath (2012) observaron que aplicaciones de S. platensis

aumentaba el crecimiento, debido a la capacidad de fijación de nitrógeno de dicha microalga.

También se sabe que en condiciones con presencia de cloruro sódico, se genera prolina, que

es un aminoácido, y compuestos fenólicos que son almacenados por la planta como forma de

respuesta al estrés producido. La prolina protege de la desnaturalización de las proteínas,

estabiliza las membranas celulares y sirve como fuente de energía y nitrógeno (Per et al.

2017). La aplicación de extractos de algas disminuye la producción de prolina en condiciones

de estrés salino (Manaf, 2016), dejando así los elementos nutricionales disponibles para el

desarrollo y crecimiento de la planta, sin tener que consumirlos para crear una respuesta

contra el estrés producido. Tarraf et al. (2015) determinaron que la aplicación foliar de

microalgas a las plantas aumenta el contenido fijado en las hojas de nitrógeno, fósforo y

potasio. También estudios realizados por Shaaban (2001) en trigo mostraron que la aplicación

foliar de extractos obtenidos de células de algas provocaba aumento de la absorción de

nutrientes, pero Dias et al. (2016) observo que la aplicación foliar de Arthrospira sp en

concentraciones pequeñas no afectaba al el contenido foliar de nitrógeno, fósforo, potasio y

sodio de las plantas.

Altas concentraciones de NaCl reduce la concentración de K en hoja (gráfica 18), sin embargo

no se observa variación de contenido de este nutriente con la aplicación de microalgas. Estos

resultados concuerdan con los obtenidos por El Arroussi et al. (2018), donde la aplicación

foliar de Dunaliella salina en condiciones de estrés salino, las plantas de tomate presentaban

una relación de K+ / Na

+ menor con el aumento de la salinidad, aumentando por tanto el sodio

y reduciendo el potasio. La presencia en el medio de una cantidad significativa de cloruro de

sodio produce una disminución de la absorción de potasio debido al antagonismo entre estos

dos elementos por los transportadores (Niu et al., 1995)



El contenido de Mg y Ca en hojas se ve reducido al aumentar la concentración de ClNa en

agua (gráfica 18). En el caso de magnesio, el tratamiento con un mayor valor es Ar 2,0, 0,26

% y el de menor cantidad el de Sc3,0 con 0,18 %. En el caso del calcio el tratamiento control

Co2,0 presenta la mayor cantidad de 0,93 %, el menor resultado fue para el tratamiento Ar2,0

con un valor de 0,68 %. Los resultados obtenidos por Bockheim y Leide (1991), determinaron

que el aumento de la salinidad disminuya la captación del magnesio, elemento relacionado

directamente con la actividad fotosintética de la planta, estos resultados concuerdan con los

obtenidos en este estudio. No se ve un efecto claro de la aplicación de microalgas en estos

elementos.

El sodio presenta valores más altos en las concentraciones salinas, el tratamiento con un

mayor valor es control Co3,0, 1,66% y el menor Co2,0 con 0,9%. En el caso del cloro

también presenta el máximo y el mínimo para los mismos tratamientos siendo, 1,89 y 1,30 %

para Co3,0 y Co2,0 respectivamente. No se observa un efecto claro en el contenido de Cl y

Na con la aplicación de microalgas.

5.2. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas

En los extractos de las algas marinas encontramos nutrientes que son fácilmente asimilables

por las hojas a traces de los poros hidrófilos de la cutícula de las hojas y de los estomas

(Battacharyya et al. 2015). Ensayos llevados a cabo en plantas de Brassica Napus L. con

extractos de Ascophyllum nodosum han comprobado la actividad bioestimulante de las

microalgas en la absorción y translocación de nutrientes así como en el efecto en el desarrollo

de las plantas (Janin etal., 2012). Sin embargo, pocos estudios se han centrado en la

valoración del posible efecto de la modificación de la dosis y frecuencia de aplicación de las

microalgas.

5.2.1 Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas en la longitud del tallo.

Gráfica 19: Desarrollo de la longitud del tallo a lo largo del ensayo, siendo los tratamientos: C

- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar5 - aplicación foliar semanal de


), CE 2,0 dS m-1

, Sc5 - aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

49 56 63 70

Logi

tud

de

la p

lan

ta (

cm)


Longitud de la planta (cm)

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5



1), CE 2,0 dS m

-1, Sc2,5 - aplicación foliar cada 3 días de Biorizon Sc (2,5 g L

-1), CE 2,0 dS

m-1



Biorizon

Sc), CE 2,0 dS m-1


En la gráfica 19 se presenta la longitud del tallo a lo largo del ensayo. El análisis estadístico

nos muestra que no hubo diferencias significativas entre tratamientos. Al final del ensayo el

tratamiento con un mayor valor es el control, 39,33 cm y el menor, 34,7 cm para el

tratamiento Sc2,5.

C Ar 5 Sc 5

Sc 2,5 ArSc 5

Imagen 35: Plantas de los distintos tratamientos: : C - aplicación foliar de agua semanal,

CE 2,0 dS m-1

, Ar5 - aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc5

- aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,5 - aplicación foliar

cada 3 días de Biorizon Sc (2,5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1

y ArSc5 - aplicación de mezcla

microalgas (5 gL-1


Biorizon Sc), CE 2,0 dS m-1

.



5.2.2. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas en el número de hojas

de la planta.

Gráfica 20: Número de hojas de la planta a lo largo del ensayo, siendo los tratamientos: : C –


, Ar5 – aplicación foliar semanal de


), CE 2,0 dS m-1

, Sc5 – aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-

1), CE 2,0 dS m

-1, Sc2,5 – aplicación foliar cada 3 días de Biorizon Sc (2,5 g L

-1), CE 2,0 dS

m-1

y ArSc5 – aplicación de mezcla microalgas (5 gL-1


Biorizon

Sc), CE 2,0 dS m-1


Los valores representados determinan el número de hojas presentes en las plantas en el

trascurso del ensayo, se observan valores oscilatorios desde el comienzo al fin, pero en el

final el máximo se encuentra en el tratamiento C con el valor de 48 hojas y el mínimo en el

tratamiento ArSc 5 con 45 hojas de media.

5.2.3. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el número de

brotes producidos.

0

10

20

30

40

50

60

49 56 63 70

Nú

me

ro d

e h

oja

s


Número de hojas por planta

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

49 56 63 70

Can

tid

ad d

e b

rote

s


Cantidad de brotes

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

a b

ab ab

ab



Gráfica 21: Número de brotes de la planta, siendo los tratamientos: : C – aplicación foliar de


, Ar5 – aplicación foliar semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

),

CE 2,0 dS m-1

, Sc5 – aplicación foliar semanal de Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,5

– aplicación foliar cada 3 días de Biorizon Sc (2,5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1

y ArSc5 – aplicación

de mezcla microalgas (5 gL-1



, Letras

distintas expresan diferencias significativas (p≤0.05).

La representación gráfica de los datos sobre el número de brotes en los distintos tratamientos,

observamos que da mejores valores para el tratamiento Sc5 seguido del Ar5, por lo que

podemos decir que el efecto de las algas por separado es mayor que su efecto en el conjunto,

tratamiento ArSc5. Además podemos decir que una mayor dosis (Sc5) en una aplicación

obtuvo mayor brotación por planta que una dosis menor con mayor frecuencia de aplicación

(Sc2,5).

En el análisis estadístico de diferencias significativa p≤0.05, no presento diferencia entre los

diversos tratamientos tenidos en cuenta.

5.2.4. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre la anchura de la

hoja

Gráfica 22: Anchura de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del ensayo, siendo

los tratamientos: C – aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar5 – aplicación


), CE 2,0 dS m-1

, Sc5 – aplicación foliar semanal de

Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,5 – aplicación foliar cada 3 días de Biorizon Sc (2,5

g L-1

), CE 2,0 dS m-1

y ArSc5 – aplicación de mezcla microalgas (5 gL-1

de Arthrospira sp y

5 gL-1


. Letras distintas expresan diferencias significativas

(p≤0.05).

En la gráfica 22 observamos que las mayores anchuras de hoja se alcanzaron con el

tratamiento Sc2,5 seguido del tratamiento Sc , ambos de la aplicación foliar de Biorizon Sc

con distintas frecuencias de aplicación alcanzando valores de 3,8 cm de anchura. Los

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

49 56 63 70

An

chu

ra d

e h

oja

(cm

)


Anchura de última hoja desarrollada

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

a ab

b b b b b

a a a a a a

b b



resultados menores se obtuvieron en el C y ArSc5, concluyendo que la aplicación de dos

microalgas a 5 gL-1

cada una no genera efectos positivos, no apreciándose diferencias

significativas con el control. Siendo el valor mínimo el de ArSc5 con un valor de 3,1 cm

5.2.5. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre la longitud de la

hoja.

Gráfica 23: Longitud de la última hoja desarrollada de la planta a lo largo del ensayo, siendo

los tratamientos: C - aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar5 - aplicación


), CE 2,0 dS m-1

, Sc5 - aplicación foliar semanal de

Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1

, Sc2,5 - aplicación foliar cada 3 días de Biorizon Sc (2,5

g L-1

), CE 2,0 dS m-1


de Arthrospira sp y 5

gL-1



(p≤0.05).

En la gráfica 23 se representa la longitud de la ultima hoja desarrollada a lo largo del ensayo,

observándose diferencias significativas entre tratamiento. Se obtuvo el máximo al igual que

en la anchura en los tratamientos Sc5 y Sc2,5, siendo el mayor en Sc5 con un valor de 5,38

cm de longitud y el menor en el control (C) con un valor de 4,85 cm. Chojnacka, 2012

observaron que las sustancias obtenidas de las algas marinas que estimulan el crecimiento de

las plantas.

0

1

2

3

4

5

6

7

49 56 63 70

Lon

gitu

d d

e h

oja

(cm

)


Longitud de última hoja desarrollada

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

c bc abc

ab a a a

b b b a ab abc

bc c c b ab ab a



5.2.6. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas en la longitud del

entrenudo de la planta.

Gráfica 24: Desarrollo de la longitud del entrenudo a lo largo del ensayo, siendo los

tratamientos: C - aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar5 - aplicación foliar

semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1


g L-1

), CE 2,0 dS m-1



gL-1



(p≤0.05).

En la gráfica 24 podemos determinar que los valores de la longitud del entre nudo de las

plantas fue muy oscilatorio según los tratamientos y la semana, destacando los tratamientos

con microalgas que eran ligeramente superiores, aunque en el análisis estadístico no se

obtuvieron diferencias significativas para ninguno de los tratamientos a partir de los 56 días

del trasplante.

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

49 56 63 70

Lon

gitu

d d

el e

ntr

en

ud

o (

cm)


Longitud del entrenudo

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

a ab ab

b b



5.2.7. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el color de la

planta.

Gráfica 25: Valores de luminosidad del color según las tablas Munsell, siendo los

tratamientos: C - aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1

, Ar5 - aplicación foliar

semanal de Arthrospira sp (5 g L-1

), CE 2,0 dS m-1


Biorizon Sc (5 gL-1

), CE 2,0 dS m-1


g L-1

), CE 2,0 dS m-1



gL-1



(p≤0.05).

Gráfica 26: Valores de saturación del color según las tablas Munsell, siendo los tratamientos:

C - aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1



), CE 2,0 dS m-1


1), CE 2,0 dS m


-1), CE 2,0 dS

1

2

3

4

5

6

49 56 63 70


Luminosidad de la planta

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

0

2

4

6

8

10

12

49 56 63 70


Saturación de la planta

C

Ar 5

Sc 5

Sc 2,5

ArSc 5

a

b ab ab ab



m-1



Biorizon

Sc), CE 2,0 dS m-1


El color para todos los tratamientos obtuvo un valor de verde-amarillo (5GY). Con respecto a

los otros dos parámetros; luminosidad y saturación, aunque oscilo a lo largo del ensayo, no se

encuentran diferencias estadísticamente significativas entre los tratamientos.

5.2.8. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el peso fresco de

la planta.

Gráfica 27: Pesos frescos de los tallos, raíces y hojas de las plantas, siendo los tratamientos: C

- aplicación foliar de agua semanal, CE 2,0 dS m-1



), CE 2,0 dS m-1


1), CE 2,0 dS m


-1), CE 2,0 dS

m-1



Biorizon

Sc), CE 2,0 dS m-1


En el ensayo, como muestra la gráfica 27, no se observaron diferencias significativas en los

tratamientos, ni en hojas, ni tallo ni tampoco en las raíces. Podemos observar en la gráfica

que los valores más altos se encuentran en tallo en C, en raíz en Sc2,5 y en hoja en Sc5 y los

más bajos en tallo en Sc2,5, en raíz en C y en hoja en ArSc5. Estos resultados concuerdan con

los obtenidos por algunos investigadores que no observaron efecto alguno en el rendimiento

del pepino y una disminución de los brotes en pepino cuando se aplicó algas a las plantas

(Schwarz y Krienitz, 2005)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

C Ar 5 Sc 5 Sc 2,5 ArSc 5

Pe

sp f

resc

o (

g)

Peso fresco (g)

Tallo

Raiz

Hojas

Peso fresco totala ab ab b ab



5.2.9. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas el peso seco de la

planta.

Gráfica 28: Pesos secos de los tallos, raíces y hojas de las plantas, siendo los tratamientos: C -




), CE 2,0 dS m-1


1), CE 2,0 dS m


-1), CE 2,0 dS

m-1



Biorizon

Sc), CE 2,0 dS m-1


En la gráfica 28 se presenta el peso seco del tallo, raíz y hoja para los distintos tratamiento.

Aunque se observa un aumento del peso seco del tallo y raíz con la aplicación de las

microalgas, no hubo diferencias significativas entre tratamiento.

Investigaciones sobre la aplicación foliar de Scenedesmus y Arthrospira a 10 g L-1

semanal

demuestran que las microalgas aumenta el número de flores y los pesos frescos y secos de las

plantas (Plaza et al., 2018). En este caso se aplicó 5 g L-1

semanal, 2.5 g L-1

cada 3 días y

aplicación conjunta de Arthrospira y Biorizon Sc En ninguno de los dos casos mejora el

crecimiento de la planta. Por otro lado, una alta concentración puede provocar inhibición del

crecimiento. La aplicación foliar de extractos de microalgas mejoran el crecimiento, mejoran

el desarrollo de flores y aumentan el número de brotes, pero altas dosis de los extractos

provoca un menor desarrollo floral, menor brotación y una disminución del tamaño (García y

Sommerfeld, 2015). Kumar y Sahoo (2011) demostraron que concentraciones altas de algas

marinas provocaron la reducción de las longitudes de la raíz, del número de raíces y de la

longitud del brote, también Hernández-Herrera et al. (2013), obtuvieron que la aplicación de

microalgas en dosis superiores de 0,18 g mL-1

se observaban plantas más pequeñas mientras

que otro estudio realizado por Kumari et al. (2011) determinaron lo contrario, es decir, mayor

dosis de algas, aumentaba el desarrollo de la planta.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4


Pe

so s

eco

(g)

Peso seco (g)

Tallo

Raiz

Hojas

Peso Seco Total



5.2.10. Efecto de la dosis y frecuencia de aplicación de microalgas sobre el área foliar de

la planta.

Gráfica 29: Área foliar media de la planta al final del ensayo, siendo los tratamientos: C -




), CE 2,0 dS m-1


1), CE 2,0 dS m


-1), CE 2,0 dS

m-1



Biorizon

Sc), CE 2,0 dS m-1


El Arroussi et al.(2016) demostraron que plantas de pimiento y tomate tratadas con

microalgas aumentaron el tamaño de la hoja y por ello el área foliar. En la gráfica 29

observamos como los dos tratamientos de microalgas con dosis de 5 gL-1

tienen mayor área

foliar mientras que los tratamientos con dos algas y el tratamiento de aplicación foliar con

mayor frecuencia y menor dosis tienen valores muy cercanos al tratamiento control, aunque

no son estadísticamente significativas. Representa la mayor área foliar Sc5, 784,31 cm2 y el

menor valor C, 700,9 cm2.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900


Áre

a fo

liar

(cm

2)

Área Foliar (cm2)

Conclusiones



6. Conclusiones.

Después de llevar a cabo los análisis de los datos tomados en este proyecto experimental, se

puede concluir que:

Un aumento de la salinidad por NaCl produjo una disminución del número de hojas por

planta, del peso seco de la hoja y tallo, del área foliar y la concentración de potasio, calcio y

magnesio en hoja.

La aplicación foliar de Arthrospira sp favoreció la brotación, el incremento del peso seco del

tallo y raíz de la planta y el contenido de fósforo en hoja. Mientras que la aplicación de

Biorizon Sc influyó sobre el número de hojas por planta, la anchura y longitud de hoja, siendo

superiores estos parámetros en los tratamientos con microalgas.

Los extractos de microalgas mejoraron la respuesta de Petunia x hybrida al estrés salino. La

aplicación de microalgas mejoró algunas características del crecimiento y desarrollo de las

plantas en condiciones de estrés salino, generando plantas con mejores características. En

concreto, la aplicación de Arthrospira sp en los tratamientos salinos, aumentó el peso seco

tallo y raíz y anchura de hoja y la aplicación de Biorizon Sc incrementó el número de hojas

por planta.

Por otro lado, de los resultados derivados del estudio de la optimización de la dosis y

frecuencia de la aplicación de microalgas, no se observaron diferencias estadísticamente

significativas para ninguno de los parámetros estudiados, con excepción de la anchura y la

longitud de la hoja, que mostraron mejores resultados en el tratamiento de Biorizon Sc con

aplicación de 2,5 g L-1

cada 3 días.

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Anexos



8. Anexos.

8.1. Producto Algafert de la empresa Biorizon Biotech.





8.2. Producto Microtech Ferro de la empresa Biorizon Biotech.



Resumen/Abstract

GRADO EN INGENIERÍA AGRÍCOLA, 2018/2019

En el trabajo fin de grado, se pretende estudiar el efecto protector de los extractos de microalgas frente al empleo de aguas de mala calidad (alta

salinidad), teniendo en cuenta los diferentes aspectos en la producción, como son la biomasa y la calidad de la planta. Además de investigar la

dosis y la frecuencia de la aplicación de microalgas en el cultivo de Petunia x hybrida, y valorar el efecto de la aplicación conjunta de dos

microalgas.

In the final degree project, we intend to study the protective effect of microalgae extracts against the use of poor quality waters (high salinity),

taking into account the different aspects in production, such as biomass and the quality of the plant. In addition to investigating the dose and frequency of the application of microalgae in the culture of Petunia x

hybrida, and assess the effect of the joint application of two microalgae.

Documents

Hortofruticultura y jardinería Trabajo Técnico - Experimental