Hydrochimie et qualité des eaux - univ-oeb.dz

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE

SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE LARBI BEN M’HIDI OUM EL BOUAGHI

FACULTE DES SCIENCES EXACTES ET SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE

DEPARTEMENT DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE

Hydrochimie et qualité des eaux

Cours et travaux pratiques

Proposé par : Dr. Hichem KHAMMAR

Destiné aux étudiants :

1ère année Master Ecologie des milieux naturels

Année universitaire 2018/2019

Préface

La qualité des eaux présente une préoccupation primordiale et une problématique

universelle pour la communauté scientifique et pour la population du globe terrestre qui est la

source et la cible de cette pollution, cette ressource est menacée par les différentes activités

anthropiques.

Dans ce contexte ma contribution a été élaborée pour donner des notions de base sur la chimie

des eaux naturelles dans les différents écosystèmes aquatiques

Le manuscrit a pour objectif principal de :

Permettre à l’étudiant de bien acquérir les notions de base sur la chimie des eaux

naturelles et comment faire un diagnostic général sur les eaux naturelles

Apprendre des connaissances scientifiques et techniques sur la dynamique des cycles

hydro biogéochimiques dans les différents écosystèmes aquatiques

Connaitre les différentes méthodes de dépollution et remédiation des eaux polluées

d’origines anthropiques

Avoir une bonne pratique dans le volet de l’analyse des eaux et application directes des

notions acquises dans la partie théorique à partir de l’application des différentes

techniques sur l’analyse physico-chimique et biologiques des (éléments majeurs, les

nutriments et la matière organiques dans les eaux

Table des matiéres

Première partie : Cours

Chapitre 1 : Les paramètres physico-chimiques

1. Introduction : ..............................................................................................................................1

2.Les Propriétés et la structure de l’eau : .............................................................................................1

3. L’origine des eaux potables : ...........................................................................................................2

3.1. L’eau minérale : ...........................................................................................................................2

3.2. Les eaux de source : .....................................................................................................................2

3.3. Les du robinet : ............................................................................................................................2

4. La Composition chimique des eaux souterraines : ............................................................................4

5. Les caractéristiques de l’eau potable :..............................................................................................4

5.1. Les Caractéristiques Organoleptiques : .........................................................................................4

5.1.1.La Couleur : ...............................................................................................................................4

5.1.2.L’odeur : ....................................................................................................................................5

5.1.3.La Saveur: ..................................................................................................................................6

5.2.Les caractéristiques Physico-chimiques de l’eau : ..........................................................................6

5.2.1.Les caractéristiques physiques : ..................................................................................................6

1)La Température : .............................................................................................................................6

2) Le 𝒑𝑯 : ..........................................................................................................................................7

3) La Conductivité : ............................................................................................................................8

4)Les Matières en suspension (MES): .................................................................................................8

5)La Turbidité :...................................................................................................................................9

6)L’Oxygène dissous : ........................................................................................................................9

5.2.2.Les caractéristiques chimiques : .................................................................................................9

1) La Dureté totale ou Titre hydrométrique (𝑻𝑯) :...............................................................................9

2) L’Alcalinité (𝑻𝑨 − 𝑻𝑨𝑪) : ........................................................................................................... 11

3)Le Chlorure : ................................................................................................................................. 11

4) Les Sulfate :.................................................................................................................................. 13

5) Les Nitrates : ................................................................................................................................ 13

6) Les Nitrites : ................................................................................................................................. 14

7) La DBO5 (Demande Biochimique en Oxygène) : .......................................................................... 14

Chapitre 2 : Géochimie et bio géochimie

2.1. Définition des cycles biogéochimiques ..................................................................................... 12

2.1.1. Nature et constitution : ........................................................................................................ 12

2.1.2 Changements de la structure et du fonctionnement des écosystèmes ...................................... 14

2.1.3. Changements des cycles hydobiogéochimiques.................................................................... 15

2.2 Irrigation, barrages & eutrophisation : ..................................................................................... 16

2.3 Cycles hydro biogéochimiques :................................................................................................ 18

2.3.1 Le Cycle de l'azote ............................................................................................................... 18

2.3.1.1.Les formes de l’azote présentes dans le sol ........................................................................ 18

2.3.1.2 Les flux et stock d’azote dans le sol ................................................................................... 20

2.3.2 Le Cycle du phosphore ......................................................................................................... 22

2.3.2 Le Cycle global du phosphore............................................................................................... 22

2.3.2.1 Le rôle du phosphore ......................................................................................................... 23

2.3.2.2. Le cycle du phosphore a l’échelle du globe ....................................................................... 24

2.3.2.3. Les sources anthropiques de phosphore ............................................................................. 26

2.3.2.4. Le phosphore dans les sols ................................................................................................ 29

2.3.2.5. Le phosphore dans l’eau ................................................................................................... 30

2.3.2.6 Comportement du phosphore dans l’eau............................................................................. 31

2.3.2.7 Les formes d’apports de phosphore sur les sols .................................................................. 32

2.3.2.8 Transfert du phosphore principalement pendant les crues ................................................... 34

2.3.2.9 Mode de transfert du phosphore particulaire....................................................................... 35

2.3.2.10. Mode de transfert du phosphore soluble .......................................................................... 36

2.3.3. Le Cycle du silicium ............................................................................................................ 37

2.3.3.1 Recyclage biologique du silicium en milieu continental et son impact sur la pédogenèse .... 39

2.3.3.1.1 Recyclage biologique et équilibres minéraux-solutions ................................................... 39

2.3.3.2 Bio géochimie du silicium, bilans globaux et grands cycles ................................................ 40

2.3.3.2.1. Effets à moyen et long terme des pratiques culturales sur les propriétés des sols ............. 40

2.3.3.2.3. Le silicium et la production végétale .............................................................................. 41

2.3.3.2.4. Importance agronomique du silicium ............................................................................. 41

2.3.3.2.5. Absorption racinaire du silicium .................................................................................... 41

2.3.3.2.6. Précipitation du silicium dans les tissus .......................................................................... 41

2.3.3.3.Rôles physiologiques spécifiques du silicium ..................................................................... 42

2.3.3.4.Le développement de nouveaux outils................................................................................ 42

2.3.3.4.1.Traceurs géochimiques du silicium et datations absolues ................................................. 42

2.3.3.4.2. La silice biogénique comme marqueur paléo-environnemental ....................................... 43

2.3.4. Le Cycle de la Matière organique ........................................................................................ 43

2.3.4.1. La matière organique allochtone ....................................................................................... 44

2.3.4.2. La matière organique autochtone ...................................................................................... 46

2.3.4.3. La matière organique dans les eaux : méthode d’analyse et estimation............................... 47

2.3.4.4. Les facteurs naturels contrôlant le transfert de la mod des sols vers les rivières ................. 50

2.3.4.5. Les facteurs de controle anthropiques ............................................................................... 51

Chapitre 3 : Caractérisation des eaux usées

3.1. Les retombées atmosphériques ............................................................................................... 53

3.2. Le ruissellement urbain .......................................................................................................... 56

3.2.1 Ruissellement des chaussées ............................................................................................. 56

3.2.2 Ruissellement des toitures ................................................................................................. 58

3.2.3 Ruissellement d’autres surfaces urbaines (cours, parking…) ............................................. 60

3.2.4 Le lavage de voiries ........................................................................................................... 60

3.2.5 Les eaux domestiques ........................................................................................................ 63

3.2.6 Les eaux industrielles et commerciales............................................................................... 67

Chapitre 4 : Méthodes de dépollution et remédiation des eaux polluées

4.1 L’Epuration des eaux usées : ....................................................................................................... 73

4.2. Généralités sur l’épuration :........................................................................................................ 73

4.3. Epuration des eaux usées ............................................................................................................ 73

4.3.1. Le prétraitement : .................................................................................................................... 73

4.3.2. Le traitement primaire : ........................................................................................................... 74

4.3.3. Le traitement secondaire : ........................................................................................................ 74

4.3.4. Traitement tertiaire : ................................................................................................................ 75

4.4. Les techniques intensives d’épuration ......................................................................................... 76

4.4.1. Les lits bactériens : .................................................................................................................. 76

4.4.2. Les boues activées : ................................................................................................................. 77

4.4 3. La bio filtration : ..................................................................................................................... 78

4.5. Les techniques extensives : ......................................................................................................... 79

4.5.1. Cultures libres : ....................................................................................................................... 79

4.5.1.1. Lagunage naturel : ................................................................................................................ 79

4.5.1.2. Lagunage aéré : .................................................................................................................... 79

4.6.1. L’infiltration- percolation sur sable : ........................................................................................ 80

4.6.2. Les filtres plantés à écoulement vertical : ................................................................................. 80

4.6.3. Les filtres plantés de roseaux à écoulement horizontal : ........................................................... 81

4.7. La réutilisation des eaux usées .................................................................................................... 83

4.7.1.Les principales voies de réutilisation ........................................................................................ 83

4.7.2.Le secteur agricole ................................................................................................................... 84

4.7.3Le secteur industriel .................................................................................................................. 84

4.7.4.Réutilisation pour un usage non-alimentaire ............................................................................. 84

4.7.5. Réutilisation pour un usage alimentaire (eau « potable ») ......................................................... 85

4.8. Production directe et indirecte d'eau potable à partir d'eaux usées ............................................... 85

4.8.1Production directe ..................................................................................................................... 85

4.8.2.Production indirecte ................................................................................................................. 86

Deuxième partie : Travaux pratiques

1.Les éléments majeurs ..................................................................................................................... 87

TP 01 : Dosage du titre alcalimétrique et titre alcalimétrique complet (TA & TAC) ........................... 87

TP 02 : Dosage du calcium et magnésium (Ca2+) et (Mg2+) ............................................................... 88

TP 03 : Dosage du Potassium (K) et du Sodium (Na+) ...................................................................... 89

TP 04 : Dosage des chlorures (Cl-) .................................................................................................... 91

TP 05 : Dosage des sulfates (SO42-) ................................................................................................... 92

2.Les nutriments ............................................................................................................................... 93

2.1. L’azote ....................................................................................................................................... 93

TP 06 : Dosage de l’azote ammoniacal .............................................................................................. 93

TP 07 : Dosage de l’azote nitreux (NO2-) ........................................................................................... 95

TP 08 : Dosage de l’azote nitrique (NO-3).......................................................................................... 97

TP 09 : Dosage de l'azote organique dissous et de l'azote organique particulaire ................................ 99

TP 10: Dosage de l’azote Total (Nt) ............................................................................................... 101

TP 11: Dosage du phosphore minéral dissous ................................................................................. 102

TP 12 : dosage de phosphore hydrosoluble : polyphosphate ( P2O5) ................................................. 104

TP 13 : dosage de phosphore Total ( Pt).......................................................................................... 105

2.3. Le silicium ............................................................................................................................... 107

TP 14 : Dosage du silicium dissous réactif ...................................................................................... 108

TP 15 : Dosage de la silice (SiO2) ................................................................................................... 111

3. La matière organique .................................................................................................................. 113

TP 16 : Dosage de la matière organqiue .......................................................................................... 113

TP 17 : Mesure des matières en suspension ..................................................................................... 114

TP 18: Dosage du Carbone Organique Particulaire (COP) ............................................................... 117

TP 19 : Dosage de la chlorophylle a ................................................................................................ 120

TP 20 : Mesure de la matière en suspension (MES) +résidus secs (RS) ............................................ 123

TP 21: dosage de la demande biochimique en oxygène ( DBO5) ...................................................... 124

TP 23 : dosage de la demande chimique en oxygène ( DCO) ........................................................... 126

4 – Analyses microbiologiques........................................................................................................ 126

TP 24 : Recherche et dénombrement des germes revivifia blés ........................................................ 126

TP 25. Colimétrie. Recherche et dénombrement des Coliformes en milieux liquides. ..................... 128

TP 26.1 : Colimétrie en milieu liquide : Test de présomption ........................................................... 132

TP : 26.2 Colimétrie en milieu liquide : Test de confirmation .......................................................... 133

TP 26.3 Colimétrie par filtration .................................................................................................... 134

TP 27.1 : STREPTOMETRIE ......................................................................................................... 136

TP 27.2 : Streptométrie par filtration ............................................................................................... 141

TP 28 : Recherche et dénombrement des Spores d’Anaérobies Sulfito-Réducteurs .......................... 143

TP 29.1 : Recherche de Salmonella ................................................................................................ 147

TP 29.2 Recherche de Salmonella par filtration ............................................................................... 149

TP 30 : Recherche de Vibrion cholérique ........................................................................................ 151

TP 31 : Recherche de Staphylococcus aureus par la méthode de GC………………………………..154

Refferances bibliographiques

1

PREMIERE PARTIE COURS

1. Introduction :

Le but de ce chapitre est de décrire les propriétés physico-chimiques de l’eau et les principes

qui contrôlent le comportement des constituants dissous dans les eaux souterraines.

2. Les Propriétés et la structure de l’eau :

L’eau est un composé chimique qui constitue de l’hydrogène et de l’oxygène avec la formule

de𝐻2𝑂La raison principale pour les propriétés inhabituelles de l’eau peut être discernée de la

structure des molécules de𝐻2𝑂. Les deux liaisons entre l’oxygène et les atomes d’hydrogène à

partir d’un angle de106°. Par conséquent, les deux hydrogènes sont sur la même cote de la

molécule et le cote une charge positive nette par rapport à l’autre cote, ce qui donne une

caractéristique polaire de la molécule.

● La Structure de la molécule de l’eau :

La liaison 𝑂 − 𝐻 dans la molécule d'eau 𝐻2𝑂 L’atome d'oxygène (𝑍 = 8) possède six électrons

de valence dont deux célibataires. Pour former la molécule d’eau, l'atome d'oxygène se lie à

deux atomes d'hydrogène établissant ainsi deux liaisons covalentes :

La longueur de chaque liaison est 96

𝑝𝑚. L'angle 𝐻𝑂𝐻 est égal à 106 °

environ.

Figure 1: Structure de la molécule de l’eau

2


3. L’origine des eaux potables :

Il y a 3 types d’eaux : les eaux minérales, les eaux de source, et les eaux du robinet.

3.1 L’eau minérale :

Une eau minérale naturelle ne peut être que d’origine souterraine, et s’être constituée à

l’abri de tout risque de pollution. Microbiologiquement saine dès l’origine, elle n’est perturbée

par aucune contamination d’origine humaine. La principale caractéristique de l’eau minérale

naturelle réside dans sa pureté originelle qui est une exigence de la réglementation.

Les eaux minérales naturelles ont une composition physico-chimique stable qui peut

leur permettre de se voir reconnaitre des propriétés favorables à la santé humaine.

En résumé, l’eau minérale naturelle est définie réglementairement par trois critères

majeurs : absence de tout traitement ou d’addition de produits chimiques, sa pureté une

composition minérale définie, parfaitement stable et garantie.

Ses qualités thérapeutiques ont été reconnues par l’Académie Nationale de Médecine et

l’administration au public en a été autorisée par le Ministère charge de la santé.

3.2 Les eaux de source :

Les eaux de source sont comme les eaux minérales naturelles, exclusivement d’origine

souterraine, microbiologiquement saines, préservées de la pollution d’origine humaine, et aptes

à la consommation humaine sans traitement ni adjonction.

Contrairement aux eaux minérales naturelles, leur composition n’est pas

systématiquement stable. Les eaux de sources répondent aux mêmes critères de potabilité que

l’eau du robinet.

Par ailleurs, leur nom commercial n’est souvent pas spécifique à une source. Tout en

restant conforme aux règles de l’étiquetage, une même marque peut parfois recouvrir plusieurs

sources et donc avoir des compositions minérales différentes.

3.3 Les du robinet :

L’eau du robinet est une eau potable distribuée par un réseau de canalisations depuis les

zones de captage, où sont prélevées les eaux brutes, jusqu’aux utilisateurs finaux, en passant

par un centre de traitement et un ou plusieurs réservoirs.

Les eaux brutes proviennent le plus souvent de nappes phréatiques (sous- terraines) ou

d’eaux de surfaces (rivières, lacs, fleuves).

3


4

3

4. La Composition chimique des eaux souterraines :

Il est évident que la chimie des eaux souterraines dépend, principalement, de la

composition lithologique des couches traversées et du temps de séjour des eaux. Cette

interaction influe sur la teneur des éléments majeurs ( 2+ , 𝑀𝑔+, 𝑁𝑎+, 𝑘+, 𝐶𝑙−, 𝑆𝑂2− ,

𝐻𝐶𝑂− …).

La composition chimique de l’eau naturelle est dérivée de nombreuses sources de

solutés de l’atmosphère, l’altération des roches et des sols, des réactions chimiques qui se

produisent sous la surface des terres et les effets résultant de l’activité humaine.

5. Les caractéristiques de l’eau potable :

5.1 Les Caractéristiques Organoleptiques :

Ces différents caractères doivent être appréciés au moment du prélèvement : certaines

odeurs peuvent, par exemple, disparaître pendant le transport, ou l’aspect de l’échantillon se

modifier au cours du stockage (apparition d’une coloration, de précipités, etc.).

5.1.1 La Couleur :

L’eau colorée présente des inconvénients : indépendamment des problèmes esthétiques,

les substances naturelles qui donnent la coloration à l’eau peuvent, en formant des complexes

avec des ions métalliques.

Bien qu’elle puisse par ailleurs satisfaire aux normes bactériologiques et chimiques, une

eau présentant une certaine coloration, sans être dangereuse, est peu engageante et sera suspecte

au consommateur. D’un point de vue pratique, une coloration de 5 unités (échelle

colorimétrique au platino-cobalt) étant déjà décelée par beaucoup d’utilisateurs, cette valeur ne

devrait pas être dépassée pour des raisons esthétiques.

Dans un certain nombre de pays, la valeur de 10 unités est considérée comme un chiffre

qu’il est souhaitable de ne pas dépasser et la valeur de 20 unités est admise comme limite

supérieure acceptable. 𝐿’𝑂𝑀𝑆 et la réglementation française (en tant que référence de qualité)

indiquent 15 unités (15 𝑚𝑔/𝐿 𝑃𝑡).

5.1.2 L’odeur :

Le test de l’odeur ne constitue pas une mesure mais une appréciation et celle-ci a donc

un caractère personnel ; cette subjectivité ne peut être compensée que par la rigueur des essais

et le nombre des expérimentateurs.

4


L’eau potable doit être sans odeur, non seulement au moment du prélèvement, mais encore

après une période de 10 jours en vase clos à la température de 26 °C. Les odeurs proviennent,

soit des produits chimiques, soit de matières organiques en décomposition, soit de protozoaires,

soit d’organismes aquatiques.

5.1.3 La Saveur :

Dans le cas de l’eau de distribution, il faut bien reconnaître que les traitements par le chlore

sont à l’origine de la plupart des problèmes organoleptiques. Cependant, la diminution du taux

de chlore ne doit pas conduire à poser des problèmes bactériologiques.

La minéralisation de l’eau suivant qu’elle est faible ou importante introduit un goût plus ou

moins accentué et on peut distinguer par conséquent certains crus d’eau. Une eau potable de

bonne qualité doit avoir une saveur faible et agréable. Pour que l’eau soit considérée comme

n’ayant pas de goût particulier, certains sels tels que le chlorure de calcium,

l’hydrogénocarbonate de sodium, doivent être présents à une concentration voisine de celle de

la salive.

5.2 Les caractéristiques Physico-chimiques de l’eau :

L’analyse d’une eau naturelle doit donner la concentration des éléments

caractéristiques et la valeur des grandeurs physiques et chimiques (pH, T°, Turbidité,

Conductivité, la dureté.).

5.2.1 Les caractéristiques physiques :

1) La Température :

La température d’une eau potable devrait être inférieure en été et supérieure en hiver à la

température de l’air. Pour que l’eau potable soit désaltérante, sa température doit se situer entre

8 et 15 C° ; entre 20 et 25 C°, elle désaltère mal. A titre indicatif, les anciennes du Conseil des

communautés européennes fixaient à 12 C°. Pratiquement, la température de l’eau n’a pas

d’incidence directe sur la Santé de l’homme.

2) Le 𝒑𝑯 :

Le 𝑝𝐻 d’une eau représente son acidité ou son alcalinité ; à 𝑝𝐻 7 une eau est dite neutre, à un

𝑝𝐻 inférieur à 7 une eau dite acide et à un 𝑝𝐻 supérieur à 7, elle est dite basique.

Il est rare que le 𝑝𝐻 soit une contre-indication à la potabilité. C’est cependant l’un des

paramètres parmi les plus importants de la qualité de l’eau. Il doit étroitement surveillé au cours

de toutes opérations de traitement.

5


3) La Conductivité :

La mesure de la conductivité permet d’évaluer rapidement mais très approximativement

la minéralisation globale de l’eau l’évaluation. Le tableau ci-dessous donne quelques

indications sur la relation existant entre la minéralisation et la conductivité.

𝑪𝒐𝒏𝒅𝒖𝒄𝒕𝒊𝒗𝒊𝒕é < 100 𝜇𝑆/𝑐𝑚 : 𝑚𝑖𝑛é𝑟𝑎𝑙𝑖𝑠𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑡𝑟è𝑠 𝑓𝑎𝑖𝑏𝑙𝑒 ;

𝟏𝟎𝟎 𝝁𝑺/𝒄𝒎 < 𝑐𝑜𝑛𝑑𝑢𝑐𝑡𝑖𝑣𝑖𝑡é < 200 𝜇𝑆/𝑐𝑚 : 𝑚𝑖𝑛é𝑟𝑎𝑙𝑖𝑠𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑓𝑎𝑖𝑏𝑙𝑒 ;

𝟐𝟎𝟎 𝝁𝑺/𝒄𝒎 < 𝑐𝑜𝑛𝑑𝑢𝑐𝑡𝑖𝑣𝑖𝑡é < 333 𝜇𝑆/ 𝑐𝑚 : 𝑚𝑖𝑛é𝑟𝑎𝑙𝑖𝑠𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑚𝑜𝑦𝑒𝑛𝑛𝑒 ;

𝟑𝟑𝟑 𝝁𝑺/𝒄𝒎 < 𝑐𝑜𝑛𝑑𝑢𝑐𝑡𝑖𝑣𝑖𝑡é < 666 𝜇𝑆/𝑐𝑚 : 𝑚𝑖𝑛é𝑟𝑎𝑙𝑖𝑠𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑚𝑜𝑦𝑒𝑛𝑛𝑒 𝑎𝑐𝑐𝑒𝑛𝑡𝑢é𝑒 ;

𝟔𝟔𝟔 𝝁𝑺/𝒄𝒎 < 𝑐𝑜𝑛𝑑𝑢𝑐𝑡𝑖𝑣𝑖𝑡é < 1 000 𝜇𝑆/𝑐𝑚 : 𝑚𝑖𝑛é𝑟𝑎𝑙𝑖𝑠𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑖𝑚𝑝𝑜𝑟𝑡𝑎𝑛𝑡𝑒 ;

𝑪𝒐𝒏𝒅𝒖𝒄𝒕𝒊𝒗𝒊𝒕é < 1 000 𝜇𝑆/𝑐: 𝑚𝑖𝑛é𝑟𝑎𝑙𝑖𝑠𝑎𝑡𝑖𝑜𝑛 é𝑙𝑒𝑣é𝑒.

Les directives du Conseil des communautés européennes relatives à la qualité des eaux

destinées à la consommation humaine indiquent pour la conductivité un niveau guide de 2 500

𝜇𝑆/𝑐𝑚 à 20 C°. La réglementation française est plus contraignante puisque la référence de

qualité est comprise entre 180 et 1 000 𝜇𝑆 / 𝑐𝑚 à 20 𝐶°.

Une conductivité de l’eau supérieure à 1500 𝜇𝑠/𝑐𝑚 fait considérer une eau comme

difficilement utilisable dans les zones irriguées.

4) Les Matières en suspension (MES) :

La teneur et la composition minérale et organique des matières en suspension dans les

eaux sont très variables selon les cours d’eau (sables, boues, particules organiques, plancton,

etc..) ; elles sont fonction de la nature des terrains traversés, de la saison, de la pluviométrie,

des travaux, des rejets, etc.

Des teneurs plus élevées peuvent empêcher la pénétration de la lumière, diminuer

l’oxygène dissous, compromettre le développement ichtyologique en créant des déséquilibres

entre les diverses espèces.

Les anciennes directives du Conseil des communautés européennes préconisaient que

les matières en suspension soient absentes dans l’eau destinée à la consommation humaine. Ces

directives, comme la réglementation française, prévoient aujourd’hui des contrôles et des

limites sur le paramètre turbidité.

5) La Turbidité :

La turbidité est liée à la présence de particules organiques diverses, d’argile, de colloïdes

de plancton, etc. elle peut être favorisée par la pluviométrie.

Dans les eaux profondes, la turbidité empêche la propagation de la lumière dont la

6


diminution d’intensité a pour conséquence de limiter et même d’éliminer la végétation. La

plupart des eaux superficielles ont une turbidité importante et leur consommation directe est

impossible. Il faut les clarifier, soit par décantation, soit par addition d’un coagulant, soit par

filtration, soit encore par une combinaison de ces différents procèdes. Il semblerait qu’une

turbidité supérieure à 5 𝑁𝑇𝑈 limiterait la destruction des coliformes même si du chlore résiduel

libre est conservé pendant une heure.

Les normes concernant la turbidité de l’eau potable sont assez différentes et variables.

𝐿’𝑂𝑀𝑆 recommande comme valeur limite 5 𝑢𝑛𝑖𝑡é𝑠 𝑁𝑇𝑈 (Néphélométrie Turbidité Unit) et

précise que dans le cas où l’on pratique la désinfection, il conviendrait que la turbidité soit

inférieure à 1 𝑁𝑇𝑈.

6) L’Oxygène dissous :

La teneur de l’Oxygène dans l’eau est fonction de l’Origine de l’eau : les eaux

superficielles peuvent en contenir des quantités relativement importantes proches de la

saturation ; par contre, les eaux profondes n’en contiennent le plus souvent que quelques

milligrammes par litre.

𝐿’𝑂𝑀𝑆 recommande que les niveaux d’oxygène dissous soient maintenus aussi prés que

possible de la saturation. Aucune valeur guide fondée sur des critères de santé n’est proposée.

5.2.2 Les caractéristiques chimiques :

1) La Dureté totale ou Titre hydrométrique (𝑻𝑯) :

La dureté de l’eau est due à la présence des ions 𝐶𝑎2+ et 𝑀𝑔2+ (dans certains cas aussi

𝐹𝑒2+), qui existent dans la solution sous forme avec sels solubles. Selon la nature des sels que

les ions alcalino-terreux peuvent former avec des ions négatifs présents dans l’eau, on distingue

la dureté temporaire et la dureté permanente.

Plage de valeurs du titre hydrométrique.

Tableau I1 : Les valeurs du titre hydrométrique (Dureté totale).

TH (°F) 0 à 7 7 à 15 15 à 30 30 à 40 +40

Eau Très douce Eaux douce Moyennement

douce

Dure Très dure

7


𝟑

Pour l’eau destinée à la consommation humaine, 𝑙’𝑂𝑀𝑆 ne recommande pas de valeur

mais indique qu’une dureté élevée peut provoquer la formation de dépôts tandis qu’une faible

dureté peut engendrer des problèmes de corrosion. Les directives du Conseil des communautés

européennes et la réglementation française n’indiquent pas de valeurs pour les eaux livrées à la

consommation humaine.

2) L’Alcalinité (𝑻𝑨 − 𝑻𝑨𝑪) :

A l’inverse de l’acidité, l’alcalinité d’une eau correspond à la présence de bases et de

sels d’acides faibles. Dans les eaux naturelles, l’alcalinité résulte le plus généralement à la

présence d’hydrogénocarbonates, carbonates et hydroxydes.

Les valeurs relatives du titre alcalimétrique (TA) et du titre alcalimétrique complet

(TAC) permettent de connaitre les quantités d’hydroxydes, de carbonates ou

d’hydrogénocarbonates alcalins ou alcalinoterreux présents dans l’eau.

Le 𝑻𝑨 permet de mesurer la teneur totale en hydroxydes et seulement la moitié de celle

en carbonates, lorsque ces teneurs sont mesurées en méq /l ou °F, ce qui est traduit par

la formulation :

𝑻= [𝑶𝑯−] + 𝟏/𝟐 [𝑪𝑶−𝟐] 𝒎é𝒒/𝒍 𝑜𝑢 °𝑭

Le 𝑻𝑨𝑪 permet de mesurer les teneurs totales en hydroxydes, en carbonates et en

Hydrogénocarbonates, en 𝑚é𝑞/𝑙 ou °𝐹, soit :

𝑻𝑨= [𝑶𝑯−] + [𝑪𝑶−𝟐] + [𝑯𝑪𝑶−] 𝒎é𝒒/𝒍 𝑜𝑢 °𝑭

3) Le Chlorure :

𝟑 𝟑

Les teneurs en chlorures des eaux sont extrêmement variées et liées principalement à la

nature des terrains traversés. Ainsi, les eaux courantes exemptes de pollution ont une teneur

généralement inférieure à 25 𝑚𝑔/ , mais dans certaines régions, la traversée de marnes salifères

peut conduire à des teneurs exceptionnelles de 1 000 𝑚𝑔/𝐿.

Le gros inconvénient des chlorures est la saveur désagréable qu’ils communiquent à

l’eau à partir de 250 𝑚𝑔/𝐿, surtout lorsqu’il s’agit de chlorure de sodium.

𝐿’𝑂𝑀𝑆 recommande pour la teneur en chlorure dans l’eau destinée à la consommation

humaine une valeur guide de 250 𝑚𝑔/𝐿 pour des considérations gustatives et des risques de

corrosion. La réglementation française a intégré ce paramètre dans les références de qualité

avec comme valeur250 𝑚𝑔/𝐿.

8


4) Les Sulfate :

La concentration en ion sulfate des eaux naturelles est très variable. Dans les terrains ne

contenant pas une proportion importante de sulfates minéraux, elle peut atteindre 30 à

50 𝑚𝑔/𝐿, mais ce chiffre peut être très largement dépassé (jusqu’à 300 𝑚𝑔/𝐿) dans les zones

contenant du gypse ou lorsque le temps de contact avec la roche est élevé.

Pour l’eau destinée à la consommation humaine, en raison de problèmes particuliers

susceptibles d’introduire une gêne pour le consommateur (goût, corrosion),

𝑙’𝑂𝑀𝑆 recommande comme valeur limite 250 𝑚𝑔/l. Les directives du Conseil des

communautés européennes et la réglementation française retiennent cette dernière valeur de

250 𝑚𝑔/𝐿 (𝑆𝑂4). L’organisme est susceptible cependant de supporter des doses plus élevées,

inconvénient majeur autre qu’une action laxative temporaire.

5) Les Nitrates :

La pollution des eaux par les nitrates présente un double risque. Ingérés en trop grande

quantité, les nitrates ont des effets toxiques sur la santé humaine. Par ailleurs, ils contribuent

avec les phosphates à modifier l’équilibre biologique des milieux aquatiques en provoquant

des phénomènes d’eutrophisation.

Au-delà d’un certain seuil de concentration les nitrates présentent donc un risque pour

la santé. Ils ne sont pas toxiques en soit, mais leur conversion en nitrites, par certaines bactéries

présentent dans l’organisme, est très nocive. En effet ceux-ci réagissent avec l’hémoglobine

pour former de la méthémoglobine, qui affecte la capacité du sang à transporter suffisamment

d’oxygène jusqu’aux cellules de l’organisme, surtout chez les nourrissons qui représente une

population à risque. Mais même à faible concentration, ils peuvent également engendrer à long

terme des cancers chez les adultes lorsqu’ils sont associés à certains pesticides avec lesquels ils

forment des composés cancérigènes.

Il existe quatre classes distinctes en fonction de la concentration en nitrates retrouvée

dans l’eau :

Eau de qualité optimale pour être consommée (< 25 𝑚𝑔/𝐿).

Eau de qualité acceptable (𝑑𝑒 25 à 50 𝑚𝑔/𝐿).

Eau non potable nécessitant un traitement (𝑑𝑒 50 à 100 𝑚𝑔/𝐿).

Eau inapte à la production d’eau potable (> 100 𝑚𝑔/𝐿).

9


6) Les Nitrites :

En l’absence de pollution, il n’y a pas ou très peu de nitrites dans les eaux et dans les

zones où l’autoépuration est active ; les teneurs se maintiennent à des niveaux très faibles (de

l’ordre de 0,01 mg/L). En dessous d’un centième de mg/L, les eaux peuvent être considérées

comme pures ou se trouvant sous l’action d’une autoépuration active, en présence de quelques

dixièmes de mg/L la pollution est sensible, celle-ci devient significative au-delà de 1 mg/L.

Les nitrites proviennent soit d’une oxydation incomplète de l’ammoniaque, la

nitrification n’étant pas conduite à son terme, soit d’une réduction des nitrates sous l’influence

d’une action dénitrifiant. Une eau qui renferme des nitrites est à considérer comme suspecte car

lui est souvent associée une détérioration de la qualité microbiologique.

7) La DBO5 (Demande Biochimique en Oxygène) :

Les phénomènes d’autoépuration naturelle dans les eaux superficielles résultent de la

dégradation des charges organiques polluantes, sous l’action de micro-organismes. Il en résulte

une consommation d’oxygène qui s’exprime par la demande biochimique en oxygène ou DBO5.

Le paramètre DBO5 est utilisé pour établir un classement qualitatif des eaux et définir

l’altération du milieu par les matières organiques biodégradables.

Tableau 2 : qualité de la DBO 5 (Demande biochimique en oxygène)

DBO5 Qualité

3 < DBO5 < 5 Bonne

DBO5 > 8 Mauvaise, voire très mauvaise

DBO5 < 3 Très bonne

5 < DBO5 < 8 Moyenne

10



10

Chapitre 2 : Géochimie et bio géochimie

2.1.Définition des cycles biogéochimiques

2.1.1. Nature et constitution :

En principe, un cycle évoque un circuit ferme, l’élément considère devant revenir à l'état initial

après avoir suivi un parcours constitue par les différentes étapes de son histoire.

Dans le cas qui nous préoccupe ici, cela à un sens si l’on envisage le fonctionnement global du

système terre, donc si l’on s’intéresse au bilan, aux transferts et aux stocks d’éléments àtoutes les

échelles de temps et d’espace ; c’est ce que l’on désigne alors par le terme cycle global. En réalité,

des lors que l’on prend en compte de petites échelles de temps et des espaces territoriaux plus

restreints, les cycles étudies sont toujours partiellement ouverts en sorte qu’on ne boucle

pratiquement jamais. Il est clair en effet que certains éléments peuvent être soustraits, car stockes à

long terme, et échapper de la sorte pendant fort longtemps au cycle complet les caractérisant. Aussi,

ce qu’on étudie souvent, ce sont des parties de cycle de nature et de durée variées (sous-cycle ; para

cycle ; phase. . .), plus ou moins autonomes qui, à certains moments de l’évolution, peuvent être

reliées entre elles au sein du système géochimique général.

– Le sous-cycle géochimique, qui correspond à l’ouverture des cycles précédents

D’un cote vers l’atmosphère avec les rejets atmosphériques et la fixation symbiotique ou non de

d’azote, et de l’autre vers les eaux de surface et les nappes phréatiques par suite des pertes par

drainage au-delà de la zone radiculaire.

Le plus actif des trois est le sous-cycle biologique. En bio géochimie, et notamment en agrochimie,

on le désigne aussi quelquefois sous le nom de cycleInterne, car il correspond à la circulation en

permanence des éléments minéraux (En provenance des sols et des roches) vers les êtres vivants

(micro-organismes et végétaux notamment), puis âpres la mort de ces derniers au sein des matières

organiques inertes qui s’accumulent à la surface des sols (litières rhizosphère) avant d’être

minéralisées à leur tour (on parle quelquefois de reminéralisassions) et de constituer des lors des

nutriments pour les êtres vivants. dans ce cas, la notion de recyclage prend tout son sens (turn-

over), celui-ci pouvant se faire – de manière continue ou discontinue – à des vitesses très variées

suivant les milieux, mais qui correspondent généralement a des pas de temps relativement courts,

donc se situant à l’échelle humaine. Et c’est dans ce cadre qu’il semble nécessaire de se pencher

brièvement sur le problème des relations entre cycles biogéochimiques et anthropisation.

Les Cycles biogéochimiques et anthropisation

Les cycles biogéochimiques des différents éléments fonctionnent dans la nature à leur manière

suivant les caractéristiques chimiques propres à chaque élément et selon le rôle que ceux-ci jouent

au cours du développement de la biosphère.


11

Il en a été ainsi jusqu’à l’apparition de l’homme qui, du fait de son activité dans les terres émergées

(agriculture, industrie, urbanisme, voies de communication),a contribué à perturber – souvent sans

s’en rendre compte dans les premières phases – les écosystèmes et les cycles ; ceci, de façon de plus

en plus marquée avec le temps, surtout depuis les années 1850, jusqu’à aboutir à des nuisances

majeures (certaines étant à dimension planétaire), toujours inquiétantes et quelquefois même

irréversibles. Ces changements environnementaux résultent d’un cote de l’augmentation de ses

capacités technologiques (développement industriel et urbain, fabrication de nouveaux composés,

intensification de la production végétale, concentration de l’élevage dans certaines régions,. . .)

Et d’un autre de la nécessite de leur mise en œuvre du fait de l’accroissement sans précédent

de la pression démographique qui impose au monde d’assurer une production de biomasse de plus

en plus élevée. C’est ainsi, entre autres, que l’homme a été amené :

–A remettre en circuit du carbone provenant des combustibles fossiles (qui était jusque-là soustrait)

et à libérer de grandes quantités de CO2 ne provenant pas de la biomasse ; sans oublier le carbone

émis dans l’atmosphère à la suite des opérations de déboisement, puis du labourage répétitif des

terres à des fins agricoles, et ce depuis le néolithique ;

– A perturbé le cycle de l’azote en fabriquant, puis en utilisant des engrais azotés et en accentuant

dans les régions tempérées et tropicales de la planète, les problèmes d’acidification des terres ;

– A contribuer à la salinisation des sols dans les régions arides sous l’influence d’une irrigation

régulière des cultures ;

– A modifier la redistribution de divers éléments (phosphore, potassium, chlore) ou composés que

l’on a introduit dans le circuit agronomique pour compenser les exportations par les récoltes ;

– A provoquer la dissémination de nombreux métaux en relation avec le développement de la

métallurgie et de l’agronomie (cuivre, zinc, nickel, Étain, plomb, mercure) ou encore des molécules

biocides de synthèse utilisées dans les traitements phytosanitaires ;

– A mettre en circulation des radionucléides a longue durée de vie en rapport avec l’utilisation de

l’énergie nucléaire ;

– A produire de grandes quantités de déchets (industriels, agricoles et urbains) qu’il s’agit

maintenant de résorber. . .

Il s’en suit l’émergence de problèmes en relation avec la modification des systèmes écologiques et

la détérioration des cycles biogéochimiques, tels l’effet de serres (additionnelles), l’eutrophisation

des eaux, l’acidification ou la salinisation des sols, les dépérissements forestiers (pluies acides), les

phénomènes de pollution . . ., avec des conséquences qui sont loin d’être négligeables pour les

sociétés au plan de l’avenir de l’humanité, dans les domaines de l’alimentation et de la sante

notamment. Ceci étant, la solution à notre époque n’est pas de bloquer toute nouvelle activité

humaine en raison de l’intense pression démographique actuelle, mais de relever le défi majeur que

constituent, de nos jours, la préservation du capital naturel et la qualité de la vie sur la planète. Et

c’est là qu’entrent en jeu, notamment, les cycles biogéochimiques qui permettent de raisonner les


12

interventions humaines, afin que ces dernières soient les plus profitables possible tout en étant les

moins néfastes, suivant la conception que l’on a de ce qu’on appelle à l’heure actuelle:

*le développement durable* qui fait appel, notamment, aux mécanismes biologiques impliques

dans les systèmesagricoles (culture et élevage).

Deux exemples pris en zone terrestre peuvent illustrer brièvement l’intérêt d’une bonne

connaissance des cycles biogéochimiques des milieux affectes par l’activité anthropique ; ils seront

d’ailleurs repris ultérieurement sous une autre forme dans le corps du rapport :

– le premier a trait à la fertilisation des terres de culture, et notamment à la fertilisation azotée ;

– le second concerne le dépérissement récent des forets, du au phénomène Connu sous le nom de ≪

Pluies acides ≫.

2.1.2Changements de la structure et du fonctionnement des écosystèmes

En 2000, les systèmes de cultures couvrent 25% de la surface terrestre

En couleur marron, les territoires où 30% des espaces sont cultivées : cultures et aquaculture

terrestres

20% des récifs coralliens sont perdus ou dégradés durant les dernières décennies

35% des mangroves ont été perdus durant les dernières décennies

La quantité d’eau des barrages a quadruplé depuis 1960

Le retrait d’eau des rivières et des lacs a doublé depuis 1960

L’écoulement continental retenu dans les réservoirs est 3-6 fois plus important que celui des

rivières naturelles

Les grands réservoirs totalisent ~65% du volume global.

a. Tendance schématique des débits de rivières à l’embouchure

La diminution des débits de rivières diminue le flux de nutriments et de sédiments, ce qui entraîne

d’énormes impacts non seulement sur la zone côtière locale (delta du Nile) mais s’étend sur

l’hydrodynamique et la pêche en Méditerranée et même en Atlantique (Figure .2)


13

Figure 2 : Réduction des décharges à la zone côtière (diminution des débits naturels)

b.Tendance des flux d’eau (m3/s) et de sédiment dans le fleuve Colorado (1910-1960) après

La construction du barrage Hoover en 1936

Figure 3 : flux annuel en eau et de sédiment (en haut : eau, en bas sédiment)

Le changement du Colorado après la rétention des eaux dans le barrage du Hoover est l’une des

plus dramatiques modifications des systèmes de rivières.

2.1.3. Changements des cycles hydro-biogéochimiques

Depuis 1960 :

Le flux d’azote bio disponible d’écosystèmes terrestres a doublé

Le flux du phosphore a triplé

Plus de 50% de l’azote synthétique fertilisant a été utilisé depuis 1985

60% de l’augmentation de [CO2] atmosphérique depuis 1750 s’est fait à partir de

1960


14

L’Homme produit des quantités d’azote bio disponible autant que toute source naturelle, ce qui

conduit à une augmentation de 65% à l’horizon 2050(voir Fig. 4)

Figure 4 :Production mondiale d’azote par les activées anthropiques.

a. Flux global des rivières en azote d'après (Green et al, 2003)

• Le flux global de l’azote a plus que triplé (3 fois)

• Sur le plan régional, le flux a augmenté de 10 fois

• L’Agriculture & l’urbanisation sont les sources majeures d’azote

b.Flux en nutriments :

Dans la zone tempérée : (Amérique du Nord, Europe, Chine) Correspond à 27,5% en surface

terrestre mais contribue à 52% au flux du P-PO43- et 6% au flux de l’azote inorganique aux océans

Les régions arides+ les régions humides tropicales + le subarctique correspondent à 51% en surface

terrestre mais contribue seulement à 30% du flux du P-PO43- et 21,3% au flux de l’azote

inorganique aux océans Ordre des valeurs de flux

Les rivières les plus polluées représentant seulement 5% de décharge hydrique, contribuent

cependant à un flux de :

32% pour les NO3-

48% l’NH4+

54% de PO43-


15

c.Tendance des nitrates dans les principales rivières mondiales :

De 1960 à 1990 les nitrates ont au moins doublé dans la plupart des grandes rivières. Les teneurs

maximales sont aussi observées dans les petits bassins versants exposées à l’usage de fertilisants

agricoles (Fig.5) :

Exemple la Seybouse (Algérie) ≈ Seine (France)2002 : 4,5 mg N/l 2006 : 6,5 mg N/l

Figure 5 : Tendance d'azote nitrique dans les principales rivières mondiales.

2.2Irrigation, barrages & eutrophisation :

2.2.1 La rétention du silicium

L’irrigation consomme actuellement près de 4 000 km3/an (= 5% de l’écoulement mondial,

Shiklomanov, 1998)

La rétention des nutriments par les barrages tels que le silicium combinée avec l’augmentation des

flux en N et en P durant les 50 dernières années a généré des changements majeurs du rapport N :

P : Si dans les eaux de rivières introduites au littoral.

Il s’ensuit des dystrophies comme pour les côtes adjacentes au Danube et au Mississippi (la

Seybouse n’échappe pas à ce constat, comme on le verra plus ultérieurement au dernier chapitre)

Mississipi Seybouse

1900 2000 2007

Sin (g/g) 48 0.9 0.5


16

2.3 Cycles hydro biogéochimiques :

2.3.1 Le Cycle de l'azote

2.3.1.1. Les formes de l’azote présentes dans le sol

Dans le sol l’azote peut se présenter sous des états très variables, sous forme organique ou minérale.

L’azote organique du sol comprend :

- les résidus de culture

- l’azote organique de la biomasse microbienne

- l’azote organique de l’humus.

Les différentes formes chimiques de l’azote correspondent à des états d’oxydation différents (Figure

1). Le va-et-vient entre les formes minérales et organiques, et au sein des formes minérales, entre

les différents niveaux d’oxydation de l’azote est appelécycle de l’azote.

Figure6 :Les différents états d’oxydation de l’azote.


17

a. Les processus biogéochimiques de transformation de l’azote dans le sol

Figure 7 :Schéma du cycle de l’azote dans les sols (d’après Recous et al. 1997).

b. La minéralisation et l’immobilisation

· La minéralisation correspond à la transformation de l’azote organique en azote minéral

sous forme ammonium (NH4+) puis de nitrates sous l’action de micro-organismes du sol.

· La nitrificationcorrespond à l’oxydation biologique par des bactéries de l’azote

ammoniacal (NH4+, NH3) en nitrate (NO3

-). Cette transformation est réalisée par deux familles de

bactéries présentes dans les sols : Nitrosomonas pour la transformation de NH4+ en NO2

-, puis

Nitrobacter pour la transformation deNO2- en NO3

-.

· L’immobilisation ou organisationcorrespond à la transformation de l’azote minéral enazote

organique. Elle est réalisée par l’assimilation d’azote par les micro-organismes du sol :durant la

décomposition, une partie du carbone et de l’azote est assimilée dans les tissus desmicro-

organismes et une partie est transformée en substance humique.Les processus de minéralisation

dépendent de :

- La composition du substrat organique et en particulier du rapport C/N,

- Des conditions de température, de pH et d’humidité du milieu

La minéralisation est d’autant plus forte que les apports d’azote sont importants et que l’activité

biologique est importante. Elle est maximale au printemps et à l’automne lorsque les températures

sont douces et le sol humide.

c. La volatilisation

Ce processus correspond au passage de l’azote ammoniacal (NH4+) sous forme gazeuse (NH3).

d. La dénitrification


18

· La dénitrification désigne la réduction de l’azote nitrique (NO3-) en azote gazeux (N2O, N2). La

dénitrification peut être biologique ou chimique. La dénitrification biologique fait intervenir

denombreuses espèces de bactéries dont Pseudomonas agrobacterium : l’ion nitrate est utilisé

comme accepteur final d’électrons à la place de l’oxygène pour la respiration. La

dénitrificationconduit principalement à la libération de l’azote gazeux N2 selon la réaction :

Les conditions nécessaires à la dénitrification sont :

- La présence de nitrate,

- Un milieu anaérobie ou avec peu d’oxygène

- La présence de bactéries dénitrifiantes

- La présence de donneurs d’électrons

Les électrons proviennent de l’oxydation de la matière organique ou d’un composé minéral, ce qui

conduit à définir 2 types de Dénitrifications :

· La dénitrification est hétérotrophe

Lorsque les bactéries responsables de l’oxydation de lamatière organique utilisent le carbone

organique comme source d’électrons. La dénitrification hétérotrophe est optimale dans un milieu

appauvri en oxygène, avec une température relativement élevée, quand la matière organique,

donneur d’électrons, et les bactéries dénitrifiantes sont présentes. Ces conditions sont généralement

réunies dans les trente premiers centimètres des sols des zones de bas de versant : la présence d’un

engorgement permanent ou de longue durée induit des conditions d’anoxie. La dénitrification est

plus active en été où la température est favorable.

· La dénitrification est autotrophe

Lorsque les bactéries utilisent des composés minéraux, tels que la pyrite (sulfure de fer

FeS2) comme source d’électrons. La dénitrification autotrophe a lieu dans les aquifères où la pyrite

est présente (Pauwels et al., 1998).

2.3.1.2 Les flux et stock d’azote dans le sol

a. Les entrées d’azote

1. Les apports atmosphériques :

- La Pluie

-La Fixation symbiotique d’azote atmosphérique par les espèces légumineuses : elle

varie de quelques dizaines à quelques centaines de kg.an-1, selon les conditions

pédoclimatiques.


19

2. La fertilisation :

-La fertilisation minérale sous forme d’ammonium, de nitrate et d’urée

- La fertilisation organique (pâturage, épandage)

- résidus de culture

b. Les sorties d’azote

Les flux sortant sont :

- la volatilisation : jusqu’à 50% de l’azote ammoniacal est volatilisé lors des épandages de

déjections animales, et jusqu’à 30 % de l’azote des engrais minéraux. Mais une grande partie

retombe à quelques centaines de mètres.

- l’absorption par les plantes : l’azote est un élément indispensable pour la croissance des

végétaux. Les plantes sont capables d’absorber l’ammonium (NH4+) et le nitrate (NO3

-).

Le prélèvement d’azote est un processus saisonnier pour la plupart des végétaux, maximal pendant

la période de croissance des cultures.

- la dénitrification : 5 à 15 kg N.ha-1.an-1 sont dénitrifiés dans les sols aérés, et jusqu’à 500

kg N.ha-1.an-1 dans les zones humides. Si la réaction n’est pas menée à son terme, elle peut conduire

à la libération de N2O (oxyde d’azote), gaz polluant, en proportion variable.


20

2.3.2 Le Cycle du phosphore

2.3.2Le Cycle global du phosphore

La lithosphère est la source ultime de tout le phosphore de la biosphère. Bien que l’apatite soit l’un

des minéraux primaires les plus facilement altérés, le phosphore est parmi les minéraux les moins

bio-disponibles. Ceci est dû au fait que les formes du phosphore dans la biosphère (formes ioniques

différentes suivant le pH : H2PO4, HPO4−, PO4

2−; complexes minéraux, dits occlus : Al-P, Fe-P, Ca-

P, Si-P ; et P organique) sont faiblement solubles, immobiles ou rendues inaccessibles pour d’autres

raisons. En conséquence, le phosphore est en quantité suffisante dans les sols jeunes, arides et

neutres, mais est souvent colimitant (avec l’azote) pour la production des plantes et des animaux sur

les surfaces anciennes et fortement altérées, comme celles qui dominent en Afrique et en Amérique

tropicales et en Australie. Comme le NH4+ et le NO3− sont plus facilement lessives que le

phosphate, les écosystèmes d’eaux douces et côtiers sont typiquement plus sensibles aux

augmentations de phosphore que d’azote, faisant du phosphore le principal responsable de

l’eutrophisation dans les lacs et les estuaires. Il est transporté principalement sous forme de

particules de sol, plutôt qu’en solution.

La disponibilité du phosphore dans les paysages ou il est rare est largement stimulée par les

processus biologiques. Des champignons symbiotiques spécialisés tels les mycorrhizes, transfèrent

le P de formes inaccessibles vers la plante et aident à maintenir son cycle ferme (avec des pertes

minimales). Il y a une évidence empirique qu’une faible disponibilité du phosphore limite la

fixation d’azote contribuant à la colimitation notée ci-dessus. Le mécanisme de cette contrainte

reste encore mal élucide.

Le cycle contemporain du phosphore n’est pas en équilibre, à l’inverse du cycle historique (figure

7).

Ce diagramme schématise les principaux éléments du cycle du phosphore. Les compartiments sont

en TgP, les flux en TgP par an et les temps de renouvellement (entre crochets) en années. Les

flèches pointillées sont des flux entièrement ou partiellement d’origine humaine. En milieu terrestre,

le phosphore qui s’accumule dans les sols, en raison de l’utilisation des engrais, est en partie lessive

Vers les rivières, les lacs et les eaux côtières, ou il constitue le principal facteur de l’eutrophisation.

Données de Reeburgh (1997) et Carpenter et al. (1999).

En raison des forts apports de phosphore depuis la lithosphère, principalement par l’extraction

minière mais aussi par l’accélération de l’altération, le phosphore s’accumule dans les écosystèmes

terrestres dans les mondes développés et sous-développés (avec quelques exceptions notables dans

l’Afrique subsaharienne).

Le principal mécanisme par lequel il passe des milieux terrestres aux milieux d’eaux douces est

l’érosion du sol. Le phosphore des milieux agricoles est le principal facteur de l’eutrophisation.

Celui provenant de sources ponctuelles comme les effluents des stations d’épuration et les déchets


21

industriels, comprenant les détergents phosphates, apporte une contribution limitée globalement,

même si elle peut être importante localement (Bennett et al., 2001). En raison d’une forte

accumulation de phosphore dans les terres, et de la lenteur de processus de libération impossibles à

arrêter, ce problème est promis à croitre et s’étendre de façon substantielle dans les prochaines

décennies.

Figure 8: Cycle du phosphore.

2.3.2.1Le rôle du phosphore

Le phosphore (P) est le 11ème élément le plus abondant sur Terre. Il est indispensable car il entre

dans la composition de toutes les cellules des organismes vivants.

a- Chez les organismes vivants,

Le matériel génétique est constitué par les acides nucléiques (ADN et ARN) qui contiennent du

phosphore. Cet élément est également impliqué dans les processus énergétiques (formation et

dégradation du glycogène des muscles, synthèse des protéines). Les dents et les os en contiennent

beaucoup sous forme de phosphate de calcium. Le phosphore est également impliqué dans la

régulation d‘équilibres biologiques internes : une insuffisance de cet élément dans l’alimentation

animale peut conduire à des troubles graves tels que l’infécondité ou une moindre résistance à

certaines maladies.


22

b- Chez les plantes,

Le phosphore intervient en tant qu’élément nutritif indispensable à un grand nombre de processus

biochimiques (respiration, photosynthèse). Le phosphore favorise le développement des racines et

l’accroissement de la masse des radicelles, permettant une alimentation suffisante et une croissance

rapide, donc un développement précoce des plantes. Le phosphore joue aussi un rôle sur la

résistance des tissus végétaux. A la différence de l’azote qui intervient dans la production de

biomasse, le phosphore agit sur la qualité et la précocité.

2.3.2.2.Le cycle du phosphore à l’échelle du globe

Le cycle naturel du phosphore est caractérisé, parmi les cycles biogéochimiques majeurs, par les

points suivants :

- Le phosphore reste et s’accumule dans l’écosystème terrestre ;

- Il ne possède pas de phase gazeuse, du moins en quantité significative ;

- Comme ce cycle s’effectue principalement au sein de l’écosystème terrestre, ou entre les

continents et les océans, il est qualifié de sédimentaire ;

- Le passage du phosphore d’un compartiment à un autre n’est pas en première approche

contrôlé par des réactions microbiennes comme dans le cas de l’azote par exemple ;

- Il met en jeu des quantités modérées au regard des stocks Ces particularités ont une très

grande importance et expliquent que les échanges de phosphore entre les écosystèmes terrestres et

océaniques sont des processus naturels extrêmement lents. C’est pourquoi la gestion de cet élément

et ses conséquences environnementales doivent être distinguées de l’azote.

A l’état naturel, le phosphore se trouve sur Terre dans 5 sources primaires :

- les roches,

- Le sol,

- La biosphère,

- Les eaux continentales (dont les sédiments),

- Les eaux océaniques (dont les sédiments).

Le phosphore du sol, en l’absence d’apport anthropique, provient de l’altération des roches et

notamment de la dissolution de l’apatite (Figure 8).


23

Figure 9 : Cycle planétaire du phosphore avant l’intervention de l’Homme (Lemercier B., 2003)

Ce cycle naturel est modifié sous l’action de l’Homme (Figure 10). En effet, depuis le milieu

duXIXème siècle, des gisements de phosphore sont exploités pour satisfaire les besoins industriels

et agricoles. Les grands gisements se trouvent notamment aux Etats-Unis, en Russie, en Tunisie, au

Maroc et en Afrique du Sud. L'agriculture consomme de 95 à 97 % de la production mondiale de

phosphates. Leur exploitation a pour effet de :

- Mettre en jeu des quantités beaucoup plus grande de phosphore dans la biosphère et dans les sols,

et donc vers les eaux ;

- Créer des déséquilibres entre les différentes régions du monde par des échanges commerciaux

internationaux : certaines zones sont en situation d’excédents alors que d’autres sont déficitaires.

De plus, la mise en culture des sols accélère les transferts de phosphore par érosion et ruissellement

vers les milieux aquatiques.


24

Figure 10 : Le cycle du phosphore après intervention de l’Homme (Lemercier B., 2003)

_ Ainsi, le cycle du phosphore anthropisé peut se résumer à un transfert de masse régi par des

processus hydrologiques, depuis les gisements sédimentaires continentaux vers le sol puis les

sédiments marins in fine. De ce point de vue, et à l’inverse de l’azote, le phosphore peut être

considéré comme une source non renouvelable à l’échelle de temps humaine.

2.3.2.3.Les sources anthropiques de phosphore

Les sources anthropiques de phosphore sont partagées entre le secteur urbain, industriel et agricole.

Ces sources peuvent être diffuses ou ponctuelles (Tableau 6).

Tableau 6 : Inventaire des principales origines ponctuelles et diffuses du phosphore (d’après

Dorioz, dans C.O.R.P.E.N., 1998)


25

D’après Pellerin et al. (2003), en 2000, environ 71 000 tonnes de phosphore ont été rejetées dans le

réseau hydrographique de France, dont :

- 50% d’origine Agricole,

- 30% d’origine urbaine et

- 20% d’origine industrielle.

Cependant, l’équipement de stations de plus en plus nombreuses en procédés de déphosphatation,

l’amélioration des rendements des méthodes de déphosphatation et l’utilisation de détergents de

moins en moins phosphatés contribuent à diminuer dans les eaux la part du phosphore urbain et

industriel au profit du phosphore d’origine agricole. Dans des bassins versants comme ceux de

Bretagne, le phosphore des sols constitue la part principale du phosphore allant vers le réseau

hydrographique (Figure 11), à la différence d'autres régions où la part du phosphore métabolique

humain et issu des détergents est dominante.

Figure11 : Cycle du phosphore dans l’écosystème “Bretagne” en 2000 (D’après Aurousseau P.,

2001 ; corrigé en 2005 relativement à l’exportation du P par les cultures, à l’excédent du bilan et au

stockage dans le sol)

a. Le phosphore d’origine agricole

Les rejets de phosphore d’origine agricole sont moins bien connus que les rejets urbains et

industriels pour plusieurs raisons :


26

- La croissance extrêmement rapide de la production agricole s’est faite surtout ces 40

dernières années. Le problème est donc relativement récent.

- La dispersion de l’activité agricole sur un vaste territoire donne un caractère diffus à ces

rejets. Ils sont donc moins perceptibles directement. Des mécanismes d’épuration en limitent les

effets.

- La mesure de ces rejets est difficile car à l’inverse des rejets industriels et urbains collectés

et centralisés, il ne suffit pas d’effectuer des mesures ponctuelles pour les quantifier.

- Les caractéristiques des transferts d’azotes et de phosphore (flux, concentration, vitesse,

formes, etc.) varient en fonction de diverses variables du milieu comme la pluie, la température,

l’humidité, au contraire des rejets industriels et urbains qui sont relativement constants. Ainsi, les

rejets d’origine agricole sont insuffisamment connus alors qu’ils représentent une part croissante

des apports.

-Alors que les rejets domestiques sont souvent mentionnés à l’échelle nationale comme la

source principale de phosphore, l’importance de l’activité agricole et son orientation vers les

productions animales favorisent des rejets agricoles plus abondants (Cann et al. 1999).

Répartition des rejets de phosphore selon les productions animales

Selon une étude francaise , Au niveau de répartition , les bovins contribuent au deux tiers des rejets,

suivis des porcins et des volailles. En Bretagne c’est le contraire ; la contribution des porcins et des

volailles est nettement plus importante (Figure 12).

Exemple

Figure 12 : Estimation de la répartition du phosphore desdéjections animales produites

annuellement enFrance dont le total représente près de 310 000tonnes de P (d’après Guegin, 1996

in CORPEN, 1998) Estimation de la répartition du phosphore desdéjections animales produites

annuellement en 2000 dont le total représente près de 62700 tonnes de P (d’aprèsGiovanni, 2002)


27

La part du phosphore minéral dans les apports sur les sols diminue régulièrement et assez fortement

depuis plusieurs années grâce à un changement des pratiques agricoles et à une modification des

engrais composés binaires ou tertiaire proposés par l’industrie (Aurousseau, 2001). La

consommation d’engrais minéraux phosphatés a diminué plus que dans l’ensemble de la France : de

35 kg de P/ha en 1980, la consommation bretonne est passée à 14 kg de P/ha en 1997 (Cann et al.,

1999).

Cependant, dans les zones à forte densité d’élevage (Pays-Bas, Danemark, Nord de l’Italie) et le

nord-ouest de la France, l’augmentation de la production animale et donc des déjections chargées en

phosphore a fortement fait augmenter les entrées de phosphore dans la région ; alors même que des

mesures étaient prises pour réduire l’utilisation d’engrais minéraux.

2.3.2.4.Le phosphore dans les sols

· Le phosphore est de nature organique et inorganique

a- Le phosphore inorganique (minéral), est associé à des composés amorphes ou cristallins

d'aluminium et de fer dans les sols acides et à des composés du calcium dans les sols

alcalins. La solubilité et la biodisponibilité du phosphore minéral ou sa rétention par la

phase solide sont régies par les lois des équilibres chimiques, qui varient notamment avec le

pH.

b- Le phosphore organique, est associé à la matière organique du sol. Il doit, le plus souvent,

être minéralisé avant d’être utilisé par les plantes et les micro-organismes.

· Il existe à l’état soluble et à l’état particulaire (Figure 12).

Qu’il soit à l’état soluble ou particulaire, le phosphore peut être de nature minéral et organique.

Le phosphore minéral représente une fraction plus mobile et plus abondante que le

phosphoreorganique (Despreaux, 1990). Il y a donc deux états :

Le phosphore soluble (P-soluble)

Le phosphore particulaire

Le transfert de phosphore par ruissellement se fait majoritairement sous forme particulaire.

Remarque : Le phosphore particulaire se présente soit sous forme associée à des particules

minérales, organiques ou organo-minérales, soit il se présente lui-même sous formes de composés

minéraux cristallisés. Une partie de ce phosphore particulaire se retrouve dans le P assimilable et

une autre partie dans le P inassimilable

· Le phosphore du sol se mesure sous 3 formes différentes :

1. Le phosphore total regroupe toutes les formes du phosphore présentes dans le sol.

2. Le phosphore assimilable ou biodisponible correspond au phosphore directement

assimilable par les plantes. Il se présente à la fois sous forme soluble et particulaire. Il se


28

0mesure en P2O5, soit par la méthode Dyer dans les sols acides, soit par la méthode Joret-

Hebert dans les sols calcaires. Depuis quelques années, une autre méthode est utilisée et

tend progressivement à se développer : il s'agit deLa méthode Olsen. on parle de P2O5

Dyer, en référence à la méthode la plus souvent utilisée.

3. Le phosphore soluble, présent dans la solution du sol.

Comportement du phosphore dans les sols

Dans les sols, le phosphore est associé aux particules de sols (phosphore particulaire). Il est aussi

présent sous forme soluble (phosphore soluble) dans la solution du sol en faible quantité.

Les mécanismes d’échanges de phosphore entre la phase solide et la solution sont nombreux.

Ces mécanismes d’échanges sont (Vanden Bossche, 2003) :

- L’adsorption

- La désorption

- La précipitation

- La dissolution

La solubilité du phosphore dans un sol est sous le contrôle de nombreux mécanismes physico-

chimiques et biologiques. Les mécanismes majeurs impliqués dans la régulation de la solubilité sont

les réactions de complexation avec des oxyhydroxydes de fer et d’aluminium notamment, la

diffusion intra particulaire, les réactions de précipitation, dissolution et minéralisation et

immobilisation par la biomasse microbienne. Les principaux constituants du sol responsables du

maintien de la concentration en phosphore dissous sont les argiles minéralogiques, les oxydes et

hydroxydes de fer et d’aluminium, le carbonate de calcium et la matière organique (Vinatier, 2004).

Les propriétés physico-chimiques du sol, ainsi que les mécanismes liés au fonctionnement des

racines et à l’activité de la biomasse microbienne, jouent un rôle important dans les processus

d’échanges entre la phase solide et la solution (Morel, 2002).

2.3.2.5.Le phosphore dans l’eau

Formes du phosphore dans l’eau

La diversité des formes du phosphore dans les eaux est telle qu’elle a donné lieu à une distinction

simplifiée entre phosphore soluble et phosphore particulaire (Dorioz, 1997).

1.Le phosphore est dit soluble (P-soluble) quand il n’est pas retenu par un filtre dont les pores ont

une taille de 0,45 μm. Pour l’essentiel, le phosphore soluble est constitué d’ions phosphates ou

ortho phosphates qui sont assimilables par les végétaux et qui, dans le réseau hydrographique,

interviennent directement dans l’eutrophisation des eaux. Le phosphore soluble est aussi présent

dans la solution du sol mais en faible quantité.


29

2.Le phosphore particulaire (> 0.45 μm) regroupe toutes les formes de phosphore, minérales ou

organiques, liées aux minéraux, à des débris divers ou incorporées dans les organismes. Le transfert

de phosphore par ruissellement se fait majoritairement sous forme particulaire.

(1) Phosphore particulaire fixe, immobile (2) Phosphore particulaire mobilisable

Figure13 :Répartition du phosphore total. Chaque fraction contient du phosphore minéral et dans

une moindre part du phosphore organique.

2.3.2.6Comportement du phosphore dans l’eau

Dans les eaux, différents processus de transformation du phosphore soluble et particulaire s’opèrent

a. Dans les eaux douces

_ Le phosphore soluble peut être considéré comme totalement assimilable ou bio-utilisable,

directement ou après action enzymatique, ce qui ne signifie pas qu’il soit consommé par les

végétaux. L’assimilation est en effet plus ou moins forte selon l’intensité de l’activité biologique

(optimum : printemps, été).

_ Le phosphore soluble peut aussi être adsorbé par les particules en suspension, ou précipité, puis

sédimenté, ce qui finalement contribue à enrichir les sédiments profonds.

_ Une désorption notable de phosphore soluble à partir de ces sédiments apparaît lorsque des

conditions anaérobies s‘établissent à l’interface eau/sédiments et provoquent une réduction du fer et

donc une libération du phosphore qui lui était associé.

_ Le phosphore particulaire peut soit interagir avec du phytoplancton pour être assimilé,

soit sédimenter (Dorioz, 1997).

_ Dans le réseau hydrographique, la désorption du phosphore s’opère à l’occasion des crues sous

l’effet, en particulier, de la remise en suspension de particules solides.


30

b. Dans les eaux de ruissellement

La désorption du phosphore s’opère à l’occasion des épisodes pluvieux sous l’effet, en particulier,

de la remise en suspension de particules de sol.

c. Dans les eaux marines

En milieu estuarien et marin, l’ion orthophosphate constitue l’essentiel de la forme minérale

dissoute qui sera directement assimilée par le phytoplancton et les macro-algues. Les formes

organiques dissoutes (acides nucléiques, phospholipides…) sont quant à elles minoritaires dans

cette phase soluble.

Le phosphore parvient aussi au milieu marin sous différentes formes particulaires qui sont

essentiellement (Andrieux, 1997) :

- Le phosphore organique présent dans les débris végétaux ou animaux,

- Les formes de phosphore adsorbées à la surface de particules minérales,

- Les formes minéralogiques et occluses dans des matrices de minéraux.

Le phosphore qui circule dans les eaux douces sous forme particulaire flocule et sédimente pour

l’essentiel à son arrivée en milieu marin. Une part du phosphore en solution peut lui aussi

sédimenter suite à une précipitation consécutive à l’augmentation de la force ionique. On peut

considérer que le phosphore organique particulaire est utilisable, après minéralisation, par les

végétaux marins ; le phosphore adsorbé sur des oxydes métalliques de fer ou d’aluminium pourra

être libéré, sous certaines conditions physico-chimiques régnant par exemple dans des sédiments

anoxiques. Par contre le phosphore contenu dans des minéraux comme l’apatite n’est pas

biodisponible pour les végétaux marins (Guillaud J.F. Ifremer, comm. Pers.).

2.3.2.7Les formes d’apports de phosphore sur les sols

Le phosphore apporté sur les sols, qu’il soit d’origine animale ou minérale, contient une part soluble

relativement importante (surtout le superphosphate, engrais minéral). Compte tenu de sa solubilité,

le risque de transfert est particulièrement important s’il n’est pas enfoui et que se produit un

événement pluvieux important. Comme pour tous les apports de surface, le risque de transfert, pour

des formes aussi solubles, est d’autant plus grand qu’il reste longtemps à la surface du sol.

Le phosphore des déjections animales

Aujourd’hui, les déjections animales sont la principale source de phosphore apportées aux sols. La

contribution des productions animales hors sol (porcs et volailles) est la plus importante (Tableau

7).


31

Tableau 7 : Estimation de la production annuelle de phosphore d’origine animale en 2000 (d’après

Giovanni, 2002)

Le phosphore des engrais minéraux

Le “superphosphate” est une forme d’apport d’engrais minéraux phosphatés très soluble. ,la part du

phosphore minéral dans les apports sur les sols diminue régulièrement et assez fortement depuis

plusieurs années grâce à un changement des pratiques agricoles et à une modification de la

composition des engrais composés binaires ou tertiaires proposés par l’industrie des engrais

(Aurousseau, 2001).

D’après Cann et al. (1999), la consommation d’engrais minéraux phosphatés a diminué plus que

dans l’ensemble de la France : de 35 kg de P/ha en 1980, la consommation bretonne est passée à 14

kg de P/ha en 1997.

_ Cette diversité des formes du phosphore et la complexité du cycle géochimique rendent très

difficile l’approche des quantités et des formes sous lesquelles le phosphore pourra être transféré du

bassin versant vers le réseau hydrographique.(Figure14)


32

Figure 14: Les processus de transfert du phosphore dans le bassin versant

2.3.2.8Transfert du phosphore principalement pendant les crues

Le taux de phosphore transféré au cours d’eau sous forme particulaire est largement majoritaire par

rapport au taux de phosphore transféré sous forme soluble et a lieu principalement au cours des

crues (Figure 14).

Figure 15 : Exemple de variation des concentrations en phosphore dans l’eau pendant une crue(la

crue des 25-26 mai 1998 sur le Coët-Dan), Cann et al., 1999.


33

Au début des crues, lorsque le débit augmente, les concentrations en phosphore total croissent très

rapidement. Le phosphore soluble réactif (phosphore disponible pour les plantes, ion phosphate)

augmente très nettement mais dans de moindres proportions et de manière moins rapide que le

phosphore total. C’est donc sous une autre forme (majoritairement particulaire) qu’arrive l’essentiel

du phosphore en crue, spécialement au début de crue. L’augmentation de concentration en

phosphore total accompagne l’augmentation brutale et brève de la teneur des eaux en matières en

suspensions (MES).

Le maximum des concentrations s’observe souvent avant que le débit maximum soit atteint. La

concentration en phosphore change ainsi d’ordre de grandeur : la concentration est couramment

multipliée par 20 en moins d’une demi-heure. Ce type d’observations s’observe systématiquement

lors des crues (Cann, 1999)

2.3.2.9Mode de transfert du phosphore particulaire

Le phosphore a une forte capacité de fixation sur les particules du sol. Ainsi, parmi toutes les voies

de transferts possibles vers le réseau hydrographique, le ruissellement de surface et l’érosion sont

les voies prépondérantes qu’emprunte le phosphore (CSEB, 2003).

Les quantités de phosphore total transférées augmentent avec le taux d’érosion et la teneur en

phosphore des particules érodées est alors directement proportionnelle au stock de phosphore dans

les premiers centimètres du sol. Enfin, d’une manière générale, les particules de sol érodées, riches

en particules fines, sont plus chargées en phosphore que les particules de la couche de sol dont elles

proviennent.

En effet, les eaux de ruissellement s’enrichissent en phosphore au contact avec le sol. Elles se

chargent en partie de phosphore soluble mais surtout en particules de sol érodées enrichies en

phosphore. En effet, ces matières en suspensions (MES) transférées par les eaux de ruissellement

sont plus riches en phosphore (P) que les compartiments du sol. Ces particules sont plus réactives

vis-à-vis du phosphore (Vanden Bossches, 2003, Dorioz et al, 1997) du fait notamment de leur plus

grande surface spécifique susceptible de réagir avec le phosphore de la solution du sol. Pour le

phosphore total, on admet en première approximation un facteur d’enrichissement moyen .

Tableau 6 : Estimation de l’enrichissement entre le sol et les MES transférés par ruissellement

(Aurousseau, comm. Pers.)


34

Les temps de transfert du phosphore particulaire pour rejoindre le réseau hydrographique sont assez

courts. Ils dépendent des obstacles au ruissellement présents sur la parcelle. En effet, le phosphore

peut subir une série de dépôts et de reprises sur son parcours.

2.3.2.10.Mode de transfert du phosphore soluble

Le phosphore soluble suit les mêmes processus de transfert que les écoulements d’eau. Il est

transféré au réseau hydrographique par deux voies : le ruissellement ensurface et le lessivage par

percolation à travers le sol.

Cependant, les transferts de phosphore par lessivage sont relativement faibles par rapport aux

transferts de surface. Ils sont estimés inférieurs à 0.1 kg de P/ha/an alors que les quantités associées

au transfert de surface peuvent être comprises entre 0.05 et 2.5 kg de P total/ha/an (Dorioz, 1997).

Une étude réalisée dans le Morbihan (Comlan, 1996) montre une faible migration du phosphore

dans le profil du sol en dessous de l’horizon labouré. Par ailleurs, une étude de l’INRA de Quimper

(Simon et Lecorre, 1989) réalisée sur sol cultivé d’origine granitique a permis de mesurer des

quantités de phosphore lessivées comprises entre 0.1 et 0.15 kg de P/ha/an. Les temps de transfert

du phosphore soluble sont très variables (de l’ordre de quelques heures à quelques années). Dans les

sols drainés, les temps de transferts sont accélérés du fait des drains qui occasionnent un circuit plus

rapide vers le réseau hydrographique. Bien que minoritaire par rapport aux pertes de phosphore

particulaire, les pertes de phosphore soluble ne doivent pas être négligées. En effet, le phosphore

soluble est directement disponible non seulement pour les cultures mais aussi pour les végétaux

aquatiques responsables de l’eutrophisation. D’autre part, même si le transfert de phosphore vers le

réseau hydrographique pendant la saison humide se réalise principalement sous forme particulaire et

concerne des formes assez insolubles, ce phosphore se convertit en partie dans le réseau

hydrographique en phosphore soluble, interagissant directement sur l'eutrophisation au cours de la

belle saison.


35

2.3.3.Le Cycle du silicium

Introduction :

Silicium, aluminium et fer sont les plus abondants des éléments dans l’écorce terrestre après

l’oxygène, plus de 75 % des roches affleurant a la surface du globe sont constituées de silicates et

d’aluminosilicates (tableau 9). Ces éléments sont ainsi toujours présents parmi les produits libères

par l’altération des roches et, étant peu ou très peu solubles dans des conditions oxydantes, ils

participent a la précipitation des minéraux secondaires des sols. La plupart des minéraux des roches

et des sols sont des silicates et des oxydes de fer et d’aluminium, les carbonates n’étant abondants

que dans des milieux géologiques ou pédologiques spécifiques.

En particulier parce que ces éléments ne font pas partie des nutriments majeurs traditionnels et se

présentent le plus souvent sous forme de minéraux ou d’édifices complexes rarement purs et

souvent mal ordonnes. Or, leurs propriétés et comportements a la surface du globe sont déterminés

par des interactions contrôlées en grande partie par l’activité biologique, déterminante quant a leur

mobilité et quant au résultat final de la formation des sols.

Tableau 7 : Ordre de grandeur de l’abondance des éléments majeurs dans différents compartiments

de la surface terrestre(1 adapte de Rudnick et Gao, 2003 ; 2 Open University, 1989)

Il s’agit de l’élément le plus abondant dans l’écorce terrestre après l’oxygène. Le cycle global du

silicium comporte trois compartiments, continental, océanique et atmosphérique, aux stocks très

inégaux : considérant les trois premiers mètres de roche, le stock continental est de l’ordre de 3,8

1017 kg, le stock océanique est de l’ordre de 2,5 1015 kg et le stock atmosphérique est limite aux

particules présentes dans les aérosols.

Le silicium est presque toujours présent parmi les produits libères par l’altération des roches. Il est

relativement soluble dans l’eau (≈ 10−2,7 mol.kg−1 a 20 ◦C), sa concentration dans les eaux des

sols et des nappes est contrôlée par les cinétiques de dissolution des minéraux des roches et par les


36

dissolutions/ précipitations des minéraux secondaires des sols, majoritairement des argiles. Il est

transfère des continents vers les océans sous forme dissoute (≈ 157 109 kg.an−1) et dans les

particules détritiques (≈ 4 400 109 kg.an−1) (Seebeck 1979). Sous forme dissoute, dans des

conditions usuelles des eaux naturelles (pH 3-8), le silicium est essentiellement sous forme d’acide

siliciqueH4SiO4. Il se complexe peu avec les matières organiques naturelles, mais peut se combiner

avec l’aluminium dans toutes les gammes de pH pour former des monomères et polymères

aluminium-silicium (Doucet et al. 2001) susceptibles d’évoluer vers la néoformation de minéraux

Al-Si.

Dans les solutions de sol, la concentration de silicium dissous varie selon le pH en suivant les

variations de solubilité des aluminosilicates ; dans des conditions acides (pH < 5), elle diminue au

fur et à mesure que le pH augmente.

Gérard et al. (2003) observent dans un sol forestier acide des concentrations de l’ordre de 10−3 M à

pH 3,9 et de l’ordre de 10−4 M a pH 4,6. Dans des conditions basiques (pH > 7), sa concentration

augmente avec le pH. La concentration moyenne mondiale dans les eaux de rivières est de l’ordre

de 10−3,8 mol.kg−1, mais la variabilité est grande dans le temps et l’espace, par exemple supérieure

à 10−3,5 mol.kg−1 pour le Paraná mais inférieure à 10−4,5 mol.kg−1 pour le Saint-Laurent

(Seebeck et Helmer, 1989). Le silicium est l’un des rares éléments dont la concentration dans les

eaux de rivières est généralement supérieure à la concentration dans l’eau de mer (de 10−4,2 a

10−5,3). Dans les rivières et les océans, il constitue un nutriment souvent limitant et sa

concentration est contrôlée par l’activité biologique selon des mécanismes assez bien connus. Il est

précipite sous forme d’opale par des organismes tels que diatomées, radiolaires ou éponges ; la

sédimentation océanique de silice biogénique se situe autour de 188 109 kg.an−1.

Le rôle du cycle du silicium à l’échelle du globe et des temps géologiques est aujourd’hui bien

établi : acquisition de la composition moyenne de la croute continentale, cycles sédimentaires,

relation entre cycle du silicium et du carbone.

La partie biologique océanique de son cycle est également trèsdocumentée (Tréguier et al. 1995).

La composante biologique continentale de ce cycle est beaucoup moins bien connue. Le peu

d’intérêt porte aux aspects biologiques du cycle du silicium en milieu continental vient de ce que le

silicium n’était pas jusqu’ici, en raison de son abondance, considère comme un nutriment limitant,

et que son rôle dans la physiologie végétale n’était pas encore clairement identifie. Malgré tout, on

sait depuis longtemps qu’il est un composant essentiel des rhyolithes et plusieurs études récentes

ont montré la nécessite de mieux connaitre sa bio géochimie continentale (Lucas et al., 1993 ;

Conley, 2002 ; Basile-Doelsch et al., 2005).

Cet intérêt récent a plusieurs origines : le recyclage biologique est susceptible de jouer un rôle

essentiel quant a la nature des minéraux secondaires formes dans les sols ; il joue un rôle

physiologique encore mal connu mais certain pour un grand nombre de plantes ; il participe aux

bilans globaux ; la silice biogène est enfin susceptible de servir de traceur des processus d’altération

ainsi que de marqueur des paléo-environnements.


37

2.3.3.1 Recyclage biologique du silicium en milieu continental et son impact sur la pédogenèse

2.3.3.1.1 Recyclage biologique et équilibres minéraux-solutions

L’effet du recyclage biologique de silicium sur la pédogenèse a été mis en évidence a partir de

l’étude des couvertures de sol très évoluées des pays équatoriaux. Celles-ci constituent des modèles

géochimiques particulièrement intéressants du fait de la disparition quasi-totale des minéraux

primaires les plus solubles. Les considérations géochimiques y sont ainsi simplifiées, les minéraux

secondaires pouvant être considères comme potentiellement a l’équilibre avec les conditions

physicochimiques locales. Il apparait alors une contradiction apparente entre la composition

minéralogique observée des sols et la séquence de stabilité des minéraux secondaires dans le

système silicium-aluminium. Si l’on considère que les concentrations dans la solution du sol du

silicium et de l’aluminium dissous sont minimales quand l’eau de pluie commence à s’infiltrer puis

qu’elles augmentent progressivement en profondeur avec le temps de résidence de l’eau, on s’attend

à observer des horizons superficiels gibbsitiques alumineux, hautement lixivies, au-dessus

d’horizons kaolinitiques, plus riches en silicium. Or c’est généralement l’inverse qui est observé : la

kaolinite est le minéral dominant dans les horizons de surface et quand des horizons gibbsitiques

sont observés, ils se situent en profondeur sous forme d’altérites gibbsitiques, d’horizons

bauxitiques ou d’accumulations diffuses de gibbsite.

La recherche des processus a l’origine de cette anomalie apparente a conduit à examiner le rôle des

plantes. La quantification des éléments recycles par la foret et réinjectes en surface du sol par la

dégradation de la litière a alors montre que les solutions ayant percole la litière sont susceptibles

d’êtresursaturées par rapport à la kaolinite (Lucas et al., 1993 ; Furian et al., 2002) ; les horizons

kaolinitiques superficiels des sols des régionséquatoriales apparaissent ainsi comme une

conséquence directe de l’activité biologique. Il est apparu également que ce mécanisme n’est pas

spécifique des forets équatoriales. L’examen de nombreux, cas tant tropicaux que tempérés, a

montré que les forets recyclent des quantités de silicium de l’ordre de 20 à 50 kg.ha−1.an−1 (Lucas,

2001), le maximum de l’ordre de 1 000 kg.ha−1.an−1 ayant été observe pour des forets de bambou

de la Réunion (Meunier et al., 1999).

En climat tempéré, la plus grande abondance des minéraux silicatés altérables est cependant

susceptible de diluer suffisamment la composante biologique dans la composante géochimique pour

que la concentration en silicium puisse être utilisée pour tracer l’altération des silicates primaires

dans un sol (Gérard et Ranger, 2004). En revanche, dans les milieux dans lesquels la disponibilité

de Si est faible (minéraux primaires peu solubles, milieux fortement lixiviés), la silice biogénique

joue un rôle essentiel sur les équilibres minéraux-solutions. On est cependant encore loin de savoir

décrire ces effets de manière satisfaisante.

2.3.3.2 Bio géochimie du silicium, bilans globaux et grands cycles

2.3.3.2.1. Effets à moyen et long terme des pratiques culturales sur les propriétés des sols

L’évaluation des effets a moyen et long terme, pour les différents types de sols, d’une modification

anthropique du couvert végétal passe par la compréhension des mécanismes aussi bien que par la


38

mise en œuvre d’études sur site permettant d’établir des bilans de masse au moins à l’échelle d’un

profil. On estime que 210 à 224 106 tonnes de silicium sont exportées des sols par les récoltes

chaque année (Matichenkov et Calvert, 2002).Ces valeurs sont du même ordrede grandeur que les

valeurs globales de silicium exporté des continents versles océans. Cette exportation de silicium

n’est-elle pas susceptible de favoriser un appauvrissement progressif des sols et une diminution de

leur fertilité ? Les cultures de graminée a forte exportation de silicium (canne à sucre, riz) sont à cet

égardà prendre en considération, en particulier pour les milieux dans lesquels les apports

allochtones de silicium (irrigation, aérosols) sont à un niveau très bas.

2.3.3.2.2.Nouvelles questions.

Si l’on considère que les plantes ont permis le maintien sur les surfaces continentales d’un stock de

silicium important, quels en ont été les effets cumules a très long terme ? Le milieu forestier a

permis au cours des temps pédologiques le maintien sur les continents d’un stock de silicium dont

l’ordre de grandeur (200 Tmol.an−1) serait celui de la totalité du stock océanique (240 Tmol.an−1)

(Conley, 2002).Il convient d’évaluer l’impactde cette dynamique sur la composition moyenne des

sédiments océaniques susceptiblede jouer, à très long terme, sur la composition de la croûte

continentaleelle-même.

Par ailleurs, dans quelle mesure les actions anthropiques (cultures, barrages) modifient-elles le cycle

du silicium et quelles en sont les conséquences ? D’après Ittekkot et al. (2000), les flux de silicium

des rivières sont en diminution, principalement en conséquence de l’eutrophisation et de la

construction de barrages qui permettent le développement de diatomées d’eau douce

consommatrices de silicium. L’exportation par les cultures est elle-même susceptible de participer à

la diminution des flux de silicium. Ce dernier étant un nutriment limitant en milieu marin, il peut en

résulter une perturbation notable de la production phytoplanctonique marine.

2.3.3.2.3. Le silicium et la production végétale

2.3.3.2.4.Importance agronomique du silicium

Bien que le silicium soit fortement recycle par de nombreuses espèces de plantes, ce n’est que

depuis peu de temps que les agronomes s’y intéressent (Epstein, 1999). Il n’est avère comme

nutriment essentiel que pour certaines espèces, mais son utilisation comme fertilisant est bénéfique

pour de nombreuses espèces, monocotylédones aussi bien que dicotylédones (Datnoff et al., 2001).

Il augmente la qualité et la productivité des cultures aussi variées que le riz et la canne à sucre ou la

laitue. Il agit soit directement, par son rôle dans les propriétés mécaniques des tissus ou dans le

métabolisme, ou indirectement, par son rôle sur les propriétés du sol et de sa phase aqueuse. La

plupart des mécanismes à l’ origine de ces effets sont encore, cependant, mal connus

2.3.3.2.5. Absorption racinaire du silicium

L’absorption racinaire spécifique du silicium a partir de la solution du sol n’a fait l’objet que de très

peu d’études, contrairement a l’aluminium, plus largement étudié en raison de son


39

caractèrephytotoxique. Il s’agit cependant d’un mécanisme fondamental, car il va régler non

seulement la quantité de silicium absorbe par la plante, mais egalement les concentrations relatives

dans la solution du sol des elements majeurs qui participent aux precipitations de mineraux

secondaires (silicium, aluminium, fer. . .). La simple observation des teneurs en silicium des tissus

des differentes especes de plantes montre qu’il ne s’agit probablement pas d’une simple absorption

passive : les arbres d’une meme foret amazonienne montrent des teneur en silicium dans les feuilles

et les bois allant, selon les especes, de moins de 5 % a plus de 80 % de la matiere minerale. De

telles differences impliquent des processus d’absorption active ou de limitation de l’absorption,

selon les especes, dont il convient de rechercher l’utilite pour la plante.

2.3.3.2.6. Précipitation du silicium dans les tissus

La polymerisation de l’acide silicique dans les cellules vegetales des diatomees fait l’objet d’un

nombre croissant d’etudes, qui ont montre des mecanismes specifiques et une cinetique de

precipitation remarquablement rapide par rapport a ce qui peut etre obtenu in vitro. Plusieurs

equipes travaillent actuellement a determiner la nature des biomolecules impliquees (Hildebrand,

2003). L’interet economique potentiel de ces travaux (obtention rapide de materiaux siliceux a

grandes surfaces specifiques) amene a s’interesser aux plantes superieures et en particulier au riz. Il

importe egalement de s’interesser a la nature et aux lieux d’accumulation de silicium dans les tissus.

De tels travaux, outre les elements de comprehension concernant son role physiologique,

permettront d’aborder le probleme de la solubilite differentielle des accumulations du silicium a

l’alteration. Une etude de Watteau et Villemin (2001) montre par exemple la diversite des

accumulations de silicium dans les tissus du hetre : phytolithes classiques, revetements,

accumulations diffuses. Ces différentes formes le libèrent avec des cinétiquesdifférentes lors de la

minéralisation des tissus. Des travaux comparables ont également été menés sur des pins.

2.3.3.3. Rôles physiologiques spécifiques du silicium

Il s’agit là d’un vaste champ de recherche qui concerne à la fois les mécanismesà l’interface sol-

racine et le milieu intérieur a la plante. Le rôle des précipitations de silice sur le comportement

mecanique des tissus est bien etabli (Rafi et al., 1997), tandis que le role des phytolithes comme

constituant des fenetres lumineuses sur les cellules mesophylliennes est une hypothese moins

argumentee. Le role du silicium sur la resistance a la secheresse et a l’exces d’humidite

(hydromorphie) reste a etablir, tandis que son effet benefique sur la resistance aux metaux toxiques

(manganese, aluminium, zinc et autres metaux) est avere, meme si les mecanismes restent encore a

etablir. L’effet de la disponibilite du silicium sur la toxicite aluminique est le processus qui a ete le

plus etudie. Les mecanismes mis en jeu sont divers. La coprecipitation de silicium et d’aluminium

sous forme d’aluminosilicate dans la solution du sol, donc en amont de la plante, joue un role

effectif mais seulement a pH pas trop faible (>4-5). L’evidence de processu in planta est croissante,

telle que des coprecipitations aluminium-silicium dans les tissus vegetaux ou la stimulation de

l’exsorption d’acides organiques complexants par le silicium. Enfin, les effets indirects du silicium

sur l’absorption d’autres nutriments sont averes dans certains cas : l’affinite du silicium pour

l’aluminium ameliore par exemple la biodisponibilite du phosphore.


40

2.3.3.4.Le développement de nouveaux outils

2.3.3.4.1.Traceurs géochimiques du silicium et datations absolues

Le developpement de traceurs geochimiques du silicium sera tres utile. Deux approches sont

actuellement en cours de developpement. La premiere est basee sur l’utilisation des rapports

germanium/silicium. Les eaux de rivieres tendent a s’aligner le long d’une courbe de melange entre

un pole 1 caracterise par des teneurs elevees en silicium et un rapport germanium/silicium faible et

un pole 2 caracterise par des teneurs en silicium faible et un rapport germanium/silicium eleve.

D’apres Kurtz et al. (2002), les eaux de composition egales au pole 1 seraient controlees par les

phytolithes. La deuxieme approche est basee sur l’utilisation des isotopes du silicium. Les valeurs

de δ30Si des eaux de rivieres sont plus positives que celles des roches parentales, suggerant qu’il

existe un fractionnement isotopique lors de l’alteration (De la Rocha et al., 2000). Plusieurs puits

des isotopes du silicium sont envisages : phytolithes, argiles et ciments siliceux. Par ailleurs, le

developpement de techniques permettant une datation des mineraux secondaires, telle que la RPE

appliquee aux mineraux argileux, permettra d’evaluer la stabilite des mineraux secondaires et,

indirectement, le role a long terme du recyclage biologique.

2.3.3.4.2. La silice biogénique comme marqueur paléo-environnemental

Les phytolithes presentent des formes caracteristiques des vegetaux dans lesquels ils ont ete

precipites. A l’instar des pollens, ils sont des marqueurs potentiels de l’histoire paleo-

environnementale. L’utilisation des phytolithes comme marqueurs suppose que leur age moyen

augmente avec la profondeur. Ce principe a ete verifie pour un ferralsol bresilien par comparaison

avec les enregistrements polliniques d’une tourbiere voisine, dans une region marquee par des

alternances foret-savane (Alexandre et al., 1997).


41

2.3.4. Le Cycle de la Matière organique

La matière organique (MO) est l'ensemble des molécules contenant du carbone (C), issues des

organismes vivants ou les constituants. A l'opposé se trouve la matière minérale ou matière inerte.

La matière organique regroupe :

- les métabolites produits par les êtres vivants

- les cellules vivantes ou mortes, animales ou végétales et toutes les molécules résultant de la

décomposition de ces cellules.

- les molécules de synthèse dont font partie les produits phytosanitaires.

La matière organique présente dans les eaux de surface (rivières, lacs, étangs, …) peut avoir deux

origines :

1-La matière organique autochtone : vivante ou détritique, elle est constituée en majeur partie de

phytoplancton, de zooplancton et de bactéries, mais aussi de macrophytes et d’autres algues

benthiques. La matière organique autochtone est issue d’une production interne aux masses d’eau et

se forme principalement par voie photosynthétique. Elle est très abondante dans les étendues d’eau

stagnantes (lacs, étangs) riches en sels nutritifs et de ce fait soumis au processus d’eutrophisation.

2-La matière organique allochtone, issue de la végétation, des sols et des roches mères des

bassins versants. Les matières organiques provenant de la végétation (litières) sont plus ou moins

indépendantes des apports minéraux, tandis que celles issues des sols et des roches mères sont liées

à la matrice minérale des particules en suspensions. Les transferts au réseau hydrographique se font

par des vecteurs hydrologiques (ruissellement, écoulements hypodermiques et de nappe), éoliens ou

par chute directe. Ce compartiment comprend également les apports de matière organique

anthropique, par exemple ceux provenant des déjections animales (fumier, lisier), desrésidus

urbains et/ou industriels (eaux usées, boues de stations d ‘épuration, hydrocarbures).

Ces deux types de matière organique peuvent se trouver dans les masses d’eau soit sousforme

particulaire, soit sous forme dissoute dépendant de la taille des molécules d’origines ou de l’état de

décomposition de leurs précurseurs végétaux ou animaux.

Figure16 :Multiplicitédes sources de matière organique


42

2.3.4.1.La matière organique allochtone

La source majeure de matière organique allochtone du réseau hydrographique est le réservoir

constitué par la biosphère terrestre. Ce réservoir inclut la biomasse vivante, la biomasse détritique

peu ou pas dégradée (litière) ainsi que la matière organique des sols composée principalement de

substances humiques phénoliques résultant de la décomposition de la litière. Ces substances

humiques forment souvent des complexes avec les minéraux argileux des sols.

Les sols

La matière organique est l’un des principaux composants des sols. On la reconnaît facilement à sa

couleur très sombre, voire noire, et à son odeur. Elle est, en général, très présente dans la partie

supérieure du sol où elle joue un rôle clef dans les relations entre le sol et les plantes, dans la

structure du sol et dans sa richesse.

On distingue quatre groupes de matières organiques dans les sols :

- La matière organique vivante, végétale et animale, qui englobe la totalité de la biomasse en

activité. La biomasse végétale et microbienne est supérieure à la biomasse animale. Elle est

essentiellement représentée par les champignons, puis les bactéries et les actinomycètes. Le rôle de

cette microflore de décomposition est de se nourrir des matières organiques mortes (nécromasse), ce

qui conduit à les minéraliser.

- Les débris d’origine végétale (résidus végétaux, exsudats) et d’origine animale (déjections et

cadavres) qui sont regroupés sous le terme de matière organique fraîche. La nature de cette MO

fraîche est directement liée aux activités de surface et en premier lieu au couvert végétal (forêt,

prairie, cultures). Elle est donc en majorité composée de MO végétale (cellulose, lignines, pectines,

alguines, etc.)

- Des composés organiques intermédiaires sont les matières organiques en cours d‘évolution

entre la MO fraîche et les composés organiques stabilisés : les matières humiques (humus).

- Les composés organiques stabilisés : phase aboutie de la décomposition de la matière organique

(acides fulviques, acides humiques, humine). La matière organique des sols peut se retrouver dans

les cours d’eau sous forme particulaire (COP) à l’occasion des phénomènes d’érosion et de

ruissellement ou sous forme dissoute (COD) lors des processus de lessivage.

Les litières et la végétation rivulaire

Les litières constituent l’horizon supérieur (horizon 0) des sols. La composition des litières dépend

de la végétation et de l’occupation des sols alentours. Les litières sont constituées de feuilles, de

brindilles, de fruits, de morceaux d’écorces et de graines. L’apport dominant de matière organique

issu des litières au cours d'eau est généralement celui des feuilles.

Les apports à la rivière se font par chute directe et par apports latéraux sous l’action du vent ou lors

d’épisodes de ruissellement. Ces chutes directes et les apports latéraux de litières constituent un

apport essentiel de COP dans les rivières (Veyssy, 1998). Le stock se constitue à partir d’octobre et


43

atteint un maximum de décembre à février. Une fois dans le milieu aquatique, les litières y

subissent une décomposition en quelques heures ou quelques jours, temps pendant lequel les

feuilles perdent une certaine fraction de leur poids sous forme de COD. D’autre part, le lessivage

sur la végétation vivante et des litières constitue un facteur très important d’apports de COD aux

rivières. Ainsi dans les ripisylves, l’apport de COD aux sols et donc aux rivières se produit en

grande partie par l’intermédiaire des pluies lessivant le feuillage et les tiges.

Les rejets urbains

Les rejets urbains présentent deux formes majeures :

(1) les rejets pluviaux caractérisés par un drainage des zones urbaines,

(2) les rejets de stations d’épuration et d’industries.

Dans les deux cas, de fortes charges organiques parviennent à la rivière. Ces rejetsd’une forte

population bactérienne spécifique qui assure une élimination progressive de la matière organique en

aval. C’est le COD qui est surtout éliminé tandis que le COP sédimente en grande partie. La charge

en matière organique des eaux pluviales atteint, en flux et en concentration, celle des eaux traitées

des stations d’épuration. Les eaux de pluie urbaines incorporent dans un premier temps des gaz et

des aérosols atmosphériques. Au contact des surfaces urbaines, ces eaux s’enrichissent en matières

en suspension riches en polluants organiques, minéraux et sels solubles. Les principales sources

sont les lubrifiants, l’essence et les pots d’échappement, l’usure des véhicules et des chaussées, les

déjections d’animaux, les produits divers répandus sur la chaussée et le relargage des gouttières et

toitures. Véhiculant aussi des micro-polluants organiques dont l’impact sur la faune et la flore peut

être dramatique : cas des HAP (hydrocarbure aromatiques polycycliques) et des PCB

(Polychlorobenzène) par exemple, particulièrement néfastes et rémanents.

2.3.4.2. La matière organique autochtone

Les principales sources de carbone autochtone sont le phytoplancton, les bactéries en suspension

(libres ou attachées), les plantes aquatiques (macrophytes), les mousses, les excrétions d’invertébrés

et de la microflore associée aux détritus et les biofilms benthiques. La contribution de la matière

organique autochtone peut être non négligeable surtout lors des blooms planctoniques du printemps

et de l’été. Cependant, à l’échelle annuelle, la contribution autochtone des rivières est largement

minoritaire par rapport à la contribution allochtone. Elle varie d’une rivière à l’autre, mais reste

presque toujours inférieure à 10% du flux annuel total de matière organique transportée (Veyssy,

1998).

On notera que la matière organique autochtone se forme à partir des transferts de nutriments (azote,

phosphore) en provenance des sols des bassins versants. Sa production est une conséquence directe

des activités humaines sur les bassins versants.


44

CONCLUSION

De nombreuses études suggèrent que dans les rivières prédominent les apports de matière organique

allochtone (Degens, 1982, 1991 ; Spitzy, et Leenheer, 1991 ; Kempe et Depetris, 1992 ; Ludwig et

al., 1996a ; Gruau G., 2004), notamment en période hivernale lorsque les flux d’eau et de matière

organique sont les plus importants (Gruau, 2004).

Cependant, d’autres auteurs (Jigorel A., comm. pers.) considèrent que la matière organique

autochtone peut être une source importante de la matière organique véhiculée par les cours d'eau.

Cette matière organique autochtone va contribuer à l’augmentation de la sédimentation dans le

réseau hydrographique, qui elle est liée à l’enrichissement en nutriments des eaux superficielles

depuis ces dernières décennies, enrichissement qui favorise une prolifération de la biomasse

végétale aquatique.

Dans les retenues collinaires, l’essentielle de la matière organique est d’origine autochtone,

notamment en été lorsque le développement d’algues engendré par les apports de nitrate et de

phosphore en provenance du bassin versant sont maximum.

Dans les eaux de surface, les matières organiques peuvent être sous forme dissoute ou particulaire :

- Les premières proviennent principalement du lessivage des sols des bassins versants. Cette

matière organique allochtone en provenance des sols est filtrée par la matrice minérale pendant le

transport et est donc essentiellement de nature dissoute. On prenddonc en compte plus

particulièrement celle-ci lorsque l’on mesure le COD.

- Les secondes proviennent essentiellement des algues issues notamment de l’eutrophisation

(origine autochtone). On prend donc en compte plus particulièrement cette matière organique

autochtone lorsque l’on mesure le COP.

2.3.4.3. La matière organique dans les eaux : méthode d’analyse et estimation

Les differentes methodes d’analyse de la matiere organique dans l’eau

L’estimation de la matière organique de l’eau par la mesure du carbone,

Figure 17 :L’estimation de la matière organique de l’eau


45

a. LeCarbone organique total (COT) et dissous (COD)

Le COT est une des deux méthodes d’analyses réglementaires de la matière organique de l’eau

potable (norme AFNOR NF EN 1484, juillet 1997). Le carbone organique total (COT) est une

mesure de la teneur en carbone des matières organiques dissoutes et non dissoutes, présentent dans

l’eau. Il ne donne pas d’indication sur la nature de la substance organique. La teneur en COT est

utilisée pour estimer la quantité totale de matières organiques présentes en solution et en suspension

dans une eau. Pour une eau de surface, le COT en général est composé de 90% de carbone

organique dissous (COD) et de 10% de carbone organique particulaire. Le COD représente la

matière organique en solution. Il est mesuré après enlèvement par filtration des matières organiques

en suspension (filtration sur des membranes de 0,45 μm ou de 0.22μm selon les protocoles).

b. LeCarbone organique dissous biodégradable (CODB)

C’est la partie du COD dégradable par des bactéries. Il est estimé à partir de la décroissance du

COD après une longue période d'incubation (28 jours) en présence d'une suspension de bactéries

(AFNOR T 90-318) ou d'une biomasse fixée (AFNOR T 90-319). Pour les eaux de surface, la

valeur du CODB est en général au maximum de 30% du COD. Le terme Carbone Organique

Dissous Réfractaire (CODR) est réservé au carbone organique dissous bio-réfractaire dans les

conditions du test : CODR = COD - CODB.

L’estimation de la matière organique de l’eau par la mesure de la consommation

d’oxygèneDans l’eau, les matières organiques et les matières minérales oxydables sont des

substances consommatrices de l’oxygène de l’eau. Par conséquent, on peut quantifier leur

teneur dans les eaux au travers de paramètres équivalents à une consommation réelle ou

potentielle d’oxygène.

c. L'oxydabilité au permanganate de potassium (KMnO4) en milieu acide

L'oxydabilité au permanganate de potassium est la méthode d’analyse réglementaire pour les eaux

brutes destinées à la consommation (code de la santé publique, articles L 1321-1 à L 1321-66, livre

3, titre 2). Elle a pour but d’approcher la teneur en matières organiques présente dans l'eau brute en

évaluant la quantité d'oxygène utilisée par la réduction du permanganate de potassium par les

matières organiques. Cette analyse consiste en une oxydation chimique à chaud (100°C) en milieu

acide pendant 10 min. En théorie, elle permet de mesurer autant la fraction dissoute que la fraction

particulaire de la matière organique. En pratique toutefois, il s’avère que cette méthode dose

principalement le compartiment dissous (méthode trop "douce" pour oxyder les matières organiques

particulaires). En outre, sa limite est que d’autres substances réductrices peuvent interférer dans la

mesure. La valeur limite pour les eaux potables est de 5 mg O2/l avec un niveau guide de 2 mg

O2/l. Pour les eaux brutes, la valeur limite est de 10 mg O2/l.

d. L'absorbance UV à 254 nm

Rappel sur la méthode et les limites de détection Cette méthode de mesure est très pratique, mais

certains éléments minéraux représentent une source d'interférences. En outre, les résultats peuvent


46

dépendre de la nature de la matière organique analysée. Une densité optique de 1 pour des cuves de

1 cm équivaut à une valeur approximative de 30 à 45 mg O2/l de l'oxydabilité au KMnO4 en milieu

acide. Il n'y a aucune référence quant à l'absorbance UV dans le décret n°2001-1220. Il existe une

corrélation entre le COD et l'absorbance UV. Absorbance UV (254 nm) / COD ≈ 0,03 à 0,04 pour

des eaux de rivière.

e. LaDemande biochimique en oxygène (DBOn)

La DBOn (norme AFNOR EN 1899-1et 1899-2, mars 1998) exprime la quantité d'oxygène

nécessaire à la dégradation de la matière organique biodégradable d'une eau par le développement

de micro-organismes, dans des conditions données. Les conditions communément utilisées sont 5

jours (on ne peut donc avoir qu'une dégradation partielle) à 20°C, à l'abri de la lumière et de l'air.

On parle alors de la DBO5. Cette mesure est très utilisée pour le suivi des rejets des stations

d'épuration, car elle donne une approximation de la charge en matières organiques biodégradables.

Elle est exprimée en mg de O2 consommé par litre. Echelles de valeur de DBO5 :

- Eau naturelle vive : < 1 mg O2/l

- Rivière légèrement polluée : entre 1 et 3 mg O2/l

- Effluent urbain : entre 100 et 400 mg O2/l

- Rejet de STEP : entre 20 et 40 mg O2/l.

Cette norme européenne est applicable à tous les types d’eau dont la demande biochimique en

oxygène est supérieur ou égale à la limite de détermination de 3 mg/l d’oxygène, et ne dépasse pas

6000 mg/l d’oxygène.

f. La Demande chimique en oxygène (DCO)

La DCO (norme AFNOR NF T 90-101, octobre 1988) exprime la quantité d'oxygène nécessaire

pour oxyder la matière organique (biodégradable ou non) d'une eau à l'aide d'un oxydant puissant, le

bichromate de potassium. Ce paramètre offre une représentation plus ou moins complète des

matières oxydables présentes dans l'échantillon (certains hydrocarbures ne sont, par exemple, pas

oxydés dans ces conditions). L'objectif de la DCO est donc différent de celui de la DBO car il est

surtout adapté aux eaux industrielles. Le résultat s'exprime en mg d'O2 /l.

CONCLUSION

La méthode d’analyse d’eau réglementaire par oxydabilité au permanganate de potassium est censée

permettre de mesurer l’ensemble de la fraction organique (dissoute et particulaire) présente dans

l’eau. Or, comme dit précédemment, cette méthode est trop “douce” pour oxyder la fraction

particulaire. Ainsi, les mesures d’oxydabilité dans les eaux brutes dosent des MO essentiellement

dissoutes. Une étude réalisée par le CNRS et portant sur des analyse d’eau du Léguer (22) montre

d’ailleurs qu’il existe un rapport constant entre oxydabilité et COD que l’on se situe en période de


47

crue (période où l’on attend une fraction particulaire importante) ou inter-crue (prépondérance de la

fraction dissoute) de l’ordre de :

oxydabilité = 0.7 x COD. Or, il est clair qu’une corrélation linéaire entre oxydabilité et COD ne

serait pas maintenue en période de crue si les mesures d’oxydabilité incluaient un compartiment

particulaire.

Le niveau de contamination des eaux tel qu’établi par les mesures d’oxydabilité est donc un niveau

minimum. Le niveau réel est plus élevé, d’une grandeur correspondant au compartiment

particulaire, compartiment dont la taille demeure à l’heure actuelle globalement inconnue .

2.3.4.4.Lesfacteurs naturels contrôlant le transfert de la mod des sols vers les rivières

Trois facteurs principaux contrôlent les transferts de MOD du sol vers le réseau hydrographique : la

topographie, la perméabilité des sol et la pluviométrie. De la combinaison de ces facteurs résulte

une variabilité temporelle de la pollution des rivières par les MOD et une localisation spatiale non

quelconque des sources dans les paysages.

1- Le moteur topographique

Dans les sols, la matière organique se concentre dans les premiers centimètres. Un bassin versant

caractérisé par des fonds de vallées plats et larges (Figure 1) aura tendance à exporter plus de

matière organique dissoute (MOD) vers son exutoire. En effet, dans ce type de topographie, la

fraction de nappe interagissant directement avec les horizons organiques superficiels du sol est

importante. Il en ressort donc une eau de rivière plus fortement chargée en MOD.

Figure 18 : Influence de la topographie du bassin versant sur la charge en MOD des eaux écoulées.

D’après les résultats Birgand et al. (2004), le facteur “topographie” est le facteur “naturel” qui a le

plus d’impact sur les transferts de MOD des sols vers les cours d’eau. L’analyse statistique réalisée

sur la base des données issue de 118 bassins versants bretons montre que le paramètre topographie

est la variable la plus significative expliquant 25% de la variance totale observée. De même, une

étude (Gruau et al., 2004a) de détail effectuée aux exutoires de sous bassins versants du Léguer (22)

a montré une corrélation linéaire inverse entre la concentration moyenne en MOD à l’exutoire et la


48

pente moyenne par sous BV . Il est déduit de ces travaux que le milieu physique a, du fait des

variations de pente qui le caractérise, la capacité de faire varier, indépendamment de toute autre

cause, les teneurs en MOD de ses rivières d’un facteur 2, au moins

2- La perméabilité des sols

La perméabilité des sols est un autre facteur contrôlant les teneurs en MOD des rivières. Un horizon

minéral peu perméable situé sous l’horizon organique de surface, comme rencontré dans beaucoup

de sols en zones humides, aura pour conséquence de “forcer” les circulations d’eau dans les

horizons organiques du sol contribuant ainsi à enrichir les rivières en MOD.

3- La pluviométrie

La pluviométrie est un facteur influant de façon importante les teneurs en MOD des rivières . La

distribution et l’intensité des précipitations, en contrôlant l’écart entre le toit des nappes et l’horizon

organique des sols, entraînent une mobilisation plus ou moins intense de la matière organique du sol

que l’on peut retrouver alors dans le cours d’eau. Ainsi, les transferts de MOD vers les rivières

seront importants en hiver et lors des crues. Ils seront à l’inverse réduits lors des périodes d’étiage.

Région de topographie relativement plate à substrat peu perméable (schiste et granite) et au climat

humide, cette région naturellement à risque du point de vue du transfert de MOD du sol vers le

milieu aquatique.

Conséquence 1 : une forte variabilité temporelle de la teneur en MOD des rivières

Cette première conséquence est directement la conséquence du contrôle exercé par la pluviométrie

sur le lessivage des MOD du sol. Du fait de ce contrôle, des variations des teneurs en MOD des

rivières s’observent en fonction des épisodes de crue ou des périodes hors crue (Figure 3), sachant

que : En période de crue et principalement en automne et en hiver, les concentrations en MOD dans

les cours d’eau augmentent fortement par rapport aux périodes hors crue. Les variations engendrées

sont de très fortes amplitudes, les amplitudes mesurées dans les rivières pouvant aller de 7 à 18,

suivant les épisodes de crue et les rivières. L’intensité de crue n’a pas tellement d’impact sur les

concentrations en MOD des rivières. Même une crue de faible intensité peut engendrer de fortes

teneurs en MOD dans les cours d’eau.

Conséquence 2 : une localisation spatiale non quelconque des zones sources de MOD dans les

bassins versants

Cette deuxième conséquence découle directement du contrôle exercé par la topographie sur la

capacité de la nappe à interagir avec les horizons organiques du sol. Ainsi, les zones plates de fond

de vallée situées de part et d’autre des rivières contribuent très fortement à la pollut ion des rivières

par les MOD. Ces zones peuvent avoir des formes variées et ne représentent souvent qu’une petite

partie du bassin versant. Cette situation est très différente de celle du nitrate, lequel étant très

soluble, diffuse dans les nappes. Dans ce cas la totalité de la surface du bassin versant est source de

pollution. Ce n’est pas le cas pour les MOD (Gruau, comm. Pers.), la teneur en MOD dans les

nappes étant très faibles. Les MOD se réadsorbent sur la matrice du sol ou sont dégradées lors de

leur transfert vertical.


49

2.3.4.5.Les facteurs de controle anthropiques

Les concentrations de MOD semblent plus élevées dans les sols forestiers que dans les sols

agricoles (Chantigny, 2003). Cependant, plusieurs facteurs affectent les transferts de MOD dans les

sols agricoles :

► Le chaulage, en augmentant le pH des sols, entraîne une augmentation des teneurs en MOD

de la solution du sol et, par voie de conséquence, peut accroître leurs transferts des sols vers

les eaux (Anderson et al., 2000).

► Les amendements organiques augmentent les MOD (Gregorich et al., 1998) i) dans les jours

qui suivent l’apport (Chantigny et al., 2002, Jaffrézic et al., 2005) du fait de la fraction

organique soluble des amendements, ii) sur le long terme; les essais longue durée montrent

que l’augmentation du carbone organique dans les sols contribue à augmenter les MOD

(Zsolnay and Görlitz, 1994).

► Le retournement régulier des prairies peut augmenter la teneur en MOD des parcelles

concernées et par ce biais entraîner une augmentation de la teneur en MOD des rivières

(Haynes, 2000).

► Le travail du sol influence également fortement les MOD, cependant très peu de travaux

traitent de la question. Les techniques culturales simplifiées en favorisant le stockage du

carbone organique en surface semblent augmenter les MOD (Chantigny, 2003).

► L’implantation de cultures conduisant à un fort retour de matière organique au sol augmente

le stock de matière organique au niveau du sol et peut conduire à des fuites de MOD vers les

cours d'eau.

► Les arasements de haies et talus éliminent les barrières naturelles filtrantes de MOD et

peuvent donc augmenter les connexions directes entre la rivière et les zones sources de

MOD dans les bassins versants.

► Le drainage des zones humides peut favoriser les circulations d’eau dans les horizons les

plus organiques des sols.

► Cependant, le rôle des pratiques agricoles sur l’accroissement de la pollution des rivières par

les MOD à l’échelle du bassin versant n’est pas à ce jour quantifié.


50

Chapitre 3 :Caractérisation des eaux usées

Le terme de pollution désigne l’ensemble des rejets de composés toxiques que l’homme libère dans

I ‘écosphère, mais aussi les substances qui, sans être vraiment dangereuses pour les organismes

vivants, exercent une influence perturbatrice sur l’environnement.

Polluer signifie étymologiquement profaner, souiller, salir, dégrader. Parmi les définitions données

par les experts, nous retiendrons la suivante, publiée dans un rapport rédigé en 1965 par le comité

scientifique officiel de la Maison Blanche (intitulé : “Pour restaurer la qualité de notre

environnement”) : “La pollution est une modification défavorable du milieu naturel qui

apparait en totalité ou en partie comme un sous-produit de l’action humaine, au travers

d’effets directs ou indirects altérant les critères de répartition des flux d’énergie, des niveaux

de radiation, de la constitution physico- chimique du milieu naturel et de l’abondance des

espèces vivantes. Ces modifications peuvent affecter l’homme directement ou à travers les

ressources agricoles, en eau et autres produits biologiques. Elles peuvent aussi l’affecter en

altérant les objets physiques qu’il possède, les possibilités récréatives du milieu ou encore en

enlaidissant la nature”.

La distinction entre eau polluée et eau non polluée est souvent relative et dépend des exigences

d’utilisation. Les experts européens (1961) assimilaient la pollution à “une composition ou à un état

directement ou indirectement modifiés du fait de l’activité de l’homme de telle façon que cela se

traduit par une moindre utilisation de l’eau”. Cette définition met bien en évidence la responsabilité

humaine dans la pollution et les inconvénients qui en résultentLes principales entrées dans le réseau

d’assainissement unitaire sont synthétisées dans la Fig. Il s’agit essentiellement des retombées

atmosphériques (entrée indirecte), de ruissellement urbain, de lavage de voiries et d’apports

domestiques et professionnels.

Figure19 : Principales entrées dans le réseau d’assainissement unitaire

Milieu

Apports directs

Apports

domestiques

Apports

Commerciaux et

industriels

Retombées

atmosphériques Retombées

atmosphériques

sèches

Retombées

atmosphériques

humides

Lavage de

voiries

Ruissellements

urbains Ruissellement

de chaussées

Ruissellement de

toitures, cours..


51

3.1. Les retombées atmosphériques

Les polluants atmosphériques possèdent deux origines : naturelle (incendie, érosion des sols,

volcanisme,…) et anthropique (chauffage domestique, usines industrielles et d’incinération

d’ordures ménagères, trafic automobile…..). Ces polluants se manifestent par des retombées

atmosphériques sèches et humides.

Les retombées atmosphériques sèches sont les retombées au sol des polluants atmosphériques

gazeux et particulaires. Ces retombées font intervenir des processus physico-chimiques complexes

dépendant de deux principaux paramètres (Zobrist et al, 1993 ; Golomb et al, 1997a) :

La nature des particules, et plus particulièrement le type de source émettrice, la taille

et la composition des particules et leur vitesse de chute ;

les conditions extérieures : météorologiques (température, vitesse de vent, …), et la

nature des milieux récepteurs (herbes, sol, surface perméable, …).

Les données en termes de retombées atmosphériques trouvées dans la littérature concernent

essentiellement les métaux lourds et les hydrocarbures.

Les retombées atmosphériques sèches constituent un apport en particules fines, en hydrocarbures,

en micropolluants organiques et surtout en métaux lourds.

Les études réalisées pour quantifier la pollution atmosphérique sèche (Tableau 10) ont montré

qu’elle contient d’importantes quantités d’éléments métalliques.

Les retombées atmosphériques sèches sont variables d’un site de mesure à un autre. Ceci peut

s’expliquer par une hétérogénéité de la production métallique particulaire et par la proximité des

sites de mesure par rapport aux sources d’émission.

Tableau 10: flux atmosphériques annuels des retombées atmosphériques sèches, en métaux lourds

(µg/m2.an)

Créteil 840 29300 18300 83200

Paris 150 26400 7800 38900

Notons que les dépôts secs qui se déposent par temps sec sont remis en suspension par temps de

pluie sous l’effet de la pluie. Par ailleurs, d’autres mécanismes peuvent intervenir pour remobiliser

Références Cadmium Plomb Cuivre Zinc

Revitt,

1990

zone résidentielle

(banlieue Londres)

332 6614 1745 6110

Garnaud

et al,

2001

Chatou 270 20500 5400 47600


52

les polluants, tels que le balayage des rues, le nettoyage des places de marchés, le vent (Ball et al,

2000).

La densité du trafic automobile, la localisation des industries, et la direction du vent ont une

influence non négligeable sur le dépôt des retombées atmosphériques sèches, en particulier les

métaux lourds. De plus, la masse de polluants accumulée tend à augmenter avec la longueur de la

période de temps sec précédent l’événement pluvieux.

Les retombées atmosphériques humides correspondent essentiellement à la pluie. Le lessivage de

l’atmosphère par les eaux météoriques détermine la pollution de l’eau de pluie à l’instant où elle

touche le sol.

Les ordres de grandeurs des concentrations de MES, des matières organiques, et des métaux dans

les retombées atmosphériques humides, mesurés en zones urbaines en Allemagne [1], et en France :

les Ulis et Maurepas [2], Chatou, Créteil, Paris, Fontainebleau [3], se trouvent dans leTableau 11.

Tableau 11 : concentrations des paramètres globaux et des métaux lourds dans les retombées

atmosphériques humides

Les résultats en termes de concentrations de métaux lourds dans les retombées atmosphériques

humides sont très variables entre les sites de mesure. Cette variabilité est fonction des sources

locales émettrices de polluants, des conditions météorologiques, des caractéristiques des sites de

prélèvements, et aussi des méthodes d’échantillonnage et d’analyse.

Les flux annuels des retombées atmosphériques totales en métaux lourds, mesurés dans des zones

fortement urbanisées et d’autres faiblement urbanisées sont synthétisés dans le

Tableau . Les flux mesurés en zones faiblement urbanisées sont relativement comparables entre les

différents sites de mesure. Ceux mesurés en zones fortement urbanisées sont cependant très

variables, quelque soit le métal étudié. Cette différence est attribuée à la proximité des sources

métalliques par rapport aux différents sites de mesure.

[1]

(Freitag et al, 1987 ; Göttle,

1978 ; Hahn, 1995)

[2]

(Grange et Deutsch,

1986)

[3]

(Garnaud, 2001)

MES (mg/l) - 1-16 -

DCO (mg/l) - 2-7 -

Cd (µg/l) 1-3 0.15-2.4 0.03-3.32

Pb (µg/l) 30-110 1.2-12.1 0.8-28.4

Cu (µg/l) 7-150 <7-33.4 1.1-13.7

Zn (µg/l) 50-150 4-198 2-82.4


53

Tableau 12 : flux atmosphériques totaux en métaux lourds (µg/m2.an)

La contribution des retombées atmosphériques totales (sèches et humides) à la charge métallique

véhiculée par les eaux de ruissellement urbaines varie entre 20-79% pour le cuivre et de 1-17% pour

le zinc (Garnaud, 1999). Par ailleurs, la contribution du dépôt sec par rapport au dépôt

atmosphérique total selon Garnaud (1999) est assez importante quel que soit le métal étudié (60 à

90%).

3.2. Le ruissellement urbain

Le ruissellement des différentes surfaces urbaines (chaussées, toitures, cours..) a été souvent étudié

à cause des flux importants en polluants qu’il transfère jusqu’au réseau d’assainissement (WRc,

1994, Gromaire et Garnaud, 1998-1999).

3.2.1 Ruissellement des chaussées

Ce type de ruissellement contribue à l’apport des métaux lourds par temps sec (balayage et lavage

des rues, des places de marchés), et par temps de pluie (lessivage des rues, trottoirs..).

Le ruissellement des chaussées constitue une source importante à la pollution des eaux unitaires

(Thornton et al 2001). Plusieurs sources peuvent être distinguées (USEPA, 1972) :

La perte des systèmes de lubrifications des véhicules ;

La dégradation des pneus et des freins ;

Les entretiens des routes et leur dégradation ;

Les précipitations ;

Les dépôts atmosphériques (dépôts secs).

Les concentrations des MES, des matières organiques et des métaux lourds dans les eaux de

ruissellement de chaussées, de bassins versants de tailles différentes sont résumées dans le

Références Cadmium Plomb Cuivre Zinc

Lawlor et Tipping, 20031 80 2400 1200 7200

Hovmand et Kemp, 19981 52 1300 860 10500

Migon et al, 19971 66 3139 2190 -

Garnaud et al , 20012 200-1090 3050-3910 7900-24700 46000-112900

Golomb et al , 1997a2 270 1850 2500 7800

Wong et al, 20032 70 12700 18600 104000

1 : zone faiblement urbanisée, 2 : zone fortement urbanisée,


54

quelle que soit la taille du bassin versant, le ruissellement des voiries se caractérise par de fortes

concentrations en MES, en MO et en métaux lourds. D’après (Xanthopoulos et al ; 1993), 90% des

MES transférées dans le réseau d’assainissement proviendraient de la voirie.

Quel que soit le paramètre polluant étudié, les concentrations de ruissellement des chaussées sont

variables d’un site de mesure à un autre. L’importance de la pollution des eaux de ruissellement des

voiries varie en fonction de l’occupation du sol et l’intensité du trafic routier.

Tableau 13: concentrations moyennes des MES, matières organiques et des métaux lourds dans les

eaux de ruissellement de chaussées, par temps de pluie

pays référence MES

(mg/l)

DCO

(mg/l)

DBO5

(mg/l)

Cadmiu

m

(µg/l)

Plom

b

(µg/l)

Cuivre

(µg/l)

Zinc

(µg/l)

France Gromaire

(1998)

97 135 31 0.5 138 63 560

Laurensot (1998) 538 436 79 - 100 80 300

Allemagne Xanthopoulos et Hahn

(1993)

564 49 6.4 311 108 603

Dierkes und Geiger

(2000)

- - - 1.6 28 125 -

USA Pitt et al. (1995) 49 - - 37 43 280 58

L’apport en Cu, Pb et Zn des eaux de ruissellement de chaussées provient essentiellement de l’usure

des plaquettes de freins des véhicules (Sörme et al, 2002 ; et Legret et al, 1999) (Tableau 14).

Tableau 14 : teneurs en métaux lourds dans différentes parties des véhicules

mg/Kg Cd Cu Pb Zn

[1] [2] [1] [2] [1] [2] [1] [2]

Freins - 2.7 62050 142000 11405 3900 12450 21800

Pneus - 2.6 - 1.8 - 6.3 - 10250

Huile <1 0.2 <1 0.5 <1 3.3 400-

800

0.5

[1] : Sörme et al (2002) ; [2] : Legret et al (1999)

En plus du trafic routier, la dégradation des chaussées et le type des rues peuvent participer à

l’apport en métaux lourds. Muschack (1999) a calculé les flux d’émissions du Cu, Pb, et Zn dans

différents types de rue se trouvant en zone urbaine (rue résidentielle, route principale, autoroute)

(Tableau 13). Il apparaît clairement que plus la route est fréquentée, et plus la dégradation des

chaussées est importante, et plus grande sera la quantité de métaux dégagée.


55

Tableau 15 : flux d’émissions de Cu, Pb, et Zn en fonction des types de rues

Le plomb et le zinc des eaux de ruissellement des voiries sont majoritairement associés aux

particules. Gromaire (1998) estime respectivement la proportion de cuivre, de plomb et de zinc liée

aux particules, dans les eaux de ruissellement de chaussées à 67%, 97% et 52%. Laurensot (1998)

trouve un résultat similaire pour les mêmes métaux : 62% pour le Cu, 95% pour le Pb et 75% pour

le zinc.

3.2.2Ruissellement des toitures

Le ruissellement des toitures peut être considéré comme très polluant tout comme le ruissellement

des chaussées (Herrmann et al, 1994 ; Förster, 1999). Les effets de cette pollution sont d’autant plus

importants quand les sources de la pollution sont les matériaux de fabrication des toitures elles-

mêmes (Förster, 1999).

Förster, (1999) a trouvé que les concentrations en zinc dans les eaux de ruissellement des toitures en

feuille de zinc sont 2 à 3 fois supérieures à celles des eaux de ruissellement de toitures fabriquées

sans aucun métal (exemple les toitures en ciment fibreux).

De nombreuses études ont été réalisées pour caractériser la pollution des eaux de ruissellement de

toitures (Tableau 14).

D’après ces données, les eaux de ruissellement de toitures contiennent de faibles quantités de

matières en suspension et en matières organiques, en comparaison avec les eaux de voiries. En effet,

la charge moyenne par évènement pluvieux est de 0.85Kg/ha pour les MES, 0.24 Kg/ha pour la

DCO et 0.12 Kg/ha pour la DBO5 (Sakakibara, 1996).

En revanche, les eaux de ruissellement des toitures se caractérisent par des concentrations en

métaux lourds significatives. Ces concentrations sont variables d’un site de mesure à un autre.

Les concentrations en métaux lourds mesurées par Gromaire (1998) dans les eaux de ruissellement

des toitures du Marais sont largement supérieures à celles mesurées dans les eaux de voiries.

Cependant, l’inverse se produit à Nancy (Laurensot, 1998) où les concentrations du Pb et du Cu

mesurées dans les eaux de ruissellement des toitures sont inférieures à celles des voiries. Ceci peut

être liée aux types de toitures étudiées.

Type de rue Abrasion totale

(Kg/ha de

route/an)

Cu

(g/ha de

route/an)

Pb

(g/ha de

route/an)

Zn

(g/ha de

route/an)

Rue résidentielle 2148 110 219 352

Route principale 7665 391 782 1257

Autoroute 10000 510 1020 1640


56

Tableau 16 : Concentrations moyennes en MES, en matières organiques et en métaux lourds dans

les eaux de ruissellement des toitures

Références MES

(mg/l)

DCO

(mg/l)

DBO5

(mg/l)

Cadmiu

m

(µg/l)

Plomb

(µg/l)

Cuivre

(µg/l)

Zinc

(µg/l)

France

Gounou

(2004)

- - - 1.4 1485 1620 9353

Gromaire

(1998)

17 27 4 1.3 493 37 3422

Laurensot (1998) - - - - 60 20 3000

Allemagne

Xanthopoulos et

Hahn (1993)

60 22 - 1 104 235 24

Förster and

Herrmann (1996)

43.2 - - - - - -

Gieska et al.(2000) - - - - 21.5 33.6 2580

Japon Sakai et al.(1996) - 5.7 1.8 - - - -

Netherlands Van Dam et

al.(1989)

- - - 0.5 10.1 5.7 33.4

Les concentrations en métaux lourds dans les eaux de ruissellement de différents types de toitures

(tuile, zinc, ardoise) ont été mesurées par Gromaire (1999).Ces résultats montrent que la corrosion

des toitures métalliques ou des éléments de toitures métalliques conduit à des concentrations très

élevées en métaux lourds. Le Cd, et le Zn contenus dans les eaux de ruissellement peuvent provenir

des toitures en zinc, le Cu provient des toitures munies de gouttières en cuivre alors que le Pb

provient des toitures contenant des parties faites en plombEn plus du ruissellement des toitures, le

ruissellement de la pluie sur les façades des bâtiments et le mobilier urbain peuvent constituer une

source de métaux lourds vers le réseau. Davis et al (1999) montrent que le plomb provient

essentiellement des bâtiments à façade en bois peint (en moyenne 520µg/m2), ce qui amène à dire

que les peintures sont également une source en Pb. Il a trouvé que le Cu provenait des façades en

brique (47µg/m2), alors que les bâtiments dont l’extérieur est fait en brique (2100µg/m2) et en bois

peint (2800µg/m2) sont une source importante en zinc. Le plomb dans les eaux de ruissellement des

toitures est essentiellement sous forme particulaire (en moyenne : 75% selon Laurensot, et 85%

selon Gromaire). Par ailleurs, le zinc se trouve sous forme dissoute. La proportion de zinc liée aux

particules est en moyenne de l’ordre de 20% selon Laurensot et 11% selon Gromaire. Le cuivre se

répartit de façon équitable entre les deux phases.

3.2.3Ruissellement d’autres surfaces urbaines (cours, parking…)

Les concentrations en MES et en métaux lourds (à l’exception du Zn) des eaux de ruissellement aux

niveaux des cours (Gromaire, 1998) sont largement inférieures à celles mesurées dans les eaux de


57

ruissellement des parkings (Pitt et al, 1995) (Tableau 17). Les parkings constituent ainsi une source

importante d’apport en Cd, Cu et Pb.

Tableau 17: concentrations moyennes en MES, en matières organiques et en métaux lourds dans

les eaux de ruissellements des cours et parkings

MES

(mg/l)

DCO

(mg/l)

DBO5

(mg/l)

Cadmiu

m

(µg/l)

Plomb

(µg/l)

Cuivre

(µg/l)

Zinc

(µg/l)

France Cours Gromaire

(1998)

40 63 14 0.8 27 112 577

USA parkings Pitt et al.

(1995)

110 - - 37 43 280 58

La répartition dissous-particulaire au niveau des cours montre qu’à l’exception du zinc, les trois

autres métaux sont majoritairement sous forme particulaire. Les pourcentages de la pollution

métallique liée aux particules sont en moyenne respectivement de l’ordre de 90% pour le Cd, 65%

pour le Cu, 92% pour le Pb et 46% pour le Zn (Gromaire, 1998).

3.2.4 Le lavage de voiries

Cette partie concerne essentiellement le nettoyage des voiries à Paris, et plus particulièrement sur le

bassin versant du Marais (3ième et 4ième arrondissement). Le lavage des voiries et des trottoirs à Paris

est assuré par les services de la Mairie de Paris, et il se fait selon plusieurs façons :

Lavage manuel : ce type de lavage est quotidien et consiste en un lavage des caniveaux par

ouverture des bornes fontaines et un balayage des trottoirs ;

Le lavage au jet d'eau sous-pression : il est réalisé par une arroseuse-laveuse munie d'un jet

d'eau. L'eau utilisée est celle des bornes fontaines. La fréquence du nettoyage varie entre 2 et

5 fois par semaine selon les voiries;

Le nettoyage par aspiration mécanique: ce nettoyage se fait par des aspiratrices de chaussées

motorisées équipées d'un gicleur servant à humecter la chaussée devant l'engin, d'une buse

d'aspiration centrale et de deux brosses rotatives balayant une largueur de 1 à 2m. Ce

nettoyage est réalisé quotidiennement, sauf le week-end.

Plusieurs campagnes de prélèvement d’eaux de lavage de voiries par temps sec ont été réalisées :

Gromaire (1998), Garnaud (1999), Rocher (2003) et Gounou (2004). Le nettoyage au cours de ces

campagnes s’est effectué avec balayage humide des caniveaux et l’utilisation d’un jet d’eau sous

pression. Ainsi, le lavage se fait sur des portions de chaussées comprenant le trottoir, le caniveau et

une demie route.

Les échantillons prélevés ont été analysés en terme de MES, MVS, DCO, DBO5, métaux lourds, et

HAP. Les masses polluantes produites par unité de longueur mesurées par Gromaire (1998) sont

synthétisées dans leTableau 16.Les masses des MES et des matières oxydables varient d’un facteur


58

3 à 4 d’un site de mesure à un autre et d’une journée de mesure à une autre, et d’un facteur 7 à 30

dans le cas des métaux lourds.

Tableau 18 :Masses polluantes journalières, par mètre de caniveau, des eaux de nettoyage de voirie

Eaux de nettoyage de voirie,

Marais

1er déc. médiane 9ème déc.

Volume (l/m) 9.5 13.8 34.9

MES (g/m) 0.82 1.64 3.1

MVS (g/m) 0.36 0.92 1.46

DCO (gO2/m) 1.18 2.54 5.04

DBO5 (gO2/m) 0.34 0.67 1.41

Cd (µg/m) 1.29 2.58 10.99

Cu (mg/m) 0.33 0.62 1.33

Pb (mg/m) 0.63 1.06 7.55

Zn (mg/m) 1.93 4.57 8.91

Les concentrations en MES, en matières organiques et en métaux lourds mesurées dans les eaux de

lavage des voiries du Marais sont regroupées dans leTableau 19. Quelque soit le métal étudié, les

concentrations mesurées par Garnaud (1999) sont largement inférieures à celles mesurées par

Rocher (2003) et Gounou (2004). On observe par ailleurs, que les valeurs mesurées par Gounou

(2004) sont très fortes. Cette différence peut être attribuée à la méthode de prélèvement.

Tableau 19:concentrations en MES, en matières organiques et en métaux lourds, des eaux de

nettoyage de voirie

(µg/l) MES MVS DCO DBO5 Cadmiu

m

Plomb Cuivre Zinc

Gromaire

(1998)

31-

216,

(97)

16-115,

(50)

54-

313,

(179)

12-113,

(52)

- - - -

Garnaud

(1999)

- - - 0.06-

0.55,

(0.2)

35-318,

(94)

13-87,

(38)

148-537,

(212)

Rocher

(2003)

- - - 3.25-4.7,

(3.8)

512-621,

(562)

300-

382,

(339)

1096-

1296,

(1107)

Gounou

(2004)

- - - 4.5-12.6,

(8.6)

929-4535,

(1808)

555-

1202,

(803)

3912-

10142,

(5499)

x-y,(z) : 1er decile-9ième décile,(médiane)

Les concentrations métalliques totales dans les eaux de lavage des rues du Marais sont relativement

homogène d’un site à un autre, mais présentent des variations significatives au sein d’un même site.

Ces variations sont dues aux volumes d’eau utilisés, à la durée et à l’intensité du balayage

(Garnaud, 1999). La comparaison avec les eaux potables montre qu’à l’exception du cuivre, les


59

concentrations des trois autres métaux dans les eaux de lavage de voirie sont nettement supérieures

(4-8 fois). Ce résultat peut indiquer que le Pb et le Zn pourraient provenir essentiellement de la

circulation automobile, par temps sec. En qui ce concerne le Cu, sa concentration dans les eaux de

ruissellement de voirie est 3 fois inférieure à celle de l’eau potable. Il semble donc que ce métal

provient de la corrosion des tuyaux d’alimentation des habitations. Les matières oxydables et le

cuivre véhiculés par les eaux de lavage des voiries se répartissent de façon équitable entre la phase

dissoute et particulaire. En revanche, le Cd, Pb et Zn sont essentiellement transportés sous forme

particulaire (Gromaire et Garnaud) (Tableau 20).

Tableau 20: proportion de DCO, de DBO5 et de métaux lourds liée aux particules dans les eaux de

nettoyage

1er décile médiane 9ème décile

% DCO particulaire 43 59 74

% DBO5 particulaire 39 47 64

% Cd particulaire 59 94 97

% Cu particulaire 28 50 71

% Pb particulaire 68 90 98

% Zn particulaire 52 77 87

Les flux en MES, en matières organiques et en métaux par jour et par mètre linéaire de chaussée,

des eaux de nettoyage de voirie du bassin versant du Marais estimés par (Gromaire et al; 2000)

(Tableau 21) indique que le lavage de voirie est susceptible d’apporter des quantités importantes de

métaux, de MES et de matières organiques vers le réseau. Ces quantités sont cependant

considérablement variables d’une journée à une autre, et d’une rue à une autre.

Tableau 21 : flux métalliques engendrés par le lavage de la voirie sur l’ensemble du bassin versant

du Marais (Gromaire et al; 2000)

1er décile médiane 9ème décile

MES (g/m/j) 0.08 1.1 3.6

MVS (g/m/j) 0.4 0.9 1.5

DCO (g d’O2/m/j) 1.2 2.5 5.0

DBO5 (g d’O2/m/j) 0.3 0.5 1.4

Cd (µg/m/j) 1.3 2.6 11.0

Cu (mg/m/j) 0.3 0.6 1.3

Pb (mg/m/j) 0.6 1.1 7.5

Zn (mg/m/j) 1.9 4.6 8.9

La comparaison entre les flux polluants apportés par les eaux de lavage des rues et ceux apportés

par les eaux de ruissellement de voirie par temps de pluie montre que les masses médianes, par

unité de surface, des MES, MVS et des matières organiques sont généralement comparables. En

revanche, les masses des métaux lourds des eaux de ruissellement par temps de pluie sont 5 fois

supérieures aux masses des eaux de lavage de voiries par temps sec (Gromaire et al, 2000). Par

ailleurs, Gromaire (1998) trouve que les masses en métaux lourds issues du lavage des voiries sont


60

très faibles par rapport à celles des toitures et élevées par rapport aux cours pour le plomb, le cuivre

et le zinc, à l’échelle d’un évènement pluvieux.

3.2.5 Les eaux domestiques

Les eaux usées correspondent à des eaux ayant été utilisées par l’homme et peuvent être d’origine

soit domestique soit industrielle (Chocat ; 1997, Valiron ; 1992). Les eaux domestiques sont celles

utilisées pour des usages domestiques (lavabo, évier, WC, douches et salle de bain, machine à

laver…), alors que les eaux industrielles correspondent aux eaux utilisées dans le cadre d’une

production industrielle (activités artisanales ou commerciale) et peuvent être mélangées aux eaux en

provenance des toilettes,…. A ces deux types d’eau, se rajoute les eaux résultantes du lavage des

chaussées, des caniveaux et des places des marchés, les eaux d’infiltration, et les eaux des réservoirs

de chasse. Les volumes totaux des eaux mesurées entre 1992 et 1994 aux trois principales stations

d’épuration de l’agglomération Parisienne (Achères-Seine Aval-, Valenton-Seine Amont- et Noisy-

Le-Grand-Marne Aval-) sont en moyenne de l’ordre de 300 l/hab/j (Fievet et al, 1998). Toutefois,

ceux d’eaux domestiques mesurées, en France, en sortie d’habitation entre 1975 et 1980 (citées dans

Artières ; 1987) varient entre 80 et 100 l/hab/j et sont fonction de l’équipement sanitaire de

l’habitation. Les eaux usées domestiques sont composés d’apports physiologiques, d’apports divers

(eaux vannes de toilettes, déchets solides rejetés dans les toilettes…), et d’eaux à usage domestiques

(de lavabo, de bains et de douche, de lave vaisselle…).

A.Les apports physiologiques sont essentiellement les matières fécales et les urines humaines.

Environ 30- 45kg de matières fécales humides sont produites par personne et par année, soit 10-

15kg de matières sèches fécales (Lentner et al, 1981). La production journalière moyenne par

habitant d'urine et de matières fécales est respectivement de l’ordre de 1060ml/hab/j et 112g/hab/j

Tableau 22: production des matières fécales et des urines

[Laak ; 1974] [Almeida et al ;

1999]

[Vinneras,

2001)

1 adulte 1 enfant Moyenne pour 8

adultes et 2 enfants

Matières fécales

(g/hab/j)

130 90 115 110

Urines (ml/hab/j) 1200 800 1120 -

Almeida et al (1999) donnent les masses de matières en suspension, de matières organiques et

azotées pour 1ml d'urine et 1g de matière fécale (Tableau 21) (Laak, 1974, Seigrist et al, 1976).

D’après ces ordres de grandeurs, il apparaît que les matières fécales sont une source importante de

MES et de DCO en comparaison avec l’urine. En parallèle, l'urine constitue une source de matières

azotées.


61

Tableau 23 :Masse des MES, de matières organiques et azotées dans les excréments humains

(Laak, 1974; Seigrist et al, 1976)

Mg 1 g de matière

fécale

1 ml d'urine

MES 208 21

DCO 287 17,5

NH3-N 1.5 2.49

NO3-N 0,03 0,012

Plusieurs études ont été réalisées en France et à l’étranger pour déterminer les flux polluants des

eaux usées domestiques rejetés par jour et par habitant. Ces dernières sont groupées dans lelaires, ni

eaux industrielles (Tableau 24). Celles effectuées en France ont été réalisées en zones d’habitat

(quartier résidentiels et petites communes rurales), sur des eaux usées sans eaux claires, ni eaux

industrielles.

Tableau 24 : charges polluantes des eaux usées domestiques

(g/hab/j) MES DCO DBO5 NTK

Rambaud et al (1997)

Fra

nce

35 75 40 6

Bureau Vértitas et SIVOM de Metz

(1994)

42-51 82-103 37-47 9-11

Pujol et al (1990) 25-30 75-80 30-35 8-9

Blanic et al (1989) 28 89 34 9

Besse et al (1989) 41 98 37 10

Ministère de l’environnement du

Québec (1989) Can

ad

a

60 - 50 10

D’après cette sélection bibliographique, la charge polluante en matières en suspension, générée

quotidiennement par habitant, varie entre 25 et 60 g/hab/j, celle en DBO5 est de l’ordre de 30 à 50

g/hab/j, alors que la masse en azote est de 6 à 11 g/hab/j. on remarque par ailleurs que les valeurs

mesurées en France sont inférieures à celles mesurées à l’étranger. La production en eau usée par

type d’usage domestique est présentée dans le (Tableau 25). Les résultats de cette étude

bibliographique montrent une production totale allant de 84 à 117 l/hab/j. Selon le type d’usage, les

toilettes contribuent fortement à l’apport en eaux usées, suivies des bains et des douches.


62

Tableau 25 :Production d’eau usée domestique par type d’usage (1 en Grande Bretagne ; 2 à

Malte ; 3 en France)

(l/hab/jour) WC Evier

de

cuisine

lavabo Bain et

douche

Machi

ne à

laver

Autre

s

Total

Bulter (1995)1 31 13 13 28 17 - 102

Gatt (1993)2 29 15 9 25 16 - 94

Blanic et al

(1989)3

20 12 - 26 26 - 84

Hall et al (1988)1 37 - - 19 13 48 117

Les charges polluantes en MES, en matières oxydables et azotées dans les eaux domestiques en

fonction du type d’usage (eaux de vannes, eaux de cuisine) (Tableau 26) montrent que la plus

grande part des matières en suspension, des matières organiques et azotées proviennent

essentiellement des eaux vannes, de cuisine et de lessive. Cependant, la plus faible charge provient

généralement des eaux de bains.

Tableau 26 :charge polluante des eaux usées domestiques par type d’usage ([1] : Blanic et al

(1989) ; [2] : Petit et al (1976) ; [3] : Siegrist et al (1976))

(g/hab/j) MES DCO DBO5 Azote

Références [1] [2] [3] [1] [2] [3] [1] [2] [3] [1] [2] [3]

Eaux vannes 16 8 13 29 22 - 9 12 11 7 3 4

Eaux de cuisine 23 7 9 17 26 - 10 12 21 0.3 0.8 0.9

Eaux de lessive 7 5 11 29 20 - 9 8 15 0.7 0.3 0.8

Eaux de bain 3 3 2 11 6 - 5 2 3 0.8 0.2 0.3

Les flux métalliques journaliers par habitant mesurés dans les eaux usées domestiques (Tableau 27)

par (Comber et Gunn, 1996) montrent pour ce bassin versant que les matières fécales (toilettes)

représentent une source majeure de Cd, Cu et Zn. Cependant, le Pb provient essentiellement des

eaux de lave linge. Par ailleurs, il semble que les quantités de métaux lourds dans les eaux de bains

ne sont pas négligeables devant les autres sources.

Tableau 27 : flux métalliques par type d’activité domestique (Comber et Gunn, 1996)

(µg/hab/j) Cd Cu Pb Zn

Eaux de Lave linge 11 977 515 4452

Eaux de Lave vaisselle 1.3 8 6 42


63

Eaux de lavage de vaisselle à la

main

7.8 <20 46 110

Eaux de bains 13.1 67 45 1095

Eaux de toilette (matières

fécales)

48 2104 121 11400

Total 81.2 3176 733 17 99

B.Les apports divers

peuvent contenir de la matière organique notamment les tampons et serviettes hygiéniques, les

bâtonnets cure-oreilles, le papier toilette… Ashley (1999) estime en Grande Bretagne que 56 000

tonnes de matières plastiques et d’objets à usage sanitaire sont rejetées annuellement dans les

toilettes et 2 500 000 de tampons et 1 400 000 serviettes hygiéniques sont rejetées quotidiennement

dans les égouts. La quantité de papier toilette utilisée par personne et par an est de l’ordre de 8.5kg

(Anonymus, 1994). Cependant, seulement 90% soit 7.7kg/hab/an est rejetée dans les toilettes.La

pollution associée au papier toilette a été évaluée au cours des travaux de Almeida et al (1999). Ils

se trouvent que 546 mg de MES par feuille de papier, 526 mg de MVS par feuille de papier et 706

mg de DCOt par feuille de papier sont associées au papier toilette.

C.Les apports à usage domestiquecontribuent à l’apport des matières organiques. Les

concentrations des MES, MVS, et de la DCO totale et dissoute dans les eaux domestiques par

différents types d'usage sont synthétisées dans le Tableau 28.

Tableau 28 :concentrations en MES, MVS et DCO t+d dans les eaux de différents dispositifs

g/m3 MES MVS DCOt DCOd

Eaux de Bain 54 9 210 184

Eaux de lavabo 181 72 298 221

Eaux de douche 200 153 501 221

Eaux de cuisine 235 196 1079 644

Eaux de machine à

laver

165 97 1815 1164

Ces valeurs montrent que les eaux de cuisines se caractérisent par de fortes concentrations en

matières en suspension et en matières organiques ; en revanche, les eaux de machine à laver se

distinguent des autres dispositifs par des concentrations en matières organiques très élevées. Par

ailleurs, si on tient compte de tous les apports (physiologiques, eaux de toilette, eaux de différents

dispositifs) (Tableau 29), il est clair que les eaux de toilette sont une source majeure des matières


64

organiques et NH3-N. Par contre se sont les eaux de cuisine qui sont régulièrement à l'origine des

nitrates rejetées dans le réseau (Almeida et al, 1999).

Tableau 29 :Contribution des différents dispositifs (Almeida et al, 1999)

% MES DCOt NH3-N NO3-N

Eaux de toilettes 77.4 43.9 97.1 3.8

Eaux de Bain 1.3 2.5 0.6 15.3

Eaux de lavabo 2.1 1.7 0.1 10.7

Eaux de douche 5.1 6.4 0.7 24.6

Eaux de cuisine 10.1 23.2 0.3 38

Eaux de machine à

laver

4.0 22.3 1.2 7.6

3.2.6 Les eaux industrielles et commerciales

Les eaux usées commerciales et industrielles et en particulier celles des restaurants, contiennent des

quantités importantes de matières organiques. Les produits utilisés par les coiffeurs, les esthéticiens,

en parfumerie, les produits pharmaceutiques, les plastifiants, les conservateurs, les antioxydants ou

encore les solvants utilisés dans les industries ou dans les commerces constituent une source de

matières organiques. Les flux annuels en Cd, Cu, Pb et Zn pour différentes sources commerciales et

industrielles sont présentés dans le Tableau 30(Sörme et Lagerkvist, 2002), à l’échelle de quatre

villes suédoises.

Tableau 30 : Flux annuels en métaux lourds pour quelques sources

(Kg/an) Cd Cu Pb Zn

Grandes entreprises 0.47 87 21 200

Lavage de voiture 7.7 300 240 2300

Dentistes - - - -

Conduites et robinets - 1200 - 200

Totale 8.17 1587 261 2700

D’après Sörme et Lagerkvist (2002), le lavage des voitures peut être considéré comme une source

principale pour l’apport en Cd, Pb et Zn. Par ailleurs, le Cu a tendance de provenir de la corrosion

du réseau de tuyauterie. Les concentrations en métaux lourds dans les eaux usées d’origine

commerciale et industrielle, pour différents pays européens sont synthétisées dans le Tableau 31.


65

Tableau 31 :Concentrations en métaux lourds des effluents industriels et commerciaux

Type d’industrie ou de

commerce

Concentrations

(µg/l)

pays références

C

d

Tous secteurs

Industrie pétrolière

3-1250

300-400

Allemagne

Grèce

Wilder et al 1997

NTUA, 1985

C

u

Tous secteurs

Industries électriques et de

métaux

Magasins d’artisanat

Bijouteries

37-26000

5000-10000

20500

700-1900

Allemagne

Grèce

Italie

Wilder et al 1997

NTUA, 1985

EBAV, 1996

Pb

Tous secteurs


métaux

Magasins de céramique

<50-13400

50

6000

Allemagne

Grèce

Italie

Wilder et al 1997

NTUA, 1985

EBAV, 1996

Zn

Tous secteurs


métaux

Bijouteries

30-133000

60-2830

1000

Allemagne

Grèce

Italie

Wilder et al 1997

NTUA, 1985

EBAV, 1996

Ces concentrations sont très variables selon le site de mesure et le type d’industrie ou de commerce.

Les concentrations des eaux rejetées par différentes activités industrielles et commerciales (les

entreprises de traitement de surface, les restaurants, les commerces de vêtements, de chaussures, les

hôpitaux…) à Paris sont regroupées dans le Tableau 30.

. Ces valeurs varient considérablement selon le type d’activité, en particulier les concentrations en

métaux lourds Les concentrations en métaux lourds des eaux industrielles et commerciales sont

largement supérieures à celles des eaux usées domestiques (Tableau 33).

µg/l 1er décile médiane 9ième

décile

Cd - 0.2 -

Cu 91 92 101

Pb 15 19 31

Zn 86 92 422


66

Tableau 33 : concentrations des MES, et des matières organiques et azotées, dans les eaux usées

commerciales et industrielles par type d’activité (cellule des contrôles des eaux, 2003)

mg/l MES DCO DBO5 NTK

Traitement de

surface

30-399, (163) 132-871,

(468)

- -

Etablissement

soins

146-489,

(135)

157-1112,

(373)

29-239,

(106)

16-74, (33)

Restauration 118-1481,

(506)

461-2837,

(1400)

181-1380,

(511)

20-142,

(70)

Pressing et

teinturerie

164-963,

(327)

321-1920,

(614)

(334) 26-84, (59)

Blanchisserie 141-376,

(165)

322-853,

(404)

- 12-63, (35)

Ateliers 170-1636,

(742)

504-1452,

(945)

402-831,

(617)

86-182,

(147)

Garage 166-1054,

(457)

838-2204,

(1630)

- 54-128,

(89)

Laboratoire photo 262-1228,

(864)

571-3402,

(1331)

166-827,

(291)

62-44,

(139)

Laboratoire

d’analyse

20-834, (151) 67-986,

(359)

7-447,

(166)

14-122,

(58)

Autres (697) (1630) (458) (89)



67

Tableau 34 : concentrations des métaux lourds, dans les eaux usées commerciales et industrielles

par type d’activité (cellule des contrôles des eaux, 2003)

µg/l Cd Cu Pb Zn

Traitement de

surface

14-19, 130-1408, 51-59, 222-902,

Traitement de

surface

-17 -490 -55 -410

Etablissement soins <8 50-180, <50-60 134-500,

-90 -250

Restauration - - - -

Pressing et

teinturerie

- - - -

Blanchisserie - - - -

Ateliers <8 91-212, <50 367-482,

-155 -435

Garage <8 104-424, 58-700, 270-732,

-300 -80 -390

Laboratoire photo - - - -

Laboratoire

d’analyse

<8 54-236, 58-106, 135-580,

-70 -90 -325

Autres <9 390 250 650


Tableau 35 : concentrations en métaux lourds dans les eaux usées domestiques (Cellules de

contrôles des eaux)

µg/l 1er décile médiane 9ième

décile

Cd - 0.2 -

Cu 91 92 101

Pb 15 19 31

Zn 86 92 422


68

Chapitre 4 : méthode de dépollution et remédiation des eaux polluées

4.1L’Epuration des eaux usées :

Introduction :

Epurer les eaux usées, c’est dans la mesure du possible, éviter au milieu extérieur de subir les

conséquences néfastes de l’activité humaine. Tout était prévu dans la nature pour qu’elles soient

remis en circuit, les constituants des molécules hautement perfectionnées dont sont bâtis les êtres

vivants. Mais l’homme doit prévoir la même possibilité pour les molécules qui, dans un premier

temps, ont été conçues pour résister au plus possible d’agents naturels, (teintures, Lessives,

conserves, etc...) tous ces produits se retrouvent peu, dans les eaux usées. Ils sont alors confiés au

spécialiste de l’épuration qui est sommé de les faire disparaître, eu Prenant à son compte une foule

de paramètre (débits, pH, température) susceptibles d’évoluer dans des fourchettes relativement

larges, la principale sujétion de l’épuration des eaux usées et de garantir la qualité d’un produit fini

(eau traitée et boues) quelle que soient les Caractéristiques et le débit d’une matière qu’il est tenu de

prendre toujours eu totalité.

4.2. Généralités sur l’épuration :

L’épuration d’une eau usée résiduaire comportera logiquement les opérations suivantes :

- Retirer les éléments les plus gros, débris organiques ou minéraux de dimension notable.

- S’attaquer aux matières en suspension de densité suffisamment différente de l’eau en jouant

sur cette différence pour qu’une séparation effective se produise en peu de temps.

- Assurez l’élimination de la pollution restante constituée de matières colloïdales ou

dissoutes, en accélérant la destruction naturelle de ces éléments par action de bactéries en présence

d’oxygène.

- Eventuellement éliminer les pollutions résiduelles pouvant être gênantes en aval : germes

pathogènes, azote, phosphore, …etc., par des moyens spécifiques.

Ces quatre phases constituent les prétraitements, les traitements primaires avec principalement la

décantation, le traitement secondaire, généralement biologique et le traitement tertiaire. (4) Cette

démarche est logique, elle va du plus simple et moins coûteux au plus compliqué, les techniques

mises en œuvre déroulent de ce que l’on constate dans la rivière, sédimentation, attaque des

éléments biodégradables. L’accélération des processus sert à réduire les volumes nécessaires grâce

à des temps de réaction plus rapides et permet d’arriver à des coûts acceptables. Cette combinaison

judicieuse entre la recherche de la compacité des traitements et la complication des ouvrages et des

procédés variera sensiblement suivant les conditions locales (place disponible à un coût acceptable,


69

valeur de l’énergie, capacité des exploitants) (Figure 20). Le traitement consiste finalement en

l’élimination de matières polluantes ou en la transformation de ces matières en matières non

polluantes.

Figure20 :Schéma type d’évacuation des eaux usées et les eaux pluviales

4.3. Epuration des eaux usées

4.3.1. Le prétraitement :

Les composantes du traitement préliminaire :

Dégrillage, dessablage, dégraissage et déshuilage ont une triple fonction :

Protéger les équipements aval contre le colmatage, le blocage de certaines pompes, ou

encore éviter des conditions médiocres d’aération (avec les graisses).

Protéger le milieu récepteur contre des risques esthétiques ou des dépôts intempestifs, ou la

formation de filtre d’huile gênant la re-aération naturelle (Figure3).On notera la nécessité

d’évacuer correctement les produits retirés de l’eau.

1-Le dégrillage :

Les grilles comportent toujours des barreaux de 8 à 15 mm d’épaisseur équidistants et situés dans

un plan perpendiculaire au plan défini par la direction du courant et la verticale (Figure 20).

Le plan de grille peut être vertical ou incliné. Suivant l’écartement des barreaux, on distinguera les

grilles grossières (écartement 10cm) qui généralement protègent une grille moyenne (1.5 à 2.5 cm)

ou fine.

Les grilles grossières comportent souvent un raclage manuel alors que les autres, notamment les

fines, disposent généralement d’un nettoyage mécanique compte tenu de l’accumulation de matières

qu’elles occasionnent.

Le dimensionnement des grilles est fait de façon à ce que la vitesse horizontale dépasse 30 cm/s

pour éviter la sédimentation des matières organiques, et que la vitesse entre les barreaux soit


70

inférieure à 100cm/s pour éviter que les déchets arrêtés ne soient entraînés. Au fur et à mesure que

se produisent les dépôts, la perte de charge s’accroît (de 10cm à 40 cm), ce qui permet le

déclanchement automatique du système de nettoyage par un râteau mécanique (Figure 20).

2-Le dessablage :

Le dessablage a pour but d’extraire des eaux brutes les graviers, sables et particules minérales plus

ou moins fines, de façon à éviter les dépôts dans les canaux et conduites, à protéger les pompes et

autres appareils contre l’abrasion, à éviter de surcharger les stades de traitement suivants. Il

concerne les particules de plus de 200 microns, les éléments les plus fins étant éliminés par

décantation (Figure 21).

3-Le déshuilage –Le dégraissage :

Une meilleure efficacité nécessite un dégraisseur-déshuileur séparé. L’aération de fait dans une

zone spéciale, et la sédimentation dans une zone tranquille calculée pour une vitesse ascensionnelle

de 15/20m/h, au maximum 25m/h (figure 21).

Le temps de séjour est de l’ordre est de 3 à 5 minutes, le débit d’air est de 4 à 8m3/h parm3 de

capacité de l’ouvrage, On peut dans ces conditions récupérer plus de 80% des matières grasses et

flottantes, Leur évacuation est faite par raclage mécanique en surface

4.3.2. Le traitement primaire :

Il consiste en une décantation dans un ouvrage bétonné qui permet un temps de séjour de

l’ordre de deux heures, la vitesse de surverse (quotient du débit horaire par la surface) est souvent

de l’ordre de 1 à 2 m/h, leur forme est en général circulaire mais les appareils rectangulaires

donnent aussi satisfaction, les boues décantées sont reprises par des racleurs de fond, parfois munis

de pompes suceuses, ils comprennent toujours un racleur de surface pour l’évacuation des matières

flottantes (figure 21).

4.3.3. Le traitement secondaire :

Le traitement secondaire se poursuit dans quatre décanteurs circulaires secondaires qui ont la

tache de séparer les micro-organismes de l’eau épurée.

La boue de micro-organismes est recueillie au fond des décanteurs secondaires et l’eau épurée

se déverse à la périphérie pour être acheminée à l’émissaire dans la rivière (figure 21)


71

Arrivée des

eaux usées Relevage Dégrillage

Dessablage

Déshuilage

Sortie

en rivière Clarification

Traitement

biologique

Traitement

primaire

(décantation)

Figure21 : Les étapes et procédés de traitement des eaux usées .

Durée de la décantation secondaire : 7 heures la boue secondaire est recerclée à l’entrée des bassins

d’aération pour retourner au travail en aération. Chaque micro-organisme peut faire 4 à 5 fois par

jour le tour du traitement secondaire. Etant donné que ces micro-organismes semultiplient et qu’il

faut garder leur nombre à un niveau constant, il faut prélever une certaine quantité de boue à chaque

jour. Ce sont les boues en excès les quelles sont pompées dans les décanteurs primaires. Le

traitement secondaire a pour but l’élimination, le maximum de la DBO et de la DCO de la façon la

plus efficace et la plus rapide et on utilise les réactions aérobies en s’efforçant de les activer grâce à

l’oxygène fourni en abondance. On cherche à augmenter le rapport du nombre de microorganismes

au poids de la nourriture disponible(Tableau 36).

4.3.4. Traitement tertiaire :

C’est l’élimination de l’azote par anaérobiose (Périodique ou non) qui semble appelée au meilleur

avenir. Toutefois plusieurs stations envisagent une filtration sur lit de sable pour écrêter les pointes

de M.E.S, donc de DBO5 et de DCO, la vitesse choisie est rarement inférieure à 8 m/h (Tableau 34).

http://www.cieau.com/toutpubl/sommaire/texte/8/contenu/8421.htm








72

Tableau 36 : Natures des procédés dans les phases de traitement.

Phases de traitement Procédé utilisé Nature du procédé

Prétraitement Dégrillage

Dessablage

Dégraisseur

Déshuileur

Avec ou sans aération

Physique

Physique

Physique

Traitement primaire Décantation simple

Décantation avec

floculation

Physique

Physique+chimique

Traitement secondaire Traitement à bactéries

fixées

Boues activées

Lagunage simple

Lagunage aéré

Physique+biologique

Physique+biologique+chimique (O2)

Biologique+physique.

Physique+biologique+chimique

4.4. Les techniques intensives d’épuration

4.4.1. Les lits bactériens :

Le principe de fonctionnement d’un lit bactérien consiste à faire ruisseler les eaux usées,

préalablement décantées sur une masse de matériaux poreux ou caverneux qui sert de support aux

micro-organismes (bactéries) épurateurs. Une aération est pratiquée soit par tirage naturel soit par

ventilation forcée, il s’agit d’apporter l’O2 nécessaire au maintien de bactéries aérobies en bon état

de fonctionnement. Les matières polluantes contenues dans l’eau et l’oxygène de l’air diffusent à

contre-courant à travers le film biologique jusqu’aux micro-organismes assimilateurs. Le film

biologique comporte des bactéries aérobies à la surface et des bactéries anaérobies près du fond. Les

sous-produits et le gaz carbonique produits par l’épuration s’évacuent dans les fluides liquides et

gazeux(Figure 22).


73

Figure22 : Lit bactérien, remplissage

4.4.2. Les boues activées :

Dans cette technique schématisée (figure 23), les micro-organismes restent en suspension

dans l’eau, notamment les levures et bactéries qui assurent l’essentiel de l’épuration. La séparation

par la décantation en serait toutefois très difficile si des organismes supérieurs notamment des

protozoaires n’assuraient leur rassemblement sous forme de flocons ou flocs, séparables dans un

décanteur. Les phénomènes entrant en jeu dans le bassin d’activation sont de la même famille que

ceux qui se produisent en rivière, mais accélérés par la prolifération des bactéries. L’ensemble des

flocs qui se développent dans l’eau épurée sont séparés dans un décanteur. La vitesse ne doit pas

dépasser 2.5 m/h, et 1 m/h. en aération prolongée. Comme on le verra ci-dessous, elle dépend de

l’indice de Mollman. Le clarificateur comporte plusieurs points de collecte des boues (ouvrages à

succion) qui les amène à des fosses d’où elles sont recyclées.

Figure 23 : Schéma d’une station de traitement traditionnel par boues activées.

Bassin de

dessablage

Décanteur

Primaire

Bassin

d’activation

Clarificateur

Grille

Boues en excès

Boues en retour Boues vers le

traitement

Entrée des eaux usées

Sortie des Eaux

épurées


74

Les boues en excès sont mélangées avec les boues du décanteur primaire pour être envoyées au

traitement des boues, une partie des boues extraites est renvoyée vers le bassin d’activation pour

maintenir une population bactérienne élevée, le taux de circulation est déterminé en fonction de la

charge massique de la teneur en matières solides du bassin, il peut varier de 0.5 à 3, mais reste

souvent autour de1, la charge massique est définie comme le rapport suivant :

Masse de DBO 5 éliminée journellement

CM=

Masse de boues présentes dans le bassin

4.4 3. La bio filtration :

Cette technique est surtout utilisée pour le traitement des eaux urbaines lorsque se pose un

problème d’encombrement. Elle utilise comme support un matériau granulaire qui assure d’une

part, la rétention des matières en suspension par filtration et d’autre part, la fixation d’une biomasse

épuratoire, L’air est insufflé par le bas, l’eau peut être introduit par courant ascendant ou descendant

suivant la technique utilisée. Les micro-organismes adhérents à chaque grain sous la forme d’un

film biologique épurateur.

4.5. Les techniques extensives :

Les techniques dites extensives sont des procédés qui réalisent l’épuration à l’aide de

cultures fixées sur support fin ou encore à l’aide de cultures libres mais utilisant l’énergie solaire

pour produire de l’oxygène par photosynthèse.

Le fonctionnement de ce type d’installation sans électricité est possible, excepté pour le

lagunage aéré pour lequel un apport d’énergie est nécessaire pour alimenter les aérateurs ou les

matériels d’insufflation d’air.

4.5.1. Cultures libres :

Principe en jeu :

Le processus d’épuration par « cultures libres » repose sur le développement d’une culture

bactérienne, de type aérobie principalement, l’oxygène provient de diverses sources selon les

filières.

La culture bactérienne est ensuite séparée de l’eau traitée par mécanisme de sédimentation

dans un ouvrage, le plus souvent, spécifique (clarificateur, lagune de décantation …).


75

4.5.1.1. Lagunage naturel :

Principe de fonctionnement :

L’épuration est assurée grâce à un long temps de séjour, dans plusieurs bassins étanches disposés en

série. Le nombre de bassin le plus communément rencontré est de 3. Cependant, utiliser une

configuration avec 4 voire 6 bassins permet d’avoir une désinfection plus poussée.

Le mécanisme de base sur lequel repose le lagunage naturel est la photosynthèse. La tranche

d’eau supérieure des bassins est exposée à la lumière, ceci permet l’existence d’algues qui

produisent l’oxygène nécessaire au développement et maintien des bactéries aérobies. Ces bactéries

sont responsables de la dégradation de la matière organique. Le gaz carbonique formé par les

bactéries, ainsi que les sels minéraux contenus dans les eaux usées, permettent aux algues de se

multiplier. Il y a ainsi prolifération de deux populations interdépendantes : les bactéries et les algues

planctoniques, également dénommées micropyles. Ce cycle s’auto entretient tant que le système

reçoit tant que le système reçoit de l’énergie solaire et de la matière organique.

En fond de bassin, ou la lumière ne pénètre pas, ce sont des bactéries anaérobies qui

dégradent les sédiments issus de la décantation de la matière organique, un dégagement de gaz

carbonique et de méthane se produit à ce niveau.

4.5.1.2. Lagunage aéré :

Description générale :

L’oxygénation est, dans le cas du lagunage aéré, apportée mécaniquement par un aérateur de

surface ou une insufflation d’air. Ce principe ne se différencie des boues activées que par l’absence

de ce système de recyclage des boues ou d’extraction des boues en continu. La consommation en

énergie des deux filières est, à capacité équivalente, comparable (1,8 à 2 kW / kg DBO5éliminée).

Grands mécanismes en jeu :

Dans l’étage d’aération, les eaux à traiter sont en présence de micro-organismes qui vont

consommer et assimiler les nutriments constitués par la pollution à éliminer, ces micro-organismes

sont essentiellement des bactéries et des champignons (comparable ceux présents dans les stations à

boues activées).

Dans l’étage de décantation, les matières en suspension que sont les amas de micro-organismes et

de particules piégées, décantent pour former les boues. Ces boues sont pompées régulièrement ou

enlevées du bassin lorsqu’elles constituent un volume trop important. Cet étage de décantation est

constitué d’une simple lagune de décantation, voire, ce qui est préférable, de deux bassins qu’il est

possible de by-pass er séparément pour procéder à leur curage.

En lagunage aéré, la population bactérienne sans recirculation conduit :

A une densité de bactéries faible et à un temps de traitement important pour obtenir le

niveau de qualité requis.


76

Une floculation peu importante des bactéries, ce qui contraint à la mise en place d’une

lagune de décantation largement dimensionnée.

4.6. Cultures fixées

4.6.1. L’infiltration- percolation sur sable :

L’infiltration percolation d’eaux usées est un procédé d’épuration par filtration biologique

aérobie sur un milieu granulaire fin. L’eau successivement distribuée sur plusieurs unités

d’infiltration. Les charges hydrauliques sont de plusieurs centaines de litres par mètre carré de

massif filtrant et par jour. L’eau à traiter est uniformément répartie à la surface du filtre qui n’est

pas recouvert. La plage de distribution des eaux est maintenue à l’air libre et visible, Une autre

variante intéressante de l’épuration par le sol est constituée par les filtres à sable horizontaux ou

verticaux enterrés. Ces techniques utilisées avant tout, pour les situations relevant de

l’assainissement autonome restent intéressantes pour l’assainissement autonome regroupé

concernant quelques centaines d’équivalents habitants, Pour un filtre à sable verticale enterré, un

dimensionnement de 3.5 m2/hab. est nécessaire est une alimentation basse pression recommandé

(figure 24).

Figure 24 : Infiltration percolation étanchée et drainée.

4.6.2. Les filtres plantés à écoulement vertical :

Principe de fonctionnement :

Les filtres sont des excavations, étanchées du sol, remplies de couches successives de

gravier ou du sable de granulométrie variable selon la qualité des eaux usées à traiter.

Contrairement à l’infiltration –percolation précédemment évoquée, l’influent brut est réparti

directement, sans décantation préalable, à la surface du filtre, il s’écoule en son sein en subissant un

traitement physique (filtration), chimique (adsorption, complexassions…) et biologique (biomasse

fixée sur support fin).les eaux épurées sont drainées. Les filtres sont alimentés en eaux usées brutes

par bâchées. Pour un même étage, la surface de filtration est séparée en plusieurs unités permettant

d’instaurer des périodes d’alimentation et de repos (figure 25). Le principe épuratoire repose sur le

développement d’une biomasse aérobie fixée sur un sol reconstitué d’oxygène est apportée par


77

convention et diffusion, l’apport d’oxygène par les radicelles des plantes est ici négligeable par

rapport aux besoins.

La filière se compose :

D’un dégrillage.

D’un premier étage de filtres verticaux

D’un second étage de filtres verticaux. (5)

Figure 25 : Coupe transversale d’un filtre planté à écoulement vertical.

4.6.3. Les filtres plantés de roseaux à écoulement horizontal :

Principes de fonctionnement :

Dans les filtres à écoulement horizontal, le massif filtrant est quasi-totalement saturé en eau,

l’effluent est réparti sur toute la largeur et la hauteur du lit par un système répartiteursitué à une

extrémité du bassin, il s’écoule ensuite dans un sens principalement horizontale au travers du

substrat. La plupart du temps, l’alimentation s’effectue en continue car la charge organique apportée

est faible (Figure 25).

L’évacuation se fait par un drain placé à l’extrémité opposée du lit, au fond et enterré dans une

tranchée de pierres drainantes, ce tuyau est relié à un siphon permettant de régler la hauteur

surverse, et donc celle de l’eau dans le lit, de façon à ce qu’il soit saturé pendant la période

d’alimentation, le niveau d’eau doit être maintenu environ à 5cm sous la surface du matériau, en

effet, l’eau ne doit pas circuler au –dessus de la surface pour ne pas court-circuiter la chaîne de

traitement, il n’y a donc pas d’eau libre et pas de risque de prolifération d’insectes.


78

Figure 26 : Coupe transversale d’un filtre planté à écoulement horizontal.

1. Réalisation des systèmes d’épuration :

Le code des eaux amendées en 1996 stipule que « toutes les agglomérations de plus de

100.000 habitants doivent disposer impérativement de procédés et de systèmes d’épuration des eaux

usées ».Les agglomérations de cette catégorie sont aujourd’hui au nombre de 32 avec une

population totale de plus de 7 millions d’habitants, par ailleurs, la réalisation des systèmes

d’épuration doit obéir à des objectifs de qualité dans les cours d’eau, les barrages les nappes ou sur

le littoral, c'est-à-dire dans un espace géographique

(Le bassin hydrographique) qui dépasse les limites administratives, C’est dans ce cadre que les

priorités devront être définies.

2. Le Lagunage :

Si l’épuration des rejets des grandes agglomérations et des industries est à peu près

matérialiser par des techniques classiques, il n’en est pas de même pour ceux des secteurs d’habitats

dispersés, et des petites collectivités. L’adaptation de ces techniques est en effet d’autant plus

difficile que la taille des collectivités à desservir est faible ou soumise à d’importantes variations

saisonnières.

En réponse à ce problème, le lagunage naturel comme procédé d’épuration des eaux

résiduaires, s’avère une solution adéquate et efficace, le lagunage est un procédé naturel de

traitement biologique des eaux usées dont le principe est de maintenir et de faire circuler dans des

bassins étanches une tranche d’eau, exposé en permanence à l’air libre, l’efficacité de cette

technique pour l’élimination des germes pathogènes, sa simplicité d’exploitation et sa bonne

intégration au milieu rural ont amené le procédé .

Dans le cadre du programme de relance économique une première phase de 08 stations de

lagunage, ont été inscrites en études


79

4.7. La réutilisation des eaux usées

L'objectif principal de la réutilisation des eaux usées est non seulement de fournir des quantités

supplémentaires d'eau de bonne qualité en accélérant le cycle d'épuration naturelle de l'eau, mais

également d'assurer l'équilibre de ce cycle et la protection du milieu environnant. Par définition,

cette réutilisation est une action volontaire et planifiée qui vise la production des quantités

complémentaires en eau pour différents usages afin de combler des déficits hydriques.

4.7.1. Les principales voies de réutilisation

En fonction des exigences de qualité des consommateurs, deux grandes classes de réutilisation

peuvent être définies :

Les usages potables qui peuvent être directs, après un traitement poussé, ou indirects, après

passage dans le milieu naturel (Figure 26),

Les usages non potables dans les secteurs agricoles (irrigation), industriel et urbain (Tableau

35).

Figure26 :schéma de la réutilisation directe et indirecte des eaux usées

Au plan mondial, l'utilisation de cette technique par l'agriculture, l'industrie et les usages

domestiques couvre respectivement 70 %, 20 %, 10 % de leur demande en eau.

La Figure 27résume les principales voies de réutilisation dans les pays ayant une expérience

significative dans ce domaine. Il apparaît que la réutilisation pour l'irrigation est essentiellement

présente dans les pays réputés agricoles mais dont les ressources hydriques sont faibles, comme le

bassin méditerranéen, le Sud des Etats-Unis. Les plus grands projets de réutilisation ont été

développés dans les régions de l'Ouest et de l'Est des Etats-Unis, l'espace méditerranéen, l'Australie,

l'Afrique du Sud et dans les zones semi-arides de l'Amérique du Sud et de l'Asie du Sud


80

Tableau 37 : types de réutilisation : exigences de mise en œuvre et de gestion

Figure 27 :répartition par secteur et localisation des expériences mondiales les plus importantes en

réutilisation des eaux résiduaires urbaines

4.7.2 Le secteur agricole

La majorité des projets de réutilisation des eaux usées concerne des utilisations agricoles. Pour ce

secteur, la réutilisation des eaux améliore les rendements des cultures et apporte des bénéfices

financiers.


81

Afin de garantir la protection de la santé publique, il est indispensable de mettre en place des

normes et des réglementations strictes et adaptées à la spécificité des différentes cultures. Il existe

deux grands groupes de normes : les recommandations de l'OMS (1989) et la réglementation

californienne « titre 22 » (1978). L'objectif principal est d'éliminer les risques sanitaires. Ainsi, pour

l'irrigation sans restriction, la pollution microbiologique des eaux usées utilisées doit, selon l'OMS,

rester au-dessous de 1 000 coliformes fécaux (CF)/100 ml et moins de 1 œuf d'helminthe/l. Le «

Titre 22 » californien fixe des restrictions plus sévères, voire l'absence totale de germes-tests :

moins de 2,2 coliformes totaux (CT)/100 ml. Dans certains pays, les normes sont draconiennes pour

les végétaux destinés à la consommation. Ainsi, l'Afrique du Sud exige une qualité d'eau potable

pour cette application ; l'état d'Arizona a introduit l'absence de virus comme nouveau paramètre

microbiologique (Figure 28).

Dans les pays où les normes existantes sont très sévères (Australie, Etats-Unis, certains pays du

Moyen-Orient), un traitement secondaire est obligatoire, et parfois, en sus, un traitement tertiaire.

L'irrigation de cultures ou d'espaces verts est la voie la plus répandue de réutilisation des eaux usées

urbaines. Au niveau mondial, c'est également la solution qui a le plus d'avenir à court et à moyen

terme.

Figure 28 : principales filières de traitement pour la réutilisation agricole des eaux résiduaires

urbaines

En France, l'abondance des ressources en eau ne favorise pas le développement d'une telle

réutilisation des eaux usées. L'expérience actuelle se limite à des projets de faible taille (irrigation

jusqu'à 320 ha), situés surtout dans les zones côtières de l'Atlantique (par exemple Pornic pour


82

l'irrigation de golfs) et de la Méditerranée (par exemple Montpellier pour l'irrigation de cultures)

.L'application qui connaît l'expansion la plus importante reste l'irrigation des golfs.

L'expérience de Mexico City apparaît comme le plus important projet de réutilisation des eaux

usées au niveau mondial Presque 100 % des eaux usées brutes de la capitale mexicaine (de 45 à 300

m3/s par temps de pluie) sont réutilisées pour l'irrigation de plus de 85 000 ha de diverses cultures

agricoles.

Aux Etats-Unis, la réutilisation agricole est une pratique très répandue. 34 états disposent de

réglementations ou de recommandations, souvent très sévères. Ces mesures législatives, et plus de

trente ans d'expérience, font des Etats-Unis un pays phare au plan mondial dans le domaine de la

réutilisation des eaux usées. En Floride et en Californie, respectivement 34 % (340 000 m3/j) et 63

% (570 000 m3/j) du volume total d'eaux usées réutilisée le sont pour l'agriculture 'usine de

réutilisation de West Basin (Californie) (capacité finale 270 000 m3/j), gérée par United Water

Services, filiale de Suez Lyonnaise des Eaux, a développé le plus vaste programme de réutilisation

basé sur des technologies de pointe et des usages diversifiés :

70 % de l'effluent sont réutilisés pour l'irrigation agricole après un traitement type Titre 22

(filtration tertiaire et désinfection), une partie de l'eau traitée est destinée à la réutilisation

industrielle après élimination complémentaire de la pollution azotée par la bio filtrationBifore,

Une partie de l'effluent sert même à la production d'eau potable.

Après l'extension prévue de l'usine, celle-ci deviendra la plus importante des Etats-Unis

4.7.3. Le secteur industriel

La réutilisation industrielle des eaux usées et le recyclage interne sont désormais une réalité

technique et économique. Pour certains pays et types d'industries, l'eau recyclée fournit 85 % des

besoins globaux en eau. Les secteurs les plus grands consommateurs en eau sont les centrales

thermiques et nucléaires (eau de refroidissement) et les papeteries. La qualité de l'eau réutilisée est

réglementée et dépend du type d'application ou de production industrielle. La part des eaux usées

urbaines ne dépasse pas 15% du volume des eaux réutilisées en industrie. Aux Etats-Unis, par

exemple, le volume des eaux résiduaires réutilisées en industrie est d'environ 790 000 m3/j, dont 68

% pour le refroidissement Le sector urbain et périurbain

4.7.4. Réutilisation pour un usage non-alimentaire

Les usages urbains et périurbains des eaux usées correctement traitées se développent rapidement et

deviennent un élément fondamental de la politique de gestion intégrée de l'eau dans les grandes

agglomérations Plusieurs municipalités du Japon (pionnier des pays en voie de développement : 8

% du volume total des eaux usées réutilisées soit environ 8 millions de m3 par an) et des villes des


83

Etats-Unis ont déjà construit des systèmes de distribution double : eau potable et eaux usées à

réutiliser.

Les bénéfices obtenus sont importants. Il faut noter en premier, la réduction de la demande en eau

potable qui peut atteindre 10-15 %, voire 40 % dans les zones résidentielles avec beaucoup

d'espaces verts Les usages les plus courants sont l'irrigation d'espaces verts (parcs, golfs, terrains

sportifs), l'aménagement paysager (cascades, fontaines, plans d'eau), le lavage des rues ou des

véhicules et la protection contre l'incendie. Une autre application importante est le recyclage en

immeuble avec, par exemple l'utilisation de l'eau ménagère traitée pour le lavage des sanitaires. Les

normes qui régissent la qualité des eaux usées destinées à de tels usages sont très sévères et voisines

à celles en vigueur pour l'eau potable.

Pour les usages urbains, l'Afrique du Sud et l'Australie sont les pays dont les normes sont les plus

sévères. Ils exigent respectivement une qualité d'eau potable et l'élimination totale des virus. Dans

ce cas, les filières de traitement se rapprochent de celles de production d'eau réutilisée pour des

usages potables

4.7.5. Réutilisation pour un usage alimentaire (eau « potable »)

Le progrès technologique du métier de l'eau permet de produire une eau de très bonne qualité,

même à partir des eaux usées. De nombreuses études ont conclu à l'absence d'objection pertinente à

la réutilisation des eaux résiduaires correctement traitées à des fins potables. Toutefois, les

principales contraintes pour ce type d'usage sont psychologiques et culturelles associées à la

perception de l'eau usée comme dangereuse et malsaine. De ce fait, la tendance principale

aujourd'hui est l'usage indirect, après un séjour temporaire de l'eau usée traitée dans le milieu

naturel. En fonction de la destination de l'eau réutilisée, ce type de réutilisation peut être classé soit

dans la catégorie de réutilisation potable, soit pour des usages non potables. Dans le premier cas, il

faut souligner l'impact psychologique très positif de ce détour par le milieu naturel qui permet à

l'eau destinée à la réutilisation de perdre son identité d'eau usée.

4.8. Production directe et indirecte d'eau potable à partir d'eaux usées

4.8.1. Production directe

L'unique exemple historique de production directe d'eau potable à partir des eaux usées est celui de

l'usine de Windhoek, en Namibie Plusieurs projets de démonstration de production directe d'eau

potable à partir des eaux résiduaires urbaines ont été menés à Denver aux Etats-Unis, à Capetown

en Afrique du Sud, à Sao Paolo au Brésil et à Mexico City Selon différentes études, la qualité de

l'eau produite aux Etats-Unis à partir d'effluents secondaires est meilleure que celle de bien des

ressources naturelles de surface Les études épidémiologiques indiquent l'absence de risques

microbiologiques et toxicologiques.


84

4.8.2. Production indirecte

Le stockage intermédiaire des eaux usées (en partie assainies) peut s'effectuer dans des nappes

phréatiques, des lacs ou des réservoirs artificiels. Le taux de dilution des eaux usées réutilisées avec

l'eau des ressources naturelles varie de 16 à 40 %. Aucun impact négatif sur la santé humaine de ce

type d'eau réutilisée n'a jamais été détecté.

Le premier objet de production indirecte d'eau potable à partir des eaux usées en Europe a été mis

en place en 1997 dans la région d'Essex (Grande Bretagne) par la société Essex & Suffolk Water.

Plus de 35 000 m3/j d'eaux usées traitées sont mélangées aux eaux de surface (taux de dilution

maximale de 37 %) et envoyés dans le réservoir d'eau potable d'Hanninglied. Un suivi rigoureux de

la qualité des eaux réutilisées a été mis en place (virus, œstrogènes), complété par de nombreuses

études d'impacts sur l'environnement et la santé publique.

DEUXIEME PARTIE TRAVAUX PRATIQUES

85

1. Les éléments majeurs

TP 01 : Dosage du titre alcalimétrique et titre alcalimétrique complet (TA & TAC)

Principe de la méthode

Ces mesures sont basées sur la neutralisation d’un certain volume d’eau par un acide minéral,

en présence d’un indicateur coloré.

Les réactifs

Solution d’acide Sulfurique H2SO4 à 0.02 N.

Solution alcoolique de Phénophtaléine à 0.5 %.

Solution de méthylorange à 0.5%.

Mode opératoire

*Détermination du TA :

Tout d’abords, on introduit 100 ml d’eau àanalyser (un échantillon) dans un erlenmeyer ; Puis

on ajoute 1 à 2 gouttes de Phénophtaléine .L’échantillon doit se coloré en rose, dans le cas

contraire le TA et nul, chose produite généralement pour les eaux naturelles dont le pH est

inférieur à 8.3 ;

TA = VH2SO4 x N H2SO4 x 0.1 (en méq/L ).

* Détermination du TAC :

On utilise l’échantillon précédent, et on lui ajoute le méthylorange afin de déterminer le TAC

et on titre l’échantillon avec de l’acide sulfurique jusqu’au virage du jaune orange (à pH =

4.3).

Soit V le volume d’acide verser au cours du 2éme dosage

Et V° est le volume de la prise d’essai = 100 ml

TAC = (VSulfurique- 0.5) * Nsulfurique* V°/1000 (en méq/L).


86

TP 02 : Dosage du calcium et magnésium (Ca2+) et (Mg2+)

Les réactifs

- EDTA Na2 (C10H14N2O8Na2 2H2O.

- NaOH à 2N.

- Murexide (puparate d’ammonium).

Mode opératoire

- Prélever 50 ml de solution à doser.

- Ajouter 3 ml de NaOH à 2N (si l’échantillon est acidifié avec 2 ml de HNO3, ajouter 6

ml).

- Ajouter la murexide (quelques grains), on obtient une couleur rose bonbon.

- Titrer l’EDTA à N/50 jusqu’à passage à une couleur violet pourpre soit V cette

mesure.

Expression des résultats

Pour une prise d’essais de 50 ml :

[Ca2+] méq/l= 0,02*V*1000*5/50

V : volume de l’EDTA titré.

1. Dosage de Mg2+ - On a effectue le dosage de (Ca2+ + Mg2+)

- les concentrations de Mg2+ sont calculées par la formule suivante :

[Mg2+] méq/l = [Mg2++Ca2+]-[Ca2+].

Dosage de Ca2+ + Mg2+

Les réactifs

- EDTA Na2 (C10H14N2O8Na2 2H2O.

- Tampon ammoniacal.

- Noir Eriochrome T (NET).

Mode opératoire

- Prélever 50 ml de solution à doser.

- Faire chauffer à 60°C.

- Ajouter le tampon ammoniacal : 5 ml.

- Ajouter Noir d’Eriochrome (quelque grain).

- Titrer avec l’EDTA à N/50 jusqu’à obtention d’une couleur bleu cobalt. Soit V cette

mesure.


Pour une prise d’essais de 50 ml

[Mg2++Ca2+] méq/l= 0,02*V*1000*5/50

V : volume de l’EDTA titré.


87

TP 03 : Dosage du Potassium (K) et du Sodium (Na+)

Par spectrophotométrie d’émission de flamme

A) Dosage du Potassium (K)

Réactifs

Etablissement de la courbe d’étalonnage

Solution mère à 1 g/l : dissoudre 0.477 g de Chlorure de potassium pur déshydraté dans 500

ml d’eau distillée.

Solution fille : à partir de la Solution mère à 1 g/l préparer 4 à 5 dilutions

2 mg/l prélever 2 ml





Mesures

Faire passer les dilutions au spectrophotomètre à flamme et noter les valeurs de Readout et

tracer la courbe d’étalonnage. La courbe doit être une droite passant par l’origine. Faire passer

ensuite les échantillons et noter les valeurs de Readout en la projetant sur le graphe et on

détermine la concentration du potassium. Si la concentration en potassium dépasse 10

mg/l.Procéder à la dilution de l’échantillon.

B) Dosage duSodium (Na+)

Réactifs

Etablissement de la courbe d’étalonnage

Solution mère à 1 g/l : dissoudre 0.634 g de Chlorure de sodium pur déshydraté dans 500 ml

d’eau distillée.

Solution fille : à partir de la Solution mère à 1 g/l préparer 4 à 5 dilutions






Mesures

Faire passer les dilutions au spectrophotomètre à flamme et noter les valeurs de Readout et

tracer la courbe d’étalonnage. La courbe doit être une droite passant par l’origine.


88

Faire passer ensuite les échantillons et noter les valeurs de Readout en la projetant sur le

graphe et on détermine la concentration du potassium. Si la concentration en potassium

dépasse 10 mg/l.Procéder à la dilution de l’échantillon.

Remarque :

-Prélever les échantillons dans des flacons en verre borosilicaté.

-Effectuer le dosage le plus rapidement possible.

-En cas de présence de M.E.S, filtrer les échantillons.


89

TP 04 : Dosage des chlorures (Cl-)

Méthode de Mohr

• Principe de la méthode

Les chlorures sont dosés en milieu neutre par une solution titrée de nitrate d'argent en

présence de chromate de potassium. La fin de la réaction est indiquée par l'apparition de la

teinte rouge caractéristique du chromate d'argent.

Réactifs

- Acide nitrique pur.

- Carbonate de calcium pur.

- Solution de chromate de potassium à 10 %.

- Solution de nitrate d'argent 0,1 N.

• Mode opératoire

- Introduire 100 ml d'eau à analyser, préalablement filtrée, dans une fiole conique de

250 ml. Ajouter 2 à 3 gouttes d'acide nitrique pur puis une pincée de carbonate de

chaux et

- Ajouter 3 gouttes de solution de chromate de potassium à 10 %.

- Verser alors au moyen d'une burette la solution de nitrate d'argent jusqu'à apparition

d'une teinte rougeâtre, qui doit persister 1 à 3 minutes.

Soit V le nombre de millilitres de nitrate d'argent 0,1 N utilisés.

• Expression des résultats

Pour une prise d'essai de 100 ml :

V x 10 x 3,55 donne la teneur en chlorures, exprimée en milligrammes de Cl- par litre d'eau.

V x 10 x 5,85 donne la teneur en chlorures exprimée en milligrammes de NaCI par litre d'eau.

Remarques

- Dans le cas d'eaux très peu minéralisées, opérer par la technique

deCharpentier-Volhard (teneur en chlorures inférieure à 30 mg/ l).

- Dans le cas d'eaux contenant des sulfures, des thiosulfates ou des

matièresorganiques en quantité importante, utiliser la technique de

Charpentier-Volhard. On peut aussi détruire ces composés en ajoutant

goutte à goutte une solutionde permanganate de potassium environ 0,1 N

jusqu'à coloration persistante, puis décolorer par une goutte d'eau oxygénée

à 3 %.

- Dans le cas d'eaux alcalines à la phénol phtaléine ajouter de l'acide nitriqueau 1/10 jusqu'à

décoloration de la phénolphtaléine en évitant d'ajouter un excès d'acide. Pratiquer alors le

dosage comme l'indique


90

TP 05 :Dosage des sulfates (SO42-)


Les sulfates sont précipités en milieu chlorhydrique à l'état de sulfate de baryum. le précipité

ainsi obtenu est stabilisé à l'aide d'une solution de Tween 20 ou de polyvinyl-pyrrolidone. les

suspensions homogènes sont mesurées au spectrophotomètre

Réactifs: * Solution d'acide chlorhydrique au 1/10:

*Solution de tween 20 à 25 %

* Solution de chlorure de baryum stabilisées:

1. chlorure de baryum BaCl2, 2 H2O …………………………..10 g

2. solution de tween 20 à 25 %................................................20 ml

3. eau distillé …………………………………………………qsp 100ml

Solution étalon de sulfate de sodium à 150mg / l de SO42-:

1. sulfate de sodium…………………………………………….0.221 g

2. eau permutée………………………………………..….qsp 1000 ml

Établissement de la courbe d'étalonnage:

Dans une série de tubes numérotés, introduire successivement :

Numéro de tube T 1 2 3 4 5 6

Solution étalon (ml) 0 1 3 5 7 9 10

Eau permutée (ml) 50 49 47 45 43 41 40

Acide chlorhydrique (ml) 1 1 1 1 1 1 1

Solution de chlorure de baryum stabilisé (ml) 5 5 5 5 5 5 -

Correspond en mg/l de SO42- 0 3 9 15 21 27 30

Agiter 2 à 3 fois énergiquement , après 15 min de repos , agiter à nouveau et faire la lecture au

spectrophotomètre à la longueur d'onde de 650 nm , construire la courbe d'étalonnage.

Mode opératoire :Dans des tubes, introduire successivement :

Eau à analyser …………………………………………………50 ml

Acide chlorhydrique …………………………………………..1 ml

Solution stabilisée de tween 20 + chlorure de baryum…….5 ml

Préparer dans les mêmes conditions un tube témoin en remplaçant l'eau à analyser par

l'eau distillée

Agiter énergiquement et laisser reposer 15 min

Agiter à nouveau

Faire la lecture au spectrophotomètre à la longueur d'onde de 650nm

Tenir compte de la valeur lue pour le témoin, se reporter à la courbe d'étalonnage.

Expression des résultats:

Pour un prise d'essaie de 39 ml , la courbe donne directement la teneur en sulfates exprimée

en milligrammes de sulfates par litre.


91

2. Les nutriments

2.1. L’azote

TP 06 : Dosage de l’azote ammoniacal

Principe de la méthode:

La méthode décrite mesure la totalité de l’azote ammoniacal soit N-NH3 +N-NH4+

Symbolisée par N-NH34+, il s’agit de la méthode de Koroleff (1969)qui est simple et qui offre

une bonne précision ainsi qu’une bonne sensibilité :

C’est une application à l’eau de mer de la réaction de Berthelot ainsi schématisée :

ClHOOHOHCNNHCOClONHOHC O 25646356 232

Dans un premier temps, l’ammoniac forme une monochloramine avec l’hypovhlorite en

milieu légèrement basique, cette dernière réagit avec le phénol en présence d’une excès

d’hypochlorite pour former le bleu d’indophénol absorbant à 630 nm .la réaction est accélérée

par le nitroprussiante ou plus exactement un dérivé formé en milieu basique (Patton et Crouch

1977)

Grasshoff et Jahannsen (1972) ont réussi à remplacer l’hypochlorite par un autre donneur de

chlore : l’acide dichloroisocyanurique (1.3- dichloro1.3.5.triazine 2.4.6(1H.3H.5H) trione

sous forme de son sel de potassium

La précipitation des ions alcalinoterreux de l’eau de mer, au pH élevé de la réaction est évitée

par complexcation à l’aide de citrate de sodium(Solorzand,1969)

Réactifs :

Réactif 1 : Solution de phénol –Nitroprussiante

Pour 1 L de réactif : dissoudre 35 g de phénol et 400 mg de nitroprussiante de sodium (Na2Fe

(CN)5,NO,2H2O) dans de l’eau déminéralisé ou fraîchement distillée et compléter à 1000 ml .

Ce réactif doit être conservé au réfrigérateur et l’abri de la lumière : in n’est sable que

quelques semaines et doit renouvelé s’il prend une teinte verdâtre.

Réactif 2 : Solution Alcaline d’hypochlorite

Pour un litre de réactif :

Dissoudre 280g de citrate trisodique pour analyse (Na2 C6H5O7, 2 H2O)

22g de soude dans environ 800 ml d’eau déminéralisé ou fraîchement distillé

ajouter alors un volume de solution d’hypochlorite de sodium correspondant à 1,4 g de

chlore, soit : 44 ml d’une solution à 10 degrés chlorométrique ou 40 ml d’une

solution normale (le titre de ces solutions doit être contrôlé périodiquement.

compléter à 1000 ml.

On peut remplacer l’hypochlorite par du dichloroisocyanurate de potassium C3Cl2KN3O3

,il faut alors en ajouter 5 g par litre de réactif.


92

Ce réactif est utilisable dans toute la gamme de salinité, mais de préférence au dessus de 5

‰ ; lorsque l’on n’analyse que des eaux de salinité inférieure à 5 ‰ ,la quantité de soude

introduite dans le réactif doit être abaissée à 14 g. l-1 au lieu de 22g. l-1

Réactif 3 : Solution étalon primaire d’ammonium

Sécher pendant 1h à 110C° du sulfate d’ammonium de pureté analytique (NH4)2 SO4—et en

dissoudre 0,661 g dans 1000ml d’eau distillée

1 ml contient 10 µ mol de N-NH4+

Cette solution est stable indéfiniment au réfrigérateur.

Réactif 4 : Solution étalon secondaire d’ammonium

Diluer 20 fois la solution étalon primaire avec de l’eau déminéralisé de bonne qualité

ou de l’eau fraîchement distillée. Ajouter du chloroforme à raison de 1 ml. l-1

1 ml contient 0,5 µmol.l-1 de NH4+

Cette solution est stable environ 1 semaine au réfrigérateur, mais pour plus de sécurité la

préparer avant usage.

Mode opératoire :Le processus général :

Prendre 100 ± 5 ml d’échantillon directement dans le flacon à réaction

Ajouter 3.0 ml du réactif 1

Boucher et agiter pour bien homogénéiser

Ajouter sans attendre 3.0 ml du réactif 2

Boucher et agiter à nouveau

Placer immédiatement à l’abri de la lumière pendant 6 à 8 h (ou mieux pendant une

nuit à température ambiante

Mesuré l’absorbance à 630 nm, par rapport à l’eau distillée en cuves de 10 cm de

trajet optique, ou en cuves plus petites (au dessus de 5 µmol.l-1) la coloration reste

stable pendant plusieurs jours à l’abri de la lumière.

Calcul expression des résultats :Soit :

Atr : l’absorbance mesurées pour l’échantillon traité.

bt : l’absorbance mesurée pour la turbidité.

br : l’absorbance mesurée pour le blanc des réactifs.

Cs : la correction de salinité déterminé d’après la courbe donnant sa variation en

fonction de la salinité

L’absorbance nette corrigée est )( rttrsc bbACA

Cette valeur Atr reportée sur la courbe d’étalonnage pour déduire la concentration de

l’échantillon.

On peut également déterminer la pente P de la droite d’étalonnage en µmol. l-1 par unité de

d’absorbance, dans ce cas la concentration est :

cAPlµmolNH ).]([ 1

4,3

On notera que P dépend de la longueur des cuves utilisées.


93

TP 07 : Dosage de l’azote nitreux (NO2-)

Principe de la méthode :

La méthode décrite, fondée sur la réaction de Griss et appliquée à l’eau de mer par

Bendschneideret Robinson (1952), est une plus sensibles et des plus spécifiques pour

l’analyse des eaux naturelles.

Les ions nitrite forment un diazoïque avec le sulfanilamide en milieu acide (pH<2) selon la

réaction :

OHNNHCSONHHNONHHCSONH 24622224622 2)(2

Sulfanilamide

Puis le diazoïque avec le N- naphtyl-éthylènediamine pour former le colorant.

HNHCHNHHCNNHCSONH

NHCHNHHCNNHCSONH

2226104622

2227104622

)(

)()(

Ce colorant rose absorbe à la longueur d’onde de 543 nm.

Réactifs :

Réactif 1 : Solution de sulfanilamide

Pour préparer 500 ml de réactif

Diluer 50 ml d’acide chlorhydrique concentré (d= 1.18) dans environ 300 ml d’eau distillée

ou déminéralisé

Dissoudre 5 g de sulfanilamide dans cette solution et compléter à 500 ml

Cette solution est stable indéfiniment

Réactif 1 : Solution de N-naphtyl-ethylènediamine

Dans 500 ml d’eau distillée, dissoudre 0,5 g de dichlorohydrate de N-(1-naphtyl)-

éthylènediamine.

Conserver cette solution an froid et à l’abri de la lumière, le renouveler tous les mois ou dès

qu’il s’y développe une coloration brune

Solution étalon primaire de nitrite

Sécher à 110 C° pendant plusieurs heures du nitrite de sodium anhydre Na2NO2de pureté

garantie, GRASSHOFF (1979) recommande de ne pas utiliser de produit trop ancien.

Dissoudre 0,345 g dans de l’eau, compléter à 1000 ml et ajouter 1 ml de chloroforme,

transférer la solution dans un flacon en verre brun :

1 ml contient 5 µmol.l-1 N-NO2-

Conserver au froid et à l’abri de la lumière, cette solution est stable 1 à 2 mois

Solution étalon secondaire de nitrite


94

Diluer 100 fois la solution étalon primaire pour obtenir la solution secondaire :

1 ml contient 0.05 µmol.l-1 N-NO2-

Cette solution doit être préparée extemporanément : elle ne se conserve que quelques heures

Mode opératoire

Le processus général :

La température des échantillons doit être comprise entre 15 et 25 °C on procède comme

suit :

Rincer une éprouvette de 50 ml avec l’eau à analyser et y introduire 50±1 ml de

l’échantillon

Ajouter 1.0 ml du réactif 1 en mélanger

Laisser reposer 2 à 8 min

Ajouter 1.0 ml du réactif 2 et mélanger à nouveau

Attendre au moins 10 min pas plus de 2 heures

Mesurer l’absorbance en cuve de 10 cm de trajet optique à la longueur d’onde de

543 nm, en prenant de l’eau distillée comme référence

Calcul expression des résultats :

Soit :




L’absorbance nette est : rttr bbAA

Cette valeur A est reportée sur la courbe d’étalonnage pour en déduire la concentration de

l’échantillon.

On peut également déterminer la pente P de la droite d’étalonnage en µ mol. l-1 par unité


APlµmolNON ).]([ 1

2

On notera que P dépend de la longueur des cuves utilisées


95

TP 08 : Dosage de l’azote nitrique (NO-3)


La méthode retenue quasi universellement est celle qui est fondée sur le dosage des ions

NO-2 obtenues par réduction quantitative (>95%) des ions NO-

3

On mesure donc en réalité la somme des concentrations des ions NO-2 et NO-

3 par réduction

de la concentration en nitrite, déterminé sans réaction, on obtient la concentration en nitrate.

Réactifs :

Réactif 1 : Solution de sulfanilamide

Pour préparer 500 ml de réactif

Diluer 50 ml d’acide chlorhydrique concentré (d= 1.18) dans environ 300 ml d’eau distillée

ou déminéralisé

Dissoudre 5 g de sulfanilamide dans cette solution et compléter à 500 ml

Cette solution est stable indéfiniment

Réactif 1 : Solution de N-naphtyl-ethylènediamine

Dans 500 ml d’eau distillée, dissoudre 0,5 g de dichlorohydrate de N-(1-naphtyl)-

éthylènediamine.

Conserver cette solution an froid et à l’abri de la lumière, le renouveler tous les mois ou dès

qu’il s’y développe une coloration brune

Solution étalon primaire de nitrite

Sécher à 110 C° pendant plusieurs heures du nitrite de sodium anhydre Na2NO2de pureté

garantie, GRASSHOFF (1979) recommande de ne pas utiliser de produit trop ancien.

Dissoudre 0,345 g dans de l’eau, compléter à 1000 ml et ajouter 1 ml de chloroforme,

transférer la solution dans un flacon en verre brun :

1 ml contient 5 µmol.l-1 N-NO2-

Conserver au froid et à l’abri de la lumière, cette solution est stable 1 à 2 mois

Solution étalon de nitrate

Dissoudre 0,506 g de nitrate de potassium anhydre dans 1 l d’eau distillée ajouter 1 ml de

chloroforme 1 ml contient 5 µmol.l-1 de N-NO3-

La solution est stable plusieurs mois si elle est conservée au froid et à l’abri de la lumière

Solution concentrée de chlorure d’ammonium

Préparer une solution à 250 g de chlorure d’ammonium NH4Cl par litre d’eau distillée

Solution diluée de chlorure d’ammonium

Diluer 40 fois la solution précédente avec de l’eau distillée ( 25 ml pour 1 l de solution)


96

Solution de sulfate de cuivreDans 500 ml d’eau distillée dissoudre 10 g de sulfate de cuivre

penta hydraté (CuSO4, 5H2O)

Mode opératoire Le processus général :

1.1. Analyse de la concentration totale nitrate+nitrite :

Prendre 100±2 ml d’échantillon, ajouter 2.0 ml de la solution concentrée de chlorure

d’ammonium et mélanger correctement.

Verser environ 5 ml de cette solution dans la colonne et les laisser écouler cette

procédure diminue considérablement les risques d’interférences entre échantillons

successifs.

Verser alors le reste de l’échantillon

Rejeter les 30 premiers millilitres

Rincer une éprouvette graduée de 50 ml avec quelques millilitres de la solution

sortant de la colonne et recueillir 50 ml de l’effluent.

Ajouter aussitôt 1.0 ml de réactif 1 et mélanger

Laisser reposer 2 à 8 min

Ajouter 1.0 ml du réactif 2 mélanger

Attendre au moins 10 min pas plus de 2 heures

Mesurer l’absorbance en cuves de 1 cm à 543 nm par rapport à l’eau distillée.

Remarque :Le temps de passage sur colonne doit rester le même pour toute une série

d’échantillon et d’étalons, Ce temps a été préalablement ajustée pour obtenir le rendement

optimal.Si la concentration de l’échantillon est susceptible de dépasser 25 µ mol.l-1 il est

nécessaire d’effectuer une dilution, avant l’addition des réactifs pour que la concentration

reste inférieure à cette valeur (voir dosage des ions nitrites)

1.2. analyse des ions de nitrites

Prendre 50±1 ml d’échantillon, ajouter 1.0 ml de solution concentrée de NH4Cl et mélanger,

poursuivre le dosage comme sur 50 ml d’effluent de la colonne.

Calcul expression des résultats :Soit :




R : le rendement de réduction des ions nitrate en nitrite

r : la fraction des ions nitrite non réduits par la colonne

L’absorbance nette de l’échantillon est :

rttr bbAA

Cette valeur A est reportée sur la courbe d’étalonnage pour en déduire la concentration totale

en nitrite après passage de l’échantillon sur la courbe soit C cette concentration.

Si [NO3-] et [NO2

-] sont les concentrations respectives en micromoles par litre des ions

NO3- et NO2

- dans l’échantillon à analyser, on a eu après le passage sur la colonne :

][][ 23

NOrNORC D’où R

rNO

RClµmolNO ][

1.][ 2

1

3

[NO3-] est connue par la mesure directe sur l’échantillon non passer sur la colonne.


97

TP 09 : Dosage de l'azote organique dissous et de l'azote organique particulaire

Méthode de Raimbault&Slawyk (1991) et Pujo-Pay&Raimbault (1994)

I INTRODUCTION

L'étude du cycle biogéochimiques de l'azote et du phosphate repose sur la connaissance et

la quantification des différentes formes de ces éléments. Il existe de nombreuses méthodes

pour déterminer les formes organiques. Nous allons utiliser une méthode développée par

Pujo-pay et Raimbault en 1994, méthode qui permet de doser simultanément l'azote et le

phosphate, particulaire (Tot-Npart Org-Npart &Tot-Ppart) ou total (Tot-N &Tot-P). On

peut ainsi en déduire l'azote et le phosphate total dissous (Tot-Ndiss&Tot-Pdiss). Si par

ailleurs on mesure les formes minérales dissoutes de l'azote et du phosphate, on peut en

déduire la fraction organique dissoute (Org-Ndiss&Org-Pdiss).


Le principe du dosage est de minéraliser la matière organique par autoclavage en milieu

oxydant, alcalin puis acide, et de doser les éléments minéraux formés. Dans les conditions

expérimentales, toute la matière organique est transformée en nitrate pour l'azote et en

orthophosphates pour le phosphate.

Reactifs

Réactif pour la minéralisation:

Ajouter directement dans la dosipette de 250 ml placée sur la balance, 15 g de persulfate de

potassium K2S2O8 (Merck 5092), 7.5 g d'acide borique (Merck 165), 70 ml d'une solution

d'hydroxyde de sodium NaOH à 60 g/l et 170 ml d'eau déionisée (milli-Q). Le réactif doit

être stocké à l'abri de la lumière

Manipulation

Pour une question de temps de manipulation, nous nous intéressons uniquement à

déterminer les différentes fractions de l'azote. Préparer vos échantillons à minéraliser puis

votre gamme étalon pour le dosage des ions nitrate + nitrite. Quand l'autoclave est en route,

passer votre gamme étalon au technicon.

Echantillonnage :

Les prélèvements sont effectués à la bouteille Niskin après les prélèvements pour l’analyse

des gaz dissous. Pour obtenir une précision correcte, il doit être demandé aux précédents

utilisateurs de ne surtout pas toucher l'embout de la bouteille Niskin avec leurs doigts (des

gants sont généralement recommandés). En cas de contamination, nettoyer l'embout avec

de l'acide chlorhydrique 10%.


98

3

Pour chaque prélèvement, rincer 3 fois le flacon avec l'eau de mer.

Mineralisation :

Réaliser les opérations suivantes en parallèle :

-Pour obtenir la concentration en azote total, prélever environ 40 ml d'eau de

merdirectement dans les flacons autoclavables et ajouter 5 ml de réactif (faire 3 réplicats).

-Pour obtenir le blanc réactif, préparer 1 flacon avec seulement 5 ml de réactif (faire 2

réplicats).

-Pour obtenir la concentration en azote particulaire, prélever 250 ml d'eau de mer dans le flacon

en plastique prévu à cet effet et les filtrer sur filtre GF/F (Les filtres dans le dessicateur ont été

préalablement calcinés au four à 450°C pendant 4 h et nettoyés à l'acide chlorhydrique M). Placer

ensuite le filtre dans un flacon autoclavable et ajouter 40 ml d'eau déionisée (milli-Q) et 5 ml de

réactif (faire 3 réplicats).

-Pour obtenir le blanc Filtre, préparer un flacon avec 40 ml d'eau déionisée (milli-Q), 5 ml de

réactif et 1 filtre (faire 2 réplicats).

Placer l'ensemble des flacons autoclavables, correctement fermés, dans l'autoclave. VERIFIER

QU'IL Y A DE L'EAU DANS L'AUTOCLAVE AVANT DE LE FAIRE

FONCTIONNER. Minéraliser pendant 30 minutes à 120°C (1 bar). Laisser refroidir les

échantillons à température ambiante avant de procéder aux analyses.

Pour le blanc Réactif, ajouter 40 ml d'eau déionisée (milli-Q) avant d'effectuer l'analyse des sels

nutritifs.

Analyse des sels nutritifs :

Le dosage de l'azote des ions nitrate + nitrite est réalisé à l'aide d'un autoanalyseurTechnicon selon

le protocole développé en V.

Résultats :

Déterminer les concentrations de vos échantillons :

-en nitrate (NO -). On considère dans notre cas que la concentration en nitrite est

négligeable devant la concentration ennitrate.

-en azote total :

Tot-N = (Htot-N - Heffet de sel - Hblanc réactif)*F*(45/40)

avec H qui correspond à une hauteur de pic et F au facteur déterminé au paragraphe V

-en azote particulaire (prendre en considération le volume filtré) Tot-Npart

= (Htot-Npart- Hblanc filtre)*F*(45/Vfiltré)

En déduire les concentrations organiques dissoutes. Exprimer vos résultats en µM et en µg.l-1 de

N.

N'oubliez pas de bien rincer vos flacons en fin de mannipulation.


81


99

TP 10: Dosage de l’azote Total (Nt)

• Principe de la méthode

Les composés azotés présents dans l'eau sont oxydés en nitrates dans un autoclave par une

solution alcaline de persulfate. les nitrates sont ensuite réduits en nitrites et dosés par l'une

des méthodes décrites précédemment.

Matériel spécial

- Autoclave.

- Flacons stérilisables et bouchés de 50 ml.

Réactifs

- Solution de minéralisation:

- Persulfate de potassium 3g

- Hydroxyde de sodium 0,5 N 50 ml

- Eau permutée 100 ml

- Réactifs utilisés pour le dosage des nitrates (Sulfalinmide + NED)

• Établissement de la courbe d'étalonnage

Se reporter au dosage des nitrates.


-Introduire dans un flacon stérilisable 10 ml d'échantillon

- 15 ml de solution de minéralisation.

- Boucher le flacon, le passer à l'autoclave à 120°C àla pression de 100 000 Pa pendant 45

min. Après refroidissement,

- Prélever 5 ml et les introduire dans une fiole jaugée de 200 mL.

- Ajouter 5 ml de solution tampon,

- Ajuster le volume à 200 ml.

- Effectuer le dosage des nitrates sur cette solution.


La teneur en azote total est exprimée en milligrammes de N par litre.

Remarque

- L'oxydation de l'azote peut aussi être obtenue par rayonnement ultraviolet.


100

1.1. Le phosphore

TP 11: Dosage du phosphore minéral dissous


La méthode de Murphy et Riley (1962) reste encore aujourd’hui une des plus rapides et plus

simples pour le dosage des ions orthophosphate en eau de mer.

Les ions phosphate réagissent avec le molybdate d’ammonium en présence d’antimoine (III)

pour former un complexe que l’on réduit par l’acide ascorbique ; cette forme réduite de

coloration bleue. a un maximum d’absorption à 885 nm. Ce composé bleu contient le

phosphore, le molybdène et l’antimoine dans les proportions atomiques.

Les poly phosphates et le phosphore organique ne sont pas dosée par cette méthode

Réactifs :

Réactif 1 : Solution de molybdate d’ammonium

Dissoudre 15 g de paramolybdate d’ammonium « pour analyse » (NH4)6Mo7O2,4H2O de

préférence en poudre fine, dans 500 ml d’eau distillée ou déminéralisé.

En flacon de plastique et à l’abri de la lumière, cette solution est stable indéfiniment

Réactif 2 : Acide sulfurique

Ajouter petit à petit, avec précaution ,140 ml d’acide sulfurique (densité= 1,84) « pour

analyse » dans 900 ml d’eau distillée .laisser refroidir et conserver en bouteilles de verre bien

bouchée.

Réactif 3 : Solution d’acide ascorbique

Dissoudre 54 g d’acide ascorbique (C6H8O6) dans 500 ml d’eau distillée.

En flacon de plastique, cette solution se conserve plusieurs mois au congélateur : dégeler juste

avant utilisation et recongeler aussitôt après .Au réfrigérateur, en flacon protégé de la lumière,

on peut la conserver quelques semaines.

Réactif 4: Solution d’oxytartrate de potassium et d’antimoine

Dissoudre 0,34 g d’oxytartrate de potassium et ‘antimoine (III) K (SbO)C4H4O6 dans 250 ml

d’eau distillée en chauffant si nécessaire. Cette solution se conserve plusieurs mois au

réfrigérateur.

Réactif 5 : mélange de réactif

Mélanger les réactifs ci-dessus dans les proportions suivantes :

100 ml de solution de molybdate d’ammonium

250 ml d’acide sulfurique 2,5 mol.l-1

100 ml de solution d’acide ascorbique

50 ml de solution d’oxytartrate de potassium et d’antimoine.


101

Ce mélange réactif qui ne se conserve pas plus de 6 h doit être préparé immédiatement

avant chaque série d’analyses. La quantité ainsi préparée permet l’analyse de 50

échantillons : ne pas conserver tout excès de réactif inutilisé après 6 h.

Noter que l’on peut préparer un mélange réactif plus stable si l’on n’y introduit pas l’acide

ascorbique : sa conservation est alors de plusieurs mois. Toutefois le mélange complet

doit être préparé au fur et à mesure des besoins en y ajoutant la solution d’acide

ascorbique dans les proportions indiquée

Solution étalon primaire de phosphate

Sécher à 100 °C ou au dessiccateur, sur H2SO4 concentré du dihydrogénophosphate de

potassium anhydre (KH2PO4) de qualité « pour analyse »

En dissoudre 0,6805 g dans 1 litre d’eau distillée et ajouter 1 ml de chloroforme :

1 ml contient 5 µ mol de PO3-4

Cette solution est stable plusieurs mois au réfrigérateur.

Solution étalon secondaire de phosphate

Diluer 100 fois la solution étalon primaire : 10 ml complétés à 1000 ml avec de l’eau

distillée .mettre dans un flacon brun avec 1 ml de chloroforme

1 ml contient 0,05 µmol.l-1

Cette solution qui doit être placée au réfrigérateur se conserve vraisemblablement quelques

semaines, mais pour plus de sécurité, la renouveler tous les 10 jours environ.

Mode opératoire

Le processus général :

La température des échantillons doit être comprise entre 15 et 30 °C

On procède comme suit :

Préparer le mélange réactif

Mesurer 100 ml d’échantillon

Ajouter 10±0,5 ml du mélange réactif et homogénéiser aussitôt

Attendre 5 min et mesurer l’absorbance à 885 nm en cuves de 10 cm de trajet optique

par rapport à l’eau distillée.

Selon Riley et al (1972), l’absorbance resterait stable pendant plusieurs heures après

formation de coloration. Koroleff (1976) conseille cependant d’effectuer la lecture moins

d’une demi heure – et si possible juste 5 min – après l’addition des réactifs pour supprimer

totalement le risque d’interférence de certains ions.


Soit :






102


L’absorbance nette de l’échantillon est :

rttr bbAA

Cette valeur A est reportée sur la courbe d’étalonnage pour en déduire la concentration de

l’échantillon.

On peut également déterminer la pente P de la droite d’étalonnage en µmol. l-1 par unité

d’absorbance, dans ce cas, la concentration est :

APlµmolPO 13

4 .][

On notera que la pente P dépend de la longueur des cuves utilisées.

La conversion en d’autres unités que les micromoles par litre.


103

TP 12 : dosage de phosphore hydrosoluble : polyphosphate ( P2O5)


les polyphosphates tels que le pyro-, méta- ou tripolyphosphate, sont

transformés par hydrolyse, en milieu acide minéral concentré, en orthophosphates

et dosés sous cette forme.

Cette méthode détermine la somme des polyphosphates et de l'orthophosphate

contenus dans l'échantillon. la différence entre l'orthophosphate

dosé avant et après hydrolyse donne la quantité de polyphosphates en

équivalents de phosphates.

Réactifs

- Solution d'acide sulfurique à 20 % (V IV).

- Solution d'hydroxyde de sodium à 120 9 1 L.


Prélever 100 ml d'eau limpide, ajouter 10 ml d'acide sulfurique et procéder à l'hydrolyse

pendant 30 minutes à ébullition. Après refroidissement,

amener à environ pH 2 avec la solution d'hydroxyde de sodium.

Ramener le volume à 100 ml avec de l'eau permutée.

Effectuer le dosage spectrophotométrique des phosphates en employant l'une des méthodes

précédentes.

• Expression des résultats

Déterminer la quantité de phosphates sur un échantillon non traité, de l'eau

à analyser. Puis retrancher cette quantité de la somme des phosphatespolyphosphates

trouvée après hydrolyse.

Les teneurs en polyphosphates s'expriment en mg / L d'ions orthophosphates PO43- ou

éventuellement en mg/ L d'anhydride phosphorique.

1 mg ions PO43- = 0,7475 mg d'an hydrique phosphorique P205

Remarques

- Dans le cas où les teneurs en phosphates-polyphosphatessont supérieures à 10 mg/L en

P20S, diluer selon la nécessité au 1/2, 1/4, 1/10.

- Effectuer le dosage aussitôt après le prélèvement, les polyphosphates se détruisantau cours

du temps et par la chaleur.

- L'hydrolysepeut aussi se pratiquerà l'autoclavedurant 30 minutes à la pression de 1 à 1,4

kg/cm2.

- Les polyphosphatesprovenant des agents de surface doivent être convertis en

orthophosphatespar traitement à l'hydrogénosulfatede sodium.


104

TP 13 : dosage de phosphore Total ( Pt)


Dans les eaux résiduaires, le phosphore peut se rencontrer sous forme de sels minéraux

(orthophosphates, polyphosphates) mais aussi sous forme de composés organiques. Ces

différents composés sont soit solubilisés, soit fixés sur les matières en suspension. Ils pourront

donc être dosés sur l'échantillon total et sur la phase soluble après séparation du phosphore

insoluble par filtration sur membrane 0,45 µm.

D'une façon générale, l'analyse est à pratiquer de préférence le jour même du prélèvement. Si

une différenciation des formes du phosphore est envisagée, effectuer la filtration

immédiatement après avoir prélevé l'échantillon.

Toutefois, l'échantillon peut être conservé à 4°C après addition d'acide sulfurique (q.sp. pH <

2). Minéralisation au persulfate de sodium en matras

Réactifs

- Acide sulfurique (d; 1,84).

- Solution de persulfate de sodium à 500 9 1L.

- Solution d'hydroxyde de sodium à 120 9 1L.


Introduire 50 ml d'échantillon (ou un volume déterminé en fonction de la teneur supposée en

phosphore) dans un matras de Kjeldahl, ajouter 5 ml d'acide sulfurique et 5 ml de solution de

persulfate de sodium. Porter à ébullition et concentrer jusqu'à émission de fumées blanches.

Maintenir l'ébullition pendant 90 minutes. Diluer le résidu avec de l'eau permutée,

Ramener à pH 2 environ avec la solution d'hydroxyde de sodium. Après

refroidissement à la température ambiante, filtrer si nécessaire et vérifier au pH-mètre que le

pH est compris entre 1,5 et 2,5. Ajuster le volume à 200 ml avec de l'eau permutée. Préparer

un témoin à partir d'eau permutée traitée, dans les mêmes conditions que l'échantillon.

Procéder au dosage selon l'une des méthodes décrites pour les ortho phosphates

dans les eaux naturelles. Tenir compte dans l'expression des résultants de la dilution.


105

1.2. Le silicium

TP 14 : Dosage du silicium dissous réactif


L’analyse est effectuée selon la méthode de Mullin et Riley (1955) adaptée par Strickland et

Parsons (1972)

Le dosage colorimétrique est fondé sur la formation du complexe silicomolybdique qui, après

réduction, donne une coloration bleue intense.

L’acide orthosilicique a tendance à former des polymères dont seules les formes mono et

dimères réagissent avec les ions molybdate dans les conditions du dosage. D’ou l’expression

silicium réactif plus appropriée. En fait dans l’eau de mer. L’acide orthosilicique n’est pas

polymérisé. Par ailleurs dans l’eau douce la présence de polymères est controversée (Burton

et al 1970, Riley et al 1972).

Dans les conditions de réaction, les silicates colloïdaux sont mesurés avec silicates dissous par

cette méthode (Koroleff, 1976).

Réactifs :

Eau Distillée

Pour les analyses de silicium, on ne doit absolument pas stocker l’eau dist illée en récipient de

verre, mais en récipient de plastique.

L’eau distillée à l’aide d’un appareil en verre ou quartz contient en général du silicium en

solution et ne peut donc pas être utilisée pour faire le blanc des réactifs : on doit utiliser de

l’eau déminéralisée de bonne qualité ou de l’eau distillée à l’aide d’un appareil métallique.

Réactif 1 : réactif au molybdate

Pour 500 ml de réactif :

Dissoudre 4.0 g de paramolybdate d’ammonium (NH4)6 Mo7O24, 4H2O en poudre fine

dans environ 300 ml d’eau distillée.

Ajouter 12.0 ml d’acide chlorhydrique concentré (d=1.18), mélanger et compléter à

500 ml avec de l’eau.

Cette solution conservée en flacon de polyéthylène et à l’abri de la lumière reste stable

plusieurs mois, malgré le dépôt qui se forme à la longue sur la parois (*)

(*) : Le dépôt qui se forme à la longue sur les parois du flacon peut être éliminé avant le

renouvellement du réactif, par une solution basique.

Solution de métol –sulfite

Dans 500 ml d’eau distillée

Dissoudre 6 g de sulfite de sodium anhydre, Na2SO3

Ajouter 10 g de métol (sulfate de p-méthylaminophénol, C14H20N2O6S la dissolution

peut être lente.


106

Filtrer la solution sur papier filtre ordinaire et conserver rapidement et doit être

renouvelée toutes les deux à trois semaines ou si elle prend une couleur sombre.

Solution saturée d’acide oxalique

Agiter 50 g d’acide oxalique « pour analyse », C2H2O4 , 2H2O avec 500 ml d’eau distillée,

laisser décanter et prendre le surnageant.

Cette solution est stable indéfiniment.

Solution d’acide sulfurique à 50% en volumes

Ajouter avec précaution et en mélangeant au fur et à mesure, 250 ml d’acide sulfurique

concentrée (d= 1.84) de qualité « pour analyse » à 250ml d’eau distillée.

Réactif 2 : Réducteur

Ce réactif réducteur est obtenu en mélangeant successivement les réactifs ci-dessus dans

l’ordre et les proportions suivantes :

100 ml de solution de métol- sulfite

60 ml de solution d’acide oxalique

60 ml d’acide sulfurique à 50 %

compléter avec de l’eau distillée pour obtenir 300 ml de solution

Cette solution doit être préparée juste avant utilisation et ne se conserve pas.

Solution étalon de silicium

Deux sources de silicium peuvent être utilisées pour préparer les étalons : le quartz et

l’hexafluorosilicate de sodium Xa2SiF6

Ce dernier composé est considéré comme pouvant introduire une erreur de 5%par Riley et al

(1972), pour leur part Strickland et Parsons (1972) et koroleff (1976) tiennent compte de

l’impureté de ce produit et en pèsent 1 à 2 % de plus, au cours de la dernière inter calibration

du CIEM, Grasshoff (1977) indique que les deux types d’étalons donnent des résultats

similaires. A la précision analytique près, on trouve d’ailleurs actuellement de Na2SiF6 dont la

pureté est supérieure à 99 %

Etalon à base de quartz

On utilisera du quartz SiO2 très pur en cristaux barres ou tubes broyés qui aura été chauffé à

1000°C pendant une heure puis refroidir au dessiccateur

Pour préparer un litre de solution :

Peser 0.3003 g de quartz dans un creuset de platine

Ajouter 1.5 g de Na2CO3 anhydre « pour analyse » et mélanger avec une spatule

métallique

Faire fondre le mélange et le maintenir à 1000°C quelques minutes pour qu’il

devienne clair

Laisser refroidir et dissoudre le résidu à l’aide d’eau distillée chaude pour le

transférer, sans perte, dans une fiole jaugée en plastique de 1000 ml puis ajuster au

trait de jauge :

1 ml contient 5 µmol.l-1

Cette solution se conserve plusieurs mois en flacon de plastique.


107

Etalon à base d’hexafluorosilicate

Sécher l’hexafluorosilicate à 105 °C pendant 1 heure

Pour un litre de solution :

Peser 0.9403 g d’hexafluorosilicate de sodium « pour analyse » : si le produit est

impur, augmenter la quantité pesée en calculant la masse nécessaire compte tenu de la

pureté indiquée par le fabricant.

Transférer le produit dans un bécher en plastique avec environ 300 ml d’eau distillée

et écraser les agrégats pour accélérer la dissolution puis laisser sous agitation

magnétique, La dissolution complète peut prendre jusqu’à 30 min selon la taille des

agrégats.

Transférer en fiole jaugée en plastique de 1000 ml en rinçant plusieurs fois le bécher

et ajuster au trait de jauge :

1 ml contient 5 µmol.l-1

Cette solution est considérée comme stable indéfiniment si l’on évite l’évaporation.

Mode opératoire

Processus général :

Les échantillons de salinité inférieure à 27 PSU doivent décongelées plusieurs heures avant

l’analyse, la température des échantillons doit être comprise 18 et 25 °C.

Introduire dans une éprouvette en polyéthylène de 50 ml, 10 ml de réactif 1

Ajouter à la pipette 25.0 ml d’échantillon, boucher et mélanger.

Attendre au minimum 10 min jamais plus de 30 min et noter ce temps à 1,2 min prés

afin d’opérer toujours la façon identique pour tous les échantillons et les étalons.

Ajouter rapidement le réactif 2 fraîchement préparé pour compléter à 50 ml et

mélanger aussitôt

Attendre 2 à 3 h et mesurer l’absorbance Atr en cuves de 1 cm par rapport à l’eau

distillée à 810 nm : au dessous de 12 µmol. l-1 on peut utiliser des cuves de 10 cm

pour une mesure précise.

Remarque :

Il est préférable d’ajouter l’échantillon dans le réactif 1 plutôt que l’inverse, cela

empêche la formation possible de formes isomères indésirables du complexe

silicomolybdique.

Le temps requis pour la formation complète de complexe bleu varie suivant la

quantité de silicium présent

*au dessous de 50 µmol.l-1 1 h suffit.

*au dessus de 50 µmol.l-1, ce temps croit avec la concentration et il est préférable

d’attendre 3 h.

Dans les 12 à 24 h qui suivent, une légère augmentation de 1 à 2 % de l’absorbance

peut être observée, mais on considèrera de façon générale que la coloration est stable

entre 3 et 9 h après l’additions des réactifs.


Soit :



108





L’absorbance nette non corrigée est :

rttr bbAA

Etalonnage et mesure en milieu de salinités identiques

L’absorbance nette A est reportée sur la courbe d’étalonnage pour en déduire la concentration

en silicium de l’échantillon.

On peut également déterminer la pente P de la droite d’étalonnage en µmol.l-1 par unité


APlµmolSi 1.][

Etalonnage en eau distillée ; mesure en milieux de salinités différentes

En milieu de salinité Sx l’absorbance nette corrigée, Ac est donnée par la relation :

)1( xsc SCAA

La valeur Ac doit être reportée sur la courbe d’étalonnage pour en déduire la concentration en

silicium de l’échantillon

On peut également connaissant la pente P de la courbe d’étalonnage en eau distillée, calculer

la concentration selon :

cAPlµmolSi 1.][


109

TP 15 : Dosage de la silice (SiO2)

Méthode gravimétrique ( Rodier)


La silice est insolubilisée à l’état partiellement déshydraté en présence d’acide chlorhydrique.

Une calcination complète la déshydratation. Par action de d’acide fluorhydrique, la silice est

volatilisée sous forme d’acide fluosilicique. Après une nouvelle calcination, la perte de poids

correspond à la quantité de silice pure contenue dans l’eau.

Réactifs

-Acide chlorhydrique pur (d= 1.19)

- Solution d’acide chlorhydrique au 1/20

-Acide fluorhydrique (d= 1.14)

- Solution d’acide sulfurique au 1/2

Mode opératoire :

-Acidifier 1 à 2 litres d’eau par environ 10 ml d’HCl

-Evaporer à sec au bain marie,de préférence dans une capsule de platine ou à défaut dans une

capsule en porcelaine émaillée exempte de silice ou sans influence sur la silice contenue dans

le liquide.

-Maintenir le résidu à l’étuve pendant une heure à 105-110 °C.

-Imbiber la masse avec 5 ml d’HCl, recouvrir d’un verre de montre et laisser au repos 5

minutes.

-Reprendre par 50 ml d’eau chaude.

-Chauffer à douce ébullition pendant 1 minute environ.

-Laisser reposer, filtrer, laver avec de l’eau distillée chaude jusqu’à élimination complète des

chlorures.

- Evaporer à sec le filtrat dans la même capsule que précédemment.

-Placer à l’étuve à 110 °C

-Reprendre, filtrer, laver comme indiqué ci-dessus en utilisant un second filtre.

-Sécher et calciner à 1200 °C les deux filtres dans un creuset de platine, jusqu’à poids

constant.

-La pureté de la silice est vérifiée par évaporation avec 10 ml d’acide fluorhydrique et 2

gouttes d’acide sulfurique au ½

-Calciner de nouveau à 1200 °C jusqu’à poids constant.

Expression des résultats :

Soit ;

P1 : le poids en grammes du creuset avec la silice


110

P2 : le poids en grammes du creuset après traitement fluorhydrique

V : le volume en millilitres de la prise d’essai

La teneur en silice exprimée en gramme par litre d’eau est donnée par l’expression

[ Si02]( mg/l) =𝑃1− 𝑃2

𝑉∗ 100


111

2. La matière organique

TP 16 : Dosage de la matière organqiue

Principe de ma méthode :

Les matières organiques contenues dans l’eau seront oxydées à chaud par un excès de

permanganate de potassium. L’excès de KMnO4 sera ensuite réduit par un excès d’ions

ferreux, et l’excès de ces derniers ions sera titré par une solution de KMnO4.

Matériels et réactifs :

1- Matériels :

- Burette de 25ml graduée au 1/20 ;

- Plaque chauffante ;

- Erlenmeyer de 250ml à col rodé.

2- Réactifs :

- Solution de KMnO4 de normalité N/80 ;

- Solution de sel de Mohr (FeSO4 (NH4)2SO4,6H2O) à 25g/l ;

- Solution d’acide sulfurique (d =1,83) dilué au ½.

Mode opératoire :

Dans un erlenmeyer de 250ml à col rodé, porter à ébullition sur la plaque chauffante 100 ml

d’eau à analyser additionnée de 10ml d’acide sulfurique ;

Ajouter 50ml de KMnO4 et maintenir à ébullition pendant 10min exactement ;

Refroidir rapidement et ajouter progressivement au mélange 10ml de sel de Mohr ;

Ajouter ensuite quelques gouttes (3) d’acide phosphorique ;

Dosage de la matiere organique (En milieu acide à chaud)

Titrer ensuite l’excès des ions ferreux par le permanganate de potassium N/80 ; jusqu’à

apparition d’une coloration rose - violette persistante ;

Noter le volume V de KMnO4 versé ;

Refaire le même dosage cette fois- ci avec 100ml d’eau distillée (exempte de

matières organiques) comme eau à analyser ;

Noter le volume V’ de KMnO4.

IV- RESULTATS ET DISCUSSION :

- Etablir les principales réactions d’oxydations mises en jeu au cours de ce dosage ;

- Etablir le schéma réactionnel du dosage ;

- Quel est le rôle de l’acide phosphorique ?

- Quel est le rôle du sel de Mohr ?

- Pourquoi opère-t-on à chaud ?

- Expliquer pourquoi doit-on faire un dosage à blanc avec de l’eau distillée ?

- Déterminer la quantité en mg/l d’oxygène consommé par les matières

organiques contenues dans l’eau à analyser, sachant que 1ml de KMnO4 N/80

correspond à 0,1mg d’oxygène nécessaire à l’oxydation de matières organiques.

- Interpréter vos résultats sachant que la valeur maximale admissible est de 20mg /l.

- Se conformer aux recommandations pour la rédaction du rapport


112

TP 17 : Mesure des matières en suspension


La méthode consiste à filtrer l’eau sur membrane filtrante afin de retenir toutes les particules

de taille supérieure à 0.5 à1 µm, la membrane est séchée et pesée avant et après la filtration.

La différence de poids permet de connaître la masse sèche totale de matières en suspension

dans le volume filtré correspondant.

BANSE et al (1963) ont décrit un protocole rigoureux pour l’eau de mer avec filtration sur

membrane d’ester de cellulose, la norme française T90-105 Afnor (1975),qui s’applique à

l’eau douce , recommande les disques filtrants en fibre de verre. Ces derniers employés

également par HOBSON (1967) pour l’eau de la mer, seront donc conseillés.

Appareillage

1. Une pompe de filtration : la filtration peut être effectuée sous vide ou sous pression (1 à

2 bar). Les dispositifs sous pression ne sont généralement applicables qu’à l’eau douce

car ils ne permettent pas, pour l’eau de mer, le rinçage de la couronne du filtre chargée de

sels.

2. Filtres : on peut utiliser toute une membrane filtrante susceptible de retenir toutes les

particules de taille supérieure à 0,5 à1 µm.

La fibre de verre non hygroscopique s’avère particulièrement intéressante pour

l’analyse des MES.

On peut citer les principaux filtres en fibre de verre utilisable dont tous les

cas :Whatman GF C et GF F , REEVE ANGEL 984 h. Pour l’analyse des eaux

relativement chargées en MES.

3. Réactif:

Pour le lavage des membranes après filtration des eaux riches en phytoplancton, on

utilise une solution isotonique à l’eau de mer : Dissoudre 68 g de formiate

d’ammonium HCOONH4 « pour analyse » par litre d’eau distillée.

Mode opératoire :

1. Préparation des filtres

On procède de la façon suivante :

Mettre les filtres de fibre de verre au four à 450à 500 °C pendant 1 h environ : ce

traitement conseillé renforce la rigidité et la solidité des membranes .ne pas dépasser

500 °C.

Placer chaque filtre sur le support filtre sans mettre l’entonnoir et laver abondamment

toute sa surface à l’eau distillée (50 à 70 ml d’eau par membrane) sous un très léger

vide.

Déposer les filtres dans leurs boîtes et les placer à l’étuve à 70 °C pendant 2 h ou à

105 °C pendant 1 h.

Laisser refroidir qu dessiccateur.

Numéroter les filtres (sur le pourtour) ou les boîtes à filtres (sur le fond et le

couvercle) de façon indélébile.


113

Peser chaque filtre. Le cas échéant avec sa nacelle en aluminium de préférence à la

précision de 0.01mg.Une précision de 0.1 mg suffit si les quantités de MES

habituellement déposées sur le filtre sont supérieures à 5 mg soit P1 ce poids.

Remplacer aussitôt chaque filtre dans sa boite, à l’abri de la poussière.

2. Filtration

Homogénéiser l’échantillon, une violente agitation est nécessaire si les échantillons

ont été conservées un certain temps.

Mesurer aussitôt le volume à filtrer : pour être représentatif, il doit être supérieur à

100 ml, dans le cas d’eaux fortement chargées en MES (estuaires) , la filtrations est

accélérée si on laisse décanter l’échantillon et que l’on filtre tout d’abord le

surnageant.

Placer un filtre et le centrer dans le dispositif de filtration.

Verser l’échantillon sur le filtre et appliquer le vide ; sans créer une dépression

supérieure à 2,3 bars, puis filtrer progressivement tout le volume mesuré.

Supprimer l’aspiration dès que le filtre est à sec et verser alors 5 à10 ml d’eau

distillée ou de solution de formiate d’ammonium sur le filtre et aspirer à nouveau,

recommencer une seconde fois cette opération de rinçage.

Effectuer si nécessaire deux rinçages du filtre avec du chloroforme lorsque l’eau

contient des quantités d’hydrocarbures non négligeables.

Retirer l’entonnoir de filtration et sous aspiration, rincer avec le plus grand soin la

couronne vierge du filtre à l’aide d’une pissette d’eau distillée ou de formiate

d’ammonium (10-15 ml).

Supprimer l’aspiration et remettre chaque filtre dans sa boite numérotée.

Mettre les boites au frais et à l’abri de la lumière ou les sécher immédiatement.

3. Séchage et pesée des filtres

Mettre les boites contenant les filtres, sans le couvercle, à l’étude à 70 °C pendant 2 h

ou à 105 pendant 1 h, l’étuve doit être exempte de poussière.

Laisser refroidir au dessiccateur et n’en sortir les filtres que juste avant la pesée.

Peser chaque filtre, le cas échéant, dans sa nacelle en aluminium à la précision

requise : 0.01 mg ou 0.1 mg selon que la masse déposée sur le filtre est inférieure ou

supérieure à 5 mg soit P2 ce poids.

Remarque :

Température de séchage des filtres

Habituellement les protocoles d’analyses (AFNOR, 1972 ; APHA, 1980) prévoient de sécher

les filtres à 105 °C, cependant un chauffage à 70°C est suffisant pour assurer un séchage

parfait et ne présente pas les inconvénients suivant :

Filtres en esters de cellulose rendus cassant à température plus élevée.

Risque de perte de matériel biologique.

Durée de séchage des filtres :

La durée de séchage fixée à 1 h à 105 °C ou de 2 h à 70°C est tout à fait suffisante, En effet,

Strickland et Parsons (1972) considèrent qu’à 70 °C , 1h suffit pour le séchage , cependant ,en

cas de rinçage au formiate d’ammonium , il est conseillé d’accroître la durée jusqu’à 2 h pour

assurer l’élimination totale de ce composé.

Calculs, expression des résultats :

Soit :


114

P1 : poids du filtre avant filtration (mg)

P2 : poids du filtre après filtration (mg)

V : volume filtré (l)

La concentration des MES est donnée par l’expression :

V

PPlmgMES 121.][


115

TP 18: Dosage du Carbone Organique Particulaire (COP)


La méthode suivante, mise au point par JOHNSON (1949) et décrite en détail après

modification par Strickland et Parsons (1968).permet d’évaluer la matière organique

particulaire dans l’eau de mer sous la forme d’équivalents en carbone.

La matière organique recueille sur un filtre en fibres de verre est oxydée par le mélange

sulfochromique. L’oxydant en excès est dosé en retour par une solution de Fe (II).cette

méthode est applicable à bord des navires, la simplicité peut la faire préférer aux méthodes

plus précises basées sur la combustion de la matière organique dans l’oxygène suive d’un

dosage du CO2 (analyse infrarouge, analyseur CHN) mais nécessitant un matériel plus

sophistiqué.

L’étalonnage est réalisé à partir de solution du glucose. On obtient donc des équivalents en

carbone de glucose.

Appareillage :

Le matériel suivant est nécessaire :

Une rampe de filtration adaptée à l’utilisation des filtres Whatman GF C de 4,7 cm de

diamètre.

Une pompe ou une trompe à vide munie d’un manomètre

Un four à moufle

Un bain de sable et un thermomètre (0 à 200 °C)

Une série d’erlenmeyers que l’on couvre avec des cristallisoirs de petite taille.

Tout le matériel en verre est impérativement nettoyé au mélange sulfochromique, lavé à l’eau

puis rince à l’eau distillée avant le début des analyses.

Réactifs

Solution de sulfate de sodium

Dissoudre 45 g de Na2SO4 « pour analyse » dans un litre d’eau distillée.

Acide phosphorique « pour analyse)

Mélange oxydant

Dissoudre 4,84 de bichromate de potassium K2Cr2O7 dans 200 ml d’eau distillée, ajouter peu

à peu cette solution à 500 ml d’acide sulfurique concentrée. « Pour analyse » refroidir et

porter le volume à 1000 ml avec l’acide sulfurique concentré.

Solution de Fe (II) 0,1 normale

Dissoudre 39,21 g de sulfate double de fer et d’ammonium (sel de Mohr) dans ½ litre d’eau

distillée , ajouter 20 ml d’acide sulfurique et compléter à 1000 ml avec l’eau distillée.


116

Indicateur coloré : férroine

Dissoudre 1,485 g de monohydrate d’orthphénanthroline C12H8N2, H2O dans 100 ml d’une

solution de sulfate ferreux 0,025 mol.l-1 (0,695 g de sulfate ferreux dans 100 ml d’eau) on

obtient la férroïne (C12H6N2) FeSO4.

Solution de glucose

Dissoudre 7,5 g de glucose dans l’eau distillée et compléter à 100 ml cette solution se

dégrade rapidement et peut être stabilisée par quelques cristaux de chlorure mercurique (à

manipuler avec précaution).

Mode opératoire

Filtration :

La filtration est effectuée sur filtres Whatman GF C 4,7 cm de diamètre, grillés au préalable

au four afin d’éliminer au maximum toutes traces organiques.

Pour ce traitement, les filtres disposés un par un sur une feuille d’aluminium, sont maintenus à

450 – 500 °C pendant 30 min , on évitera de dépasser 500 °C afin de ne pas modifier leur

capacité de rétention.

Lors de la filtration, le mode opératoire suivant est mis en œuvre

Equiper le dispositif de filtration d’un filtre traité comme indiquée précédemment,

opérer avec des pinces métalliques propres et à l’abri des particules atmosphériques

(poussières, fumées…)

Filtrer l’eau de mer sous pression réduite :ne pas descendre en dessous de 0,5 bar , ce

qui risque de rompre les particules et notamment les cellules phytoplanctoniques.

Laisser le filtre venir à sec.

Revenir la pression atmosphérique.

Mesurer 2 ml de la solution de sulfate de sodium, puis aspirer à nouveau pour

assécher le filtre.

Recommencer le lavage au sulfate de sodium une deuxième fois.

Les lavages au sulfate de sodium sont effectués rapidement pour ne pas modifier

l’équilibre cellulaire.

Dosage des échantillons

Oxydation des filtres

Placer une série des filtres dans des erlenmeyers de 100 ml.

Appliquer les filtres avec une tige de verre propre, au fond des erlenmeyers.

Ajouter 2 ml d’acide phosphorique

Couvrir avec les cristallisoirs.

Mettre au bain de sable à 100-110°C pendant 30 min.

Ajouter 10 ml de mélange sulfochromique et couvrir à nouveau

Remettre au bain de sable pendant 30 à 60 min.

Dosage

Refroidir l’erlenmeyer

Ajouter 50 ml d’eau distillée et 2 gouttes de férroïne

Titrer avec la solution de Fe (II)


117

Soit V1 le volume versé en millilitres

Détermination du blanc

Traiter une série de trois filtres vierges exactement de la même façon que ci –dessus.

Soit V0 le volume de solution de Fe (II) versé, moyenne des trois déterminations

Etalonnage de la solution titrante de Fe(II)

On vérifie le titre de la solution de Fe (II) à l’aide d’une solution de glucose. A partir de la

solution mère de glucose on prépare une solution diluée (1 ml de solution mère ajustée à 100

ml) dont 1 ml contient 300 µg de carbone. Cette solution ne se conserve pas plus d’un jour.

o Prendre 5 ml de la solution secondaire, soit 1500 µg de C dans un erlenmeyer de 100

ml et les oxyder comme les filtres, puis titrer Soit V’1 (ml) le volume de solution de

Fe(II) correspondant.

o Titrer également 10 ml de mélange sulfochromique par la solution de sulfate ferreux

Soit V’0 (ml) le volume versé.

Le facteur d’étalonnage F est obtenu :

)''(

1500

10 VVF

Théoriquement : 1 ml de solution de Fe (II) 0,1 normale correspond à 300 µg de

carbone, soit F= 300.

Calculs expression et résultats

Soit :

Vf : Volume d’eau filtré

V0 : Volume du titrant versé pour le blanc

Vt : Volume du titrant versé pour l’échantillon

F : facteur d’étalonnage

La concentration en carbone organique particulaire se calcule comme suit :

fV

VVFlµgCOP

)().]([ 101

Remarque :

L’étalonnage étant réalisé à partir d’une solution de glucose. On obtient les teneurs en

particules sous la forme d’équivalents en carbone de glucose. Les résultats se rapprochent

d’autant plus de la réalité que la matière organique particulaire à une composition plus proche

de celle des glucides. La composition moyenne du plancton et des détritus divers qui forment

le particulaires est telle que les valeurs déterminées par cette méthode ne s’éloignent que de

10 à20 % des valeurs vraies.


118

TP 19 : Dosage de la chlorophylle a


Après une filtration de certain volume d'eau de mer (eau à analyser) pour concentrer le

matériel particulaire, le filtre est immergé dans un solvant qui assure l'extraction des

pigments, puis on mesure l'absorbance de l'extrait des pigments à une ou plusieurs longueurs s

d'ondes avant et après acidification si on recherche que les formes dégradées.

Compte tenue des variantes quant à la première phase, filtration et extraction et deux

méthodes spectrophotométriques disponibles, il ne parait pas inutile, avant de décrire en détail

la méthode complète retenue, d'expliciter rapidement les critères du choix effectué.

Réactifs

1. Solvants d'extractions

L'acétone à 90 % est utilisée dans la méthode de LORENZEN (méthode recommandé) et le

méthanol est utilisé dans la méthode de LORENZEN modifié.

1.1.Acétone à 90%: Dans une fiole jaugée de 500 ml, introduire à la pipette 50 ml d'eau distillé et compléter au

trait jaune avec l'acétone déshydratée.

1.2.Méthanol : utilisé du méthanol de très bonne qualité analytique.

2. Solution d'acide chlorhydrique 0.3 mol .l-1

Diluée 40 fois de l'acide chlorhydrique concentrée (d=1.18) dans l'eau distillé soit 2.5 ml

d'acide pour 100 ml de solution.

Mode opératoire :

1. Filtration:

- Placer une membrane sur le support et y déposer 1 à 2 ml de suspension de carbonate

de Mg.

- Appliquer le vide et filtrer l'échantillon en prenant soin de l'agiter pour bien récupérer

toutes les particules ; pour éviter le risque d'éclatement des cellules.

- Rincer le cas échéant la tulipe du support filtre avec un peu d'eau de mer fraichement

filtrée pour rassembler toutes les particules sur le filtre.

- Laisser fluer l'air quelques instants pour éliminer l'eau de filtre.

- Mettre le filtre dans des tubes prévue à cet usage et si possible commencer l'extraction.

2. Extraction des pigments :

le filtre et l'extrait pigmentaire ne doivent jamais rester à la lumière: a cet effet il est

bon d'envelopper les tubes dans une feuille d'aluminium.

Introduire le filtre dans un tube à centrifuger et ajouter 10 ml du solvant d'extraction

(acétone 90% ou méthanol selon la méthode utilisée)

Déchiqueter le filtre à l'aide d'une baguette ou d'un tube de verre à embout coupant.

Boucher et agiter pour disperser les fibres.

Laisser l'extraction se poursuivre soit une vingtaine d'heures au réfrigérateur dans

l'acétone à 90% soit 1 heures à une température ambiante dans le méthanol.

Laisser revenir à température ambiante : si nécessaire, ajuster exactement le volume,

boucher et agiter.

Centrifuger 1 min, retirer les tubes de la centrifugeuse et faire tomber les fibres de

verre, qui adhèrent à la paroi au dessus de la surface du solvant.par un léger mouvement

d'agitation.


119

Centrifuger à nouveau 5 à 10 min à 3000 à 4000 tours par min; les tubes doivent

rester bouchées pour éviter l'évaporation.

Mesure d'absorbance:

Longueur d'ondes:

Selon la méthode utilisée, les mesures des absorbances doivent se faire aux longueurs d'ondes

suivantes:

Méthode de LORENZEN (acétone ou méthanol): 665 et 750

Détermination des blancs:

Deux blancs entrent en jeu dans les mesures dans les mesures spectrophotométriques de la

chlorophylle: le blanc des cuves et le blancs de turbidité à 750 nm à la quelles les pigments

n'absorbent pas: on obtient les blancs brut Ab750 et Ab750 ce blanc doit être inférieur à 0.005

unité d'absorbance par centimètre de trajet optique.

Les filtres de fibre de verre bien centrifugé ne créent aucune turbidité. Les membranes d'esters

de cellulose donnent des absorbance mesurables dans l'acétone à 90%.

Méthode de LORENZEN: (Acétone à 90 %):

Transférer le surnageant de centrifugation dans la cuve du spectrophotomètre, on évite

l'entrainement de fibres de verre en aspirant lentement l'extrait à l'aide par exemple

d'une seringue de verre.

Mettre les cuves en place et s'assurer de son positionnement correct.

Mesurer les absorbances brutes des extraits non acidifiés aux longueurs d'ondes de 665

et 750 nm soit Absa665 et Absa

750, la mesure à 750 nm doit rester inférieure à 0.005 par

centimètre de trajet optique.

Acidifier par addition de 10 µl d'acide chlorhydrique 0.3 mol. l-1 par millilitre d'extrait

(soit une goutte pour environ 5 ml) directement dans la cuve et attendre 2 à 3 min.

Mesurer les absorbances brutes des extraits acidifiés à 665 et 750 nm. soit Abac665 et

Abac750.

Méthode de LORENZEN: (Méthanol):

Procéder comme la méthode précédente y compris les mesures des absorbances avant

acidification puis au lieu d'acidifier dans la cuve, opérer comme suit.

Transférer la totalité de l'extrait de la cuve dans un petit bécher

Acidifier par

Neutraliser par addition de 25 mg de carbonate de Mg en poudre par millilitre d'extrait

et agiter lentement pendant 10 min.

Centrifuger ou filtrer, l'extrait pour éliminer l'excès de MgCO3.

Transférer à nouveau l'extrait dans la cuve de mesure et positionner la cuve dans le

spectrophotomètre.

Mesurer les absorbances à 665 et 750 nm soit Aba665 et Aba

750

Calcul et expression:

1. Méthode de LORENZEN:

Les absorbances brutes à 665 nm et les blancs de turbidité à 750 nm doivent être corrigées en

soustrayant les blancs des cuves puis obtient les absorbances nettes en soustrayant les

absorbances corrigées mesurées à 750 des absorbances corrigées à 665 c'est-à-dire :

Avant acidification:

Ana665 = ( Abna

665 - Bc665)-(Abna

750 - bc750)


120

Après acidification:

Aa665 = ( Aba

665 - Bc665)-(Ab a

750 - bc750)

Les autres données:

V: volume d'eau filtré (litre).

v: volume de solvant d'extraction (millilitre)

L: longueur du trajet optique de la cuve de mesure (centimètre).

Les concentrations de chlorophylle a et phéopigments a se calcul d'après la relation:

[Chlorophylle a](mg. m-3)=

[Phéopigments a](mg. m-3)=

2. Méthode de LORENZEN Modifié:

Déterminer les absorbances nettes à 665 nm avant et après acidification comme la méthode

précédente.

Les autres données sont également identiques, seuls le changent les coefficients numériques

des relations qui deviennent.

[Chlorophylle a](mg. m-3)=

[Phéopigments a](mg. m-3)=


121

TP 20 : Mesure de la matière en suspension (MES) +résidus secs (RS)

La méthode consiste à filtrer l’eau de l’échantillon sur membrane filtrante afin de retenir

toutes les particules de taille supérieure à 0.5-1 µm. le papier filtre est séchée et pesée avant et

après filtration.

Mode opératoire

- Peser les papiers filtre. soit P1 cette mesure.

- Placer un filtre et le centrer dans le dispositif de filtration.

- Homogénéiser l’échantillon, une violente agitation est nécessaire si les échantillons

ont été conservés un certain temps.

- Verser l’échantillon sur le filtre et appliquer le vide, sans créer une dépression

supérieure à 2-3 bars. puis filtrer progressivement tout le volume mesuré.

- Supprimer l’aspiration dès que le filtre est à sec.

- Mettre les boites contenant les filtres, sans le couvercle, à l’étuve à 70°C pendant 2h

ou à 105°C pendant 1h.l’étuve doit être exempte de poussières.

- Laisser refroidir au dessiccateur et n’en sortir les filtres que juste avant la pesée.

- peser les papiers filtres une deuxième fois, soit P2 cette mesure.

Calculs expression des résultats

Soit :

P1 : Poids du filtre avant filtration (mg).

P2 : Poids du filtre après filtration (mg).

V : Volume filtré (l).

La concentration des MES est donnée par l’expression : [MES] (mg.l-1) =V

PP 12 .1000

3. Mesure du résidu sec

La méthode consiste est à évaporée une certaine quantité d’eau à analysée dans une capsule

tarée. Le résidu desséché est ensuite pesé. La capsule est séchée et pesée avant et après

filtration.

Mode opératoire

- Peser la capsule. Soit P1.

- Evaporation progressivement au bain de sable dans une capsule tarée 100 ml d’eau.

- Une fois toute l’eau évaporée, porter la capsule à l’étuve à l’étuve à 180°C pendant 4

heures et laisser refroidir 1/4 d’heure au dessiccateur.

- Peser immédiatement et rapidement. Soit P2.

Calculs expression des résultats

Soit :

P1 : Poids de la capsule avant filtration (mg).

P2 : Poids de la capsule après filtration (mg).

V : Volume filtré (l).

La concentration des R sec est donnée par l’expression : [R sec] (mg.l-1 )=V

PP 12 .1000


122

TP 21: dosage de la demande biochimique en oxygène ( DBO5)

Méthode par dilution

La demande biochimique en oxygène (DB05) est définie comme la quantité d'oxygène

consommée dans les conditions de l'essai, c'est-à-dire après incubation durant 5 jours, à 20°C

et dans l'obscurité, par certaines matières présentes dans l'eau, principalement pour assurer

leur dégradation par voie biologique. La mesure de la quantité d'oxygène consommée est

suivie dans une solution ensemencée ou non.

Principe Mesure de l'oxygène consommé en cinq jours par un échantillon dilué avec une eau

saturée en oxygène, ensemencée avec des germes, puis placé dans une enceinte thermostatée à

20 °C.

Matériel spécial

- Flacons en verre à bouchon rodé de 150 ou 250 ml.

- Enceinte thermostatée à 20°C ± 1°C.

- Matériel nécessaire au dosage de l'oxygène dissous

Réactifs

- Solution de phosphates

*Monohydrogénophosphate de sodium (Na2HP04, 2 H20)……………….8.5 g

*Dihydrogénophosphate de potassium (KH2P04)………………………….2.5 g

*Eau permutée………………………………………………………………….1000 ml

Bien homogénéiser la solution.

- Solution de sulfate de magnésium à 20 g / l

*Sulfate de magnésium……………20 g

- Solution de chlorure de calcium à 25 g / l

*Chlorure de calcium……………….25 g

- Solution de chlorure de fer à 1,5 g / l

*Chlorure de fer………………………1.5 g

- Solution de chlorure d'ammonium à 2 g / l

*Chlorure d'ammonium……………….2 g

Préparation de l'eau de dilution

Si l'eau de dilution est préparée à partir d'eau permutée, mettre dans un récipient:

Solution de phosphates…………………………5 ml

Solution de sulfate de magnésium……………..1 ml

Solution de chlorure de calcium………………...1 ml


123

solution de chlorure de fer…………………….....1 ml

Solution de chlorure d'ammonium………………1 ml

eau permutée …………………………………………q.S.p. 1000 ml

Maintenir cette solution à 20 °C et l'aérer en prenant soin d'éviter toute contamination par des

métaux, des matières organiques, oxydantes ou réductrices. Arrêter 'aération lorsque la

solution contient 10 mg/ l d'oxygène dissous. Laisser reposer 12 heures, récipient débouché.

Ajouter 5 ml d'eau d'ensemencement par litre de cette solution. Cette eau de dilution doit être

utilisée dans les 24 heures.

Si l'eau de dilution est préparée à partir d'eau de rivière, la porter à 20 °C, ajouter les mêmes

réactifs et la conserver à cette température.

Mode opératoire

Mettre un volume connu d'eau à analyser dans une fiole jaugée, compléter avec de l'eau de

dilution. Homogénéiser. Vérifier que le pH est compris entre 6 et 8. Dans le cas contraire,

préparer une nouvelle dilution en amenant le pH à une valeur voisine de 7 par addition d'acide

sulfurique ou d'hydroxyde de sodium puis compléter au volume. Remplir complètement un

flacon avec cette solution. Bien boucher sans bulles d'air.

Préparer également une série de dilutions successives telles que la consommation d'oxygène

soit voisine de 50% de la teneur initiale.

Conserver les flacons à 20 °C ± 1°C et dans l'obscurité. Mesurer l'oxygène dissous subsistant

au bout de 5 jours (120 heures). Pratiquer un essai témoin en dosant l'oxygène dissous dans

l'eau de dilution (eau permutée ensemencée ou eau de rivière) et traiter deux fioles remplies

de cette eau comme indiqué ci-dessus. Doser l'oxygène résiduel selon une des méthodes

indiquées dans le chapitre 15.2 (méthode chimique ou potentiométrique). Au cours de cet

essai témoin, la consommation d’oxygène doit se situer entre 0,5 et 1,5 g / L. Dans le cas

contraire, 'ensemencement par l'eau de dilution n'est pas convenable et il est nécessaire d'en

modifier la préparation .

Interprétation des résultats Soit:

Do =Teneur en oxygène (mg / l) de l'eau de dilution au début de l'essai.

D5 =Teneur moyenne en oxygène (mg / l) de l'eau de dilution au bout de cinq jours

d'incubation.

T0 = Teneur en oxygène (mg/l) de l'une des dilutions de l'échantillon au début de l'essai.

T5 = Teneur en oxygène (mg / l) de l'une des dilutions de l'échantillon au bout de cinq jours

d'incubation.

F = Facteur de dilution tel que 0,4 T0 ≤T0 - T5 ≤ 0,6T0

La demande biochimique en oxygène exprimée en milligrammes d'oxygène par litre est égale

à : DB05 = F (T0 - T5) - (F - 1) (D0 - D5)

Préciser éventuellement le traitement préalable effectué sur le prélèvement (décantation,

filtration)


124

TP 22 : dosage de la demande chimique en oxygène ( DCO)

Méthode ISO


Dans des conditions définies, certaines matières contenues dans l’eau sont oxydées par un

excès de dichromate de potassium en milieu acide et en présence de sulfate d’argent et de

sulfate de mercure.

L’excès de dichromate de potassium est dosé par le sulfate de Fer et d’ammonium

Réactifs

- Sulfate de mercure cristallisé …………………………. 0.5 g.

- Solution de sulfate de fer et d’ammonium 0.25 N.

Sulfate de Fer et d’NH4 ................................... 98 g.

Acide sulfurique (d=1.84) ........................ ………20 ml.

Eau distillée ............................................. 1000 ml.

Le titre de cette solution doit être vérifié tous les jours.

- Solution de dichromate de potassium 0.25 N.

Dichromate de potassium (séché deux heures à 110°C) ........ 12.2588 g

Eau distillée ............................................. 1000 ml.

- Solution de Ferroine

1.10 Phénanthroline.................... 1.485 g.

Sulfate de Fer.............................. 0.695 g.

Eau distillée ………..................... 100 ml.

- Etalon à 500 mg/l DCO.

Hydrogenophtalate de potassium (K HC8H504) séché pendant 2 h à 105°.

Peser 0,4251 g séché 1000 ml 0,1062 g/250 ml.

Faire une dilution 5 ml/20

Vérification du titre de la solution de sulfate de fer et d’ammonium.

Dans un bécher mettre 10 ml de solution de dichromate de potassium 0.25 N et compléter à

150 ml par de l’eau distillée. Ajouter 30 ml d’acide mélangé (HgSO4+H2SO4).

Laisser refroidir. Ajouter quelques gouttes de solution de Ferroine puis doser avec le sulfate

de fer et d’ammonium.

T =ml K Cr O7 x 0.25(N)

ml Fe (NH ) (SO )

2 2

4 2 4 2


125

Mode opératoire

Prendre 20 ml d’échantillon débarrassé de matières décantables. Ajouter 10 ml de K2Cr2O7

puis une pincée de HgSO4 (0.55). Ajouter 30 ml d’ H2SO4 avec Ag2SO4.

Laisser refroidir dans un bain de glace ou à défaut dans de l’eau.

Ensuite chauffer pendant 2 heures à une température de 170°C.

Laisser refroidir puis compléter à 150 ml avec de l’eau distillée dans un bécher.

Doser avec le Fe (NH4)2 (SO4)2 en utilisant la Ferroine.


VE = Volume de sulfate de fer et d’ammonium nécessaire au dosage (ml).

VB=Volume de sulfate de fer et d’ammonium nécessaire à l’essai à blanc (ml).

T = Titre de la solution de sulfate de fer et d’ammonium.

P.E = Volume de la prise d’essai.

En solution acide K2Cr2O7 exerce un effet oxydant.

La détermination est toujours effectuée avec un excédent en K2Cr2O7, une partie du

dichromate étant réduite en ions de chrome III.

Cr2O72- + 6e- + 14 H+ 2 Cr3+ + 7H2O

L’excédent en ions de K2Cr2O7 est retiré avec une $ de Fe (II) en employant la Ferroine

comme indicateur d’oxydoréduction.

Cr2O72- + 6 Fe2+ + 14H+ 2Cr3++6Fe3++7H2O.

EB

EB

V-V*T*800T*8000*P.E

VVDCO


126

4 – Analyses microbiologiques

TP 23 : Recherche et dénombrement des germes revivifia blés

La recherche et le dénombrement des germes revivifiables se réalise à deux

températures différentes afin de cibler à la fois les micro-organismes à tendance psychrophiles

soit à 20° et ceux franchement mésophiles soit 37°C.

A partir de l’eau à analyser, porter aséptiquement 2 fois 1ml dans deux boites de Pétri

vides préparées à cet usage et numérotées comme l’indique le schéma n°1.

Compléter ensuite chacune des boites avec environ 20 ml de gélose TGEA fondue

puis refroidie à 45±1°C.

Faire ensuite des mouvements circulaires et de va-et-vient en forme de « 8 » pour

permettre à l’inoculum de se mélanger à la gélose.

Laisser solidifier sur paillasse, puis rajouter une deuxième couche d’environ 5 ml de la

même gélose ou de gélose blanche. Cette double couche a un rôle protecteur contre les

contaminations diverses.

Incubation :

La première boite sera incubée, couvercle en bas à 20°C,

La seconde sera incubée couvercle en bas à 37°C,

Pendant 72 heures avec :

- première lecture à 24 heures,

- deuxième lecture à 48 heures, et

- troisième lecture à 72 heures.

Lecture :

Les germes revivifiables se présentent dans les deux cas sous forme de colonies lenticulaires

poussant en masse.

Dénombrement :

Il s’agit de dénombrer toutes les colonies, en tenant compte deux remarques suivantes :

1. Ne dénombrer que les boites contenant entre 15 et 300 colonies,

2. Le résultat sera exprimé par millilitre d’eau à analyser à 22° et à 37°C.


127

Eau à

Analyser

1 ml 1ml

Ajouter environ 20 ml de gélose TGEA

Laisser solidifier sur paillasse

Ajouter une double couche (5 ml)

Incuber à :

22°C 37°C

Pendant 72 heures

Dénombrer les colonies lenticulaires

En masse

Schéma n°1


128

TP 24. Colimétrie. Recherche et dénombrement des Coliformes en milieux liquides.

Les coliformes se présentent sous forme de Bacilles Gram négatifs (BGN), non

sporogènes, oxydase négative, aéro-anaérobies facultatifs, capables de croître en présence de

sels biliaires et capables de fermenter le lactose avec production d’acides et de gaz, en 24 à 48

heures à 37°C.

Les coliformes sont considérés comme indices de contamination fécale.

La recherche et le dénombrement des coliformes peuvent se faire selon deux méthodes

de choix :

- Soit en milieu liquide sur BCPL par la technique du NPP (Nombre le Plus Probable).

- Soit par filtration sur membrane à 0,45 en milieu solide en supposant la disponibilité

d’une rampe de filtration.

Technique en milieu liquide sur BCPL.

La technique en milieu liquide fait appel à deux tests consécutifs à savoir :

le test de présomption : réservé à la recherche des Coliformes totaux.

le test de confirmation : encore appelé test de Mac Kenzie et réservé à la recherche des

Coliformes fécaux à partir des tubes positifs du test de

présomption.

Test de présomption.

A partir de l’eau à analyser, porter aséptiquement :

50 ml dans un flacon contenant 50 ml de milieu BCPL D/C muni d’une cloche de Durham

5 fois 10 ml dans 5 tubes contenant 10 ml de milieu BCPL D/C muni d’une cloche de

Durham

5 fois 1 ml dans 5 tubes contenant 10 ml de milieu BCPL S/C muni d’une cloche de

Durham, comme l’indique le schéma n° 2.

Chassez le gaz présent éventuellement dans les cloches de Durham et bien mélangé le milieu

et l’inoculum.

Incubation :

L’incubation se fait à 37°C pendant 24 à 48 heures.

Lecture :

Sont considérés comme positifs les tubes présentant à la fois :

un dégagement gazeux (supérieur au 1/10 de la hauteur de la cloche),

un trouble microbien accompagné d’un virage du milieu au jaune (ce qui constitue le

témoin de la fermentation du lactose présent dans le milieu).

Ces deux caractères étant témoins de la fermentation du lactose dans les conditions

opératoires décrites.

La lecture finale se fait selon les prescriptions de la table du NPP qui figure en annexe.


129

Illustration :

Inoculum Test de présomption Nbre Caractéristique

1 X 50 ml + 1

5 X 10 ml +

+

+

-

-

3

5 X 1 ml +

+

-

-

-

2

Le nombre caractéristique est donc « 132 » ; ce qui correspond sur la table de Mac Grady au

nombre 14.

On considère alors qu’il y a 14 Coliformes par 100 ml d’eau à analyser.

Test de confirmation ou test de Mac Kenzie.

Le test de confirmation ou test de Mac Kenzie est basé sur la recherche de Coliformes

thermotolérants parmi lesquels on redoute surtout la présence d’Escherichia coli.

Les coliformes thermotolérants ont les mêmes propriétés de fermentation que les

coliformes mais à 44°C.

Escherichia coli est un coliforme thermo tolérant qui entre autre :

- produit de l’indole à partir du tryptophane à 44°C,

- donne un résultat positif à l’essai au rouge de méthyl,

- ne produit pas de l’acétyle méthyl carbinol,

- n’utilise pas le citrate comme source unique de carbone.

Les tubes de BCPL trouvés positifs lors du dénombrement des Coliformes totaux feront

l’objet d’un repiquage à l’aide d’une öse bouclée dans tube contenant le milieu Schubert muni

d’une cloche de Durham, comme l’indique le schéma n°3.

Chasser le gaz présent éventuellement dans les Cloches de Durham et bien mélanger le

milieu et l’inoculum.


130

Incubation :

L’incubation se fait cette fois-ci au bain marie à 44°C pendant 24 heures.

Lecture :

Sont considérés comme positifs, les tubes présentant à la fois :

un dégagement gazeux, et

un anneau rouge en surface, témoin de la production d’indole par Escherichia Coli

après adjonction de 2 à 3 gouttes du réactif de Kowacs.

La lecture finale s’effectue également selon les prescriptions de la table du NPP en tenant

compte du fait qu’Escherichia Coli est à la fois producteur de gaz et d’indole à 44°C.

Illustration

En reprenant l’exemple précédent relatif au dénombrement des Coliformes totaux, cela

suppose que nous avons 6 tubes à repiquer à savoir :

le flacon de BCPL D/C,

3 tubes sur 5 de BCPL D/C, et

2 tubes sur 5 de BCPL S/C.

Tableau Récapitulatif

Inoculum Test de

présomption

Nbre

Caractéristique

Test de confirmation Nbre

Caractéristique

Gaz Indole

1 X 50 ml + 1 + + 1

5 X 10 ml +

+

+

-

-

3

+

+

-

-

+

+

1

5 X 1 ml +

+

-

-

-

2

-

+

+

+

1


131

Le nombre caractéristique relatif au dénombrement des Coliformes fécaux est donc « 111 »,

ce qui correspond sur la table du NPP au chiffre 5.

Le résultat final sera donc de :

14 Coliformes totaux dans 100 ml d’eau à analyser

5 Coliformes fécaux dans 100 ml d’eau à analyser

Remarque :

Etant donné que les Coliformes fécaux font partie des Coliformes totaux, il est pratiquement

impossible de trouver plus de Coliformes fécaux que de Coliformes totaux.


132

TP 25.1 : Colimétrie en milieu liquide : Test de présomption

Eau à Analyser

1 X 50 ml 5 X 10 ml 5 X 1 ml

BCPL D/C BCPL D/C BCPL S/C

37°C, 24 à 48 heures

+ + + + - - + + - - -

1 3 2

Schéma n°2


133

TP : 25.2 Colimétrie en milieu liquide : Test de confirmation

Repiquage sur milieu Schubert + cloche

44°C, 24 heures

Ajouter 2 à 3 gouttes de Kowacs

+ + - - + -

1 1 1

Schéma n°3


134

TP 25.3 Colimétrie par filtration

La colimétrie par filtration est une méthode rapide, simple, normalisée mais nécessitant la

disponibilité d’une rampe de filtration.

Tout d’abord, il faudrait stériliser un entonnoir à l’aide d’un bec bunsen.

Le refroidir soit avec l’eau à analyser ou bien avec de l’eau distillée stérile.

Mettre en place de façon aseptique une membrane de 0,45 µ entre la membrane

poreuse et l’entonnoir à l’aide d’une pince stérile.

Fixer ce dernier avec la pince correspondante.

Recherche de coliformes totaux

Remplir de façon aseptique l’entonnoir avec 100 ml d’eau à analyser.

Actionner la pompe à vide pour permettre le passage de l’eau à travers la membrane.

Retirer ensuite la membrane à l’aide d’une pince stérile et la placer dans une boite de

Pétri de 45 mm de diamètre contenant de la gélose TTC.

Cette membrane sera incubée à 37°C, pendant 24 heures et servira à la recherche des

coliformes totaux.

Recherche de coliformes fécaux

Remplir par la suite l’entonnoir avec 100 ml d’eau à analyser.

Actionner de la même façon la pompe à vide pour permettre le passage de l’eau à

travers la membrane.

Retirer ensuite la membrane à l’aide d’une pince stérile et la placer dans une boite de

Pétri de 45 mm de diamètre contenant de la gélose TTC.

Cette deuxième membrane sera incubée à 44°C, pendant 24 heures et servira à la

recherche des coliformes fécaux.

Lecture et interprétation

Après 24 heures d’incubation, les coliformes totaux et fécaux apparaissent sous forme

de petites colonies jaunes ou orangées, lisses, légèrement bombées.

Etant donné le caractère sélectif de la gélose TTC ; ne pousseront théoriquement que

les coliformes.

Ne dénombrer que les boites refermant entre 15 et 300 colonies.

Le nombre de colonies trouvées sera exprimé dans 100 ml d’eau à analyser.


135

Filtration de 100 ml d’eau

Eau à

Analyser

Entonnoir

Membrane 0,45µ Rampe de

Filtration

Pompe à 3 postes

37°C 44°C

24 heures

Coliformes totaux Coliformes fécaux

Après 24 heures d’incubation :

- à 37°C, en ce qui concerne la recherche des coliformes totaux,

- à 44°C, en ce qui concerne la recherche des coliformes totaux,

Procéder au dénombrement de toutes les colonies caractéristiques et rapporter ce nombre à

100 ml d’eau à analyser.

Schéma n°4


136

TP 26.1 : STREPTOMETRIE

Recherche et dénombrement des Streptocoques fécaux en milieux liquides

Les Streptocoques fécaux ou Streptocoques du groupe D de la classification de Lancefield,

se présentent sous forme de coccie à Gram +, shériques à ovoïdes formant des chaînettes ,

ne possédant pas de catalase mais possédant l’antigène du groupe D.

Ils sont capables de se développer en 24 à 48 heures à 37°C sur un milieu sélectif à

l’azoture de sodium en donnant des colonies caractéristiques réduisant le TTC et qui de plus

hydrolysent l’esculine en 48 heures à 44°C après repiquage d’une colonie sur une gélose

biliée à l’esculine. Leur recherche et leur dénombrement peut se faire de la même manière que

pour les coliformes , c’est à dire à l’aide de deux méthodes distinctes selon la disponibilité ou

non d’une rampe de filtration et seuls les milieux de culture changent.

Méthode de recherche en milieu liquide

Tout comme la méthode de recherche des coliformes en milieu liquide, celle de la recherche

et le dénombrement des Streptocoques fécaux fait appel à deux tests consécutifs à savoir :

le test de présomption

le test de confirmation : réservé à la confirmation réelle des Streptocoques fécaux à partir

des tubes positifs du test de présomption .

Test de présomption .

A partir de l’eau à analyser, porter aséptiquement :

50 ml dans un flacon contenant 50 ml de milieu ROTHE D/C,

5 fois 10 ml dans 5 tubes contenant 10 ml de milieu ROTHE D/C,

5 fois 1 ml dans 5 tubes contenant 10 ml de milieu ROTHE S/C, comme l’indique le

schéma n° 5.

Bien mélanger le milieu et l’inoculum .

Incubation :

L’incubation se fait à 37°C pendant 24 à 48 heures .

Lecture :

Sont considérés comme positifs les tubes présentant un trouble microbien, seulement ces

derniers :

- ne doivent en aucun cas faire l’objet de dénombrement

- doivent par contre, absolument faire l’objet d’un repiquage sur milieu LITSKY EVA dans

le but d’être confirmés.


137

Illustration :

Inoculum Test de présomption

1 X 50 ml -

5 X 10 ml +

+

-

-

-

5 X 1 ml +

+

+

-

-

Test de confirmation .

Le test de confirmation est basé sur la confirmation des Streptocoques fécaux

éventuellement présents dans le test de présomption.

Les tubes de ROTHE trouvés positifs feront donc l’objet d’un repiquage à l’aide d’une öse

bouclée dans tube contenant le milieu LITSKY EVA, comme l’indique le schéma n°6.

Bien mélanger le milieu et l’inoculum .

Incubation :

L’incubation se fait cette fois-ci à 37°C, pendant 24 heures .

Lecture :

Sont considérés comme positifs , les tubes présentant à la fois :

un trouble microbien, et

une pastille violette (blanchâtre) au fond des tubes.

La lecture finale s’effectue également selon les prescriptions de la table du NPP qui figure en

annexe.

Illustration

En reprenant l’exemple précédent relatif au test de présomption, cela suppose que nous avons

5 tubes à repiquer à savoir :

2 tubes sur 5 de ROTHE D/C, et

3 tubes sur 5 de ROTHE S/C.


138

Tableau Récapitulatif

Inoculum Test de

présomption

Test de confirmation Nbre Caractéristique

Trouble Pastille violette

1 X 50 ml - 0

5 X 10 ml +

+

-

-

-

+

+

+

+

2

5 X 1 ml +

+

+

-

-

-

+

+

+

+

-

1

Le nombre caractéristique relatif au dénombrement des Streptocoques fécaux est donc « 021

» , ce qui correspond sur la table du NPP au chiffre 3.

Le résultat final sera donc de : 3 Streptocoques fécaux dans 100 ml d’eau à analyser


139

Recherche et dénombrement des Streptocoques fécaux en milieu liquide :

Test de Présomption

Eau à Analyser

1 X 50 ml 5 X 10 ml 5 X 1 ml

ROTHE D/C ROTHE D/C ROTHE S/C


Schéma n°5


140

Recherche et dénombrement des Streptocoques fécaux en milieu liquide :

Test de Confirmation

Repiquage Repiquage

sur milieu Eva sur milieu Eva

37°C , 24 heures

- + + - + -

0 2 1

Schéma n°6


141

TP 26.2 : Streptométrie par filtration

La streptométrie par filtration est tout comme la colimétrie par filtration une méthode

rapide, simple, normalisée mais nécessitant la disponibilité d’une rampe de filtration.



Mettre en place de façon aseptique une membrane de 0,45 µ entre la membrane poreuse et

l’entonnoir à l’aide d’une pince stérile.


Remplir de façon aseptique l’entonnoir avec 100 ml d’eau à analyser.


Retirer ensuite la membrane à l’aide d’une pince stérile et la placer dans une boite de Pétri

de 45 mm de diamètre contenant de la gélose SLANETZ et BARTLEY.

Cette membrane sera incubée à 37°C, pendant 24 heures.

Lecture et interprétation

Après 24 heures d’incubation, les streptocoques fécaux apparaissent sous forme de petites

colonies rouges, marron ou roses, lisses, légèrement bombées.

Etant donné le caractère sélectif de la gélose SLANETZ ; ne pousseront théoriquement que

les streptocoques fécaux.

Ne dénombrer que les boites refermant entre 15 et 300 colonies.

Le nombre de colonies trouvées sera exprimé dans 100 ml d’eau à analyser.


142

Filtration de 100 ml d’eau

Eau à

Analyser

Entonnoir


Filtration

Pompe à 3 postes

37°C, 24 heures

Streptocoques fécaux

Après 24 heures d’incubation, à 37°C, procéder au dénombrement de toutes les colonies

caractéristiques et rapporter ce nombre à 100 ml d’eau à analyser.

Schéma n°7


143

TP 27 : Recherche et dénombrement des

Spores d’Anaérobies Sulfito-Réducteurs

Les anaérobies sulfito-réducteurs (ASR) se présentent sous forme de bactéries Gram +, se

développant en 24 à 48 heures sur une gélose Viande Foie en donnant des colonies typiques

réduisant le sulfite de sodium (Na2SO3) qui se trouve dans le milieu, en sulfure qui en

présence de Fe2+ donne FeS (sulfure de fer ) de couleur noire.

Les spores des ASR constituent généralement des indices de contamination ancienne.

A partir de l’eau à analyser :

Prendre environ 25 ml dans un tube stérile, qui sera par la suite soumis à un chauffage de

l’ordre de 80°C pendant 8 à 10 minutes, dans le but de détruire toutes les formes végétatives

des ASR éventuellement présentes.

Après chauffage, refroidir immédiatement le tube en question, sous l’eau de robinet.

Répartir ensuite le contenu de ce tube, dans 4 tubes différents et stériles, à raison de 5 ml

par tube.

Ajouter environ 18 à 20 ml de gélose Viande Foie, fondue puis refroidie à 45 1°C,

additionnée d’une ampoule d’Alun de fer et d’une ampoule de Sulfite de sodium.

Mélanger doucement le milieu et l’inoculum en évitant les bulles d’air et en évitant

l’introduction d’oxygène.

Laisser solidifier sur paillasse pendant 30 minutes environ, puis incuber à 37°C, pendant

24 à 48 heures.

La première lecture doit absolument être faite à 16 heures car très souvent les colonies des

ASR sont envahissantes auquel cas on se trouverait en face d’un tube complètement noir

rendant ainsi l’interprétation difficile voire impossible et l’analyse sera à refaire en utilisant

des dilutions décimales de 10-1 voire 10-2, la deuxième lecture se fera à 24 heures et la

troisième et dernière à 48 heures.

Dénombrer toute colonie noire de 0,5 mm de diamètre, poussant en masse.

Interprétation des résultats .

Il est donc impératif de repérer et de dénombrer toutes les colonies noires poussant en masse

et de rapporter le total des colonies à 20 ml d’eau à analyser.

Identification biochimique .

Certains auteurs préconisent l’identification biochimique de toute colonie suspecte car très

souvent il y a développement de colonies de Staphylocoques et de Bacillus à côté, qu’on

prendrait à tord pour des colonies de Clostridium Sulfito-réducteur.

Pour cela il s’agit de casser le tube à l’aide d’une lime métallique à 1 cm au dessus de la

colonie suspecte et de prendre exactement le centre de la dite colonie.

Le centre de la colonie noire suspecte (qui est en réalité blanche mais entourée d’une auréole

noire ) sera alors déposé soigneusement dans un tube contenant du bouillon T G Y ou T Y

préalablement régénéré à 80°C pendant 15 minutes.


144

Placer ensuite ce tube dans un agitateur (Vortex) pour bien mélanger la colonie dans le milieu

puis l’incuber à 37°C en anaérobiose pendant 24 à 48 heures.

Après la période d’incubation, constater le trouble du milieu, puis réaliser les étapes suivantes

Etat frais pour constater s’il y a mobilité ou non ...

Coloration de Gram pour constater les types de colonies et leur coloration

S’il s’agit de bacilles Gram positifs , faire un isolement sur deux boites de

gélose au sang de mouton frais :

* l’une sera incubée à 37°C en aérobiose ,

* l’autre sera incubée à 37°C en anaérobiose .

Après 24 à 48 heures d’incubation :

* sélectionner les boites ayant poussé strictement en anaérobiose ,

* noter le type d’hémolyse ,

* faire une coloration de Gram puis une réaction catalase ,

* s’assurer qu’il s’agit bien d’une souche pure , sinon purifier ,

* puis ensemencer une Galerie biochimique Api 20 A à incuber

toujours à 37°C et toujours en anaérobiose .


145

Recherche et dénombrement des Spores d’Anaérobies Sulfito-Réducteurs

Eau à Analyser

25 ml d’eau à analyser

Chauffage à 80°C , 10 minutes

Refroidissement brutal sous l’eau de robinet

Répartir à raison de 5 ml par tube dans 4 tubes


146

Ajouter environ 15 ml de gélose VF fondue puis refroidie à 45 1°C

Laisser solidifier puis incuber à 37°C, 16 – 24 puis 48 heures

Schéma n°8


147

TP 28.1 : Recherche de Salmonella

Les Salmonella sont des entérobactéries qui se présentent sous forme de Bacilles Gram

Négatifs (BGN), ne fermentant pas le lactose, mais fermentant le glucose avec production de

gaz et de H2S ; elles se divisent en deux grands groupes : les mineures et les majeures

(hautement pathogènes ).

Jour 1 . Premier Enrichissement.

Le premier enrichissement s’effectue sur le milieu de Sélénite - Cysteïné D/C réparti à raison

de 100 ml par flacon.

Ce dernier sera donc ensemencé à l’aide de 100 ml d’eau à analyser, puis incubé à 37°C

pendant 18 à 24 heures, comme l’indique le schéma n°9.

Jour 2 . Deuxième enrichissement et Isolement.

Ce flacon fera l’objet :

d’une part, d’un deuxième enrichissement sur milieu Sélénite en tubes à raison de 0,1 ml

d’autre part, d’un isolement sur gélose Hektoen.

L’incubation se fait donc à 37°C pendant 24 h.

Jour 3 . Lecture des boites et Identification.

D’une part, le tube de Sélénite fera l’objet d’un isolement,

D’autre part, la boite de gélose Hektoen subira une lecture en tenant compte du fait que les

Salmonella se présentent le plus souvent sous forme de colonies de couleur gris bleu à

centre noir.

Identification morphologique et biochimique.

Cinq colonies caractéristiques et distinctes feront l’objet d’une identification morphologique

et biochimique qui se déroulent comme suit :

Etat frais ( bacilles , mobilité ) ,

Coloration de Gram ( bacilles Gram négatifs ) ,

Ensemencement d’un tube de Kligler ( TSI ) qui sera incubé à 37°C , 24 h

( Lactose, Saccharose, Glucose, Gaz et H2S ),

Ensemencement d’un tube de gélose nutritive inclinée qui sera incubé à 37°C, 24 h qui

servira à l’agglutination sur lame,

Ensemencement :

* soit d’une galerie biochimique classique (ONPG, Oxydase, LDC, ODC,

ADH, Témoin, Urée, Insole, TDA, VP, RM … ),

* ou d’une galerie biochimique API 20E.

Identification Antigénique . Cette dernière repose sur l’agglutination sur lame de verre, à

partir des mêmes colonies isolées la veille sur GN inclinée en tubes, à l’aide des sérums de

groupes d’abord OMA, OMB puis les autres après.


148

Eau à Analyser

100 ml

Bouillon Sélénite

37°C , 18 à 24 heures

Isolement sur Hektoen Deuxième enrichissement

37°C , 24 h

Gram

Etat frais TSI

LDC , ODC , ADH Urée Indole TDA 37°C , 24 h

ONPG

GN inclinée Oxydase

API 20 E Idem

Agglutination (OMA, OMB …)

Schéma n°9


149

TP 28.2 Recherche de Salmonella par filtration

La recherche de Salmonella par filtration est une méthode rapide, simple, normalisée mais

nécessitant la disponibilité d’une rampe de filtration.



Mettre en place de façon aseptique une membrane de 0,45 µ entre la membrane

poreuse et l’entonnoir à l’aide d’une pince stérile.


Remplir de façon aseptique l’entonnoir avec 100 ml d’eau à analyser, comme le montre le

schéma n°10.


Continuer à remplir l’entonnoir jusqu’à 5 litres d’eau à analyser selon les dernières

recommandations de l’OMS s'il n'y a pas de colmatage des pores de la membrane.

Retirer ensuite la membrane à l’aide d’une pince stérile et la placer dans un flacon

contenant du bouillon Sélénite D/C, qu’on incube à 37°C pendant 18 à 24 heures.

Le lendemain , procéder à un isolement sur gélose Hektoen qui sera incubée à 37°C

pendant 24 heures.

Le lendemain repérer les colonies caractéristiques puis procéder à une identification

biochimique classique puis à une identification antigènique.


150

Filtration de 250 ml à 5 litres d’eau

Eau à

Analyser

Entonnoir


Filtration

Pompe à 3 postes

Bouillon Sélénite D/C

37°C, 24 heures

Gram LDC , ODC , ADH

Etat frais GN inclinée

TSI API 20 E

Urée Indole TDA Agglutination (OMA , OMB …)

ONPG

Oxydase

Schéma n°10


151

TP 29 : Recherche de Vibrion cholérique

Les Vibrionacae se présentent sous forme de Bacilles Gram Négatifs droits ou

incurvés (BGN), très mobiles, possédant une oxydase, aéro-anaérobies facultatifs, fermentant

le glucose sans production de gaz ni d'H2S. (Hautement pathogènes).

Jour 1. Premier Enrichissement.

Le premier enrichissement s’effectue sur le milieu Eau Peptonée Alcaline 10 fois concentré

réparti à raison de 50 ml par flacon auquel on ajoute aséptiquement 450 ml d’eau à analyser

au moment du prélèvement.

Ce dernier sera par la suite incubé à 37°C pendant 18 à 24 heures, comme l’indique le

schéma n°11.

Jour 2. Deuxième enrichissement et Isolement.

Ce flacon fera l’objet :

d’une part, d’un deuxième enrichissement sur milieu EPA en tubes à raison de 1 ml

d’autre part, d’un isolement sur gélose GNAB 1.

L’incubation se fait donc à 37°C pendant 24 h.

Jour 3. Lecture des boites et Identification.

D’une part, le tube d’EPA fera l’objet d’un isolement sur GNAB 2,

D’autre part, la boite de gélose GNAB 1 subira une lecture en tenant compte du fait que

les Vibrions se présentent le plus souvent sous forme de grosses colonies lisses et

transparentes caractéristiques.

Identification morphologique et biochimique.

Cinq colonies caractéristiques et distinctes feront l’objet d’une identification morphologique

et biochimique qui se déroule comme suit :

Etat frais (bacilles, mobilité),

Coloration de Gram (bacilles Gram négatifs),

Oxydase (+),

Ensemencement d’un tube de KIA qui sera incubé à 37°C, 24 h

(Saccharose, Glucose, Gaz et H2S),

Ensemencement d’un tube de gélose nutritive inclinée qui sera incubé à 37°C, 24 h qui

servira à l’agglutination sur lame,

Si l'agglutination avec l'eau physiologique et au sérum polyvalent O1 est négative,

faire une mini galerie basée sur l'étude des acides aminés en vue de différencier entre

les Vibrions, les Pleisiomonas et les Aéromonas selon le tableau suivant :


152

LDC ODC ADH

Vibrions + + -

Aéromonas - - +

Pleisiomonas + + +

S'il s'agit du genre Vibrion, répondre : Vibrion NON Agglutinable (NAG).

Si l'agglutination avec l'eau physiologique et au sérum polyvalent O1 est positive, il

s'agit d'un vibrion rough (auto-agglutinable).

Si l'agglutination avec l'eau physiologique est négative et positive au sérum polyvalent

O1, répondre : Vibrion cholérique.


153

Eau à Analyser

450 ml

Bouillon EPA 10X [ ]


1 ml

Isolement sur GNAB 1 Deuxième enrichissement

37°C, 24 h

Oxydase

Gram

Etat frais KIA

LDC, ODC, ADH

GN inclinée 37°C, 24 h

Agglutination

Idem

Schéma n°11


154

TP 30 : Recherche de Staphylococcus aureus par la méthode de GC

Staphylococcus aureus se présente sous forme de Cocci, en grappe de raisin, Gram +,

possédant une catalase et une coagulase.

Selon la disponibilité des milieux de culture, trois techniques différentes sont recommandées

pour la recherche de Staphylococcus aureus à savoir :

méthode de Baird Parker

méthode d’enrichissement sur milieu de Giolitti Cantonii

méthode d’enrichissement sur milieu de Chapman.

Dans le cas des poissons, la recherche de Staphylococcus aureus par la méthode

d'enrichissement sur milieu de Giolitti Cantonii est recommandée.

Méthode d’enrichissement au milieu de Giolliti Cantonii.

Préparation du milieu d’enrichissement.

Au moment de l’emploi, ouvrir aséptiquement le flacon contenant le milieu de Giolliti

Cantonii pour y ajouter 15 ml d’une solution de Téllurite de Potassium.

Mélanger soigneusement. Le milieu est alors prêt à l’emploi.

Ensemencement.

A partir des dilutions décimales retenues (10-1 à 10-3), porter aséptiquement 1 ml par

dilution dans un tube à vis stérile.

Ajouter par la suite environ 15 ml du milieu d’enrichissement comme l’indique le

schéma n° 12. Bien mélanger le milieu et l’inoculum.

Incubation.

L’incubation se fait à 37°C pendant 24 à 48 heures.

Lecture.

Seront présumés positifs, les tubes ayant virés au noir.

Pour s’assurer qu’il s’agit bien d’un développement de Staphylococcus aureus, ces tubes

feront l’objet d’une confirmation par isolement sur gélose Chapman préalablement fondue,

coulée en boites de pétri et bien séchées.

Les boites de Chapman ainsi ensemencées seront incubées à leur tour à 37°C pendant 24 à 48

heures.

Après ce délai, repérer les colonies suspectes à savoir les colonies de taille moyenne, lisses,

brillantes, pigmentées en jaune et pourvues d’une catalase et d’une coagulase.

Expression des résultats.


155

- Si à la dilution 10-3, le tube a noirci au bout de 24 heures d’incubation, et à l’isolement

sur Chapman, il n’y a pas de colonies caractéristiques ; ce tube est considéré comme

positif et le dénombrement correspond à l'inverse de la dilution en question à savoir

1000 Staphylococcus aureus par gramme de produit.

- Si par contre, il y a noircissement uniquement à la dilution 10-1 et apparition de colonies

caractéristiques sur milieu de Chapman correspondant, il faut tenir compte de la dilution

en question et le nombre réel de Staphylococcus aureus correspond à l’inverse de la

dilution soit 10 par gramme de produit.

Pour s’assurer qu’il s’agit bien de colonies de Staphylococcus aureus, effectuer sur 2 à 3

colonies de chaque boite des tests biochimiques rapides à savoir :

- une épreuve à la catalase (à l’aide de l’eau oxygénée),

- une épreuve à la coagulase (à l’aide de plasma de lapin).

Quelques caractères biochimiques de différentes espèces de staphylocoques sont résumés

dans le tableau ci - après.

Staphylocoque Auréus Intermédius Saprophyticus Epidermitis

Catalase + + + +

Coagulase + + - -

Mannitol en anaérobie + - - -

Résistance à la Novobiocine

(5 Micro-gr)

S

S

R

S


156

A partir des dilutions décimales :

10-1 10-2 10-3

1ml 1ml 1ml

15ml 15ml 15ml

GC GC GC

37°C, 24 à 48 h

Réaction Positive Réaction Négative

Isolement sur Chapman

37°C , 24à 48 Catalase, coagulase …

Schéma n°12


157

Table NPP

1 X 50 ml 5 X 10 ml 5 X 1 ml Nombre

caractéristique

Limites de confiance

Inférieure Supérieure

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

0

0

0

1

1

1

2

2

2

3

3

4

0

0

0

0

1

1

1

1

2

2

2

2

3

3

3

0

1

2

0

1

2

0

1

2

0

1

0

0

1

2

3

0

1

2

3

0

1

2

3

0

1

2

<1

1

2

1

2

3

2

3

4

3

5

5

1

3

4

6

3

5

7

9

5

7

10

12

8

11

14

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

<0,5

1

2

<0,5

1

3

3

2

3

4

4

6

4

6

8

6

8

11

8

13

13

4

8

11

15

8

13

17

21

13

17

23

28

19

26

34


158

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

1

3

3

4

4

4

4

4

4

5

5

5

5

5

5

3

4

0

1

2

3

4

5

0

1

2

3

4

5

18

21

13

17

22

28

35

43

24

35

54

92

160

>240

5

6

4

5

7

9

12

15

8

12

18

27

39

53

66

31

47

59

85

100

120

75

100

140

220

450

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Hydrochimie et qualité des eaux - univ-oeb.dz