FACULTÉ DE MÉDECINE VÉTÉRINAIRE

SECTEUR : PATHOLOGIE GÉNÉRALE, DÉPARTEMENT : MORPHOLOGIE ET PATHOLOGIE

LES ZOONOSES CHEZ LES MAMMIFÈRES MARINS :

LA BRUCELLOSE CHEZ LES CÉTACÉS

Zoonosis in marine mammals: Brucella in cetaceans

Elodie STOLEAR

Travail de Fin d’Etudes

en Médecine Vétérinaire

ANNÉE ACADÉMIQUE 2009-2010

3ÈME GMV

Remerciements

A mon tuteur, le Docteur T. JAUNIAUX, ainsi qu’au Docteur D. CASSART pour leurs

nombreux conseils avisés formulés pour la rédaction de ce travail de fin d’études.

Jamais je n’aurais pu écrire ce travail sans leur savoir et leur expertise.

Sincères remerciements.

Au Docteur C. HUE, en remerciement de son accueil et de son aide attentive.

Avec toute ma reconnaissance.

A mes parents, mes sœurs et à toute ma famille pour m’avoir toujours soutenue et

encouragée dans mes idées et mes entreprises.

A Vincent, merci pour ton aide et ton soutien quotidien, sans toi à mes côtés, je n’aurais jamais

pu réaliser tout ça.

Au Jury,

A vous tous ma reconnaissance la plus sincère.

-i -

LES ZOONOSES CHEZ LES MAMMIFÈRES MARINS :

LA BRUCELLOSE CHEZ LES CÉTACÉS

OBJECTIF DU TRAVAIL :

Le but de ce travail sera de décrire les lésions associées à la brucellose chez différentes espèces

de cétacés et de tenter une identification immunohistochimique du germe dans les tissus de ces

animaux.

RÉSUMÉ :

La brucellose est une zoonose émergente depuis ces dernières années. Depuis 1994, des

souches de Brucella spécifiques aux mammifères marins ont été identifiées. Il s’agit de

Brucella ceti et de B. pinnipedialis. Les souches de Brucella marines causent une panoplie de

symptômes cliniques qui varient en sévérité entre les pinnipèdes et les cétacés allant d’un

portage asymptomatique à des orchites, des avortements et des méningo-encéphalites, on

retrouve aussi fréquemment des abcès sous le lard. L’infection est le plus souvent chronique et

cela peut mener à des pertes de poids et de l’infertilité. Ce travail décrit un cas de brucellose sur

un marsouin commun femelle adulte échoué en juillet 2008 à la côte belge. Nous avons pu

mettre l’infection en évidence grâce à l’immunohistochimie et la mettre en relation avec les

différentes lésions observées.

-ii -

ZOONOSIS IN MARINE MAMMALS:

BRUCELLA IN CETACEANS

PURPOSE OF THIS WORK :

The aim of this work is to describe the various lesions associated with brucellosis in several

cetaceans species and to attempt an immunohistochemical identification of the germ in the

tissues of these animals.

SUMMARY:

Brucellosis is a zoonotic disease emerging in recent years. Since 1994, strains of Brucella

specific to marine mammals have been identified. This is Brucella ceti and B. pinnipedialis.

The marine Brucella strains cause a variety of clinical symptoms that vary in severity between

the pinnipeds and cetaceans ranging from asymptomatic carriage to orchitis, abortions and

meningo-encephalitis, there is also frequent sub-blubber abscessation. The infection is often

chronic and can lead to weight loss and infertility. This work is about an adult female porpoise

found in July 2008 on the Belgian coast. We could confirm the infection of this animal with an

immunohistochemical technique and correlate the associated lesions with this infection.

-iii -

TABLE DES MATIERES

1. INTRODUCTION ........................................................................................................................................... 1

2. LE GENRE BRUCELLA .................................................................................................................................... 2

2.1 TAXONOMIE ET CLASSIFICATION ......................................................................................................................... 2 2.2 RECONNAISSANCE ET IDENTIFICATION ................................................................................................................. 3 2.3 EPIDÉMIOLOGIE ET MODES DE TRANSMISSION ...................................................................................................... 3

2.3.1 Activité sexuelle ..................................................................................................................................... 3 2.3.2 Transmission maternelle ....................................................................................................................... 4 2.3.3 Ingestion ................................................................................................................................................ 4 2.3.4 Transmission par portage parasitaire (via nématodes) ........................................................................ 4 2.3.5 Cas de zoonoses rapportés .................................................................................................................... 4 2.3.6 Transmission inter-espèce ..................................................................................................................... 6

2.4 PATHOGÉNIE ................................................................................................................................................. 7 2.5 MANIFESTATIONS CLINIQUES ............................................................................................................................ 8 2.6 LA BRUCELLOSE CHEZ LES CÉTACÉS ..................................................................................................................... 8 2.7 MÉTHODES DE DIAGNOSTIC .............................................................................................................................. 9

2.7.1 Frottis .................................................................................................................................................... 9 2.7.2 Isolement par culture ............................................................................................................................ 9 2.7.3 PCR (Polymerase Chain Reaction) ....................................................................................................... 10 2.7.4 Sérologie .............................................................................................................................................. 10 2.7.5 Immunohistochimie (IHC) .................................................................................................................... 11

3. ÉTUDE DU MARSOUIN ÉCHOUÉ À LA CÔTE BELGE (07/2008). .................................................................... 11

3.1 MATÉRIEL ET MÉTHODE ................................................................................................................................. 11 3.2 RÉSULTATS .................................................................................................................................................. 12 3.3 DISCUSSION ................................................................................................................................................. 14

4. CONCLUSIONS ........................................................................................................................................... 18

FFIIGGUURREESS ............................................................................................................................................................ 19

TTAABBLLEEAAUU ........................................................................................................................................................... 28

BBIIBBLLIIOOGGRRAAPPHHIIEE ................................................................................................................................................. 29

-iv -

TTAABBLLEE DDEESS FFIIGGUURREESS

FIGURE 1 : SOUCHE DE BRUCELLA EN MICROSCOPIE ELECTRONIQUE……………………………………………………………………………………..19 FIGURE 2 : ASPECT DES COLONIES DE BRUCELLA EN CULTURE ……………………………………………………………………………………………. 19 FIGURE 3 : COUPES HISTOPATHOLGIQUES COLOREES A L’HEMATOXYLINE-EOSINE AU NIVEAU CEREBRAL DES DEUX PATIENTS PERUVIENS. 20 FIGURE 4 : STRUCTURE SCHÉMATIQUE DU LIPOPOLYSACCHARIDE (LPS) DE BRUCELLA SPP………………………………………………………….21 FIGURE 5 A ET 5B . BRONCHOPNEUMONIE AIGUË NECROSANTE SEVERE (100X) (MARSOUIN COMMUN)……………………………………… 22 FIGURE 6 . NECROSE DE COAGULATION AU NIVEAU HEPATIQUE (100X) (MARSOUIN COMMUN)………………………………………………… 23 FIGURE 7. DERMO-EPIDERMITE AIGUË A SUBAIGUË ULCERATIVE (40X) (MARSOUIN COMMUN)………………………………………………… 24 FIGURE 8. MARQUAGE IMMUNO-HISTOCHIMIQUE METTANT BRUCELLA SP. EN EVIDENCE AU NIVEAU DE LA RATE (400X) (MARSOUIN

COMMUN)………………………………………………………………………………………………………………………..........................25 FIGURE 9 MARQUAGE IMMUNO-HISTOCHIMIQUE METTANT BRUCELLA SP. EN EVIDENCE AU NIVEAU DE LA GLANDE MAMMAIRE (400X)

(MARSOUIN COMMUN)………………………………………………………………………………………………………………………………. 26 FIGURE 10 : COUPE HISTO-PATHOLOGIQUE AU NIVEAU DU CERVEAU : MENINGO-ENCEPHALITE NON SUPPURATIVE AU NIVEAU DU BULBE

RACHIDIEN CHEZ UN LAGENORHYNQUE A FLANCS BLANCS DE L’ATLANTIQUE (LAGENORHYNCHUS ACUTUS)…………………….. 27

TTAABBLLEE DDEESS TTAABBLLEEAAUUXX

TABLEAU I. SÉROPRÉVALENCE ET INCIDENCE DE BRUCELLA DANS LA MER DU NORD .................................................................... 28

1. Introduction

Les zoonoses sont des maladies et infections qui se transmettent naturellement des

animaux vertébrés à l'Homme et inversement (O.M.S., 1959).

Les mammifères marins peuvent être infectés ou porteurs sains de pathogènes

zoonotiques viraux, bactériens, fungiques ou protozoaires. Le risque que ces agents pathogènes

soient transmis à l’homme est fonction des rapports que l’on entretient avec ces animaux. Les

chercheurs, les personnes responsables de la réhabilitation, les soigneurs s’occupant du

nourrissage, du nettoyage des enclos et de la gestion au quotidien des animaux comme

l’entrainement, ainsi que les peuples vivant exclusivement de la chasse de ces animaux sont les

plus exposés pour une infection zoonotique (Hunt et al, 2008).

Plusieurs zoonoses touchant les mammifères marins sont actuellement étudiées et

préoccupent les scientifiques, les soigneurs,…ce sont, notamment, la brucellose, la tuberculose,

l’anisakiase, la trichinellose, la toxoplasmose, la giardiase, la leptospirose, le rouget, l’infection

provoquée par l’Influenza A, etc. Celles-ci peuvent compromettre la santé publique, l’économie

ainsi que l’environnement. Comme les mammifères marins sont au sommet de la chaîne

alimentaire, ils peuvent, tout comme les oiseaux marins, servir d’indicateurs de la qualité de

l’environnement (http://www.osl.gc.ca).

Une meilleure compréhension de l’écologie des maladies infectieuses des mammifères

marins permet de mieux prédire et ainsi prévenir les risques d’une contamination humaine. Cela

permet également d’évaluer les risques pour les personnes ayant des contacts réguliers ainsi que

pour les consommateurs se nourrissant principalement de la chasse de ces animaux (Bogomolni

et al, 2008).

Parmi les différentes zoonoses, l’émergence de la brucellose ces dernières années chez les

cétacés et chez les pinnipèdes est très significative. En effet, on observe une séroprévalence

variable d’anticorps dirigés contre Brucella selon les espèces de mammifères marins le long des

côtes de la mer du Nord (Tableau 1).

Le but de ce travail est de décrire les lésions associées à cette maladie chez différentes

espèces de cétacés et de tenter une identification immunohistochimique du germe dans les tissus

d’un marsouin commun (Phocoena phocoena) qui s’est échoué sur les côtes Belges en juillet

2008.

2

2. Le genre Brucella

Le genre Brucella cause l’infection zoonotique qui est la brucellose, aussi connue sous le

nom de fièvre ondulante, fièvre de Malte, de Gibraltar ou encore fièvre méditerranéenne. Cette

zoonose est transmise à l’homme par les mammifères domestiques, tels que les caprins, les

ovins, les bovins ou encore les chiens. Depuis 1994, deux espèces de Brucella spécifiques aux

mammifères marins ont été identifiées, il s’agit de Brucella ceti et B.pinnipedialis. (Foster et al,

2002).

Ces espèces de Brucella se retrouvent chez de très nombreux mammifères marins comme

le phoque commun (Phoca vitulina), le phoque gris (Halichoerus grypus) le marsouin commun

(Phocoena phocoena), le dauphin commun (Delphinus delphis), le grand dauphin (Tursiops

truncatus), le lagénorhynque à flanc blanc (Lagenorhynchus acutus), le lagénorhynque à bec

blanc (Lagenorhynchus albirostris), le dauphin bleu-et-blanc (Stenella coeruleoalba), le petit

rorqual (Balaenoptera acutorostrata) mais aussi l’orque (Orcinus orca) et l’ours polaire (Ursus

maritimus) (Foster et al, 2002, www.bacterio.cict.fr).

2.1 Taxonomie et classification

Cette bactérie fait partie du groupe α2 des Protéobactéria, de l’ordre des Rhizobiales et à

la famille des Brucellaceae (www.ncbi.nlm.nih.gov). Des études fondées sur l’hybridation

ADN/ADN ont montré que le genre Brucella était un genre très homogène (homogénéité

supérieure à 90% pour les différentes espèces). Néanmoins, le genre Brucella a été scindé en, au

moins, 9 espèces différentes selon leurs différences de pathogénicité et leurs hôtes préférentiels.

Parmi les différentes espèces on retrouve : B. abortus, B. canis, B. melitensis, B. microti, B.

neotomae, B. ovis, B. suis et, concernant celles provenant des mammifères marins, on retrouve B.

ceti et B.pinnipedialis (Foster et al, 2002 ; www.microbe-edu.org ; Foster et al, 2007).

Les Brucella des mammifères marins se distinguent des formes terrestres notamment

pour leurs besoins en CO2, l’activité de l’uréase ainsi que la production d’H2S. De plus, des

études ayant utilisé des empreintes de l’élément génétique mobile IS 711 du gène bp26, ont

montré une différence entre le nombre et la distribution des copies de cet élément, entre le

génome des isolats marins et terrestres. En effet, les isolats provenant des mammifères marins

contiennent plus de copies (Prenger-Berninghoff et al, 2008).

Des études du polymorphisme de l’ADN au locus omp2 ont permis de classifier les

isolats marins en deux groupes. Le premier comprenant les isolats de pinnipèdes ayant une copie

3

du gène omp2a et une du gène omp2b et le second groupe contenant des isolats de cétacés

(notamment le marsouin commun et le dauphin commun) contenant cette fois deux copies du

gène omp2b (Prenger-Berninghoff et al, 2008 ; Foster et al, 2002 ; Cloeckaert et al, 2001).

Ces deux souches se distinguent aussi phénotypiquement par leurs besoins respectifs en

CO2 pour leur croissance primaire. En effet, la plupart des souches de B. ceti se cultivent en

l’absence de CO2 alors que ce dernier est nécessaire à la majorité des souches de B. pinnipedialis

(Dawson et al, 2008).

2.2 Reconnaissance et identification

Les souches de B. ceti et de B. pinnipedialis sont des coccobacilles Gram négatif de petite

taille, intracellulaires facultatifs (cf. figure 1 et 2). Ils mesurent 600 à 1500 nm de long et environ

500 à 700 nm de diamètre. Ils ne possèdent ni capsule, ni flagelle et sont non sporulés (Mantur et

al, 2007).

Concernant leurs caractéristiques générales, celles-ci sont identiques à celles des autres

Brucella (Foster et al, 2002).

2.3 Epidémiologie et modes de transmission

Certaines espèces de mammifères marins étant des animaux sociaux vivant en larges

groupes, les opportunités de transmission sont donc constantes. D’autres, au contraire, vivent en

solitaires et ne retrouvent leurs congénères que lors des périodes de reproduction. Les modes

potentiels de transmission incluent l’activité sociale générale, l’activité sexuelle, la transmission

maternelle, l’ingestion pendant les moments de repas et le portage par certains parasites (Foster

et al, 2002). L’homme peut également être infecté. En effet, que ce soit de manière accidentelle,

en laboratoire, ou de manière naturelle, plusieurs cas de zoonoses ont été rapportés (Brew et al,

1999 ; Sohn et al, 2003 ; Whatmore et al, 2008 ; McDonald et al, 2006).

2.3.1 Activité sexuelle

La transmission vénérienne de Brucella a été bien établie chez le bétail. L’isolement de

Brucella à partir des organes reproducteurs chez les mammifères marins plaide en faveur de cette

hypothèse. (Foster et al, 2002 ; Miller et al, 1999).

4

2.3.2 Transmission maternelle

Les nouveau-nés pourraient être infectés de manière congénitale, in-utéro ou au moment

de la mise bas, ou à la naissance lors de la tétée. Ce mode de transmission a été observé chez les

animaux terrestres (Foster et al, 2002) et a été documenté chez des dauphins bleu-et-blanc par

Hernandez-Mora et collaborateurs (2008).

2.3.3 Ingestion

Les grands cétacés comme, par exemple, les orques se nourrissent de nombreuses espèces

différentes qui peuvent être infectées (Foster et al, 2002).

2.3.4 Transmission par portage parasitaire (via nématodes)

Les mammifères marins se nourrissent entre autres de poissons et de crustacés qui sont

les hôtes intermédiaires des nématodes. Des Brucella ont été identifiées dans des nématodes de

phoques et de marsouins. Le germe était présent au niveau de l’utérus et de la lumière intestinale

de ces vers. Cela laisse à penser que les nématodes pourraient servir de vecteur de la maladie.

Néanmoins, il n’existe pas de preuve définitive, les parasites pouvant être positifs suite à

l’infestation d’un animal infecté (Dawson et al, 2008).

2.3.5 Cas de zoonoses rapportés

En ce qui concerne la transmission entre les mammifères marins et l’homme, plusieurs

cas ont été rapportés. Les personnes à risques pour la brucellose marine sont les vétérinaires, les

zoologistes, les laborantins, les pêcheurs, les personnes travaillant en centre de réhabilitation ou

dans les parcs aquatiques et le public en contact étroit avec une carcasse échouée sur la plage

(Foster et al, 2002). Si l’on prend en considération la possibilité de lésions infectées, mais aussi

la possibilité d’excrétion fécale, le contact avec les mammifères marins devrait être considéré

comme un facteur de risque pour la brucellose humaine (Foster et al, 2002).

Les mammifères marins représentent aussi une partie significative du régime de certains

peuples dans différentes parties du monde. Le foie est très prisé par les tribus Inuit et est souvent

mangé immédiatement après la mise à mort du phoque, augmentant ainsi le risque d’infection

(Foster et al, 2002).

5

Infection en laboratoire

Le premier cas de transmission zoonotique fut rapporté par Brew et collaborateurs

(1999). Il concerne un chercheur qui manipulait des souches de Brucella isolées de mammifères

marins. Les symptômes qu’il présenta furent des céphalées, de la fatigue ainsi qu’une sinusite

sévère. Le patient était séropositif pour Brucella et la souche isolée était semblable à celle des

mammifères marins.

Whatmore et collaborateurs (2008) décrivent que cette infection en laboratoire a été

provoquée par une séquence type (ST) 23, un génotype la plupart du temps associé aux

marsouins communs.

Infections naturelles

Trois cas d’infections naturelles ont également été rapportés. Deux de ces cas de

brucellose causés par des souches de mammifères marins se sont présentés au Pérou. Ces

individus consommaient des coquillages et crustacés crus mais n’avaient pas eu de contact avec

des mammifères marins (Whatmore et al, 2008 ; Sohn et al, 2003). Bien que ces 2 cas soient

apparus à quinze ans d’intervalle, ils ont de nombreuses similitudes en ce qui concerne

l’épidémiologie, les manifestations cliniques et l’histopathologie (cf. figure 3) (Sohn et al, 2003).

Le troisième cas est survenu en Nouvelle-Zélande, il n’avait pas eu de contact avec des

mammifères marins non plus mais avait consommé du poisson cru (Mc Donald et al, 2006).

A l’examen neurologique, chez le premier patient, l’imagerie médicale a révélé une

masse grandissante dans la région fronto-pariétale gauche du cerveau tandis que chez le

deuxième, la résonnance magnétique nucléaire (IRM) a mis en évidence différentes masses

irrégulières situées au niveau du lobe occipital gauche et des lobes pariétaux. Des biopsies

chirurgicales ont été réalisées dans ces régions afin d’identifier la nature de ces lésions.

L’examen histopathologique a révélé dans les deux cas, premièrement, un infiltrat

lymphoplasmocytaire prenant parfois un aspect périvasculaire, deuxièmement, des granulomes

(cf. figure 3). Les études histopathologiques n’ont pas révélé d’organisme dans les coupes

tissulaires. Le diagnostic définitif a finalement été posé en faisant un isolement bactérien ainsi

qu’une PCR. L’organisme responsable de ces troubles était proche de B. pinnipedialis (Sohn et

al, 2003). Néanmoins, Whatmore et collaborateurs (2008) décrit que les deux cas survenus au

Pérou, ont été déclenchés par une souche de génotype ST 27. La seule fois que ce génotype a été

isolé était à partir d’un fœtus avorté de grand dauphin (Tursiops truncatus). Ils ont aussi décrit la

présence de ce génotype chez un petit rorqual du Pacifique Nord. Les cas infectés

6

« naturellement » étaient très sérieusement touchés. Il est possible que les souches du génotype

ST 27 aient un potentiel zoonotique augmenté et soient plus pathogéniques chez les humains.

Concernant les symptômes, les deux patients présentaient une symptomatologie nerveuse.

Le premier avait des douleurs péri-orbitaires, des céphalées ainsi que des crises tonico-cloniques

régulières. Le second avait également des céphalées, ainsi que des nausées, des vomissements et

des détériorations progressives de la vue (Sohn et al, 2003).

La neurobrucellose se développe très rarement lors d’infections à Brucella même si, dans

ces cas-ci, des masses étaient observées dans le parenchyme cérébral. Les signes cliniques les

plus fréquents lors d’une neurobrucellose, associés à une infection aigüe à Brucella spp., sont les

méningites et les méningo-encéphalites (Sohn et al, 2003).

En décembre 2006, McDonald et collaborateurs ont rapporté un autre cas qui est apparu

en Nouvelle-Zélande. L’examen par résonance magnétique du patient a mis en évidence des

inflammations multifocales entreprenant les vertèbres lombaires 1 et 4 ainsi que l’ilium droit.

Après trois jours de culture sanguine, ils ont isolé la bactérie.

2.3.6 Transmission inter-espèce

Les mammifères marins infectés peuvent servir de proie à différentes espèces de

prédateurs tant marins que terrestres ainsi qu’à l’homme (chasse de phoques au Canada,

Groenland, Russie,…). Les phoques représentent notamment une partie considérable du régime

des ours polaires et comme des Brucella ont été mises en évidence chez les phoques annelés

(Phoca hispida) du Canada arctique, il est probable que ces organismes soient ingérés pendant le

repas (Foster et al, 2002). Tryland et collaborateurs (2001), ont rapporté que 5.4% de 297 ours

polaires étaient porteurs d’anticorps contre Brucella.

Les carcasses des mammifères marins échoués, restant parfois sur place pendant de

longues périodes, pourraient être un moyen de transmission aux animaux sauvages et d’élevage,

en particulier pour ceux qui pâturent à proximité des bandes côtières. De plus, il a été démontré

que des souches de Brucella du phoque étaient capables de produire expérimentalement une

séroconversion et des avortements dans le bétail, même si c’était moins pathogénique pour eux

que B. abortus (Rhyan et al, 2001).

7

2.4 Pathogénie

La pathogénie de l’infection à Brucella est un peu particulière car la bactérie n’a pas les

facteurs de virulence classiques (endotoxines ou exotoxines) et la pathogénicité du S-LPS

(lipopolysaccharide lisse) est atypique. Les Brucella sont des pathogènes intracellulaires

facultatifs, ils établissent l’infection en envahissant les macrophages et en échappant à la réponse

immune protectrice (www.uptodate.com).

Cela contribue aux différents signes cliniques ainsi qu’aux difficultés d’établir un

diagnostic et un traitement adéquat.

L’homme ainsi que les autres mammifères terrestres peuvent être infectés par Brucella

par inoculation directe (coupures, abrasions,…), via la conjonctive, par inhalation d’aérosols

infectés, par ingestion de nourriture contaminée, et selon certains, également par transmission

vénérienne (www.uptodate.com).

Néanmoins, le plus fréquemment, la bactérie pénètre par voie digestive, elle envahit la

muqueuse buccale et est internalisée par phagocytose. Elle rejoint les relais ganglionnaires les

plus proches et s’y multiplie. Cette période d’incubation dure une dizaine de jours (1-3

semaines). La brucellose se caractérise, dans sa phase aiguë, par une septicémie. La maladie

évolue ensuite vers une phase sub-aiguë (brucellose localisée ou secondaire). Des granulomes

composés de lymphocytes et de macrophages sont alors observés. Les réactions tissulaires

granulomateuses peuvent évoluer soit vers une disparition lente et totale, soit, au contraire, vers

une suppuration et une extension avec abcédation. Vient ensuite la phase d’invasion, durant

laquelle la bactérie va se disséminer par voie lymphatique et sanguine, il y a une bactériémie

continue et la dissémination dure plusieurs semaines pendant lesquelles la bactérie colonise tous

les parenchymes. Les Brucella se localisent préférentiellement dans les cellules du système

réticulo-endothélial. Les organismes s’établissent finalement dans le foie, la rate, les ganglions

lymphatiques, la moelle osseuse ainsi que les reins. (Janbon F., 1999 ; www.cours-de-

medecine.medsante.com ; www.microbe-edu.org). Les problèmes pulmonaires sont peu

communs lors de la brucellose chez l’homme (Glynn et Lynn, 2008).

La pathogénie serait la même chez les mammifères marins. Brucella a été mise en

évidence lors de lésions sous-cutanées chez de nombreux cétacés et pinnipèdes. On retrouve de

nombreuses abcédations sous le lard qui impliquent la musculature sans aucune preuve de

trauma. C’est pourquoi il est supposé que ces abcès proviennent plutôt d’une dissémination par

voie hématogène. Dans certains cas, des petits restes de parasites ont été retrouvés dans l’abcès.

La nécrose parasitaire initiale peut jouer dans la localisation du site d’infection. Des nécroses

8

ainsi que des infiltrations de macrophages ont été mises en évidence au niveau hépatique et

splénique. Les lésions observées suite à une infection à Brucella sont le plus souvent des lésions

inflammatoires, allant d’un infiltrat lymphoplasmocytaire à un pyogranulome avec nécrose

(Foster et al, 2002). Néanmoins, une ostéite vertébrale due à une propagation hématogène est

aussi possible, dû au caractère fenestré de l’endothélium capillaire dans l’os, permettant la sortie

de la bactérie vers les tissus (Dagleish et al, 2007).

2.5 Manifestations cliniques

Chez l’homme, la brucellose se caractérise dans sa phase aiguë par une septicémie, elle se

manifeste par une fièvre ondulante correspondant aux décharges bactériémiques. Cette fièvre

peut être continue, intermittente ou irrégulière. Durant cette phase on observe aussi, des frissons,

une sudation abondante ainsi qu’une grande faiblesse. D’autres symptômes courants sont

l’insomnie, l’impuissance sexuelle, la constipation, l’anorexie et des céphalées. La maladie a

un effet très marqué sur le système nerveux, provoquant de l’irritation, de la nervosité et un état

dépressif (Acha et Szyfres, 2005 ; Mc Donald et al, 2006).

Dans les infections chroniques, les organismes se localisent typiquement au niveau des

articulations, au niveau sacro-iliaque ou au niveau lombaire de la colonne vertébrale (Glynn et

Lynn, 2008), pouvant provoquer des arthralgies et/ ou des douleurs généralisées.

Suite au tropisme particulier de Brucella pour le système réticuloendothélial, de

nombreux patients présentent une splénomégalie, des adénopathies périphériques mais surtout

cervicales, une hépatomégalie inconstante et parfois des arthrites séreuses (Acha et Szyfres,

2005 ; www.cours-de-medecine.medsante.com, www.microbe-edu.org ).

Des complications sérieuses peuvent également survenir telles que : encéphalite,

méningite, ostéomyélite, névrite périphérique, spondylite, arthrite suppurée, endocardite

végétante, orchite, spermatocystite, épididymite, prostatite et aussi des crises convulsives.

Néanmoins, 90% des infections restent asymptomatiques (Mc Donald et al, 2006).

2.6 La Brucellose chez les cétacés

Les souches de Brucella marines causent des tableaux cliniques qui varient en sévérité.

En effet, on a déjà isolé la bactérie chez des animaux qui étaient asymptomatiques (Dawson et al,

2004 ; Foster et al, 2002). Néanmoins, l’infection peut également être à l’origine de différentes

9

lésions. Des avortements induits par Brucella ainsi que des infections ont été décrites chez le

dauphin commun (Miller et al, 1999). Chez des dauphins bleu-et-blanc ainsi que chez le

lagénorhynque à flancs blancs de l’Atlantique, l’infection a déjà été associée à des méningo-

encéphalites (Davison et al, 2009 ; Hernandez-Mora et al, 2008 ; Gonzalez et al, 2002 ; Dagleish

et al, 2007). Brucella a également été isolée d’un abcès testiculaire chez un marsouin commun

(Dagleish et al, 2008). Foster et collaborateurs (2002), ont aussi rapporté des nécroses de rate et

des abcès hépatiques chez des marsouins communs. Tandis que Bogolmoni et collaborateurs

(2008) décrivent une infection qui est la plupart du temps chronique et qui peut mener à des

pertes de poids, des inflammations et de l’infertilité.

2.7 Méthodes de diagnostic

2.7.1 Frottis

Une méthode rapide mais peu sensible est l’examen microscopique de frottis

d’écouvillons vaginaux, de placentas ou de fœtus après coloration de Ziehl-Neelsen.

(www.microbe-edu.org).

2.7.2 Isolement par culture

Une culture sur le milieu de Farrell1 permet d’apporter de meilleurs résultats et est donc

recommandée. Les meilleurs prélèvements sur un animal vivant sont les sécrétions génitales.

L’avorton (contenu stomacal, poumon et rate) et les annexes placentaires sont, elles aussi,

souvent riches en Brucella.

Il faut cependant noter, qu’ils sont, la plupart du temps, contaminés par la flore de

l’environnement et surtout contagieux tant pour le préleveur que pour le personnel qui effectue le

transport et celui du laboratoire où est effectué le diagnostic. Sur la carcasse, si c’est un mâle

présentant une orchite, les testicules représentent les organes de prélèvement de choix, sinon la

rate et les ganglions lymphatiques constituent de bons prélèvements aussi (www.microbe-

edu.org)

Différents tissus peuvent être utilisés pour les prélèvements, néanmoins, si des lésions

macroscopiques sont détectées, on fera les prélèvements prioritairement au niveau de ces lésions.

1 Milieu de Farrell : Gélose Columbia au sang de mouton et enrichie en sérum contenant par litre de milieu 5000

unité de sulfate de polymyxine B, 25 000 unités de bacitracine, 50 mg de natamycine, 5 mg d'acide nalidixique,

100 000 unité de nistatine et 20 mg de vancomycine (www.bacterio.cict.fr)

10

La rate, les tissus reproducteurs comme les testicules, le col de l’utérus, le vagin ainsi que les

glandes mammaires et de nombreux ganglions lymphatiques tels que les ganglions gastriques,

hépatiques, inguinaux, mandibulaires, mésentériques, thoraciques, etc. ont déjà permis la mise en

évidence de Brucella en culture (Foster et al, 2002).

Les échantillons sont collectés de manière aseptique et mis en milieu en culture sur

milieu de Farrell. Ce dernier est largement utilisé pour l’isolement de souches de Brucella des

animaux domestiques. La plupart des souches B. ceti apparaissent le plus souvent après une

durée standard de 4 jours d’incubation tandis que pour les souches de B. pinnipedialis la

croissance est plus lente, et dure entre 7 et 10 jours. Dès lors, une période d’incubation étendue à

14 jours est recommandée avant que la culture ne soit déclarée négative. La croissance est

anaérobique et se fait sous incubation avec 10% de CO2 à 37°C (Foster et al, 2002 ; Jahans et al,

1997).

2.7.3 PCR (Polymerase Chain Reaction)

Pour permettre la distinction entre les différentes espèces de Brucella, la PCR peut être

utilisée. Pour cela, on peut, entre autre, amplifier et séquencer une portion du locus omp2. Afin

de vérifier que des souches identifiées, sont génétiquement liées aux souches de Brucella

provenant des mammifères marins, une PCR ciblant le gène bp26 peut être réalisée.

Contrairement aux souches terrestres, les souches des mammifères marins possèdent un élément

IS711 à la suite de bp26. En conséquence, l’amplification de la région environnant bp26 produit

un fragment d’ADN plus grand pour les souches marines comparé à ce que l’on obtient avec les

souches terrestres (Sohn et al, 2003).

2.7.4 Sérologie

Les analyses sérologiques utilisées pour tester les échantillons obtenus des mammifères

marins ont été basées sur les analyses classiques utilisées en routine pour les mammifères

terrestres.

De nombreux antigènes de la membrane interne et externe, du cytoplasme et du

périplasme ont été identifiés et caractérisés. Le lipopolysaccharide, S-LPS constitue l’antigène

principal des Brucella en phase lisse et la majorité des anticorps produits chez l’hôte infecté sont

spécifiques d’épitopes, portés par cette molécule (www.microbe-edu.org). Il sert de base pour la

plupart des tests de diagnostic sérologiques.

11

Le LPS-S est composé de 3 domaines :

1/ le lipide A, qui est responsable de la plus grande partie de l’activité du S-LPS ;

2/ un noyau dans la fonction polysaccharidique (Core), qui relie les 2 autres parties ;

3/ une portion immuno-dominante, la chaîne O-spécifique aussi appelée antigène O

(cf. figure 4).

Godfroid et collaborateurs (1998) ont démontré que le S-LPS et plus précisément, la

chaîne O est essentielle pour la survie in vivo mais pas pour la survie dans les macrophages.

L’implication de la chaîne O dans des mécanismes de protection de Brucella contre l’action

bactéricide de phagocytes n’est néanmoins pas exclue.

2.7.5 Immunohistochimie (IHC)

Pour l’examen immunohistochimique, les lames sont coupées à 5µm et incubées avec des

anticorps polyclonaux préparés sur chèvre (Dagleish et al, 2008) ou sur souris (Gonzalez et al,

2002). La procédure est standard et similaire aux procédures classiques d’examen IHC. Des tests

commerciaux de révélation des anticorps sont utilisés. Il est également essentiel d’utiliser des

lames de contrôle positif (obtenues grâce à une infection expérimentale par exemple) et négatif

qui permettent de s’assurer de la spécificité de la réaction. Cet examen permet une localisation

exacte de la bactérie dans les tissus et, de plus, cela permet d’éliminer en grande partie tout

risque de contamination qui peut survenir fréquemment lors de l’utilisation des autres méthodes.

3. Étude du marsouin échoué à la côte belge (07/2008)

Le but est de détailler les lésions associées à une infection par B.ceti sur un marsouin

femelle adulte échoué en juillet 2008 à la côte belge et de mettre l’infection en évidence en

utilisant l’immunohistochimie.

3.1 Matériel et méthode

Un marsouin commun femelle adulte s’est échoué vivant en juillet 2008 à Zeebrugge et

est mort sur la plage avant d’avoir pu être secouru. L’autopsie et un échantillonnage ont été

réalisés le jour même selon un protocole standard (Jauniaux/Coignoul, 2002)

12

Pour l’histologie, des échantillons de peau, glande mammaire, œil, foie, surrénales,

nœuds lymphatiques mésentériques et bronchiques, rate, tractus reproducteur, estomac, intestin,

rein, vessie, poumon, cœur, thymus, thyroïde et cerveau ainsi que les lésions ont été fixés à l’aide

d’une solution tampon de formol à 10%. Ils ont ensuite été insérés dans de la paraffine selon la

procédure habituelle.

Des tranches de 5µm ont été coupées et colorées à l’hématoxyline-éosine après

déparaffinage et réhydratation. Les coupes sélectionnées ont aussi été colorées au PAS (Periodic

Acid Shiff) pour les cultures fongiques. Des examens immunohistochimiques avec des anticorps

poly-clonaux contre B. melitensis (obtenus suite à une infection expérimentale de lapin) ont été

réalisés sur des échantillons de différents tissus et sur toutes les lésions. Les autres réactifs

utilisés font partie du kit commercial utilisant le système HRP AEC Dako EnvisionTM

. Les

coupes ont été contre-colorées à l’hématoxyline. Les tissus d’un marsouin commun sain ainsi

que ceux d’une souris infectée par B. melitensis ont respectivement été utilisés comme contrôle

négatif et positif. Un échantillon au niveau de l’ulcère de la fente génitale a été collecté et ensuite

a été sectionné pour être analysé par microscopie électronique selon les méthodes standards.

Pour la bactériologie, des échantillons d’ulcère, de rate, de poumon et d’encéphale ont été

prélevés.

Pour la virologie, des échantillons de l’ulcère de peau, de rate, de poumon, nœuds

lymphatiques bronchiques et de sang ont été congelés à -80°C.

3.2 Résultats

Lors de l’examen post-mortem, l’animal pesait 41 kg pour une longueur totale de 152 cm

et avait une couche de graisse (pannicule) très réduite. La plupart des observations extérieures

significatives étaient une sévère émaciation, des cicatrices rondes (ressemblant à ce qui est

provoqué par un pox-virus) disséminées et de nombreux ulcères cutanés aigus (autour de la fente

génitale, entre les nageoires pectorales).

Macroscopiquement, une légère infestation par des nématodes libres (Pseudalius

inflexus), dans le ventricule droit est observée. Tandis qu’une infestation massive par P. inflexus

au niveau des vaisseaux pulmonaires est responsable de thrombi pulmonaires aigus et d’une très

sévère pneumonie nécrosante aigue. P. inflexus et Torynurus minor sont aussi présents

massivement au niveau des voies respiratoires. Localement, des traces de pneumonie chronique

sont observées. De nombreux abcès chroniques contenant du pus caséeux sont disséminés dans

13

les poumons. Le foie est augmenté de volume, de couleur jaune et présente des ponctuations

miliaires disséminées de couleur rouge à rouge foncé.

Une péri-angiocholite chronique caractérisée par de la fibrose des parois des canaux biliaires est

associée à une légère infestation par des douves (Campula oblongata).

Une légère infestation par des nématodes (Stenurus minor) est observée dans le sinus péri-

tympanique. L’utérus est bien développé et présente une corne utérine gauche élargie avec des

vaisseaux sanguins congestifs légèrement proéminents.

Histologiquement, une sévère bronchopneumonie nécrosante aiguë (cf. figure 5a et 5b) et

une pneumonie interstitielle subaiguë à chronique est observée ainsi que de nombreux nématodes

et des cellules inflammatoires mixtes (neutrophiles, macrophages et éosinophiles) accompagnées

de cellules géantes. De plus, une vasculite subaiguë à chronique est associée à l’infestation des

nématodes dans les vaisseaux sanguins. Dans le foie, de nombreux foyers de nécrose aiguë sans

cellules inflammatoires, sont disséminés dans le tissu (cf. figure 6).

Les ulcères cutanés au niveau génital sont caractérisés par une dermo-épidermite ulcérative aiguë

avec un infiltrat cellulaire mixte (neutrophiles et macrophages) dans le derme et une

dégénérescence ballonnisante dans les cellules épithéliales à la limite de l’ulcère (cf. figure 7).

Dans la glande mammaire, de nombreux petits acini étaient présents avec de petites quantités de

lait dans les acini ou dans les canaux. Une méningite légère non-suppurative et multifocale est

observée et caractérisée par un infiltrat inflammatoire de lymphocytes.

L’immunohistochimie a permis de mettre en évidence un marquage positif au niveau

intracytoplasmique pour les ulcères génitaux et cutanés (dans les cellules épithéliales ayant subi

une dégénération ballonnisante et dans l’infiltrat inflammatoire) ; la rate (cf. figure 8) (cellules

mononucléées près de la capsule splénique et entre les corpuscules spléniques) ; les ganglions

lymphatiques pré-scapulaires et mésentériques (cellules mononucléées près de la capsule) ; le

poumon (dans les cellules mononucléées de l’infiltrat inflammatoire et dans les nématodes pour

la plupart au stade larvaire) ; l’utérus (dans l’infiltrat des cellules mononucléées sous-jacentes à

l’épithélium de l’endomètre) ; le foie (dans les cellules mononucléées pour la plupart dans les

espaces portes) ; la glande mammaire (cf. figure 9) (dans les cellules mononucléées entre les

acini, dans les acini et dans les sécrétions présentes dans les canaux) ; pancréas (cellules

interstitielles et acini) ; et finalement au niveau du parenchyme cérébral. Il n’y a pas eu

d’évidence immunohistochimique au niveau des surrénales, du rein et de la glande pituitaire.

14

La microscopie électronique à transmission a permis de révéler dans des sections ultra

fines de l’ulcère génital, un nombre important de bactéries coques gram négatives de petite taille

(diamètre allant de 380 à 450 nm). Elles étaient intra- et inter-cellulaire. De plus, des bactéries

gram négatives ovoïdes plus grandes (780 nm de diamètre) ont été observées, leur taille et leur

localisation suggèrent que ce sont des contaminants et que les bactéries les plus petites soient

Brucella sp.

3.3 Discussion

Cette recherche suggère une bactériémie associée à Brucella chez un marsouin commun

femelle adulte qui s’est échoué vivant sur la côte belge. Il s’agit de la première description d’une

brucellose généralisée chez un marsouin commun échoué à la côte belge. L’infection a été

suspectée lors de la microscopie électronique et confirmée par les investigations

immunohistochimiques.

Les infections par Brucella chez les mammifères marins sont reportées depuis 1994 et

démontrées par des analyses sérologiques pour les pinnipèdes et cétacés (captif et à l’état

sauvage) à travers le monde (Tryland et al, 1999). Sur les cétacés échoués en Europe, la

brucellose a été décrite chez un lagénorhynque à flancs blancs de l’Atlantique (Dagleish et al,

2007), chez un marsouin commun d’Ecosse (Dagleish et al, 2008), chez des dauphins bleu-et-

blanc sur les côtes écossaises (Gonzalez et al, 2002) et anglaises (Davison et al, 2009). Des cas

de brucellose chez des dauphins bleu-et-blanc échoués sur les côtes du Costa Rica ont également

été rapportés (Hernandez-Mora et al, 2008).

Dagleish et collaborateurs (2007), ont réalisé des prélèvements chez un lagénorhynque à

flancs blancs de l’Atlantique (Lagenorhynchus acutus) mort. A l’examen histologique, un

infiltrat inflammatoire lymphocytaire dans les méninges a été observé, caractéristique d’une

méningo-encéphalite subaiguë non suppurée (cf. figure 10). Un infiltrat inflammatoire lympho-

plasmocytaire, surtout au niveau des vaisseaux sanguins (veines majoritairement) était présent

dans les méninges adhérant à l’articulation atlanto-occipitale. Brucella sp. a été mis en évidence

au niveau des différentes lésions.

Gonzalez et collaborateurs (2002) décrivent également des cas de méningo-encéphalite,

mais dans ce cas, chez trois jeunes dauphins bleu-et-blanc des côtes écossaises. L’autopsie a

révélé des lésions non spécifiques comme de la congestion pulmonaire et de l’œdème, la

présence de vers au niveau pulmonaire, des abcès du lard et de multiples fractures. Dans les trois

15

cas, les lésions étaient associées à la présence de Brucella au niveau cérébral, les antigènes

Brucella ont été mis en évidence par immunohistochimie au niveau du parenchyme,

principalement dans les vaisseaux sanguins mais pas au niveau des lésions. Pour les auteurs, la

localisation préférentielle au niveau des vaisseaux sanguins et dans les abcès du lard suggèrent

que les lésions cérébrales seraient dues à une bactériémie. Chez deux dauphins des anticorps

anti-Brucella ont été détectés lors d’un examen sérologique. Des cultures de Brucella sp. ont

aussi été obtenues à partir du cerveau chez les trois dauphins et dans les abcès du lard chez un

seul. Les lésions sont étendues, chroniques et non suppuratives et l’infiltrat inflammatoire est

composé de lymphocytes, macrophages, plasmocytes. Une fibrose modérée à sévère au niveau

de l’intima des artérioles était aussi évidente.

Une méningo-encéphalite légère à modérée, multifocale à diffuse, chronique et non

suppurative chez un dauphin bleu-et-blanc a également été mise en évidence, cette fois dans le

sud-ouest de l’Angleterre. Elle a été provoquée par B. ceti qui a pu être mis en évidence en

culture pure (Davison et al, 2009). Les lésions reportées sont très proches de celles décrites par

Gonzalez et collaborateurs (2002).

L’équipe de Hernandez-Mora (2008) a décrit des cas de neurobrucellose chez des

dauphins bleu-et-blanc. Dix dauphins se sont échoués vivants sur les côtes du Costa Rica. Ils

présentaient tous des difficultés pour flotter, ils étaient en opisthotonos, avaient des

tremblements et des convulsions compatibles avec des problèmes neurologiques, ils sont tous

morts dans les 48h qui ont suivi leur découverte. Ils avaient tous des anticorps contre Brucella.

Chez six d’entre eux l’immunofluorescence s’est révélée positive au niveau des fluides

cérébrospinaux, des calques du cerveau, de moelle épinière des ganglions lymphatiques, de la

rate, du foie et des reins. Il y avait, parmi eux, une femelle gestante chez qui B. ceti a été isolé au

niveau du placenta, du cordon ombilical, du lait, des fluides allantoïdiens et amniotiques et des

tissus fœtaux. Ce qui met en évidence en plus d’une transmission horizontale, une transmission

verticale. A l’histologie, une méningo-encéphalite était évidente chez les 6 individus. Il y avait

une méningite non-suppurative, les méninges étaient hyperémiées, congestionnées et chez la

plupart des individus œdémateux. Une encéphalite a été confirmée par des infiltrats de cellules

mononucléées périvasculaires dans la substance blanche et grise au niveau du cerveau, cervelet

et tronc cérébral et par une encéphalite périventriculaire entourant le 3ème ventricule avec le

même infiltrat cellulaire que celui retrouvé dans les méninges. Cet infiltrat cellulaire est

majoritairement composé de cellules plasmatiques, petits lymphocytes et macrophages.

16

Dagleish et collaborateurs (2008) ont mis en évidence un abcès testiculaire lié à la

présence de Brucella chez un marsouin commun. La présence de la bactérie a été confirmée par

des frottis directs, des examens microbiologiques ainsi qu’une immunohistochimie spécifique.

La cause de la mort serait néanmoins en relation avec l’encéphalite. Excepté les lésions

testiculaires, la nature et la distribution des lésions microscopiques correspondaient bien à ce qui

a déjà été décrit précédemment chez d’autres espèces de cétacés et au cas présent.

Des orchites purulentes et granulomateuses ont été reportées chez des petits rorquals et un

cas chez le rorqual de Bryde (Balaenoptera edeni) en 2003 par l’équipe travaillant avec Ohishi.

Ces différentes descriptions montrent qu’il existe de nombreuses similarités entre les

lésions observées, aussi bien au niveau macroscopique que microscopique avec le cas présent.

Lors de cette étude, l’aspect de l’utérus et de la glande mammaire suggérait que la femelle était

en post-partum. La mise en évidence par IHC d’antigènes de Brucella au niveau de l’endomètre

soulève la question d’un éventuel avortement. En effet, Brucella sp. est connue pour induire des

avortements, aussi bien chez les mammifères terrestres que chez les mammifères marins.

Deux cas d’avortements ont été décrits par Miller et collaborateurs (1999). Ces

avortements sont survenus chez deux grands dauphins, chez qui on a isolé la bactérie au niveau

du placenta et/ou au niveau des tissus fœtaux, ces avortements étaient donc associés à des

placentites. Dans les deux cas, les deux femelles qui étaient en captivité ont survécu. L’une est

devenue rapidement gestante après l’avortement et a donné naissance à un jeune en bonne santé

qu’elle a élevé.

Bogomolni et collaborateurs (2008) ont publié une étude réalisée sur 165 mammifères

marins de 15 espèces différentes. Par PCR, ils ont détecté des Brucella dans le cerveau, les reins,

le foie, la rate, les poumons, les testicules et dans des ganglions lymphatiques

trachéobronchiques. Dans certains cas, ils ont ainsi pu corréler des lésions à l’infection causée

par la bactérie. Par exemple, lors d’un échouage en masse de 9 dauphins communs, 5 dauphins

ont été échantillonnés et parmi ceux-ci, Brucella sp. a été détectée au niveau du cerveau et/ou de

l’utérus chez trois d’entre eux. Deux étaient atteints d’une lithiase au niveau du vagin et du col

de l’utérus. La présence de ces calculs serait, selon les auteurs, hypothétiquement, due à

l’ossification d’un fœtus. La lithiase est associée, dans un cas, à une endométrite chronique avec

une ecchymose dans les cornes utérines. Le troisième animal présentait une légère méningo-

encéphalite et des dysfonctions rénales. De plus, Brucella sp. a déjà été isolée dans le fœtus

17

avorté d’un grand dauphin (Ewalt et al, 1994). Même si un avortement non-fatal ne peut être mis

en évidence par autopsie de cétacés échoués, un cas a été suspecté chez un lagénorhynque à

flancs blancs de l’Atlantique (Foster et al, 2002).

En ce qui concerne le marsouin étudié dans le cas présent, même si il y a des preuves

d’un post-partum (aspect du tractus génital et de la glande mammaire) et d’une infection utérine

par Brucella sp., on ne peut pas tirer de conclusion sur un éventuel avortement. La présence de

Brucella sp. dans les canaux mammaires et dans les sécrétions, ainsi que dans les ulcères de peau

représente des moyens de transmission de la bactérie entre les individus et soulève la question

des risques zoonotiques lorsqu’un cétacé est manipulé sur la plage ou dans les centres de

réhabilitation.

Davison et collaborateurs (2009) ont suggéré que les personnes travaillant en contact

avec les mammifères marins devaient être au courant de ces risques et prendre les mesures

nécessaires pour éviter toute infection. Tandis que Van Bressem et collaborateurs (2009)

soulevaient le problème des activités de type « swim with dolphins » et suggéraient que des

méthodes de restrictions pour ce genre d’activités soient appliquées.

18

4. Conclusions

Au cours de ces dernières années, la brucellose chez les mammifères marins occupe une

part de plus en plus importante dans la littérature scientifique. Les risques zoonotiques

importants que présente cette maladie ainsi qu’une augmentation significative du nombre

d’échouages couplés à une haute séroprévalence chez certaines espèces de mammifères marins,

nécessite une épidémio-surveillance continue associée à des examens post-mortem approfondis

de toutes les espèces de mammifères marins échoués. Ils sont, en effet, considérés comme les

sentinelles des environnements marins et côtiers. Les infections humaines dues à des Brucella sp.

marines ont été suspectées dans de nombreux cas, mais ont rarement été confirmées.

Actuellement, il y a seulement quatre cas décrits dans la littérature concernant cette zoonose. Les

modes de transmission peuvent être directs mais les parasites pourraient jouer un rôle important

comme vecteurs pour des transmissions indirectes. Brucella sp. a en effet été cultivée et mise en

évidence par immunohistochimie (comme dans ce travail) à partir de nématodes provenant de

marsouins communs. Aucun vaccin humain contre la brucellose n’est actuellement efficace, ni

autorisé dans l’Union Européenne. La prophylaxie reste donc le meilleur moyen de lutte contre

cette zoonose. D’autres investigations doivent être réalisées pour améliorer les connaissances sur

la prévalence, l’impact sur les individus et les populations ainsi que le potentiel zoonotique des

Brucella sp. marines. Le risque zoonotique doit être pris en compte pour les personnes en contact

direct ou indirect avec des mammifères marins.

Finalement, l’immunohistochimie réalisée dans le cadre de ce travail a permis de

confirmer, pour la première fois, l’infection d’un marsouin commun échoué sur les côtes belges

et de mettre cette infection en relation avec les différentes lésions observées. Cela illustre donc

bien l’importance d’une surveillance continue des échouages et la nécessité d’effectuer des

examens post-mortem complets.

19

FFIIGGUURREESS

Figure 1 : Souche de Brucella en microscopie électronique

(http://patric.vbi.vt.edu/)

Figure 2 : Aspect des colonies de Brucella en culture

(www.microbe-edu.org)

20

Figure 3 : Coupes histopatholgiques colorées à l’hématoxyline-éosine au niveau cérébral des deux

patients péruviens

Patient 1 : coupe A : infiltrat dense lymphoplamocytaire formant de larges granulomes.

coupe B : au niveau de la flèche : cellules géantes

Patient 2 : coupe C : infiltrat lymphoplasmocytaire déformant le parenchyme cérébral et formant de

vagues granulomes

coupe D: gliose dense à l’interface de l’inflammation granulomateuse et du parenchyme

cérébral environnant.

(Sohn et al, 2003)

21

Figure 4 : Structure schématique du lipopolysaccharide (LPS) de Brucella spp.

Le LPS-S est composé de 3 domaines : le lipide A, qui est responsable de la plus grande partie de

l’activité du LPS-S ; un noyau dans la fonction polysaccharidique (Core), qui relie les 2 autres

parties ; une portion immuno-dominante la chaîne O-spécifique aussi appelée antigène O. (Cardoso

et al. 2006)

22

Figure 5 a et 5b : Bronchopneumonie aiguë nécrosante sévère (100x)

(Marsouin commun)

23

Figure 6 : Nécrose de coagulation au niveau hépatique (100x) (Marsouin

commun).

24

Figure 7 : Dermo-épidermite aiguë à subaiguë ulcérative (40x) (Marsouin commun)

25

Figure 8 : Marquage immunohistochimique mettant Brucella sp. en évidence au niveau

de la rate (400x) (Marsouin commun)

26

Figure 9 : Marquage immunohistochimique mettant Brucella sp. en évidence au niveau

de la glande mammaire (400x) (Marsouin commun)

27

Figure 10 : Coupe histo-pathologique au niveau du cerveau : Méningo-encéphalite non suppurative

au niveau du bulbe rachidien chez un Lagénorhynque à flancs blancs de l’Atlantique

(Lagenorhynchus acutus).

Au niveau des flèches : large manchon périvasculaire de cellules inflammatoires au niveau dorsal du tissu.

*Coloration hématoxyline-éosine au niveau du faisceau longitudinal postérieur (Dagleish et al, 2007)

28

TTAABBLLEEAAUU

Tableau I. Séroprévalence et incidence de Brucella dans la Mer du Nord

Prévalence

Angleterre et

Wales 1

(Dawson et al ,

2004; Jepson et

al, 1997)

Ecosse

(Dawson et al,

2004 ; Foster

et al, 2002)

Ecosse2

(Ross.H.M et

al., 1996)

Allemagne 3

(Prenger-

Beringhoff et

al, 2008)

Incidence de

l’infection sur les côtes

écossaises 4

(Foster et al., 1996)

Phoque commun

(Phoca vitulina) 8%(12) 49 % (147) 32% (140) 11% (426) 14% (28)

Phoca sibirica 0% (45)

Phoque gris

(Halichoerus grypus) 10%(62) 23% (31) 2.9% (34) 6.25% (16)

Marsouin commun

(Phocoena

phocoena)

31%(35) 33% (152) 22% (4) 0.7% (298) 8.5% (35)

Dauphin commun

(Delphinus delphis) 31%(29) 100% (1) 0% (2)

1 +- 1/3 de ces spécimens a été collectés sur des spécimens morts à Cornwall

2 Cette étude a porté sur des carcasses fraiches de cétacés (Marsouins communs, dauphins

communs) et pour les phoques, ils étaient sauvages et vivants.

3 La plupart souffraient de bronchopneumonie vermineuse, associée à une infection par des

strongles pulmonaires surinfectée par des streptocoques β-hémolytiques. La présence d’autres

agents ne permet pas de mettre clairement en cause Brucella.

4 L’étude a été réalisée en post-mortem, c'est-à-dire sur les carcasses des animaux.

29

BBIIBBLLIIOOGGRRAAPPHHIIEE

ACHA P.N., SZYFRES B., Zoonoses et maladies transmissibles communes à l’homme et aux animaux, OIE,

2005, vol 1 : bactérioses et mycoses, 26-52.

BOGOMOLNI A.L., GAST R.J., ELLIS J.C., DENNETT M., PUGLIARES K.R., LENTELL B.J., MOORE

M.J. Victims or vectors : a survey of marine vertebrate zoonoses from coastal waters of the Northwest

Atlantic. Dis Aquat Org, 2008, 81, 13-38.

BREW S.D., PERRETT L.L., STACK J.A., MACMILLAN A.P., STAUNTON N.J. Human exposure

recovered from a sea mammal. Veterinary Record, 1999, 144, 483.

CARDOSO P. G., MACEDO G.C., AZEVEDO V, OLIVEIRA S.C. Brucella spp noncanonical LPS:

structure, biosynthesis, and interaction with host immune system. Microbial Cell Factories, 2006, 5, 13.

CLOECKAERT A., VERGER J.M., GRAYON M., PAQUET J.Y., GARIN-BASTUJI B., FOSTER G.,

GODFROID J. Classification of Brucella spp. isolated from marine mammals by DNA polymorphism at the

omp2 locus. Microbes Infect., 2001, 3, 729-738.

DAGLEISH M. P., BARLEY J., HOWIE F. E., REID R. J., HERMAN J., FOSTER G. Isolation of Brucella

species from a diseased atlanto-occipital joint of an Atlantic white-sided dolphin (Lagenorhynchus acutus).

Veterinary Record, 2007, 160, 876-878.

DAGLEISH M.P., BARLEY J., FINLAYSON J., REID R.J., FOSTER G. Brucella ceti Associated Pathology

in the Testicle of a Harbour Porpoise (Phocoena phocoena). J. Comp. Path., 2008, 139, 54-59.

DAVISON N.J., CRANWELL M.P., PERRETT L.L. DAWSON C.E., DEAVILLE R., STUBBERFIELD E.J.,

JARVIS D.S., JEPSON P.D. Meningoencephalitis associated with Brucella species in a live-stranded striped

dolphin (Stenella coeruleoalba) in South-west England. Veterinary Record, 2009, 165, 86-89.

DAWSON C.E., PERRETT L.L., DAVISON N.J., QUINNEY S., SIMPSON V. Brucella species infection in

marine mammals off the Cornish coast. Veterinary Record, 2004, 32.

DAWSON C.E., PERRETT L.L., STUBBERFIELD E.J., STACK J.A., FARRELLY S.S.J., COOLEY W.A.,

DAVISON N.J., QUINNEY S. Isolation and characterization of Brucella from the lungworms of a Harbor

Porpoise. Journal of Wildlife Diseases, 2008, 44, 237-246.

EWALT D.R., PAYER J.B., MARTIN B.M., CUMMINS D.R., MILLER W.G. Characteristics of a Brucella

species from a bottlenose dolphin (Tursiops truncatus). J.Vet. Diagn. Invest., 1994, 6, 448-452.

FOSTER G., JAHANS K.L., REID R.J., ROSS H.M. Isolation of Brucella species from cetaceans, seals and

an otter. The Veterinary Record, 1996, 138, 583-586.

FOSTER G., MACMILLAN A.P., GODFROID J., HOWIE F., ROSS H.M., CLOECKAERT A., REID R.J.,

BREW S., PATTERSON I.A. A review of Brucella sp. infection of sea mammals with particular emphasis on

isolates from Scotland. Vet. Microbiol., 2002, 90, 563-580.

FOSTER G., OSTERMAN B.S., GODFROID J., JACQUES I., CLOECKAERT A. Brucella ceti sp. nov. and

Brucella pinnipedialis sp. nov. for Brucella strains with cetaceans and seals as their preferred hosts. Int. J.

Syst. Evol. Microbiol., 2007, 57, 2688-2693.

GLYNN M.K., LYNN T .V. Zoonosis Update, Brucellosis. JAVMA, 2008, 233, 900-908.

GODFROID F., TAMINIAU B., DANESE I., DENOEL P., TIBOR A., WEYNANTS V., CLOECKAERT A.,

GODFROID J., LETESSON J.J. Identification of the Perosamine Synthetase Gene of Brucella melitensis 16

M and Involvement of Lipopolysaccharide O Side Chain in Brucella Survival in Mice and Macrophages.

Infection and Immunity, 1998, 66, 5485-5493.

GONZALEZ L., PATTERSON I.A., REID R.J., FOSTER G., BARBERAN M., BLASCO J.M., KENNEDY

S., HOWIE F.E., GODFROID J., MACMILLAN A.P., SCHOCK A., BUXTON D. Chronic

meningoencephalitis associated with Brucella sp. Infection in live-stranded striped dolphins (Stenella coeruleoalba). Journal of Comparative Pathology, 2002, 126, 147-152.

HERNANDEZ-MORA G., GONZALEZ-BARRIENTOS R., MORALES J.-A., CHAVES-OLARTE E.,

GUZMAN-VERRI C., BAQUERO-CALVO E., DE-MIGUEL M.-J., MARIN C.-M., BLASCO J.-M., MORENO E., Neurobrucellosis in Stranded Dolphins, Costa Rica. Emerging Infectious Diseases, 2008, 14,

1430-1433.

30

HUNT T.D., ZICCARDI M.H., GULLAND F.M.D., YOCHEM P.K., HIRD D.W., ROWLES T., MAZET

J.A.K. Health risks for marine mammal workers. Dis. Aquat. Org., 2008, 81, 81-92.

JAUNIAUX T., COIGNOUL F. Echouage de mammifères marins: guide d’intervention et procedures

d’autopsie. Annales de Médecine Vétérinaire, 2002, 146, 261-276

JAHANS K.L., FOSTER G., BROUGHTON E.S. The characterisation of Brucella strains isolated from

marine mammals. Vet. Microbiol., 1997, 57, 373-382.

JANBON F. Foie et brucellose. Gastroenterol Clin Biol., 1999, 23, 431-432

JEPSON P.D., BREW S., MACMILLAN A.P., BAKER J.R., BARNETT J., KIRKWOOD J.K., KUIKEN T.,

ROBINSON I.R., SIMPSON V.R. Antibodies to Brucella in marine mammals around the coast of England and

Wales. The Veterinary Record, 1997, 141, 513-515.

MANTUR B.G., AMARNATH S.K., SHINDE R.S. Review of clinical and laboratory features of human

brucellosis. Indian J. Med. Microbiol., 2007, 25, 188-202.

MCDONALD W.L., JAMALUDIN R., MACKERETH G., HANSEN M., HUMPHREY S., SHORT P.,

TAYLOR T., SWINGLER J., DAWSON C.E., WHATMORE A.M., STUBBERFIELD E., PERRETT L.L.,

SIMMONS G. Characterization of a Brucella sp. Stain as a Marine-Mammal Type despite Isolation from a

Patient with Spinal Osteomyelitis in New Zealand., 2006, 44, 4363-4370.

MILLER W.G., ADAMS L.G., FICHT T.A., CHEVILLE N.F., PAYEUR J.P., HARLEY D.R., HOUSE C.,

RIDGWAY S.H. Brucella-induced abortions and infection in bottlenose dolphins (Tursiops truncatus). J. Zoo

and Wildlife Medicine, 1999, 30, 100-110.

OHISHI K., ZENITANI R., BANDO T., GOTO Y., UCHIDA K., MARUYAMA T., YAMAMOTO S.,

MIYAZAKI N., FUJISE Y. Pathological and serological evidence of Brucella infection in baleen whales

(Mysticeti) in the western North Pacific., Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases,

2003, 26,125-136.

PRENGER-BERNINGHOFF E., SIEBERT U., STEDE M., KÖNIG A., WEIβ R., BALJER G. Incidence of

Brucella species in marine mammals of German North Sea. Dis. Aquat. Org., 2008, 81, 65-71.

RHYAN J.C., GIDLEWSKI T., EWALT D.R., HENNAGER S.G., LAMBOURNE D.M., OLSEN S.O.,

Seroconversion and abortion in cattle experimentally infected with Brucella sp. Isolated from a Pacific harbor

seal (Phoca vitulina richardsi). J. Vet. Diagn. Invest., 2001, 13, 379-382.

ROSS H.M., JAHANS K.L., MACMILLAN A.P., REID R.J., THOMPSON P.M., FOSTER G. Brucella

species infection in North Sea seal and cetacean populations. Vet. Rec., 1996, 138, 647-648.

SOHN A.H., PROBERT W.S., GLASER C.A., GUPTA N., BOLLEN A.W., WONG J.D., GRACE E.M.,

MACDONALD W.C. Human neurobrucellosis with intracerebral granuloma caused by a marine mammal

Brucella spp. Emerging Infectious Diseases, 2003, 9, 485-488.

TRYLAND M., KLEIVANE L., ALFREDSSON M., KJED M., ARNASON A., STUEN S., GODFROID J.

Evidence of Brucella infection in marine mammals in the North Atlantic Ocean. Veterinary Record, 1999, 144;

588-592.

TRYLAND M., DEROCHER A. E., WIIG O., GODFROID J. Brucella sp. antibodies in polar bears from

Svalbard and the Barents Sea. Journal of Wildlife Diseases, 2001, 37, 523-531.

VAN BRESSEM M-F, RAGA J.A., DI GUARDO G., JEPSON P.D., DUIGNAN P.J., SIEBERT U.,

BARRETT T., SANTOS M.C. de O., MORENO I.B., SICILIANO S., AGUILAR A., VAN WAEREBEEK

K., Emerging infectious diseases in cetaceans worldwide and the possible role of environmental stressors. Dis.

Aquat. Org., 2009, 86, 143-157.

WHATMORE A.M., DAWSON C.E., GROUSSAUD P., KOYLASS M.S., KING A.C., SHANKSTER S.J.,

SOHN A.H., PROBERT W.S., MCDONALD W.L. Marine Mammal Brucella Genotype Associated with

Zoonotic Infection. Emerging Infectious Diseases, 2008, 14, 517-518

http://www.bacterio.cict.fr/bacdico/bb/brucellamammiferesmarins.html (le 9/10/2009)

http://cours-de-medecine.medsante.com/infectieux/brucellose.htm (23/04/’09)

http://www.microbe-edu.org/professionnel/brucellavf.html (le 11/02/’09)

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi?id=234 (le 23/11/’09)

http://www.osl.gc.ca/mm/pdf/reference_frafnl.pdf (06/02/’09)

http://www.uptodate.com, EVERETT. Microbiology, epidemiology & pathogenesis of Brucella (6/2/’09)

http://patric.vbi.vt.edu/

31