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PRÁCTICAS DE

FISIOLOGÍA VEGETAL

Grado en Ingeniería Agroalimentaria y Agroambiental

Curso académico 2013-2014

María Asunción Amorós Marco

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ÍNDICE

Calendario de prácticas 3 Práctica 1: El ciclo vital de las plantas 4 Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias 9 Práctica 3: Velocidad de transporte por el xilema 13 Práctica 4: Efecto de las auxinas en la dominancia apical 16 Práctica 5: Medida de las pérdidas de agua por transpiración en las plantas superiores 19 Práctica 6: Observación del fototropismo 22 Práctica 7: Demostración de la respuesta triple provocada por el etileno 25 Bibliografía 28

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CALENDARIO DE SESIONES PRÁCTICAS 2014 El calendario que se seguirá para las prácticas de laboratorio es el siguiente: SP1: G2 20 de febrero; G1 21 de febrero Práctica 1: El ciclo vital de las plantas (llevar) Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (iniciar) Práctica 3: Velocidad del transporte por el xilema SP2: G2 27 de febrero; G1 28 de febrero Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (seguimiento) Práctica 4: Efecto de las auxinas en la dominancia apical (cortar) Práctica 5: Medida de las pérdidas de agua por transpiración en las plantas superiores SP3: G2 6 de marzo; G1 7 de marzo Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (seguimiento) Práctica 4: Efecto de las auxinas en la dominancia apical (final) Práctica 6: Observación del fototropismo (iniciar) Práctica 7: Demostración de la respuesta triple provocada por el etileno (iniciar) SP4: G2 13 de marzo; G1 14 de marzo Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (seguimiento) Práctica 6: Observación del fototropismo (seguimiento) Práctica 7: Demostración de la respuesta triple provocada por el etileno (final) SP5: G2 20 de marzo; G1 21 de marzo Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (final) Práctica 6: Observación del fototropismo (final)

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PRÁCTICA 1: EL CICLO VITAL DE LAS PLANTAS

OBJETIVOS

Observar el ciclo vital de una planta anual y diferenciar los procesos de

germinación, crecimiento vegetativo, floración, fructificación y la fase de

envejecimiento y muerte de la planta.

FUNDAMENTO El ciclo vital de una angiosperma se inicia con el proceso de germinación de la

semilla. La germinación se puede desglosar en 3 fases:

• Imbibición que permite la hidratación de la semilla.

• Emergencia de la radícula.

• Emergencia de la parte aérea (hipogea/epigea).

Posteriormente, la planta inicia la fase de juventud durante la cual se produce

el desarrollo vegetativo, durante esta etapa se desarrollan los tallos, las hojas y las

ramas a partir del meristemo apical del tallo, y las raíces a partir del meristemo

apical de la raíz. A continuación, algunos meristemos apicales del tallo se

transformarán en ápices florales y la planta iniciará, con la floración, la fase de

madurez. Una vez que las flores sean polinizadas y fecundadas se iniciará la fase de

fructificación que permitirá la formación de frutos y semillas. Cuando estas

estructuras reproductoras maduren la planta anual entrará en la fase de

envejecimiento que le conducirá a su muerte. Las semillas formadas por la planta

germinarán y se iniciará un nuevo ciclo vital. El tiempo que transcurre entre una fase

y otra depende, entre otras cosas, de la especie vegetal.

PROCEDIMIENTO

Cada alumno sembrará en una maceta 10 semillas de la especie elegida

(guisante, habichuela o soja) y procederá de la siguiente manera:

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o 1º. Hidratar las semillas durante 24 horas con agua (poner en un plato) para

que se produzca la imbibición que permita iniciar el proceso de germinación.

o 2º. Sembrar las semillas en una maceta con turba procurando que queden

enterradas por aproximadamente 1 cm de tierra, añadirles agua en una

cantidad adecuada pero sin inundar y poner en un lugar iluminado pero no bajo

la acción directa del sol. Observar y anotar cuando se produce la emergencia

de la parte aérea y realizar un dibujo de lo que sucede.

o 3º. Medir la longitud de la parte aérea de las plántulas cada 5 días, sin

dañarlas. Localizar en las plántulas las diferentes partes que se observan y

realizar un dibujo. Observar el desarrollo vegetativo: la formación de hojas,

ramas, tallos y localizar el ápice (lugar donde se encuentra el meristemo) y

realizar un dibujo.

o 4º. Cuando las plántulas tengan unos 10 cm de longitud transplantar a una

maceta de mayor volumen o plantar en suelo. Mantener así las plantas

(regándolas cuando falte agua, en un lugar iluminado, y midiéndolas cada 5 días)

hasta el final de la experiencia.

o 5º. Anotar la fecha de floración, la localización de las flores, el número de

flores por planta y su duración. Realizar un dibujo.

o 6º. Una vez se marchiten las flores y si previamente se ha producido la

polinización y la fecundación se iniciará la fructificación. Anotar la fecha de

fructificación, la localización de los frutos, el número de frutos por planta y su

duración. Realizar un dibujo.

o 7º. Dejar que las plantas entren en fase de envejecimiento que se

caracterizará por una degeneración de todas las estructuras, lo que le

conducirá a la muerte. Los frutos y las semillas habrán madurado y las hojas

se volverán senescentes (amarillentas por la degradación de las clorofilas).

Anotar las fechas y todo lo que se observe en esta etapa final del desarrollo,

realizar dibujos. Una vez que las plantas mueran, separar los frutos de las

mismas y observar las semillas en su interior.

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o 8º. Representar con la media de todas las medidas realizadas a las plantas una

curva de crecimiento (longitud en cm frente al tiempo).

CUESTIONES

1.- Anote las siguientes observaciones:

Especie:

Fecha de siembra:

Fecha de emergencia parte aérea:

Fecha de floración:

Nº flores/ planta:

Localización de las flores en la planta:

Fecha de marchitez de las flores:

Fecha de fructificación:

Nº frutos/ planta:

Localización de los frutos en la planta:

Fecha de maduración de los frutos:

Fecha de senescencia de las hojas:

Fecha de muerte de la planta:

2.- Realice un dibujo de la planta en cada una de sus fases (emergencia de la parte

aérea, partes de la plántula, planta con flor, planta con fruto, planta senescente) y si

es posible algunas fotografías.

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3.- Complete la siguiente tabla:

Días de la

siembra

Longitud de la parte aérea de las plantas

(cm)

Media longitud

parte aérea (cm)

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

55

60

65

70

75

80

85

90

95

100

105

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4.- Represente, con la media de la longitud de las plantas, una curva de crecimiento

(longitud en cm frente al tiempo):

5.- Indique qué tipo de curva es y realice cualquier otra anotación que estime

oportuno.

Días desde la germinación

Longitud media (cm)

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PRÁCTICA 2: NUTRICIÓN MINERAL: INDUCCIÓN DE CARENCIAS

OBJETIVOS

• Poner de manifiesto la necesidad de elementos minerales esenciales para el desarrollo normal de las plantas.

• Observar los síntomas que presentan plantas crecidas sin el aporte de ningún elemento mineral esencial.

FUNDAMENTO

Más del 90% del peso seco de cualquier planta está formado por carbono, hidrógeno y oxígeno, que proceden del agua y del CO2. Pero las plantas necesitan además un cierto número de elementos minerales que resultan imprescindibles aún cuando su contribución al peso seco del vegetal sea sólo del 2 al 10%. En realidad, si se investiga una planta con los métodos del análisis elemental y con técnicas precisas y sensibles, encontramos en ella prácticamente todos los elementos presentes en la tierra. Pero no todos son esenciales para la vida del vegetal. Un método que permitió conocer qué elementos eran esenciales y cuáles no fue el de la preparación de medios de cultivo de composición conocida, también llamados cultivos hidropónicos, en los cuales se podía eliminar un elemento y ver sus efectos sobre el desarrollo del vegetal. De esta forma se pudo establecer que además del C, H y O, otros trece elementos son esenciales para el desarrollo vegetal. En razón a su abundancia en los tejidos vegetales estos elementos minerales esenciales se suelen agrupar en:

- Macronutrientes: N, P, K, Ca, Mg y S (a concentaciones ≥ 0.1% ps). - Micronutrientes: Fe, Cu, Zn, B, Mn, Mo, Cl y Ni (a concentaciones ≤ 0.01% ps).

La falta de alguno de estos elementos provoca alteraciones metabólicas y síntomas de deficiencia que son característicos de cada elemento. El empleo de soluciones nutritivas sigue representando un medio excelente para estudiar la relación entre el crecimiento de plantas y la nutrición mineral.

En esta práctica se pretende estudiar el desarrollo de plantas regadas con una solución nutritiva completa, que contenga los macro y micronutrientes en las cantidades apropiadas y el desarrollo de otras plantas regadas sólo con agua. De esta

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forma se podrán observar, durante las primeras semanas del desarrollo, los síntomas provocados por la carencia de los elementos esenciales. MATERIAL - Semillas de guisante y cebada - Macetas. -Agua destilada. - Soluciones nutritivas - Pipetas de 1 y 5 ml. -Papel filtro - Probetas de 50 ml - Matraces aforados de 1 L - Botellas de plástico para guardar las soluciones nutritivas -Tijeras. - Peso -Reglas PROCEDIMIENTO Se formarán grupos de varios alumnos que trabajarán con distintas especies

vegetales. Cada grupo preparará 1 L de una solución nutritiva completa (1/2 Hogland):

1 er día: Poner las semillas en agua unas 24 horas.

2º día: Poner en las 2 macetas dos discos de papel de filtro y encima vermiculita

(poner las macetas sobre platos). Regar con agua destilada (100 mL). Sembrar las

semillas, 15 por maceta (que queden bien cubiertas, pero no demasiado

profundamente).

Si se seca la vermiculita añadir agua destilada.

Día 7: Aplicar a cada maceta los siguientes tratamientos:

1. Maceta.1. Agua destilada

2. Maceta 2. Sol. Nutritiva (100 mL)

Mantener las macetas en condiciones similares y a medida que se seque la

vermiculita añadir agua destilada.

Cada 7 días observar el crecimiento (longitud de tallos, nº de hojas, etc.) y anotar

síntomas de carencia (clorosis, manchas en hojas, malformación de órganos, etc).

Día 14: Volver a añadir los mismos tratamientos.

Mantener las macetas en condiciones similares y a medida que se seque la

vermiculita añadir agua destilada.

Día 28 (último día): Se cortarán las plantas y se determinará el peso y longitud de

la raíz y de la parte aérea.

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CUESTIONES

1.- Rellene la siguiente tabla con las observaciones que ha ido realizando durante toda

la experiencia, indicando la especie vegetal empleada:

Especie:……………………………..

Semana

Observaciones realizadas

1ª

Agua

SN

2ª

Agua

SN

3ª

Agua

SN

4º

Agua

SN

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2.- Rellene la siguiente tabla con los datos de su grupo:

Especie:……………………………..

Tratamien

to

Media longitud parte aérea

(cm)

Media longitud raíces (cm)

Media peso

fresco parte aérea (gr)

Media peso

fresco raíces (gr)

Relación peso parte aérea/raíz (gr P.A./gr

raíz)

Agua

SN

3.- Complete la siguiente tabla utilizando los datos de todos los grupos:

Tratamien

to

Media longitud parte aérea (cm)

Media longitud raíces (cm)

Media peso

fresco parte aérea (gr)

Media peso

fresco raíces (gr)

Relación peso parte aérea/raíz (gr P.A./gr

raíz)

Agua

SN

4.- ¿Cuáles son las conclusiones más importantes que se pueden extraer de estos

resultados?.

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PRÁCTICA 3: VELOCIDAD DEL TRANSPORTE POR EL XILEMA OBJETIVOS - Calcular la velocidad del transporte por el xilema en hojas de apio. - Estudiar el efecto de la luz y la temperatura sobre la velocidad del transporte por el xilema. FUNDAMENTO

El agua entra en la planta a través de los pelos radicales de la raíz, se mueve en sentido horizontal a través de los tejidos de la raíz y llega al xilema de la raíz, desde donde viaja, en sentido ascendente a través de los vasos del xilema, hasta las hojas. Cuando la planta abre los estomas para realizar el intercambio gaseoso (necesario para la respiración y la fotosíntesis) el agua se escapa en forma de vapor hacia la atmósfera, a favor de gradiente de potencial hídrico. Este proceso de pérdida de agua en estado de vapor por las hojas se denomina transpiración.

La transpiración de las hojas es la principal fuerza que dirige el movimiento de agua a través de la planta, ya que genera un déficit hídrico que se transmite por toda la planta desde las hojas hasta la raíz. El agua perdida debe reponerse de forma continua por absorción y transporte de más agua desde el suelo.

La intensidad con la que se produzca la transpiración va a influir, por

tanto, en la velocidad del transporte del agua por el xilema:

• Si la transpiración es alta: el potencial hídrico de las hojas desciende mucho y se provoca un movimiento rápido de agua desde los vasos del xilema hacia las células del mesófilo de la hoja, lo que impulsa el transporte de la misma por el xilema. • Si la transpiración es baja: el potencial hídrico de las hojas desciende poco y el movimiento de agua desde los vasos del xilema hacia las células del mesófilo de la hoja será lento, lo que disminuye la velocidad del transporte de la misma por el xilema.

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MATERIAL - Hojas de apio frescas. - Reglas, bisturís y cuchillos. - Azul de metileno al 0.25%. - Calefactor. - Cuatro vasos de precipitado de 500 mL. - Microscopios. -- 12 medias botellas de plástico de 1.5L. - Flexo. PROCEDIMIENTO

En esta práctica se estudiará la absorción y el transporte de agua por la

planta en dos situaciones diferentes:

• Ensayo 1: condiciones de baja transpiración (oscuridad y baja temperatura). • Ensayo 2: condiciones de alta transpiración (luz y elevada temperatura).

1. Colocar hojas de apio en un lugar fresco y oscuro y otras en uno caluroso y con una iluminación elevada. Se dejará que el colorante ascienda para observar su movimiento por el sistema vascular, lo que será posible si el peciolo de las hojas es lo suficientemente translúcido. En cada ensayo se colocarán hojas de apio de características similares, seleccionándolas de modo que todas tengan aproximadamente la misma superficie foliar y que estén frescas y turgentes.

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2. Pasados 60 min se medirá la altura alcanzada por el colorante en los

dos ensayos. Para ello se tomará una hoja de cada uno de los ensayos, se lavará bajo el grifo y se harán cortes separados a 1 cm de distancia, empezando por la parte basal, así podremos ver claramente hasta donde ha llegado el colorante, ya que aparecerán los conductos del xilema teñidos. De esta forma se puede calcular la velocidad del transporte por el xilema, como espacio recorrido por el colorante por unidad de tiempo, en cada una de las situaciones estudiadas.

CUESTIONES 1.- Realice un dibujo del corte transversal del peciolo de la hoja de apio y localice los tejidos vasculares. 2.- Calcule la velocidad de ascenso del colorante en cm/min en las 2 situaciones experimentales ensayadas. 3.-¿Varía el transporte en las dos condiciones ambientales estudiadas?. ¿Por qué?.

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PRÁCTICA 4: EFECTO DE LAS AUXINAS EN LA DOMINANCIA APICAL

OBJETIVOS Poner de manifiesto que las auxinas se sintetizan en el ápice de la planta.

Conocer la intervención del AIA en el mecanismo de la dominancia apical.

Comprobar la acción del AIA como inhibidor del crecimiento de las yemas

laterales.

FUNDAMENTO Las hormonas vegetales son compuestos producidos por las plantas que regulan

sus procesos de desarrollo, actuando siempre a bajas concentraciones. Una diferencia

con las hormonas animales es que las vegetales no se sintetizan en glándulas

especializadas, sino que se sintetizan en varios tejidos u órganos de la planta y pueden

tener su efecto en esa zona o ser transportadas y regular algún proceso de desarrollo

en otras zonas distintas.

Dentro del conjunto de las fitohormonas el ácido indolacético (AIA)

pertenece al grupo de las auxinas, que fueron las primeras hormonas vegetales en ser

descubiertas. El término auxina designa de forma genérica a un grupo heterogéneo de

compuestos caracterizados por su capacidad para inducir la expansión celular y por

tanto, el crecimiento, además de actuar sobre otros procesos.

En esta práctica se estudiará la dominancia apical, que consiste en que la yema

principal inhibe el desarrollo de las yemas laterales, de modo que éstas permanecen

en reposo hasta que el ápice principal del tallo se ha alejado lo suficiente de ellas y el

efecto inhibidor se anule. Este fenómeno está controlado por el AIA que se sintetiza

en la yema principal y es transportado en sentido descendente por el tallo en

desarrollo, inhibiendo el desarrollo de las yemas laterales. Esta inhibición está

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relacionada con la concentración de AIA, siendo más fuerte la inhibición en las yemas

más próximas al ápice, a las cuales llega una mayor concentración de AIA.

MATERIAL - Semillas de guisante. - Espátulas.

- Pasta de lanolina con AIA disuelto a concentración 0.1 %.

- Vasos de plástico. - Vermiculita.

- Reglas. - Tijeras.

PROCEDIMIENTO Para la realización de la práctica se formarán 6 grupos de trabajo de 3

alumnos. Cada grupo tomará 5 guisantes de 15 días y los pondrá en un 3 vaso y

repetirá la operación 2 veces más. Después cada grupo hará los siguientes

tratamientos a las plantas de guisante:

- Tratamiento 1: 5 plantas de guisante intactas, sin decapitar que servirán como

control.

- Tratamiento 2: 5 plantas decapitadas (sin ápice) sin ningún tratamiento.

- Tratamiento 3: 5 plantas decapitadas tratadas con AIA a concentración 0.1%.

Se medirá la longitud total de los tallos de las plantas control (desde la base

hasta el ápice) para poder conocer cuál es el crecimiento que se produce a

partir de este momento.

Para decapitar las plantas se cortarán los ápices dejando por debajo tan solo

1-2 pares de hojas. Una vez decapitadas las plantas de los tratamientos 2 y 3,

se medirá la longitud total de sus tallos (desde la base hasta la zona de corte)

para poder conocer cuál es el crecimiento que se produce a partir de este

momento.

Observar que la longitud de las ramas laterales es cero (día 0) en todas las

plantas.

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Una vez plantadas en vasos con vermiculita, se riegan y se realizará el

tratamiento 3.

Pasada 1 semana (día 7), se volverá a medir la longitud total de los tallos y de

las ramas laterales.

CUESTIONES 1.- Rellene la siguiente tabla en la que se indicará el crecimiento de las plantas por el

brote principal y el crecimiento de las ramas laterales, con los diferentes

tratamientos después de una semana desde que se decapitan:

2.- Comenta los resultados obtenidos en cada tratamiento, y explica lo que ha ocurrido según el fundamento de la práctica. Contrasta tus resultados con los del resto de compañeros.

Media de la longitud (día 0) Media de la longitud (día 7) Aumento de longitud

Tratamiento

Brote

principal

(cm)

Brote

lateral

(mm)

Brote

principal

(cm)

Brote

lateral

(mm)

Brote

principal

(cm)

Brote

lateral

(mm)

Control

(sin decapitar)

0

Decapitadas

0

Decapitadas

con AIA 0.1%

0

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PRÁCTICA 5: MEDIDA DE LAS PÉRDIDAS DE AGUA POR TRANSPIRACIÓN EN LAS PLANTAS SUPERIORES

OBJETIVOS - Cuantificar la tasa de transpiración en diferentes especies vegetales. - Determinar a qué son debidas las diferencias observadas entre especies. -Analizar el efecto de diferentes factores ambientales (luz, temperatura y viento) sobre la tasa de transpiración.

FUNDAMENTO La Transpiración consiste en la pérdida de agua en forma de vapor,

fundamentalmente por las hojas a través de los estomas. Es un proceso común a todas las plantas terrestres, pero su magnitud varía en función de la especie y las condiciones ambientales. Supone una pérdida de más del 98% del agua absorbida por la planta. La transpiración se produce cuando Ψ mesófilo de la hoja >Ψ aire. La intensidad de transpiración de un vegetal se puede medir calculando el peso perdido por las hojas o tallos cortados de la planta durante intervalos de tiempo apropiados. Con este método se puede estimar la cantidad de agua transpirada por la planta en un tiempo dado, que se puede expresar por unidad de peso fresco de la planta, o mejor de las hojas, por unidad de peso seco o por unidad de superficie foliar. La superficie o área foliar de las hojas se puede calcular fácilmente pesando trozos de la propia hoja de área conocida y calculando después el área foliar. También se puede calcular la superficie foliar dibujando las hojas sobre un papel, que se recortará y pesará, calculando el área de las hojas por comparación con el peso de un área conocida del mismo tipo de papel. MATERIAL: - Hojas de diferentes especies vegetales. - Flexo. - Tijeras. -Gradillas. - Balanza de precisión. - Papel. -Tubos - Calefactor. - Reglas. -Lanolina.

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PROCEDIMIENTO Se forman varios grupos de tres alumnos cada uno. Cada grupo trabajará con hojas de plantas de diferentes especies y realizará el siguiente procedimiento: 1.- Con ayuda de unas tijeras se cortan 3 hojas de cada planta. 2.- Rápidamente se cubre el extremo del peciolo de las hojas con un poco de lanolina anhidra para prevenir la pérdida de agua a través del corte y se numeran del 1 al 3 con un rotulador indeleble. 3.- A continuación cada grupo

a) Pesará la primera hoja (1) y la pondrá inmediatamente debajo del flexo y con el calefactor, b) Pesará la segunda hoja (2) y la pondrá inmediatamente en la oscuridad y c) Pesará la tercera hoja (3) y la dejará en la mesa a temperatura ambiente.

4.- Se pesan todas las hojas a los 60 minutos. 5.- Finalizado el experimento se determinará la superficie foliar de cada hoja: Se dibuja la silueta de la hoja en un papel, se recorta y se pesa. Cortar una superficie conocida de dicho papel (por ejemplo un cuadrado de 5cm de lado del mismo papel, que tendrá una superficie de 25 cm2) y se pesa. Se determina la superficie foliar con una regla de tres. Papel de 25 cm2 (S conocida, en cm2) --------------- Pesa X (P conocido, en mg) Recorte de hoja (S a calcular, en cm2) ---------------- Pesa Y (P conocido, en mg) 6.- Se calculará la intensidad de transpiración de cada grupo de hojas que han sido sometidas a diferentes condiciones ambientales, como la cantidad de agua perdida (mg) / superficie de hoja (cm2) y hora. Se calculará también el porcentaje de agua perdida como la diferencia de peso entre el inicial y el final determinado por 100 respecto al peso inicial.

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CUESTIONES 1. ¿Cuál es la intensidad de transpiración de las hojas en cada una de las plantas analizadas?. Especie Tratamiento Peso/cm2

de papel Peso inicial (Pi) (mg)

Peso final (Pf) (mg)

Pérdida de peso (Pi-Pf) en 1 h

Superfi hoja (cm2)

Intensidad de transpi-ración (mg/cm2/h)

% pérdida peso (Pi-PF)100/Pi

Tª ambiente Oscuridad Viento y calor

2. Calcular el nivel de transpiración y la media del porcentaje de pérdida de peso de las hojas de las diferentes especies bajo diferentes condiciones usando los datos de todos los grupos Especies Tratamiento Nivel

transpiración (mg/cm2/h)

% pérdida peso (Pi-PF)100/Pi

Media Nivel transpiración (mg/cm2/h)

Media % pérdida peso (Pi-PF)100/Pi

Tª ambiente Oscuridad Viento y calor

Tª ambiente Oscuridad Viento y calor

3. Explica a qué se deben las diferencias observadas entre las diferentes especies y entre las diferentes condiciones ambientales.

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PRÁCTICA 6: OBSERVACIÓN DEL FOTOTROPISMO

OBJETIVOS - Observar la respuesta de una planta ante un estímulo luminoso unilateral. - Comprobar la influencia del ápice en la captación de la luz. FUNDAMENTO Los tropismos son movimientos de crecimiento que ocurren en respuesta a un estímulo externo unilateral y determinan la orientación de un órgano, o parte de la planta, respecto a la dirección del estímulo.

Tropismo + : orientación hacia el estímulo. Tropismo - : orientación en contra del estímulo.

Así, a pesar de la imposibilidad de movimiento de la planta como un todo, ésta

puede orientar en el espacio a sus órganos con respecto al estímulo externo. El fototropismo es un tipo de tropismo que se manifiesta por una curvatura de la planta orientada por la luz, en la que el tallo se dirige hacia la luz y algunas raíces, en sentido contrario. La respuesta fototrópica se produce debido a que las plantas responden con un crecimiento desigual, inducido cuando la luz llega sólo desde un determinado sentido, de forma que causa distinta intensidad de crecimiento en la parte oscura y en la iluminada. El mecanismo de acción del fototropismo está mediado por auxinas que, de forma natural, se sintetizan en el ápice del tallo y son transportadas basípetamente hacia las células inferiores donde estimulan el crecimiento. Una iluminación lateral provoca una distribución asimétrica por transporte lateral de la auxina desde la parte iluminada a la oscura, por lo que se acumula mayor concentración de auxinas en la zona no iluminada y en consecuencia, se provoca un mayor crecimiento de ésta, la asimetría del crecimiento y la curvatura fototrópica.

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MATERIAL - Semillas de guisante, soja o lentejas. - Macetas con vermiculita. - Sistema de iluminación lateral. - AIA al 1% en lanolina. - Lanolina. - Reglas. - Tijeras. PROCEDIMIENTO Poner a germinar unas 40 semillas de guisante, soja o lentejas en una maceta con vermiculita, hasta que las plántulas alcancen de 10 a 15 cm de longitud. Formar 6 grupos de trabajo de 3 alumnos cada uno. Cada grupo seleccionará tres grupos de 10 plántulas cada uno a los que se les aplicarán los siguientes tratamientos: - Plantas control, sin tratamiento. - Plantas sin ápices: Con unas tijeras se cortarán los 10 mm apicales de los tallos. - Plantas sin ápices y tratados con lanolina: Con unas tijeras se cortarán los 10 mm apicales de los tallos y a continuación, el corte se cubrirá con pasta de lanolina pura. - Plantas sin ápices y tratados con lanolina con AIA: Se cortarán los ápices como en el caso anterior cubriendo, a continuación, el corte con pasta de lanolina que contenga AIA al 0.1%. Comprobar que la lanolina se ha distribuido uniformemente. A continuación los cuatro lotes se tratarán con luz asimétrica colocando las plantas bajo un sistema apropiado de iluminación lateral y al cabo de una semana se observará el ángulo de curvatura del ápice del tallo. Durante todo el experimento las plantas se regarán con agua del grifo cuando sea necesario. CUESTIONES 1.- Complete la siguiente tabla con los resultados de los 4 tratamientos.

TRATAMIENTO GRADO DE CURVATURA Control Plántulas decapitadas Plántulas decapitadas + lanolina Plántulas decapitadas + AIA 0.1%

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2.- ¿Cuál es el papel de la auxina en la respuesta fototrópica de las plantas?. 3.- ¿Cómo induce la luz unilateral la respuesta fototrópica en el ápice del tallo?. 4.- Haga una foto en la que aparezcan varias plantas de cada tratamiento para que se aprecien las diferencias entre ellas.

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PRÁCTICA 7: DEMOSTRACIÓN DE LA RESPUESTA TRIPLE PROVOCADA POR EL ETILENO

OBJETIVOS - Determinar el efecto del etileno sobre el crecimiento de las plántulas. - Comprobar que el efecto hormonal depende de la concentración de la hormona.

FUNDAMENTO

El etileno es la única hormona vegetal conocida que se presenta en estado

gaseoso en condiciones normales de presión y temperatura. Su efecto en las plantas se produce a muy bajas concentraciones y se manifiesta en prácticamente todas las etapas de su ciclo vital, desde la germinación de las semillas hasta la maduración y senescencia o en respuestas al estrés. El hecho de ser un gas le confiere unas características peculiares: la capacidad de difundir libremente por los espacios intercelulares y de coordinar una respuesta rápida y uniforme en los tejidos.

La primera descripción de un efecto fisiológico del etileno sobre el desarrollo

vegetal se observo en plántulas en crecimiento originando lo que se conoce como respuesta triple. Sobre plántulas en crecimiento el etileno produce una reducción en la elongación, el incremento en el desarrollo en grosor y el cambio en la orientación del desarrollo. Esto origina plantas con tallos y raíces más cortos, más gruesos y con el ápice del tallo curvado en forma de gancho y tal y como se muestra en la fotografía 1, siendo la respuesta proporcional a la concentración de etileno.

Neljubov, 1901: observó que en plantas de guisante cultivadas en el laboratorio se producía la llamada respuesta triple, debida al gas del alumbrado (fotografía de la izquierda): Reducción de la elongación. Aumento del crecimiento radial. Crecimiento horizontal.

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Los cambios morfológicos asociados con la acción del etileno se deben a que el etileno: - Inhibe la división celular provocando una reducción del crecimiento en longitud, por lo que las plántulas son más cortas. - Estimula la expansión radial de las células, originando plántulas más gruesas. - Provoca en el meristemo apical un crecimiento desigual de las células internas y externas lo que conduce a su curvatura, por lo que los tallos y las raíces crecen de forma horizontal.

Dada la condición gaseosa del etileno, la manipulación experimental de esta

fitohormona resulta difícil. En esta práctica para estudiar los efectos fisiológicos del etileno aprovecharemos la propiedad que presentan algunos tipos de frutos, los denominados frutos climatéricos (manzanas, plátanos, aguacates, etc.) de desprender etileno durante su proceso de maduración. Así, estudiaremos el efecto del etileno sobre el crecimiento de plántulas de soja, empleando como fuente de dicha hormona una manzana, que es un fruto climatérico, encerrada en el mismo recinto que contenga las plántulas. MATERIAL - Plántulas de soja de 1 semana germinadas en presencia de luz. - Manzanas. - Bandejas de aluminio. - Vasos de plástico. - Bolsas negras de plástico. - Vermiculita. - Reglas. PROCEDIMIENTO

Las plántulas se colocarán en las siguientes condiciones: Lote 1 – vaso con 10 plántulas, colocado en oscuridad dentro de un armario y se

empleará como control. Lote 2 – vaso con 10 plántulas, colocado dentro de una bolsa de plástico cerrada

herméticamente y en oscuridad. Lote 3 – vaso con 10 plántulas, colocado dentro de una bolsa de plástico cerrada

herméticamente junto con una manzana y en oscuridad.

Los tres lotes se mantendrán así durante una semana, observándose la morfología de las plantas después de ese tiempo.

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CUESTIONES 1.- Realice un dibujo de las plántulas de cada uno de los lotes. 2.- Observe y describa de forma comparada las características de las plántulas de cada uno de los lotes. Explique las diferencias. 3.- Calcule la longitud media de la parte aérea y de la raíz de las plántulas de cada uno de los lotes y rellenar la siguiente tabla.

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