Manual de Prácticas Fisiología Vegetal

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS

CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

CÁTEDRA DE FISOLOGÍA VEGETAL

MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO

TERCER SEMESTRE

Laboratorio de Fisiología Vegetal Semestre Abril 2014-Septiembre 2014

REGLAMENTO INTERNO DEL LABORATORIO

Las prácticas se inician a la a hora señalada en el horario correspondiente, por lo que el alumno debe estar a tiempo. La tolerancia máxima será de 5 minutos, después de transcurrido este tiempo ya no se permitirá la entrada al laboratorio.

El uso de mandil es obligatorio.

Cada grupo, limpiará la mesa de trabajo antes de iniciar la práctica y al finalizarla.

Para el desarrollo de cada práctica, el grupo se organizará en equipos de 6 a 8 personas.

Para el desarrollo de cada práctica cada grupo debe traer el material debido para la práctica correspondiente especificado en la guía de práctica.

Para el desarrollo de las prácticas, es indispensable el uso de material vegetal de diferente tipo, de diferentes orígenes de este modo los resultados obtenidos tendrán mayor amplitud de interpretación, lo cual además abrirá debate para la discusión de resultados.

El reporte de cada práctica se entregará a los 8 días de finalizada la práctica (salvo algunas excepciones que se indicaran por el Ayudante de Cátedra).

En caso de no entregar el informe de práctica el día correspondiente (ya sea cualquier

razón) se lo recibirá el mismo día bajo la misma calificación y el día posterior calificado bajo 7. Después del día siguiente no se recibirá el informe bajo ninguna justificación.

Es obligación del alumno asistir a todas las prácticas de laboratorio programadas, por lo que no se aceptará el informe de cualquier práctica a la que no se haya asistido. Así, la inasistencia a la práctica significará un cero en informe, promediable con la nota final.

La única circunstancia de justificación de práctica será bajo aviso al ayudante de

cátedra con un mínimo de 24 horas antes de realizarse la práctica correspondiente, presentando la justificación debida, además el estudiante tendrá derecho a un trabajo extra para recuperación de su nota.


FORMATO GENERAL DE INFORMES INTRODUCCIÓN (0.5pto) Debe llevar una redacción no más allá de dos párrafos, el cual debe ser escrito por el estudiante. NO SE ACEPTARA copia del internet ni de otro informe. OBJETIVOS (0.5pto) Se puede mantener los establecidos en la guía o cambiarlos REVISION DE LITERATURA (1pto) La revisión de literatura debe tener una extensión mínima de media página y una máxima de una página. Debe ser ESCRITO ENTERAMENTE POR EL ESTUDIANTE, para ello hay que leer para comprender el contenido teórico de la práctica y poder redactarlo. En caso de copia se penalizará (es fácil distinguir la copia de internet o con otro informe). MATERIALES (0.5ptos) Mantener de la guía de cada práctica PROCEDIMIENTO (0.5ptos) Mantener de la guía de cada práctica RESULTADOS (1,5ptos) El cuadro de resultados debe ser cumplido a cabalidad Cada cuadro debe llevar su título en la parte superior (Tabla 1: --------) Cada fotografía o gráfico debe llevar su título en la parte inferior (Fotografía 1: -----) Nota: Las fotografías no son del experimento sino de los RESULTADOS, deben ser específicas y detalladas. Ejemplo: si en los resultados se miden tamaños de raíz en varios tratamientos, se fotografiará las semillas donde se distingan los diferentes tamaños de las raíces. DISCUSIÓN (2ptos) Se calificará la capacidad de análisis de resultados con los objetivos y el material de consulta. Este debe tener una extensión de un párrafo, explicando todo aspecto interpretable de los resultados, como diferencias en tratamientos, fenómenos inesperados o aspectos variables. CONCLUSIONES (2ptos) Recuerden que deben tener coherencia con los resultados y los objetivos planteados. CUESTIONARIO (1,5ptos) Dos preguntas, responderlas lo más corto y preciso posible. NO SE ACEPTARA COPIA directa del internet. BIBLIOGRAFÍA Se debe describir mínimo 3 fuentes de consulta, por lo menos un artículo científico. En caso de consultar únicamente páginas convencionales se penalizara con 1 punto. NOTA:

La impresión del informe: de lado y lado en la misma hoja o papel reciclado.

En el caso de fotografías no necesariamente tiene que ser a color pero si es necesario

que se distingan los detalles.

La extensión no debería ir mas allá de 4 páginas, se da más valor al contenido que la

extensión.


Práctica 1: Tejidos vegetales INTRODUCCIÓN La célula está formada de un protoplasma o unidad viva en la que se distingue un sistema de membranas, el citoplasma y el núcleo. Las células vegetales presentan una gran diversidad en su tamaño, forma, estructura y función dependiendo del vegetal y del tejido del que forme parte, las cuales tendrán funciones específicas dentro de la fisiología general de una planta. OBJETIVO GENERAL Observación de células y tejidos vegetales OBJETIVO ESPECÍFICOS Observación de haces vasculares en tallos y raíz. Observación de celular foliares en una muestra vegetal Observación de estomas en una muestra vegetal Observación de tricomas en una muestra vegetal Observación de cambium, xilema y floema en una muestra vegetal MATERIAL Safranina, porta objetos, cubre objetos , muestras vegetales, bisturí. PROCEDIMIENTO Obtenga una porción pequeña y delgada por corte transversal de tallo y raíz, tiña la misma con Safranina y colóquela en un portaobjeto y observe al microscopio. Observe los siguientes tejidos de la raíz y el tallo de plantas de papaya: epidermis, corteza, endodermis, cilindro central, haces vasculares de xilema y floema. Dibuje lo observado y discuta sus resultados. RESULTADOS Presentar los gráficos de las observaciones correspondientes debidamente rotulado. CUESTIONARIO ¿Cuál es la estructura básica de una célula vegetal? ¿Qué estructuras vegetales están involucradas en el movimiento del agua en la planta?


Práctica 2: Hidroponía INTRODUCCION Desde el punto de vista hortícola, la finalidad de cualquier medio de cultivo es conseguir una planta de calidad en el más corto período de tiempo, con costes de producción mínimos. En este sentido los cultivos sin suelo, también denominados cultivos hidropónicos, surgen como una alternativa a la Agricultura tradicional, cuyo principal objetivo es eliminar o disminuir los factores limitantes del crecimiento vegetal asociados a las características del suelo, sustituyéndolo por otros soportes de cultivo y aplicando técnicas de fertilización alternativas. OBJETIVO GENERAL Cultivar hortalizas mediante hidroponía. OBJETIVO ESPECIFICOS Reconocer la importancia de la nutrición mineral dentro de la producción agrícola. Esclarecer la función de los macro elementos en el desarrollo vegetal. Esclarecer la función de los micro elementos en el desarrollo vegetal. Identificar los principales síntomas de una deficiencia de nutrientes. MATERIAL ‐ Sustrato: arena, pomina, carbonilla, grava de río, etc. ‐ 4 Cajas pequeñas de espuma Flex (por grupo) ‐ Soluciones nutritivas PROCEDIMIENTO Lave el sustrato con agua limpia varias veces hasta que el agua salga clara. Agréguele una solución de hipoclorito de sodio al 0.5% y déjela por 1 horas o más. Lave de nuevo el sustrato hasta que desaparezca el olor a hipoclorito Llene las materas o canaletas con el sustrato; siembre las semillas previamente seleccionadas o transplante si hizo un semillero. _____________________________________________________________

Solución de elementos mayores (g/L) Solución de elementos menores (g/L

Nitrato de calcio 0.70

Sulfato ferroso FeS04. 7H2O 0.00273

Superfosfato triple 0.20

Sulfato de magnesio MnSO4.2H2O 0.00564

Sulfato de magnésio 0.50 Ácido bórico H3Bo3 0.00420

Nitrato de potasio 0.65 Sulfato de cobre CuSO4 0.00030

RESULTADOS Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO ¿Qué funciones cumplen los elementos, Nitrógeno, Fosforo, Potasio, Calcio y Magnesio en la nutrición Vegetal? ¿Cuáles son los principales síntomas de deficiencia de los diferentes microelementos? BIBLIOGRAFÍA


Práctica 3: Fotosíntesis. INTRODUCCIÓN La fotosíntesis (del griego antiguo foto "luz" y síntesis "composición") es la base de la vida actual en la Tierra. Es un proceso mediante el cual los organismos con clorofila, como las plantas verdes, las algas y algunas bacterias, capturan energía en forma de luz y la transforman en energía química. Es un proceso complejo, mediante el cual los seres vivos poseedores de clorofila y otros pigmentos, captan energía lumínica, ellos transforman el agua y el CO2 en compuestos orgánicos reducidos (glucosa y otros), liberando oxígeno: OBJETIVOS GENERAL Conocer el proceso biológico de la fotosíntesis y su importancia en la vida vegetal. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Identificar la importancia del CO2 en el proceso fotosintético. Cuantificar de manera apreciativa la cantidad de CO2 consumido por una planta de elodea. Identificar el papel que cumple la luz en el proceso fotosintético, con la utilización de luz de diferentes colores. REVISION DE LITERATURA MATERIALES ENSAYO No. 1: 1tubo de ensayo, 2 ramas de elodea, Vaso de precipitación, 1 embudo, Lámpara REACTIVOS: Agua, Bicarbonato sódico o potásico

PROCEDIMIENTO ENSAYO No. 1:

Llenar con agua un vaso de precipitación grande.

Añadir una cucharada de bicarbonato sódico o potásico.

Colocar 2 ramas de elodea en el fondo del vaso de precipitación.

Llenar completamente de agua un tubo de ensayo.

Tapar el tubo con el pulgar y colocarlo sobre la parte estrecha del embudo, evitando que se vacíe parcialmente el agua del tubo de ensayo.

Colocar una lámpara sobre el experimento.

Medir la cantidad de burbujas liberadas durante 5 minutos, luego de 30 minutos de exposición a la luz.

RESULTADOS ENSAYO No. 1:

Cantidad de burbujas liberadas

Tiempo de exposición a la luz

Tiempo de medición

MATERIALES ENSAYO No. 2: 3tubos de ensayo, 2 ramillas de elodea de igual tamaño, Gradilla de tubos, Pipeta Pasteur Papel colorimétrico, Lápiz de cera, Lámpara de 75 W, Azul de bromitol al 0,1%


PROCEDIMIENTO EXPERIMENTO No. 2:

Llenar los tres tubos de ensayo con el agua del estanque que contiene las elodeas.

En los tres tubos colocar gota a gota el azul de bromotimol hasta que se tornen de color azul.

Soplar con la ayuda de una pipeta en los dos primeros tubos hasta que el líquido se torne de color amarillo.

Con el papel colorimétrico medir el pH de cada tubo.

Introducir en los dos primeros tubos las ramitas de elodea.

Envolver el primero en papel aluminio y al segundo exponerlo a la luz de la lámpara, en el tercero NO colocar la rama de elodea y exponerlo a la luz de la lámpara (este tubo sirve para control).

Esperar aproximadamente 45 minutos o hasta ver un cambio de color en el tubo expuesto a la luz de la lámpara.

Determinar nuevamente el pH en cada tubo con el papel indicador.

Anotar los valores obtenidos.

CÁLCULOS Y RESULTADOS EXPERIMENTO No. 2:

Tratamiento Color de la solución pH de la solución

Antes Después Antes Después

Expuesto a la luz

Oscuridad

Sin planta - Expuesto a la luz

NOTA: Sustentar TODOS sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO ¿Qué plantas presentan una actividad fotosintética más eficiente, las C3 o C4? Explique las

razones.

¿Qué aspectos debe tomar en cuenta en un cultivo para asegurar una buena actividad

fotosintética?


Práctica 4: Influencia del pH y salinidad en la germinación de semillas.

INTRODUCCIÓN El proceso de germinación es una etapa importante en el desarrollo vegetal, en el cual intervendrá de manera crucial el medio en el cual se encuentra la semilla, redundando el contenido de agua del medio, el cual iniciara todos los procesos internos del embrión, como formación de la radícula y el epicótilo. Por lo cual se experimentará el proceso de germinación bajo varias condiciones químicas del agua: pH y salinidad. OBJETIVO GENERAL Reconocer la influencia del pH y la salinidad en el proceso de germinación. OBJETIVOS ESPECIFICOS Determinar todos los aspectos visibles en la germinación de semillas de lenteja bajo condiciones de pH ácido, básico y neutro. Determinar todos los aspectos visibles en la germinación de semillas de lenteja bajo varios contenido de sal en el agua. MATERIALES 6 cajas Petri de plástico Papel toalla Semillas de lenteja HCL concentrado NaOH NaCl Agua destilada PRODEDIMIENTO Influencia del pH

Realizar dos soluciones, una a pH 3 y otra a pH 11

Empapar una mota de algodón, en la cual se colocará una semilla y ésta en la caja petri.

Repetir el proceso con el resto de semillas y colocar 10 en cada caja.

Agregar el colorante fenolftaleína a una de las cajas que contenga la solución de pH básico y colorante metil naranja a una de las cajas con la solución de pH ácido.

Identificar cada caja y tomar datos luego de una semana. Influencia de la salinidad

Realizar soluciones de 100 ml de NaCl a 0,1 g, 0,5 g y 1 g.

Colocar 10 semillas en cajas Petri, con papel tolla o higiénico empapado con las soluciones de sal y uno con agua (testigo), en total 4 tratamientos.

Identificar cada tratamiento

Tomar datos luego de una semana. Se puede realizar un mismo testigo para ambos experimentos.


RESULTADOS Influencia del pH

Tratamiento Porcentaje de germinación

Longitud de tallo. Longitud de raíz. Vigor

pH 4

pH 11

pH 7 (testigo)

Influencia de la salinidad

Tratamiento Porcentaje de germinación

Longitud de tallo. Longitud de raíz. Vigor

NaCl 0.1g

NaCl 0.5g

NaCl 1g

Agua

Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos. CUESTIONARIO ¿Cuáles son las condiciones ideales para la germinación? ¿Cómo influye la salinidad y el pH en el desarrollo vegetal?


Práctica 5: Transpiración INTRODUCCIÓN Dentro de la comprensión de la fisiología vegetal cabe resaltar la importancia de la traspiración dentro de las plantas, tanto en los procesos de movimiento de agua y solutos dentro del mismo así como su supervivencia, ya que con el correcto control de este proceso garantizara su optimo metabolismo, por lo que experimentar en laboratorio con este aspecto es fundamental para la comprensión de dicho proceso. OBJETIVO GENERAL Conocer el proceso biológico de transpiración y su relevancia en la vida de las plantas. OBJETIVOS ESPECIFICOS Conocer las principales estructuras vegetales que participan en el proceso de transpiración Identificar como la transpiración ayuda a la regulación térmica de la planta e intercambio gaseoso de agua con el medio. Conocer uno de los métodos para medir la transpiración en una planta. MATERIALES Y REACTIVOS Matraces Erlenmeyer de 250 ml. Capilar de vidrio Rama de álamo Soporte universal, pinzas Colorante Agua destilada PROCEDIMIENTO

Preparar una solución de 100 ml de colorante.

Prepara el equipo con soporte universal y pinzas.

Colocar una ramita de álamo o cualquier especie leñosa en el capilar de tal forma que quede sellado.

Llenar el capilar de agua, sin que se forme excesos de aire.

Sumergir el capilar en la solución colorante.

De ser necesario prenda una lámpara para acelerar el proceso de transpiración.

Hacer mediciones de la subida del colorante por el capilar cada 30 minutos.

RESULTADOS

Tiempo de repetición Distancia del colorante (mm)

Cantidad de agua equivalente (ml)

CUESTIONARIO Explique las variables que influyen en la transpiración.


Práctica 6: Gutación INTRODUCCIÓN La palabra gutación proviene del latín gutta = gota, es un proceso de excreción de agua de la planta a través de hidátodos, estructuras asociadas a los nervios en los márgenes de las hojas. Los hidátodos rara vez tienen un mecanismo de regulación de su apertura (a diferencia de los estomas). El líquido excretado proviene del xilema de las hojas, que está compuesto por agua, minerales (principalmente calcio) y ácidos orgánicos absorbidos por las raíces. OBJETIVO GENERAL Identificar el proceso de gutación y su importancia en la vida vegetal. OBJETIVO SESPECÍFICOS: Identificar las condiciones específicas en las cuales se produce la gutación. identificar el producto de la gutación y relacionar este proceso con la transpiración. Concluir por qué de la utilización de plantas de la familia Poaceae en la práctica. MATERIALES: Tres macetas con plantas de avena (Avena sativa), atomizador, cinta adhesiva, marcador campana o cámara húmeda, agua, Cloruro de sodio PROCEDIMIENTO:

En la primera maceta colocar 50% agua y 50% cloruro de sodio en el suelo y humedecer la campana.

En la segunda maceta colocar 50% agua y 50% cloruro de sodio en el suelo sin humedecer la campana.

En la tercera maceta colocar solo agua en el suelo y humedecer la campana con el atomizador.

Colocar las campanas sobre las macetas, cerrándolas herméticamente.

Contar la cantidad de gotas producidas a las 3 horas y 24 horas.

Si es posible realice un conteo cada hora durante las primeras 3 horas. RESULTADOS:

TRATAMIENTO NÚMERO DE GOTAS OBSERVACIONES

NaCL 1 G + agua en la campana

NaCl (SIN agua en la campana)

Agua + agua en la campana

Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO ¿Cuál es la relación entre presión de raíz y la gutación? ¿Cuáles son las condiciones idóneas para que ocurra la gutación?


Práctica 7: Enzimas Oxidativas Catalasas INTRODUCCIÓN La catalasa se encuentra en las células de tejidos animales y vegetales, su función en los tejidos es necesaria, ya que durante el metabolismo celular se forma una molécula tóxica llamada peróxido de hidrógeno. Muchos organismos pueden descomponer el peróxido de hidrógeno (H2O2) por la acción de las enzimas. Las enzimas son proteínas globulares responsables de la mayor parte de la actividad química de los organismos vivos. OBJETIVO GENERAL Conocer la importancia de las enzimas en la vida de las plantas. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Identificar la acción de la catalasa. Relacionar los conocimientos de enzimas con los demás procesos metabólicos de la planta. MATERIALES

2 tubos de ensayo

2 probetas de 50 ml.

2 vasos de precipitación de 100 ml.

1 tubérculo de papa

1 zanahoria

Reverbero eléctrico o estufa

Agua oxigenada

PROCEDIMIENTO:

Cortar la zanahoria en 2 trocitos iguales y hacer lo mismo con la papa.

Introducir cada muestra en un tubo de ensayo (4 muestras).

Poner 5cc de agua en los cuatro tubos.

Poner a fuego un tubo con zanahoria y otro con papa por 6-8 minutos.

Retirar y añadir peróxido de hidrógeno en los 4 tubos.

Observar los resultados.

RESULTADOS

Reacción con H2O2

Papa sin hervir

Papa hervida

Zanahoria sin hervir

Zanahoria hervida

Estimar en porcentaje la cantidad de espuma formada por la reacción en base al contenido del tubo de ensayo. Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO ¿Cuáles son las diferentes vías metabólicas?

Laboratorio de Fisiología Vegetal Semestre Septiembre 2013-Febrero 2014

Práctica 8: Pigmentos Vegetales.

INTRODUCCIÓN El color particular que presenta un determinado órgano vegetal depende generalmente del predominio de uno o varios pigmentos. El color verde tan uniformemente presente en los vegetales es debido a la presencia de dos pigmentos estrechamente emparentados, clorofila a y clorofila b. Pueden formarse en las raíces, tallos, hojas y frutos a condición de que estos órganos estén situados por encima del suelo y queden expuestos a la luz. OBJETIVO GENERAL Identificar los diferentes pigmentos vegetales. OBJETIVOS ESPECÍFICOS: Realizar diferentes tipos de cromatografías para identificar los pigmentos que componen la savia de las plantas. Comparar e identificar los pigmentos que le dan color a las flores de miramelindo y azucena africana. Identificar la influencia de factores químicos en la tonalidad de los pigmentos vegetales. MATERIALES - Flores de azucena africana

Flores de miramelindo

Hojas de espinaca

Morteros con sus respectivos pistilos

Tubos de ensayo

gradilla

papel filtro

alfileres

pinzas

piola

Soporte universal

Lápiz

Regla milimetrada

microscopio

agitador magnético

Agua destilada

Hidróxido de sodio 1N

Ácido clorhídrico 1N

Alcohol

Acetona PROCEDIMIENTO:

Cromatografía de papel:


Macere las hojas de espinaca en el mortero hasta obtener una solución de aproximadamente 200 ml.

Corte el papel filtro en tiras de 1 cm de ancho por 10 cm. de largo.

Marque una línea a una altura de 2 cm. sobre el borde del papel filtro.

Con ayuda del mondadientes o alfiler, coloque la solución de savia sobre la línea que marcó con el lápiz.

Coloque en un tubo de ensayo 10 ml. de acetona.

Sumerja el extremo inferior del papel en la acetona procurando no sobrepasar el 1mm sumergido.

Espere y grafique lo sucedido.

Pigmentos florales 1:

En el mortero macere las flores de azucena africana, hasta obtener un volumen de solución de aproximadamente 60 ml.

Coloque 20 ml. de solución por tubo de ensayo.

Al primer tubo de ensayo identifíquelo como testigo.

En el segundo tubo de ensayo coloque 5 ml. de NaOH 1N.

En el tercer tubo coloque 5 ml. de HCl 1N.

Observar y graficar lo sucedido.

Repetir el mismo proceso con la flor de miramelindo.

Pigmentos florales 2:

En un frasco de vidrio colocar una solución con pH = 3.5 y en él ubique una flor de azucena africana.

En un frasco de vidrio colocar una solución de agua destilada con pH = 10.0 y en él ubique una flor de azucena africana

Espere 10 min. y grafique lo observado. RESULTADOS Cromatografía de papel Anexar sus muestras de cromatografías en papel filtro. Pigmentos florales 1 Describir los cambios de pigmentación. Pigmentos florales 2 Describir los cambios de pigmentación. Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO ¿Cuáles con los principales pigmentos vegetales? ¿Qué relación guarda el pH y los pigmentos?


Práctica 9: Tropismos INTRODUCCIÓN Dentro de los aspectos de relación vegetal, la captación de energía lumínica es fundamental en hábitats silvestres, donde las plantas utilizan estrategias para asegurar su desarrollo y crecimiento; muchas de estas estrategias se basan en suministrar los suficientes recursos a la planta, iniciados en por estímulos externos de varios tipos, pudiendo ser hídricos, táctiles, lumínicos, químicos o gravedad, los cuales se harán visibles a lo largo del crecimiento de la planta. OBJETIVO GENERAL Comprender los procesos de tropismo en varias especies vegetales. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Comprender en vivo en proceso de fototropismo. Comprender en vivo el proceso del gravitropismo. Comprender en vivo el proceso del tigmotropismo. MATERIALES Macetas Plántulas de frejol de crecimiento indeterminado de 3 semanas de germinación. Planta de aguacate o cualquier otra leñosa de 1 mes de germinación. Caja de cartón. Tijeras Tutores PROCEDIMIENTO Fototropismo y gravitropismo 1) Pasar la planta de aguacate de posición vertical a horizontal. Colocarla en un sitio iluminado.

- Registrar su comportamiento y crecimiento cada 3 días por 2 semanas. 2) Hacer un agujero en la caja de cartón de tal modo que entre luminosidad solo por ese sitio.

- Colocar una planta de cualquier tipo dentro - Registrar el comportamiento de la planta por dos semanas

Tigmotropismo - Colocar varios tutores alrededor de la planta de frejol de crecimiento indeterminado - Registrar su comportamiento por dos semanas.

RESULTADOS. Realizar una breve bitácora sobre los cambios que presentaron las plantas a los largo de las dos semanas. Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos. CUESTIONARIO Explique el mecanismo fisiológico del fototropismo. ¿Qué son los amiloplastos y que función cumplen?


Práctica 10: Reguladores de crecimiento (Giberelinas) INTRODUCCION

Las giberelinas son hormonas vegetales cuya estructura básica es el grupo gibano. Una de las giberelinas más conocidas es el ácido giberélico Algunos ejemplos de uso son: Giberelinas:

. Estimulan el crecimiento (alargamiento del tallo y entrenudos).

. Estimulan la división celular.

. Provocan en ciertas especies y en ciertas condiciones la floración.

. Provoca el rompimiento de dormancia en semillas.

. Controlan la movilización de nutrientes. OBJETIVO GENERAL Demostrar la influencia de las Giberelinas en la germinación y crecimiento vegetal. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Demostrar la estimulación del crecimiento y la Inhibición del mismo con ácido Giberélico y Cicocel respectivamente en plantas de frejol en varios tratamientos. Demostrar la estimulación de germinación de las Giberelinas en semillas de arveja MATERIAL 10 plántulas de fríjol de 15 a 20 días de germinadas Ácido giberélico 50 ppm Cicocel 5000 ppm Aspersores Semillas de arveja Algodón Cajas Petri PROCEDIMIENTO Crecimiento -Realizar dos soluciones de 10 ppm y 100 ppm de ácido giberélico -Realizar dos soluciones de Cicocel a 1000 ppm y 5000 ppm -Realizar cada tratamiento con dos plántulas: Agua, Giberelinas 5 ppm, Giberelinas 10 ppm, Cicocel 1000 ppm, Cicocel 5000 ppm. -Asperje cada tercer día, tres veces, lotes de 2 plantas con ácido giberélico, cicocel y agua destilada para cada tratamiento. -Al cabo de 12 días después de los tratamientos mida la longitud de los entrenudos y cuente el número de estos para cada tratamiento. -Al asperjar procure cubrir con la solución el follaje y que el rocío de un tratamiento no alcance a las plantas de otro. Germinación

- Realizar tres soluciones de 20 ml de ácido giberélico a 1 ppm 5 ppm y 10 ppm - Colocar en 4 cajas Petri 10 semillas de arveja envueltos en algodón


- Preparar los cuatro tratamientos: Agua, Giberelinas a 1, 5 y 10 ppm. - Regar periódicamente las soluciones en las semillas hasta su germinación. - A los 10 días mida la longitud de epicótilo y radícula de cada semilla por tratamiento y

saque un promedio general de los mismos. RESULTADOS. Crecimiento

Tratamiento Longitud de entrenudos Número de nudos

Agua

Giberelinas 5 ppm

Giberelinas 10 ppm

Cicocel 1000 ppm

Cicocel 5000 ppm

Germinación

Tratamiento Longitud de Epicótilo Longitud de radícula

Agua

Giberelinas 1 ppm

Giberelinas 5 ppm

Giberelinas 10 ppm

Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO Utilidades de las Giberelinas en la producción agrícola.


Práctica 11: Reguladores de crecimiento (Etileno)

INTRODUCCIÓN Históricamente son tres los caminos que han conducido al establecimiento del etileno como una hormona vegetal: a) las antiguas observaciones de que los frutos maduran más rápidamente si se les encierra en un cuarto con humo, b) el hecho de que en el cultivo de piña y mango se inicien incendios aledaños a los cultivos a fin de que el humo Inicie y sincronice la floración y c) la Inducción de la caída de las hojas de los árboles a partir del gas desprendido en las lámparas utilizadas para la iluminación pública a mediados de 1864. En la actualidad se conocen muchas respuestas de las plantas controladas directamente por etileno aparte de aquellos casos en los que posiblemente otros reguladores del crecimiento ejercen sus efectos teniendo al etileno como intermediario OBJETIVO GENERAL Identificar la influencia del etileno en el desarrollo vegetal OBJETIVOS ESPECÍFICOS Medir el aumento de la vida en el florero de plantas de clavel tratadas con tiosulfato de plata. Medir la disminución de la vida en el florero causada por un aumento da la concentración de etileno. MATERIALES 12 Claveles cortados (No comerciales) 12 rosas cortadas (No comerciales) 5 Frascos de vidrio Etiquetas Sol. de etefón a 50 ppm Sol. de tiosulfato de plata 50 ppm PROCEDIMIENTO Aumento de la vida en florero

- Hacer una solución de 50 ppm de tiosulfato de plata - Sumergir 3 flores de clavel y 3 flores de rosa en la solución por 20 minutos. - Sumergir 3 flores de clavel y 3 flores de rosa en la solución por 40 minutos. - Sumergir 3 flores de clavel y 3 flores de rosa en agua (testigo). - Tomar datos cada 3 días sobre el comportamiento de las flores hasta la marchitez

Disminución de la vida en florero

- Hacer una solución de 50 ppm de Etefón. - Sumergir 3 flores de clavel y 3 flores de rosa en la solución por 20 minutos. - Sumergir 3 flores de clavel y 3 flores de rosa en la solución por 40 minutos. - Sumergir 3 flores de clavel y 3 flores de rosa en agua (testigo). - Tomar datos cada 3 días sobre el comportamiento de las flores hasta la marchitez


RESULTADOS

Fecha Vigor Pétalos Hojas Cuello de ganso (Roja)

Marchitez (Clavel)

TOTAL de días de vida en florero:

Los datos se empezarán a tomar a partir del tercer día y cada tres días tomando observaciones de los parámetros dados. Para determinar el total de días en florero para la rosa se observará el “cuello de ganso” y para el clavel el “marchitamiento general. Realizar 4 cuadros: dos para Aumento de los días en florero (rosa y clavel) y dos para la Disminución de los días en florero (rosa y clavel). Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO ¿Por qué se utilizan inhibidores de etileno en la producción agrícola? ¿Qué relación tiene el CO2 con la producción de etileno?


Práctica 12: Reguladores de crecimiento (Auxinas)

INTRODUCCIÓN Una hormona vegetal es una sustancia orgánica que es sintetizada en el interior de la planta y que, a bajas concentraciones, puede activar, Inhibir o modificar cualitativamente el crecimiento ejerciendo normalmente ésta acción en un lugar distinto al de origen. Dentro de los grupos importantes de las hormonas vegetales están las auxinas. Un aspecto práctico de estas hormonas vegetales en la estimulación de la Iniciación de las raíces. La capacidad de muchas plantas para formar raíces en estaca colocados en condiciones favorables de crecimiento tiene un gran valor en la propagación de las plantas. OBJETIVO GENERAL Reconocer la influencia de las auxinas en el desarrollo vegetal OBJETIVOS ESPECÍFICOS Determinar la influencia de las auxinas en la formación de raíces adventicias. Determinar cuál de las concentraciones de ANA E iba acelera la formación de raíces en esquejes de Geranio. MATERIALES

- Esquejes de geranio - Soluciones de ANA: 10, 100 y 500

ppm - Soluciones de IBA: 10, 100 y 500 ppm

- Vasos de precipitación - Macetas - Sustrato (tierra negra + pomina)

PROCEDIMIENTO

- Se proporcionarán las plantas de geranio para hacer estacas de 10 cm de longitud. - Se usarán 3 estacas por concentración de ANA e IBA y un testigo. - Inmediatamente después se ponen en contacto con las diferentes concentraciones en 100

ml de solución. - Se espera una hora. - Se prepara las macetas con sustrato para plantar las estacas. - Revisar los esquejes a los 8 y 15 días.

RESULTADOS

Tratamiento Número de raíces Longitud promedio de Raíces

Agua

IBA 10 ppm

IBA 100 ppm

IBA 500 ppm

ANA 10 ppm

ANA 100 ppm

ANA 500 ppm

Sustentar sus resultados con fotografías o gráficos debidamente rotulados CUESTIONARIO Describa el proceso fisiológico de la producción de una raíz adventicia. ¿En qué procesos fisiológicos intervienen las auxinas?


Práctica 13: Absorción de agua atmosférica en semillas almacenadas

OBJETIVO GENERAL Comprobar que las semillas absorben agua del medio en que están almacenadas. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Proponer las condiciones adecuadas para almacenar semillas. Determinar la influencia de la humedad relativa en el almacenaje de semillas. MATERIAL ‐ Semillas de trigo.. ‐ Ácido sulfúrico concentrado ‐ Cinco tubos de ensayo ‐ Tapones de caucho . ‐ Malla de alambre fina

‐ Gradilla ‐ Probeta graduada de 100 cc. ‐ Balanza ‐ Bandas de caucho

PROCEDIMIENTO Prepare 20cc de cada una de las soluciones de ácido sulfúrico siguientes colocándolas en los respectivos tubos de ensayo marcados. Use agua de la llave como solvente. Tubo l. H2S04 al 80% Tubo 2. H2S04 al 60% Tubo 3. H2S04 al 40% Tubo 4. H2S04 al 20% Tubo 5 coloque agua únicamente.

Pese 5 grupos cada uno de 3 gramos de semillas de trigo y colóquelas dentro de cada tubo con ayuda de pedazos de malla de alambre de tal manera que no queden las semillas en contacto con la solución. Tape bien los tubos y deje el experimento una semana bajo condiciones del laboratorio. En cada tubo se producirá una humedad relativa de acuerdo a la cantidad de H2S04 que contenga. RESULTADOS

Tratamiento Humedad relativa Peso inicial Peso Final Perdida o ganancia de agua

H2S04 al 80% 10.0

H2S04 al 60% 17.0

H2S04 al 40% 76.0

H2S04 al 20% 90.0

Agua 100.0

CUESTIONARIO ¿Qué influencia tiene la humedad atmosférica con los vegetales?


Práctica 14: Maduración de frutos OBJETIVOS GENERAL Identificar los principales reguladores de crecimiento en las plantas. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Identificar las condiciones adecuados para la producción. Identificar en que tejidos se produce mayor cantidad de Etileno. Identificar condiciones en las cuales se evita o reduce al mínimo la producción de etileno. MATERIALES Y REACTIVOS Frutos de Banana tierna (verde) Frutos de banana madura (amarilla) Frutos de aguacate aún sin madurar. Campanas Cámara húmeda PROCEDIMIENTO 1) Coloque un fruto de banana verde junto a un fruto de aguacate en una de las campanas. 2) Coloque un fruto de de banana madura junto con un fruto de aguacate en una de las campanas. 3) En la cámara húmeda coloque un fruto de banana y coloque un fruto de aguacate. Añadir cierta cantidad de CO2 en esta cámara. RESULTADOS Describa en un lapso de 7 días todo lo sucedido con cada uno de los experimentos. Sustente sus resultados con fotografías o gráficos. CUESTIONARIO ¿Qué relación tiene el etileno en la maduración de frutos? ¿Qué es un fruto climatérico y un fruto no climatérico?


Práctica 15: Acidez titulable INTRODUCCIÓN Los ácidos orgánicos presentes en los alimentos influyen en el sabor, color y estabilidad de los mismos. Los valores de acidez pueden ser muy variables, por ejemplo, en el caso de las frutas, varían desde 0,2 a 0,3 % en manzanas de poca acidez hasta de 6 % en el limón. La determinación y control del pH es de gran importancia en las industrias de alimentos: en la utilización y control de microorganismos y enzimas; en la clarificación y estabilización de jugos de frutas y vegetales y de productos fermentados de frutas y cereales; en la producción de mermeladas, jaleas y “jams” cuya textura está determinada por la concentración del ion hidrógeno del gel pectina-azúcar- ácido; en el color y retención del sabor de productos de frutas; en la coloración de frutas con colorantes artificiales como eritrosina, etc. OBJETIVO GENERAL Determinar el porcentaje de ácidos orgánicos en muestras de manzana pimiento limón y plátano. OBJETIVOS ESPECIFICOS Determinar la influencia de pH en el desarrollo vegetal. Reconocer las frutas que presentan mayor contenido de ácidos orgánicos. MATERIALES

Muestra de pimiento, manzana, naranja y plátano

Bureta

Soporte Universal

Mortero

Fenolftaleina

Agua destilada

Hidróxido de sodio 1N

Acido clorhídrico 1N PROCEDIMIENTO

Armar el equipo de trabajo correspondiente

Realizar la muestra de manzana macerada y diluida en 100 ml. totales de muestra.

Agregar a la muestra 10 gotas de fenolftaleína.

Agregar lentamente Hidróxido de sodio (NaOH) a la muestra.

Luego de cambiada la coloración suspender la aplicación del hidróxido de sodio.

Determinar los valores de solución de hidróxido de sodio gastada.

Determinar el valor de pH de la muestra.

Determinar el porcentaje de acidez.

Repetir este proceso con la muestra de pimiento.


RESULTADOS Volumen de NaOH gastado = X pH obtenido = Y Normalidad de NaOH = 0,1 Miliequivalente de HCl = 0,001 Volumen de muestra = 100 ml

CUESTIONARIO ¿Qué tipos de acidez hay en el suelo? ¿De ellas cuál se toma en cuenta para medir la cantidad de H+ ?

0 X

Y

pH

VNaOH (ml)

Figura : Punto de cambio de pH


Práctica 16: Índices de maduración INTRODUCCIÓN Dentro de la producción de frutales es un hecho importante conocer el estado de madurez de los frutos ya sea para proceder con la cosecha en la huerta frutal así como para conocimiento de los diferentes índices de madurez en los estados de madurez de los frutos, con ello podemos establecer estándares de calidad para la comercialización y consumo de los frutos; esto incluye estudiar detenidamente: el color tanto interno como externo en los frutos, el número de semillas que este presenta en cada estado, el aroma, la textura, el sabor, la firmeza, y la medición de los grados Brix OBJETIVO GENERAL Identificar los índices de madurez en muestras frutales OBJETIVOS ESPECÍFICOS Identificar en qué grado de madurez se encuentran distintas frutas de acuerdo a los parámetros establecidos. Determinar si existe relación entre los diferentes parámetros medibles y el desarrollo de los frutos examinados. MATERIALES:

Material vegetal: (Frutas) mora, limos, uvilla, tomate de árbol y manzana

Calibrador

Refractómetro

Penetrómetro

24g. Yoduro de potasio (KI)

1L. de Agua destilada

Servilletas. PROCEDIMIENTO - Clasificar los frutos según color y tamaño. - Comparar los frutos con las tablas de índice de madurez. - Medir el diámetro polar y ecuatorial del fruto con el calibrador. - Colocar 3 gotas de jugo sobre el cristal del refractómetro para medir los grados Brix. - Medir la resistencia del fruto con el penetrómetro. - Determinar a simple vista los siguientes parámetros: grosor de corteza, color externo, color

interno, número de semillas. - Utilizando los sentidos de gusto y olfato, determinar sabor y aroma del fruto respectivamente.


RESULTADOS

CUESTIONARIO ¿Cuáles son los índices de cosecha para los siguientes cultivos? Piña, Manzana, Durazno, Chirimoya y Naranja

No. de

fruto

DIÁMETRO SÓLIDOS SOLUBLES

(BRIX)

FIRMEZA (kgf)

GROSOR DE

CORTEZA

COLOR EXTERNO

COLOR INTERNO

NÚMERO DE

SEMILLAS

SABOR AROMA

polar ecuatorial

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Manual de Prácticas Fisiología Vegetal